analytik des ligninabbaus durch weißfäulepilze · bachelorstudiengang bio- und umwelttechnik...

Fachbereich Versorgungstechnik

Bachelorstudiengang Bio- und Umwelttechnik

Sommersemester 2011

Analytik des Ligninabbaus

durch Weißfäulepilze

Erstprüfer Frau Prof. Dr. rer. nat. Wilharm

Zweitprüfer: Prof. Dr. Ulrich Zaiß

Bachelorarbeit

Riccardo Gengerke, Matrikel-Nr. 20822132

Geb. am 04.09.1975 in Teterow - Deutschland

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Eigenständigkeitserklärung

Hiermit erkläre ich, dass ich die vorliegende Bachelorarbeit selbstständig angefertigt

und mir zuteilgewordenen Hilfen sowie das benutzte Schrifttum am Ende dieser

Arbeit angegeben habe.

Diese Arbeit hat in dieser oder abgeänderter Form keiner anderen Prüfungsbehörde

vorgelegen.

Wolfenbüttel, den 24.08.2011 Riccardo Gengerke

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Inhaltsverzeichnis

1. ZUSAMMENFASSUNG ............................................................................................................................. 7

2. EINLEITUNG ................................................................................................................................................ 8

3. ZIELSTELLUNG ........................................................................................................................................ 11

4. GRUNDLAGEN ......................................................................................................................................... 12

4.1. LIGNIN .................................................................................................................................................. 12

4.2. CELLULOSE .......................................................................................................................................... 13

4.3. HEMICELLULOSE .................................................................................................................................. 15

4.4. WEIßFÄULEPILZE (PLEUROTUS OSTREATUS UND DONKIOPORIA EXPANSA) ...................................... 15

4.5. ENZYME ............................................................................................................................................... 17

4.5.1. Enzymkinetik ............................................................................................................................. 18

4.5.2. Lignin-Peroxidase (EC 1.11.1.14).......................................................................................... 19

4.5.3. Mangan-Peroxidase (EC 1.11.1.13) ...................................................................................... 20

4.5.4. Laccase (EC 1.10.3.2) ............................................................................................................. 20

4.6. PHOTOMETRIE ..................................................................................................................................... 21

4.7. BIOGASPRODUKTION ........................................................................................................................... 23

5. MATERIAL UND METHODEN ................................................................................................................ 24

5.1. PILZKULTUREN ..................................................................................................................................... 24

5.2. MEDIEN ................................................................................................................................................ 26

5.2.1. Nähragar .................................................................................................................................... 26

5.2.2. Nährbouillon .............................................................................................................................. 26

5.2.3. Minimalmedium ........................................................................................................................ 26

5.2.4. Substrate für den Ligninabbau ............................................................................................... 27

5.3. KULTIVIERUNGSMETHODEN ................................................................................................................. 29

5.3.1. Konservierung der Pilzkulturen .............................................................................................. 32

5.4. LIGNINBESTIMMUNG ............................................................................................................................ 33

5.4.1. Probenvorbereitung ................................................................................................................. 33

5.4.2. Quantitative Ligninbestimmung nach (J. H. Ross, 1933); verändert nach Vasilic, 2011 33

5.4.3. Bestimmung des Ligninanteils in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN EN ISO

13906, 2008) .............................................................................................................................................. 35

5.5. ENZYMATISCHE AKTIVITÄT .................................................................................................................. 37

5.5.1. Vorbereitung ............................................................................................................................. 38

5.5.2. Puffer und Lösungen für die Enzymtests .............................................................................. 38

5.5.3. Lignin-Peroxidase-Aktivität (EC 1.11.1.14) .......................................................................... 40

5.5.4. Laccase-Aktivität (EC 1.10.3.2) ............................................................................................. 42

5.5.5. Mangan-Peroxidase-Aktivität (EC 1.11.1.13)....................................................................... 42


5.6.1. Quantitative Auswertung nach Entwurf VDI 4630 (VDI-Richtlinie, 2004) ........................ 43

6. ERGEBNISSE ............................................................................................................................................ 46

6.1. KULTIVIERUNG DER WEIßFÄULEPILZE ................................................................................................. 46

6.1.1. Waldpilz ..................................................................................................................................... 46

6.1.2. Pleurotus ostreatus Stamm 1833 .......................................................................................... 47

6.1.3. Donkioporia expansa Stamm 9690 ....................................................................................... 51

6.1.4. Kultivierung auf ligninhaltigen Substraten ............................................................................ 52


6.2.1. Ligninbestimmung der verwendeten Substrate (nach J. H. Ross, 1933) ........................ 55

6.2.2. Ligninbestimmung der verwendeten Substrate in Anlehnung an DIN EN ISO 13906

(DIN EN ISO 13906, 2008) ...................................................................................................................... 56

6.2.3. Ligninabbau durch Weißfäulepilze ........................................................................................ 57


3



6.3.3. Laccase (EC 1.10.3.2) ............................................................................................................. 64

6.4. BIOGASAUSBEUTEN ............................................................................................................................. 65

7. DISKUSSION DER ERGEBNISSE ........................................................................................................ 67

7.1. KULTIVIERUNG DER WEIßFÄULEPILZE ................................................................................................. 67

7.1.1. Waldpilz ..................................................................................................................................... 67

7.1.2. Pleurotus ostreatus .................................................................................................................. 68

7.1.3. Donkioporia expansa ............................................................................................................... 70


7.2.1. Ligninbestimmung nach (J. H. Ross, 1933 Volume 92, Numbers 3-4) ............................ 71

7.2.2. Bestimmung des Ligninanteils in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (65..120, 2008) ... 71

7.2.3. Ligninabbau durch Weißfäulepilze ........................................................................................ 72




7.3.3. Laccase (EC 1.10.3.2) ............................................................................................................. 76


8. FAZIT/AUSBLICK ..................................................................................................................................... 77

9. LITERATURVERZEICHNIS .................................................................................................................... 78

10. ANHÄNGE ............................................................................................................................................. 82

10.1. TABELLEN ........................................................................................................................................ 82

Abbildungsverzeichnis

Abbildung 1: Heizöläquivalent Energiepflanzen (Quelle: www.bio-power.com) ....................... 10

Abbildung 2: Möglich Produkte der Lignocellulose (Quelle: Kamm B., Umsicht Tage, 2003) 10

Abbildung 3: Strukturformeln der Grundbausteine des Lignins Quelle: (Falk Saupe, 2003) .. 12

Abbildung 4: Strukturformel eines Ausschnittes aus einem Ligninmolekül Quelle: (Falk

Saupe, 2003) ....................................................................................................................................... 13

Abbildung 5: β-1,4- Glucankette eines Cellulose-Moleküls Quelle: (Gerard Tchetseubu Saha,

2010) ..................................................................................................................................................... 14

Abbildung 6: Die Ultrastruktur der unlignifizierten Zellwand ........................................................ 14

Abbildung 7: Reaktion Lignin-Peroxidase Quelle: (IUBMB, 2006) .............................................. 19

Abbildung 8: Oxidation von ABTS (A) zum Kationenradikal (B) und zum Dikation (C) Quelle:

(Falk Saupe, 2003) ............................................................................................................................. 21

Abbildung 9: Lambert-Beer'sche Gesetz Quelle: (Ott, 2004) ...................................................... 22

Abbildung 10: Schema des anaeroben Abbaus organischer Substanz Quelle: (Andreas

Lemmer, 2010) .................................................................................................................................... 24

Abbildung 11: Schottflasche mit Pleurotus ostreatus auf Holzspäne ......................................... 25

Abbildung 12: Fritsch Schneidemühle (Keller im Geb. 4 am Exer) ............................................ 28

Abbildung 13: Zellkulturflasche mit Pleurotus ostreatus 8 d alt in Minimalmedium ................. 31

Abbildung 14: Versuchsaufbau Gewinnung Säure-Detergens-Lignin durch Kochen mit einer

starken Säure ...................................................................................................................................... 34

Abbildung 16: Waldpilz und Bakterien nach 3 d in 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme mit

Digitalkamera) ..................................................................................................................................... 46

4

Abbildung 17: Waldpilz nach 21 d bei 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme über die PC-

Anwendung NIS-Elements) ............................................................................................................... 46

Abbildung 18: Grünschimmelbefall (7 d alte Kultur) ...................................................................... 47

Abbildung 19: Mikroskopische Aufnahme von Konidiophoren und Phialiden bei 1000-facher

Vergrößerung (Aufnahme über die PC-Anwendung NIS-Elements) .......................................... 47

Abbildung 20: Pilzmycel nach 7 d Wachstum in Flüssigmedium ................................................ 48

Abbildung 21: Pilzmycel in Malzextrakt-Bouillon; links eine 6 d alte Kultur mit weißen Mycel

und rechts eine 8 d alte Kultur mit schwarzen Konidien ............................................................... 48

Abbildung 22: Auf der linken Seite ist eine Sporangie bei 1000-facher Vergrößerung zu

sehen (Aufnahme mit Digitalkamera), ............................................................................................. 49

Abbildung 23: geschlossene Sporangie bei 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme mit PC-

Anwendung NIS-Elements) ............................................................................................................... 49

Abbildung 24: Pleurotus ostreatus auf Malzextrakt-Agar; Links eine 15 d alte und Rechts eine

9 d alte Pilzkultur ................................................................................................................................ 50

Abbildung 25: Mycel des Pleurotus ostreatus bei 1000-facher Vergrößerung (aufgenommen

mit PC-Anwendung NIS-Elements); ................................................................................................ 50

Abbildung 26: Pilzmycel des Donkioporia expansa nach 6 d Wachstum auf Malextrakt-Agar

............................................................................................................................................................... 51

Abbildung 27: Mycel des Donkioporia expansa bei 1000-facher Vergrößerung

(aufgenommen mit der PC-Anwendung NIS-Elements); .............................................................. 51

Tabellenverzeichnis

Tabelle 1: internationale Klassifizierung von Enzymen Quelle: (Nelson & Cox, 2001) ........... 18

Tabelle 2: Kultivierung von Pleurotus ostreatus und Waldpilz auf ligninhaltigen Substraten mit

PBS-Puffer pH 5,5 .............................................................................................................................. 52

Tabelle 3: Kultivierung von Pleurotus ostreatus auf ligninhaltigen Substraten mit

Leitungswasser am 06.07. und 20.07.2011 ................................................................................... 53

Tabelle 4: Kultivierung von Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa auf ligninhaltigen

Substraten mit Leitungswasser am 26.07., 05.08. und 09.08.2011 ........................................... 54

Tabelle 5: Soll/Ist-Vergleich der Ligningehalte nach (J. H. Ross, 1933 Volume 92, Numbers

3-4) ........................................................................................................................................................ 55

Tabelle 6: Soll/Ist-Vergleich der in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN EN ISO 13906,

2008) ermittelten Ligningehalte ........................................................................................................ 56

Tabelle 7: Ligninabbau von Pappelholzsubstraten mit und ohne Pilzbewuchs (Schimmelpilz),

bestimmt in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 .............................................................................. 57

Tabelle 8: Ligninbestimmung nach (Ross, 1933) .......................................................................... 82

Tabelle 9: Ligninbestimmung in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (65..120, 2008) ............... 83

Tabelle 10: Ligninabbau durch Weißfäulepilze .............................................................................. 84

Tabelle 11: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,0025 mM und 0,000625 mM ......................... 85

Tabelle 12: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,00025 mM bei 20 und 35 °C .......................... 86

Tabelle 13: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,00025 mM bei 55 und 75 °C .......................... 87

Tabelle 14: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 und 0,000625 mM ........................................... 88

Tabelle 15: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 mM (7d gelöst gelagert) und 0,001 mM ...... 89

Tabelle 16: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 mM (doppelte Substratmenge) und 0,005 mM

............................................................................................................................................................... 90

Tabelle 17: LiP-Substratumsatz mit OPD durch Pleurotus ostreatus von den alten

Stammkulturen .................................................................................................................................... 91

5

Grafikverzeichnis

Figure 1: Soll/Ist-Vergleich der nach nach (J. H. Ross, 1933 ) ermittelten Ligningehalte ....... 55

Figure 2: Soll/Ist-Vergleich der in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN EN ISO 13906,

2008) ermittelten Ligningehalte ........................................................................................................ 56

Figure 3: Ligninabbau von Pappelholzsubstraten mit und ohne Pilzbewuchs (Schimmelpilz),

bestimmt in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 .............................................................................. 57

Figure 4: ABTS-Oxidation mit gekaufter LiP bei verschiedenen Temperaturen ....................... 58

Figure 5: OPD-Oxidation mit verschiedenen Konzentrationen der gekauften LiP ................... 59

Figure 6: Test der LiP-Aktivität mit OPD ......................................................................................... 60

Figure 7: Nachweis der Lignin-Peroxidase in Flüssigkulturen des Donkioporia expansa und

Pleurotus ostreatus ............................................................................................................................ 62

Figure 8 : Nachweis Mangan-Peroxidase in Flüssigkulturen Donkioporia expansa und

Pleurotus ostreatus ............................................................................................................................ 63

Figure 9: Nachweis Laccase in Flüssigkulturen des Pleurotus ostreatus und Donkioporia

expansa ................................................................................................................................................ 64

Figure 10: Methanerträge aus ligninhaltigen Substraten mit und ohne Pilz .............................. 66

Abkürzungs- und Symbolverzeichnis

∑VN Netto-Gasvolumen des Substrats für die betrachtete Versuchsdauer ∑VIS Summe der Gasvolumina des Versuchs mit Impfschlamm für die

betrachtete Versuchsdauer ε molarer Extinktionskoeffizient A Absorption ABTS 2,2´- Azino- bis(3- ethylbenzthiazolin- 6- sulfonsäure) ADL Säure-Detergens-Lignin (acid detergent lignin) ADF Säure-Detergens-Faserrückstände (acid detergent fiber) Akt. Aktivität BHKW Blockheizkraftwerk CCH4f Methankonzentration im feuchtem Gas in Vol.-% CCH4tr Methankonzentration im trockenem Gas in Vol.-% CH4 Methan Ckorrtr korrigierte Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in

Vol.-%. C:N Kohlenstoff:Stickstoff-Verhältnis CO2 Kohlenstoffdioxid Ctr gemessene Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in D.E. Weißfäulepilz Donkioporia expansa deion. deionisiert EC Effektkonzentration EK Endkonzentration Fa. Firma gem. gemäß GPS Getreide-Ganzpflanzsilage GV Glühverlust H2 Wasserstoff H2O Wasser H2S Schwefelwasserstoff

6

Lacc Laccase LiP Lignin-Peroxidase lN Liter Volumen unter Normbedingungen Lsg. Lösung mf die Masse des Tiegels mit der Frischmasse mg Milligramm mg/l Milligramm pro Liter mIS Masse des für die Mischung benutzten Impfschlammes mM Millimolar mM Masse des im Kontrollversuch benutzten Impfschlammes MM Malzmedium MnP Mangan-Peroxidase MR Maissilage/Roggensilage (GPS) MS Massenspektrometrie mT die Masse des leeren Tiegels mtr die Masse des Tiegels mit der getrockneten Frischmasse mU Milliunits N Normal NH3 Ammoniak OPD ο- Phenylendiamin oTM organische Trockenmasse oTR organische Trockenrückstand oTS organische Trockensubstanz p0 Normdruck = 1013 hPa p Druck der Gasphase pH dekadische Logarithmus der Wasserstoffionen-Aktivität POD Peroxidase P.O. Pleurotus ostreatus pw Dampfdruck des Wassers RT Raumtemperatur spez. spezifische T0 Normtemperatur = 273 K TM Trockenmasse TR Trockenrückstand UV Ultraviolett va Veratrylalkohol VB Volumen des produzierten Biogases VIS(korr.) Gasvolumen, das aus dem Impfschlamm entwickelt wurde VK Kopfraumvolumen in ml Vol.-% prozentualer Anteil am Volumen VS spezifische auf die Glühverlustmasse bezogene Faulgasproduktion

während der Versuchszeit Vtr

0 Volumen des trockenen Gases im Normzustand wT Gewichtsprozent Trockenrückstand der Probe wV Gewichtsprozent Glühverlust der Trockenmasse

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1. Zusammenfassung

Das primäre Ziel war es, analytische Verfahren für die Ligninbestimmung bzw. für

den Ligninabbau und für die enzymatische Aktivität der Weißfäulepilze zu etablieren.

Zur Bestimmung des Ligningehalts bezogen auf die Trockenmasse wurden

gravimetrische Verfahren getestet. Bei diesen Verfahren werden, bis auf das Lignin

und die Mineralstoffe, alle Bestandteile mit einer starken Säure hydrolysiert. Nach

Filtern des Säure-Lignin-Detergens und anschließendem Trocknen des Filtrats kann

das Lignin ausgewogen werden. Nach der selbst abgeänderten Methode, die sich in

den Grundzügen an die (DIN EN ISO 13906, 2008) anlehnt, konnten gute

Ergebnisse erzielt werden. Jedoch kann keine Aussage darüber getroffen werden, ob

dieses Verfahren auch auf Futtermittel und Gärreste übertragbar ist.

Weiterhin wurde die Enzymaktivität mit verschiedenen Substraten photometrisch

bestimmt. Hier eignet sich ABTS aufgrund seiner Nachweisempfindlichkeit und

seiner Einsatzmöglichkeit für zwei Enzyme (Laccase und Lignin-Peroxidase)

insbesondere als Substrat.

Das Verfahren zur Bestimmung der Mangan-Peroxidase-Aktivität ist noch nicht

optimal, da die spektrale Grundabsorption zu hoch lag und die spektrale Absorption

auf über 1 anstieg. Eine Verdünnung kommt nicht infrage, weil dies die Konzentration

der Enzyme senkt. Hier ist die Enzymgewinnung zu optimieren.

Laccase konnte bei Pleurotus ostreatus nachgewiesen werden. Diese produzierte er

jedoch nur im Minimalmedium. Lignin-Peroxidase und Mangan-Peroxidase konnten

sowohl Pleurotus ostreatus als auch Donkioporia expansa nachgewiesen werden.

Auch hierfür eignete sich das Minimalmedium am besten.

Auf Standardnährmedien wie z. B. Malzextrakt-Agar oder in Flüssigmedien war die

Anzucht von Pilzen problemlos möglich. Voraussetzung hierfür ist, dass frische und

lebensfähige Pilzkulturen zur Verfügung stehen und steril gearbeitet wird.

Die Kultivierung auf ligninhaltigen Substraten gestaltete sich schwieriger, da hier trotz

der Verwendung frischer und lebensfähiger Kulturen ein Schimmelbefall stattfand.

Was evtl. an einer ungenügenden Sterilisation der Substrate gelegen haben könnte.

Jedoch bildeten sich auch Pilzkulturen ohne Schimmelbefall aus.

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2. Einleitung

Ein zentrales Thema unserer Zeit ist die Erschließung oder effektivere Nutzung von

Rohstoff- und Energiequellen. Diese Quellen sollten erneuerbar, umweltverträglich,

sicher und möglichst kostengünstig sein. Um diesen Anforderungen gerecht zu

werden, bedarf es einer sorgfältigen Prüfung hinsichtlich der Umsetzbarkeit und

Umweltverträglichkeit.

Dabei spielen Pflanzen als Energiequelle und nachwachsender Rohstoff eine

besondere Rolle. Denn sie sind mit einem relativ geringen Energieeintrag schnell in

großen Mengen verfügbar. Pflanzen und Algen - auch einige Bakteriengruppen -

betreiben Fotosynthese, um ihren Energiebedarf zu decken. Bei diesem

biochemischen Prozess wandeln diese Organismen die Strahlungsenergie der

Sonne in chemische Energie um. Diese wird unter anderem dazu verwendet, um aus

Kohlenstoffdioxid (CO2) und Wasser (H2O) energiereiche organische Verbindungen -

Biomasse - zu synthetisieren. Diese Biomasse ist ein wertvoller Energiespeicher, der

durch den Menschen als Nahrungsmittel, Futtermittel oder zur Energiegewinnung

genutzt wird. Auch die heutzutage von uns genutzten fossilen Energieträger

entstanden vor mehreren Hunderttausend bis mehreren Millionen Jahren aus

Mikroorganismen wie Algen. Die Algen bildeten die Grundlage für Erdöl sowie

Erdgas und Pflanzen wie z. B. Farne die Grundlage für Stein- sowie Braunkohle

(http://de.wikipedia.org/ vom 12.07.2011 um 18:30 Uhr). Die fossilen Energieträger

bildeten sich im Laufe der Jahrmillionen aus diesen abgestorbenen Organismen

durch hohen Druck und hohe Temperaturen in sauerstofffreien

Sedimenteinschlüssen.

