cultivo de hongos pleurotus ostreatus
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UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA
“Producción de cuerpos fructíferos de cepas nativas de Pleurotus en
sustratos desinfectados por inmersión en agua alcalina”
INFORME DE TESIS
PRESENTADO POR
ENMA LETICIA BATZ PATAL
PARA OPTAR AL TÍTULO DE
QUÍMICA BIÓLOGA
GUATEMALA, NOVIEMBRE DE 2010
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA
“Producción de cuerpos fructíferos de cepas nativas de Pleurotus en
sustratos desinfectados por inmersión en agua alcalina”
ENMA LETICIA BATZ PATAL
QUÍMICA BIÓLOGA
GUATEMALA, NOVIEMBRE DE 2010
JUNTA DIRECTIVA
Oscar Cóbar Pinto, Ph. D. Decano
Lic. Pablo Ernesto Oliva Soto Secretario
Licda. Lillian Raquel Irving Antillón, M.A. Vocal I
Licda. Liliana Vides de Urízar Vocal II
Lic. Luis Antonio Gálvez Sanchinelli Vocal III
Br. María Estuardo Guerra Valle Vocal IV
Br. Berta Alejandra Morales Mérida Vocal V
DEDICATORIA
A DIOS: Por darme la vida, por estar conmigo guiando mis pasos y permitir llegar a este
momento tan especial de mi existencia.
A MIS PADRES: Cirilo Batz y Ciriaca Patal, por darme una carrera para mi futuro y por
creer en mí. Aunque pasamos momentos muy difíciles, siempre estuvieron apoyándome y
brindándome todo su amor. Los quiero con todo mi corazón y este trabajo es también de
ustedes.
A MI ESPOSO: Wilder Donald Queché, por su apoyo incondicional.
A MI HIJ0: Pablo de Jesús, por ser la razón de mi vivir con mucho amor.
A MIS HERMANOS: Carolina, Ronald, Mayra, Nora, Sintia, Frank y Madelín, por su
cariño, los quiero mucho.
A MIS SOBRINOS: Fernando, David, Diego, Pedro, Ángel, Daniel y Carlos, para que este
triunfo les sirva de ejemplo de que con perseverancia se logra lo que se propone.
A MIS ABUELOS: Julian Patal , Damián Batz , Apolinaria Cocón y en especial a
Justina Coyote, por su cariño y sabios consejos.
A MIS TIOS: Por su apoyo para alcanzar mis metas y objetivos.
A MIS SUEGROS: Por su comprensión.
A MIS CUÑADOS: Con aprecio y cariño.
A MIS AMIGAS Y AMIGOS: A quienes agradezco la oportunidad de conocerlos y
compartir con ellos.
AGRADECIMIENTOS
A LA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA: Por haber sido mi
centro de formación profesional.
A MIS CATEDRÁTICOS: Por haberme instruido y transmitir sus conocimientos para
hacer de mí una mujer profesional.
A LICDA MARÍA DEL CARMEN BRAN Y A LIC. OSBERTH MORALES
ESQUIVEL: Por su asesoría, paciencia y amistad brindada durante la realización de este
trabajo.
A LICDA. MARÍA LUISA DE LÓPEZ Y DR. ROBERTO FLORES: Por su apoyo al
revisar este trabajo.
AL GRUPO DE MUJERES CULTIVADORAS DE Pleurotus ostreatus DE LA
COMUNIDAD 29 DE DICIEMBRE, ZARAGOZA, CHIMALTENANGO: Por su
colaboración y asistencia brindada.
AL PERSONAL DEL DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA: Por su amistad y
apoyo.
ÍNDICE Pag.
I. RESUMEN…………………………………………………………………… 1
II. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………… 3
III. ANTECEDENTES…………………………………………………………… 4
A. Generalidades de los hongos……………………………………………….. 4
B. Los hongos comestibles…………………………………………………….. 5
C. Cultivo de hongos comestibles……………………………………………... 5
D. Género Pleurotus spp………………………………………………………. 8
E. Métodos para la desinfección del sustrato………………………………….. 14
1. La pasteurización……………………………………………….... 14
2. Esterilización……………………………………………………… 16
3. Fermentación aeróbia……………………………………………... 17
4. Fermentación anaerobia o en frío…………………………………. 18
5. Inmersión en agua alcalina………………………………… ……... 19
IV. JUSTIFICACIÓN………………………………………………………….. 20
V. OBJETIVOS………………………………………………………………… 21
VI. HIPÓTESIS………………………………………………………………… 22
VII. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………. 23
VIII. RESULTADOS………………………………………………………….. 28
IX. DISCUSIÓN……………………………………………………………… 37
X. CONCLUSIONES…………………………………………………………... 41
XI. RECOMENDACIONES………………………………………………..….. 42
XII. REFERENCIAS…………………………………………………………….43
XIII. ANEXO……………………………………………………………………47
1
I. RESUMEN
El cultivo de hongos comestibles adquiere cada vez más interés en nuestro país y la
tecnología básica al respecto ya está establecida y no requiere de gran capital para su
realización. Sin embargo, para el cultivo hay que aplicar una serie de procesos técnicos que
garanticen la producción de los basidiomas, siendo uno de ellos y de gran importancia, la
desinfección del sustrato, para evitar el crecimiento de microorganismos indeseables que
limiten el desarrollo y la calidad del hongo que se desea cultivar.
En este estudio se evaluó el crecimiento de dos cepas nativas de Pleurotus por
medio de la producción de basidiomas en sustratos desinfectados por inmersión en agua
alcalina, utilizando cal comercial, metodología nueva que se adapta a las condiciones de
pequeños productores de nuestro país.
La cepas P. ostreatus 152.2005 y P. levis 107.2001 fueron obtenidas de inóculos
primarios proporcionados por el Departamento de Microbiología de la Facultad de Ciencias
Químicas y Farmacia, y ensayadas en el módulo de cultivo de la Comunidad 29 de
Diciembre, del municipio de Zaragoza, Chimaltenango, donde se llevaron a cabo las
pruebas.
La desinfección del sustrato (olote de maíz con rastrojo de maíz picado), se realizó
dejando el sustrato en remojo en agua alcalina en cuatro concentraciones (0.5, 1.0, 1.5, 2.0)
de Ca(OH)2, durante 12, 24, 36 y 48 horas y efectuando cinco repeticiones para cada
concentración y tiempo de inmersión.
Para la producción de cuerpos fructíferos se usaron 5-8 libras de sustrato
desinfectado en bolsas de polipropileno de 25 libras, a las que se inoculó el hongo,
incubándolas a continuación a temperatura ambiente. Al aparecer los primordios fúngicos,
se removió totalmente la bolsa de plástico para facilitar el desarrollo de las fructificaciones,
las cuales fueron cosechadas cuando alcanzaron su estado adulto.
2
El estudio reveló que para el cultivo de la cepa P. levis 107.2001 la mejor
combinación entre concentración del cal y tiempo de inmersión para desinfectar el sustrato,
fue de 1.5% de cal y 36 horas de inmersión (p<0.0001), donde se alcanza 48.20% de
eficiencia biológica y 1.10 en la tasa de producción.
Por otro lado P. ostreatus 152. 2005 produjo la mejor eficiencia biológica (42 %) y
tasa de producción (0.96) a una concentración 0.5% de cal durante 12 horas de inmersión
(p<0.0001).
Los resultados obtenidos confirman que la técnica de inmersión alcalina permite la
desinfección adecuada de este tipo de sustrato para el cultivo de Pleurotus spp y presenta
ventajas económicas sobre otros métodos ya que no requiere de tecnología sofisticada para
su realización, por lo que se recomienda su utilización en la producción artesanal.
3
II. INTRODUCCIÓN
En Guatemala se cultivan artesanalmente especies de Pleurotus, hongo comestible de
gran aceptación y consumo en el país. La mayoría de módulos están ubicados en los
departamentos de Sololá y Chimaltenango.
La tecnología básica del cultivo de Pleurotus ya está establecida y no requiere de
un capital grande para su realización, pero la falta de asistencia técnica e información
generalizada sobre el tema hace que este tipo de cultivo no esté muy difundido en el resto
del país.
Se sabe que para el cultivo de hongos hay que aplicar una serie de procedimientos
técnicos que garanticen la producción de los basidiomas, siendo uno de ellos y de gran
relevancia, la desinfección de los sustratos. Si no se prevé y se evita la contaminación del
sustrato, las bacterias y hongos indeseables crecerán en el mismo, limitando el crecimiento
y calidad del hongo que se desea cultivar.
Para la desinfección de sustratos se han utilizado varios tratamientos como
pasteurización con vapor, inmersión en agua caliente, composteo, esterilización química y
fermentación láctica. Cada una presenta ventajas y desventajas dependiendo de la situación
tecnológica predominante en cada lugar de producción.
Por lo anterior, el presente trabajo tuvo como objetivo principal evaluar el
crecimiento de dos cepas nativas de Pleurotus por medio de la producción de basidiomas en
sustratos desinfectados por inmersión en agua alcalina, utilizando cal comercial,
metodología reciente y sencilla que se adapta a las condiciones agrosocioeconómicas de
pequeños productores de nuestro país.
Se utilizaron cuatro tiempos de inmersión (12, 24, 36 y 48 horas) y cuatro
concentraciones de cal (0.5, 1.0, 1.5 y 2.0 %) para evaluar su efecto en la Eficiencia
Biológica y Tasa de Producción de cuerpos fructíferos de las dos cepas.
