Ministério da EducaçãoSecretaria de Educação Profissional e Tecnológica

Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia GoianoCurso de Tecnologia em Gestão Ambiental

SARA GONÇALVES CARNEIRO

DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO

URUTAÍ - GO2010

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Ministério da EducaçãoSecretaria de Educação Profissional e Tecnológica

Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia GoianoCurso de Tecnologia em Gestão Ambiental

SARA GONÇALVES CARNEIRO

DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO

Monografia apresentada para obtenção do grau de Tecnólogo em Gestão Ambiental ao Instituto Federal Goiano – Campus Urutaí. Orientador: Dr. Milton Luiz da Paz Lima.

URUTAÍ - GO2010

ii

SARA GONÇALVES CARNEIRO

DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO

BANCA EXAMINADORA

_______________________________________Dr. Lucas Carvalho B. de Azevedo (Revisor)

_______________________________________Dr. Marcus Vinícius Vieitas Ramos (Revisor)

_______________________________________Dr. Milton Luiz da Paz Lima (Orientador)

Data da Defesa: Urutaí, 16 de dezembro de 2010

iii

Dedico a meus pais e irmãos, que sempre me apoiaram com todo seu amor e carinho e me estimularam a nunca desistir dos meus objetivos. E ao meu orientador pelo esforço e dedicação.

iv

AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus, aos meus pais e irmãos pelo amor, carinho e compreensão

que sempre me apoiaram e me incentivaram a não desistir dos meus ideais. Ao Rafael pelo amor e

compreensão, que mesmo longe sempre ajudou.

Agradeço também aos meus amigos que sempre estiveram perto, me ajudando e me apoiando

de uma forma incondicional, em especial as minha amigas Ana Cristina, Josyane, Jordana, Joceline,

Luciele e Michelh e aos meus amigos Jonemarcio e Deydyan e são pessoas que jamais esquecerei.

Agradeço aos professores do curso, em especial ao Lucas Azevedo pelo apoio e paciência e

ao professor Marcus Mendes.

A Priscila que me ajudou nas atividades do Laboratório de Microbiologia, sempre com muita

paciência.

Um agradecimento em especial ao professor Milton que com sua dedicação e sabedoria

tornou esse trabalho realidade.

E por último a todos que ajudaram de forma direta ou indiretamente para conclusão deste, e

aos moradores da república onde morei durante a graduação que sempre estiveram presente e me

apoiando.

v

“Somente quando for cortada a última árvore, pescado o último peixe e poluído o último rio é que as pessoas vão perceber que não se pode comer dinheiro.”Provérbio indígena.

vi

RESUMO

CARNEIRO, S.G. Diversidade microbiana em diferentes sistemas de uso do solo. Trabalho de Conclusão de Curso. 56 p. 2010.

Estudos a respeito da diversidade de microrganismos em solos dos Cerrados ainda são incipientes e

pouco frequentes, até mesmo porque as concepções de conhecimento para preservação nos projetos

de pesquisa veem sido debatidos nestes tempos de aquecimento global. O objetivo neste trabalho foi

caracterizar microrganismos bacterianos e fúngicos, estudar a distribuição da diversidade destes em

três usos da terra no Cerrado. Amostras de solo foram coletadas em três locais pertencentes ao

Instituto Federal Goiano, localizado na cidade de Urutaí. Os três usos do solo são pastagem (P), mata

(M) e área de cultivo em pivô (C). Foram coletados amostras de solos nas profundidades de 0-20 cm

e 20-40 cm. Em cada uso da terra foram coletadas cinco amostras simples que foram misturadas

compondo respectivamente três amostras compostas. O número de UFC (Unidades Formadoras de

Colônias) na mata foi superior a de pastagem e agricultura tanto no meio seletivo com fungicida

como com antibiótico. A profundidade do solo a que apresentou maior número de UFC foi de 0-20

cm em todas as áreas analisadas. O gênero Penicillium apresentou maior frequência. Este trabalho

permitiu identificar, descrever e depositar uma coleção de microrganismos bacterianos e fúngicos,

bem como estudar a distribuição da diversidade em ambiente de Cerrado com uso agrícola, pastagem

e com presença de cobertura florística.

Palavras-chave: comunidade, população, microbiota.

vii

ABSTRACT

CARNEIRO, S.G. Microbial diversity in different land use systems in Cerrado . Monograph Course. 56 p. 2010.

Studies on the diversity of microorganisms in soils of Cerrado’s are still incipient and infrequent,

even as the concepts of knowledge for the preservation research projects see been discussed in these

times of global warming. The objective of this study was to characterize bacterial and fungal

microorganisms, studying the distribution of diversity in these three land uses in the Cerrado. Soil

samples were collected at three sites belonging to the Instituto Federal Goiano campus Urutaí,

located in the city of Urutaí, GO. The three land uses are pasture (P), forest (M) and cultivation in

pivot system (C). We collected soil samples at 0-20 cm and 20-40 cm. In each land use were

collected from five single samples were mixed respectively composing three composite samples. The

number of CFU (Colony Forming Units) in the forest was over pasture and agriculture both in

selective medium with antibiotics as a fungicide. The depth of soil had the greatest number of CFU

was 0-20 cm in all areas surveyed. The genus Penicillium presented more frequently. This work

allowed us to identify, describe and put a collection of bacterial and fungal microorganisms, and

study the distribution of diversity in Cerrado agricultural use, grazing and the presence of floristic

coverage.

Key words: community, population, soil microorganisms.

viii

SUMÁRIO

AGRADECIMENTOS ........................................................................................................................ V

RESUMO ...................................................................................................................................... VII

ABSTRACT .................................................................................................................................. VIII

1 INTRODUÇÃO .............................................................................................................................. 1

2 OBJETIVO .................................................................................................................................... 2

2.1. OBJETIVOS GERAIS ................................................................................................................................. 2

2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................................................ 2

3 REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................................................... 2

3.1. CARACTERIZAÇÃO DO CERRADO ................................................................................................................... 2

3.2. INTERAÇÕES E DIVERSIDADE MICROBIOLÓGICA DO SOLO ........................................................................................ 3

3.3. RIZOSFERA .......................................................................................................................................... 4

3.4. BACTÉRIAS DO SOLO ............................................................................................................................... 4

3.5. FUNGOS DO SOLO .................................................................................................................................. 6

3.6. MICORRIZAS ........................................................................................................................................ 6

3.7. FUNGOS FITOPATOGÊNICOS RADICULARES ....................................................................................................... 7

4. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................................. 8

............................................................................................................................................................ 9

4.1. COLETA DO SOLO ................................................................................................................................. 10

4.2. ANÁLISE MICROBIOLÓGICA UTILIZANDO TÉCNICA DE DILUIÇÃO EM SÉRIE ..................................................................... 11

4.3. ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO ..................................................................................................................... 12

4.4. ANÁLISE ESTATÍSTICA ............................................................................................................................ 12

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ..................................................................................................... 13

5.1 ANÁLISE DE PROPRIEDADES QUÍMICAS E FÍSICAS DO SOLO .................................................... 13

5.2 EFEITO INIBITÓRIO DE INDICADORES DE CRESCIMENTO ......................................................................................... 14

5.3 QUANTIFICAÇÃO DE PROPÁGULOS MICROBIANOS EM DIFERENTES PROFUNDIDADES E USOS DO SOLO ...................................... 15

5.4. CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES BACTERIANAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO ......................................................... 21

5.5 CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES FÚNGICAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO. ............................................................. 27

6. CONCLUSÕES ........................................................................................................................... 41

7. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFIA ...................................................................................................... 42

SANO, S.M.; ALMEIDA, S.P.; RIBEIRO, J.F.; CERRADO: ECOLOGIA E FLORA. EMBRAPA CERRADOS. BRASÍLIA, DF: EMBRAPA

INFORMAÇÃO TECNOLÓGIA, 2008. .................................................................................................................. 43

ix

x

LISTAGEM DE TABELAS

TABELA 1. ANÁLISE FÍSICA DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES, ENTRE ELAS PASTAGEM (P),

MATA (M) E CULTIVO (C) EM DUAS PROFUNDIDADES DIFERENTES (0-20 E 20-40 CM). ................. 13

TABELA 2. PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NA PASTAGEM (P), MATA (M) E

CULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM. ........................................................ 14

TABELA 3. CONTINUAÇÃO DA LISTAGEM DOS PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NA

PASTAGEM (P), MATA (M) E CULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM. ........... 14

TABELA 4. TESTE PRELIMINAR PARA VERIFICAÇÃO DO EFEITO INIBITÓRIO DE FUNGICIDA E

ANTIBIÓTICOS DILUÍDOS NAS CONCENTRAÇÕES DE 10-2, 10-3 E 10-4 E CONTROLE SEM

APLICAÇÃO DE FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO. ................................................................................. 15

TABELA 5. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLO

DESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO FUNGICIDA, PLAQUEADOS EM DIFERENTES

DILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DE COLETA EM

DIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO. ........................................................ 15

TABELA 6. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLO

DESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO ANTIBIÓTICOS, PLAQUEADOS EM

DIFERENTES DILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DE

COLETA EM DIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO. ...................................... 16

TABELA 7. VALOR F RESULTANTE DA ANALISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) DAS UNIDADES

FORMADORAS DE COLÔNIAS TRANSFORMADAS (UFC) DEMONSTRANDO EFEITO DOS FATORES E

DE SUAS INTERAÇÕES. ................................................................................................................ 17

TABELA 8. CARACTERIZAÇÃO DAS BACTÉRIAS ISOLADAS DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES

CULTIVO, PASTAGEM E MATA. ISOLADO (I), (CULTIVO=C, PASTAGEM= P, MATA=M), COLÔNIA

INDIVIDUALIZADA (CI), TESTE GRAM (TG), CATALASE ( C), TESTE DE PECTINASE (TP). .................. 23

TABELA 9. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DO

SOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. ................................. 25

TABELA 10. CARACTERIZAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS DE TRÊS ÁREAS (MATA, PASTAGEM E

CULTIVO). ISOLADO (I), (MATA=M, PASTAGEM=P, CULTIVO=C), COLORAÇÃO FRENTE (CF),

COLORAÇÃO VERSO (CV), PRESENÇA DE MUCOR (PM), MICÉLIO (M), (INTERMEDIÁRIO= I,

ELEVADO= E), CIRCUNSCRIÇÃO (C), BORDA (B), ( LISA= L, ONDULADA=O, IRREGULAR= I),

xi

COMPLETOU A PLACA (CP),ESPOROS (E), MUDANÇA NA COLORAÇÃO DO MEIO (MCM), PRESENÇA

DE ESCLERÓDIO (PE). .................................................................................................................. 29

TABELA 11. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DO

SOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. ................................. 31

TABELA 12. ÍNDICES DE DIVERSIDADE EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES DE USO DO SOLO, DENTRE

ELAS (MATA, PASTAGEM E CULTIVO). .......................................................................................... 39

xii

LISTAGEM DE FIGURAS

FIGURA 1. ÁREAS DE ESTUDO COM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO. A. VISÃO AÉREA DA

ÁREA DE ESTUDO. B. MATA COM INTERVENÇÃO ANTRÓPICA (17O29’37” S E 48O12’32” O), C.