Da diese Energieträger nur begrenzt zur Verfügung stehen und der in Ihnen über

Jahrtausende gespeicherte Kohlenstoff durch Verbrennung innerhalb kürzester Zeit

als CO2 in die Atmosphäre abgeben wird, müssen diese fossilen Energieträger durch

erneuerbare umweltverträgliche Energien ersetzt werden. Deshalb werden vermehrt

Energiepflanzen wie zum Beispiel Mais angebaut, deren Körnermaissilage 42,4 %

Stärke, 5,8 % Rohprotein und 2,5 % Fett enthält (Hermann Englert, 2009). Diese

energiehaltigen Bestandteile können durch Mikroorganismen leicht abgebaut

werden. Bei einem Abbau unter Ausschluss von Sauerstoff (anaerobe Verhältnisse)

entsteht Biogas. Das Biogas besteht zu 50 bis 75 % aus Methan. Methan enthält viel

Energie, die bei Verbrennung freigesetzt wird. Diese Energie wird zur Strom- und

Wärmeerzeugung genutzt. Aber auch die weiteren Bestandteile der Pflanze wie

9

Lignin, Cellulose und Hemicellulose sind mit einen Anteil von 17 bis 20 % auf die

Trockensubstanz der Maissilage bezogen (http://de.wikipedia.org/wiki/Silage vom

01.08.2011 um 16:30 Uhr) ein wichtiger Energiespeicher. Diese Bestandteile werden

bei Futterpflanzen Rohfaser genannt werden. Die Cellulose kann auch durch die am

Gärprozess beteiligten Mikroorganismen abgebaut und zu Biogas umgewandelt

werden. Jedoch gestaltet sich der Abbau der Cellulose und Hemicellulose für die

Mikroorganismen schwieriger als der von der Stärke. Der Abbau ist teilweise gar

nicht möglich, da die Cellulose/Hemicellulose mit Lignin, das nur durch wenige

Organismen abgebaut werden kann, umschlossen/durchwachsen ist. Mit Maissilage

kann ein Methanertrag zwischen 295 und 380 l Methan/kg organische Trockenmasse

erzielt werden (Hermann Englert, 2009). Dadurch, dass hauptsächlich Mais als

Energiepflanze dient und wir in Deutschland laut des Fachverband Biogas e. V.

(http://www.biogas.org, vom 26.07.2011 um 19:45 Uhr) bis Ende 2011

siebentausend Biogasanlagen haben werden, findet auf den landwirtschaftlichen

Anbauflächen eine Monokultivierung statt. Ansonsten kann der Bedarf an

Energiepflanzen nicht abgedeckt werden. Dies hat einen Humusabbau, eine

Bodenverdichtung und Bodenerosion zur Folge. Weiterhin muss intensiv mit

Stickstoff gedüngt werden, was zu klimaschädlichen Lachgasemissionen führt

(http://www.greenpeace.de/fileadmin/gpd/user_upload/themen/landwirtschaft/FS_Bio

gas_03_2011.pdf vom 26.07.2011 um 19:50 Uhr). Nachteilig ist auch, dass für die

Erzeugung des Biogases Nahrungsmittel wie Mais, Roggen und Weizen eingesetzt

werden. Deshalb muss an der Verwertung der organischen Reststoffe geforscht

werden, um das Potenzial der Energiepflanzen besser auszuschöpfen. Denkbar

wäre den Gärrest der Biogasanlagen so aufzubereiten, dass die nicht verwertbare

Rohfaser den am Biogasprozess beteiligten Mikroorganismen zugänglich wird.

Weiterhin könnten dann Grünschnitt, Stroh und andere Pflanzenreste bei

entsprechender Aufbereitung mit in den Biogasprozess einfließen. Ein anderer

Ansatzpunkt ist schnell wachsende Hölzer einzusetzen, denn diese habe bezogen

auf die Anbaufläche einen höheren Energieertrag (siehe Abb. 1).

http://www.biogas.org/

10

Abbildung 1: Heizöläquivalent Energiepflanzen (Quelle: www.bio-power.com)

Die in der Abb. 1 genannten Triticale sind laut (http://de.wikipedia.org/wiki/Triticale,

vom 12.07.2011 19:00 Uhr) eine Kreuzung aus weiblichem Weizen (Triticum

aestivum L.) und männlichem Roggen (Secale cereale L.).

Schnell wachsende Baumarten wie Pappel können 20 bis 30 Jahre als Dauerkultur

genutzt werden (Boelcke, 2006). Die Ernte der Sprossmasse kann laut (Boelcke,

2006) alle 3 bis 10 Jahre erfolgen. Der Vorteil liegt in einer geringeren

Bodenbelastung und einer geringeren Düngung als beim Mais. Hölzer werden bisher

vielseitig eingesetzt z. B. als Baumaterial, für die Zellstoffherstellung, in Bioraffinerien

oder zur Holzgasherstellung. Dabei ist ihr Potenzial als Lieferant von Lignocellulose-

Produkten sehr viel größer (Abb. 2).

Abbildung 2: Möglich Produkte der Lignocellulose (Quelle: Kamm B., Umsicht Tage, 2003)

11

Um an die einzelnen Bestandteile der Lignozellulose, die auch aus Stroh und

anderen ligninhaltigen Pflanzen gewonnen werden kann, zu gelangen, würde sich

eine biochemische Vorbehandlung durch Pilze anbieten. Denn besonders

Weißfäulepilze sind in der Lage Lignin zu lösen und die Cellulose freizulegen. Die

Gruppe der Rotfäulepilze kann die Cellulose vollständig abbauen und lässt das

Lignin übrig. Im Bereich der Lignocelluloseprodukte wird an vielen Stellen z. B. an

der Technischen Universität Wien am Institut für Verfahrenstechnik, Umwelttechnik

und Technische Biowissenschaften oder dem Institut für Lebensmittelchemie und

Lebensmittelbiotechnologie (LCB) der Justus-Liebig-Universität Gießen (JLU)

geforscht, um diese bisher wenig genutzte Rohstoffquelle zugänglich zu machen. Die

Bundesforschungsanstalt für Landwirtschaft (FAL) in Braunschweig hat verschiedene

Weißfäulepilze zur Erhöhung des Futterwerts von Getreidestroh getestet. Dabei

sollte durch den Ligninabbau der Weißfäulepilze die Verdaulichkeit des Strohs

verbessert werden. Die in-vitro getestete Verdaulichkeit konnte durch die

Vorbehandlung mit Pilzen je nach verwendetem Pilz laut (Peter Lebzien & Institut für

Tierernährung, 2003) um 9,5 bis 16,9 % verbessert werden. Diese Beobachtungen

könnten sich evtl. auf eine Vorbehandlung ligninhaltiger Substrate durch Pilze für

eine anschließende anaerobe Fermentation übertragen lassen. Dann könnten nach

dem Ligninabbau die Zellwandkohlenhydrate z. B. der schnell wachsenden Hölzer,

des Gärrests oder des Strohs zu Biogas umgesetzt werden. Entweder setzt man den

ligninhaltigen Substraten Lignin abbauende Enzyme, die aus Pilzen gewonnen

wurden, vor bzw. während des Biogasprozesses zu oder man lässt den Pilz die

Substrate vor der Fermentation zersetzen. Wenn man für die Pilz-Variante einen

Speisepilz einsetzt, dann würde sich durch den Verkauf der Speisepilze eine

zusätzliche Einnahmequelle erschließen.

3. Zielstellung

In dieser Arbeit liegt der Schwerpunkt auf der Analytik der enzymatischen Aktivität

der Weißfäulepilze und dem Ligninabbau der Substrate. Für eine Vergleichbarkeit

sollen verschiedene Weißfäulepilzarten zum Ligninabbau eingesetzt werden. Durch

diese Arbeit sollen analytische Verfahren etabliert werden, die eine Aussage über die

Quantität des Ligninabbaus und das Potenzial des zum Ligninabbau eingesetzten

Pilzes ermöglichen. Dabei kommen analytische Standardverfahren zum Einsatz, bei

12

denen geprüft werden soll, ob sie für die örtlichen Gegebenheiten infrage kommen

und inwieweit eine Abänderung zur Reduzierung des Arbeitsaufwands möglich ist.

Einhergehend mit den primären Zielen fallen weitere Fragestellung an. Zum einen

müssen die Pilze angezüchtet werden und zum anderen sind geeignete Substrate zu

beschaffen, die für die Pilzzucht vorzubereiten sind. Weiterhin soll zusätzlich die

Auswirkung des Ligninabbaus auf den Biogasprozess untersucht werden. Hierzu

sind Gärversuche im Batch-Verfahren gemäß (VDI-Richtlinie, 2004) durchzuführen

und auszuwerten.

4. Grundlagen

4.1. Lignin

Der Aufbau des Lignins erfolgt aus definierten Untereinheiten. Diese Untereinheiten

werden offensichtlich nach dem Zufallsprinzip zusammengesetzt, wobei ein

Riesenpolymer entsteht, das sich durch die ganze Pflanze zieht. Die

Grundbausteine/Untereinheiten sind p- Cumarylalkohol, Coniferylalkohol und

Sinapylalkohol (Abb. 3).

Abbildung 3: Strukturformeln der Grundbausteine des Lignins Quelle: (Falk Saupe, 2003)

A: p- Cumarylalkohol; B: Coniferylalkohol; C: Sinapylalkohol

Diese methoxylierten Phenylpropaneinheiten werden dreidimensional zu einem

Polymer verknüpft (Abb. 4). Die Zusammensetzung des Lignins variiert je nach

Pflanzengruppe. Bei Nadelbäumen z. B. macht Coniferylalkohol den

Hauptbestandteil aus.

13

Abbildung 4: Strukturformel eines Ausschnittes aus einem Ligninmolekül Quelle: (Falk Saupe, 2003)

Lignin wird nachträglich in die sekundäre Zellwand, die hauptsächlich aus Cellulose

besteht, eingelagert und schützt so die Cellulose und die darunter liegende primäre

Zellwand, die größtenteils aus Hemicellulose besteht. Dieser Verholzungsprozess -

Lignifizierung - verhindert einen enzymatischen Verdau durch andere Organismen,

da es nur von einigen Pilzen abgebaut werden kann. Weiterhin verleiht Lignin der

Pflanze mechanische Stabilität. Dadurch, dass Lignin aufgrund seiner phenolischen

Gruppen hydrophob ist, werden die Seitenwände vom wasserleitenden Gewebe

versiegelt und eine Verdunstung des Wassers verhindert. Zwischen den beiden

Zellwandschichten befindet sich eine dünne Schicht Pektin, die die Zellwand

zusammenhält.

4.2. Cellulose

Cellulose ist der Hauptbestandteil der Pflanzen-Zellwand und die häufigste

organische Verbindung auf der Erde. Die Cellulose ist ein Polysaccharid, das aus

Monosacchariden (β-D-Glucose-Molekülen) aufgebaut ist. Die Glukosebausteine

14

werden dabei ß-1,4-glycosidisch über das C-Atom 1 des einen Monosaccharids mit

dem C-Atom 4 des darauffolgenden Monosaccharids verbunden (Abb. 5).

Abbildung 5: β-1,4- Glucankette eines Cellulose-Moleküls Quelle: (Gerard Tchetseubu Saha, 2010)

Ein Cellulosemolekül kann aus mehreren tausend Monosacchariden aufgebaut sein.

Cellulose kann durch Wasser und die meisten organischen Lösungsmittel nicht

aufgelöst werden. Hierzu bedarf es einer starken Säure oder bestimmter Reagenzien

wie z. B. Dimethylsulfoxid/Lithiumchlorid laut (http://de.wikipedia.org/wiki/Cellulose

vom 04.0.2011 um 20:15 Uhr). Bei der Lösung in starken Säuren in Verbindung mit

erhöhten Temperaturen wird die Cellulose zu Glucose gespalten.

Die Cellulose ist eine Struktursubstanz indem sie Fibrillen bildet. Die fibrillären

Strukturen entstehen durch die parallele Anordnung von Cellulosemolekülen. Eine

Vielzahl von Fibrillen bilden dann Pflanzenfasern, die verholzt sein können (Abb. 6).

Abbildung 6: Die Ultrastruktur der unlignifizierten Zellwand

(a) Teil der Zellwand mit Mittellamelle, Primärwand und dreischichtiger Sekundärwand;

(b) Makrofibrillen; (c) Makrofibrillen bestehen aus Mikrofibrillen von ungefähr 10 nm Durchmesser;

(d) Micellen sind Teile der Mikrofibrillen in denen die Cellulosemoleküle parallel liegen;

(e) Teile einer Micelle mit parallel verlaufenden, gitterförmig angeordneten Cellulosemolekülen

Quelle: (w3.forst.tu-muenchen.de/~scriptmaster/skripte/holzaufbau/Holzchemie.pdf vom 29.07.2011

um 22:10 Uhr)

Die in der Abb. 6 gekennzeichneten Tüpfel sind dünne Stellen oder Aussparungen in der

Sekundärwand von Pflanzen. Sie dienen dem Stoffaustausch zwischen benachbarten Zellen.

15

4.3. Hemicellulose

Die Hemicellulosen sind neben Cellulose und Lignin eine Hauptkomponente der

Zellwand. Sie bilden mit Pektin eine Matrix, in die Cellulosefibrillen eingebettet sind

(PEÑA et al., 2001; CARPITA und MCCANN, 2002; BUNZEL und STEINHART,

2003). Hemicellulosen lassen sich nicht klar definieren. So bilden die Hauptketten

heterogene oder monomere Polysaccharide, die aus verschiedenen

Grundbausteinen aufgebaut sein können. Die häufigsten Monosaccharid

Grundbausteine sind zum einen Pentosen mit D-Xylose und L-Arabinose sowie zum

anderen Hexosen wie D-Glucose, D-Mannose und D-Galactose. Der Name des

Polymers leitet sich vom am häufigsten verbauten Monosaccharid ab und wird mit

der Endung ane versehen. Hauptvertreter des Heteropolymers sind z. B.

Arabinoxylane und Xyloglucane (CARPITA und MCCANN, 2002; BUNZEL und

STEINHART, 2003) und die der Homopolymere Xylan, Mannan und Galactan. An

den Hauptketten verzweigen sich weitere Monosaccharide, sodass ein

unregelmäßiges Makromolekül entsteht.

Hemicellulose lässt sich durch Alkalibehandlung oder kurzzeitige Extraktion mit

verdünnter, heißer Säure lösen. Dabei gehen Lignin und Cellulose nicht in Lösung

(http://de.wikipedia.org/wiki/Hemicellulose vom 04.08.2011 um 18:10 Uhr).

4.4. Weißfäulepilze (Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa)

Die für diese Arbeit verwendeten Pilze Pleurotus ostreatus (Trivialname:

Austernseitling) und Donkioporia expansa (Trivialname: ausgebreiteter Hausporling

oder auch „Eichenporling“) zählen zu den Weißfäulepilzen, die vornehmlich Lignin

umsetzen. Die Bezeichnung Weißfäulepilze bezieht sich auf die Weißfärbung des

vom Pilz befallenen Holzes. Denn nach dem Ligninabbau bleibt die weißliche

Cellulose zurück. Hierdurch wird das Holz aufgehellt. Die Weißfäulepilze zeichnen

sich dadurch aus, dass sie komplexe Stoffe wie Lignin abbauen können. Die Pilze

sekretieren dazu über ihr Mycel Enzyme nach außen. Diese Enzyme spalten dann

Polymere wie z. B. Lignin. Im Anschluss werden die Abbauprodukte zur weiteren

Verwertung durch den Pilz aufgenommen. Während Pleurotus ostreatus in der Natur

16

vorwiegend auf Laubholz zu finden ist, kann Donkioporia expansa auch Nadelholz

zersetzen.

Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa gehören laut (http://de.wikipedia.org;

Suche der Pilzgattung vom 11.08.2011 um 17:45 Uhr) zu den höheren Pilzen

(Eumycota) und hier zur Abteilung der Basidiomyceten (Ständerpilze). Sie leben als

Saprophyten vom toten oder geschwächten organischen Material. Pilze gehören zu

den Eukaryoten,aber bilden neben Tieren und Pflanzen eine eigene Klassifikation.

Sie besitzen eine feste Zellwand, die als Strukturkomponente Chitin besitzt. Beide

Pilze leben in Zellverbänden, die durch Hyphen gebildet werden. Das

Hyphenwachstum ist eine asexuelle Vermehrung durch Querteilung. Bei dieser

Wachstumsform verlängern sich die gestreckten Einzelzellen, die sich durch eine

Querwand in mehre Zellen teilen können. Die Hyphen verzweigen sich und bilden ein

Pilzgeflecht, das Mycel. Diese Wachstumsform kommt bei den meisten Pilzen vor,

zum Beispiel bei Schimmelpilzen oder höheren Pilzen. Pilzarten, die als runde bzw.

ovale Einzelzellen vorkommen und sich durch Sprossung vermehren bezeichnet man

als Hefen. Eine besondere Form der Sprossung ist die Bildung von Konidien, die der

asexuellen Verbreitung der Pilze durch die Luft dienen. Konidien werden von

Schimmel- und Fadenpilzen gebildet. Die Konidien sind resistent gegenüber

Trockenheit und UV-Licht. Die Basidiomyceten bilden vorwiegend ein Mycel. Zur

Bildung eines Fruchtkörpers (Basidie) kommt es nur zu bestimmten Jahreszeiten

oder erst nach einigen Jahren. An der Basidie bilden sich Konidien mit einem

haploiden Chromosomensatz. (Pilze, 2011)

Pleurotus ostreatus ist vorwiegend als Speisepilz bekannt. Er wird aber auch mit

großem Erfolg in der Umweltsanierung zum Abbau von polycyclischen aromatischen

Kohlenwasserstoffen (PAKs) und polychlorierten Biphenylen (PCBs) eingesetzt

(Ulbricht, 2001). Laut (Thorn, 1984) ist Pleurotus ostreatus nematophag. Dies

bedeutet, dass er in der Lage ist, Nematoden mit Toxocysten zu vergiften, um ihn im

Anschluss durch in den Nematoden eindringende Pilzhyphen zu verdauen.

Donkioporia expansa ist ein bekannter Holzschädling, der durchfeuchtete Hölzer in

Gebäuden befällt und zerstört.

Pilze werden seit Langem vom Menschen genutzt. So setzten Hefen wie

Saccharomyces cerevisiae durch Gärung Glucose zu Ethanol um. Schimmelpilze wie

Aspergillus niger werden für die Herstellung von Citronensäure eingesetzt. Andere

Pilze veredeln wiederum Käse oder produzieren Antibiotika für medizinische Zwecke.

Die Stoffwechselprodukte oder Enzyme finden in vielen Bereichen wie z. B. in der

17

Lebensmittel- und Pharmaindustrie, Medizin und im Haushalt als Backmittel

Anwendung (Antranikian, 2006). Das Pilzmycel wird sogar als Verpackungsmaterial

verwendet und ersetzt so Styropor. Diese Idee wurden von Eben Bayer und Gavin

McIntyre durch die Gründung ihres Unternehmens Ecovative design

(http://www.innovationstuntmen.com/?p=2405, vom 12.08.2011 um 14:55 Uhr)

erfolgreich umgesetzt.

4.5. Enzyme

Enzyme sind Proteine, die biochemische Reaktionen katalysieren können. Sie

übernehmen in Organismen wichtige Funktionen z. B. im Stoffwechsel, beim

Kopieren der Desoxyribonukleinsäure (DNA) und beim Transkribieren der

Ribonukleinsäure (RNA). Enzyme setzten die Aktivierungsenergie einer

biochemischen Reaktion herab und beschleunigen oder ermöglichen diese so. Das

passende Substrat wird dabei spezifisch im aktiven Zentrum des Enzyms gebunden.

Nachdem das Substrat in das Reaktionsprodukt umgewandelt wurde, wird es

freigesetzt. Das Enzym verbraucht sich dabei nicht und nimmt seine Funktion so

lange war, wie passendes Substrat vorhanden ist oder ein Inhibitor die

Substrataufnahme verhindert. Inhibitoren sind Proteine, die z. B. das aktive Zentrum

entweder dauerhaft oder kurzzeitig blockieren. Sie werden vom Organismus

produziert, um die Enzymaktivität entsprechend ihren Bedürfnissen zu regeln. Die

Enzyme haben je nach Organismus und Funktion verschiedene pH- und

Temperaturoptima.

18

Weiter werden sie gemäß unten aufgeführter Tabelle 1 in verschiedene Klassen

eingeteilt.

Tabelle 1: internationale Klassifizierung von Enzymen Quelle: (Nelson & Cox, 2001)

In dieser Arbeit liegt das Hauptaugenmerk auf den Oxidoreduktasen. Da den

dazugehörigen Enzymen Mangan-Peroxidase, Lignin-Peroxidase und Laccase eine

Beteiligung am Ligninabbau nachgewiesen wurde. Diese Enzyme werden durch

Weißfäulepilze produziert und liegen extrazellulär vor.

4.5.1. Enzymkinetik

Die Reaktionsgeschwindigkeit gibt an, welche Stoffmenge an Substrat pro Zeiteinheit

in einem bestimmten Volumen umgesetzt wurde. Sie ist abhängig von der

Temperatur, dem pH-Wert, der Salzkonzentration sowie der Konzentration der

Substrate und Produkte. Das Steigern der Temperatur führt zu einer erhöhten

Reaktionsgeschwindigkeit, bis das Enzym denaturiert.

Im Zusammenhang mit der Reaktionsgeschwindigkeit steht die Enzymaktivität, die

die Menge des aktiven Enzyms in der Probe angibt. Sie ist proportional zur

Reaktionsgeschwindigkeit. Die Enzymaktivität wird in Units (U) angegeben. Ein U ist

diejenige Menge Enzym, welche unter angegebenen Bedingungen ein Mikromol

Substrat pro Minute umsetzt (1 U = 1 µmol/min).

Die spezifische Aktivität gibt an, wie viel des gesuchten Enzyms in der Probe ist

(U/mg). Hierzu muss die Proteinmenge bekannt sein oder durch Bestimmung der

Trockensubstanz in der Probe ermittelt werden (Ulbricht, 2001).

