cochin ill as

PLAN DE CONTINGENCIA ANTE UN BROTE DE

COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO

(Maconellicoccus hirsutus) EN UN PAÍS DE LA REGIÓN

DEL OIRSA

Plutarco Elías Echegoyén Ramos

y

Héctor González Hernández

Una publicación del

ORGANISMO INTERNACIONAL REGIONAL DE SANIDAD AGROPECUARIA - OIRSA

San Salvador, El Salvador, mayo de 2010

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CONTENIDO

Página RECONOCIMIENTOS ......................................................................................................................................... VI

PRÓLOGO ........................................................................................................................................................... VII

I. IN . 1 F GENERAL .....................................................................................................................BJETIVO DEL PLAN..........

ORMACIÓN 1.1 O ..................................................................................................................................... 1

CLARACIONES ....................

1.2 A ................................................................................................................................... 11.3 CONTACTOS PRINCIPALES .................................................................................................................................... 11.4 PROGRAMA DE SEGURIDAD .................................................................................................................................. 2

II. P . 2 R DENTIFICACIÓN ........................................................................................ALLAZGO INICIAL DE UN EVENTO

OCEDIMIENTOS DE I 2.1 H SOSPECHOSO ............................................................................................. 2

2.2 DIAGNÓSTICO PRELIMINAR .................................................................................................................................. 32.3 CONFIRMACIÓN DEL DIAGNÓSTICO ..................................................................................................................... 4

III F . 5 . A .....................................................................................ACTIBILIDAD TÉCNICA DE LA ERRADICACIÓN .................................................................................

CTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA .... 3.1 F ................ 7

3.2 FACTIBILIDAD ECONÓMICA DE LA ERRADICACIÓN ........................................................................................... 83.3 FACTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA DE UN PROGRAMA ALTERNATIVO A LA ERRADICACIÓN ............... 9

i IV P 0 . R AMENTARIOS ......................................................................................... 1ARCO LEGAL SOBRE EMERGENCI

OCEDIMIENTOS REGL 4.1 M AS FITOSANITARIAS ................................................................................ 10

4.2 ACCIONES A REGLAMENTAR .............................................................................................................................. 114.3 E LUACIÓN DEL CUMPLIMIENT ................................................................................................................... 12 VA O

GANIZACIÓN PARA LA EJECUCIÓN ................

V. O 2 R ............................................................................ 1 ...........................

5.1 ACTIVACIÓN DE LA EMERGENCIA .......................................................................................... 12

ROCEDIMIENTOS PARA LA EVALUACIÓN PRELIMINAR ........

5.2 P ........................................................................ 13ESPUESTAS O

5.3 R PERACIONALES SEGÚN SITUACIÓN ......................................................................................... 14

DE DECISIONES EN

5.4 TOMA UNA SITUACIÓN DE EMERGENCIA ........................................................................ 19APACITACIÓN ........................................

5.5 C ............................................................................................................ 19

EGISTROS E INFORMES .....................................

5.6 R ................................................................................................ 20UPERVISIÓ

5.7 S N Y CONTROL DE CALIDAD ............................................................................................................ 205.8 DECISIONES POSTERIORES A LA EMERGENCIA ............................................................................................... 215.9 S CRO .......................................................................................................................................................... 21 IMULA

MUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN ....

VI C 1 . O ................................................................................................ 2

6.1 POLÍTICAS DE COMUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN ............................................................................................. 21

CIONES OFICIALES .................................................................

6.2 COMUNICACIÓN Y RELA .................................... 236.3 .................................................................... 246.4 SOBRE LA PLAGA ................................... 25

COMUNICACIÓN Y RELACIONES PÚBLICAS...................................S ACCIONES DE EMERGENCIA Yas acciones de emergencia ........................................................................ 25

DIVULGACIÓN DEL PLAN, DE LADivulgación del plan y de lDivulgación sobre la plaga ................................................................................................................................. 26

VII. RELACIONES DE COOPERACIÓN Y COORDINACIÓN .................................................................. 27

VI P 7 II. NCUESTA ................................................................................................... 28.1 .......................................................................................................................... 28

ROCEDIMIENTOS DE E

................................................................................................................................. 28 TIPOS DE ENCUESTAS ...............

.....n ................................................................................................................................. 31

Encuestas de detección .Encuestas de delimitacióEncuestas de monitoreo ..................................................................................................................................... 32

8.2 PLAN PARA LA IMPLEMENTACIÓN DE LAS ENCUESTAS .................................................. 35ALIDAD DE LAS ENCUESTAS ......................

............................... 8.3 CONTROL DE C ............................................................................... 35

8.4 RECOPILACIÓN Y PROCESAMIENTO DE LA INFORMACIÓN DE VIGILANCIA ................................................. 368.5 RECOMENDACIONES GENERALES SOBRE LA VIGILANCIA .............................................................................. 37

IX P 8 . ................................................................................... 39.1 ........................................................................................ 38

ROCEDIMIENTOS DE CONTROL .....................) ............................................................................................. 38

ESTRATEGIAS Y TÉCNICAS DE CONTROL ................1.1 mico

........................................................................................... 40 9 Uso de plaguicidas (control quí

........................................................................................... 41 9.1.2 Uso de agentes de control biológico .....

rus kamali ...............ísicos y mecánicos...........................................................

Liberación de Anagy.1.3 Empleo de medios f

9 ................................ 42.1.4 Cuarentena vegetal ........................................................................................

9 ........................................... 43

9.2 DE CONTROL A EMPLEAR ............................. 449.3 ICAS DE CONTROL ....................................... 44

FACTIBILIDAD TÉCNICA DE LAS ESTRATEGIAS Y TÉCNICAS EVALUACIÓN Y VERIFICACIÓN DE LAS ESTRATEGIAS Y TÉCN9.3.1 Evaluación y verificación de la liberación de Anagyrus kamali ......................................... 44

X. EVALUACIÓN DEL PROGRAMA DE EMERGENCIA ...................................................................... 45

XI. FINANCIAMIENTO Y EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA ................................................................ 45

XII. BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................................................................... 46

APÉNDICE 1 .................................. 0 ...................................................................................................................... 5DESCRIPCIÓN DE LA PLAGA .............................................................................................................................. 50

D ........................HOSPEDANTES ..........................

ii IDENTIDA ........................................................................................................................................ 50........

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA ....... ......................................................................................................................... 52......................................................................................................................... 53

BIOLOGÍA, ECOLOGÍA Y HÁBITOS ........................................................................................................................ 55 Biología ........................................................................................................................................................................ 55 Ecología ....................................................................................................................................................................... 56 Relaciones ínter específicas positivas ............................................................................................................ 56 Relaciones ínter específicas negat ivas ........................................................................................................... 57

DISPERSIÓN (ARTIFICIAL Y Hábitos ............................. ............................................................................................................................................ 64

NATURAL) ..........MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA ...

.................................................................................................. 66

SÍNTOMAS Y/O DAÑOS EN EL ................................................................................................................................ 67 HOSPEDANTE .................................................................................................. 70

SIGNIFICANCIA DE LA PLAGA ............................................................................................................................... 70 Relación de los daños o pérdidas observados ............................................................................................ 70 Consecuencias en el ambiente y la biodiversidad ..................................................................................... 72 Manejo Fitosanitario ........... .................................................................................................................................. 73

.................................................................................................................................. 75DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN .......................................................................................................................... 75

Riesgo Fitosanitario .............

Métodos de insp ección y diagnóstico ............................................................................................................. 75

MANEJO DEL R Guías par a la Vigilancia ....................................................................................................................................... 78

IESGO ................................................................................................................................................ 79BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................................................................ 79

APÉND 1 ICE 2 ........................................................................................................................................................ 8DIAG NÓSTICO DE MACONELLICOCCUS HIRSUTUS ............................................................................................. 81

Reconocimiento en Campo ......................................................................................................................... 81Toma y Manejo de Muestras ...................................................................................................................... 86Procesamiento de muestras en el laboratorio

................................................................................... 88Envío de muestras para diagnóstico a lugares distantes

.............................................................. 92

BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................... 93

APÉNDICE 3 ..... 4 ................................................................................................................................................... 9EN CASO DE INCURSIONES O BROTES DE COCHINILLA ROSADA

DEL HIBISCO .............................................................................................................................................................. 94 CONTACTOS

APÉNDICE 4 ................................ 0 ..................................................................................................................... 10

LISTA AMPLIADA DE PLANTAS HOSPEDANTES DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO (MACONELLICOCCUS HIRSUTUS) ............................................................................................................................. 100BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................ 119

APÉNDICE 5 0 ..................................................................................................................................................... 12

SUGE EN R CIAS SOBRE PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA PARA M. HIRSUTUS ........................ 120

A. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE DETECCIÓN ........... 120

EO ......... 122

B. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE MONITOR.

C USO DE TRAMPAS CON FEROMONA SEXUAL SINTÉTICA ............................................... 123

D. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO SOBRE LA

EVALUACIÓN PORMENORIZADA DEL ESTABLECIMIENTO DEL PARASITOIDE .... 125E. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA EVALUACIÓN RÁPIDA DEL PARASITOIDE ............................................................................. 128

F. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA EVALUACIÓN DEL CONTROL DE Maconellicoccus hirsutus POR Anagyrus kamali129

BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................ 131 iii APÉNDICE 6 ............................................................................................................................... 2 ...................... 13

GLOSARIO ................................................................................................................................................................ 132

APÉNDICE 7 ......................................................................................... 7 ............................................................ 13AR UN BROTE DE COCHINILLA

ROSADA DEL HIBISCO MACONELLICOCCUS HIRSUTUS (GREEN) .............................................................. 137 DISPOSITIVO MODELO DE EMERGENCIA PARA ERRADIC

APÉNDICE 8 ................................... 3 .................................................................................................................. 14FORMULARIOS (EJEMPLOS)........................................................................................................................... 143

APÉNDICE 9 .................................................. 2 ................................................................................................... 15RECOMENDACIONES MISCELÁNEAS .......................................................................................................... 152

ÍNDICE DE CUADROS

Cua ro d

1 Ejemplos de escenarios posibles en la ocurrencia de un brote de cochinilla rosada ( ), clasificad

aMaconellicoccus hirsutus os según se favorezca la

una medida alternativa erradicación y/o contención, o se favorezc

Página

18

2 Lista de enemigos naturales de M. hirsutus reportados en la literatura 583 Lista ampliada de plantas hospedantes de M. hirsutus 100

4 Tamaños de muestra calculados sin tomar en cuenta la precisión del método de muestreo 121

5 Ejemplos de cálculos de tamaños de muestra realizados con niveles de confianza del 95% 123

ÍNDICE DE FIGURAS

Fig ra u

1 Colonia de M. hirsutus atendida por una hormiga en una asociaciónmutualista con la plaga (cortesía de O. Sosa).

Página

57

2 Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta hospedante (cortesía de O. Sosa). 65 iv

3 Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta hospedante con atrofia de yemas terminales (cortesía de O. Sosa). 65

4 Encarrujam jas y atrofia de yemas terminales, provocados por M. hirsutus en una planta hospedante (cortesía de O. Sosa).

iento de ho 65

5 Colonia de M. hirsutus sobre brote de hibisco con deformación causada por

e esta plag ama Emergente Reg ra el ataque d a. Cortesía: Progr ional contCRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

65

6 Colonia de M. hirsutus sobre tronco de Acacia macracantha (concha).

ograma EmCortesía: Pr ergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

65

7 Colonia de M. hirsutus sobre brote de teca y en mutualismo con hormigas.

rama E Jalisco, Cortesía: Prog mergente Regional contra CRH en Nayarit yMéxico (2004).

65

8 Daño por M. hirsutus en brote de naranjo dulce, con síntomas de

ón en form deformaci a de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regionalcontra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

66

9 Daño por M. hirsutus en jitomate, con síntomas de deformación en forma

Cortesía: Pde roseta. rograma Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

66

10 Daño por M. hirsutus en brotes de mango, con síntomas de deformación en

: Programa n forma de roseta. Cortesía Emergente Regional contra CRH eNayarit y Jalisco, México (2004).

66

11

Estados de desarrollo de M. hirsutus. a) Rama de hibisco con hembras adultas, huevos y machos (M); b) Brote de hibisco con estadios ninfales I‐III y hembra adulta cubierta por el ovisaco. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

68

v

Figura

12

Colonias de M. hirsutus. a) Hembra adulta joven aún sin haber formado su ovisaco; b) Hembras adultas sobre fruto de coco cubiertas por los ovisacos

olor rosady con huevos de c o. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Página

69

13 Macho adul hirsututo de M. s. Fuente: Fotografía tomada por M. W. Johnen Meyerdi 2003).

son, rk et al. ( 69

14 Árboles de H. elatus (majaua, mahoe azul) muertos después de fuerte

M. hirsutus en, Granada 199 nzález ataque de 7. Cortesía: Héctor GoHernández, Colegio de Postgraduados.

72

15 Adulto de Cryptolaemus montrouzieri alimentándose sobre

occus hirsutus. Co Emergente Regional contra Maconellic rtesía: ProgramaCRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

76

16 Adulto de Anagyrus kamali sobre colonia de Maconellicoccus hirsutus.

ional contr sco, Cortesía: Programa Emergente Reg a CRH en Nayarit y JaliMéxico (2004).

76

17 Morfología de la hembra adulta de M. hirsutus (tomado de Watson y Chandler 2000). 77

18a Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003). 81

18b Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003). 82

18c Características mo e hembras adultas de Pseudococcidae parreconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).

rfológicas d a 83

19 Hembra adulta de M. hirsutus con ovisaco y huevos expuestos. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

84

20 Morfología general de una hembra adulta de Pseudococcidae (tomado de Watson y Chandler 2000). 90

21 Trampa tip ortesía: Programa Emergente Regional contraNayarit y Jalisco, México (2004).

o Delta. C CRH en 124

22

Macho de M. hirsutus capturados en trampa con feromona sexual. Preparación en laminillas (montaje en Bálsamo de Canadá) usando método de Hamon y Koztarab (1979). a) Macho adulto; b) Genitalia de macho con esclerito en forma de “Y” sobre la base de la cápsula genital. Imágenes por J. Valdez Carrasco (2008).

125

vi

RECONOCIMIENTOS Reconocimientos especiales Al Ing. Orlando Sosa por el aporte de imágenes de campo de cochinilla rosada del hibisco. Al Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México, SENASICA‐SAGARPA, por permitir el uso de imágenes de campo y de microscopio de CRH. Al M.C. Jorge M. Valdez Carrasco por la toma y procesamiento de imágenes en microscopio de CRH. A la Dra. Martha Aguilera Peña del CONACOFI (Consejo Nacional Consultivo Fitosanitario), por sus comentarios a parte de este documento, especialmente al uso de las Normas Internacionales para Medidas Fitosanitarias. A la Sra. Dinora Villeda del OIRSA y a la M.C. Nuvia Orduño Cruz del Programa e Entomología y Acarología, Colegio de ostgraduados, Montecillo, México, por la amable evisión de estilo. Al Sr. Mario Martell arváez del OIRSA, por el diseño de la cubierta.

PN Fotografías de la De arriba hacia abajo: Maconellicoccus hirsutus sobre hibisco, con estadios ninfales I‐III y hembra adulta; en medio, M. hirsutus, hembra adulta joven, sin haber formado su ovisaco; abajo, M. hirsutus, hembras adultas sobre fruto de coco cubiertas por los ovisacos y con uevos e color rosado. Las tres fotografías cortesía del Programa Emergente Regional ontra CRH en ayarit y Jalisco, México.

cubierta

hc Los autores Plutarco Elías Echegoyén Ramos, Ing. Agr., M.Sc.

Vegetal [email protected]

Especialista en Sanidad Correos electrónicos: [email protected]; plutarcoech

lonia Escalón OIRSA, Sanidad Vegetal Calle Ramón Belloso, final Pasaje Isolde, CoSan Salvador, El Salvador, Centro América el. (503)22631123; Fax. (503)22631128

org; [email protected] TCorreos electrónicos: oirsa@oirsa.

hD.

z, PHéctor González HernándeProfesor Investigador Titular

uados gía

Colegio de PostgradPrograma de Entomología y AcaroloCampus Montecillo

Texcoco, Km 36.5 Carretera México‐Montecillo, Texcoco, Estado de México CP 56230 México Correo electrónico: [email protected]

PRÓLOGO La cochinilla rosada del hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) es una de las plagas que en los últimos tiempos ha impactado la economía agrícola y turística, así como los ecosistemas naturales en los países donde se ha logrado establecer. Como ejemplos más recientes donde se ha introducido, establecido y ocasionado estos impactos están las áreas siguientes: varias islas del Caribe (primeros reportes en Granada y Trinidad y Tobago), Estados Unidos (Florida, California, Texas), Belice y México (Baja California, Jalisco y Nayarit). En algunas de estas áreas no fue posible detectar los brotes iniciales de M. hirsutus, probablemente por el desconocimiento de sus características morfológicas y los síntomas de ataque en sus plantas hospedantes preferenciales (por ejemplo hibisco, guanábana); poco conocimiento de su biología; así como la falta de adecuadas técnicas de muestreo y monitoreo y de un plan de contingencia previamente establecido dentro de una normatividad fitosanitaria local o regional. En los países mencionados se ha logrado educir su impacto al implementar programas de manejo integrado que tienen como base rel control biológico y el control legal. De acuerdo con los expertos, una oportuna detección de brotes de esta plaga puede favorecer el éxito de su erradicación. En cambio si la plaga ya está establecida, pero en áreas bien delimitadas y fuera de las áreas de producción agrícola, el uso oportuno de agentes de control biológico, como el parasitoide Anagyrus kamali o el depredador ryptolaemus montrouzieri, ha reducido su abundancia y dispersión, y la ha mantenido en iveles poblacionales que no son de importancia económica.

vii Cn

Por lo anterior, se ha elaborado el presente documento con el objeto de facilitar, en el ámbito regional del OIRSA, la regulación y la asistencia técnica en el manejo oportuno de algún caso de incursión o brote de M. hirsutus, mediante la integración de herramientas de manejo que han dado resultados exitosos en los países en donde se ha presentado esta plaga, como en los casos específicos de las islas del Caribe (Granada, Trinidad y Tobago, San Cristóbal), Belice y México. Todo lo anterior, tomando como referencia las normas nternacionales para medidas fitosanitarias, a fin de asegurar una adecuada implantación e las estrategias de manejo contra esta plaga. id

Héctor González Hernández Colegio de Postgraduados

viii

RESUMEN EJECUTIVO El presente Plan de Contingencia tiene por objeto proporcionar las bases técnicas para implementar las acciones necesarias para erradicar, contener o manejar adecuadamente cualquier incursión o brote de cochinilla rosada del hibisco que llegue a presentarse en un país de la región del OIRSA. El plan se ha estructurado en una forma secuencial siguiendo diversas normas fitosanitarias, describiendo los pasos que se pueden seguir si se detectara un caso sospechoso o confirmado de esta plaga. Una vez que la Organización Nacional de Protección Fitosanitaria (ONPF) haya identificado la presencia de M. hirsutus en un país, los pasos a seguir incluyen los criterios que deben tenerse en cuenta para determinar la factibilidad técnica y económica de un programa de erradicación o de un programa alternativo al de erradicación; así como la forma de organizar la ejecución del programa de erradicación o de contención. Con el fin de resaltar el potencial de daño que tiene M. hirsutus, las pérdidas que se pueden tener de no actuar en tiempo y forma en su control, se hace un análisis histórico y económico de los impactos negativos que ha tenido la llegada de esta plaga, más recientemente a las islas del Caribe y a los Estados Unidos. El programa de erradicación o manejo debe estar contemplado de acuerdo al marco legal fitosanitario que rige a cada país, con el objeto de hacer obligatorias las disposiciones técnicas o de regulación consideradas en el mismo. La organización y el desarrollo del programa deben star a cargo de un Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal, compuesto por un equipo

tivo. emultidisciplinario de carácter consul En un programa de erradicación de M. hirsutus, cuando se considera que esta plaga puede ser capaz de provocar daños de gran magnitud, es primordial la implementación desde su inicio, de una campaña de comunicación‐divulgación que alerte a los agricultores y al público en general sobre las formas de detección de la plaga y sobre ciertas acciones ficiales que podrían implementarse para su control a fin de evitar daños económicos y/o oambientales. Se describen con mayor detalle los procedimientos de encuesta, siendo las actividades de inspección y el monitoreo con trampas con feromona sexual sintética los métodos de más uso en la vigilancia de la plaga. Además, se señala la importancia de considerar los ospedantes preferenciales que se presentan en áreas urbanas, viveros, áreas de hproducción comercial frutícola y áreas marginales (bosques). También se describen las técnicas de control para erradicar brotes de M. hirsutus o aquellas técnicas para el manejo y vigilancia (uso de trampas con feromona sexual sintética), en caso de que esta plaga ya se haya establecido. Dentro de esas técnicas se considera como pieza fundamental el uso de agentes no nativos, como el parasitoide Anagyrus kamali y el epredador Cryptolaemus montrouzieri, los cuales recientemente han resultado en casos

. dexitosos de control biológico; técnica que debe ser reforzada con un estricto control legal En los apéndices se describen en forma más detallada los siguientes aspectos de M. hirsutus: características biológicas, morfológicas y sus hospedantes, que pueden ayudar a su identificación en campo y en laboratorio; el efecto en el ambiente de las diversas

ix

técnicas de control; cómo manejar y procesar las muestras para su determinación específica en laboratorio por parte de los taxónomos; claves pictóricas para diferenciar a esta plaga de otras especies de piojos harinosos; cómo establecer la encuestas de campo para detectar la presencia de la plaga y para evaluar la efectividad de su control y el establecimiento de los enemigos naturales usados. Adicionalmente, se incluye un Glosario de los términos usados en este documento y un dispositivo legal de emergencia para rradicar un brote de M. hirsutus, que puede servir de modelo para implantar en cualquier aís de la región del OIRSA. ep

Plan de Contingencia ante un brote de CRH

I. INFORMACIÓN GENERAL 1.1 Objetivo del plan

Proporcionar las bases técnicas para la implementación de acciones fitosanitarias para erradicar, contener o manejar en forma apropiada los brotes de cochinilla rosada del hibisco [Maconellicoccus hirsutus (Green 1908)] en lospaíses de la región del OIRSA.

1.2 Aclaraciones

Este plan se ha concebido como un procedimiento versátil sujeto a modificaciones y adaptable a cada situación. Su aplicación no tiene implícita la garantía del éxito en la erradicación, confinamiento y manejo de la plaga, pero se pretende que sea un documento útil de carácter técnico. Las opiniones expresadas en el mismo son de los autores y no reflejan necesariamente los puntos de vista del OIRSA, salvo las referencias explícitas que se hacen de lasNormas Internacionales para Medidas Fitosanitarias (NIMF).

1

1.3 Contactos principales

Los contactos principales en cada país para notificar incursiones o brotes de M. hirsutus son las Organizaciones Nacionales de Protección Fitosanitaria (ONPF), instituciones oficiales que normalmente dependen de los ministerios/secretarías de agricultura de los países. En el Apéndice 3 se incluyen los datos para contacto de las ONPF de cada uno de los países

miembros del OIRSA.

También pueden hacerse notificaciones de brotes de M. hirsutus en países de la región del OIRSA a la sede de este Organismo o a sus representaciones en los países miembros. Toda notificación sobre incursiones o brotes que se reciba en estas oficinas se canalizará directa y exclusivamente a la ONPF del país que orresponda. En el Apéndice 3 también se incluyen los datos de contacto de la

csede del OIRSA y los de sus representaciones en cada uno de los países. Las notificaciones de incursiones o brotes de M. hirsutus pueden hacerse a otras instituciones (por ejemplo a facultades de agronomía de universidades, a escuelas agrícolas) o estructuras gubernamentales (comités estatales o departamentales de sanidad vegetal, oficinas de extensión agrícola), siempre y


cuando estas instituciones formen parte del sistema nacional de vigilancia de plagas del país. Otros contactos de utilidad pueden ser los laboratorios de referencia autorizados para la identificación de especímenes de cochinilla rosada y los especialistas en esta plaga. En el Apéndice 3 también se incluyen algunos deestos contactos.

1.4 Programa de seguridad

Para mantener la seguridad del personal que participa en la ejecución de las labores de campo del Plan Operativo de Emergencia, se deben acatar, entre otras, las siguientes medidas: a) En lugares aislados, al menos dos personas deben realizar las encuestas; b) Mantener siempre disponible un equipo de primeros auxilios para casos de mordeduras, picaduras, heridas e intoxicaciones; c) Si se emplean equipos pesados o peligrosos, verificar que el ersonal operador cuente con el debido entrenamiento y el resto del personal pdeberá acatar todas las medidas de seguridad aconsejadas. Si se recurre al control químico de la plaga, deberán seguirse las prácticas recomendadas para el manejo y uso seguro de plaguicidas, para la protección de la salud de las personas, de animales y del medio ambiente. Si las personas encargadas del control químico no poseen experiencia en la aplicación de plaguicidas, deberán recibir un entrenamiento básico antes de iniciaractividades.

2

II. PROCEDIMIENTOS DE IDENTIFICACIÓN 2.1 Hallazgo inicial de un evento sospechoso

Las acciones contenidas en este plan de contingencia se iniciarán cuando los resultados de la vigilancia general o de las encuestas específicas le indiquen a la ONPF del país la existencia de uno o varios casos sospechosos o confirmados de . hirsutus. La detección o hallazgo podrá ocurrir también en distintos lugares M

simultáneamente o dentro de un corto tiempo. Entre los datos que deberá incluir el informe sobre la detección inicial están los siguientes: a) Nombre común y científico de la plaga; b) Nombre del taxónomo responsable de la identificación de la plaga; c) Nombre común y científico (si es posible) del hospedante u hospedantes en los que se encontró la plaga; d) Localización de la detección (nombre del campo de cultivo; nombre del lugar de


producción; caserío, aldea o cantón; municipio, departamento o provincia, país y de ser posible, la georeferenciación del sitio); e) Fecha de detección; f) Fecha del informe; g) Institución u organización responsable del informe de detección (servicio de vigilancia, centro de investigación, oficina de extensión agrícola, etc.); h) Detalles de la detección incluyendo posible fecha de la incursión de la plaga, persona que hizo la detección, método de detección, estado biológico detectado y parte vegetal del hospedante (tronco, ramas, follaje, frutos),extensión y severidad del brote observado, síntomas del daño en el hospedante, probabilidades de establecimiento y dispersión de la plaga en el lugar del brote y método de identificación de la plaga; i) Detalles de cualquier medida que se haya tomado en el lugar de la incursión de la plaga a la fecha del informe (tratamiento o destrucción del material hospedante, establecimiento de zonas de cuarentena y/o restricciones, rastreo de circunstancias anteriores yposteriores a la detección del brote).

2.2 Diagnóstico preliminar

En general, puede ocurrir que la detección de un brote de M. hirsutus no la realice un especialista, o que no se disponga, al momento del conocimiento del caso, de una verificación de la identidad de la plaga; por lo que habrá que desarrollar el procedimiento para la identificación preliminar de la misma, con apoyo de laboratorios de diagnóstico oficiales o de otras instituciones. En el Apéndice 1 se incluye una descripción de la plaga, y el Apéndice 2 contiene un procedimiento para la toma, procesamiento y manejo de muestras; claves para diferenciar a M. hirsutus de otras cochinillas y claves para llegar a una identificación preliminar confiable. Otro material útil para identificar CRH y varias especies de piojos harinosos de importancia económica son las claves pictóricas de Miller et al. (2007). También se puede tomar un curso de entrenamiento en CRH que se ofrece en Gainesville, Florida, USA y que es organizado por los doctores Lance Osborne (Entomology and Nematology Department, University of Florida), Amy Roda (SHRS, Miami, CPHST, PPQ, APHIS, USDA) y Greg Hodges (Florida Dep. Agr. Cons. Ser. Div. Plant Industry, Gainsville, Fla). El entrenamiento incluye claves para identificar los diferentes estados de desarrollo de la CRH en campo y en laminillas para observación en icroscopio en el laboratorio; así como para identificar diferentes especies de

3

mpiojos harinosos (Pseudococcidae) de importancia económica. Para evitar riesgos que faciliten la dispersión de la plaga a lugares diferentes al del brote, en el Apéndice 2 se especifican las medidas de bioseguridad que deben adoptarse para la toma, manejo y transporte de muestras de M. hirsutus hacia el laboratorio. Asegurarse además, que los laboratorios donde se envíen las muestras cumplan con estándares de bioseguridad para el manejo de muestras de plagas cuarentenarias.


Si la detección o hallazgo inicial de casos sospechosos de M. hirsutus ocurre en distintos lugares, el diagnóstico preliminar se hará de manera comparativa ntre las muestras procedentes de las diversas localidades con objeto de edeterminar si se trata de la misma especie. Las muestras colectadas para diagnóstico preliminar deben enviarse a los aboratorios designados conforme a las especificaciones del Apéndice 2 (Toma y lManejo de Muestras). Es conveniente que en la toma de muestras de un brote sospechoso se designe a personal previamente entrenado o con experiencia en este tipo de actividades y que haya leído la instrucción relativa a la toma y manejo de muestras del Apéndice 2.

i se toman de inmediato medidas de erradicación, ejemplares de la plaga

Sdeberán conservarse en alcohol 70‐95% para una futura confirmación. En el Apéndice 2 se incluyen procedimientos para la toma, preparación (curadoy etiquetado), manejo y envío de muestras para confirmación del diagnóstico.

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2.3 Confirmación del diagnóstico

Si la ONPF no tiene disponibilidad inmediata de expertos en taxonomía de Pseudococcidae, y en especial del género Maconellicoccus, es apropiado que se confirme la identificación mediante el juicio de expertos reconocidos en el mbito internacional o en un laboratorio de referencia; este procedimiento

ápuede ser apoyado por el OIRSA. La confirmación del diagnóstico de la plaga es necesaria para respaldar con base écnica las medidas fitosanitarias que se promulguen y para conferir seguridad ta las notificaciones oficiales sobre el brote de la plaga. El laboratorio de referencia para la confirmación del diagnóstico se indica en la sección 1.3 “Contactos principales” de este plan de contingencia. Para el envío de especímenes al laboratorio de referencia, se establece como procedimiento habitual la entrega de las muestras en la respectiva representación del OIRSA, acompañadas con una solicitud de envío dirigida al Representante y suscrita por una autoridad oficial de sanidad vegetal del país. Las muestras entregadas endrán que estar debidamente preparadas (curadas, etiquetadas y empacadas) tpara el envío, conforme al Apéndice 2 de este documento. La designación del laboratorio de referencia y el establecimiento del procedimiento habitual no limitan de ninguna manera al país en el envío de


muestras para confirmación de diagnóstico a otros laboratorios y/o especialistas con reconocimiento en el ámbito internacional. La falta de confirmación del diagnóstico no será obstáculo para que se implementen las acciones fitosanitarias de emergencia contempladas en este lan de contingencia, especialmente aquellas que estén orientadas a la perradicación o contención del brote, si se juzgan necesarias. Si los resultados en esta fase de confirmación del diagnóstico son negativos (no es M. hirsutus), se detendrá el proceso de emergencia y se harán las notificaciones necesarias para comunicar que la amenaza del brote ya no existeo que se trató de una falsa alarma.

III. FACTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA Antes de pensar en establecer un programa de erradicación de plagas es necesario conocer las directrices ya establecidas en las Normas Internacionales para Medidas Fitosanitarias (NIMF), en donde se describen las actividades a realizar en un programa de erradicación (CIMF‐FAO 2006d); una evaluación del impacto de la plaga, la extensión de la infestación, el potencial de dispersión, lo cual se obtiene mediante as bases científicas de un estudio de Análisis de Riesgo de Plagas (CIPF‐FAO 2004, y

l

5 lCIPF‐FAO 2007); así como de un estudio costo‐beneficio de as acciones. Los costos directos de la implementación de este plan de contingencia estarían constituidos por los costos asociados con la ejecución del programa de emergencia, entre estos: servicios de diagnóstico, equipo (incluyendo maquinaria y vehículos), combustibles y lubricantes, plaguicidas, servicios de transporte (no cubiertos con medios de transporte propios), alquileres, comunicación y divulgación, salarios y viáticos de técnicos (para realización de encuestas, monitoreos y control), salarios para mano de obra en actividades para el control de la plaga, papelería, costos administrativos, consultorías, entre otros.

Los beneficios directos estarían constituidos por la prevención de las pérdidas y por los costos que podrían acontecer si el programa no se ejecutara, entre estos: prevención de pérdidas en las cosechas de cultivos hospedantes por posibles daños de la plaga, y los costos, por controles adicionales de la plaga por parte de los

productores.

Tener en cuenta que también puede haber costos y beneficios indirectos por la ejecución del programa de emergencia. Entre los costos indirectos pueden considerarse: los posibles efectos adversos en la salud humana, en especies no objetivo y en el ambiente, por la implementación de los programas de erradicación o control, costos a productores debido a las restricciones en la movilización de


productos vegetales (cuarentenas internas). Entre los beneficios indirectos se pueden incluir la prevención de impactos negativos en el empleo, ahorro en costos de investigación, la conservación de jardines privados, parques y zonas no cultivadas, y la prevención de pérdidas de mercados de exportación y/o de envíos exportados debido a medidas fitosanitarias contra la plaga aplicadas por países importadores.

La precisión en la estimación de los beneficios dependerá de la capacidad de predecir el impacto de M. hirsutus si no fuera controlada; para esto pueden utilizarse datos sobre el impacto de esta plaga en otras localidades (países) o regiones donde se ha introducido. Un mejor ajuste de la predicción podría lograrse si se tienen en cuenta las condiciones del lugar del brote (clima, cultivos susceptibles, valores de la producción, destinos de la producción, presencia y distribución de hospedantes no comerciales) y las características de M. hirsutus (biología, dispersión potencial). En el Apéndice 1 sobre la descripción de M. hirsutus se presenta información concerniente

a la biología y posibles consecuencias económicas por la introducción de la plaga.

Es importante mencionar algunos ejemplos del impacto que ha tenido la llegada de la CRH a nuevas áreas o países, en donde la falta de conocimiento de la plaga, sus síntomas de ataque y formas de dispersión, fueron factores que impidieron establecer n tiempo y forma programas de erradicación o manejo, y las pérdidas económicas en

elos productos o bienes agrícolas han tenido impactos catastróficos. De acuerdo con Meyerdirk et al. (2003) debido a la presencia y dispersión de la CRH en Granada, detectada en 1994, se registraron pérdidas económicas entre 3.5 y 10 millones USD de la cosecha 1996‐1997; mientras que en Trinidad y Tobago se estimaron pérdidas potenciales de 125 millones USD por año. Debido a lo anterior, a partir de 1995, en la región del Caribe se implementó un plan regional para el control e la CRH con una inversión para 3 años de 13.7 millones USD con la participación de

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dvarios países del Caribe (Jones 1998). En Belice, después del establecimiento de la CRH, en 1999 se implementó un plan operativo de emergencia, en el que se invirtieron 425,000 USD sólo para el programa de control biológico. En esa ocasión se realizó un análisis costo‐beneficio del rograma contra CRH según el cual, por cada USD gastado se protegían cerca de 87 pUSD de productos agrícolas (Zetina 2004, comunicación personal). Ranjan (2006) estimó el daño promedio anual causado por las infestaciones de CRH en Florida y el resto de los EUA si no se realizan acciones de control de la plaga, con mayor impacto negativo en la producción de vegetales; en Florida las pérdidas ascenderían a 43 millones USD. En todo el país, el daño anual total por la invasión de a CRH se calculó en 1,200 millones USD (considerando daños a cultivos como

ylaguacate, cítricos, algodón, cacahuate, soya ornamentales). En México, en el año 2004, se detectó CRH en el área de Bahía de Banderas (municipios de Bahía de Banderas, Nayarit y Puerto Vallarta, Jalisco), por lo que se implementó un plan regional emergente contra esta plaga con una inversión federal


de 4.4 millones USD para los años 2004‐2005. Actualmente, cinco estados de México se encuentran bajo control oficial contra la CRH con un presupuesto Federal y Estatal cercano a 2.5 millones USD. México se ubica entre los principales productores agrícolas y ocupa el primer lugar mundial como exportador de mango; en 2007, la producción nacional tuvo un valor de 390 millones USD. Principal productor y exportador internacional de aguacate, el valor estimado de la producción en 2007 fue de 1,143 millones USD (SIAP‐SAGARPA 2007). Con la dispersión y establecimiento de la CRH se vería fuertemente afectada la comercialización local y de exportación;además de los incrementos en costos de producción y manejo postcosecha.

3.1 Factibilidad técnica de la erradicación

La decisión de implementar un programa de erradicación dependerá de la rapidez con que se realice la identificación de la plaga, la extensión del brote, el nivel de infestación o tipo de hábitat infestado (área urbana, viveros, huertos comerciales, áreas marginales). La CRH es una plaga que se moviliza fácilmente a nuevas áreas, principalmente mediante la actividad comercial, por lo que las detecciones iniciales han ocurrido en caminos, centros de acopio, áreas urbanas o centros turísticos. Si se opta por un programa de erradicación, este debe incluir tres actividades principales: vigilancia (muestreo de material vegetal y monitoreo con trampas), contención (prevención de la dispersión) y ratamiento (implementación de diferentes técnicas para asegurar la

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terradicación del brote). A continuación se hace una descripción de los casos recientes de introducción y establecimiento de la CRH en varios países y las razones por las que la rradicación no tuvo éxito o que no fue posible implementar un programa de eerradicación. En el caso de Granada, la CRH ya estaba presente desde 1991, pero su identificación fue confirmada hasta octubre de 1994, por lo que durante este período de 3 años probablemente se dispersó a otras áreas (Jones 1998). En Belice, cuando se detectó en septiembre de 1999, ya estaba presente en varias localidades de la ciudad de Belice, principalmente en áreas urbanas; al poco iempo se detectó en la ciudad de Belmopan, 80.5 km al sureste de la ciudad de tBelice (Zetina 2004, comunicación personal). En México, cuando se detectó por los servicios fitosanitarios oficiales en Bahía de Banderas, Nayarit, a principios de 2004, ya se encontraba distribuida en onas urbanas, marginales, agrícolas, y para finales del mismo año fue zoficialmente reconocida en la ciudad de Puerto Vallarta, estado de Jalisco. En los tres casos antes señalados, los programas emergentes de control (legal, químico, cultural, biológico) no fueron efectivos para erradicar la CRH, debido a


detecciones tardías y los altos niveles de infestación. Anteriormente, la forma de monitorear la plaga era por detección de síntomas de daños en hospedantes referenciales como Hibiscus spp., y la identificación de especímenes en plaboratorio. Actualmente se cuenta con una herramienta más efectiva para detectar la presencia o confirmar la ausencia de la plaga o para determinar su densidad poblacional mediante trampas con feromona sexual sintética (Zhang et al. 2004, Hall et al. 2008), para lo cual también ya se ha logrado determinar la trampa tipo “Jackson” como la mejor en cuestiones de servicio y efectividad de captura de machos de CRH (Vitullo et al. 2007). El trampeo con feromona sexual sintética puede ser útil en un programa de erradicación de CRH, en las ctividades de vigilancia o para declarar la finalización del programa de aerradicación o determinar como área libre un área bajo control. El ciclo biológico de la CRH es de 34.2 días; durante los primeros 8 días puede copular y empezar a ovipositar (Persad y Khan 2002); además, los machos adultos emergen antes que las hembras, por lo que se tiene un período razonable de más de un mes para detectar mediante las trampas con feromona sexual la primera generación de un nuevo brote. Con este escenario seconsidera que se está a tiempo para implementar el programa de erradicación.

