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2. ANTECEDENTES
2.1. La Molécula de ADN
Cada organismo tiene una constitución genética específica basada en la
secuencia de su ADN, molécula encargada de guardar y transmitir la información
de todo organismo. El ADN es un polímero compuesto de dos cadenas
antiparalelas, lineales, enrolladas una sobre otra para formar una doble hélice.
La estructura tridimensional del ADN, tiene su origen en las características
químicas y estructurales de las dos cadenas que la forman. Cada cadena está
compuesta por cuatro diferentes unidades monoméricas llamadas
desoxirribonucleótidos, las cuales tienen una estructura común: un grupo fosfato
ligado a un azúcar de cinco carbonos (en este caso desoxirribosa) a la cual se
encuentran unidas una de cuatro posibles bases nitrogenadas (Fig. 1): dos purinas
-adenina (A) y guanina (G)-, que son moléculas formadas por dos anillos
aromáticos y dos pirimidinas -citosina (C) y timina (T)-, que son compuestos
nitrogenados de un solo anillo aromático (Alberts, 2002).
Cuando los nucleótidos se polimerizan para formar ácidos nucleicos, el
grupo hidroxilo unido al carbono 3’ del azúcar de un nucleótido se une al grupo
fosfato que se encuentra unido al carbono 5’ de otro, eliminando una molécula de
agua y formando un enlace fosfodiéster. Esto deja al esqueleto de azúcar-fosfato
por fuera de la molécula. El carácter ácido de los nucleótidos se debe a la
presencia del grupo fosfato, el cual se disocia por el pH encontrado en el interior
de la célula, liberando iones hidrógeno y dejando al fosfato negativamente cargado
(Strachan, 1999).
A su vez las bases nitrogenadas quedan orientadas al interior de ambas
cadenas, A se une con T a través de dos puentes de hidrógeno y G con C a través
Figura 1. Bases Nitrogenadas del ADN (Strachan, 1999).
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2.1.1. Genes y Mutaciones
Figura 2. Polaridad y Complementariedad de Bases en el
ADN (www.unorte.edu).
Los genes se pueden definir como secuencias de ADN específicas que
codifican para la producción de un ARN. Sin embargo, los genes son entidades
inestables ya que sufren cambios en su secuencia a través del tiempo, dando
lugar a mutaciones que ocurren como resultado de las operaciones celulares
normales o de interacciones con el medio ambiente. La mayoría de estos cambios
suelen ser inofensivos para el organismo y generan una huella genética particular
para cada organismo, por lo que pueden ser utilizadas para diferenciar una
especie de otra o incluso un organismo de otro. Sin embargo cuando estas
mutaciones se presentan en una secuencia que es vital para la producción de
alguna proteína esto puede causar problemas al organismo, como el desarrollo de
algún desorden o susceptibilidad a desarrollar enfermedades relacionadas con
factores ambientales, xenobióticos y fármacos (Miller et al., 2001).
Las mutaciones son producidas por errores en el apareamiento de bases,
los cuales pueden deberse a (Fig. 5):
1. Sustitución de un par de bases por otro (Mutación puntual).
2. Deleción de uno o más pares de bases.
3. Inserción de uno o más pares de bases.
Figura 3. Tipos de Mutaciones en el ADN (Modificado de Strachan, 1999).
2.1.2. Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) La PCR es un método rápido y versátil para la amplificación de secuencias
especificas de ADN, se trata de una reacción enzimática cíclica que produce una
Deleciones
Inserciones
copia exacta del fragmento de interés (Brown, 2002). Los componentes esenciales
de la reacción son (Sambrook y Rusell, 2001):
1. Una cadena de ADN molde: Puede ser un fragmento de ADN, una
preparación de ADN genómico (que contenga sólo el fragmento a amplificar
o una mezcla de distintos fragmentos), un plásmido, o cualquier muestra
que contenga ADN.
2. dNTP’s: Son los nucleótidos con los que se formará la nueva cadena de
ADN.
3. Iniciadores ó “primers”: Fragmentos de ADN de 20 a 30 nucleótidos que
contienen cantidades aproximadamente iguales de los cuatro nucleótidos y
una proporción de guanina-citosina (G-C) alrededor del 50%, deberán ser
complementarios a las secuencias nucleotídicas que flanquean el
fragmento que se desea amplificar.
4. Taq ADN-polimerasa: Es la enzima de uso común para PCR debido a su
termoestabilidad, su función es añadir los nucleótidos que formarán la
nueva cadena de ADN.