19

4.5.2. Lignin-Peroxidase (EC 1.11.1.14)

Die Lignin-Peroxidase wird z. B. aus Kulturen des Weißfäulepilzes Phanerochaete

chrysosporium gewonnen. Es ist ein Hämprotein, das Wasserstoffperoxid als

Elektronenakzeptor benötigt. Lignin-Peroxidasen oxidieren phenolische und

aromatische Substrate. Sie oxidieren aber auch nicht-phenolische aromatische

Verbindungen, wie Veratrylalkohol (3,4-Dimethoxybenzylalkohol) (HEINFLING,

1998). Durch eine Elektronenübertragung wird ein Kation gebildet, das Spaltungen

an aromatischen Ringstrukturen bewirkt. Dadurch bilden sich instabile, radikalische

Strukturen.

Abbildung 7: Reaktion Lignin-Peroxidase Quelle: (IUBMB, 2006)

Die nachfolgende Angaben beziehen sich auf die vom Phanerochaete chrysosporium

gewonnene Ligin Peroxidase. Diese Daten stammen aus der biologischen

Datenbank (BRENDA, 2011).

Molekulargewicht: 40 kDa

pH-Optimum: 2,6; 3; 3,5; 3,6; 4,5; 4,8; 5 (Mehrfachnennungen in der Literatur)

Temperaturbereich: 25 bis 75°C

(bei pH 5 werden 100 % Peroxidaseaktivität bei 55 °C erreicht

und bei 35°C mehr als 75 %; steigen die Temperaturen über

75°C verliert die Peroxidase 66% ihrer Aktivität)

20

4.5.3. Mangan-Peroxidase (EC 1.11.1.13)

Die Mangan-Peroxidase, welche ebenfalls von Phanerochaete chrysosporium

produziert wird und extrazellulär vorliegt, ist auch ein Hämprotein. Das Enzym

benötigt Wasserstoffperoxid als Elektronenakzeptor und oxidiert zweiwertige

Manganionen, die im Holz enthalten sind, zu dreiwertigen Ionen. Dreiwertige

Manganionen sind Oxidationsmittel, die als Chelatkomplexe durch organische

Säuren, welche der Pilz bildet, stabilisiert werden. Dieser Redox-Mediator greift unter

Radikalbildung aromatische Strukturen im Ligninmolekül an (Martin Hofrichter, 6. J A

H R G A N G).

Die Merkmale der Mangan-Peroxidase von Phanerochaete chrysosporium stammen

aus der biologischen Datenbank (BRENDA, 2011).

Reaktionsgleichung: 2 Mn+2 + 2 H+ + H2O2 = 2 Mn+3 + 2 H2O

Molekulargewicht: ca. 40 kDa

pH-Optimum: 3; 3,5; 4; 4,5; 4,8; 5 (Mehrfachnennungen aufgrund

unterschiedlicher Literaturangaben)

Temperaturbereich: 25 bis 45 °C

(bei 25°C ca. 80 % der maximalen Enzymaktivität und bei

45 °C werden ca. 60% erreicht)

4.5.4. Laccase (EC 1.10.3.2)

Die Laccase (Polyphenoloxidase) ist sauerstoffabhängig. Sie kommt in Pilzen,

Pflanzen sowie in einigen Insekten und Bakterien vor. Hauptsächlich ist Laccase in

Lignin abbauenden Weißfäulepilzen zu finden. Es ist ein kupferhaltiges Glykoprotein

(Falk Saupe, 2003). Auch sie katalysieren, wie Mangan-Peroxidase, eine Ein-

Elektronen-Oxidation. Es werden Radikale gebildet, die die phenolischen und nicht

phenolischen aromatischen Verbindungen dann oxidierten. Dabei wird molekularer

Sauerstoff reduziert und Wasser gebildet.

21

Durch Mediatoren wie z. B. 2,2´- Azino-bis(3- ethylbenzthiazolin- 6- sulfonsäure)

(ABTS) werden auch nicht-phenolische Untereinheiten des Lignins angegriffen (Falk

Saupe, 2003).

Abbildung 8: Oxidation von ABTS (A) zum Kationenradikal (B) und zum Dikation (C)

Quelle: (Falk Saupe, 2003)

Angaben der biologischen Datenbank BRENDA zur Laccase des Pleurotus

ostreatus.

Molekulargewicht: 59 bis 66 kDa

pH-Optimum: 3; 3,6; 4; 4,5; 5,3; 5,5; 6; 6,2 (Mehrfachnennungen

aufgrund der unterschiedlichen Literaturangaben)

Temperaturbereich: 30 bis 80 °C

4.6. Photometrie

Photometrie ist die Bestimmung der Konzentration eines Stoffes in Lösung. Dabei

wird die Änderung der Intensität eines definierten Lichtstrahls einer bestimmten

Wellenlänge gemessen. Die elektromagnetische Strahlung tritt in Wechselwirkung

mit dem gelösten Stoff des Probematerials. So erzeugt z. B. die ultraviolette

Strahlung (200 – 380 nm) eine Anregung innerer Elektronen bzw. von

Valenzelektronen oder die Strahlung im sichtbaren Bereich (380 – 780 nm) eine

Anregung der Valenzelektronen. Je nach Atom- und Molekülart werden eng

begrenzte gequantelte Energiebeträge aus dem Lichtstrahl absorbiert. Durch eine

Spektralanalyse können für ein Atom oder Molekül die Wellenlängen ermittelt

werden, bei denen Absorptionen auftreten. Diese ermittelten Wellenlängen sind

22

charakteristisch für diesen Stoff. Die Wellenlänge, die durch den Stoff am stärksten

absorbiert wurde, kann gezielt eingesetzt werden, um die Konzentration dieses

Stoffes zu ermitteln.

Zwischen der Konzentration eines absorbierenden Stoffes und der Lichtabsorption

besteht ein proportionaler Zusammenhang, der durch das Lambert-Beer’sche Gesetz

beschrieben wird. Voraussetzung für das Lambert-Beer’sche Gesetzt ist eine

monochromatische Strahlung und ein absorbierender Stoff in stark verdünnter

Lösung. Dieses Gesetz beschreibt die Absorption der Intensität (Φ0) der

monochromatischen Strahlung, die beim Durchgang durch eine absorbierende

Lösung mit Schichtdicke (d) auf den Betrag Φ geschwächt wird.

Abbildung 9: Lambert-Beer'sche Gesetz Quelle: (Ott, 2004)

Durch das Vermessen von Standardlösungen deren Stoffmengenkonzentration

bekannt ist, kann eine Kalibrierkurve erstellt werden. Für den linearen Bereich der

Kalibrierkurve wird der bezogene molare spektrale Absorptionskoeffizient ermittelt.

Dieser Absorptionskoeffizient dient zur Berechnung der Konzentration dieses Stoffes,

der in unbekannter Menge in Lösung vorliegt, zusammen mit der Schichtdicke und

dem ermittelten spektralen Absorptionsmaß. Die Kalibrierkurve verläuft unterhalb des

spektralen Absorptionsmaßes 1 linear. Deshalb muss die Probe entsprechend

verdünnt werden, damit das Lambert-Beer’sche Gesetz angewendet werden kann.

Je steiler die Kalibriergerade verläuft, desto empfindlicher ist der Nachweis des

entsprechenden Stoffes. Um die Absorption der Lösung, in der sich der Stoff

befindet, zu berücksichtigen, wird nur das Absorptionsmaß des Lösungsmittels

vermessen und als Blindwert von den Werten der Proben abgezogen.

23

4.7. Biogasproduktion

Der Biogasprozess läuft unter anaeroben Bedingungen ab. Dabei bilden

Mikroorganismen durch den Abbau organischer Materialien Biogas. Biogas besteht

hauptsächlich aus Methan (CH4) – 50 bis75 Vol.-% - und Kohlenstoffdioxid (CO2) –

25 bis 50 Vol.-%. Die weiteren Komponenten, wie Ammoniak (NH3),

Schwefelwasserstoff (H2S), Wasserdampf und andere gasförmige oder

verdampfbare Bestandteile, entstehen in Abhängigkeit von dem eingesetzten

Substrat.

Die Biogasentstehung ist ein vierstufiger Prozess, an dem unterschiedliche

Bakteriengruppen beteiligt sind. Bei der Hydrolyse (1. Schritt) werden die Polymere

wie z. B. Kohlenhydrate, Eiweiße und Fette in Oligomere und Monomere wie

Aminosäuren, Mehrfach- sowie Einfachzucker und Fettsäuren gespalten. Diese

Zwischenprodukte werden bei der Acidogenese (2. Schritt) zu niederen organischen

Säuren (Essig-, Propion- und Buttersäure), Milchsäure, Alkohole und H2 sowie CO2

abgebaut. H2 und CO2 können durch Methan bildende Bakterien direkt zu Methan

umgesetzt werden. Während der Acetogenese (3. Schritt) werden Fett- und

Carbonsäuren sowie die niederen Alkohole zu Essigsäure, Wasserstoff und

Kohlenstoffdioxid abgebaut. Die acetogenen Wasserstoffbildner sind das schwächste

Glied im Biogasprozess und aus energetischen Gründen von den Methan bildenden

Bakterien abhängig. Diese müssen den Wasserstoffpartialdruck niedrig halten, damit

die Abbaureaktion der Wasserstoffbildner möglich ist. Deshalb sollte der pH-Wert

(6,5 bis 8) und die Temperatur (37°C – mesophil bzw. 55 °C – thermophil) an das

Optimun der acetogenen Wasserstoffbildner angepasst werden (FNR, 2010).

24

Bei der Methanogenese (4. Schritt) wird aus Essigsäure sowie Wasserstoff und

Kohlenstoffdioxid Methan gebildet.

Abbildung 10: Schema des anaeroben Abbaus organischer Substanz Quelle: (Andreas Lemmer, 2010)

5. Material und Methoden

5.1. Pilzkulturen

Pleurotus ostreatus Stamm 1833 und Donkioporia expansa Stamm 9690 wurden von

der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (DSMZ) in

Braunschweig bezogen. Die Pilzkulturen befanden sich bei Anlieferung auf

Schrägagarröhrchen, die verschlossen waren. Davon wurden Stammkulturen auf

dem vom DSMZ empfohlenen Medium angelegt. Die verwendeten Stammkulturen

des Pleurotus ostreatus waren bereits ca. 5 Monate alt und wurden bei 25 °C im

Brutschrank aufbewahrt. Sie wurden zuvor für eine andere Arbeit benutzt. Daher

stammte auch noch eine andere Kultur des Pleurotus ostreatus auf gehäckseltem

Holz.

25

Diese Kultur befand sich in einer steril verschlossenen 5 Liter Schottflasche auf dem

Dachboden (Abb. 10).

Abbildung 11: Schottflasche mit Pleurotus ostreatus auf Holzspäne

Zudem wurde noch Körnerbrut des Pleurotus ostreatus (Austernseitling oder Pearl

Oyster) über die Fa. Samentraum Gassmann GmbH unter www.samentraum.de

gekauft. Die mit Pilzmycel bewachsenen Getreidekörner waren getrocknet und

luftdicht verpackt. Diese Körnerbrut wurde von der Fa. Mr Fothergill’s Seeds Ltd in

Suffolk Großbritannien hergestellt und ist für die Anzucht auf Stroh oder Holz für den

privaten Gebrauch gedacht.

Weiterhin wurde ein Waldpilz benutzt, der in einem Waldstück auf einen

abgestorbenen Baumstamm gefunden wurde und darauf eine schleimige Kultur

bildete. Den Waldpilz fand Frau Prof. Dr. rer. nat. Wilharm und brachte hiervon eine

Probe mit.

26

5.2. Medien

5.2.1. Nähragar

Die Nährmediumempfehlung des DSMZ war für beide Pilze identisch.

Es wurde ein Malzextrakt Pepton Agar empfohlen. Mit der Zusammensetzung:

Malzextrakt 30,0 g

Soya-peptone 3,0 g

Agar 15,0 g

deion. Wasser 1000,0 ml

pH 5,6

Verwendet wurde ein Malzextrakt-Agar mit dieser Zusammensetzung von der Fa.

Merck.

5.2.2. Nährbouillon

Als Flüssigmedium diente eine Malzextrackt-Bouillon ebenfalls von der Fa. Merck.

Von der Bouillon wurde soviel eingewogen, dass 30 g Malzextrakt pro 1000 ml deion.

Wasser enthalten waren. Zusätzlich kamen auf diese Menge 3 g Pepton, das

allerdings abweichend von der Vorgabe aus einem Fleischextrakt anstatt aus Soya

stammte.

5.2.3. Minimalmedium

Um die Bildung extrazellulärer lignocellulytischer Enzyme zu fördern, wurde ein

flüssiges Minimalmedium eingesetzt, das als einzige Kohlenstoffquelle Strohmehl

enthielt.

Als Anhalt diente ein Rezept, das sich laut einem Forschungsprojekt der Protagen

AG (Dr. H. Bouws, et al., 2008) besonders eignete. Das verwendete Medium enthielt

3 % (abgeändert von 2 % auf 3 %) fein gemahlenes Rapsstroh mit einer

Partikelgröße < 0,25 mm (empfohlen wurden Ø 2 - 4 mm).

27

Inhaltsstoffe für 100 ml deion. Wasser:

MgSO4 0,05 g

KH2PO4 0,15 g

Hefeextrakt 0,2 g

Spurenelementlösung 0,1 ml

Rapsstroh (gemahlen) 3,0 g

Zusammensetzung der Spurenelementlösung:

FeCl3 × 6 H2O 0,08 g/l

ZnSO4 × 7 H2O 0,09 g/l

MnSO4 × H2O 0,03 g/l

CuSO4 × 5 H2O 0,005 g/l

EDTA 0,4 g/l

5.2.4. Substrate für den Ligninabbau

5.2.4.1. Stroh

Getreidestroh wird von vielen Pilzzüchtern empfohlen. Es ist auch das im

professionellen Bereich meist genutzte Pilzsubstrat. Laut der Internetseite

www.biopilze-Berlin.de (Klein, 2011) kann Getreidestroh besonders gut verwertet

werden, da der Lignin/Cellulose/Hemicellulose-Komplex des Strohs für den Pilz

leichter aufzuschließen ist als der von Holz. Weiterhin ist das Kohlenstoff-Stickstoff-

Verhältnis (C:N-Verhältnis) im Stroh mit 40:1 für den Pilz wesentlich günstiger als

beim Holz, wo das C:N-Verhältnis bei 500:1 liegt (Klein, 2011). Dadurch ist eine

schnellere Besiedlung des Substrates durch den Pilz möglich. Die Eigenschaften des

Getreidestrohs bringen auch Nachteile mit sich. Denn durch die leichtere

Verfügbarkeit der Nährstoffe im Stroh können sie auch durch andere Organismen als

dem inokulierten Pilz abgebaut werden. Zum Beispiel könnten sich Schimmelpilze

durchsetzen, die ein schnelleres Mycelwachstum haben als z. B. Pleurotus ostreatus.

28

Das trockene Getreidestroh wurde von einem Bauern geholt und mit einer

Schneidemühle der Fa. Fritsch GmbH (Abb. 11) auf eine Partikelgröße < 10 mm

gebracht.

Abbildung 12: Fritsch Schneidemühle (Keller im Geb. 4 am Exer)

5.2.4.2. Pappelholz

Als schnell wachsende Holzart wurde Pappel ausgewählt. Das Substrat wurde

einmal aus Kaminholz, das bereits 2 Jahre zum Trocknen lagerte, und frischen

Pappelzweigen gewonnen. Ein Gartenhäcksler der Fa. Bosch mit der Bezeichnung

AXT 2500HP (Standort: Keller Geb. 4 am Exer) brachte die frischen Pappelzweige

auf eine für die Schneidemühle der Fa. Fritsch geeignete Größe. Die Schneidemühle

machte dann aus den Holzstücken Holzsplitter, die kleiner als 10 mm waren.

Um aus dem Kaminholz ein Substrat mit größtmöglicher Oberfläche zu schaffen,

wurden aus ihm Späne herausgebohrt. Die Rinde des Kaminholzes wurde nicht

mitbenutzt.

29

5.2.4.3. Gärrest

Der Gärrest stammte aus einer Biogasanlage, die nur Maissilage und

Ganzpflanzensilage als Substrat einsetzt. Der Gärrest wurde bereits auf der Anlage

eingedickt, indem Wasser und Substrat separiert wurden. Eine weitere Aufbereitung

war nicht erforderlich, da sich im Gärrest keine großen Partikel befanden. Bis zur

Benutzung befand sich der Gärrest im Kühlschrank.

5.3. Kultivierungsmethoden

Für ein gutes Wachstum der Weißfäulepilze müssen optimale Bedingungen

geschaffen werden.

Da beide Pilze, Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa bei einer Temperatur

von 25 °C sowie einem pH-Wert von 5,6 (Empfehlung DSMZ) gut wachsen, musste

hier nicht unterschieden werden. Für den Waldpilz wurden dieselben

Wachstumsbedingungen angenommen.

Für die Kultivierung des Pleurotus ostreatus auf Stroh oder Holz existieren zahlreiche

Anleitungen. Umfassende Angaben zur Handhabung und Aufzucht des

Austernseitlings liefert (Hyungjong Kwon, 2004). Dieses Pilzhandbuch beschreibt die

Speisepilzzucht im großtechnischem Stil für kommerzielle Zwecke. Demnach

benötigt der Pilz 20 bis 25 °C und Dunkelheit für sein Mycelwachstum. Die

Kolonisationszeit auf ligninhaltigen Substrat wird mit 15 bis 25 Tagen angegeben.

Weiter steht im Kapitel 5-1 des Mushroom Growers Handbooks 1, dass der pH-Wert

des Substrats in einem Bereich von 5,0 bis 6,5 (Hyungjong Kwon, 2004) liegen sollte.

Es wird beschrieben, dass man diesen pH-Wert durch die Zugabe eines Puffers wie

z. B. Gips oder Kalk mit 3 % Massenanteil halten kann. Der Wasseranteil des

Substrats soll laut Kapitel 3 (Hyungjong Kwon, 2004) bei 65 % liegen und der der

Luft zwischen 65 und 70 %. Wenn der Wasseranteil im Substrat zu hoch ist, dann

kann es gemäß (Hyungjong Kwon, 2004) leichter zu Kontaminationen kommen.

Durch Belüftung ist die Kohlenstoffdioxidkonzentration unterhalb 600 bis 1000 ppm

zu halten. Zur Ausbildung von Fruchtkörpern kommt es erst bei einer Temperatur von

15 °C. Im Internetforum kulturpilz.de (http://kulturpilz.de/viewtopic.php?t=863, vom

15.08.2011 um 22:40 Uhr) wird darauf hingewiesen, dass gemäß dem Buch

30

„Pilzanbau“ von Prof. Jan Ivan Lelley (Gesellschafter-Geschäftsführer der

Gesellschaft für angewandte Mykologie und Umweltstudien GmbH (GAMU), Institut

für Pilzforschung in Krefeld) Pleurotus ostreatus vorwiegend Lignin abbaut, solange

er die Strukturproteine der Zellwand, die an das Lignin gebunden sind, als einzige

Stickstoffquelle nutzen kann. Wenn eine andere Stickstoffquelle vorliegt, wird auch

die Cellulose abgebaut. Weiterhin wird erwähnt, dass das Pilzmycel des

Austernseitlings bei einer Substratmischung aus niedermolekularen Kohlenhydraten

wie z. B. Saccharose und Maltose und Stäre mit hochmolekularen wie Cellulose,

Hemicellulose und Lignin schneller wächst als ohne diese Substratbeimischung.

Da Donkioporia expansa Bausubstanz aus Holz zerstört, findet man zu ihm häufig

Publikationen zu diesem Thema, aber keine Untersuchungen, die die optimalen

Wachstumsbedingungen beschreiben. Jedoch ist Donkioporia expansa ebenso wie

Pleurotus ostreatus ein Waldpilz, der unter anderem in Mitteleuropa beheimatet ist.

Darum wurde davon ausgegangen, dass Donkioporia expansa auf ligninhaltigen

Substraten dieselben Lebensbedingungen wie Pleurotus ostreatus benötigt.

Um Verunreinigungen durch andere Organismen wie z. B. Schimmelpilze zu

vermeiden, war steril zu arbeiten. Prinzipien des sterilen Arbeitens sind in (Munk,

2001) ab Seite 7-22 zu finden. Das Befüllen der Kulturgefäße, Gießen der

Kulturplatten und das Animpfen erfolgten unter einer Sterilbank mit einer vertikalen

turbulenzarmen Luftströmung. Die Medien und Kulturgefäße wurden zur Sterilisation

bei 121 °C gesättigtem Wasserdampf für 15 min autoklaviert. Die Arbeitsgeräte und

Sterilbank sind vor und nach der Benutzung mit 70 % Ethanol bzw.

Desinfektionsmittel gereinigt worden. 100 g der Desinfektionslösung enthielten 50,0 g

1-Propanol und 0,08 g Glyoxal. Unter der Sterilbank befand sich zusätzlich noch ein

Bunsenbrenner, mit dem das Impfbesteck ausgeglüht wurde. Während des Arbeitens

waren Latexhandschuhe zu tragen und der Kontakt mit verunreinigten Flächen zu

vermeiden.