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3.2 Factibilidad económica de la erradicación

En primer lugar deberán analizarse las circunstancias en que se ha dado el brote y establecer si existen opciones técnicamente factibles para la erradicación de M. hirsutus (elaboración de una nómina de las técnicas de erradicación más factibles). Luego, las opciones de erradicación identificadas deben ser discutidas por el Comité Consultivo, estableciendo las ventajas y desventajas, los costos totales y el costo‐beneficio para cada una de ellas. Los costos deberían perfilarse lo más posible en el corto y largo plazo. Por último, podría recomendarse una o más opciones, o ninguna, reconociendo que la decisión final requiere sopesar las cuestiones técnicas, el costo‐ beneficio, la

factores polític

disponibilidad de recursos y los os y socioeconómicos.

Entre los costos que deberían incluirse para la erradicación se encuentran el valor monetario de: a) insumos para tratamiento, destrucción y disposición (de desechos) de las plantas afectadas; b) compensación por la destrucción de plantas afectadas; c)mano de obra (en labores de tratamiento, remoción, destrucción y disposición de plantas afectadas); d) salarios y viáticos de técnicos (para la erradicación, cuarentenas internas y vigilancia posterior a la erradicación); e) comunicación – divulgación (servicios, materiales y equipo); f) combustibles y lubricantes; g) compra, alquiler o depreciación de equipos para la erradicación (herramientas, máquinas empleadas en labores de tratamiento,


remoción, destrucción y disposición de plantas afectadas); h) alquiler de locales (para oficinas, bodegas, sitios para la disposición de plantas afectadas); i) capacitación; j) transporte (para la remoción y disposición de las plantas afectadas y para el personal si es necesario); k) materiales y equipo de oficina (papelería, utensilios, computadoras incluyendo los programas, impresoras); l) materiales y equipo para encuestas; m) servicios de diagnóstico; n) costos de administración; o) servicios de consultoría (salarios, viáticos, pasajes de expertos).

Entre los beneficios que deberían incluirse para la erradicación se encuentra el valor monetario de: a) daños directos de la plaga (disminución de la cosecha o de otros rendimientos) en los cultivos que se evitarían; b) medidas para el control de la plaga (por ejemplo gastos en insecticidas, mano de obra) que no se harían; c) restricciones a las exportaciones de productos que se consideran vías potenciales de la plaga que no se impondrían; d) daños en el paisaje (jardines, parques, zonas incultas) que se evitarían; e) investigación adicional sobre la plaga que no se haría; f) impactos negativos en el ambiente y en el empleo de

mano de obra que no sucederían.

En las secciones 5.3 y 5.4 de este plan se presentan escenarios que podrían ayudar a la toma de decisiones en cuanto a la erradicación o a una medidaalternativa.

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3.3 Factibilidad técnica y económica de un programa alternativo a la erradicación

Si por las condiciones y otras circunstancias en que se ha dado y descubierto el brote, se considera que la erradicación de M. hirsutus no es factible, deberá seleccionarse de las identificadas, la mejor estrategia para el manejo y vigilancia de la plaga, a fin de evitar consecuencias económicas, ambientales y de esparcimiento (efectos en el paisaje) inaceptables. En las secciones 5.3 y 5.4 de ste plan se proponen factores que podrían ser útiles para tomar la decisión de

eescoger una medida alternativa, en lugar de la erradicación. Si se da el caso de que la erradicación de la CRH no es posible, por los altos niveles de infestación, pero en puntos muy localizados y con baja distribución; el establecimiento oportuno del programa de control biológico con Anagyrus kamali (Himenóptera: Encyrtidae) y Cryptolaemus montrouzieri (Coleoptera: Coccinellidae), puede reducir el impacto de la plaga restringiendo su actividad a reas urbanas, principalmente sobre Hibiscus (Michaud & Evans, 2000) o egetación silvestre, tal como ha ocurrido en Hawai y Florida, EUA y Belice. áv


La oportunidad y magnitud de la respuesta dependerá de las consecuencias económicas estimadas en el corto plazo, si no se tomaran las medidas de control y vigilancia pertinentes. Las características de la plaga (biología, hábitos, potencial de dispersión, potencial de daño económico, rango de hospedantes, controladores biológicos) que se señalan en el Apéndice 1, servirán para determinar las posibles consecuencias económicas en el área o áreas de los brotes, en las aledañas y otras áreas bajo riesgo, si no se toma ninguna medida de control. La duración del programa estará en relación con el comportamiento de la plaga en el lugar (in situ). Debe tenerse presente que el control biológico de M. hirsutus con el parasitoide A. kamali, posee las características de un “control biológico clásico” en las zonas tropicales. Se ha observado que A. kamali iene la capacidad de regular adecuadamente a la CRH y mantenerse en los tlugares de liberación, incluso a bajas densidades de su hospedante. Además, debe tomarse ventaja del potencial reproductivo de este parasitoide, pues es capaz de aumentar sus poblaciones más rápido que M. hirsutus, ejerciendo un mayor control sobre la población de la plaga (Persad y Khan, 002). 2

10 IV. PROCEDIMIENTOS REGLAMENTARIOS

4.1 Marco legal sobre emergencias fitosanitarias

Un programa de emergencia fitosanitaria tiene que estar dentro del marco legal existente; por lo que, antes de su implementación, es conveniente que se dentifique y revise lo relativo a las emergencias fitosanitarias que contempla la

ilegislación de cada país. De los nueve países miembros del OIRSA, ocho contemplan en su legislación fitosanitaria o en su reglamentación fitosanitaria, artículos relativos a contingencias o a dispositivos nacionales de emergencia contra plagas cuarentenarias; sólo República Dominicana en su Ley de Sanidad Vegetal, que data de 1958, no incluye artículos que consideren una emergencia fitosanitaria ante la entrada de plagas cuarentenarias. A pesar de esta falta de normatividad fitosanitaria, debido a la entrada de la CRH en esa isla en 2002, el gobierno de ese país implementó un programa de emergencia contra esta plaga (Serra et al. 2002). Cabe mencionar que en Belice y México se establecieron campañas fitosanitarias para regular oficialmente esta plaga; mientras que El Salvador1 y

1 Acuerdo Ministerial. Establecimiento de medidas de carácter cuarentenario para la importación y tránsito por el país de frutas y hortalizas frescas, plantas ornamentales, frutales y forestales, provenientes de países donde se encuentra presente la plaga Cochinilla rosada Maconellicoccus hirsutus (Green). D.O. No. 345, Tomo 197, del 22/10/99. Dirección General de Sanidad Vegetal y Animal (DGSVA), MAG. El Salvador.


Guatemala2 cuentan con acuerdos ministeriales específicos para regular la importación y tránsito de productos vegetales provenientes de países dondeesté presente la CRH.

4.2 Acciones a reglamentar

Las disposiciones que deben estar incluidas en una reglamentación de emergencia son, entre otras: a) Declaratoria de emergencia fitosanitaria oficial, sustentada en la base legal existente sobre este tema, que respaldará las acciones fitosanitarias que se ejecutarán, las cuales serán de carácter obligatorio; b) Habilitación de fondos de emergencia; c) Facultad del personal oficial o técnico para el acceso a propiedades privadas para inspecciones, control, evaluación, toma de muestras; d) Establecimiento y mantenimiento de áreas reglamentadas, controladas y bajo cuarentena, y de zonas tampón; que impliquen la restricción al movimiento de plantas o partes de plantas, sus productos o subproductos, ganado, equipo, vehículos y otras vías potenciales de dispersión de M. hirsutus [por ejemplo mediante el establecimiento de puntos de verificación u otra opción disponible]; e) Destrucción de bienes [por ejemplo, plantas o frutos infestados]; f) Requerimiento de tratamiento u otro tipo de procedimiento fitosanitario obligatorio en propiedades infestadas, sean estos ejecutados por personal oficial o por los propietarios [en algunos países por ley los costos de destrucción o cualquier actividad de control dentro de las propiedades o unidades de producción corren por cuenta del propietario]; g) Coordinación y cooperación obligatoria con otras instituciones nacionales y locales, así como la asignación de recursos y responsabilidades a cada una para atención de la emergencia; h) Compensaciones [si son necesarias]; i) Notificación obligatoria por la ONPF de la detección de la plaga a los agricultores y público en general; j) Facultad para establecer, notificar y aplicar medidas compulsivas para hacer cumplir la reglamentación fitosanitaria; k) Sanciones por no cumplir con las disposiciones técnicas y operativas consideradas en la misma legislación o reglamentación fitosanitaria; l) Duración de la reglamentación [Norma] oficial de emergencia [en el caso de México por ejemplo, son 6 meses]. En el Apéndice 7 se incluye un modelo de reglamentonacional de emergencia ante un brote de la plaga.

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2 Acuerdo Ministerial No. 455-99, donde se implementan las medidas fitosanitarias para la importación de frutas frescas, plantas ornamentales, hortalizas y especies forestales, así como su tránsito internacional por el país, provenientes de países de origen y procedencia donde se encuentra presente la plaga cochinilla rosada Maconellicoccus hirsutus Green. Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. Oficina de Normas y Procedimientos. Unidad de Normas y Regulaciones. Guatemala, 5 de mayo de 1999.


4.3 Evaluación del cumplimiento

Es aconsejable que durante el desarrollo del programa de emergencia se realicen evaluaciones del cumplimiento de la reglamentación vigente. En esta evaluación tendrán que incluirse todos los sectores, incluyendo los gubernamentales. Como resultado de la evaluación podrían sugerirse modificaciones, tanto en la reglamentación y operación técnica del programa, como en los procedimientos empleados para la verificación de su cumplimiento.

V. ORGANIZACIÓN PARA LA EJECUCIÓN

Es conveniente que en todos los países miembros del OIRSA existan mecanismos apropiados para afrontar la incursión de plagas cuarentenarias. Lo recomendable es mantener organizado un equipo multidisciplinario de carácter consultivo, por ejemplo un “Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal” (CESV), que podría reunirse mediante convocatoria del jefe de la ONPF cuando se presenten los eventos (brotes con diagnóstico preliminar confiable de plagas cuarentenarias). La composición, objetivos, facultades, responsabilidades y forma de operación de este Comité, deberán estar especificados en el decreto u ordenanza de su creación. Entre otras responsabilidades del CESV pueden considerarse: a) Evaluar el brote y recomendar las medidas que deben tomarse [erradicación, contención, manejo de la plaga]; b) Elaborar el decreto de emergencia fitosanitaria; c) Designar al grupo básico de trabajo y establecerle sus funciones; d) Revisar y aprobar el plan operativo de emergencia elaborado por el Grupo Básico de Trabajo; e) Colaborar con la gestión de financiamiento para la ejecución del plan operativo de emergencia; f) Convocar a grupos multidisciplinarios de especialistas [protección vegetal, economía, impacto ambiental] para su asistencia [recomendaciones técnicas] en el proceso de toma de decisiones; g) Evaluar el plan operativo de emergencia en cualquier etapa de ejecución a fin de decidir sobre la continuidad del mismo o sobre cambios en los objetivos (erradicación – contención a medidas alternativas o viceversa,considerando para esto la factibilidad técnica y económica).

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5.1 Activación de la emergencia

La emergencia se activa con la detección de un caso sospechoso de CRH. Aunque no se desarrolla todo el sistema, la logística para llegar hasta el iagnóstico preliminar debe estar asegurada y preparadas las siguientes fases: ) Confirmación del diagnóstico y b) Declaratoria de emergencia.

da


Durante la espera de la confirmación del diagnóstico podrán iniciarse acciones que no causen repercusiones legales; por ejemplo, acciones de control para evitar la dispersión de la plaga concertadas con los interesados/afectados, gestión de controladores biológicos, realización de encuestas inmediatas de delimitación del brote mediante actividades que no necesiten de respaldo legal (uso de trampas con feromona por ejemplo). Es conveniente que la declaratoria (decreto) de emergencia se haga una vez recibida la confirmación del diagnóstico por un especialista o por el laboratorio de referencia; sin embargo, si el diagnóstico preliminar es confiable y se considera necesaria la implementación rápida de acciones de erradicación o contención, con repercusiones considerables en los interesados/afectados, endrá que declararse la emergencia oficialmente mediante los procedimientos testablecidos, a fin de respaldar legalmente las acciones a implementar. No obstante, si la legislación nacional lo permite, si existe sospecha de que se trata de CRH debido al diagnóstico preliminar, deberán implementarse, tan pronto como sea posible, las medidas que se consideren necesarias, por ejemplo: a) Notificar a los dueños de propiedades afectadas del establecimiento de un dispositivo de emergencia fitosanitaria para erradicar la plaga cuarentenaria; b) Delimitación de áreas infestadas y de zonas tampón alrededor de las áreas infestadas; c) Destrucción de hospedantes (material infestado); d) Establecimiento de medidas provisionales de cuarentena vegetal en áreas infestadas; e) Medidas obligatorias de control de la plaga; f) Restricciones para la movilización de vías (vehículos, animales, plantas) hacia afuera o a través delugares infestados.

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5.2 Procedimientos para la evaluación preliminar

Los datos obtenidos en la detección inicial del evento sospechoso, el diagnóstico preliminar y la confirmación del diagnóstico (apartados 2.1; 2.2 y 2.3 de este plan), y otra información que haya sido recopilada sobre la situación del brote, onstituirán la información básica con la que el CESV u otro ente o persona

crealice la evaluación preliminar del caso. La prontitud con la que se active y funcione el CESV puede depender de la situación del brote (lugar, fecha, severidad, riesgo), la agilidad con la que se aya recopilado y confirmado la información básica, y la importancia que le hasigne al caso la autoridad administrativa de la ONPF. El grupo o persona encargado de la evaluación preliminar del caso, al menos debe tener disponible la información básica siguiente: a) Ubicación geográfica del o los brotes con detalles del sitio como: propietario, dirección o descripción de la ruta de acceso, ubicación en un mapa, si es posible incluir latitud, longitud


y altitud; b) Hospedantes infestados en el lugar (localización, especies, estados fenológicos, descripción de síntomas, partes de las plantas afectadas); c) Extensión aproximada, impacto observado (descripción de los daños, grado de incidencia y severidad, condiciones de las plantas infestadas, de ser posible mostradas mediante imágenes); d) Forma en que la plaga fue detectada e identificada; e) Importaciones recientes de plantas y productos vegetales; f) Historia de la plaga en el predio o en el área (cuándo y cómo se observó la plaga por primera vez, posibles vías por las cuales M. hirsutus pudo haber sido introducida al lugar); g) Descripción o registros del movimiento (hacia adentro y hacia afuera) de personas, productos (principalmente plantas y partes de las mismas), equipos y medios de transporte, en el sitio de detección o presencia; h) Mecanismos de dispersión más probables en el área del brote; i) Condiciones climáticas prevalecientes, accesibilidad, fisiografía, disponibilidad de ospedantes, grado de aislamiento del área infestada; j) Prácticas de cultivo; k) hPresencia de enemigos naturales asociados a la plaga. La información básica recopilada deberá proporcionar los elementos para que el CESV o la(s) persona(s) que haga(n) la evaluación preliminar, pueda(n) eterminar las acciones fitosanitarias que deberán emprenderse para afrontar dla emergencia. Mediante el estudio de la condición de la plaga, deberá hacerse una estimación de: a) El posible impacto en el agroecosistema o hábitat vegetal; b) La posible extensión y distribución actual en el país; c) Oportunidad de la erradicación; d) Necesidad de implementar acciones inmediatas de contención y/o control; e) Necesidad de un reglamento y plan operativo de emergencia; f) Disponibilidad e insecticidas en el mercado; g) Necesidad de fondos; g) Indicación sobre las

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dnecesidades de información suplementaria (si procede), entre otros aspectos. En el Cuadro 1 se presentan posibles escenarios que podrían facilitar el proceso de toma de decisiones; no obstante, conviene aclarar que estos son sólo jemplos, ya que en la realidad o en la práctica, los casos pueden ser diferentes, epor lo que el análisis deberá hacerse según cada caso. Debe tenerse presente que la prontitud en la recopilación de la información básica para la toma de decisiones, puede asegurar que no se pierda, si existe, la oportunidad de erradicación de la plaga. Es recomendable que el CESV maneje toda información concerniente al caso sospechoso y en proceso de investigacióncon la debida confidencialidad.

5.3 Respuestas operacionales según situación En el caso de que la respuesta operacional sea la de erradicación, contención o supresión a corto plazo de brotes de M. hirsutus, es recomendable que el CESV u


otra entidad encargada de atender la emergencia, organice la activación de un grupo básico de trabajo y designe a un coordinador. Este grupo funcionará en calidad de comando central de control de la plaga, dirigido por un experto en protección vegetal, y actuará conforme a las políticas emitidas por el CESV.

Es recomendable que el grupo básico de trabajo se establezca cerca, aunque no dentro, del área infestada, a menos que sea un área urbana densamente poblada. El lugar debe contar con todos los recursos básicos necesarios (líneas telefónicas, energía eléctrica, agua, etc.) y ofrecer condiciones de funcionamiento seguras. El número de personal de dirección o coordinación

dependerá de la magnitud de la campaña.

El Grupo Básico de Trabajo (GBT) tendrá, entre otras, las responsabilidades sigu

ientes:

−

Elaborar o ejecutar el plan operativo del programa de emergencia contra M. hirsutus y modificarlo si es necesario, según lo indique el CESV;

− Asegurar que el programa de erradicación, contención o supresión a corto plazo cumpla con los requisitos de una campaña de control exitosa;

− que estos Designar y definir las obligaciones de los operadores, asegurando

− ia de la plcomprendan sus responsabilidades y documenten sus actividades; Conducir en forma apropiada las labores de vigilanc aga;

− Errad M. hirsutus aplicando las técnic

15 icar, contener o manejar todos los brotes de

as de control – erradicación aprobadas:

control químico (aplicación de plaguicidas); control biológico (empleo de agentes de control biológico);

control físico y/o mecánico (lavados, incineración, enterramientos, inundación, labores culturales, etc.);

cuarentena vegetal (delimitación de áreas, establecimiento de puntos de control o puestos de cuarentena interna, restricción al movimiento de vías de la plaga, aplicación de tratamientos u otras acciones fitosanitarias a vías de la plaga en los puntos de control, etc.);

− Asegurar que los operadores del programa tengan la autoridad y preparación apropiada (capacitación) para llevar a cabo sus

− responsabilidades; Manejar finanzas y otros recursos, llevando los registros correspondientes;

− Implementar un sistema de comunicaciones apropiado, incluyendo un programa de divulgación y relaciones públicas;

− Consultar e involucrar a las partes afectadas, por ejemplo productores, comerciantes, otras oficinas gubernamentales y organizaciones no

l gubernamentales, en lo relativo a las actividades de programa de emergencia;

− Mantener la coordinación interinstitucional necesaria para el buen desarrollo del programa;


− Implementar un sistema de manejo de la información que incluya o d d e mecanismos para registro (elaborar h jas e cálculo, para llena o d datos

de muestreos o evaluaciones) y documentación adecuada de los datos; − Verificar y evaluar constantemente los procedimientos en los puntos

críticos del programa; − Realizar las evaluaciones de riesgo (establecimiento y dispersión después

l ndel establecimiento) de la plaga, realizar e a álisis de los datos sobre la vigilancia y el control (incluyendo contención – erradicación) de la plaga;

− Revisar (evaluar) periódicamente todo el programa (en programas fitosanitarios se establece un Comité de Regulación y Seguimiento, que evalúa quincenal o mensualmente los informes técnicos y financieros del programa, para modificar o avalar cualquier actividad y revisar la condición de la plaga sobre los diferentes cultivos).

Entr

e las atribuciones del Coordinador del GBT pueden estar: − Coordinar las diferentes acciones fitosanitarias que se realicen para

afrontar la plaga (encuestas, tomas de muestras, tratamientos, controles, cuado de los equipos etc., incluyendo la verificación de funcionamiento ade

− utilizados);

− Velar por el buen empleo de los recursos disponibles; Coordinar las actividades de capacitación y divulgación que se ejecuten;

− Revisar constantemente la información generada para verificar si el 16

programa de emergencia se está llevando a cabo en forma apropiada y si se están obteniendo los resultados esperados;

− Sugerir las modificaciones tanto operativas como organizacionales que sean necesarias para la adecuada ejecución del programa, incluyendo justificaciones sobre su continuidad o suspensión;

− Incorporar los cambios que sean necesarios dentro del programa, según lo haya aprobado el CESV;

− a e c ión a

Determin r el p rsonal y los re ursos necesarios para la ejecuc de las diferentes actividades consideradas en el programa de emergenci ;

− Designar a los coordinadores de los diferentes equipos de trabajo y establecer sus responsabilidades;

− Concertar reuniones informativas de avances del programa con directivos del sector oficial fitosanitario y productores agrícolas.

La cochinilla rosada es una plaga de difícil erradicación, principalmente por su alto potencial reproductivo, su polifagia y la dificultad para detectarla en sus primeros estadios ninfales (ver descripción de la plaga en el Apéndice 1), por lo que debe hacerse un análisis minucioso de la información recopilada, a fin de reducir las posibilidades de fracasos debidos a vacíos, tanto analíticos como de interpretación, de la información. Habrá que analizar diferentes supuestos de ocurrencia de CRH para decidir por un programa de erradicación, de erradicación/contención, de contención o de manejo y vigilancia (en el Cuadro 1 se presentan algunos ejemplos).


Los recursos necesarios para la ejecución del programa de emergencia dependerán en parte del tipo y magnitud de la respuesta operacional que se decida seguir para afrontar la plaga, que podría estar en relación con la extensión y localización del o los brotes.

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Cuadro 1. Ejemplos de escenarios posibles en la ocurrencia de un brote de cochinilla

rosada (Maconellicoccus hirsutus), clasificados según se favorezca la erradicación y/o contención, o se favorezca una medida alternativa.

FACTORES EN FAVOR DE LA E RRADICACIÓN Y/O CONTENCIÓN

FACTORES EN FAVOR DEL MANEJO Y VIGILANCIA

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(ALTERNATIVA) – Las pérdidas debidas a restricción de

exportaciones de vegetales, por presencia de M. hirsutus, serían cuantiosas para el país. Esto debería reflejarse en el análisis costo – beneficio de la erradicación

– La exportación de vegetales que pueden ser vías de M. hirsutus no tiene importancia significativa en el total de exportaciones del país

– El área del brote es pequeña, se encuentra aislada por barreras naturales y hay certeza de que la plaga no ha sido dispersada por cualquier medio factible a largas distancias (la plaga se encuentra confinada)

– El área del brote es grande y no se encuentra aislada. La probabilidad de dispersión de la plaga a otras áreas bajo riesgo es alta

– Las medidas de control disponibles para una erradicación o contención de M. hirsutus pueden aplicarse sin dificultad en el área del brote

– No es posible la aplicación eficaz y a bajo costo de medidas de control tendientes a una erradicación y/o contención de M. hirsutus en el área del brote

– Se detectó solamente un brote y se tiene certeza (por investigación de antecedentes) que este brote es el resultado directo de una sola introducción al país (no ha ocurrido una dispersión secundaria)

– Se detectaron varios brotes en lugares distantes, por lo que es muy probable que se trate de una dispersión después del establecimiento de la plaga en el país. No fue posible establecer la ruta, vía o procedencia de la plaga

– Las condiciones del clima imperantes no han permitido la dispersión de la plaga

– El clima ha sido favorable para la dispersión de la plaga

– El sitio o área del brote es de fácil acceso y permite una adecuada y eficaz aplicación de las medidas de control tendientes a la erradicación y posterior vigilancia de la plaga por si ocurren rebrotes

– El sitio o área del brote es inaccesible o no permite que se lleven a cabo labores de control tendientes a una erradicación o contención de la plaga


5.4 Toma de decisiones en una situación de emergencia

Después de haber detectado un brote de CRH, ya sea en forma preliminar o en forma concluyente, se pondrá en ejecución un programa de emergencia, tenie

ndo en cuenta al menos lo siguiente:

−

Delimitar el o las áreas infestadas (en el terreno y en un mapa) y establecer el o las áreas bajo cuarentena, controladas y reglamentadas;

− r i egrama de

Las actividades de e radicac ón deberán ser ejecutadas o coordinadas por l personal técnico del pro erradicación;

− Erradicar la plaga de ser posible mediante control cultural (tumba y quema);

− Contener la plaga mediante actividades de cuarentena vegetal (actividad de primer orden).

Cuando desde un inicio la decisión que se tome sea para una alternativa de anejo y vigilancia de la plaga (ver Cuadro 1), es probable que no sea necesario

cia. mcalificar la situación de emergen Entre la información acerca de M. hirsutus que debería considerarse al decidir sobre la estrategia a seguir pueden mencionarse: a) Existen experiencias exitosas de su manejo con el control biológico clásico; b) La dispersión natural de la plaga puede ser lenta, especialmente cuando está asociada con sus reguladores biológicos más eficientes [por ejemplo el parasitoide Anagyrus kamali]; c) La plaga puede dispersarse artificialmente [por el ser humano] a grandes distancias, especialmente en material vegetal propagativo y en flores y follaje fresco, aunque también las aves y el ganado la pueden transportar; d) El control químico con plaguicidas es difícil [su eficiencia dependerá del grado de infestación, de la extensión del brote, o el tipo de hospedante]; e) Ataca una gran variedad de hospedantes, desde hierbas rastreras o de muy baja altura hasta árboles de gran tamaño; f) Puede estar asociada en mutualismo con varias especies de hormigas, las cuales a cambio de sus excreciones azucaradas, le proporcionan protección de sus enemigos naturales [perturba o disminuye la efectividad de éstos] y transporte a sitios de las plantas donde no se puedecontrolar con técnicas convencionales.

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5.5 Capacitación

El personal que se involucre en el programa debe estar adecuadamente capacitado para realizar las actividades asignadas y cuando sea apropiado debería evaluarse en el desempeño de sus funciones.


La capacitación de personal nuevo que se incorpore en las diferentes labores que contemple el plan de contingencia debe estar a cargo de especialistas o personal previamente adiestrado.

Entre lo ne n

s temas a te r e cuenta para la capacitación están:

− imitación, monitoreo y detección);

Realización de encuestas (del

− incluyendo el uso de materiales y equipo para esta labor;

es; − ocimiento en campo de la plaga;

Reconocimiento de hospedantón y recon

− Técnicas de inspecci

− Síntomas y daños de la plaga;

− Biología de la plaga; Toma, preparación y envío de muestras al laboratorio; Procedimientos para inspección de propiedades;

− Técnicas de control (químico y biológico)y evaluación. −

5.6 Registros e informes

A fin de facilitar la toma de decisiones, los informes sobre las actividades, avances y resultados se enviarán a funcionarios o instituciones involucradas. Estas personas, instituciones o autoridades receptoras de informes sobre las actividades desarrolladas durante la ejecución del plan operativo de emergencia se identificarán y seleccionarán dependiendo de la forma en que se organice y financie el programa. No obstante, conviene considerar entre otras a: a) Jefe del grupo de trabajo; b) Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal; c) Autoridades ficiales en el ramo (Ministro o Secretario, Director, Jefe o Encargado de la

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oONPF, Directores o Jefes de Programas). Si el programa de emergencia adquiere una cobertura tan amplia que implique la generación de una gran cantidad de datos, convendría organizar un equipo dedicado a la recopilación y procesamiento de datos (área de informática), que al mismo tiempo se dedique a la elaboración de los informes, o al menos, aproporcionar lo requerido para los mismos.

5.7 Supervisión y control de calidad

Es recomendable mantener una supervisión y control de calidad sobre los procedimientos que sean críticos para el éxito del programa de emergencia. Una supervisión constante y la implementación de los controles de calidad en


pp

rocesos donde se necesitan estándares altos de eficacia, podrían ser la clave ara la obtención de los resultados esperados.

5.8 Decisiones posteriores a la emergencia

Estas decisiones están relacionadas con la terminación del programa debido a que la plaga se erradicó o con su continuidad mediante la conversión del programa de emergencia en uno de más larga duración que implique actividades de manejo y vigilancia de la plaga. Los resultados obtenidos durante el funcionamiento del programa de emergencia tendrán mucha influencia en eltipo de decisiones que se tomen a su término.

5.9 Simulacro

Es conveniente desarrollar un simulacro de brote de M. hirsutus en cada país de la región para someter a prueba los procedimientos y el sistema como tal. Para esto se puede aprovechar un brote de un Pseudococcidae en área urbana y desarrollar todos los procesos (diagnóstico, prácticas de erradicación y monitoreo para determinar presencia o ausencia de la plaga) que sean útiles para comprobar la capacidad de respuesta, luego realizar una evaluación y afinar los procedimientos donde se detecten deficiencias. Aspectos relevantes a evaluar en el simulacro son: a) el tiempo para la realización del diagnóstico de laboratorio de la especie sospechosa; b) el lapso en la toma de decisiones de llevar a cabo la erradicación/contención o el manejo y vigilancia; d) el tiempo para organizar el grupo de trabajo y para publicar el reglamento de emergencia para el control de la plaga. También convendría realizar estimaciones sobre eltiempo que demandaría la erradicación del brote y la finalización del programa.

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VI. COMUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN

6.1 Políticas de comunicación y divulgación

La comunicación en el programa de emergencia debe considerar todos los niveles de interés incluyendo ministros, industriales, empresarios, gobiernos municipales, agricultores, viveristas y la comunidad en general. La implementación de un programa de emergencia contra M. hirsutus debe considerar desde su inicio, el desarrollo de una campaña de divulgación – comunicación que alerte a los agricultores y al público en general sobre la detección de la plaga en el área y sobre ciertas acciones fitosanitarias oficiales


que podrían implementarse a fin de evitar daños económicos o ambientales, y os impactos negativos si no se ejecutan adecuadamente las medidas de control lo erradicación. En la NIMF Pub. No. 9 Directrices para los programas de erradicación de plagas (CIPF‐FAO, 2006d), en lo relativo al intercambio de información, se sugiere que antes de la realización de un programa de erradicación de plagas, se consideren ampañas de información – divulgación al público (agricultores, residentes y

o vcmunicipalidades), para pr mo er el conocimiento y aceptación del programa. Debe tenerse en cuenta que la divulgación para la concienciación tiene dos bjetivos principales: informar a la audiencia sobre la plaga y suministrar oinstrucciones sobre cómo puede ayudar. Inicialmente la campaña podría enfocarse en informar al público sobre la incursión de la plaga, empleando los medios que en el área del brote se consideren más eficientes (avisos en los medios de comunicación, noticias en periódicos, televisión y radio). El uso de materiales impresos, perifoneo, reuniones con agricultores o líderes comunales, conferencias a técnicos agrícolas, podrán ser útiles para favorecer el acatamiento de medidas fitosanitarias (incluyendo las de cuarentena) y estimularán la participación en la detección temprana de nuevos brotes de la plaga. Dentro del área bajo uarentena podría ser necesaria una campaña intensiva de concienciación para

r á

22 cinformar sob e las pr cticas de control y restricciones que se aplicarán. Además, la oficina de agricultura informará en forma apropiada a los agricultores y a otros sectores interesados, la decisión de contener la plaga y ejecutar acciones fitosanitarias para el logro de una posible erradicación. Es recomendable que a los agricultores o propietarios de lugares y cultivos o lantas infestados, se les imparta una explicación comprensiva sobre las pencuestas y otras medidas que se implementarán y que pueden afectarlos. Las comunicaciones oficiales internacionales deberán hacerse principalmente para cumplir con los compromisos contraídos por el país con los socios comerciales o con los establecidos en acuerdos, convenios y normas nternacionales (por ejemplo: CIPF‐FAO, 2006c; CIPF‐FAO, 2006e), tal como en iellos se especifica. Habrá que oapropia

asegurarse de que las comunicaciones s bre el programa sean das, precisas y oportunas, de tal forma que:

– Se estimule la alerta para el reconocimiento y reporte inmediato de la presencia de la plaga;

– Se aumente el conocimiento sobre las restricciones en el movimiento de potenciales vías de la plaga y sobre las acciones fitosanitarias que se realizan;


– Se estimulen el interés y las expectativas sobre nueva información acerca del programa;

– Se mantengan el interés y la participación de medios privados de comunicación.

Si se considera necesario, podrá designarse personal para que se dediqueexclusivamente a la comunicación – divulgación del programa de emergencia.

6.2 Comunicación y relaciones oficiales

Se pueden calificar como oficiales los comunicados o notificaciones con carácter formal que envía la institución u organización gubernamental (ONPF) a ersonas, organizaciones o instituciones del país o de otros países y a porganizaciones internacionales. Los comunicados o notificaciones con carácter formal u oficial normalmente poseen implicaciones legales o de cumplimiento. Comprenden los que se dirigen a individuos, empresas o grupos de personas para dar a conocer acciones fitosanitarias que se emprenderán y que pueden afectarlos. omprenden también los que deben ajustarse a requerimientos (de contenido C

23 y/o formato) establecidos por las organizaciones o instituciones receptoras. Tal como lo establece la NIMF No. 17 (CIPF‐FAO, 2006e), las notificaciones de incursiones de M. hirsutus deberían indicar con claridad lo siguiente: a) la identidad de la plaga con el nombre científico [Maconellicoccus hirsutus (Green, 1908)]; b) la fecha de la notificación; c) el o los hospedantes o artículos afectados (según el caso); d) la condición de la plaga según la NIMF No. 8 (CIPF‐FAO, 2006c); e) la distribución geográfica de la plaga (incluso un mapa de ser pertinente); f) la naturaleza del peligro inmediato o potencial u otra razón que justifique la notificación. Las notificaciones de plagas, que en virtud de la CIPF son obligatorias, pueden hacerse directamente a los puntos de contacto oficiales de los países, publicarse en un sitio Web nacional y oficial de libre acceso o emitirse para que se publiquen en el Portal Fitosanitario Internacional (PFI) de rla CIPF. Si se prevé que a raíz de la incursión de M. hirsutus al país resultarán consecuencias económicas desfavorables de consideración para determinados sectores, convendría notificar a los posibles afectados: a) los detalles de la incursión, el nombre de la plaga, la biología, métodos de dispersión, impacto en el crecimiento de las plantas, posibles impactos en el comercio nacional e internacional, y los medios de control que se emplean contra la plaga en otros países; b) el establecimiento de medidas de cuarentena en las propiedades afectadas; c) el proceso de evaluación de oportunidades de erradicación y contención que llevó o está llevándose a cabo por las autoridades oficiales; d)


los requerimientos de participación de determinados sectores en la lucha contrala plaga y, e) la necesidad del mantenimiento de la confidencialidad.

6.3 Comunicación y relaciones públicas

La comunicación efectiva con la población de interés es un factor clave para el xito de un programa de emergencia, principalmente cuando se haya propuesto écomo objetivo la erradicación o confinamiento (contención) de la plaga. Las comunicaciones al público pueden ser resúmenes de acciones, comunicados de prensa, hojas informativas, informes básicos de actividades, etc. Es recomendable que estas comunicaciones estén bajo el control de la organización ficial responsable del programa (ONPF por ejemplo) y, de ser posible, sean oeditados por personal técnico y administrativo autorizado. Los resúmenes de las acciones conviene enviarlos a personas involucradas en el programa tales como agricultores locales, líderes comunitarios, etc., como un reconocimiento por su asistencia y para mostrar que su participación ha sido apreciada. Esto último es particularmente importante cuando es necesario mantener los canales de comunicación abiertos por lo prolongado de la ampaña. Estos comunicados requieren de pocos detalles, pero pueden

n de interés, según los destinat ioc

24 contener fotografías y a écdotas ar s. Los comunicados de prensa normalmente son pequeños resúmenes de actividades o datos relevantes para determinado público que conviene esté informado. No obstante, podrá ser necesario redactar comunicados de prensa más extensos. Entre la información (cuando esté disponible) que estos comunicados pueden contener está: a) Localización general de la incursión, incluyendo las áreas a ser alertadas en caso de dispersión (por razones de confidencialidad no deberían incluirse detalles personales de los agricultores ); b) La forma en que se localizó la plaga; c) Si se determinó una posible vía de entrada; d) Quién está conduciendo las investigaciones sobre los mecanismos de entrada; e) Cuál es el estado del diagnóstico de la plaga; f) Información relevante sobre la plaga; g) Efectos potenciales en la industria y en el ambiente; h) Si hay implicaciones en la salud pública; i) Peligros a la economía y gravedad de la situación; j) Las organizaciones que están involucradas (incluyendo sus responsabilidades); k) Restricciones fitosanitarias relevantes y áreas bajo cuarentena; l) Implicaciones internacionales en el comercio debido a estricciones por la plaga; m) Contactos para obtener u ofrecer información r(teléfonos, fax, correos electrónicos, sitio Web). Las hojas informativas son la forma típica de informar a grupos selectos, tales como fruticultores; en muchos de los casos un resumen de actividades y resultados será suficiente, en otros podrá requerirse de más detalles y se asemejará a un artículo de revista.


Los informes básicos de actividades podrían incluir material de un determinado número de actividades del programa cuando ya esté en una etapa avanzada de ealización, por lo que se podrán acompañar de resultados y de una corta rinterpretación de los mismos. Si ya se ha informado a la población de interés sobre la incursión de la plaga, sobre las características de la misma y además se le han solicitado consultas o notificaciones sobre casos sospechosos; deberá contarse con una estructura que proporcione atención y dé respuesta adecuada a las consultas que surjan y que recopile los casos que ameritan seguimiento. Algunas opciones que pueden usarse son: a) Servicios telefónicos de llamada gratuita a tiempo completo o con horarios establecidos, atendidos por personal técnico calificado; b) Mensajes de texto a una base de datos central (por correo ordinario, electrónico por fax, cuyos datos hayan sido suministrados previamente); c) Notas informativas o entrevistas en vivo realizadas por técnicos calificados en programas locales deradio o de televisión.

6.4 Divulgación del plan, de las acciones de emergencia y sobre la plaga

25

La información general del plan de emergencia fitosanitaria puede proveerse por diferentes medios, tanto escritos como radiales y electrónicos, y debe incluir aspectos de la plaga, las acciones fitosanitarias que se contempla desarrollar, la cooperación que se espera de las personas en las zonas afectadas y otrascuestiones de interés.

Divulgación del plan y de las acciones de emergencia Los medios de comunicación masiva son apropiados para proporcionar información sobre el programa de emergencia y las acciones a implementar. También pueden ser más efectivos para actividades de concienciación del público (por su capacidad de cobertura). La televisión, la radio, los comunicados de prensa, seminarios públicos, charlas con pequeños grupos locales y el perifoneo, son medios que pueden emplearse. Para difundir ensajes por televisión y/o radio es preferible emplear los canales locales o m

comunitarios, que posean cobertura en las áreas afectadas por la plaga. Es de tener en cuenta que el éxito de la campaña de divulgación dependerá también de lo oportunos que sean los mensajes, por lo que deberá seleccionarse el momento más favorable para llevarla a cabo.


Es conveniente identificar la audiencia a la que se desea llevar el mensaje, en parte esto dependerá de la zona o área en la que ocurra la incursión de la CRH. Si la incursión ocurre en áreas de cultivo, los agricultores (propietarios), trabajadores agrícolas, extensionistas, técnicos agrícolas y otros grupos de interés comunitario podrían ser la audiencia objetivo. Si por el contrario, la incursión ocurre en un área urbana, todos los residentes y las autoridades locales formarían parte de la audiencia objetivo; además, las personas, empresas o instituciones que prestan servicios en estas zonas, tales como jardineros, proveedores de plantas (viveristas), industria hotelera, alcaldías (recolección de basura, mantenimiento de parques, viveros municipales) y público en general. La dispersión que haya alcanzado la plaga será otro factor atener en cuenta para identificar la audiencia a la que debe llevarse el mensaje.

