AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE HONGOS FITOPATOGENOS
PRESENTES EN UN CULTIVO DE Vitis vinifera, L VARIEDAD
Chardonnay LOCALIZADO EN LA VEREDA EL PAPAYO
MUNICIPIO DE SOGAMOSO BOYACA.
JUANA MARCELA CANTOR CAMARGO
FRANCY SORAYA LUENGAS OLAVE
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL
BOGOTA D. C.
2001
AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE HONGOS FITOPATOGENOS
PRESENTES EN UN CULTIVO DE Vitis vinifera, L VARIEDAD
Chardonnay LOCALIZADO EN LA VEREDA EL PAPAYO
MUNICIPIO DE SOGAMOSO BOYACA.
JUANA MARCELA CANTOR CAMARGO
FRANCY SORAYA LUENGAS OLAVE
TRABAJO DE GRADO PRESENTADO COMO REQUISITO PARCIAL
PARA OPTAR EL TITULO DE MICROBIOLOGO INDUSTRIAL
__________________________ _______________________
MARIA EUGENIA RODRIGUEZ. LUIS DAVID GOMEZ.
DIRECTOR. CODIRECTOR.
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL
BOGOTA D. C.
2001
AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE HONGOS FITOPATOGENOS
PRESENTES EN UN CULTIVO DE Vitis vinifera, L VARIEDAD
Chardonnay LOCALIZADO EN LA VEREDA EL PAPAYO
MUNICIPIO DE SOGAMOSO BOYACA.
JUANA MARCELA CANTOR CAMARGO
FRANCY SORAYA LUENGAS OLAVE
__________________________ ___________________________
MARTÍN ALONSO BAYONA R. ANDREA CAROLINA AGUIRRE.
JURADO. JURADO.
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL
BOGOTA D. C.
2001
AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE HONGOS FITOPATOGENOS
PRESENTES EN UN CULTIVO DE Vitis vinifera, L VARIEDAD
Chardonnay LOCALIZADO EN LA VEREDA EL PAPAYO
MUNICIPIO DE SOGAMOSO BOYACA.
JUANA MARCELA CANTOR CAMARGO
FRANCY SORAYA LUENGAS OLAVE
___________________________ ____________________________
Dr. CARLOS CORREDOR P.H.D AURA ROSA MANASCERO.
DECANO ACADEMICO. DIRECTORA DE CARRERA.
FACULTAD DE CIENCIAS. MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL.
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL
BOGOTA D. C.
2001
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución No 13 de Julio de 1946: “La Universidad no se
hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus tesis
de grado”.
A Dios por ser guía espiritual, a la memoria de nuestros padres
que desde el cielo se regocijan al vernos escalar un peldaño
mas en nuestras vidas, a nuestras madres por su tenacidad,
infinito amor y sabios consejos, a R. y J. que soportaron
junto a nosotras las largas jornadas de trabajo y a nuestros
hermanos quienes nos motivaron a seguir luchando por grandes
ideales.
FRANCY Y MARCELA.
AGRADECIMIENTOS
Al Ingeniero Maria Eugenia Rodríguez por su hospitalidad y empeño para el
desarrollo del presente trabajo.
Al Doctor Luis David Gómez quien con su paciencia, asesoría y múltiples
recomendaciones, nos guió hasta el final.
A las Doctoras del Laboratorio de Salud Pública de Cundinamarca Mariela
Ulloa, Beatriz Galvis de Colmenares y Maria del Pilar Carrillo quienes nos
abrieron las puertas de su lugar de trabajo.
A la Doctora Luisa Gutiérrez de Laverde por permitirnos adelantar el estudio
en algunas ocasiones.
A la Doctora Ana Maria Uribe del Departamento de Patología de la Pontificia
Universidad Javeriana por su colaboración y buena voluntad.
A nuestras familias por brindarnos su apoyo económico y moral para llevar a
feliz término nuestro Trabajo de Grado.