Als Erstes wurden Stammkulturen auf Agar-Platten inokuliert, die in einem

Brutschrank dunkel bei konstanten 25 °C inkubierten. Durch ständiges Erneuern der

Stammkulturen blieben diese frisch und verfügbar. Zum Animpfen einer neuen

Malzextrakt-Agar-Platte oder einer Malzextrakt-Bouillon erwies es sich am

geeignetsten, ein kleines rechteckiges Stück Agar mit Mycel aus der Stammplatte

auszustechen und auf die neue Platte oder Bouillon zu überführen. So wird auch das

Substratmycel und nicht nur das Luftmycel übertragen.

31

Nachdem sich genügend Mycel auf den Platten gebildet hatte, wurden diese

komplett zerkleinert, ausgewogen und in das Gefäß mit dem Substrat überführt.

Gutes durchmischen mit einem sterilen Spatel sorgte für einen optimalen Kontakt

zwischen Substrat und Pilzmycel. Ein Gummistopfen, der mit zwei PVC-Schläuchen

durchstochen war und an dessen Ende Sterilfilter (< 0,22 µm) saßen, verschloss die

Kulturgefäße. Die so vor Luftkeimen geschützten Kulturen kamen bei

Zimmertemperatur in einen Schrank, damit die Pilzkulturen vor der

Sonneneinstrahlung geschützt waren.

Als Kulturgefäße dienten 1 l Erlenmeyerkolben. Diese wurden mit zuvor

getrocknetem Substrat bzw. frischem Substrat, dessen Gehalt an Trockensubstanz

vorher bestimmt wurde, und Leitungswasser befüllt, sodass der Massenanteil des

Wassers zwischen 60 und 70 % lag. Dieser Wasseranteil wird von verschiedenen

Pilzzüchtern empfohlen unter anderem von www.seiberts.de

(http://agrar.seibertz.de/pilze/PILZ.html, vom 25.05.2011) und (Hyungjong Kwon,

2004). Der Wasseranteil wurde nach dem Autoklavieren noch einmal gravimetrisch

überprüft.

Zusätzlich wurden Pilzkulturen in Flüssigmedium angesetzt, um aus ihnen leichter

extrazelluläres Enzym gewinnen zu können. Hierzu wurden zum Einen 100-ml-

Erlenmeyerkolben benutzt, die mit 20 bzw. 50 ml Flüssigmedium gefüllt waren. Nach

Inokulation sollte ein autoklavierter Cellulosestopfen das Eindringen von Luftkeimen

verhindern. Weiterhin wurden von Herrn Prof. Dr. Ulrich Zaiß Zellkulturflaschen (Abb.

13) bereitgestellt, die bei gleichen Füllvolumen, wie die Erlenmeyerkolben, eine

größere Oberfläche haben. Ein Schraubverschluss mit Belüftungsmembran schützt

die Zellkulturen vor Kontamination mit Fremdorganismen.

Abbildung 13: Zellkulturflasche mit Pleurotus ostreatus 8 d alt in Minimalmedium

Bei dieser Variante stand den Pilzen mehr Wachstumsfläche als in den

Erlenmeyerkolben zur Verfügung. Dadurch können sich mehr Enzyme im Medium

32

ansammeln. Auch die Flüssigkulturen inokulierten in einem Klimaschrank bei 25 °C

und Dunkelheit.

Die Überwachung der Zuchtergebnisse erfolgte mikroskopisch mit einem Mikroskop

der Fa. Nikon (eclipse 50i). Für die Probenahme des Pilzmycels wurde gem. (Zaiß,

2011) verfahren. Durch leichtes Aufdrücken eines durchsichtigen Klebestreifens auf

das Pilzmycel konnte eine optimale Menge Mycel auf die Klebefläche übertragen

werden. Der Klebestreifen mit Pilzmycel wurde auf einen Objektträger geklebt und

konnte nun mikroskopiert werden. Das Mikroskop bot die Möglichkeit einen Laptop

anzuschließen, auf dem die Bilder des Mikroskops übertragen wurden. Mithilfe der

Computer-Anwendung NIS-Elements von Nikon konnten die Schwarz-Weiß-Bilder

bearbeitet, ausgewertet und in einer Datei gespeichert werden. Mit einer

Digitalkamera wurden zusätzlich Farbfotos erstellt. Hierzu wurde das Objektiv der

Digitalkamera vor das Okular des Mikroskops gehalten. Die Digitalkamera musste

richtig positioniert werden, bis das mikroskopierte Objekt im Sucher der Kamera zu

sehen war. Nun war ein Aufnahme problemlos möglich.

5.3.1. Konservierung der Pilzkulturen

Um immer über aktive Pilzkulturen zu verfügen, müssen diese in regelmäßigen

Abständen auf frisches Substrat überführt werden.

Für eine längere Lagerung müssen die Pilzkulturen haltbar gemacht werden.

Zum Einen ist dies möglich, indem man die mit Mycel bewachsenen Malzextrakt-

Agar-Platten in einem Kühlschrank aufbewahrt. Dann bleiben die Pilzmycelien für ca.

4 Monate lebensfähig (Mai, 2011). Eine andere Variante ist, das Pilzmycel in

Reinstwasser zu suspendieren. Diese Suspension kann dann für ca. 2 Jahre im

Kühlschrank bei 4 °C aufbewahrt werden (Mai, 2011). Jedoch gebe es zu dieser

Methode seitens Frau Mai noch keine Erfahrungswerte.

Es ist ohne Weiteres möglich das Pilzmycel bei -20 °C aufzubewahren

(CABMICHAEL, 1962). Das Mycel wurde so wie es war eingefroren und keiner

weiteren Behandlung unterzogen.

33

5.4. Ligninbestimmung

Die Ligninbestimmung soll Aufschluss über die Lignin-Abbauleistung der Pilze geben

und als Vergleichsparameter zwischen den Pilzarten dienen. Da sich mit der

mikroskopischen Ligninbestimmung z. B. durch Einfärbung mit salzsaurem

Phloroglucinol nur eine Aussage zur Qualität des Ligninabbaus treffen lässt, wurde

ihr die gravimetrische Ligninbestimmung vorgezogen.

5.4.1. Probenvorbereitung

Die zuvor gehäckselten ligninhaltigen Materialien wurden für mindestens 24 h bei

105 °C getrocknet. Danach wurde das Material in einer Schwingmühle der Fa.Fritsch

GmbH fein gemahlen. Dieses Mehl wurde bei einer Maschenweite von 0,25 mm

abgesiebt und der Siebdurchgang weiter verwertet. So konnte sichergestellt werden,

dass das Mehl eine Partikelgröße < 0,25 mm hat. Diese Proben wurden dann für die

Ligninbestimmung gem. den nachfolgend beschriebenen Verfahren benutzt oder

trocken gelagert, wenn sie nicht sofort analysiert wurden.

5.4.2. Quantitative Ligninbestimmung nach (J. H. Ross, 1933); verändert

nach Vasilic, 2011

Zur Entfernung störender Holzinhaltsstoffe erfolgte zunächst eine 16-stündige

Extraktion des ligninhaltigen Materials mit gleichen Volumenanteilen Ethanol und

Cyclohexan (Ethanol:Cyclohexan 1:1). Dieser Extrakt wurde im Anschluss 24 h bei

105 °C getrocknet. Von dem getrockneten Material wurden dann 1 g in einen 100-ml-

Erlenmeyerkolben überführt und mit 20 ml 72 %-iger Schwefelsäure übergossen. Der

Kolben wurde mit einem Cellulosestopfen verschlossen. In dem Kolben befand sich

ein Magnetrührer, der die Mischung mithilfe einer Magnetrührerplatte 16 h bei 300

rpm umrührte. Es war darauf zu achten, dass sich keine Klumpen bildeten. Diese

waren gegebenenfalls mit einem Glasrührer zu zerstoßen.

34

Nach dem Rühren in 72 %-iger Schwefelsäure wurde die Mischung in ein

hitzebeständiges Gefäß umgefüllt und mit 875 ml deion. Wasser verdünnt. Das

Gefäß wurde mit einem Rückflusskühler versehen und die Mischung dann 2 Stunden

lang gekocht. Der Versuchsaufbau ist auf Abbildung 14 zu sehen.

Abbildung 14: Versuchsaufbau Gewinnung Säure-Detergens-Lignin durch Kochen mit einer starken

Säure

Im Anschluss war das Lignin mit doppelten, zuvor ausgewogenen Cellulosefiltern

abzufiltern. An den Wänden des zum Kochen benutzten Gefäßes blieb ein

Niederschlag zurück. Damit kein Lignin verloren ging, wurde dieser Niederschlag mit

deion. Wasser auf den Filter gespült. Der Filterrückstand war solange mit heißem

deion. Wasser zu spülen, bis sich ein neutraler pH-Wert einstellte. Die Filter kamen

zum Trocknen über Nacht bei 105 °C in einen Trockenschrank. Vor dem Wiegen

wurden die getrockneten Filter in einem Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt.

Die beiden Filter wurden dann einzeln abgewogen. Die Gewichtsdifferenz aus Filter

mit Filtrat und leerem Filter ergab nach (J. H. Ross, 1933) die Ligninmenge. Da die

Cellulosefilter größere Gewichtsdifferenzen hatten, wurde für eine genauere

Bestimmung des Ligningehalts die Bestimmung der Gewichtsdifferenz in dieser

Arbeit folgendermaßen abgewandelt. Das Leergewicht für den tatsächlich zum

Filtrieren benutzten Filter (F2) wurde von diesem nach Filtern und Trocknen

abgezogen. Dann wurde noch zusätzlich der gemittelte durch trocknen verursachte

Gewichtsverlust der Cellulosefilter Subtrahiert. Der mittlere Gewichtsverlust ergab

sich aus allen Blindproben, also aus den Filtern (F1), auf denen sich kein Rückstand

befand.

35

Der prozentuale Ligningehalt wurde nach folgender Formel berechnet.

Details zur Formel LigningehaltRoss

:

mittlere Masse von allen Blindproben (Filter ohne Rückstand)

mittlere Masse von allen Blindproben (Filter ohne Rückstand) nach dem Trocknen

mF2 Masse des zweiten leeren Filters

mF2tr Masse des zweiten getrockneten Filters mit Filtrat

mS Masse des eingewogenen Substrats

5.4.3. Bestimmung des Ligninanteils in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN

EN ISO 13906, 2008)

Die meisten Verfahren zur Bestimmung des Ligningehalts ähneln sich in ihren

Verfahrensschritten (J. H. Ross, 1933; HALSE, 1926; Klason, 1908). Nach einer

Extraktion der leicht löslichen Bestandteile (Proteine, kurzkettige Kohlenhydrate) folgt

zunächst eine Vorhydrolyse der Hemicellulose. Im Anschuss wird die Cellulose durch

das Kochen mit einer starken Schwefelsäure Hydrolysiert. Die Norm legt das

Verfahren zur Bestimmung des Gehalts an unlöslichen Säure-Detergens-

Faserrückständen (ADF) und Säure-Detergens-Lignin (ADL) in Futtermitteln fest. In

der Norm wird der ADL-Gehalt nicht durch Rückflusskochen mit einer starken Säure

bestimmt, sondern durch Hydrolyse mit einer starken auf 15 °C gekühlten Säure,

wobei die Reaktionstemperatur auf 20 bis 23 °C gehalten wird. Da dies eine

Arbeitserleichterung darstellt und die Abarbeitung mehrerer Proben besser möglich

ist, wurde die Norm in Abwandlung zur Ligninbestimmung eingesetzt.

Im Nachfolgenden wird nur die Lingninbestimmung in Anlehnung an die DIN EN ISO

13906 beschrieben. Hierbei wurde auf die Analyse des ADF-Gehalts verzichtet. Die

Abänderung zur Bestimmung des ADL-Gehalts bestand darin, dass anstatt

Frittentiegel (Porengröße 40 bis 60 µm) Glasfaser Vorfilter Bestell-Nr.: 13430-130-G

von der Fa. Sartorius AG benutzt wurden. Weiterhin wurden die Kolben und die

Schwefelsäure nicht gekühlt und der Filterrückstand wurde anstatt mit heißem

36

Wasser mit deion. Wasser, das Raumtemperatur hatte, säurefrei gewaschen. Die

Massen wurden mit einer Feinwaage von Satorius bis auf 1 mg ermittelt. Als Erstes

waren 1 g getrocknetes und gemahlenes Material, dessen Partikel nicht größer als

0,25 mm waren, in einen 100-ml-Erlenmeyerkolben einzuwiegen. Dort kamen dann

ein Magnetrührer und 20 ml 72 %-ige Schwefelsäure hinzu. Mit einem Glasstab

wurden evtl. Verklumpungen aufgelöst. Der Inhalt der Erlenmeyerkolben wurden 3

Stunden mithilfe einer Magnetrührerplatte bei 300 rpm ständig vermischt. Nach

Ablauf der 3 h erfolgte die Filtration des Kolbeninhalts durch den Glasfaserfilter, der

sich in einem Trichter befand. Das Filtrat konnte in ein geeignetes Gefäß oder in den

Ausguss, der ständig mit Wasser nachgespült wurde, ablaufen. Der Filterrückstand

wurde sofort mit deion. Wasser gespült, bis das Filtrat säurefrei war. Die Prüfung des

pH-Werts erfolgte per Teststreifen oder pH-Meter. Bei der Prüfung des pH-Werts mit

dem pH-Meter musste ein Teil des Filtrats in einem Gefäß aufgefangen werden.

Damit kein Lignin verloren ging, wurden die Rückstände im Erlenmeyerkolben und

am Magnetrührer mit deion. Wasser auf den Filter gespült. Die abgetropften Filter

wurden in ein Porzelantiegel überführt und für mindestens 5 h, meistens jedoch über

Nacht, bei 105 °C in einen Trockenschrank mit Umluft getrocknet. Nachdem die Filter

im Exsikkator auf Raumtemperatur abgekühlt waren, konnte deren Masse bestimmt

werden. Die Filter konnten ohne Tiegel gewogen werden, da sie fest und starr waren.

Damit konnten Gewichtsschwankungen des Tiegels ausgeschlossen werden. Um

den Aschegehalt des Filterrückstandes zu ermitteln, kamen die getrockneten Filter

mit Rückstand für 5 h bei 550 °C in einen Muffelofen. Anschließend kühlten die Filter

in einen Exsikkator auf Raumtemperatur ab. Die Masse der Filter konnte wieder

einzeln aufgezeichnet werden. Zur Bestimmung des mittleren Gewichtsverlusts der

Filter wurden 3 leere Filter getrocknet sowie verascht und jedes Mal ausgewogen.

37

Die Auswertung erfolgte nach folgender Formel:

Details zur Formel Ligningehalt in %:

Masse von Filter und Rückstand nach dem Trocknen

Masse von Filter und Rückstand nach dem Veraschen

mittlere Masse von allen Blindproben (Filter ohne Rückstand) nach dem Trocknen

mittlere Masse von allen Blindproben (Filter ohne Rückstand) nach dem Veraschen

Masse der Untesuchungsprobe

5.5. Enzymatische Aktivität

Die enzymatische Aktivität der Weißfäulepilze wurde mit einem Spektrometer

(UNICAM UV/VIS Spektrometer UV2) photometrisch anhand der entstehenden

Oxidationsprodukte über die Zeit bestimmt. Die Änderung der Absorption wurde

minütlich für 5 bis 10 Minuten verfolgt. Die Berechnung der Aktivität erfolgte nach

folgender Formel gem. (Falk Saupe, 2003), die ggf. an das eingesetzte Volumen und

evtl. Verdünnungen anzupassen war.

Formel 1: Berechnung der Enzymaktivität Quelle: (Falk Saupe, 2003)

38

5.5.1. Vorbereitung

Vorbereitend wurde mit Pilzmycel bewachsenes Flüssigmedium zunächst

geschüttelt. Dann wurde es mit einem Cellulosefilter (Porenweite von 8 bis 12 µm)

abfiltriert. Sollte die Pilzkultur weiter bestehen bleiben, um den Verlauf der

enzymatischen Aktivität aufzunehmen, wurde nur ein Teil des Flüssigmediums mit

einer Spritze abgezogen und mit einem Cellulosefilter vorfiltriert. Das Filtrat wurde

auf eine Spritze aufgezogen. Dann wurde der Spritzeninhalt durch einen

Spritzenfilter mit einer Porenweite von 0,22 µm gedrückt. Dieses Filtrat konnte nun

zur weiteren Analyse benutzt werden. Die Proben wurden am Tag der Analyse frisch

vorbereitet.

5.5.2. Puffer und Lösungen für die Enzymtests

0,1 M Natriumcitratpuffer, pH 4,5

29,41 g Na3C6H5O7 x2 H2O wurden in 900 ml deion. Wasser gelöst. Der pH-Wert war

mit 2M Salzsäure auf 4,5 einzustellen. Danach wurde die Lösung mit deion. Wasser

auf 1 l aufgefüllt. Der Puffer lagerte im Kühlschrank für maximal eine Woche.

0,1 M H2O2-Stammlösung

Aus einer 30 %-igen H2O2-Lösung wurde durch Verdünnen mit deion. Wasser eine

0,1 M H2O2-Lösung hergestellt. Die Stammlösung wurde jedes mal frisch angesetzt.

1 mM ABTS (2,2´-Azino- bis(3- ethylbenzthiazolin- 6- sulfonsäure))

Summenformel: C18H24N6O6S4

Molare Masse 548,70 g/mol

5 mg ABTS wurden in 10 ml Natriumcitratpuffer 0,1 M, pH 4,5 gelöst. Die Lösung

wurde bei +4 °C für maximal eine Woche aufbewahrt.

39

18,49 mM o-Phenylendiamin (1,2-Diaminobenzol, 1,2-Phenylendiamin)

Summenformel: C6H8N2

Molare Masse: 108,14 g/mol

20 mg OPD wurden in 10 ml Natriumcitratpuffer 0,1 M, pH 4,5 gelöst. Die Lösung ist

bei Licht und Wärme unbeständig. Entweder wird ein Aliquote bei -20 °C gelagert

oder die Lösung immer frisch angesetzt.

0,25 M Weinsäure, pH 2,5

2,3-Dihydroxybernsteinsäure (Weinsäure)

Summenformel: C4H6O6


7,504 g Weinsäure wurden in 200 ml deion. Wasser gelöst. Der pH-Wert von 2,5 war

ggf. mit einer Natriumhydroxidlösung (NaOH) einzustellen.

10 mM Veratrylalkohol (3,4-Dimethoxybenzylalkohol, va)



0,084 g va wurden in 50 ml Weinsäurepuffer, pH 2,5 gelöst.

1 M Weinsäure, pH 5,0

2,3-Dihydroxybernsteinsäure (Weinsäure)



15.09 g Weinsäure wurden in 100 ml deion. Wasser gelöst. Der pH-Wert von 5,0 war

mit einer Natriumhydroxidlösung (NaOH) einzustellen.

0,01 M Mangan(II)-sulfat-Lösung

Summenformel: MnSO4

Molare Masse: 223,06 g/mol (Tetrahydrat)

0,0223 g wurden in 10 ml 0,1 M Weinsäurepuffer, pH 5,0 gelöst und bei nicht

gebrauch bei +4 °C aufbewahrt.

40

5.5.3. Lignin-Peroxidase-Aktivität (EC 1.11.1.14)

Zum Nachweis und Bestimmung der Aktivität der Lignin-Peroxidase, kamen drei

unterschiedliche Substrate zum Einsatz ABTS, OPD und va.

Zur Überprüfung des Analyseverfahrens wurde Lignin-Peroxidase als Puder mit einer

angegebenen spezifischen Enzymaktivität von >0.1 U/mg von der Fa. Sigma-Aldrich

bezogen. Eine Unit wird von der Fa. Sigma-Aldrich wie folgt angegeben: Ist die

Menge an Enzym, welche 1 µmol 3,4-dimethoxybenzyl Alkohol (Veratrylalkohol) pro

Minute bei pH 3,0 und 30 °C oxidiert (Quelle:

https://www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail.do?lang=de&N4=42603|SIGMA

&N5=SEARCH_CONCAT_PNO|BRAND_KEY&F=SPEC&cm_sp=Customer_Favorit

es-_-Detail_Page-_-Text-42603, vom 10.08.2011 um 21:45 Uhr). Bei den Tests mit

der gekauften Lignin-Peroxidase wurde die Temperatur der zu vermessenden Probe

variiert, um die Enzymaktivität zu steigern und dadurch evtl. die

Nachweisempfindlichkeit zu erhöhen. Hierzu wurde zunächst eine Enzymlösung mit

1 g/l mit Reinstwasser erstellt. Diese Enzymlösung wurde vor der Analyse frisch

angesetzt. Daraus wurden verschiedene Probemengen entnommen, sodass das

Enzym in unterschiedlichen Stoffmengenkonzentration getestet werden konnte.

Zum Erhitzen bzw. Warmhalten des Analyse-Mixes befand sich der Mix in

Eppendorf-Caps und die wiederum in einem Thermomixer der Fa. Eppendorf. Der

Thermomixer konnte auf die gewünschte Temperatur eingestellt und das Mixen

abgestellt werden. Zum Vermessen des Mixes wurde dieser mit einer Pipette in eine

Küvette überführt und nach dem Vermessen wieder in das Eppendorf-Cap im

Thermomixer, um die Probe bis zum nächsten Messzeitpunkt auf Temperatur zu

halten..

