2009_1_1 produccion artificial de semilla y cultivo , engode bivalvos

Producción artificial de semilla y cultivo

de engorde de moluscos bivalvos

Estación Acuícola de Producción de Moluscos

Puerto El Triunfo, Usulután

Diciembre 2009

INFORME TECNICO

Contáctenos

Proyecto JICA-CENDEPESCA

Oficina de CENDEPESCA - Puerto El TriunfoCol. Las Palmeras, Calle a Atarraya, Puerto El Triunfo, Usulután. Telefax: 2633-7416

CENDEPESCA/Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG)Final 1a. Av. Norte y Av. Manuel Gallardo, Santa Tecla, La Libertad. Tel.: 2228-1066 P R O Y E C T O P A R A E L D E S A R R O L L O D E L A A C U I C U L T U R A D E M O L U S C O S E N E L S A L V A D O R

Informe Técnico Producción Artificial de Semilla y Cultivo

de Engorde de Moluscos Bivalvos

Elaborado por:

Hebert Ely Vásquez Biólogo Proyecto Moluscos de CENDEPESCASaúl Patricio Pacheco Reyes Biólogo Proyecto Moluscos de CENDEPESCAIris Mabel Pérez García Bióloga Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Nadia Elizabeth Cornejo Hernández Bióloga Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Mario Francisco Córdova Navas Biólogo Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Kiyotaka Kan Experto JICA en Jefe de Proyecto

Durante la Gestión de:

Dr. Manuel Ramón Sevilla Avilés Ministro de Agricultura y GanaderíaLic. Hugo Alexander Flores Hidalgo Viceministro de Agricultura y Ganadería / Director del ProyectoLic. Sonia María Salaverría Director General de CENDEPESCA / Gerente del Proyecto Lic. Reyna Isabel Pacheco Enlace de Cooperación Externa,

CENDEPESCA / Coordinadora del Proyecto

Diciembre, 2009

Publicado por el Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA), dependencia del Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG), San Salvador, Republica de El Salvador Centro America y la Agencia de Cooperación Internacional del Japón (JICA) a través del Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en la República de El Salvador, Oficina Regional CENDEPESCA Zona 3, Puerto El Triunfo, Departamento de Usulután, El Salvador.

Reservados todos los derechos. Se autoriza la reproducción y difusión de material contenido en este producto

informativo para fines educativo u otros fines no comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de

los derechos de autor, siempre que se especifique claramente la fuente.

Se prohíbe la reproducción del material contenido en este producto informativo para reventa u otros fines

comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de los derechos de autor.

Las peticiones para obtener tal autorización deberán dirigirse a la Dirección General de CENDEPESCA / MAG.

PresentaciónEn El Salvador, hay buena aceptación del consumo de moluscos, comparado con otros países vecinos, como

el curil, casco de burro, ostra de piedra.

Sin embargo, hubo una gran migración hacia la costa, durante el conflicto interno de los años 80s y la primera

actividad productiva fue la extracción de moluscos; luego con los años empezamos a ver rápidamente, la

disminución de los recursos.

Bajo esta situación, el Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG), a través del Centro de Desarrollo de

Pesca y Acuicultura (CENDEPESCA), ha implementado el Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de

Moluscos en la República de El Salvador desde enero de 2005 con una duración de 3 años y 2 años de tiempo

de prorroga hasta enero de 2010, con el apoyo del gobierno japonés, a través de la Agencia de Cooperación

Internacional del Japón (JICA).

Este Proyecto fue ejecutado en la Bahía de Jiquilísco, Departamento de Usulután y también en la zona costera

del Departamento de La Unión, donde muchos ribereños se dedican a la pesca artesanal, principalmente en

la recolección de conchas y ostras y el nivel de ingreso económico de las familias es más bajo que en otros

lugares del país.

El objetivo principal del Proyecto, ha sido el de “Proponer el modelo de mejoramiento de la calidad de vida

por medio de las actividades de la acuicultura de moluscos principalmente, basadas en la conciencia de

manejo de los recursos naturales”.

El equipo técnico de Anadara spp. y ostra japonesa del Proyecto, realizó varios ensayos para establecer: la

tecnología de producción artificial de semilla, la técnica del cultivo intermedio en los laboratorio húmedo de

La Pirraya, luego nuevo laboratorio inaugurado el mayo de 2009 en el Puerto El Triunfo. También realizaron

varios ensayos de cultivo para engorde en las áreas naturales marinos de Bahía de Jiquilisco y la zona costera

principalmente las islas del Golfo de Fonseca.