A nuestros amigos y todas aquellas personas que de una u otra manera
intervinieron activamente en la culminación de este trabajo.
TABLA DE CONTENIDOS
RESUMEN X
OBJETIVOS XII
JUSTIFICACIÓN XIII
INTRODUCCIÓN 14
1 REVISION BIBLIOGRAFICA 16
1.1 ANTECEDENTES 16
1.2 ORIGEN DE LA VID 16
1.3 CLASIFICACION TAXONOMICA DE LA VID 17
1.4 MORFOLOGIA DE LA VID 18
1.4.1 Raíz 18
1.4.2 Tallo 18
1.4.3 Hojas 19
1.4.4 Flor 19
1.4.5 Fruto 19
1.5 CICLO VEGETATIVO DE LA VID 20
1.5.1 Desborre 20
1.5.2 Crecimiento 20
1.5.3 Agostamiento 21
1.5.4 Caída De Las Hojas 21
1.5.5 Latencia De Las Yemas 21
1.6 CICLO REPRODUCTOR DE LA VID 22
1.6.1 Floración – Fecundación 22
1.6.2 Desarrollo Del Fruto Verde 23
1.6.3 Envero 23
1.7 AGROECOLOGIA 23
1.7.1 Clima 23
1.7.2 Suelos 24
1.7.3 Requerimientos Nutricionales 24
1.8 IMPORTANCIA ECONOMICA 25
1.9 DISTRIBUCION DEL CULTIVO 25
1.10 VARIEDAD CHARDONNAY 26
1.10.1 Descripción 28
1.10.2 Aptitudes 28
1.10.3 Importancia cultural 30
1.11 VEREDA EL PAPAYO 31
1.12 FITOPATOLOGIA 32
1.13 HONGOS 33
1.13.1 Características De Hongos 33
1.13.2 Reproducción De Hongos 34
1.13.2.1 Reproducción asexual 35
1.13.2.2 Reproducción sexual 35
1.14 PATOGENOS DE LA VID 36
1.14.1 Mildiú 36
1.14.1.1 Agente causal 37
1.14.1.2 Taxonomía 37
1.14.1.3 Historia 37
1.14.1.4 Ciclo de vida 37
1.14.1.5 Síntomas y daños 38
1.14.1.6 Factores ambientales 40
1.14.2 Podredumbre Gris 41
1.14.2.1 Agente causal 41
1.14.2.2 Taxonomía 41
1.14.2.3 Historia 41
1.14.2.4 Ciclo de vida 41
1.14.2.5 Síntomas y daños 43
1.14.2.6 Factores ambientales 45
1.14.3 Podredumbres Secundarias 45
1.14.3.1 Agentes causales 45
1.14.3.2 Taxonomía Podredumbres Secundarias 48
1.14.3.3 Ciclo de vida 49
1.14.3.4 Síntomas y daños 50
1.14.3.5 Factores ambientales 52
1.15 OTRAS PATOLOGÍAS 52
1.16 CONTROL BIOLÓGICO 53
1.17 ANTAGONISMO 54
1.17.1 Mecanismos De Acción 55
1.17.2 Factores Externos 55
1.18 Trichoderma 56
1.18.1 Taxonomía 57
1.19 ACTINOMICETOS 57
1.19.1 Actinomyces 59
1.19.2 Nocardia 59
1.19.3 Streptomyces 60
2 MATERIALES Y METODOS 61
2.1 INSPECCIÓN DE CAMPO 61
2.2 RECOLECCION DE MUESTRAS 62
2.3 TRANSPORTE DE MUESTRAS 64
2.4 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS 64
2.4.1 Hojas 66
2.4.2 Suelos 68
2.5 PRUEBAS DE ANTAGONISMO 68
2.5.1 Técnica De Enfrentamiento 70
2.5.2 Técnica De Micoparasitismo In Vitro 71
2.5.3 Técnica De Inhibición por actinomicetos 73
3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 75
3.1 HONGOS 75
3.1.1 Determinación de las tasas de crecimiento de
patógenos y antagonista 76
3.1.2 Hongos de Filósfera 76
3.1.3 Hongos de Rizósfera 81
3.2 ACTINOMICETOS 84
3.2.1 Actinomicetos del suelo 84
3.2.2 Pruebas Bioquímicas 87
3.3 TECNICA DE ENFRENTAMIENTO 90
3.4 TECNICA DE MICOPARASITISMO 93
3.5 TECNICA DE INHIBICIÓN POR ACTINOMICETOS 95
4 CONCLUSIONES 104
5 RECOMENDACIONES 107
GLOSARIO 108
BIBLIOGRAFÍA 112
ANEXOS 117
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Fotografía Variedad Chardonnay. 29
Figura 2. Fotografía Variedad Chardonnay. 29
Figura 3. Vista General Del Viñedo. 32
Figura 4. Condiciones Para Que Ocurra Patología En Plantas. 33
Figura 5. Ciclo De Vida De Plasmopara viticola. 39
