análisis del proceso bas para el tratamiento biológico de

ESCUELA TÉCNICA SUPERIOR DE INGENIEROS INDUSTRIALES Y DE TELECOMUNICACIÓN

UNIVERSIDAD DE CANTABRIA

.

Trabajo Fin de Grado Análisis del proceso BAS para el tratamiento

biológico de un efluente residual a escala laboratorio

(Analysis of the BAS process for the biological treatment of the residual effluent to laboratory

scale)

Para acceder al Título de

GRADUADO EN INGENIERÍA EN TECNOLOGÍAS INDUSTRIALES

Autor: Rubén Riancho López

Julio-2018

Rubén Riancho López Análisis del Proceso BAS

1

ÍNDICE GENERAL

1.ALCANCE Y OBJETIVOS.......................................................................................................... 5

2. INTRODUCCIÓN ....................................................................................................................... 6

2.1 AGUAS RESIDUALES INDUSTRIALES .................................................................................. 6

2.2 INDUSTRIA DE PASTA Y PAPEL ............................................................................................ 8

2.2.1 Descripción del proceso industrial de la pasta de celulosa .............................................. 9

2.2.2 Descripción del proceso industrial de la fibra de viscosa................................................ 10

2.2.3 Aguas residuales y su tratamiento del sector de pasta celulosa y viscosa .................... 13

2.3 TRATAMIENTO BIOLÓGICO DE AGUAS RESIDUALES ..................................................... 15

2.4 PROCESO BAS ..................................................................................................................... 17

2.4.1 Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR) .............................................................................. 19

2.4.2 Fangos Activos ................................................................................................................ 22

3. MÉTODO EXPERIMENTAL .................................................................................................... 25

3.1 DESCRIPCIÓN DEL SISTEMA EXPERIMENTAL ................................................................. 25

3.2 MÉTODO ANALÍTICO DEL DICROMATO POTÁSICO ......................................................................... 27

3.2.1 Instrumental y Reactivos ................................................................................................. 28

3.2.2 Método de reflujo cerrado o Hach ................................................................................... 29

3.3 MEDIDA DE SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN TOTALES ......................................................................... 33

4. RESULTADOS ........................................................................................................................ 35

4.1 COMPORTAMIENTO DEL SISTEMA BAS ....................................................................................... 35

4.2 VALIDACIÓN DEL SISTEMA .......................................................................................................... 39

4.3 INFLUENCIA DEL CAUDAL ........................................................................................................... 40

4.4 ESTEQUIOMETRIA DE NUTRIENTES ............................................................................................. 42

4.5 ANÁLISIS MULTIVARIANTE ......................................................................................................... 44

4.6 SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN Y PH ................................................................................................. 48

4.6.1 Sólidos en Suspensión Totales ....................................................................................... 48

4.6.2 Control del pH .................................................................................................................. 52

5. CONCLUSIONES .................................................................................................................... 54

6. REFERENCIAS ....................................................................................................................... 56


2

ÍNDICE DE FIGURAS

. Figura 1. Diagrama de flujo del proceso al sulfito ácido para la producción de pasta dissolving……..10

. Figura 2. Diagrama de flujo del proceso de fabricación de rayón…………………………………………13

. Figura 3. Diagrama de flujo del proceso BAS……………………………………....................................18

. Figura 4. Esquema de un Reactor MBBR…………………….…………………………………………………….20

. Figura 5. Bulking Filamentoso ………………...………………………………………………………….....24

. Figura 6. Flóculo Ideal…………………………….…………………………………………………………..24

. Figura 7. Sistema Experimental a Escala Laboratorio……………………………………………………..25

. Figura 8. Soporte Plástico Biofilm Chip P (Anoxkaldnes)…………………..…………………………......26

. Figura 9. Equipo de Filtrado………………………………………………………………………………….28

. Figura 10. Filtros de 47 mm……………………………………………………………………………….....28

. Figura 11. Digestor y Tubos de Digestión………………………………………………………………......28

. Figura 12. Blanco con Dicromato y Sulfúrico…………………………………………………………….....31

. Figura 13. Muestra con Dicromato y Sulfúrico……………………………………………………………...31

. Figura 14. Comparación de F10 y F11………………………………………………………………………32

. Figura 15. Muestra mal diluida (no válida) ………………………………………………………………….32

. Figura 16. Muestra con adicción de ferroina………………………………………………………………..32

. Figura 17. Muestra con adicción de FAS……………………………………………………………………33

. Figura 18. Viraje a color rojo………………………………………………………………………………....33

. Figura 19. Eliminación de DQO en gramos/día de cada reactor y del proceso BAS total …….………..38

. Figura 20. Eliminación de DQO durante el periodo de estabilidad ……………………………..………..40

. Figura 21. Influencia del caudal en el valor de DQO en el reactor MBBR………………...…………...41

. Figura 22. Influencia del caudal en el valor de DQO en el reactor de FA……………………………...41


3

. Figura 23. Valor de DQO en reactor MBBR y de Fangos Activos para una reducción de nutrientes a

la mitad……………………………………………………………………………………………….………....42

. Figura 24. Valor de DQO en reactor MBBR y de Fangos Activos para una reducción de nutrientes a

la cuarta parte ………………………………………………………….......................................................43

. Figura 25. Porcentaje de DQO eliminado para las 3 estequiometrias analizadas en reactor MBBR y

de Fangos Activos………………………………………….......................................................................44

. Figura 26. Diagrama de Superficie reactor MBBR…………………………………………...…………….45

. Figura 27. Gráfica de DQO de Observado vs predicho en reactor MBBR…………….……………....46

. Figura 28. Diagrama de Superficie del reactor de Fangos Activos ………………………………….......47

. Figura 29. Gráfica de DQO de Observado vs predicho en reactor de Fangos Activos ………………...47

. Figura 30. Sólidos en Suspensión Totales en los 3 puntos de recogida ………………...……………....50

. Figura 31. Sólidos en Suspensión a la Salida del Sistema………………………………………………..50

. Figura 32. Sólidos a microscopio primeras semanas de trabajo………………………………………..51

. Figura 33. Sólidos a microscopio sistema estabilizado ……………………...……………………………51

. Figura 34. Sólidos a microscopio sistema estabilizado (2) ……………………………………………….51

. Figura 35. pH del MBBR para las 3 estequiometrias analizadas ……………….………………………..52

. Figura 36. pH a la salida del Sistema para las 3 estequiometrias analizadas ……….……………….....53


4

ÍNDICE DE TABLAS

.Tabla 1. Parámetros de contaminación de un efluente residual industrial………………………………...7

.Tabla 2. Características del carrier………………………………………………………………….............26

.Tabla 3. Valores de DQO medidos en los reactores MBBR y de Fangos Activos…………………….....36

.Tabla 4. Valores de DQO eliminado en el proceso BAS y en cada una de sus fases…...………………37

.Tabla 5. Eliminación de DQO durante el periodo de estabilidad……………………………………...…..39

.Tabla 6. Sólidos en Suspensión Totales en los 3 puntos de recogida……………………………...........49


5

1.ALCANCE Y OBJETIVOS

En este proyecto, se analiza la efectividad del proceso Biofilm Activated Sludge (BAS)

para eliminar la Demanda Química de Oxígeno (DQO), uno de los principales

parámetros de la contaminación de las aguas residuales procedentes de la industria

de la celulosa y viscosa. Para ello, se han realizado una serie de experimentos a

escala laboratorio en un sistema experimental, donde se llevará a cabo un tratamiento

biológico mediante el proceso BAS. Este proceso, emplea un pre-tratamiento

mediante la tecnología Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR), seguido de una segunda

fase basada en la tecnología de Fangos Activos (FA). Posteriormente, hay una etapa

de clarificación-sedimentación para separar los sólidos biológicos de manera que el

efluente final, ya sin sólidos, pueda ser vertido. Por otra parte, los sólidos son

purgados del sistema experimental y analizados para conocer su concentración y su

grado de humedad.

Este proyecto, surge como continuación de un trabajo de Ingeniería Química realizado

por Delia Huarhua Quispe, donde se estudió el comportamiento de dos reactores de

biopelícula de lecho móvil trabajando en serie.

Analizando el sistema se marcan los siguientes objetivos:

- Estudio y puesta a punto del sistema experimental de reactores biológicos del

proceso BAS: reactores MBBR y reactores de fangos activos.

- Estudio de la influencia del caudal en el proceso de tratamiento biológico BAS.

- Estudio del comportamiento del proceso de tratamiento biológico BAS cuando se

varía la estequiometria de la relación DQO:N:P del efluente residual.

- Analizar la reducción de DQO que se produce en ambos reactores biológicos.

- Analizar el efluente de salida y los lodos obtenidos.


6

2.INTRODUCCIÓN

El agua es un recurso limitado, y el aumento de la población ha obligado a buscar

tecnologías más avanzadas capaces de preservar la calidad del agua y cumplir con

la legislación medioambiental vigente y con el compromiso de la sociedad en un

marco de desarrollo sostenible.

Las aguas residuales urbanas contienen altos niveles de materia orgánica (DQO),

fósforo (P) y nitrógeno (N). Estos compuestos son causantes de multitud de

problemas ambientales, tales como la eutrofización, el consumo de oxígeno y la

toxicidad, suponiendo además un grave peligro para la salud humana si no se tratan

adecuadamente. Por eso, es necesario estudiar los distintos sistemas de los que se

dispone para llevar a cabo su tratamiento y determinar cuál es la alternativa más

adecuada en función de la actividad de la que proceda el agua a tratar. Sin embargo,

en procesos de tratamiento biológico de aguas residuales, los compuestos citados

anteriormente constituyen los principales nutrientes que hacen posible la degradación

de la materia orgánica de dichas aguas.