La reacción se lleva a cabo mediante ciclos de tres pasos (Fig.4):
1. Desnaturalización: Se da entre los 94 y 95°C lo que permite la separación
de ambas cadenas de ADN por rompimiento de los puentes de hidrógeno
que las unen.
2. Alineación: La temperatura baja a 50-60°C y los iniciadores se unen a la
molécula de ADN blanco.
3. Elongación: La temperatura se eleva a 72°C, la ADN polimerasa puede
entonces comenzar a unir nucleótidos siguiendo la secuencia de la cadena
molde.
2.1.3. Polimorfismo de la Longitud de los Fragmentos de Restricción (RFLP)
Existen en el ADN secuencias específicas de nucleótidos que son
reconocidas y cortadas por enzimas de restricción, generando fragmentos de
Figura 4. Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR).
cierta longitud. La secuencia nucleotídica a lo largo del genoma puede presentar
ciertas variaciones entre individuos, debido a algún tipo de mutación o
polimorfismo. Esto puede producir alteraciones en secuencias de ADN
reconocidas por una enzima de restricción. Al digerir ese ADN, las longitudes de
los fragmentos generados cambian.
En la técnica de RFLP, el ADN de un individuo se extrae y se amplifica por
PCR, posteriormente es tratado con enzimas de restricción específicas para
producir fragmentos de ADN de diferentes longitudes. Los fragmentos de
restricción se separan mediante electroforesis en geles de agarosa o acrilamida.
Esto proporciona un patrón de bandas que es único para un ADN en particular, por
lo cual esta técnica es útil en biología molecular como un marcador que permite la
diferenciación de individuos (Brown, 2002).
2.1.4. Polimorfismos en el ADN
Los polimorfismos se definen como variaciones en la secuencia de ADN de
un individuo, tales como sustituciones, deleciones e inserciones de nucleótidos;
por definición, un polimorfismo ocurre en una población con una frecuencia del 1%
(Knudsen, 2001). La mayoría de los polimorfismos están localizados por fuera de
los límites de los genes y no tienen un efecto aparente. Un polimorfismo localizado
dentro de la región codificante de un gen, puede generar cambios en la secuencia
de aminoácidos de la proteína resultante, produciendo alteraciones en su
actividad. Un polimorfismo en la región promotora de un gen puede alterar el nivel
de transcripción. Aquéllos localizados en la barrera intrón/exón de un gen pueden
producir proteínas incompletas o inactivas como resultado de un corte incorrecto
de ARN mensajero (ARNm) (Miller, 2001).
Existe la posibilidad de que estas variaciones afecten las funciones de las
proteínas para las que codifique un determinado gen, lo cual hace también posible
que puedan afectar la actividad de algunas enzimas del metabolismo de
xenobióticos. Esto explicaría en parte el por qué algunos individuos presentan
mayor susceptibilidad hacia ciertas sustancias tóxicas mientras que otros parecen
verse afectados en menor medida (Agudo et al., 2006; Norppa, 2003). Existen
poblaciones que experimentan distintos efectos terapéuticos a partir de dosis
iguales de medicamento estándar, ésto se debe a su capacidad reducida de
inactivar las moléculas del fármaco. Por el contrario, pueden necesitarse dosis
mayores para observar la respuesta terapéutica esperada en individuos capaces
de eliminar rápidamente estos fármacos. De modo similar, algunos individuos
pueden experimentar efectos colaterales dependiendo de su capacidad de
metabolizar algunos agentes terapéuticos (Miller, 2001).
2.2. Metabolismo de Xenobióticos
Un xenobiótico puede definirse como una sustancia dañina para el
organismo de origen tanto endógeno como exógeno y de naturaleza hidrofóbica.
Existe un gran número de enzimas involucradas en la detoxificación de
xenobióticos (Kiyohara et al., 2002; Norppa, 2003) y su expresión genética es
inducida en respuesta a la presencia de estos compuestos. Sin embargo, los
productos más solubles de algunos xenobióticos son carcinógenos aun más
potentes que sus formas menos solubles. Por lo tanto, un cambio a nivel genético
que afecte la actividad o expresión de un gen o proteína que participe en el
metabolismo de estas sustancias puede incrementar la cantidad de carcinógeno
reactivo formado e incrementar así el riesgo a padecer cáncer. El metabolismo de
xenobióticos puede dividirse en dos fases (Murray, 1997):
2.2.1. Reacciones de Fase I Las reacciones principales de esta fase son de oxidación, reducción e
hidrólisis siendo la más común la de oxidación, la cual es mediada por un sistema
enzimático que contiene citocromo P450 (Gonzales et al., 2001). Este sistema
metabólico, conocido también como “sistema oxidasa de función mixta” cataliza la
inserción de un átomo de oxígeno molecular en un sustrato (Díaz, 2003). Esta
reacción de fase I convierte a los xenobióticos en sustancias electrófilas activas
que pueden interactuar con moléculas como el ADN, ARN y proteínas; el sistema
requiere NADPH como donador inicial de electrones, oxígeno molecular como
oxidante y presenta además una amplia especificidad de sustratos (Shibamoto y
Bjeldanes, 1996). Aunque este sistema oxidativo forma parte de muchos tejidos, el
sitio principal de oxidación de la mayoría de los xenobióticos es el retículo
endoplásmico liso en el hígado.