Figura 6. Síntomas De Plasmopara viticola Sobre Hojas
(Mildiú Velloso). 40
Figura 7. Ciclo De Vida De Botrytis cinerea. 42
Figura 8. Síntoma De Ataque En Hojas. 44
Figura 9. Ataque En Brote Joven. 44
Figura 10. Estructuras Microscópicas De Alternaria sp., Botrytis
sp., Cladosporium sp. 47
Figura 11. Ciclo De Vida De Rhizopus nigricans. 49
Figura 12. Daños de Alternaria sp. 50
Figura 13. Daños de Cladosporium sp. 51
Figura 14. Daños Producidos Por Penicillium sp. 51
Figura 15. Daños Producidos Por Rhizopus sp. 52
Figura 16. Evaluación Del Viñedo. 62
Figura 17. Estado De Evolución De Las Plantas. 62
Figura 18. Muestreo De Filósfera. 63
Figura 19. Muestreo De Rizósfera. 64
Figura 20. Diagrama De La Técnica De Enfrentamiento. 71
Figura 21. Diagrama De La Técnica De Micoparasitismo. 72
Figura 22. Diagrama De La Técnica De Inhibición Por
Actinomicetos. 74
Figura 23. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En
Filósfera. 77
Figura 24. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De
Alternaria Sp. 78
Figura 25. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De
Botrytis sp. 79
Figura 26. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De
Cladosporium sp. 80
Figura 27. Estructura Microscópica De Plasmopara viticola. 81
Figura 28. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En
Rizósfera. 82
Figura 28. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas de
Trichoderma sp. 83
Figura 30. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De
Actinomyces sp. 85
Figura 31. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De
Nocardia sp. 86
Figura 32. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De
Streptomyces sp. 87
Figura 33. Pruebas Bioquímicas Para Nocardia sp. 89
Figura 34. Pruebas Bioquímicas Para Streptomyces sp. 89
Figura 35. Pruebas Bioquímicas Para Actinomyces sp. 89
Figura 36. Trichoderma sp. vs. Alternaria sp. 91
Figura 37. Trichoderma sp. Vs. Botrytis sp. 92
Figura 38. Trichoderma sp. Vs. Cladosporium sp. 92
Figura 39. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Alternaria sp. 93
Figura 40. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Botrytis sp. 94
Figura 41. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Cladosporium
sp. 94
Figura 42. Actinomyces sp. vs. Alternaria sp. 95
Figura 43. Nocardia sp. vs. Alternaria sp. 96
Figura 44. Streptomyces sp. vs. Alternaria sp. 97
Figura 45. Actinomyces sp. vs. Botrytis sp. 98
Figura 46. Nocardia sp. vs. Botrytis sp. 99
Figura 47. Streptomyces sp. vs. Botrytis sp. 100
Figura 48. Actinomyces sp. Vs. Cladosporium sp. 101
Figura 49. Nocardia sp. vs. Cladosporium sp. 102
Figura 50. Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp. 103
Figura 51. Síntomas De Oídio En El Haz De Hojas. 120
Figura 52. Síntomas De Oídio En El Envés De Hojas. 120
Figura 53. Estructura Microscópicas de Uncinula necator. 121
Figura 54. Lesiones Típicas De Black – Rot En Hojas De Vid. 121
Figura 55. Síntomas De Yesca o Apoplejía Parasitaria En
Hojas. 122
LISTA DE ANEXOS
Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid. 117
Anexo B. Fotografías De Otras Patologías. 120
Anexo C. Clasificación Taxonómica De Actinomicetos Del Suelo. 124