ÁREA DE AGRICULTURA IRRIGADA-PIVÔ (17O29’38” S E 48O12’54” O) E D. PASTAGEM (17O29’31”

S E 48O12’31” O). .......................................................................................................................... 9

FIGURA 2. MAPA AÉREO DA ÁREA DE ESTUDO ONDE FORAM REALIZADAS AS COLETAS DAS

AMOSTRAS DE SOLO DA ÁREA DE MATA (M) NOS SEGUINTES PONTOS M01 (17°29’36’’S E

48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S E 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S E 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’S

E 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S E 48°12’35’’O), NA ÁREA DE PASTAGEM (P) NOS PONTOS

P01(17°29’32’’S E 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S E 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S E 48°12’46’’O),

P04 (17°29’35’’S E 48°12’50’’O) E P05 (17°29’42’’S E 48°12’46’’O) E POR ÚLTIMO NA ÁREA DE

CULTIVO IRRIGADO (C) C01 (17°29’41’’S E 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S E 48°12’59’’O), C03

(17°29’44’’S E 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S E 48°13’02’’O) E C05 (17°29’35’’S E 48°12’56’’O). .... 10

FIGURA 3. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS

[LOG2(X+10)] NAS ÁREAS DE USO DE SOLOS DE CULTIVOS, PASTAGENS E MATA. ........................ 18

FIGURA 4. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS

[LOG2(X+10)] EM MEIO DE CULTIVO CONTENDO FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO. .............................. 19

FIGURA 5. MEDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS

[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES DILUIÇÕES DAS FRAÇÕES DO SOLO. .............................................. 20

FIGURA 6. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS

[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES PROFUNDIDADES DE COLETAS DO SOLO. ...................................... 21

FIGURA 7. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DO

SOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDO

APLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.

.................................................................................................................................................... 24

FIGURA 8. UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) DE BACTÉRIAS DAS ÁREAS DE MATA,

PASTAGEM E CULTIVO. A. VISÃO GERAL DO EXPERIMENTO, B. MATA 0-20 CM, C. MATA 20-40

CM, D. PASTAGEM 0-20 CM, E. 20-40 CM, F. CULTIVO: 0-20 CM, G. CULTIVO 20-40 CM. ............... 26

FIGURA 9. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DO

SOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDO

xiii

APLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.

.................................................................................................................................................... 30

FIGURA 10. PLACAS CONTENDO ANTIBIÓTICO, UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC). A.

EXPERIMENTO ÁREA DE CULTIVO, B. CULTIVO 0-20 CM, C. CULTIVO 20-40 CM, D. EXPERIMENTO

MATA, E. MATA 0-20 CM, F. MATA 20-40 CM, G. EXPERIMENTO PASTAGEM, H. PASTAGEM 0-20

CM. I. PASTAGEM 20-40 CM. ........................................................................................................ 32

FIGURA 11. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.

DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. HIFOMICETO

ALARANJADO DESCONHECIDO, C. HIFOMICETO DE COLORAÇÃO ESBRANQUIÇADA, D.

HIFOMICETO DESCONHECIDO COM CRESCIMENTO MICELIAL ABUNDANTE, E. HIFOMICETO

DESCONHECIDO DE MICÉLIO BRANCO E POUCO ABUNDANTE, F. ALTERNARIA SP., G. HIFOMICETO

DESCONHECIDO SECRETANDO SUBSTÂNCIAS NO MEIO DE CULTURA, H. HIFOMICETO

DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO CREME, I. TRICHODERMA SP., J. HIFOMICETO DESCONHECIDO

DE COLORAÇÃO PÁLEA, K. MUCOR SP., L. PENICILLIUM SP. .......................................................... 33

FIGURA 12. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.

DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. FUSARIUM SP., C.

HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO AMARELADA, D. HIFOMICETO DESCONHECIDO

COM CRESCIMENTO MICELIAL LENTO, E. MUCOR SP., F. HIFOMICETO DESCONHECIDO COM A

PRODUÇÃO DE ESCLERÓDIOS, G. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE CENTRO MARROM E BORDAS E

COLORAÇÃO BRANCA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, I.

HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, J. HIFOMICETO

DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, K. TRICHODERMA SP., M. HIFOMICETO

DESCONHECIDO. .......................................................................................................................... 34

FIGURA 13. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DE ÁREA DE

CULTIVO IRRIGADO MATA. A. DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE

CRESCIMENTO. B. HIFOMICETO DESCONHECIDO, C. TRICHODERMA SP., D. HIFOMICETO

DESCONHECIDO, E. HIFOMICETO DESCONHECIDO, F. FUSARIUM SP., G. HIFOMICETO

DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCO ACINZENTADA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE

COLORAÇÃO NEGRA COM HALOS LARANJAS, I. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE MICÉLIO

ABUNDANTE, J. TRICHODERMA SP., K. HIFOMICETO DESCONHECIDO, L. HIFOMICETO

DESCONHECIDO. .......................................................................................................................... 35

xiv

FIGURA 14. FREQUÊNCIAS OBSERVADAS NOS FUNGOS NAS ÁREAS DE MATA (A), CULTIVO (B) E

PASTAGEM (C). ............................................................................................................................ 36

5.6. DIVERSIDADE DE DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO ................................................... 37

FIGURA 15. TRIPLOT DO NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA, AMOSTRAS DE

SOLO E VARIÁVEIS QUÍMICAS DO SOLO, DA ANÁLISE DE COMPONENTES PRINCIPAIS (ACP). UFC

FUNGICIDA – UFC EM MEIO COM FUNGICIDA COMO AGENTE SELETIVO. UFC ANTIBIÓTICO – UFC

EM MEIO COM ANTIBIÓTICO COMO AGENTE SELETIVO. MO – TEOR DE MATÉRIA ORGÂNICA DO

SOLO; P – TEOR DE FÓSFORO; HAL – TEOR DE H++AL3+; CTC – CAPACIDADE DE TROCA CATIÔNICA;

%CA – SATURAÇÃO DA CTC POR CÁLCIO; %K – SATURAÇÃO DA CTC POR POTÁSSIO; CP1 –

COMPONENTE PRINCIPAL 1; CP2 – COMPONENTE PRINCIPAL 2. .................................................. 38

................................................................................................................................................... 40

FIGURA 16. PARÂMETROS DE DIVERSIDADE NOS DIFERENTES USOS DE SOLO. A. NÚMERO DE

INDIVÍDUOS OBSERVADOS. B. ABUNDÂNCIA DE ESPÉCIES. C. ESTIMATIVA DA RIQUEZA. D.

EQUITABILIDADE. ........................................................................................................................ 40

xv

1 INTRODUÇÃO

A maioria das pessoas possui um escasso e superficial conceito do que representa e

significa o solo. E este que é fruto da intemperização de rochas num olhar fenológico propicia

uma visão de um mundo complexo, dinâmico, pleno de formas vivas que desempenham

diversas funções e se relacionam entre si e com o meio (TRABULSI & ALTERTHUM,

2008).

O solo é um ecossistema representado por muitos microrganismos e, dentre estes, não

menos importante os fungos possuem essencial papel na ciclagem dos elementos na natureza.

Sua diversidade no solo é grande e muitas vezes inexplorada, e as pesquisas são fundamentais

para a otimização da produção vegetal, controle de doenças, pragas e estudos das interações

ecológicas pouco investigadas em linhas de pesquisa. Grande parte dos fungos patogênicos

em plantas ou animais sobrevive no solo e este substrato serve de fonte para uma diversidade

aerobionte. Este inóculo pode ocasionar inúmeras micoses que acometem o homem e outros

animais, além da maior representatividade parasitária em plantas. Contudo, não somente

malefícios assolam este grupo de microrganismos, além da degradação de partículas

orgânicas, os fungos podem ter uma associação mutualística com raízes de vegetais

ocasionando uma relação ecológica parasitária e harmônica, e bastante eficiente para o

desenvolvimento de plantas e fungos (TRABULSI & ALTERTHUM, 2008).

Muito pouco se sabe a respeito da diversidade de fungos e taxonomia dos mesmos no

planeta e estima-se que 5 % da diversidade existente foi estudada e identificada nos diferentes

biomas do planeta. O enfoque principal das pesquisas cujo foco são fungos patogênicos,

resume-se a estudos taxonômicos de fungos fitopatogênicos e causadores de doenças (animais

e plantas), epidemiologia, etiologia, patologia de sementes, controle, e estas e muitas outras

linhas de pesquisas são estudadas devido a existência de especialistas e interesse de

financiamento. A maior diversidade e número de fungos do solo é representada por fungos

filamentosos e que se reproduzem assexualmente, sendo representada pelos fungos

mitospóricos - hifomicetos. Contudo no planeta, o maior número de espécies presentes

pertencem a divisão ascomicota, que representa a fase teleomófica desta fase mais encontrada

(BRADY, 1983).

A diversidade das bactérias quando a espécie ainda não é bem compreendida ou

calculada, as avaliações feitas por vários pesquisadores sugerem que a soma das espécies já

identificadas em vários ambientes da Terra é de, aproximadamente, quatro mil. Pode-se

determinar como residentes legítimas do solo aquelas espécies que são, com maior frequência,

1

encontradas nos solos em números relativamente grandes, que prevalecem dentro das

populações bacterianas e cuja ocorrência, número e atividades são controladas pelas

condições do solo. Essas bactérias vivem no solo utilizando como nutrientes as matérias

encontradas e cumprem, aí, seus ciclos vitais completos (VARGAS & HUNGRIA, 1997).

