anadara tuberculosa anadara grandis curil casco de...

PROYECTO PARA EL DESARROLLO DE LA ACUICULTURA DE MOLUSCOS EN EL SALVADOR

Contáctenos:

Proyecto JICA-CENDEPESCA

Oficina de CENDEPESCA - Puerto El TriunfoCol. Las Palmeras, Calle a Atarraya, Puerto El Triunfo, Usulután

Telefax: 2663-6856

CENDEPESCA/Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG)Final 1a. Av. Norte y Av. Manuel Gallardo, Santa Tecla, La Libertad

Tel. 2228-1066

Anadara tuberculosaCuril

Anadara grandisCasco de burro

Guía para la Producción de Anadara spp. 2006-2007 Elaborado por: Ana Marlene Galdámez Castillo Bióloga Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Saúl Patricio Pacheco Reyes Biólogo Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Iris Mabel Pérez García Bióloga Proyecto Moluscos de CENDEPESCA Sohei Kino Experto JICA en Acuacultura de Moluscos Durante la Gestión de: Lic. Mario Ernesto Salaverría Ministro de Agricultura y Ganadería Doc. José Emilio Suadi Viceministro de Agricultura y Ganadería / Director del Proyecto Ing. Manuel Fermín Oliva Director General de CENDEPESCA / Gerente del Proyecto Lic. Reyna Pacheco de d’Aubuisson Enlace de Cooperción Externa, CENDEPESCA / Coordinadora del

Proyecto Ing. Takashi Saito Experto JICA / Jefe de Proyecto Diciembre, 2007 Publicado por el Centro de Desarrollo de la Pesca y Acuicultura (CENDEPESCA), dependencia del Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG), San Salvador, Republica de El Salvador Centro America y la Agencia de Cooperación Internacional del Japón (JICA) a travéz del Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscose la República de El Salvador, Oficina Regional CENDEPESCA Zona 3, Puerto El Triunfo, Departamento de Usulután, El Salvador. Impresión: Printing Service Tel. 2278-3590

Reservados todos los derechos. Se autoriza la reproducción y difusión de material contenido en este producto informativo para fines educativo u otros fines no comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de los derechos de autor, siempre que se especifique claramente la fuente. Se prohíbe la reproducción del material contenido en este producto informativo para reventa u otros fines comerciales sin previa autorización escrita de los titulares de los derechos de autor. Las peticiones para obtener tal autorización deberán dirigirse al Director General de CENDEPESCA / MAG.

Presentación El Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG), a través del Centro de Desarrollo de Pesca y Acuicultura (CENDEPESCA), impulsa el Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en la República de El Salvador desde enero de 2005 con una duración de 3 años, con el apoyo del gobierno japonés, a través de la Agencia de Cooperación Internacional del Japón (JICA). Este Proyecto fue ejecutado en la Bahía de Jiquilísco, Departamento de Usulután y también en la zona costera del Departamento de La Unión, donde muchos ribereños se dedican a la pesca artesanal, principalmente en la recolección de conchas y ostras y el nivel de ingreso económico de las familias es más bajo que en otros lugares del país. El objetivo principal del Proyecto, ha sido el de “Proponer el modelo de mejoramiento de la calidad de vida por medio de las actividades de la acuicultura de moluscos principalmente, basadas en la conciencia de manejo de los recursos naturales”. En El Salvador, hay buena aceptación del consumo de moluscos, comparado con otros países vecinos, el curil o concha (Anadara tuberculosa) es la mas conocida y consumida. Sin embargo, hubo una gran migración hacia la costa, durante el conflicto interno de los años 80s y la primera actividad productiva fue la extracción de moluscos; luego con los años empezamos a ver rápidamente, la disminución de los recursos. Se dice que el ingreso medio de los curileros en la Bahía de Jiquilisco es de alrededor de US$60. Por ello era necesario orientar a los curileros, en el manejo sostenible del recurso conchas, durante la extracción de las mismas, a la vez recomendar el cultivo de esta especie. Bajo esta situación, el equipo técnico de Anadara spp. del Proyecto, realizó varios ensayos para establecer: la tecnología de producción artificial de semilla, la técnica del cultivo intermedio y el cultivo para engorde, tanto de curiles como también del casco de burro (Anadara grandis), que ha venido enfrentando su peor estado de disminución en sus poblaciones naturales. Por ello como resultado de dichos ensayos, se ha obtenido la Guía para la Producción de Anadara spp. 2006-2007. Por lo tanto, en esta oportunidad, la Dirección General de CENDEPESCA/ MAG, se complace en presentar dicha información al sector pesquero, esperando que la misma, sirva de orientación a los productores y al mismo tiempo despierte el interés de los técnicos gubernamentales y privadas para innovar esta nueva tecnología.

Ing. Manuel Fermín Oliva Director General de

Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura CENDEPESCA- MAG

Anadara/El Salvador 2007 1

Índice página

Prólogo ................................................ 3

Zona de estudio ................................................ 4

Especie de estudio ................................................ 5

Curil (Anadara tuberculosa) ................................................ 5

Casco de burro (Anadara grandis) ................................................ 6

Época de desove ................................................ 7

Época de desove en 2006-2007 ................................................ 9

Madurez de curil en El Jobal ................................................ 11

Madurez de curil en Puerto Ramírez ................................................ 12

Madurez de casco de burro en El Tular ................................................ 13

Oceanografía y precipitación en Puerto El Triunfo ................................................ 14

Tratamiento de muestra ................................................ 15

Acondicionamiento de adulto ................................................ 17

Método de biometría ................................................ 18

Producción artificial de semillas ................................................ 20

Procedimiento de inducción a semillicultura ................................................ 20

Inducción de desove ................................................ 21

Cría de larvas ................................................ 25

Alimentación ................................................ 27

Crecimiento larvario ................................................ 27

Asentamiento o fijación de larva ................................................ 28

Experimento para fijación y asentamiento ................................................ 30

Experimento de tipo de fondo ................................................ 33

Desarrollo larvario y de semilla ................................................ 35

Cultivo intermedio ................................................ 36

Cultivo intermedio en Puerto El Triunfo ................................................ 37

Cultivo intermedio en Puerto Ramírez ................................................ 41

Cultivo intermedio en estanque de camarón ................................................ 42

Suma de producción de semillas 2006-2007 ................................................ 44


Curso de producción de semillas 2006-2007 ................................................ 45

Cultivo ................................................ 46

Ensayo de cultivo con semilla artificial ................................................ 48

Ensayo de cultivo en parcela con concha natural ................................................ 50

Problema de crecimiento de curil en cultivo ................................................ 52

Resultado de cultivo repoblado al fondo ................................................ 54

Fijación de su línea de ensayo ................................................ 55

Informaciones ................................................ 56

Curililla (Anadara similis) ................................................ 56

Pesca y comercialización de Anadara ................................................ 57

Rendimiento de carne ................................................ 59

Cultivo de Microalgas ................................................ 61

Medio F2 Guillard ................................................ 62

Procedimiento de cultivo de microalga ................................................ 62

Medio MSW ................................................ 64

Medio MAP6 ................................................ 66

Fertilizante agrícola ................................................ 68

Preparación de placa agar para aislamiento ................................................ 69

Aislamiento de microalga ................................................ 70

Aislamiento de microalga flagelada ................................................ 71

Responsables de estudio ................................................ 72

Agradecimientos ................................................ 74

Bibliografías ................................................ 75

Anexo

Casco de burro gigante y curil gigante (fotos) ................................................ 79


Prólogo En enero de 2001, el “Proyecto de Desarrollo de la Acuicultura en los Estuarios de El

Salvador” comenzó a través de la cooperación entre CENDEPESCA/MAG (Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura/Ministerio de Agricultura y Ganadería) y JICA (Japan International Cooperation Agency) en Puerto El Triunfo como fase-I de proyecto relacionado. Fase-I fue ejecutada durante 3 años y se obtuvieron muchos éxitos sobre estudios de la concha y la ostra en esta zona.

Después de fase-I, el proyecto nuevo “Proyecto para el Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en la República de El Salvador“ ha sido ejecutado como fase-II desde Enero de 2005 para desarrollar los pueblos pesqueros de la zona oriental del país a través de cultivo de las conchas (Anadara spp.) y otras especies. Para realizar esta idea, ciertas cantidades de semillas de las conchas fueron esenciales, por esta razón se estudió producción artificial de semillas de “Curil/Anadara tuberculosa” y “Casco de burro/Anadara grandis” en laboratorio húmedo ubicado en Pirraya, Isla San Sebastián/Bahía de Jiquilisco.

Aquí, compilamos última tecnología sobre producción artificial de los dos especies como

“GGuuííaa ppaarraa llaa pprroodduucccciióónn ddee AAnnaaddaarraa sspppp.. ((PPrroodduucccciióónn aarrttiiffiicciiaall ddee sseemmiillllaass,, ccuullttiivvoo iinntteerrmmeeddiioo yy ccuullttiivvoo ddee AAnnaaddaarraa ttuubbeerrccuulloossaa yy AA.. ggrraannddiiss)) 22000066--22000077”” eenn eessttee ppaaííss.. DDeesseeaarrííaammooss qquuee eessttee ddooccuummeennttoo rreessuullttee ppaarraa uunn eexxcceelleennttee rreessuullttaaddoo ddee pprrooppaaggaacciióónn ddee mmoolluussccooss ddee EEll SSaallvvaaddoorr yy ccoonnttrriibbuuyyee mmuucchhoo aall ddeessaarrrroolllloo ddee ppeessccaa aarrtteessaannaall ddee llaa ccoossttaa ssaallvvaaddoorreeññaa..

CCoommoo llaa tteeccnnoollooggííaa ssoobbrree eessttee tteemmaa mmeenncciioonnaaddoo ffuuee eessttaabblleecciiddoo ccoonn ppeerrssoonnaalleess yy eeqquuiippooss lliimmiittaaddooss,, yy nnoo ssee ppuueeddee ddeecciirr qquuee hheemmooss llooggrraaddoo 110000%%.. PPoorr lloo ttaannttoo,, lloo qquuee ssee ddeessaarrrroollllóó eenn nnuueessttrroo pprrooyyeeccttoo yy ssee pprreesseennttóó aaqquuíí ddeebbee mmooddiiffiiccaarrssee ppooccoo aa ppooccoo yy aaññoo aa aaññoo.. EEssppeerroo qquuee llooss eexxppeerrttooss ssaallvvaaddoorreeññooss eessttuuddiieenn mmááss pprrooffuunnddaammeennttee yy ppuubblliiqquueenn uunn mmaannuuaall ccoommpplleettoo ssoobbrree AAnnaaddaarraa sspppp.. iinncclluuyyeennddoo oottrraass eessppeecciieess ddee mmoolluussccooss eenn eell ffuuttuurroo..

FFiinnaallmmeennttee,, qquuiissiieerraa aaggrraaddeecceerrlleess mmuucchhííssiimmoo aa llooss ccoonnttrraappaarrtteess ssaallvvaaddoorreeññooss,, aa llooss

mmiieemmbbrrooss ddee ccaaddaa ccoommuunniiddaaddeess qquuee nnooss aappooyyaarroonn ssoobbrree ccuuaallqquuiieerr eennssaayyoo rreellaacciioonnaaddoo,, aa llooss mmiieemmbbrrooss ddee CCoommiittéé CCoonnssuullttiivvoo CCiieennttííffiiccoo NNaacciioonnaall ddee PPeessccaa yy AAccuuiiccuullttuurraa,, y aa ttooddaass llaass ppeerrssoonnaass rreellaacciioonnaaddaass ccoonn nnuueessttrroo pprrooyyeeccttoo..

EExxppeerrttoo llaarrggoo ppllaazzoo ddee JJIICCAA

SSoohheeii KKiinnoo


Zona de estudio

Lugar Funcionamiento

Puerto El Triunfo Oficina de CENDEPESCA Oficina de proyecto Ensayo de cultivo intermedio en balsa

Pirraya Laboratorio húmedo para producción artificial de Anadara spp. Puerto Ramírez Estación de monitoreo de madurez (curil)

Ensayo de cultivo intermedio dentro de manglar y en balsa (curil y casco de burro) Ensayo de cultivo dentro de manglar (curil)

El Jobal Estación de monitoreo de madurez (curil) Ensayo de cultivo dentro de manglar (curil)

El Tular Estación de monitoreo de madurez (casco de burro) Ensayo de cultivo (casco de burro)

La Venada Ensayo de cultivo (casco de burro) Isla de Mendez Ensayo de cultivo (curil y casco de burro) Los Mancornados Ensayo de cultivo (curil) San Hilario Ensayo de cultivo (curil)

Bahía de Jiquilisco

CENDEPESCAPuerto El Triunfo Puerto Ramírez

Pirraya El Tular

Isla de Mendez

San Hilario

Los Mancornados

La Venada

El Jobal


Especie de estudio Curil (Anadara tuberculosa)

Distribución: Océano Pacífico (desde México hasta Perú) Talla: Máxima 8 cm, común hasta 6 cm Hábitat y biología: Vive casi completamente enterrado en el fango, desde la zona intermareal hasta unos 5 metros de profundidad. Abundante en pantanos de manglares. (FAO/Pacífico Centro-Oriental, Bivalvos)

Banco principal de curil

Océano Pacífico

Unas 35 (de 33 a 37) costillas

Barra de Santiago

Estero de Jaltepeque

Golfo de Fonseca Bahía de Jiquilisco

Banco pequeño

El Salvador

Donde hay manglar


Casco de burro (Anadara grandis)

Distribución: Océano Pacífico (desde México hasta Perú) Talla: Máxima 14.5 cm, común hasta 12 cm Hábitat y biología: Vive en la zona intermareal y en aguas sublitorales poco profundas, especialmente sobre banco de arena o fondos fangosos de áreas de manglares. (FAO/Pacífico Centro-Oriental, Bivalvos)

Banco principal de casco de burro

Océano Pacífico


Golfo de Fonseca Bahía de Jiquilisco

El Salvador

Donde hay playa bajamar


Época de desove Curil (Anadara tuberculosa)

En la primera fase, se realizó quincenalmente la investigación sobre madurez de esta especie. Y se demostró que se observó alto porcentaje de individuos en máxima madurez de Mayo hasta Octubre, sin embargo, no se refiere a la época de desove.

En la segunda fase (este proyecto), se implementó una investigación más intensiva desde Junio 2006 hasta Julio 2007 muestreando una vez a la semana en 2 lugares de Bahía Jiquilisco; Puerto Ramírez (zona Este de la bahía) y El Jobal (zona Oeste de la bahía).

Análisis porcentual de los individuos en madurez sexual de Anadara tuberculosa en la

Bahía de Jiquilisco, Usulután (figura en Fase-1)

Criterio de madurez en Fase-1 Grados Descripción 0 Condición

indeterminada Los ejemplares indeterminados se consideran individuos desovados, no se observa madurez de la gónada.

1 - Se observa que el área de la gónada ocupa la mitad al área que ocupa el divertículo digestivo.

2 Madurez Se observa que el área de la gónada ocupa más de la mitad al área que ocupa el divertículo digestivo.

3 Máxima madurez

Se observa que el área gónada es igual o mayor al área que ocupa el divertículo digestivo.


Variación estacional de la temperatura y la salinidad del Estero El Nance y la Precipitación de la Bahía de Jiquilisco, Usulután (figura en Fase-1)

Casco de burro (Anadara grandis)

Como no se realizó una investigación de madurez sobre esta especie, se realizó el estudio en la segunda fase junto con la investigación semanal de A. tuberculosa.

En la segunda fase (este proyecto), se implementó una investigación más intensiva desde Junio 2006 hasta Julio 2007 muestreando una vez a la semana en El Tular.

La forma de investigación se aplica igualmente a la de curil.

Resultado de madurez de curil y casco de burro en Fase-2 Para ambos especies, se adoptó siguiente criterio en la determinación de madurez en fase-2. Y se muestran figuras de resultados sobre madurez de curil y casco de burro en las páginas 11-13. Criterio de madurez en Fase-2 Estadios Descripción 0 Indefinido Macroscópicamente no se observa el área gonadal. Ni se observan

gametos al microscopio. I Maduración

inicial Área de gónada delgada y difícil de diferenciar. Los gametos son pequeños en el caso de hembras y con poco o nulo movimiento en el caso de esperma.

II Maduración en desarrollo

Área de la gónada en formación se diferencia fácilmente el sexo; color anaranjado en el caso de las hembras y amarillo-crema en el caso de los machos. Espermatozoides con movimiento irregular y huevos periformes y núcleo poco visible.

III Máxima maduración

Área de gónada aumenta su grosor y a veces casi igual al área del sistema digestivo; color naranja brillante en el caso de las hembras y crema en machos. Espermatozoides con alta movilidad y óvulos redondeados con núcleo visible.

IV Desovado Área de gónada delgada transparente y pie flácido; se observa al microscopio pocos huevos maduros y poco espermatozoide activo.


