dosier de presentación - grupo asís biomedia s.l. · 2014-01-31 · anestesia, desde la...

Medicina pediátrica en pequeños animales

Dosier De presentación

El Manual de anestesia y analgesia de pequeños animales es una obra práctica, orientada al veterinario de pequeños animales que quiera refrescar diversos conceptos y aprender nuevas técnicas anestésicas y analgésicas.

El libro contiene numerosas fotos y esquemas que facilitan la comprensión de los textos al tiempo que contribuyen a que su consulta sea más práctica y aplicable. Consta de diversos capítulos ordenados siguiendo la secuencia de eventos que se desarrollan al realizar una anestesia, desde la evaluación inicial del paciente hasta la recuperación y cuidados posoperatorios. Incluye las nuevas técnicas de anestesia intravenosa parcial y total desarrolladas en los últimos años, así como las técnicas de anestesia locorregional, tanto las clásicas como las más novedosas.

MANUAL de

anestesiay analgesia de pequeños animales

B. Braun VetCare S.A.

Ctra. Terrassa, 12108191 Rubí (Barcelona)

Servicio Atención ClientesTeléfono 902 47 47 01Telefax: 902 48 48 01e-mail: [email protected]

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Eva Rioja García

Verónica Salazar Nussio

Miguel Martínez Fernández

Fernando Martínez Taboada

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Manual de anestesia y analgesia de pequeños animales

El Manual de anestesia y analgesia de pequeños animales es una obra

práctica, orientada al veterinario de pequeños animales que quiera

refrescar diversos conceptos y aprender nuevas técnicas anestésicas y

analgésicas. El libro contiene numerosas fotos y esquemas que facilitan

la comprensión de los textos al tiempo que contribuyen a que su consulta

sea más práctica y aplicable. Consta de diversos capítulos ordenados

siguiendo la secuencia de eventos que se desarrollan al realizar una

anestesia, desde la evaluación inicial del paciente hasta la recuperación

y cuidados posoperatorios. Incluye las nuevas técnicas de anestesia

intravenosa parcial y total desarrolladas en los últimos años, así como

las técnicas de anestesia locorregional, tanto las clásicas como las más

novedosas.

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Eva Rioja García




AUTORES: Eva Rioja García,Verónica Salazar Nussio,Miguel Martínez Fernández y Fernando Martínez Taboada

FORMATO: 22 x 28 cm.

NÚMERO DE PÁGINAS: 240 .

NÚMERO DE IMÁGENES: 248.

ENCUADERNACIÓN: tapa dura .

Manual de anestesiay analgesiade pequeñosanimales

dossier_delegado_INTERIOR.indd 1 25/09/13 23:10

2

Presentación de la obraHace exactamente nueve meses nos embarcados en esta apasionante aventura que ha sido la confección de este libro. Durante ese tiempo hemos hecho y deshecho infinidad de cambios en los borradores iniciales, pero la idea clave ha estado siempre presente. Queríamos escribir un manual útil tanto para el veterinario profano, como para aquellos con interés y experiencia en anestesia.

Este libro es el resumen de muchos años de estudio y dedicación exclusiva a la anestesia por parte de los autores. Es una recopilación de la experiencia obtenida después de miles de anestesias, pacientes sanos, enfermos o moribundos, días buenos y palmadas en la espalda por un trabajo bien hecho y días malos, con sustos que no pasaron a mayores y de sustos que desgraciadamente desencadenaron la muerte del animal. Esperamos que el lector se beneficie de este enorme trabajo de resumen.

Este manual, fundamentalmente práctico, también incluye algunas bases teóricas que consideramos esenciales para entender ciertos conceptos. Las numerosas fotografías e ilustraciones ayudan a entender mejor el material contenido en el texto. Las tablas con dosis y recomendaciones intentan ser una herramienta de consulta rápida. Al final de cada capítulo, el lector puede encontrar algunos puntos clave y, al final de la obra, se han añadido algunas lecturas recomendadas para aquellos que quieran profundizar en la información. Nos hemos esforzado en justificar las opiniones que hemos incluido en este libro mediante razonamientos teóricos o incluyendo la evidencia científica disponible en la literatura. En resumen, hemos intentado incluir las últimas tendencias en anestesia veterinaria y con orgullo podemos decir que el contenido científico de este libro es el más actual en el momento de escribirlo.

Se nos queda en el tintero una serie de capítulos dedicados a la anestesia aplicada a pato-logías específicas. Hace un par de meses tuvimos que tomar la decisión de postergar la publicación de estos capítulos para poder dedicar a los capítulos generales las páginas que se merecen y no afectar a su calidad. Esperamos que los editores y los patrocinado-res de esta obra nos permitan poder acabar el trabajo que aquí empezamos.

El presente manual constituye uno de los primeros dedicados a la anestesia y analgesia en perros y gatos escritos originalmente en castellano. Esperamos que este libro sea de utilidad para todos los veterinarios hispanohablantes que se adentran en el apasionante mundo de la anestesia, muchos de los cuales tenemos el placer de conocer personal-mente o a través de Internet. Hoy el mundo es cada vez más pequeño. Al otro lado de la pantalla del ordenador, a un clic de distancia, tenemos infinidad de amigos y compañe-ros que pueden ayudarnos con su experiencia y sus consejos. Los foros profesionales sobre anestesia veterinaria (ACVA-L en inglés y foro SEAAV en español) permiten que los anestesistas y todos aquellos interesados en anestesia y analgesia veterinaria estemos más unidos que nunca e intercambiemos nuestras experiencias. Creemos que el uso de estos recursos permite desmitificar esta disciplina, a la vez que le otorga el respeto que se merece. Animamos al lector a adscribirse a estas plataformas y, de esta forma, poder conocernos pronto.

Finalmente, esperamos que este libro os sea útil. ¡Disfrutadlo!

Los autores



3

Aunque todas las disciplinas científicas veterinarias han sufrido un notable desarrollo en las dos últimas décadas, algunas de ellas destacan y este es el caso de la anestesiología veterinaria. Además, en algunos países del área iberoamericana, entre los que pueden incluirse España, Brasil o Argentina, entre otros, se ha producido un avance tal que ha permitido que el nivel de la anestesiología veterinaria alcance, en lo que respecta a la excelencia, el de los países que disponen del máximo nivel de desarrollo en la disciplina. Sin duda, ello se debe a la formación especializada de un número sin precedentes de veterinarios que han decidido hacer un esfuerzo personal y profesional del que se benefi-cia toda la profesión veterinaria.

Una consecuencia de lo anterior es esta publicación sobre anestesia veterinaria realizada por cuatro, aún jóvenes, diplomados por los Colegios Europeo o Americano de Anestesia y Analgesia Veterinaria, de manera que su formación permite garantizar la calidad de la misma. Existen muchas publicaciones, y de muy alto nivel, sobre anestesiología veterina-ria, pero ello no quiere decir que no existan igualmente muchas lagunas en cuanto a su enfoque, profundidad o extensión. En este caso, esta edición tiene la habilidad de com-binar contenidos prácticos de forma muy breve y didáctica, con una presentación muy atractiva y de fácil lectura para cualquier clínico veterinario. Además, los autores han tenido especial interés en incorporar los últimos avances relativos a fármacos y sus pre-sentaciones así como las nuevas técnicas de anestesia. Otra ventaja adicional es que los autores conocen la situación clínica real, lo que se traslada de forma acertada al texto. La estructura del libro revisa de forma secuencial y lógica los aspectos relevantes del estado del paciente, así como los fármacos y equipos necesarios para la premedicación, induc-ción y mantenimiento anestésicos. Se hace especial énfasis en las nuevas técnicas de anestesia intravenosa total y parcial, el manejo del dolor y la anestesia locorregional. En lo relativo al equipamiento anestésico, se revisan los monitores disponibles en la actuali-dad. También se incluyen técnicas de ventilación y fluidoterapia y, finalmente, los últimos avances en reanimación cardiopulmonar.

No parece necesario indicar, después de lo comentado, que el libro que tenéis en vuestras manos os resultará útil tanto como clínicos como futuros especialistas en anestesiología.

Ignacio Álvarez Gómez de SeguraProfesor de Anestesia y Analgesia

Departamento de Medicina y Cirugía AnimalUniversidad Complutense de Madrid


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Autores

Eva Rioja García Licenciada en Veterinaria por la Universidad Complutense de Madrid en el año 2000 y Doctora por la misma universidad en 2004 en el campo de las interacciones entre anestésicos inhalatorios e inyectables. Tras doctorarse se le otorga una beca de un año para realizar una especialización posdoctoral en la Universidad de Guelph, Canadá. Allí consigue una plaza como residente de anestesia y obtiene la Diplomatura por el Colegio Americano de Anestesiología Veterinaria en 2009, siendo la primera española en alcanzar este prestigioso título. En ese mismo año también consigue el grado de Doctor en Ciencias Veterinarias (DVSc).