Anexo D. Medios De Cultivo. 125
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Filósfera 76
Tabla 2. Crecimiento Radial De Alternaria sp. 77
Tabla 3. Crecimiento Radial De Botrytis sp. 79
Tabla 4. Crecimiento Radial De Cladosporium sp. 81
Tabla 5. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Rizósfera 82
Tabla 6. Crecimiento Radial De Trichoderma sp. 83
Tabla 7. Pruebas Bioquímicas Para Identificar Actinomicetos 88
Tabla 8. Escala de Evaluación de la Capacidad Competitiva de
Trichoderma sp. In Vitro.
90
Tabla 9. Porcentaje de Inhibición Actinomyces sp. vs. Alternaria
sp.
95
Tabla 10. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Alternaria sp. 96
Tabla 11. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs. Alternaria
sp.
97
Tabla 12. Porcenta je de Inhibición Actinomyces sp. vs. Botrytis sp. 98
Tabla 13. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Botrytis sp. 99
Tabla 14. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs. Botrytis sp. 100
Tabla 15. Porcentaje de Inhibición Actinomyces sp. vs.
Cladosporium sp.
101
Tabla 16. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Cladosporium
sp.
102
Tabla 17. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs.
Cladosporium sp.
103
RESUMEN
Se aislaron e identificaron hongos fitopatógenos a partir de muestras de
filósfera: Plasmopara vitícola, Botrytis sp., Alternaria sp., Cladosporium sp. Y
Penicillium sp. de un viñedo situado en la Vereda El Papayo, del Municipio de
Sogamoso, Boyacá.
Los hongos aislados se recuperaron a partir de dos muestreos de hojas y
suelos durante los meses de Junio y Julio. De las muestras rizosféricas se
obtuvo Trichoderma sp. y los actinomicetos: Nocardia sp, Streptomyces sp. y
Actinomyces sp. los cuales fueron utilizados para realizar pruebas de
antagonismo in vitro contra los hongos fitopatógenos presentes en la
filósfera.
Se determinó el crecimiento radial de los hongos implicados en el estudio y
se concluyó que Trichoderma sp. presenta una mayor tasa de crecimiento
comparado con los fitopatógenos los cuales crecieron a diferentes
velocidades siendo el más rápido Alternaria sp, seguido por Botrytis sp. y
Cladosporium sp.
Las pruebas de antagonismo se realizaron empleando dos técnicas: una de
enfrentamiento para evaluar el efecto de Trichoderma sp. contra los hongos
fitopatógenos aislados, Trichoderma sp. debido a su alta capacidad de
colonización sobre el patógeno, presentó buen antagonismo, invadiendo y
afectando el desarrollo de la colonia del patógeno, evidenciándose en todos
los casos una clara competencia por espacio que se confirmó mediante
pruebas de micoparasitismo las cuales mostraron siempre interacciones
como entorchamiento, granulación o crecimiento paralelo.
De otra parte la técnica de inhibición por actinomicetos permitió la valoración
de la actividad antagónica de los mismos frente a los microorganismos a
biocontrolar. Dichas pruebas demostraron que Nocardia sp. es el que mayor
efecto antagónico ejerce sobre los fitopatógenos en todos los casos,
Actinomyces sp. no es un buen biocontrolador y Streptomyces sp. presenta
un efecto intermedio entre los dos anteriores.