4
ANTECEDENTES
A. Generalidades de los hongos
Los hongos son organismos eucariotas, unicelulares y pluricelulares o dimórficos;
carecen de clorofila, son heterótrofos, obtienen sus alimentos por absorción a través de la
membrana y pared celular cuyo componente principal es la quitina. Los hongos son
inmóviles y se reproducen por medio de esporas, las cuales pueden producirse sexual o
asexualmente. El talo (cuerpo vegetativo) en la mayoría de los hongos es filamentoso, está
constituido por filamentos delgados llamados hifas, que presentan crecimiento apical y en
conjunto integran el micelio. En el caso de los hongos macroscópicos, el micelio está
representado por la masa de apariencia algodonosa y por lo regular blanquecina que se
localiza por debajo del mantillo en los bosques (1-3).
Los hongos son un componente vital en la estructura y funcionamiento de los
ecosistemas como degradadores de compuestos orgánicos, además pueden ser mediadores e
integradores que contribuyen al desarrollo de las poblaciones vegetales, particularmente al
de las especies arbóreas. Entre otras funciones principales destacan las siguientes:
intervienen en los ciclos y transferencia de nutrimentos, al participar de manera activa en la
regulación de la tasa fotosintética; a través del crecimiento de sus hifas modifican la
permeabilidad y estructura del suelo; los hongos representan una fuente de alimento para
algunos vertebrados (incluyendo mamíferos) e invertebrados, son hábitat de invertebrados,
algas y otros hongos; participan en creación y alteración de nichos, sobre todo para
invertebrados; establecen asociaciones mutualistas con plantas, termitas, hormigas y con
algunas especies de algas (4-6).
Con respecto a su diversidad, Hawksworth (1997) estima que en la Tierra existen
1.5 millones de especies, si esta estimación es correcta entonces menos del 5% de las
especies de hongos se han descrito. Muchos científicos han contribuido a la clasificación de
todos los grupos de hongo, que filogenéticamente se han ubicado en tres reinos y once filos
o divisiones: Reino Fungi: Chytridiomycota, Zygomycota, Ascomycota y Basidiomycota;
Reino Straminipila: Oomycota, Hyphochytriomycota, Labyrinthulomycota y el Reino
Protista: Plasmodiophoromycota, Dictyosteliomycota, Acrasiomycota y Myxomycota (2).
5
B. Los hongos comestibles:
Los hongos comestibles son conocidos desde muy antiguo, considerándose a los
chinos los primeros cultivadores. Se tiene datos recientes que por el año 1500 antes de
Cristo, se cultivaban en esas regiones, en forma artesanal, el hongo lignívoro Ganoderma
lucidum el cual era utilizado en infusiones como estimulante (7).
El conocimiento tradicional sobre los hongos comestibles también se manifiesta en
el gran número de nombres comunes que diversos autores han registrado, el cual supera los
400, mismos que corresponden a cerca de 200 especies. Cabe señalar que alrededor del
46% de estas especies son micorrizógenas, lo que dificulta su cultivo y la única forma de
aprovecharlas es la recolección (6-7).
Entre los hongos comestibles se halla una buena parte de especies saprobias, las
cuales se cultivan frecuentemente en muchas partes del mundo. Ejemplo de ello son las
diferentes especies de Agaricus, Pleurotus, el shiitake de los japoneses (Lentinus edodes) y
otros muchos para los que hay que acondicionar previamente el sustrato (8).
C. Cultivo de hongos comestibles:
La actividad meramente artesanal de cultivar hongos en forma experimental o
casera ha ido dando lugar paulatinamente a pequeñas industrias y luego a verdaderas
empresas, en donde el cultivo de los hongos comestibles se ha convertido en una actividad
semindustrial y rentable (8).
Cuando se refiere al cultivo de hongos comestibles, se aclara que el concepto de
cultivo, es el del conocimiento y dominio total del ciclo de vida del hongo en el desarrollo
de su micelio vegetativo y en la aparición de los cuerpos fructíferos en cantidades tales que
superen ampliamente al producto que se puede recolectar en forma espontánea (8).
Durante el siglo XVIII comienza a cultivarse en Francia, en los alrededores de París,
el llamado “Champiñón de París” (Agaricus), que perdura hasta hoy en día y que ha hecho
famoso a este hongo en todo el mundo (8).
6
Otra fecha muy importante en el cultivo de los hongos comestibles es por el año
1917. Falck fue el primero en reportar el cultivo de este hongo en tocones y en troncos en
Europa. Más tarde, Etter (1929) produjo cuerpos fructíferos en cultivo. Block, Tsao y Han
(1958, 1959) fueron los primeros en escribir un reporte detallado sobre el cultivo de P.
ostreatus en Estados Unidos, mientras que la primera explotación comercial de este hongo
fue establecida en Europa, hasta la mitad de los años setenta (3).
Esta tecnología llegó al nuevo mundo hacia finales del siglo XIX y la primera mitad
del siglo XX de una manera muy discreta. No fue sino hacia la segunda mitad de este siglo,
gracias al mejoramiento de las técnicas existentes, que esta industria se hizo presente de
una manera importante en varios países de América (10-14).
Actualmente el cultivo del Pleurotus ostreatus se está difundiendo ampliamente en
todo el mundo y el costo por kilogramo supera en dos o tres veces al champiñón, según las
variedades (15).
Datos muy recientes indican que se cultivan o se hallan en estudio para su cultivo
unas 50 especies de hongos comestibles (16).
El cultivo de hongos comestibles en Guatemala comenzó en 1955 con la
implementación del champiñón (Agaricus bisporus (Lange) Imbach) con cepas de origen
norteamericano. Posteriormente, De León et al. (1988) iniciaron el cultivo de Pleurotus a
nivel de laboratorio en el Instituto Centro Americano de Investigación y Tecnología
Industrial (ICAITI), empleando una cepa inglesa de P. flabellatus (Berk. Y Br.) Sacc., que
cultivaron sobre diversos sustratos (17).
1. Cultivo de Pleurotus en Guatemala
El cultivo comercial de Pleurotus spp inició en la ciudad de Guatemala en 1986.
Cuatro años después empezó a difundirse dentro del país. A partir de 2002, se fundaron
pequeños proyectos en algunos departamentos. En el año 2004, fueron capacitados 222
personas en localidades de los departamentos Alta Verapaz, Quiché, Quetzaltenango,
7
Sololá y Huehuetenango. Se calcula que existen alrededor de 300 familias o personas
involucradas en este cultivo, quienes venden el producto de la cosecha en mercados de la
localidad o entre sus vecinos (17, 18).
2. Producción mundial de hongos comestibles
La producción mundial de hongos comestibles se ha incrementado más de 14 veces
en 30 años, desde 350,000 mil toneladas en 1965 hasta cerca de 41909.000 toneladas en
1994. La mayor parte de este incremento ocurrió durante los últimos 15 años, en los cuales
también se observó un considerable cambio en los géneros cultivados (26). En 1979, la
producción del champiñón común (A. bisporus) representaba más del 70 % de la oferta
mundial. En 1994, solamente el 38 % de dicha producción correspondía a A bisporus. La
República Popular China es el mayor productor de hongos comestibles con 21640,900
toneladas o sea el 54 % del total. En 1994, China produjo 654,000 toneladas de Pleurotus
spp lo que representó el 82 % del total mundial. La mayor parte de la producción china es
consumida localmente ya sea en forma fresca o seca (19-22).
En el ámbito mundial se han domesticado aproximadamente 22 especies fúngicas, la
mayoría de regiones tropicales y subtropicales. Sin embargo, de éstas sólo diez presentan
una producción a escala industrial, con un volumen de producción del orden de los dos
millones de toneladas (13). En la actualidad la producción mundial supera los 7 millones de
toneladas de hongos comestibles cultivados frescos por año (23,24).
En México sólo tres géneros de hongos se cultivan comercialmente, estos son
Agaricus bisporus, Pleurotus ostreatus y Lentinula edodes; su expansión ha sido lenta; de
tal manera que en la actualidad existen alrededor de 25 medianas empresas productoras de
champiñón, cuya producción conjunta para el año 1995 era de 40 ton/día, con un
rendimiento de 25 Kg/m2
(27). El cultivo comercial de los hongos inicia su desarrollo en la
década de los 70, especialmente, en el ámbito rural dados sus bajos costos de producción y
a la utilización de esquilmos agroindustriales como sustratos, Orezans (13) cita incrementos
del 413 % para el período 1990 a 1997, con valores de 365 toneladas y 1,825 toneladas
respectivamente (24, 25)
8
El mercado demandante de hongos comestibles está compuesto por países
industrializados, principalmente Estados Unidos, Canadá, la Unión Europea y Japón (26).
Actualmente en nuestro país, la producción anual de Pleurotus es de 29,580 Kg; el
90 % de éste es consumido en Guatemala y el 10 % es exportado a El Salvador y Honduras
(27).
D. Género Pleurotus spp
El píleo de esta seta es redondeado, con la superficie lisa y convexa cuando es
joven, aplanándose luego poco a poco. El borde está algo enrollado al principio. Su
diámetro oscila entre 5 y 15 cm, dependiendo de la edad del hongo. El color es variable,
desde gris claro o gris pizarra hasta pardo, tomando una coloración más amarillenta
conforme pasa el tiempo (27-29).
En la parte inferior del sombrero hay unas laminillas dispuestas radialmente, que
van desde el pie que lo sostiene, hasta el borde. Son anchas, espaciadas unas de otras,
blancas o crema, a veces bifurcadas, y en ellas se producen las esporas destinadas a la
reproducción de la especie. Estas esporas son pequeñas, oblongas, casi cilíndricas, que en
gran número forman masas de polvo o esporadas, de color blanco con cierto tono lila-
grisáceo (28-29).