Divulgación sobre la plaga Entre los materiales divulgativos efectivos para proporcionar información sobre M. hirsutus se encuentran anuncios llamativos, los folletos, panfletos u hojas de datos, carteles o afiches (pósteres), calendarios, tarjetas plastificadas (de iferentes tamaños), marcadores de libros, calcomanías y otro tipo de dmateriales de fácil distribución. La efectividad de los materiales divulgativos estará en función de permitirle a la audiencia un rápido reconocimiento de la plaga, síntomas, daños, hospedantes rincipales, enemigos naturales, etc. Entre la información que debería incluirse n esto

26

pe

s materiales se encuentra:

– Nombre de la plaga y por qué es importante; Descripción física de la plaga y de los síntomas;

– –

Imágenes a color de la plaga y de los síntomas en alguna de sus hospederas preferenciales (por ejemplo, hibisco, guanábana);

– Descripción de los hospedantes y de las partes de éstos donde se puede encontrar la plaga;

– Responsables de la elaboración del material divulgativo y la razón de la divulgación, así como la forma de contactarse con los responsables para obtener o proveer mayor información.

os materiales que se elaboren deben cumplir ciertos requisitos, entre estos uedenLp

mencionarse:

– El material tiene que ser fácil de leer y entender; El material debe capturar la atención de quien(es) lo lea(n);

– Es recomendable que la información se presente en una sola hoja depapel, impresa en uno o en los dos lados.

–


VII. RELACIONES DE COOPERACIÓN Y COORDINACIÓN

Por tratarse de un programa de emergencia de interés regional convendría establecer las relaciones de cooperación y coordinación que se estimen necesarias. En el ámbito internacional la cooperación y coordinación es útil para: a) confirmación del diagnóstico de la plaga; b) capacitación y asistencia técnica; c) adquisición y entrenamiento en el uso de atrayentes y otros productos necesarios para labores de monitoreo, vigilancia, control, diagnóstico, de la plaga y de organismos asociados; d) adquisición, manejo, liberación y evaluación del impacto de parasitoides y otros agentes de control biológico. En el ámbito nacional la cooperación será beneficiosa para el diagnóstico (laboratorios de universidades y otros centros de enseñanza e investigación); para la comunicación y divulgación agencias de extensión, medios oficiales, privados y comunitarios de comunicación, tc.); así como para la coordinación de actividades (agricultores, alcaldías).

(e

27 VIII. PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA

Actualmente, la inspección y el uso de trampas con feromona sexual son técnicas que se emplean para la realización de encuestas para M. hirsutus. Al realizar cualquier tipo de encuesta, es preciso tener en cuenta los hospedantes preferenciales del insecto; en el Caribe por ejemplo, son: Acacia sp., Gossypium hirsutum (algodón), Annona muricata L. (guanaba o guanábana), Hibiscus rosasinensis (hibisco, clavel de China, obelisco, pacífico) y Coccoloba uvifera (uva de laya) (Meyerdirk et al. 2001); en Bahía de Banderas, Nayarit, México, son: H. rosa

r

psinensis, A. muricata y Tectona g andis (teca). Al realizar las encuestas, los lugares recomendados para las inspecciones en hospedantes preferidos, pueden ser entre otros: jardines de áreas residenciales, parques municipales, viveros (lugares donde se siembran y comercializan plantas), arques memoriales (cementerios), hoteles y complejos comerciales; plantas a lo

l aplargo de los bordes de p ayas m rítimas y plantas en campos abiertos. Para llevar a cabo en forma apropiada las encuestas, es recomendable que se apunten los métodos que se emplearán para la selección de los lugares, campos y itios de muestreo. Una lista de todos los lugares, campos y sitios de muestreo que sse hayan identificado, favorecería el desarrollo de las encuestas programadas. En el Apéndice 1 (Descripción de la plaga), se describen las técnicas para ladetección del insecto.


8.1 Tipos de encuestas

Los procedimientos de encuesta forman parte de las acciones de emergencia ue deben establecerse inmediatamente después de detectar una incursión de ochini osada. L

qc

lla r as encuestas a realizar pueden ser:

• De detección, para determinar la posible existencia de nuevos brotes de cochinilla rosada en el país;

• De delimitación, para establecer los límites hasta donde se ha expandido la cochinilla rosada después de la incursión, en diferentes direcciones

a infestad

(áre a);

• De monitoreo, para caracterizar las poblaciones de cochinilla rosada en las áreas infestadas; también este tipo de encuestas pueden emplearse para caracterizar las poblaciones de enemigos naturales y para evaluar elcontrol que ejercen sobre la plaga.

28 Encuestas de detección El propósito de la encuesta de detección es comprobar si M. hirsutus está presente en un área determinada y activar en tiempo y forma el dispositivo o programa de erradicación. Después de detectar una primera incursión de la plaga, es recomendable hacer una predicción sobre las áreas que presentan más probabilidades de ser invadidas. Estas áreas tendrán prioridad para desarrollar n ellas este tipo de encuestas, que podrán realizarse en forma visual o con etrampas de feromonas. El método dirigido para la selección de lugares puede ser el más apropiado para las encuestas de detección, pues se escogen los lugares con más probabilidad de estar infestados por la cochinilla. Por esta razón puede decirse que este método se encuentra deliberadamente sesgado a favor del hallazgo de la plaga. En el Apéndice 1 [apartado: Dispersión (artificial y natural)], se mencionan las vías más importantes de M. hirsutus. Un estudio sobre frecuencias de movimientos, cantidades y rutas de movilización de estas vías podría ser de utilidad para identificar las áreas en mayor riesgo de ser infestadas. Las áreas en las que podría ser más probable encontrar CRH después de una primera detección son, entre otras: zonas hoteleras, puertos de cruceros o aeropuertos, jardines rbanos, viveros, áreas de producción comercial de hospedantes preferidos u(teca T. grandis, guanábana A. muricata o guayaba Psidium guajava). Si por alguna razón no es posible considerar todos los lugares más probables de presencia de la plaga que se hayan identificado para la encuesta de detección


(son muchos o están muy dispersos); podría además aplicarse un criterio de conveniencia para una segunda selección de dichos lugares; esto significa que también se tomarían en cuenta factores tales como la facilidad de acceso (proximidad a carreteras y seguridad para los técnicos), economía de recursos (combustibles, viáticos, tiempo), etc. Es preciso aclarar que lo más recomendable, si los recursos lo permiten, es introducir un método aleatorio ara realizar una segunda selección, considerando un número representativo de ptodos los lugares más probables. No obstante, para evitar un sesgo excesivo que pudiera introducir un error en los resultados, el plan de encuesta de detección debería también incluir algún procedimiento completamente aleatorio (al azar) de selección de lugares. Como pasos pueden seguirse los siguientes: 1) Determinar el área (todo el país o parte el mismo) donde se desea buscar la plaga; 2) Determinar los municipios o distritos que componen el área; 3) Identificar las divisiones municipales o distritales que podrían encuestarse, por ejemplo, cantones, villas, caseríos, lugares de producción (fincas, haciendas), bosques, parques; 4) Identificar los sitios dentro de cada lugar [por ejemplo campos (lotes), viveros, jardines, etc.]; 5) Seleccionar los “sitios de muestreo” dentro de cada sitio o campo (por ejemplo enmarcados, plantas individuales, transeptos, árboles en los que se ubicaron trampas con feromonas, surcos o hileras del cultivo, etc.), y los tipos de recorrido que se harán en los sitios o campos (en X, W, etc.); 6) Seleccionar los puntos de muestreo, esto es pertinente cuando se necesita escoger o recolectar especímenes dentro del sitio de muestreo (no obstante, por tratarse de una encuesta de detección, siempre se observará toda la planta, si es posible, para etectar la presencia de síntomas); en algunos casos puede ser que el sitio de

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dmuestreo sea equivalente al punto de muestreo. Es recomendable que en el plan de la encuesta se determine el espacio muestral, al menos hasta los lugares de muestreo [numeral 3 del párrafo anterior)], ya que este podría ser el menor detalle al que la encuesta podría establecerse desde el escritorio sin mayores complicaciones; además, deberían establecerse anticipadamente los procedimientos que se emplearán para la selección de los sitios dentro de cada lugar [numeral 4)], los “sitios de muestreo” dentro de cada ampo [numeral 5)]; y, de ser necesario, los puntos de muestreo[numeral 6 del cpárrafo anterior)]. Tener presente que en el procedimiento completamente al azar (aleatorio) deben tenerse en cuenta todos los lugares involucrados, sean estos de producción, de recreación, comerciales, residenciales, puntos de inspección. Si se desea determinar el nivel de confianza, es necesario emplear un procedimiento estadístico para calcular el número apropiado de lugares a encuestar. A cada lugar se le asignará un código; luego, se seleccionarán mediante un método que garantice aleatoriedad, por ejemplo, la generación de números aleatorios; después, los lugares seleccionados deberán incluirse en el


plan. La comprensión (amplitud de contenido) de la lista general de lugares del área considerada estará en función de la disponibilidad de los datos. Al tener el número de lugares por cada clase (si se han seleccionado mediante un método estratificado) o general (si se han seleccionado con base en las robabilidades de infestación o completamente al azar), o se ha hecho una pagregación de ambos, proceder a la programación (cronograma) de la encuesta. En el Apéndice 5, Literal A, se incluye un procedimiento que puede emplearse ara el cálculo del tamaño de la muestra en encuestas de detección de cochinilla prosada. Cuando ocurra una nueva detección de M. hirsutus, sea por muestreo directo o con trampas con feromona sexual, en un lugar diferente al lugar donde se detectó por primera vez, es recomendable aplicar el mismo procedimiento de confirmación del diagnóstico que se siguió en el primer caso. Una vez confirmado el diagnóstico, el nuevo caso de detección deberá ser evaluado por el CESV para determinar lo procedente. Es preciso señalar que un nuevo caso de detección de M. hirsutus en un área distante de donde ocurrió el primero, podría tener influencia en la orientación del plan de contingencia que se ncuentre en ejecución (especialmente en países pequeños y cuando la ealternativa escogida haya sido la erradicación y/o la contención). Respecto al uso de trampas con feromona sexual sintética, de acuerdo con Vitullo et al. (2007) se ha mejorado la habilidad para monitorear más eficientemente a la CRH a partir de la identificación y síntesis de la feromona sexual por Zhang et al. (2004). Vitullo et al. (2007) evaluaron diferentes tipos de trampas disponibles comercialmente con la feromona sexual sintética de la CRH y encontraron que la tipo Jackson fue la más eficiente en capturar machos de CRH, además de ser más fácil para darle servicio al remplazar sólo la cartulina con el adhesivo y poder hacer el diagnóstico o conteo en laboratorio. En EUA y en México, ya se está usando esta técnica para detectar oportunamente nuevos brotes de CRH en los Estados o localidades ya infestadas, así como una forma de estimar densidades poblacionales y evaluar el impacto de las acciones de manejo de contención. En el Apéndice 5 (Sugerencias para procedimientos de encuesta) inciso C (Figura 21), se incluyen un tipo de trampa o cartones disponibles en el mercado que, al agregarles la feromona sexual sintética, son usados para el monitoreo de la CRH, así como la forma de darles servicio y revisión a las trampas, forma de colocarlas, procesamiento de machos apturados en las trampas y características distintivas al microscopio para istinguir CRH de otras especies de machos de piojos harinosos (Figura 22).

30

cd


Encuestas de delimitación Además de ser un instrumento para localizar y determinar la extensión del brote, las encuestas de delimitación son útiles para establecer el área bajo uarentena, la zona tampón y el área controlada, en los casos en que se decida cpor la contención y/o erradicación. Las inspecciones iniciales en este tipo de encuestas estarán enfocadas en primer ugar a determinar la extensión del área que se someterá a cuarentena (área lbajo cuarentena) y después el área a reglamentar. El tamaño del área a reglamentar que se determine como necesaria para prevenir la dispersión de M. hirsutus (área controlada, que incluye a la zona tampón), dependerá de factores tales como localización de la incursión (vivero, jardines de ciudad, lugar de producción, isla, etc.), vías de acceso (principalmente carreteras, puertos, aeropuertos), accidentes geográficos circundantes o que atraviesan el área (cordilleras, desiertos, lagos, montañas, ríos, etc.), condiciones climáticas imperantes durante la emergencia (vientos, luvia, temperatura), biología de la plaga, proximidad del área infestada con lotras áreas infestadas, etc. Si es posible, durante las encuestas de delimitación es recomendable realizar una retrospección para determinar de dónde provino la CRH y una proyección al futuro para identificar las áreas más probables hacia donde la plaga podría dispersarse (áreas en peligro) y causar daño (para la proyección puede ser útil la realización de un ARP). Las consultas con los propietarios de las áreas infestadas o administradores de los lugares de producción afectados, podrían ayudar a determinar las rutas de movilización de la plaga (plantas y productos egetales, materiales y equipo agrícola, medios de transporte, trabajadores,

31

vmedios naturales de dispersión, etc.). La información obtenida en la retrospección en cuanto al origen de la incursión y la proyección sobre la dispersión más probable de la plaga, podrían ser útiles para determinar en forma definitiva el área bajo cuarentena. La zona tampón se establecerá alrededor del área de cuarentena. En la zona tampón, principalmente se implementarán las restricciones (por ejemplo inspección, tratamiento, prohibición, etc.) para la movilización de vías (artículos eglamentados) y se mantendrán mientras estas restricciones sean técnica y reconómicamente justificables. Las preguntas para la retrospección del origen de la incursión y la proyección de dispersión podrían abordar aspectos como: fuente de las plantas para plantar; destinos de las plantas y productos vegetales que se hayan movilizado del área infestada (desde la fecha en la que se estime ocurrió la incursión); localización de lugares de producción con los que se comparten trabajadores (por ejemplo cortadores o cosechadores), materiales, equipos, y otro tipo de artículos que


pueden ser vías potenciales de M. hirsutus; rutas de movilización de equipos para labores agrícolas contratados en fechas recientes en el área infestada; rutas e movilización de apiarios comerciales; rutas de movilización de ganado a dotras área de pastizal. Para determinar la extensión de la incursión con un grado razonable de confianza, deben establecerse estándares mínimos para la realización de las encuestas de delimitación, ya que los datos recopilados de estas encuestas se usarán para identificar la primera área bajo cuarentena. Esta área comprenderá todas las localidades donde se confirme la presencia de la plaga y aquellas ocalidades que se consideren con más posibilidad de haber estado expuestas ldirecta o indirectamente a la plaga. Para planificar la estrategia a seguir en la encuesta de delimitación, a fin de lograr mayor confiabilidad, deberá tenerse en cuenta la biología de M. hirsutus (supervivencia; tasa reproductiva; influencia de los factores ambientales en la dispersión, incluyendo en estos últimos los climáticos y geográficos); plantas hospedantes (rango, distribución y fases fenológicas de los hospedantes); movilidad de productos, gente, animales y otros artículos que pueden transportar la plaga; métodos para la toma de muestras (facilidad en el reconocimiento de los síntomas, técnica de toma de muestras); análisis sobre la predicción de las áreas con más probabilidad de ser infestadas (si es posible mediante un ARP); incidencia esperada si M. hirsutus no fuera controlada. En todo caso, la intensidad de la encuesta será mayor cuanto más cerca se esté de los puntos, márgenes o áreas más probables de dispersión y se reducirá con el alejamiento; en el mismo sentido se procederá sobre los hospedantes, según se haya observado el grado de preferencia. Otra fuente de información que debe considerarse en este tipo de encuestas son los trabajadores agrícolas, los propietarios y/o administradores de los lugares de producción, ya que pueden portar datos sobre la observación de síntomas sospechosos y sobre posibles

de la plaga

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ahábitats don puede encontrarse. Ya que uno de los propósitos de las encuestas de delimitación es detectar la presencia de plaga, puede emplearse para el cálculo del tamaño de la muestra el mismo procedimiento empleado en encuestas de detección con ligeras modificaciones. En el Apéndice 5, Literal A, se incluyen sugerencias paracalcular el tamaño de la muestra en encuestas de detección de M. hirsutus.

Encuestas de monitoreo El propósito de las encuestas de monitoreo es caracterizar las poblaciones de M. hirsutus en las áreas infestadas; esto significa determinar, entre otras características, su incidencia en forma cuantitativa y los cambios que experimenta a través del tiempo de acuerdo a parámetros ambientales, así como


evaluar la efectividad de las actividades de control. Por esta razón los datos obtenidos de encuestas basadas en métodos dirigidos para la selección de lugares podrían resultar sesgados y por lo tanto, no proveer una evaluación precisa. Uno de los métodos apropiados para la selección de lugares en las encuestas de monitoreo es el completamente aleatorio (al azar), con el cual odos los hospedantes y todos los lugares tienen igual probabilidad de resultar telectos. En la toma de muestras al azar en encuesta de monitoreo, los lugares y las plantas se escogerán con un método imparcial que reduzca la influencia del esgo humano; sin embargo, el método aleatorio podría combinarse con otros spara mejorar su aplicabilidad, por ejemplo el estratificado y/o el sistemático. En el método estratificado, las plantas hospedantes y los lugares se dividen en grupos, los grupos pueden aún dividirse en subgrupos si es necesario; luego, se scogen en forma aleatoria los hospedantes y los lugares identificados por e

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grupo o subgrupo. El método sistemático puede consistir en un mapeo de los lugares a encuestar a intervalos regulares de distancia, área o plantas hospedantes. Por ejemplo, examinando las plantas en los jardines de cada quinta casa en el lado de una calle o los cultivos hospedantes en cada quinta propiedad en un camino vecinal, úmero de frutos o ramas por cada planta o árbol, barridos paralelos en un nlugar, etc. Cuando no sea posible diseñar una aleatoriedad antes de la visita de campo, podría emplearse un método simple para proporcionar dicha aleatoriedad ya en el lugar de toma de muestras; por ejemplo, caminando y examinando hospedantes o metros cuadrados (enmarcados) o lineales de hospedantes en el lugar, siguiendo un determinado patrón (en “W”, radial, en “X”); tirando los dados; con papeles y objetos numerados y luego seleccionados al azar; ecuencias o tablas de números aleatorios o al azar (incluyendo las generadas spor hojas electrónicas3); etc. Entre los casos que pueden conducir a resultados sesgados se encuentran los siguientes: a) el encuestador evita lugares dificultosos de encuestar o se fatiga al experimentar una búsqueda repetitiva; b) por conteos repetidamente menores o mayores al valor verdadero realizados por el encuestador deliberadamente o no; c) cuando el encuestador registra los datos a partir de memorizaciones; d) por errores en el muestreo (perturbación de la plaga inmediatamente antes de

3 En MS Excel 2003 (versión en español) por ejemplo, puede generarse una cantidad (muestra) de números aleatorios copiando en igual número de celdas la fórmula =ALEATORIO()*K, donde “K” es el número total de casos (puede copiarse esta fórmula en un número de celdas mayor que la muestra para eliminar los números que se repitan y utilizar siempre los primeros números hasta completar la muestra). Antes de generar la muestra, tienen que haberse numerado todos los casos desde uno hasta “K”.


la toma de la muestra, influencias del clima, incorrecciones en la calibración de los instrumentos, uso de feromonas equivocadas, mal manejo de la muestra). Para calcular el tamaño de las muestras se necesitan parámetros que deben ser comprendidos al menos en su conceptualización. Para facilitar los cálculos conviene involucrar a personas conocedoras de estadística para que analicen losrequerimientos.

Parámetros ara c lcular el tamaño de las muestrasp a a) Incidencia actual. Es la proporción verdadera de unidades (por ejemplo, sitios, hospedantes, partes de hospedantes) en un campo, área u otra población definida, infestadas por la plaga. b) Incidencia de diseño. Usualmente se basa en una encuesta preliminar, consiste en la incidencia más probable de la plaga en el campo (se usa para determinar el tamaño de la muestra). En un área libre, esta incidencia de la plaga se espera sea cercana a cero. Para encuestas de monitoreo, que sirven para caracterizar una población que se sabe está presente, la incidencia de diseño puede variar desde un valor cercano a cero hasta el 100%. Si la incidencia de diseño sobrestima en gran medida la incidencia actual o real, el tamaño calculado de la muestra será muy pequeño para detectar la incidencia actual (sub muestreo); en caso contrario, si la incidencia de diseño subestima la incidencia actual, entonces el tamaño de la muestra será más grande del necesario para detectar la incidencia actual (sobre muestreo). Hay diversas formas para cuantificar este parámetro (incidencia de diseño). Si no es factible predecir una incidencia de diseño representativa, habrá que escoger un nivel de

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incidencia de diseño que sea aceptable para todos. c) Incidencia calculada. Es la incidencia que se determina mediante la encuesta y se pretende que estime la incidencia actual. Si se cometen errores en el proceso de encuesta, puede ser que la incidencia calculada no refleje la incidencia actual. d) Confianza (certidumbre). La confianza estadística es la probabilidad de que la incidencia actual esté dentro de los límites de la incidencia calculada. Si no se encontró la plaga objetivo después de haber encuestado, no podrá asegurarse con el 100% de certidumbre que la plaga no está presente sin haber examinado cada hospedante o cada parte del hospedante de la población (total) definida. En lugar de esto, se aceptará un grado de incertidumbre por las plantas o partes de plantas hospedantes o poblaciones definidas que no se examinaron. La interrelación entre la confianza y el tamaño de muestra es simple: entre más unidades de la población definida o poblaciones definidas se encuesten, más certeza habrá sobre la precisión de la incidencia general calculada. Como regla general, se considera aceptable un umbral (nivel) de 95% de confianza (certidumbre) en cuanto a que la incidencia actual esté dentro de ciertos límites


de la incidencia calculada. En algunos casos podría ser necesaria una confianza del 99.9%. La certidumbre para la incidencia usualmente se expresa para un intervalo de confianza (IC), formado por un rango de valores dentro del cual es más probable que ocurra la incidencia actual, con el nivel de confianza escogido. Por ejemplo, una incidencia de 46.5% con una certidumbre del 95%, puede expresarse de la forma siguiente: 46.5% (95% IC: 44.2‐48.8%). La incidencia calculada usualmente se ubica en forma equidistante dentro del rango de valores, a este rango se le denomina amplitud del intervalo de confianza. e) Precisión de métodos (sensibilidad). Es recomendable considerar esto para la estimación del tamaño de la muestra, especialmente cuando la certeza del étodo no es cercana al 100%. m

El tamaño de muestra estará constituido por el número de unidades de uestreo. En el Apéndice 5, Literal B, se incluyen sugerencias para calcular el m

tamaño de la muestra en encuestas de monitoreo de M. hirsutus. Las encuestas de monitoreo pueden emplearse también para apoyar el control de una plaga (incluyendo la erradicación). En las Secciones E y F del Apéndice 5 se incluyen encuestas de monitoreo para evaluar el establecimiento de Anagyruskamali y para evaluar el control del mismo sobre M. hirsutus.

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8.2 Plan para la implementación de las encuestas

Las encuestas específicas que se realicen para M. hirsutus, como son de carácter oficial, deberían seguir un plan aprobado por la ONPF (CIPF‐FAO, 2006b). Este plan de encuestas debería incluir: a) definición del propósito de las encuestas, apoyándose en las reglamentaciones fitosanitarias que se hayan promulgado; b) identificación de la plaga de interés; c) identificación del alcance (área geográfica); d) establecimiento del período de realización; e) indicación de la base estadística (nivel de confianza, número de muestras, selección y número de sitios, frecuencia del muestreo, suposiciones); f) descripción de la metodología de las encuestas y administración de la calidad de las mismas, incluyendo losprocedimientos de muestreo, diagnóstico y presentación de informes.

8.3 Control de calidad de las encuestas

Para asegurar la fiabilidad de las encuestas, es necesario diseñar un sistema de aseguramiento de la calidad, que permita verificar si los encuestadores están cumpliendo con los procedimientos aprobados para la realización de lasencuestas, así como para el registro de los resultados.


8.4 Recopilación y procesamiento de la información de vigilancia

Sugerencias sobre la información a registrar

– Registrar nombre de la localidad, región, distrito, municipalidad o entidad federativa. En los sitios de muestreo en el campo, se recomienda dejar marcas, aún cuando no se pretenda regresar al mismo sitio. Puede ser útil para corroborar datos u obtener nuevas muestras. Dejar marcas con

materiales que resistan las diversas condiciones ambientales como bandas de plástico de cierto color.

– Registrar detalles del “sitio de muestreo”. Con un georeferenciador (GPS) se determinan las coordenadas geográficas y la altitud. Otros datos útiles son: número único que le fue asignado al sitio de muestreo, referencias del lugar (por ejemplo 35 m al sur de la casa comunal), número de plantas o distancia

e n sobre la faja o hilera d plantas hospedantes desde u sitio en particular, o cualquier distintivo topográfico.

– Es recomendable que cada encuestador cuente con una libreta con hojas foliadas tipo francés (no de espiral) para apuntar, y no mantenga los datos memorizados. Se tomarán datos como fecha del monitoreo, condiciones climáticas durante el monitoreo, detalles del lugar, nombres de las personas (agricultores, dueños de propiedades) contacto.

– Información que puede contener un formulario de reporte de encuesta: a) Nombre del encuestador; b) Ubicación del campo o lote donde se tomó la muestra (incluyendo nombre o número del predio o localidad); c) Nombre o número del sitio donde se tomó la muestra; d) Nombre de la plaga (común y científico); e) Fecha y hora; f) Breve descripción de las condiciones ambientales; g) Localización del sitio de muestreo (por coordenadas obtenidas mediante un dispositivo de posicionamiento global u otro aparato o mediante una descripción de ubicación); h) Descripción del hábitat (aspecto, tipo de vegetación y de suelo); i) Incidencia de la plaga (densidad de la población según la escala que se haya determinado); j) Estadios de la plaga observados; k) Síntomas del hospedante por el ataque de la plaga; l) Nombres comunes de los hospedantes; m) Área, longitud del encuadrado o transepto evaluado; n) Medidas que se tomaron o recomendaciones que se dieron; ñ) Tratamientos aplicados en el lugar; o) Comentarios adicionales. Si se recolectan especímenes, registrar información sobre indicios de parasitismo (momias), parasitoides, hiperparasitoides y otros enemigos

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naturales asociados con el espécimen; descripción y número de identificación del espécimen.

– Deben especificarse adecuadamente las unidades de medida cuando sea necesario. Si las unidades de medida son de sistema, debe emplearse el sistema métrico. Si se emplean valores que corresponden a una escala, debe ofrecerse una explicación sobre la escala. Cuando se trate de encuestas de detección y la plaga no se encuentre, debe cuantificarse el esfuerzo hecho;


por ejemplo, número de plantas examinadas por cada lugar de muestreo, localidades encuestadas donde no se observó o detectó la plaga. Tener en cuenta que la validez de los registros negativos depende de varios factores, tales como: a) se sabe que la plaga manifiesta signos o síntomas notorios; b) las especies hospedantes se encuentran ampliamente distribuidas y en altas densidades poblacionales; c) la plaga no es relativamente fácil de identificar.

– Ya sea que los datos se registren en formularios previamente elaborados o en libretas de apuntes, si se hace necesaria la presentación de informes o análisis estadístico de datos, la información debería introducirse en algún programa computacional para algún tipo de ordenamiento (por ejemplo en hojas de cálculo). Además, convendrá hacer los respaldos necesarios de esta información y guardarlos en lugares separados.

– La información que se procesa en la vigilancia servirá para: a) cálculos estadísticos básicos tales como promedios, totales parciales y generales; b) estimación de la confianza de los datos; c) generar mapas de muestreo o de distribución de la plaga; d) analizar el comportamiento de la plaga y evaluar los resultados de las técnicas de control implementadas.

Los formularios para el registro de datos sobre las actividades de campo delPrograma de Emergencia se incluyen el Apéndice 8 (Formulario 1‐8).

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8.5 Recomendaciones generales sobre la vigilancia

Probablemente la información sobre una incursión o brote de M. hirsutus se origine en fuentes no oficiales, por esta razón es recomendable que la ONPF recolecte la información proveniente de diversas fuentes y la verifique adecuadamente (vigilancia general). Para esto, el personal técnico encargado de la vigilancia deberá poseer los conocimientos básicos para emprender labores

de reconocimiento de esta plaga en cualquier momento.

También la ONPF puede mejorar los canales de comunicación sobre incursiones de la plaga mediante el establecimiento de incentivos para informar tales como: a) obligaciones legislativas (para el público en general o agencias específicas), b) acuerdos cooperativos (entre la ONPF y agencias específicas); c) uso de personal de enlace para mejorar los canales de comunicación hacia y desde la ONPF; d)

a

programas de educ ción/concienciación pública (CIPF‐FAO, 2006b).

Una vez iniciada la ejecución del plan de emergencia deberá recabarse información sobre posibles incumplimientos de las restricciones y prohibiciones establecidas (por ejemplo en las áreas bajo cuarentena) a fin de darles seguimiento. La divulgación masiva de estas disposiciones y de la razón de ser de las mismas, favorecerá su acatamiento por el público.


Tener presente que si el personal encargado de la ejecución de las encuestas trabaja jornadas muy largas, podría disminuirse la eficacia en el reconocimiento de la plaga; por lo que es recomendable considerar rotaciones de personal, realización de trabajo de campo solamente en una parte del día (por ejemplo por la mañana) y el tiempo restante dedicarlo a otras actividades (por ejemplo para procesamiento electrónico de información, coordinación de actividades deldía siguiente, etc.).

IX. PROCEDIMIENTOS DE CONTROL

9.1 Estrategias y técnicas de control

La estrategia a seguir en cuanto a la aplicación de las técnicas o tácticas de control dependerá de los objetivos que se persigan en contra de la presencia de la plaga. Si el objetivo es la erradicación, la estrategia probablemente sería realizar una evaluación rápida de la incursión o incursiones con base en muestreos directos de las plantas con síntomas de ataque o revisión de las trampas, seleccionar y emplear las técnicas más eficaces en la contención y erradicación de la plaga, aplicarlas en forma oportuna y con la intensidad o severidad requerida. Luego, monitorear acuciosamente los resultados por el tiempo que sea necesario para responder en forma adecuada a una posible reinfestación de la plaga. Por otro lado, si el objetivo es manejar y vigilar la plaga en forma apropiada, de tal manera que se eviten daños económicos y/o ambientales inaceptables, la estrategia podría consistir en establecer un programa de manejo integrado, seleccionando las técnicas que ofrezcan mejores esultados de costo/eficacia para disminuir las poblaciones de la plaga a los

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rniveles más bajos posibles, en un plazo razonable. Entre las principales técnicas que pueden emplearse para controlar a M. hirsutus se encuentran: a) uso de plaguicidas (control químico); b) uso de agentes de control biológico y enemigos naturales; c) uso de plantas resistentes; d) empleo de medios físicos y mecánicos; e) cuarentena vegetal (aplicación de medidas decontención o exclusión), que puede reforzarse o auxiliarse con otras técnicas.

9.1.1 Uso de plaguicidas (control químico)

Entre los plaguicidas (insecticidas) que se reportan con cierta eficacia para el control de M. hirsutus se encuentran: bendiocarb (258 a 1,058 g de i.a. por 378.5 L de agua); bifentrin (18.1 a 90.7 g de i.a. por 378.5 L de agua, más efectivo si se combina con otros productos tales como acefato); clorpirifos (142 a 284 g de i.a. por 378.5 L de agua); ciflutrin (3 a 5 g de i.a. por 15 L de agua, más efectivo si se combina con otros productos tales como acefato); diazinon (325 a 652 g de i.a.


por 378.5 L de agua); fenpropatrin (136 g i.a. por 378.5 L de agua, más efectivo si se combina con otros productos tales como acefato); diclorvos; imidacloprid (puede aplicarse, con relativa seguridad para la salud de las personas y de los animales en zonas urbanas, después de la poda, extracción o destrucción de las plantas, dirigido a las plantas podadas y al suelo alrededor de donde estaba la planta); dimetoato (su eficacia puede aumentarse si se añade a la mezcla de tanque un aceite mineral al 5% más un emulsificante o si el insecticida es al 0.5% se puede agregar detergente al 1%); aceite parafínico de petróleo (1.5 al 2.0% + adherente al 0.25%); citrolina (1.5% + adherente al 2.25%); deltametrina (al 0.25% + detergente al 1%). En la mezcla, el detergente remueve los filamentos o capa cerosa de la CRH y facilita que el producto insecticida tenga un mayor efecto de contacto. En casos de poda extrema (erradicación de plantas), se sugiere aplicar alguno de estos productos e incluso olo detergente al 1.5% a las ramas o frutos antes del corte, para evitar sdispersar cualquier individuo de CRH. Puede ser una buena estrategia controlar antes a las hormigas que ayudan y protegen a la CRH de sus enemigos naturales o que mantienen la sanidad del sustrato al remover las mielecillas excretadas por la alimentación de la CRH, para evitar una mayor dispersión de la plaga. Para controlar las hormigas hay diversas opciones, se recomienda seleccionar la(s) que mejor se adapte(n) a la situación observada. Si se usa cualquiera de los insecticidas antes recomendados o los autorizados en cada país, estos pueden ser aplicados a la ase de las plantas y actuar como una barrera de acceso de las hormigas a la

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bparte aérea de las plantas. Si los plaguicidas no son sistémicos, tienen que entrar en contacto directo con la plaga para hacer su efecto; por consiguiente, habrá que aplicarlos en la mayor parte de lugares en los que la cochinilla se encuentre presente, incluyendo los hábitat protegidos, tales como grietas en la corteza, hendiduras, espacios entre grupos de frutos, debajo de los cálices, etc. El mayor efecto de los plaguicidas será contra los primeros estados ninfales de CRH, ya que estos no están cubiertos del todo por los filamentosos cerosos; caso contrario ocurre con la embra adulta grávida o en proceso de producción de los huevos que puede hpresentar el ovisaco formado de filamentos cerosos. Las aplicaciones foliares conviene mezclarlas con surfactantes o detergentes para mejorar la penetración del plaguicida en la cubierta cerosa de M. hirsutus. Cuando existan hospedantes susceptibles de ser atacados por la cochinilla en las aíces o tubérculos (papa, algunas gramas o pastos, maní, frijoles, algodón) rpuede ser necesario aplicar al suelo plaguicidas granulados. Adicionalmente, para tener una mejor cobertura o penetración de los productos químicos entre el follaje o ramas, es necesario contar con equipos de aplicaciónpresurizados o motorizados (turbinas, mochilas, parihuelas).


9.1.2 Uso de agentes de control biológico Las acciones de control biológico normalmente involucran la liberación de agentes de control biológico en las áreas u hospedantes infestados, con el propósito que éstos ejerzan un control sobre M. hirsutus. En el Cuadro 2 del Apéndice 1 se presenta una lista de enemigos naturales (depredadores y parasitoides) de M. hirsutus. En cualquiera de los dos programas de manejo que se decida aplicar (1. Erradicación y 2. Vigilancia y supresión), la importación y liberación de agentes de control biológico no nativos debe realizarse siguiendo las Directrices para la Exportación, el Envío, la Importación y Liberación de Agentes de Control Biológico y otros Organismos Benéficos (CIPF‐FAO 2006a). Lo anterior se debe a que, en ciertos casos, los agentes de control biológico pueden funcionar como portadores o vías de plagas, o como hiperparasitoides o entomopatógenos. Por esto, se debe cumplir con las reglamentaciones itosanitarias para la importación y las condiciones de cuarentena antes de la

ico. fliberación de los agentes de control biológ Básicamente, los enemigos naturales de M. hirsutus pueden clasificarse como parasitoides y depredadores. El empleo de parasitoides se considera un procedimiento que ofrece resultados de control de poblaciones a bajos costos y a largo plazo; en cambio, el empleo de depredadores puede presentar una solución en el corto plazo, por lo que su uso se recomienda cuando se quiere obtener un rápido descenso de la plaga en plantas con niveles de infestación de media a extremadamente alta. Debido a estas diferencias no es recomendable efectuar liberaciones simultáneas de ambos tipos de enemigos naturales. Por ejemplo, en algunos lugares de México, donde se tuvieron altos niveles poblacionales de CRH, se optó primero por hacer liberaciones inundativas del depredador Cryptolaemus montrouzieri y posteriormente del encírtido parasitoide Anagyrus kamali. Cryptolaemus montrouzieri tiene la particularidad de que una vez que han bajado drásticamente las poblaciones de su presa (cerca de 3 meses después), los especímenes tienden a migrar; entonces se recomienda iniciar las liberaciones del encírtido parasitoide Anagyrus kamali, que va a rabajar sobre las poblaciones de la plaga dejadas por el depredador y podrá

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tmantenerse en actividad aún a bajas densidades de su hospedante, la CRH. Por los recientes resultados satisfactorios a largo plazo obtenidos con técnicas de control biológico clásico de la CRH en varias islas tropicales (especialmente en el Caribe) (Kairo et al. 2000), además de otros países del continente Americano, se hace una descripción más a fondo del control de la CRH con el encírtido parasitoide A. kamali.


Liberación de Anagyrus kamali Anagyrus kamali Moursi (Himenóptera: Encyrtidae) es uno de los parasitoides más usados para el control de M. hirsutus en regiones tropicales, ya que mediante su empleo se han obtenido buenos resultados de control de esta plaga en las islas del Caribe (Kairo et al. 2000), en Belice, en México y en USA. En Belice funciona un laboratorio de cría masiva de A. kamali que puede suplir de este parasitoide a cualquier país miembro del OIRSA que lo necesite. En México se ha establecido un laboratorio para cría masiva de este parasitoide en Bahía de Banderas, Nayarit, que para 2008 llegó a tener una capacidad de producción mensual de 2 a 4 millones de A. kamali, con lo cual puede apoyar con material para establecer pies de cría, así como en capacitación técnica en la producción masiva de este parasitoide4. En esta región de Bahía de Banderas (Estados de Nayarit y Jalisco) se ha visualizado la importancia de tener como base del manejo integrado contra M. hirsutus, el uso de A. kamali. Por ejemplo, de 2004 a 2008, se liberaron en la región de Bahía de Banderas 25.2 millones de este arasitoide, de los cuales 24.75 millones fueron producidos en México en el p

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período 2006‐2008 (Santiago‐Islas et al. 2008). Con ejemplos como el anterior, si se llegara a presentar una emergencia por una incursión de M. hirsutus en los países de la región donde aún esta plaga no ha sido reportada, también se recomienda la liberación de este parasitoide, que actuará sobre los pocos individuos que hayan sobrevivido, ya sea que se esté en un plan de erradicación – contención o en uno de manejo y vigilancia. Este parasitoide se podría obtener del laboratorio de Belice o de México y se ransportarían de preferencia por vía aérea y en forma apropiada (en frascos y tcajas mantenidas a 13 °C). Si se utilizan paquetes de gel congelados dentro de una caja con aislamiento, asegurarse de separar a los parasitoides del gel congelado con espuma u otro aterial (papel periódico), de tal forma que los frascos no entren en contacto m

directo con los paquetes de gel. Los parasitoides deben liberarse en áreas cercanas a, o sobre las plantas hospedantes infestadas con M. hirsutus. Si es una propiedad privada, deberá obtenerse el consentimiento del propietario; además, deberán explicársele los objetivos de la liberación y la importancia de no podar ni asperjar la planta, ni e eliminar la plaga. De haber disponibilidad, puede entregársele al dueño el aterial divulgativo apropiado y expresarle agradecimiento por la cooperación.

dm

4 Cualquier comunicación o requerimiento oficial para apoyo técnico para México se debe hacer al Director en Jefe de la Dirección General de Sanidad Vegetal, SENASICA, SAGARPA. Dirección Postal: Guillermo Pérez Valenzuela No. 127, Colonia Del Carmen Coyoacán, Coyoacán, México, D.F. Código Postal 04100.