Por ello como resultado de dichos ensayos, se ha obtenido el Informe Técnico Producción Artificial de Semilla

y Cultivo de Moluscos Bivalvos.

Por lo tanto, en esta oportunidad, la Dirección General de CENDEPESCA/ MAG, se complace en presentar dicha

información al sector pesquero, esperando que la misma, sirva de orientación a los productores y al mismo

tiempo despierte el interés de los técnicos gubernamentales y privadas para innovar esta nueva tecnología.

Lic. Sonia María SalaverríaDirectora General deCentro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura CENDEPESCA- MAG

Informe técnico producción artificial de semilla y cultivo de engorde de moluscos bivalvos4

Informe técnico producción artificial de semilla y cultivo de engorde de moluscos bivalvos 5

1. IntroducciónEl Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA), dependencia del Ministerio de Agricultura

y Ganadería (MAG) ejecuta la fase de prórroga del Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos

en El Salvador, con el apoyo de la Agencia de Cooperación Internacional del Japón (JICA); la cual desde enero

de 2005 hasta enero de 2010 invierte aproximadamente 407 millones de yenes, equivalentes a 4.2 millones

de dólares. La cooperación de Japón en esta área se ha iniciado oficialmente desde el año 2001 con la primera

fase del Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en los Estuarios de El Salvador.

El objetivo del Proyecto es proponer un modelo de mejoramiento de la calidad de vida de los pescadores

artesanales por medio de la acuicultura de moluscos principalmente, basadas en el uso sostenible de

los recursos naturales, para alcanzar este objetivo se realiza como actividad fundamental la producción

artificial de semillas de curil o concha (Anadara tuberculosa) , casco de burro (Anadara grandis) y ostra del

Pacifico (Crassostrea gigas) y además se realizan ensayos de cultivo de estas especies con grupos modelo

formados por pescadores artesanales de la Bahía de Jiquilisco y la zona costera del departamento de la

Unión incluyendo al Golfo de Fonseca. Además en este proyecto se han instalado arrecifes artificiales que

favorecen la reproducción de ostra de piedra y también constituyen el hábitat de peces y crustáceos.

Hasta abril de 2009 se habían producido semillas de moluscos utilizando el laboratorio húmedo ubicado

en la Isla La Pirrayita en la Bahía de Jiquilisco. En mayo de este mismo año se termino la construcción

de un nuevo laboratorio ubicado en Puerto El Triunfo. Este nuevo laboratorio tiene mayor capacidad de

producción, mejores condiciones de trabajo y equipamiento. La construcción de esta infraestructura se

realizo con fondos que coadministra el Gobierno de El Salvador y el Gobierno del Japón. El origen de estos

fondos es el Programa de Fomento a la Producción de Alimentos auspiciado por el Gobierno del Japón con

el objetivo que El Salvador pueda invertir en actividades de producción de alimentos. El monto total de la

obra es de 300,000 US$.

El presente documento además de reportar los resultados obtenidos durante el desarrollo de las actividades

de investigación, tiene como objetivo convertirse en una guía sencilla para la producción de moluscos en la

estación acuícola de Puerto El Triunfo, Usulután.


2. Infraestructura

Área Total 1040 m2

1 Laboratorio seco 47.3 m2 2 Microscopios, 2 Lupas, 1 Proyector, 1 Autoclave

2 Sala de producción de Anadara 51.6 m2 4 Esterilizadores de Ultravioleta 40W, 3 Filtros, 3 Tanques de FRP, 14 Tanques de 500 L

3 Sala de producción de Ostra 34.4 m2 2 Esterilizadores de Ultravioleta 40W, 3 Filtros ,1 Tanque de FRP, 9 Tanques de 500 L

4 Sala de producción de microalgas 19.8 m2 22 Estantes (200x90 x30cm) , 1 Incubadora

5 Laboratorio de microalgas 9.5 m2 1 Microscopio, 1 Lupa, 1 Refrigerador

6 Cuarto de Maquinas 21.2 m2 1 Generador de emergencia 20KVA, 4 Sopladores

7 Área de producción de microalgas nativas 106.3 m2 42 Tanques de 500 L

8 Área de Filtros de agua del mar 24.3 m2 1 Tanque de 5.000 L, 2 Bombas de 3/4 HP, 2 Filtros de arena

9 Tanque de agua dulce 9.0 m2 1 Tanque 2.500 L, Bomba 3/4 HP, 1 Tanque de presión

Fig. 1 Plano de estación acuícola de moluscos.