Considerando que poucos estudos sobre a diversidade de fungos e bactérias dos solos

são realizados, e que propriedades edafoclimáticas influenciam no comportamento dos seres

no planeta, este trabalho procura relacionar parâmetros do solo com parâmetros biológicos

procurando explicar a relação ecológica de microrganismos (fungos e bactérias) nas diferentes

condições de uso do solo. Assim será possível avaliar o efeito de diferentes usos da terra na

atividade microbiológica sobre a comunidade de fungos e bactérias do solo, além de verificar

a identidade de muitos fungos de interesse humano, ambiental e na agricultura.

2 OBJETIVO

2.1. Objetivos gerais

Avaliar o relacionamento de propriedades químicas e físicas e microbiológicas do solo

em função de três diferentes usos da terra: mata com intervenção antrópica, pastagem com

exploração agropecuária e agricultura irrigada.

2.2. Objetivos específicos

• Avaliar a diversidade de fungos e bactérias em cada uso do solo.

• Identificar e analisar a frequência e parâmetros de diversidade das populações

observadas e identificadas.

• Correlacionar propriedades químicas e físicas com propriedades microbiológicas.

• Adicionar a coleção micológica de referência fungos isolados e identificados.

3 REVISÃO DE LITERATURA

3.1. Caracterização do cerrado

O cerrado representa um dos principais biomas brasileiros, não só devido à sua

extensão, que é a segunda maior área, com 207 milhões de hectares, distribuídos nos Estados

de GO, MG, TO, BA, MA, PI, MT, MS, PA, CE, RO e DF, como também por sua enorme

riqueza em espécies vegetais. As fitofisionomias do Cerrado são: Cerradão, Cerrado Rupestre

de Altitude, Cerrado “stricto sensu” Campo Limpo, Mata Galeria, Mata Ciliar e Veredas,

apresentando em cada uma delas a diversidade de espécies nativas conhecidas e suas 2

possibilidades de uso. Nos últimos trinta anos, vem ocorrendo exploração intensiva desse

bioma seja por extensão agropecuária, seja por plantios florestais (SANO et al., 2008).

A ocupação humana transformou sua área contínua orginalmente com biota natural em

uma paisagem cada vez mais fragmentada. A vegetação dominante é caracterizada por árvores

de pequeno porte, retorcidas, distribuídas irregularmente em um tapete graminoso, ocorrendo

em algumas regiões formações rasteiras de gramíneas. O clima da região possui

características próprias, podendo ser definido como tropical estacional. A fauna é constituída

basicamente por insetos, aves, roedores, répteis, caninos e felinos (SANO et al., 2008).

Quando a colonização agronômica dos Cerrados foi iniciada, os pioneiros estavam

cientes de que os solos eram pobres e ácidos, mas correspondiam bem aos tratamentos

agronômicos, entretanto pouco sabe sobre as atividades microbiológicas que ocorriam neles.

As atividades agrícolas em áreas de Cerrado tem se caracterizado pelos sistemas intensivos de

produção, com aplicação de elevadas doses de fertilizantes e pesticidas, além da mecanização

intensa e inadequada, buscando obter altas produtividades de monoculturas. O excessivo uso

de implementos agrícolas para preparo do solo, como a grade, tem acelerado a degradação do

solo provocando erosão, compactação, destruição de agregados e perdas de matéria orgânica e

diversidade microbiológica (VARGAS & HUNGRIA, 1997).

3.2. Interações e diversidade microbiológica do solo

A grande heterogeneidade física e química dos solos explica a peculiar e diferencial

relação ecológica entre indivíduos habitantes essencialmente na rizosfera. A presença de um

microrganismo em determinado solo é função das condições ambientais dominantes e dos

limites da sua bagagem genética. O sucesso de um organismo em qualquer habitat é função da

extensão e rapidez de suas respostas fisiológicas às condições ambientais predominantes

(MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).

As principais atividades dos microrganismos no solo são a decomposição da matéria

orgânica, produção de húmus, ciclagem de nutrientes e energia, fixação de nitrogênio

atmosférico, produção de compostos complexos que causam agregação do solo,

decomposição de material mineral e formação dos solos, equilíbrio ecológico entre habitantes,

decomposição de xenobióticos e controle biológico de pragas e doenças. Em um ambiente

natural as funções da comunidade microbiana dependem, obviamente, da diversidade dessa

comunidade. A diversidade biológica é definida como a variabilidade entre os organismos

vivos. Geralmente esta é atribuída à diversidade de espécies. No entanto, ela pode ser medida

em vários níveis taxonômicos (família, gênero, interespécies, entre outros) ou ainda em 3

termos de determinadas características genéticas ou fenotípicas (morfológica, bioquímica,

fisiológicas, simbióticas, entre outros). A biota do solo inclui representantes de todos os

grupos de microrganismos (bactérias, fungos, algas, etc.) Um ponto importante a ser

destacado é que se maior a biodiversidade, mais espécies diferentes podem desempenhar a

mesma função, resultando no que se denomina como redundância funcional. Essa redundância

garante maior resiliência, que é a capacidade do meio retornar ao seu estado inicial após

alguma alteração imposta (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).

3.3. Rizosfera

Os vegetais superiores são os produtores básicos da matéria orgânica e os

armazenadores da energia solar. Suas raízes crescem e morrem no solo e neste processo,

suprem a fauna e a microflora do solo com alimento e energia. O número de organismos nas

proximidades das raízes, isto é, na rizosfera, poderá ser 100 vezes maior do que em outras

áreas do solo, embora um valor 10 vezes maior seja o provável (BRADY, 1983).

Rizosfera significa área de influência ou localização física em volta da raíz, que vai

desde sua superfície até uma distância de 1 a 3 mm desta. As raízes têm efeitos significativos

sobre o solo que contribuem para alterar tanto as características físicas, químicas ou

biológicas a seu redor. As propriedades físico-químicas da rizosfera têm elevada estabilidade,

que, associadas ao fornecimento constante de substratos orgânicos e fatores de crescimento,

favorecem intensa atividade metabólica das populações, influenciando diretamente e

positivamente o tempo de geração microbiano (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).

3.4. Bactérias do solo

Uma espécie bacteriana é um agrupamento dos organismos fenotipicamente parecidos

entre si e claramente diferentes dos membros de outras espécies. As bactérias de origem

vegetal (fitopatogênica) ou animal (patogênica) são, frequentemente, isolados do solo e

constituem uma parcela quantitativamente significativa da sua população bacteriana, são

classificadas ecologicamente como residentes facultativas, são dependentes de substrato

específicos, presentes no solo (VARGAS & HUNGRIA, 1997).

O equilíbrio dinâmico das populações na comunidade microbiana dos solos também

pode sofrer modificações influenciadas pelas interações benéficas ou antagônicas dos

microrganismos, determinando a composição qualitativa e quantitativa da comunidade

(RAVERKAR & KONDE, 1988).

4

As bactérias, embora sejam considerados os microrganismos mais numerosos no solo

e estejam invariavelmente associadas com doenças radiculares, relativamente poucas são

patógenos radiculares primários. Bactérias que causam doenças radiculares, em sua maioria,

sobrevivem em restos culturais, mas em alguns casos são capazes de sobreviver livres no solo.

Esses organismos penetram por ferimentos nas raízes causados por nematoides, insetos,

implementos agrícolas ou rachaduras naturais na superfície da raiz. Os sintomas causados por

bactérias fitopatogênicas incluem podridões moles, murchas vasculares, proliferação radicular

e crescimento celular anormal (MICHEREFF et al., 2005).

As bactérias fitopatogênicas possuem seus próprios mecanismos de sobrevivência, seja

em associação com o hospedeiro ou não. Com exceção de Streptomyces, que forma

endósporo, os demais gêneros causadores de importantes doenças radiculares, tais como

Agrobacterium, Pectobacterium e Ralstonia, não formam quaisquer estruturas de repouso ou

resistência, embora possuam comprovada capacidade de sobrevivência no solo. As formas de

sobrevivência dessas bactérias fitopatogênicas incluem: em órgãos vegetais infectados, locais

onde as bactérias mais eficientemente sobrevivem como também a principal fonte de inoculo,

no entanto, a sobrevivência em órgãos vegetais infectados parece ter grande dependência das

condições climáticas; nos solos, como exemplo R. solanacearum, agente etiológico da murcha

bacteriana das solanáceas e de mais de uma centena de espécies botânicas, sendo mais

eficiente a sobrevivência em solos úmidos, mas não encharcados; em sementes, local ideal

para sobrevivência de bactérias fitopatogênicas, e que constituem importantes meios de

disseminação desses patógenos; como populações residentes, ou seja, as bactérias

fitopatogênicas são capazes de uma fase residente ou epifítica de crescimento sobre o

hospedeiro saudável, podendo se multiplicar na superfície de plantas sadias sem infectá-las,

constituindo-se em potencial fonte de inóculo na ausência da doença; em hipobiose, fase em

que, por seus próprios mecanismos, as bactérias conseguem sobreviver por longos períodos,

sendo as células bacterianas em hipobiose bastante diferentes em estrutura e metabolismo de

células normais (MICHEREFF et al., 2005).

O conhecimento dos efeitos dos cultivos agrícolas na dinâmica das populações na

comunidade bacteriana nos solos é importante, por causa das transformações que esses

microrganismos promovem, influenciando a qualidade dos produtos e a produtividade

agrícola.

5

3.5. Fungos do solo

Os fungos desempenham um papel muito importante nas transformações dos

constituintes dos solos. Eles são heterotróficos e dependem da matéria orgânica do solo para

atendimento as suas necessidades de energia e de carbono. A característica básica que

distingue preliminarmente a maioria dos fungos é a natureza filamentosa das suas formas

vegetativas, que pode ser amebóide para alguns gêneros. Os seus filamentos miceliais podem

ser simples e limitados ou profundamente ramificados. Os formadores de esporos espaciais ou

corpos de frutificações podem atingir tamanhos macroscópicos como os cogumelos –

ascocarpos e basidiocarpos (BRADY, 1983).

Em literaturas não tradicionais os fungos podem ser divididos nos três grupos a seguir:

leveduras, bolores e macromicetes, apenas os dois últimos são considerados importantes, no

que diz respeito aos solos. KIRK et al., (2001) em “Dictionary of fungi” agrupa os fungos em

4 divisões e um grupo incerto representado pelas Divisões Ascomycota, Basidiomycota,

Chytridiomycota, Zigomicota e o grupo do fungos mitospóricos.