En cuanto a la sensibilidad de los hongos fitopatógenos se puede afirmar que
Cladosporium sp. es el que mayor índice presenta a diferencia de Botrytis sp.
y Alternaria sp. en su orden.
OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL:
v Aislar e identificar la carga microbiana fúngica patógena presente en
filósfera y rizósfera en un cultivo de Vitis Vinifera L. Variedad
Chardonnay localizado en la Vereda El Papayo, Municipio de Sogamoso,
Departamento de Boyacá.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
v Aislar y caracterizar la carga microbiana fúngica patógena a partir de
material enfermo del cultivo de vid.
v Identificar la carga microbiana presente en muestras de suelo tomadas
en la rizósfera de un cultivo de Vitis vinifera L.
v Determinar la acción de microorganismos biocontroladores sobre los
hongos patógenos aislados e identificados, por medio de pruebas de
antagonismo in vitro.
v Crear un banco de cepas de microorganismos fitopatógenos para
posteriores investigaciones.
JUSTIFICACION
Teniendo en cuenta las condiciones climáticas tropicales del Departamento
de Boyacá se ha planteado en dicha región la viticultura como una alternativa
de producción a la agricultura tradicional presente allí.
El viñedo está expuesto constantemente a múltiples problemas patológicos,
ya que los microorganismos encuentran en el clima de la región un perfecto
microhábitat para desarrollarse, estas patologías dificultan la ejecución de un
control definido si no se conocen el agente causal, el porqué de su aparición
y grado de ataque; parámetros que dependen de la susceptibilidad varietal y
condiciones ambientales de cada zona, hechos que requieren así programas
de control diferentes.
Para obtener uvas sanas, es necesario realizar un estudio mediante
aislamiento y caracterización de hongos patógenos, durante el ciclo
vegetativo de la vid, los cuales afectan la productividad del cultivo y por
consiguiente la economía vitícola. Es importante identificar organismos
propios del mismo hábitat, los cuales pueden ser usados como controles
biológicos, para disminuir el ataque de fitopatógenos a un menor costo.
Siendo este el primer estudio realizado en el viñedo, su importancia reside en
fomentar investigaciones posteriores que garanticen la sanidad del cultivo y
sirvan de instrumento para el conocimiento científico.
INTRODUCCION
El mundo del hombre está lleno de fenómenos fascinantes, pero pocas cosas
hay en el que despierten una admiración y atracción tan totales como esos
seres vivos llamados las plantas. La actitud tan favorable del hombre hacia
el mundo vegetal tiene diferentes causas como son el sentido estético del
hombre y la extraordinaria importancia que tienen los organismos vegetales
para el y su existencia.
Las plantas se encargan de alimentarnos. Sin la fotosíntesis, que consiste
en la transformación de materias inorgánicas en sustancias orgánicas con la
ayuda de la luz solar, no existiría el hombre ni podría haber tampoco
animales.
El hombre, ocasionalmente encuentra factores que disminuyen y en casos
extremos, aniquilan los rendimientos de sus cultivos. Entre estos factores, en
primer plano de importancia, se sitúan las enfermedades de las plantas, la
ciencia encargada de este estudio se denomina fitopatología o patología
vegetal. Esta ciencia estudia: las entidades vivas y las condiciones
ambientales que causan la enfermedad en las plantas; los mecanismos
mediante los cuales éstos factores producen enfermedad; la interacción entre
los agentes causales de la enfermedad y la planta enferma (se establece una
relación simbiótica antagónica que depende de la presencia de un hospedero
susceptible, la prevalencia de un patógeno virulento y la concurrencia de
condiciones ambientales favorables que deben prevalecer durante el tiempo
necesario); los métodos de prevenir o controlar las enfermedades y el cómo
aliviar los daños que estas causan (Agrios, 1998).