5.5.3.1. 2,2´-Azino- bis(3- ethylbenzthiazolin- 6- sulfonsäure) (ABTS)

Das Diammoniumsalz 2,2'-Azino- bis(3-ethylbenthia oder 2,2´-Azino- bis(3-

ethylbenzthiazolin- 6- sulfonsäure) ist ein Redoxindikator, der in stabile Radikale

gespalten werden kann. Die Radikale sind photometrisch nachweisbar. Zusätzlich

wird das am Stoffwechsel beteiligte freie Radikal Wasserstoffperoxid benötigt.

41

Die Messung erfolgte in Anlehnung an (LEONTIEVSKY, 2001), anstatt einen 20 mM

Natriumacetatpuffer mit einem pH-Wert von 5 zu verwenden, wurde ein 0,1 M

Natriumcitratpuffer, pH 4,5 benutzt (Falk Saupe, 2003). Der Reaktionsmix enthielt

0,4 ml Probe, 0,2 ml Substrat (0,2 mM), 5 µl von der 0,1 molaren H2O2-Stammlösung

(0,5 mM). Das Restvolumen der 1 ml Einwegküvette mit einer Schichtdicke von 1 cm

wurde mit 0,1 M Natriumcitratpuffer, pH 4,5 aufgefüllt. In der Referenz-Küvette

ersetzte 0,1 M Natriumcitratpuffer, pH 4,5 die Probe. Die Zunahme der Absorption

wurde minütlich bei einer Wellenlänge von 436 nm vermessen. Mit dem spezifischen

Absorptionskoeffizienten ε436 = 29 300 l M-1cm-1 von (LEONTIEVSKY, 2001) konnte

die Substratumsetzung und Enzymaktivität berechnet werden.

5.5.3.2. o- Phenylendiamin (OPD)

Der Reaktionsmix in der 1 ml Küvette bestand aus 0,1 ml Probe, 25 µl Substrat (0,46

mM), 5 µl Wasserstoffperoxid (0,5 mM) und der Rest des Volumens wurde mit 0,1 M

Natriumcitratpuffer, pH 4,5 aufgefüllt gemäß (Falk Saupe, 2003) in Anlehnung an

(CARDEMIL, 2003). Auch hier ersetzte 0,1 M Natriumcitratpuffer, pH 4,5 in der

Referenz-Küvette die Probe. Die Änderung der Absorption wurde minütlich bei 450

nm gemessen. Die Berechnung der Enzymaktivität erfolgte auf Grundlage des

spezifischen Absorptions- oder Extinktionskoeffizienten ε450 = 1 010 l M-1cm-1 von

(CARDEMIL, 2003).

5.5.3.3. Veratrylalkohol (3,4-Dimethoxybenzylalkohol, va)

Da die Messung im UV-Bereich bei 310 nm erfolgte, wurde für die Messung der

Lignin-Peroxidase-Aktivität mit va eine 2 ml Quarzküvette mit einer Schichtdicke von

1cm verwendet,. Der Mix enthielt 2 mM Veratrylalkohl, 0,4 mM Wasserstoffperoxid,

50 mM Weinsäure, pH 2,5 und genügend enzymhaltige Probe. Die

Absorptionszunahme soll laut (KIRK, 1988) 0,2 pro Minute erreichen.

Mit dem spezifischen Absorptionskoeffizienten ε310 = 9300 l M-1cm-1 von (KIRK, 1988)

wurde die Enzymaktivität berechnet.

42

5.5.4. Laccase-Aktivität (EC 1.10.3.2)

Als Substrat diente ABTS. Der Reaktionsmix enthielt bis auf das Wasserstoffperoxid

die selben Bestandteile wie die zur Messung der Lignin-Peroxidase (siehe Kapitel

4.5.3.1.). Die Absorption wurde ebenfalls bei 436 nm gemessen. Der spezifische

Absorptionskoeffizient war identisch.

5.5.5. Mangan-Peroxidase-Aktivität (EC 1.11.1.13)

Die Mangan-Peroxidase-Aktivität wurde nach Vorgabe (Maria J. MARTINEZ, 1996)

analysiert. Die Enzymaktivität konnte direkt durch die Bildung des Mn+3-Weinsäure-

Komplex aus Mangan(II)sulfat und Weinsäure bei einer Wellenlänge von 238 nm

gemessen werden. Der spezifischen Absorptionskoeffizienten wird mit

ε238 = 6500 l M-1cm-1 angegeben. Der Reaktionsmix befand sich in einer 2 ml

Quarzküvette und enthielt 0,1 mM MnSO4, 0,1 mM H2O2, genügend Probe und in

Abwandlung 0,1 M Weinsäure (anstatt 0,1 M Natriumtartrat, Summenformel:

C4H4Na2O6). Die Änderung der Absorption wurde wieder minütlich aufgenommen.


Um zu sehen, ob sich der Ligninabbau durch Weißfäulepilze positiv auf die

Biogasproduktion auswirkt, wurden die mit Pilzmycel durchwachsenden ligninhaltigen

Substrate anaerob fermentiert. Zum Vergleich wurden auch unbehandelte Substrate

fermentiert. Eine Trennung von Substrat und Pilzmycel wurde nicht durchgeführt, da

die im Mycel gespeicherte Energie ebenfalls zu Biogas umgewandelt werden sollte.

Jedoch bestand das Risiko einer Hemmung, da Pilze Toxine produzieren können.

Aber für eine Übertragung auf die Praxis wäre eine Trennung von Pilzmycel und

aufbereiteten Substrat unvorteilhaft. Die Durchführung der Gärtests erfolgte nach

Maßgabe des Entwurfs der VDI-Richtlinie 4630 „Vergärung organischer Stoffe“ von

2004 als Batch-Verfahren. Ein Versuch erfolgte im thermophilen Temperaturbereich

bei 55 °C in 1 l Erlenmeyerkolben, die mit einem Gummistopfen versehen waren

durch den ein Schlauch in einen Gassammelbeutel führte. Als Animpfschlamm diente

43

die separierte Gärrestflüssigkeit einer thermophilen Biogasanlage, die hauptsächlich

mit Mais gefüttert wird. Eine zweite Versuchsreihe wurde im mesophilem

Temperaturbereich bei 37 °C gefahren. Die Substrate wurden in verschlossenen 3,5 l

Erlenmeyerkolben fermentiert. Das Gas konnte mit einem Gassammelbeutel

aufgefangen werden. Hier diente ein Faulschlamm aus einer kommunalen

Kläranlage als Animpfmaterial.

Zunächst wurde die Trockensubstanz (TS) nach DIN EN 12880 (308, 2001-02) und

organische Trockensubstanz (oTS) nach DIN EN 12879 (308, 2001-02) bestimmt.

Mit diesen Werten konnten die Einwagen des Substrats und des Impfschlamms gem.

nachfolgend angegebenen Massernverhältnis berechnet werden.

Substrat)

Das Substrat soll im Verhältnis zum Impfschlamm keinen zu großen Anteil haben,

um Hemmungen durch zu hohe Säurekonzentrationen zu vermeiden und einen

ausreichenden Stoffübergang zu gewährleisten. Ansonsten wird der Ansatz zu

dickflüssig und das Substrat könnte im Impfschlamm nicht gut suspendiert werden.

Ein guter Stoffübergang wird durch tägliches Schwenken der Ansätze unterstützt.

Zur Bestimmung der Methankonzentration wurde ein Mehrgasmessgerät (Sewerin

Multitec 540) benutzt.

5.6.1. Quantitative Auswertung nach Entwurf VDI 4630 (VDI-Richtlinie,

2004)

5.6.1.1. Gasvolumen des trockenen Gases

Dabei ist

Vtr0 Volumen des trockenen Gases im Normzustand in mlN

V abgelesenes Volumen des Gases in ml p Druck der Gasphase zum Zeitpunkt der Ablesung in hPa pw Dampfdruck des Wassers in Abhängigkeit von der Temperatur des

umgebenden Raumes in hPa T0 Normtemperatur = 273 K p0 Normdruck = 1013 hPa T Temperatur des Faulgases bzw. des umgebenen Raumes in K

44

5.6.1.2. Methankonzentration im trockenen Gas

Dabei ist

CCH4tr Methankonzentration im trockenen Gas in Vol.-%

CCH4f Methankonzentration im feuchten Gas in Vol.-%

p Druck der Gasphase zum Zeitpunkt der Ablesung in hPa

pw Dampfdruck des Wassers in Abhängigkeit von der Temperatur des

umgebenden Raumes in hPa

Quelle: Dampfdrucktabelle des Kilolabors der ETH Zürich

http://www.volker-goebel.biz/Dampfdrucktabelle_GTKW_MV4.pdf

5.6.1.3. Kopfraumkorrektur

Da zu Beginn des Gärtests das restliche Volumen mit Stickstoff als Inertgas

aufgefüllt wurde, war eine Kopfraumkorrektur notwendig. Das Kopfraumvolumen der

3,5 l Erlenmeyerkolben betrug 1,74 l und das der 1 l Kolben 0,8 l.

Das Inertgas bewirkt anfangs eine Verdünnung der Biogaskomponenten. Deshalb ist

bei der Ermittlung der Gaszusammensetzung die Konzentration zu korrigieren. Bis

auf die letzte Messung der Biogaskomponenten wurde immer die korrigierte

Konzentration der Biogaskomponente für weitere Berechnungen oder Angaben

benutzt.

Dabei ist

Ckorrtr korrigierte Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in Vol.-%

Ctr gemessene Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in Vol.-%

VK Kopfraumvolumen in ml

VB Volumen des produzierten Biogases in ml ()

t Messzeitpunkt (t2>t1)

45

Ergänzend wurde nachfolgende Formel genutzt, wenn nur ein Messwert der

Biogaskomponenten zur Verfügung stand.

Dabei ist

Ckorrtr korrigierte Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in Vol.-%

Ctr gemessene Konzentration der Biogaskomponente im trockenen Gas in Vol.-%

VK Kopfraumvolumen in ml

VB Volumen des bis zum Zeitpunkt t2 produzierten Biogases in ml

5.6.1.4. Anteil der Gasproduktion des Impfschlammes

∑

Dabei ist

VIS(korr.) Gasvolumen, das aus dem Impfschlamm entwickelt wurde in mlN

∑VIS Summe der Gasvolumina des Versuchs mit Impfschlamm für die betrachtete

Versuchsdauer in mlN

mIS Masse des für die Mischung benutzten Impfschlammes in g

mM Masse des im Kontrollversuch benutzten Impfschlammes in g

5.6.1.5. spezifische auf die Glühverlustmasse (oTS) bezogene

Biogasproduktion

∑

Dabei ist

VS spezifische auf die Glühverlustmasse bezogene Faulgasproduktion während

der Versuchszeit in lN/kgGV

∑VN Netto-Gasvolumen des Substrats für die betrachtete Versuchsdauer in mlN

m Masse des eingewogenen Substrats in g

wT Trockenrückstand der Probe in %

wV Glühverlust der Trockenmasse der Probe in %

46

6. Ergebnisse

6.1. Kultivierung der Weißfäulepilze

6.1.1. Waldpilz

Die Kultivierung der Waldpilzprobe war auf den Standardmedien Malzextrakt-Agar

und –Bouillon problemlos möglich. Der Waldpilz bildete anscheinend durch

Querteilung Hefen. Zusätzlich waren unter dem Mikroskop stäbchenförmige

Bakterien zu erkennen (Abb. 16). Die Besiedelung der Platten erfolgte innerhalb von

3 Tagen.

Abbildung 15: Waldpilz und Bakterien nach 3 d in 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme mit Digitalkamera)

Die Pilzzellen waren oval bis zylindrisch und 5 bis 10 µm lang (Abb. 17).

Abbildung 16: Waldpilz nach 21 d bei 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme über die PC-Anwendung NIS-Elements)

47

6.1.2. Pleurotus ostreatus Stamm 1833

Wie schon erwähnt, wurden für die Anzucht mehrere Monate alte Stammplatten

benutzt, die im Brutschrank bei 25 °C lagerten. Diese Platten waren dicht mit einem

weißen Mycel besiedelt. Nachdem Animpfen neuer Platten bildete sich zunächst ein

weißes Pilzmycel, das sich nach drei Tagen grün färbte (Abb. 18).

Abbildung 17: Grünschimmelbefall (7 d alte Kultur)

Hiervon wurde ein Probe unter dem Mikroskop bei 1000-facher Vergrößerung

analysiert (Abb. 19). Auf dem Foto sind hauptsächlich Konidien mit einem

Durchmesser von ca. 1,8 µm zusehen. Desweiteren ist der Konidienträger

(Konidiophor) mit seinen Phialiden zusehen. Phialiden sind flaschenförmige Zellen,

die Konidien bilden.

Abbildung 18: Mikroskopische Aufnahme von Konidiophoren und Phialiden bei 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme über die PC-Anwendung NIS-Elements)

48

In der Malzextrakt-Bouillon bildete sich ein aufschwimmendes Pilzmycel aus, das

sich nicht grün färbte sonder weiß blieb und recht kompakt war (Abb. 20).

Abbildung 19: Pilzmycel nach 7 d Wachstum in Flüssigmedium

Dieses Pilzmycel wurde zum Animpfen von ligninhaltigen Substraten benutzt. Mit

dem Ergebnis, dass es zu keinem Mycelwachstum kam oder sich Grünschimmel

bildete. Diese Versuchsreihen wurden abgebrochen und nicht weiter ausgewertet

Die über das Internet beschaffte Körnerbrut des Austernseitlings wurde benutzt, um

ligninhaltiges Substrat direkt damit anzuimpfen bzw. Stammkulturen auf Malzextrakt-

Agar-Platten und in Malzextrakt-Bouillon zu züchten. In allen Fällen kam es zu einem

schnellen Mycelwachstum, sodass die Platten und Kolben innerhalb von 4 Tagen

dicht bewachsen waren. Auch in den ligninhaltigen Substraten bildete sich schnell

ein dichtes Mycel aus. Das Pilzmycel war zunächst weiß mit einem fädigen

Luftmycel. Jedoch kam es bei älteren Kulturen zur Bildung dunkelbrauner bis

schwarzer Konidien (Abb. 21). Dieser Schwarze Köpfchenschimmel trat dann auch

bei anderen Pilzkulturen auf, die von der Körnerbrut stammten, sondern von anderen

Stammkulturen.

Abbildung 20: Pilzmycel in Malzextrakt-Bouillon; links eine 6 d alte Kultur mit weißen Mycel und rechts eine 8 d alte Kultur mit schwarzen Konidien

49

Eine nähere mikroskopische Betrachtung bei einer 1000-fachen Vergrößerung zeigt

kugelförmige Sporenträger (Sporangien), die auf Abbildung 22 und 23 zu sehen sind.

Abbildung 21: Auf der linken Seite ist eine Sporangie bei 1000-facher Vergrößerung zu sehen (Aufnahme mit Digitalkamera), Rechts ist ein Bildausschnitt dieser Sporangie bei 1000-facher Vergößerung mit Größenangaben abgebildet (Aufnahme mit PC-Anwendung NIS-Elements)

Abbildung 22: geschlossene Sporangie bei 1000-facher Vergrößerung (Aufnahme mit PC-Anwendung NIS-Elements)

50

Das Mycel des Pleurotus ostreatus, der sich in der 5 l Schottflasche auf dem

Dachboden befand, verhielt sich nach Kultivierung auf den Nährmedien ganz anders.

Das Wachstum war wesentlich langsamer als bei den anderen Pilzkulturen. Die

Besiedelung einer Malzextrakt-Agar-Platte dauerte 7 bis 10 Tage. Das gebildete

Pilzmycel war weiß und fädig (Abb. 24).

Abbildung 23: Pleurotus ostreatus auf Malzextrakt-Agar; Links eine 15 d alte und Rechts eine 9 d alte Pilzkultur

Eine Konidienbildung wurde bei diesen Platte nicht beobachtet. Betrachtete man das

Pilzmycel bei 1000-facher Vergrößerung, dann waren nur Hyphen ohne Querwände

(Septen) erkennbar (Abb. 25).

Abbildung 24: Mycel des Pleurotus ostreatus bei 1000-facher Vergrößerung (aufgenommen mit PC-Anwendung NIS-Elements); unten links ist der Maßstab für 10 µm und in der Bildmitte die Hyphendicke mit 2,45 µm zu sehen

Pleurotus ostreatus konnte auch im Flüssigmedium sowohl in der Malzextrakt-

Bouillon als auch im Minimalmedium kultiviert werden.

51

6.1.3. Donkioporia expansa Stamm 9690

Der Pilz Donkioporia expansa stand erst ab dem 29.07.2011 zur Verfügung. Das

Mycelwachstum war mit 7 bis 10 d zum Besiedeln einer Agar-Platte zeitlich ähnlich

wie beim Pleuratus ostreatus und sah ebenfalls weiß und fädig aus (Abb. 26).

Abbildung 25: Pilzmycel des Donkioporia expansa nach 6 d Wachstum auf Malextrakt-Agar

Auch dieses Mycel wurde unter dem Mikroskop bei 1000-facher Vergrößerung

betrachtet (Abb. 27).

Abbildung 26: Mycel des Donkioporia expansa bei 1000-facher Vergrößerung (aufgenommen mit der PC-Anwendung NIS-Elements); Die rechte Bildhälfte, die mit der gelben Linie abgetrennt wurde, zeigt eine Probe des Pilzes vom originalen Stamm aus dem Schrägagar und die linke Bildhälfte das Mycel einer bereits ausplattierten Pilzkultur , die von diesem Schrägagar entnommen wurde. Die Maßstabsangabe beträgt 10 µm. Die Mycelbreite 1,75 µm Rechts und 2,08 µm Links, wobei schräg gemessen wurde. Die Verdickungen haben eine Breite von 4,44 µm Links und 5,74 µm Rechts.

Mit den Stammkulturen gelang es frische Pappelholzspäne im 2. Kulturansatz vom

09.08.2011 zu besiedeln. Der 1. Kulturansatzt wurde von Schimmel befallen und

bildete schwarze Konidien.

52

6.1.4. Kultivierung auf ligninhaltigen Substraten

Zur Kultivierung der Pilze auf ligninhaltigen Substraten wurde bei den ersten Versuchsreihen PBS-Puffer mit einen pH-Wert von 5,5

benutzt, um den pH-Wert der Substrate in einen für den Pilz optimalen Bereich zu bringen. Diese Maßnahme wurde bei den weiteren

Versuchen wieder verworfen. Das Mycelwachstum wurde rein optisch beurteilt. Bei den meisten Ansätzen kam es zu Grünschimmelbildung

oder zu keinem sichtbaren Wachstum. Der Ansatz Nr. 2 vom 16.06.2011 bildete zunächst ein dichtes weißes Mycel, das sich durch das

ganze Substrat zog. Jedoch bildeten sich im weiteren Verlauf schwarze Konidien. Dieser Ansatz mit dem dazugehörigen Nullansatz Nr. 1

wurde für eine thermophile Biogasproduktion verwendet. Für einen mesophilen Gäransatz wurden die Kulturen 4 und 5 vom 20.07.2011

verwendet. In diesen Versuchsansätzen wuchs in allen mit Pappelfrischholz Ansätzen ein Pilz, auch im Nullansatz, welcher nicht angeimpft

wurde. In den Versuchsansätze 1 und 2 vom 05.08.2011 sowie im Ansatz 2 vom 09.08.2011, die mit Pilzkulturen angeimpft wurden, konnte

nach 10 bis 15 Tagen ein verstärktes Mycelwachstum beobachtet werden. Das weiße Mycel durchzog nur punktuell ein Teil des Substrats

und blieb bis zum 23.082011 weiß.

In den nachfolgenden Tabellen 2, 3 und 4 werden die Einwaagen, pH-Werte der Substrate und Wasseranteile aufgeführt.