Tras su residencia fue contratada como anestesista clínica en el Ontario Veterinary Colle-ge de la Universidad de Guelph durante un año. De 2010 hasta finales de 2012 trabajó como profesora de Anestesiología en la Universidad de Pretoria en Sudáfrica, donde llevó a cabo anestesias tanto de animales de compañía como de animales salvajes. Desde ene-ro de 2013 trabaja en la Universidad de Liverpool como profesora de Anestesiología.

Ha publicado numerosos artículos en revistas científicas internacionales de prestigio en el campo de la anestesiología veterinaria, así como varios artículos en revistas nacionales españolas. También ha participado en numerosas ocasiones en congresos nacionales e internacionales de veterinaria y ha colaborado en varios cursos de formación continuada.

Verónica Salazar NussioLicenciada en Veterinaria por la Universidad Complutense de Madrid en 2001 y Doctora por la misma universidad en 2005. Realizó una residencia en anestesio-logía en la Universidad de Cornell (Estados Unidos) de 2005 a 2008. Diplomada por el Colegio Americano de Anestesia y Analgesia (ACVAA) desde el año 2010.

Ha trabajado como anestesista clínico en el Animal Health Trust (Reino Unido) desde 2008 a 2010. Desde el año 2010 es responsable del Servicio de Anestesio-logía y Reanimación del Hospital Clínico Veterinario de la Universidad Alfonso X el Sabio. Asimismo es coordinadora de las asignaturas de Patología Quirúrgica y Aneste-siología en la Licenciatura de Veterinaria y de Anestesiología en el Grado de Veterinaria en la Universidad Alfonso X el Sabio.

Es miembro de la Asociación de Anestesistas Veterinarios (AVA), así como de la Sociedad Española de Anestesia y Analgesia Veterinaria (SEAAV).

Entre sus intereses clínicos se encuentran la neuroanestesia, la anestesia de pacientes críticos y de urgencias, así como el tratamiento del dolor.


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Miguel Martínez FernándezLicenciado en Veterinaria por la Universidad Complutense de Madrid donde también realizó un internado en el Servicio de Anestesia y Cirugía de Peque-ños Animales. En los inicios de su carrera profesional creó y desarrolló un servicio de anestesia móvil en la Comunidad de Madrid. En el año 2003 emi-gró al Reino Unido donde trabajó unos años en clínica de pequeños animales. En 2006 inició una residencia en anestesia, analgesia y cuidados intensivos en la Facultad de Veterinaria de Bristol, que completó en 2009. En ese perio-do obtuvo el Certificado de Anestesia Veterinaria por el Royal College of Veteri-nary Surgeons. En el año 2010 obtuvo el Diploma Europeo de Anestesia y Analgesia Veterinaria (ECVAA) y el título de Especialista Europeo en esta disciplina. Desde el año 2009 trabaja en el Chestergates Referral Hospital donde dirige el Servicio de Anestesia, Analgesia y Cuidados Intensivos.

Sus áreas de interés son la formación de veterinarios y personal auxiliar, la neuroanes-tesia y los cuidados intensivos. Ha publicado diversos trabajos de investigación clínica y artículos de divulgación en revistas nacionales e internacionales. Asimismo, participa activamente en las sociedades SEAAV y AVA y da conferencias y talleres prácticos en el Reino Unido y España.

Fernando Martínez TaboadaLicenciado en Veterinaria por la Universidad Complutense de Madrid. Reali-zó un internado en la Universidad de Bristol (Reino Unido), al que siguió una residencia en anestesia, analgesia y cuidados críticos. Ha trabajado como anestesiólogo en diferentes hospitales universitarios y centros de referencia del Reino Unido. En la actualidad trabaja como jefe del Servicio de Anestesia, Analgesia y Cuidados Perioperatorios del centro de referencia multidisciplinar North Downs Specialist Referrals (Surrey, Reino Unido). En 2007 obtuvo su certi-ficado británico en anestesia veterinaria por el Royal College of Veterinary Surgeons (RCVS) y en 2011 consiguió el Diploma en Anestesia y Analgesia del European College of Veterinary Anaesthesia and Analgesia (ECVAA) alcanzando el estatus de Especialista Europeo.

Es ponente de numerosos cursos de formación continuada y congresos en el Reino Unido y España, así como miembro de las asociaciones profesionales AVA, ABVA y SEAAV. Sus intereses se centran en la anestesia locorregional, los cuidados intensivos (monitoriza-ción, transfusiones, ventilación mecánica…) y en el manejo del dolor, especialmente el uso de nuevos métodos de analgesia (incluyendo técnicas no farmacológicas).




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Visualización web.

Capítulo promocional en PDF.

Capítulo promocional para Ipad.

Presentación del autor.

Dosier de presentación en formato digital (PDF).

Servicios en sitio web

www.grupoasis.com/promo/anestesia_analgesia




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Riesgo anestésico y evaluación preanestésica 1

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CUADRO 2. Cateterización de la arteria metatarsiana dorsal.

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11. Preparación del paciente. Rasurado de la piel y desinfección mediante una mezcla de clorhexidina con alcohol. Es muy importante no preparar la zona de forma vigorosa, para evitar el espasmo arterial.

2. Material necesario: hoja de bisturí del número 11, catéter vascular, conector en T, esparadrapo y suero fisiológico heparinizado.

3. Desinfección final del área.

4. Palpación de la arteria con el dedo índice de la mano no dominante.

5. Introducción del catéter vascular. Una vez realizada una pequeña incisión de la piel con la hoja de bisturí, se introduce el catéter debajo de la piel y se acerca hacia la arteria que se debe seguir palpando con los dedos de la mano no dominante. Es muy importante realizar movimientos de pequeño rango (1 o 2 mm) pero con cierta velocidad para no poner la arteria bajo una presión excesiva (lo que podría producir el espasmo de la misma).

6. Retirada del fiador y conexión con el conector en T.

7. Fijado con esparadrapo. Es muy importante que quede registrado en la hoja anestésica la presencia del catéter arterial y que este esté perfectamente identificado para evitar la inyección accidental de fármacos en el torrente arterial.

intraóseo (las agujas espinales de gran diámetro son muy úti-

les al tener un fiador en el interior de la aguja).

La cateterización arterial previa a la inducción de la anestesia

es poco frecuente, pero puede ser necesaria en casos de ex-

tremada inestabilidad cardiovascular o en los casos en los que

la monitorización mediante gases arteriales así lo requiera. Las

arterias más frecuentemente cateterizadas en pequeños anima-

les son la arteria metatarsiana dorsal y femoral en el perro y la

arteria coccígea y metatarsiana dorsal en el gato (ver cuadro 2).

La preparación de la piel previa a la cateterización es muy

semejante, independientemente del tipo de acceso vascular.

Se han recomendado infinidad de protocolos para la prepa-

ración de la piel del paciente. En una serie de estudios piloto

realizados en la Universidad de Bristol (Reino Unido) se ob-

servó que el uso de la mezcla comercial de clorhexidina con

alcohol es tan eficaz como la preparación quirúrgica del cam-

po mediante una dilución de clorhexidina seguida de alcohol

quirúrgico. También se observó que la preparación quirúrgica

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CUADRO 1. Cateterización de la vena yugular mediante la técnica de Seldinger.

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1. Preparación del paciente. Rasurar el pelo y preparar la zona de forma quirúrgica. Obsérvese que se ha colocado un saco de arena para evitar que el cuello se flexione.

2. Material necesario. Paño fenestrado, catéter intravenoso, guía metálica, dilatador, catéter yugular de doble luz, suero heparinizado y material de sutura.

3. Incisión de la piel.

4. Cateterización intravenosa de la vena yugular.

5. Retirada del fiador metálico del catéter intravenoso.

6. Introducción de la guía metálica a través de la cánula. Debido a que estas guías son largas, es recomendable

monitorizar el ECG durante la introducción de la misma para identificar posibles complejos auriculares o ventriculares prematuros.

7. Retirada de la cánula dejando la guía metálica in situ.

8. Introducción del dilatador en la vena yugular.

9. Introducción del catéter yugular, una vez retirado el dilatador.

10. Retirada de la guía metálica.

11. Aspirado de sangre e inoculación de suero fisiológico para asegurar la presencia del catéter en la vena yugular.

12. Fijación del catéter a la piel. El cuello debe cubrirse con un vendaje ligero para evitar infecciones cutáneas o flebitis.