El pie suele ser corto, algo lateral u oblicuo, ligeramente duro, blanco, con el
principio de las laminillas en la parte de arriba y algo peloso en la base. Pueden crecer de
forma aislada sobre una superficie horizontal o en grupo formando repisas laterales
superpuestas sobre un costado de los árboles. La carne de la seta es blanca, de olor algo
fuerte, tierno al principio y después correosa (27-29).
1. Distribución y clasificación taxonómica
El género Pleurotus se encuentra ampliamente distribuido a nivel mundial e incluye
especies comestibles de alto valor económico en muchos países. Pleurotus ostreatus
conocido también como hongo ostra, es una de las especies mayormente cultivadas; sin
embargo, existen otras, denominadas “exóticas”, que son producidas en menor cantidad en
9
muchos países. Se conocen un número mayor de 20 especies y entre ellas se señalan a P.
cornucopiae, P. pulmonarius, P.levis, P. djamor, etc. (25, 27, 29).
Singer (1975-1986) dividió el género Pleurotus en cinco secciones, sin embargo la
sección de Pleurotus ostreatus es muy controversial y aún ahora, muchas especies no han
sido completamente definidas o identificadas (20).
2. Pleorotus ostreatus (Jack)
a. Características macroscópicas: Píleo liso, a veces algo escamoso hacia el centro
o base; de 5 a 10 cm de ancho o (hasta 15 cm), grisáceo con tonos o reflejos metálicos,
láminas de color blanco o rosa amarillento en seco, poco o nada unidas entre sí en la base;
más o menos delgadas y con bordes lisos, sésiles con estípete muy corto y mal definido,
contexto color blanco, consistencia carnosa-correosa con color y sabor agradables. Crecen
en grandes conjuntos sobre troncos podridos o árboles en zonas tropicales, subtropicales o
bosque de pino y encino, es comestible (27, 29).
b. Características miceliares: Micelio blanco, longitudinalmente radial, tornándose
algodonoso, el micelio viejo secreta a menudo gotas amarillentas. Estado anamorfo
desconocido (27).
3. Pleurotus levis (Berk & M.A Curtis)
a. Características macroscópicas: Píleo de 40 a 76 mm de diámetro,
infundibuliforme a plano convexo con el centro deprimido, superficie cerosa, color blanco,
con zonas amarillentas. En ejemplares húmedos, margen estriado, borde incursado a
levantado, levemente ondulado, cutícula desprendible con contexto blanco bajo ella.
Contexto hasta 10 mm de grosor, color blanco consistencia esponjosa correosa. Sabor no
determinado. Olor afrutado, con un retrogusto ligeramente metálico. Sistema hifal dimitico.
Himenio con láminas decurrentes, juntas, anchas, bordes enteros, frágiles, color
amarillento. Lamélulas atenuadas, bordes ondulados, anastomosadas en la base, que pueden
unirse por el extremo. Trama lamelar irregular. Estípite hasta 55 mm de longitud, 10-17
mm de diámetro en el ápice y de 7-12 mm de diámetro de la base, excéntrico a lateral,
algunas veces central cilíndrico, con la base, color blanco, con líneas que continúan de las
10
láminas a lo largo del estípite. Contexto lleno, carnoso, color blanco. Algunos ejemplares
pueden presentar escróbulos distribuidos irregularmente. Esporas 7.0-11.0 x 4.0-5.0 μm,
cilíndricas a elipsoides, hialinas de pared delgada (28).
b. Características miceliares: No reportadas. Estado anamorfo desconocido.
4. Esquema general del cultivo de Pleurotus spp
El proceso del cultivo de Pleurotus spp se inicia con la obtención de la cepa, la cual
es la masa de micelio desarrollada sobre un medio apropiado en una caja de petri, en un
tubo de ensayo o en un pequeño frasco en el laboratorio. Este micelio una vez desarrollado
debe estar en refrigeración para evitar su envejecimiento y se resembrará periódicamente en
otras cajas de petri con el medio apropiado y en condiciones de asepsia. Se debe incubar en
una estufa a una temperatura adecuada (30-32).
a. Obtención de la cepa: La cepa se puede obtener de una casa comercial, por
ejemplo, de la ATCC (American Type Culture Collection) de Estados Unidos o algún
laboratorio especializado y debe tener la identificación taxonómica exacta del hongo en
discusión. También se puede obtener la cepa directamente de un hongo fresco seleccionado,
el cual debe ser identificado taxonómicamente y guardarlo seco en una colección oficial de
hongos, para que en el futuro pueda ser reidentificado (6, 32-33).
b. Obtención del micelio e inóculo: Después de la obtención de la cepa, se
procede a desarrollar masivamente el micelio en otra caja de petri, para la preparación del
inóculo en frascos o bolsas que servirá a su vez para el cultivo del hongo en el sustrato
seleccionado. El medio de la segunda caja de petri con el micelio ya desarrollado se
cuadricula con un bisturí, de tal manera que se obtengan bloques de 1 cm cada uno, éstos se
pondrán dentro de un frasco esterilizado de boca ancha con semilla seleccionada y
previamente esterilizada (32-33).
c. Preparación de sustrato: Paralelamente al proceso anterior, se debe ir
preparando el sustrato que se seleccionó para el cultivo según los materiales disponibles en
11
la región y según el hongo que se va a cultivar. Pero sea cual sea el sustrato, este se
someterá a un proceso de desinfección para eliminar los microorganismos presentes en el
mismo y que pueden infectar y competir con el crecimiento del hongo que se va a cultivar.
(34-37)
d. Siembra: Una vez desinfectado el sustrato se procede a la inoculación con el
hongo que previamente se preparó, para ello se mezcla uniformemente el micelio del hongo
creciendo en las semillas con el sustrato desinfectado o pasteurizado que es el proceso más
utilizado para este fin, todo esto dentro de las bolsas de plástico de 50 x 70 cm a las cuales
se les pone aproximadamente 20 libras de sustrato por un frasco de inóculo de ½ litro o su
equivalente en bolsa. A continuación se cierra bien la bolsa, se etiqueta con el número de la
cepa empleada y la fecha de siembra y se acomoda en un estante en condiciones de
oscuridad y a una temperatura de alrededor de 28 ºC. (32, 38).
Al tercer día de tener las bolsas inoculadas en la oscuridad, se perforan para facilitar
la aireación y el desarrollo del micelio. A partir de la tercera semana, se colocan las bolsas
bajo la luz indirecta de la planta en donde se cultivarán los hongos (38).
e. Fructificación y cosecha del hongo: Una vez que se empiecen a formar los
primordios de las fructificaciones de los hongos, se remueve totalmente la bolsa de plástico
para facilitar el desarrollo de las fructificaciones, mismos que alcanzarán su estado adulto
en 5 días quedando listos para la cosecha. Cada bolsa soporta entre 2 a 3 cosechas, en
intervalos de 10 días y en forma decreciente de rendimiento, hasta que se desechan por ser
ya muy poco productivas. La producción total en peso de cada bolsa es de 1-1.5 kg. Una
vez cosechados los hongos, están listos para el consumo (38).
La producción de los hongos se valora en kg por sustrato, mediante la fórmula de
dividir el peso fresco de los hongos cosechados entre el peso seco del sustrato empleado, lo
que se le denomina Eficiencia Biológica y se expresa en %. Una eficiencia biológica
adecuada debe ser de alrededor o más del 100 %, según las evaluaciones de cultivo de
hongos propuestos por Tchierpe y Hartman (34, 38).
12
5. Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp.
Los hongos, necesitan para su crecimiento condiciones específicas de temperatura,
humedad, pH, luz y aireación. Para cada uno de estos factores, existe un rango delimitado
por un punto mínimo y un punto máximo, bajo y sobre los cuales no habrá crecimiento (33-
38). Entre los requerimientos considerados más importantes se encuentran:
a. La temperatura: Ésta afecta el metabolismo de las células, influyendo en la
capacidad enzimática del organismo, como en la fluidez de los lípidos de la membrana
celular. Pleurotus es un género cuyo micelio puede crecer en un rango amplio de
temperaturas. Se reporta que las especies de P. ostreatus, P. eryngii y P. cornucopiae,
crecen en un rango entre 0 y 35 ºC con temperaturas óptimas de 30ºC para la primera y de
25ºC para las dos últimas. También hay especies que pueden soportar 40ºC durante 24
horas (pero no 72 h) y después reiniciar su crecimiento (38).
b. El pH: El potencial de hidrógeno del medio de cultivo donde crece el hongo
influye directamente sobres éste, porque incide sobre el carácter iónico del medio e influye
sobre la proteínas de la membrana y sobre la actividad de las enzimas ligadas a la pared
celular; afectando así su metabolismo (38-39).
Entonces para el crecimiento de las especies de Pleurotus se han citado rangos de
crecimiento entre 4 y 7 de pH, con un óptimo entre 5 y 6. Este valor sin embargo suele
variar entre cepas y especies (32, 38-39).