2.1 AGUAS RESIDUALES INDUSTRIALES

Las aguas residuales industriales se caracterizan por su gran heterogeneidad. Dentro

de cada sector industrial se llevan a cabo diferentes procesos, generándose en cada

uno de ellos residuos de distinta composición. Existe una gran variedad de procesos

en cada uno de los sectores, teniendo que valorar el tratamiento de aguas residuales

que mejor se adapta a las particularidades de cada uno de ellos, ya que cada industria

utiliza diferentes técnicas de producción y procesamiento, distintos volúmenes de

material, distintos caudales, etc… Cada proceso requiere por tanto un tratamiento

adaptado a las características de sus infraestructuras. Cabe destacar, que en cada

proceso industrial los vertidos de aguas industriales pueden dividirse en continuos o

periódicos según su frecuencia de generación (diario, semanal, mensual, anual, etc.).

Lo que sí tienen que cumplir todas las industrias, es mantener unos niveles de

contaminación acorde con la ley medio ambiental vigente (Ley 2/2002). En la Tabla

1, se muestra la declaración de la carga contaminante para un efluente residual; (Ley

de Cantabria 2/2002, de 29 de abril de Saneamiento y Depuración de Aguas

Residuales; Art.2).


7

Tabla1. Parámetros de contaminación de un efluente residual industrial

• [1] Valor A referido al valor medio de vertido.

• [2] Valor B referido al valor máximo de vertido.

En esta Tabla, aparecen alguno de los principales parámetros a tener en cuenta

al medir la contaminación. Demanda Química de Oxígeno (DQO), Materia en

Suspensión (MES), Sales Solubles (SOL), Materias Inhibitorias (MI), Nitrógeno

(N), Fósforo (P) e Incremento de Temperatura (IT).

Dentro de los sectores industriales, la característica que ofrecen las aguas

residuales industriales procedentes de la pasta papelera, es la baja

concentración de nutrientes tales como N y P. Más adelante, se discutirá la

composición y características de este tipo de efluentes de forma detallada.

Parámetros Unidades Valor A [1] Valor B [2]

DQO mg O2/L 315 500

MES mg/L 220 230

SOL 9μS/cm 1000 1100

M1 equitox/m3 1 1

N mg/L 20 30

P mg/L 10 10

IT ⁰C 0 0


8

2.2 INDUSTRIA DE PASTA Y PAPEL

La producción de celulosa soluble al sulfito y fibra de viscosa se basa en el

aprovechamiento de la madera, un recurso natural y renovable como es la madera de

Eucalyptus glóbulus en el que España tiene un enorme potencial, es un sector clave

para el futuro industrial de nuestro país (Zalakain y Manterola, 2011). La principal

aplicación de la celulosa es la producción de fibra de viscosa cortada, para su

posterior fabricación de tejidos-no tejidos o nonwovens. Las aplicaciones más

comunes de los nonwovens son productos de higiene femenina y médico-sanitaria.

La pasta para la fabricación de papel, se puede producir a partir de fibra virgen por

medios químicos o mecánicos o se puede producir por desintegración de papel

recuperado.

La madera es la materia prima principal pero también puede usarse paja, hierba,

algodón y otras materias primas e incluso residuos lignocelulósicos que contengan

celulosa y contribuyan a la economía circular y al desarrollo de la biorrefinería forestal.

La composición exacta de la madera variará según la especie arbórea, edad, etc…No

obstante, algo inherente a la biomasa arbórea son los tres macrocomponentes que

conforman su estructura: celulosa, hemicelulosa y lignina (BREF, 2006). Hay muchos

productos distintos fabricados por la industria del papel, que se pueden clasificar en

los siguientes grandes grupos:

• Papel de presa.

• Papeles de impresión y escritura estucados.

• Papeles de impresión y escritura sin estucar.

• Papeles de embalaje.

• Tisú

• Papeles especiales.


9

2.2.1 Descripción del proceso industrial de la pasta de celulosa

La producción de pasta dissolving o, en otras palabras, pasta de celulosa de alta

pureza puede llevarse a cabo fundamentalmente a través de dos vías: el proceso al

sulfito o el ampliamente conocido proceso Kraft, precedido por una etapa de hidrólisis

de la madera.

En la fabricación del proceso al sulfito pueden utilizarse diferentes bases tales como

sulfito de Ca, Mg, Na o K. En nuestro caso de estudio la base utilizada para preparar

el licor fresco que actúa como agente deslignificante (separa la lignina de la celulosa

de la madera) es la cálcico magnésica extraída de canteras de dolomita.

Las principales etapas que conforman el proceso de producción de la pasta de

celulosa son: (1) acondicionamiento de la madera, la cual es troceada y tamizada;

(2) producción de licor fresco al sulfito ácido en una torre de absorción de gases

donde entra en contracorriente la lechada acuosa de dolomía con SO2(gas); (3)

digestión en los reactores de cocción a alta presión y temperatura donde se producen

reacciones de condensación, deslignificación e hidrólisis en un proceso que dura

varias horas; (4) lavado de la pasta celulósica resultante; (5) blanqueo libre de cloro

en un proceso de tres etapas: ozonización, extracción alcalina con NaOH y blanqueo

con H2O2; (6) acondicionamiento de la pasta dissolving que pasa por los procesos

de depuración, acidificación y secado de la pasta.

En la Figura 1 puede verse un diagrama de bloques completo del proceso al sulfito

ácido para la fabricación de pasta dissolving.


10

Figura 1. Diagrama de flujo del proceso al sulfito ácido para la producción de pasta dissolving

2.2.2. Descripción del proceso industrial de la fibra de viscosa

En la práctica comercial, la pasta es mercerizada en una disolución acuosa de sosa

al 18% a temperatura ambiente o ligeramente alta (25ºC). Durante este proceso, se

eliminan componentes que son perjudiciales para el proceso de producción. La

reacción que tiene lugar durante el proceso se describe a continuación en la ecuación

1:

RCellOH + NaOH-->RCellO-Na+ + H2O (ec.1)


11

Una vez terminado el tiempo de mercerización se somete a la pasta a un prensado

para eliminar la sosa sobrante. Posteriormente, es necesario airear la celulosa

alcalina debido a que se apelmaza debido al efecto conjunto del hinchamiento,

debido a la acción de la sosa, y del prensado. Para conseguir airear la pasta se

desmenuza creando puntos accesibles para los reactivos que se emplearán más

adelante. La temperatura y el trabajo mecánico de la etapa de desmenuzado, se

emplean en conjunto con la etapa de envejecimiento, para controlar la

despolimerización de la celulosa. En la etapa de madurado, se deja reposar la

celulosa durante 2 o 3 días. Esta parte del proceso es necesaria para controlar el

grado de polimerización de la celulosa que a su vez depende de la viscosidad. Se

puede reducir el tiempo de esta etapa empleando catalizadores como: Fe, Mn y Co.

Además, existen estudios en los que se emplean electrones para reducir el tiempo

de madurado de 2 a 3 días, hasta segundos.

Una vez ha pasado el tiempo de madurado empieza el proceso de xantogenación.

Para obtener el derivado soluble de la celulosa, en este caso xantato de celulosa, es

necesario que la celulosa alcalina, una vez madurada, reaccione con disulfuro de

carbono. La práctica más común, es introducir vapor en el reactor, además del

disulfuro de carbono. El vapor se recupera, con lo que se emplea para controlar la

reacción. El esquema de reacción que tiene lugar en esta etapa se describe en las

ecuaciones 2 y 3:

RCellOH + OH- -->RCellO- + H2O (ec. 2)

RCellO- + CS2 --> RCellOCS-2 (ec. 3)

La xantogenación está influenciada por la composición de la celulosa alcalina y la

cantidad de CS2, aunque para controlar la reacción las variables que se controlan

son tiempo y temperatura. La reacción de xantogenación es un equilibrio exotérmico,

de manera que si en la disolución existen especies químicas que reaccionen con el

disulfuro de carbono, el rendimiento de la reacción se vería negativamente afectado,

ya que se vería desplazado hacia la izquierda, disminuyendo el rendimiento de la

reacción, hacia la producción de xantanto de celulosa. Además, por ser una reacción

exotérmica, la temperatura de operación se mantiene por debajo de 32ºC.


12

Una vez se completa la reacción de xantogenación, el xantanto de celulosa se

disuelve en una disolución de hidróxido sódico del 5 al 8%. En este caso se requieren

temperaturas bajas, para minimizar la descomposición del xantanto y la formación

de productos secundarios. En esta etapa se produce la viscosa. Los aditivos se

pueden emplear en esta etapa, aunque también es posible añadirlos antes de que la

viscosa pase por el proceso de hilado. Una vez la celulosa ha sido disuelta y

homogeneizada adecuadamente, es necesario que pase por un proceso de filtrado,

que puede constar de varias etapas. El objetivo principal es eliminar las partículas

que no se han disuelto en la etapa anterior, para que no obstruyan los poros de los

hiladores. Para obtener una fibra de calidad, es necesario que la viscosa pase por

un proceso de madurado. En esta etapa se producen cambios, tanto físicos, como

químicos. La disolución se oscurece y se produce un incremento de los productos

secundarios, que afectan a la coagulación de la viscosa en el proceso de hilado. Para

controlar el grado de maduración es necesario controlar el tiempo y la temperatura.

El madurado se expresa mediante el índice de sal (en inglés SI) y para el caso de la

viscosa, el madurado termina cuando SI está entre 4.5 y 5. Este parámetro de control

es inversamente proporcional al grado de polimerización.

Finalmente tiene lugar el hilado para obtener las fibras de rayón (producto final). En

este proceso se hace pasar a la viscosa a través de hiladores y después por un baño

ácido, bajo condiciones muy controladas. El ácido coagula la viscosa y forma una

pequeña membrana alrededor del filamento, para después penetrar en la fibra y, de

ese modo, neutralizar la base. Además, el xantanto de celulosa se descompone para

dar lugar a la celulosa regenerada. Por último, las fibras de rayón se lavan y se les

da el acabado final deseado. El resumen de todo el proceso se recoge en la Figura

2.