Época de desove en 2006-2007 (Número 1-4 corresponde a número de cada figura) Curil de El Jobal (véase a la pagina 11) 1. La tasa promedio de aparición anual de cada sexo fue 15% en macho (máx. 35%), 68%

en hembra (máx. 90%) y 15% en indefinido (máx. 40%). Aparición de hembra mostró cuatro veces más que macho. Aparición de indefinido se observó más en Enero-Julio/2007 (especialmente Marzo-Mayo) que Junio-Diciembre/2006.

2. Estadio-III apareció casi todo el año, y se puede decir que pueden desovar en cualquier época. Sin embargo, la tendencia de aparición de estadio-III en Junio-Diciembre/2006 fue más alta que la en Enero-Julio/2007.

3. Al ver la proporción de estadio-III del todo, el de Junio-Diciembre/2006 indicó macho 4% (máx. 15%) y hembra 51% (máx. 75%), y el de Enero-Julio/2007 mostró macho 2% (máx. 10%) y hembra 33% (máx. 60%). La madurez fue claramente alta en primer período (Junio-Diciembre/2006). Los individuos mayoritarios que mostraron estadio-III fueron hembra y tasa de aparición del macho fue poco.

4. El cambio anual de área de gónada (proporción de ancho gonadal contra ancho total del corte) mostró casi misma tendencia de cambio que la de aparición de estadio-III mencionado anteriormente. Su proporción de ancho gonadal excedió a veces 35% en Junio-Diciembre/2006, sin embargo, se indicó siempre menos que 35% en Enero-Julio/2007.

Curil de Puerto Ramírez (véase a la pagina 12) 1. La tasa promedio de aparición anual de cada sexo fue 14% en macho (máx. 40%), 65%

en hembra (máx. 95%) y 21% en indefinido (máx. 55%). Aparición de hembra mostró cuatro veces más que macho. Aparición de indefinido se observó más en Enero-Julio/2007 (especialmente Abril-Junio) que Junio-Diciembre/2006.

2. Como El Jobal, estadio-III apareció casi todo el año, se puede decir que pueden desovar en cualquier época. Sin embargo, la tendencia de aparición de estadio-III en Junio-Diciembre/2006 fue más alta que la en Enero-Julio/2007.

3. La proporción de estadio-III del todo es un poco más baja que la de El Jobal pero su tendencia de cambio es parecido. Proporción de estadio-III en Junio-Diciembre/2006 fue 3% (máx.10%) en macho y 39% (máx. 90%) en hembra, y la en Enero-Julio/2007 fue1% (máx.10%) en macho y 26% (máx. 55%) en hembra. Igualmente, los individuos mayoritarios que mostraron estadio-III fueron hembra y tasa de aparición del macho fue poco como en El Jobal.

4. Tiene misma tendencia que El Jobal. El cambio anual de área de gónada (proporción de ancho gonadal contra ancho total del corte) mostró casi misma tendencia de cambio que la de aparición de estadio-III mencionado arriba. Su proporción de ancho gonadal excedió a veces 35% en Junio-Diciembre/2006, sin embargo, se indicó siempre menos que 35% en Enero-Julio/2007.


Casco de burro de El Tular (véase a la pagina 13) 1. La tasa promedio de aparición anual de cada sexo fue 41% en macho (máx. 70%), 49%

en hembra (máx. 70%) y 10% en indefinido (máx. 40%). Los dos macho y hembra mostraron casi misma proporción durante el año.

2. Estadio-III apareció casi todo el año, y se puede decir que pueden desovar en cualquier época. Sin embargo, se observó alguna época que apareció poco estadio-III por ejemplo Junio y Octubre.

3. Al ver la proporción de estadio-III del todo, el de Junio-Septiembre/2006 indicó macho 11% (máx. 30%) y hembra 26% (máx. 60%), y el de Octubre/2007-Junio/2007 mostró macho 15% (máx. 30%) y hembra 13% (máx. 30%). En lo que se encuentra diferencia comparando con curil es que aparecieron muchos machos de estadio-III (un poco menos que hembra).

4. Su ancho gonadal tenia menos área que curil y exceso de 35% se observó solo 2 veces en Abril-Mayo/2007. Su proporción de ancho gonadal excedió a veces 25% en Junio-Septiembre/2006, Febrero-Mayo/2007 y Julio/2007. El cambio anual de espesor de gónada (proporción de ancho gonadal contra ancho total del corte) mostró casi misma tendencia de cambio que la de aparición de estadio-III en Junio-Septiembre/2006 y Julio/2007, sin embargo, no coincidió en Febrero-Mayo/2007.

Conclusión sobre época de desove de Anadara en Bahía de Jiquilisco Curil: Junio-Diciembre

Se encuentran todo el año individuos maduros que pueden desovar, sin embargo, se considera que la época principal de desove es en el período de Junio-Diciembre. Es decir, hay mucha posibilidad de desovar en la época de lluvia y principio de la época seca. Lo que se ha obtenido huevos por inducción artificial en laboratorio húmedo en Marzo, Junio, Octubre y Noviembre/2006, y Julio/2007 apoya este conclusión.

Casco de burro: Febrero-Septiembre Se encuentran todo el año individuos maduros que puede desovar como curil, sin embargo, se considera que la época principal de desove es en el período de Junio-Septiembre (en la época de lluvia). Y también hay mucha posibilidad de desovar en el período de Febrero-Mayo. Lo que se ha obtenido huevos por inducción artificial en laboratorio húmedo en Febrero y Mayo/2006, y Julio/2007 apoya este conclusión. Los adultos que se obtuvieron en La Unión (Golfo de Fonseca) desovaron a través de inducción artificial en laboratorio húmedo en Febrero/2007.

Duración de madurez: ambas especies mostraron máximo madurez durante poco tiempo, es decir, al madurarse desovan en corto tiempo (una semana). Por lo tanto, se puede decir que un grupo maduro que está listo a desovar ya estará desovado en próxima semana.


Madurez de Curil (Anadara tuberculosa) en El Jobal

0%

20%

40%

60%

80%

100%

15-Jun

23-Jun

*29-Jun

6-Jul

13-Jul

19-Jul

26-Jul

*1-Aug

10-Aug

16-Aug

23-Aug

30-Aug

6-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

3-Oct

12-Oct

18-Oct

25-Oct

*1-Nov

9-Nov

16-Nov

23-Nov

1-Dec

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

*9-Jan

*16-Jan

24-Jan

1-Feb

7-Feb

15-Feb

21-Feb

28-Feb

8-Mar

14-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

25-Apr

2-May

9-May

17-May

24-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

Macho Hembra Indefinido

2006 2007

1. Cambio anual de proporción sexual (macho, hembra e indefinido)

0%

20%

40%

60%

80%

100%

15-Jun

23-Jun

*29-Jun

6-Jul

13-Jul

19-Jul

26-Jul

*1-Aug

10-Aug

16-Aug

23-Aug

30-Aug

6-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

3-Oct

12-Oct

18-Oct

25-Oct

*1-Nov

9-Nov

16-Nov

23-Nov

1-Dec

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

*9-Jan

*16-Jan

24-Jan

1-Feb

7-Feb

15-Feb

21-Feb

28-Feb

8-Mar

14-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

25-Apr

2-May

9-May

17-May

24-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

0 I II III IV

2006 2007

2. Cambio anual de estadios en la gónada (véase a la tabla de criterio de madurez)

0%

30%

60%

90%

15-Jun

23-Jun

*29-Jun

6-Jul

13-Jul

19-Jul

26-Jul

*1-Aug

10-Aug

16-Aug

23-Aug

30-Aug

6-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

3-Oct

12-Oct

18-Oct

25-Oct

*1-Nov

9-Nov

16-Nov

23-Nov

1-Dec

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

*9-Jan

*16-Jan

24-Jan

1-Feb

7-Feb

15-Feb

21-Feb

28-Feb

8-Mar

14-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

25-Apr

2-May

9-May

17-May

24-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

Macho Hembra

2006 2007

50%

3. Cambio anual de proporción de estadio-III (macho y hembra)

0%

20%

40%

60%

15-Jun

23-Jun

*29-Jun

6-Jul

13-Jul

19-Jul

26-Jul

*1-Aug

10-Aug

16-Aug

23-Aug

30-Aug

6-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

3-Oct

12-Oct

18-Oct

25-Oct

*1-Nov

9-Nov

16-Nov

23-Nov

1-Dec

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

*9-Jan

*16-Jan

24-Jan

1-Feb

7-Feb

15-Feb

21-Feb

28-Feb

8-Mar

14-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

25-Apr

2-May

9-May

17-May

24-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

2006 2007

35%

4. Cambio anual de proporción promedio del ancho gonadal (%) Fecha con asterisco*: no hay dato.


Madurez de Curil (Anadara tuberculosa) en Puerto Ramírez

0%

20%

40%

60%

80%

100%16-Jun

22-Jun

29-Jun

7-Jul

14-Jul

19-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

17-Aug

23-Aug

1-Sep

7-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

4-Oct

12-Oct

17-Oct

26-Oct

31-Oct

8-Nov

15-Nov

23-Nov

30-Nov

7-Dec

14-Dec

20-Dec

*27-Dec

*3-Jan

10-Jan

17-Jan

25-Jan

1-Feb

8-Feb

15-Feb

22-Feb

2-Mar

6-Mar

16-Mar

22-Mar

30-Mar

*5-Apr

12-Apr

21-Apr

25-Apr

4-May

8-May

15-May

25-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

18-Jul

25-Jul


2006 2007


0%

20%

40%

60%

80%

100%

16-Jun

22-Jun

29-Jun

7-Jul

14-Jul

19-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

17-Aug

23-Aug

1-Sep

7-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

4-Oct

12-Oct

17-Oct

26-Oct

31-Oct

8-Nov

15-Nov

23-Nov

30-Nov

7-Dec

14-Dec

20-Dec

*27-Dec

*3-Jan

10-Jan

17-Jan

25-Jan

1-Feb

8-Feb

15-Feb

22-Feb

2-Mar

6-Mar

16-Mar

22-Mar

30-Mar

*5-Apr

12-Apr

21-Apr

25-Apr

4-May

8-May

15-May

25-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

18-Jul

25-Jul

0 I II III IV

2006 2007


0%

30%

60%

90%

16-Jun

22-Jun

29-Jun

7-Jul

14-Jul

19-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

17-Aug

23-Aug

1-Sep

7-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

4-Oct

12-Oct

17-Oct

26-Oct

31-Oct

8-Nov

15-Nov

23-Nov

30-Nov

7-Dec

14-Dec

20-Dec

*27-Dec

*3-Jan

10-Jan

17-Jan

25-Jan

1-Feb

8-Feb

15-Feb

22-Feb

2-Mar

6-Mar

16-Mar

22-Mar

30-Mar

*5-Apr

12-Apr

21-Apr

25-Apr

4-May

8-May

15-May

25-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

18-Jul

25-Jul

Macho Hembra

2006 2007

50%

3. Cambio anual de proporción de estadio-III (macho y hembra)

0%

20%

40%

60%

16-Jun

22-Jun

29-Jun

7-Jul

14-Jul

19-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

17-Aug

23-Aug

1-Sep

7-Sep

13-Sep

20-Sep

27-Sep

4-Oct

12-Oct

17-Oct

26-Oct

31-Oct

8-Nov

15-Nov

23-Nov

30-Nov

7-Dec

14-Dec

20-Dec

*27-Dec

*3-Jan

10-Jan

17-Jan

25-Jan

1-Feb

8-Feb

15-Feb

22-Feb

2-Mar

6-Mar

16-Mar

22-Mar

30-Mar

*5-Apr

12-Apr

21-Apr

25-Apr

4-May

8-May

15-May

25-May

1-Jun

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

18-Jul

25-Jul

2006 2007

35%

4. Cambio anual de proporción promedio del ancho gonadal (%)

Fecha con asterisco*: no hay dato.


Madurez de Casco de burro (Anadara grandis) en El Tular

0%

20%

40%

60%

80%

100%

15-Jun

22-Jun

29-Jun

6-Jul

13-Jul

20-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

18-Aug

25-Aug

31-Aug

7-Sep

12-Sep

21-Sep

26-Sep

5-Oct

11-Oct

18-Oct

25-Oct

31-Oct

7-Nov

16-Nov

23-Nov

29-Nov

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

9-Jan

16-Jan

26-Jan

2-Feb

7-Feb

14-Feb

21-Feb

28-Feb

9-Mar

13-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

26-Apr

4-May

9-May

16-May

23-May

30-May

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

19-Jul

25-Jul


2006 2007


0%

20%

40%

60%

80%

100%

15-Jun

22-Jun

29-Jun

6-Jul

13-Jul

20-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

18-Aug

25-Aug

31-Aug

7-Sep

12-Sep

21-Sep

26-Sep

5-Oct

11-Oct

18-Oct

25-Oct

31-Oct

7-Nov

16-Nov

23-Nov

29-Nov

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

9-Jan

16-Jan

26-Jan

2-Feb

7-Feb

14-Feb

21-Feb

28-Feb

9-Mar

13-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

26-Apr

4-May

9-May

16-May

23-May

30-May

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

19-Jul

25-Jul

0 I II III IV

2006 2007


0%

20%

40%

60%

80%

15-Jun

22-Jun

29-Jun

6-Jul

13-Jul

20-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

18-Aug

25-Aug

31-Aug

7-Sep

12-Sep

21-Sep

26-Sep

5-Oct

11-Oct

18-Oct

25-Oct

31-Oct

7-Nov

16-Nov

23-Nov

29-Nov

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

9-Jan

16-Jan

26-Jan

2-Feb

7-Feb

14-Feb

21-Feb

28-Feb

9-Mar

13-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

26-Apr

4-May

9-May

16-May

23-May

30-May

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

19-Jul

25-Jul

Macho Hembra

50%

2006 2007 3. Cambio anual de proporción de estadio-III (macho y hembra)

0%

10%

20%

30%

40%

15-Jun

22-Jun

29-Jun

6-Jul

13-Jul

20-Jul

27-Jul

*1-Aug

9-Aug

18-Aug

25-Aug

31-Aug

7-Sep

12-Sep

21-Sep

26-Sep

5-Oct

11-Oct

18-Oct

25-Oct

31-Oct

7-Nov

16-Nov

23-Nov

29-Nov

6-Dec

13-Dec

19-Dec

*26-Dec

*2-Jan

9-Jan

16-Jan

26-Jan

2-Feb

7-Feb

14-Feb

21-Feb

28-Feb

9-Mar

13-Mar

21-Mar

28-Mar

*4-Apr

13-Apr

18-Apr

26-Apr

4-May

9-May

16-May

23-May

30-May

6-Jun

14-Jun

20-Jun

27-Jun

6-Jul

12-Jul

19-Jul

25-Jul

2006 2007

25%

4. Cambio anual de proporción promedio del área gonadal (%)

Fecha con asterisco*: no hay dato.


Oceanografía y precipitación en Puerto El Triunfo 2006-2007

0

10

20

30

40

Ago Sep Oct Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago

Temperatura (ºC) y salinidad (ups)

0

150

300

450

600

Precipitación (mm)

2006 2007

Salinidad

Temperatura

Cambio anual de temperatura y salinidad de agua de mar (superficie), y precipitación

en Puerto El Triunfo (2006-2007)

Se observó casi misma tendencia en cambio anual de temperatura y salinidad que el de año 2001-2002 (fase-1)

La temperatura de agua de mar fluctuó muy poco durante el año, su promedio fue 30.5ºC (±1.3ºC).

No se marcó precipitación entre Diciembre 2006 y Abril 2007. La salinidad tampoco fluctuó mucho durante el año, y su promedio fue 32.1ups

(±3.1ups). La salinidad subió gradualmente de Enero hacia Abril en la época seca, y después se

bajo desde comienzo de la época de lluvia en Mayo.

Termo-salinómetro eléctrico HORIBA W-22XD

Densímetro simple Pluviómetro


Tratamiento de muestras Medir longitud, altura, grosor de la concha y pesar peso total (véase a “Método de biometría” en la página 18).

Raspar un poco la punta (flecha: borde posterior) de concha utilizando suelo burdo de concreto o algo semejante como la foto mostrada. Preparar un cuchillo que no tiene filo para que no haga daño a la mano o el dedo.

Insertar el cuchillo y cortar el músculo aductor posterior. Usar cuchillo con mucho cuidado para que no haga daño a la parte de gónada. Abrir la concha un poco y cortar el músculo aductor anterior a lo largo de la concha interior.

Despegar la carne completamente de la valva de un lado.


Despegar la carne de otra valva a lo largo de concha interior, y separar la carne de la concha. Pesar la concha y carne separadamente. Cortar el músculo a lo largo de la línea en la foto con bisturí para medir y observar la gónada.

casco de burro

macho hembra

curil

macho hembra

hermafrodita

Medir el ancho total y ancho gónada de ambos lados (véase a “Método de biometría” en la página 18). (nota) Ancho total se tiene que medir solo gónada y víscera excluyendo músculo. Ancho gónada se tiene que medir donde más gruesa. Tomar muestra de gónada a la placa con agua de mar utilizando una aguja.