Dado que la mayoría de los contaminantes que se encuentran durante el proceso de
cultivo son más sensibles a los valores altos de pH que las especies de Pleurotus,
actualmente al preparar el sustrato se prefieren valores más elevados que los señalados
como óptimos (38-39).
c. La humedad en el sustrato: El contenido de humedad influye directamente
sobre el desarrollo de los hongos porque afecta la disponibilidad de nutrientes y del
oxígeno. Así, los contenidos de humedad inferiores al 50% no serán propicias y una
13
humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el crecimiento de Pleurotus spp. El
contenido óptimo de humedad depende no sólo de la especie de hongo que se cultiva, sino
también del tipo de sustrato utilizado (36-38).
d. La humedad del aire: Este es un factor de suma importancia para la adecuada
fructificación de las especies de Pleurotus, dado que los cuerpos fructíferos están formados
por un alto contenido de agua y su estructura hifal no les permite retener la humedad en
condiciones adversas, un balance adecuado entre la humedad ambiental y el contenido de
humedad del hongo es necesario. En general los hongos son muy susceptibles a las
variaciones en la humedad relativa por lo que el rango de humedad relativa adecuado para
Pleurotus es entre 70-85 % (38).
e. La aireación: El oxígeno es un elemento de gran importancia para el crecimiento
de los basidiomicetos porque son organismos aerobios. Estos organismos presentan
requerimientos de oxígeno diferentes según el estado fisiológico en que se encuentren. Para
el caso de especies Pleurotus, se ha notado que la concentración alta de CO2 estimula la
germinación de las esporas y el crecimiento micelial pero inhibe la fructificación. La
fructificación suele darse en condiciones normales cuando se tiene un 20 % de oxígeno y
una concentración de CO2 no mayor de 800 ppm en el ambiente que circunda al hongo (36-
38).
f. La luz: La sensibilidad tanto de la cantidad como de la calidad de la luz depende
de las especies, Eger indica que la sensibilidad a la luz es máxima desde momentos previos
hasta horas después de que el micelio ha colonizado el sustrato (38).
g. Requerimientos nutritivos: Las especies de Pleurotus crecen de manera
aceptable en diversos sustratos lignocelulósicos, por lo que pudiera pensarse que una cepa
dada crecerá bien en cualquier sustrato posible. Esto no es cierto, existen una interrelación
cepa-sustrato que debe respetarse para obtener rendimientos óptimos. Cada cepa tiene sus
capacidades y requerimientos propios por lo que una vez que se han definido los
componentes óptimos del sustrato, deben evitarse los cambios, a menos que hayan sido
investigados previamente (37-40).
14
E. Métodos para la desinfección del sustrato:
1. La pasteurización
Es un proceso que prepara el sustrato para una eficaz colonización del hongo, puede
darse por medio de un proceso de composteo durante la preparación del sustrato, de
fermentación, o mediante un tratamiento químico o térmico, después de haber mezclado y
homogenizado los ingredientes ( 37, 41-42).
Este método tiene como finalidad destruir insectos y microorganismos competidores
de especies de Pleurotus, pero al realizar esta, también provoca cambios bioquímicos en el
sustrato que pueden afectar positiva o negativamente su calidad. En efecto, la idea de que
mientras mayor sea la temperatura o el tiempo, mejor será el tratamiento, es errónea se
sugieren temperaturas de pasteurización de 65ºC durante 20-24 horas y que temperaturas
inferiores a 55ºC es insuficiente para destruir otros organismos. Por otro lado temperaturas
mayores de 85ºC provocan la ruptura parcial de puentes de hidrógeno del complejo lignina
celulosa que contribuyen a la solubilización de azúcares simples. Estas condiciones
predisponen al sustrato para una colonización mayor por hongos contaminantes (6, 35-38,
42).
La pasteurización no proporciona una protección natural del sustrato contra las
contaminaciones fúngicas, especialmente si se trata de Trichoderma spp. Por esta razón, en
este procedimiento se ha ido imponiendo como complemento el uso de fungicidas para
conseguir una cierta protección artificial (37, 40).
En el caso del tratamiento térmico al sustrato, comercialmente existen dos
posibilidades: con agua caliente o con vapor.
a. La pasteurización con agua caliente: El método consiste en sumergir el sustrato
en agua a 85ºC durante un mínimo de 40 minutos (11). Este tratamiento puede variar según
la localidad, ya que la altura sobre el nivel del mar y las condiciones del lugar influyen en
los parámetros de operación. En 1979 en la India, al cultivar P. djamor, utilizando un
tratamiento de inmersión durante 10-15 minutos a 65 + 5ºC y posteriormente inmersión de
dos horas en agua fría, se obtuvieron buenos rendimientos sólo cuando utilizaron altas tasas
15
de inoculación (15%), mientras que cuando utilizaron tasas más bajas (2.5 %), se
produjeron altos índices de contaminación y bajos rendimientos (7, 37).
Al pasteurizar por inmersión en agua se debe sumergir el sustrato únicamente
cuando el agua haya alcanzado la temperatura de pasteurización para provocar choque
térmico, que difícilmente soportarán los organismos que se encuentren en el sustrato (36-
38).
La inmersión en agua caliente ha sido ampliamente recomendada y puede
considerarse como una forma sencilla de pasteurización, por los bajos costos de instalación
y lo rudimentario que puede ser el acondicionamiento del método; sin embargo tiene sus
limitaciones, porque es ineficiente desde el punto de vista energético (lo que la hace
operable sólo cuando se trabaja a muy pequeña escala) y produce aguas residuales
altamente contaminantes. Por otra parte, puede funcionar bien en lugares donde la humedad
ambiental es baja y permite el escurrido rápido del agua excedente. Si la humedad relativa
del lugar es alta, el control del contenido de agua en el sustrato después de la pasteurización
puede requerir mayor manipulación del sustrato, lo que incrementa los riesgos de
contaminación (37- 38).
b. La pasteurización por vapor: Es un método que requiere más inversión que la
anterior porque necesita al menos de un generador de vapor. Este método sin embargo ha
ido ganando adeptos porque se puede desarrollar también de manera relativamente rústica y
es más rentable a mayor escala que la pasteurización en agua caliente (38).
El método utilizado actualmente es una adaptación del método que se usa para la
pasteurización de suelo; consiste en colocar el sustrato, en un espesor de hasta 60 cm,
dentro de una caja o recipiente cerrado que tiene el fondo perforado. Después se introduce
en la parte alta de la caja una mezcla de vapor y aire a presión hasta que el sustrato alcanza
una temperatura de 65ºC, los cuales se mantienen durante una hora. Al cabo de este tiempo
se suprime el vapor y se deja la ventilación para que se enfríe (37-40, 42).
16
2. Esterilización
Este procedimiento es típico y casi exclusivo de los trabajos de investigación.
Resulta muy apto para conocer de forma preliminar el comportamiento de sustratos a base
de materiales (o mezclas) de cierto carácter novedoso, o para comprobar respuestas de
diferentes cepas o variedades ensayadas comercialmente (37-41).
Consta preliminarmente de una preparación en crudo del material o mezcla
seleccionados. El sustrato, convenientemente picado, hidratado y homogenizado, se coloca
en pequeños contenedores de polipropileno, quedando así dispuesto para que se le aplique
el tratamiento térmico, el tratamiento de esterilización generalmente se lleva a cabo en un
autoclave, con vapor a 121ºC durante una hora o dos según el tamaño del contenedor.
Concluida esta operación y una vez que el material se ha enfriado, se debe realizar la
siembra del micelio en condiciones asépticas, ya que en esos momentos el sustrato es muy
susceptible a la contaminación (37, 41-42).
a. Semiesterilización térmica: Este método se da cuando las temperaturas drásticas de
esterilización se rebajan sensiblemente, situándose en niveles inferiores a los 100 ºC esta
variante se aplica para cantidades de preparado que superen las dimensiones reducidas de
trabajo del sistema de esterilización, ya que el sustrato puede ser alojado y tratado en masa,
en el interior de cámaras de varias toneladas de capacidad. El margen de tratamiento de
semiesterilización está comprendido aproximadamente entre 70 y 100 ºC. Si el tratamiento
elegido está por la zona de los 70ºC, la duración debe ser de 6 a 24 horas, y si las
temperaturas que se aplican están por la cola superior (p.e., 95ºC) basta con 1 o 2 horas. La
semiesterilización elimina los patógenos que puedan portar las materias primas del sustrato,
pero no protege de contaminaciones eventuales posteriores. En la actualidad es una práctica
poco utilizada (37, 43).
b. Esterilización química: Es un procedimiento de protección del sustrato para Pleurotus
spp que se basa en la aplicación de productos químicos con poder fungicida (37).
17
3. Fermentación aeróbia
Es un procedimiento de preparación de sustrato que profundiza en el sistema de la
pasteurización simple. Trata de reforzar la escasa protección que posee frente a las
contaminaciones sin necesidad de recurrir al uso de fungicidas. Este procedimiento supone
la realización de dos etapas consecutivas, la pasteurización convencional y una
fermentación termófila de acondicionamiento (37).
La base de la protección biológica del sustrato está en la conducción adecuada de
una fermentación bacteriana tras la pasteurización. Los fundamentos de esta forma de
operar se dieron a conocer por primera vez en Hungría en 1970 y patentada en Francia en
1971 (37-38).
Sánchez (2001) menciona que Flick, Stanek y Bis’ko (1982) observaron que la
adición de B. macerans a los sustratos antes de la fermentación da como resultado un
descenso de la influencia negativa de mohos contaminantes (p.e., Trichoderma spp.) y un
incremento de los rendimientos de P. ostreatus de 30-100 % (37).
Más recientemente, se han vuelto a tratar los contenidos esenciales de la
fermentación bacteriana como mecanismo para obtener la selectividad biológica de un
sustrato. El principio del tratamiento del sustrato consiste en un control sofisticado de la
sucesión microbiológica, de tal manera que la preparación del sustrato debe ser
interrumpida, para proceder a sembrarlo, en el momento exacto en que se da una
composición óptima de nutrientes para Pleurotus spp. Debido a la complejidad de los
procesos bioquímicos implicados, los resultados que se obtienen, por ejemplo, con un tipo
de pajas, no son extrapolables cuando se dispone de otras pajas diferentes u otros materiales
(37-38).