Os quatro gêneros de fungos mais comuns encontrados no solo por crescimento em

meio de cultivo são: Penicilium sp., Trichoderma sp., Aspergillus sp. e Mucor sp., sua

abundância é variável nas amostras. No que se relacionam com os processos de formação de

húmus, estabilização de agregados, os bolores são talvez mais importantes do que as

bactérias, especialmente em solos ácidos de florestas. A fertilidade do solo depende, em grau

acentuado, dos bolores (representados por Aspergillus sp. e Penicillium sp.), pois eles

asseguram a continuidade dos processos de decomposição, quando as bactérias e os

actinomicetos não são suficientes (BRADY, 1983).

3.6. Micorrizas

Uma contribuição muito importante para o crescimento das plantas é feita por

micorrizas. Elas são classificadas em dois grupos: as endomicorrizas, também conhecidas

como micorrizas vesicular-arbusculares; e as ectomicorrizas que são superficiais sendo seus

apressórios inseridos na superfície epidérmica e cortical da raiz. Ambos os tipos funcionam

como raízes secundárias, pois elas estendem a área de absorção radicular para absorção de

nutrientes, especialmente o fósforo (TORTORA et al., 2005).

Os fungos micorrízicos, desempenham importantes funções nutricionais e físicas

(agregação do solo), pois colonizam o tecido cortical das raízes e crescem suas hifas no solo,

aumentando o volume de solo explorado para além da zona de abrangência das raízes. Assim,

6

nutrientes como o P e o N são absorvidos e passados para a planta (SMITH & READ, 1997).

Além do mais, as hifas enovelam partículas de solo e produzem a proteína denominada de

glomalina (gênero Glomus sp.), importante para a estabilização de agregados (WRIGHT &

UPADHYAYA, 1998).

3.7. Fungos fitopatogênicos radiculares

Patógenos radiculares, também denominados fitopatógenos, dentre inúmeras

características as principais podem ser resumidas por: são organismos que desenvolvem a

maior parte de seu ciclo de vida na rizosfera, infectam órgãos subterrâneos ou caules das

plantas em condições especiais, têm capacidade de sobreviver por um longo período na

ausência de seus hospedeiros, possuem capacidade de competição saprofítica e seus estádios

de disseminação e sobrevivência são confinados ao solo, ar ou água (HILLOCKS &

WALLER, 1997).

Dentre os organismos causadores de doenças radiculares destacam-se os fungos, as

bactérias e os nematóides. Os fungos constituem o maior grupo de patógenos radiculares,

ocorrendo em todos os tipos de sistemas agrícolas e causando doenças nas principais espécies

cultivadas, com uma variada gama de sintomas. Muitos destes possuem elevada capacidade

de competição saprofítica e podem sobreviver em resíduos de plantas, mantendo-se em

elevadas densidades populacionais mesmo durante longos períodos de rotação de culturas.

Outros fungos que vivem nesse ambiente produzem estruturas como agregados miceliais

(Fusarium spp.), esclerócios (Sclerotium rolfsii e Sclerotinia sclerotiorum), oósporos

(Pythium spp. e Phytophthora spp.), clamidósporos (Fusarium spp.) ou outros tipos de

esporos, que resistem às condições ambientais adversas e permanecem viáveis quando as

plantas hospedeiras não estão presentes (WHEELER & RUSH, 2001).

As doenças radiculares são geralmente, resultantes de um solo desequilibrado. Na

maioria das vezes, a origem desse desequilíbrio está nos sistemas agrícolas adotados, que

transformam os campos de cultivo em locais de elevada simplificação ecológica, tornando-os

mais sujeitos às perturbações, dentre os quais se enquadram os fitopatógenos. As

consequências adversas destas práticas equivocadas em sistemas agrícolas têm levado a

mudanças de postura em relação a exploração do recurso natural - solo, que não é mais visto

como um substrato inerte de pouca representatividade ecológica, mas como um componente

importante do equilíbrio ambiental (MICHEREFF et al., 2005).

7

4. MATERIAL E MÉTODOS

A diversidade de bactérias e fungos do solo foi avaliada em três áreas com diferentes

sistemas de uso do solo: mata com intervenção antrópica (código M) que possui

aproximadamente quatro hectares caracterizados pela presença de vegetação formando dossel

denso e presença de animais como cavalos e gados pastejando ao interior (17o29’37” S e

48o12’32” O); pastagem (código P) com plantio predominante de capim braquiária havendo a

presença de animais (cavalo e gado) e, em alguns pontos, a pastagem encontrou-se com focos

de pontos erosivos e trilhas de caminhamento animal com uma área de aproximadamente 18

hectares (17o29’31” S e 48o12’31” O); agricultura irrigada (código C) com aproximadamente

20 hectares com cultivo de milho, feijão, trigo e tigueras de soja e em algumas locais

apresentou grande incidência de plantas daninhas (17o29’38” S e 48o12’54” O). As três áreas

pertencem ao campo experimental e didático do Instituto Federal Goiano campus Urutaí-GO

(Figura 1).

8

A B

C D

Figura 1. Áreas de estudo com diferentes sistemas de uso do solo. A. visão aérea da área de estudo. B. mata com intervenção antrópica (17o29’37” S e 48o12’32” O), C. área de agricultura irrigada-pivô (17o29’38” S e 48o12’54” O) e D. pastagem (17o29’31” S e 48o12’31” O).

Nestas três áreas caracterizadas foram coletadas amostras de solo em duas

profundidades (0-20 e 20-40 cm), sendo coletadas aleatoriamente cinco amostras simples por

área totalizando 6 unidades experimentais. As coletas foram realizadas no período da manhã e

o material foi levado ao Laboratório de Microbiologia, para processamento e análise

microbiológica.

As cinco amostras simples deram origem a uma amostra composta por área e por

profundidade, desta forma em meio de cultura a atividade microbiana foi avaliada em seis

amostras [fator 1 profundidade - duas, fator 2 – tipo de uso do solo - três].

9

4.1. Coleta do solo

Utilizou-se um trado tipo caneco para coletar o solo, um balde onde as amostras foram

homogeneizadas, peneira de malha de 2 mm para separar o solo dos matérias indesejáveis

como, por exemplo, folhas e pedaços de galhos das árvores e um saco plástico identificando

as amostras.

Em cada área foram marcados cinco pontos aleatórios com o auxilio do GPS onde

foram realizadas as coletas dos solos, constituindo uma amostra composta, colocadas em

sacos plásticos identificados, conforme representado na (Figura 2). As coletas dos solos foram

na profundidade de 0-20 e 20-40 cm, nas três áreas consideradas anteriormente.

No processamento microbiológico foi utilizada a técnica de diluição em série e

riscagem em placas de Petri e posterior quantificação da atividade microbiológica em cada

amostra.

Figura 2. Mapa aéreo da área de estudo onde foram realizadas as coletas das amostras de solo da área de mata (M) nos seguintes pontos M01 (17°29’36’’S e 48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S e 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S e 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’S e 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S e 48°12’35’’O), na área de pastagem (P) nos pontos P01(17°29’32’’S e 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S e 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S e 48°12’46’’O), P04 (17°29’35’’S e 48°12’50’’O) e P05 (17°29’42’’S e 48°12’46’’O) e por último na área de cultivo irrigado (C) C01 (17°29’41’’S e 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S e 48°12’59’’O), C03 (17°29’44’’S e 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S e 48°13’02’’O) e C05 (17°29’35’’S e 48°12’56’’O).

10

4.2. Análise microbiológica utilizando técnica de diluição em série

As amostras de solo de cada área foram homogeneizadas, retirando-se de cada uma

delas 1 g de material. As subamostras foram acrescidas a um volume de solução salina de

NaCl [0,85 %] esterilizada na proporção de 1:10 (solo: solução salina). Após a agitação,

foram feitas diluições sucessivas até 10-5, resultando nas concentrações de 10-2 até 10-5 para

cada uma dos seis tratamentos (M 0-20 cm, M 20-40 cm, P 0-20 cm, P 20-40 cm, C 0-20 cm,

C 20-40 cm).

Os seis tratamentos foram inoculados em meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA)

em três placas contendo BDA com antibiótico e três placas contendo BDA com fungicida,

em quatro diluições [10-2, 10-3, 10-4 e 10-5] totalizando 144 unidades experimentais.

Foi feito um ensaio adicionando fungicida Opera e o antibiótico Tetraci ao meio de

cultura (BDA). Foram realizadas diluições sucessivas do antibiótico e do fungicida, foram

analisadas as diluições de 10-2 até 10-4, logo após foi adicionado 0,1 mL de cada diluição ao

meio de cultura (BDA). Em seguida foi retirado 1 g de solo e diluída em 9 ml de solução

salina, desta diluição retirou-se 0,1 ml do solo diluído na concentração de 10-2 e foi transferido

para as placas de Petri com meio de cultura (BDA) contendo as respectivas diluições do

antibiótico e do fungicida, foram feitas três repetições para cada diluição. Assim, foi

acrescentado 0,25 mL fungicida Opera® (epoxiconazol + piraclostrobina) em 250 mL de meio

para inibição do crescimento de fungos e 0,025 mL do antibiótico tetraciclina (cloridrato de

tetraciclina) para inibição do crescimento de bactérias.

Durante o semeio foi depositado a alíquota de 0,1 mL das diluições de 10-2 a 10-5 do

solo no centro do meio BDA em placas de Petri e espalhadas com a alça de Drigalski. As

placas contendo antibiótico foram incubadas em por um período de seis dias a uma

temperatura de 25°C (indução ao crescimento de fungos) e as placas contendo fungicida

foram encubada por dois dias a temperatura de 35°C (indução ao crescimento de bactérias),

logo após foi avaliado o número de Unidades Formadoras de colônias (cfc ou ufc). O cálculo

da UFC foi realizado da seguinte maneira: número de colônias na placa vezes o índice de

diluição da amostra = número de bactérias/mL (Por exemplo, considerando-se que a placa que

recebeu a diluição de 1/10.000 contém 32 colônias, pode-se estimar que existem 32 X 10.000

= 320.000 bactérias/mL da amostra ou 3,2 X 105.

Das placas de Petri foram coletados com auxilio da alça de platina 24 isolados

bacterianos e utilizando o recorte de discos de micélio 24 isolados fúngicos de cada áreas

11

analisada foram coletados, totalizando 72 colônias microbianas. Os isolados inicialmente

foram conservados em microtubos contendo água destilada e esterilizada.