2.2.2. Reacciones de Fase II En esta fase diversas reacciones de conjugación añaden una molécula
orgánica al xenobiótico, ya sea en su forma original u oxidada proveniente de la
fase I. Esto reduce sus efectos tóxicos convirtiéndolo en una sustancia más
soluble (Dunning et al., 1999). Los compuestos tóxicos originales o los producidos
en la fase I se convierten por acción de varias enzimas transferasas en
metabolitos polares. Dentro de las reacciones que intervienen en la fase II se
destacan:
a. Conjugación con ácido glucorónico: Se da por medio de la
glucoroniltransferasa.
b. Conjugación mercaptúrica: Aquí interviene la Glutatión-S-transferasa
(GST). En esta conjugación se pierden sustancias biológicamente activas
como el glutatión y la cisteína.
c. Sulfoconjugación: Es catalizada por una sulfotransferasa y es la reacción
típica para la eliminación del fenol.
d. Conjugación con grupos metílicos: Esta reacción requiere de la S-
adenosil-metionina como cofactor de las metiltransferasas involucradas en
el proceso.
e. Conjugación con el ácido acético: La acetilación es catalizada por las
acetiltransferasas y utiliza acetil coenzima A como cofactor.
La localización intracelular de las enzimas de fase II influye en la eficacia de
las reacciones de detoxificación. En el citosol se encuentran como enzimas
solubles la GST, las sulfotransferasas y las N-acetiltransferasas (Shibamoto y
Bjeldanes, 1996). Entre los factores que afectan la actividad de estas enzimas,
podemos contar como uno de los más importantes, al nivel de variación genética
en las poblaciones (Smith y Reynard, 1993).
2.3. Polimorfismo de Acetilación
La clasificación de los humanos como acetiladores rápidos o lentos se basa
en las diferencias hereditarias de las velocidades de N-acetilación de agentes
terapéuticos y carcinógenos (Krajinovic et al., 2000); un ejemplo clásico sería la
reacción la eliminación de la isoniacida, un fármaco utilizado en el tratamiento
contra la tuberculosis, cuyo tiempo de vida media en el organismo para
acetiladores rápidos es de aproximadamente 70 minutos, mientras que para los
acetiladores lentos es de más de 3 horas (Smith y Reynard, 1993).
Esta heterogeneidad en la actividad de las enzimas N-acetiltransferasas
(NAT) se denomina polimorfismo de acetilación el cual es una de las variaciones
hereditarias más comunes que afectan el metabolismo de xenobióticos. Desde el
punto de vista genético, la acetilación rápida es un rasgo autosómico dominante y
la asociación de este polimorfismo con la toxicidad de algunos fármacos y un
incremento en el riesgo a padecer ciertos cánceres, así como su amplia
variabilidad entre poblaciones, han hecho de éste uno de los ejemplos más
estudiados (Blum et al., 1991; Chiou et al., 2005).
2.3.1. N-acetiltransferasas
Las N-acetiltransferasas (NAT), identificadas por el Nomenclature
Committee (IUPAC) con el código EC 2.3.1.5, son enzimas citosólicas
dependientes de acetilcoenzima A (AcCoA) que participan en la fase II del
metabolismo de xenobióticos. Catalizan una reacción que avanza con un
mecanismo de desplazamiento doble (ping-pong) (Smith y Reynard, 1993). El ser
humano expresa dos formas de N-acetiltransferasas: NAT1 y NAT2, ambas
participan en la detoxificación y/o activación de arilaminas encontradas en el
medio ambiente, algunos componentes carcinógenos del humo de tabaco y
algunas aminas aromáticas producidas durante la cocción de carnes (Gooderham
et al., 2001); se sabe además que la acción de las enzimas NAT sobre estos
puede producir también iones electrofílicos capaces de inducir mutaciones
puntuales en el ADN (Hein et al., 2000a).