4. Fermentación anaerobia o en frío:
El principio bioquímico de la operación se basa en que todos estos materiales al ser
sumergidos en agua sufren una fermentación anaerobia por acción de las bacterias lácticas,
principalmente cocos, presentes de forma natural. Entre 12 y 30ºC, la fermentación
18
comienza espontáneamente y la acción metabólica de estas bacterias elimina los azúcares,
impidiendo que posteriormente pueda tener lugar el desarrollo de los competidores de
especies de Pleurotus tales como Trichoderma, Penicillium, etc. y facilita la acción de los
enzimas del hongo sobre el sustrato. Los ácidos orgánicos formados (láctico, butírico)
también van acompañados de peróxido de hidrógeno y bacteriocinas (4, 37-40).
Es conveniente, casi necesario, añadir sacarosa (aproximadamente el 1 % del peso
de los materiales a fermentar) para estimular y mantener una fermentación vigorosa (37).
Las temperaturas más adecuadas para desarrollar el proceso, está entre 20 y 30 ºC,
la operación suele durar entre cinco y siete días. Durante las 3-4 primeros días el sustrato
flota, ya que entre otros metabolitos, la fermentación, produce anhídrido carbónico (CO2).
A partir del 4º-5º día de fermentación, todo el material se ha hundido y comienza a
acercarse el final de la operación, destacándose una película flotante de levaduras lácticas
por el medio. Una prolongación anormal del proceso con el sustrato hundido
desencadenaría cambios de otro signo, siendo el más destacable la subida del pH por acción
de las levaduras lácticas al comenzar a consumir el ácido láctico producido durante la etapa
anterior (4-6, 37-39).
Terminado el proceso, es indispensable realizar un escurrido rápido y eficaz del
sustrato para lo cual es muy aconsejable el uso de una prensa manual o mecánica. Si no se
ejecuta bien esta operación, el micelio, tras la siembra, se ahogaría y se contaminaría. Tras
el escurrido, con una humedad final en torno al 70 %, el sustrato debe ser sembrado lo antes
posible, en sacos de polietileno transparente y con agujeros de 15-20 mm de diámetro
hechos previamente (37).
5. Inmersión en agua alcalina
Este es una de las técnicas más recientes que se practican en el cultivo de hongos.
La desinfección con cal es un proceso propuesto como una alternativa, en la que se utiliza
agua alcalinizada con cal comercial [Ca(OH)2], destruyendo de esta manera semillas,
19
insectos, parásitos, hongos y bacterias, que pueden contaminar el sustrato y que pueden
competir con el hongo de interés (44-48).
Se trata de sumergir el sustrato en agua alcalinizada con cal comercial durante cierto
tiempo dependiendo del sustrato y de las condiciones ambientales del lugar de cultivo.
Según estudios realizados en México, la concentración y el tiempo adecuado para la
preparación es de 0.5 % y 24 horas respectivamente en donde se alcanza una alta eficiencia
biológica (44).
Esta técnica tiene una gran ventaja sobre las otras por ser un método en frío,
alternativa para evitar el uso de altas temperaturas y por lo consiguiente un gasto energético
(44-45).
Actualmente sólo se sabe que este método de desinfección del sustrato es el más
utilizado en Guatemala para el proceso del cultivo de hongos, pero de una forma empírica,
porque no existe ningún protocolo con indicaciones precisas (concentraciones de cal y
tiempos de inmersión) por tipo de sustrato, ambiente y tipo de cultivo fúngico.
20
III. JUSTIFICACIÓN
La tecnología del cultivo de hongos comestibles en Guatemala no es desconocida,
ya que no sólo existen empresas productoras sino que actualmente también hay más de 200
módulos de producción artesanal que se dedican al cultivo de Pleurotus, especialmente, en
los departamentos de Sololá y Chimaltenango. En estas localidades, para evitar los
problemas de contaminación de cultivos, el sustrato se desinfecta sumergiéndolo en agua
con cal (agua alcalina), utilizando una gran variedad de concentraciones de cal y tiempos
de inmersión. Esta técnica, si bien es útil, sigue siendo empírica, por lo que es de suma
importancia sistematizarla y utilizarla adecuadamente.
Por lo que se hizo necesario evaluar la productividad de dos cepas nativas de
Pleurotus mediante sustratos desinfectados por inmersión en agua alcalina, utilizando
diferentes tiempos de inmersión y diferentes concentraciones de cal, además cuantificar la
eficiencia biológica y tasas de producción para verificar cuál era la concentración de cal y
tiempo de inmersión donde las cepas produjeran mayor cantidad de cuerpos fructíferos.
Este trabajo contribuirá a que los pequeños productores superen problemas que
enfrentan en cuanto a métodos de cultivo y favorecer el desarrollo económico y social de
sus comunidades.
21
IV. OBJETIVOS
A. General:
Evaluar la productividad de cepas nativas de Pleurotus, a través de la producción de
cuerpos fructíferos en sustratos desinfectados por inmersión en agua alcalina.
B. Específicos:
1. Establecer la eficiencia biológica de cepas nativas de Pleurotus, a través de la
producción de basidiomas en sustratos desinfectados por inmersión en diferentes tiempos y
concentraciones de agua alcalina.
2. Cuantificar la tasa de producción de cepas nativas de Pleurotus en sustratos
desinfectados por inmersión en diferentes tiempos y concentraciones de agua alcalina.
22
V. HIPÓTESIS
1. La Eficiencia Biológica de las cepas nativas de Pleurotus es mayor en por lo menos un
tiempo de inmersión y una concentración de agua alcalina.
2. La Tasa de Producción de las cepas nativas de Pleurotus es mayor en por lo menos un
tiempo de inmersión y una concentración de agua alcalina.
23
VI. MATERIALES Y MÉTODOS
A. Universo de trabajo
Las cepas nativas aisladas en Guatemala de Pleurotus
B. Población
Cepas nativas de Pleurotus
C. Muestra
Dos cepas nativas de Pleurotus (P. ostreatus 152.2005 y P. levis 107.2001)
D. Recursos
1. Humanos
Autor: Profa. Enma Leticia Batz Patal
Asesores: Licda. María del Carmen Bran González
Lic. Osberth Isaac Morales Esquivel
Grupo de Mujeres: “Cultivadoras de Pleurotus ostreatus”
Comunidad 29 de Diciembre. Zaragoza,
Chimaltenango
2. Materiales
a. Cepas
Las dos cepas de Pleurotus, provienen de aislamientos realizados con hongos
colectados en diferentes localidades de Guatemala y se encuentran depositados en el
Cepario de Hongos Micorrícicos y Sapróbios del Departamento de Microbiología.
b. Sustratos
1. Maicillo donado por la tesista
2. Olote de maíz proveniente de la comunidad en donde se trabajó.
3. Caña de milpa
c. Equipo
Autoclave
Incubadora de 18 ºC
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Balanza semianalítica Metler
Cabina de seguridad biológica clase II
Mechero
d. Reactivos
Cal hidratada comercial
e. Otros
Papel craft
Maskin tape
Agua desmineralizada
Algodón
Alcohol
Marcadores
Guantes
Bata
Mascarillas
Bolsas de plástico de 25 libras
Baldes de plásticos grandes
Regaderas
E. Procedimiento
Todos los pasos para el cultivo del hongo, se realizaron bajo condiciones de asepsia
y el material que se utilizó fue esterilizado en autoclave.
a. Obtención de las cepas: La cepas de P. ostreatus 152.2005 y P. levis 107.2001
procedente de San Mateo Ixtatán, Huehuetenango, son las que se utilizaron en este estudio
y fueron obtenidas de inóculos primarios proporcionado por el Departamento de
Microbiología de la Facultad de Ciencia Químicas y Farmacia, cuya identificación
taxonómica es exacta.
25
b. Obtención del micelio e inóculo: Después de la obtención de la cepa, se
procedió a desarrollar masivamente el micelio en las bolsas con el sustrato seleccionado
para la producción del inóculo.
Para ello, primero se puso a remojar la semilla, una vez hidratada se introdujo en las
bolsas de plástico y se esterilizó en el autoclave, ya enfriadas las bolsas se inoculó con las
semillas cubiertas por micelio y se mezcló. La semilla que se empleó fue maicillo y las
bolsas preparadas se incubaron a una temperatura de 18ºC. durante 30 días
aproximadamente, hasta que el micelio cubrió todas las semillas. Se obtuvieron cinco
bolsas secundarias por cada bolsa primaria, proceso que se realizó en el Departamento de
Microbiología de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia luego se transportaron en el
lugar de cultivo (módulo de la Comunidad 29 de Diciembre, en el municipio de Zaragoza,
Chimaltenango)
c. Preparación de sustrato: Paralelamente al proceso anterior, se preparó el
sustrato (olote de maíz con rastrojo de maíz) picado en pedazos de aproximadamente 2-4
cm, el cual fue sometido al proceso de desinfección para eliminar los microorganismos
presentes en el mismo y que podían infectar y competir con el crecimiento del hongo.
La preparación del agua alcalina consistió en realizar cuatro concentraciones
diferentes con Ca(OH)2: 0.5, 1.0, 1.5, 2.0% donde se remojó el sustrato picado durante 12,
24, 36, 48 horas para las dos cepas. Se realizaron cinco repeticiones para cada variable de
concentración y tiempo.
El exceso de agua alcalinizada se eliminó escurriendo el material durante una hora
aproximadamente. Por último se pesó aproximadamente 5-8 libras del material húmedo,
que se introdujeron en bolsas de polipropileno de 25 libras.
d. Siembra: Una vez desinfectado el sustrato se procedió a la inoculación con el
hongo que previamente se preparó. Para ello se mezcló uniformemente media bolsa de
inóculo de ½ libra con el sustrato desinfectado. A continuación se cerró bien la bolsa, se
26
perforó en la parte superior, a un lado del nudo, cerrándolo con un pedazo de gasa estéril y
sellada con maskin tape para facilitar la aireación y el desarrollo del micelio. Seguidamente
se etiquetó cada bolsa sembrada con el número de la cepa empleada, la fecha de siembra,
peso del sustrato, concentración de cal y tiempo de inmersión luego se acomodó en un
estante en condiciones de oscuridad y a una temperatura de alrededor de 28 ºC.