1

234

56

7

8

9


2.1 Sistema de abastecimiento de agua de mar

El agua utilizada en la estación Acuícola de Moluscos de Puerto El Triunfo es bombeada desde el canal

principal de la Bahía de Jiquilisco. La toma de agua se encuentra ubicada en una balsa a unos 90 m de

distancia del muelle del MAG. La profundidad de la toma de agua es de 4 m (fig. 2).

Fig. 2 Toma de agua de mar

Sistema de Filtros y bombas

El agua de mar es almacenada en un tanque de 5000 L, del cual es extraída mediante bombas de ¾ HP y

enviada a los filtros de arena los que constituyen el primer sistema de filtración. Posteriormente el agua se

dirige hacia el interior de la estación acuícola (fig. 3).

Bomba 2HP en balsa

Sistema de filtros de arena y tanque


Fig. 3 Sistema de tratamiento del agua de mar. a) Tanque de Almacenamiento b) filtros de arena, c) bomba de ¾ HP, d) Control de apagado, manual y automático de las bombas, d) diagrama de las etapas de filtrado. (TC) Tanque de captación, (B) bombas, (MN) agua para cultivo en tanques de microalga nativa, (FC) filtros de cartucho de 30µ, 10µ y 5µ. (2TC) tanque de captación, (FC1) filtro de 1µ en bypass, (UV) lámpara de luz ultravioleta.

a)

c)

b)

d)

Ostras y microalgas

TC

FA

B

FC

MN

2TCUV

FC1

Curiles


Dentro de la Estación Acuícola se realiza el segundo sistema de filtrado al agua de mar. Este sistema está

compuesto por tres filtros de cartucho de 30 μm, 10 μm y 5 μm. Estos filtros son lavados diariamente con

agua limpia para eliminar las partículas retenidas.

Después del microfiltrado el agua se almacena en un tanque de 400 L que se encuentra elevado a una altura

de 1.5 m del nivel del piso para facilitar el llenado de los tanques de cultivo de larvas. (fig. 4)

Fig. 4. a) Cartuchos de filtros de hilo, b) tanque de 400 L

Esterilización del Agua de Mar:

La esterilización del agua de mar se realiza utilizando dos

lámparas de luz ultravioleta de 40 Watts marca LifeGuard,

colocada de forma paralela con controles independientes.

(fig.5)

El flujo del agua calculado es de 18 L/min aproximadamente.

El agua esterilizada se usa en el cultivo de las microalgas y el

cultivo de larvas.

Todas las tuberías y mangueras utilizadas en el bombeo y

distribución del agua de mar son de PVC y plástico. Las válvulas

y desagües son también de PVC y las bombas no tienen impele

metálico. El diámetro de las tuberías varía de acuerdo a la

necesidad.

a) b)

Fig. 5 Lámparas UV de 40W


Tratamiento de los efluentes

El agua utilizada en la producción de semillas de moluscos es colectada en tanques de asentamiento y

posteriormente filtrada en un pozo resumidero para luego ser depositada en la Bahía. Este sistema está

diseñado de acuerdo a las normas del Ministerio del Medio Ambiente (fig. 6).

Fig. 6 Sistema de tratamiento de efluentes.

2.2 Sistema de abastecimiento de agua dulce

El agua dulce de la estación se obtiene desde un pozo

artesanal que se encuentra ubicado a unos 500 m de

distancia. Para la distribución dentro de la estación se

utiliza una bomba de ¾ HP y un tanque de presión.

(fig. 7)

Fig. 7 Sistema de bombeo de agua dulce.

2.3 Sistema de aireación

El sistema de aireación es alimentado por 4 sopladores de 1 HP que se encuentran instalados dentro de la

caseta de maquinas de la Estación Acuícola. Cada uno de los sopladores puede funcionar independiente.

Losa de concreto

Nivel freatico Tapón Pvcperforado

Tapadera de concreto2 Piezas de Refuerzo

Pared de ladrillode obra. Ra

Tanque2500 lts.

Tanque2500 lts.

8” no menor de 1%6”

ArenaGrava Tritura No 1”

Lava Volcánica No 2.5”

Lava Volcánica No 4”

Pvc 8”Relleno

compactoSuelo Cemento 3.90

1.501.85


Las tuberías del sistema de aireación son de PVC de 2” y se puede reducir de acuerdo a las necesidades en

cada ambiente. Las tuberías para la aireación de los tanques de cultivo de larvas en las salas de cultivo se

encuentran fijadas en el techo del laboratorio (fig. 8)

Fig. 8 Sopladores y tuberías de aireación.