Ambas enzimas son productos de dos genes que presentan un nivel alto de
homología (87%) a nivel de ADN localizados en el brazo corto del cromosoma 8
(Fig. 5), en los sitios 8p21.3 (NAT1) y 8p23.1 (NAT2) con una región codificante
sin intrones de 870 pb que genera una proteína de 290 aminoácidos (Ohsako y
Deguchi, 1990; Simsek et al., 2000).
2.3.2. NAT1 La N-acetiltransferasa de tipo 1 (NAT1) se encuentra distribuida en la
mayoría de los tejidos. Cataliza la transferencia de un grupo acetilo (Fig. 6)
proveniente de Acetil-CoA hacia sustratos arilaminas o hidracinas (Hein et al.,
2000a; Butcher et al., 2004), incluido el p-aminobenzoilglutamato (Minch, 1995) el
cual es un catabolito del folato sugiriendo el rol de NAT1 en el metabolismo de
folato.
En el pasado se ha dado mucho más énfasis a la investigación de los
polimorfismos presentes en el gen NAT2 debido a que la isoenzima NAT1 fue
descrita inicialmente como monomórfica debido a su selectividad hacia ciertos
sustratos y sus niveles de actividad uniforme en poblaciones humanas. Sin
embargo, estudios subsecuentes mostraron que la enzima NAT1 no es
monomórfica, sino que es sujeto de polimorfismo. Debido a que NAT1 cataliza
tanto la activación como la desactivación de aminas aromáticas, la variación
genética en NAT1 puede tener implicaciones en la predisposición hacia ciertos
canceres (Fretland et al., 2002).
El polimorfismo del gen NAT1 fue descrito por primera vez hace poco más
de una década (Vatsis y Weber, 1993) y se han identificado hasta ahora 29 alelos
(Tabla 1). Una mutación simple o una combinación de sustituciones, inserciones y
deleciones de múltiples nucleótidos son los responsables de las variantes de
NAT1 (http://louisville.edu/medschool/pharmacology). NAT1*4 es considerado el
alelo de tipo silvestre debido a que es el alelo encontrado con más frecuencia en
casi todas las poblaciones estudiadas (Hein y Grant, 2000b). Mientras que algunas
variantes (NAT1*11, 20 y 23) no afectan la actividad de la proteína, otras en
cambio resultan en un incremento (NAT1*21,*24 y 25), descenso o ausencia de
actividad (NAT1*14,*15,*17,*19) (Arslan et al., 2004).
Figura 6. Transferencia de un Grupo Acetilo Proveniente de Acetil-CoA
hacia Sustratos Arilaminas o Hidracinas.
N-acetiltransferasa
Tabla 1. Alelos Encontrados para NAT1
Alelo Cambio de Nucleótido Cambio de Aminoácidos
NAT1*3 C1095A Ninguno
NAT1*4 Ninguno Ninguno
NAT1*5 G 350,351C , G497-499C , A 884G , Δ 976 Δ1105 Arg 117→Thr, Arg166→Thr,
Glu167→Gln
NAT1*10 T1088A , C1095A Ninguno
NAT1*11A C-344T , A-40T , G445A , G459A , T640G , Δ 9 entre 1065-
1090 C1095A
Val114→Ile, Ser234→Ala
NAT1*11B C-344T , A-40T , G445A , G459A , T640G , Δ 9 entre 1065-
1090
Val114→Ile, Ser234→Ala
NAT1*11C C-344T , A-40T , G459A , T640G , Δ 9 entre 1065-1090
C1095A
Val114→Ile, Ser234→Ala
NAT1*14A G560A , T1088A , C1095A Arg187→Gln
NAT1*14B G560A Arg187→Gln
NAT1*15 C559T Arg187→Gln
NAT1*16 [AAA] después de 1091, C1095A Ninguno
NAT1*17 C190T Arg64→Trp
NAT1*18A Δ 3 entre 1065-1087, T1088A , C1095A Ninguno
NAT1*18B Δ3 entre 1065-1090 Ninguno
NAT1*19 C97T Arg33→Alto
NAT1*20 T402C Ninguno
NAT1*21 A613G Met205→Val
NAT1*22 A752T Asp251→Val
NAT1*23 T777C Ninguno
NAT1*24 G781A Glu261→Lys
NAT1*25 A787G Ile263→Val
NAT1*26A Inserción de [TAA] entre 1065 y 1090, C1095A Ninguno
NAT1*26B Inserción de [TAA] entre 1065 y 1090 Ninguno
NAT1*27 T21G , T777C Ninguno
NAT1*28 Deleción de [TAATAA] entre 1065 - 1090 Ninguno
NAT1*29 T1088A , C1095A Δ1025 Ninguno
Fuente: http://louisville.edu/medschool/pharmacology/NAT.html
Se han observado también diferencias étnicas para los alelos de este gen,
por ejemplo NAT1*10 que contiene las mutaciones T1088A y C1095A, asociadas con
los fenotipos de acetilador rápido, es encontrado más frecuentemente en
mexicanos y afroamericanos que en caucásicos y asiáticos (Ishibe et al., 1998).