13

Figura 2. Diagrama de flujo del proceso de fabricación de rayón.

2.2.3 Aguas residuales y su tratamiento del sector de pasta celulosa y viscosa

Los problemas medioambientales más importantes de las industrias del sector del

papel son las emisiones atmosféricas, los vertidos de aguas residuales con una alta

carga orgánica y sólidos suspendidos, y el consumo de energía. Como solución

medioambiental, las mejores técnicas disponibles para el sector pastero-papelero

son (BREF, 2006):

• Reducir al mínimo el consumo de agua para distintas clases de papel

mediante un mayor reciclado de las aguas de proceso y un sistema de

gestión del agua.


14

• Controlar las desventajas que pueden derivarse del cierre de los circuitos de

agua.

• Construir un sistema equilibrado de almacenamiento de aguas blancas,

filtrado (transparente) y papel con taras y, siempre que sea posible, utilizar

montajes, diseños y máquinas con un consumo de agua reducido. Esto

suele hacerse en el momento de cambiar o reformar máquinas o

componentes.

• Aplicar medidas para reducir la frecuencia y los efectos de los vertidos

accidentales.

• Recoger y reutilizar las aguas limpias de refrigeración y estanquidad, o

separar los vertidos.

• Separar el pretratamiento de las aguas residuales generadas por el proceso

de estucado.

• Sustituir las sustancias potencialmente nocivas por otras menos

perjudiciales.

• Tratar los vertidos de aguas residuales por medio de una pileta de

compensación.

• Disponer de tratamiento primario, de tratamiento secundario biológico y, en

algunos casos, de tratamiento secundario químico por precipitación o

floculación de las aguas residuales. Si sólo se aplica el tratamiento químico,

los vertidos de DQO serán algo mayores, aunque constituidos

principalmente por materia fácilmente degradable.


15

2.3 TRATAMIENTO BIOLÓGICO DE AGUAS RESIDUALES

El tratamiento biológico de las aguas residuales consiste en la eliminación de materia

orgánica soluble por medio de reacciones catalizadas por microorganismos y la

separación de la biomasa generada del agua tratada, logrando así una eliminación de

materia biodegradable y suspendida (Lin S, 2007).

Las bacterias por lo general, se reproducen por fisión binaria y el tiempo necesario

para cada fisión (tiempo de generación) puede variar entre días y menos de 20

minutos (Metcalf y Eddy, 2003). Sin embargo, las bacterias no continúan dividiéndose

indefinidamente a causa de diversas limitaciones ambientales tales como la

concentración del sustrato, la concentración de nutrientes, e incluso el tamaño del

reactor biológico. La curva de crecimiento bacteriano para un proceso discontinuo,

donde se inocula en un volumen de líquido una cantidad de bacterias con una

cantidad limitada de material orgánico, se divide en cuatro fases.

i) Fase de latencia: Es la fase de adaptación y representa el tiempo necesario

para que las bacteriasa se aclimaten al sustrato suministrado al medio

líquido y comiencen a dividirse.

ii) Fase de crecimiento exponencial: Las células se dividen a una velocidad

constante y el número de bacterias alcanza un punto máximo, debido a que

no hay limitación de sustrato (material orgánico).

iii) Fase estacionaria: La concentración de biomasa permanece prácticamente

constante en el tiempo debido a que el sustrato comienza a escasear en el

reactor, limitando el crecimiento bacteriano y por lo tanto la velocidad de

crecimiento bacteriano es equivalente a la velocidad de muerte celular.

iv) Fase de muerte celular o inactivación: Esta fase engloba el consumo de la

biomasa debido a dos procesos: 1) auto-oxidación, el sustrato está muy

reducido en el medio líquido y los microorganismos tienen que oxidar su

propio tejido celular para su propio mantenimiento. Cuando las reservas

endógenas se han agotado, las células mueren y se produce la rotura de la

pared celular y 2) depredación por microorganismos depredadores

(protistas y metazoos). En esta fase, la velocidad de muerte celular es

superior a la velocidad de crecimiento bacteriano y en consecuencia la

población bacteriana activa comienza a disminuir (Ferrer y Seco, 2007).


16

La operación y el diseño de los procesos de tratamiento biológico se basan en la curva

de crecimiento bacteriano. En función de la carga orgánica del agua residual, los

procesos biológicos operan en una fase u otra de la curva de crecimiento bacteriano.

Los principales procesos biológicos aplicados al tratamiento residual se dividen en

cinco grandes grupos: (Ferrer y Seco, 2007).

• Procesos aerobios (con oxígeno): Procesos de fangos activos, digestión

aerobia, filtros percoladores, filtros de desbaste, sistemas biológicos

rotativos de contacto (RBC), biofiltros activados.

• Procesos anóxicos (carencia de oxígeno): Denitrificación con cultivo en

suspensión, y la denitrificación de película fija.

• Procesos anaerobios (ausencia total de oxígeno): Digestión anaerobia,

proceso anaerobio de contacto (UASB), filtro anaerobio, y lecho expandido.

• Procesos anaerobios, anóxicos o aerobios combinados: Proceso de una o

varias etapas.

• Procesos en estanques o lagunajes: Lagunas aerobias, lagunas facultativas,

lagunas anaerobias y lagunas de maduración o terciarias.

Los procesos biológicos más usados en las plantas de tratamiento son los de cultivos

en suspensión, lodos activos, cultivos fijos y filtros percoladores. (Metcalf y Eddy,

2003).


17

2.4 PROCESO BAS

Hoy en día, las exigencias en el tratamiento de las aguas residuales son cada vez

mayores y por tanto los trabajos de investigación en este campo están dirigidos a

desarrollo de nuevos tratamientos biológicos con el fin de aumentar la capacidad de

tratamiento de los reactores convencionales, incrementando la cantidad de

microorganismos sin necesidad de aumentar el volumen de los reactores (Leiva,

2015).

Durante las últimas décadas se han desarrollado tratamientos para disminuir la carga

contaminante de las aguas residuales de la industria de la pasta y el papel. La

experiencia en la aplicación de procesos MBBR y BAS en este tipo de industrias

hace indicar que el proceso BAS es una opción para el tratamiento de este tipo de

aguas residuales industriales, siendo una solución técnico-económica corroborada

para este tipo de casos. Esta tecnología está basada en el crecimiento de biomasa

en unos soportes plásticos de pequeño tamaño (carriers), pero de elevada superficie

específica, lo que permite el crecimiento de mayor cantidad de biomasa en un menor

espacio. Analizando trabajos anteriores (Delia, 2016) donde se ha trabajado con un

porcentaje de llenado de los carriers del 10%, se puede observar que se puede

incrementar hasta un 67-70% ganando eficiencia. Para porcentajes de llenado

superiores a un 67-70 % la agitación no es homogénea en el tanque (Odegaard,

1999). Esto posibilita que este sistema pueda ser implantado en estaciones

depuradoras que tengan la imposibilidad de ampliar la superficie existente o

depuradoras de nueva construcción con un espacio de implantación limitado.

El proceso BAS consiste en la combinación del proceso MBBR y el proceso de

fangos activos (Figura 3). Se utiliza reactores MBBR como pre-tratamiento de alta

carga orgánica, donde la DQO soluble rápidamente biodegradable se elimina

mediante microorganismos de rápido crecimiento (bacterias heterótrofas aerobias).

La carga orgánica que llega al reactor de fangos activos (FA) es muy baja,

encargándose principalmente de eliminar la DQO particulada lentamente

biodegradable, como también del exceso de biomasa procedente del reactor MBBR;

además, pueden aparecer microorganismos de lento crecimiento como los autótrofos

en dicho reactor eliminando el exceso de nitrógeno amonical mediante nitrificación.


18

Un pre-tratamiento mediante una etapa de biopelícula, es una forma alternativa de

controlar el crecimiento filamentoso en procesos de fangos activos, debido a que se

favorece el crecimiento de microorganismos de rápido crecimiento compitiendo con

las bacterias filamentosas, es decir, los reactores MBBR actúan como selectores

cinéticos (Slade et al, 2004).

El proceso BAS puede operar permitiendo un ligero exceso de nutrientes (nitrógeno

y fósforo) en el efluente final o en condiciones de limitación de ellos, donde la dosis

de nutrientes es reducida. El proceso BAS con limitación de nutrientes fue introducido

en 2002 en dos plantas en Suecia, Sodra Cell Varo (celulosa) y Stora Enso Hylte

(papel) y desde entonces se ha implantado en EDARs industriales procedentes de

la industria de celulosa y papel en diferentes países europeos, América del Norte,

América del Sur y Australia (Malmqvist et al, 2008). El proceso BAS con limitación

de nutrientes consiste en una estrategia de ajuste, que reduce la producción de

fangos en los casos en los que se requiere una adición de nutrientes. En la etapa

MBRR la DQO del agua residual se transforma en polisacáridos que, a su vez, se

emplean para la generación de nueva biomasa en el fango activo. La producción y

consumo de polisacáridos suponen un consumo de energía para las bacterias, lo

que limita su crecimiento, que se traduce en una reducción de producción de fangos

y, por tanto, en un ahorro de los costes operacionales. Este sistema permite reducir

la producción de fangos secundarios y disminuir la cantidad de nutrientes requerida.

Así mismo, el proceso BAS mejora las características del fango activo haciéndolo

más estable y con una calidad del fango más fácil de deshidratar.