2.4 Sistemas e instalaciones complementarias

Generador de emergencia

Durante la ocurrencia de cortes eléctricos el laboratorio puede

mantenerse funcionando por un generador de emergencia de

20 KVA de potencia. Los equipos que están conectados a este

sistema de emergencia son las lámparas y el aire acondicionado

en la sala de producción de microalgas, los sopladores, el chiller,

algunas lámparas de emergencia en todos los ambientes y una

refrigeradora (fig. 9)

Fig. 9 Generador de emergencia 20 KVA


Laboratorio seco y Bodega

En el laboratorio seco se encuentran los microscopios y otros equipos que no pueden estar en los ambientes

húmedos de la estación. Esta área es de observación de muestras y además se utiliza como área de trabajo.

La bodega de la estación acuícola se encuentra ubicada en las oficinas administrativas del CENDEPESCA

Puerto El Triunfo (fig. 10).

Fig. 10 Laboratorio seco y bodega


3. Cultivo de microalgas

3.1 Importancia del cultivo de microalga

El cultivo de microalga juega un papel importante en todo laboratorio acuícola, ya que es la que proporciona

el alimento para cada etapa de desarrollo de los cultivos, desde larva hasta semilla para engorde. Para llevar

una dieta variaría y proporcionar los nutrientes necesarios para el desarrollo de nuestra producción de

semilla de moluscos se cultivan 4 tipos de microalga. (Tabla 1)

Tabla 1. Microalgas cultivadas en estación acuícola

Especie Tamaño de célula Especie a Alimentar Fase de alimentación para cultivos Esquema

Chaetoceros gracilis 7 - 8 Micras

OstraCurilCasco de burro

Larvapost larvaSemillaReproductor

Isochrysis galbana (T-iso) 5 – 7 Micras

OstraCurilCasco de burro


Tetraselmis sp 8 – 20 Micras Ostra Reproductor

Nannochloropsis sp. 3 – 5 Micras CurilCasco de burro


La limpieza, manejo de densidades, agua, cristalería, etc., son algunos de los elementos de los cuales son

imprescindibles para el manejo de los cultivos dentro del laboratorio.

3.2 Materiales y equipos

CristaleríaBalones de 2 L, 1 L • Erlenmeyer de 100 ml, 50 ml.• Matraz de 100 ml y 50 ml• Beaker 50 ml hasta de 1 L• Pipetas•

Capilares •


La limpieza de cristalería se realiza dentro del laboratorio,

utilizando agua dulce, arena y acido muriático al 5%. Balones,

matraces, beaker, pipetas, capilares, etcétera; son de uso

diario, por lo que la limpieza de estos materiales se realiza

de manera constante para evitar cualquier contaminación al

momento de inocular o preparar nutrientes. (fig. 1)

Como mínimo se debe de realizar un enjuague de 10 veces,

tanto de la parte interna y externa de cada cristalería, en casos

severos de suciedad se utiliza arena y acido muriático al 5%,

luego se neutraliza con agua dulce y son colocados en una

parrilla para su secado al aire, posteriormente son guardados

dentro de un estante de vidrio.

Botellas, Tanques y otrosBotellas de 18 L• Tanques plásticos de 500 L • Tanques de Policarbonato de 100 L• Mangueras para aire• Tapones para botellas•

Piedras de Aireación•

La limpieza de botellas de 18 L se realiza con agua dulce y

arena hasta remover la suciedad de la parte interna. El exterior

también se lava con agua dulce. (fig. 2)

Una vez limpia se colocan en estantes para escurrir y secar a

temperatura ambiente, luego son guardadas dentro del cuarto

de microalga en un lugar seco y limpio para su posterior uso.

Para el caso de los tanques plásticos de 500 L se limpian manualmente, utilizando agua dulce y cepillo de

cerdas plásticas. (fig. 3)

Fig. 1 limpieza de cristalería utilizando agua dulce y arena

Fig. 2 limpieza de botellas de 18 litros


La limpieza se realiza tanto en la parte interna como

externa del tanque después de cada cosecha, para

evitar que la suciedad se adhiera a las paredes del

tanque. Una vez limpios se dejan secar a temperatura

ambiente con exposición directa al sol por un periodo

de un día como mínimo, para eliminar bacterias y

otros contaminantes. Antes de su uso se enjuagan

con agua salada.

Los tanques de policarbonato de 100 L, tapones plásticos, mangueras para aire y piedras de aireación son

limpiados utilizando cepillo plástico y abundante agua dulce para eliminar la suciedad.