Observarlo con microscopio y clasificar el estadio de cada muestra (véase a la tabla “Criterio de madurez en Fase-2” en la pagina 8).

estadio-III

partetesticular

parteovárica

parte ovárica


Acondicionamiento de adulto (control de madurez por probar) Como se menciona anteriormente, Anadara no siempre está maduro dentro de la época

principal de desove y se puede decir que inducción está confiada a la suerte. Se pensó una necesidad de mejoramiento de estado gonadal, y se experimentó

acondicionamiento de adultos dejándolos donde siempre hay alimento. Entonces se consiguieron 400 adultos de curil de El Jobal y se colgaron en balsa de

Puerto El Triunfo utilizando linterna. Se compararon curil natural de El Jobal y curil

acondicionado en balsa cada semana observando sus cambios de gónada.

Metodología es igual que se mencionó anteriormente en la investigación de madurez.

Se empezó este ensayo de 20 de Junio 2007 y se siguió durante 3 meses.

Ancho gonadal

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

*1-Aug

8-Aug

16-Aug

21-Aug

30-Aug

5-Sep

12-Sep

19-Sep

Natural

Acondicionamiento

2007

Estadio III en Acondicionamiento

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

*1-Aug

8-Aug

16-Aug

21-Aug

30-Aug

5-Sep

12-Sep

19-Sep

Hembra

Macho

2007

Estadio III en natural

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

20-Jun

27-Jun

5-Jul

11-Jul

18-Jul

25-Jul

*1-Aug

8-Aug

16-Aug

21-Aug

30-Aug

5-Sep

12-Sep

19-Sep

Hembra

Macho

2007

Desde segunda semana, el ancho gonadal de curil acondicionado fue siempre superior que el de curil natural durante el período de ensayo.

El promedio de aparición de estadio-III fue 43% en acondicionado y 32% en natural.

La cosa notable es que aparición de estadio-III de macho en acondicionado (8%) fue superior que la en natural (2%).

Es gran ventaja para producción artificial porque siempre estaba bajo la aparición de macho maduro con curil natural.

El resultado sugirió que se puede madurar los curiles en el tanque de cría de laboratorio

dando suficientemente alimento en poco tiempo. Es decir, se puede controlar el desove de curil en laboratorio. Esta vez se investigó en la época de lluvia (época principal de desove) y es necesario

probar en la época seca también para controlar los adultos en laboratorio todo el año. Es necesario investigar sobre casco de burro también. Esta tecnología es muy útil para

casco de burro que se encuentra dificultad en inducción de desove y se ha disminuido su recurso natural.

Método de biometría (curil)

No. Longitud Altura Grosor Peso total Peso concha Peso carne Ancho total Ancho gónada Coloración Sexo Estadio Observaciones

1 52.3 36.4 28.3 37.6 22.3 7.3 8.5 2.1 + 0 P B A Am H I M 0 I II III IV Huevos en pera, transparente

2 50.5 33.5 28.4 33.5 23.4 4.8 8.0 1.1 + 0.9 P B A Am H I M 0 I II III IV Poco movimiento

+

20 53.8 38.4 31.0 42.6 20.1 8.2 11.6 4.4 + 2.3 P B A Am H I M 0 I II III IV Huevos desechos

prom.

sd

Especie: Anadara tuberculosa Lugar: Puerto Ramírez Fecha: 12 de Octubre de 2006

Encargado: Salvador y Marlene

P: Puntos negros B: Beige A: Anaranjado Am: Amarilla

H: Hembra I: Indefinido M: macho

0: Indefinido I: Maduración Inicial II: Maduración en desarrollo III: Máxima maduración IV: Desovado

Longitud Grosor

Altu

ra

Ancho total

* * *+* Ancho gónada

Método de biometría (casco de burro)

No. Longitud Altura Grosor Peso total Peso concha Peso carne Ancho total Ancho gónada Coloración Sexo Estadio Observaciones

1 59.1 49.0 43.2 99.1 79.1 11.4 13.8 1.1 + 0.6 P B A Am H I M 0 I II III IV Huevos redondo y

transparente y algunos desechos

2 60.5 54.9 50.7 129.7 105.7 15.3 18.8 0 + 0 P B A Am H I M 0 I II III IV

+

20 60.7 50.2 31.0 110.9 85.9 14.3 15.2 1.8 + 0 P B A Am H I M 0 I II III IV Movimiento lento

prom.

sd

Especie: Anadara grandis Lugar: El Tular Fecha: 18 de Octubre de 2006

Encargado: Saúl e Iris

P: Puntos negros B: Beige A: Anaranjado Am: Amarilla

H: Hembra I: Indefinido M: macho

0: Indefinido I: Maduración Inicial II: Maduración en desarrollo III: Máxima maduración IV: Desovado

Longitud Grosor

Altu

ra

Ancho total

*

*

*+* Ancho gónada


Producción artificial de semilla de curil y casco de burro Curil y casco de burro tienen similar procedimiento en producción artificial de semilla, por lo tanto de aquí adelante se escribe la forma común. Procedimiento de inducción a semillicultura

Obtención de los adultos

Medición de la concha y la carne………………………………………...……páginas 18-19 Estudio de madurez………………………………………………………...………página 16 Si hay posibilidad de coleccionar huevos y esperma (normalmente más de 50% de estadio-III) Inducción……………………………………………………………………..……página 22

Separación de individuos reaccionados y colección de huevos y esperma Fertilización…………………………………………………………………..……página 23

Eclosión y colección de las lavas-D Larvicultura Cambio del agua Alimentación…………………………………………………………………….…página 27 Tratamiento de larvas (en caso de cambio del tanque) Preparación de los tanques para asentamiento Colección de las larvas con ojos Transferencia al tanque de asentamiento Semillicultura (hasta >2mm aproximadamente) Cultivo intermedio (hasta 20mm aproximadamente) .………………………….… página 36 Cultivo (hasta tamaño comercial) …………………………………………...…… página 46

Cultivo de microalga (páginas 61-71)

Fuera de laboratorio


Inducción de desove Imagen del sistema de inducción

aire33℃

termostato

1kwcalentador

aguasalada

sifon

tapa de estinero espumoso

salida del aguaadlutos

tubo fluorecente

linterna

broche

Tanque1000L

1000ml beaker

peso

Imagen del pretratamiento de inducción (enfriamiento)

chiller

bomba de agua

25℃

termostato

adultos encanasto omalla plastica

aire

100L tanqueagua salada

agua dulce

agua dulce

Procedimiento de inducción (1) Obtención de adultos de curil y casco de burro

(2) Estímulo de seco (unos días) (2’) Enfriamiento (25ºC, unos días)

(3) Inducción (33ºC, 5 horas) Seco hasta día próximo (4) Colección de huevos y espermatozoides (5) Fertilización

Repetir hasta que haya desove (3-4 días) Si no hay reacción durante 2 horas, a veces se vacía

el agua salada y se dejan los adultos en seco durante unos minutos y se agrega el agua salada de nuevo.


Se emplea misma metodología para 2 especies. Aquí se muestra con las fotos de curil

Sistema de inducción 2 lámparas fluorescentes de 40W Preparación de beaker para huevos y

espermatozoides (500-1000ml) Separador de tubo de PVC para unos

grupos de adultos (por lugar y fecha) Linterna de batería Sillas para observadores

Inducción Agregar agua salada caliente a 33ºC. Observar su desove bajo luz de

fluorescente, o bien, con linterna sin fluorescente, y sin darles vibración innecesaria a los adultos lo más posible.

Medir temperatura del agua cada 15 minutos.

Si no hay reacción durante 2 horas, a veces se vacía el agua salada y se dejan los adultos en seco durante unos minutos y se agrega el agua salada de nuevo.

esperma

Desove Cuando se observa el desove, se traslada el

individuo desovando a un beaker uno de cada uno utilizando misma agua calentada que está pasando al tanque de inducción.

El individuo sigue desovando dentro de beaker.

Coleccionar separadamente los huevos y el esperma.

Cuando se encuentra el desove de solo macho, el esperma diluido con agua salada se puede usar como estimulante para que desove la hembra.

Se agrega esperma con pipeta encima de adultos que están en el tanque de inducción.


fertilización

Fertilización Colocar los huevos al tanque de 30L (agua

salada: 10L) y agregar esperma con pipeta. Luego mezclar bien.

El espermatozoide tiene actividad 2 horas después de expulsión, sin embargo, hay que usar esperma recién expulsado (dentro de 1 hora) para evitar baja tasa de fertilización.

Chequear la actividad del espermatozoide sin falta antes de fertilización.

La concentración de la esperma de la foto abajo es aproximadamente 3x106/ml. Se dice que es recomendable que no se agregue más que 100 espermatozoides por 1 huevo (no agregar mucho esperma).

Como no se ve claramente la membrana de fertilización, hay que juzgar con emisión de cuerpo polar si está fertilizado o no.

Observar los huevos precipitados al fondo del tanque con una linterna para desechar solo agua. Huevos flotando no son buena calidad.

Decantación o tamiz de huevos fertilizados Cuando se confirma la fertilización

(aparición de cuerpo polar), hay que lavar huevos (sacar los espermatozoides sobrados).

Hay 2 formas de lavar, decantación y tamiz.

Decantación se realiza de 3-4 veces de lavado cambiando agua salada limpia después de que se precipitan los huevos.

Tamiz se realiza con malla de 30-35 micras sifoneando y pasando agua salada limpia.

Desove de hembra

Desove de hembra Desove de macho

esperma

huevos

cuerpo polar

esperma 3x106/ml

60µm diámetro


Otra forma de inducción (por probar) en casco de burro Cuando marea está baja, la temperatura del

agua salada donde vive casco de burro alcanza hasta 40ºC con la luz directa del sol. Y cuando comienza a subir marea, la temperatura del agua baja hasta 30ºC

A través de este fenómeno, se probó una forma de inducción como la siguiente:

1. Colocar los adultos individualmente en un beaker.

2. Dejar los beaker en el agua salada de 40ºC, y calentarlos durante 2 horas con aireación.

3. Después, enfriarlos con agua salada pasada U.V. de 28-30ºC (temperatura ambiente del agua).

4. Y observar el desove. Cuando la temperatura tenía 40ºC, nunca

desovaron los adultos. Desovaron 2 machos después de 1.5-2

horas de enfriamiento, mientras ningún adulto desovó con inducción en método normal.

Imagen de inducción en 40ºC aire aire

calentador

aire con tubo de vidrio

Beaker 1000ml

Ejemplo 1 10:00 40.0ºC 11:45 41.5ºC 12:00 41.5ºC 12:30 29.5ºC 13:00 29.0ºC 13:30 28.0ºC 14:00 27.5ºC 15:30 27.5ºC

Ejemplo 2 10:00 37.0ºC 10:30 38.5ºC 11:00 39.8ºC 12:00 40.0ºC 12:30 31.0ºC 13:30 29.5ºC 13:40 29.5ºC 14:30 28.0ºC

Macho desovado

21.Dic.2006, adultos de La Unión

→ Enfriamiento con agua natural pasada U.V.

→ Un macho desovó, la actividad de los espermatozoides fue buena.

→ Enfriamiento con agua natural pasada U.V.

→ Un macho desovó, la actividad de los espermatozoides fue buena.

40ºC/2 horas 28-30ºC/más de 2 horas


Cría de larvas De eclosión a larva-D A: Huevos fertilizados → Mórulas (o Trocóforas) → tanque de larvicultura

Colocar los huevos fertilizados (máx. 50 huevos/ml) al tanque de 100L sin aireación. Los huevos fertilizados están en el fondo de tanque. Después de 4-5 horas, mórula (o trocófora/más horas) empieza a nadar y se juntan a la

superficie. Coleccionar suavemente las mórulas (o trocóforas) al otro tanque con sifón. Contar el número de mórulas y calcular la densidad en el tanque de larvicultura. Trasladar las mórulas (o trocóforas) al tanque de larvicultura (máximo 5

individuos/ml). B: Huevos fertilizados → Larva-D → tanque de larvicultura

Colocar los huevos fertilizados (máx. 50 huevos/ml) al tanque de 100L con aireación. Agregar microalga (6,000 células/ml) para alimento de larva-D. Después de 1 día, se encuentran larvas-D nadando. Coleccionar suavemente las larvas-D al tamiz de 30-35 micras. Lavar las larvas-D con agua tratada U.V. con mucho cuidado. Trasladar las larvas-D al tanque de larvicultura (máximo 5 individuos/ml).

Sistema de larvicultura

100L

Huevos fertilizados

4-5 horas después

3 tipos de tanque de larvicultura

Mórulas

30L

sifón

Mórulas

100L

Huevos fertilizados

Larva-D

Tamiz de30-35 micras

sifón1 día

después

100L

200L aire aire

aire aire aire 700L

Movimiento del agua

A

B aire

Agregar T-Iso 5,000 cell/ml

Larva-D


De larva-D a pediveliger

Medir temperatura de agua de cría, observar el estado de las larvas diariamente. Dar alimento una vez al día (ver tabla de alimentación). Averiguar sobrevivencia de las larvas y medir el tamaño (longitud) diariamente. Observar bien el estado de las larvas, estado del fondo y el agua (suciedad, protozoo,

etc.). Cambiar el agua de cría (1/2 cantidad total) cada 2 días o más (depende de estado del

agua) con malla de 35-75 micras dependiendo del tamaño de larva. Se usa el agua pasada U.V. durante larvicultura.

Cuando se observa alguna anomalía con las larvas (ej.: no están nadando), hay que tomar medidas. Es recomendable cambiar agua y tanque de cría tamizando todas las larvas con malla de 35-75 micras. Mantener intensidad de iluminación lo más baja posible (<5 lux) para que larvas no se hunden. Cambio del agua de cría

700L Sistema de aireación: elevación de agua por aireación

100L (izquierda)

200L (derecha) y base placa de PVC en fondo

Filtro sifón con malla 35-75 micras

Tamiza de malla 35-75 micras con sifón

UltraVioleta

Filtro1 micra

Echar el agua a lo largo de pared de tanque

Tamiz con flotante Peso

Malla

Tubo plastico


Alimentación Principalmente se utilizan 3 especies de microalga: Nannochloropsis oculata,

Isochrysis galbana /Tahití (T-Iso) y Chaetoceros gracilis. Régimen de alimentación (células/ml de agua de cría)

Especie 1-4 días 5-7 días 8-10 días 11-13 días 14-16 días 17- finalNanno. 16,000 32,000 64,000 112,000 160,000 208,000

Ejemplo 1

T-Iso. 3,000 6,000 12,000 21,000 30,000 39,000

Especie 1-4 días 5-7 días 8-10 días 11-13 días 14-16 días 17- finalT-Iso. 1,000 2,000 4,000 7,000 10,000 13,000Nanno. 8,000 16,000 32,000 56,000 80,000 104,000

Ejemplo 2

Chaeto. 4,000 8,000 16,000 28,000 40,000 52,000

Especie 1-4 días 5-7 días 8-10 días 11-14 días 15-final T-Iso. 6,000 20,000 60,000 80,000 100,000

Ejemplo 3

Chaeto. - 20,000 30,000 50,000 60,000

Se puede usar los tres regímenes dependiendo del estado de cultivo de microalga. Últimamente se usa el régimen de ejemplo 3. Regular la densidad de microalga dependiendo de su consumo por larvas.

Crecimiento larvario de curil y casco de burro Curil

Normalmente larva de curil crece hasta 220µm con ojo en 10-14 días (aproximadamente 28ºC).

Crecimiento cambia dependiendo la densidad larval de cría, más rápida fue 8 días (1 larva/ml) y más lenta fue 22 días (5 larvas/ml).

Se encuentra larva con ojo desde 200µm. Casco de burro

Igualmente, larva de casco de burro crece hasta 220µm con ojo en 11-14 días (aproximadamente 28ºC).

Se encuentra larva con ojo desde 200µm.


0

100

200

300

0 5 10 15 20 25 30

Días de cría

Longitud (μm)

Crecimiento larvario de A. tuberculosa (curil)

0

100

200

300

400

0 5 10 15 20

Días de cría

Longitud (μm)

Crecimiento larvario de A. grandis (casco de burro) Asentamiento o fijación de larva

Según los ensayos de larvicultura (fase-2) y colección semilla natural (fase-1), Anadara spp. no tiene comportamiento de fijarse al colector suspendido sino asentamiento al fondo, sin embargo, todavía no se sabe claramente que si se asientan o se fijan. Aquí se muestran algunos métodos e informaciones de fijación y asentamiento de semillas de las 2 especies como resultado hasta 2007.

con ojo (>220µm)

con ojo (>220µm)


Larvas con ojo están listo para fijarse o asentarse.

Su tamaño es más de 220 micras (a veces más de 200 micras) en curil y casco de burro.