Figura 3. Diagrama de flujo del proceso BAS


19

El mecanismo del proceso BAS es la limitación de nutrientes en el pre-tratamiento

MBBR generando sobreproducción de EPS (polisacáridos extracelulares) y dando

lugar a una biomasa viscosa que podría ocasionar problemas de decantación, pero

que es fácilmente degradada en el proceso de fangos activos, obteniendo un lodo con

flóculos compactos y buenas características de decantación.

Investigaciones recientes han demostrado que la operación secuencial MBBR/Lodo

activado (Biofilm Activated Sludge, BAS) en condiciones de deficiencia de nutrientes,

siendo éste el caso de las aguas residuales de la industria papelera, resulta muy

eficiente para la industria de pasta y papel (Welander, 2002; Slade et al, 2004) al

mejorar las características de decantación del lodo, reducir significativamente la

producción de lodo y dosificación de nutrientes, disminuyendo el coste de operación.

2.4.1 Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR)

La tecnología MBBR fue desarrollada por el profesor Ødegaard a finales del año 1980

(Qiqi et al, 2012) y se basa en la formación de una biopelícula, donde los

microorganismos se adhieren a un soporte o lecho. Estos soportes se mantienen

móviles y en suspensión dentro del reactor. En los años 90 fue comercializada por la

empresa Kaldnes Milijo Teknologi, más tarde por la empresa Anoxkaldnes división de

la empresa Veolia, encargada del tratamiento biológico de aguas residuales. Existen

más de 1200 plantas de tratamiento para aguas residuales industriales y urbanas

(Boltz et al, 2017) distribuidas en 50 países diferentes que utilizan la tecnología

AnoxkaldnesTM MBBR (van derHaandel y van der Lubbe 2015). La tecnología MBBR

se ha utilizado con éxito a nivel industrial para el tratamiento de diferentes tipos de

aguas residuales, incluyendo las aguas residuales municipales (Rusten et al, 1998a;

Borkar et al, 2013) y las aguas industriales procedentes de la industria de papel

(Hosseini y Borghei, 2005) y pasta de celulosa (Jahren et al, 2002; Vaidhegi, 2013),

aguas fenólicas (Borghei y Hosseini, 2004), aguas residuales del procesamiento de

aves de corral (Rusten et al, 1998b), aguas residuales farmacéuticas (Brinkley et al,

2007; Lei et al, 2010), aguas residuales de la industria láctea, refinerías, residuos de

mataderos (Barwal y Chaudhary, 2014), piscifactorías (Rusten et al, 2006) y

desnitrificación de agua potable (Kermani et al, 2008; McQuarrie y Boltz, 2011).


20

La tecnología MBBR se basa en el crecimiento de microorganismos adheridos a las

paredes de soportes de polipropileno o polietileno de densidad próxima a 1 g/cm3

conocidos como carriers. Estos soportes son de pequeño tamaño, pero son diseñados

con una elevada área superficial por unidad de volumen (superficie específica, m2/m3)

lo que posibilita el crecimiento de mayor cantidad de biomasa y de mayor efectividad

que la de los flóculos biológicos de reactores convencionales.

En general, los reactores MBBR (Figura 4) están formados por un tanque y un sistema

de aireación para suministrar oxígeno a los microorganismos, además de provocar la

agitación de los carrier en el medio para crear un efecto de cizalladura, evitando el

colapso del carrier por excesivo crecimiento de la biomasa. El efecto de cizalladura

es muy importante para permitir la difusión del sustrato, nutrientes y oxígeno a todas

las capas de biofilm.

Figura 4.Esquema de un Reactor MBBR

El biofilm formado, tiene una estructura heterogénea pudiendo contener cientos de

bacterias, protozoos, hongos y especies eucariotas. Cada especie compite por el

sustrato e incluso se produce el fenómeno predador-presa. Otro aspecto importante

de operación de los reactores MBBR es el efecto del porcentaje de llenado de carriers

en el tanque de aireación, del que se hablará más adelante.


21

Los reactores MBBR tienen un funcionamiento continuo y una mezcla completa,

donde la biomasa se cultiva en los carriers que tienen una densidad más ligera que

el agua. Los reactores MBBR se pueden aplicar en procesos aerobios, donde la

aireación y agitación se consigue por medio de compresores y para procesos

anóxicos, donde el reactor contiene un agitador horizontal mecánico para que la

mezcla sea completa (Borkar et al, 2013).

El pre-tratamiento con sistemas de formación de biofilm en influentes de alta carga,

eliminan rápidamente la materia orgánica biodegradable antes de llegar al tratamiento

con lodos activados, convirtiéndose en una alternativa para controlar el fenómeno de

“bulking”. En los últimos años el proceso MBBR (Moving Bed Biofilm Reactor) se ha

implantado como pre-tratamiento de formación de biofilm (Kaindl, 2010).

Los procesos de MBBR poseen unas características para tratar aguas residuales con

alta carga de DQO, fuerte tolerancia a las puntas de carga orgánica y tamaño de

reactor relativamente pequeño. Durante la última década se ha utilizado con éxito los

reactores MBBR para el tratamiento de efluentes industriales, incluyendo la industria

de pulpa y papel, aguas residuales lácteas, aguas residuales fenólico y aguas

residuales municipales. Los carriers utilizados en los MBBR juegan un papel crucial

en el rendimiento del sistema (Borkar et al, 2013).

El agua residual procedente de la industria de pasta de celulosa y viscosa no contiene

los nutrientes necesarios para el crecimiento óptimo de los microorganismos, por ello

es necesaria la dosificación adecuada y cuidadosa en el tratamiento biológico

convencional de fangos activos (Slade et al, 2004).

Las ventajas que presenta el Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR) son las siguientes

(www.anoxkaldnes.com):

• Proceso muy flexible, que permite aumentar la eficiencia del proceso

empleando la cantidad de relleno plástico de acuerdo a las cargas actuales

o futuras.

• Operación a altas concentraciones de biomasa suspendida.

• Baja pérdida de carga.


22

• Sin necesidad de lavado a contracorriente periódica del soporte plástico.

• Reducción del volumen del reactor biológico, por la eficiencia del soporte

plástico.

• Sencilla operación y mantenimiento.

• No requiere la recirculación de los fangos, evitándose además la generación

de bulking filamentoso (sedimentación mejorada).

• Los costes de explotación y de inversión son similares a los de sistemas

convencionales de fangos activos.

2.4.2 Fangos Activos

El proceso biológico de fangos activos (FA) fue desarrollado hace más de 100 años

(Modin et al, 2016; Dai et al, 2016) y se basa en el mantenimiento de microorganismos

en suspensión dentro de un reactor biológico. Hoy en día, el tratamiento biológico de

lodos activados es el proceso convencional más utilizado tanto en el sector de aguas

residuales urbanas (ARU) como en las aguas residuales industriales (ARI) y más

concretamente en la industria de pasta de celulosa y viscosa.

El proceso de lodos activados es aerobio (necesidad de oxígeno) y el concepto básico

es que los microorganismos se alimentan de las sustancias o sustrato que contiene

el agua residual para formar nuevos microorganismos que permanecen en contacto

con el agua residual a tratar. En el reactor, el cultivo bacteriano lleva a cabo la

conversión en concordancia general con la estequiometria de las ecuaciones de

"oxidación y síntesis" y "respiración endógena". En este proceso las bacterias son los

microorganismos más importantes, ya que son los causantes de la descomposición

de la materia orgánica del afluente; aunque también intervienen otros

microorganismos como los protozoos y rotíferos que ejercen una acción de refino de

los efluentes. El proceso de lodos activados debe llegar a un equilibrio entre el

sustrato (carga orgánica) y la cantidad de microorganismos necesarios para la

eliminación del sustrato F/M (food/microorganism), por ese motivo es necesario

mantener el nivel de microorganismos en el tanque de aireación mediante una

recirculación del lodo del clarificador hacia el tanque de aireación.


23

El contenido del reactor se conoce con el nombre de licor mixto, contenido producido

por la recirculación de fangos en el reactor, donde se combina con la biomasa en

suspensión generada en el reactor de lecho móvil previo. La mezcla del efluente

tratado y el lodo es enviada a un clarificador en donde el lodo se separa del efluente

por decantación. La mayor parte del lodo es retornado al tanque de aireación para

mantener una alta concentración de microorganismos en el sistema, mientras que una

menor parte del lodo es purgado del sistema.

Los principales factores que intervienen en el control del proceso de fango activado

son: el mantenimiento de los niveles de oxígeno disuelto en el tanque de aireación, la

regulación de la cantidad de fango recirculado (RAS) y el control de purga de fango

activo.

El principal inconveniente del proceso de lodos activados es la baja decantabilidad

del lodo (Jenkins et al, 1993) y la sensibilidad a tóxicos e inhibidores del influente. La

baja decantabilidad se debe a que los microorganismos no crecen en grandes flóculos

compactos con buenas propiedades de decantación. Las bacterias filamentosas y

bacterias libres “free-living” (Figura 5) producen flóculos (Figura 6) pequeños y

dispersos con malas propiedades de decantación dando lugar en el efluente tratado,

descarga de sólidos, materiales orgánicos y nutrientes, disminuyendo la eficiencia del

tratamiento biológico. La deficiencia de oxígeno y nutrientes son las causas de la mala

decantación del lodo en el clarificador y sus consecuencias son las siguientes:

- Deficiencia de oxígeno: produce el crecimiento de bacterias filamentosas “bulking”.

- Deficiencia de nutrientes: produce el crecimiento de bacterias filamentosas y

sobreproducción de polímeros extracelulares (EPS) (Rankin et al, 2007) por parte de

los microorganismos como mecanismo de defensa, dando lugar a un lodo de

características viscosas.