Tabelle 2: Kultivierung von Pleurotus ostreatus und Waldpilz auf ligninhaltigen Substraten mit PBS-Puffer pH 5,5

Nr. Datum Substrat Pilz Leergewicht in g Trockensubstrat in g

pH (20°)

Beginn

PBS-Puffer pH

5,5 in g Impfmasse in g Gesamtgewicht in g

Gewicht nach

autoklavieren in g TS Substrat n %

Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 16.06.2011 Pappel Kaminholz ohne 285,36 59,02 6,72 141,9 0 486,28 485,3 100 70,63

2 16.06.2011 Pappel Kaminholz P.O. Körnerbrut 299,46 59,55 6,72 140,34 5 504,35 501,8 100 70,21

3 16.06.2011 Stroh ohne 294,62 10,09 6,15 23,81 0 328,52 321,9 100 70,24

4 16.06.2011 Stroh P.O. Körnerbrut 299,25 10,32 6,15 27,29 5 341,86 338,4 100 72,56

5 16.06.2011 Pappel Kaminholz P.O. aus Boui. v. 07.06. 122,98 10,49 6,72 24,62 20 178,09 175,1 100 70,12

6 16.06.2011 Pappel Kaminholz Waldpilz aus Boui. v. 07.06. 118,4 10,54 6,72 23,32 20 172,26 172 100 68,87

7 16.06.2011 Spelzen ohne 122,66 9,63 5,85 27,87 0 160,16 157,5 100 74,32

8 16.06.2011 Spelzen P.O. Körnerbrut 117,72 9,58 5,85 28,95 5 161,25 159,2 100 75,14

9 16.06.2011 Gärrest ohne Gülle P.O. Körnerbrut 118,68 41,77 8,46 0 5 165,45 164,6 24,63 75,37

10 16.06.2011 Gärrest ohne Gülle ohne 125,65 44,89 8,46 0 0 170,54 168,8 24,63 75,37

53

Tabelle 3: Kultivierung von Pleurotus ostreatus auf ligninhaltigen Substraten mit Leitungswasser am 06.07. und 20.07.2011

Nr. Datum Substrat Pilz Leergewicht in g Trockensubstrat in g pH (20°) BeginnLeitungswasser in gImpfmasse in g Gesamtgewicht in g

Gewicht nach


Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 06.07.2011 Stroh ohne 282,76 41,78 6,37 78,67 0 403,19 404,38 100 65,31

2 06.07.2011 Stroh P.O. Körnerbrut 287,44 42,81 6,37 78,61 6,6 408,52 409,76 100 64,74

3 06.07.2011 Stroh P.O. Dejan 315,23 42,23 6,37 81,59 4 439,07 439,53 100 65,89

4 06.07.2011 Gärrest ohne Gülle P.O. Körnerbrut 305,84 31 8,55 67,21 3,4 404,03 404,78 100 68,43

5 06.07.2011 Gärrest ohne Gülle P.O. Dejan 302,18 21,26 8,55 40,6 3 364,05 365,55 100 65,63

6 06.07.2011 Pappel Kaminholz P.O. Dejan 116,66 15,56 6,74 30,91 2,7 163,13 162,27 100 66,52

7 06.07.2011 Pappel Kaminholz P.O. Körnerbrut 129,43 14,73 6,74 26,96 3,4 171,16 170,6 100 64,67


Gewicht nach


Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 20.07.2011 Stroh ohne 283,6 51,27 6,35 105,23 0 440,1 440,1 84,7 72,25

2 20.07.2011 Stroh P.O. original 298,52 51,26 6,35 132,42 28,8 511 482,2 84,7 76,36

3 20.07.2011 Stroh P.O. original 304,69 56,15 6,35 177,66 21,44 559,94 538,5 84,7 79,66

4 20.07.2011 Pappel frisch gehäckselt ohne 293 101,28 6,65 45,52 0 439,8 439,8 68,95 52,43

5 20.07.2011 Pappel frisch gehäckselt P.O. original 283,86 100,8 6,65 50,84 31,3 466,8 435,5 68,95 54,17

6 20.07.2011 Pappel frisch gehäckselt P.O. original 306,33 98,86 6,65 75,51 23,11 503,81 480,7 68,95 60,91

54

Tabelle 4: Kultivierung von Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa auf ligninhaltigen Substraten mit Leitungswasser am 26.07., 05.08. und 09.08.2011

Nr. Datum Substrat Pilz Leergewicht in g frisch dann autoklaviert pH (20°) BeginnLeitungswasser in gImpfmasse in g Gesamtgewicht in g

Gewicht nach


Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 26.07.2011 Pappel frisch P.O. Dachboden 297,2 168,7 6,65 86 10,8 562,7 558,2 36,87 75,58

2 26.07.2011 Pappel frisch P.O. Dachboden 293,5 160,7 6,65 101,1 10,6 565,9 560,8 36,87 77,37

3 26.07.2011 Pappel frisch ohne 296,9 167,86 6,65 80,84 0 545,6 542,3 36,87 75,11


Gewicht nach


Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 05.08.2011 Stroh trocken P.O. Dachboden 298,52 30,15 6,35 70,02 38,1 398,69 398,6 100 69,90

2 05.08.2011 Stroh trocken P.O. Dachboden 287,44 29,75 6,35 69,89 34,5 387,08 391,5 100 70,14

4 05.08.2011 Stroh trocken ohne 283,6 33,32 6,35 70,76 0 387,68 405,3 100 67,99

Nr. Datum Substrat Pilz Leergewicht in g frisch mit 40% H2O pH (20°) BeginnLeitungswasser in gImpfmasse in g Gesamtgewicht in g

Gewicht nach


Wassergehalt der

Einwaagen in %

1 09.08.2011 Pappel frisch Donkioporia expansa 296,35 86,87 6,65 64,3 19,8 447,52 378,3 68,95 60,38

2 09.08.2011 Pappel frisch Donkioporia expansa 291,18 92,43 6,65 77,1 18,4 460,71 377,8 68,95 62,41

55


Als Sollwert für den Ligningehalt wurden für das Stroh 19,8 %, für die Laubhölzer 25,2 %

und für die Nadelhölzer 27,9 % ermittelt (Friedl, 2010).Eine Angabe zum verwendeten

Verfahren zur Ermittlung des Ligningehalts wurde nicht gemacht.

6.2.1. Ligninbestimmung der verwendeten Substrate (nach J. H. Ross, 1933)

Die angegebenen Werte sind Mittelwerte aus mehrfach Bestimmungen. Dem Mittelwert

des Strohs und der Spelzen liegen jeweils 4 Werte zugrunde sowie dem der Sägespäne

und des Pappelholzs jeweils 6 Werte.

Tabelle 5: Soll/Ist-Vergleich der Ligningehalte nach (J. H. Ross, 1933 Volume 92, Numbers 3-4)

Figure 1: Soll/Ist-Vergleich der nach nach (J. H. Ross, 1933 ) ermittelten Ligningehalte

Zusätzlich wurde die Standardabweichung vom Mittelwert als Linie bei den IST-Werten

eingezeichnet.

Spelzen Stroh Pappel(Kaminholz)Sägespäne(Nadelholz)

mittlere gemessene Ligningehalt in % 24,66 28,81 26,48 27,60

Ligningehalt in % laut Literaturangabe 19,8 25,2 27,9

Standardabweichung σ 3,73 9,78 3,02 4,73

56

6.2.2. Ligninbestimmung der verwendeten Substrate in Anlehnung an DIN EN

ISO 13906 (DIN EN ISO 13906, 2008)

In der Tabelle werden die Mittelwerte der Ligningehalte aus jeweils drei Werten

angegeben. Die Tabelle wird in der Grafik Figure 2 dargestellt.

Tabelle 6: Soll/Ist-Vergleich der in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN EN ISO 13906, 2008) ermittelten Ligningehalte

Figure 2: Soll/Ist-Vergleich der in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (DIN EN ISO 13906, 2008) ermittelten Ligningehalte

Stroh Pappel(Kaminholz) Sägespäne(Nadelholz)

mittlere gemessene

Ligningehalt in % 22,90 26,54 29,32

Ligningehalt in % laut

Literaturangabe 19,8 25,2 27,9

Standardabweichung σ 3,01 2,28 1,90

57

6.2.3. Ligninabbau durch Weißfäulepilze

Nachfolgend wurde der Ligninabbau für die zur Biogasproduktion eingesetzten

Pappelholzsubstrate bestimmt. Verglichen wurden die Substrate ohne Pilzbewuchs mit

denen, die mit einem Pilzmycel des Schwarzköpfchen Schimmel durchwachsen waren.

Dem angegebenem Mittelwert liegen 2 Werte zugrunde.

Tabelle 7: Ligninabbau von Pappelholzsubstraten mit und ohne Pilzbewuchs (Schimmelpilz), bestimmt in Anlehnung an DIN EN ISO 13906

Figure 3: Ligninabbau von Pappelholzsubstraten mit und ohne Pilzbewuchs (Schimmelpilz), bestimmt in Anlehnung an DIN EN ISO 13906

Pappel(frisch) Pappel(Kaminholz)

Ligningehalt in %

Nullansatz 21,47 26,30Ligningehalt in %

Substrate mit Pilz

bewachsen 25,06 30,91

Abbauzeit in d 18,00 33,00

Abweichung in % 3,59 4,61

58



Als Erstes soll die zugekaufte Lignin-Peroxidase betrachtet werden. Mit ihr wurde versucht

alle vorhandenen Substrate umzusetzen. Die Konzentrationsangaben wurden mit der

Massenkonzentration und dem Molekulargewicht der LiP, das ca 40 kDa beträgt,

berechnet. Zusätzlich wurde das Verhalten des Enzyms bei Temperaturerhöhung

beobachtet. Bei einer Temperatur von 55 °C steigt die Absorption genauso stark an als ob

die 10-fache Menge an LiP verläge. Die Grenze der Erhöhung der Enzymaktivität durch

eine steigende Temperatur ist bei 75 °C erreicht, ab hier fällt die Enzymaktivität stark ab.

Figure 4: ABTS-Oxidation mit gekaufter LiP bei verschiedenen Temperaturen

59

Beim Test des OPD als Substrat für die gekaufte LiP wurde auf eine Änderung der

Temperatur verzichtet, da die Aufnahme des Verlaufs bereits mit ABTS als Substrat

erfolgte. Hier wurde der Kurvenverlauf bei verschiedenen Konzentrationen der LiP über

die Zeit aufgezeichnet.

Figure 5: OPD-Oxidation mit verschiedenen Konzentrationen der gekauften LiP

60

Die gekaufte Lignin-Peroxidase wurde auch mit den Substraten Veratrylalkohol und

Mangansulfat getestet. Hier konnte jedoch keine Änderung der Absorption gemessen

werden.

Die ersten Pilzkulturen in Malzextrakt-Bouillon, welche von den alten Stammkulturen des

des Pleurotus ostreatus stammten aber vermutlich Schimmelpilze waren, wurde auf ihre

enzymatische Aktivität hin untersucht. Es konnte jedoch kein Substratumsatz von OPD,

ABTS oder va gemessen werden und somit auch keine enzymatische Aktiviät. In Figure 4

wird der Messverlauf mit OPD als Substrat beispielhaft aufgezeigt, auf die Darstellung der

anderen Substrate wurde verzichtet. Ein Filtrat aus der Malzextrakt-Bouillon nach 7 und 15

d Wachstumsdauer des Waldpilzes wurde ebenfalls untersucht, auch hier konnte keine

Veränderung der Absorption gemessen werden.

Figure 6: Test der LiP-Aktivität mit OPD

verwendet wurden Filtrate des Pleurotus ostreatus kultiviert aus alten Stammkulturen und aus der Körnerbrut. Daraus sind dann Schimmelpilze in der Malzextrakt-Bouillon angewachsen.

61

Weiterhin wurden noch Pilzkulturen von Pleurotus ostreatus, der aus der Kultur in der 5 l

Schottflasche stammte, und von Donkioporia expansa vermessen. Die erste Enzymprobe

wurde nach 12 d bzw. 8 d beim D.E. im Minimalmedium aus den Medien (Malzextrakt-

Bouillon und Minimalmedium) mit einer Spritze abgezogen. Die selben Pilzkulturen wurden

dann noch einmal nach 22 d Wachstumszeit von P.O. bzw. nach 20 d Wachstumszeit von

D.E. entnommen. Die zeitliche Verlauf der Enzymaktivität wurde in den ersten 5 bzw. 10

Minuten nach dem Start der Reaktion durch die Zugabe von Wasserstoffperoxid

aufgenommen. Diese Zeit ist ausreichend, um die enzymatische Aktivität zu ermitteln.

Denn diese würde sich innerhalb des linearen Kurvenverlaufs nur um die

Messungenauigkeiten ändern

62

Figure 7: Nachweis der Lignin-Peroxidase in Flüssigkulturen des Donkioporia expansa und Pleurotus ostreatus

63


Auch hier wurden die Pilzkulturen von Pleurotus ostreatus aus der Kultur in der 5 l Schottflasche und von Donkioporia expansa untersucht.

Untersucht wurden die Enzyme der Pilzkulturen in der Malzextrakt-Bouillon und im Minimalmedium. Die Enzymproben waren identisch mit

denen für den Nachweis der LiP und wurden zuerst nach 12 d bzw. 8 d beim D.E. im Minimalmedium aus den Medien entnommen. Die zweite

Probe wurde nach 22 d Wachstumszeit von P.O. bzw. nach 20 d Wachstumszeit von D.E. analysiert. Auch reichten 5 Messezeit um die

Enzymaktivität zu bestimmen.

Figure 8 : Nachweis Mangan-Peroxidase in Flüssigkulturen Donkioporia expansa und Pleurotus ostreatus

64

6.3.3. Laccase (EC 1.10.3.2)

Die verwendeten Enzymproben sind mit denen im Kapitel 6.3.2 beschriebenen identisch. Nur die Kulturen des P.O. im Minimalmedium zeigen

eine Laccaseaktivität.

Figure 9: Nachweis Laccase in Flüssigkulturen des Pleurotus ostreatus und Donkioporia expansa

65

6.4. Biogasausbeuten

Zu den Biogasausbeuten wird der Verlauf des Methanertrages bezogen auf die organische

Trockensubstanz (bzw. Trockenrückstand) in der Figure 10 graphisch dargestellt. Die

Kopfraumkorrektur wurde berücksichtig, der Wasserdampfanteil herausgerechnet und das

Volumen auf Normwerte umgerechnet. Die Gärtests liefen nicht 35 d, weil zum Ende

dieser Versuche kein weiteres Biogas entstand. Die Gärtests wurden doppelt angesetzt.

Aus Platzgründen erfolgte die thermophile Biogasproduktion nur in 1 l Erlenmeyerkolben.

Bei den thermophilen Ansätzen wurde die Pilze und Nullansätze mit Pappelspänen aus

Kaminholz verwendet. Mesophil wurden mit Pilz bewachsene und unbewachsene

Pappelspäne aus frischen Ästen eingesetzt.

Die mesophilen Ansätze konnten aufgrund der geringen Gasproduktion nur einmal

gemessen werden.

66

Figure 10: Methanerträge aus ligninhaltigen Substraten mit und ohne Pilz

67

7. Diskussion der Ergebnisse

7.1. Kultivierung der Weißfäulepilze

In einer Zuchtanleitung für die Aufzucht von Austernseitlingen auf Holz von

(Gassmann, 2011) wird darauf verwiesen, dass lebend geschlagene Hölzer zu

verwenden sind. Diese Hölzer seien aber erst nach 4 bis 6 Wochen zu verwenden,

da die im Holz enthaltenen Gerbstoffe (Tannine) eine Besiedelung des Holzes durch

den Pilz verhindern könnten. Die verwendeten frischen Pappelhölzer wurden nur

wenige Tage nach dem Schlagen mit Pilzen angeimpft. Diese Hölzer wurden ohne

weiteres von Pilzen besiedelt. Hauptsächlich von Schimmelpilzen aber auch von

Donkioporia expansa. Trotzdem sollte die Hemmung durch Gerbstoffe nicht außer

Acht gelassen und die Hölzer entsprechend vorbereitet werden, vielleicht wäre so ein

schnelleres Mycelwachstum möglich gewesen.

Im weiteren werden die einzelnen Pilzarten hinsichtlich ihrer Zuchtergebnisse auf

den verwendeten Substraten Malzextrakt-Agar, Malzextrakt-Bouillon, Minimalmedium

(insofern verwendet) und ligninhaltige Feststoffe betrachtet.

7.1.1. Waldpilz

Der Waldpilz wuchs problemlos auf dem Malzextrakt-Agar und in der

Malzextraktbouillon. Auf den Agar-Platten und in der Malzextrakt-Bouillon konnte

eine Erstbesiedelung durch Bakterienkolonien beobachtet werden. Hier scheint es

eine Symbiose zwischen Pilz und Bakterien zu geben. Denn diese Kolonien waren

mit Pilz- und Bakterienzellen vermischt und nicht durch irgendwelche toxischen

Ausscheidungen des Pilzes voneinander getrennt. Sie bildeten anscheinend eine

natürliche Mischkultur. Im Laufe der Zeit kam es zu einer starken Zunahme der

Pilzzellen, sodass mit dem Mikroskop nur noch dicht aneinander gedrängte Pilzzellen

zu sehen waren. Durch Zugabe von 50 mg/l Ampicillin in die Malzextrakt-Bouillon

konnte eine Isolierung des Pilzes erreicht werden. Unter dem Mikroskop wurde die

Anwesenheit von Bakterien überprüft. Ein verändertes Hyphenwachstum konnte

durch die Abwehsenheit der Bakterien nicht beobachtet werden. Diese Isolierung war

68

jedoch nicht vollständig. Nach Ausstrich dieser anscheinend isolierten Kultur auf

Medien ohne Ampicillin setzten sich auch wieder Bakterienkulturen durch. Es

mussten also Bakterien die Antibiotikabehandlung überstanden haben, die unter den

Mikroskop aufgrund ihrer geringen Anzahl nicht zu erkennen waren. Auf Stroh und

Pappespäne aus Kaminholz wurde kein Wachstum beobachtet. Die Kulturen wurden

zunächst rein äußerlich beurteilt und einmal nach 12 d mikroskopisch untersucht.

Da sich diese Pilze anscheinend nicht durch Hyphenwachstum vermehren und die

Proben aus der Malzextrakt-Bouillon keine enzymatische Aktivität aufwiesen, ist

dieser Pilz evtl. nicht in der Lage, Holz zu zersetzten oder ihm fehlten die richtigen

Voraussetzungen hierzu. Allerdings müsste die Enzymaktivität des Waldpilzes auf

Minimalmedium untersucht werden. Denn auch die Weißfäulepilze zeigten erst im

Minimalmedium eine Enzymaktivität.

7.1.2. Pleurotus ostreatus

Das eigentliche Hauptaugenmerk lag auf P.O., jedoch gestaltete sich dessen

Anzucht anfangs schwierig. Das Problem war der Befall durch Trichoderma und

andere Schimmelpilze (Schwarzer Köpfchenschimmel). Dieser Grünschimmelbefall

konnte einmal rein optisch an der grünen Färbung des Mycels, aber auch

mikroskopisch durch die Ausbildung der typischen Konidienträger belegt werden

(Abb. 18 und 19). Solange Trichoderma keine Konidien ausbildet, ist sein Mycel nicht

von dem des Pleurotus ostreatus zu unterscheiden (Hyungjong Kwon, 2004). Dies

war anscheinend besonders in den Flüssigmedien der Fall, da ihm dort

wahrscheinlich genügend Nährstoffe zur Verfügung standen. Deshalb wurden

anfangs diese Pilzkulturen für die des Pleurotus ostreatus gehalten und für die

weitere Arbeit wie die Kultivierung auf ligninhaltigen Substraten verwendet. Da auf

den Agar-Platten immer wieder Grünschimmelbefall sichtbar war, wurde ständig

nach der Fehlerquelle gesucht. Die verwendeten Stammkulturen waren mit einem

schneeweissen Mycel bedeckt. Deshalb wurde die Fehlerquelle im Bereich der

Handhabung und Sterilität vermutet. Daraufhin wurden die Geräte, die Sterilbank

sowie der Brutschrank einer gründlichen Reinigung unterzogen und es wurde noch

intensiver darauf geachtet, steril zu arbeiten. Dadurch konnte der

Grünschimmelbefall jedoch nicht verhindert werden. Testplatten, die bis auf das

69

Animpfen mit Stammkulturen identisch behandelt wurden, zeigten keinen Pilz oder

Bakterienbefall. Der Grünschimmel zog sich immer entlang des Plattenausstrichs

und breitete sich nie punktuell aus. Dies lässt vermuten, dass die verwendeten

Stammkulturen mit Konidien des Trichoderma verunreinigt waren. Die Kontamination

könnte beim Öffnen der Platten über die Luftkeime erfolgt sein. Da die Körnerbrut

des Austernseitlings aus dem Pilzzuchthandel eine günstige Alternative darstellte,

wurde mit ihr versucht, Kulturen des Pilzes zu züchten. Da sich diese Pilzkulturen

ganz anders verhielten und zunächst ein weisses Mycel hatten, wurde zunächst

angenommen, dass es sich um Pleurotus ostreatus handelte. Da das Luftmycel

dieser Kulturen sehr ausgeprägt war, was auf Sporangienträger deutet, und nach

einer längeren Wachstumsphase schwarze Konidien bildete (Abb. 21), konnte davon

ausgegangen werden, dass es sich um eine Schimmelart handelte. Die

mikroskopischen Aufnahmen belegen diese Annahme, da hierauf Sporangiosporen

zu sehen sind (Abb. 22). Daher wird vermutet, dass es sich hierbei um

Köpfchenschimmel (Mucor sp.) handelt. Eine Kultur des Pleurotus ostreatus, die sich

verschlossen auf Holzspänendem befand, wurde alternativ als Inokulat verwendet.

Hiervon wurde etwas Mycel zum Animpfen mehrerer Malzextrakt-Agar-Platten

entnommen. Diese Pilzkulturen wuchsen sehr viel langsamer und breiteten sich

sternartig aus. Das Luftmycel war auch nicht so ausgeprägt und auch nach langen

Wachstumsphasen von bis zu 22 d konnte keine Konidienbildung festgestellt werden.

Es wurde angenommen, dass es sich hierbei um Reinkulturen des Pleurotus

ostreatus handelte. Diese Pilzkulturen wurden weiter angezüchtet und unter anderem

auf ligninhaltige Substrate überimpft. Bei den frischen Pappelhölzern, konnte sich

aber wiederum ein Köpfchenschimmel durchsetzen. Der Köpfchenschimmel befiel

auch den Nullansatz. Es wird davon ausgegangen, dass sich seine Konidien bereits

auf dem Holz befanden und das Autoklavieren des Substrates nicht ausreichend war,

um ihn abzutöten. Die am 05.08.2011 mit Pleurotus ostreatus angeimpften

Strohmedium wurden augenscheinlich vom gewünschtem Pilz bewachsen, da diese

Mycelien bisher keine Konidien bildeten und der Nullansatz keine Pilzbewuchs zeigt.