Preparación de colector Se probaron 7 tipos de colectores:

A: Listón (se usa para concha japonesa, Scapharca broghtonii)

B: Valva de ostra de piedra (cocido) C: Valva de curil C’: Valva de casco de burro D: Malla de sombra E: Tubo de PVC F: Fibra de coco (cocido) G: Tubo de vidrio H: Sin colector

ojo

B

C D

D

E

A F

AH G

C’


Experimento para fijación y asentamiento Efectividad de colector suspendido y fondo con arena para curil

Se prepararon 6 peceras de 30 litros (cantidad de agua de mar: 25 litros) para hacer ensayo de fijación con colector suspendido y arena (diámetro 200-300 µm).

En pecera 1 y 1’ no se colocó ningún colector suspendido ni arena en fondo. En pecera 2 y 2’ se colocaron colector suspendido de listón (A) y arena en fondo. En pecera 3 y 3’ se colocaron colector suspendido de malla de sombra (D) y arena en

fondo. 64,000 larvas con ojo se colocaron en cada pecera.

0

1000

2000

3000

4000

1 1' 2 2' 3 3'

Pecera de 30 litros

Individuos de semilla

Malla de sombra fondo de arena

listón fondo de pecera

Fijación y asentamiento de curil por tipo de colector y tipo de fondo

La figura muestra las cantidades de semillas fijadas al colector y las asentadas al fondo. Comparando con fondo de pecera y de arena, las larvas asentaron al fondo de arena 3.7

veces más que fondo de pecera. Y se mostró la efectividad de existencia de arena en fondo.

Por otra parte, comparando con colector de listón y el de malla de sombra, promedio de número de fijación fue 2,393 individuos y 2,510 individuos, respectivamente, y no se observó diferencia entre ellos.

El tamaño de semilla fue 2.2-2.9mm en longitud. En pecera 3’ se encontró más semillas de los 6, sin embargo su sobrevivencia no fue

más que 20.7% en total (colector y fondo). Se considera que se murió 80% de semilla sin poder metamorfosearse.

Número de fijación por material de colector para curil y casco de burro Se prepararon 4 tanques de 100 litros (cantidad de agua de mar: 100 litros) para

averiguar la preferencia de tipo de colector para curil (3 tanques) y casco de burro (1 tanque).

230,000-370,000 larvas con ojo de curil y 192,00 larvas de casco de burro se colocaron


a cada tanque. Al mismo tiempo, colector de malla de sombra (D), valva de curil o casco de burro (C)

y tubo cortado de PVC de 2 pulgadas (E) se colocaron a cada tanque. La superficie de cada tipo de colector se calculó de la siguiente forma:

Malla de sombra 100 cm2 (10cm x 10cm x 2 lados) Valva de curil 45 cm2 (longitud 5cm x altura 4.5cm x 2 lados): para curil Valva de casco de burro 91 cm2 (longitud 7cm x altura 6.5cm x 2 lados): para casco de burro

Tubo de PVC 130 cm2 (lago 7cm x semicírculo 9.4cm x 2 lados)

0

1

2

3

4

Malla de sombra Valva de concha PVC

Tipo de colector

Individuos de semilla por cm2

Curil (promedio)

Casco de burro

Número de fijación de curil y casco de burro al colector por superficie

Curiles se fijaban debajo de colector más que encima, mientras casco de burro se fijaban encima y debajo sin tener diferencia.

Curil prefirió más en concha de adulto que malla de sombra (diferencia de 2 veces). Se fijó a la concha máximo 4.18 individuos/cm2.

Preferencia de casco de burro contra malla de sombra y su concha fue casi igual. Preferencia de ambas especies contra PVC fue baja.

Efectividad de envejecimiento de colector y existencia de adulto para curil Se usaron 2 tipos de colectores suspendidos: malla de sombra negra (D), tubo cortado

de PVC blanco de 2 pulgadas (E). Un grupo de colectores (D, E) está envejecido colocándolos en el agua de mar durante

3 días en un tanque de 100 litros con aireación y otro grupo de colectores no está envejecido.

Se prepararon 4 peceras de 30 litros (cantidad de agua de mar: 25 litros) y se colocaron los colectores por tipo y grupo.

También se prepararon 2 peceras de 30 litros con arena en el fondo y se colocó un adulto de curil a una pecera (sin adulto en otra pecera).

Se colocaron 25,000 larvas (1 larva/ml) con ojo a cada pecera.


Condición de experimento Pecera 1 2 3 4 5 6

MS MS MS* MS* - - Colector suspendido

PVC PVC PVC* PVC* - - Fondo arena arena arena arena arena arena Adulto - - - - - 1 curil

MS: Malla de sombra (color negro)

PVC: Tubo cortado de PCV 2 pulgadas (color blanco)

*: Colector envejecido con agua de mar durante 3 días

Arene: diámetro 200-300µm Resultado de experimento para fijación de curil por colector en pecera de 30 litros Pecera 1 2 3 4

Tipo de colector MS PVC AR MS PVC AR MS* PVC* AR MS* PVC* AR

Larva inicial (15/Jul.) 25,000 25,000 25,000 25,000

Semillas final (18/Sep.) 60 186 51 201 32 107 357 678 910 171 327 302

Tasa (%) 0.2 0.7 0.2 0.8 0.1 0.4 1.4 2.7 3.6 0.7 1.3 1.2

AR: arena puesto en el fondo (200-300µm)

Se resultó que no hubo fijación a ambos colectores (envejecido y no envejecido) en los días iniciales de cría. Y se encontraron muchas larvas asentadas al fondo de arena.

Se observó poca efectividad de envejecimiento. La sobrevivencia fue baja y se considera que se murieron después de asentamiento.

Resultado de experimento para asentamiento de curil con adulto en pecera de 30 litros

En pecera-6, dentro de 2 días, se asentaron casi todas las larvas, sin embargo, pecera sin adulto mostró muchas larvas flotantes (0.6 individuo/ml).

En el principio, en otra pecera con colector de malla de sombra, valva de curil y PVC se encontraron muchas larvas flotantes.

Se observaron muchas post larvas al fondo del tanque en comparación con pecera sin adulto.

Se observó gran diferencia entre asentamiento con adulto y sin adulto. Se observó

Pecera 5 6

Larva inicial (15/Jul.) 25,000 25,000

Semillas final (18/Sep.) 989 2,424

Tasa (%) 4.0 9.7

curil


efectividad de existencia de adulto para asentamiento, sin embargo, sobrevivencia fue muy baja y se considera que se murieron después de asentamiento sin metamorfosearse.

Larvas de curil forman una telaraña

Comportamiento de larva con ojo Curil: Cuando se acerca la época de fijación o asentamiento, las larvas forman una especie de telaraña con sus bisas uno a otro enredando en los colectores. Después se caen al fondo o encima de colector, sin embargo no se fijan fuertemente al colector (se ve como están encima de colector sin fijarse) Casco de burro: No se observa este comportamiento de telaraña.

Experimento de tipo de fondo Imagen de experimento

Fibra decoco

Malla depolietileno

Malla desombra

Arena(grosor 5mm)

Valva deostra

Zona para estudio deasentamiento cuantitativo

Base placa

de PVC

Se estudió selectividad de fondo con diferente sustrato para curil con 5 tipos de materiales mensionado en la figura anterior y su resultado es el siguiente tabla.


Resultado de experimento de tipo de fondo

Tipo de sustrato Número de semilla con disoconcha

Observación de semilla

Malla de polietileno 1

Se encontraron vivos en tamaño de 250 µm en estado de prodisoconcha. También se encontraron muchos muertos en tamaño de 250µm.

Valva de ostra 1 De igual manera que la anterior observación. Malla de sombra 3 Se encontraron muchos mjuertos en tamaño de 250µm

en estado de prodisoconcha. Arena 123 No se encontró ningún muerto. Fibra de coco 9 Se encontraron muchos muertos en tamaño de 250µm en

estado de prodisoconcha. Resultados obtenidos sobre fijación y asentamiento

No se fijan mucho al colector suspendido. Se mostró efectividad existencia de arena en fondo. Se mostró efectividad existencia de adulto vivo.

Después de asentamiento, si no hay arena en el fondo, sale mucho muerto sin crecer (sin tener disoconcha). Es posible que tenga algo que ver con ambiente de fondo como invasión de protozoo o mantenimiento de su cuerpo levantado. Imagen para cría de semilla después de asentamiento

planta

aireaire aire

Factores que hay que investigar para asentamiento y crecimiento con metamorfosis y disoconcha

Efectividad de arena fina (<200µm) Efectividad de puro lodo (<63µm) Efectividad de lodo y borra (fibra) de hoja de mangle: fondo completo de zona manglar Efectividad de salinidad baja (20-30 ups) Efectividad de mangle (utilizando semilla de mangle en lugar de raíz de mangle) Efectividad de químico para inducir metamorfosis (se estudió para Crassostrea gigas)

L-3, 4-dihydroxyphenyl-alanine (L-DOPA): 2.5 x 10-5M Epinephrine (EPI): 2.5 x 10-4M

Arena, diámetro 200-300µm

Malla, abertura100-112µm

elevación de aguapor aireación

Arena


Desarrollo larvario y de semilla

curil

estado larva-D

<150µm umbo

150-220µm con ojo >220µm

Semilla 1000µm

casco de burro

Nota: Diámetro de huevo de ambas especies es 60µm, sin embargo, longitud de primera larva-D es 90µm en curil y 100µm en casco de burro. Se encuentra a veces larva con ojo en tamaño de >200µm. Estado del superficie de la concha de curil (izquierda) y casco de burro (derecha) en 750µm longitud. Se encuentra diferencia en costillas (también foto arriba de 1000µm).

Hasta el tamaño de cultivo intermedio (2-5mm en longitud) hay que criar

cuidadosamente dándole mismo alimento de microalga. Semilla más de 1mm tiene un comportamiento de adherirse sustrato del fondo y a la

pared interior del tanque. Para despegarlas de la pared del tanque hay que utilizar placa plástica delgada como

raspador y hay que manejar cuidadosamente para que no se dañen a las semillas, porque son muy frágiles.

Crecimiento general de curil y casco de burro tiempo 1 mes 2 meses 3 meses Longitud (mm) 0.3 2-3 4-5

Semillas de curil que se encontraban adheridas a la pared interior del tanque (10 escalas = 1.5mm).


Cultivo intermedio Cuando crecen las semillas más de 2mm (<5mm) en longitud en laboratorio, esas

semillas tienen que trasladarse al mar para economizar su producción hasta 20mm listo para distribuirlas a pescadores. Al crear las semillas de 2-5mm a 20mm en laboratorio, se necesita mucho alimento (microalga) y abastecimiento de agua, su costo de cría sale muy caro. Para reducir costo de producción sería ideal que se utiliza alimento natural que hay abundantemente en el mar.

En este proyecto usamos 2 tipos de malla colgante: malla de perla y linterna de 5 capas hecho en Japón. Es difícil de conseguir en este país y su costo de importación es bastante alto. Por ejemplo, una malla de perla (abertura 1.6mm) vale 270 yenes (2.25USD) y una linterna vale 1,400 yenes (11.7USD) excluyendo costo de flete e impuesto.

Por lo tanto, como no es conveniente importarlas de Japón, hay que fabricarlas en este país con menos costos utilizando algunas materiales que se puede encontrar aquí.

Se tuvieron algunos datos básicos sobre crecimiento y sobrevivencia en cultivo intermedio, aquí se explica como primera información.

Tipo de malla En el principio de cultivo intermedio, se usa malla de perla (pearl-net) de abertura

1.6mm, porque semillas son pequeños. Si, las semillas pueden escapar de la malla pasando abertura, hay que cubrir las semillas con una malla más fina de 0.5-1.0mm dentro de malla de perla.

Cuando crezcan las semillas se trasladan a la linterna que tiene abertura de 2mm. Cantidad de semillas que se colocan a la malla de perla o un piso de linterna es máximo

1 libra.

Pearl-net (abertura 1.6mm) Linterna (abertura 2mm) Canasto para cultivo

35cm

35cm

20cm

30cm diámetro

Malla blanca fina de 0.5mmMalla de perla

45cm


Tipo de instalación y control Se colocan las mallas con semillas en balsa con peso de concreto de 3-3.5kg. Se controlan cada 15 días: medición de longitud, peso total y limpieza de malla o cambio

de malla si es necesario (cuando se encuentra la malla tapada con suciedad). Dentro de malla siempre se encuentra animales nocivos como balano o jaiba. Cuando se

encuentran hay que sacarlos de la malla. Especialmente balanos se fijan a las semillas y hacen daño a su crecimiento, pero es difícil evitarlos.

Sería ideal que se instalan semillas donde no hay fijación de balanos. Si se hace frecuentemente limpieza de malla que pase agua bien, crecimiento de semilla

será mejor. Resultado de crecimiento y sobrevivencia

Se tardan 5-7 meses para crecer de 5mm a 20mm en curil y casco de burro. Se considera que crecimiento tiene algo que ver con cantidad de alimento, densidad de

semilla, suciedad de malla (cantidad de paso de agua) y existencia de organismos ajenos al cultivo.

Sobrevivencia depende de lote de producción; casco de burro mostró 9-42% de sobrevivencia durante cultivo intermedio y curil mostró 24-54%.

Se puede lograr 50% de sobrevivencia en cultivo intermedio, si se hace cuidadosamente un tratamiento controlando.

Cultivo intermedio en balsa de Puerto El Triunfo

Esta balsa está cerca de nuestro proyecto y es fácil a controlar. Tiene profundidad de 4-6m. También hay vigilante todo el día y tiene ventaja contra algún problema. Se puede decir que sea buen lugar para cultivo intermedio como hay buen cambio del

agua de mar. Sin embargo, el único problema es que hay mucha fijación de balano y ostra de mangle.

Los balanos y ostras de mangle se fijan a las semillas cubriendo la concha disminuyendo el crecimiento de curil y casco de burro. Además ostra de mangle compite por el alimento con curil y casco de burro.

A los curileros no les gusta introducción de semillas con balano porque nunca se encuentra curil y casco de burro fijada con balano en medio natural.

Sobre fijación de balano y ostra de mangle, se encontró un buen lugar sin fijaciones, es Puerto Ramírez.


Fotos de cultivo intermedio en la balsa de Puerto El Triunfo

Balsa en Puerto El Triunfo Control Control

Fijación de balano a la malla

de perla Curiles con balanos

Jaiba crecida dentro de la

malla de perla

Semilla de curil fijada a la

malla de sombra Control de semilla de curil Cambio de linterna

Se utilizó un canasto de cultivo para cultivo intermedio de casco de burro

Fijación de balano y ostra de mangle a la malla plástica

Semillas de casco de burro


0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

30.0

35.0

9-Feb 9-Mar 9-Apr 9-May 9-Jun 9-Jul 9-Aug 9-Sep 9-Oct

Longitud (mm)

5-6 meses (de 5mm a 20mm)

12/Jul

10/Oct

2006 Crecimiento de curil de cultivo intermedio 2006 (nacido el 10 de Noviembre de 2005)

0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

30.0

10-Oct 10-Nov 10-Dec 10-Jan 10-Feb 10-Mar 10-Apr 10-May

Lonigitud (mm)

Grupo 1

Grupo 2

Grupo 3


12/Abr

2006 2007 Crecimiento de curil de cultivo intermedio 2006-2007 (nacido el 29 de Junio de 2006)

0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

9-Jan 9-Feb 9-Mar 9-Apr 9-May 9-Jun

Lonigitud (mm)

6 meses (de 5mm a 20mm)13/Jun

2007 Crecimiento de curil de cultivo intermedio 2007 (nacido el 5 de Octubre de 2006)


0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

21-Mar 21-Apr 21-May 21-Jun 21-Jul 21-Aug

Longitud (mm)

5 meses (de 5mm a 20mm)

8/Aug

2007 Crecimiento de curil de cultivo intermedio 2007 (nacido el 21 de Noviembre de 2006)

0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

30.0

26-Jan 26-Feb 26-Mar 26-Apr 26-May 26-Jun 26-Jul 26-Aug 26-Sep 26-Oct

Longitud (mm)


9/Ago

10/Oct

2006 Crecimiento de casco de burro de cultivo intermedio 2006 (nacido el 16 de Noviembre de 2005)

0.0

5.0

10.0

15.0

20.0

25.0

30.0

19-Jun 19-Jul 19-Aug 19-Sep 19-Oct 19-Nov 19-Dec

Longitud (mm)

Grupo 1

Grupo 2

Grupo 3

5 meses (de 5mm a 20mm)

21/Dec

26/Oct

2006 Crecimiento de casco de burro de cultivo intermedio 2006 (nacido el 23 de Febrero de 2006)


0.0

2.0

4.0

6.0

8.0

10.0

17-May 17-Jun 17-Jul 17-Aug 17-Sep 17-Oct 17-Nov 17-Dec 17-Jan

Longitud (mm)

10/Oct

8/Feb

Lento crecimiento en LaboratorioHa demorado casi 5 meseshasta 2.7mm en longitud

Ejemplo de mal crecimiento

2006 2007 Crecimiento de casco de burro de cultivo intermedio 2006-2007 (nacido el 17 de Mayo de 2006)

Cultivo intermedio en balsa de Puerto Ramírez Se realizó un ensayo de cultivo intermedio de casco de burro como nuevo sitio. Tiene profundidad de 2-3m. Se comenzó ensayo desde 19 de Junio de 2007. No hay fijación de balano y tiene ventaja para cultivo intermedio comparando con la balsa

de Puerto El Triunfo. Se colocaron 2 grupos de casco de burro en linterna de abertura de 2mm; grupo pequeño

con tamaño de 2.2mm cubierto con malla de 0.5mm, y grupo grande con 3.6mm. Se sigue cultivando hasta que crezcan más de 20mm, y se muestra una figura de su

crecimiento. No se ha probado cultivo intermedio de curil en esta balsa todavía.