Após a coleção montada e devidamente depositada na coleção micológica de

referência os isolados foram repicados em meio BDA (sem inibidor) para realização dos

seguintes testes de caracterização: a) isolados bacterianos - testes de gram (KOH), catalase

(H2O2 [3%]), crescimento aeróbio a 10°C, 35°C e 50°C, e produção de pectinase; isolados

fúngicos – identificação em lâminas semipermanentes.

4.3. Análise química do solo

As amostras de solo das camadas de 0-20 e 20-40 cm foram obtidas a partir de 5

amostras simples por área de uso, resultando em seis amostras compostas que foram enviadas

para laboratório particular de análise de solo ( 2 profundidades e 3 tipos de uso do solo).

4.4. Análise estatística

Sobre os valores de unidades formadoras de colônias (UFC) utilizando procedimentos

estatísticos do programa SAS for windows versão 9.0, foi realizado análise de variância

ANOVA utilizando procedimento fatorial, sendo verificado a rejeição ou não rejeição da

hipótese de nulidade dos seguintes fatores: Tipos de uso do solo (TUS); Tipo de inibição (TI);

Tipos de diluições (TD); Profundidade de coleta (PC); TD * PC; TI*TD; TUS*TD; TI*PC;

TUS*PC; TUS*TI; TI*TD*PC; TUS*TD*PC; TUS*TI*TD; TUS*TI*PC; TUS*TI*TD*PC.

Foi utilizado o teste Tukey para comparação das médias (P~0,05).

Os índices de diversidade de Shannon, dominância de Simpson, riqueza de espécies e

a cobertura de amostra estimada foram calculadas utilizando o programa SPADE (CHAO &

SHEN, 2003). Equitabilidade de Pielou foi obtida de acordo com metodologia de

MAGURRAN (1988). Sob os índices de diversidade foi realizada análise de variância

(ANOVA) e as médias foram comparadas por meio do teste de Tukey.

A relação entre os atributos químicos e biológicos foi feita por meio de Análise de

Componentes Principais (ACP), utilizando o programa estatístico “CANOCO for Windows”.

Os dados de UFC das amostras de solo das duas profundidades foram ordenados em

uma Análise de Componentes Principais (ACP) utilizando-se os atributos químicos do solo

para associação.

12

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 Análise de propriedades químicas e físicas do solo

Nos três tipos de uso de solo a área de solo da pastagem apresentou maior teor de

argila do que nos usos de solo de mata e cultivo, contudo nas três áreas analisadas apresentam

textura argilosa (Tabela 1). Os solos argilosos devido maiores atividade de cargas elétricas,

maior capacidade de reter nutrientes, poderá suportar uma maior atividade microbiológica. A

fonte de carbono para alimentação de microrganismos advém da decomposição e deposição

da matéria orgânica.

Tabela 1. Análise física do solo em três áreas diferentes, entre elas pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em duas profundidades diferentes (0-20 e 20-40 cm).

Argila Silte Areia Argila Silte AreiaP 0-20 cm 510,0 160,0 330,0 51,0 16,0 33,0P 20-40 cm 520,0 170,0 310,0 52,0 17,0 31,0M 0-20 cm 450,0 170,0 380,0 45,0 17,0 38,0M 20-40 cm 470,0 190,0 340,0 47,0 19,0 34,0C 0-20 cm 440,0 190,0 370,0 44,0 19,0 37,0C 20-40 cm 460,0 170,0 370,0 46,0 17,0 37,0

ArgilosaArgilosaArgilosaArgilosaArgilosa

Análise texturalg/kg %

ClassificaçãoÁreas de

coleta do solo

Argilosa

A quantidade de potássio (K+) na profundidade de 0-20 cm nos solos cultivados

apresentou supremacia perante as demais amostras coletadas (Tab. 2), provavelmente devido

adição de adubo e decomposição de material vegetal. Evento semelhante ocorreu também na

profundidade de 0-20 cm em área de mata de exploração antrópica (Tab. 2), possivelmente

devido ao depósito de matéria orgânica proveniente da serapilheira e/ou decomposição de

folhetos, gravetos na superfície do solo.

O alumínio não ocorreu nas duas profundidades dos solos cultivados em pivô central

(Tab. 2), este se trata de elemento químico tóxico para a planta e que prejudica a absorção de

outros elementos minerais essenciais para a atividade microbiana nos perfis de solo.

Provavelmente a correção do solo com calcário está tendo atividade no solo analisado.

Considerando que a matéria orgânica (Tab. 2) é um ativador indispensável para

manutenção da vida e atividade microbiana, em todas as profundidades e tipos de uso do solo

as quantidades variaram de (1,6-2,8%).

13

Tabela 2. Parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.

% g/dm³Ca+Mg Ca Mg Al H+Al K K P Mehlich M O M O

P 0-20 cm 4,70 2,00 1,40 0,60 0,20 4,20 0,13 50,00 1,20 2,50 24,90P 20-40 cm 4,60 1,50 1,20 0,30 0,30 3,90 0,07 26,00 0,70 2,00 20,20M 0-20 cm 4,40 1,70 1,20 0,50 0,40 5,30 0,21 83,00 0,90 2,80 27,80M 20-40 cm 4,30 1,10 0,80 0,30 0,60 5,10 0,14 54,00 0,40 2,10 21,20C 0-20 cm 5,20 3,20 2,50 0,70 0,00 3,30 0,24 92,00 0,60 2,00 20,30C 20-40 cm 5,10 2,60 2,10 0,50 0,00 3,00 0,12 48,00 0,40 1,60 15,60

Áreas de coleta do solo

pH CaCl2

cmol c /dm³ (meq/100mL) mg/dm³ (ppm)

Provavelmente a adubação realizada para implantação dos sistemas de cultivo no solo

C estão repercutindo na elevação da saturação de bases nos solos analisados nas duas

profundidades (Tab. 3).

Tabela 3. Continuação da listagem dos parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.

CTC Sat. Bases Sat. Al Ca/Mg Ca/k Mg/K Ca/CTC Mg/CTC K/CTC H+Al/CTCP 0-20 cm 6,30 33,60 8,60 2,3/1 10,9/1 4,7/1 22,10 9,50 2,00 66,40P 20-40 cm 5,50 28,70 16,10 4,/1 18,/1 4,5/1 22,00 5,50 1,20 71,30M 0-20 cm 7,20 26,50 17,30 2,4/1 5,7/1 2,4/1 16,60 6,90 2,90 73,50M 20-40 cm 6,30 19,50 32,60 2,7/1 5,8/1 2,2/1 12,60 4,70 2,20 80,50C 0-20 cm 6,70 51,00 0,00 3,6/1 10,6/1 3,/1 37,10 10,40 3,50 49,00C 20-40 cm 5,70 47,60 0,00 4,2/1 17,1/1 4,1/1 36,70 8,70 2,10 52,40

Áreas de coleta do solo

Dados complementares

Nas profundidades de 0-20 cm os solos analisados tendem a serem mais básicos. Estes

solos analisados são preliminarmente ácidos, favorecendo assim um ecossistema favorável ao

desenvolvimento de fungos conforme apontado por (Cardoso et al., 1992).

5.2 Efeito inibitório de indicadores de crescimento

As placas contendo fungicida foram incubadas a uma temperatura de 35 °C e as

contendo antibiótico foram incubadas a uma temperatura de 25°C, por um período de 48

horas. Passado às 48 horas foi feito a contagem do número de unidades formadoras de

colônias (UFC) de fungos e bactérias avaliando em qual das concentrações de antibiótico e

fungicida foi obtido melhores resultados, constatando que para o fungicida a melhor

concentração foi de 10-4 e para o antibiótico foi de 10-3, conforme a Tabela 4.

14

Tabela 4. Teste preliminar para verificação do efeito inibitório de fungicida e antibióticos diluídos nas concentrações de 10-2, 10-3 e 10-4 e controle sem aplicação de fungicida e antibiótico.

fungos bactérias fungos bactérias

10-2 0,00 19,32 70,00 0,00

10-3 0,00 60,23 30,00 13,64

10-4 10,00 68,18 0,00 57,95controle 100% 100% 100% 100%

antibióticofungicidaDiluições do solo

5.3 Quantificação de propágulos microbianos em diferentes profundidades e usos do solo

Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento fúngico, a área que apresentou o

maior número de UFC foi a área de mata, logo após a área de pastagem e em seguida a de

cultivo (Tab. 5). Analisando os valores brutos, foi observado que em ambas as áreas nas

profundidades de 0-20 cm apresentaram um maior número de UFC em relação à profundidade

de 20-40 cm (Tab. 5).

Tabela 5. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo fungicida, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO.

I II III I II III I II III0-20 2.105 1.105 2. 105 1. 105 1.105 1.105 1. 105 1. 105 1.105

20-40 7.104 8.104 5. 104 5. 104 1. 103 4.104 3. 104 1. 103 3. 104

0-20 3.10-5 2. 105 4. 105 1. 105 1. 105 2. 105 1. 105 1. 10-5 1. 105

20-40 3.105 7.104 1. 10-5 8. 104 7. 104 1. 105 9. 104 0 00-20 8. 104 5. 104 6. 104 3. 104 3. 104 1. 104 0 3. 104 2. 104

20-40 4. 105 3. 105 2. 10-5 1. 105 0 0 1. 105 0 00-20 1.106 1. 106 1. 106 0 0 0 0 0 020-40 0 0 0 1. 106 0 0 0 0 0

Prof.Diluições

do solo

10-2

10-3

10-4

10-5

Unidades Formadora de Colônias (UFC)Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo

Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento bacteriano e fúngico foram

eficazes para isolamento diferenciado de fungos e bactérias. E ainda, nos tratamentos

contendo inibidores de crescimento bacteriano a área que obteve maior número de UFC foi a

de mata, logo após a de pastagem e cultivo. Pode-se observar também que nas profundidades

de 0-20 cm o número de UFC foi maior do que nas profundidades de 20-40 cm em todas as

diluições (Tab. 6).

15

Tabela 6. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo antibióticos, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO.

I II III I II III I II III0-20 8.104 6. 104 5. 104 5. 104 5. 104 4. 104 5. 104 5. 104 4. 104

20-40 3. 104 7. 104 5. 104 5. 104 4. 104 3. 104 1. 104 2. 104 4. 104

0-20 2.105 1. 105 3. 105 3. 105 4. 105 5. 105 2. 105 3. 105 4. 105

20-40 2. 105 1. 105 1.105 1. 105 1. 105 1. 105 3. 105 1. 105 1. 105

0-20 2. 105 3. 105 8. 105 2. 105 1. 105 2. 105 1. 106 7. 105 1. 106

20-40 0 5. 105 4. 105 0 1. 105 3. 105 3. 105 3. 105 3. 105

0-20 1. 106 5. 106 1. 106 0 1. 106 0 1. 106 1. 106 4. 106

20-40 1. 106 1. 106 1. 106 0 1. 106 1. 106 1. 106 1. 106 2. 106

Prof.