Las enfermedades son procesos biológicos dinámicos, variables en magnitud
e intensidad. Esto explica la considerable variabilidad en la expresión
externa de los cambios fisiológicos o síntomas de una enfermedad. Los
síntomas están en relación con la magnitud y características de las
alteraciones fisiológicas producidas.
Con frecuencia, en los inicios de una enfermedad las alteraciones son
mínimas y no necesariamente se traducen en modificaciones visibles, pero a
medida que el proceso infectivo o patogénesis progresa, se intensifican los
desórdenes fisiológicos apareciendo las primeras manifestaciones de la
enfermedad. El conjunto de síntomas propios de una patogénesis constituye
el síndrome de la enfermedad.
Dentro de las enfermedades que tienen mayor prevalencia sobre los cultivos
de vid y más específicamente de la variedad Chardonnay, que si bien es
cierto, es una de las más susceptibles, cabe nombrar: Oídio, Mildiú,
Podredumbre gris, Podredumbres secundarias, Black rot, entre otras. Estos
fitopatógenos completamente diferentes afectan una planta de manera
similar, alterando su fisiología.
El desarrollo del síndrome de una enfermedad como resultado de alterar las
funciones fisiológicas en vegetales, acorde con las funciones fisiológicas
afectadas se caracteriza por la destrucción de reservas alimenticias,
alteración del metabolismo de plantas e interferencia en el transporte y
elaboración de nutrimentos. Cabe resaltar que para hacerse manifiestas las
mencionadas enfermedades, deben existir condiciones climáticas que
favorezcan dicho agente.
1. REVISION BIBLIOGRAFICA
1.1 ANTECEDENTES:
Trabajos de investigación anteriores relacionados con la incidencia de
hongos fitopatógenos en cultivos de Vitis vinifera L. en el Departamento de
Boyacá, fueron realizados específicamente en la Loma de Puntalarga, para
evidenciar la acción de hongos como agentes productores de enfermedad.
Dentro de los factores que influyen principalmente en el establecimiento de
las infecciones cuentan la luz, humedad, temperatura y lluvias. (Bayona,
1992).
Los ensayos de viticultura y fabricación de vinos en Puntalarga, muestran
que con un esfuerzo apropiado de investigación y desarrollo sería posible
convertir algunas zonas de Boyacá en regiones vitivinícolas capaces de
competir con sus productos a escala internacional. El desarrollo que puede
tener la agroindustria vitivinícola en Boyacá, justifica el conocimiento y
estudio de sus agentes fitopatógenos con el fin de detectar los problemas y
prevenirlos con un manejo fitosanitario adecuado y eficiente; que a su vez
evitará pérdidas para la producción, que influyen en la economía del cultivo.
1.2 ORIGEN DE LA VID:
Es una planta tan antigua como la humanidad, pues existía mucho antes que
el hombre habitara la tierra. Los cultivos más antiguos se dieron a conocer
4000 años a. C. en regiones del Cáucaso y el Mar Negro, de esta región es
originaria la V. vinifera L., de la cual derivaron todas las variedades
cultivadas.
En Egipto mientras dominaba la IV dinastía de los faraones se producía vino
(2500 años a. C.). Griegos y romanos contribuían a la propagación del
cultivo y tenía cada una de estas civilizaciones un dios del vino. En el siglo
XII d. C. en países cristianos, la vid sobrevivió a las invasiones, gracias a los
monjes y abades. (Marro, 1989).
A pesar que las civilizaciones chinas iniciaron su cultivo hace 2000 años
a. C., dicha fruta llegó a tierras americanas sólo después del descubrimiento
y los grandes viajes universales de estas épocas; primero se hicieron
plantaciones de vid en México, Chile y Guatemala, su extensión en
Sudamérica, se inició en Perú y Argentina.
La vid fue introducida a Colombia posiblemente durante los años de gran
expansión en los cultivos de América, es decir en la década de 1920 – 1930.