24

A menudo en condiciones óptimas de oxígeno y nutrientes las bacterias filamentosas

proliferan cuando en el medio no hay suficiente materia orgánica biodegradable, es

decir, la relación F/M es baja. Para solventar este problema se han diseñado

diferentes estrategias como el diseño de selectores de microorganismos que

consisten en un pre-tratamiento de uno o varios compartimentos al que le llega alta

carga de materia orgánica. Estos selectores son efectivos para el control del

fenómeno “bulking” en la industria de pasta y papel (Marshall, 1999).

Figura 5. Bulking Filamentoso Figura 6. Flóculo Ideal


25

3. MÉTODO EXPERIMENTAL

3.1 DESCRIPCIÓN DEL SISTEMA EXPERIMENTAL

Este trabajo tiene como objetivo estudiar la viabilidad de la eliminación de DQO

mediante el proceso BAS. Para ello a escala laboratorio se monta un sistema de

depuración de aguas residuales.

El sistema BAS está compuesto por un depósito de entrada (tanque de influente), una

bomba, un reactor MBBR con sus soportes biofilm, un reactor de Fangos Activos y un

depósito de salida (tanque de efluente). Sistema que se puede observar a

continuación en la Figura 7.

El tanque del influente se llena diariamente con agua sintética cuyos componentes

son fructosa (principal aportador de DQO), urea (40%) y ácido fosfórico (72%),

posteriormente el líquido es bombeado al reactor MBBR. El volumen del reactor es

de 1,5 litros y en su interior se encuentran los soportes de densidad 0,95 gr/cm3. El

líquido se mezcla por medio de aireación mediante aire en el fondo del reactor y es

agitado mediante un agitador magnético, colocando un imán permanente en el fondo

del depósito.

Figura 7. Sistema Experimental a Escala Laboratorio


26

El diseño de los carriers utilizados en este trabajo es el mostrado en la Figura 8, es

un carrier diseñado por la empresa Anoxkaldnes llamado Biochip M (Zalakain y

Manterola, 2011) que proporciona alta superficie protegida para el crecimiento de los

microorganismos (Rusten et al, 2006), con un espesor de 3 mm para evitar la

aglutinación de los sólidos en suspensión totales característicos de este tipo de

vertidos.

En la Tabla 2 se especifican las características del carrier:

Tabla 2. Características del carrier.

Figura 8. Soporte Plástico Biofilm Chip P (Anoxkaldnes)

A continuación, el residuo orgánico se introduce en el reactor de fangos activos por

diferencia de alturas, donde se mantiene un cultivo bacteriano aerobio en suspensión.

Al igual que en el reactor de lecho móvil se garantiza la mezcla y la aireación mediante

aire en el fondo del reactor. Este reactor de capacidad de 2,5 litros, dispone de un

decantador lo que facilita la separación de los sólidos para su purga cuando se crea

conveniente. Además, se realiza una recirculación periódica de los fangos mediante

un nuevo compresor de aire, en este caso con temporizador, de modo que no esté

funcionando de forma continua.

Espesor Diámetro Superficie

específica

Material

3mm 47mm 900m2/m3 PHD


27

Finalmente, la salida del reactor de fangos activos está conectada con el depósito de

salida (tanque de efluente) donde caerá el líquido tratado, nuevamente por diferencia

de alturas.

3.2 Método analítico del dicromato potásico

El método analítico ha sido desarrollado para la determinación de la Demanda

Química de Oxígeno (DQO) por el método del dicromato. Puede considerarse como

una medida aproximada de la demanda teórica de oxígeno, es decir, la cantidad de

oxígeno consumida en la oxidación química total de los constituyentes para

transformarse en productos finales inorgánicos. El grado en el cual los resultados del

ensayo se aproximan al valor teórico depende en primer lugar de lo completa que sea

la oxidación. Al igual que para las aguas residuales urbanas, el valor de la DQO es

una buena aproximación de la demanda teórica de oxígeno. En el caso de aguas que

contengan cantidades importantes de sustancias difícilmente oxidables en las

condiciones del ensayo, el valor de la DQO no es una buena aproximación de la

demanda teórica de oxígeno. Este puede ser el caso de ciertos efluentes industriales.

La demanda química de oxigeno (DQO) es una concentración másica de oxigeno

equivalente a la cantidad de dicromato consumida por la materia disuelta y en

suspensión, cuando una muestra de agua se trata con este oxidante en condiciones

definidas. (American Water Works Association; Water Pollution Control Federation;

American Public Health Association, 1992).


28

3.2.1 Instrumental y Reactivos

Instrumental

• Equipo de filtración y filtros de 47 mm de diámetro con un tamaño de poro

de 0,45 µm (Figuras 9 y 10).

Figura 9. Equipo de Filtrado Figura 10. Filtros de 47 mm

• Pipetas de distinta medida (1,5 y 10 ml)

• Vasos de precipitados

• Erlenmeyer

• Probetas

• Bureta

• Digestor y tubos de digestión (Figura 11)

Figura 11. Digestor y Tubos de Digestión


29

Preparación de Reactivos

1. Disolución 0.1 N de K2Cr2O7 0,0167 M: Añadir a 500 ml de agua desionizada

4,913g de K2Cr2O7 (previamente desecado en estufa a 103º C durante 2 horas), 167

ml de H2SO4 concentrado y 33.3 g de HgSO4. Disolver, enfriar y diluir con agua

desionizada a 1 litro.

2. Reactivo H2SO4-Ag2SO4: Añadir 10 g de Ag2SO4 cristalizado a 1 litro de H2SO4

puro. Dejar reposar al menos una noche antes de utilizarlo.

3. Indicador de ferroina: Disolver 1.485 g de 1-10 fenantrolina monohidrato y 0.695 g

de FeSO47H2O en agua destilada y diluir a 100 ml.

4. Disolución de FAS 0.025M: Disolver 19.6 g de Fe(NH4)2(SO4)2 .6H2O. Añadir 10 ml

de H2SO4 concentrado. Diluir a 2 litros.

3.2.2 Método de reflujo cerrado o Hach

1. Se pone el Hach en posición de encendido a temperatura de 150 º C y se mantiene

así hasta que alcance la temperatura.

2. Preparación de la muestra:

a) Se coge la muestra que se desea valorar (conservada en un tubo falcón en el

frigorífico) y se filtra para eliminar los sólidos en suspensión.

b) Una vez que se tienen las muestras filtradas se deben diluir para poder valorarlas

adecuadamente. El factor de dilución variará según el origen de la muestra, se ha

trabajado con diluciones 1:5,1:10 y 1:20.

c) Se coge la muestra previamente filtrada y diluida y se añaden 5 ml al tubo de

digestión (Esto deberá hacerse con cada muestra que se desee analizar). Además,

se deberán preparar 2 blancos de 5 ml cada uno en otros 2 tubos de digestión.

d) Se añaden 3 ml de K2Cr2O7 0,1N a cada tubo de digestión, tanto a las muestras

como a los blancos.

e) Se repite la misma operación añadiendo 7 ml del reactivo H2SO4-AgSO4.


30

f) Se agitan bien todos los tubos para obtener una mezcla homogénea (sin posos),

con mucho cuidado ya que estos adquieren una elevada temperatura.

*Los pasos d, e y f deben ser realizados obligatoriamente en campana por motivos de

seguridad.

3. Se ponen los tubos en el digestor durante 2 horas a 150ºC.

4. Una vez pasadas las 2 horas se extraen los tubos del digestor y se dejan enfriar

durante al menos 30 minutos.

5. Valoración del FAS: Debe hacerse cada vez que se va a llevar a cabo un análisis,

ya que el factor varía con el tiempo.

a) Se añade a 1,5 ml de K2Cr2O7 3,5 ml del reactivo H2SO4-AgSO4 en un Erlenmeyer

o vaso de precipitados.

b) Se deja enfriar brevemente hasta poder operar con ello.

c) Se añade una gota del indicador de ferroina

d) Se valora con el FAS hasta viraje a color rojo (figura 18).

e) Se calcula el valor de f aplicando la siguiente fórmula:

𝒇 = 𝟏,𝟓∗𝟎,𝟏

𝑽𝑭𝑨𝑺∗𝟎,𝟎𝟐𝟓 (ec. 4)

*0,1= Normalidad del Dicromato Potásico

*1,5= Cantidad de Dicromato utilizada

*0,025=Moralidad del FAS

6. Una vez que los tubos de digestión se hayan enfriado se procede al análisis de

cada uno de ellos:

a) Se vierte en un Erlenmeyer o en un vaso de precipitados pequeño el contenido

del tubo de digestión.


31

b) Se lava el tubo de digestión 2 veces con agua destilada (5 ml aproximadamente

en cada ocasión) y se añade al Erlenmeyer o vaso de precipitados.

c) Se añade una gota del indicador de ferroina.

d) Se valora con el FAS hasta viraje a color rojo.

e) Finalmente se calcula la DQO de cada muestra empleando la siguiente

fórmula:

𝒎𝒈 𝑫𝑸𝑶

𝒍=

(𝑨−𝑩)∗𝑵∗𝒇∗𝟖𝟎𝟎𝟎∗𝒅

𝑽(𝒎𝒍 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂) (ec. 5)

A=Volumen de FAS utilizado empleado en valoración del blanco

B=Volumen de FAS utilizado en la muestra analizada

f=Factor del FAS

N=Normalidad del FAS

d= Factor de dilución utilizado

*Colores indicativos durante el análisis (Figuras 12-18)

Figura 12. Blanco con Dicromato y Sulfúrico Figura 13. Muestra con Dicromato y Sulfúrico


32

Figura 14. Comparación de F12 y F13 Figura 15. Muestra mal diluida (no válida)

Figura 16. Muestra con adicción de ferroina


33

Figura 17. Muestra con adicción de FAS Figura 18. Viraje a color rojo

3.3 Medida de Sólidos en Suspensión Totales

Los sólidos son los materiales suspendidos en el agua residual y que afectan

negativamente a la calidad del agua.