10-3

10-4

10-5

Diluições do solo Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo

10-2

Unidades Formadora de Colônias (UFC)

A partir dos resultados brutos apresentados nas tabelas 5 e 6 efetuou-se o teste de

hipótese para verificar a rejeição ou não da hipótese de nulidade (Tab.7). Os valores F

resultantes da ANOVA auxiliam na determinação da rejeição ou não da hipótese de nulidade.

A hipótese de nulidade foi rejeitada (P~0,01) para os fatores tipos de uso do solo, tipos

de inibição, tipos de diluições, profundidade de coleta, interações entre tipo de inibição versus

tipo de diluição, interações do tipo de uso do solo versus tipo de inibição para variável

dependente UFC (g solo/mL) (Tab. 7). Ou seja existe diferença significativa entre os

tratamentos pertencentes a esses fatores havendo a necessidade de realização do teste de

comparação de médias presente nas Figs. 3, 4, 5, 6.

16

Tabela 7. Valor F resultante da analise de variância (ANOVA) das unidades formadoras de colônias transformadas (UFC) demonstrando efeito dos fatores e de suas interações.

Fatores analisados Valor F*Tipos de uso do solo (TUS) 7,97**Tipo de inibição (TI) 45,43**Tipos de diluições (TD) 9,13**Profundidade de coleta (PC) 9,65**TD * PC 0,65ns

TI*TD 14,55**TUS*TD 1,99ns

TI*PC 2,30ns

TUS*PC 0,94ns

TUS*TI 9,65**TI*TD*PC 0,86ns

TUS*TD*PC 3,53 ns

TUS*TI*TD 1,95ns

TUS*TI*PC 0,21ns

TUS*TI*TD*PC 1,96ns

CV 25,6 Variável dependente transformada por log2 (x+10).

17

Foi verificada diferença significativa do número de UFC por grama de solo de

amostras coletadas em área de mata, diferindo estatisticamente das áreas de pastagem e

cultivo em pivô que foram estatisticamente iguais.

Segundo Fonseca (1984) em solos sob mata, as perdas de nutrientes do ecossistema

são menores em relação àquelas sob campo, em consequência da maior diversidade florística,

da melhor cobertura do solo, a vegetação do ecossistema mata induz maiores modificações no

solo aumento do teor de teor de matéria orgânica e consequente aumento do número de

microrganismos. O maior número de UFC ocorreu em áreas de mata (Fig. 3).

Figura 3. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] nas áreas de uso de solos de cultivos, pastagens e mata.

18

O uso de inibidores nas diluições dos solos permite uma seleção de propágulos de

fungos e bactérias de forma diferencial, permitindo que durante o processo de isolamento

reduza os efeitos de competição entre os tipos de populações.

Preconizado por Silva (1997), a utilização de fungicida para inibir o crescimento de

fungos e antibiótico para inibir o crescimento de bactérias em meio de cultura BDA é uma

técnica utilizada para se obter colônias puras.

O uso de antibióticos promoveu menor efeito inibitório no surgimento de UFC,

diferindo estatisticamente nos tratamentos em que se aplicou uma diluição de fungicida (Fig.

4).

Figura 4. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em meio de cultivo contendo fungicida e antibiótico.

19

Na coleta de dados em fatorial, as diluições do solo não apresentaram diferenças

significativas quanto ao número de UFC nas diluições do solo de 10 -2, 10-3 e 10-4, diferindo

estatisticamente na diluição 10-5 do número de UFC das outras diluições (Fig. 5).

Figura 5. Medias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes diluições das frações do solo.

20

Na profundidade de 0-20 cm do perfil do solo apresentou maior UFC, diferindo

estatisticamente da profundidade de 20-40 cm (Fig. 6), levando a considerar que a atividade

microbiana decresce com o aumento em profundidade do solo. De acordo com Miranda et al.

(1997) a profundidade do solo intervêm no número de microrganismos encontrados; na

superfície do solo é onde se encontra o maior número de microrganismos em atividade.

Figura 6. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes profundidades de coletas do solo.

5.4. Caracterização das populações bacterianas em diferentes usos do solo

A maioria das bactérias apresentou coloração creme, com exceção de uma da área de

cultivo (Tab. 8).

Em relação ao tamanho das colônias 41 % apresentaram colônias maiores que 5 mm e

59 % apresentaram colônias menores que 5 mm (Tab. 8).

Maias de 90 % das colônias tiveram a formação isolada, apenas 9 % não tiveram a

formação de colônia isolada (Tab. 8).

Setenta e oito % das bactérias foram identificadas como sendo gram positivas e 22 %

como sendo gram negativas (Tab. 8).

No teste de catalase 75 % são positivas e 25 % negativas. Foi realizado o teste de

crescimento aeróbio nas temperaturas de 10 °C, 35 °C e 50 °C, na temperatura de 35 °C foi

que as baterias tiveram melhor crescimento, nas temperaturas de 10 °C e 50 °C algumas

21

bactérias apresentaram um crescimento mas não significativo. No teste de pectinase 39% das

bactérias deram positivas e 61 % negativas (Tab. 8).

A identificação de bactérias é baseada na submissão de testes bioquímicos para

identificação dos táxons, através destes testes apresentados podemos caracterizar os isolados

bacterianos nas diferentes formas de uso do solo e verificar sua similaridade quanto ao

critérios apresentados. Com base nestas informações não é possível identificar a nível de

gênero os táxons bacterianos isolados (Tab. 8).

Uma visão geral dos isolamentos bacterianos pode ser observada na figura 7, tal como,

o maior número de UFC foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientes

analisados (Fig. 8 ).

Os isolados considerados discrepantes (maiores dissimilaridades perante a população)

utilizando as características bioquímicas (Tab. 8) transformados em matriz binária tiveram

como representantes isolados oriundos do campo de cultivo em pivô (C16, C17, C7, C4 e M3)

e mata (M3) (Fig. 7).

Também com base na similaridade de características bioquímicas dos isolados

bacterianos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária,

agruparam-se em 72 % no grupo 1 (36:50), seguidas de 16 % no grupo 2 (8:50) e 12 % no

grupo 3 (12:50) (Tab. 9).

22

Cód. Isolado

Coloração Colônia > que 5 mm

CI TG C 10°C 35°C 50°C TP

M02 creme > + - + +- ++ -- -M03 creme > - + + -- ++ +- -M04 creme > + + + -- ++ -- +M05 creme > + - + +- ++ -- -M07 creme < + - + -- ++ -- +M08 creme < + + + +- ++ -- -M10 creme < + + + -- ++ -- +M13 creme < + + - -- -- -- -M14 creme > + - - -- ++ -- +M17 creme > + + + -+ ++ -- +M18 creme < + + + -- ++ -+ +M20 creme < + + + -- ++ -- +M21 creme < + - + -- ++ -- -M22 creme > + + + -- ++ -- -M23 creme < + + + -- ++ -- +M24 creme < + + - -- +- -+ -P 01 creme < + - + - - + + - - -P 02 creme < + + + - - + + - - -P 03 creme < + + + + - + + - - +P 04 creme < + + - - - + + - - -P 05 creme < + + + - - + + - - -P 06 creme > + + + + - + + - - -P 07 creme < + + + + - + + - - +P 08 creme < + - + - - + + - - +P 09 creme < + + - - - + + - - +P 10 creme > + + + - - + + - - +P 11 creme > + + + - - + + - - +P 13 creme < + - - - - + + - - -P 15 creme < + + + + - + + - - -P 16 creme > + + - -- -- -- -P 17 creme < + + - -- -+ -- + P 18 creme < + + - -- -+ -- -P 20 creme < + - + -- ++ -+ -P 22 creme < + - + -+ ++ -- -P 23 creme > + + + -- ++ -- +C 01 creme > + + + + - + + - - -C 02 creme > + + + + - + + - - -C 04 creme > - + + + - + + - - -C 07 creme > - + + - - + + + - -C 11 creme > + + + + - + + - - -C 12 creme < + + + - - + + + - +C 14 creme < + - + + - + + - - +C 15 creme > + + + - - + + - - -C 16 translucida < + + + + - + + - - +C 17 creme > - + + - - + + + - -C 18 creme > + + + + - + + - - -C 19 creme < + + - - - + + + - -C 23 creme < + + - - - + + - - -C 24 creme < + + - - - + + + - -

Crescimento aeróbio

Tabela 8. Caracterização das bactérias isoladas do solo em três áreas diferentes cultivo, pastagem e mata. Isolado (I), (Cultivo=C, Pastagem= P, Mata=M), Colônia individualizada (CI), Teste Gram (TG), Catalase ( C), Teste de Pectinase (TP).

23

Figura 7. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA.

24

Tabela 9. Classificação dos isolados bacterianos coletados em diferentes usos do solo em três grupos utilizando medida de similaridade UPGMA.

Legenda: v1=coloração, v2= colônia > que 5 mm, v3=colônia individualizada, v4=teste gram, v5=catalase, v6=crescimento aeróbio a 10°C, v7=crescimento aeróbio a 35°C, v8=crescimento aeróbio a 50°C, v9=teste de pectinase.