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Ventajas Inconvenientes

Plástico • Transparentes.

• Baratos.

• Balón de neumotaponamiento de alto volumen y baja presión.

• Relativamente rígidos a temperatura ambiente, lo que facilita su inserción.

• Se reblandecen a temperatura corporal, amoldándose a la anatomía de la tráquea.

No se pueden esterilizar con autoclave.

Silicona • Transparentes.


• Blandos, se amoldan a la anatomía de la tráquea.

• Se pueden esterilizar con autoclave.

• Caros.

• Blandos, a veces se necesita la ayuda de una guía para su inserción.

Goma o caucho • Se pueden esterilizar con autoclave.

• Rígidos, lo que facilita su inserción.

• Opacos.

• Pueden ser doblados.

• Balón de neumotaponamiento de bajo volumen y alta presión, pueden producir necrosis.

• Rígidos, no se amoldan a la anatomía de la tráquea.

• Con el tiempo se vuelven duros y pegajosos.

TABLA 1. Ventajas e inconvenientes de los diferentes tubos endotraqueales.

FIGURA 3. Partes de un traqueotubo.

condensación del aire durante la respiración del paciente. Ver la

condensación en el interior del tubo es indicativo de que este ha

sido posicionado correctamente en la tráquea y no en el esófago.

Las diferentes partes de un tubo endotraqueal están des-

critas en la figura 3.

Todos estos tubos se pueden acodar y obstruir si las maniobras

clínicas de la cabeza y cuello del animal hacen que se doblen de

forma exagerada (p. ej.: la flexión forzada del cuello durante la

punción de la cisterna magna para la obtención de líquido ce-

falorraquídeo). Para evitar que esto se produzca, algunos tubos

Paciente Circuito

Ojo de Murphy

Diámetro interno

Distancia en cm hasta la punta

Válvula e indicador de inflado del neumotaponamiento

Marcador radiopaco

Balón de neumotaponamiento

Válvula e indicador de inflado

Manejo de la vía aérea 4

37

ocluido (fig. 5). Cuando los tubos no poseen el “ojo de Mur-

phy” en su punta se habla de tubo o punta de Magill.

Otros dispositivos utilizados en veterinaria son los tubos de

Cole, que se caracterizan por poseer un diámetro más peque-

ño en el extremo del tubo que se inserta en la laringe y la

tráquea (fig. 6). Este cambio de diámetro permite que la vía

aérea esté sellada sin la utilización de un balón de neumotapo-

namiento. Estos tubos se utilizan principalmente en animales

muy pequeños y en exóticos, en los que la tráquea es muy de-

licada y el balón de neumotaponamiento podría traumatizarla.

Los balones de neumotaponamiento se dividen principalmen-

te en dos tipos dependiendo de su volumen y del grado de

presión que ejercen sobre la mucosa de la tráquea:

• Bajo volumen y alta presión.

• Alto volumen y baja presión.

poseen un alambre metálico incorporado en la pared (tubos ar-

mados) que evita obstrucciones en caso de flexión forzada del

cuello y asegura así una vía aérea abierta (fig. 4).

Los tubos endotraqueales también se clasifican en función

de su morfología. Los tubos más frecuentemente usados en

veterinaria son los de Murphy. Estos tubos se caracterizan por

poseer un orificio adicional llamado “ojo de Murphy” en su

pared distal, opuesto al bisel. Este orificio permite que la vía

aérea sea permeable incluso cuando el orificio principal esta

FIGURA 4. Tubo de plástico doblado (a). Tubo armado no doblado (b). Punción de la cisterna magna con hiperflexión del cuello (c).

a

b

c

FIGURA 5. Cuando existe una obstrucción en el tubo, el flujo de aire continúa por el “ojo de Murphy”.

FIGURA 6. Tubos de Cole.


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Ventajas Inconvenientes

Plástico • Transparentes.

• Baratos.


• Relativamente rígidos a temperatura ambiente, lo que facilita su inserción.

• Se reblandecen a temperatura corporal, amoldándose a la anatomía de la tráquea.

No se pueden esterilizar con autoclave.

Silicona • Transparentes.


• Blandos, se amoldan a la anatomía de la tráquea.

• Se pueden esterilizar con autoclave.

• Caros.

• Blandos, a veces se necesita la ayuda de una guía para su inserción.

Goma o caucho • Se pueden esterilizar con autoclave.

• Rígidos, lo que facilita su inserción.

• Opacos.

• Pueden ser doblados.

• Balón de neumotaponamiento de bajo volumen y alta presión, pueden producir necrosis.

• Rígidos, no se amoldan a la anatomía de la tráquea.

• Con el tiempo se vuelven duros y pegajosos.

TABLA 1. Ventajas e inconvenientes de los diferentes tubos endotraqueales.

FIGURA 3. Partes de un traqueotubo.

condensación del aire durante la respiración del paciente. Ver la

condensación en el interior del tubo es indicativo de que este ha

sido posicionado correctamente en la tráquea y no en el esófago.

Las diferentes partes de un tubo endotraqueal están des-

critas en la figura 3.

Todos estos tubos se pueden acodar y obstruir si las maniobras

clínicas de la cabeza y cuello del animal hacen que se doblen de

forma exagerada (p. ej.: la flexión forzada del cuello durante la

punción de la cisterna magna para la obtención de líquido ce-

falorraquídeo). Para evitar que esto se produzca, algunos tubos

Paciente Circuito

Ojo de Murphy

Diámetro interno

Distancia en cm hasta la punta

Válvula e indicador de inflado del neumotaponamiento

Marcador radiopaco

Balón de neumotaponamiento

Manejo de la vía aérea 4

37

ocluido (fig. 5). Cuando los tubos no poseen el “ojo de Mur-

phy” en su punta se habla de tubo o punta de Magill.

Otros dispositivos utilizados en veterinaria son los tubos de

Cole, que se caracterizan por poseer un diámetro más peque-

ño en el extremo del tubo que se inserta en la laringe y la

tráquea (fig. 6). Este cambio de diámetro permite que la vía

aérea esté sellada sin la utilización de un balón de neumotapo-

namiento. Estos tubos se utilizan principalmente en animales

muy pequeños y en exóticos, en los que la tráquea es muy de-

licada y el balón de neumotaponamiento podría traumatizarla.

Los balones de neumotaponamiento se dividen principalmen-

te en dos tipos dependiendo de su volumen y del grado de

presión que ejercen sobre la mucosa de la tráquea:

• Bajo volumen y alta presión.

• Alto volumen y baja presión.

poseen un alambre metálico incorporado en la pared (tubos ar-

mados) que evita obstrucciones en caso de flexión forzada del

cuello y asegura así una vía aérea abierta (fig. 4).

Los tubos endotraqueales también se clasifican en función

de su morfología. Los tubos más frecuentemente usados en

veterinaria son los de Murphy. Estos tubos se caracterizan por

poseer un orificio adicional llamado “ojo de Murphy” en su

pared distal, opuesto al bisel. Este orificio permite que la vía

aérea sea permeable incluso cuando el orificio principal esta

FIGURA 4. Tubo de plástico doblado (a). Tubo armado no doblado (b). Punción de la cisterna magna con hiperflexión del cuello (c).

a

b

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FIGURA 5. Cuando existe una obstrucción en el tubo, el flujo de aire continúa por el “ojo de Murphy”.

FIGURA 6. Tubos de Cole.



Circuitos anestésicos 5

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FIGURA 3. Funcionamiento básico del circuito circular.

Mapleson DEste circuito, al igual que los E y F, tiene una pieza en forma

de T que se conecta al tubo endotraqueal, por la que llega

directamente el FGF y se evacúa el gas espirado, que se dirige

hacia un tubo corrugado (fig. 5).

El circuito de Bain es una modificación coaxial del Maple-

son D, en la que el tubo de FGF va por dentro del tubo del gas

espirado, lo que proporciona calor al FGF (fig. 6). El funciona-

miento de ambos es similar. En respiración espontánea el FGF

requerido es mayor que en los Mapleson A, sin embargo son

muy eficientes durante la ventilación mecánica.

Mapleson E y FEl Mapleson E también se denomina “T de Ayre” y consiste

simplemente en la pieza en T con una extensión de la rama

espiratoria mediante un tubo corrugado abierto al aire (sin

pop-off ni bolsa reservorio).