Este alelo además se correlaciona con una alta actividad enzimática en colon
(Bell et al., 1995), vejiga e hígado; varios estudios han demostrado también
asociación entre la presencia del alelo NAT1*10 y el desarrollo de tumores a nivel
de tracto urinario y gástrico (Katoh et al., 2000), así como la presencia de
enfermedades relacionadas con el medio ambiente (Arslan et al., 2004). Se ha
descubierto también que la sustitución C1095A se encuentra asociada a altos
niveles de homocisteina (Stanislawska, 2006), que es la molécula precursora de la
S-adenosilmetionina (SAM).
2.3.3. NAT2
La N-acetiltransferasa 2 (NAT2) es otra de las enzimas de fase II del
metabolismo de xenobióticos, expresada a diferencia de NAT1 principalmente en
el hígado; es responsable del metabolismo de varias arilaminas cancerígenas,
incluidas, la β-naftilamina, el 4-aminobifenil, y la bioactivación de sustancias
mutagénicas presentes en los alimentos, como la 2-amino-3-metilimidazo[4,5-
f]quinolina (Brans et al., 2004).
Esta enzima es considerada como polimórfica en humanos y la presencia
de una variedad de alelos defectuosos del gen NAT2 produce un rango de
fenotipos que van de los acetiladores rápidos a lentos. Esto provoca diferencias en
la velocidad del metabolismo de arilaminas dependiendo del genotipo del
individuo. La proporción de los fenotipos de acetiladores rápidos y lentos varía de
un grupo étnico a otro (Brans et al., 2004).
Una gran cantidad de polimorfismos se han descrito para el gen NAT2
(Tabla 2), todos ellos debidos a la presencia de once mutaciones polimórficas y
sus combinaciones (Hein et al., 2000; Brans et al., 2004). Hasta la fecha se han
identificado 19 alelos existentes para el gen NAT2 (Mittal, 2004); se ha reportado
además que los genotipos de acetiladores rápidos pueden incrementar el riesgo a
padecer cáncer de colon (Turesky et al., 1991), hepatocelular y colorrectal (Gill et
al., 1998) cuando los individuos que los presentan se exponen a arilaminas
ambientales.
NAT2*4 es considerado como el alelo de tipo silvestre y todas las
investigaciones publicadas hasta la fecha concuerdan en que las personas que
presentan el fenotipo de acetilador rápido portan genotípicamente al menos un
alelo de este tipo para NAT2 (Gu et al., 2005; Torkaman et al., 2007); por su parte,
las personas que presentan el genotipo de acetilador lento presentan las
mutaciones C481T, G590A y G857A, las cuales se relacionan con los alelos NAT2*5,
NAT2*6 y NAT2*7 respectivamente.
Alelo Cambio de Nucleótido Cambio de Aminoácidos
NAT2*4 Ninguno Ninguno
NAT2*5 T341C , C481T Ile114→Thr
NAT2*5B T341C , C481T, A803G Ile114→Thr, Lys268→Arg NAT2*5C T341C , A803G Ile114→Thr, Lys268→Arg NAT2*5D T341C Ile114→Thr
NAT2*5E T341C , C481T, G590A Ile114→Thr, Arg197→Gln NAT2*5F T341C , C481T, C759T, A803G Ile114→Thr, Lys268→Arg NAT2*6ª C282T, G590A Arg197→Gln
NAT2*6B G590A Arg197→Gln
NAT2*6C C282T, G590A, A803G Arg197→Gln, Lys268→Arg NAT2*6D T111C, C282T, G590A Arg197→Gln
NAT2*7ª G857A Gly286→Glu
NAT2*7B C282T, G857A Gly286→Glu
NAT2*12A A803G Lys268→Arg
NAT2*12B C282T, A803G Lys268→Arg
NAT2*12C C2481T, A803G Lys268→Arg
NAT2*13 C282T Ninguno
Tabla 2. Alelos Encontrados para NAT2
2.4. Arsénico
2.4.1. Características Generales
El Arsénico (As) es un elemento ampliamente distribuido en la corteza
terrestre, ya sea como un elemento puro o en depósitos geológicos formando
compuestos inorgánicos con sulfuro, níquel, hierro, cobre y otros. Se le denomina
As orgánico cuando se encuentra en combinación con carbono e hidrógeno
(ATSDR, 2000). El número atómico del arsénico es 33 y su peso molecular 74.92
g/mol, se encuentra ubicado en el grupo VA de la tabla periódica del que también
forman parte el nitrógeno, el fósforo, el antimonio y el bismuto (Chang, 1994).