Al Valle del Cauca fueron introducidas las primeras plantas en 1925, gracias
a don Inocencio Franco. Estas tuvieron exuberante prosperidad y produjeron
frutos de buena calidad, extendiéndose así a diversas regiones del país.
1.3 CLASIFICACION TAXONOMICA DE LA VID:
Reino: Vegetal
Clase: Angiospermae
Subclase: Dicotiledónea
Orden: Ramnales
Familia: Vitaceae
Género: Vitis
Especie: Vitis vinifera L.
1.4 MORFOLOGIA DE LA VID:
Su nombre científico es V. vinifera L. se conoce con otros nombres como
vid, viña, parra y uva. Las plantas de esta familia son lianas y arbustos con
tronco herbáceo, en ocasiones con cepa tuberosa que tiene zarcillos
opuestos a las hojas, estos arbustos están constituidos por una parte aérea y
una subterránea, bien definidas.
1.4.1 Raíz: se presenta de dos clases; como cilindro central o pivote del
cual salen numerosas raíces secundarias. Cuando la propagación
es vegetativa, por estacas, éstas poseen la parte radical y el
injerto, la parte aérea productiva. Allí se desarrolla un sistema
radical adventicio que es más lento en su desarrollo que la parte
aérea, formando cuatro o cinco raíces principales con sus
respectivas raíces secundarias.
La profundidad a la que se sitúan las raíces principales varía según el terreno
(humedad, aireación) así la planta desarrolla cada año en la capa superficial
del suelo, mejor aireada, más mullida y rica, una cabellera muy activa, cuya
destrucción hay que evitar en el periodo vegetativo de la vid. (Chauvet y
Reynier, 1984).
1.4.2 Tallo: es gris parduzco de madera porosa y flexible. A través de
las raíces se sustenta la planta, mediante la absorción de la
humedad y las sales minerales necesarias de forma que el tronco
y los sarmientos son vehículos de transmisión por donde circula el
agua con los componentes minerales.
1.4.3 Hojas: nacen en los nudos de las ramificaciones. Tienen cinco
lóbulos e igual numero de nervaduras. Su color varía de verde
claro a oscuro, según la variedad. Superficie lisa, rugosa u
ondulada y el envés se cubre de vellosidades. El tamaño varía
según la variedad, la forma de las hojas puede ser redondeada,
acorazonada, lobulada y arriñonada. Son los órganos más
importantes de la vid.
1.4.4 Flor: las flores de V. vinifera L. son perfectas (hermafroditas), con
pétalos, corona, estambres y pistilo, compuestos de estigma, estilo
y ovario.
La inflorescencia es un racimo compuesto de pedúnculo, raquis, pedicelos y
flores. Están dispuestas en los nudos de los sarmientos jóvenes a razón de
una a cuatro por sarmiento.
1.4.5 Fruto: formado por pedicelo, haces fibrovasculares, semillas,
pulpa y corteza. Según la variedad, estos pueden ser oblongos,
cilíndricos, alargados y ovoides. El fruto surge muy verde, pues
está saturado de clorofila y a partir de aquí toda la planta empieza
a ejercer servidumbre a favor del fruto que poco a poco crecerá.
El grano de uva posee tres partes, piel, pulpa y semillas. La piel, contiene
componentes colorantes y aromáticos de los vinos. En las pulpas se
encuentran los principales componentes del mosto (agua y azúcares) que
después, mediante fermentación se transformaran en vino y no aportan color,
salvo algunas variedades conocidas como tintoreras. (Larrea, 1987).
1.5 CICLO VEGETATIVO DE LA VID:
La vid, planta perenne permanece en el terreno durante treinta a cincuenta
años el cultivo entra en producción tres o cuatro años después de la
plantación. Su vida es una sucesión de ciclos anuales que son
interdependientes, en países con las cuatro estaciones; en Boyacá se
pueden obtener dos cosechas por año. Las yemas representan un papel
fundamental en la perennidad, pues aseguran la supervivencia de la planta y
allí se da lugar la iniciación floral.