Liberar los parasitoides, de preferencia por la tarde o muy temprano por la mañana y sobre las plantas infestadas, quitando la tapadera del frasco y amarrando el frasco firmemente a una rama principal o insertándolo entre las ramas secundarias. Revisar que sobre la colonia de CRH no haya actividad protectora de hormigas que puedan interferir con la eficiencia de los enemigos aturales liberados; de presentarse las hormigas se recomienda bloquear el nacceso de estas a las áreas infestadas antes de realizar las liberaciones. En el formulario correspondiente (Apéndice 8, Formulario 4), apuntar la información siguiente: a) Fecha de liberación; b) Especie y número de individuos liberados; c) Nombre del propietario; d) Nombre del técnico que hizo la liberación; e) Dirección del lugar (localización) de la liberación (lugar de producción, campo, calle, número, nombre, cantón, municipio, departamento, rovincia, país); f) Coordenadas del lugar; g) Nombre de hospedante(s) y partes pinfestadas; h) Nivel aproximado de infestación (incidencia) de CRH. Es conveniente hacer un reporte mensual de las liberaciones de parasitoides on los datos siguientes: a) Fechas de las liberaciones; b) Número total de cpropiedades donde se liberó; c) Número total de los parasitoides liberados. Si se toma la decisión de emplear depredadores o parasitoides, una guía para su liberación puede encontrarse en Meyerdirk et al. (2003) y Meyerdirk et al. (2001), esta última corresponde a la versión (original) en inglés de la primera que está en español. También se puede consultar el Apéndice Técnico‐Operativo de la Campaña contra la Cochinilla Rosada del Hibisco (Maconellicoccus hirsutusGreen) (DGSV‐SENASICA‐SAGARPA 2008) y Kairo et al. (2000).

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9.1.3 Empleo de medios físicos y mecánicos Eliminación de hospedantes. Si el área de infestación de la plaga es muy limitada y si los hospedantes son todos herbáceos, un método de supresión de la plaga puede consistir en destruir los hospedantes mediante chapoda, aplicación de herbicidas, quema directa, su remoción o recolección para enterrarlos o quemarlos; en estos casos todo el material hospedante debe destruirse. De nuevo la recomendación de hacer una aplicación de solución jabonosa a la maleza que se va a cortar o chapodar. Saneamiento. El saneamiento puede hacerse mediante podas de las partes infestadas de las plantas, teniendo cuidado al cortarlas de no dispersar ovisacos ni rastreadores o cualquier otro estado de cochinilla. Esta práctica no debe hacerse si las condiciones ambientales (viento, lluvia) pueden favorecer la dispersión. El material tendría que ser destruido de preferencia en el mismo sitio (incinerado, enterrado). Sin embargo, si el material vegetal removido mediante la eliminación de hospedantes o saneamiento se moviliza para


destruirlo en otro sitio, deberá transportarse en bolsas de plástico o cubierto en forma hermética con lona o en contenedores cerrados que impidan el escape de cualquier estadio de M. hirsutus durante el recorrido, para evitar la dispersión de la plaga. Cualquier material o equipo que durante el transporte entre en contacto directo con los diversos estadios de la plaga, y que se reutilice, deberá desinfestarse o lavarse en forma apropiada, en el sitio donde se destruya el material removido infestado. Los sitios de destrucción de material hospedante eben monitorearse periódicamente, con el fin de detectar a tiempo cualquier dsobrevivencia de la paga en los mismos. Para la destrucción del material hospedante se emplearán tratamientos eficaces seguros, que permitan la eliminación total de todos los estadios de M. hirsutus, ysin posibilidades de sobrevivencia o escape durante la aplicación del mismo. Es necesario volver a monitorear los lugares en donde se hicieron saneamientos o eliminación de hospedantes, o colocar trampas con feromona sexual de CRH para detectar posibles rebrotes de la plaga. Es común que la CRH se vuelva a establecer en los retoños de las plantas podadas, que son sus partes preferidas. Estos retoños se deben revisar semanalmente y, en caso de ser necesario, realizar alguna reaplicación o tratamiento profiláctico para eliminar cualquierindividuo de CRH.

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9.1.4 Cuarentena vegetal El mayor componente de esta técnica es de tipo preventivo con el objeto de evitar la dispersión o la introducción de M. hirsutus desde un área o hacia ella; in embargo, para lograr su eficacia, por lo general debe auxiliarse con técnicas sde supresión. La implementación de la cuarentena vegetal se vuelve casi imprescindible cuando el objetivo es la erradicación, ya que con esto se asegura evitar el escape e la plaga en vías, principalmente movilizadas por actividades humanas (en el dApéndice 1 se listan las vías más importantes de M. hirsutus). Una evaluación de los riesgos de dispersión después del establecimiento de la plaga podría ser de gran utilidad para determinar, con fundamentos técnicos, las edidas fitosanitarias de contención necesarias que deben implementarse, así m

como el grado de severidad y permanencia de las mismas. Debe tenerse en mente que, aunque no se haya decidido por la erradicación, la cuarentena vegetal podría también tener importancia relevante en incursiones de cochinilla sin acompañamiento de enemigos naturales eficientes, ya que pueden experimentarse infestaciones severas y aumentarse los riesgos de una rápida dispersión y, por consecuencia, los daños a cultivos y al ambiente. No


obstante, en este caso, la cuarentena vegetal local puede suspenderse si se ha logrado la estabilización de las poblaciones de cochinilla en niveles bajos, porefecto de la introducción y establecimiento de los agentes de control biológico.

9.2 Factibilidad técnica de las estrategias y técnicas de control a emplear

Las técnicas de control tienen que evaluarse para una adecuada toma de decisiones. Los ejemplos de situaciones posibles en la ocurrencia de un brote de M. hirsutus y otras circunstancias que se presentan en el Cuadro 1 de la Sección 5.3, podrían ser útiles en el estudio de factibilidad técnica de las medidas desupresión y/o contención de la plaga.

9.3 Evaluación y verificación de las estrategias y técnicas de control

La labor de evaluación y verificación de las estrategias y técnicas de control empleadas contra M. hirsutus (Ver Formularios 1‐8, Apéndice 8) estará orientada a determinar la pertinencia de las estrategias, a determinar y verificar la eficacia de las técnicas de control, y a reducir al mínimo los errores en su conducción o aplicación; no obstante, a partir de esta evaluación podrá determinarse también la necesidad de modificación o suspensión de las mismas. Es recomendable que esta actividad sea coordinada por una entidad o expertoexterno al programa de contención o erradicación de la CRH.

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9.3.1 Evaluación y verificación de la liberación de Anagyrus kamali

La evaluación de los resultados de control de M. hirsutus por el parasitoide A. kamali puede hacerse de tres maneras: a) Documentar la colonización y establecimiento del parasitoide liberado; b) Determinar el impacto del parasitoide liberado en la población de plaga; c) Evaluación económica, considerando las pérdidas actuales y potenciales por la plaga objetivo y el costo el programa de control biológico, que pueden usarse para desarrollar una

drelación de costo/beneficio. Si se quiere tener un programa de control biológico exitoso tiene que lograrse el establecimiento del agente de control biológico. Cabe señalar que este proceso


requiere de varios años, por lo que es conveniente iniciar lo antes posible el estudio científico de evaluación del programa de control biológico. Existen procedimientos de muestreo que pueden ser útiles para determinar si liberaciones previas de agentes de control biológico han llegado a colonizar y establecerse. La evaluación consistirá en la recolección y mantenimiento de un porcentaje de parasitismo durante cierto plazo. Para algunas técnicas de valuación de enemigos naturales se puede consultar a González y Pacheco e(2005), Luck et al. (1988). Debido a que para la evaluación del establecimiento del parasitoide liberado y de su impacto en la población de M. hirsutus se emplean encuestas de monitoreo, ambos procedimiento se incluyen en el Apéndice 5, Literales D, E, y F (Apéndice 8, Formularios 1‐4).

X. EVALUACIÓN DEL PROGRAMA DE EMERGENCIA

La evaluación del programa de emergencia en su conjunto debe hacerse periódicamente a fin de analizar la información que se ha recopilado (Ver Formularios 1‐8, Apéndice 8), verificar que se estén logrando los objetivos propuestos o determinar si es necesario introducir modificaciones. Es necesario que sta evaluación la realice un experto externo, para evitar sesgos en los resultados

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ealcanzados. Si como objetivo primario se planteó la erradicación en un tiempo determinado, habrá que establecer la posibilidad de alcanzar los resultados deseados. Si se detectan incongruencias con las predicciones iniciales, podrá cambiarse la orientación hacia un nuevo plan que contemple un programa de supresión o manejode la plaga.

XI. FINANCIAMIENTO Y EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA

El CESV y las demás autoridades oficiales tendrán que identificar los fondos emergentes disponibles y los que con alguna seguridad puedan adquirirse. Cualquier limitación en los fondos podría reflejarse en la capacidad de acción del programa en el tiempo y el espacio. En el caso de M. hirsutus en el Caribe, la FAO proporcionó asistencia técnica y financiera a varias islas; de igual modo el gobierno de los EEUU proporcionó ayuda técnica y financiera a otro grupo de islas como San Cristóbal y Nieves y Puerto Rico. En México en 2004, cuando se detectó el brote inicial de M. hirsutus, el gobierno federal a través de la Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA), asignó un fondo emergente, al


cual posteriormente se le otorgaron más fondos de parte de los gobiernos estatalesdonde se presentaron las infestaciones de esta plaga.

XII. BIBLIOGRAFÍA CIPF‐FAO. 2004. Análisis de Riesgo de Plagas para Plagas Cuarentenarias, Incluido el Análisis de

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46

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48

APÉNDICES

49

50

APÉNDICE 1

DESCRIPCIÓN DE LA PLAGA

OIRSA

Hoja de Da en, 1908) tos de Maconellicoccus hirsutus (Gre

San Salvador, El Salvador, 2010. Primera edición

Organismo I ria (OIRSA). nternacional Regional de Sanidad AgropecuaHojas de Datos sobre Plagas Cuarentenarias

Reconocimientos:

IDENTIDAD Nombre Maconellicoccus hirsutus (Green, 1908) Sinónimos Phenacoccus hirsutus Green, 190

orPseudococcus hibisci H

8 Maconellicoccus perf o, 1964 atus (DeLotto) DeLott

aSpilococcus perforatus D

ll, 1921

Phenacoccus quatern yar, 1921 e Lotto, 1954

Phenacoccus glomeraus Ramakrishna Aytus G

Paracoccus pasaniae Borcreen, 1922 hsenius, 1962

Maconellicoccus pasaniae (Borchsenius) Tang, 1992 Posición taxonómica Filum: Arthropoda Clase: Insecta

a Orden: Hemiptera Suborden: Sternorrhynchuperfamilia: Coccoidea amilia: Pseudococcidae SF

Apéndice 1. Descripción de la plaga

Nombres comunes Español: Cochinilla rosada Cochinilla rosada del hibisco Inglés:

bug

ealyPink hibiscus mHibiscus mealybug Pink mealybug Hirsutus mealybug Grape mealybug Mulberry mealybug Código PHENHI

Bayer

51 Notas sobre taxonomía y no En CABI (2005) se menciona que Maconellicoccus hirsutus fue descrita como Phenacoccus hirsutus por Green en 1908, de ejemplares de India. Ezzat en 1958 la designó como una especie tipo del género Maconellicoccus. Williams (1996) señala que este género está integrado por ocho especies (cuatro nativas de Australia, una de África, dos del sur de Asia y una de Nepal). Meyerdirk et al. (2003) listan nueve especies: 1)M. tasmaniae (Williams, 1985); 2) M. ugandae Srivastava, S.C., Kumar, P., Mishra, Y.D. & Jaiswal, A.K.; 3) M. australensis Podoler, H., Bar‐Zacay, I. & Rosen, D.; 4) M. lanigerus (Fuller, 1897); 5) M. leptospermi (Williams, 1985); 6) M. hirsutus (Green, 1908); 7) M. ultipori (Takahashi, 1951); 8) M. ramchensis Williams, 1996; 9) M. pasaniae, esta última especie

menclatura

mincluida en la sinonimia de M. hirsutus en CABI (2005). n CABI (2005) se aclara que en 1908, Green, en su descripción de la especie, incluyó material

s ga como de una e separada ( aEoriginario de Tasmania que ahora e catalo specie M. tasmani e). Ezzat en 1958, diferenció el género Maconellicoccus de Paracoccus, por las siguientes características: presencia en la hembra adulta de una pseudo articulación en el noveno segmento terminal de la antena; presencia en las patas anteriores de “digitulus” tarsales desiguales y resencia de pequeños conductos tubulares de cuello oral en las partes ventral y dorsal del cuerpo Meyerdirk et al. 2001). p(


HOSPEDANTES Hospedantes primarios: Abelmoschus esculentus (Okra), Allamanda (Trompeta amarilla), Alpinia purpurata (Jengibre rojo) [Red ginger], Annona (Anona), Annona muricata (Guanábana) [guanaba, soursop], Annona squamosa (Anona) [anona blanca, sugarapple], Artocarpus (Árbol de pan) [breadfruit trees], Averrhoa carambola (carambola), Boehmeria nivea (Ramio) [ramie], Bougainvillea (Veranera) [bugambilia], Cajanus cajan (Gandul) [guandú, frijol caballero, frijol arveja, pigeon pea], Citrus (Cítricos), Glycine max (Soya) [soja, frijol soya, soyabean], Gossypium (Algodón) [cotton], Gossypium arboreum (Algodón arbóreo) [cotton, tree], Gossypium herbaceum (Algodón herbáceo) [short staple cotton], Gossypium hirsutum (Algodón) [algodonero, Bourbon cotton], Hibiscus (Hibisco) [rosemallows], Hibiscus cannabinus (Kenaf), Hibiscus rosasinensis (Hibisco) [Rosa de China, China‐rose], Hibiscus sabdariffa (Rosa de Jamaica) [Jamaica, sorrel], Malpighia glabra (Acerola), Manilkara zapota (Níspero) [chico zapote, sapodilla], Morus (Árbol de mora) [mulberrytree], Morus alba (Mora) [morera, morera blanca], Musa x paradisiaca (Plátano) [plantain], Passiflora edulis (Granadilla) [pasionaria, passionfruit], Persea americana (Aguacate) [palta, avocado], Samanea saman (Carreto) [samán, cenicero, carreto negro, cenízaro, genícero, genízaro, guachapalí, rain tree], Sida acuta (Escobilla) [sida], Spondias mombin (Jocote) [purple mombin], Spondias purpurea (Jocote), Tectona grandis (Teca) [teak], Theobroma cacao (Cacao) [cocoa], Vitis vinifera (Uva) [grapevine] (CABI 2005). En el Manual Técnico‐Operativo contra la CRH en México (DGSV, SENASICA, SAGARPA, 2008) se incluyen otros hospedantes importantes adicionales a algunos descritos en la lista anterior como: Amaranthus retroflexus (amaranto), Arthrocarpus heterophyllus (yaca), Byrsonima crassifolia (nanche, nance), Mangifera indica (mango), Phaseolus vulgaris (frijol) yPsidium guajava (guayabo).

52

Hospedantes se r

cunda ios:

Abutilon indicum [country mallow], Acacia (Acacia) [wattles], Acalypha [Copperleaf], Acanthus ilicifolius, Albizia lebbeck [Indian siris], Angelica, Annona cherimola (Chirimoya) [cherimoya], Annona reticulata (Anona corazón) [anona redecilla, corazón de buey, anona colorada, bullock's heart, custard apple], Anthurium (Anturios), Arachis hypogaea (Maní, cacahuate) [groundnut], Aralia (Aralia), Artocarpus altilis (Árbol de pan) [breadfruit], Asparagus officinalis (Espárrago) [asparagus], Azadirachta indica (Árbol de neem) [neem tree], Bauhinia, Beta, Bignonia, Boehmeria, Brassica oleracea (Repollo, Colifror) [cabbages, cauliflowers], Capsicum annuum (Chile pimiento) [bell pepper], Ceiba pentandra (Ceiba) [kapok], Ceratonia siliqua (Algarrobo) [locust bean], Chenopodium album (Chuela) [cenizo blanco, fat hen, lambsquarters, goosefoot, wild spinach], Chrysanthemum (Crisantemo) [daisy], Chrysanthemum coronarium, Citrus aurantiifolia (Lima) [lime], Citrus x paradisi (Toronja) [grapefruit], Clitoria ternatea (Conchita azul) [Butterfly‐pea, Kordofan pea, Asian pigeonwings], Codiaeum variegatum (Croto) [croton], Coffea (Café) [coffee], Coffea arabica (Café arábigo) [arabica coffee], Colocasia (Malanga), Corchorus (Yute) [jutes], Corchorus capsularis (Yute blanco) [white jute], Corchorus olitorius (Yute) [jute], Cosmos, Crotalaria (Chipilín), Cucumis sativus (Pepino) [cucumber], Cucurbita (Pipián), Cucurbita moschata (Zapallo) [calabaza tropical, pumpkin], Cucurbita pepo (Calabacín) [ornamental gourd], Dahlia (Dalia), Diospyros kaki (Persimon) [persimmon], Dodonaea viscosa [switch sorrel], Duranta, Erythrina spp. (Pito), Erythrina variegata (Pito) [Indian coral tree], Ficus, Ficus benghalensis (Banyan) [baniano, banyan], Ficus benjamina (Laurel de la India) [Benjamina fig], Ficus carica (Higo) [fig], Ficus elastica


(Palo de hule) [rubber plant], Ficus platyphylla, Ficus semicordata, Gliricidia, Grewia, Helianthus annuus (Girasol) [sunflower], Heliconia, Hevea brasiliensis (Caucho) [árbol de hule, rubber], Hibiscus elatus (Majagua) [blue mahoe], Hibiscus manihot (Pajiza) [Hibiscus root], Hibiscus mutabilis, Hibiscus schizopetalus, Hibiscus tiliaceus (majagua de marismas) [coast cottonwood], Ixora, Jacaranda, Jasminum sambac, Lactuca sativa (Lechuga) [lettuce], Lantana camara (Cinco negritos) [lantana], Leucaena, Leucaena leucocephala (Leucaena), Lycopersicon esculentum (Tomate) [tomato], Macaranga, Malus sylvestris [crab‐apple tree], Mangifera indica (Mango), Manihot esculenta (Yuca, mandioca) [cassava], Medicago sativa (Alfalfa) [lucerne], Mimosa pudica (Dormilona) [sensitiva, sensitive plant], Musa (Banano) [guineo, banana], Mussaenda, Myrtus communis (Mirto) [myrtle], Nerium oleander (Narciso) [adelfa, baladre, mataburro, oleander], Opuntia (Cacto) [nopal, pricklypear], Parkinsonia aculeata (Palo verde) [espina de Jerusalem, Mexican palo‐verde], Parthenium hysterophorus (Artemisilla) [Parthenium weed], Passiflora, Persea, Phaseolus vulgaris (Frijol común) [common bean], Phoenix dactylifera (Palma dátil) [date‐palm], Phoenix sylvestris, Phyllanthus niruri (Chancapiedra) [Stone breaker, seed‐under‐the‐leaf], Prunus domestica (Ciruela) [plum], Psidium guajava (Guayaba) [guava], Punica granatum (Granada) [pomegranate], Quisqualis, Rhododendron (Azalea), Robinia pseudoacacia (Falsa acasia) [Robinia, black locust], Saccharum officinarum (Caña de azúcar) [sugarcane], Senna siamea (Casia de Siam) [Thailand shower], Spondias dulcis (Jocote), Spondias mombin (Jocote) [hog plum], Syzygium cumini (Ciruelo negro) [guayabo pesgua, Java plum, black plum], Tephrosia, Terminalia catappa (Almendro de playa) [almendro de la India, Singapore almond], Tetracera, Thespesia lampas, Xanthosoma (Ñame) [cocoyam], Zea mays (Maíz) [maize], Ziziphus mauritiana (Yuyuga) [perita haitiana, jujuba,jujube] (CABI 2005).

53 Notas sobre hospedantes

• M. hirsutus ataca a más de 200 géneros de plantas en 70 familias distintas, muchos de los cuales son de importancia económica, entre estos se encuentran árboles forestales, árboles frutales, plantas ornamentales, tubérculos y hortalizas (Meyerdirk et al. 2001), así como

especies vegetales silvestres, arvenses o de bosques tropicales y semitropicales.

• En el Apéndice 4 de este plan de contingencia se presenta una lista ampliada de hospedantes de M. hirsutus, gran parte de los cuales se encuentra presente en el áreacentroamericana.

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA De las especies del género Maconellicoccus, la CRH (M. hirsutus) es la única de distribución mundial Meyerdirk et al. 2003). En CABI (2005) se presenta para esta plaga la distribución geográfica iguiente: (s

Asia Bangladesh, presente (nativa); Brunei Darussalam presente; Camboya, presente (nativa); China, presente (nativa); Guangdong China, presente (nativa); Hong Kong China, presente; Macao China, presente; Shanxi China, presente (nativa); Taiwán, presente; Xizhang (China), presente (nativa); Yunnan China, presente (nativa); India, presente (nativa); Andaman e Islas Nicobar India, presente


(nativa); Andhra Pradesh India, presente (nativa); Assam India, presente (nativa); Bihar India, presente (nativa); Deli India, presente (nativa); Gujarat India, presente (nativa) Punjab India, presente (nativa); Karnataka India; presente (nativa); Kerala India, presente (nativa); Madya Pradesh India, presente (nativa); Maharashtra India, presente (nativa); Orissa India, presente (nativa); Tamil Nadu India, presente (nativa); Tripura India, presente (nativa); Uttar Pradesh India, presente (nativa); Bengal Oeste India, presente (nativa); Indonesia, presente; Java Indonesia, presente; Nusa Tenggara (Islas Sunda Menores) Indonesia, presente; Papúa Barat Indonesia, presente; Sulawesi Indonesia, presente; Sumatra Indonesia, presente; Japón, presente; Archipiélago Ryukyu (islas Amami, islas Okinawa e islas Sakishima) Japón, presente; Laos, presente (nativa); Líbano, presente; Malasia, presente (nativa); Malasia Peninsular, presente (nativa); Islas Maldivas, presente (nativa); Myanmar, presente (nativa); Nepal, presente (nativa); Omán, presente; Pakistán, presente (nativa); Filipinas, presente; Arabia Saudita, presente; Singapur, presente (nativa); Sri Lanka, presente (nativa); Tailandia, presente (nativa); Emiratos Árabes Unidos, presente; Vietnam, presente (nativa); Yemen, presente; Socotra o Socotora Yemen, presente.

África Argelia, presente; Benín, presente (introducida); Burkina Faso, presente (introducida); Camerún, presente (introducida); República Centroafricana, presente (introducida); Chad, presente (introducida); República Democrática del Congo, presente (introducida); Congo, presente (introducida); Costa de Marfil, presente (introducida); Egipto, presente (introducida); Gabón, presente (introducida); Gambia, presente (introducida); Kenia, presente (introducida); Liberia, presente (introducida); Níger, presente (introducida); Nigeria, presente (introducida); Senegal, presente (introducida); Seychelles, presente (introducida); Somalia, presente (introducida); Sudán, presente (introducida); Tanzania, presente (introducida); Zanzíbar Tanzania, presente (introducida); Zambia, presente (introducida).

54

Centro América y el Caribe Anguila, presente (introducida); Antigua y Barbuda, presente (introducida); Aruba, presente (introducida); Bahamas, presente (introducida); Barbados, presente (introducida); Belice, presente (introducida); Islas Vírgenes Británicas, presente (introducida); Curazao, presente (introducida); Dominica, presente (introducida); República Dominicana, presente (introducida); Granada, presente (introducida); Guadalupe, presente (introducida); Haití, presente (introducida); Jamaica, presente; Martinica, presente (introducida); Montserrat, presente (introducida); Antillas Holandesas, presente (introducida); Puerto Rico, presente (introducida); San Cristóbal y Nieves, presente (introducida); Santa Lucía, presente (introducida); San Vicente y Las Granadinas, presente (introducida); San Martín, presente (introducida); Trinidad y Tobago, presente (introducida); Islas Vírgenes de los Estados Unidos, presente (introducida).

Norte América México (Baja California, Jalisco, Nayarit), presente (introducida);EUA., presente (introducida); California EUA, presente (introducida); Florida EUA, presente (introducida); Hawai EUA, presente (introducida).


Sur América Guyana Francesa, presente (introducida); Guyana, presente (introducida); Surinam, presente introducida); Venezuela, presente (introducida). (

Oceanía Australia, presente (introducida); Territorio del Norte australiano, presente (introducida); Queensland Australia, presente (introducida); Australia Meridional, presente (introducida); Australia Occidental, presente (introducida); Palaos, presente; Estados Federados de Micronesia, presente (introducida); Guam, presente (introducida); Papúa Nueva Guinea, presente; Samoa, presente (introducida); Islas Salomón, presente; Tonga, presente (introducida); Tuvalu, presente (introducida); Vanuatu, presente; Territorio de las Islas del Pacífico, presente (introducida).

Notas sobre distribución ge En CABI (2005) se cita que M. hirsutus probablemente es originaria del sur de Asia y ha sido introducida accidentalmente a otras partes del mundo (más recientemente en California y Florida, EUA; México y el Caribe), se agrega que no existen razones de por qué la plaga no ha sido capaz de colonizar el sur de Europa y partes del Medio Oriente, donde aún no se ha reportado (por ejemplosrael).

ográfica

I 55

BIOLOGÍA, ECOLOGÍA Y HÁBITOS Biología En CABI (2005) se cita que en algunos lugares (Egipto; Bihar, India,) la reproducción principal de M. hirsutus se ha reportado como partenogénica; sin embargo, en Bengala Occidental, India, se ha registrado el tipo de reproducción sexual (biparental) como la principal (Ghose 1972), por lo que se considera este tipo de reproducción el predominante en las islas del Caribe [y por consecuencia en América]. Algunos investigadores asumen que la reproducción de la cochinilla está restringida al mbito sexual (Chong et al. 2008), con una relación entre sexos de aproximadamente 1:1 á(Meyerdirk et al. 2003,). De acuerdo con Persad y Khan (2002) M. hirsutus produce un promedio de 178 huevos (con un máximo de 280 huevos) durante su vida. Aunque también hay reportes de posturas por hembra adulta de M. hirsutus de 84‐654 huevos (Ghose, 1972), lo cual depende del tipo de hospedante y durante un período aproximado de 6‐8 días (Mani, 1989). Los huevos son depositados dentro de un ovisaco blanco y algodonoso, el cual llega a cubrir por completo a la hembra adulta y donde se antienen en estrecho contacto (Meyerdirk et al. 2003). Después de la postura los huevos closionan en 3‐8 días (Gme hose 1972). Maconellicoccus hirsutus presenta tres estadios inmaduros (ninfales) de desarrollo en la hembra y cuatro en el macho (Ghose 1972) (Figuras 11 y 12). El primer estadio ninfal de la hembra (caminante) dura en promedio 6.71 días (±0.47), el segundo 6.55 (±0.52), y el tercero 7.9 (±0.79)


días; en el macho el primer estadio dura en promedio 6.60 (±0.50), el segundo 6.51 (±0.51), el tercero 1 día, y el cuarto 5.59 (±0.69) días. Las ninfas macho y hembra pueden distinguirse al final el segundo estadio, ya que los machos producen pupas algodonosas (pupario), estas formas son

89).dmás pequeñas y delgadas que las de las hembras adultas (Mani, 19 Una generación de CRH se completa en aproximadamente 35 días en condiciones cálidas; no obstante, en condiciones de laboratorio se han observado ciclos de 25 a 26 días (Mani, 1989). Se ha calculado que pueden darse hasta 15 generaciones por año (CABI 2005). En condiciones de frío, la especie sobrevive en estado de huevo u otros estados, ya sea en el hospedante o en el suelo (CABI 2005). En Egipto se han estimado solo tres generaciones de CRH, cada una de las cuales requiere de 10 a 22 semanas, dependiendo de la estación del año (Amin y Youssef 2004). En Florida, EUA, se han detectado picos de máxima actividad poblacional de CRH a finales de agosto y principios de octubre (Hall et al. 2008). Meyerdirk et al (2001) cita que las cochinillas recién salidas del huevo (juvenil rastreador, caminante o primer estadio ninfal) son móviles, estas se instalan en el hospedante y comienzan su desarrollo, que se prolonga por 10 a 22 días. Agrega que aunque los juveniles rastreadores prefieren las partes apicales y las regiones tiernas del hospedante, en condiciones de campo y con altas densidades poblacionales de esta plaga, las partes más viejas de las plantas, incluyendo tallos de troncos (Figuras 1 y 6), hojas, pecíolos, raíces, tubérculos, e inclusolas vainas, pueden albergar poblaciones abundantes de juveniles rastreadores.

Ecología El insecto forma colonias densas en grietas y huecos. La deformación severa causada por la cochinilla en los brotes nuevos de los hospedantes (Figuras 5, 8‐10), crea un micro hábitat para la plaga que le permite protegerse de ciertos enemigos naturales, especialmente de depredadorescoccinélidos (CABI 2005).

56

Relaciones ínter específicas positivas Las infestaciones de M. hirsutus comúnmente tienen una asociación de simbiosis con varias especies de hormigas (Figuras 1 y 7). En esta asociación las hormigas como Oecophylla sp., Iridomyrmex sp. y Solenopsis sp., recolectan sustancias azucaradas excretadas por las cochinillas; a cambio las hormigas protegen a las cochinillas de sus enemigos naturales (CABI 2005). En la India se ha observado a la hormiga Monomorium indicum, proporcionando atención a ninfas y hembras en maduración de CRH por las mielecillas; también se ha observado que la hormiga no atiende a las ninfas machos en su último estadio ninfal, tampoco a hembras grávidas que ya han comenzado a poner huevos, debido a que estos ya no producen mielecillas (Meyerdirk et al. 2001). De acuerdo con Mani (1989), se han reportado alrededor de 12 especies de hormigas asociadas con M. hirsutus, las cuales reducen la efectividad de los enemigos naturales.


57

Relaciones ínter específicas negativas En la literatura se citan al menos 30 especies de enemigos naturales de M. hirsutus. Estos pertenecen a 11 familias en 6 órdenes, reportados en India y Egipto, que incluyen himenópteros arasitoides; así como heterópteros, neurópteros, lepidópteros, dípteros y coleópteros como

Fig. 1. Colonia de M. hirsutus atendida por una hormiga en una asociación mutualista con la plaga (cortesía de O. Sosa).

pdepredadores (CABI 2005) (Cuadro 2). En programas de control biológico de M. hirsutus en el ámbito internacional se han empleado exitosamente el coccinélido depredador Cryptolaemus montrouzieri y los himenópteros Anagyrus amali y Gyranusoidea indica (CABI 2005). Por otro lado, en países con inviernos fríos, se ha usado

occivora ykel escarabajo depredador Scymnus c el parasitoide himenóptero Anagyrus dactylopii. Se ha observado que los adultos de M. hirsutus tienen capacidad de encapsular y matar hasta el 60% de los huevos puestos en sus cuerpos por A. kamali, aunque los primeros estadios de la cochinilla tienen menos capacidad de defensa en este sentido. A. kamali es un endoparasitoide solitario que ataca a un estrecho rango de hospedantes (Kairo et al. 2000); parasita a todos los estados dedesarrollo de M. hirsutus, pero prefiere las hembras adultas para su oviposición (CABI 2005).


Cuadro 2. Lista de enemigos naturales de M. hirsutus reportados en la literatura.

Nombre Tipo de enemigo natural

Orden/familia Lugar de

origen

Estado de M.

hirsutus que ataca

Referencias y notas

Alamella flava Agarwal

Parásito/ parasitoide

Himenóptera/ Encyrtidae

India CABI 2005; de menor importancia (Mani et al. 1987, citados por Meyerdirk

58

et al. 2001) Allotropa citri Parasitoide Himenóptera/

Platygasteridae India Mani 1989

Allotropa japonica Ashmead


Himenóptera/ Platygasteridae

India CABI 2005; de menor importancia, Mani et al. 1987, citados por Meyerdirk et al. 2001

Anagyrus agraensis Saraswat, 1975

Parasitoide Himenóptera/ Encyrtidae

Región Oriental (Guam)

Cross y Noyes 1995, citadospor Meyerdirk et al. 2001. Simpátrico a A. dactylopii y A. kamali (Meyerdirk et al. 2001)

Anagyrus dactylopii (Howard)



Hong Kong

Adulto CABI 2005; Se ha encontrado que parasita hasta el 70% del tercer estadio y a hembras adultas de CRH en uva (Mani 1989)

Anagyrus fusciventris


Australia/Nueva Zelanda

Noyes y Hayat 1994. Se cree que pudo haber sido introducido a Hong Kong, donde un espécimen fue criado en CRH en Oleander [Nerium oleander] (Meyerdirk et al. 2001)

Anagyrus greeni


India Mani 1989

Anagyrus kamali Moursi



Java Adulto CABI 2005; Introducido a Egipto, donde pudo ser la causa de la declinación de la población de CRH, a la que parasitó del 66 al 100%. En muchos lugares la cochinilla desapareció completamente (Mani 1989)

Anagyrus mirzai


India Noyes y Hayat 1994. Parasitoide no muy bien conocido para CRH (Meyerdirk et al. 2001)

Anagyrus pseudococci


Egipto, Arabia Saudita

Noyes y Hayat 1994


Estado Tipo de Lugar de M.

Nombre enemigo Orden/familia de hirsutus Referencias y notas natural origen que

59

ataca Anagyrus sp. Parasitoide Himenóptera/

Encyrtidae India Se ha encontrado que

parasita 19 a 47% de cochinilla en cultivos de fibra (Mani 1989)

Anagyrus sp. Parasitoide Himenóptera/ Encyrtidae

Hawai Beardsley 1985, citado por Meyerdirk et al. 2001; menos abundante que A. kamali con quien puede estar asociado (Meyerdirk et al. 2001)

Aphelin p. us s Parasitoide Himenóptera/ Aphelinidae

India Mani 1989

Autoba (= Eublemma) silicula (Swinhoe, 1897) [= Autoba saturata Warren, 1913]

Depredador Lepidoptera/ Noctuidae

India Ninfa, adulto

CABI 2005; Mani 1989

Brinckochrysa scelestes

Depredador Neuroptera/ Chrysopidae

India Ninfa, adulto


Brumoides suturalis

Depredador Ninfa, adulto

CABI 2005

Brumus suturalis

Depredador Coleoptera/ Coccinellidae

India Mani 1989

Cacoxenus multidentatus Tsacas y Chassagnard 1999

Parásito/ parasitoide (depredador?)

Díptera/ Drosophilidae

CABI 2005

Cacoxenus perpicaux

Depredador Díptera/ Drosophilidae

India Mani 1989

Chartocerus sp.

Parasitoide Himenóptera/ Signiphoridae

India Mani 1989; de menor importancia (Mani et al. 1987, citados por Meyerdirk et al. 2001)

Cheiloneurus sp.


India Mani 1989

Chrysopa scelestes (= Brinckochrysa scelestes (Banks))

Depredador Neuróptera/ Chrysopidae

India Rao et al. 1984, citados por Meyerdirk et al. 2001




60

ataca Chrysopa sp. Depredador Neuróptera/

Chrysopidae India Mani et al. 1987, citado por

Meyerdirk et al. 2001

Chrysoperla carnea


Egipto Mani 1989

Chrysoperla sp.


USA Hunter 1994, citado por Meyerdirk et al. 2001; se liberan en la fase de huevo, a razón de 1,000 huevos por 93 m2 (pueden ser necesarias liberaciones repetidas) (Acosta 1996, citado por Meyerdirk et al. 2001)

Chrysopa sp. Depredador Neuróptera/ Chrysopidae

India Mani 1989

Coccodiplosis smithi

Depredador Díptera/ Cecidomyiidae

Papúa Nueva Guinea

Greve e Ismay 1983, citadospor Meyerdirk et al. 2001

Conwentzia psociformis

Depredador Neuróptera/ Coniopterygidae

Egipto Mani 1989

Cryptolaemus affinis

Depredador Coleóptera/ Coccinellidae

Papúa Nueva Guinea

Greve y Ismay 1983, citadospor Meyerdirk et al. 2001

Cryptolaemus montrouzieri Mulsant


Australia

Adulto, huevo, larva, ninfa, pupa

CABI 2005; Mani 1989; este depredador no resultó efectivo en Egipto, probablemente debido a una pobre sobrevivencia en invierno, pero ha sido efectivo en India a razón de 1000/ha. Las larvas de depredador pueden devorar hasta 1500 ninfas de cochinilla durante su desarrollo. Puede resultar afectado adversamente por bajas temperaturas. Diclorvos y clorpiripfos son relativamente no tóxicos para esta especie (Mani 1989)

Diadiplosia indica


India

Mani 1989. Las larvas comen huevos, ninfas y hembras grávidas. Ponen los huevos holgadamente sobre el ovisaco de la




61

ataca cochinilla rosada (Misra 1920, citado por Meyerdirk et al. 2001)

Diadiplosia sp. Depredador Díptera/ Cecidomyiidae

Egipto Mani 1989

Domomyza perspicax


CABI 2005

Erioporus aphelino ides

Parasitoide Himenóptera/ Aphelinidae

India Mani 1989

Eublema sp. Depredador Lepidóptera/ Noctuidae

Egipto Mani 1989

Eublemma gayneri Roths.

Depredador Lepidóptera/ Noctuidae

África Ninfa, adulto

CABI 2005. Se reporta como plaga de sorgo (gusano telarañero) en África

Eublemma geyri


Egipto Mani 1989

Eublemma trifasciata


India Ninfa, adulto

CABI 2005; Mani 1989. Las orugas depredan ninfas y hembras que devoran ávidamente y pupan en medio de las colonias de cochinillas, pero pueden volverse presas de moscas drosofílidas. (Misra 1920, Meyerdirk et al. 2001)

Geocoris tricolor

Depredador Hemíptera/ Coreidae

India Mani 1989

Gyranusoidea indica Shafee, Alam & Agarwal

Parásito/parasitoide


Larva CABI 2005

Gyranusoidea mirzai



Gyranusoidea mirzai (Agarwal)

Parásito/parasitoide


CABI 2005

Hippodamia convergens


USA

Acosta 1986, citado por Meyerdirk et al. 2001. Puede manejarse en la etapa adulta, se recomiendan 72,000 mariquitas (3.7854 l) en 4 a 8 ha, las condiciones ideales son 16 a 22 °C,




62

ataca pueden ser almacenadas por 1 a 3 semanas a 1.66 a 7.22 °C (Meyerdirk et al. 2001)

Hyperaspis maindroni


India Ninfa, adulto


Laterospora phenacocca

Patógeno parásito

Ninfa, adulto

CABI 2005; Haldar et al.1988, citados por Meyerdirk et al. 2001

Leptomastix phenacocci


Java Mani 1989; Puede ser hiperparasitado por Achrysopophagus javanicus, A. annulatus, y Eriaporus aphelinoides (Mani 1989, citado por Meyerdirk et al. 2001)

Leptopilina sp. Parasitoide Himenóptera/ Eucoilidae


Mallada boninensis


India Ninfa, adulto


Melanophthalma carinulata

Depredador Coleóptera/Lathridiidae

Egipto Mani 1989

Menochilus sexmaculata


India Mani 1989

Nephus fijiensis


CABI 2005

Nephus regularis


India RAPCPM 1995, citado por Meyerdirk et al. 2001

Oxynychus erythrocephalus

Depredador Coleóptera/Coccinellidae

Egipto Mani 1989

Phanerotoma dentata

Parasitoide Himenóptera/ Broconidae

Egipto Mani 1989

Procheiloneurus annulatus


Indonesia

Noyes y Hayat 1994

Procheiloneurus javanicus


Indonesia

Noyes y Hayat 1994

Prochiloneurus (= Achrysopophagus) sp.