El Mapleson F, también denominado modificación de Jack-

son Rees, es igual que el anterior pero con una bolsa reservo-

rio abierta al aire (con un agujero, sin pop-off), lo que facilita

la ventilación manual. Con estos circuitos no se puede utilizar

ventilación mecánica ni evacuar los gases anestésicos de for-

ma adecuada.

Estos circuitos oponen una resistencia mínima y por tan-

to se usan en animales muy pequeños (laboratorio), pero su

FIGURA 4. Circuitos Mapleson A (Magill y Lack).

FGF

Pop-off

Pop-off

Pop-off

Animal

Animal

Animal

Magill

Lack coaxial

FGF

Lack paralelo

FGF

1 Entrada de gas fresco desde la máquina anestésica

2 Válvula unidireccional inspiratoria

3 Rama inspiratoria del circuito

4 Por la pieza en Y el gas llega al paciente

5 Rama espiratoria del circuito

Salida del exceso de gas a través de válvula de sobrepresión (pop-off)

6 Válvula unidireccional espiratoria

7 Bolsa reservorio

8 La cal sodada absorbe el CO2

9 El flujo de gas se dirige de nuevo al paciente1

23

5

6

7

8

9

4

46


el CO2 mediante una reacción exotérmica que además pro-

duce un cambio de coloración característico en la cal. El in-

cremento en el cambio de color indica que la cal sodada se

está gastando. Debe cambiarse cuando la mitad o más del

volumen de la cal ha cambiado de color para evitar la reinha-

lación de CO2.

El correcto funcionamiento de las válvulas unidirecciona-

les es también muy importante y debe ser comprobado para

evitar la reinhalación de CO2. El capnógrafo es la mejor téc-

nica para comprobar si existe o no reinhalación de CO2 con

cualquier circuito (ver capítulo 11, apdo. Monitorización del

sistema respiratorio).

El funcionamiento del circuito circular se resume en la fi-

gura 3.

Circuitos sin reinhalaciónEstos circuitos son los de Mapleson, clasificados en función

de su configuración en A, B, C, D, E y F. Los más utilizados

clínicamente son los circuitos A, D, E y F.

Todos se caracterizan por no poseer cal sodada, ni válvulas

unidireccionales, por lo que la eliminación del CO2 depende

de un adecuado FGF (superior al volumen minuto) y por ello

también se denominan circuitos semiabiertos. Todos estos

sistemas poseen una bolsa reservorio, tubos corrugados, una

válvula APL y conectado a ella un sistema de evacuación de

gases, una entrada de gas fresco y una conexión al paciente.

El FGF no debe ser alterado durante la anestesia a no ser que

el volumen minuto cambie, por ello es necesario calcular el

volumen minuto del paciente.

En general se utilizan en animales de bajo peso (<10 kg) ya

que en animales más grandes los FGF requeridos serían muy

altos y por tanto poco económicos (la excepción a esto es para

los Mapleson A).

• Circuito semicerrado: FGF ≤ volumen minuto (100 ml/kg/min).

• Circuito cerrado: FGF ≤ 10 ml/kg/min.

De cualquier forma, al comienzo de la anestesia se debe

utilizar siempre un FGF alto (semicerrado) para desnitrogenar

el pulmón y para que la concentración de anestésico inhalato-

rio deseada llegue rápidamente al paciente.

La denominada “anestesia de flujos bajos” consiste en la

administración de un flujo de O2 de mantenimiento que sea

equivalente al consumo del mismo (4-10 ml/kg/min en ani-

males anestesiados). Este tipo de anestesia de flujos bajos

por tanto se suele equiparar al circuito cerrado, pero ha de

tenerse en cuenta que el FGF no es necesariamente igual al

flujo de O2 si se utilizan otros gases (el FGF se debe aumentar

si se utiliza óxido nitroso o aire por encima del flujo mínimo

de O2).

Durante la utilización de un circuito circular como circuito

semicerrado, la válvula ajustable limitadora de presión (APL,

válvula de sobrepresión o pop-off) debe estar completamen-

te abierta, mientras que durante su utilización como circuito

cerrado esta debe estar semicerrada (¡nunca cerrada comple-

tamente!). El exceso de aire del sistema se evacuará por la

válvula APL y será recogido por un sistema de evacuación de

gases (scavenger) tal y como dicta la normativa de seguridad.

Muchos de estos sistemas contienen también un manómetro

para el control de la presión inspiratoria ejercida cuando se

ventila al paciente.

Dependiendo del FGF habrá una mayor proporción (flujos

bajos) o menor proporción (flujos altos) de gases reinhalados

por el paciente procedentes de la bolsa reservorio. La bolsa

reservorio contiene agente inhalatorio en una concentración

menor a la proporcionada por el vaporizador (agente espira-

do < inspirado) y, por tanto, cuando el FGF se disminuye la

profundidad anestésica también disminuirá. Esto implica que,

cuando se desea una mayor profundidad anestésica, bien el

FGF, el dial del vaporizador o ambos deben ser aumentados.

El balón reservorio es importante que sea del tamaño ade-

cuado, dado que balones muy pequeños pueden causar un

aumento de la presión dentro del sistema circular que sea

peligrosa para el paciente, y balones muy grandes disminu-

yen la velocidad de cambio de concentración del gas inspi-

rado. Por lo general, se suele seleccionar un balón reservorio

que presente un volumen 6 veces el volumen corriente (tidal) del paciente.

El sistema de absorción de CO2 más importante y más fre-

cuente es la cal sodada. Se trata de un compuesto que retiene

Volumen minuto =

volumen corriente × frecuencia respiratoria(ml/kg/min)

(respiraciones/min)(ml/kg)

Mapleson AEstos son los circuitos de Magill y Lack (paralelo o coaxial)

(fig. 4). Ambos funcionan de una manera similar. Estos circui-

tos son muy eficientes en respiración espontánea, pero son

muy ineficientes cuando se utiliza ventilación mecánica. Pue-

den ser usados en animales de más de 10 kg (hasta 40 kg) en

respiración espontánea.


Circuitos anestésicos 5

47

FIGURA 3. Funcionamiento básico del circuito circular.

Mapleson DEste circuito, al igual que los E y F, tiene una pieza en forma

de T que se conecta al tubo endotraqueal, por la que llega

directamente el FGF y se evacúa el gas espirado, que se dirige

hacia un tubo corrugado (fig. 5).

El circuito de Bain es una modificación coaxial del Maple-

son D, en la que el tubo de FGF va por dentro del tubo del gas

espirado, lo que proporciona calor al FGF (fig. 6). El funciona-

miento de ambos es similar. En respiración espontánea el FGF

requerido es mayor que en los Mapleson A, sin embargo son

muy eficientes durante la ventilación mecánica.

Mapleson E y FEl Mapleson E también se denomina “T de Ayre” y consiste

simplemente en la pieza en T con una extensión de la rama

espiratoria mediante un tubo corrugado abierto al aire (sin

pop-off ni bolsa reservorio).

El Mapleson F, también denominado modificación de Jack-

son Rees, es igual que el anterior pero con una bolsa reservo-

rio abierta al aire (con un agujero, sin pop-off), lo que facilita

la ventilación manual. Con estos circuitos no se puede utilizar

ventilación mecánica ni evacuar los gases anestésicos de for-

ma adecuada.

Estos circuitos oponen una resistencia mínima y por tan-

to se usan en animales muy pequeños (laboratorio), pero su

FIGURA 4. Circuitos Mapleson A (Magill y Lack).

FGF

Pop-off

Pop-off

Pop-off

Animal

Animal

Animal

Magill

Lack coaxial

FGF

Lack paralelo

FGF

1 Entrada de gas fresco desde la máquina anestésica

2 Válvula unidireccional inspiratoria

3 Rama inspiratoria del circuito

4 Por la pieza en Y el gas llega al paciente

5 Rama espiratoria del circuito

Salida del exceso de gas a través de válvula de sobrepresión (pop-off)

6 Válvula unidireccional espiratoria

7 Bolsa reservorio

8 La cal sodada absorbe el CO2

9 El flujo de gas se dirige de nuevo al paciente1

23

5

6

7

8

9

4

46


el CO2 mediante una reacción exotérmica que además pro-

duce un cambio de coloración característico en la cal. El in-

cremento en el cambio de color indica que la cal sodada se

está gastando. Debe cambiarse cuando la mitad o más del

volumen de la cal ha cambiado de color para evitar la reinha-

lación de CO2.

El correcto funcionamiento de las válvulas unidirecciona-

les es también muy importante y debe ser comprobado para

evitar la reinhalación de CO2. El capnógrafo es la mejor téc-

nica para comprobar si existe o no reinhalación de CO2 con

cualquier circuito (ver capítulo 11, apdo. Monitorización del

sistema respiratorio).