Los sólidos en suspensión totales son aquellos que después de filtrar con un filtro de

vidrio quedan retenidos sobre él. El método que se utilizará para su medida se basa

en filtrar una muestra por un filtro de 47 mm de diámetro y 0,45 micras de tamaño de

poro (figura) y el residuo obtenido en el mismo se seca a una temperatura de 105 ºC.

El aumento del peso del filtro representa los sólidos en suspensión totales.

Pueden producirse interferencias por partículas gruesas flotables o aglomerados

sumergidos de materiales no homogéneos. Un residuo excesivo sobre el filtro puede

formar una costra hidrófila y por lo tanto se tendría que limitar el tamaño de la muestra

para que proporcione un residuo no superior a 200 mg.


34

Los tiempos de filtración prolongados, consecuencia de la obturación del filtro pueden

originar resultados altos debido a una cantidad excesiva de sólidos capturados en el

filtro obturado.

Medición

1. Preparación del filtro de vidrio: El filtro contiene humedad y por lo tanto hay que

secarlo a 105 ºC en la estufa durante al menos 1 hora. Seguidamente se introduce en

el desecador hasta su enfriamiento para finalmente pesarlo.

2. Análisis de la muestra: Se coloca el filtro por la cara rugosa sobre el portafiltros del

equipo de filtración. Se añade un volumen determinado de muestra (previamente

homogeneizada), y se inicia la succión conectando la bomba o trompa de vacío. Se

separa el filtro cuidadosamente con unas pinzas y se introduce en la estufa a 105 ºC

durante al menos 1 hora. Seguidamente se introduce el filtro en el desecador hasta

que alcance la temperatura ambiente, para finalmente pesar el filtro con el residuo.

El volumen necesario de muestra depende de la carga que contenga el agua, cuanto

mayor sean los sólidos menos es la cantidad de agua a utilizar. En este caso bastará

con 15-20 ml.

3. Equipos necesarios: Bomba de vacío, Kitasato, rampa de filtración de 3 puestos,

abrazaderas, embudos, portafiltros de placa porosa, filtros de 0’45 micras-47 mm,

estufa, desecador y balanza analítica.


35

4.RESULTADOS

4.1 Comportamiento del Sistema BAS

Para este trabajo se ha montado a escala laboratorio un sistema experimental BAS

que permite analizar agua sintética con composición semejante a las aguas residuales

procedentes del sector de pasta y papel. Agua sintética, que está formada por fructosa

(compuesto que aporta principalmente la DQO), urea y ácido fosfórico, con una

relación inicial de 100:5:1. Esta estequiometria da como resultado un valor

aproximado de DQO de 3000 mg/L en la entrada del sistema. Esta relación se ha

mantenido a lo largo de 10 semanas y con ella se han obtenido los valores de DQO

a la salida de ambos reactores del sistema mostrados en la Tabla 3.

En la Tabla 3, se puede ver todas las muestras recogidas a lo largo de las primeras

10 semanas de trabajo, junto a ellas, el caudal de cada uno de esos días, así como,

el valor de DQO medido a la salida de ambos reactores, Moving Bed Biofilm Reactor

(MBBR) y Fangos Activos (FA).

Analizando los valores de la Tabla 3, se observa un valor medio de DQO de 1900

mg/L con una desviación de ±390 mg/L en el reactor MBBR y un valor medio de DQO

de 1257 mg/L con una desviación de ± 380 mg/L en la fase de Fangos Activos. Esto

supone una reducción de la DQO inicial en porcentajes superiores al 50 % al final del

sistema.


36

Tabla 3. Valores de DQO medidos en los reactores MBBR y de Fangos Activos

Caudal (L/h) DQO MBBR (mg/L) DQO FA (mg/L)

Semana 1

0,3 1668 946

0,3 1177 1134

0,3 2224 1046

Semana 2

0,3 1883 471

0,3 2507 1352

0,3 2463 1469

Semana 3

0,3 2054 1926

0,27 1862 1819

0,24 1626 1134

Semana 4

0,225 1657 828

0,313 2376 1100

0,3 2378 1657

0,3 2418 2011

Semana 5

0,313 1183 1019

0,27 2002 1329

0,29 2057 874

0,25 1875 1383

0,3 2420 1274

Semana 6

0,215 1034 868

0,25 1820 993

0,24 1489 1199

0,24 1903 1696

Semana 7

0,17 2377 1593

0,23 2409 2042

0,21 2097 1584

Semana 8

0,25 1406 882

0,247 2047 1448

0,265 1525 1458

Semana 9

0,265 1709 1064

0,274 1739 828

0,268 2001 1156

0,253 1854 1085

Semana 10

0,266 2223 1362

0,385 2161 1450

0,393 2472 2028

0,33 1849 1545

0,44 1951 1558


37

A continuación, se muestra una nueva tabla (Tabla 4) en la cual se observa la

eliminación diaria de DQO en cada fase en valores de gramos/día.

Tabla 4. Valores de DQO eliminado en el proceso BAS y en cada una de sus fases

Caudal (L/h) Máximo a

eliminar (g/día) MBBR (g/día) FA (g/día) BAS (g/día)

0,3 21,6 9,59 5,2 14,79

0,3 21,6 13,13 0,31 13,43

0,3 21,6 5,59 8,48 14,07

0,3 21,6 8,04 10,17 18,21

0,3 21,6 3,55 8,32 11,87

0,3 21,6 3,86 7,16 11,02

0,3 21,6 6,81 0,92 7,73

0,27 19,44 7,38 0,28 7,65

0,24 17,28 7,91 2,84 10,75

0,225 16,2 7,25 4,47 11,73

0,313 22,54 4,69 9,58 14,27

0,3 21,6 4,48 5,19 9,67

0,3 21,6 4,19 2,93 7,12

0,313 22,54 13,65 1,23 14,88

0,27 19,44 6,47 4,36 10,83

0,29 20,88 6,57 8,23 14,8

0,25 18 6,75 2,95 9,7

0,3 21,6 4,18 8,25 12,43

0,215 15,48 10,14 0,85 11

0,25 18 7,08 4,96 12,04

0,24 17,28 8,7 1,67 10,37

0,24 17,28 6,32 1,19 7,51

0,17 12,24 2,54 3,2 5,74

0,23 16,56 3,26 2,02 5,29

0,21 15,12 4,55 2,59 7,14

0,25 18 9,56 3,14 12,71

0,247 17,78 5,65 3,56 9,2

0,265 19,08 9,38 0,43 9,81

0,265 19,08 8,21 4,1 12,31

0,274 19,73 8,29 5,99 14,28

0,268 19,3 6,43 5,44 11,86

0,253 18,22 6,96 4,67 11,63

0,266 19,15 4,96 5,5 10,46

0,385 27,72 7,75 6,56 14,32

0,393 28,3 4,98 4,19 9,17

0,33 23,76 9,11 2,41 11,52

0,44 31,68 11,08 4,15 15,23


38

Para el cálculo de DQO eliminada en gramos/día, se multiplica los valores de DQO

en mg/L de la Tabla 3 por el caudal medido durante esos días, de modo que se pueda

relacionar los valores de los diferentes días y las dos etapas estudiadas (MBBR y FA)

y estudiar la eficiencia del sistema. Además de los g/día de DQO eliminados en cada

fase del sistema, en la Tabla 4 también se puede observar la eliminación total de DQO

al final del sistema BAS con respecto al valor inicial de carga contaminante.

Los valores de la Tabla 4 se representan a continuación en la Figura 19:

Figura 19. Eliminación de DQO en gramos/día de cada reactor y del proceso BAS total

Como se puede observar en la Figura 19, existe cierta variabilidad en los resultados

obtenidos tanto en el reactor MBBR como en el de Fangos Activos, con unos valores

medios de eliminación de DQO de 6,53 gramos/día en el MBBR y 3,15 gramos/día a

la salida de los Fangos Activos, para un valor total de eliminación de DQO del proceso

BAS en su conjunto de 10,83 gramos/día de media. Esta variabilidad se debe, a fallos

iniciales en el método de medida de DQO, así como a la falta de estabilidad del

sistema experimental. Sin embargo, como se puede observar a continuación (sección

4.2), una vez se domina el método de medida y el crecimiento bacteriano pasa la fase

de latencia (fase de adaptación); es decir, pasa el tiempo necesario para que las

bacterias se aclimaten al sustrato suministrado al medio líquido y comiencen a

dividirse, las células se dividen a una velocidad constante y el número de bacterias

alcanza un punto máximo, consiguiendo que el proceso BAS funcione de forma

estable.


39

El MBBR funciona con una eficiencia media del 32,4 % y el reactor de Fangos Activos

del 21,1 % haciendo que el proceso BAS alcance una eficiencia media del 53,5% con

picos máximos de hasta el 72,38 % el día 23 de mayo.

Pese a esta variabilidad, a la vista de los resultados se observa una alta eficiencia de

ambos reactores y del sistema BAS en su conjunto.

4.2 Validación del sistema

Pese a los cambios que presenta el sistema, se pueden observar fases en las que el

sistema se comporta de forma regular. Durante las semanas que se ha trabajado con

caudales muy similares y en las que el sistema data de una gran estabilidad, se

obtienen datos parecidos (Tabla 5).