India Mani 1989

Pseudoscymnus pallidicollis


CABI 2005




63

ataca Pullus ? salomonis


India Greve e Ismay 1983, citadospor Meyerdirk et al. 2001

Rhopus longiclavatus


India Noyes y Hayat 1994

Rodolia cardinalis


Egipto Mani 1989

Scymnus biverrucata


Egipto Greve e Ismay 1989, citado por Meyerdirk et al. 2001

Scymnus coccivora Ramakrishna Ayyar


India Adulto, huevo, ninfa

CABI 2005; Mani 1989. Especies de Scymnus pueden sobrevivir a bajas poblaciones de CRH: no resultan afectadas adversamente por bajas temperaturas. Una sola larva depredadora consume cerca de 60 a 70 ninfas de cochinilla durante un período de desarrollo de más o menos 20 días (Mani 1989)

Scymnus conformis


CABI 2005

Scymnus gratiousus


India Mani 1989; recomendado para control en India, ya que las especies de Scymnus pueden sobrevivir a bajos niveles de poblaciones de CRH y no es adversamente afectado por bajas temperaturas (Mani 1989)

Scymnus nubilis


India Mani 1989

Scymnus padillicollis


India Mani 1989

Scymnus pyrocheilus


India Mani 1989

Scymnus seriacus


Egipto Mani 1989

Scymnus sp. Depredador Coleóptera/ Coccinellidae

Papúa Nueva Guinea

Greve e Ismay 1983, citadospor Meyerdirk et al. 2001

Sericoderus percikanus


Egipto Mani 1989




ataca

64

Spalgis epius (Westwood, 1851). [= Spalgis epeus Westwood, 1851]

Depredador Lepidóptera/ Lycaenidae

India Ninfa, adulto

CABI 2005; Pushpaveni et al.1974, citados por Meyerdirk et al. 2001. Apefly. Las orugas se alimentan con voracidad de ninfas jóvenes de cochinilla. Cada oruga en el estadio de mayor desarrollo es capaz de comer hasta 300 ninfas por día (Meyerdirk et al. 2001)

Sympherobius pygmaeus

Depredador Neuróptera/ Hemerobiidae

Egipto Mani 1989

Triommata coccidivora


India Ninfa, adulto


Hábitos Maconellicoccus hirsutus es poco móvil en cualquiera de sus estadios, su mayor movilidad la tiene en el primer estadio ninfal (juvenil rastreador o caminante); sin embargo, suele fijarse en el ustrato para alimentarse y continuar su desarrollo (CABI 2005). No obstante, Bartlett (1978) ssostiene que los machos en su estado de pupa tienen capacidad de locomoción. Los juveniles rastreadores se establecen en huecos, grietas (Figura 1) y puntos de crecimiento de las plantas (Figuras 2‐5, 7), donde suelen desarrollar poblaciones densas. En los puntos de crecimiento, estos insectos provocan encogimiento de los tejidos que conducen a deformaciones severas, tales como encarrujamiento de hojas, engrosamiento y atrofia en forma de roseta de yemas terminales, (Figuras 3‐5, 8‐10).


Fig. 4. Encarrujamiento de hojas y atrofia de yemas terminales provocado por M. hirsutus en una planta hospedante (cortesía de O. Sosa).

Fig. 2. Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta hospedante (cortesía de O. Sosa).

Fig. 3. Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta hospedante con atrofia de yemas terminales (cortesía de O. Sosa).

65

Fig. 5. Colonia de M. hirsutus sobre brote de hibisco con deformación causada por el ataque de esta plaga. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Fig. 6. Colonia de M. hirsutus sobre tronco de Acacia macracantha (concha). Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Fig. 7. Colonia de M. hirsutus sobre brote de teca y en mutualismo con hormigas. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).


Fig. 10. Daño por M. hirsutus en brotes de mango, con síntomas de deformación en forma de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Fig. 8. Daño por M. hirsutus en brote de naranjo dulce, con síntomas de deformación en forma de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Fig. 9. Daño por M. hirsutus en jitomate con síntomas de deformación en forma de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

66

DISPERSIÓN (ARTIFICIAL Y NATURAL) M. hirsutus no posee gran movilidad por sí misma, los juveniles rastreadores y los machos pueden migrar por medio de corrientes de aire. Las hembras, los juveniles rastreadores y las ninfas son móviles y pueden caminar de hospedante a hospedante (principalmente cuando están en contacto) en el área infestada. Probablemente los machos adultos son atraídos por las hembras por algunos ientos de metros en el mejor de los casos (Misra 1920, citados por Meyerdirk et al. 2001) y tal

ncparece que también permanecen de tro del área infestada (Meyerdirk et al 2001). El primer estadio ninfal (juvenil rastreador) puede sobrevivir aproximadamente un día sin alimentarse; aunque es móvil en este estadio, no puede desplazarse a distancias largas, pero está adaptado para ser transportado por agua, viento y animales (incluyendo al hombre), especialmente uando estos últimos rozan las plantas infestadas; también se ha reportado el transporte por ninfas cde otras especies de piojos harinosos (Ferrisia virgata) (CABI 2005). Entre los casos que se mencionan de dispersión de juveniles rastreadores a largas distancias están: a) dispersión natural por el viento; b) por animales (incluyendo al hombre) como aves o ganado vacuno, que rozan plantas infestadas; c) por el viento cuando arrastra los juveniles rastreadores que se esparcen en el aire por el movimiento de las plantas cuando son cortadas; d) cuando se odan plantas infestadas y los juveniles se adhieren a la ropa, herramientas y otros equipos incluyendo vehículos) de los trabajadores (CABI 2005). p(


Las introducciones accidentales a nuevos países aparentemente ocurren vía material infestado de plantas (CABI 2005). Entre las partes de plantas objeto de comercio, que pueden transportar la laga en diferentes estadios se mencionan: a) corteza, b) frutos, c) medios de crecimiento, d) flores,

) stagos (CABpe) hojas, f) tallos aéreos, g vá I 2005). Como vías de transporte de M. hirsutus a largas distancias también se mencionan: a) Material de plantas ornamentales y de otros cultivos transportados como carga por aire o superficie en medios de transporte (aviones, vehículos, barcos, etc.); b) Material de plantas ornamentales y de otros cultivos, incluyendo flores y frutos, transportados por aire o superficie en equipajes de pasajeros; c) Embalaje de madera con corteza de hospedantes infestados (CABI 2005). Según González, (comunicación personal5) los bulbos, tubérculos, cormos, rizomas y raíces de hospedantes, si están expuestos a M. hirsutus, pueden ser infestados por esta plaga y por consiguiente convertirse en vías de la misma. Agrega que madera (especialmente con corteza) e incluso la semilla botánica de algunas plantas procedentes de áreas con presencia de la plaga, pueden resultar contaminadas yor lo tanto convertirse en vías de M. hirsutus.

p

MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA Los huevos de M. hirsutus varían desde 0.29 a 0.398 mm de largo y de 0.15 a 0.21 mm de ancho, son de color rosado muy tenue, con un extremo claramente rosado (Meyerdirk et al. 2003). La ninfa I (juvenil rastreador) recién salida del huevo, es muy pequeña (0.3 mm de largo) y color rosado claro (CABI 2005). Los estados ninfales son alongados y ovalados; con patas bien desarrolladas y antenas de 6 articulaciones; sin apéndices cerosos marginales, pero ocasionalmente con un poco de secreción cerosa en la parte posterior del cuerpo (Figura 11b); los lóbulos anales son más prominentes que en el adulto (Meyerdirk et al. 2003). Las hembras inmaduras y las hembras recién maduras poseen cuerpos de rosado grisáceo a rojo oscuro, espolvoreados con cera blanca harinosa y con proyecciones cerosas en la parte posterior del cuerpo (Figura 12a). La hembra carece de alas en todas sus fases de desarrollo. En su estadio adulto la hembra es de 2.5 a 4 mm de largo y de 0.9 a 2 mm de ancho, de cuerpo suave, blando, oval alongado y ligeramente aplanado (Figuras 11a y 12a); en la maduración, la hembra comienza a secretar filamentos de cera blancos, pegajosos y elásticos por su abdomen, para formar un ovisaco protector para sus huevos, que se aprecia como una cobertura blancuzca en los puntos de crecimiento del hospedante (Figuras 3, 5) (CABI 2005, Meyerdirk et al. 2003). A medida que la hembra adulta se llena con los huevos rosado salmón, va tornándose de un color más rojo, aunque esto a menudo no es visible, ya que la colonia completa puede llegar a cubrirse por el material ceroso blanco del ovisaco (Figuras 6, 11b y 12b). Cuando la cera pegajosa del ovisaco se separa con una aguja, los grupos de huevos rosados y las hembras rojo oscuro se vuelven visibles (Figura 11a y 12b). En todas las fases este insecto es de color pardo rojizo a rosado, pero con una cobertura de cera harinosa filamentosa blanca, a través de la que puede apreciarse el color del cuerpo; por esta razón es que se le denomina a menudo “cochinilla rosada del hibisco” (Meyerdirk et al. 2001). Las hembras adultas poseen un par de antenas con 9 articulaciones, con pelos gruesos y prominentes en los últimos 3 segmentos; el último segmento antenal es pseudo articulado. No desarrolla flecos o filamentos laterales cerosos ni filamentos distintivos caudales (Figura 12a) (Meyerdirk et al. 2001).

67

5 Héctor González Hernández, Colegio de Postgraduados, Programa de Entomología y Acarología, Montecillo, México.


Los machos, al acercarse al estadio de pupación, son de 1.1 a 1.5 mm de largo por 0.35 a 0.45 mm de ancho, algo alongados y forman una masa floja de filamentos blancos. En el cuarto estadio (pupa) son de 1.25 mm de largo por 0.4 mm de ancho, de color café, con las fundas de las alas desarrolladas, antenas dirigidas hacia atrás y alineadas al margen de la cabeza y el tórax (Meyerdirk et al. 2003). En el estado adulto, los machos son de color rosáceo; sin partes bucales; ojos y ocelos negros, el ocelo inferior un poco más grande; poseen un par de alas muy simples, tornasoladas, que les permiten volar; antenas largas, pilosas, con 10 articulaciones, las últimas tres articulaciones con un pelo grueso prominente al extremo de los últimos tres segmentos; dos filamentos blancos cerosos caudales, cada uno sostenido por dos pelos que llegan a la parte media del filamento, ambos filamentos se proyectan posteriormente (como colas), uno a cada lado del noveno segmento abdominal, son tan largos como el cuerpo del insecto (Figura 13) (CABI 2005, Meyerdirk et al. 2001).

68

a) b)

Fig. 11. Estados de desarrollo de M. hirsutus. a) Rama de hibisco con hembras adultas, huevos y machos (M); b) Brote de hibisco con estadios ninfales I‐III y hembra adulta cubierta por el ovisaco. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).


a) b)

Fig. 12. Colonias de M. hirsutus. a) Hembra adulta joven aún sin haber formado su ovisaco; b) Hembras adultas sobre fruto de coco cubiertas por los ovisacos y con huevos de color rosado. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

69

Fig. 13. Macho adulto de M. hirsutus. Fuente: Fotografía tomada por M. W. Johnson, en Meyerdirk et al. (2003).


SÍNTOMAS Y/O DAÑOS EN EL HOSPEDANTE En CABI (2005) se cita que la saliva inyectada por M. hirsutus en las plantas hospedantes durante el proceso de alimentación, probablemente contiene una sustancia fitotóxica. Meyerdirk et al. (2003) menciona que esta saliva tóxica más el proceso de alimentación directa, pueden causar varios síntomas en el hospedante. En CABI (2005) se añade que las plantas hospedantes difieren en susceptibilidad a esta fitotoxicidad; las especies más tolerantes tienden a infestarse en los puntos de crecimiento y en las axilas del tallo; los rebrotes nuevos de partes infestadas resultan atrofiados, con el espacio entre los nudos y la expansión de las hojas reducido; los tallos atrofiados pueden resultar hinchados (Figura 11b). En las especies de plantas más susceptibles, una ligera exploración por los juveniles rastreadores para seleccionar un sustrato alimenticio en hojas no expandidas, causa un encarrujamiento severo cuando las hojas se desarrollan (Figuras 8‐10), ientras que una infestación establecida puede causar defoliación total y hasta la muerte completa m

de la planta. Según CABI (2005) y Meyerdirk et al. (2003), los síntomas característicos por alimentación en la parte exterior, por partes afectadas de las plantas son en: a) Fruto o vainas: forma anormal, reducción de tamaño, caída prematura (purga), presencia de mielecillas excretada por la CRH sobre la que se desarrolla la fumagina; b) Puntos de crecimiento: malformación, suspensión del crecimiento, apariencia espesa, tupida o compacta; c) Inflorescencia: secado, purga o caída, mielecillas o fumagina; d)Hojas: formas anormales, caídas anormales, marchitamiento, mielecillas o umagina; y e) Tallos: crecimiento anormal, mielecillas o fumagina, en infestaciones severas pueden fobservarse áreas del tallo cubiertas por colonias de CRH (Fig. 6). A medida que la planta muere de las puntas hacia la base, las cochinillas migran hacia los tejidos vivos; así, las colonias migran desde los cogollos a las ramitas, luego de las ramitas a las ramas y inalmente al tronco. El Samanea (Pithecellobium) saman (carreto, cenízaro, cenicero, zorra, árbol

e m o

70

fde lluvia), en particular, resulta sev ra ente afectad (CABI 2005). Síntomas y daños característicos en hospedantes específicos se describen en Meyerdirk et al.2001) y Meyerdirk et al. (2003).

(

SIGNIFICANCIA DE LA PLAGA Relación de los daños o pérdidas observados Los daños de la CRH provienen de la alimentación directa que realiza en brotes jóvenes (de tallos, hojas y flores), donde causa atrofias de crecimiento y distorsiones, incluyendo encarrujamiento de las hojas, engrosamiento de tallos y partes terminales de los cogollos o retoños arracimados; en asos severos, puede ocurrir desfoliación (CABI 2005). Las mielecillas excretadas por la plaga y la c

contaminación con moho holliniento [fumagina] de la fruta pueden reducir su valor (CABI 2005). En CABI (2005) se cita que los costos estimados por las pérdidas anuales en Granada debido al daño de M. hirsutus en los cultivos y el ambiente, ascendieron a $3.5 millones de dólares estadounidenses antes de que se estableciera el programa de control biológico. En los primeros


años de infestación de la CRH en el Caribe, los países afectados sufrieron serias pérdidas en el comercio porque los demás países no aceptaban los envíos agrícolas producidos por ellos. Los costos de las pérdidas globales por CRH que se han estimado en el Caribe para el período 1995‐1998 ascienden a US$18.3 millones de USD, de los cuales US$1.1 millones corresponden al programa de control. En CABI (2005) también se citan pérdidas para ciertas islas: 1) San Cristóbal, período 1995‐1997, con pérdidas totales y costos de US$280,000, con un costo adicional por pérdida de comercio de US$22,000; 2) Santa Lucía, las pérdidas se han estimado en US$67,000; 3) San Vicente y Las Granadinas las pérdidas se han estimado en US$3.4 millones; además se cita que i la CRH se llegara a dispersar en la parte austral de Estados Unidos, las pérdidas estimadas spodrían ascender a US$750 millones de por año. Entre los cultivos y/o plantas que CABI (2005) cita con pérdidas serias debidas a M. hirsutus se encuentran: 1) Algodón en Egipto, con el crecimiento de las plantas algunas veces detenido; 2) Algodón herbáceo y arbóreo en India con reducción en la cosecha; 3) Los cultivos de fibra Hibiscus sabdariffa var. altissima (Agrio de Guinea), H. cannabinus (kenaf) y Boehemeria nivea en Bengal Oeste, India, y Bangladesh, con una reducción de fibra en Agrio de Guinea de 21.4 % y 40% según diferentes autores; 4) Uvas en India, con el 90% de racimos destruidos en el área de Bangalore, ya que los racimos altamente infestados se vuelven no aptos para consumo o comercialización; 5) Gandul en India; 6) Zizyphus mauritiana en India; 7) Hibiscus ornamental en Papúa Nueva Guinea; 8) Cacao en Islas Salomón y Granada; 9) Annona spp., Spondias spp., Abelmoschus esculentus (okra), Mangifera indica (mango), Hibiscus sabdariffa (rosa de Jamaica) en el Caribe; 10) Samanea (Albizia) saman y otros ornamentales importantes para la industria turística, y árboles forestales tales como Hibiscus elatus (majagua) y Tectona grandis (teka) también han resultado afectados en el Caribe y en México. En CABI (2005) también se cita que el transporte de fruta y hortalizas entre las islas del Caribe por comerciantes llegó a un virtual estancamiento con la imposición de restricciones fitosanitarias para la importación de productos frescos, por parte de Trinidad; sin embargo, las nspecciones en origen o previas a la exportación permitieron las importaciones desde algunos

ados

71

ipaíses afect por la plaga. Meyerdirk et al. (2001), citan daños en los hospedantes siguientes: 1) Mora o morera, en ataques severos no quedan más que las ramazones desnudas en el campo; 2) Rosa de Jamaica, drástica reducción en producción de semilla – aproximadamente de 21 a 43%‐ debido a la disminución en cantidad y calidad de las vainas; 3) En algodón afecta adversamente la apertura de la bellota y reduce la producción de las mismas, la reducción del rendimiento oscila entre 58 a 73%; 4) En vid/uva, los retoños y las hojas se deforman debido a la mielecilla producida por la plaga, redisponiéndolos al crecimiento de moho y aglomeración, los racimos altamente infestados se parrugan y caen, en algunos casos el daño puede ser hasta de un 90%. Otras repercusiones de esta plaga que se han reportado han sido sociales y turísticas. En CABI (2005) se cita que en Granada, donde la infestación permaneció sin atención por más de un año, la CRH devastó extensamente plantas ornamentales de campos recreativos y jardines de hoteles; todo esto redundó en pérdidas para la industria turística y en los empleos para esta actividad; se agrega ue este tipo de daños tiene mayor impacto cuando se trata de economías pequeñas, qprincipalmente en islas que dependen del turismo. Meyerdirk et al. (2001) sostiene que en muchos países esta plaga está restringida principalmente a Hibiscus por lo que no causa preocupación, ya que es regulada permanentemente por enemigosnaturales.


Consecuencias en el ambiente y la biodiversidad En CABI (2005) se cita una devastación severa del hábitat natural en Granada, como ejemplo se presenta una plantación de 38 ha de Hibiscus elatus (mahagua) fuertemente afectada en el área de tang; se agrega que por la predominancia de estos árboles en la selva tropical, si la devastación se

rado las veEhubiera extendido, habrían pelig rtientes de agua y los suelos de la isla (Figura 14). Se explica en CABI (2005) que M. hirsutus es altamente invasiva si se introduce en la ausencia de sus enemigos naturales, como se demostró con la rápida dispersión por la mayoría de las islas del Caribe y más allá, a pesar de las restricciones cuarentenarias, por toda la región. Sin los controladores naturales, la CRH tuvo un impacto devastador en la agricultura, bosques naturales y urismo de Granada, afectando el ingreso de divisas, comercio de productos agrícolas, los tecosistemas locales y la economía del agua. En suma, puede decirse que la CRH es capaz de provocar impactos negativos en la biodiversidad, ambiente, cosechas, producción forestal, especies protegidas o raras, fauna nativa, flora nativa, colecciones de plantas y animales, productos de plantas y de animales, comercio y relaciones internacionales, turismo (CABI 2005, Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit yJalisco, México, comunicación personal, 2007).

72

Fig. 14. Árboles de H. elatus (majagua, mahoe

azul) muertos después de fuerte ataque de M. hirsutus en Granada, 1997. Cortesía: Héctor González Hernández, Colegio de Postgraduados.


Manejo Fitosanitario Control biológico Kairo et al. (2000), Meyerdirk et al. (2001), García Valente (2008) sostienen que el control biológico de la CRH con insectos entomófagos, es la solución más adecuada a largo plazo, ya que los plaguicidas no son efectivos. Los enemigos naturales pueden controlar la plaga en una forma segura, tanto para los humanos como para el ambiente. Los enemigos naturales de la CRH se grupan en tres tipos: parasitoides, depredadores y patógenos. Una lista de enemigos naturales eportados en la literatura s oja de datos par e incluye en esta h ara consulta. Cryptolaemus montrouzieri (Figura 15) es nativo del Este de Australia (Bartlett, 1978) y actualmente se encuentra en Nueva Zelanda, Indonesia, Hawai y Puerto Rico, EUA; Egipto, Filipinas, España, Kenia, Perú, África, India. En 1982 se introdujo a California, EUA, desde Australia y de ahí se ha distribuido a otros países (Gautam, 1996). En la India, en ataques severos de M. hirsutus a cultivos como lima ácida y guayaba, se han obtenido reducciones drásticas de esta plaga (por debajo del nivel de daño económico) en uno a dos meses (CABI 2005). En varias islas del Caribe también se introdujo C. montrouzieri para el control biológico de M. hirsutus con resultados xcepcionales (Kairo et al. 2000). En México este depredador dio resultados similares a los del

de laboratorioeCaribe, aunque se obtuvo s comerciales de California, EUA y de Canadá. Sin embargo, en Egipto, C. montrouzieri no fue capaz de sobrevivir al frío del invierno en números suficientes para ser efectivo. En ese país, los principales agentes de control biológico son los parasitoides Anagyrus kamali (Figura 16) y Achrysopophagus sp. En India, donde puede haber inviernos un poco más fríos, los agentes de control biológico usados contra M. hirsutus son los arasitoides Anagyrus dactylopii y los coccinélidos depredadores Scymnus coccivora, S. conformis y

s (CABI 2005

73

pS. gratiousu ). n Egipto, M. hirsutus se mantiene regulada principalmente con el parasitoide Anagyrus kamali E(Mani, 1989), mismo que ha sido introducido a varias islas del Caribe (Kairo et al., 2000). En CABI (2005) se señala que los plaguicidas aplicados para controlar otros insectos pueden reducir las poblaciones de los enemigos naturales de M. hirsutus y permitir el resurgimiento de la plaga; se agrega que para la cría masiva de enemigos naturales de M. hirsutus, este piojo harinoso se puede criar sobre frutos de calabaza, especialmente las variedades con la superficie rugosa calabaza japonesa Cucurbita moschata var. chirimen, Cucurbita pepo var. Turbinata) y sobre brotes (

de papa irlandesa. Se ha encontrado que el impacto negativo en nuevas áreas invadidas por M. hirsutus puede ser reducido al mínimo si la plaga se identifica lo antes posible, de tal modo que los agentes de control biológico se puedan introducir con la mayor prontitud (CABI 2005). Se ha reconocido el éxito que se obtuvo en el control biológico de CRH en varias islas del Caribe con el depredador coccinélido Cryptolaemus montrouzieri y el parasitoide Anagyrus kamali (Kairo et al. 2000). Gran parte de este éxito es atribuible a características de estos enemigos naturales como su reproducción, que es al menos dos veces más rápida que la de M. hirsutus (Persad y Khan 2002); así, las poblaciones de esta plaga se pueden reducir entre 82 y 97%. Los parasitoides usados contra M. hirsutus han sido más efectivos en condiciones tropicales, subtropicales, y semidesérticas. Teniendo en cuenta que el uso


desmedido de plaguicidas puede eliminar a los enemigos naturales, es importante el apoyo del úblico que, como en Trinidad y Tobago, ayudó en la liberación de agentes de control biológico y en pla destrucción de plantas hospedantes (Kairo et al. 2002). Se apunta que las colonias de M. hirsutus que se esconden en rendijas, similares a las desarrolladas por las calabazas, pueden ser de acceso difícil o imposible para el ataque de los enemigos naturales, especialmente cuando se trata de coccinélidos depredadores grandes. Esto puede limitar el éxito de os agentes de control biológico en la regulación de las poblaciones de cochinillas, ya que no pueden lentrar en contacto con la plaga (CABI, 2005). En Papúa Nueva Guinea, se ha observado que la protección por hormigas a la CRH, afectó el grado de ataque de los parasitoides sobre la misma. A mayor agresividad de las hormigas asociadas, fue más bajo el parasitismo: por lo que se sostiene que la efectividad de los enemigos naturales en la egulación de poblaciones de M. hirsutus, puede aumentarse si se controlan las hormigas que rasisten a esta plaga (CABI 2005). La resistencia de las plantas hospedantes es una medida que también se ha adoptado para evitar el daño de la plaga. En Egipto, las variedades de uva Romi y Banati resultaron susceptibles al ataque e M. hirsutus; mientras que la variedad Moscati resultó la más tolerante y la menos afectada (CABI 005). d2

74

Control químico Se menciona que las aspersiones de plaguicidas contra M. hirsutus son poco efectivas, por el hábito de refugiarse en grietas y la cubierta cerosa de su cuerpo (CABI 2005, Meyerdirk et al. 2001). Se ita que la penetración de plaguicidas se dificulta aún más cuando la cochinilla está protegida por el covisaco, el cual se compone de filamentos cerosos (Meyerdirk 2001). Los plaguicidas sistémicos y los reguladores del crecimiento son probablemente los más efectivos. Cualquier plaguicida que se pretenda usar contra M. hirsutus tiene que seleccionarse cuidadosamente para evitar el daño a sus enemigos naturales, ya que estos son importantes para el mantenimiento de la plaga a bajos niveles y a largo plazo. El primer estadio ninfal es el más susceptible al tratamiento con plaguicidas, ya que su cuerpo tiene poca cera. Sin embargo, la ayoría de plaguicidas son altamente tóxicos para el principal agente de control biológico, m

Anagyrus kamali (CABI 2005). Los programas de manejo integrado contra M. hirsutus también han dado resultados (CABI 2005). Algunos de estos programas han consistido en emplear agentes de control biológico como A. kamali, complementados con otros agentes de control biológico como los depredadores C. montrouzieri y Scymnus coccivora; aunque si las poblaciones de M. hirsutus alcanzan altos niveles o rebasan el mbral económico de daño, se emplean en forma temporal plaguicidas tales como diclorvos (DDVP) clorpirifos (Lorsban). uo


Riesgo Fitosanitario Las plantas y material vegetativo de las mismas importados de áreas infestadas por M. hirsutus, resentan los riesgos más altos para países o áreas no infestadas localizados entre los 7 y 30° de platitud (CABI 2005). La introducción accidental a nuevos territorios es altamente posible por el movimiento de material infestado de plantas vivas (ornamentales como el hibisco), transportado en diferentes medios (marítimo, aéreo, terrestre) y modalidades (por ejemplo correo, equipaje). Entre las plantas y ateriales de las mismas también se mencionan flores de corte, materiales de propagación

s y hortalimvegetativa y otros como cultivo de meristemos, fruta zas (CABI 2005). ebido a que no se conocen efectos benéficos de M. hirsutus, parece improbable que ocurra una ntroducción deliberada de este insecto, excepto para propósitos mal intencionados (CABI 2005). Di

DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN

75 Métodos de inspección y diagnóstico Se recomienda examinar las plantas o sus partes, especialmente en los puntos de crecimiento para verificar distorsiones, deformaciones, crecimientos arracimados que contengan cera blanca lanosa, huevos y ninfas muy pequeñas de color rosado salmón y fumagina o mielecilla pegajosa. La mielecilla producida por la cochinilla puede atraer hormigas asistentes o nodrizas. La colonia completa de cochinillas tiende a cubrirse por material ceroso del ovisaco que es blanco, pegajoso, elástico y lanoso (Figuras 5 y 12b). Cuando la cera pegajosa del ovisaco se separa con una aguja, pueden visualizarse grupos de huevos rosados y hembras rojo oscuro. En infestaciones masivas, las masas blancas de cera que ocultan a las cochinillas pueden ocurrir en las axilas y en ramas y tallos. Para un adecuado examen es esencial contar con buenas condiciones de iluminación y el uso de lupas (preferentemente con aumentos de 10X). Uno de los hospedantes más comunes o preferenciales de la cochinilla rosada es el Hibiscus rosasinensis (hibisco, pacífico, clavel de China, belisco); por lo que constituye un magnífico hospedante para el monitoreo y detecciones

d e la plaga (CABIotempranas cuando se intro uc 2005). La identificación correcta de M. hirsutus debe realizarse bajo el microscopio de luz, compuesto, mediante el examen de hembras adultas montadas permanentemente en laminillas con bálsamo de Canadá y el empleo de claves taxonómicas, aunque también existen claves para los inmaduros de esta especie (Gullan 2000, Miller 2001). Entre las características que se observarán al microscopio compuesto en conjunto pueden mencionarse: presencia de antenas de 9 segmentos, barras esclerosadas del lóbulo anal, numerosos conductos dorsales con anillo oral en todas las partes del cuerpo (Figura 17); las setas dorsales flageladas son importantes para reconocer a esta especie en partes del mundo donde otras especies del género Maconellicoccus no ocurren (CABI 2005). NOTA: n el Apéndice 2 se describe el procedimiento para la preparación de montajes de hembras adultas e M. hirsutus en laminillas y se proporciona una clave para su identificación.

Ed


Las claves taxonómicas para todas las especies del género Maconellicoccus pueden consultarse en Williams (1996); para la identificación de estados inmaduros de M. hirsutus pueden consultarse las claves de Gullan (2000) y Miller (2001). Para las claves de familias y géneros de Pseudococcidae incluyendo una diferenciación para Maconellicoccus hirsutus puede consultarse a Watson yChandler (2000).

76

Fig. 15. Adulto de Cryptolaemus montrouzieri alimentándose sobre Maconellicoccus hirsutus. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

Fig. 16. Adulto de Anagyrus kamali sobre colonia de M. hirsutus. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).


77

Fig. 17. Morfología de la hembra adulta de M. hirsutus (tomado de Watson y Chandler 2000).


78

Guías para la Vigilancia ntre los objetivos de la vigilancia para cochinilla rosada, en áreas o países donde no se encuentra resen , pEp

te ueden mencionarse:

a) Detectar y verificar, cuanto antes, cualquier entrada o introducción de la misma; b) Una vez detectada la plaga, por muestreo directo en plantas o por el uso de trampas con

feromona sexual sintética, determinar si es posible, el origen de la incursión, delimitar el área infestada y caracterizarla junto con la población de plaga [fisiografía; suelos; clima de la zona (condiciones climáticas imperantes y esperadas en el corto plazo); hospedantes (identificación, distribución, abundancia); población de plaga (dispersión,

s de control biológico y de incidencia, daños, comportamiento, presencia de agentehormigas); vías identificadas (considerando su frecuencia de movilización)];

c) Delimitar el área que podría funcionar como zona tampón; para d) Recabar información necesaria que puedan determinarse las áreas en peligro (con base en un ARP);

f) Recabar información necesaria para determinar las áreas que podrían ser controladas, l las áreas que podrían estar bajo cuarentena y las posibles zonas para e establecimiento

de puestos de control o verificación; g) Recabar información para la toma de decisiones sobre las técnicas y estrategias de

control a emplear (erradicación, contención, control químico, control biológico, restricciones, prohibiciones y la forma de ejecutarlas).

Meyerdirk et al. (2001) recomiendan que para cualquier encuesta debe considerarse la lista de hospedantes reportados (ver Apéndice 4 de este plan de contingencia) y las especies locales de plantas que pudieran ser hospedantes. Los cambios en la preferencia de hospedantes que experimenta la cochinilla rosada probablemente ocurren como una respuesta a cambios en el hábitat, ambiente, e interacciones con el complejo local de flora, fauna, depredadores y parasitoides. or último, es necesario que los encuestadores elaboren una lista local de hospedantes basada en Plos hallazgos locales que realicen. Hay dos formas llevar a cabo encuestas de detección para cochinilla rosada, éstas son: 1) visual (Meyerdirk et al. 2001); 2) mediante trampas con feromona sexual sintética (Vitullo et al. 2007; Hall et al. 2008). La encuesta visual es efectiva, si se presta atención a los hospedantes preferenciales. En el Caribe por ejemplo, entre los hospedantes reportados como más comunes se encuentran Acacia spp., algodón, hibisco (clavel de China, Pacífico), majagua, uva de playa y guanábana. Se recomienda realizar las encuestas de detección en lugares residenciales, hoteles y tros lugares comerciales o en campo abierto y a lo largo de las playas marítimas (Meyerdirk et al. o2001). Cuando se realizan encuestas visuales de detección, deben revisarse las partes de las plantas hospedantes preferidas por M. hirsutus, por ejemplo: los brotes terminales (cogollos) en hibiscos

algodón; l(Apéndice 8, Formularios 7 y 8), Acacia spp. y os frutos en guanaba y las uniones de las hojas con el tallo, la hoja y sus nervaduras en la uva de playa (Meyerdirk et al. 2001). Debido a que en el apareamiento la hembra de M. hirsutus libera una feromona sexual para atraer al macho, en las encuestas también se emplean trampas con feromona sexual sintética. Las trampas pueden emplearse para determinar la densidad de población de cochinilla rosada en un área local y en la delimitación de zonas para demostrar presencia o ausencia de la plaga a través de encuestas (visuales) de detección.


Los procedimientos para la preparación y empleo de las trampas de feromonas en las encuestas de ochinilla rosada del hibisco pueden consultarse en Meyerdirk et al. (2001) o en Meyerdirk et al. c(2003), así como el Apéndice 5 inciso C de este plan de contingencia. Cuando los encuestadores (inspectores) u otras personas encuentren por primera vez casos sospechosos de cochinilla rosada (ver Apéndice 2 de este plan de contingencia en el que se incluye una guía para el reconocimiento diferencial en campo de M. hirsutus entre varias especies de piojos harinosos), deberán apresurarse a hacerlo del conocimiento de las autoridades fitosanitarias ONPF) del país respectivo, a fin de que se tomen las medidas fitosanitarias de emergencia ertinentes. (p

MANEJO DEL RIESGO Es recomendable que los servicios de cuarentena posean la lista actualizada de los países con presencia de cochinilla rosada, a fin de regular el comercio de plantas y partes de plantas vivas o sus productos, procedentes de estos países. El material de propagación de especies de plantas hospedantes de M. hirsutus debería inspeccionarse en el período de crecimiento previo al envío, para certificarlo como libre de infestación de la plaga. El Certificado Fitosanitario deberá garantizar la ausencia de la plaga en los envíos de plantas o de sus productos. Cualquier envío de plantas frescas procedentes de áreas o países infestados a otra área o países libres de la misma, donde ueda desarrollarse M. hirsutus, debería inspeccionarse exhaustivamente para verificar la ausencia presencia de la plaga (CABI 2005).

79 po

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APÉNDICE 2

DIAGNÓSTICO DE Maconellicoccus hirsutus Reconocimiento en Campo En las Figuras 18a‐c, se presentan características morfológicas de varias especies de Pseudococcidae de importancia económica y de distribución cosmopolita que pueden ser útiles para establecer un diagnóstico diferencial de campo de M. hirsutus.

81

Fig. 18a. Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).

Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus

82

Fig. 18b. Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).


83

Fig. 18c. Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).


Las características principales de la cochinilla rosada que deben tenerse en cuenta en un reconocimiento de campo son las siguientes: Huevos:

− Los huevos se encuentran en grupos o masas entretejidos mediante una red protectora de fibras cerosas de apariencia algodonosa (ovisacos) que llegan a cubrir por completo a la hembra adulta de M. hirsutus (Figuras 12b y 19);

84

− El ovisaco es blanco, casi el doble de largo que de ancho, redondo en las puntas y

−

más o menos circular en la sección central; Los huevos son de color rosado muy tenue, pero rosado encendido en un extremo

− lgo cubierta o generalmente moteada por pequeños dos del ovisaco;

Fig. 19. Hembra adulta de M. hirsutus con oviscaco y huevos expuestos. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).

La superficie, aparentemente, afilamentos algodonosos adheri

− Largo 0.35 mm; ancho 0.2 mm.


Estados ores o caminantes): ninfales (rastread

− − Alongados y ovales;

− e ;Color rosado claro; Patas bien desarrolladas y antena d 6 articulaciones

− e con un poco de secreción Sin apéndices marginales, pero ocasionalmentlgodonosa en la región anal;

− óbulos anales más prominentes que en el adulto. aL

Hembras adultas:

Largo de 2 a 3.5 mm; ancho 0.9 a 2 mm; − c on harinosa, r −

Color rojizo, ubierta c una capa blanca, cerosa, rala que permite ve a través de ella, el color del cuerpo es rojo oscuro;

− Puede estar presente una secreción algodonosa en el extremo posterior de su cuerpo;

− ción en el último segmento, entos;

Antenas de nueve articulaciones, con pseudo articulan los tres últimos segm

− longado y oval; con pelos gruesos prominentes e

− Ausencia de alas, cuerpo ligeramente ain filamentos cerosos laterales;

− in filamentos caudales diferenciados. SS

85

Macho (pupa, cuarto estadio):

− − Algo alongado;

− Largo de 1.25 mm; ancho 0.4 mm;

− Color pardusco; undas o paquetes de las alas desarrollados;

− ntenas dirigidas hacia atrás y alineadas al margen de la cabeza y del tórax. FA

Macho adulto:

− − Color rosado;

− Ojos y ocelos negros, el ocelo ventral ligeramente más grande; Dos alas tornasoladas;

− Dos filamentos cerosos caudales blancos, algo gruesos y del largo del resto del insecto, cada filamento sostenido por dos setas de la mitad del largo del filamento;

− ntenas de 10 articulaciones, últimas tres articulaciones con muchas setas, con una eta gruesa prominente en la extremidad de las tres últimas articulaciones. As


Las plantas, productos vegetales u otros artículos que pueden albergar la cochinilla rosada se presentan en varias secciones del Apéndice 1 sobre “Descripción de la plaga” y en el péndice 4 sobre la “Lista ampliada de hospedantes de la cochinilla rosada del hibisco A

(Maconellicoccus hirsutus)”. Las síntomas causados por la cochinilla rosada en las plantas hospedantes, las partes de la planta preferidas por esta plaga, las fases o etapas de desarrollo más visibles, los lugares de concentración y distribución de las poblaciones del insecto en el hospedante y los métodos ara detectarla pueden consultarse en el Apéndice 1 sobre “Descripción de la plaga” de este ocumento. pd

Toma y Manejo de Muestras Entre las responsabilidades que deben hacerse del conocimiento del personal que se dedique a la toma de muestras están las siguientes: a) Recolectar las muestras apropiadas para asegurar que el diagnóstico se haga lo más pronto posible y colocarlas en frascos con alcohol al 70% o 95%; b) Verificar que las muestras se encuentren debidamente etiquetadas antes del empaque; c) Verificar las medidas de seguridad para el empaque y transporte de las muestras; d) Apuntar en la libreta de campo datos adicionales observados en los sitios donde se recolecten los especímenes (por ejemplo, evaluación visual de las plantas afectadas, síntomas observados, referencias para las fotografías si se han tomado, atos descriptivos del sitio y su localización, nombre del colector, propietario o rrendatario del inmueble).