Para la limpieza de la cristalería, botellas y demás equipos no se debe de utilizar en ningún momento jabón

u otro tipo de detergente debido a residuos que pueden afectar a los cultivos.

3.3 Preparación de nutrientes

En la estación acuícola de Puerto El Triunfo, se utiliza en laboratorio los siguientes nutrientes: Solución 1 (Parte

A + Parte B) para el cultivo de Isochrysis galbana (T-iso) Nannonochloropsis sp. (nano) y para Chaetoceros

gracilis, Tetraselmis sp. Solución 1 + Parte C (Metasilicato de Sodio) ambos nutrientes, según composición de

F2 de Guillard. (Tabla 2; fig. 4 y 5)

Tabla 2. F2 de Guillard.Solución Reactivo Cantidad (g)

I(N/P)

NaNO3 NaH2PO4·H2OAgua destilada

75g5g

total 1000ml

II(Si)

NaSiO3·9H2OAgua destilada

15gtotal 1000ml

III(metal)

CuSO4·5H2OZnSO4·7H2OCoCl2·6H2OMnCl2·4H2ONa2MoO4·2H2ONa2EDTAFeCl3·6H2OAgua destilada

0.0098g0.022g

0.01g0.18g

0.063g4.36g3.15g

total 1000ml

IV(Vitamina)

BiotinaB12Tiamina (B1)Agua destilada

0.005g0.005g

0.1gTotal 1000ml

Fig. 3 limpieza manual de tanques de 500 L

Fig. 4 Kit de Solución 1 parte A más parte B

Fig. 5. Parte C Metal Silicato de Sodio


Fig. 6. fertilizante utilizado para el cultivo de microalga nativa

Fertilizante Hidrosoluble 20-20-20

La preparación del Fertilizante Hidrosoluble formula 20-20-20 se utiliza agua

destilada para facilitar la disolución en los tanques de 500 L, evitando el

sedimento del fertilizante, realizándose de la siguiente manera (fig.6)

Colocar 1 L de Agua destilada en un beaker.1.

Disolver 100 g de fertilizante por cada 1600 ml de Agua destilada.2.

Rotular el recipiente con nombre, fecha y volumen. 3.

Conservarlo en el refrigerador4.

3.4 Inoculacion y método de conteo

Hematocitometro o Cámara de Neubahuer

Es un instrumento fundamental en todo

cultivo celular; ya que mediante este

instrumento se puede realizar conteos

de células en un medio de cultivo

líquido. (fig. 7)

Conteo de células utilizando el Hematocitometro

a) Colocar el cubre objeto sobre la cámara

de conteo de hematocitometro y presionar

deslizar hasta formar los anillos de newton.

b) Colocar una gota de muestra entre el cubre

objeto y la cámara de conteo, utilizando una

micropipeta.

Fig. 7. Hematocitometro

Fig. 8 Método de conteo utilizando el hematocitometro.


c) Contar todas las células dentro de cada uno de los 6 cuadrantes, excluyendo las células de lado izquierdo

y superior de cada cuadrante (fig. 8).

d) Eliminar los valores máximos y mínimos de los seis cuadrantes y calcular el promedio de células.

e) Con el promedio calcular densidad de células a partir de la siguiente fórmula:

Densidad de Células/ml

3.5 Cepa-mantenimiento

Es necesario el almacenamiento de cada especie de microalga de manera aislada para obtener resultdos

eficiente durante las replicación, el mantenimiento de cepa se da a partir del aislamiento de la microalga

causada por contaminación (fig. 9).

Promedio de conteo x 25 x 10,000 (constante para convertir a 1ml)

Fig. 9 Preparación de Placa de agar

Autoclave121°C, 20 min.

Agua salada200ml

Echar 5-10ml de medio con agar

rápidamente en petri desechable.

Colocar en incubador de 37ºC durante 1 hora.

Dejar un poco deespacio para que

salga vapor

Sellar con cinta aislante y mantener en 20ºC poniendo agar arriba.

Placa de agar para aislamiento

Agar 3 g


Microalga de5x104 células/ml

Placa de agar con medio

Aislamientouna vez al año

Inocular microalga diluida utilizando varilla de vidrio o aguja de platino con anillo

Sellar de nuevo con cinta e incubar en la condición de 20ºC, 2000Lux (24 horas).

Después de 20-30 días, se forman las colonias de diámetro 0.5-1mm.