El funcionamiento del circuito circular se resume en la fi-

gura 3.

Circuitos sin reinhalaciónEstos circuitos son los de Mapleson, clasificados en función

de su configuración en A, B, C, D, E y F. Los más utilizados

clínicamente son los circuitos A, D, E y F.

Todos se caracterizan por no poseer cal sodada, ni válvulas

unidireccionales, por lo que la eliminación del CO2 depende

de un adecuado FGF (superior al volumen minuto) y por ello

también se denominan circuitos semiabiertos. Todos estos

sistemas poseen una bolsa reservorio, tubos corrugados, una

válvula APL y conectado a ella un sistema de evacuación de

gases, una entrada de gas fresco y una conexión al paciente.

El FGF no debe ser alterado durante la anestesia a no ser que

el volumen minuto cambie, por ello es necesario calcular el

volumen minuto del paciente.

En general se utilizan en animales de bajo peso (<10 kg) ya

que en animales más grandes los FGF requeridos serían muy

altos y por tanto poco económicos (la excepción a esto es para

los Mapleson A).

• Circuito semicerrado: FGF ≤ volumen minuto (100 ml/kg/min).

• Circuito cerrado: FGF ≤ 10 ml/kg/min.

De cualquier forma, al comienzo de la anestesia se debe

utilizar siempre un FGF alto (semicerrado) para desnitrogenar

el pulmón y para que la concentración de anestésico inhalato-

rio deseada llegue rápidamente al paciente.

La denominada “anestesia de flujos bajos” consiste en la

administración de un flujo de O2 de mantenimiento que sea

equivalente al consumo del mismo (4-10 ml/kg/min en ani-

males anestesiados). Este tipo de anestesia de flujos bajos

por tanto se suele equiparar al circuito cerrado, pero ha de

tenerse en cuenta que el FGF no es necesariamente igual al

flujo de O2 si se utilizan otros gases (el FGF se debe aumentar

si se utiliza óxido nitroso o aire por encima del flujo mínimo

de O2).

Durante la utilización de un circuito circular como circuito

semicerrado, la válvula ajustable limitadora de presión (APL,

válvula de sobrepresión o pop-off) debe estar completamen-

te abierta, mientras que durante su utilización como circuito

cerrado esta debe estar semicerrada (¡nunca cerrada comple-

tamente!). El exceso de aire del sistema se evacuará por la

válvula APL y será recogido por un sistema de evacuación de

gases (scavenger) tal y como dicta la normativa de seguridad.

Muchos de estos sistemas contienen también un manómetro

para el control de la presión inspiratoria ejercida cuando se

ventila al paciente.

Dependiendo del FGF habrá una mayor proporción (flujos

bajos) o menor proporción (flujos altos) de gases reinhalados

por el paciente procedentes de la bolsa reservorio. La bolsa

reservorio contiene agente inhalatorio en una concentración

menor a la proporcionada por el vaporizador (agente espira-

do < inspirado) y, por tanto, cuando el FGF se disminuye la

profundidad anestésica también disminuirá. Esto implica que,

cuando se desea una mayor profundidad anestésica, bien el

FGF, el dial del vaporizador o ambos deben ser aumentados.

El balón reservorio es importante que sea del tamaño ade-

cuado, dado que balones muy pequeños pueden causar un

aumento de la presión dentro del sistema circular que sea

peligrosa para el paciente, y balones muy grandes disminu-

yen la velocidad de cambio de concentración del gas inspi-

rado. Por lo general, se suele seleccionar un balón reservorio

que presente un volumen 6 veces el volumen corriente (tidal) del paciente.

El sistema de absorción de CO2 más importante y más fre-

cuente es la cal sodada. Se trata de un compuesto que retiene

Volumen minuto =

volumen corriente × frecuencia respiratoria(ml/kg/min)

(respiraciones/min)(ml/kg)

Mapleson AEstos son los circuitos de Magill y Lack (paralelo o coaxial)

(fig. 4). Ambos funcionan de una manera similar. Estos circui-

tos son muy eficientes en respiración espontánea, pero son

muy ineficientes cuando se utiliza ventilación mecánica. Pue-

den ser usados en animales de más de 10 kg (hasta 40 kg) en

respiración espontánea.

Manual de anestesia y analgesia de pequeños animalesManual de anestesia y analgesia de pequeños animales


Analgesia 7

81

LidocaínaLa lidocaína es un anestésico local que puede administrarse

tanto de forma perineural local como parenteral para producir

analgesia. Cuando se administra de forma intravenosa, la lido-

caína reduce los requerimientos anestésicos (reduce la CAM

de los anestésicos inhalatorios), produce analgesia (especial-

mente en dolor de origen neuropático) y posee efectos antia-

rrítmicos. Los efectos de la lidocaína se han atribuido de forma

clásica al bloqueo de los canales de Na+, tanto centrales como

periféricos (ver capítulo 8). Sin embargo, hoy en día existen

estudios que han demostrado efectos farmacológicos de la li-

docaína administrada de forma intravenosa que no se pueden

atribuir exclusivamente al bloqueo de los canales de Na+ y que

pueden ser explicados mediante diferentes hipótesis (aunque

no son el objetivo de este libro).

Cuando se administra en forma de bolo, la lidocaína tiene

un aclaramiento muy rápido que se debe a su distribución

a los órganos altamente vascularizados (musculoesquelético,

pulmón, riñón, hígado y músculo cardiaco). Es un fármaco

que se une en gran medida a proteínas plasmáticas y su me-

tabolización es exclusivamente hepática. Por consiguiente,

debe administrarse con precaución (especialmente en infu-

sión continua) en pacientes hipoproteinémicos y en aquellos

con compromiso hepático. El uso de lidocaína en el gato sigue

siendo un punto de discusión entre anestesiólogos. Muchos

autores la desaconsejan debido a la mayor toxicidad de los

anestésicos locales en esta especie; por otro lado, existen

evidencias sobre el uso de lidocaína en bolos o en infusión

como tratamiento antiarrítmico, estudios sobre la reducción

de la CAM en el gato e incluso casos anecdóticos de su uso

frente al dolor de origen neuropático. Debido a todo esto, no

y/o lidocaína (tabla 9). La administración de ketamina en bolo

o en infusión continua en dosis baja es especialmente útil en el

tratamiento del dolor intenso asociado a una posible hipersensi-

bilidad central en el periodo perioperatorio (p. ej.: lesión traumá-

tica, miembro fantasma). Asimismo, numerosos estudios han

demostrado su capacidad de reducir la CAM de ciertos agentes

inhalatorios, por lo que la administración de ketamina suele ser

rutinaria en protocolos de anestesia equilibrada. En la actuali-

dad no se dispone de un gran número de estudios que docu-

menten el uso de la amantadina en pequeños animales, sin

embargo existen algunas publicaciones que avalan su uso den-

tro de protocolos de analgesia multimodal para el tratamiento

del dolor asociado a osteoartrosis y del dolor crónico en perros.

Anestésicos locales

Como se verá en los capítulos 8 y 9 con más detalle, los

anestésicos locales administrados de forma perineural local

son los únicos fármacos capaces de bloquear por completo

la transmisión del dolor y por lo tanto de producir analgesia

completa de la zona que desensibilizan. Sin embargo, los

anestésicos locales son fármacos extremadamente versátiles

y pueden ser administrados de muchas otras formas tales

como: por vía tópica, por vía interpleural, por inoculación

intracavitaria, a través de catéteres irrigadores de heridas,

mediante la aplicación de parches transdérmicos y por vía

intravenosa (como es el caso de la lidocaína que veremos

más adelante en esta sección).

Para más información con respecto a la farmacología, efec-

tos secundarios y contraindicaciones en el uso de estos fárma-

cos, se puede consultar el capítulo 8.

TABLA 9. Dosis de agentes antagonistas de los receptores NMDA.

Fármaco Dosis Efectos secundarios

Ketamina • Bolo: 0,5-1 mg/kg, IV, IM, SC

• Infusión IV: 0,5-1 mg/kg/h

Puede dar lugar a efectos excitatorios/psicomiméticos si la infusión se mantiene durante un periodo prolongado.

Sulfato de magnesio • Intravenoso:

• Bolo: 50 mg/kg en 15 min

• Infusión: 15 mg/kg/h

• Epidural: 2,5 mg/kg

• Puede dar lugar a hipotensión si se administra vía IV de forma rápida.

• A estas dosis epidurales no se produce bloqueo motor.

Amantadina 3-5 mg/kg/día • Solo por vía oral.