En este paso del procedimiento se trabajó en condiciones de asepsia utilizando
redecillas, mascarillas, guantes quirúrgicos y gabachas.
e. Incubación: Se incubó las bolsas sembradas con el inóculo a temperatura
ambiente, durante cuatro a cinco días después de la siembra, luego se realizaron
perforaciones con una navaja o aguja estéril, perfectamente distribuidas en la parte superior
de la bolsa.
f. Fructificación y cosecha del hongo: Inmediatamente que se empezaron a formar
los primordios de las fructificaciones de los hongos, se removió totalmente la bolsa de
plástico para facilitar el desarrollo de éstos, hasta que alcanzaron su estado adulto listos
para su cosecha. Cada bolsa soportó entre 2 a 3 cosechas, en intervalos de
aproximadamente 10 días y en forma decreciente de rendimiento, hasta que se desecharon
por ser ya muy poco productivas. La producción total en peso fresco de hongos varió de
bolsa a bolsa.
Se registró la fecha de fructificación, la fecha de la primera, segunda y tercera
cosecha y el peso obtenido en cada cosecha para luego cuantificar las dos variables de este
estudio.
g. Cálculo de la Eficiencia Biológica y Tasa de Producción: Luego de cosechar y
pesar los cuerpos fructíferos, se calculó el porcentaje de Eficiencia Biológica, utilizando la
siguiente fórmula: % EB = (peso de los hongos/peso seco del sustrato) * 100.
La Tasa de Producción se calculó así: TP = % EB/días requeridos para la cosecha.
27
F. Diseño Experimental
El diseño fue factorial 4x4 (4 concentraciones y 4 tiempos de remojo) para cada
cepa.
4 concentraciones de cal: 0.5, 1.0, 1.5 y 2.0 %
4 tiempos de remojo: 12, 24, 36 y 48 horas
Análisis estadístico:
Se realizó un análisis ANOVA para un diseño factorial y posteriormente se efectuó
la prueba de comparaciones múltiples de DUNCAN, para evidenciar diferencias
estadísticamente significativas entre tiempos de inmersión y concentraciones de cal para
cada cepa, tanto para Eficiencia Biológica (EB) que se evaluó como porcentaje y para tasa
de producción (TP) con base en el porcentaje diario de Eficiencia Biológica (% EB/días).
28
VII. RESULTADOS
A continuación se presentan los resultados del estudio sobre la evaluación de la
producción de cuerpos fructíferos de dos cepas de Pleurotus sobre sustratos desinfectados
por inmersión en agua alcalina a diferentes concentraciones de cal y diferentes tiempos de
inmersión.
Para la cepa P. levis 107.2001 se observó que a las 12 horas de inmersión del
sustrato, la mayor Eficiencia Biológica (EB) se obtuvo en la concentración 1.5 % de cal
(19.20%) y la menor en la concentración 0.5 % de cal (10.33 %). A las 24 horas de
inmersión, la mayor EB se observó en la concentración 0.5 % de cal (34.80%), y la menor
en la concentración 1.0 % de cal (10.00 %). A las 36 horas de inmersión, la mayor EB se
alcanzó en la concentración 1.5 % de cal (48.20%), y la menor en la concentración 0.5 %
de cal (11.76 %). Finalmente a las 48 horas de inmersión del sustrato, la mayor EB se logró
en la concentración 1.5 % de cal (24.00%), en tanto que la menor EB se obtuvo en la
concentración 2.0 % de cal (11.20 %) (Tabla 1).
También se determinó los valores del pH del sustrato, observándose que el rango
varió entre 10.15 a 11.90, aumentando conforme aumentaba la concentración de cal y
tiempo de inmersión (Tabla 1).
Tabla 1. Eficiencia biológica de la cepa P. levis 107.2001, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión. Tiempo de inmersión
(horas)
Concentración de cal
(%)
Valor del pH del
sustrato
Eficiencia Biológica
+ DS (%)1
12
0.5 10.15 10.33 + 6.66
1.0 10.80 13.33 + 6.66
1.5 11.25 19.20 + 7.36
2.0 11.70 12.33 + 2.08
24
0.5 10.35 34.80 + 4.82
1.0 11.35 10.00 + 5.29
1.5 11.54 23.00 + 3.16
2.0 11.75 24.00 + 2.83
36
0.5 10.48 11.76 + 5.28
1.0 11.50 26.00 + 7.07
1.5 11.60 48.20 + 7.26
2.0 11.78 29.60 + 9.26
48
0.5 10.57 14.50 + 6.66
1.0 11.58 13.00 + 2.94
1.5 11.64 24.00 + 3.81
2.0 11.90 11.20 + 5.76 1Los valores representan la media y desviación estándar obtenidas en cinco réplicas.
Los datos en negritas indican la mayor Eficiencia Biológica obtenida.
29
El análisis comparativo de la EB indicó diferencia significativa entre las
concentraciones de cal (p<0.0001), los tiempos de inmersión (p<0.00001) y en la
interacción concentración-tiempo (p<0.00001) (Anexo 2).
Al comparar las concentraciones de cal (independientemente del tiempo de
inmersión) se observó que la EB obtenida con 1.5 % de cal fue significativamente mayor
que la encontrada con 1.0 % de cal (p=0.027). Sin embargo, la EB con 1.5 % de cal no fue
significativa respecto a las obtenidas en las concentraciones 2.0 % y 0.5 % (p>0.05)
(Gráfica 1).
En cuanto a los tiempos de inmersión (independientemente de la concentración de
cal), la inmersión del sustrato durante 36 horas produjo una EB significativamente mayor
respecto a la obtenida en 48 horas (p=0.003) y 12 horas (p=0.003), pero no en cuanto al
período de inmersión de 24 horas (p>0.05) (Gráfica 1).
Con estos resultados se puede decir que a las 36 horas de inmersión y a una
concentración de cal de 1.5 %, se obtuvo una EB relativamente mayor que en los demás
tratamientos (Gráfica 1).
Gráfica 1. Eficiencia biológica de la cepa P. levis 107.2001, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
1. la EB obtenida fue mayor en la concentración de cal 1.5 %. 2. La EB observada fue mayor a las 36 horas de
inmersión.
30
Respecto a la Tasa de Producción (TP) de P. levis 107.2001 en cuanto a los tiempos
de inmersión del sustrato, se observó una mayor TP en la concentración 1.5 % de cal (0.35)
y la menor en la concentración 0.5 % de cal (0.13) a las 12 horas de inmersión del sustrato.
A las 24 horas de inmersión, la mayor TP se observó en la concentración 0.5 % de cal
(0.77) y la menor en la concentración 1.0 % de cal (0.17). A las 36 horas de inmersión del
sustrato, la mayor TP se alcanzó en la concentración 1.5 % de cal (1.10) y la menor se
obtuvo en la concentración 0.5 % de cal (0.25), finalmente a las 48 horas de inmersión del
sustrato, la mayor TP se encontró en la concentración 1.5 % de cal (0.41), en tanto que la
menor en la concentración 2.0 % de cal (0.14) (Tabla 2).
Tabla 2. Promedio de TP de la cepa P. levis 107.2001, cultivados en sustratos
desinfectados en diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
Tiempo de inmersión
(horas)
Concentración de cal
(%)
Valor del pH del
sustrato
Tasa de Producción
+ DS (EB/día)1
12
0.5 10.15 0.13 + 0.07
1.0 10.80 0.19 + 0.09
1.5 11.25 0.35 + 0.18
2.0 11.70 0.20 + 0.03
24
0.5 10.35 0.77 + 0.10
1.0 11.35 0.17 + 0.08
1.5 11.54 0.39 + 0.14
2.0 11.75 0.44 + 0.11
36
0.5 10.48 0.25 + 0.10
1.0 11.50 0.51 + 0.11
1.5 11.60 1.10 + 0.22
2.0 11.78 0.68 + 0.23
48
0.5 10.57 0.31 + 0.18
1.0 11.58 0.21 + 0.08
1.5 11.64 0.41 + 0.15
2.0 11.90 0.14 + 0.09 1Los valores representan la media y desviación estándar obtenidas en cinco réplicas.
Los datos en negritas indican la mayor Tasa de Producción de la cepa.
El análisis de la TP de la cepa P. levis 107.2001 mostró diferencia significativa entre
concentraciones de cal (p<0.00001), tiempos de inmersión (p<0.00001) y en la interacción
entre la concentraciónde cal y tiempo de inmersión (p<0.00001) (Anexo 3).
31
Al comparar las concentraciones de cal (independientemente del tiempo de
inmersión) se observó que la TP obtenida en la concentración 1.5 % de cal fue
significativamente mayor que la encontrada en la concentración 1.0 % (p=0.0401). Sin
embargo, la TP en la concentración de cal de 1.5% no fue significativamente diferente a la
obtenida en las concentraciones 2.0 % y 0.5% de cal (p>0.05) (Gráfica 2).
La comparación de los tiempos de inmersión (independientemente de la
concentración de cal) indicó que la inmersión del sustrato durante 36 horas presentó una TP
significativamente mayor a la obtenida a las 48 horas (p<0.0001) y 12 horas (p<0.0001),
pero sin diferencia significativa a las 24 horas (p>0.05) (Gráfica 2).