Tomar una colonia con aguja de platino e inocular al tubo con medio en líquido.

Cultivo de cepa

Tomar 1ml de cepa e

inocular al tubo nuevo con

medio de 10ml.

Inoculación de cepa

Incubar en la condición de 20ºC, 2000Lux (24 horas) y mezclar uno de

cada uno 1 vez al día. Se puede mantener durante 2-3 meses.

Fig. 10 Aislamiento de microalga (Nannochloropsis o Chaetoceros)


3.6 Cultivo inicial

Replicación a cultivo de matraz de 50 ml

a) Pasteurizar 2000 ml de agua de mar a 80º C por 15 minutos.

b) Enfría a temperatura ambiente y agregar los nutrientes 0.4 ml de Solución 1 para el caso de Isochrysis

galbana (T-iso) Nannochloropsis sp. (nano) y para Chaetoseros gracilis y Tetraselmis sp. 0.4 ml Solución

1 + 0.4ml de Silicato; por cada 1000 ml de agua de mar pasteurizada.

c) De esta solución verterlos en cada uno de los frascos (50 ml) a un volumen de 40 ml.

d) Pasteurizar nuevamente los frascos á 80º C por 15 minutos y luego enfriar a temperatura ambiente.

e) Inocular a 75,000 células/ml desde cepa de microalga. (fig. 11)

f) Mantener a 24°C y sin aireación con un fotoperiodo de 12 h.

3.7 Pre-masivo

Replicación a Cultivo Pre – Masivo en 1000 ml y 2000 ml

a) Pasteurizar a 80º C por 15 minutos; balones de 1000 ml ó 2000 ml con agua de mar previamente filtrada

y purificada.

b) Enfriar los balones a temperatura ambiente.

c) Agregar los nutrientes 0.4 ml de Solución 1 para el caso de Isochrysis galbana (T-iso) Nannochloropsis sp

(nano) y para Chaetoceros gracilis y Tetraselmis sp. 0.4 ml Solución 1 + 0.4ml de Silicato; por cada 1000

ml de agua pasteurizada.

d) Inocular con 75,000 cel/ml desde cultivo inicial.

Fig. 11 Método de replicación de cepa a frasco de 50 ml

Inoculando 75,000 cel/mlaproximadamenteCepa

Período de propagación (7 días)

Cultivo de inicioen matraz de 50 ml


e) Colocar capilar y manguera para aireación

f) Rotular cada balón con nombre de la especie y fecha de inoculación, para ser utilizada en cultivo Masivo.

(fig. 12)

3.8 Masivo

Replicación en 18 L y 100 L

a) Utilizar agua de mar filtrada y purificada para el llenado de las botellas y tanques de 100L.

b) Observar la microalga del cultivo pre – masivo al microscopio para ver su condición y determinar la

densidad.

c) Inocular a 75,000 células/ml

d) Agregar los nutrientes respectivos según la especie a cultivar 7.4 ml Solución 1 para Isochrysis galbana

(T-iso) y Nannochloropsis (nano); y para Chaetoceros gracilis y Tetraselmis sp. 7.4 ml Solución 1 + 7.4 ml

de Silicato en ambos caso para cultivo en botellas; y para el cultivo en tanques de 100 L 40 ml de solución

1 + 40 ml de silicato para Chaetoceros gracilis y Tetraselmis sp. (fig. 13)

e) Colocar capilar y manguera para aireación.

f) Rotular cada botella y tanque con el nombre de la especie y fecha de inoculación.

Cultivoinicial 50 ml

Inoculandoa 75,000 cel./ml

Cultivo Pre-Masivo 1L y 2L

Período de propagación(7 días)2L 2L

1L 1L

2L

1L

Fig. 12 Inoculación de cultivo inicial a pre-masivo.


4.4 Microalganativa

Replicación en 500 L

a) Llenar los tanques de 500 L con agua de mar filtrada en malla de 50 μm.

b) Colocar 80 ml de fertilizante hidrosoluble previamente preparado a cada tanque a utilizar. (fig. 14)

c) Colocar manguera con piedra de aireación.

Fig. 13 Inoculación de cultivo pre-masivo a cultivo masivo.

Fig. 14 Fertilización de tanques para cultivo de microalga nativa.

Cultivo Pre-Masivo 1L y 2L

18L 100L Cultivo Masivo 18L y 100L

Inoculando a 75,000células/ml

100L18L

Período de propagación (7 días)

1L 2L 2L

Agregar 80 ml de fertilizante preparado

5 días

500 L 500 L


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