Por sus características es difícil clasificar al arsénico como un metal o un no
metal. Existen diferentes formas o alótropos de éste en la naturaleza, ya sea que
se presente como un elemento de color gris y apariencia metálica (forma α) o en
forma de un sólido amarillo (forma γ) sin brillo metálico el cual se forma por
condensación del vapor a muy bajas temperaturas. Existe además una tercera
forma alotrópica, el arsénico negro (forma β) de estructura hexagonal y con
NAT2*14A G191A Arg64→Gln
NAT2*14B G191A, C282T Arg64→Gln
NAT2*14C G191A, T341C, C481T, A803G Arg64→Gln, Ile114→Thr, Lys268→Arg
NAT2*14D G191A, C282T, G590A Arg64→Gln, Arg197→Gln NAT2*14E G191A, A 803G Arg64→Gln, Lys268→Arg NAT2*14F G191A, T341C, A803G Arg64→Gln, Ile114→Thr,
Lys268→ArgNAT2*14G G191A, C282T, A803G Arg64→Gln, Lys268→Arg NAT2*17 A434C Gln145→Pro
NAT2*18 A845C Lys Arg64→Gln, Ile114→Thr, Lys268→Arg 282→Thr
Fuente: http://louisville.edu/medschool/pharmacology/NAT.html
propiedades intermedias entre las formas metálicas y no metálicas descritas
anteriormente. Por lo anterior, el arsénico podría clasificarse como un semimetal;
sin embargo, gran parte de su química es parecida a la del fósforo por lo que hay
buenas razones para considerarlo un no metal (Rayner, 2000).
2.4.2. Fuentes Principales de Exposición a Arsénico Debido a sus características, el arsénico puede entrar en el aire, agua, y
suelos. Existen otras fuentes de exposición tales como las emisiones volcánicas y
de la industria minera (López et al., 2006), el uso de pesticidas, y algunas pinturas
que contengan As. La dieta es también un factor de exposición ya que el arsénico
puede encontrarse en algunos mariscos formando compuestos orgánicos como
arsenobetaína la cual deja el cuerpo sin sufrir cambio metabólico alguno por lo que
su impacto toxicológico es mínimo. Es por eso que, polvo, aire y principalmente
agua son consideradas las mayores y más peligrosas fuentes de exposición a
arsénico.
2.4.2.1. Aire
Los niveles de As encontrados en el aire pueden variar según el nivel de
desarrollo industrial del área estudiada, se estima que los niveles de As liberado a
la atmósfera presentan un rango de menos de 1-200 ng/m3, siendo de entre 2 a 30
ng/m3 en zonas urbanas y llegando a valores por arriba de 150 ng/m3 en zonas
altamente industrializadas; las emisiones volcánicas, y las provenientes de la
quema de combustibles como el carbón y petróleo contribuyen a los niveles de As
encontrados en aire (ASTDR, 2000).
2.4.2.2. Polvo
Otra forma en que el ser humano puede verse expuesto al arsénico es a
través del polvo, el cual recibe su contenido de este elemento a partir de diversas
fuentes, como las actividades de minería, desechos de plantas de energía,
industriales y de algunos materiales utilizados en la industria de la construcción
(asbestos). Al igual que con el aire, los niveles de exposición a través del polvo
pueden variar dependiendo de la cercanía de algún área con depósitos geológicos
ricos en arsénico, minas o áreas agrícolas donde se hayan utilizado con
anterioridad pesticidas con alto contenido de arsénico. Considerando estos
factores se ha encontrado que la concentración de arsénico en polvo puede variar
de 1 a 40 ppm (ASTDR, 2000).