Balsa en Puerto Ramírez Colocación de linterna Semillas de casco de burro


0.0

2.0

4.0

6.0

8.0

10.0

12.0

14.0

19-Jun 19-Jul 19-Aug 19-Sep 19-Oct 19-Nov

Longitud (mm）

Grande

Chico

2007

Resultado intermedio de crecimiento de casco de burro en la balsa de Puerto Ramírez (nacido el 8 de Febrero de 2007)

Cultivo intermedio en estanque de camarón de Puerto El Triunfo (prueba) Se colocaron las semillas con malla de perla en la entrada de agua de estanque de camarón

que tiene 50cm de profundidad. La malla se puso encima del fondo de lodo. Cantidad de las semillas fueron 2,000 individuos (4.4mm longitud). Durante 3 meses no se observó fijación de balano y no se tapó la abertura de malla con

suciedad. Se observó unos cangrejos ermitaños solo por fuera de malla, pero no hizo daño a las semillas.

Pero su crecimiento fue menor que lo en balsa, tal vez por circunstancia de alimentación fue inferior a la balsa. Crecieron hasta 7mm en 4 meses. Sobrevivencia fue 57%.

Estuvo malo en crecimiento y sobrevivencia, sin embargo, se mostró alguna posibilidad de realizar cultivo intermedio en manglar colocando mallas encima de lodo.

Estanque de camarón Entrada de agua Después de 1 mes

malla

Están en cría al 14 de Noviembre 2007.


Después de 3 meses Suciedad de 3 meses Cangrejo ermitaño

2.0

3.0

4.0

5.0

6.0

7.0

8.0

11/Oct 10/Nov 14/Dic 16/Ene 19/Feb

Longitud (mm）

inicio n=2000

sobrevivencian=1136

2006 2007

Crecimiento de curil en el estanque de camarón en Puerto El Triunfo

(nacido el 29 de Junio de 2006)

Suma de producción de semillas 2006-2007 (de laboratorio hasta final de cultivo intermedio)

Resultado al principio de Octubre 2007

Especie Fecha de desoveCantidad de

larvas DInicio de ensayo

Tamño promediode semillas (sd)

Duración deensayo

Fecha de entregade semillas

Comunidad dirigidaTamño promedio de

semillas (sd)

10-Nov-05 3 7 1,000,000 10-Feb-06 20,000 4.3mm (1.1) 7 meses 10-Oct-06Pto. RamírezEl JobalSan Hilario

2,5002,5001,600

6,600 25.8mm (3.8) C1

3-May-06 1 9 370,000 se murieron las larvas y no obtenimos ninguna semilla 0 C2

29-Jun-06 1 4 5,300,000 10-Oct-06 22,600 4.4mm (1.3) 7 meses 3-May-07

Pto. RamírezEl JobalIsla de MendezSan HilarioLas Mancornados

2,4602,4602,4602,4602,460

12,300 22.1mm (3.0) C3

5-Oct-06 3 8 156,000 9-Ene 2007 2,060 5.5mm (1.3) 6 meses 27-Jun-07 Pto. Ramírez 500 17.3mm (2.5) C4

21-Nov-06 3 5 7,448,000 21-Mar-07 24,734 4.4mm (1.1) 5 meses

30-Ago-07

4-Sep-07

Pto. RamírezEl JobalIsla de MendezSan HilarioLas Mancornados

876876876876876

4,380 20.9mm (2.7) C5

3-Jul-07 5 17 3,200,000*26-Sep-07*3-Oct-07

41,70321,21320,490

3.3mm (1.0) ____mm () C6

16 50 17,474,000 111,097 23,78024-Jun-05

(La Union)2 1 900,000 28-Jul-05 5,500 n.d. n.d. n.d.(Ene-06) El Tular 2,300 n.d. B1

16-Nov-05 3 1 350,000 26-Jan-06 n.d. 4.8mm (0.7) 8 meses 10-Oct-06El TularLa Venada

2,3752,100

4,475 25.8mm (4.0) B2

23-Feb-06 1 1 350,000 19-Jun-06 48,0193,658

24,53319,828

4.0mm (0.6)3.0mm (0.5)1.9mm (0.4)

6 meses 20-Dic-06El TularLa Venada

2,2002,200

4,40024.4mm (3.1)23.1mm (3.6)22.2mm (3.2)

B3

17-May-06 6 1 225,000 10-Oct-06 44,800 2.7mm (0.5) 4 meses 7.5mm (1.4) B4

8-Feb-07(La Union)

39 2 60,000 *19-Jun-07 26,84224,0002,842

2.2mm (0.5)3.6mm (0.3)

____mm () B5

3-Jul-07 localizado alfrotis 1 80,000 *3-Oct-07 11,578 3.4mm (0.6) ____mm () B6

51 7 1,965,000 136,739 11,175

(La Union): adultos conseguidos en La Union

Está en balsa de Puerto Ramírez

sece de ensasyo por malcrecimiento (8/Feb/2007)

muy poca cantidad



* balsa en Puerto Ramirez n.d.: no hay dato

Laboratorio Pirraya

Total de Casco

Adulto inducido Macho Hembra

Cascode burro

de Bahía deJiquilisco

Total de Curil

Curil

de Bahía deJiquilisco

Cultivo intermedio (en la balsa de CPT) Semillas entregadas para cultivo en las comunidades

Inicio de semillas totales Semillas totales

Curso de producción de semillas 2006-2007 (de laboratorio hasta final de cultivo intermedio)

Resultado al primero de Octubre 2007

2008

J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E

C1 * E

C2 * sece

C3 * E

C4 * E

C5 * E

C6 *J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E

B1 * E

B2 * E

B3 * E

B4 * sece

B5 *B6 *

2008

C1-6, B1-6: corresponde a la tabla de la página anterior * desove larvicultura en Pirraya cultivo intermedio en balsa E entrega de semillas

2006 2007Año 2005

Mes

Año

Casco de burro

Mes

alta mortalidad confijación de balanos

20072005 2006

Curil


Cultivo Para realizar cultivo de bivalvos hay principalmente 2 formas: utilizar alguna instalación

como balsa o long-line y repoblar directamente al fondo. En este proyecto se probó una repoblación en donde hay parcela que es mantenido por

comunidad de curilero y burrero. El problema es que es difícil a hacer control perfecto (crecimiento y sobrevivencia),

porque las conchas se desplazan mucho y no se encuentran en mismo lugar repoblado, a pesar de que su costo es muy baja sin tener instalación complicada.

Por otra parte, cultivo con instalación aumenta los gastos debido a la necesidad de materiales especiales y su mantenimiento, sin embargo, el control de los individuos es más fácil que la forma de repoblación directa.

De esta manera, cada forma tiene ventaja y desventaja, y es necesario adoptar una forma más ventajosa considerando la circunstancia del sitio y precio comercial del producto cultivado.

Sin embargo, también es necesario tomar datos completos de crecimiento y sobrevivencia hasta tamaño comercial con la forma más controlable una vez por lo menos aunque su costo sea alto.

Aquí se muestran algunos datos y fotos de actividad sobre ensayo de cultivo de A. tuberculosa y A. grandis, aunque no se ha tenido el resultado hasta tamaño comercial.

Lugar donde se está realizando el ensayo de cultivo de A. tuberculosa

Puerto Ramírez parcela dentro de

manglar fondo fangoso blando repoblación directa

El Jobal parcela dentro de

manglar fondo fangoso blando repoblación directa


Isla de Méndez parcela a la orilla fondo arenoso poco

duro repoblación directa

Los Mancornados parcela dentro de

manglar fondo fangoso poco


San Hilario

parcela dentro de manglar

fondo fangoso blando repoblación directa

Lugar donde se está realizando el ensayo de cultivo de A. grandis El Tular

parcela a la orilla fondo arenoso duro repoblación directa

La Venada parcela a la orilla fondo arenoso poco



Isla de Méndez fuera de parcela fondo fangoso encima

del fondo arenoso cultivo con canasto

Ensayo de cultivo con semilla artificial Resultado de ensayo de cultivo con canasto (semilla artificial)

26.Jul. 10.Ago. 26.Sep. 23.Nov. 25.Ene. 21.Mar.

individuos 93 47 44 40 40longitud (mm) 17.5 24.5 26.6 29.0 31.0sd 2.6 2.5 2.2 4.2

individuos 93 7 0 0 0longitud (mm) 17.5 23.0sd 1.9



individuos 75 72 72 70 73longitud (mm) 35.9 39.6 42.4 44.3 43.9sd 4.7 5 5.2 4.7


individuos 68 0 0 0 0longitud (mm) 19.6sdindividuos 50 0 0 0 0longitud (mm) 35.9sdindividuos 50 25 25 0 0longitud (mm) 35.9 39.2 44.0sd 3.4 3.4

individuos 75 75 75 0 0longitud (mm) 35.9 41.8 45.3sd 3.7 4.0

individuos 68 52 52 11 0longitud (mm) 19.6 23.8 29.3 28.5sd 4.6 4.3 5.0

Lugar

1

2

3

Estado demallaEspecie

boca cerrada

Resultado de7-8 meses

2006 2007Medición

boca cerrada

boca abierta

boca abierta

boca cerrada

boca abierta

boca cerrada

boca cerrada

boca cerrada

PuertoRamírez Curil

Casco deburroEl Tular

Isla deMendez

Casco deburro

boca cerrada

boca abierta

cese

43% sobrevivencia13.5mm crecimiento




cese

cese


cese

cese

cese

Se usó canasto para cultivo (véase a la foto de la página 36). El canasto tiene una tapa de malla y estado de malla se explica en la forma siguiente.

Abierto: se dejó ampliamente la tapa de malla abierta. Cerrado: se cerró completamente la tapa de malla para que no salgan.

Los canastos en Puerto Ramírez y El Tular se enterraron en el fondo de lodo o arena. Y los canastos en Isla de Méndez se colocaron encima del fondo conectando con una soga al estante de bambú.


Los individuos del canasto abierto salieron de la malla y se encontró poco adentro de malla.

El ensayo de Isla de Méndez se tenía que terminar por falta de control (robo posiblemente).

1 Puerto Ramírez 2 El Tular 3 Isla de Méndez

Previsión de crecimiento en cultivo

y = 1.6695x + 18.728

R2 = 0.8414

15

20

25

30

35

40

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12mes

Longitud de curil (mm)

1 Puerto Ramírez (véase a la tabla en la página 48) Curil 17.5mm, inicio

Se supone que el crecimiento es lineal, puede crecer 23mm en 12 meses.

Como no crecen linealmente, se considera que semilla de 20mm llegará hasta 35mm en cultivo de 1 año.

Alcanzarán de 20mm a 45mm de tamaño comercial en 2 años de cultivo.

y = 1.7098x + 19.539

R2 = 0.9245

15

20

25

30

35

40

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

mes

Longitud de casco de burro (mm)

2 El Tular (véase a la tabla en la página 48) Casco de burro 19.6mm, inicio


Igualmente con curil, como no crecen linealmente, se considera que semilla de 20mm llegará hasta 35mm en cultivo de 1 año.

y = 1.115x + 35.465

R2 = 0.9477

35

40

45

50

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

mes

Longitud de casco de burro (mm)

2 El Tular (véase a la tabla en la página 48) Casco de burro 35.9mm inicio


Como no crecen linealmente, se considera que semillas de 35mm llegará hasta 45mm en cultivo de 1 año.

Alcanzarán de 20mm a más de 60mm en 4 años de cultivo.


Ensayo de cultivo en parcela de 1m2 (concha natural por tamaño) Se colocaron parcelas de 1m2 con malla metálica o plástica en el banco de curil y casco de

burro.

Curil

Se experimentó cultivo de curil en 4 parcelas de 1m2 dentro de manglar de Puerto Ramírez y se colocaron cada 50 individuos por tamaño a cada parcela. El resultado es el siguiente.

Crecimiento de curil en parcela (tamaño promedio ± sd, mm) en Puerto Ramírez

Parcela P-1 P-2 P-3 P-4 Tamaño/grupo <40mm >40mm >50mm >60mm

Inicio (26/09/2006) 26.1±2.3 45.9±1.9 56.3±1.8 65.2±4.8 Después de 1 mes 27.0±2.3 46.6±2.2 56.9±1.6 65.9±4.6

2 meses 28.2±2.3 46.0±1.9 56.2±1.8 65.8±5.4 3 meses 29.3±2.2 46.7±1.9 56.6±1.9 66.1±5.6 4 meses 30.2±2.1 47.0±1.9 56.5±1.9 66.0±5.4 6 meses 31.2±2.1 48.0±1.8 57.2±1.8 66.7±5.5 8 meses 34.3±3.1 49.3±1.9 57.7±1.9 67.0±5.4 9 meses 34.2±2.9 48.9±2.0 57.7±2.1 66.6±5.5

Crecimiento mensual 0.90 0.33 0.16 0.16

0

10

20

30

40

50

60

0 12 24 36 48 60 72

Mes

Longitud (mm) 1 año

1.8 año

P-1

P-2

P-3

Crecimiento previsto de curil en cultivo dentro de manglar a través de crecimiento por 3

grupos de tamaño (<40mm, >40mm y >50mm correspondiendo con P-1, P-2 y P-3 respectivamente en la tabla arriba, excepto P-4)

20cm 20cm Malla metal o plástica

(abertura 1cm) Fondo

Estaca


Semilla de 26mm creció a 34mm en 9 meses (crecimiento de 0.90mm/mes), semilla de curil de 20mm puede crecer a 35mm en 1.4 año de cultivo forma sembrada en manglar.

De 35mm hasta 45mm (tamaño comercial) se tarda 1 año. De 35mm hasta 50mm (tamaño decidido de Puerto Ramírez) se tarda 1.8 año (1 año y 10

meses). Hay que esperar 8 meses más desde 45mm de tamaño oficial de comercial en caso de Puerto Ramírez.

Al comparar el crecimiento mensual, el crecimiento es cuanto más grande en tamaño, más lento. Tamaño más de 50mm crece solo 0.16mm mensualmente.

Es posible que el crecimiento en este ensayo es más lento que el de natural por tratamiento con la mano en medición de cada mes.

No se tuvo claro sobre sobrevivencia por que algunos individuos se fugaron de parcela y algún curil natural entró a la parcela.

La tasa de recuperación de curil en cada parcela después de 9 meses fue >100% (P-1), 68% (P-2, 3) y 18% (P-4).

Casco de burro

Se experimentó cultivo de casco de burro en 5 parcelas de 1m2 en la zona intermareal de El Tular y se colocaron 50 individuos por tamaño a cada parcela, con diferente tamaño.

Crecimiento de casco de burro en parcela (tamaño promedio ± sd, mm) en El Tular

Parcela P-1 P-2 P-3 P-4 P-5 Tamaño/grupo <30mm >30mm >40mm >50mm >60mm

Inicio (28/08/2006) 23.6±4.2 35.6±1.7 43.0±2.4 54.6±2.7 63.0±2.6Después de 2 meses 26.6±4.5 38.2±2.7 46.7±2.5 55.9±3.0 65.1±3.4

3 meses 29.1±6.3 40.4±2.9 48.0±2.9 57.0±3.0 66.5±3.74 meses 28.1±4.0 40.8±2.9 48.4±3.2 57.5±2.9 66.7±3.05 meses 29.4±4.9 40.6±3.1 48.5±2.9 57.5±3.5 cese 7 meses 30.8±3.3 41.5±2.7 49.7±3.0 58.5±3.3 9 meses 32.4±4.5 43.6±2.5 50.7±2.8 58.2±7.4

10 meses 32.8±3.7 43.4±2.6 51.4±2.7 60.0±2.9 Crecimiento mensual 0.92 0.78 0.84 0.54 -


0

10

20

30

40

50

60

70

0 12 24 36 48 60

Mes

Longitud (mm)

1 año

2 años

3 años

4 años

P-1

P-2

P-3

P-4

P-5

Crecimiento previsto de casco de burro en cultivo en la zona intermareal de El Tular a través

de crecimiento por 5 grupos de tamaño (<30mm, >30mm, >40mm, >50mm y >60mm correspondiendo con P-1, P-2, P-3, P-4 y P-5 respectivamente en la tabla arriba)

Con este ensayo se puede prever el crecimiento de casco de burro hasta 4 años en cultivo

(no hay suficiente dato en P-5). Con semilla de 23.6mm creció a 32.8mm en 10 meses (crecimiento de 0.92mm/mes),

semilla de casco de burro de 23.6mm puede crecer a 36mm en 1 año Se supone que la semilla crece a 23.6mm en 1 año, casco de burro alcanzará el tamaño

más de 60mm en 4 años de cultivo (5 años desde fecundación). Al comparar el crecimiento mensual, el crecimiento es cuanto más grande en tamaño, más

lento. Tamaño >50mm crece casi mitad del <30mm mensualmente. Es posible que el crecimiento en este ensayo es más lento que el de natural por tratamiento

con la mano en medición de cada mes. No se tuvo claro sobre sobrevivencia por que algunos individuos se fugaron de parcela y

algún casco de burro fuera de parcela entró a la parcela. La tasa de recuperación de casco de burro en cada parcela después de 10 meses fue 74% (P-1), 92% (P-2), 74% (P-3) y 42% (P-4). Casco de burro en P-5 se fugó y no se quedó ninguno después de 5 meses. Problema de crecimiento de curil en cultivo con canasto

En la fase-1, se observó el crecimiento anómalo de curil en el cultivo con canasto suspendido en balsa.