25

Código dos isolados

v1 v2 v3 v4 v5 v6 v7 v8 v9 Agrupame nto Distância de Similaridade

C 01 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 02 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 04 0 0 0 1 1 1 2 0 0 1 1,3557C 11 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 14 0 1 1 0 1 1 2 0 1 1 1,1903C 15 0 0 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560C 16 1 1 1 1 1 1 2 0 1 1 1,3940C 18 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 23 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122P 01 0 1 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741P 02 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560P 03 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979P 04 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122P 05 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560P 06 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437P 07 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979P 08 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221P 09 0 1 1 1 0 0 2 0 1 1 1,2549P 10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154P 11 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154P 13 0 1 1 0 0 0 2 0 0 1 1,3750P 15 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437P 22 0 0 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453P 23 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M02 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453M04 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M05 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453M07 0 0 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221M08 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437M10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M14 0 1 1 0 0 0 2 0 1 1 1,4127M17 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979M20 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M21 0 0 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741M22 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560M23 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154C 03 0 0 1 1 1 0 0 0 0 2 1,0138P 16 0 1 1 1 0 0 0 0 0 2 1,0138P 17 0 0 1 1 0 0 1 0 1 2 1,0138P 18 0 0 1 1 0 0 1 0 0 2 0,6009M13 0 0 1 1 0 0 0 0 0 2 0,6009M24 0 0 1 1 0 0 1 1 0 2 1,0138C 07 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280C 12 0 1 1 1 1 0 2 1 1 3 1,0929C 17 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280C 19 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280C 24 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280P 20 0 0 1 0 1 0 2 1 0 3 1,3642M03 0 1 0 1 1 0 2 2 0 3 1,0929M18 0 0 1 1 1 0 2 1 1 3 1,2360

A B

C D

E F

G

Figura 8. Unidades Formadoras de Colônias (UFC) de bactérias das áreas de mata, pastagem e cultivo. A. visão geral do experimento, B. Mata 0-20 cm, C. Mata 20-40 cm, D. Pastagem 0-20 cm, E. 20-40 cm, F. Cultivo: 0-20 cm, G. Cultivo 20-40 cm.

26

5.5 Caracterização das populações fúngicas em diferentes usos do solo.

Houve uma variação na coloração micelial dos isolados fúngicos, tendo sido

observado a coloração branca, cinza, verde, violeta, rosa, creme entre outras cores na frente e

verso da placa (Tab. 9).

Alguns isolados fúngicos podem ser identificados seguindo aspectos visuais da cultura

como: isolados pertencente ao gênero Trichoderma sp. apresentavam colorações brancas e

verde flocosas típicas (Fig. 11I, 13C, 13J); isolados de Penicillium sp. apresentavam

colorações verdes musgo intenso e de coloração homogênea e nao abundante (Fig. 12L, 12D);

isolados de Mucor sp. apresentaram micélio abundante, creme a acinzentado (Fig. 11K, 11E).

O gênero Fusarium sp. apresenta coloração vermelho arroxeado me meio de cultura BDA

(Fig. 10B).

Onze % das colônias apresentaram presença de muco e 89 % ausência (Tab. 9).

Em relação ao micélio do fungo 20 % apresentou micélio elevado (característica de

fungos pertencentes ao gênero Mucor sp. e Rhizopus sp.) e 80 % intermediário (Tab. 9).

Trinta e sete % das colônias fúngicas apresentaram a borda lisa, 30 % borda ondulada

e 33 % borda intermediária (Tab. 9).

Apenas 24% dos fungos completou a placa, 7 % tiveram a presença de esporos e 6 %

teve mudança na coloração do meio (Tab. 9).

Uma visão geral dos isolamentos fúngicos pode ser observada na figura 7, tal como, o

maior número de ufc foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientes

analisados (Fig. 10 e Tab.9).

Dentre os táxons identificados preliminarmente o gênero Penicillium sp. foi o fungo

mais frequente em todos os tipos de uso do solo (Fig. 14). Maiores estudos são necessários

para identificação dos demais isolados, pois em sua grande maioria são pouco conhecidos ou

não produziram durante as avaliações estruturas sexuais de reprodução. Para os casos em que

o isolado possuía as estruturas morfológicas há necessidade há necessidade de estudos mais

profundos de morfometria e morfologia associados a chaves dicotômicas de classificação para

verificação da identidade do gênero e de espécies.

Os isolados coletados na área de mata M5, M1, M23, M18, M15, apresentaram

discrepância de similaridade perante os demais (“outgroups”), utilizando medidas de

caracterização morfocultural (Fig. 9).

Também com base na similaridade de características morfoculturais dos isolados

fúngicos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária,

27

agruparam-se em 58 % no grupo 1 (40:69), seguidas de 27 % no grupo 2 (19:69) e 15 % no

grupo 3 (10:50) (Tab. 10).

28

Cód. Isolado

Coloração frente Coloração verso PM M C B CP E MCM PE

M01 creme caramelo - I + I - - + -M02 cinza creme - I - L - - - -M03 cinza/branco creme + I - O - - - +M04 cinza / branco creme + I - I - - - +M05 verde claro/escuro creme + E - O - + - -M06 branca creme - E - I - - - -M07 creme creme - I - I - - - -M08 cinza cinza - I - L - - - -M09 laranja brilhante amarela + I + L - - - +M10 verde musgo creme - I - L - + - -M11 cinza cinza - E - I + - - -M12 cinza branco/cinza - E - O + - - -M13 cinza cinza - E - L + - - -M14 branco/verde branco - I - L - + - -M15 branco/creme castanho - I - O - - + -M16 branco/cinza negro - I - L - - - -M17 cinza branco/cinza - E - L + - - -M18 creme laranja - I - I - - + -M19 cinza claro cinza escuro - I - I - - - -M20 branca creme - I + L - - - -M21 branca creme - I - L - - - -M22 verde oliva negro - I - L - + - -M23 maron claro negro - I + L - - + -M24 amarelo claro creme - I + L - + - +P 01 rosa claro rosa escuro - I - O - - - -P 02 rosa claro rosa escuro + I + I - - - +P 03 bege amarelo - I + I - - - +P 04 bege bege escuro + I + I - - - +P 05 rosa claro rosa escuro + I + I - - - +P 06 cinza creme - E - I + - - -P 07 cinza creme - E - I + - - -P 08 marrom claro marrom escuro - I - L - - - -P 09 amarelo claro amarelo escuro - I - O - - - -P 10 creme branco - E - O - - - -P 11 branco creme - I - O - - - +P 12 branco creme - I - I + - - -P 13 branco creme - I + I - - - -P 14 rosa claro rosa escuro - I + I - - - -P 15 bege creme - I + I - - - -P 16 rosa rosa escuro - I - I - - - +P 17 bege creme - I - L + - - -P 18 marrom claro marrom escuro - I + O - - - -P 19 branco creme - I - I - - - -P 20 branco creme - I - O - - - -P 21 cinza creme - I - I - - - -P 22 cinza creme - I + I - - - +P 23 rosa claro creme - I - I - - - -P 24 branco creme + I + I - - - +C 01 creme creme - E - O + - - -C 02 branco creme - I - O + - - -C 03 verde claro creme - E - O + - - -C 04 branco/rosa creme/rosa - I - O + - - -C 05 verde claro/escuro cinza - I + L + - - -C 06 cinza/branco creme - E - L + - - -C 07 verde claro/escuro cinza claro - I + L + - - -C 08 creme amarelo - I - L - - - -C 09 branco/amarelo creme - I - L + - - -C 10 cinza verde escuro - I - L - - - -C 11 cinza escuro negro - I - O - - - -C 12 amarelo creme - I - O - - - -C 13 preto/laranja creme - I - L - - - -C 14 verde escuro cinza amarelo - I + L + - - -C 16 creme amarelo - I - I - - - -C 17 cinza/branco creme - I - O - - - +C 18 cinza claro creme - E - O - - - -C 19 salmão/branco marrom claro - E - L - - - +C 20 verde escuro negro - I - O - - - -C 21 cinza/branco creme - I - O - - - -C 22 cinza cinza escuro - I - O - - - -C 23 branco/cinza cinza - I - L - - - -C 24 creme creme - I - L - - - -

Tabela 10. Caracterização dos isolados fúngicos de três áreas (mata, pastagem e cultivo). Isolado (I), (Mata=M, Pastagem=P, Cultivo=C), Coloração Frente (CF), Coloração Verso (CV), Presença de Mucor (PM), Micélio (M), (Intermediário= I, Elevado= E), Circunscrição (C), Borda (B), ( Lisa= L, Ondulada=O, Irregular= I), completou a Placa (CP),Esporos (E), Mudança na coloração do Meio (MCM), presença de escleródio (PE).

29

Figura 9. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA.

30

Tabela 11. Classificação dos isolados fúngicos coletados em diferentes usos do solo em três grupos utilizando medida de similaridade UPGMA.

Legenda: v1= Coloração frente, v2=coloração verso, v3= presença de mucor, v4=micélio, v5=circunscrição, v6=borda, v7=completou a placa, v8=esporos, v9=mudança na coloração do meio, v10=presença de esporos.