Tabla 5. Eliminación de DQO durante el periodo de estabilidad

Caudal (L/h) Máximo a

eliminar (g/día) MBBR (g/día) FA (g/día) BAS (g/día)

0,313 22,54 13,65 1,23 14,88

0,27 19,44 6,47 4,36 10,83

0,29 20,88 6,57 8,23 14,8

0,25 18 6,75 2,95 9,7

0,3 21,6 4,18 8,25 12,43

0,25 18 9,56 3,14 12,71

0,247 17,78 5,65 3,56 9,2

0,265 19,08 9,38 0,43 9,81

0,265 19,08 8,21 4,1 12,31

0,274 19,73 8,29 5,99 14,28

0,268 19,3 6,43 5,44 11,86

0,253 18,22 6,96 4,67 11,63

0,266 19,15 4,96 5,5 10,46

Se puede decir, que cuando el sistema está estabilizado, si se trabaja en condiciones

regulares a lo largo de los días, el proceso BAS es capaz de funcionar de forma

estable. Esto se puede observar en la Figura 20 con los valores obtenidos en los días

mencionados:


40

Durante estos días se elimina de media 7,47 gramos/día en el reactor MBBR y 4,45

gramos/día en el de Fangos Activos para un total de 11,92 gramos/día de DQO en el

proceso BAS, lo que supone una eliminación del 61,3 % de la DQO total.

4.3 Influencia del Caudal

A lo largo de los días del ensayo se ha variado el caudal que circula por el sistema,

aumentando o disminuyendo la potencia de funcionamiento del motor.

Dado que se observó que la bomba no funcionaba de forma regular a lo largo del día,

se decide que la forma más adecuada de realizar el control del caudal es a partir del

volumen de agua acumulado en el depósito de salida durante 24 horas.

Como ya se ha podido ir deduciendo, el valor del caudal tendrá una influencia directa

y muy significativa en la eficiencia del proceso BAS.

A continuación, en las Figuras 21 y 22 se representa el valor de la DQO en función

del caudal.

Figura 20. Eliminación de DQO durante el periodo de estabilidad


41

Figura 21. Influencia del caudal en el valor de DQO en el reactor MBBR

Figura 22. Influencia del caudal en el valor de DQO en el reactor de FA

A medida que disminuye el caudal la eficiencia del proceso BAS aumenta, ya que el

tiempo de residencia del agua residual en el sistema es mayor, de manera que hay

un mayor contacto entre los microorganismos y el influente por lo que la degradación

de materia orgánica es mayor y el tratamiento más efectivo. Si el caudal es muy

elevado, el tiempo que transcurre entre la entrada del influente y su salida del sistema

no es el suficiente para llevar a cabo un tratamiento eficaz por medio del proceso.

Sin embargo, si se trabaja con caudales alrededor de 0,3 L/hora (sección 4.2), se

pueden alcanzar porcentajes de eliminación por encima del 60 % de forma regular.

y = 5E-05x + 0,1683

0,15

0,17

0,19

0,21

0,23

0,25

0,27

0,29

0,31

1000 1200 1400 1600 1800 2000 2200 2400 2600

Cau

dal

(l/

h)

DQO (mg/l)

y = 4E-05x + 0,2195

0,15

0,2

0,25

0,3

0,35

800 1000 1200 1400 1600 1800 2000 2200

Cau

dal

(l/

h)

DQO (mg/l)


42

4.4 Influencia de la Estequiometria de nutrientes

Una vez estabilizado el sistema y comprobada la influencia del caudal, se realizan

cambios en la relación de nutrientes del influente, pasando a trabajar con

estequiometrias de 100:2’5:0’5 y de 100:1’25:0’25; es decir, una reducción a la mitad

y a un cuarto respectivamente de la cantidad de nutrientes (urea y ácido fosfórico)

con la que se había trabajado inicialmente y manteniendo constante la cantidad de

fructosa incorporada.

De este cambio realizado se obtienen los valores que se presentan a continuación

en las Figuras 23 y 24:

Figura 23. Valor de DQO en reactor MBBR y de Fangos Activos para una reducción de nutrientes a la

mitad

y = 173,02x + 1947

y = 2258,8x + 546,99

0

500

1000

1500

2000

2500

0,25 0,3 0,35 0,4 0,45

DQ

O (

mg/

l)

Caudal (l/h)

DQO MBBR (mg/l) DQO FA (mg/l)

Lineal (DQO MBBR (mg/l)) Lineal (DQO FA (mg/l))


43

Figura 24. Valor de DQO en reactor MBBR y de Fangos Activos para una reducción de nutrientes a la

cuarta parte

Se demuestra nuevamente la influencia del caudal de forma inversamente

proporcional, a mayor caudal menor eliminación de los niveles de DQO.

En lo que se refiere a la eficiencia del proceso BAS con estas nuevas estequiometrias,

se puede decir que para la reducción de los nutrientes a la mitad o a una cuarta parte,

la eliminación de DQO se reduce ligeramente:

(i) Con una relación de nutrientes 100:5:1 el rendimiento total del sistema es del

61% siendo un 38% en el MBBR y un 23 % en el reactor de Fangos Activos.

(ii) Con una relación de nutrientes 100:2,5;0,5 el rendimiento total del sistema

es del 55 % siendo un 33% en el MBBR y un 22% en el reactor de Fangos

Activos.

(iii) Con una relación de nutrientes 100:1,25:0,25 el rendimiento total del sistema

es del 53 % siendo un 32% en el MBBR y un 21% en el reactor de Fangos

Activos.

Para ambos casos (100:2,5:0,5 y 100:1,25:0,25) se consiguen resultados similares,

se mantiene la eficiencia en la fase de fangos activos con respecto a la estequiometria

original (100:5:1), mientras que en la fase del pre-tratamiento con reactor MBBR la

eficiencia se ve reducida ligeramente en torno al 5%, debido a la necesidad de materia

orgánica para el crecimiento de microorganismos en los soportes móviles.

y = 2447,6x + 1002,4

y = 3098,9x + 184,63

0

500

1000

1500

2000

2500

0,2 0,25 0,3 0,35 0,4 0,45 0,5

DQ

O (

mg/

l)

Caudal (l/h)

DQO MBBR (mg/l) DQO FA (mg/l)

Lineal (DQO MBBR (mg/l)) Lineal (DQO FA (mg/l))


44

No obstante, la eficiencia media del sistema BAS se mantiene por encima del 50 %,

lo que permite concluir que el sistema BAS permite trabajar con una cantidad de

nutrientes más baja que los sistemas convencionales, lo que supone un importante

ahorro económico y una de las principales ventajas de este sistema.

A continuación, en la Figura 25 se presenta una gráfica que permite comparar las 3

diferentes estequiometrias que se han analizado:

Figura 25. Porcentaje de DQO eliminado para las 3 estequiometrias analizadas en reactor MBBR y

de Fangos Activos

4.5 Análisis Multivariante

En este apartado se analizará cómo afecta de manera conjunta las dos variables de

influencia estudiadas: el caudal y la carga de nutrientes sobre la degradación de

materia orgánica del influente.

Se muestra a continuación en las Figuras 26 y 28 los diagramas de superficie de las

dos etapas estudiadas, MBBR y FA respectivamente y en las Figuras 27 y 29 se

muestran las gráficas donde se compara los valores de DQO estimados frente a los

observados tras realizar un análisis con el programa Stats Graphics.

En la fase MBBR se presentan los resultados de ajustar un modelo de regresión lineal

múltiple para describir la relación entre una variable dependiente (DQO) y 2 variables

independientes (caudal y nutrientes).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

MBBR FA MBBR FA MBBR FA

100:5:1 100:2,5:0,5 100:1,25:0,25

DQ

O e

limin

ada

(%)


45

La ecuación del modelo ajustado es:

DQO = -412,678 + 9231,38*Caudal – 110,049*Nutrientes

Dicha ecuación de ajuste presenta un error absoluto medio (MAE) de 183,397 mg/L

de DQO con un valor de R2 del 51,0497 %.

Para determinar si el modelo puede simplificarse, note que el valor-P más alto de las

variables independientes es 0,0385, que corresponde a Nutrientes. Puesto que el

valor-P es menor que 0.05, ese término es estadísticamente significativo con un nivel

de confianza del 95.0%.

Este valor-P de las 2 variables independientes; así como, la ecuación característica

obtenida a través del ajuste realizado, permite observar una relevancia de las 2

variables, pero una dependencia mucho mayor de la variable caudal que de la variable

nutrientes para obtener el valor de DQO en la etapa MBBR.

Figura 26. Diagrama de Superficie reactor MBBR

DQO=-412.678+9231.38*Caudal-110.049*Nutrientes

R2= 51.0497 %


46

Figura 27. Gráfica de DQO de Observado vs predicho en reactor MBBR

Al igual que en la fase MBBR, en la fase de FA, se muestran los resultados de ajustar

un modelo de regresión lineal múltiple para describir la relación entre una variable

dependiente (DQO) y 2 variables independientes (caudal y nutrientes). La ecuación

del modelo ajustado en este caso es:

DQO = 411,01 + 3129,85*Caudal – 60,698*Nutrientes

Dicha ecuación de ajuste presenta un error absoluto medio (MAE) de 118,366 mg/L

de DQO con un valor de R2 del 52,501 %.

Para determinar si el modelo puede simplificarse, note que el valor-P más alto de las

variables independientes es 0.0856, que corresponde a Nutrientes. Puesto que el

valor-P es mayor o igual que 0.05, ese término no es estadísticamente significativo

con un nivel de confianza del 95.0% o mayor.


47

En este caso el valor-P y la ecuación característica obtenida del ajuste, no solo

demuestra una mayor importancia del valor del caudal como en la fase MBBR, sino

que, en la fase de Fangos Activos la variable nutrientes pierde relevancia hasta el

punto de poder ser despreciada para determinar el valor de DQO.

Figura 28. Diagrama de Superficie del reactor de Fangos Activos

Figura 29. Gráfica de DQO de Observado vs predicho en reactor de Fangos Activos

DQO= 411.01 + 3129.85*Caudal - 60.698*Nutrientes

R2= 52.501 %


48

4.6 Sólidos en Suspensión y pH

4.6.1 Sólidos en Suspensión Totales

Además del análisis de DQO, semanalmente se han ido recogiendo muestras para

analizar la cantidad de sólidos presentes en cada una de ellas. Los puntos de análisis

a lo largo del sistema han sido tres: depósito MBBR, depósito de Fangos Activos y

salida final del sistema.