2.4.2.3. Agua
Debido a que muchos de los compuestos de arsénico son solubles en agua,
este elemento puede llegar a ríos, lagos y yacimientos subterráneos. En sistemas
acuáticos el arsénico se encuentra principalmente como arsenito (AsIII) y
arseniato (AsV) donde el arseniato es la forma predominante (Braman y
Foreback, 1973); se han detectado también las formas metiladas del arsénico en
un rango de 0.01 a 7.4 μg/L. Se ha encontrado que el contenido de arsénico en
los yacimientos subterráneos es mayor que en las fuentes de agua superficial. En
años recientes, la Agencia de Protección del Medio Ambiente en Estados Unidos
(EPA, por sus siglas en inglés), modificó el nivel máximo permitido para el
arsénico en agua potable de 50 a 10μg/L (EPA, 2001), el cual determinaron debía
hacerse efectivo en febrero de 2006. Por su parte la Norma Oficial Mexicana
(NOM-127SSA-1-1994) aún establece un valor de 25 µg/L como límite máximo
permisible de arsénico en agua.
2.4.3. Distribución Mundial de Arsénico El arsénico se encuentra ampliamente distribuido alrededor del mundo (Fig.
7). El caso más grave de contaminación por arsénico se vive en la región de
Bangladesh, donde alrededor del 40-50% de la población está expuesta a este
metal lo que ha generado una gran crisis de salud en ese país. Se reportan niveles
de arsénico de 136 a 1000 μg/L con una media de 164 μg/L (Milton et al., 2001),
se calcula también que alrededor de 5.31 millones de personas en la India
(Chowdhury et al., 2000; Sarkar y Mehrotra, 2005) se encuentran expuestas a
concentraciones de arsénico similares. En Taiwán las mediciones realizadas
revelan niveles de hasta 300 μg/L (Wu et al., 2001).Se han encontrado altas
concentraciones de arsénico en algunas regiones de Alemania (Mkandawire y
Dudel, 2005), así como en Australia donde los niveles llegan a los 70 μg/L (Smith
et al., 2003).
En Latinoamérica, la región del norte de Argentina y Sur de Chile presenta
niveles de arsénico que varían de los 10 a los 200 μg/L (Hopenhayn et al., 2000;
Concha et al., 2006). En México se han encontrado niveles de arsénico de hasta
267 μg/L en algunos estados del centro del país (Gomez-Arroyo et al., 1997) y de
hasta 624 μg/L en algunos estados del norte (Del Razo et al., 1993).
2.4.4. Distribución de As en Sonora
Algunos estudios han reportado niveles altos de arsénico en algunas áreas
del estado de Sonora: Wyatt et al. (1998) realizaron un estudio en el cual
encontraron concentraciones de 117, 67, 51 y 305 μg/L en el agua potable de
Magdalena, Caborca, Etchojoa, y Hermosillo respectivamente (Fig. 8). Por su
parte, Meza et al. (2004), encontraron niveles de hasta 49.3 μg/L, muy por encima
de lo permitido por la US-EPA y la Norma Oficial Mexicana [NOM-127-SSA1-1994]
en algunas áreas del Valle del Yaqui.
Zonas con alto contenido de arsénico (>50 µg/L)
Suroeste de E.U.A.
Chile
Argentina
Australia Bangladesh
China
Alemania
Figura 7. Distribución Mundial de Arsénico: British Geological Survey, 2001.
Fi 8 Di t ib ió d A l E t d d S S ú W tt t l
Concentraciones As (μg/L)
>50
25-50
10-25
0-10
2.4.5. Metabolismo
La fuente más peligrosa de exposición a arsénico para el ser humano es a
través del agua potable donde el arsénico se encuentra en forma de arsénico
inorgánico como arsenito (AsIII) y principalmente como arseniato (AsV). Ambas
formas son consideradas tóxicas para el ser humano debido a su capacidad de
entrar en la célula aprovechando su similitud con otros sustratos. Liu et al. (2002),
encontraron que el arseniato es introducido a las células por medio de
acuaglicoproteínas 7 y 9 (AQP7 y AQP9), las cuales transportan moléculas de
agua y glicerol; Huang et al., (1996) reportaron que el arsenito puede ingresar a la
célula utilizando transportadores de fosfato.
El metabolismo del arsénico (Fig. 9) es un proceso complejo, a través del
cual el organismo puede inducir el cambio del arsénico inorgánico hacia formas
orgánicas las cuales son excretadas más rápidamente en la orina, por lo que
resultan menos tóxicas que las formas inorgánicas originales. Esto ocurre a través
de una serie de reacciones de metilación mediadas por metiltransferasas donde la
S-adenosilmetionina (SAM) participa como donador de grupos metilo. También
ocurren reacciones de reducción en las cuales la glutatión-S transferasa (GST)
funciona como agente reductor de las especies de arsénico pentavalente (Scott et
al., 1993; Delnomdedieu et al., 1994; Zakharyan et al., 1999).