86

da

Materiales y equipo recomendado para el registro, toma y manejo de

uestm

ras6

− Viales (frascos de vidrio con tapón de rosca = screw cap vials). Diámetros de 15 a 25 mm y longitudes de 60 a 95 mm;

− partir de );

Alcohol etílico o isopropílico al 70% o 95% (el etílico puede prepararse avenden en las farmacias

− los viales disponibles); alcohol etílico desnaturalizado, sin colorantes, que

iras que puedan introducirse en −

Papel vegetal (en t

− Lápiz de grafito de dureza moderada (HB, B o 2B); Libreta de campo;

− de papel a prueba de agua para escribir cuando está Puede ser necesario el uso

− lloviendo; Pinceles suaves (No. 0 ó 00); Tijera de podar;

− Bolsas plásticas y de papel de varios tamaños;

−

6 Lista de proveedores se incluye en el Apéndice 3.


− Hielera; lados;

− as para el campo; − Bloques de gel conge

pt−

Lupas (10 ó 20x) a

− Agujas de disección, Pinza de relojero; Cámara fotográfica digital;

− a fecha, hora y −

Sistema manual de posicionamiento geográfico (unidad que registra l

− tura de machos adultos o parasitoides; coordenadas de localización); Aspirador de insect

−

os para cap− Mapas (cuadrantes 1:25,000);

Navaja de bolsillo; meros al aza

− cigarrillos); − r (barajas, dados, calculadora, tabla estadística); Generador de nú

e −

Encendedor (d

− Toalla de mano;

− rcado de sitios de toma de muestras); Cinta métrica;

spray (para ma−

Pintura en

− Cinta reluciente de color; Machete;

t− Mochila de encuestador (a prueba de agua, de ma erial sintético). El empleo de equipo personal (vestimenta) apropiado y otros materiales y aditamentos, ncluyendo el botiquín de primeros auxilios, podrán asegurar que se sigan procedimientos propiados para la toma de muestras. ia

87

T oma de muestras y etiquetado

o Al encontrar cochinillas sospechosas de ser M. hirsutus, remover las cochinillas hembras adultas (y otros estadios si están presentes) de las partes de las plantas infestadas (terminales, retoños, ramas jóvenes), con pincel para pintar, una cánula, guja de disección o una pinza suave, y depositarlas en un frasco lleno con alcohol aetílico o isopropílico al 70% o 95%;

o En una etiqueta de papel vegetal u otro papel similar, que quepa adecuadamente en el vial disponible, escribir con lápiz moderadamente suave (HB, B o 2B) de grafito la fecha, el lugar, la planta hospedante de donde se colectaron las cochinillas, el nombre del colector y la identificación tentativa. Colocar la etiqueta dentro del frasco y taparlo. No utilizar tinta, ya que la mayoría de las tintas se disuelven en alcohol. No doblar la etiqueta ni colocar dos etiquetas separadas, porque pueden egarse una con otra y dificultar la lectura desde afuera del frasco. El tamaño de la tiqueta debe ser proporcional al del frasco para evitar daños al espécimen. pe


T ransporte de muestras

− Se sugiere no transportar especímenes vivos de CRH; − Si los recipientes con las muestras pueden romperse (por ejemplo si son de vidrio o

cualquier otro material frágil), colocarlos en forma protegida, empacándolos dentro de otro recipiente más grande (al menos con 2.5 cm de holgura en todos los lados) y l s d m a erel enar los espacio con material e e paque su ve. Si son d vidrio, evitar el roce

directo entre sí o con otro material rígido; − i se transportan especímenes de diferentes lugares en un mismo paquete,

segurarse de que cada una de las muestras se encuentre bien etiquetada; Sa

Procesamiento de muestras en el laboratorio Para procesar las muestras en laminillas para su identificación específica se usará el método propuesto por Hamon y Kosztarab (1979). Dentro de los componentes del cuerpo de las cochinillas se encuentran: a) Proteínas, carbohidratos, lípidos y iones, suspendidos o disueltos en agua que pueden eliminarse químicamente con una digestión en hidróxido de potasio al 10% con calentamiento opcional o en frío y luego por lavados sucesivos en agua destilada; b) La capa externa cerosa y contenidos corporales cerosos/grasos pueden ser disueltos con solventes orgánicos en ausencia de agua; c) La cutícula inerte, que si es ransparente, debe ser teñida con fucsina ácida (si la cutícula es muy oscura, puede clararse para hacerla transparente con peróxido de hidrógeno y amoníaco).

88

ta

C

larificación de los especímenes

Preparar una solución de hidróxido de potasio (KOH) al 10%. Esta solución puede n al obtenerse, e forma aproximada, disolver 14 comprimidos (pellets) de KOH en 50

ml de agua destilada; Seleccionar los especímenes a montar (hembras adultas), verificar que estén

lcompletos; pinchar os especímenes más grandes con un alfiler entomológico o hacer un corte pequeño con una hoja de afeitar o bisturí en el abdomen del insecto;

Calentar la solución de KOH a una temperatura aproximada entre 60 a 66 °C (no debe hervir) e introducir los especímenes seleccionados, mantener por 15 minutos los especímenes en la solución a la temperatura especificada;

En un vidrio de Siracusa u otro recipiente apropiado de vidrio, con una espátula o la punta de un alfiler entomológico, remover el contenido del cuerpo del espécimen hasta dejarlo transparente. Si fuera necesario, volver a calentar en KOH brevemente. Debe tenerse presente que la remoción del contenido intracorporal del insecto es el paso más crítico.


NOTA: Si el tiempo lo permite, mantener los especímenes en KOH a temperaturaambiente durante una noche (método de maceración en frío).

Tinción de los especímenes, eliminación de agua y clarificación

os especímDespués del proceso en KOH, enjuagar con agua destilada l enes en las siracusas;

Teñir con fucsina ácida o doble teñido (con rosa de lignina, “lignin pink”). Dejar los especímenes al menos por 15 minutos (más tiempo es aceptable). Otro líquido

recomendado para clarificación/tinción es el líquido para áfidos de Essig7 con colorante;

l é t lEnjuagar los especímenes en etanol (alcoho ) al 70%, despu s en e ano al 95% y finalmente en etanol al 100%;

Transferir y sumergir los especímenes en aceite de clavo (clove oil) hasta que aclaren. Cualquier residuo de cera deberá desaparecer en este paso. Se puedendejar los especímenes en aceite de clavo durante una noche o más tiempo.

Monta sje de lo especímenes y rotulado

Colocar una gota de bálsamo del Canadá adecuadamente diluido sobre un portaobjetos (el “histoclear” es un diluyente apropiado para el bálsamo). Colocar los

ota e n

89

especímenes sobre la g de bálsamo, con el xtremo delantero hacia la perso a que está haciendo el montaje. Cubrir con un cubreobjetos;

Rotular cada montaje adecuadamente, si ha sido posible una identificación la rotu dat ntes: lación contendrá los

sur

os siguietus (Green) Maconellicoccus hir

Nombre del colectoFecha de colección Lugar de colección Planta hospedante donde se recolectó

Identificación En la Figura 20 se incluye un diagrama de una hembra adulta de un Pseudococcidae, que puede ser de utilidad para identificar las estructuras externas de este tipo de insectos. Se sugiere comparar estas estructuras, con las estructuras propias de Maconellicoccus hirsutus que se presentan el la Figura 17; tomando en cuenta en esta comparación, la descripción delas características principales de M. hirsutus que se presentan a continuación.

7 Receta del líquido para áfidos de Essig (de McKenzie 1967): Ácido láctico (85% grado reactante) 20 partes; Fenol (saturado en agua destilada) 2 partes; Ácido acético glacial 4 partes; Agua (destilada) 1 parte. El fenol es una sustancia con sospechas de ser carcinógena.


90

Fig. 20. Morfología general de una hembra adulta de Pseudococcidae (tomado de Watson y Chandler 2000).


91

Descripción morfológica Como ya se ha descrito, la hembra adulta en su estado natural tiene una apariencia rojo oscuro con tendencia al anaranjado. Se observa escasamente cubierta de una cera blanca arinosa; no obstante, todos los individuos llegan a cubrirse completamente en el material hceroso blanco del ovisaco. Los especímenes montados en laminillas pueden llegar a medir hasta 3.8 mm de largo y 2.1 mm de ancho; los dos lóbulos anales (uno a cada lado del anillo anal) se encuentran de poco a moderadamente desarrollados. En el ápice de cada lóbulo está ubicada una seta apical de 250 a 330 μm de largo; en la parte ventral del lóbulo se presenta una sección esclerotizada en forma de barra, denominada barra del lóbulo anal, que se extiende hacia delante, desde las bases de las setas apicales. En la región media de la barra se observa auna sola seta. Las antenas son de nueve segmentos, cada una de 380 a 470 μm de largo. Las patas son bien desarrolladas. El trocánter de las patas traseras incluyendo el fémur, usualmente mide de 300 a 350 μm de largo, en raras ocasiones reducidos a 280 a 290 μm de largo. La tibia incluyendo el tarso de las patas traseras normalmente mide de 310 a 370 μm de largo, en raras ocasiones solamente de 280 a 300 μm de largo. La garra o uña es corpulenta, de 35.0 a 37.5 μm de largo. La proporción (cociente) de la longitud de la tibia más el tarso de las patas traseras entre la longitud del trocánter más el fémur de las patas traseras es de 1.00 a 1.16. La proporción (cociente) de la longitud de la tibia de las patas traseras entre la longitud del tarso de las patas traseras es de 2.30 a 2.60. En el fémur y la ibia de las patas traseras se encuentran presentes poros translúcidos, los de los fémures talgunas veces son pocos y no muy aparentes. l labium es de 150 a 165 μm de longitud, aproximadamente de la misma longitud que la Eplaca clipeolabral. El circulus (situado entre el tercer y cuarto segmento abdominal, Fig. 20) normalmente de 85 a 150 μm de ancho, variando considerablemente de forma, casi de cuadrado a oval, sualmente con constricciones laterales débiles y a veces dividido por una línea uintersegmental, pero esta línea no es evidente en muchos especímenes. Con ostiolos bien desarrollados, las orillas internas de los labios moderadamente sclerotizadas, cada labio con 1 a 3 setas y pocos poros triloculares pero con variación emarcada. El anillo anal de 80 a 95 μm de ancho con 6 setas, cada una de 125 a 150 μm de longitud. Cuenta usualmente con 4 a 6 pares de cerarios, raras veces 7 pares (de las características más distintivas). Cerarios de los lóbulos anales cada uno con 2 setas cónicas, cada seta aproximadamente de 20 μm de longitud, y unos pocos poros triloculares, todos localizados sobre área membranosa. Cerarios anteriores frecuentemente similares pero los cerarios


más delanteros a veces reducidos a una sola seta o una o ambas setas sustituidas por setas flageladas. Superficie dorsal con setas flageladas gruesas. Poros multiloculares de disco ausentes. Los poros triloculares uniformemente distribuidos. Poros discoidales minúsculos y escasos. Numerosos conductos tubulares con anillo oral; usualmente cada uno de 4 a 5 μm de diámetro, pero a veces más angostos, de 3.75 μm de ancho, y 7.5 a 8.5 μm de longitud. El anillo oral aproximadamente 10 μm de diámetro. Los conductos tubulares con anillo oral, cada uno más angosto que un poro trilocular y aproximadamente de 7.5 μm de longitud, resentes a través de los segmentos medios más o menos en filas sencillas, pero a veces preducidos a solamente uno o dos en cada segmento. uperficie ventral con setas flageladas normales, similares a las del dorso pero usualmente Smás largas. Poros de disco multilocular de 8.75 μm de diámetro aproximadamente, distribuidos a través de los bordes anterior y posterior del IV segmento abdominal y segmentos posteriores, a menudo alcanzando hasta los sub‐márgenes; a veces presentes en el III segmento abdominal y raras veces en el área central de la cabeza. Poros triloculares presentes con distribución uniforme. Poros discoidales escasos. Conductos tubulares con anillo oral similares a los del dorso, presentes alrededor de los márgenes de tórax y de los segmentos abdominales anteriores. Conductos tubulares con anillo oral de dos tamaños. Los conductos de tipo grande, más angostos que un poro trilocular y aproximadamente de 10 μm de longitud, están dispuestos en filas transversales sobre los segmentos abdominales III a VI y alrededor de los márgenes laterales de todos los segmentos abdominales; otros, están esparcidos en las áreas medias y marginales del tórax. Los conductos de tipo pequeño, similares a los del dorso, están distribuidos, principalmente a ravés de la parte media de los segmentos abdominales y mezclados con los de tipo grande n los márgenes; otros están presentes en pequeñas cantidades sobre la cabeza y el tórax.

92

te

Envío de muestras para diagnóstico a lugares distantes Debido a que con frecuencia los especímenes que se preparan para una identificación en un lugar distante no se devuelven, es recomendable preparar dos o más especímenes en laminillas, unos para envío y otros para guardarlos como colección de referencia. Si las muestras se preparan para enviarlas al exterior para identificación por expertos, es onveniente consultar con ellos sobre los detalles de etiquetado, empacado y preservación c

de los especímenes. Si las muestras se envían por avión, verificar las restricciones que pudieran existir para determinados tipos de envío, con el objeto de evitar confiscaciones y destrucciones de


muestras. Además, asegurarse de una adecuada rotulación del paquete con la dirección del destinatario y de la confirmación de su entrega. or ningún motivo se deben enviar especímenes vivos al exterior, a menos que haya una utorización por escrito de la autoridad oficial correspondiente del país receptor. Pa

BIBLIOGRAFÍA HAMON, A. B. Y M. KOSZTARAB. 1979. Morphology and systematic of the first instars of the genus

Cerococcus (Homoptera: Coccoidea: Cerococcidae). Morphology and Systematics of Scale . and St ulInsects. No. 11. Vir. Poly. Inst ate Univ. Research Div. b l. 146. 122 p.

MCKENZIE, H. L. 1967. Mealybugs of California. With taxonomy, Biology, and Control of North American Species (Homoptera: Coccoidea: Pseudococcidae). University of California Press. California, pp: 525.

MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G. FRANCIS. 2003. Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del hibisco. Trad. IICA. 2 ed. San José, Costa Rica. USDA – IICA. P. irr. Archivo PHM_Espanol.pdf. Disponible en Internet: 93 http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.

WATSON, G. W., and L. R. CHANDLER, 2000. Identificación de cochinillas ó piojos harinosos de importancia en la región del Caribe. Traducido por Marco A. Gaiani. Londres, Reino Unido, CABI Bioscience. 44 p.

APÉNDICE 3

CONTACTOS EN CASO DE INCURSIONES O BROTES DE COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO

Organizaciones Nacionales de Protección Fitosanitaria (ONPF)

México

nstitución:

nidad Vegetal ad y Calidad Agroalimentaria

I Dirección General de Sa

Servicio Nacional de Sanidad, Inocuid

argo Resp.: ‐ SENASICA ‐ SAGARPA

irección: C Director General de Sanidad Vegetal D Guillerm ico

o Pérez Valenzuela 127 – 2° piso armen, Coyoacán, 04100, México D.F. Méx

Tel.: 3000. Opción 1: Ext. 51319 Col. del C

Correoe: Conmut. (52 55) 5090

Sitio Web: www.senasica.gob.mx 94

Belice

Institució

argo Resp.: n: Belize Agricultural Health Authority (BAHA)

or Agrícola) ire ción: and Forest Drive,

C Chief Agriculture Officer (DirectD y

c Corner of Hummingbird Highwalmopan, Belize

Tel.: 42 o 822 2330 P.O. Box 169, Be

1/Fax: 9

(501) 822 224

E‐mail: (501) 822 [email protected]

Sitio Web: www.baha.bz

Guatema

nstitución:

la I y Regulaciones ntación (MAGA)

Unidad de Normas

argo Resp.: Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alime

irección: C Coordinador UNR D

7a. Ave. 12‐90 Zona 13, Edif. Monja Blanca,

Tel.: 7385 Ciudad de Guatemala, Guatemala

13‐7389 (directo) / 2413‐7391/Tel/Fax:

(502) 24

Correoe: (502) 2413‐7389 (directo) / 2413‐7391

Sitio Web: http://portal.maga.gob.gt/portal/page/portal/uc_unr

http://www.senasica.gob.mx/

http://www.baha.bz/

http://www.baha.bz/

http://portal.maga.gob.gt/portal/page/portal/uc_unr

Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes

95

EL Salvador

Institución: G

Dirección General de Sanidad Vegetal y Animal (DGSVA) ‐MAnimal

irección: y 3 Calle Poniente, C Director General de Sanidad Vegetal y A

te

argo Resp.: D Edif. B, 2° nivel. Final 1ª Avenida Nor 1 PROCAFE ertad, El Salvador

Av. Manuel Gallardo, Ctgo. a

Tel.: (Conm); Santa Tecla, La Lib(503) 2241 1700

Fax: (503) 2228 9029

itio Web: CSorreoe:

http://www.mag.gob.sv/dgsva/

Honduras:

Institución: ‐ SENASA

Servicio Nacional de Sanid

argo Resp.:

ad Agropecuaria Secretaría de Agricultura y Ganadería ‐ SAG,

irección: l. Loma Linda, C Director General SENASA

Miraflores, Av. La FAO, CoAptdo. Postal 309

D Edificio SENASA, Blvd.

½ cuadra antes de INJUPEMP,

el.: Tegucigalpa, Honduras (504) 235 8424 / 232 6313

itio Web: TS http://www.senasa‐sag.gob.hn/

Nicaragua

nstitución: ecuaria – DGPSA I tección y Sanidad Agrop

Dirección General de Pro

Cargo Resp.: Ministerio Agropecuario y Forestal (MAGFOR)

Dirección os’, Managua Director General DGPSA

asaya, Ctgo. a ‘Los GauchTel/Fax: 278 3418 / 4235

: Km. 3½ Carretera a M

orreoe: (505) 2278 5042; Conmt. [email protected]

itio Web: http://www.dgpsa.gob.ni/S

Costa Rica

nstitución: I Estado ‐ SFE

Servicio Fitosanitario del

Cargo Resp.: Ministerio de Agricultura y Ganadería ‐ MAG

Dirección: 0094‐1000, San José, Costa Rica Director(a) Ejecutivo(a)

ptdo. Postal1Tel.: 260 8300

Barreal, Heredia; A

Fax: (506) 2260‐6190 / 2

Correoe: (506) 2260‐8301 [email protected]

itio Web: http://www.protecnet.go.cr/S

http://www.mag.gob.sv/dgsva/

http://www.senasa-sag.gob.hn/


Panamá

nstitución: I l

Dirección Nacional de Sanidad Vegeta

Cargo Resp.: Ministerio de Desarrollo Agropecuario (MIDA)

Dirección: Z‐5 Panamá Director Nacional de Sanidad Vegetal

en, Aptdo. Postal 53‐90, Tel.: 710/ 266 0472 (Directo)

Río Tapia, Tocum 0 290 6

Fax: (507) 22

orreoe:(507) 290 6710

itio Web: http://www.mida.gob.pa/sanidadvegetal/httpdocs/index.html

96

CS

República Dominicana

nstitución: nidad Vegetal I l ‐ Dpto. de Sa

Dirección de Sanidad Vegeta

argo Resp.: Secretaría de Estado de Agricultura – SEA

irección: ines del Norte C Director de Sanidad Vegetal D rb. Los Jard minicana

Km. 6 ½ Autopista Duarte, Uepública Do

Tel.: xt. 4100 Santo Domingo, R

7 3888 EFax: 2‐8939

(809) 54(809) 56

Correoe:

Sitio Web

Oficinas del OIRSA

Oficinas de la Sede

Institució :

n Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria

Dirección , San Salvador Cargo Resp.: Director Ejecutivo

: so, final Pje. Isolde, Col. EscalónTel onos: – PBX / 2263 1127 (Dirección)

Calle Ramón Belloéf

Fax: (503) 2263 1123(503) 2263 112

orreoe:8

[email protected] itio Web:

www.oirsa.org S

Oficinas de las representacion

Institució :

es en los países

n Representación del OIRSA en México

irecci n r, Delegación Cuauhtémoc

C Representante D ó

argo Resp.:

: Acayucan, No. 9, Colonia Roma SuD.F.

Teléfono: / 5564 6905 C.P. 06760, México, (52 55) 5564 7661

Fax: (52 55) 5584 2703

mailto:[email protected]

http://www.oirsa.org/




Correoe: [email protected] Institució : n Representación del OIRSA en Belice

e irección wgrounds, Belmopan City, Cayo District, Belize, C.A.

C RepresentantD

argo Resp.: : Agricultural Sho

Teléfono:P.O. Box 426

ax: (501) 822 0521

(501) 822 0522 orreoe: [email protected] FC Institució : n Representación del OIRSA en Guatemala

Dir ción 1, Guatemala Cargo Re .: sp Representante

: Zona 15, Vista HermosaTeléfono: 879 ‐80 ‐98 / 5998

ec 21 Avenida 3‐12,

Fax: (502) 2369 5900 / 5

orreoe:(502) 2365 8599

[email protected]

97

C Sitio Web: www.oirsa.org.gt Institució : n Representación del OIRSA en El Salvador

irección v. Manuel Gallardo, C Representante D

argo Resp.: : Final 1ª Av. Norte y 13 Calle Oriente, A

ertad, El Salvador Teléfono: 2288 0704

Santa Tecla, La Lib

ax: (503) 2228 7841 / 7899 /

(503) 2228 7823 orreoe: [email protected] FC Institució : n Representación del OIRSA en Honduras

Dir ción o XIII #3735, Tegucigalpa Cargo Re .: sp Representante

: el Guijarro, Calle AlfonsTeléfono: 73 / 235 8410

ec Colonia Lomas d

ax: (504) 239 0316 / 232 90

(504) 232 9315 orreoe: [email protected] FC Institució : n Representación del OIRSA en Nicaragua

irección Masaya, en el MAGFOR, fte. a Catedral Nueva C Representante D ra a ua

argo Resp.: : Km. 3 ½ Carrete

Teléfono:Managua, Manag

ax: (505) 278 1230

(505) 278 5175 orreoe: [email protected] [email protected] FC Institució : n Representación del OIRSA en Costa Rica

irección 0 m Este y 100 m Norte C Representante D

argo Resp.:

: Rhomoser, Pavas, de la Plaza Mayor 108‐1000, San José

Teléfono: ‐22 ‐80/ 2220 0624 Aptdo. Postal 362(506) 2296 8284

Fax: (506) 2232 9943


http://www.oirsa.org.gt/



mailto:oirsarep@





orreoe: C

[email protected]

Institució : n Representación del OIRSA en Panamá

irección za Alabarca C Representante D alle Marit , Panamá

argo Resp.: : Área Social de Clayton, C

PanamáTeléfono:

Casas 1012 A‐B,

ax: (507) 317‐0901 ‐02 ‐03

(507) 317‐0900 orreoe: [email protected] FC Institució : na n Representación del OIRSA en República Dominica

irección C Representante D ncia, Av. Independencia No. 348 l, El Cacique, Distrito Nacional, Santo Domingo

argo Resp.: : Plaza Independe

Teléfono:Local 5‐A, 2° nive

ax: (809) 533 7900

(809) 533 0720 orreoe: [email protected]

98

FC

Especialistas en cochinilla rosada del hibisco Dr. Amanda Hodges SPDN Entomology Coordinator

a/IFAS ology Department

University of FloridatEntomology‐Nem

Natural Area Drive PO Box 110620 ainesville, FL 32611‐0620, USA orreo‐e: [email protected] . Dr. Dale E. Meyerdirk USDA, APHIS, PPQ 4700 River Road, Unit 135 iverdale, MD 20737‐1236, USA orreo‐e: [email protected]

Agricultura Gillian W. Watson California Department of Food and

3294 Medowview Road acramento, CA 95832‐1448, USAorreo‐e: SC [email protected].

boratory Douglass R. Miller Systematic Entomology LaBARC‐West, Building 005 Beltsville, MD 20705, USA



Correo‐e: [email protected]. MC Nancy Villegas Jiménez

lagas l

Análisis de Riesgo de PDirección General de Sanidad VegetaSENASICA, SAGARPA

nzuela No. 126 Guillermo Pérez ValeCol. Del Carmen Coyaocán CP 04100 éxico, D.F., México orreo‐e: [email protected] MC

Proveedores de equipo y materiales de laboratorio BioQuip® PRODUCTS: Equipo, suministros y libros para entomología y ciencias relacionadas. 2321 Gladwick Street Rancho Dominguez, CA 90220, USA. Teléfono: (310) 667‐8800. Fax: (310) 67‐8808. Horas de oficina: 8:00AM ‐ 5:00PM Tiempo del Pacífico, de lunes a viernes. URL: ttp://www.bioquip.com/default.asp6h South Carolina Scientific, Inc. Proveedor de liberadores con la feromona sexual de CRH. Joseph J. James. President. 116 Wildewood Club Court. Columbia, South Carolina 29223 USA. Teléfono: (803) 462‐0153. Cell: (803) 413‐6801. Fax: (803) 462‐9676. e‐mail:[email protected] 99 The Bug Factory Ltd. 1636 E. Island Highway Nanoose Bay, British Columbia V9P 9A5. Canada. mail: Ed

[email protected]. Laboratorio de Canadá que produce comercialmente al epredador Cryptolaemus montrouzieri.

Delta.

e trampas tipo93‐0598 USA.

Backyardgardener, LLC. Proveedor d.O. Box 23598. Federal Way, WA 980ttp://www.backyardgPh ardener.com/ Bicocontrol Network. Producción comercial de Cryptolaemus montrouzieri y de otros agentes de control biológico. Información General: 5116 Williamsburg Rd, Brentwood, Tennessee 37027, USA: [email protected] . Ordenes: [email protected]. Webmaster: [email protected]. Tel: 615) 370‐4301; Fax: (615) 370‐0662. http://www.biconet.com/biocontrol/cryp.html ( NOTA: Los proveedores de equipo y materiales de laboratorio antes mencionados, no

son proveedores únicos, tampoco se incluyen a manera de recomendación que implique exclusividad.



http://maps.google.com/maps?oi=map&q=5116+Williamsburg+Rd,+Brentwood,+TN+37027

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APÉNDICE 4 LISTA AMPLIADA DE PLANTAS HOSPEDANTES DE LA COCHINILLA

icoccus hirsutus) ROSADA DEL HIBISCO (Maconell

Cuadro 3. Lista ampliada de plantas hospedantes de M. hirsutus.

Nombre científico

Nombre común (español)

Nombre común (inglés)

Referencia y notas

Abelmo us schesculentus

Okra Okra CABI 2005, hospedante primario; Mani 1989

Aberia sp. N/A N/A Chang & Miller 1996, Citados por

100

Meyerdirk et al. 2003 Abutilon ind micu Country mallow CABI 2005, hospedante secundarioAbutilon theophrasti (= A. avicennae)

Yute de la China Velvetleaf Hall, 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Acacia farnesiana Aromo macho, cachito, carbonero, espinal

Huisache Hall, 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Acacia tica nilo(=A. arabica)

Babul Babul Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Acacia sp. Acacia Wattles, acacia Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Acalypha sp. Acalifa, hoja de cobre

Copperleaf Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Acalypha hispida Cola de gato, ricinela, cola de zorro, moco de pavo

Cat’s tail Anon 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Acalypha indica Ortiga hindú Indian nettle Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Acalypha marginata

Euforbia blanca; Acalifa marginada

Copper leaf Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Acanthus ilicifolius Jerujú Holly‐leaved Acanthus, Holly Mangrove, Jeruju putih

Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Achyranthes indica (= A. aspera)

Chile de perro, rabo de ratón, látigo del diablo; apamarga

Man better man; devil's horsewhip

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en Costa Rica (Inbio)

Aegle marmelos (=Crataeva marmelos)

Marmelo, Bilva Bael. bael tree, bel‐fruit, Bengal quince, Indian bael

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Aglaonema sp. Aglaonema, café de la India

Silver Queen Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Albizia caribaea Conacaste blanco Tantakayo Persad, 1995, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes

Nombre Nombre Nombre común

común (español)

Referencia y notas científico (inglés)

Albizia lebbeck Acacia amarilla, Dormilon (Colombia), Barba de caballero (Venezuela)

Lebbekh, Siris tree,East Indian walnut, Indian siris

Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Albizia niopoides Gallinazo, gavilana, guanacaste blanco

Tantakayo, silk tree Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Albizia saman (=Samanea saman)

Árbol de la lluvia Saman Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Allamanda cathartica

Jasmín de cuba, trompeta amarilla, copa de oro

Yellow buttercup, Cup of gold

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en Costa Rica (Inbio)

Allamanda sp. Alamanda, trompeta de oro, trompeta amarilla

Allamanda Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Alocasia cucullata Tara china, simio chino

Heart shae dasheen, hooded dwarf, elephant ear


Alpinia urata purp Jengibre rojo Red ginger

101

CABI 2005, hospedante primarioAlpinia s pp. Zingiberáceas,

gingers Ginger lily Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Althaea sp. Malvavisco N/A Chang & Miller 1996, Citados por

Meyerdirk et al. 2003 Amaranthus sp. Huisquilite,

amaranto, bledo, quelite de cochino

Bhagi, pigweed Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Angelic a sp. CABI 2005, hospedante secundarioAnnona sp. Anona CABI 2005, hospedante primarioAnnona cherimola Chirimoya Cherimoya, custard

apple Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Annona muricata Guanábana, graviola, guanaba

Soursop Williams 1986; CABI 2005, hospedante primario

Annona reticulata Anona corazón, anona redecilla, corazón de buey, anona colorada, anona

Bullock's heart, custard apple


Annona spp. Anonáceas Atemoya Williams 1986Annona squamosa Anona, anona

blanca, atemoya, anón, chirimoyo, fruta del conde

Sugar apple, custard‐apple, sweetsop

Mani 1989; CABI 2005, hospedante primario

Anthurium sp. Anturios CABI 2005, hospedante secundarioAnthurium andraeanum

Anturio Anthurium Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003



común (español)


Arachis hypogaea Maní, cacahuete Peanut, groundnut Mani 1989, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante

102

secundario Aralia sp. Aralia, angelica Angelica Williams 1986; CABI 2005,

hospedante secundario Artocarpus sp. Árbol de pan Breadfruit trees CABI 2005, hospedante primarioArtocarpus altilis Árbol de pan,

pana, ulu Breadfruit Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Artocarpus communis

Árbol de pan Breadnut Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Artrocarpus heterophyllus

Yaca Jackfruit SAGARPA, 2007, hospedante primario

Asparagus densiflorus

Rice fern Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Asparagus officinalis

Espárrago Asparagus Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Asparagus setaceus

Bridel fern Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Asparagus sp. Espárragos Asparagus fern Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Averrhoa carambola

Carambola Carambola Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Azadirachta indica Árbol de neem Neem tree Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Basella alba Espinaca blanca Poi spinach Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Bauhinia acuminata

N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Bauhinia forficata subsp. pruinosa (=candicans)

Bauhinia, pata de vaca

Bauhinia Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Bauhinia racemosa


Bauhinia sp. Bean Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Bauhinia vahlii N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Bauhinia variegata

Orchid tree Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Bego sp. nia Begonia Begonia Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Beta sp. CABI 2005, hospedante secundarioBeta vulgaris Remolacha,

betabel Beetroot Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003



común (español)


Bidens pilosa Amor seco, rosilla grande, hierba de conejo

Railway daisy, shepherd´s needle, Spanish needle


Bignonia sp. Jasmín de Virginia N/A Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Blighia sapida Akea Ackee Anon. 1996, Citado por Meyerdirk e

103

t al. 2003

Boehmeria sp. N/A N/A CABI 2005, hospedante secundarioBoehmeria nivea Ramio RamieBoehmeria nivea Ramio Ramie Mani, 1989; CABI 2005, hospedante

primario Bougainvillea spectabilis

Bugambilia, veranera


Bougainvillea spp. Bugambilia, veranera

Bougainvilla Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Brassaia actinophylla (=Schefflera actinophylla)

Árbol pulpo Octopus tree Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Brassica oleracea Repollo, Colifror Cabbages, cauliflowers

CABI 2005, hospedante secundario

Caesalpinia coriaria (Poinciana coriaria, Libidibia coriaria)

Dividivi, cascalote, nacáscolo, nacáscalo, nacascalote, agallo, guaracabuya

Divi divi Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Caesalpinia decapetala (=sepiaria)

N/A N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Caesalpinia pulcherrima

Flor barbona, Guacamaya

Pride of Barbados, paradise‐flower, flower‐fence


Cajanus cajan (=C. indicus)

Gandul, guandul, arveja de Angola, guandú, frijol caballero, frijol arveja

Pigeon pea Mani 1989; Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Calliandra sp. Cabello de ángel Powder puff Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Callistemon sp. Calistemo Bottle brush tree Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Cananga odorata Ilan ilan, Ylang‐Ylang

Ylang‐Ylang Persad 1995, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Capsicum annum Chile pimiento, chile dulce

Sweet pepper, bell pepper

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario



común (españo


104

l) Capsicum fructescens

Chile picante Hot pepper Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Capsicum sp. Chile Seasoning pepper Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Carica papaya Papaya, lechosa Papaya Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Carissa acuminata (= Carissa bispinosa)

Pequeña amatungula

Red num num, small amatungula

Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Carissa macrocarpa (= ) grandiflora

Cerezo de Natal, ciruelo de Natal

Natal plum Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Carissa ovata (=Carissa brownii)

N/A Kunkerberry Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Cassia glauca (=Senna surattensis)

Senna Scrambled eggs, kalamona


Cassia era renig Casia rosada Pink Cassia, Burmese pink cassia


Cassia spp. Casia N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Casuarina sp. Casuarina Casuarina Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Catharanthus roseus

Chatas, chula, pervinca de Madagascar, mulata

Old maid, rose periwinkle, Madagascar periwinkle


Ceiba pentandr a Ceiba Kapok Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Celosia cristata Borlón, cresta de gallo

Cock comb, Cockscomb


Ceratonia siliqua Algarrobo, caroba Carob, locust‐bean Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Cestrum nocturnum

Huele de noche Ladies of the Night, night jessamine


Chenopodium album

Chuela, Armuelle, cenizo blanco

Fat hen,lambsquarters, goosefoot, wild spinach

Williams 1986, CABI 2005, hospedante secundario

Chrysanthemum coronarium (=Glebionis coronaria)

Antimonio, mirabeles, moya

Crown daisy Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Chrysanthemum sp.

Crisantemo Daisy Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario



común Referencia y notas científico (inglés)

105

(español) Chrysothemis pulchella

N/A Gesneriad Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en Costa Rica (Inbio)

Cissus verticillata (=Cissus sicyoides)

Bejuco ubí, tripas de vaca,

Snake vine, princessvine

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en mesoamérica {Germplasm Resources Information Network (GRIN) [Base de Datos en Línea]}

Citrus aurantifolia Lima, limón criollo y limón pérsico (entre otros)

Lime Williams 1985; CABI 2005, hospedante secundario

Citrus auranti m u(=bigarradia)

Naranja agria Sour orange Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Citrus medica Citron Citron Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Cit rarus pa disi Toronja Grapefruit Williams 1986Citrus reticula a t(=nobilis)

Mandarina Tangerine Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Citrus sis sinen Naranja dulce Swe ngeet ora Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Citrus spp. Todas las especies del género Citrus

All Citrus spp Mani 1989; Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Citrus x paradisi Toronja Grapefruit CABI 2005, hospedante secundarioClerodendrum aculeatum (=Clerodendrum ternifolium)

N/A Bitter fence Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Clerodendrum infortunatum (Incorrecto: Clerodendron infortunatum, w3TROPICOS)

N/A Glory tree, glory bowers

Mani 1989

Clitoria ternatea Azulejo, conchitas, papito, zapatico de la reina, zapotillo, conchita azul

Butterfly pea, cordofan pea, blue pea, Asian pigeonwings


Coccoloba uvifera Uvero de playa, uva de playa, uva caleta

Seaside grape, shore sea grape

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Distribuida en Centro América (http://www.ipgri.cgiar.org/Regions/Americas/programmes/TropicalFruits/)

Cocos nucifera Coco, cocotero Coconut Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003



común (es


106

pañol) Codiaeum spp Croto Croton Anon. 1996, Persad 1995, Citados

por Meyerdirk et al. 2003 Codiaeum variegatum

Croto Croton CABI 2005, hospedante secundario

Coffea ica arab Café arábico Arabica coffee Williams 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Coffea spp. Café, cafeto Coffee Mani 1989; Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Colocasia sp. Malanga CABI 2005, hospedante secundarioColocasia esculenta

Malanga, alcocaz, colocasia, tayoba

Eddoe & dasheen, cocoyam, dasheen, taro


Colubrina arborescens (= Colubrina ferruginosa)

Chaquiro, Palo de Hierro, Palo de Buey, Pino Australiano, Costex, Tatuán, Cascalata, Corazón de Paloma, Cuerno de Buey

Mauby, wild coffee Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en Centro América (Germplasm Resources Information Network (GRIN) [Base de Datos en Línea])

Corchorus capsularis

Yute blanco White jute CABI 2005, hospedante secundario

Corchorus olitorius Yute de fruto alargado, yute

Nalta jute, Jew's mallow, Jute

Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Corchorus sp. Yutes Jutes Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Cordia curassavica

Oréganocimarrón Black sage, mahot noir

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportado en Centro América (Germplasm Resources Information Network (GRIN) [Base de Datos en Línea])

Cordyline terminalis (=Cordyline fruticosa)

Croto, Caña de la India, Cornelina, Gracena

Cordyline, good luck plant

Cosmos spp. Tostones Cosmos Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Couroupita guianensis

Bala de cañón, palo del paraíso, coco

Cannonball tree Anon. 1996, Citado por Meyerdirk etal. 2003

Crataegus spp. Guagra manzana, Manzanita, espino, majuelo, acerolo

Hawthorn Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Crescentia cujete Calabacero, crescencia, huacal, morro

Calabush tree, calabash tree




común (español)


Crotalaria sp. Chipilín CABI 2005, hospedante secundarioCroton ens flav Barredero, Ibacan Broom Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

107

al. 2003 Croton sp. Croto Croton Chang & Miller 1996, Citados por

Meyerdirk et al. 2003 Cucumis sativus Pepino Cucumber Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et


Cucurbita sp. Cucúrbitas Gourd CABI 2005, hospedante secundarioCucurbita maxima Ayote, calabaza Pumpkin, great

pumpkin Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Cucurbita moschata

Ayote, calabaza moscada, calabaza pellejo, calabaza tropical, zapallo

Pumpkinm, cheese pumpkin,

Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Cucurbita pepo Pipián, calabacín Squash, bitter bottle gourd, ornamental gourd


Cydonia (=Pyrus) oblonga

Membrillo, membrillero

Quince Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Cynara scolymus (= Cynara cardunc ) ulus

Cardo de comer, alcachofa

Artichoke, Scotch thistle


Cyperu . s sp Coyolillo, ciperus Sedges, nutsedge Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Dahlia sp. Dalia Dahlia Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Datura spp. Floripundia, datura

Datura Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Daucus carota Zanahoria Carrot Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Delonix (=Poinciana regia )

Árbol de fuego, flamboyán

Royal poinciana, flametree, flamboyant


Dendrobium (variedades)

Orquídeas (variedades)

Orchids Persad 1995, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Dieffenbachia spp. Diefenbachia, hoja de la suerte, lotería

Dieffenbachia, dumb cane, mother‐in‐law plant


Dioscorea spp. Ñame Yam Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Diospyros kaki Caqui del Japón, placa minera, persimón

Japanese persimmon, Oriental persimmon, kaki persimmon




común (españ


108

ol) Dizygotheca elegantissima (=Schefflera elegantissi ) ma

Falsa aralia False aralia Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Dodonaea osa visc Switch sorrel CABI 2005, hospedante secundarioDracaena sp. Dracaena Dracaena Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Duranta plumieri (=Duranta erecta)

Duranta Golden dewdrop, pigeon berry, skyflower

Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; Reportada en Centro América {Germplasm Resources Information Network (GRIN) [Base de Datos en Línea]}

Duranta ens rep(=Duran recta) ta e

Duranta Duranta Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Duranta sp. Duranta Duranta Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Elaeag p. nus s Silverberry, oleaster Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Emilia spp. Emilia Tassel flower Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Equisetum arvense Cola de caballo Bottle bush weed,field horsetail


Eranthemum pulchellum (=nervosum)

Salvia azul Blue sage Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Eriobotrya japonica

Níspero del Japón, níspero japonés

Loquat, Japanese medlar


Ervatamia coronaria (= Tabernaemontana divaricata)

Jasmín de la India Chamelie, gou ya hua, pin wheel jasmine

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003. Reportada en Costa Rica (INBio http://www.inbio.ac.cr/es/default.html)

Eryngium foetidum

Culantro, cilantro cimarrón, cilantro de la Habana, perejil

Shadow beni, false coriander, stinkweed


Erythrina corallodendrum

Eritrina, árbol del chocho, madera inmortal

Coraltree Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Erythrina cristagalli

Arbol del coral, ceibo

Cockspur coraltree Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Erythrina osa speci(=reticulata)

Árbol coral Mulungu, coral bean Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Erythrina spp. Poró, pito, helequeme, gualiqueme

Coral tree Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Erythrina stricta (=indica)