La formación de sólidos suspendidos totales en el proceso es afectada por varios

factores internos como por ejemplo la no correcta agitación de los reactores, es decir,

si no existe una buena agitación, el cizallamiento existente entre los soportes es

menor lo que provoca que no se desprenda biomasa de ellos. Por este motivo, cuando

existe presencia de acumulación de biomasa se desprenden grandes cantidades de

biomasa de golpe.

Para el cálculo de sólidos del sistema, se ha utilizado el método explicado en la

sección 3.3 del presente documento, basado en la diferencia de peso de un filtro seco

frente al filtro impregnado de la muestra recogida. Aplicando dicho método los

resultados son los que se muestran en la Tabla 6.

Comparando los resultados de los 3 puntos de recogida, se puede observar que las

muestras tomadas en el depósito de fangos activos presentan valores más elevados

que las recogidas tanto en el depósito del MBBR como en la salida del sistema. La

recirculación de fangos genera un cultivo mixto en el reactor de fangos activos, donde

se combinará la biomasa en suspensión con la biopelícula generada en el reactor de

lecho móvil previo, convirtiéndose en el lugar donde mayor cantidad de materiales

suspendidos encontramos. El depósito de fangos activos es también de los 3 puntos

de recogida el que mayor variabilidad presenta en sus resultados. Esto se debe a que

la recirculación de sólidos en el reactor se realiza de forma periódica con una bomba

de aire con temporizador, por tanto, en función del momento en el que se realice la

recogida de la muestra (justo tras la recirculación o pasado un tiempo) la cantidad de

sólido será mayor o menor. A esto hay que sumarle que la purga tampoco se realiza

de forma regular si no de forma periódica según la acumulación de sólido decantado.


49

Tabla 6. Sólidos en Suspensión Totales en los 3 puntos de recogida

Procedencia Caudal Sólidos(mg/L)

MBBR

0,313 60

0,27 80

0,29 220

0,25 200

0,247 146,67

0,265 13,33

0,274 26,67

0,268 213,33

0,253 253,33

0,33 93,33

0,44 100

0,27 113,33

0,35 20

0,455 153,33

0,33 206,67

FA

0,27 310

0,29 220

0,25 406,67

0,247 206,67

0,265 260

0,274 126,67

0,268 200

0,253 493,33

0,385 306,67

0,393 253,33

0,33 173,33

0,41 306,67

0,31 226,67

0,26 80

0,25 46,67

Salida

0,313 175

0,27 280

0,29 300

0,25 473,33

0,247 186,67

0,265 113,33

0,274 66,67

0,268 106,67

0,253 220

0,33 180

0,44 80

0,27 53,33

0,35 80

0,455 280

0,33 160


50

Estos valores se representan a continuación en la Figura 30:

Figura 30. Sólidos en Suspensión Totales en los 3 puntos de recogida

Para ver la evolución a lo largo de los días y en función de los cambios de la

estequiometria de nutrientes, se van a analizar los resultados obtenidos de las

muestras de efluente; es decir, los sólidos en suspensión totales que encontramos en

el agua de salida del sistema. Resultados representados en la Figura 31:

Figura 31. Sólidos en Suspensión Totales a la Salida del Sistema

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

mg/

l

Número de Muestra


51

Inicialmente, con la estequiometria 100:5:1 y con el sistema BAS sin estabilizar, los

valores de sólidos son sensiblemente más elevados superando valores de 200 mg/L

hasta mediados de mayo (muestras 1 a 4). Al igual que pasaba en el análisis de DQO

a partir de la semana 8 de trabajo los valores se van regulando y la eficiencia del

sistema mejora. Cuando el sistema se ha estabilizado, si se trabaja en condiciones

regulares a lo largo de los días, el proceso BAS es capaz de funcionar de forma

eficiente y con resultados similares.

Por último, se han analizado 2 muestras a microscopio de las extraídas de la purga

del depósito de Fangos Activos. La primera de las primeras semanas de trabajo y la

segunda con el sistema comportándose de forma regular, fotografías que se muestran

a continuación en las Figuras 32,33 y 34.

Figura 32. Sólidos a microscopio primeras semanas de trabajo

Figura 33. Sólidos a microscopio sistema estabilizado Figura 34. Sólidos a microscopio sistema estabilizado(2)


52

Las fotografías de las Figuras 32,33 y 34 son una muestra más de la evolución y

mejora del sistema cuando éste ha madurado. En la fotografía de las primeras

semanas de trabajo, aparecen muchos filamentos y pocas colonias de bacterias; sin

embargo, con el sistema ya estabilizado, siguen apareciendo partículas filamentosas,

pero hay un equilibrio entre ellas y las bacterias. Como ya se ha dicho con

anterioridad, las bacterias filamentosas y bacterias libres “free-living” producen

flóculos pequeños y dispersos con malas propiedades de decantación dando lugar en

el efluente tratado, descarga de sólidos, materiales orgánicos y nutrientes,

disminuyendo la eficiencia del tratamiento biológico.

4.6.2. Control del pH

El pH es una medida de la acidez o alcalinidad de una disolución. El pH indica la

concentración de iones hidrógeno [H]+ presentes en determinadas disoluciones.

Para llevar a cabo la medida del pH de las muestras, se ha utilizado un potenciómetro,

también conocido como p-achímetro. Las muestras sobre las que se ha medido el

nivel de pH corresponden a las salidas del MBBR (S1) y la salida final del sistema(S2).

Los resultados obtenidos son los representados a continuación en las Figuras 35 y

36.

Figura 35. pH del MBBR para las 3 estequiometrias analizadas

https://es.wikipedia.org/wiki/Acidez

https://es.wikipedia.org/wiki/Base_(qu%C3%ADmica)

https://es.wikipedia.org/wiki/Disoluci%C3%B3n

https://es.wikipedia.org/wiki/Hidr%C3%B3geno


53

Figura 36. pH a la salida del Sistema para las 3 estequiometrias analizadas

Como se puede observar en la Figura 35, el valor de pH a la salida del reactor MBBR

es más elevado con la estequiometria inicial de trabajo, con un valor medio de 5,34,

mientras que al reducir los nutrientes a la mitad y a la cuarta parte de la estequiometria

inicial el valor del pH se ve reducido a valores medios de 4,59 y 4,55 respectivamente.

Por otro lado, en la salida final (valores representados en la Figura 36), con la

estequiometria inicial el valor medio de pH es de 5,96 viéndose reducido a 5,1 y 4,95

cuando se reduce a la mitad y a la cuarta parte los nutrientes del influente.

A la hora de realizar la medición del pH se presentan varios inconvenientes:

1- El nivel de pH varía mucho con la temperatura. Por ello, es conveniente

mantener todas las muestras a temperatura ambiente antes de realizar el

análisis de pH para evitar estas oscilaciones.

2- En ocasiones el volumen de muestra es reducido dado que se parte de

muestras que se han filtrado y utilizado para su análisis de DQO y sólidos en

suspensión. Esto puede causar fluctuaciones en la medida de pH.


54

5.CONCLUSIONES

En el presente Trabajo de Fin de Grado, se ha puesto a punto el sistema BAS para

tratamiento de aguas residuales industriales (ARI) con características que se

asemejan a las aguas industriales del sector de pasta y papel. Para ello, a escala

laboratorio, se ha utilizado agua sintética compuesta por fructosa (aportador de DQO),

urea y ácido fosfórico (nutrientes). Este trabajo nos permite llegar a las siguientes

conclusiones:

El sistema experimental funciona adecuadamente, pero necesita un proceso

de maduración en el que los soportes móviles hayan creado la suficiente

biomasa para la eliminación de DQO en el reactor MBBR y para que la

cantidad y calidad de los lodos sea la adecuada en el reactor de Fangos

Activos.

El MBBR funciona con una eficiencia media del 38 % y el reactor de Fangos

Activos del 23 % haciendo que el proceso BAS alcance una eficiencia media

del 61 % con picos máximos de hasta el 72%.

Se ha analizado la influencia del caudal sobre la demanda química de oxígeno

en el sistema (DQO) y se ha observado cómo a medida que disminuye el

caudal la eficiencia del proceso BAS aumenta, ya que el tiempo de residencia

del agua residual en el sistema es mayor, de manera que hay un mayor

contacto entre los microorganismos y el influente por lo que la degradación de

materia orgánica es mayor y el tratamiento más efectivo.

Se ha analizado la influencia de la concentración de nutrientes del influente

para la reducción de los nutrientes a la mitad (100:2’5;0’5) o a una cuarta parte

(100:1’25:0’25). Para ambos casos se consiguen resultados similares, se

mantiene la eficiencia en la fase de fangos activos con respecto a la

estequiometria original (100:5:1), mientras que en la fase del pre-tratamiento

con reactor MBBR la eficiencia se ve reducida ligeramente en torno al 5%,

debido a la necesidad de materia orgánica para el crecimiento de

microorganismos en los soportes móviles. No obstante, la eficiencia media del

sistema BAS se mantiene por encima del 50 %, lo que permite concluir que el


55

sistema BAS permite trabajar con una cantidad de nutrientes más baja que los

sistemas convencionales.

Se ha hecho un análisis multivariante conjunto para estudiar en qué medida

afecta cada una de las variables y se ha observado que en la fase MBBR la

influencia de la variable caudal es mucho mayor que la importancia de la

variable nutrientes sobre el valor de DQO. Mientras que en la fase de Fangos

Activos no solo es más relevante la variable caudal; sino que, la variable

nutrientes puede ser despreciada para la determinación del valor de DQO.


56

6.REFERENCIAS

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