Una vez que el arsénico inorgánico ingresa al organismo, es reducido en
sangre de arseniato pentavalente (AsV) a arsenito trivalente (AsIII). De esta forma
el arsenito es ingresado a los hepatocitos donde es metilado por la arsenito
metiltransferasa para formar ácido metilarsónico (MMAV). Posteriormente, el
MMAV es reducido a ácido metilarsonoso (MMAIII) por conjugación con GST. Una
segunda reacción metila el MMAIII a ácido dimetilarsínico (DMAV), parte del cual
puede reducirse posteriormente para formar ácido dimetilarsinoso (DMAIII) (Fig.
12).
Figura 9. Metabolismo del Arsénico (Aposhian et al., 2000).
SAM: S-adenosilmetionina SAHC: S-adenosilhomocisteina
MMAV
Reductasa
ArsenitoMetiltransferasa
ArsenatoReductasa
GSH
MMAMeti ltransferasa
SAHC
SAM
GSH
Arsenato (AsV) O
HO As O-
OH
HO As OH
OH
Arsenito (AsIII)
O
HO As CH3
OH
Ácido metilarsónico (MMAV)
Ácido dimetilarsíno (DMAV)
O
HO As CH3
CH3
Ácido metilarsono (MMAIII)
HO As CH3
OH SAMSAHC
Arseniato (AsV) Arsenito (AsIII)
Ácido metilarsónico (MMAV)
Ácido dimetilarsínico (DMAV)
Ácido metilarsonoso (MMAIII)
2.4.6. Toxicidad y Efectos Adversos de la Exposición a Arsénico Se han observado una gran variedad de efectos tóxicos relacionados con la
exposición crónica al arsénico, entre los cuales los más característicos son sin
duda aquéllos que se presentan a nivel cutáneo (Yoshida et al., 2004). La
prevalencia de queratosis e hiperpigmentación, la enfermedad de Bowen y la del
pie negro (blackfoot disease) han sido fuertemente relacionadas con altos niveles
de arsénico (Guha et al., 1998). Se sabe también que esta exposición aumenta la
aparición de problemas respiratorios (Milton et al., 2001), enfermedades
vasculares y diabetes (Wang et al., 2003) y que el arsénico en sangre disminuye
la actividad antioxidante en el organismo (Wu et al., 2001).
Históricamente, la conversión enzimática del arsénico inorgánico a especies
metiladas ha sido considerada como una ruta de detoxificación; en general, solían
atribuirse la mayor parte de los efectos tóxicos del arsénico a su forma inorgánica
trivalente (AsIII) (Tinwell et al., 1991); sin embargo, otros estudios han encontrado
que las formas metiladas trivalentes (MMAIII y DMAIII) resultan más tóxicas que
las formas inorgánicas (AsV y AsIII) (Hsueh et al., 1998; Styblo et al., 2000; Petrick
et al., 2000). Valenzuela et al. (2005), encontraron que la concentración de MMAIII
en orina fue significativamente más alta en individuos expuestos a As que habían
desarrollado lesiones en la piel cuando se comparaba con la de individuos
igualmente expuestos que no las presentaban. Lo anterior sugiere que los niveles
de MMAIII pueden servir como un posible indicador para identificar a individuos
con mayor disposición a desarrollar un proceso canceroso como consecuencia de
la exposición a arsénico.
Una de las consecuencias más preocupantes de la exposición humana a
arsénico es su efecto cancerígeno. A la fecha, no se comprenden con claridad los
mecanismos por los cuales puede inducir cáncer, pero se cree que el arsénico
puede causar daños al inhibir enzimas involucradas en la reparación del ADN
(Hartwig et al., 1997), tal vez por modulación de algunas señales que regulan la
activación de estas enzimas. Este quizás sea uno de los factores que provocan
una disminución en la actividad de la DNA ligasa en extractos nucleares, así como
de la actividad de la poliADP-ribosa en la célula (Hu et al., 1998). Sin embargo, un
estudio realizado por Burgess et al. (2007), reveló que la exposición a niveles
bajos de arsénico no se encuentra asociada a la excreción urinaria de 8-
hydroxydeoxyguanosina (8-OHdG), la cual es un biomarcador de daño oxidativo y
reparación del ADN. Por otra parte, a pesar de que el DMAV no es capaz de
inducir tumores en linfocitos y leucocitos humanos estimulados por sí mismo, es
capaz de magnificar los efectos de otros compuestos cancerígenos (Yamamoto,
1997).