Gráfica 2. Tasa de producción de la cepa P. levis 107.2001, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
1. La TP obtenida fue mayor en la concentración de cal 1.5 %. 2. La TP observada fue mayor a las 36 horas
de inmersión.
Con respecto a los resultados de EB y TP de la cepa de P. levis 107.2001, cultivada
sobre sustratos desinfectados con agua alcalina y tiempos de inmersión, se puede concluir
que la mejor combinación de concentración de cal y tiempo de inmersión fue 1.5 % de cal y
36 horas de inmersión (Gráficas 1 y 2)
32
Para la cepa P. ostreatus 152.2005 se encontró que con 12 horas de inmersión del
sustrato, la mayor EB se obtuvo con 1.0 % de cal (45.82 %) y la menor en la concentración
de 2.0 % de cal (25.64 %). A las 24 horas de inmersión, la mayor EB se observó en la
concentración de 0.5 % de cal (42.00 %) y la menor con 2.0 % de cal (13.03 %). A las 36
horas de inmersión, la mayor EB se alcanzó en la concentración de 0.5 % de cal (39.8 %) y
la menor con 2.0 % de cal (18.44 %). De igual forma, a las 48 horas de inmersión del
sustrato la mayor EB se logró en la concentración de 0.5 % de cal (30.02 %), en tanto que
la menor en la concentración de 2.0 % de cal (18.70 %) (Tabla 3).
También se determinaron los valores del pH del sustrato, observándose que el rango
varió entre 10.15 a 11.90, aumentando conforme aumentaba la concentración de cal y
tiempo de inmersión (Tabla 3).
Tabla 3. Eficiencia biológica de la cepa P. ostreatus 152.2005, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
Tiempo de inmersión
(horas)
Concentración de cal
(%)
Valor del pH del
sustrato
Eficiencia Biológica
+ DS (%)1
12
0.5 10.15 41.60 + 2.30
1.0 10.80 45.82 + 2.53
1.5 11.25 35.82 + 2.48
2.0 11.70 25.64 + 6.31
24
0.5 10.35 42.00 + 3.87
1.0 11.35 18.00 + 6.14
1.5 11.54 20.80 + 5.93
2.0 11.75 13.03 + 4.50
36
0.5 10.48 39.08 + 4.32
1.0 11.50 23.68 + 5.12
1.5 11.60 22.40 + 5.37
2.0 11.78 18.44 + 7.89
48
0.5 10.57 30.20 + 9.34
1.0 11.58 20.20 + 4.82
1.5 11.64 22.40 + 2.19
2.0 11.90 18.70 + 4.97 1Los valores representan la media y desviación estándar obtenidas en cinco réplicas.
Los datos en negritas indican la mayor Eficiencia Biológica obtenida.
El análisis comparativo de la EB obtenida para la cepa P. ostreatus 152.2005 indicó
diferencia significativa entre concentraciones de cal (p<0.00001), tiempos de inmersión
33
(p<0.00001), así como en la interacción concentración de cal y tiempos de inmersión
(p<0.00001) (Anexo 4).
Al comparar las concentraciones de cal (independientemente del tiempo de
inmersión) se observó que la EB obtenida en la concentración de 0.5 % de cal fue
significativamente mayor que la encontrada en las concentraciones 1.0 %, 1.5 % y 2.0 % de
cal (p<0.0001) (Gráfica 3).
Así mismo, la comparación de los tiempos de inmersión, (independientemente de la
concentración de cal) indicó que la inmersión del sustrato durante 12 horas presentó EB
significativamente mayor que la obtenida en la inmersión del sustrato durante 24 horas
(p<0.0001), 36 horas (p=0.006) y 48 horas (p<0.0001) (Gráfica 3).
En conclusión, para el cultivo de P. ostreatus en sustratos desinfectados en agua
alcalina, se puede decir que en la concentración de 0.5 % de cal y 12 horas de tiempo de
inmersión se obtuvieron EB relativamente mayores que los demás tratamientos.
Gráfica 3. Eficiencia biológica de la cepa P. ostreatus 152.2005, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
1. la EB obtenida fue mayor en la concentración de cal 0.5 %. 2. La EB observada fue mayor a las 12 horas de
inmersión.
34
Respecto a la Tasa de Producción (TP) de P.ostreatus 152.2005, se observó que a
las 12 horas de inmersión del sustrato, la mayor TP se obtuvo en la concentración 0.5 % de
cal (0.96), y la menor con 2.0 % de cal (0.46). A las 24 horas de inmersión, la mayor TP se
observó con 0.5 % de cal (0.84) y la menor con 2.0 % de cal (0.20). A las 36 horas de
inmersión del sustrato, la mayor TP se alcanzó en la concentración 0.5 % de cal (0.79) y la
menor con 2.0 % de cal (0.25). De igual manera, a las 48 horas de inmersión del sustrato la
mayor TP se encontró en la concentración 0.5 % de cal (0.61), en tanto que la menor en la
concentración 2.0 % de cal (0.23) (Tabla 4).
Tabla 4. Tasa de producción de la cepa P. ostreatus 152.2005, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
Tiempo de inmersión
(horas)
Concentración de cal
(%)
Valor del pH del
sustrato
Tasa de Producción
+ DS (EB/día)1
12
0.5 10.15 0.96 + 0.14
1.0 10.80 0.86 + 0.15
1.5 11.25 0.68 + 0.10
2.0 11.70 0.46 + 0.08
24
0.5 10.35 0.84 + 0.24
1.0 11.35 0.36 + 0.13
1.5 11.54 0.33 + 0.11
2.0 11.75 0.20 + 0.05
36
0.5 10.48 0.79 + 0.13
1.0 11.50 0.41 + 0.12
1.5 11.60 0.34 + 0.10
2.0 11.78 0.25 + 0.24
48
0.5 10.57 0.61 + 0.19
1.0 11.58 0.32 + 0.07
1.5 11.64 0.32 + 0.06
2.0 11.90 0.23 + 0.07 1Los valores representan la media y desviación estándar obtenidas en cinco réplicas.
Los datos en negritas indican la mayor Tasa de Producción obtenida.
El análisis comparativo para la TP de la cepa P. ostreatus indicó diferencia
significativa entre concentraciones de cal (p<0.00001), entre tiempos de inmersión
(p<0.00001), así como interacción concentración-tiempo (p<0.0471) (Anexo 5).
Al comparar las concentraciones de cal (independientemente del tiempo de
inmersión del sustrato) se observó que la TP obtenida en la concentración 0.5 % de cal fue
35
significativamente mayor que la encontrada en las concentraciones 1.0 %, 1.5 % y 2.0 % de
cal (p=0.0001). Así también la TP encontrada en la concentración de 1.0 % de cal fue
significativamente mayor que la obtenida en la concentración 2.0 % de cal (p= 0.021)
(Gráfica 4).
La comparación de los tiempos de inmersión (independientemente de la
concentración de cal) indicó que la inmersión del sustrato durante 12 horas, presentó una
TP significativamente mayor que la obtenida en la inmersión del sustrato durante 24 horas
(p<0.002), 36 horas (p<0.003) y 48 horas (p<0.0001) (Gráfica 4).
Gráfica 4. Tasa de Producción de la cepa P. ostreatus 152.2005, cultivada en sustratos
desinfectados por diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
1. La TP obtenida fue mayor en la concentración de cal 0.5 %. 2. La TP observada fue mayor a las 12 horas
de inmersión.
En resumen los resultados de EB y TP de la cepa P. ostreatus 152.2005 cultivadas
sobre sustratos desinfectados con agua alcalina indican que la mejor combinación de
concentración de cal y tiempo de inmersión fue de 0.5 % de cal y 12 horas de inmersión
(Gráficas 3 y 4).
36
VIII. DISCUSIÓN DE RESULTADOS
En el presente estudio se evaluó el crecimiento de dos cepas nativas de Pleurotus a
través de la producción de cuerpos fructíferos cultivados sobre sustratos desinfectados con
agua alcalina en diferentes concentraciones de cal y tiempos de inmersión.
La capacidad de desinfección del sustrato por medio de cal se debe a que al
incrementarse el porcentaje de ésta, el pH de la suspensión aumenta (en este estudio el pH
estuvo entre 10 y 12). La efectividad de la técnica se debe a que la mayoría de los
contaminantes que se encuentran en el sustrato son sensibles a valores altos de pH, en tanto
que Pleurotus tiene la capacidad de tolerarlos, de manera que al preparar el sustrato se
prefieren valores más elevados que los establecidos como óptimos para este género, los
cuales se han señalado entre pH 5 - 6 (3).
En este estudio se encontró que, para el cultivo de la cepa P. levis 107.2001, la
concentración de cal más eficiente fue 1.5 %, lo cual sería un indicador que la desinfección
del sustrato fue adecuada y que el micelio de la cepa de P. levis toleró apropiadamente el
pH alcanzado a esta concentración.
Así mismo, tomando en consideración que la EB alcanzada en la concentración de
2.0 % de cal fue inferior a la obtenida en 1.5 %, pero mayor a la encontrada en 0.5 %, se
puede inferir que el crecimiento del micelio se ve afectado en valores de pH cercanos a 12;
por otra parte, la concentración de 0.5 % no desinfecta apropiadamente el sustrato, de
manera que los microorganismos contaminantes ejercen competencia en la degradación, lo
que se refleja en la EB baja.
Existe una aparente discrepancia con los resultados obtenidos en la concentración de
1.0 % de cal, donde la cepa P. levis 107.2001 mostró los valores de EB más bajos. Esta
disminución de la productividad no se debió a una desinfección poco eficiente, sino
probablemente a que los tratamientos estuvieron ubicados en un lugar dentro del módulo de
fructificación donde la temperatura, la humedad o ventilación no fueran las mejores,
afectando así la producción de basidiomas (3).