• Interrumpir después de 1-2 semanas y revaluar.

• Administrar dosis más bajas en insuficiencia renal.

80


bradicardia. Los niveles plasmáticos elevados están asociados

con bloqueo neuromuscular y parada cardiaca. Por lo tanto

es importante evitar su administración en pacientes con blo-

queos cardiacos, así como insuficiencia miocárdica. El sulfato

de magnesio es eliminado principalmente por excreción renal,

por lo que se recomienda usar con cuidado y reducir su dosis

en pacientes con insuficiencia renal.

Estos agentes se pueden administrar como parte de un pro-

tocolo de analgesia multimodal, en combinación con opioides

y coma) en aquellas ocasiones en que los niveles plasmáticos

eran elevados y se aproximaban a niveles tóxicos. Sin embargo,

ninguno de estos síntomas ha sido descrito en animales. Asimis-

mo, se sabe que su eliminación se basa en un 90 % en la excre-

ción renal, por lo tanto, se deben disminuir las dosis en aquellos

pacientes que presenten insuficiencia renal.

Con relación al sulfato de magnesio, sus principales efectos

secundarios incluyen la aparición de somnolencia, depresión

o incluso coma, así como debilidad muscular, hipotensión o

TABLA 8. Principales efectos secundarios y contraindicaciones de la administración de AINE.

Sistema Efectos secundarios Contraindicaciones

Perfusión sistémica

La inhibición de ciertas prostaglandinas impide un correcto mantenimiento de la perfusión de distintos órganos.

Hipovolemia, hipotensión, deshidratación e incluso shock.Los AINE pueden exacerbar los efectos de la hipoperfusión a nivel de numerosos órganos.

Gastrointestinal Las prostaglandinas están involucradas en el mantenimiento y protección de la mucosa gastrointestinal al ocuparse de la modulación de la secreción de bicarbonato, de la regeneración celular y de una adecuada perfusión de la mucosa, por lo tanto la inhibición en la producción de estas prostaglandinas puede alterar el correcto mantenimiento de la función gastrointestinal.

Úlceras o lesiones gastrointestinales.

Hepático Se produce un aumento en los niveles de transaminasas hepáticas tras un uso prolongado o excesivo de AINE.

Insuficiencia hepática.Los AINE pueden impedir la correcta perfusión del hígado.

Renal La inhibición de prostaglandinas de origen renal puede impedir el correcto mantenimiento de la perfusión renal, pudiendo dar lugar a una insuficiencia renal aguda.

Insuficiencia renal.

Plaquetas La inhibición de COX-1 interrumpe la formación de tromboxano A2 de forma tal que la hemostasia por agregación plaquetaria y vasoconstricción se altera. Los agentes COX-2 selectivos o preferenciales no alteran la función plaquetaria. Sin embargo sí alteran el equilibrio entre tromboxano y prostaciclina de forma tal que tanto la agregación plaquetaria como la vasoconstricción resulten excesivas y no equilibradas y se produzcan episodios de tromboembolismo.

• Coagulopatías.

• En el periodo perioperatorio (AINE no selectivos): por el aumento del riesgo de sangrado. Se recomienda la interrupción de su administración entre 10 y 14 días antes de un procedimiento electivo.

Reproductor La inhibición de las prostaglandinas puede alterar funciones reproductivas como el desarrollo normal de la ovulación, de la implantación embrionaria, del parto e incluso del cierre fisiológico del conducto arterioso en el neonato.

• Periodo reproductivo, gestante o en lactación.

• Pacientes menores de 6 semanas.

Respiratorio El equilibrio del metabolismo del ácido araquidónico se desplaza hacia la actividad de la enzima lipooxigenasa (LOX) al inhibirse la producción de COX, pudiendo provocar un aumento significativo de la síntesis de leucotrienos que dé lugar a broncoespasmo.

Monitorización de la función respiratoria tras la administración.


Analgesia 7

81

LidocaínaLa lidocaína es un anestésico local que puede administrarse

tanto de forma perineural local como parenteral para producir

analgesia. Cuando se administra de forma intravenosa, la lido-

caína reduce los requerimientos anestésicos (reduce la CAM

de los anestésicos inhalatorios), produce analgesia (especial-

mente en dolor de origen neuropático) y posee efectos antia-

rrítmicos. Los efectos de la lidocaína se han atribuido de forma

clásica al bloqueo de los canales de Na+, tanto centrales como

periféricos (ver capítulo 8). Sin embargo, hoy en día existen

estudios que han demostrado efectos farmacológicos de la li-

docaína administrada de forma intravenosa que no se pueden

atribuir exclusivamente al bloqueo de los canales de Na+ y que

pueden ser explicados mediante diferentes hipótesis (aunque

no son el objetivo de este libro).

Cuando se administra en forma de bolo, la lidocaína tiene

un aclaramiento muy rápido que se debe a su distribución

a los órganos altamente vascularizados (musculoesquelético,

pulmón, riñón, hígado y músculo cardiaco). Es un fármaco

que se une en gran medida a proteínas plasmáticas y su me-

tabolización es exclusivamente hepática. Por consiguiente,

debe administrarse con precaución (especialmente en infu-

sión continua) en pacientes hipoproteinémicos y en aquellos

con compromiso hepático. El uso de lidocaína en el gato sigue

siendo un punto de discusión entre anestesiólogos. Muchos

autores la desaconsejan debido a la mayor toxicidad de los

anestésicos locales en esta especie; por otro lado, existen

evidencias sobre el uso de lidocaína en bolos o en infusión

como tratamiento antiarrítmico, estudios sobre la reducción

de la CAM en el gato e incluso casos anecdóticos de su uso

frente al dolor de origen neuropático. Debido a todo esto, no

y/o lidocaína (tabla 9). La administración de ketamina en bolo

o en infusión continua en dosis baja es especialmente útil en el

tratamiento del dolor intenso asociado a una posible hipersensi-

bilidad central en el periodo perioperatorio (p. ej.: lesión traumá-

tica, miembro fantasma). Asimismo, numerosos estudios han

demostrado su capacidad de reducir la CAM de ciertos agentes

inhalatorios, por lo que la administración de ketamina suele ser

rutinaria en protocolos de anestesia equilibrada. En la actuali-

dad no se dispone de un gran número de estudios que docu-

menten el uso de la amantadina en pequeños animales, sin

embargo existen algunas publicaciones que avalan su uso den-

tro de protocolos de analgesia multimodal para el tratamiento

del dolor asociado a osteoartrosis y del dolor crónico en perros.

Anestésicos locales

Como se verá en los capítulos 8 y 9 con más detalle, los

anestésicos locales administrados de forma perineural local

son los únicos fármacos capaces de bloquear por completo

la transmisión del dolor y por lo tanto de producir analgesia

completa de la zona que desensibilizan. Sin embargo, los

anestésicos locales son fármacos extremadamente versátiles

y pueden ser administrados de muchas otras formas tales

como: por vía tópica, por vía interpleural, por inoculación

intracavitaria, a través de catéteres irrigadores de heridas,

mediante la aplicación de parches transdérmicos y por vía

intravenosa (como es el caso de la lidocaína que veremos

más adelante en esta sección).

Para más información con respecto a la farmacología, efec-

tos secundarios y contraindicaciones en el uso de estos fárma-

cos, se puede consultar el capítulo 8.

TABLA 9. Dosis de agentes antagonistas de los receptores NMDA.

Fármaco Dosis Efectos secundarios

Ketamina • Bolo: 0,5-1 mg/kg, IV, IM, SC

• Infusión IV: 0,5-1 mg/kg/h

Puede dar lugar a efectos excitatorios/psicomiméticos si la infusión se mantiene durante un periodo prolongado.

Sulfato de magnesio • Intravenoso:

• Bolo: 50 mg/kg en 15 min

• Infusión: 15 mg/kg/h

• Epidural: 2,5 mg/kg

• Puede dar lugar a hipotensión si se administra vía IV de forma rápida.

• A estas dosis epidurales no se produce bloqueo motor.

Amantadina 3-5 mg/kg/día • Solo por vía oral.

• Interrumpir después de 1-2 semanas y revaluar.

• Administrar dosis más bajas en insuficiencia renal.

80


bradicardia. Los niveles plasmáticos elevados están asociados

con bloqueo neuromuscular y parada cardiaca. Por lo tanto

es importante evitar su administración en pacientes con blo-

queos cardiacos, así como insuficiencia miocárdica. El sulfato

de magnesio es eliminado principalmente por excreción renal,

por lo que se recomienda usar con cuidado y reducir su dosis

en pacientes con insuficiencia renal.