Su crecimiento no fue aumentación de longitud sino aumentación de grosor de concha. En la fase-2 también se observó mismo fenómeno en acondicionamiento de adulto de

curil.


Curil natural La concha crece longitud, altura y grosor.

Curil cultivado en canasto suspendido en balsa La concha crece ganando solo grosor. La foto muestra el crecimiento durante 3 meses en balsa colgándose con canasto.

Todavía no se sabe cual es la causa de este fenómeno. Si ocurre constantemente este fenómeno en el cultivo con canasto, hay que tomar alguna

medida contra este crecimiento anómalo. Factores imaginables son existencia de lodo, sustrato para pegarse con bisas, densidad de

curil y vibración de canasto.

grosor

altura


Resultado de prueba de cultivo repoblado directamente al fondo (semilla natural) Se probaron 2 repoblaciones de curil en Los Mancornados y San Hilario (comunidades que

no son curileros) utilizando semillas naturales. Resultado fue el siguiente: Los Mancornados (véase a la foto de la página 47 como imagen del lugar) Inicio Final (cosecha) fecha Septiembre-Octubre 2005 30 de Julio de 2007

(después de 1 año y 10 meses) Tamaño de semilla 40-45mm longitud

(no se medió) Cantidad de semilla 21,000 indiv.

crecimiento: no se medió >45mm: 1,134 indiv. (18.9canastos) <45mm: 1,729 indiv. (28.8canastos) cosecha total: 2,863 indiv. (44.7 can.)

Tasa 100% Tasa de recuperación: 13.6% Precio de semilla y concha

Sin valor Coleccionado por personas de comunidad

>45mm: se vendieron al curilero de Puerto Ramírez a 2.75$/canasto. (total 52.0$) <45mm: se repoblaron nuevamente al mismo sitio.

persona 7 personas de comunidad 7 personas de comunidad y 5 personas de curilero (Puerto Ramírez)

San Hilario (véase a la foto de la página 47 como imagen del lugar) Inicio Final (cosecha) fecha Septiembre-Octubre 2005 31 de Julio de 2007

(después de 1 año y 10 meses) Tamaño de semilla 40-45mm longitud

(no se medió) Cantidad de semilla 32,000 indiv.

crecimiento: no se medió >45mm: 1,122 indiv. (18.7canastos) <45mm: 2,840 indiv. (47.3canastos) cosecha total: 3,962 indiv. (60.0 can.)

Tasa 100% Tasa de recuperación: 12.4% Precio de semilla y concha

Sin valor Coleccionado por personas de comunidad (Alguna cantidad se compró a 2$/canasto pero no se sabe la cantidad.)

>45mm: se vendieron al curilero de Pto. Ramírez a 2.75$/canasto. (total 51.4$) <45mm: se repoblaron nuevamente al mismo sitio.

persona 2 personas de comunidad 2 personas de comunidad y 5 personas de curilero (Puerto Ramírez)

Resultado de cultivo con semilla natural de curil en la forma de repoblación directa no tuvo éxito.

No se observó un buen crecimiento y resultó una baja sobrevivencia. Según las personas de la comunidad, es posible que hubo algún robo.

Se necesita un control constante con los curileros.


Fijación de su línea de ensayo de cultivo intermedio y cultivo de aquí en adelante Cultivo intermedio

Desarrollar un material más barato para que las personas de la comunidad puedan realizarlo.

Programar ensayos dentro del manglar utilizando material barato y forma más simple. Cultivo

Tomar datos sobre crecimiento hasta tamaño comercial. Comprender su sobrevivencia durante el período de cultivo. Entender ventaja y desventaja para cultivo, como medio ambiente e instalación etc. Programar ensayos utilizando materiales que se puede conseguir en El Salvador como los

siguientes: 1) ensayo sobre curil en Puerto Ramírez:

Forma colgante en la balsa o estante cerca de manglar (tipo linterna o malla) Forma colocado encima de fondo dentro de manglar (tipo canasto o malla)

2) ensayo sobre casco de burro en Puerto Ramírez: Forma colgante en la balsa o estante cerca de manglar (tipo linterna o malla) Forma colocado encima de fondo dentro de manglar (tipo canasto o malla)

3) ensayo sobre casco de burro en La Venada: Forma colocado encima de fondo dentro de parcela (tipo canasto o malla) Forma repoblación directa dentro de parcela colocando alguna marca a la concha

Puerto Ramírez tiene ventaja y a que no se observa la fijación de balano por el momento. La Venada tiene ventaja para control periódico porque está más cerca de CPT que El

Tular.


Información de otra especie de Anadara Además del curil y casco de burro, dentro de Bahía de Jiquilisco también se encuentra

curililla. En nuestro proyecto no se trabajó con curililla, sin embargo, actualmente se extrae de la bahía como uno de los recursos del género Anadara a pesar que no posee alta importancia económica al compararlo con curil.

Curililla (Anadara similis)

Distribución: Océano Pacífico (desde El Salvador hasta Perú) Talla: Máxima 7 cm, común hasta 5 cm Hábitat y biología: Vive sobre fondos blandos de la zona sublitoral, entre 15 y 50 m de profundidad. (FAO/Pacífico Centro-Oriental, Bivalvos)

Banco principal de curililla Esta especie se comparte el mismo hábitat que el curil. Sin embargo, se menciona que el curil se distribuye dentro de manglar y la curililla vive alrededor de manglar. Actualmente, la curililla es menos apreciación que el curil (casi un tercio del precio del curil), y posee menos recurso. Pero es posible que represente a futuro cierta importancia en la pesca artesanal y a un mayor precio que el actual. Por lo tanto, de aquí en adelante es necesario estudiar sobre la acuicultura de esta especie, al igual que con las demás especies de Anadara (curil y casco de burro).



Información de pesca y comercialización de Anadara a nivel nacional 1. Pesca total

Actualmente no se poseen datos estadísticos de pesca anual de Anadara spp. en El Salvador. Por lo tanto, no se sabe claramente cuantas toneladas se extraen; sin embargo, se considera a continuación un estimado calculando de acuerdo al número de pescadores (curileros) y su habilidad para extraer. Curil: Los bancos principales de curil se encuentran en: (1) Bahía de Jiquilisco, (2) Golfo de Fonseca, (3) Estero de Jaltepeque, (4) Barra de Santiago por orden de superficie (véase a la página 5). También existe banco pequeño en el Estero Garita Palmera, Bocana El Limón, Estero San Diego, Estero de Toluca, Estero Las Bocanitas, etc. desde zona oeste hacia este. Datos-1 (información de un investigador salvadoreño, 2006) Banco Curileros (promedio) Habilidad de pesca Pesca calculada total nota Bahía Jiquilisco 3,000-5,000 (4,000) 2,740 toneladasGolfo de Fonseca (La Unión)

1,500-2,000 (1,750) 1.200 toneladas

Estero Jaltepeque 2,000 1,360 toneladasBarra de Santiago 500

120 unid./persona/día 18-20 días/mes pesca total/persona= 120 x 19 días x 12 mes= 27,360 unidades 340 toneladas

Total El Salvador 8,250 27,360 unid./pers./año 5,640 toneladas

25g/unid.

Datos-2 (por MacKenzie, Marine Fisheries Review 2001) Banco Curileros (promedio) Habilidad de pesca Pesca calculada total nota Bahía Jiquilisco 2,000 1,140 toneladasGolfo de Fonseca (La Unión)

300 170 toneladas

Estero Jaltepeque 350 200 toneladasBarra de Santiago 200

50-75 unid./persona/día pesca total/persona= 62.5 x 365 días = 22,800 unidades

110 toneladasTotal El Salvador 2,850 22,800 unid./pers./año 1,620 toneladas

25g/unid.

Suma de Curil Fuente de información Pesca toral salvadoreña Pesca total de Bahía de Jiquilisco un investigador salvadoreño 2006 Aprox. 5,460 toneladas/año

(8,250 curileros) sin fundamento Aprox. 2,740 toneladas (48% del país) (4,000 curileros)

Bibliografía (MacKenzie 2001) Aprox. 1,620 toneladas/año (2,850 curileros)

Aprox. 1.140 toneladas (70% del país) (2,000 curileros)

Informe de plan maestro (JICA) No hay descripción 546 toneladas (1999), 411 t.(2000) Casco de burro: Los bancos principales se encuentran en: (1) Bahía de Jiquilisco, (2) Golfo de Fonseca (véase a la página 6). No hay ningún dato para calcular su pesca total. Los burreros (personas dedicadas a la extracción de casco de burro) son aproximadamente 300 personas en Bahía de Jiquilisco, y no existe dato en Golfo de Fonseca. Su recurso también es pequeño.


Curililla: Se considera que los bancos principales se distribuyen casi igual que curil, sin embargo; la curililla vive alrededor de los manglares o en el canal dentro del manglar, donde se puede encontrar un fondo blando de lodo, mientras tanto curil vive al pie de los árboles de mangle dentro del manglar. No existe curilillero, los curileros extraen curililla junto con los curiles, debido a que su valor es un tercio el del curil. La cantidad de pesca de la curililla se calcula aproximadamente en un 20% de curil (= 30 unidades /días/persona), y la pesca calculada anual del país es aproximadamente 1,100 toneladas (200-530 toneladas en Bahía de Jiquilisco según información). 2. Vía de comercialización Curilero

vende

Intermediario local compra

vende

Intermediario de ciudad vende

Mercado vende vende

Restaurante Precios sugeridos de curil, casco de burro y curililla Curil Casco de burro Curililla Precio 3$/60 unid. 4$/12 unid. 1$/60 unid. Tamaño >45 mm aprox. 60 mm >45 mm Nota 1 canasto = 60 unid. 1 canasto = 60 unid.

El periodo más alto de demanda se presenta para la vacación larga de Semana Santa (Abril), Vacaciones Agostinas (Agosto) y Navidad (Diciembre). Se dice que un grupo de curileros vende 45,000 unidades/día (casi 1 tonelada) en este período. Por otra parte, la época de Mayo-Septiembre tiene poca demanda, tal vez tiene algo que ver con desagrado de lluvia. Se comercializan las conchas todas en vivas. 3. Exportación No hay exportación oficial, sin embargo; existe información de que un intermediario de San Salvador exporta aproximadamente 2,000 unidades de curil a Guatemala por semana, dependiendo de la demanda en el mercado guatemalteco.

Los curileros las venden al intermediario. El intermediario de la zona las lleva a

intermediario de la ciudad, o bien, el intermediario de la ciudad va a comprarlas a donde intermediario de la zona.

El intermediario de la ciudad las vende al mercado (a veces vende directamente a restaurante).

Algún intermediario las compra de mercado y se las vende a restaurante.


4. Importación No hay importación oficial, sin embargo, curil y casco de burro se importan de Honduras y Nicaragua sin tener ningún dato oficial de su cantidad. Se cree que las conchas que se desembarquen en La Unión son las extraídas furtivamente de estos países vecinos. 5. Elaboración No hay ningún tipo de producto como conserva, seco y ahumado por el momento. 6. Rendimiento de carne Si se observa mucha diferencia en rendimiento de carne por época o tamaño de concha, hay que considerar la época y el tamaño de pesca o cosecha en cultivo. En el caso del curil, el rendimiento anual de carne fluctuó aproximadamente en un 4-5% mostrando un promedio de 23.2% en El Jobal y 21.0% en Puerto Ramírez. Por otro lado, el rendimiento anual de carne de casco de burro fluctuó aproximadamente 2.5% mostrando un promedio de 12.4%. El rendimiento de casco de burro fue mucho más bajo que el de curil. Esta vez no se observó diferencia clara por época ni por tamaño en curil ni casco de burro. En el curil de Noviembre y Marzo se observó un rendimiento relativamente bajo, sin embargo; como la época principal de pesca es en Abril, Agosto y Diciembre, no ejercerá influencia negativa sobre comercialización. Debido a que no se observó diferencia en rendimiento de carne por tamaño, se puede decir que el rendimiento de carne no cambiará aun cuando crezcan más grandes. Este asunto se tiene que estudiar más cuidadosamente para la pesca y la comercialización eficiente en el futuro. A continuación se presenta el rendimiento de carne calculado a través de biometría de adultos de curil y casco de burro en 2006-2007.

Rendimiento (%) = (peso de carne/peso total) x 100

45

50

55

60

Jun Jul Aug Sep Oct Nov Dec Jan Feb Mar Apr May Jun Jul

Mes

Longitud (mm)

0

10

20

30

Rendimiento (%)

Longitud promedio Rendimiento promedio

0

10

20

30

48 50 52 54

Longitud (mm) Rendimiento de carne por mes y longitud de curil en El Jobal, 2006-2007


La longitud promedio fue 51.1mm (sd ±3.9) y rendimiento promedio de carne fue 23.2% (sd ±3.7).

No se observó diferencia en rendimiento de carne por tamaño de curil.

45

50

55

60


Mes

Longitud (mm)

0

10

20

30

Rendimiento (%)


0

10

20

30

48 50 52 54 56 58

Longitud (mm) Rendimiento de carne por mes y longitud de curil en Puerto Ramírez, 2006-2007

La longitud promedio fue 52.3mm (sd ±4.9) y rendimiento promedio de carne fue 21.0% (sd ±3.3).

No se observó diferencia en rendimiento de carne por tamaño de curil.

0

3

6

9

12

15

18

60 62 64 66 68 70 72

Longitud (mm)

55

60

65

70

75


Mes

Longitud (mm)

0

3

6

9

12

15

18

Rendimiento (%)


Rendimiento de carne por mes y longitud de casco de burro En El Tular, 2006-2007

La longitud promedio fue 64.7mm (sd ±5.2) y rendimiento promedio de carne fue 12.4%

(sd ±2.1). No se observó diferencia en rendimiento de carne por tamaño de casco de burro.

Anadara/El Salvador 2007

61

Cultivo de Microalgas Se utilizan algunas especies de microalgas cultivadas como alimento para la producción artificial de bivalvos. Hay que seleccionar la microalga adecuada que posee facilidad para la producción masiva en cada laboratorio, considerando el tamaño de larva o semilla. Microalga apropiada para bivalvos de acuerdo con el desarrollo (Oshino et al. 1995, modificado)

Apropiación de microalga Larva Semilla

Nombre científico de microalga

Tamaño de célula (µm)

Resistencia contra contaminación

Costo en cultivo masivo <140µm >140µm <0.5mm >0.5mm

Adulto

Chaetoceros calcitrans 4-10 Muy débil Bajo E E E Bd Bd

C. gracilis 7-8 Medio fuerte Medio M E E B B C. ceratosporum 7-8 Fuerte Alto M E E B B Phaeodactylum tricornutum 20-30 Débil Bajo M M M Bd Bd Thalassiosira pseudonana 3-5 Débil Bajo E E E Bd Bd Pavlova lutheri 5-7 Débil Medio B B B B B Isochrysis galbana 5-7 Débil Medio B B B B B Isochrysis aff. galbana 5-7 Fuerte Alto B B B B B Tetraselmis sp. 8-20 Fuerte Alto M M M E E

Nannochloropsis oculata 3-5 Fuerte Alto Ef Ef Ef Ef Ef E: excelente B: bueno Bd: bueno pero difícil cultivar masivamente Ef: eficaz mezclando con otra microalga M: malo (es grade para tomar)

En este proyecto se utilizan principalmente 3 especies de microalga como alimento para

larva y semilla en laboratorio. Isochrysis galbana (Tahití) = “T-Iso.” Chaetoceros gracilis alimento para larva y semilla Nannochloropsis oculata Pavlova lutheri--------------------cepa

Sala de microalgas en laboratorio húmedo de Pirraya


Medio en nuestro laboratorio: F2 de Guillard Composición de F2 de Guillard Solución Reactivo Cantidad (g)

I (N/P)

NaNO3 NaH2PO4·H2O Agua destilada

75g5g

total 1000mlII

(Si) NaSiO3·9H2O Agua destilada

15gtotal 1000ml

III (metal)

CuSO4·5H2O ZnSO4·7H2O CoCl2·6H2O MnCl2·4H2O Na2MoO4·2H2O Na2EDTA FeCl3·6H2O Agua destilada

0.0098g0.022g0.01g0.18g

0.063g4.36g3.15g

total 1000mlIV

(Vitamina) Biotina B12 Tiamina (B1) Agua destilada

0.005g0.005g

0.1gTotal 1000ml

Como se utilizan químicos de marca Fisher, la propagación de microalga depende de la marca, el grado del químico y además del agua de mar que se utilice.