Dieses Substrat konnte nicht mehr für eine Biogasproduktion verwendet werden, da

hierfür nicht mehr genügend Zeit zur Verfügung stand.

70

7.1.3. Donkioporia expansa

D.E. konnte sowohl auf Malzextrakt-Agar, als auch in den Flüssigmedien kultiviert

werden. Ein Vergleich der mikroskopischen Aufnahmen vom Mycel der original

Kulturen aus dem Schrägagar mit den daraus inokulierten Stammkulturen zeigt die

selbe Wuchsform (Abb. 27).

Das Hypenwachstum des D.E. ist ähnlich schnell oder langsam wie das des P.O..

Dies wird daran liegen, dass sie unter natürlichen Bedingungen auf Holz wachsen.

Dort gelangen sie nur schwer an die benötigten Nährstoffe und haben ihren

Stoffwechsel darauf angepasst. Da sie bei der Verwertung von Holz konkurrenzlos

sind, ist ein schneller Stoffwechsel auch nicht notwendig

Die mit D.E. bewachsenen Pappelspäne konnten aufgrund der verbliebenen Zeit

nicht mehr für einen Gärtest verwendet werden.


Da die Ligninabbauleistung der Pilze festgestellt werden soll, wurden im Grunde zwei

gravimetrische Verfahren getestet. Wie schon erwähnt wurde auf die optische

Beurteilung durch Einfärben des Lignins verzichtet, da mit ihr ein quantitativer

Vergleich nicht möglich wäre. Bei dem verwendetem Verfahren zur Bestimmung des

Ligningehalts wird das Ligninpolymer nicht in seiner Gesamtheit erfasst. Denn es

wird bei den angewendeten Verfahren hydrolisiert, sodass Bestandteile verloren

gehen können und andere schwer abbaubare Stoffe mit erfasst werden (Falk Saupe,

2003). Das gesamte Lignin könnte evtl. durch ein biologisches Verfahren mit

Rotfäulepilzen, die nur die Cellulose und Hemicellulose abbauen, bestimmt werden

(Friedl, 2010). Aufgrund der unterschiedlichen Pflanzenzusammensetzung, die

Standort-, Nährstoff- und Witterungsabhängig ist, sind in der Literatur schwankende

Angaben zum Ligningehalt zu finden. Dies tritt besonders stark bei der

Ligninbestimmung (ADL-Gehalt) von Futtermitteln und Grünpflanzen auf. Auch ein

homogenes Stoffgemisch kann nicht immer sichergestellt werden, so kann bei

Ganzpflanzensubstraten aus Holz mal mehr oder weniger Rinde enthalten bzw. bei

denen aus Getreide kann die Masse der enthaltenen Samen unterschiedlich sein.

71

7.2.1. Ligninbestimmung nach (J. H. Ross, 1933 Volume 92, Numbers 3-

4)

Die Ligninbestimmung nach Ross lieferte gute Ergebnisse. Besonders im Vergleich

zu den Literaturangaben der Hölzer betrugen den Abweichungen nur 1,28 % bei den

Laubhölzern und 0,3% bei den Nadelhölzern. Bei den Literatur angaben wurde keine

Aussage zum angewendeten Verfahren gemacht mit dem der Ligningehalt bestimmt

wurde.

Ein Vergleich der ermittelten Werte untereinander ist schwierig, da diese Werte stark

schwankten. Besonders beim Stroh lag die Standardabweichung vom Mittelwert mit

9,78 besonders hoch. Aber auch die Standardabweichung der Nadelhölzer mit 4,73

und der Laubhölzer mit 3,02 sind recht hoch, sodass ein Abbaugrad des Lignins

schwer vergleichbar wäre.

Bis halbwegs gute Ergebnisse erreicht wurden, bedurfte es viel Übung. Am

wichtigsten war es, das Filtrat nach dem Hydrolysieren säurefrei zu waschen. Es

sollte solange gespült werden bis die Schwefelsäurereaktion aufhört (J. H. Ross,

1933). Da aber keine Reaktion beobachtet werden konnte wurde der pH-Wert als

Parameter für das Beenden des Spülens gewählt. Wurde das Filtrat nicht säurefrei

gewaschen, was passiert ist, weil anfangs alte Indikatorstreifen zur Bestimmung des

pH-Werts benutzt wurden, erhöhte sich das Filtergewicht. Weiterhin stellte es sich als

schwierig heraus die Cellulosefilter zu trocken, ohne dass sie ein wenig verbrannten.

Der Umstand, dass das ligninhaltige Substrat mit 72 %-iger Schwefelsäure gekocht

werden muss, macht dieses Verfahren schwieriger in der Handhabung. Denn es

konnten nur wenige Proben gleichzeitig abgearbeitet werden. Das Kochen war

ständig zu beobachten, um zu sehen ob die Apparatur noch dicht ist. Aus diesen

Gründen empfiehlt es sich, dieses Verfahren nicht für große Probemengen zu

benutzten.

7.2.2. Bestimmung des Ligninanteils in Anlehnung an DIN EN ISO 13906

(65..120, 2008)

Dieses Verfahren wurde gleich zu Beginn stark abgeändert, um es so einfach wie

möglich zu halten. Die Bestimmung des ADF-Gehalts wurde ausgelassen, weil der

72

Fokus auf den ADL-Gehalt lag. Für spätere Untersuchungen wäre der ADF-Gehalt

allerdings ein Indikator für die Abbauleistung der Hemi- und Cellulose. Ebenso wurde

auf einen Vergleich mit vollständig nach der DIN-Norm abgearbeiteten Proben

verzichtet, da Literaturwerte zur Verfügung standen und der benötigte Frittentiegel

(Porengröße 40 bis 60 µm) nicht benutzt werden konnte. Die Filtertiegel wurden wie

erwähnt durch Glasfaser Vorfilter Bestell-Nr.: 13430-130-G von der Fa. Sartorius AG

ersetzt, da sie Hitzebeständig sind und dabei ihr Eigengewicht kaum verändern. Eine

Angabe zur Porenweite der Glasfaserfilter wird durch den Hersteller nicht gemacht.

Deshalb wurde durch Probieren geklärt, ob die Filterleistung ausreichend ist. Was

der Fall war.

Dieses Verfahren lieferte sehr gut Ergebnisse und wurde daher auch zur

Bestimmung der Abbauleistung genutzt. Die Literaturwerte konnten ähnlich gut, wie

nach der Methode von (Ross, 1933), ermittelt werden. Entscheidend ist aber die

Tatsache, dass die Standardabweichung um den Mittelwert mit 3,01 beim Stroh, 2,28

beim Pappelholz und 1,90 beim Nadelholz geringer ausfielen und ein Vergleich

verschiedener Proben genauer ausfallen würde als bei der Methode nach Ross,

1933. Hinzu kommt eine Arbeitserleichterung, Zeitersparnis und höhere

Arbeitssicherheit. Das Extrahieren und Kochen fällt weg und auf der Rührerplatte

konnten bis zu 16 Proben gleichzeitig 3 h gerührt werden. Laut DIN-Norm ist kein

ständiges Rühren notwendig, dies wurde aber nicht ausprobiert. Die Extraktion der

leicht löslichen Bestandteile könnte evtl. bei Gräsern, Futtermitteln oder beim Gärrest

notwendig werden, da sich in diesen Substraten mehr Proteine und leicht lösliche

Kohlenhydrate befinden als in den in dieser Arbeit untersuchten Substraten.

7.2.3. Ligninabbau durch Weißfäulepilze

Ein Ligninabbau der mit Pilz bewachsenen ligninhaltigen Substrate konnte nicht

festgestellt werden. Die Werte des Ligningehalts bestimmt in Anlehnung an (DIN EN

ISO 13906, 2008) waren nach dem Bewuchs durch Pilze lagen höher als die vor der

Behandlung ermittelte Ligningehalte. Das frische Pappelholz hatte einen 3,59 % und

das Kaminpappelholz einen 4,61 % höheren Ligningehalt nach dem Bewuchs mit

den Pilzen. Diese Werte liegen aber im Bereich der ermittelten Varianz. Der Grund

für die Varianz wird in der Probenzusammensetzung liegen und auch an dem

73

Verfahren selbst. Ein Abbau des Lignins konnte im Nachhinein auch nicht erwartet

werden, da die untersuchten Materialien ausschließlich mit Schimmelpilzen

bewachsen waren, was unter dem Mikroskop überprüft wurde.

Generell ist festzuhalten, dass für einen Vergleich der Weißfäulepilze untereinander

ein Ligninabbau von mindestens 5 % stattfinde müsste, damit diese Änderung mit

dem Verfahren in Anlehnung an die DIN EN ISO 13906 als Ligninabbau

wahrgenommen wird, Denn die in den Versuchen zur Ligninbestimmung in

Anlehnung an DIN EN ISO 13906 ermittelte Standardabweichung von ca. 2, hat eine

Varianz von 4 % zur Folge. Damit müsste die Abbauleistung der Pilze größer als 5 %

sein, um einen Ligninabbau feststellen zu können.


Die Bestimmung der enzymatischen Aktivität beschränkte sich auf die wichtigsten

bekannten Lignin abbauenden Peroxidasen: Lignin-Peroxidase (EC 1.11.1.14),

Mangan-Peroxidase (EC 1.11.1.13) und Laccase (EC 1.10.3.2).

Allgemein lässt sich festhalten, dass sich das Minimalmedium sehr gut eignete, um

die Produktion von Peroxidasen zu provozieren. Die Aufarbeitung der Enzymproben

ist dagegen noch verbesserungswürdig, da anscheinend zu wenig Enzym in der

Probe war bzw. war beim Nachweis der Mangan-Peroxidase die Extinktion zu hoch,

was an Bestandteilen der Nährlösung liegen könnte. Als Maßnahme zur

Aufkonzentration wird häufig auch die Ultrafiltration der Probe beschrieben unter

anderem von (Falk Saupe, 2003). Weiter ist es möglich, die Enzyme mittels einer

Säulenchromatographie abzutrennen. Es wurde auch von (Ulbricht, 2001)

beschrieben die Substrate oder Pilzmycele in dem zur photometrischen Analyse

verwendetem Puffer zu eluieren und anschließend die Pufferlösung durch einen

Spritzenfilter zu filtrieren.

Die ersten Pilzkulturen zeigten keine Peroxidaseaktivität, da es sich bei ihnen

vornehmlich um Schimmelpilze handelte.

74


Durch den Kauf der Lignin-Peroxidase konnten ABTS, OPD und va als Substrat

getestet und mit einander verglichen werden. Da bei Sigma-Aldrich keine Angabe zur

Herkunft des Enzyms gemacht wurde, musste das Molekulargewicht mittels SDS-

PAGE (englisch: sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis)

bestimmt werden. Hierzu wurden 10 µl der 1 g/l LiP-Lösung zusammen mit

Laufpuffer in eine Tasche des Sammelgels aufgetragen. Nach Durchlaufen und

Einfärben des Trenngels, konnte mithilfe Molekulargewichtsmarker eine Proteingröße

von ca. 40 kDa abgelesen werden. Damit könnte die LiP von Phanerochaete

chrysosporium stammen.

Der Veratrylalkohol und das Mangansulfat sprachen nicht auf die LiP an. Trotz

verschiedenster Variationen von LiP-Konzentration und Substratmenge, konnte keine

merkliche Änderung der Absorption aufgezeichnet. werden. Auch eine Oxidation des

ABTS ohne die Zugabe von Wasserstoffperoxid als Elektronenakzeptor war nicht

möglich. Die Pufferlösung des Veratrylalkohols könnte evtl. von pH 2,5 auf 3,0

geändert werden oder in der Lösung befinden sich noch störende Bestandteile aus

dem Medium.

ABTS erschien aufgrund der Absorptionszunahme als Substrat für den LiP-Nachweis

besser geeignet als OPD. Weiterhin kann es auch für die Laccase verwendet

werden. Negativ beim ABTS ist, das der Kurvenverlauf des Absorptionsmaßes nur

einen geringen linearen Anteil hat. Was sich wiederum nachteilig auf die

Nachweisempfindlichkeit auswirken kann. Dagegen verläuft die Änderung der

Absorption durch aus OPD gebildete Radikale wesentlich linearer.

In der Dissertation von (Falk Saupe, 2003) wird OPD aufgrund der linearen

Kurvenverläufe als das optimale Substrat angesehen.

Durch Variation der Probentemperatur konnte die Nachweisempfindlichkeit deutlich

gesteigert werden. Das Temperaturoptimum lag dabei bei 55 °C und das

Temperaturmaximum bei 75 °C, so wie es auch bei (BRENDA, 2011) angegeben ist.

Beim Kurvenverlauf der bei 75 °C vermessenen Probe ist mit der Zeit ein deutlicher

Einbruch zu sehen, da das Temperaturmaximum anscheinend zu lange auf das

Enzym einwirkte oder die Temperatur durch messtechnisch bedingte

Temperaturschwankungen. kurzzeitig über 75 °C lag, wodurch das Enzym

denaturierte.

75

Für den Enzymnachweis der tatsächlichen P.O.-Kulturen und der D.E.-Kulturen

wurde nur noch ABTS als Substrat eingesetzt. Ein geringfügiger Nachweis von LiP

gelang nur bei der 20 Tage alten Kultur des D.E. im Minimalmedium. Laut (Ottow,

2011) soll P.O. lediglich MnP und Laccase als Lignin abbauende Enzyme

produzieren.


Die gekaufte Lignin-Peroxidase konnte Mangansulfat als Substrat nicht umsetzen.

Bei der Bestimmung der MnP-Aktivität störte die Eigenabsorption des

Flüssigmediums. Es wurde versucht diese Absorption des Nährmediums über den

Blindwert abzuziehen. Indem beim Blindwert die Probe nicht durch Pufferlösung

sondern durch Nährmedium ersetzt wurde. Dies Führte jedoch zu einem negativem

Absorptionsmaß, welches sich im Laufe der Zeit auch nicht veränderte.

Den Pilzkulturen des D.E. und P.O. in den Zellkulturflaschen im Minimalmedium

konnte sowohl nach 12 d bei P.O. und nach 8 d bei D.E. als auch nach 22 d bei P.O.

und nach 20 d bei D.E. eine MnP-Aktivität nachgewiesen werden. Die

Enzymausschüttung der beiden Pilze ist dabei sehr ähnlich. In der Malzbouillon

konnte nach 8 bzw. 12 d keine MnP nachgewiesen werden. Erst nach 20 bzw. 22 d

ist MnP im Medium messbar. Wahrscheinlich wurden die Nährstoffe aufgebraucht

und die Pilze so gezwungen MnP zu produzieren, um sich mit ihrer Hilfe andere

Nährstoffquellen zu erschließen. Einen zusätzlichen Effekt könnte die Tatsache

haben, dass durch die Probenahme und Verdunstung, bzw. nimmt der Pilz beim

Wachstum Wasser auf, eine Aufkonzentration der Enzyme erfolgte. Dieser Effekt der

Aufkonzentration könnte sich bei dem Minimalmedium stärker ausgewirkt haben.

Denn hier wurde bereits zu Anfang MnP produziert und es sieht so aus als ob bei der

zweiten Messung mehr MnP vorliegt. Wahrscheinlicher ist, dass diese nun nur

konzentrierter vor lag. Für diese Pilzkulturen wurde das gleiche Volumen an

Nährmedium eingesetzt und auch die Animpfmasse war identisch. Ein Vergleich der

Pilze untereinander zeigt, dass die Produktionsraten der MnP dicht beieinander

liegen. Beim P.O. konnte ein höherer Verlauf der der Absorption aufgezeichnet

werden. Was aber dadurch bedingt sein könnte, dass die Kulturen des P.O. zum

Zeitpunkt der Messung 4 bzw. 2 Tage älter waren. Hinzu kommen noch

76

Abweichungen aufgrund von Messungenauigkeiten. In der Quellen (Sovan Sarkar,

1996) wird die MnP des P.O. als Isoenzym beschrieben, das ein und dieselbe

Reaktion vermittelt aber in verschiedenen Formen auftritt. So ist dem Pilz evtl. eine

bessere Regulation des Substratabbaus möglich.

Ob P.O. durch dieses Isoenzym einen bessere Ligninabbauleistung hat, konnte nicht

geklärt werden, da der Vergleich der Abbauleistungen nicht gelang.

7.3.3. Laccase (EC 1.10.3.2)

Aufgrund der Literaturangaben wurde zumindest bei P.O. ein Nachweis der Lacc.

erwartet.

Nur den P.O.-Kulturen im Minimalmedium konnte die Anwesenheit von Lacc.

nachgewiesen werden. Mit zunehmenden alter der Pilzkultur wurde eine höhere

Absorption aufgezeichnet. Dies könnte aber, wie schon bei der MnP begründet, an

der Aufkonzentration des Mediums liegen.


Bei der Biogasproduktion sollte durch den Ligninabbau die Cellulose und

Hemicellulose für die am Biogasprozess beteiligten Bakterien besser zugänglich

werden. Diese Voraussetzungen konnten nicht geschaffen werden, da nachweislich

Schimmelpilze die zur Biogasproduktion eingesetzten Substrate besiedelten. In

diesem Zusammenhang konnte auch kein Ligninabbau festgestellt werden. Die

Gärtests erfolgten aber trotzdem, da sie als Blindprobe Auskunft darüber geben, ob

sich evtl. auch Schimmelpilze positiv auf den Biogasprozess auswirken.

Referenzsubstrate sollten verdeutlichen, dass der benutzte Impfschlamm aktiv war.

Bei den thermophilen wurde 90 % Maissilage und 10 % GPS verwendet, weil diese

Substrate auch auf der Anlagen, von der der Impfschlamm stammte, eingesetzt

werden. Cellulose diente bei den mesophilen Ansätzen als Referenzansatz.

Cellulose wird von (VDI-Richtlinien, 2004) als Referenz empfohlen.

Der Referenzwert der Mais-/GP-Silage liegt 140 lN/KgoTR weit unter dem Literaturwert

339 lN/KgoTR von der (KBTL,2011).

77

Mit dem unbehandelten Pappelholz konnte im thermophilen Bereich ein besseres

Ergebnis erzielt werden als im mesophilem Bereich. Bei mesophilen Temperaturen

konnte wiederum aus dem mit Pilz bewachsenen Pappelholz mehr Methan

gewonnen werden als aus dem unbehandelten.

8. Fazit/Ausblick

Die Pilzkultivierung legt den Grundstein für die weiteren Analysen und ist wichtig für

den Ligninabbau. Sie gestaltete sich schwieriger als anfangs angenommen. Im Laufe

der Zeit konnten die Probleme behoben werden und die Handhabung wurde leichter.

Es ist grundsätzlich darauf zu achten, dass frische Pilzkulturen zur Verfügung stehen

und Besiedelungen durch Schimmelpilze vermieden bzw. erkannt werden. Durch den

Schimmelbefall erhielt man ein besseres Verständnis für die Notwendigkeit des

sterilen Arbeitens. Denn ein Schimmelbefall kann viel Zeitkosten, wenn Pilzkulturen

neu angesetzt werden müssen. Denn Bei den Weißfäulepilzen kann mit einer Dauer

von 7 d bis 10 d zum bewachsen einer Agar-Platte gerechnet werden. Beim

besiedeln ligninhaltiger Substrate kann dies, abhängig von der Substrat- und

Animpfmenge, entsprechend länger dauern. Auch das besiedeln der Substrate wie

Stroh oder Pappel funktionierte mit aktiven Pilzkulturen und befolgen der

Zuchtanleitung, jedoch schwieriger. Hier sind evtl. andere Möglichkeiten für die

Aufzucht zu finden. In (Hyungjong Kwon, 2004) wird häufig die Aufzucht in großen

Plastiksäcken beschrieben. Vielleicht eignet sich diese Variante besser.

Zur Messung der enzymatischen Aktivität sollten andere Aufreinigungsverfahren als

die Angewandte benutzt werden. Da eine Aufkonzentration der Probe die

Nachweisempfindlichkeit erhöht. Die von (Ulbricht, 2001) bereits erwähnte

Aufreinigung ist gut geeignet, um die Enzymaktivität der Pilze auf Feststoffen zu

untersuchen. Hier wird bewachsenes Substrat in Pufferlösung eluiert, was sich auch

die Eigenabsorption durch das Nährmedium verhindert.

Die Frage, ob ein Ligninabbau die Biogasausbeuten steigert, konnte leider nicht

geklärt werden. Da kein Material zur Verfügung stand in dem es zum Ligninabbau

kam. Dies werden wohl erst weitere Untersuchungen klären können.

Wie eingangs erwähnt sind Lignocelluloseprodukte gefragte Rohstoffe mit

vielseitigen Einsatzmöglichkeiten. Auch in diesem Bereich wären weitere

Forschungen denkbar, um Möglichkeiten zu finden diese Rohstoffe mithilfe von

lignocellulytischen Enzymen der Pilze zugänglich zu machen.

78

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Prof. Dr. Ulrich Zaiß, Gespräch vom 27.07.2011 um 10.00 Uhr

82

10. Anhänge

10.1. Tabellen

Tabelle 8: Ligninbestimmung nach (Ross, 1933)

Die Rot markierten Werte wurden nicht berücksichtigt, das es sich um Ausreißer aufgrund verbrannter Cellulosefilter handelte.