Estos agentes se pueden administrar como parte de un pro-

tocolo de analgesia multimodal, en combinación con opioides

y coma) en aquellas ocasiones en que los niveles plasmáticos

eran elevados y se aproximaban a niveles tóxicos. Sin embargo,

ninguno de estos síntomas ha sido descrito en animales. Asimis-

mo, se sabe que su eliminación se basa en un 90 % en la excre-

ción renal, por lo tanto, se deben disminuir las dosis en aquellos

pacientes que presenten insuficiencia renal.

Con relación al sulfato de magnesio, sus principales efectos

secundarios incluyen la aparición de somnolencia, depresión

o incluso coma, así como debilidad muscular, hipotensión o

TABLA 8. Principales efectos secundarios y contraindicaciones de la administración de AINE.

Sistema Efectos secundarios Contraindicaciones

Perfusión sistémica

La inhibición de ciertas prostaglandinas impide un correcto mantenimiento de la perfusión de distintos órganos.

Hipovolemia, hipotensión, deshidratación e incluso shock.Los AINE pueden exacerbar los efectos de la hipoperfusión a nivel de numerosos órganos.

Gastrointestinal Las prostaglandinas están involucradas en el mantenimiento y protección de la mucosa gastrointestinal al ocuparse de la modulación de la secreción de bicarbonato, de la regeneración celular y de una adecuada perfusión de la mucosa, por lo tanto la inhibición en la producción de estas prostaglandinas puede alterar el correcto mantenimiento de la función gastrointestinal.

Úlceras o lesiones gastrointestinales.

Hepático Se produce un aumento en los niveles de transaminasas hepáticas tras un uso prolongado o excesivo de AINE.

Insuficiencia hepática.Los AINE pueden impedir la correcta perfusión del hígado.

Renal La inhibición de prostaglandinas de origen renal puede impedir el correcto mantenimiento de la perfusión renal, pudiendo dar lugar a una insuficiencia renal aguda.

Insuficiencia renal.

Plaquetas La inhibición de COX-1 interrumpe la formación de tromboxano A2 de forma tal que la hemostasia por agregación plaquetaria y vasoconstricción se altera. Los agentes COX-2 selectivos o preferenciales no alteran la función plaquetaria. Sin embargo sí alteran el equilibrio entre tromboxano y prostaciclina de forma tal que tanto la agregación plaquetaria como la vasoconstricción resulten excesivas y no equilibradas y se produzcan episodios de tromboembolismo.

• Coagulopatías.

• En el periodo perioperatorio (AINE no selectivos): por el aumento del riesgo de sangrado. Se recomienda la interrupción de su administración entre 10 y 14 días antes de un procedimiento electivo.

Reproductor La inhibición de las prostaglandinas puede alterar funciones reproductivas como el desarrollo normal de la ovulación, de la implantación embrionaria, del parto e incluso del cierre fisiológico del conducto arterioso en el neonato.

• Periodo reproductivo, gestante o en lactación.

• Pacientes menores de 6 semanas.

Respiratorio El equilibrio del metabolismo del ácido araquidónico se desplaza hacia la actividad de la enzima lipooxigenasa (LOX) al inhibirse la producción de COX, pudiendo provocar un aumento significativo de la síntesis de leucotrienos que dé lugar a broncoespasmo.

Monitorización de la función respiratoria tras la administración.

Manual de anestesia y analgesia de pequeños animalesManual de anestesia y analgesia de pequeños animales


Anestesia locorregional 9

119

Área desensibilizadaMandíbula y encía de la arcada dentaria

inferior, mentón (la extensión depende

de si es unilateral o bilateral) y labio

inferior.

Material necesario• Aguja de 25 mm y 22 G.

• 0,3-1 ml de solución anestésica.

ComplicacionesGenerales a todos los bloqueos locales.

NotaBloqueo extremadamente útil para ex-

tracciones dentales.

Área desensibilizadaMandíbula rostral y labio inferior rostral.

Material necesario• Aguja de 15 mm y 22 o 25 G.

• 0,3-0,6 ml de solución anestésica.




Nervios mandibular/alveolar inferior

Nervios alveolar inferior/mentoniano

1. Localizar el foramen mentoniano ventral al segundo premolar de la arcada

inferior.

2. Introducir la aguja ligeramente más rostral a este punto.

3. Avanzar la aguja intentando localizar con la punta de la misma el foramen

mentoniano.

4. Cuando se alcance el foramen, introducir la aguja cuanto sea posible,

aspirar e inyectar.

Técnica paso a paso


1. Desde el interior de la cavidad bucal, localizar el nervio a su entrada

en el foramen mandibular, inmediatamente craneal al proceso angular.

2. De forma percutánea, introducir la aguja a medio camino entre el proceso

angular y la parte más rostral de la rama de la mandíbula.

3. Avanzar la aguja medial a la mandíbula y dirigiéndola contra el hueso

en la dirección del foramen mandibular.

4. Una vez alcanzado el mismo, aspirar e inyectar.

118


BLOQUEOS ANESTÉSICOS PASO A PASO

Área desensibilizadaMaxilar superior, paladar duro y blando

(la extensión depende de si el bloqueo

es bilateral o unilateral) y piel sobre el

maxilar y labio superior.





tracciones dentales y para rinoscopias.

Área desensibilizadaMaxilar superior rostral, paladar duro

rostral, suelo de la cavidad nasal, piel

ventral al canal infraorbitario y labio

superior.





tracciones dentales y cirugía facial y

maxilar.

Nervio maxilar

Nervio infraorbitario

1. Localizar el punto 5 mm craneal a la rama de la mandíbula

e inmediatamente ventral al arco cigomático.

2. Introducir la aguja en este punto en un ángulo de 90º con respecto a la piel.

3. Avanzar la aguja perpendicular al eje de la cabeza o dirigirla hacia

el colmillo contraleral.

4. Cuando se alcance el hueso alrededor del foramen maxilar

o del infraorbitario, aspirar e inyectar.

1. Localizar el foramen infraorbitario aproximadamente a nivel del premolar P3 y

a medio camino entre el borde dorsal del hocico y la arcada dentaria superior.

2. Introducir la aguja en el canal. Puede hacerse vía percutánea o intraoral

(elevando el labio superior).

3. Avanzar la aguja tanto como sea posible (dentro del margen de seguridad).

4. Aspirar e inyectar.



ANEXO


Anestesia locorregional 9

119

Área desensibilizadaMandíbula y encía de la arcada dentaria

inferior, mentón (la extensión depende

de si es unilateral o bilateral) y labio

inferior.






Área desensibilizadaMandíbula rostral y labio inferior rostral.

Material necesario• Aguja de 15 mm y 22 o 25 G.





Nervios mandibular/alveolar inferior

Nervios alveolar inferior/mentoniano

1. Localizar el foramen mentoniano ventral al segundo premolar de la arcada

inferior.

2. Introducir la aguja ligeramente más rostral a este punto.

3. Avanzar la aguja intentando localizar con la punta de la misma el foramen

mentoniano.

4. Cuando se alcance el foramen, introducir la aguja cuanto sea posible,

aspirar e inyectar.



1. Desde el interior de la cavidad bucal, localizar el nervio a su entrada

en el foramen mandibular, inmediatamente craneal al proceso angular.

2. De forma percutánea, introducir la aguja a medio camino entre el proceso

angular y la parte más rostral de la rama de la mandíbula.

3. Avanzar la aguja medial a la mandíbula y dirigiéndola contra el hueso

en la dirección del foramen mandibular.

4. Una vez alcanzado el mismo, aspirar e inyectar.

118


BLOQUEOS ANESTÉSICOS PASO A PASO

Área desensibilizadaMaxilar superior, paladar duro y blando

(la extensión depende de si el bloqueo

es bilateral o unilateral) y piel sobre el

maxilar y labio superior.





tracciones dentales y para rinoscopias.

Área desensibilizadaMaxilar superior rostral, paladar duro

rostral, suelo de la cavidad nasal, piel

ventral al canal infraorbitario y labio

superior.





tracciones dentales y cirugía facial y

maxilar.

Nervio maxilar

Nervio infraorbitario

1. Localizar el punto 5 mm craneal a la rama de la mandíbula

e inmediatamente ventral al arco cigomático.

2. Introducir la aguja en este punto en un ángulo de 90º con respecto a la piel.

3. Avanzar la aguja perpendicular al eje de la cabeza o dirigirla hacia

el colmillo contraleral.

4. Cuando se alcance el hueso alrededor del foramen maxilar

o del infraorbitario, aspirar e inyectar.