Procedimiento de cultivo de microalga

aislamiento en placa de agar:

se tarda 20-30 días Cepa en tubo de 20ml: se mantiene durante 3 meses

Cepa en matraz de 50ml: se mantiene durante 3 semanas

Cultivo en aumento (se utiliza agua filtrada con un filtro de 1 micra y pasada por U.V. para botellas de 5 galones)

Se agrega 1ml de cada solución (I-IV) por 1000ml de agua salada.

Consulte el “Manual de cultivo de microalga en CENDEPESCA Puerto El Triunfo” (2004, fase-1) en detalle.


63

matraz de 1000-2000ml máxima concentración

T-Iso.: 18 x 106 células/ml Chaeto.: 4 x 106 células/ml Nanno.: 60 x 106 células/ml

botella de 5 galones máxima concentración

T-Iso.: 5 x 106 células/ml Chaeto.: 2.5 x 106 células/ml Nanno.: 50 x 106 células/ml

Propagación de microalga

0

1

2

3

4

5

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Días

Células/ml (x106) 1000 ml

0

1

2

3

4

5

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Días

Células/ml (x106)

5 galones

Chaetoceros gracilis En cultivo de 1000ml, se tardan 5 días a propagar más de

4,000,000 células/ml de 75,000 células/ml inicio. Y se mantiene esa concentración durante 3 días.

En cultivo de 5 galones, se tardan 5 días a propagar más de 2,500,000-3,000,000 células/ml de 75,000 células/ml inicio.

0

1

2

3

4

5

6

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Días


0

5

10

15

20

25

0 1 2 3 4 5 6 7 8Días


01234567

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Días

Células/ml (x106)

5 galones

Isochrysis galbana/Tahití (T-Iso.) En cultivo de 1000ml, se tardan 4 días a propagar más de

5,000,000 células/ml de 75,000 células/ml inicio. Y se mantiene esta concentración durante 4 días.

Cuando haya buena condición, se propaga más de 20,000,000 células/ml en cultivo de 1000ml.

En cultivo de 5 galones, se tardan 5 días a propagar más de 5,000,000 células/ml de 75,000 células/ml inicio.

Abono liquido (para cultivo más de 5 galones)

Se puede usar abono líquido para cultivo de Isochrysis. Este abono es para planta y se venden en Agroservicios.

Izquierda: Foliar Forte B (Bayer Crop Science) 9.9$/1000ml Derecha: Bayfolan Forte (Bayer Crop Science) 5.1$/1000ml Se agregan 2 abonos (cada 1ml) en 5 galones de agua de mar. Con una agregación de Silicato, se puede usar al cultivo masivo

de Chaetoceros también.


Medio ejemplar Medio para Chaetoceros gracilis (en otro proyecto)

Escala de cultivo Tipo de medio Reactivo Cantidad Cepa-30L (20ºC)

Medio en liquido

NaNO3K2HPO4

NaFe-EDTAMnCl2·4H2O

VitaminB12Na2SiO3·9H2Oagua destilada

300mg10mg10mg1mg

0.2mg100mg

total 1000ml500L

(al aire libre <30ºC) Fertilizante agrícolaSe puede usar para 30L en sala

de microalga (20ºC)

NaNO3Ca super-phosphate

Na2SiO3·9H2O agua de mar

100g15g90g

total 1000 litros Propagación actual con el medio mencionado anterior

Escala de cultivo aireación Concentración inicio Concentración final días 300ml

1000ml 5000ml

30L 500L

sin con con con con

50,000cells/ml 100,000cells/ml 500,000cells/ml 500,000cells/ml 500,000cells/ml

1,300,000cells/ml 10,000,000cells/ml

8,000,000cells/ml 5,000,000cells/ml 3,000,000cells/ml

10 7 7 7 7

MSW (Medio apropiado para el cultivo de Isochrysis galbana y Pavlova lutheri)

Como hacer el medio MSW (está modificado un poco que el componente original) Contenido Cantidad (ml) (1) Agua de mar (filtrado con arena y filtro de 5µm) 1,000 (2) conc. HCl 0.2 (3) Miquel líquido “A” 2 (4) Miquel líquido “B” 1 (5) Metal mixta “P6” 2 (6) Tris buffer (regular pH de medio a 6.8-7.0) aprox. 1 (7) Vitamina mixta 1

Se mezclan los líquidos de (1) hasta (6) y se autoclava. Después de enfriamiento, se agregue (7). Si se observa alguna precipitación o cuerpo extraño, hay que hacer

nuevamente. Miquel líquido “A” a) Diluir 202g de KNO3 con agua destilada en beaker de 500ml. b) Trasladarlo a frasco volumétrico de 1000ml y medir correctamente agregando agua

destilada. Miquel líquido “B” a) Diluir 50g de Na2HPO4·12H2O y 25ml de conc.HCl con 400ml de agua destilada en


65

beaker de 500ml. b) Diluir 50g de CaCl2·2H2O con 400ml de agua destilada en beaker de 500ml. c) Mezclar 2 líquidos en 1000ml de frasco volumétrico y medir correctamente agregando

agua destilada. Metal mixta “P6” Es fácil pesar EDTA·2Na y H3BO3. Sin embargo, es difícil pesar otros metales porque son pizcas. Por lo tanto, se hace solución no diluida de alta concentración y se usa diluyendo. a) Diluir completamente 3.0g de EDTA·2Na CH2N(CH2COOH)CH2COONa)2·2H2O con 400ml de

agua destilada en beaker de 500ml. b) Después, diluir completamente 3.42g de H3BO3 en mismo beaker. c) Agregar 1ml de cada solución no diluida de metal i)-v) mencionada abajo. d) Trasladarlo a frasco volumétrico de 1000ml y medir correctamente agregando agua

destilada. i) Fe: Diluir 38.72g de FeCl3·6H2O con 80ml de agua destilada en beaker de

100ml. Después agregar 0.05ml de HCl (para acidificar). Trasladarlo a frasco volumétrico de 100ml y medir correctamente agregando agua destilada.

ii) Mn: Diluir 43.23g de MnCl2·4H2O con 80ml de agua destilada en beaker de 100ml. Trasladar a frasco volumétrico de 100ml y medir correctamente agregando agua destilada.

iii) Zn: Diluir 3.129g de ZnCl2 con 80ml de agua destilada en beaker de 100ml. Después agregar 0.05ml de HCl (para acidificar). Trasladar a frasco volumétrico de 100ml y medir correctamente agregando agua destilada.

iv) Co: Diluir 1.211g de CoCl2·6H2O con 80ml de agua destilada en beaker de 100ml. Trasladar a frasco volumétrico de 100ml y medir correctamente agregando agua destilada.

v) Cu: Diluir 0.473g de CuSO4·5H2O con 80ml de agua destilada en beaker de 100ml. Trasladar a frasco volumétrico de 100ml y medir correctamente agregando agua destilada.

Sal de metal Peso molecular Metal % FeCl3·6H2O 270.289 22.66 MnCl2·4H2O 197.904 27.76 ZnCl2 136.206 47.94 CoCl2·6H2O 237.929 24.77 CuSO4·5H2O 250.346 25.38

Tris a) Diluir 200g de Tris (tris-hydroxymethylaminomethane) con 800ml de agua destilada

en beaker de 1000ml. Trasladarlo a frasco volumétrico de 1000ml y medir


correctamente agregando agua destilada. Vitamina mixta a) Vitamina B12 (Cyanocobalamine) solución no diluida: Diluir 20mg de V.B12 con 20ml

de agua destilada en beaker de 100ml. Trasladarlo a frasco volumétrico de 100ml lavando beaker con agua destilada (trasladar al frasco también) y medir correctamente agregando agua destilada.

b) Vitamina B1 (Thiamine) solución no diluida: Diluir 2g de V.B1 en misma forma que V.B12.

c) Vitamina H (Biotin) solución no diluida: Diluir 20mg de V.H con agua destilada en beaker de 100ml calentando al 90-100ºC en baño de agua. Cuando esté diluido, trasladarlo a frasco volumétrico de 100ml lavando beaker con agua destilada (trasladar al frasco también) y medir correctamente agregando agua destilada.

d) Las 3 soluciones no diluidas de vitamina se filtran (esterilización) con filtro membrana de 0.22µm en botella esterilizada y se mantiene dentro de refrigerador. Cuando se usa, se toma cierta cantidad con pipeta esterilizada. Se puede mantener máximo 6 meses. No se olvide a anotar la fecha de elaboración.

Tomar 15ml de V.B12, 5ml de V.B1 y 5ml de V.H con pipeta volumétrica esterilizada y trasladarlas a frasco volumétrico de 1000ml, entonces agregar agua destilada autoclavada y medir correctamente agregando agua destilada autoclavada. Cuando esté enfriada la mixta trasladarla a una botella esterilizada con tapa y guardar en refrigerador (5ºC). Hay que cuidar con contaminación de bacteria y descomposición por alta temperatura.

MAP6 (medio omnipotente para cualquier microalga) Reactivos necesarios

Sodium nitrate NaNO3 Boric acid H3BO4 Sodium hydrogenphosphate Na2HPO4·12H2O Vitamin B1 (Thiamine) Vitamin H (Biotin) Manganese chloride MnCl2·4H2O Cobalt chloride CoCl2·6H2O Trisaminomethane H2NC(CH2OH)3 Hydrochloric acid conc.HCl Sodium metasilicate Na2SiO3·9H2O Vitamin B12 (Cyanocobalamine) Iron chloride FeCl3·6H2O Zinc chloride ZnCl2 Sodium molybdate Na2MoO4 Copper sulfate CuSO4·5H2O EDTA 2Na (CH2N(CH2COOH)CH2COONa)2·2H2O


67

Modo de hacer medio MAP6 (1) Sodium nitrate solution: NaNO3/200g + Agua destilada = 1000ml (2) Sodium hydrogenphosphate solution: Na2HPO4/25g + AD = 1000ml (3) Sodium metasilicate solution: Na2SiO3/2g + AD = 1000ml (concentración normal) Na2SiO3/100g +AD = 1000ml (para diatomea) Nannochloropsys no require. (4) Trisaminomethane solution: H2NC(CH2OH)3/50g + AD = 1000ml

Después de ajustamiento, agregar HCl (20-30ml) para ajustar pH7.5 usando pH metro. ¡Tenga mucho cuidado! Hace mucho daño conc.HCl a membrana mucosa

(5) P6Metal solution: Cu sol./1ml + otro metal sol./cada 10ml + H3BO4/3.43g + EDTA/3g + AD = 1000ml

Fe solución: FeCl3·6H2O /3.87g + AD = 100ml Mn solución: MnCl2·4H2O /4.32g + AD = 100ml Zn solución: ZnCl2 /0.313g + AD = 100ml Co solución: CoCl2·6H2O /0.121g + AD = 100ml Mo solución: Na2MoO4 /1.26g + AD = 100ml Cu solución: CuSO4·5H2O /0.472g + AD = 100ml

¡Tenga cuidado! La solución no diluida, especialmente P6Metal solución debe ser

disuelto completamente empleando mucho tiempo, si no se forma precipitación. La solución que tiene precipitación no puede usarse como medio.

(6) Vitamin mixture : B1 /10ml + B12 /1ml + H /10ml + DW = 1000ml Vitamin B1: Thiamine/100mg + AD = 100ml

Vitamin B12: Cyanocobalamine/10mg + AD = 100ml Vitamin H: Biotin/10mg + AD = 100ml

NaNO3 Na2HPO4 Na2SiO3 Tris P6Metal Vitaminmixture

Cu Fe Mn Zn Co Mo V.B1 V.B12 V.H

100ml

1000ml

① ② ③ ④ ⑤ ⑥

100ml

+H3BO4

& EDTA

Mantenga en refrigerador y se puede guardar durante 6 meses. ¡Tenga cuidado! Si se encuentra alguna precipitación en la botella de P6Metal, haga de nuevo.


Solución no diluida de Sodium nitrate 150ml① Solución no diluida de Sodium hydrogenphosphate 75ml② Solución no diluida de Sodium metasilicate 150ml③ + AD Solución no diluida de Tris 300ml④ P6Metal mixto 150ml⑤ Vitamina mixto 150ml⑥

En caso de Nanno, agregue AD en lugar de Solución③).

En caso de cultivo de diatomea, haga solución no diluida de 10% de Sodium metasilicate.

Fertilizante agrícola (para cultivo masivo) Normalmente se usan fertilizantes agrícolas para cultivo de microalga con tanque >100 litros al aire libre. Se puede economizar el costo del cultivo.

Agua salada….......................... 1000L Anmonium sulfate…................ 100g (=A.s. 50g + Urea 50g en la época calurosa) Calcium superphosphate…....... 15g Korewate32…........................... 5g (Korewate32 es mixto de metal pesado y EDTA)

MAP61000ml

Medio de MAP6 Agregar 6.5ml a 1000ml de agua salada.


69

Preparación de placa agar para aislamiento de microalga

75℃

75℃

Autoclave121℃,20min.

A B agua salada 200ml

MAP6 1.3ml

Agregar MAP6 cuando la temperatura llegue a 75ºC y se mantenga 75ºC durante 15 minutos (para esterilizar).

Agregar agar en polvo 3g y disolver bien.

MAP6 1.3ml agua salada

200ml

agar en polvo 3g

Cuando MAP6contiene vitamina mixta, la temperatura de esterilización debe de ser menos que 75ºC. Si no, la vitamina se descompondrá debido a la alta temperatura. Si no se agrega vitamina, se puede utilizar autoclave para esterilización.

Echar 5-10ml de medio con agar rápidamente en petri desechable. Colocar en incubador

de 37ºC durante 1 hora.

Dejar un poco deespacio para que salga vapor.

Placa de agar para aislamiento

Sellar con cinta aislante y mantener en 20ºC poniendo agar arriba.


Aislamiento de microalga (Nannochloropsis o Chaetoceros)

STOCK SEED

Placa de agar con medio

Microalga de5x104 células/ml

Inocular microalga diluida utilizando barrilla de vidrio o aguja de platino con anillo

Sellar de nuevo con cinta e incubar en la condición de 20ºC, 2000Lux (24 horas).

Después de 20-30 días, se forman las colonias de diámetro 0.5-1mm. Tomar una colonia con aguja de platino e inocular al tubo con medio en líquido.

Cultivo de cepa

Aislamiento una vez al año

Inoculación de cepa

Tomar 1ml de cepa e inocular al tubo nuevo con medio de 10ml. Incubar en la condición de 20ºC,

2000Lux (24 horas) y mezclar uno de cada uno 1 vez al día. Se puede mantener durante 2-3 meses.


71

Aislamiento de microalga flagelada Las microalgas que poseen flagelo como Isochrysis o Pavlova no forman colonias

encima de agar, por lo tanto no se puede aislar con placa de agar por su movimiento y célula frágil.

Entonces, hay que tomar (extraer) algunos individuos que tiene buen movimiento uno por uno bajo el microscopio utilizando pipeta capilar (=lavar microalga).

Llenar agua pasteurizada de mar con medio en cavidades de placa de vidrio (esterilizada) y colocar una gota de microalga cultivada a la primera cavidad.

Preparar pipeta capilar labrando una pipeta pasteur. 2-3cm de longitud de capilar es favorable. El diámetro de la punta de capilar será ideal que tenga 2-3 veces más ancho que el tamaño de microalga.

Poner pipeta capilar solo cuando se succiona microalga, y succionar poca agua lo más posible.

Así, se succionan aproximadamente 40 individuos que poseen buen movimiento y se trasladan a la cavidad próxima. Finalmente se pasan 200-300 individuos a la cavidad próxima (=primer lavado).

Preparar pipeta capilar nueva y hacer el mismo procedimiento succionando individuos vividos y se trasladan a la tercera cavidad.

Repetir este procedimiento 6-8 veces. (Si la microalga original está contaminada con mucha bacteria, hay que hacer más o aumentar la tasa de dilución de la microalga.)

Finalmente, se toma 1 individuo vivido con pipeta capilar nueva y se inocula a un tubo con medio. Tener cuidado para que no se toque la pipeta a la parte interior de tubo ni medio.

Observar su propagación y el movimiento de la microalga, y si es necesario aislar de nuevo realizando el mismo procedimiento mencionado anteriormente.