31

Isolados Fúngicos v1 v2 v3 v4 v5 v6 v7 v8 v9 v10Agrupam

e ntoDistância de s imilaridade

M1-Trichoderma sp. 0 1 0 0 1 0 0 0 1 0 1 2,0155M02-Penicillium lanulosum 1 1 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0,4982M03 2 1 1 0 0 2 0 0 0 1 1 1,6115M04-Trichoderma sp. 2 1 1 0 0 0 0 1 0 1 1 1,8215M05-Cladosporium sp. 3 1 1 1 0 2 0 1 0 0 1 2,6000M07-Nigrospora sp. 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,6472M08 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,2358M10-Penicillium sp. 3 1 0 0 0 1 0 1 0 0 1 2,0097M11-Mucor microsporus 1 0 0 1 0 0 1 0 0 0 1 1,9450M13-Mucor sp. 1 0 0 1 0 1 1 0 0 0 1 1,6822M15-Trichoderma sp. 0 1 0 0 0 2 0 0 1 0 1 1,9027M16-Penicillium sp. 2 2 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,2073M18 0 3 0 0 0 0 0 0 1 0 1 2,6399M19 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,5751M22-Trichoderma sp. 3 2 0 0 0 1 0 1 0 0 1 2,1817M23-Cladosporium sp. 0 2 0 0 1 1 0 0 1 0 1 1,9569P 03 0 3 0 0 1 0 0 0 0 1 1 2,5865P 04 0 1 1 0 1 0 0 0 0 1 1 2,0155P 06 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 1,2820P 07 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 1,2820P 08 0 2 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,5751P 15 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 1 1,8023P 17 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 1 1,4838P 18 0 2 0 0 1 2 0 0 0 0 1 2,0155P 21 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,0962P 22 1 1 0 0 1 0 0 0 0 1 1 1,3178C 01 0 1 0 0 0 2 1 0 0 0 1 1,8023C 03-Trichoderma sp. 3 1 0 0 0 2 1 0 0 0 1 2,1710C 05-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 06-Trichoderma sp. 2 1 0 0 0 1 1 0 0 0 1 1,0856C 07-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 08 0 3 0 0 0 1 0 0 0 0 1 2,2807C 11 1 2 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,4197C 14-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 16 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2,4810C 17 2 1 0 0 0 2 0 0 0 1 1 1,3353C 18-Penicillium sp. 1 1 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,1379C 20-Cladosporium sp. 3 2 0 0 0 2 0 0 0 0 1 2,2344C 21-Trichoderma sp. 2 1 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,3353C 22 1 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,6043C 23 2 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,4197C 24 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,3266M06 5 1 0 1 0 0 0 0 0 0 2 1,6906M09 6 3 1 0 1 1 0 0 0 1 2 1,7784M20-Penicillium sp. 5 1 0 0 1 1 0 0 0 0 2 1,2639M21 5 1 0 0 0 1 0 0 0 0 2 1,1371M24-Penicillium sp. 6 1 0 0 1 1 0 1 0 1 2 1,8967P 09 6 3 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,8852P 11 5 1 0 0 0 2 0 0 0 1 2 1,6251P 12 5 1 0 0 0 0 1 0 0 0 2 1,6384P 13 5 1 0 0 1 0 0 0 0 0 2 1,4998P 19 5 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1,3947P 20 5 1 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,6251P 23 4 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1,6906P 24-Penicillium sp. 5 1 1 0 1 0 0 0 0 1 2 1,7034C 02-Trichoderma sp. 5 1 0 0 0 2 1 0 0 0 2 1,8385C 04 4 1 0 0 0 2 1 0 0 0 2 2,0720C 09 6 1 0 0 0 1 1 0 0 0 2 1,7661C 12-Trichoderma sp. 6 1 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,9307C 13-Penicillium sp. 6 1 0 0 0 1 0 0 0 0 2 1,5427C 19 4 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 1,4853M12-Trichoderma sp. 1 6 0 1 0 2 1 0 0 0 3 1,3565M14-Trichoderma sp. 3 6 0 0 0 1 0 1 0 0 3 1,8547M17-Humicola sp. 1 6 0 0 0 1 1 1 0 0 3 1,1136P 01 4 5 0 0 0 2 0 0 0 0 3 2,8000P 02 4 5 1 0 1 0 0 0 0 1 3 3,3823P 05 4 5 1 0 1 0 0 0 0 1 3 3,3823P 10-Mucor sp. 1 6 0 0 0 2 0 0 0 0 3 1,0198P 14 4 5 0 0 1 0 0 0 0 0 3 3,2311P 16 4 5 0 0 0 0 0 0 0 1 3 3,0725C 10 1 4 0 0 0 1 0 0 0 0 3 1,8000

A B

C

D E

F

G H

I

Figura 10. Placas contendo antibiótico, Unidades Formadoras de Colônias (UFC). A. Experimento área de cultivo, B. Cultivo 0-20 cm, C. Cultivo 20-40 cm, D. Experimento mata, E. Mata 0-20 cm, F. Mata 20-40 cm, G. Experimento pastagem, H. Pastagem 0-20 cm. I. Pastagem 20-40 cm.

32

A B

C

D EF

G HI

J K L

Figura 11. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos da mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. hifomiceto alaranjado desconhecido, C. hifomiceto de coloração esbranquiçada, D. hifomiceto desconhecido com crescimento micelial abundante, E. hifomiceto desconhecido de micélio branco e pouco abundante, F. Alternaria sp., G. hifomiceto desconhecido secretando substâncias no meio de cultura, H. hifomiceto desconhecido de coloração creme, I. Trichoderma sp., J. hifomiceto desconhecido de coloração pálea, K. Mucor sp., L. Penicillium sp.

33

A B

C

D E F

G H I

J K M

Figura 12. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos da mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. Fusarium sp., C. hifomiceto desconhecido de coloração amarelada, D. hifomiceto desconhecido com crescimento micelial lento, E. Mucor sp., F. hifomiceto desconhecido com a produção de escleródios, G. hifomiceto desconhecido de centro marrom e bordas e coloração branca, H. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, I. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, J. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, K. Trichoderma sp., M. hifomiceto desconhecido.

34

A B

C

D E F

G H I

J K L

Figura 13. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos de área de cultivo irrigado mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. hifomiceto desconhecido, C. Trichoderma sp., D. hifomiceto desconhecido, E. hifomiceto desconhecido, F. Fusarium sp., G. hifomiceto desconhecido de coloração branco acinzentada, H. hifomiceto desconhecido de coloração negra com halos laranjas, I. hifomiceto desconhecido de micélio abundante, J. Trichoderma sp., K. hifomiceto desconhecido, L. hifomiceto desconhecido.

35

Figura 14. Frequências observadas nos fungos nas áreas de mata (A), cultivo (B) e pastagem (C).

36

A

B

C

Freq

uênc

ia o

bser

vada

Freq

uênc

ia o

bser

vada

Freq

uênc

ia o

bser

vada

5.6. Diversidade de diferentes sistemas de uso do solo

A ACP explicou 98,4 % da variabilidade dos dados no eixo 1 e 1,6 % no eixo 2 (Fig.

15). De acordo com tal análise, nota-se que a amostra sob Mata da profundidade 0-10 cm

posicionou-se na parte positivo do eixo 1 e apresentou os maiores valores de UFC, tanto no

meio seletivo com Fungicida como com Antibiótico. Os atributos químicos do solo associado

a essa amostra foram teores de matéria orgânica (MO), CTC, H++Al+3, P e saturação da CTC

por K. As outras amostras, independente da profundidade, posicionaram-se no parte negativa

do eixo 2, associando-se ao pH e saturação da CTC por Ca.

Portanto, apesar de menor fertilidade, e de maiores valores de acidez total (H++Al3+) e

menores de pH, a amostra de solo superficial sob a mata mantém maior densidade de fungos e

bactérias. Provavelmente a ausência de cultivo, de revolvimento do solo, de aplicação de

defensivos químicos e o maior teor de MO propiciam maior número desses grupos de micro-

organismos no solo sob mata.

Dessa forma, o cultivo do solo com agricultura, mesmo com manutenção de fertilidade

aumentada para desenvolvimento vegetal, e a implantação de pastagem diminuem o número

de fungos e bactérias no solo. Considerando-se as diversas funções desses organismos no

ambiente (Moreira e Siqueira, 2006), isso tem impacto sobre a funcionalidade do ecossistema

e na sua capacidade de se recuperar de alterações periódicas ou casuais.

37

Figura 15. Triplot do número de Unidades Formadoras de Colônia, amostras de solo e variáveis químicas do solo, da Análise de Componentes Principais (ACP). UFC Fungicida – UFC em meio com fungicida como agente seletivo. UFC Antibiótico – UFC em meio com antibiótico como agente seletivo. MO – teor de matéria orgânica do solo; P – Teor de fósforo; HAL – teor de H++Al3+; CTC – Capacidade de Troca Catiônica; %Ca – saturação da CTC por cálcio; %K – saturação da CTC por potássio; CP1 – Componente Principal 1; CP2 – Componente Principal 2.

A estimativa da riqueza de espécies de fungos foi mais elevada em solos de área de

mata de antropisada, havendo uma estimativa de espécies no solo variando de 69-899

espécies, muito superiores às áreas de cultivo em pivô (20-57 espécies) e pastagem (32-340)

(Tab. 11 e Fig. 16C).

Os maiores valores de abundância observados (24 espécies) e a estimativa de riqueza

fúngica (222 espécies) com amplitude estimada de 69-899 espécies foram verificados na área

de mata. Observou-se um decréscimo da riqueza em área de pastagem (86 spp.) e agricultura

(29 sp.) (Tab. 11, Fig. 16B).

38

Através do índice de Shannon e Fisher foi observado maior diversidade de espécimes

de fungos também na área de mata. Merece destaque apontar o índice de Fisher pela diferença

de seus valores em área de pastagem e cultivo (Tab. 11, Fig. 16).

O número de indivíduos observados, a abundância e a estimativa de riqueza tiveram

maior incidência na área de mata e respectivamente nas áreas de pastagem e cultivo (Tab. 11,

Fig. 16).

A equitabilidade foi maior na área de cultivo, depois na área de mata e pastagem

demonstrando a predominância de espécies e redução da diversidade, resultado característico

de ambientes antropizados (Fig. 16D).

Tabela 12. Índices de diversidade em três áreas diferentes de uso do solo, dentre elas (mata, pastagem e cultivo).

Critérios de Diversidade Mata Pastagem AgriculturaNúmero de Indivíduos observados 29,00 24,00 22,00Abundância 24,00 17,00 16,00Estimativa da riqueza 222 (69-899) 86 (32-340) 29 (20-57)Índice de Shannon (Chao e Shen) 4,40 3,50 3,40Índice de Simpson 0,05 0,08 0,07Índice de Fisher (alfa) 65,30 26,00 26,40Equitabilidade 0,81441102 0,785749239 1,009712295

39

A B

C D

Número de indivíduos observados

Abundância

Estimativa da riqueza

Equitabilidade

Figura 16. Parâmetros de diversidade nos diferentes usos de solo. A. número de indivíduos observados. B. Abundância de espécies. C. Estimativa da riqueza. D. Equitabilidade.

40

6. CONCLUSÕES

Por meio desse trabalho podemos observar o efeito de parâmetros do solo na

população microbiana. A concentração de microrganismos diminui a medida que se

aprofunda no perfil do solo.

Existe uma variabilidade de fungos que necessitam de maiores estudos para

identificação dos táxons.

O uso do solo influencia na comunidade e diversidade de microrganismos, sendo

verificado e que a medida que realiza-se praticas que visem a manutenção da biodiversidade

maior a atividade biológica desses microrganismos.

O solo sob vegetação de mata apesar de apresentar menor fertilidades e maior de

acidez foi a que apresentou maior densidade e microrganismos, devido provavelmente ao

maior teor de M.O.

Os índices de diversidade que apresentaram maior número foram na área de mata e

posteriormente nas áreas de pastagem e cultivo. O número de UFC na área de mata foi maior

em relação as áreas de pastagem e cultivo.

De acordo com a análise estatística de Tukey, o número de UFC foi maior na área de

mata e nas áreas de pastagem e cultivo foram estatisticamente iguais. Em relação às duas

profundidades analisadas foram observados o maior número de UFC nas profundidades de 0-

20 cm, devido a incidência de maior número de microrganismos nas camadas superficiais do

solo.

Com base na similaridade de características morfoculturais dos isolados fúngicos e

bacterianos, alguns apresentaram características semelhantes.

O número de indivíduos a abundância e a estimativa de riqueza tiveram maior

incidência na área de mata e respectivamente nas áreas de pastagem e cultivo. A

equitabilidade foi maior na área e cultivo, resultado de ambientes antropizados.

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