1. Localizar el foramen infraorbitario aproximadamente a nivel del premolar P3 y

a medio camino entre el borde dorsal del hocico y la arcada dentaria superior.

2. Introducir la aguja en el canal. Puede hacerse vía percutánea o intraoral

(elevando el labio superior).

3. Avanzar la aguja tanto como sea posible (dentro del margen de seguridad).

4. Aspirar e inyectar.



ANEXO



Fluidoterapia 13

175

FIGURA 12. Cristaloides isotónicos: NaCl al 0,9 % (a), lactato de Ringer (b) e Isofundin© (c).

Isotónicos Son aquellos que presentan una osmolaridad similar a la del

plasma. Algunos ejemplos son: lactato de Ringer, NaCl al

0,9 % e Isofundin©. En el caso del lactato de Ringer, el lacta-

to ejerce como precursor del bicarbonato, por lo que su uso

está indicado en situaciones de acidosis metabólica. El NaCl

al 0,9 % es un suero altamente acidificante debido a su alto

contenido en cloro. Es por eso que su uso está indicado en

situaciones de hipocloremia asociadas a alcalosis. Asimismo,

sus elevados niveles en sodio favorecen la calciuresis en situa-

ciones de hipercalcemia. Por último, es el suero de elección

en situaciones de enfermedad de Addison, dado que permite

corregir la hiponatremia y la hiperpotasemia (fig. 12).

Hipotónicos Son aquellos que presentan una osmolaridad menor a la del

plasma. En el caso de la glucosa al 5 % en agua, una vez que

la glucosa ha sido metabolizada por el organismo, esta solu-

ción consiste únicamente en agua. Su uso queda por tanto

limitado a la corrección de pérdidas de agua pura, hipernatre-

mia o a la dilución/reconstitución de ciertos fármacos (fig. 13).

a b c

FIGURA 13. Cristaloide hipotónico (glucosa al 5 % en agua).

174


Todas estas soluciones cristaloides y coloides son, en general,

de naturaleza ácida, presentando un pH inferior al plasmático

(7,35-7,45). Por ello, muchas son diseñadas con la inclusión

de sustancias capaces de ejercer una función de tampón. Es-

tas sustancias suelen ser diferentes aniones (como el lactato,

acetato, malato o gluconato) capaces de donar bicarbonato a

la solución. Para ello, todos estos aniones deben ser metabo-

lizados por diferentes órganos (el lactato por el hígado, pero el

acetato y el malato pueden ser metabolizados por el músculo,

por ejemplo), de forma tal que uno de los productos de este

metabolismo de naturaleza oxidativa es el bicarbonato. En el

caso del lactato, sin embargo, existen otros dos mecanismos

capaces de generar moléculas de bicarbonato: la gluconeogé-

nesis y su oxidación a CO2 y agua. Por lo tanto y en función de

la presencia o ausencia de sustancias tampón, las diferentes

soluciones pueden clasificarse en:

• Tamponadas: aquellas soluciones que incluyen en su for-

mulación algún anión capaz de ser precursor de moléculas

de bicarbonato tras ser metabolizado. En el caso de los co-

loides, se trata de aquellos formulados en soluciones tam-

ponadas. Ejemplos de este tipo de soluciones son: lactato

de Ringer, Isofundin© e Isohes©.

• Notamponadas: aquellas soluciones que no los contienen,

o en el caso de los coloides, aquellos que son formulados

en NaCl al 0,9 %, por ejemplo: NaCl al 0,9 % y Hemohes©.

CristaloidesLos cristaloides a su vez pueden ser clasificados según su os-

molaridad en isotónicos, hipertónicos o hipotónicos, depen-

diendo de su osmolaridad comparada con la osmolaridad del

plasma.

Clasificación

Las diferentes soluciones empleadas para la fluidoterapia se

diferencian en su naturaleza y en su pH. En función de su

naturaleza podemos clasificarlas en:

• Cristaloides: se trata de soluciones acuosas de iones,

tampones y glucosa en diferentes concentraciones, osmo-

laridad y pH. Por lo general, a pesar de generar movimien-

tos netos de agua dependiendo de su osmolaridad, todos

estos movimientos cesan pasado un tiempo y, al cabo

de aproximadamente una hora tras su administración, el

75-85 % del volumen administrado se redistribuye y ree-

quilibra fuera del espacio intravenoso. Es decir, el agua

pasa al espacio intersticial o intracelular y por lo tanto no

mantiene el volumen intravascular por mucho tiempo.

Por ello, los cristaloides se suelen administrar para co-

rregir déficits en el espacio intersticial. Ejemplos de estas

soluciones son: NaCl al 0,9 %, lactato de Ringer y NaCl

al 4,5 %.

• Coloides: se trata de soluciones de partículas de alto peso

molecular que permanecen en el espacio intravascular. Es-

tas moléculas por un lado son capaces de atraer sodio y

agua desde el intersticio, creando un movimiento de agua

desde el intersticio hacia el interior del vaso y, por otro, pue-

den retener el agua sobre su superficie gracias a la existen-

cia de cargas positivas. Es decir, los coloides garantizan la

expansión del volumen plasmático y su posterior manteni-

miento. Por ello, se suelen administrar para corregir déficits

de volumen en el espacio intravascular. Ejemplos de estas

soluciones son las de hidroxietilalmidón (hetastarch), albú-

mina y el plasma.

Sistemas de goteo por gravedad

Para determinar la velocidad de infusión en sistemas de goteo por gravedad, se debe expresar la velocidad en gotas/segundo.

Ejemplo:perro de 3 kg, velocidad de infusión de 5 ml/kg/h con sistema de 60 gotas/ml.

De forma resumida:

Bomba de infusión o perfusor

Para determinar la velocidad de infusión mediante bomba de infusión o perfusor, se debe expresar la velocidad en ml/h.

Ejemplo:Perro de 45 kg, velocidad de infusión de 5 ml/kg/h.

5 ml/kg/h x 45 kg = 225 ml/h

CUADRO 1. Cálculo de velocidades de infusión.

5 ml/kg/h x 3 kg x = 0,25 gotas/segundo 1 gota/4 segundos60 gotas1 ml

1 hora60 min

1 minuto60 s

x x

pesoxvelocidaddeinfusiónxfactordelsistema(20o60)

3.600


Reanimación cardiopulmonar 15

207

ANEXO

Paciente inconsciente y en apnea

Soporte vital básicoCambio de compresor

Terminar un ciclo completo = 2 minutos

Iniciar la RCP inmediatamente

Soporte vital básico (SVB)1 ciclo completo = 2 minutos

compresiones/ventilación ininterrumpidas

Soporte vital avanzado (SVA)

2

100-120/min• En decúbito lateral • 1/3 - 1/2 de la profundidad del tórax

Monitorización• Electrocardiograma (ECG)• Porcentaje de CO

2

espirado (EtCO2)

• >15 mm Hg = buenas compresiones

Antagonistas• Opioides: naloxona• Agonistas α2: atipamezol• Benzodiacepinas:

flumacenilo

Obtención de acceso vascular

10/min• Intubación en

decúbito lateral• Compresiones simultáneas

o

C:V = 30:2• Intercalar

ventilación entre compresiones

100-120/min

1

3 4 5

Algoritmopos-PCR

RCE: retorno de la circulación espontánea.FV: fibrilación ventricular.

TV: taquicardia ventricular.AESP: actividad eléctrica sin pulso.

•Continuar SVB y cargar el desfibrilador.• Despejar la zona y dar una descarga o golpe

precordial, si no desfibrilador.• En FV/TV prolongadas, considerar:•Amiodarona o lidocaína.•Epinefrina/vasopresina en ciclos alternos.•Aumentar la dosis del desfibrilador un 50 %.

Evaluar paciente y ECG

FV/TV sin pulso Asistolia/AESP

•Dosis baja de epinefrina y/o vasopresina en ciclos SVB alternos.

• Considerar la administración de atropina en ciclos SVB alternos.

• En PCR prolongadas >10 minutos, considerar:•Dosis alta de epinefrina.•Bicarbonato.

RCE

Compresiones torácicas Ventilación

ALGORITMO DE LA REANIMACIÓN CARDIOPULMONAR

Adaptado del algoritmo de la iniciativa RECOVER, con permiso.


Centro Empresarial El Trovador, planta 8, oficina I • Plaza Antonio Beltrán Martínez, 1 50002 Zaragoza (España) • Tel.: +34 976 461 480 • Fax: +34 976 423 000 • www.grupoasis.com


dosier de presentación - grupo asís biomedia s.l. · 2014-01-31 · anestesia, desde la...

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