Substrat Substrat in g Filter1 (Ecke fehlt) in g Filter 2 in g Filter1 trocken in g Filter2 trocken mit Rückstand in g Ligningehalt in % Mittelwert Standardabweichung

Spelzen 1,06 1,722 1,757 1,63 2,12 29,36

Spelzen 1,01 1,826 1,809 1,759 2,073 21,01

Spelzen 1,01 1,759 1,809 1,826 2,073 21,01

Spelzen 1,005 1,745 1,789 1,698 2,115 27,28

Stroh 1,03 1,739 1,759 1,64 2,28 45,55

Stroh 1,01 1,713 1,78 1,717 2,067 23,29

Stroh 1,01 1,717 1,78 1,713 2,045 21,11

Stroh 1,02 1,744 1,775 1,675 2,085 25,31

Sägespäne 1,07 1,713 1,807 1,66 2,24 35,62

Sägespäne 1,01 1,795 1,698 1,815 1,999 24,67

Sägespäne 1,01 1,795 1,698 1,775 1,999 24,67

Sägespäne 1,04 1,784 1,711 1,764 2,102 32,61

Sägespäne 1,003 1,811 1,797 1,788 2,099 24,94

Sägespäne 1,005 1,79 1,829 1,776 2,113 23,10

Pappel 1,01 1,82 1,819 1,815 2,187 31,31

Pappel 1,01 1,815 1,819 1,82 2,144 27,05

Pappel 1,02 1,865 1,785 1,845 2,118 27,57

Pappel 1,03 1,737 1,814 1,466 1,865 -0,08

Pappel 1,002 1,797 1,769 1,765 2,056 23,47

Pappel 1,008 1,809 1,812 1,763 2,096 23,03

Pappel 1,03 1,737 1,814 1,466 1,865 -0,08

27,60 4,73

26,48 3,02

24,66 3,73

9,7828,81

83

Tabelle 9: Ligninbestimmung in Anlehnung an DIN EN ISO 13906 (65..120, 2008)

Probe

Einwaage in g

(Partikelgröße

<0,25mm)

Filtergewicht leer

in g

(Glasfaserfilter) Filter2 trocken mit ligninF2 nach GV Ligningehalt [%] Mittelwert Standardabweichung

Pappel (Kaninholz) 0,987 2,613 2,865 2,532 29,72

Pappel (Kaninholz) 1,002 2,595 2,862 2,568 25,38 26,54 2,28

Pappel (Kaninholz) 1,001 2,619 2,834 2,549 24,51

Sägespäne (Nadelholz) 1,005 2,61 2,863 2,553 26,90

Sägespäne (Nadelholz) 0,997 2,589 2,871 2,537 29,52 29,32 1,90

Sägespäne (Nadelholz) 1,006 2,599 2,869 2,512 31,54

Stroh 0,996 2,62 2,878 2,569 27,04

Stroh 1,035 2,62 2,842 2,578 21,67 22,90 3,01

Stroh 1,023 2,618 2,843 2,599 19,97

84

Tabelle 10: Ligninabbau durch Weißfäulepilze

Probe Zeit des Ligninabbaus in d

Einwaage in g

(Partikelgröße

<0,25mm)

Filtergewicht leer

in g

(Glasfaserfilter) Filter2 trocken mit ligninF2 nach GV Ligningehalt [%] Mittelwert

Pappel frisch+P.O. v. 20.07.

(dann mesophil fermentiert) 18 1,075 2,624 2,873 2,571 24,40

Pappel frisch+P.O. v. 20.07.

(mesophil fermentiert) 18 0,981 2,591 2,837 2,545 25,72 25,06

Pappel frisch unbehandelt 0 1,023 2,605 2,854 2,552 25,64

Pappel frisch unbehandelt 0 0,992 2,594 2,794 2,541 21,51 23,57

Pappel frisch v. 20.07.

Nullansatz mit Schimmel

(mesophil fermentiert) 18 0,981 2,61 2,83 2,561 23,38

Pappel frisch v. 20.07.

Nullansatz mit Schimmel

(mesophil fermentiert) 18 1,09 2,619 2,83 2,577 19,57 21,47

Pappel Kaminholz unbehandelt 0 1,031 2,623 2,885 2,566 27,09

Pappel Kaminholz unbehandelt 0 1,03 2,617 2,842 2,551 24,40 25,75

Pappel Kaminholz Nullansatz v.

16.06. (thermophil fermentiert) 33 0,928 2,62 2,843 2,558 26,44

Pappel Kaminholz Nullansatz v.

16.06. (thermophil fermentiert) 33 0,911 2,603 2,824 2,546 26,16 26,30

Pappel Kaminholz+P.O. v.

16.06. (thermophil fermentiert) 33 1,036 2,602 2,965 2,546 36,62

Pappel Kaminholz+P.O. v.

16.06.(thermophil fermentiert) 33 0,981 2,62 2,843 2,556 25,21 30,91

85

Tabelle 11: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,0025 mM und 0,000625 mM

Zusammensetzung in ml Volumen Zusammensetzung in ml Volumen

Puffer Probe Substrat H2O2 Puffer Probe Substrat H2O2

0,695 0,1 0,2 0,005 1 0,77 0,025 0,2 0,005 1

Massekonzentration

Enzym mg/l 100

Stoffmenge Enzym in

mM/l 0,0025

Massekonzentration

Enzym mg/l 25

Stoffmenge

Enzym in mM/l 0,000625

Zeit in min Blindwert Lip mit ABTS

Lip gekauft 0,0025 mM

mit ABTS

Konzentration Produkt

µmol/l

Enzymaktivität

U/ml [µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg] Blindwert Lip mit ABTS

Lip 0,000625mM

mit ABTS

Konzentration

mol/l

Enzymaktivität

U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg]

0 1,205 1,346 0,141 4,81 1,218 1,218 0 0,00

1 1,204 1,426 0,222 7,58 0,028 0,276 1,219 1,22 0,001 0,03 0,001 0,055

2 1,202 1,485 0,283 9,66 0,021 0,208 1,219 1,243 0,024 0,82 0,031 1,256

3 1,202 1,535 0,333 11,37 0,017 0,171 1,212 1,252 0,04 1,37 0,022 0,874

4 1,203 1,565 0,362 12,35 0,010 0,099 1,214 1,262 0,048 1,64 0,011 0,437

5 1,202 1,591 0,389 13,28 0,009 0,092 1,214 1,271 0,057 1,95 0,012 0,491

6 1,204 1,619 0,415 14,16 0,009 0,089 1,216 1,282 0,066 2,25 0,012 0,491

7 1,202 1,635 0,433 14,78 0,006 0,061 1,214 1,291 0,077 2,63 0,015 0,601

8 1,203 1,651 0,448 15,29 0,005 0,051 1,215 1,301 0,086 2,94 0,012 0,491

9 1,204 1,668 0,464 15,84 0,005 0,055 1,212 1,31 0,098 3,34 0,016 0,655

10 1,202 1,743 0,541 18,46 0,026 0,263 1,214 1,349 0,135 4,61 0,051 2,020

15 1,202 1,758 0,556 18,98 0,005 0,051 1,214 1,356 0,142 4,85 0,010 0,382

20 1,202 1,823 0,621 21,19 0,022 0,222 1,214 1,397 0,183 6,25 0,056 2,239

25 1,204 1,88 0,676 23,07 0,019 0,188 1,214 1,435 0,221 7,54 0,052 2,075

30 1,204 1,922 0,718 24,51 0,014 0,143 1,219 1,469 0,25 8,53 0,040 1,584

35 1,205 1,959 0,754 25,73 0,012 0,123 1,219 1,502 0,283 9,66 0,045 1,802

40 1,205 1,989 0,784 26,76 0,010 0,102 1,22 1,535 0,315 10,75 0,044 1,747

50 1,205 2,038 0,833 28,43 0,017 0,167 1,218 1,593 0,375 12,80 0,082 3,276

60 1,204 2,062 0,858 29,28 0,009 0,085 1,22 1,637 0,417 14,23 0,057 2,294

70 1,206 2,081 0,875 29,86 0,006 0,058 1,22 1,678 0,458 15,63 0,056 2,239

80

90

100 1,205 2,1 0,895 30,55 0,007 0,068 1,224 1,755 0,531 18,12 0,100 3,986

110

120

130 1,208 2,1 0,892 30,44 0,000 1,228 1,796 0,568 19,39 0,051 2,020

86

Tabelle 12: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,00025 mM bei 20 und 35 °C

Zusammensetzung in ml Volumen T Zusammensetzung in ml Volumen t

Puffer Probe Substrat H2O2 20 Puffer Probe Substrat H2O2 35

0,785 0,01 0,2 0,005 1 0,785 0,01 0,2 0,005 1

Massekonzentration

Enzym mg/l 10

Stoffmenge Enzym in

mM/l 0,00025

Massekonzentration

Enzym mg/l 10

Stoffmenge


Zeit in min Blindwert A Lip mit ABTS

Lip 0,00025mM bei

20°C mit ABTS

Konzentration Produkt

µmol/l

Enzymaktivität

U/ml [µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg] Blindwert A Lip mit ABTS

Lip 0,00025mM

bei 35°C mit ABTS

Konzentration

Produkt µmol/l

Enzymaktivität

U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg]

Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben

0 0 0,013 0,013 0,44 0 0,023 0,023 0,78

1 0 0,019 0,019 0,65 0,020 2,048 0 0,026 0,026 0,89 0,010 1,024

2 0 0,022 0,022 0,75 0,010 1,024 0 0,029 0,029 0,99 0,010 1,024

3 0 0,026 0,026 0,89 0,014 1,365 0 0,032 0,032 1,09 0,010 1,024

4 0 0,028 0,028 0,96 0,007 0,683 0 0,048 0,048 1,64 0,055 5,461

5 0 0,03 0,03 1,02 0,007 0,683 0 0,062 0,062 2,12 0,048 4,778

6 0 0,038 0,038 1,30 0,027 2,730 0 0,067 0,067 2,29 0,017 1,706

7 0 0,049 0,049 1,67 0,038 3,754 0 0,085 0,085 2,90 0,061 6,143

13 0 0,064 0,064 2,18 0,051 5,119 0 0,093 0,093 3,17 0,027 2,730

18 0 0,084 0,084 2,87 0,068 6,826 0 0,106 0,106 3,62 0,044 4,437

22 0 0,098 0,098 3,34 0,048 4,778 0 0,159 0,159 5,43 0,181 18,089

32 0 0,138 0,138 4,71 0,137 13,652 0 0,214 0,214 7,30 0,188 18,771

42 0 0,173 0,173 5,90 0,119 11,945 0 0,275 0,275 9,39 0,208 20,819

52 0 0,218 0,218 7,44 0,154 15,358 0 0,336 0,336 11,47 0,208 20,819

82 0 0,314 0,314 10,72 0,328 32,765 0 0,471 0,471 16,08 0,461 46,075

92 0 0,356 0,356 12,15 0,143 14,334 0 0,514 0,514 17,54 0,147 14,676

112 0 0,391 0,391 13,34 0,119 11,945 0 0,554 0,554 18,91 0,137 13,652

87

Tabelle 13: Test des ABTS mit gekaufter LiP 0,00025 mM bei 55 und 75 °C

Zusammensetzung in ml Volumen t Zusammensetzung in ml Volumen t

Puffer Probe Substrat H2O2 55 Puffer Probe Substrat H2O2 75

0,785 0,01 0,2 0,005 1 0,785 0,01 0,2 0,005 1

Massekonzentration

Enzym mg/l 10

Stoffmenge


Massekonzentration

Enzym mg/l 10

Stoffmenge


Zeit in min Blindwert A Lip mit ABTS

Lip 0,00025mM

bei 55°C mit

ABTS

Konzentration

Produkt µmol/l

Enzymaktivität

U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg] Zeit in min Blindwert A Lip mit ABTS

Lip 0,00025mM bei

75°C mit ABTS

Konzentration

Produkt µmol/l

Enzymaktivität U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg]

Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben

0 0 0,111 0,111 3,79 0 0 0,111 0,111 3,79

2 0 0,165 0,159 5,43 0,164 16,382 2 0 0,165 0,165 5,63 0,184 18,430

4 0 0,183 0,23 7,85 0,242 24,232 4 0 0,183 0,183 6,25 0,061 6,143

6 0 0,198 0,32 10,92 0,307 30,717 6 0 0,183 0,183 6,25 0,000 0,000

13 0 0,215 0,46 15,70 0,478 47,782 13 0 0,183 0,183 6,25 0,000 0,000

18 0 0,233 0,589 20,10 0,440 44,027 18 0 0,181 0,181 6,18 -0,007 -0,683

28 0 0,248 0,709 24,20 0,410 40,956 28 0 0,154 0,154 5,26 -0,092 -9,215

50 0 0,486 0,862 29,42 0,522 52,218 50 0 0,102 0,102 3,48 -0,177 -17,747

88

Tabelle 14: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 und 0,000625 mM



0,87 0,1 0,025 0,005 1 0,945 0,025 0,025 0,005 1

Massekonzentration

Enzym mg/l 100

Stoffmenge


Massekonzen

tration Enzym

mg/l 25

Stoffmenge Enzym

in mM/l 0,000625

Zeit in min Blindwert A LiP mit OPD

Lip 0,0025mM

mit OPD

Konzentration

Produkt µmol/l

Enzymaktivität

U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg] Blindwert

A LiP mit

OPD

Lip 0,000625mM mit

OPD

Konzentration

Produkt µmol/l

Enzymaktivität

U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivität

U/mg

[μmol/min·mg]

0 1,242 1,247 0,005 4,95 1,24 1,242 0,002 1,98

1 1,242 1,317 0,075 74,26 0,693 6,931 1,24 1,246 0,006 5,94 0,158 6,337

2 1,242 1,34 0,098 97,03 0,228 2,277 1,239 1,252 0,013 12,87 0,277 11,089

3 1,242 1,37 0,128 126,73 0,297 2,970 1,24 1,256 0,016 15,84 0,119 4,752

4 1,242 1,392 0,15 148,51 0,218 2,178 1,239 1,259 0,02 19,80 0,158 6,337

5 1,242 1,425 0,183 181,19 0,327 3,267 1,239 1,263 0,024 23,76 0,158 6,337

6 1,245 1,451 0,206 203,96 0,228 2,277 1,239 1,269 0,03 29,70 0,238 9,505

7 1,242 1,484 0,242 239,60 0,356 3,564 1,242 1,275 0,033 32,67 0,119 4,752

8 1,243 1,507 0,264 261,39 0,218 2,178 1,241 1,277 0,036 35,64 0,119 4,752

9 1,244 1,544 0,3 297,03 0,356 3,564 1,242 1,281 0,039 38,61 0,119 4,752

10 1,245 1,585 0,34 336,63 0,396 3,960 1,241 1,285 0,044 43,56 0,198 7,921

15 1,243 1,731 0,488 483,17 1,465 14,653 1,242 1,301 0,059 58,42 0,594 23,762

20 1,245 1,872 0,627 620,79 1,376 13,762 1,241 1,32 0,079 78,22 0,792 31,683

25 1,245 1,989 0,744 736,63 1,158 11,584 1,239 1,34 0,101 100,00 0,871 34,851

30 1,243 2,121 0,878 869,31 1,327 13,267 1,241 1,35 0,109 107,92 0,317 12,673

35 1,245 2,322 1,077 1066,34 1,970 19,703 1,24 1,357 0,117 115,84 0,317 12,673

40 1,245 2,451 1,206 1194,06 1,277 12,772 1,241 1,366 0,125 123,76 0,317 12,673

50 1,245 2,591 1,346 1332,67 1,386 13,861 1,24 1,377 0,137 135,64 0,475 19,010

60 1,242 2,709 1,467 1452,48 1,198 11,980 1,24 1,378 0,138 136,63 0,040 1,584

70

80

90 1,245 2,913 1,668 1651,49 16,515 165,149 1,243 1,403 0,16 158,42 6,337 253,465

100

110

120 1,243 3,01 1,767 1749,50 17,495 174,950 1,239 1,465 0,226 223,76 8,950 358,020

130

89

Tabelle 15: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 mM (7d gelöst gelagert) und 0,001 mM



0,87 0,1 0,025 0,005 1 0,93 0,04 0,025 0,005 1

Massekonzen

tration Enzym

mg/l 100

Stoffmenge

Enzym in

mM/l 0,0025

Massekonzen

tration Enzym

mg/l 40

Stoffmenge

Enzym in

mM/l 0,001

Zeit in min Blindwert

A LiP mit

OPD

Lip 7d alt

0,0025mM mit

OPD

Konzentration

Produkt

µmol/l

Enzymaktivitä

t U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivitä

t U/mg


A LiP mit

OPD

Lip 0,001mM

mit OPD

Konzentration

Produkt

µmol/l

Enzymaktivitä

t U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktiv

ität U/mg

[μmol/min·

mg]

Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben

0 0 0,018 0,018 17,82 0 0,008 0,008 7,92

1 0 0,021 0,021 20,79 0,030 0,297 0 0,021 0,021 20,79 0,322 8,045

2 0 0,031 0,031 30,69 0,099 0,990 0 0,032 0,032 31,68 0,272 6,807

3 0 0,037 0,037 36,63 0,059 0,594 0 0,042 0,042 41,58 0,248 6,188

4 0 0,045 0,045 44,55 0,079 0,792 0 0,052 0,052 51,49 0,248 6,188

5 0 0,051 0,051 50,50 0,059 0,594 0 0,06 0,06 59,41 0,198 4,950

6 0 0,057 0,057 56,44 0,059 0,594 0

7 0 0,062 0,062 61,39 0,050 0,495 0

8 0 0,069 0,069 68,32 0,069 0,693 0

9 0 0 0 0,092 0,092 91,09 2,277 56,931

10 0 0 0 0,129 0,129 127,72 0,916 22,896

15 0 0 0 0,157 0,157 155,45 0,693 17,327

20 0 0 0

25 0 0 0

30 0 0 0

35 0 0 0

40 0 0 0 0,238 0,238 235,64 5,891 147,277

50 0 0 0 0,253 0,253 250,50 0,371 9,282

60 0 0 0 0,278 0,278 275,25 0,619 15,470

90

Tabelle 16: Test OPD mit gekaufter LiP 0,0025 mM (doppelte Substratmenge) und 0,005 mM



0,845 0,1 0,05 0,005 1 0,77 0,2 0,025 0,005 1

Massekonzen

tration Enzym

mg/l 100

Stoffmenge

Enzym in

mM/l 0,0025

Massekonzen

tration Enzym

mg/l 200

Stoffmenge

Enzym in

mM/l 0,005

Zeit in min Blindwert

A LiP mit

OPD

Lip 0,0025mM

doppelte

Substratmenge

Konzentration

Produkt

µmol/l

Enzymaktivitä

t U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktivitä

t U/mg


A LiP mit

OPD

Lip 0,005mM

mit OPD

Konzentration

Produkt

µmol/l

Enzymaktivitä

t U/ml

[µmol/min*ml]

spez.

Enzymaktiv

ität U/mg

[μmol/min·

mg]

Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben Referenz Probe lief mit, deshalb wurde kein Blindwert angegeben

0 0 0,019 0,019 18,81 0 0,042 0,042 41,58

1 0 0,072 0,072 71,29 0,525 5,248 0 0,138 0,138 136,63 0,475 2,376

2 0 0,141 0,141 139,60 0,683 6,832 0 0,178 0,178 176,24 0,198 0,990

3 0 0,198 0,198 196,04 0,564 5,644 0 0,206 0,206 203,96 0,139 0,693

4 0 0,229 0,229 226,73 0,307 3,069 0 0,232 0,232 229,70 0,129 0,644

5 0 0,254 0,254 251,49 0,248 2,475 0 0,26 0,26 257,43 0,139 0,693

6 0 0,31 0,31 306,93 0,554 5,545

7 0 0,333 0,333 329,70 0,228 2,277

8 0 0,348 0,348 344,55 0,149 1,485

9 0 0,365 0,365 361,39 0,168 1,683

91

Tabelle 17: LiP-Substratumsatz mit OPD durch Pleurotus ostreatus von den alten Stammkulturen

Zusammensetzung Blindwert ohne Medium 0,095 bereits abgezogen

Probe Subst H2O2 Puffer

0,4 0,2 0,005 0,395

P.O. v. 15.06. (14 Tage)

Zeit in min POD mit OPD bei 450 nm Konzentration µmol/l Enzymaktivität U/ml [µmol/min*ml]

1 0,224 7,65

2 0,232 7,92 0,000682594

3 0,24 8,19 0,000682594

4 0,239 8,16 -8,53242E-05

5 0,245 8,36 0,000511945

6 0,242 8,26

0 0

P.O. v. 16.06. (13 d)

Zeit in min POD mit OPD bei 450 nm Konzentration mol/l Enzymaktivität U/ml [µmol/min*ml]

1 0,148 5,05

2 0,148 5,05 0

3 0,148 5,05 0

4

5

1

P.O. v. 07.06. (23 d)


1 0,294 10,03

2 0,298 10,17 0,000341297

3 0,298 10,17 0

4 0,298 10,17 0

5 0,297 10,14

1 0

Körnerbrut v. 23.06. (7d)


1 0,111 3,79

2 0,111 3,79 0

3 0,111 3,79 0

4

5

analytik des ligninabbaus durch weißfäulepilze · bachelorstudiengang bio- und umwelttechnik...

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