Mantener las cepas con mucho cuidado para que no se contaminen. También, mantener cepas con buen movimiento.

2 holes slide glass (example)

boca

agua de marcon medio

(esterilizada)

agua saladacon medio

una gotade microalgacultivada

Microscopio

1 individuopor１tubo

Total lavado6-8 veces

placaesterilizada


Responsables de estudio (sin mención de títulos) Ana Marlene Gardámez Castillo

Contraparte del Proyecto/Licenciada CENDEPESCA Producción artificial Enero 2005-Septiembre 2007 (- a la Universidad de Tohoku en Japón por la beca de JICA)

Salvador Antonio Pelarta Tobar Contraparte del Proyecto/Licenciado CENDEPESCA Producción artificial, cultivo intermedio y cultivo Abril 2006-Mayo 2007

Saúl Patricio Pacheco Reyes Contraparte del Proyecto/Licenciado CENDEPESCA Producción artificial, cultivo intermedio y cultivo Julio 2007-Enero 2008

José Israel Chávez Aparicio Asesor técnico/Licenciado JICA Cultivo intermedio y cultivo experimental Enero 2005-Enero 2008 Tesista /ayudante Universidad de El Salvador* Tesis: Reproducción de Anadara grandis1) Marzo 2006-Marzo 2007

Iris Mabel Pérez García

Contraparte del Proyecto CENDEPESCA Producción artificial Junio 2007-Enero2008

Hebert Ely Vásquez Contraparte del Proyecto/Master CENDEPESCA Producción artificial (apoyo) Abril 2007-Enero 2008

Luis Ángel Ramírez Benítez Contraparte del Proyecto/Licenciado CENDEPESCA Mantenimiento de instalación (apoyo) Enero 2005-Enero 2008

Rhina Jeannette Pérez Rosales Contraparte del Proyecto/Licenciada CENDEPESCA Cultivo de microalga (apoyo) Marzo 2005-Enero 2008

Nadia Elizabeth Cornejo Hernández Claudia Joana Rodríguez Fernández Orlando Leonel Castillo Henríquez

Tesistas/ayudantes Universidad de El Salvador* Tesis: Fijación de Anadara grandis2) Marzo 2006-Mayo 2007

* Facultad de Ciencias Naturales y Matemáticas 1) Determinación de la madurez gonádica de casco de burro Anadara grandis, en la Península San Juan del Gozo en la Bahía de Jiquilisco, departamento de Usulután. 2) Determinación de la eficacia de adhesión en cuatro tipos de colectores utilizando en la producción artificial de larvas de Anadara grandis “casco de burro” en laboratorio húmedo La Pirrayita en la Bahía de Jiquilisco, Usulután.


73

Apoyo de estudio (sin mención de títulos)

Manuel Fermin Oliva

Responsable de Proyecto Director General CENDEPESCA

Enero 2005-Enero 2008

Reyna Isabel Pacheco de d’Abuisson

Coordinadora de proyecto CENDEPESCA


Cecilia Guadalupe Aguillón Ortíz Jefa división de acuicultura CENDEPESCA


Carlos Ernesto Araujo Técnico de OPA MAG


Franklin Américo López Artiga

Jefe de zona-3 CENDEPESCA


José Miguel Ángel Valle Campos

Jefe de zona-3 CENDEPESCA

Febrero 2007-Enero 2008

Takashi Saito

Jefe de proyecto JICA


Nanako Takase Coordinadora JICA

Enero 2005-Marzo 2007

Yasushi Hamamitsu Coordinador JICA


Masashi Sugimoto Experto de corto plazoJICA

Mayo-Agosto 2005

Toyo Takami

Experto de corto plazoJICA

Septiembre-Noviembre 2005 Junio-Agosto 2006

Sohei Kino

Experto de largo plazoJICA Supervisor de este documento

Mayo 2006-Enero 2008

El Proyecto Fase-II terminó 9 de Enero de 2008


Agradecimientos

Este estudio fue apoyado por el Comité Consultivo Científico Nacional de Pesca y Acuicultura (CCCNPESCA) con muchos consejos incesantes. Se agradece especialmente las discusiones útiles en el comité técnico y el comité ejecutivo. El CCCNPESCA, como un ente de asesoría y de apoyo científico y técnico del CENDPEESCA en la ejecución de la política nacional de pesca y acuicultura. Este Comité estuvo integrado por representantes de Instituciones oficiales, de sectores productivos y de otras entidades, todas relacionadas con la ciencia, la tecnología y la educación. Esperamos que el CCCNPESCA siga teniendo contacto con los expertos salvadoreños, a fin de obtener éxitos en la investigación y el desarrollo pesquero en El Salvador.

No se ha observado orden particular alguno (sin mención de títulos)

Sonia Maria Salaverria Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA)

Franklin Américo López Artiga Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA)

Jorge Alberto López Mendoza Organización del Sector Pesquero y Acuícola del Istmo Centroamericano

Ana Martha Zetino Calderon Universidad de El Salvador (UES)

Osmín Pocasangre Universidad de El Salvador (UES)

Carlos Fonseca Eserski Sector Productivo

WaLdemar Arnecke Sector Productivo

Francisco José Gavidia Median Firma Consultora IBERINSA


75

Bibliografías (Referencias) Ampie CL, Cruz RA. (1989) Tamaño y madurez sexual de Anadara tuberculosa

(Bivalvia:Arcidae) en Costa Rica. Brenesia 31:21–24. Asencio F. (2004) Época de Reproducción, Investigación sobre “conchas”, Informe Final,

Proyecto de Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en los Estuarios de El Salvador. Parte 3, capitulo 10. 15-19 pp.

Baquiero E. (1980) Population structure of the mangrove cockle Anadara tuberculosa (Sowerby,1833) from eight mangrove swamps in Magdalena and Almejas Bays, Baja CaliforniaSur, Mexico. Proc. Natl. Shellfish. Assoc. 70:201–206.

Barraza JE. (2000) Comentarios sobre la Diversidad de Macroinvertebrados Marinos de El Salvador, publicación ocasional, Ministerio de Medio Ambiente y Recursos Naturales no. 2. Disponible en el sitio web: www.marn.gob.sv/publicasiones (Octubre 2007).

Barraza JE. (2006) Identificación de Moluscos Marinos Comestibles en El Salvador, Dirección de Patrimonio Natural, Ministerio de Medio Ambiente y Recursos Naturales, 17 pp. Disponible en el sitio web: www.marn.gob.sv/publicasiones (Octubre 2007).

Borrero FJ. (1986) The collection of early juveniles of Anadara spp. as a potential source of seed for culturing mangrove cockles on the Pacific coast of Colombia. Aquaculture, 59: 61-69.

Broom M. (1985) The biology and culture of marine bivalve mollusc of the genus Anadara. ICLARM Studies and Reviews 12: 1-37. International Center for Living Aquatic Resources Management.

Camacho Y. (2000) Especies de Costa Rica-Grandiarca grandis”. Disponible en el sitio web: http://darnis.inbio.ac.cr (Octubre 2007).

CENDEPESCA-JICA (2004) Informe Final, Proyecto de Desarrollo de la Acuicultura de Moluscos en los Estuarios de El Salvador, Primera Fase. 314 pp.

CENDEPESCA/JICA. (2004) Manual de cultivo de microalga en CENDEPESCA Puerto El Triunfo (fase-1), 25 pp.

Coon SL, Bonar DB. (1985) Induction of settlement and metamorphosis of the pacific oyster, Crassostrea gigas (Thumberg), by L-DOPA and Catecholamines. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 94: 211-221.

Cruz RA. (1984a) Algunos aspectos de la reproducción en Anadara tuberculosa (Pelecypoda: Arcidae) de punta Morelos, Puntarenas, Costa Rica. Rev. Biol. Trop., 32(1): 45-50.

________ (1984b) Algunos aspectos reproductivos y variación mensual del índice de condición de Anadara similis (Pelecypoda: Arcidae) de Jicaral, Puntarenas, Costa Rica. Brenesia 22:95–105.


________ (1987a) The reproductive cycle of the mangrove cockle Anadara grandis (Bivalvia: Arcidae) in Costa Rica. Brenesia 27:1–8.

________ (1987b) Tamaño y madurez sexual en Anadara grandis (Pelecypoda:Arcidae). Brenesia 27:9–12.

Cruz RA, Palacios JA. (1983) Biometría del molusco Anadara tuberculosa (Pelecypoda: Arcidae) en Punta Morales, Puntarenas, Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 31(2):175–179.

Flores MR. (2004) Proyecto de Mejora de las Condiciones de Seguridad Alimentaría en el Golfo de Fonseca, Cultivo de Molusco Anadara grandis “casco de burro”, en sistema de suspensión long-line isla del Tigre, Municipio de Amapala. Honduras C. A.

Fournier ML, Cruz E. (1987) Reproduction of the cockle Anadara grandis in Costa Rica. Naga 10(1):6.

Gallo M. (2005) Estudio Ambiental Área Piloto Bahía de Jiquilisco, Departamento de Usulután.

Guia FAO para la identificación de especie para los fines de la pesca, Pacífico Centro-oriental Volumen I Bivalvos y Gastropods. FAO, CE, FIS y NORAD, 99-222.

Helm MM, Bourne N, Lovatelli A. (2006) Cultivo de bivalvos en criadero. Un manual práctico. FAO Documento Técnico de Pesca. No. 471. Roma, FAO. 184 pp.

Kayombo NA, Mainoya JR. (1978) The biology of the bivalve Anadara antiquata from the Dar Es Salaam coast. Kenya Journal of Science (B), 8(12): 105-119.

Kayombo NA. (1993) Substrate grain-size analysis in cultured and natural populations of the edible ark clam Anadara antiquata (Linnaeus, 1758) on the Tanzanian coast. Research Note World Aquaculture, 24(3): 68-71.

MacKenzie CL. (2001) The Fisheries for Mangrove Cockles, Anadara spp. from Mexico to Peru, with descriptions of their habitats and biology, the Fishermen`s lives, and the effects of shrimp farming. Marine Fisheries Review. 63 (1): 1-39.

MAG/CENDEPESCA/JICA. (2001-2002) Base de datos de monitoreo oceanográfico y meteorológico en la Bahía de Jiquilisco y la costa de La Unión, El Salvador, 64 pp.

Martín PG, Sinde SE. (2003) “Propuesta DE Desarrollo Sostenible para el Sector Pesquero Artesanal del Golfo de Fonseca y la Bahía de Jiquilisco”. Informe Final. 425 pp.

Ministerio Medio Ambiente y Recursos Naturales (2000) Mecanismo de Facilitación El Salvador. Disponible en el sitio web: www.marn.gob.sv/biodiversidad (Octubre 2007).

Natarajan R, John G. (1983) Reproduction in the edible ribbed clam Anadara rhombea (Born) from the Backwaters of Porto Novo. Indian Journal of Marine Sciences. 12: 90-95.

Noyola O. (2001) Estudio Biométrico del “casco de burro” Anadara grandis (Bivalvia: Arcidae) en la Ensenada El Astillero, Bahía de Jiquilisco Fundación Salvadoreña para la Reconstrucción y el Desarrollo (REDES), 28 pp.


77

Pathansali D, Soong M. (1958) Some aspects of cockle (Anadara granosa) culture in Malaya Proc. Indo-Pacific Fish. Coun., 8: 26-31.

Pérez A. (2002) Norma técnica para regular la extracción y aprovechamiento sostenible de la concha negra en el Pacífico de Nicaragua. Informe Final, Managua, Nicaragua. 68 pp.

Silvia A, Bonilla R. (2001) Abundancia y morfometría de Anadara tuberculosa y A. similis (Mollusca: Bivalvia) en el Manglar de Purruja, Golfo Dulce, Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 49. Supl. 2: 315-320. Disponible en el sitio web: www.ucr.ac.cr (Octubre 2007).

Sone S. (1994) Breeding season of Tonga shellfish 2. Ark clam (Kaloa’s), Anadara spp. Fisheries Research Bulletin of Tonga. 2: 19-26.

Squires HG, Estevez M, Barona O, Mora O. (1975) Mangrove cockles, Anadara spp. (Mollusca:Bivalvia) of the Pacific coast of Colombia. Veliger 18(1):57-68 .

Yankson K. (1982) Gonad maturation and sexuality in the west African bloody cockle, Anadara senilis (L.). J. moll. Stud. 48: 294-310.

Yoloye V. (1974) The sexual phases of the west african bloody cockle Anadara senilis (L.) Proc. Malac. Soc. Lond. 41: 25-27.

________ (1975) The habits and functional anatomy of the best African bloody cockle, Anadara senilis. Proceedings of the malacological society of London, 41: 277-298.

Bibliografías en japonés Irie A. (1978) Ensayo sobre la fijación de semillas de concha, Anadara subcrenata

(Lischke) del medio natural su trasplantación. Boletín de Estación Experimental de Ariake, Fukuoka Pref. 1978: 85-88.

Irie A. (1979) Ensayo sobre la fijación de semillas de concha, Anadara subcrenata (Lischke) del medio natural su trasplantación. Boletín de Estación Experimental de Ariake, Fukuoka Pref. 1979: 153-157.

Kameyama N, Inoue Y (1959) Estudio sobre cultivo de concha, Anadara subcrenata (Lischke), 1. Fijación de semillas del medio natural. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior de Yamaguchi Pref. 10 (1): 1-9.

Kawahara I, Yamaguchi T, Okuma H, Ito S. (2003) Studies on seed production of Scapharca globosa ursus, in the innermost area of Ariake Sound-I. Colección de huevos y desarrollo. Boletín de Estación Experimental de Saga Pref. 21: 23-28.

Kusakabe D. (1959) Studies on the culture of the artificial seeds of the ark shell, Anadara subcrenata (Lischke). J. Fac. Fish. Anim. Husb., Hiroshima Univ. 2(22): 183-239.


Ohashi H, Imai A. (1992) Experimento sobre propagación de concha, Scapharca broughtonii. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior de Yamaguchi Pref. 21: 17-28.

Ohashi H, Imai A. (1993) Investigación sobre medio ambiente de banco de concha, Scapharca broughtonii. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior de Yamaguchi Pref. 22: 80-85.

Oshino A, Seki T, Taniguchi K. (1995) Guía para cultivo de microalga para los bivalvos. Instituto Nacional de Investigación pesquera de Tohoku, Japón, pp.26.

Matusda M, Fujii A. (2000) Effects of using non-circulated and ultraviolet-irradiated seawater togher with thermal stimulus for inducing spawning by pen shells, Atrina pectinata, and ark shelles, Scapharca broughtonii. Bulletin of Nagasaki Prefectural Institute of Fisheries, 26: 9-15

Matsuura H. (2005) Manual para la producción de concha japonesa (Akagai), Scapharca broughtonii. Miyagi Prefectura. pp.16 (traducido en español).

________ (2005) Akagai, Scapharca broughtonii, en “Moluscos, Crustáceos, Equinodermos y Algas (ed. Mori K.), Koseisha-Koseikaku. 121-130.

Takami T. (1983) Estudio sobre propagación de concha, Scapharca broughtonii-I. Depredación por estrella de mar considerando a abertura de mall, estructura y estado de colocación encima de fondo de canasto. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 11: 22-25.

Takami T. (1983) Estudio sobre propagación de concha, Scapharca broughtonii-II. Ensayo de cultivo en mar poco profundo. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 11: 41-47.

Takami T. (1987) Estudio sobre propagación de concha, Scapharca broughtonii-III. Medidas contra mal crecimiento en cultivo en Bahía Kasado. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 19: 1-6.

Takami T, Inoue Y. (1981) Estudio sobre producción artificial de concha, Scapharca subcrenata-I. Inducción de desove y larvicultura. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 8: 21-25.

Takami T, Yoshioka S. (1983) Estudio sobre cultivo de concha, Scapharca subcrenata. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 11: 26-40.

Takami T, Nakamura T. (1981) Estudio sobre producción artificial de concha, Scapharca globosa ursus-I. Inducción de desove y larvicultura. Boletín de Estación Experimental de Mar Interior, Yamaguchi Pref. 8: 27-32.

Yoshimoto M, Yuzuriha M. (1991) Cambio de aparición larvaria de concha, Scapharca subcrenata y previsión de tiempo para colección de semillas. Boletín de Estación Experimental de Ariake, Fukuoka Pref. 13: 21-42.


79

Casco de burro gigante (sola concha)

Longitud: 151mm, Altura: 122mm, Grosor: 128mm, Peso de concha: 1,743g

Si estuviera vivo, tendría más de 2,000g. Junio 2007 en Pirraya (Guardar), Bahía de Jiquilisco

Tamaño real


Curil gigante (vivo)

Longitud: 86mm, Altura: 63mm, Grosor: 58mm, Peso total: 211g

Septiembre 2007 en Puerto Ramírez, Bahía de Jiquilisco

Diciembre 2007

Tamaño real

anadara tuberculosa anadara grandis curil casco de...

Documents