Árbol coral Coral tree Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003




109

(español) Erythrina variegata

Pito Indian coral tree CABI 2005, hospedante secundario

Erythrina variegata

Pito, pompón haitiano, poró bragado, deiko

Variegated immortelle, Indian coral tree, dadap

Mani 1989; Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Erythrina vespertilio

Árbol coral alas de murciélago

Barswing coral, gray corkwood, bat's wing coral tree


Erythroxyl sp. um Coca Coca Williams 1989, Eugenia jambolana (= Syzygium cumini)

Guayabo pesgua, yambolana

Java plum, jambolan Mani 1989,

Eugenia malaccensis (=Syzygium malaccense)

Manzana de agua. pomarrosa de Malaca

Pommerac, Malay apple, mountain apple


Eugenia spp. Eugenia Wax apple, sour cherry


Euphorbia pulcherrima

Pascua Poinsettia Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Euphorbia spp. Euforbia Milkweed Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Ficus sp. Ficus Ficus CABI 2005, hospedante secundarioFic us benghalensis Banyan, baniano Banyan CABI 2005, hospedante secundarioFicus benghalensis (= inFicus dica)

Banyan Indian banyan Williams 1986; Mani 1989

Ficus benjamina (=nitida)

Laurel de la India Banyan tree, benjamin tree, weeping laurel, benjamina fig, weeping fig

Hall 1921, Anon. 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Ficus carica Higuera común, higo

Common fig, fig Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Ficus cunia Perina, poroh, teregam

Mani 1989

Ficus elastica Árbol de hule, palo de hule

Rubber plant, India rubber fig


Ficus laurifolia N/A N/A Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Ficus pellucidopunctata (= Ficus indica, Ficus indica L. var. gelderi (Miq.) King)

N/A N/A Sinonimia de Ficus indica




110

(español) Ficus platyphylla N/A N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

2003; CABI 2005, hospedante secundario

Ficus religiosa Pipal, higuera de agua, árbol del bo

Peepul tree, botree, peepul, pipal, sacred fig

Mani 1989, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Ficus semicordata CABI 2005, hospedante secundarioFicus sycomorus Sicomoro Sycamore fig,

mulberry fig Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Ficus virens (=infectoria)

Árbol cortina Spotted fig, curtain fig


Flacourtia indica (= Gmelina indica)

Ciruela gobernadora

Batoko plum, governor's plum, Indian plum, Madagascar plum, ramontchi


Gerbera sp. Gerbera, guervera, margarita africana, margarita del Transvaal

Gerbera Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Gliricidia sp. CABI 2005, hospedante secundarioGliricidia sepium Cacahuananche,

madre de cacao, madrecacao, madriado, mata ratón, piñón amoroso, piñón florido, mdero negro

Nicaraguan cocoashade, quick stick, black pepper, Mexican lilac


Glycine max Soya, soja, frijol soya

Soyabean Williams 1985; CABI 2005, hospedante primario

Gossypium arboreum

Algodón arbóreo Cotton tree CABI 2005, hospedante primario

Gossypium arboreum

Algodonero arbóreo

Tree cotton Mani 1989

Gossypium herbaceum

Algodón herbáceo Short staple cotton CABI 2005, hospedante primario

Gossypium herbaceum

Algodonero, algodonero herbáceo

Levant cotton, Arabian cotton, Maltese cotton, short staple cotton, Syrian cotton

Mani 1989, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Gossypium hirsutum

Algodón, algodonero

Bourbon cotton CABI 2005, hospedante primario

Gossypium sp. Algodón Cotton Williams 1985; CABI 2005, hospedante primario



común (español)


Grevillea robusta Roble australiano, pino de oro, roble sedoso

Silk oak, Australian silky oak

Mani 1989

Grewia sp. N/A Phalsa Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Haldina c ifolia ord Haldu Haldu, tong lueang Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Hamelia sp. Corarillo, canutillo, chichipince, coloradillo, cachimbilla, pico de pájaro

Scarlet bush, scarlet hamelia


Helianthu uus s ann Girasol Sunflower

111

CABI 2005, hospedante secundarioHeliconia spp. Heliconia,

platanillo, platanera silvestre, platanillo enano, bijao, riqui riqui

Heliconia, lobster‐claw, wild plantain, false bird of paradise


Hevea brasiliensis Caucho, árbol de hule

Rubber CABI 2005, hospedante secundario

Hibiscus acetosella Hibisco de hojas rojas

Red leaf hibiscus,false roselle, African rose mallow

Mani 1989

Hibiscus boryanus ??? ??? Williams 1986Hibiscus cannabinus

Kenaf, cáñamo de la India, clavelina

Kenaf, deccan hemp, bimli, bimli hemp, Indian hemp, Bombay hemp, bastard Jute, bimli Jute

Mani 1989, CABI 2005, hospedante primario

Hibiscus elatus Majagua, mahoe azul, balibago, purau

Blue mahoe, Cuban bast

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005

Hibiscus esculentus

Okra, quimbombó, gombo, quiabo

Okra, gombo, gumbo, lady´s fingers, bhindi

Williams 1986

Hibiscus manihot (=Abelmoschus manihot)

Aibika, pajiza Aibika, sunset muskmallow, manioc hibiscus, bele, hibiscus root

Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Hibiscus mutabilis Rosa algodón, rosa de mayo

Cotton rose, confederate rose, Dixie rosemallow




común (español)


Hibiscus rosasinensis

Hibisco, rosa de la china, clavel japonés, hibisco chino, pacífico, flor de avispa, pavona

Hibiscus, China rose, Chinese hibiscus, rose of China


Hibiscus sabdariffa Acedera de Guinea, rosa de jamaica, serení

Roselle, Indiansorrel, Jamaica sorrel, red sorrel


Hibiscus sabdariffa var. altissimus

Agrio de Guinea, Azeda de Guiné, Carcadé, Cururú azédo

Roselle, fiber hibiscus, Guinea sorrel, Indian sorrel, Jamaica sorrel, karkadé, lemon bush

Hibiscus sabdariffa var. sabdariffa

Sorrel Anon., 1996, Citado por Meyerdirk et

112

al. 2003 Hibiscus schizope talus

Coral hibiscus Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Hibiscus . spp Hibisco, malva Hibiscus, mallow, Rosemallows


Hibiscus sp . Hibisco RosemallowsHibiscus surattensis

N/A Williams 1986

Hibiscus syriacus Shrub althea Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Hibiscus tiliaceus Majagua de marisma

Coast cottonwood Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005

Holmskia sanguinea

Chinese hat Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Inga sp. N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Ipomoea tas bata Camote Sweet potato Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Ipomo . ea sp Morning glory tree Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Ixora spp. Ixora Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Jacaranda s . p CABI 2005, hospedante secundarioJacaranda mimosifolia

Jacaranda Jacaranda Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Jasminum basam c Aiton Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Jasminum sp. Jasmín Jasmine, lady of the night


Kalanchoe spp. Wonder of the world





113

(español) Kigelia spp. N/A Chang & Miller 1996, Citados por

Meyerdirk et al. 2003 Lactuca sativa Lechuga Lettuce Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003, CABI 2005, hospedante secundario

Lagerstroemia speciosa

Queen of flowers Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Lantana camara Cinco negritos Lantana Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Laportea aestuans Stinging nettle Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Leonotis nepetifolia

Honeysuckle Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Leucaena sp. CABI 2005, hospedante secundarioLeucaena leucocephala

Leucaena Leucaena CABI 2005, hospedante secundario

Leuceana glauca Leuceana Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Lighia sapida Ackee Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Lycopersicon esculentum

Tomate Tomato Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Ma pcaranga s . CABI 2005, hospedante secundarioMalpighia glabra (=punicifolia)

Acerola Acerola, West Indies cherry

Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Malus sy estris lv Crab‐apple tree CABI 2005, hospedante secundarioMalvaviscus arboreus


Mangifera indica Mango Mango Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Manihot esculenta Yuca Cassava Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Manilkara zapota Níspero, chico zapote

Sapodilla Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Medicago sativa Alfalfa Alfalfa, lucerne Williams 1986; CABI 2005, hospedante secundario

Melia azederach Chinaberry Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Melicocca bijugatus (=bijuga)

Mamón Genip Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Miconia cornifolia Malestomac Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Mikania cordata hempweed Mani 1989



común (españ


114

ol) Mimosa pudica Dormilona,

sensitiva Sensitive plant Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et


Mimos bicaulis a ru N/A Ghose 1972Morus sp. Árbol de mora Mulberrytree CABI 2005, hospedante primarioMorus alba Mora, morera,

morera blanca Mora, white mulberry


Morus ra nig Mora Black mulberry Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Morus sp. A mulberry Williams 1986Murraya exotica Sweet lime Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Murraya koenigii Curry leaf Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Murraya paniculata (=Chalcas panic ) ulata

Naranjo jasmín, mirto

Sweetlime, jasmine orange

Anon. 1996 y Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Musa Banano, guineo Banana CABI 2005, hospedante secundarioMusa spp. Guineos Banana Williams 1985Musa x paradisiaca

Plátano Plantain CABI 2005, hospedante primario

Mussaenda spp. Mussaenda Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Myrtus communis Mirto Myrtle Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Nephrolepis biserrat furcans a

Fish tail fern Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Nephrolepis exaltata

Boston fern Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Nerium oleander Rosa laurel, Narcizo, adelfa, baladre, mataburro

Oleander Mani 1989; Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Opuntia sp. Cacto, nopal Prickly pear Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Pachystachys lutea Shrimp plant Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Paritium sp. N/A Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Parkinsonia aculeata

Palo verde, espina de Jerusalem

Horsebean, Mexican palo verde


Parkinsonia sp. A bean Williams 1985Parthenium hysterophorus

Artemisilla White head,Parthenium weed


Passiflora sp. CABI 2005, hospedante secundario



común (españ


115

ol) Passiflora edulis Granadilla,

pasionaria, maracuya

Passionfruit CABI 2005, hospedante primario

Passiflora edulis var. edulis

Passion fruit Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Passiflora granadilla

Barbadeen Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Passiflora quadran s gulari

Giant granadilla Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Pavonia sp. N/A Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Peperomia pellucida

Shining bush Chang & Miller 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Peresk eo ia bl African rose Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Persea sp. CABI 2005, hospedante secundarioPersea americana Aguacate, palto Avocado Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003; CABI 2005, hospedante primario

Petiveria alliac a e Maouipoui Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Petrea arborea Petrea Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Phaseolus mungo Mung bean Chang & Miller 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Phaseolus vulgaris Frijol común String bean,common bean


Philodendron spp. Philodendron Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Phoenix dactylifera

Palma dátil Date palm Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003; CABI 2005, hospedante secundario

Phoenix sylvestris Wild date palm Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Phyllanthus acidus Damson Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Phyllanthus nirur i Chancapiedra Stone breaker, seed‐under‐the‐leaf

CABI 2005, hospedante secundario

Prunus domest ca i Ciruela Plum CABI 2005, hospedante secundarioPrunus persica Durazno Peach Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

2003 Psidium guajava Guayaba Guava Mani 1989; CABI 2005, hospedante

secundario Punica granatum Granada Pomegranate Williams 1986; CABI 2005,

hospedante secundario Pyrus communis Pera Pear Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

2003




116

(español) Quisqualis sp. N/A Chang & Miller 1996, Citado por

Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Rhodo dron sp. den Azalea CABI 2005, hospedante secundarioRhoeo sp. Boundary plant Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Ricinus communis Higuerilla Castor bean Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

2003 Rivinia humilis Cats’ blood Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Robinia pseudoacacia

Falsa acasia, robinia

Black locust Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Rosa spp. Rosal Rose Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Russellia equisetifolia

Antigua heath Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Saccharum officinarum

Caña de azúcar Sugarcane Mani 1989; CABI 2005, hospedante secundario

Salix sp. Sauce llorón Willow Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Samanea saman Carreto, samán, cenicero, carreto negro, cenízaro, genícero, genízaro, guachapalí

Rain tree CABI 2005, hospedante primario

Schefflera actinophylla

Octopus tree Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Schefflera elegantissima

False aralia Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Schefflera sp. Schefflera Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Schinus molle Pirul California peppertree


Schinus terebenthifolius

Brazilian peppertree


Sciadophyllum pulchrum


Scindapsus aureus Devil’s ivy Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Scoparia dulcis Sweet broom Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Senna italica N/A Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Senna obtusif lia o Wild senna Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Senna siamea Casia de Siam Cassia, Thailand shower




común (español)


Senna sulfurea (Cassia glauca, Cassia arborescens)

Palo de zorrillo, Flor de San José

Smooth wild sensitive plant, smooth senna

Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Sesbania sesban (=aegyptiaca)

N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

117

2003 Sida acuta Escobilla Sida, broom weed Williams 1985; CABI 2005,

hospedante primario Solanum aethiopicum

N/A Williams 1986

Solanum bicolor An ornamental Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Solanum melongena

Berenjena Eggplant Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Solanum tuberosum

Papa Potato Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Spondias chili Plum Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Spondias cytherea (=dulcis)

Golden apple Mani 1989

Spondias dulcis Jocote CABI 2005, hospedante secundarioSpondias mombin Jocote Hog plum Williams, 1986; CABI 2005,

hospedante secundario Spondias purpurea Jocote Red plum Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et


Spondias purea purvar. lutea

Ciruelo Yellow plum Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Spondias sp. Jocote Purple mombin CABI 2005, hospedante primarioStachytarpheta jamaicensis

Vervine Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Symedrella nodiflora

A weed Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Syngoniun podophyllum

N/A Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Syzygium cumini Ciruelo negro, guayabo pesgua

Jamoon, Java plum, black plum


Syzygium malaccense

French cashew Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Tabebuia heterophylla

White cedar Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Tabebuia sp. Poui Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Tabernaemontana divaricata

Chamelie Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Tamarindus indica Tamarindo Tamarind Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003




118

(español) Tecoma capensis Cape Honeysuckle Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.

2003 Tecoma grandiflora

Chinese trumpet vine

Mani 1989

Tecoma stans Esperanza, trompeta amarilla

Trumpet flower Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003

Tectona grandis Teca Teak Williams 1986; CABI 2005, hospedante primario

Templeton p. ia s N/A Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Tephrosia sp. CABI 2005, hospedante secundarioTerminalia catappa

Almendro de playa, almendro de la India

Tropical almond,Singapore almond


Terminalia mantaly

Terminalia, Umbrella tree


Terminali p. a sp N/A Chang & Miller 1996, Citados por Meyerdirk et al. 2003

Tetracera sp. CABI 2005, hospedante secundarioTheobroma cacao Cacao Cocoa Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et


Thunbergia erecta Thunbergia Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

Tithonia urticifolia Gigantón N/A Williams 1986Vigna unguiculata Mucuna Cowpea Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et

al. 2003 Vinca minor Common periwinkle Chang & Miller 1996, Citados por

Meyerdirk et al. 2003 Vitis vinifera Uva Grape, Grapevine Mani 1989; CABI 2005, hospedante

primario Xanthosoma spp. Ñame Tannia, cocoyam Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et


Zea mays Maíz Corn, maize Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante secundario

Zizyphus jujuba (=vulgaris)


Zizyphus mauritiana

Yuyuga, perita haitiana, jujuba

Indian jujube, Jujube Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003, CABI 2005, hospedante secundario

Zizyphus mucronata

Buffalo thorn Williams 1986

Zizyphus sp. N/A Mani 1989Zizyphus spinachristi

Jujube, Chinese Date Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al.2003


conocidos únicamente por el nom recisa H ospedantes bre común o por una designación imp

119

Orengo thyme Anon. 1996, Citado por Meyerdirk 2003et al.Pon‐pom Anon. 1996, Citado por Meyerdirk 2003et al.Palma (Familia‐Palmae) Anon. 1996, Citado por Meyerdirk 2003et al.Numeras malezas gramíneas Anon. 1996, Citado por Meyerdirk 2003et al.Malezas leguminosas Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003

BIBLIOGRAFÍA

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GHOSE, S. K. 1972. Biology of the mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green) (Pseudococcidae, . Hemiptera). Indian Agric. 16(4): 323‐332

Mani, M. 1989. A review of the pink mealybug‐ Maconellicoccus hirsutus (Green). Insect Sci. Applic. 10(2): 157‐167.

MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G. FRANCIS. 2003. Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del hibisco. Trad. IICA. 2 ed. San José, Costa Rica. USDA – IICA. P. irr. Archivo PHM_Espanol.pdf. Disponible en Internet: http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.

SAGRPA. 2007. Acuerdo por el que se instrumenta el Dispositivo Nacional de Emergencia en los términos del artículo 46 de Ley Federal de Sanidad Vegetal, con el objeto de controlar y mitigar el riesgo de dispersión de la cochinilla rosada del hibisco (Maconellicoccus hirsutus) en México. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA). DIARIO OFICIAL DE LA FEDERACIÓN, Primera Sección, pgs: 72‐80. 31 de diciembre de 2007.

WILLIAMS, D. J. 1986. The identity and distribution of the genus Maconellicoccus Ezzat (Hemiptera: Pseudococcidae) in Africa. Bull. Ent. Res. 76: 351‐357.

APÉNDICE 5

SUGERENCIAS SOBRE PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA PARA M. hirsutus

A. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE DETECCIÓN e recomienda el empleo de esta fórmula cuando se estime que la incidencia (real o actual) Sde la plaga es baja. En este caso se asume que existe una interrelación entre el tamaño de la muestra, el nivel e confianza y el umbral de detección. La confianza se expresa en porcentaje y el umbral

ón en una escala de valores entre cero y uno. dde detecci

órmula: F

l despejar aplicando logaritmos se tiene:

Nivel de confianza = 1 – (1 – incidencia de diseño) tamaño de muestra

A 120 n el Cuadro 4 se presentan tamaños de muestra calculados a diferentes niveles de

log (1 – nivel de confianza) Tamaño de muestra = log (1 – incidencia de diseño)

Econfianza e incidencias de diseño. os valores pueden obtenerse en MS Excel. Para una incidencia de diseño del 1% (0.01) y on un nivel de confianzaLc del 95%, la fórmula es:

=(LOG((1‐0.95),10))/(LOG((1‐0.01),10))

i la precisión del método de muestreo es menor que 0.95, es necesario ajustar el tamaño e la muestra. Para el ajuste puede emplearse la siguiente fórmula. Sd

(tamaño de muestra calculado) Tamaño de muestra ajustado = precisión del método

Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta

Cuadro 4. Tamaños de muestra calculados sin tomar en cuenta la precisión del método de muestreo8.

121

Se puede asumir que la incidencia de M. hirsutus después de una incursión será muy baja en los primeros días; no obstante, podría darse una dispersión y multiplicación rápida si hay abundancia de hospedantes en el lugar, si las condiciones climáticas son favorables o si en la incursión no viene acompañada de sus enemigos naturales. Todas las predicciones que e hagan deben fundamentarse en evidencias documentales, teniendo en cuenta la biología sde la plaga. Otra situación a la que debe prestarse atención, si se emplea la fórmula anterior, es el criterio para expresar la incidencia. Para la detección de M. hirsutus, podría expresarse la incidencia como porcentaje de hospedantes preferidos infestados en un lugar de muestreo (cantón, caserío, lugar de producción, colonia, parque), dentro de estos lugares podría establecerse otra subdivisión tal como calle, cuadra, campo, sector y dentro de estas subdivisiones, seleccionar los “sitios de muestreo” donde se tomará la unidad (superficie, plantas, partes de plantas) a examinar. Como la plaga ataca tanto a árboles grandes como a plantas pequeñas o arbustos, la selección podría hacerse solamente de plantas pequeñas, ya que éstas pueden examinarse con más facilidad. El examen puede hacerse en los terminales del tercio medio y superior de las plantas. De existir plantas hospedantes

8 Tomado de: McMAUGH, T. 2005. Guidelines for surveillance for plant pests in Asia and the Pacific. Canberra, Australia. Australian Centre for International Agricultural Research (ACIAR). pp. 52. Capítulo 2. Disponible en Internet:

http://www.aciar.gov.au/web.nsf/att/ACIA-6HZ6HT/$file/chapter%202.pdf - http://www.aciar.gov.au/web.nsf/doc/ACIA-6HZ3TK


predilectas en el “sitio de muestreo”, el examen debería de hacerse sobre una de estasplantas (por ejemplo Hibiscus rosasinensis).

B. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE MONITOREO Los escenarios en los que puede aplicarse esta fórmula son: 1) cuando se requiera determinar la proporción de hospedantes infestados en una localidad (cantón, caserío, campo, lugar de producción, colonia, parque); 2) Si se quiere determinar el número de uadras (manzanas), campos (lotes), jardines, infestados por cochinilla rosada en el cmunicipio o distrito. La fórmula que se propone se usa cuando se escoge el 95% de confianza y la incidencia esperada es mayor que el 2%. Se emplea la variable “Z” que se deriva de la distribución normal y que posee un valor de 1.96 para un 95% de confianza (empleado en la fórmula que se presenta). Nótese que para el 99% de confianza “Z” tiene un valor de 2.58 y para 0% de 1.65. El ancho del intervalo de confianza y la incidencia de diseño se expresan en

uno 9decimales entre cero y para la fórmula siguiente: amaño de muestra = (Z/ancho del intervalo de confianza)2 x incidencia de diseño x

(1 – incidencia de diseño) T

or ejemplo, cuando el ancho del intervalo de confianza es de 5% y el de la incidencia de

122 Pdiseño de la plaga es del 20%, el tamaño es: Tamaño de muestra requerido = ((1.96/0.05)2 x 0.2 (1‐0.2)) = 246

ste mismo resultado ula siguiente: E puede obtenerse con MS Excel, empleando la fórm

Tamaño de muestra =((1.96/0.05)^2*0.2*(1‐0.2))

n el Cuadro 5 se presentan ejemplos para cálculos de tamaños de muestra a un nivel de onfianza del 95% y a diferentes incidencias de diseño. Ec


Cuadro 5. Ejemplos de cálculos de tamaños de muestra realizados con niveles de confianza del 95%9.

123 Notas: 7 Estos valores de porcentajes son una función del porcentaje de la incidencia de diseño. Por ejemplo, un ancho de intervalo de confianza de 5% en derredor a una incidencia de diseño del 20% significa que el ancho es igual al 5% de 20%, esto es ± 1%. Esto significa también que el intervalo de confianza se extiende entre 19% a 21%. 8 El tamaño de muestra es el mismo para una incidencia de diseño de 2% y 98% porque la fórmula usada para calcular el tamaño de muestra implica la multiplicación de la incidencia e diseño por 1 – la incidencia de diseño, esto significa que las parejas que suman 100% equieren del mismo número de sitios (unidades) de muestreo. dr

C. USO DE TRAMPAS CON FEROMONA SEXUAL SINTÉTICA El dispositivo con la feromona sexual sintética de CRH (Zhang et al., 2004) tiene una capacidad para atraer machos hasta por una distancia de 500 m. Se recomienda colocar las trampas cerca de hospedantes preferenciales (hibisco) en áreas urbanas, puertos, aeropuertos, puntos de verificación fitosanitaria, zonas hoteleras, puntos fronterizos, áreas de producción como viveros y huertos (guanábana, guayabo), centros de acopio, 9 Tomado de: McMAUGH, T. 2005. Guidelines for surveillance for plant pests in Asia and the Pacific. Canberra, Australia. Australian Centre for International Agricultural Research (ACIAR). pp. 55. Capítulo 2. Disponible en Internet: http://www.aciar.gov.au/system/files/node/2311/MN119+Part+1.pdf;

http://www.aciar.gov.au/web.nsf/doc/ACIA-6HZ3TK


empacadoras de productos vegetales. En México, cuando ya se detecta un nuevo brote de RH, el Programa Emergente contra CRH recomienda colocar las trampas con feromona Csexual en intervalos de separación de 1 a 5 km. Tomando en cuenta el ciclo biológico de la CRH, que requiere de aproximadamente 25 días, y que los machos viven durante 2‐3 días, se recomienda revisar las trampas cada 15 días y cambiarlas de posición dentro del área de trampeo. El septo con el cebo, se puede cambiar ada 1 a 2 meses, sobre todo si se trata de programas de monitoreo para detectar cinfestaciones tempranas, esencial cuando el objetivo es la erradicación. Las trampas como la Jackson (Scentry In., Bukeye, AZ, USA) tienen una tira de cartón movible o reemplazable, sobre la que se coloca el pegamento o adherente, con la cual es más fácil darle servicio y la trampa de cartón puede durar más tiempo que otras disponibles en el mercado (Delta, Pherocon IIB, Pherocon V). La tira o tarjeta se retira, se guarda en una bolsa de polietileno y se lleva al laboratorio para su análisis (Vitullio et al., 2007). En cambio la trampa tipo Delta (Scentry In., Bukeye, AZ, USA) (Figura 21) tiene la ventaja de que es más selectiva para atrapar machos de CRH, aunque las aberturas pequeñas de esta dificultan la entrada de insectos no objetivo y de objetos extraños. Si se toma en cuenta el tamaño pequeño de los machos de CRH, la entrada a la trampa de objetos grandes puede incrementar el tiempo para revisar las trampas y permitir que los machos pasen inadvertidos. Lo anterior es muy importante si se trata de un programa de monitoreo para detectar infestaciones tempranas de baja incidencia (Francis et al. 2007). Sin importar qué trampa se decida usar, ya en el laboratorio los machos adultos que se capturen deben pasar por un proceso de aclaración, tinción y montaje en laminillas, para su determinación específica (Método propuesto por Hamon y Kosztarab, 1979). Al icroscopio compuesto se debe observar una estructura en forma de gancho en la base del edago o genitalia del macho (Figura 22a y b).

124

ma

Fig. 21. Trampa tipo Delta. Cortesía:

Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).


a) b) Fig. 22. Macho de M. hirsutus capturado en trampa con feromona sexual. Preparación en laminillas (montaje en Bálsamo de Canadá) usando método de Hamon y Koztarab (1979). a) Macho adulto; b) Genitalia de macho con esclerito en forma de “Y” sobre la base de la cápsula genital. Imágenes por J. Valdez Carrasco, 2008.

125

D. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO SOBRE LA EVALUACIÓN PORMENORIZADA DEL ESTABLECIMIENTO DEL PARASITOIDE

Para evaluar la colonización (desarrollo de una o más generaciones en el campo) y el establecimiento (habilidad de permanecer por lo menos 3 años en el campo) de A. kamali, se han desarrollado procedimientos de muestreo que pueden emplearse también para eterminar la dispersión del parasitoide a varias distancias desde los lugares de liberación doriginales. Debe tenerse en cuenta que la recuperación, durante un período de tiempo, de parasitoides en M. hirsutus vivo, reflejará el porcentaje de parasitismo en M. hirsutus en ese período de recolección; también indicará la presencia o ausencia de los parasitoides y la proporción de os parasitoides colectados por especie. El porcentaje de parasitismo puede calcularse con lbase en el número total de M. hirsutus vivos colectados. Otra situación que debe observarse es el hiperparasitismo. Sucede cuando un parasitoide primario o parasitoide “bueno” (el que mata a la cochinilla al desarrollarse a partir de huevos depositados dentro de esta, por una hembra adulta del parasitoide) es atacado, dentro del cuerpo de la cochinilla, por otro parasitoide (hiperparasitoide o parasitoide secundario) por lo que se considera un parasitoide “malo”.


Materiales y métodos Para evaluar el establecimiento del agente de control biológico se necesita de los materiales y equipos iguien s

tes:

Una manta de abatimiento, 0.6 x 0.6 m, de tela blanca; e 0.3 m de largo por 3.8 cm. de Un bastón para manta de abatimiento d

grueso), enclavijado; Pincel (aproximadamente tamaño cero);

Hielera y paquetes de hielo azul (gel); ro dígitos;

de luz; Dos contadores, cada uno de cuat

Un microscopio de disección y fuente

Pinza de disección o de relojero;

(10 x de aumento); calidad farmacéutica (tamaño cero);

Una lupa manual

Cápsulas de gelatina

Tijera de podar;

Muestra de prueba;

Formularios para recopilar información; Bolsas grandes de plástico y de papel;

Tabla estándar para llenado de formularios.

Para establecer el porcentaje de parasitismo se recomienda seguir los pasos siguientes: Paso 1: En los mismos lugares del “estudio de campo” donde se recolectaron las muestras de plantas para los conteos de densidad de población de M. hirsutus, recolectar adicionalmente, al azar, por lo menos cuatro ramas jóvenes infestadas; colocarlas dentro de na bolsa de papel y etiquetarlas con “Porcentaje de Parasitismo”. Tomar en cuenta la nformac

126

ui

ión siguiente:

− ; Nombre del recolect

−

or− Fecha de recolección;

Planta hospedante; − Dirección (calle, número y nombre, colonia o barrio, municipio o corregimiento,

departamento o provincia, si es un inmueble urbano; en un inmueble rural apuntar de producción o finca, cantón o caserío, municipio o el campo o lote, lugar

− corregimiento, departamento o provincia); Nombre del propietario;

− Registros iniciales (deberá indicar la localización de la planta de la que se tomó la muestra – incluir un mapa sencillo).

Las muestras para la evaluación de porcentaje de parasitismo pueden colectarse ensualmente en los lugares que se hayan destinado para llevar el conteo de la densidad e población de M. hirsutus.

md


Paso 2: Mantener las muestras frescas colocándolas en una hielera portátil que contenga paquetes de gel congelada (bloques de hielo) y no permitir que se expongan a emperaturas elevadas. No dejarlas dentro del vehículo cerrado. Estos especímenes deben tmantenerse vivos y enviarse al laboratorio para un período de desarrollo adicional. Paso 3: En el laboratorio, sacar las ramas de la bolsa de papel y comenzar a observarlas bajo el microscopio de disección. Con un pincel, separar cuidadosa e individualmente las ninfas vivas del segundo y tercer estadios y las cochinillas adultas, y colocar cada una dentro de una cápsula de gelatina (tamaño cero). De cada rama, transferir aproximadamente 25 individuos de M. hirsutus a cápsulas. Encapsular un total de 100 individuos de M. hirsutus por sitio por fecha. Si la muestra contiene menos de 100 cochinillas y las cuatro muestras han sido procesadas, el número podrá ser bajo, pero representará el porcentaje relativo de parasitismo con menos de 100 individuos. Si se necesitaran más individuos de la cochinilla, se podrán utilizar también las muestras de las ramas usadas para calcular la densidad de la población de la cochinilla. Colocar las cápsulas en una caja de cartón o bolsa con una etiqueta indicando la información específica de localización y la fecha de recolección. Todas las momias de M. hirsutus sin agujeros de alida también deben ser encapsuladas y colocadas dentro de un contenedor separado s(esto último corresponde al hiperparasitismo). Paso 4: Mantener las bolsas (o cajas de cartón) que contienen las cochinillas encapsuladas en gelatina, en el laboratorio a una temperatura controlada de 21 °C a 30 °C, durante 30 días, y luego examinarlas bajo el microscopio de disección (estéreo microscopio). Los ejemplares de parasitoides recién emergidos deben de colocarse en viales con alcohol al 70%, debidamente etiquetados, para su posterior procesamiento y determinación específica. Todas las cochinillas que fueron parasitadas normalmente tendrán emergencia de parasitoides dentro de la cápsula. Registrar el número de las cochinillas que forman parte de la muestra, el número de parasitoides por cápsula, las especies de parasitoides identificadas, y el sexo de todos los especímenes en las cápsulas, por cada sitio y por fecha de recolección; hacerlo en el formulario respectivo que se incluye en el Apéndice 8 Formulario 2). Meyerdirk et al. (2003) y Meyerdirk et al. (2001) presentan Ilustraciones

127

(sobre algunos parasitoides de cochinilla rosada. Paso 5: Dividir el número total de cochinillas vivas recolectadas y encapsuladas entre el número de cápsulas que contengan parasitoides emergidos y multiplicar por 100 para calcular el porcentaje de parasitismo. Si un hiperparasitoide emerge de la muestra, ontarlo como si fuera una cápsula de cochinilla parasitada. Apuntar el resumen de los cdatos de campo en el formulario respectivo que se incluye en el Apéndice 8 (Formulario 3). Dividir el número de cochinillas parasitadas atacadas por una de las especies de parasitoides, entre el número total de cochinillas parasitadas, y multiplicar por 100 para obtener el porcentaje presente de esa especie dentro del complejo de parasitoides. Dividir el número de cápsulas parasitadas por una especie entre el total de cochinillas parasitadas, y multiplicar por 100 para obtener el porcentaje de parasitismo por esta especie.


E. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA EVALUACIÓN RÁPIDA DEL PARASITOIDE

ara recolectar una muestra rápida a fin de determinar la “Presencia en Campo” de Pparasitoides, proceder de la forma siguiente: Mediante el empleo de una lupa (10X) examinar los terminales de la planta hospedante observando la presencia de masas nuevas o viejas de huevos y cochinillas vivas. Otras plantas hospedantes pueden examinarse observando a través del lente el fruto, las nervaduras centrales de las hojas y la corteza del árbol. Los estados avanzados de parasitismo en M. hirsutus aparecen como “momias” y usualmente pueden verse asociados con masas de huevos. Las momias tienen una apariencia tendiendo a color marrón, de forma oblonga, debido a los cuerpos hinchados de M. hirsutus. Si el parasitoide ha emergido de la momia, un orificio de salida será aparente en uno de los extremos de la momia. La momia es el exoesqueleto endurecido de la cochinilla que se hinchó, pero las patas y antenas pueden usualmente verse mediante una lupa. La presencia de estas omias y los orificios de salida es un excelente indicador de que la cochinilla está siendo arasitada. mp

128 Monitoreo de hiperparasitoides Los hiperparasitoides son parasitoides secundarios que atacan al parasitoide primario, por lo que son especies indeseables en los programas de control biológico clásico o por aumento. Pueden encontrarse atacando otras especies de parasitoides asociados a otras especies de piojos harinosos presentes en la localidad, por lo que posteriormente también pueden atacar a M. hirsutus y sus parasitoides introducidos que se han establecido en una determinada región. Normalmente parasitan a los parasitoides primarios en desarrollo avanzado (especialmente en estadio de pupa), como en el estadio de momia. A fin de determinar el impacto de estos hiperparasitoides locales sobre el parasitoide primario de M. hirsutus, tendrá que establecerse un sistema de monitoreo. Todos los hiperparasitoides emergerán de la momia de M. hirsutus, igual que los parasitoides primarios. Por tanto, se deben recolectar todas las momias de M. hirsutus sin agujeros de salida que se encuentren en las ramas de toma de muestras del porcentaje de parasitismo o densidad de población e M. hirsutus. Colocar individualmente estas momias sin agujeros de salida en las cápsulas

bolsa de papel o caja de cartó o caja petri. dde gelatina y depositarlas aparte en una n

Colocar la viñeta siguiente: muestra de “% de HIPERPARASITISMO”. ara evaluar el hiperparasitismo pueden emplearse los procedimientos de muestreo iguientes:

Ps


− Encapsular individualmente todas las momias de M. hirsutus colectadas en los o de densidad de población

apel, cajas de cartón o cajas plugares de muestre y porcentaje de parasitismo. Colocarlas aparte en bolsas de p etri;

− Colocar en la viñeta “% de HIPERPARASITISMO”, el nombre del colector, la fecha , de recolección, dirección del lugar (nombre, calle, número, cantón o caserío

− departamento o provincia), planta hospedante, etc.; Mantener las momias bajo temperaturas controladas en el laboratorio (21 a 30 ºC);

− Examinar las cápsulas 15 a 30 días después y tomar nota sobre: número individual de parasitoides, especie, sexo. Si el hiperparasitoide no puede ser identificado, mantener cada parasitoide y momia en viales con alcohol al 70% para su identificación posterior. Si se necesita una confirmación de identidad tanto de la omia como del hiperparasitoide, enviar ambos al laboratorio de referencia

ificacmadecuado para su ident ión.

Si se requiere una encuesta de monitoreo para la evaluación de los depredadores, en eyerdirk et al. (2003) y Meyerdirk et al. (2001), puede consultarse un procedimiento para ste fin. Me

129 F. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA

EVALUACIÓN DEL CONTROL DE Maconellicoccus hirsutus POR Anagyrus kamali

Para la evaluación del control biológico de M. hirsutus por A. kamali se puede emplear un procedimiento basado en el muestreo de la densidad de población de la plaga, en lugares reseleccionados antes de la liberación del parasitoide, por períodos regulares p(normalmente cada 3 meses). Debido a que la técnica de muestreo que se describe ha sido desarrollada en Hibiscus rosasinensis (clavel, rosa de china), esta planta deberá seleccionarse como planta hospedante estándar para la toma de muestras. Pueden tomarse muestras de otras plantas ospedantes, si se modifican las técnicas de toma de muestras para uso en estas plantas y ara registrar el comportamiento de M. hirsutus en las mismas. hp

Selección del sitio para evaluación del control Las propiedades residenciales usualmente son los mejores lugares para establecer los sitios de evaluación del control biológico. Deben evitarse, en lo posible, lugares donde normalmente se utilicen plaguicidas, por ejemplo, jardines de hoteles y otros establecimientos comerciales.