37
En cuanto al tiempo de inmersión del sustrato para el cultivo de la cepa P. levis
107.2001, se observó una tendencia general en la cual los valores de EB y TP fueron bajos
a las 12 y 48 horas, en tanto que se incrementaron a las 24 y 36 horas. Esto puede ser
debido que a las 12 horas, independientemente de la concentración de cal, la desinfección
no es del todo eficiente, en tanto que a las 48 horas el pH del medio empieza a afectar el
crecimiento del hongo. Por tal razón puede inferirse que la desinfección comienza a ser
efectiva a las 24 horas, completando su acción a las 36 horas.
Respecto a la productividad de P. levis, no se encontró ningún estudio donde se
evaluara la EB con la técnica de desinfección en agua alcalina. Sin embargo, se ha
reportado que la cepa mexicana CP 30, cultivada sobre sustrato de paja de Digitaria
decumbens (70%) y pulpa de café (30%) produjo una EB de 71.34% (48). Este valor de EB
es superior al máximo encontrado en esta investigación (48.20 %).
En conclusión, se puede indicar que para obtener los mejores valores de EB y TP
para la cepa P. levis 107.2001, cultivada en condiciones rurales, la mejor combinación es
desinfectar el sustrato con una concentración de 1.5% de cal durante 36 horas de inmersión.
Para el cultivo de la cepa P ostreatus 152. 2005, se observó que a mayor
concentración de cal (y por consiguiente de pH), los valores de EB y TP disminuyen. La
mayor EB y TP fue encontrada a una concentración de cal de 0.5%, en tanto que los
menores valores se obtuvieron a una concentración de 2.0%. Estas obervaciones indican
que probablemente el micelio de esta cepa es suceptible a los valores de pH alcalinos,
debido que este factor influye directamente sobre las proteínas de la membrana y sobre la
actividad de las enzimas, afectando así el metabolismo y por lo tanto el crecimiento del
hongo (3).
Así mismo, se demostró que el aumento del tiempo de inmersión del sustrato
disminuye los valores de EB y TP. Este comportamiento indica nuevamente que la cepa P.
ostreatus 152.2005 es susceptible a valores elevados de pH, como se mencionara
38
anteriormente. Por lo tanto a mayor tiempo de inmersión del sustrato, el crecimiento de los
cuerpos fructíferos disminuye.
En conclusión, la mejor combinación entre concentración de cal y tiempo de
inmersión para desinfectar el sustrato para cultivar P. ostreatus 152. 2005 correspondió a la
concentración de 0.5% de cal y 12 horas de inmersión.
Los resultados de esta investigación coincidieron con lo reportado para esta especie
en dos estudios llevados a cabo en México utilizando la misma técnica de desinfección del
sustrato, donde la mayor EB se encontró en la concentración de cal de 0.5%. Sin embargo,
en dichos estudios el mejor tiempo de inmersión fue de 48 horas, en tanto que lo reportado
en este trabajo fue de 12 horas (44, 45).
Adicionalmente, los valores de EB obtenidos en los estudios mencionados fueron
mayores a lo reportado en esta investigación, ya que la EB estuvo entre 52-83% cuando se
cultivó en olote y caña de maíz (44, 45). Asimismo, en un estudio donde se cuantificó el
cultivo de P. ostreatus en módulos rurales de Chiapas, México, la EB se estimó en 67%
(47). Igualmente en otro estudio se informó que la EB obtenida con una cepa de P.
pulmonarius fue de 120 % utilizando una concentración de 2.0 % de cal durante 24 horas
de inmersión (46). Por lo tanto es importante realizar otros estudios donde se prueben
nuevos sustratos o adicionar suplementos para mejorar la producción de cuerpos fructíferos.
En síntesis, la técnica de inmersión alcalina permitió verificar la utilidad de la
misma en el cultivo de estas cepas y de presentar ventajas sobre otros métodos de
desinfección del sustrato, ya que no requiere de un alto costo ni tecnología sofisticada para
su realización, características que la hacen adaptable a los productores que se dedican al
cultivo de Pleurotus a pequeña escala en áreas rurales del país.
Puesto que las dos cepas cultivadas evidenciaron EB y TP mayores en por lo menos
una concentración de cal y un tiempo de inmersión se acepta la hipótesis planteada.
39
Finalmente tal como se observó en este estudio, cada cepa requiere diferentes
factores para su adecuado crecimiento, por lo tanto es necesario realizar estudios utilizando
la técnica de inmersión en agua alcalina para la desinfección del sustrato, para conocer el
comportamiento de otras cepas cultivadas por los productores de hongos de nuestro país y
de esta forma encontrar la concentración de cal y tiempo de inmersión más apropiados para
su cultivo en condiciones rurales específicas.
40
IX. CONCLUSIONES
1. La mejor eficiencia biológica y tasa de producción para la cepa P. levis 107.2001 fue
de 48.20 % y 1.10 respectivamente a una concentración de 1.5% de cal y 36 horas de
tiempo de inmersión.
2. La mejor eficiencia biológica y tasa de producción para la cepa P. ostreatus
152.2005 fue de 42.0 % y 0.96 respectivamente a una concentración de 0.5% de cal
y 12 horas de tiempo de inmersión.
3. La técnica de inmersión en agua alcalina para el sustrato a base de olote y rastrojo de
maíz es eficiente como técnica de desinfección para la producción de cuerpos
fructíferos de Pleurotus en condiciones artesanales considerándose de bajo costo.
41
X. RECOMENDACIONES
1. Evaluar la producción de cuerpos fructíferos de otras cepas de Pleurotus spp sobre
sustratos diferentes utilizando la técnica de desinfección por inmersión en agua
alcalina.
2. Se recomienda realizar más estudios con las cepas de P. ostreatus 152.02005 y P.
levis 107.2001, utilizando esta misma técnica de desinfección pero bajo condiciones
controladas de temperatura y humedad, para evaluar su productividad.
3. Realizar investigaciones encaminadas a la estandarización de las condiciones
óptimas de los módulos artesanales para mejorar la producción de cuerpos fructíferos
de Pleurotus spp.
42
XI. REFERENCIAS
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42.
46
XII. ANEXOS
Anexo 1. Diagrama general para el cultivo de Pleurotus spp (38).
Obtención de la cepa a
través de fructificaciones, ya sea por medio de
esporas o con un
fragmento de la carne del
hongo
Cuadriculado del medio con
el micelio en la caja de petri.
Obtención del inóculo con
semillas seleccionadas
Obtención de frascos o bolsas secundarios de inóculo
Siembra del hongo en el
substrato seleccionado
Cerrado de la bolsa de plástico
Desarrollo de los primordios
Crecimiento de las
fructificaciones
Cosecha
Esterilización de los utensilios y
materiales
Tratamiento
del sustrato
Enfriado del
sustrato
47
Anexo 2. Análisis de varianza de la Eficiencia Biológica de P.levis cultivados sobre
sustratos desinfectados en agua alcalina
Origen Suma de
Cuadrados DF
Cuadrado
de las
medias
F Significancia
Modelo corregido 7691.14171 15 512.742781 15.06 0.0000
Concentración de cal 1787.14883 3 595.716275 17.49 0.0000
Tiempo de inmersión 2505.52309 3 835.174364 24.52 0.0000
Intercepto 3465.85594 9 385.095105 11.31 0.0000
Error 1838.952 54 34.0546667
Total 9530.09371 69 138.1173
R Cuadrado = 0.8070 (Ajuste R Cuadrado = 0.7534)
Anexo 3. Análisis de varianza de la Tasa de Producción de P.levis cultivados sobre
sustratos desinfectados en agua alcalina
Origen Suma de
Cuadrados DF
Cuadrado
de las
medias
F Significancia
Modelo corregido 4.87066457 15 0.32471097 15.69 0.0000
Concentración de cal 0.80411989 3 0.26803996 12.96 0.0000
Tiempo de inmersión 1.90825941 3 0.63608647 30.74 0.0000
Intercepto 2.19321408 9 0.24369045 11.78 0.0000
Error 1.11723825 54 0.02068959
Total 5.98790282 69 0.0867812
R Cuadrado = 0.8134 (Ajuste R Cuadrado = 0.7616)
48
Anexo 4. Análisis de varianza de la Eficiencia Biológica de P.ostreatus cultivados
sobre sustratos desinfectados en agua alcalina.
Origen Suma de
Cuadrados DF
Cuadrado
de las
medias
F Significancia
Modelo corregido 7997.82984 15 533.188656 19.32 0.0000
Concentración de cal 3934.9953 3 1311.6651 47.52 0.0000
Tiempo de inmersión 2683.55332 3 894.517773 32.41 0.0000
Intercepto 1379.28122 9 153.253469 5.55 0.0000
Error 1766.63942 64 27.6037409
Total
R Cuadrado = 0.8191 (Ajuste R Cuadrado = 0.7767)
Anexo 5. Análisis de varianza de la Tasa de Producción de P.ostreatus cultivados
sobre sustratos desinfectados en agua alcalina
Origen Suma de
Cuadrados DF
Cuadrado
de las
medias
F Significancia
Modelo corregido 4.78543502 15 0.319029 19.84 0.0000
Concentración de cal 2.86094497 3 0.95364833 59.29 0.0000
Tiempo de inmersión 1.62704504 3 0.54234835 33.72 0.0000
Intercepto 0.29744501 9 0.03304945 2.05 0.0471
Error 1.02932004 64 0.01608312
Total 5.81475506 79 0.07360449
R Cuadrado = 0.8230 (Ajuste R Cuadrado = 0.7815)