Es recomendable seleccionar ramas de hibisco moderadamente infestadas con M. hirsutus (las plantas severamente infestadas pueden estar en paso de muerte y puede er que no se recuperen y mueran). Por ejemplo, ramas de 1 a 2 m de largo por 0.6 a 1 m sde ancho, o varias ramas de un seto. Debe establecerse un acuerdo con el dueño de la propiedad de no aplicar ningún plaguicida a la planta hospedante seleccionada, ni cerca del lugar de la evaluación y que no p las plantas. Debe obtenerse también el consentimiento del dueño para entrar a la propiedad y para podar las plantas cuando sea necesario.

ode

T oma de muestras para la evaluación del control biológico de M. hirsutus

− Al centro de la superficie exterior del seto, seleccionar al azar una terminal de rama joven y cortarla a 15 cm de longitud desde la punta hacia el tronco, incluyendo una parte adicional de la porción leñosa de la rama;

− Repetir el procedimiento anterior por tres veces más alrededor de la misma planta o cada 61 cm a lo largo del seto, para obtener una muestra representativa. En total se recolectarán cuatro terminales de una misma planta o seto por sitio de evaluación;

− Depositar c forma individual en una bolsa de papel, cerrarla y etiquetarla uiente:

ada rama terminal en

o con la información sig

; o

130 nombre del colector

o fecha de recolección; planta hospedante;

o e calle y número, colonia o caserío, municipio, dirección (nombre dprovincia o departamento y nombre del propietario si está disponible);

o número de muestra; − Tomar una fotografía (digital o con película de diapositiva) para documentar el sitio

y la condición de la planta al inicio del programa de liberación. Amarrar una cinta de color en una rama grande de la planta de hibisco donde se tomó la muestra, a fin de marcar el sitio para referencias futuras;

− Mantener la muestra en un lugar fresco o dentro de una hielera portátil con bloques (paquetes) de gel congelados hasta que sea examinada en el laboratorio. No dejar las muestras en el vehículo con las ventanas cerradas, ya que las temperaturas elevadas pueden deteriorar la muestra;

− En el laboratorio, sacar las muestras de la bolsa y medir 15 cm desde la punta de la e y ca p sobran iórama hacia l tronco, cortar des rtar la arte te de la porc n leñosa de la

rama; − Examinar cada terminal de rama bajo el microscopio de disección

(estereomicroscopio), observando desde el tronco hacia la punta. Rotar suavemente la rama y contar y remover todos los ovisacos según sea necesario. Examinar los ovisacos para determinar la presencia o ausencia de huevos o rastreadores. Se tienen que remover y examinar en forma separada las hojas y otras ramas presentes en la muestra. Contar y registrar todos los segundos y terceros estadios de la


cochinilla, los adultos machos y hembras, larvas y adultos de depredadores y las momias (cochinillas parasitadas), registrando las que tengan y las que no tengan orificios de salida. Usar el formulario respectivo que se incluye en el Apéndice 8 (Formulario 1) para la recopilación de datos de incidencia (densidad de población) de CRH. Los contadores de mesa son muy útiles para este propósito, cada uno

nidentificado con el nombre del estadio de la cochinilla que está co tando. Pinza, cánula y pincel son herramientas muy útiles durante este proceso;

− , i r

Utilizar el Formulario 1 del Apénd ce 8, para totaliza los datos de conteos de incidencia de M. hirsutus;

− Restablecer en cero los contadores antes de proceder a realizar el conteo de la próxima rama terminal;

− Recolectar muestras trimestralmente para monitorear las densidades de población e M. hirsutus en los lugares de evaluación del control y, según sea necesario, en tros lugares. do

BIBLIOGRAFÍA FRANCIS, A., K. A. BLOEM, A. L. RODA, S. L. LAPOINTE, A. ZHANG, O. ONOKPISE. 2007. Development

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http://www.aphis.usda.gov/import_export/plants/manuals/domestic/downloads/phm.pdf

APÉNDICE 6 GLOSARIO

acción de emergen acia. Acción fitos nitaria rápida llevada a cabo ante una situación

fitosanitaria nueva o imprevista [CIMF, 2001] acción fitosanitaria. Operaci n tal ó oficial, como inspección, prueba, vigilancia o tratamiento,

llevada a cabo para aplicar medidas fitosanitarias [CIMF, 2001; revisado CIMF, 2005] agente de control biológico. , d Enemigo natural antagonista o competi or u otro organismo,

utilizado para el control de plagas [NIMF n.º 3, 1996; revisado NIMF n.º 3, 2005] análisis de riesgo de plagas (interpretación convenida). Proceso de evaluación de las

evidencias biológicas u otras evidencias científicas y económicas para determinar si un organismo es una plaga, si debería ser reglamentado, y la intensidad de cualesquiera medidas fitosanitarias que hayan de adoptarse contra él [FAO, 1995; revisado CIPF, 1997; NIMF n.º 2, 2007] área bajo cuarentena. Un área donde existe una plaga cuarentenaria y que está bajo un control

oficial [FAO, 1990; revisado FAO, 1995] área controlada. Un área reglamentada que la ONPF ha determinado como el área mínima

necesaria para prevenir la dispersión de una plaga desde un área cuarentenaria [CEMF, 1996] área en peligro. Un área en donde los factores ecológicos favorecen el establecimiento de una

plaga cuya presencia dentro del área dará como resultado pérdidas económicamente importantes [FAO, 1995] área reglamentada. Área en la cual las plantas, productos vegetales y otros productos

reglamentados que entran al área, se mueven dentro de ésta y/o provienen de la misma están sujetos a reglamentaciones o procedimientos fitosanitarios con el fin de prevenir la introducción y/o disp

132 ersión de las plagas cuarentenarias o limitar las repercusiones económicas de las plagas no

cuarentenarias reglamentadas [CEMF, 1996; revisado CEMF, 1999; CIMF, 2001] área. Un país determinado, parte de un país, países completos o partes de diversos países, que

se han definido oficialmente [FAO, 1990, revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; definición basada en el Acuerdo a Organización Mundial del Comerci

sobre la Aplicación de Medidas Sanitarias y Fitosanitarias de lo]

ARP. Análisis de Riesgo de Plagas [FAO, 1995; revisado CIMF, 2001] artículo reglamentado. Cualquier planta, producto vegetal, lugar de almacenamiento, de

empacado, medio de transporte, contenedor, suelo y cualquier otro organismo, objeto o material capaz de albergar o dispersar plagas, que se considere que debe estar sujeto a medidas fitosanita 1 95;rias, en particular en el transporte internacional [FAO, 1990; revisado FAO, 9 CIPF, 1997; aclaración, 2005] brote. Población de una plaga detectada recientemente, incluida una incursión o aumento

súbito importante de una población de una plaga establecida en un área [FAO, 1995; revisado CIMF, 2003] campo. Parcela con límites definidos dentro de un lugar de producción en el cual se cultiva un

producto [FAO, 1990] certif s fitosanitarios conducentes a la expedición de

un Certificadicación fitosanitaria. Uso de procedimiento

o Fitosanitario [FAO, 1990] CESV. Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal CIPF. Convención Internacional de Protección Fitosanitaria, depositada en 1951 en la FAO,

Roma y posteriormente enmendada [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001]

Apéndice 6. Glosario

133

Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal. Grupo consultivo de profesionales en diferentes ramas de la protección vegetal, delegados oficialmente para asesorar a la ONPF ante emergencias fitosanitarias condición de una plaga (en un área). Presencia o ausencia actual de una plaga en un área,

incluyendo su distribución donde corresponda, según lo haya determinado oficialmente el juicio de expertos basándose en los registros de plagas previos y actuales y en otra información pertinente [CEMF, 1997; revisado CIMF, 1998; anteriormente situación de una plaga (en un área) y estatus de una plaga (en un área); revisado, CMF, 2009] contención. Aplicación

ra prevenir la disper de medidas fitosanitarias dentro de un área infestada y alrededor de

ella, pa sión de una plaga [FAO, 1995] control (de una plaga). Supresión, contención o erradicación de una población de plagas [FAO,

1995] control biológico. Técnica de control contra las plagas en que se utilizan enemigos naturales,

agentes de control biológico, organismos antagonistas o competidores vivos, u otras entidades bióticas capaces de reproducirse control biológi stablecimi p co clásico. La introducción intencional y el e ento ermanente de un

agente de control biológico no nativo para el control de plagas a largo plazo control oficial. Observancia activa de la reglamentación fitosanitaria y aplicación de los

procedimientos fitosanitarios obligatorios, con el propósito de erradicar o contener las plagas cuarente o cuarentenarias reglamentadas (véase el Suplemento N° 1 del Glos

narias o manejar las plagas nario) [CIMF, 2001]

CRH. Cochinilla rosada del hibisco cuarentena vegetal. Toda actividad destinada a prevenir la introducción y/o dispersión de

plagas cuarentenarias o para asegurar su control oficial [FAO, 1990; revisado FAO, 1995] cuarentena. Confinamiento oficial de artículos reglamentados para observación e investigación,

o para inspección, prueba y/o tratamiento adicional [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999] depredador. Enemig s,

matando alguno natural que captura otros organismos animales y se alimenta de ello

os durante su vida [NIMF N° 3, 1996] (Anteriormente predador) diagnóstico de plaga. Proceso de detección e identificación de una plaga [NIMF n.º 27, 2006] dispersión. Expansión de la distribución geográfica de una plaga dentro de un área [FAO, 1995;

anteriormente diseminación] ecosiste nma. Complejo di ámico de comunidades de plantas, animales y microorganismos y su

ambiente abiótico, que interactúa como unidad funcional [NIMF n.º 3, 1996; revisado CIMF, 2005] eficacia (de t f f s b e el ratamiento). E ecto de inido, men ura le y reproducible m diant un tratamiento

prescrito [NIMF N ° 18, 2003] encuesta. Procedimiento oficial efectuado en un período dado para determinar las

características de una població o n de plagas para determinar las especies de plagas presentes dentro de un área [FAO, 1990; revisado CEMF, 1996] encuesta de delimitación. Encuesta realizada para establecer los límites de un área

considerada infestada por una plaga o libre de ella [FAO, 1990] encuesta de detección.

visa Encuesta realizada dentro de un área para determinar si hay plagas

presentes [FAO, 1990; re do FAO, 1995] encuesta de monitoreo. Encuesta en curso para verificar las características de una población

de plagas [FAO, 1995] enemigo natural. Organismo que vive a expensas de otro en su área de origen y que puede

contribuir a limitar la población de ese organismo. Incluye parasitoides, parásitos, depredadores, organismos fitófagos y patógenos [NIMF n.º 3, 1996; revisado NIMF n.º 3, 2005] entrada (de una plaga). Movimiento de una plaga hacia el interior de un área donde todavía no

está presente, o si está presente, no está extendida y se encuentra bajo control oficial [FAO, 1995]


134

erradicación. Aplicaci FAO, ón de medidas fitosanitarias para eliminar una plaga de un área [1990; revisado FAO, 1995; anteriormente erradicar] establecimiento. Perpetuación, para el futuro previsible, de una plaga dentro de un área

después de su entrada [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997; anteriormente establecida] evaluación del riesgo de plagas (para plagas cuarentenarias). Evaluación de la probabilidad

de introducción y dispersión de una plaga y de la magnitud de las posibles consecuencias económicas asociadas (véase e 9l Suplemento n.º 2 del Glosario) [FAO, 19 5; revisado NIMF n.º 11, 2001; NIMF n.º 2, 2007] flores y ramas co t s ar adas. Clase de producto correspondiente a las parte frescas de pl ntas

destinadas a usos decorativos y no a ser plantadas [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001] feromona sexual. Sustancia que es liberada al medio ambiente por un individuo para

comunicase químicamente con otro individuo del sexo opuesto de la misma especie con el objeto de reproducirse entre ellos. formas os, los cuales se

mueven o t rastreadoras. Primer estado de desarrollo ninfal de los piojos harinosarrastran para bu l scar un sustrato de a planta en donde establecerse y alimen arse.

fresco. Vivo, no desecado, congelado o conservado de otra manera [FAO, 1990] frutas y hortalizas. Clase de producto correspondiente a las partes frescas de plantas

destinadas al consumo o procesamiento y no a ser plantadas [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001] hábitos polífagos. Especie plaga que usa un amplio rango de hospedantes y sobre los cuales se

alimenta o reproduce. hip ónimo de parasitoide secundario, o aquel que se desarrolla en un huésped

que a erparasitoide. Sinsu vez es parasitoide.

i.a. Ingrediente activo incidencia (de una plaga). Proporción o número de unidades de una muestra, envío, campo u

otra población definida en las que está presente una plaga [CMF, 2009] incursión. aPobl ción aislada de una plaga detectada recientemente en un área que se desconoce

si está establecida y la cual se espera que sobreviva en un futuro inmediato [CIMF, 2003] infestación (de un producto). Presencia de una plaga viva en un producto, la cual constituye

una plaga de la planta o producto vegetal de interés. La infestación también incluye infección [CEMF, 1997; revisado CEMF, 1999] inspección. Examen visual oficial de plantas, productos vegetales u otros artículos

reglamentados para determinar si hay plagas y/o determinar el cumplimiento con las reglamentaciones fitosanitarias [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; anteriormente inspeccionar] inspector. Persona autorizada por una Organización Nacional de Protección Fitosanitaria para

desempeñar sus funciones [FAO, 1990] introducción (de un agente de control biológico). Liberación de un agente de control

biológico en un ecosistema donde no existía anteriormente (véase establecimiento) [NIMF Pub. N° 3, 1996] introducción. Entrada d

IPF, 1e una plaga que resulta en su establecimiento [FAO, 1990; revisado

FAO, 1995; C 997] legislación fitosanitaria. Leyes básicas que conceden la autoridad legal a la Organización

Nacional de Protección Fitosanitaria a partir de la cual pueden elaborar las reglamentaciones fitosanitarias [FAO, 1990; revisado FAO, 1995] legislación. Cualquier decreto, ley, r teglamento, directriz u o ra orden administrativa que

promulgue un gobierno [NIMF Pub. N° 3, 1996] liberación (en el medio ambiente). La liberación intencional de un organismo en el medio

ambiente (véase introducción y establecimiento) [NIMF Pub. N° 3, 1996] libre de (referente a un envío, campo o lugar de producción). Sin plagas (o una plaga específica)

en números o cantidades que puedan detectarse mediante la aplicación de procedimientos fitosanitarios [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; anteriormente libre de]


lugar de producción. Cualquier local o agrupación de campos operados como una sola unidad de producción agrícola. Esto pue de incluir sitios de producción que se manejan de forma separada con fines fitosanitarios [FAO, 1990, revisado CEMF, 1999] manejo del riesgo de plagas (para plagas cuarentenarias). Evaluación y selección de opciones

para reducir el riesgo de introdu d A N cción y iseminación de una plaga [F O, 1995; revisado IMF Pub N° 11, 2001] medida de emergencia. Medida fitosanitaria establecida en caso de urgencia ante una

situación fitosanitaria nuev de m p na o imprevista. Una medida e ergencia uede ser o o una medida provisional [CIMF, 2001; revisado CIMF, 2005] medida fitosanitaria (interpretación convenida10). Cualquier legislación, reglamento o

procedimiento oficial que tenga el propósito de prevenir la introducción y/o dispersión de plagas cuarentenarias o de limi a

a t r las repercusiones económicas de las plagas no cuarentenarias

reglamentad s [FAO, 1995; revisado CIPF, 1997; CIMF, 2002; aclaración, 2005] medida provisional. Reglamentación o procedimiento fitosanitario establecido sin una

justificación técnica completa, debido a la falta de información adecuada en el momento. Una medida provisi no al está sujeta a un examen periódico y a la justificación técnica completa lo antes posible [CIMF, 2001] monit 96;

anteriormoreo. Proceso oficial continuo para comprobar situaciones fitosanitarias [CEMF, 19e

135

nte verificación] NIMF. Norma Internacional para Medidas Fitosanitarias [CEMF, 1996; revisado CIMF, 2001] norma. Documento establecido por consenso y aprobado por un organismo reconocido, que

proporciona, para un uso común y repetido, reglas, directrices o características para actividades o sus resultados, con el fin de conseguir un grado óptimo de orden en un contexto dado [FAO, 1995; definición de GUÍA ISO/IEC 2:1991] Norma Internacional para Medidas Fitosanitarias. Norma internacional adoptada por la

Conferencia de la FAO, la Comi i as ón Interina de Medidas Fitosanitarias o la Comisión de Medid s Fitosanitarias, establecida en virtud de la CIPF [CEMF, 1996; revisado CEMF, 1999] norma e m a

as internacionales. Normas internacionales stablecidas de confor id d con lo

dispuesto en los párrafos 1 y 2 del Artículo X [CIPF, 1997; acl ración, 2005] oficial ción

Fitosanita. Establecido, autorizado o ejecutado por una Organización Nacional de Protecria [FAO, 1990]

ONPF. Organización Nacional de Protección Fitosanitaria [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001] parásito. Organismo que vive dentro o sobre un organismo mayor, alimentándose de éste

[NIMF Pub. N° 3, 1996] parasitoide. Insecto que es parasítico solamente durante sus etapas inmaduras, matando al

hospedante en el proceso de su desarrollo y que vive libremente en su etapa adulta [NIMF N° 3, 1996] plaga cuarentenaria. Plaga de importancia económica potencial para el área en peligro aun

cuando la plaga no esté presente o, si está presente, no está extendida y se encuentra bajo control oficial [FAO 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997] plaga. Cualquier espec e i a o g a

al s [i , raza o b otipo veget l animal o a ente patógeno dañino para l s

plantas o productos veget e FAO 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997] plantas para plantar. Plantas destinadas a permanecer plantadas, a ser plantadas o

replantadas [FAO, 1990] plantas. Plantas vivas y partes de ellas, incluidas las semillas y el germoplasma [FAO, 1990;

revisado CIPF, 1997; aclaración, 2005]

10 La interpretación convenida del término medida fitosanitaria da cuenta de la relación entre las medidas fitosanitarias y las plagas no cuarentenarias reglamentadas. Esta relación no se refleja de forma adecuada en la definición que ofrece el Artículo II de la CIPF (1997).


población. Individuos de una misma especie que ocupan un área suficiente para reproducirse y mantener con ue tinuidad en el tiempo y q muestran algunas características como crecimiento, dispersión, fluctuación, distribución y variabilidad genética. presencia. La existencia en un área de una plaga oficialmente reconocida como indígena o

introducida y no reportada oficial e q A em nte como ue ha sido erradicada [F O, 1990; r visado FAO, 1995; NIMF Nº 17, 2002; anteriormente presente] procedimiento fitosanitario. Cualquier método oficial para la aplicación de medidas

fitosanitarias, incluida la realización de inspecciones, pruebas, vigilancia o tratamientos en relación con las plagas reglamentadas [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; CIMF, 2001; CIMF, 2005] producto. Tipo de planta, producto vegetal u otro artículo que se moviliza con fines comerciales

u otros propósitos [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001; anteriormente producto básico; revisado, CMF, 2009] productos vegetales. Materiales no manufacturados de origen vegetal (incluyendo los granos)

y aquellos productos manufacturados que, por su naturaleza o por su elaboración, puedan crear un riesgo de introducción y dispersión de plagas [FAO, 1990; revisado CIPF, 1997; anteriormente producto vegetal] prohibición. Reglamentación fitosanitaria que veda la importación o movilización de plagas o

productos básicos específicos [FAO, 1990; revisado FAO, 1995] rango de hospedantes. Especies capaces de sustentar una plaga específica u otro organismo,

bajo condiciones naturales [FAO 1990; revisado NIMF n.º 3, 2005; anteriormente rango de hospederos] registro de una plaga. Documento que proporciona información concerniente a la presencia o

ausencia de una plaga específica enj ias descr

una ubicación y tiempo dados, dentro de un área (generalmente un país), ba o las circunstanc itas [CEMF, 1997] reglamentación fitosanitaria. Norma oficial para prevenir la introducción y/o dispersión de

las plagas cuarentenarias o para limitar las repercusiones económicas de las plagas no cuarentenarias r p p

136

eglamentadas, incluido el establecimiento de rocedimientos ara la certificación fitosanitaria [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; revisado CIMF, 2001] restricción. a Reglamentación fitos nitaria que permite la importación o movilización de

productos específicos que están sujetos a requisitos específicos [CEMF, 1996, revisado CEMF, 1999] supresión. Aplicación de medidas fitosanitarias dentro de un área infestada para disminuir

poblaciones de plagas [FAO, 1995; revisado CEMF, 1999] tratamiento. Procedimiento oficial para matar, inactivar o eliminar plagas o ya sea para

esterilizarlas o desvitalizarlas [FAO 1990; revisado FAO, 1995; NIMF n.º 15, 2002; NIMF n.º 18, 2003; CIMF, 2005] vía. Cualq e i s r uier medio qu perm ta la entrada o di pe sión de una plaga [FAO, 1990; revisado

FAO, 1995] vigilancia. Un proceso oficial mediante el cual se recoge y registra información sobre la

presencia o ausenci t m sa de una plaga u ilizando encuestas, onitoreo u otro procedimientos [CEMF, 1996] zona tampón. Área adyacente o que circunda a otra delimitada oficialmente para fines

fitosanitarios con objeto de minimizar la probabilidad de dispersión de la plaga objetivo dentro o fuera del área delimitada, y a la que se aplican, según proceda, medidas fitosanitarias u otras me idas de control [NIMF n.º 10, 1999; NIMF n.º 22 revisada, 2005; CMF, 2007] d

APÉNDICE 7 DISPOSITIVO MODELO DE EMERGENCIA PARA ERRADICAR UN

BROTE DE COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus hirsutus (Green)

EL PRESIDENTE DE LA REPÚBLICA Y EL MINISTRO DE AGRICULTURA Y GANADERÍA

Se deben citar los artículos de la Constitución Política, así como de la Ley de Sanidad Vegetal de cada país en donde se conf os para emitir o proponer re

ieren las facultades a los servidores públicglamentos o leyes de protección fitosanitaria

Decretan el siguiente Reglamento o Norma Reglamento o Norma de Emergencia para Erradicar un Brote de la Cochinilla Rosada del Hibisco

Maconellicoccus hirsutus (Green)

Títu les lo I. Consideraciones Generaapítulo Único. IntroduccC ión

Que la cochinilla rosada del hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) es nativa del lejano oriente, se ntrodujo a Egipto en 1908, posiblemente de la India (Ben‐Dov, 1994), aunque el primer registro ioficial como plaga fue hasta 1912 en ese mismo país (Berg, 1996). ue la plaga es de distribución cosmopolita, principalmente en áreas semitropicales y tropicales del

9) y es conQ

137viejo mundo (Miller, 199 siderada una plaga cuarentenaria. Que en 1994 se detectó M. hirsutus en la isla caribeña de Granada (CARDI, 1997) y actualmente se encuentra distribuida en la mayoría de las islas del Caribe, en Guyana y Venezuela en Suramérica; ureste del Valle Imperial en California, Florida y Texas, EUA y en Belice (Miller, 1999; Godfrey et Sal., 2002, Hoy et al. 2002). Que en 2004, se detectó en Bahía de Banderas, Nayarit y en Puerto Vallarta, Jalisco, México. Que la plaga es de hábitos polífagos, ya que ataca a más de 215 especies de plantas hospedantes, aunque prefiere ornamentales como hibisco y palmas; frutales como café, cítricos, chirimoya, guanábana, guayaba, mango, uva; forestales como la teca (Berg, 1996); por lo que se considera una laga altamente peligrosa que se adapta fácilmente a los climas cálidos de los trópicos y con padaptabilidad moderada en las áreas templadas. Que de acuerdo con las disposiciones de emergencia contra plagas incluidas en el Artículo No. 000 de la Ley de Sanidad Vegetal del país, que tiene por objeto erradicar un brote o manejar el riesgo de ispersión de plagas tales como d la cochinilla rosada del hibisco (Maconellicoccus hirsutus), se tiene bien expedir el siguiente Reglamento o Norma: a

Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia

Reglamento o Norma Emergente para Erradicar o Contener un Brote de la

Cochinilla Rosada del Hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green)

Título II. Disposiciones Generales

Capítulo Único.

Artículo I. Objeto de la Norma. Esta Norma tiene por objeto establecer las medidas fitosanitarias para erradicar la cochinilla rosada del hibisco (CRH) Maconellicoccus hirsutus (Green) de la Localidad, Municipio, Entidad, País.

Artículo II. Campo de Aplicación. Esta Norma es aplicable a los productos, partes vegetales o subproductos hospedantes de la CRH, así como a otros artículos reglamentados, en áreas de producción (huertos, plantaciones, viveros, invernaderos), urbanas, turísticas, comerciales, marginales, medios de transporte (terrestres, aéreos, marítimos) e instalaciones donde se procesen productos vegetales.

138 Artículo III. Referencias. Para esta sección se recomienda usar como referencia la reglamentación de cada país, así como la normativa internacional (Acuerdos MSF, CIPF, NIMF). Por ejemplo: Acuerdo sobre la Aplicación de Medidas Sanitarias y Fitosanitarias, 1994. Organización

Mundial del Comercio, Ginebra. Convención Internacional de Protección Fitosanitaria, 1997. FAO, Roma. Directrices para la exportación, el envío, la importación y liberación de agentes de control

biológico y otros organis , FAO, Roma. mos benéficos, 2005. NIMF No. 3Directrices para la vigilancia, 1997. NIMF No. 6, FAO, Roma. Directrices para los programas de erradicación de plagas, 1998. NIMF No. 9, FAO, Roma.

Artículo IV. Definiciones. Se deben incluir las definiciones de términos usados en el reglamento que se crean necesarias para una mejor compresión del mismo.


Título III. Especificaciones de la Reglamentación Fitosanitaria

Capítulo Único.

Artículo I. Del Área Bajo Cuarentena Determinar, el municipio o entidad federativa que se considere como área bajo cuarentena por CRH y donde se deben ejecutar las acciones fitosanitarias que se dispongan.

Artículo II. De los Artículos Reglamentados Estarán reglamentados por la presente Norma las plantas, sus productos o subproductos que son hospedantes de la CRH (por ejemplo los que se incluyen en el apartado de “hospedantes” del Apéndice 1 de este plan de contingencia), así como otros artículos reglamentados que sean capaces de albergar o dispersar la plaga.

Artículo III. De la Movilización y de los Puntos de Control Se prohíbe la movilización al resto del país de los productos o subproductos vegetales hospedantes de la CRH que hayan sido producidos o empacados en el área bajo cuarentena. El establecimiento de puntos de control localizados estratégicamente en los principales accesos por carretea al área bajo cuarentena facilitará el cumplimiento de los requisitos de movilización de los artículos reglamentados mediante esta norma. Sólo podrán movilizarse aquellos artículos reglamentados que cuenten con una guía fitosanitaria de movilización en la que se señale que están libres de la plaga o que han recibido tratamiento.

139

Artículo IV. De la Inspección La ONPF será la encargada de inspeccionar los envíos de productos o subproductos vegetales reglamentados, así como equipajes y bolsas (de pasajeros terrestres o en los aeropuertos), cajuelas de vehículos particulares o de cualquier transporte público. En caso de detección de algún producto vegetal hospedante, éste debe ser decomisado y destruido.

Artículo V. De las Medidas de Control y Erradicación La ONPF será la encargada de realizar o coordinar las acciones de control o erradicación. Primero se debe realizar una delimitación rápida del área infestada, mediante monitoreo directo de partes vegetales infestadas o por el uso de trampas con feromona sexual sintética. De acuerdo con el grado de infestación, seleccionar y emplear las técnicas más eficaces en la contención y supresión de la plaga, aplicarlas en forma oportuna y con la severidad requerida.


Entre las principales técnicas que pueden emplearse para erradicar a M. hirsutus se encuentran: a) Control químico, b) Control mecánico o cultural, c) Uso de agentes decontrol biológico (depredador C. montrouzieri).

A. Control Químico. Entre los plaguicidas que han mostrado eficacia para el control de M. hirsutus se encuentran los ingredientes activos siguientes: bendiocarb, bifentrin, clorpirifos, ciflutrin, diazinon, diclorvos, imidacloprid, dimetoato. A productos insecticidas como dimetoato o deltamentrina se les puede agregar detergente líquido al 1%, con el objeto de remover los filamentos cerosos de la CRH y que el producto insecticida pueda tener efectividad. En otras áreas se ha tenido efectividad contra la CRH con aceite parafínico, citrolina o con detergente líquido al 1.5%. Consultar a la ONPF para verificar lista de plaguicidas y dosis autorizadas. Para seleccionar el insecticida más apropiado o autorizado, consultar a las autoridades de la ONPF.

B. Control Mecánico o Cultural. Si el área de infestación de la plaga es muy localizada se deben de destruir los hospedantes mediante chapoda, aplicación de herbicidas, quema directa, remoción o recolección para enterrarlos o quemarlos; en estos casos, todo el material hospedante debe de destruirse. Hacer una aplicación de solución jabonosa a las plantas antes del corte o eliminación, teniendo cuidado al cortarlas de no dispersar ovisacos ni las formas rastreadoras o cualquier otro estado de la cochinilla rosada. Esta práctica no debe hacerse si las condiciones ambientales (viento, lluvia) pueden favorecer la dispersión. El material tendría que ser destruido (incinerado, enterrado) de preferencia en el lugar (in situ). Sin embargo, si el material vegetal se moviliza para destruirlo en otro sitio, deberá transportarse en bolsas de plástico, o cubierto en forma hermética con lona, o en contenedores cerrados que impidan el escape de cualquier estadio de M. hirsutus durante el recorrido, para evitar la dispersión de la plaga. Cualquier material o equipo que entre en contacto directo con los diversos estadios de la plaga, deberá desinfestarse en forma apropiada, en el sitio donde se destruya el material infestado que se removió. Los sitios de destrucción de material hospedante deben monitorearse periódicamente con el fin de etectar a tiempo cualquier sobrevivencia de la paga en los mismos.

140

d Es necesario volver a monitorear los lugares en donde se hicieron tratamientos o eliminación de hospedantes o colocar trampas con feromona sexual de CRH, para detectar posibles resurgimientos de la plaga. Es común que la CRH se vuelva a establecer en los nuevos brotes de las plantas podadas, que son sus partes preferidas. Estos nuevos brotes de las plantas se deben de revisar semanalmente y en caso de ser necesario realizar algunareaplicación o tratamiento para eliminar cualquier espécimen de CRH.


C. Uso de Agentes de Control Biológico.

Se recomienda hacer liberaciones del coccinélido depredador C. montrouzieri o en su caso del parasitoide A. kamali. En algunos lugares de difícil acceso y con altos niveles de infestación de CRH se pueden liberar por sitio de infestación 1,500 a 2,000 individuos de cualquiera de los enemigos naturales: depredadores o parasitoides. La importación y liberación de agentes de control biológico no nativos debe de realizarse siguiendo las Directrices para la Exportación, el Envío, la Importación y Liberación de Agentes de Control Biológico y otro Organismos Benéficos (NIMF No. 3, 2006), ya que en ciertos casos, los agentes de control biológico pueden funcionar como portadores o vías de las plagas, o como hiperparasitoides o entomopatógenos.

Título IV. Observancia, Sanciones y Vigencia de la Norma

Capítulo único.

Artículo I. De la Observancia de la Norma. La ONPF será la encargada de vigilar y hacer que se cumpla con las especificaciones incluidas en la presente Norma. 141

Artículo II. De las Sanciones El incumplimiento de las disposiciones establecidas en la presente Norma de Emergencia, será sancionado conforme a lo enmarcado en la Legislación Fitosanitaria del país que la esté aplicando. Artículo III. Vigencia de la Norma y Declaración de la Erradicación. La presente Norma entrará en vigor al día siguiente de su publicación en el Diario Oficial o Gaceta del país que la proponga. En caso de que el programa de erradicación sea exitoso, la NPF será la encargada de hacer la declaración oficial de la erradicación de la CRH, eniendo como soporte los documentos de evaluación del programa. Ot

Título V. Bibliografía Capítulo Único

Ben‐Dov, Y. 1994. A systematic catalogue of the mealybugs of the world (Insecta: Homoptera: Coccoidea: Pseudococcidae and Putoidae), with data on geographical distribution, host plants, biology and economic importance. Intercept, Ltd. Great Britain.


Berg, G. H. 1996. Análisis de riesgo por una vía respecto a Maconellicoccus hirsutus (Green) c (Co hinilla rosada). Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria

(OIRSA). San Salvador. El Salvador. CARDI. 1997. Managing the pink mealybug. An example of regional collaboration in

agricultural. En: Year in Review. Annual Report 1995‐96. Caribbean Agricultural Research and Development Institute. St. Augustine, Trinidad and Tobago.

Godfrey, K. E., K. M. Daane, W. J. Bentley, R. J. Gill, R. Malakar‐Kuenen. 2002. Mealybugs in California Vineyards. University of California, Agriculture & Natural Resources. Publication 21612.

Hoy, M. A., A. Hamon and R. Nguyen. 2002. Pink Hibiscus Mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green). Uni. Fla./Inst. Food Agric. Ser. Feat. Creat., EENY‐29. (http://creatures.ifas.ufl.edu/orn/mealybug/mealybug.htm).

Miller, D.M. 1999. Identification of the Pink Hibiscus Mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green) (Hemiptera: Sternorrhyncha: Pseudococcidae). Insecta Mundi, 13 (3‐4): 189‐204.

142

143

APÉNDICE 8 FORMULARIOS (EJEMPLOS)

Formulario 1. Encuesta de monitoreo de cochinilla rosada del hibisco (CRH). Fecha (AAAAMMDD): Nombre del encuestador: Superficie evaluada (ha):

Localización: Lugar de producción: Campo:

Coordenadas N (Lat.): O (Lon.): Altitud: Nombre del propietario:

Tipo de vegetación1: Tipo de suelo: Clima:

No. Muestra

Coordenadas Hospedante(s)

Incidencia de CRH2 Estadios CRH observados

No. CRH Parasitadas

No. Depredado

res N (Lat.) O

(Lon.) Nula Baja Media Alta

1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal 2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH

Información adicional: ____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

Apéndice 8. Formularios (Ejemplos)

Formulario 2. Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación pormenorizada del establecimiento del parasitoide. (Encapsulados vivos del 2do., 3ro. estadios y de hembras adultas de CRH).

N F

o. de sitio: ____________ Localización y coordenadas: _________________________

echa de recolección (AAAAMMDD) _____________ Fecha de liberación: (AAAAMMDD) ____________

No. de parasitoides emergidos


Momias sin emerger

Momias sin emerger

No. Cap.

No. Cap.

Especies Especies

144

♀ ♂ ♀ ♂ 1 26

2 27

3 28

4 29

5 30

6 31

7 32

8 33

9 34

10 35

11 36

12 37

13 38

14 39

15 40

16 41

17 42

18 43

19 44

20 45

21 46

22 47

23 48

24 49

25 50


145

Formulario 2. Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación pormenorizada del establecimiento del parasitoide (continuación). (Encapsulados vivos del 2do., 3ro. estadios y de hembras adultas de CRH).

No. de sitio: ___________ Localización y coordenadas: __________________________ F echa de recolección (AAAAMMDD) _____________ Fecha de liberación: (AAAAMMDD) ____________

No. Cap.

Especies Momias sin emerger


No. Cap.

Especies Momias sin

emerger


♀ ♂ ♀ ♂ 51 76

52 77

53 78

54 79

55 80

56 81

57 82

58 83

59 84

60 85

61 86

6 87

63 88

64 89

65 90

66 91

67 92

68 93

69 94

70 95

71 96

72 97

73 98

74 99

75 100

TOTAL


Formulario 3. Resumen. Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación pormenorizada de. Anagyrus kamali # 1; Gyranusoidea indica # 2; Leptomastix sp. # 3.

Número de parasitoides No. total

de ochinillas

No. de cochinillas

das

Porcentaje de

arasitismo

Fecha de recolección

No. de sitio

Especies

146

(AAAAMMDD) c parasita p 1 2 3

TOTAL


147

Formulario 4. Detalles de liberación de agentes de control biológico (ACB) contra cochinilla rosada del hibisco (CRH). Nombre del técnico responsable de la liberación: ______________________________________________________

Fecha de liberación

(AAAAMMDD)

Localización (lugar de producción, campo,

calle, número, cantón, municipio,

departamento, provincia, país)

Nombre del propietario

Tipo de vegetación1

Coordenadas

Nombre de hospedante(s)

No. de hospedantes

Incidencia de CRH2

Especie y número de

individuos de ACB liberados

N (Lat.)

O (Lon.)

1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal 2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH


148

Formulario 5. Programa de erradicación de cochinilla rosada del hibisco (CRH), acciones de control.

Técnico responsable:

Fecha (AAAAMMDD)


Localización(lugar de producción, campo, calle,

número, cantón, municipio,

departamento, provincia, país)

Coordenadas

Hospedante(s) Incidencia de CRH2

Acciones de control

N (Lat.)

O (Lon.)

Cultural3 Químico3 Biológico4

1

2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal

3Número de hospedantes o superficie (ha) tratada 4Número de agentes de control biológico liberados


149

Formulario 6. Requerimientos (programación de liberación) de agentes de control biológico (ACB) para el control de cochinilla rosada del hibisco (CRH).

Fecha de evaluación (AAAAMMDD)


Localización (lugar de producción, campo, calle, número, cantón, municipio,

departamento, rovincia, país) p

Coordenadas Superficie afectada o No. de

hospe antes d

Nombre de hospedante (s)

Incidencia de CRH2

Cantidad y tipo de ACB

requeridos N (Lat.)

O (Lon.)

1

2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal

Técnico que llevó a cabo la programación: Ing.___________________________________________Firma:__________________________________


150

Formulario 7. Cochinilla rosada del hibisco (CRH) – Datos de conteos de incidencia (densidad de población) (Terminales de ramas de hibisco de 15 cm).

Sitio Fecha (AAAADDMM)

Muestra de

terminal de rama (14)

CRH Cryptolaemus

No. Momias CRH Masas de huevos

(ovisacos) No.

Estadios 2

No. Estadios

3

No. Adultas

♀

No. Adultos

♂

Total de ovisacos

Total de estadios 2, 3 + adultos

Huevos

Huevos +

Rastreadores

Larvas

Adultos

Con huecos de

salida

Sin huecos de

salida 1

2 3 4

Total Promedio 1

2 3 4

Total Promedio 1

2 3 4

Total Promedio


Formulario 8. Resumen de los conteos de incidencia (densidad de población) de cochinilla rosada del hibisco.

P lanta hospedante: _________________________ Localización: _______________________________________________

2do. 3er. estadio a ♀♀ adultas

No. de momias CRH Ovisacos

Cript. No.

adultos + larvas

Fecha (AAAADDMM)

Sitio Con huecos de

salida

Sin huecos de

salida

Huevos +

dores

Total Prom. Total Prom. Huevos Rastrea

151

152

APÉNDICE 9 RECOMENDACIONES MISCELÁNEAS

Como parte importante de la organización es recomendable que algún técnico del CESV de cada país esté capacitado o actualizado en el conocimiento general de Cochinilla Rosada del Hibisco (identificación, taxonomía, biología, hábitos de ataque, nuevos métodos de monitoreo), por lo que el comité debería contar con un fondo especial para ese tipo de capacitación en esta u otras plagas y no esperar a tener el problema para iniciar el proceso. La Universidad de Florida en Gainsville, Florida, EUA, ofrece con cierta regularidad un Taller sobre CRH, en el que se incluyen aspectos de la plaga como los antes señalados. La información para este curso de entrenamiento se puede solicitar directamente a: Dra. Amanda Hodges, University of Florida/IFAS, Gainesville, FL, EUA (Ver Apéndice 3, lista de especialistas).

Adicionalmente, se puede aprovechar la experiencia del Programa de manejo de CRH en México, el cual tiene como base de sus estrategias de manejo integrado, la producción masiva y liberación periódica del parasitoide A. kamali; además de la implementación del control legal con puntos de verificación interna, sistema de verificación y certificación para movilización de productos agrícolas, muestreo de plantas y monitoreo con trampas con feromona sexual sintética; por lo que se pudiera solicitar, a través de las secretarías de estado (Relaciones Exteriores, Agricultura), programas de estancias para entrenamiento en el manejo integrado de la CRH u otra plaga cuarentenaria. Es muy importante que cualquier país de la región OIRSA capacite a sus técnicos en las técnicas de manejo o control más actuales contra esta plaga. En México, los técnicos de otros países se pueden capacitar en RH sobre diversos aspectos de su biología de campo, técnicas de manejo integrado, cría Cmasiva del parasitoide A. kamali. En los programa de control o erradicación de plagas de importancia cuarentenaria, la comunicación y la divulgación son puntos importantes en la prevención o contención de las plagas o en el buen desarrollo del programa, por lo que es imprescindible hacer consciente al público de los riesgos económicos y sociales que representa para una región la introducción de este tipo de plaga. La operación del programa se puede facilitar con una participación directa del público siguiendo las recomendaciones de los técnicos adscritos al programa [evitar la aplicación irracional de plaguicidas, realizar acciones de manejo por su uenta (control cultural), conservar los enemigos naturales nativos y los agentes de control cbiológico liberados]. En forma general, las decisiones que se toman en el programa de manejo integrado de la plaga se deben basar en el diseño de encuestas adecuadas. Se requiere saber a qué niveles poblacionales se encuentra una plaga, así como el tipo de distribución estacional o espacial ue presenta. Actualmente, el uso de trampas con feromona sexual sintética de M. hirsutus acilita el proceso de detección y tratamiento oportuno de nuevos brotes. qf

Apéndice 9. Recomendaciones misceláneas

Es muy importante seleccionar adecuadamente las técnicas de control para erradicar brotes de M. hirsutus o aquellas para el manejo y vigilancia, en caso de que esta plaga ya se haya establecido en algún área o región. Dentro de esas técnicas se considera como pieza fundamental el uso de agentes no nativos, especialmente el parasitoide Anagyrus kamali o el depredador Cryptolaemus montrouzieri, los cuales recientemente han resultado en casos xitosos de control biológico de esta plaga, técnica que debe ser reforzada con un estricto econtrol legal (áreas bajo cuarentena). Por tratarse de una plaga con un alto potencial de dispersión y fácil adaptación a climas semitropicales, es necesario determinar con prontitud la factibilidad de implementar un programa de erradicación o control oficial en el caso de nuevos brotes, por lo que países como los de Centro América, con características ecológicas y ambientales propicias para el establecimiento de la CRH, deben contar con programas permanentes de vigilancia fitosanitaria para detectar oportunamente cualquier incursión de esta plaga, con entrenamiento técnico especializado y actualizado del personal. Un sistema de monitoreo principalmente con trampas con feromona sexual sintética de CRH podrá determinar nfestaciones tempranas, lo que dará tiempo a establecer un programa de erradicación con ran probabilidad de éxito. ig

153

cochin ill as

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