Antes, de que aparezcan jóvenes órganos verdes en la cepa, el despertar de
la vegetación se manifiesta por exudaciones que se producen al nivel de
heridas recientes, los lloros. Al calentarse la tierra, las raíces absorben del
suelo soluciones minerales; aún no hay ningún órgano verde para utilizar
esta savia bruta; si en este momento se han realizado cortes en los
sarmientos esta sabia sale al exterior por heridas, este es el fenómeno de los
lloros, que continuará hasta la cicatrización de heridas o desarrollo de yemas.
Lloros abundantes son signo de una gran actividad en las raíces.
1.5.1 Desborre: constituye el inicio del desarrollo foliáceo, que marca el
verdadero despertar de la vegetación. Cuando las yemas
comienzan a brotar, sus escamas se abren y es la borra lo primero
que se asoma al exterior; de ahí el nombre de desborre, entonces
inicia el crecimiento de los pámpanos cuyas primeras hojas
rudimentarias aparecen de forma súbita.
1.5.2 Crecimiento: es la aparición y desarrollo sucesivo de los órganos
del pámpano (hojas, entrenudos, zarcillos e inflorescencias). El
crecimiento depende de la temperatura y humedad del suelo, así
como de la actividad fisiológica.
1.5.3 Agostamiento: mientras las uvas maduran, los pámpanos
cambian, el color verde desaparece y la corteza se diferencia. El
pámpano se endurece y transforma en sarmiento, lo que genera
acumulación en tallo y troncos de sustancias de reserva. El
agostamiento asegura la perennidad de la planta y permite su
multiplicación.
1.5.4 Caída De Las Hojas: mientras ocurre el agostamiento, las hojas
se vacían de sus sustancias, su aspecto y color cambian; algunas
se amarillean, otras enrojecen normalmente (fenómeno a no
confundir con una afección parasitaria). Al final del periodo de la
vida activa, se forma una capa de súber en un punto del pecíolo, la
hoja cae y es allí donde la planta desprovista de hojas entra en
fase de reposo vegetativo.
1.5.5 Latencia De Las Yemas: las yemas latentes formadas en la axila
de las hojas no se desarrollan en el mismo año de su formación.
Permanecen en reposo o latencia hasta que halla un estado en el
que no tiene la facultad de entrar en crecimiento. El periodo de
latencia de las yemas comprende cinco fases:
• Fase de prelatencia: las yemas tienen la capacidad potencial
de desarrollarse pero reposan, ya que están sometidas a la
inhibición ejercida por la yema terminal (dominancia apical). Aquí
la yema se organiza formando los esbozos de hojas, zarcillos e
inflorescencias.
• Fase de entrada en latencia: el crecimiento de los pámpanos
cesa, está bajo el control de una hormona vegetal. La entrada en
latencia comienza por las yemas en la base del pámpano y alcanza
progresivamente el ápice a la vez que el agostamiento.
• Fase de latencia: las yemas permanecen latentes sin sufrir
modificaciones profundas.
• Fase de ruptura de latencia: las yemas adquieren de nuevo la
capacidad para el desborre (bajo la influencia del frío). Fenómeno
producido a la caída de hojas que ocurre en forma progresiva,
desde la base hasta el ápice del sarmiento.
• Fase de postlatencia: las yemas adquieren facultad para
desborrar, pero permanecen en reposo ya que las condiciones
climáticas no son favorables, sin embargo vuelven a tener actividad
interna cada vez que se producen días cálidos y soleados. Este
proceso pasa desapercibido a nuestros ojos, pero la suma de éstas
actividades diarias conduce, evolutivamente, a la manifestación
visible que es el desborre.
1.6 CICLO REPRODUCTOR DE LA VID:
Las inflorescencias que existen en estado de esbozos en las yemas fértiles,
aparecen sobre los pámpanos fructíferos durante el crecimiento.
Aproximadamente dos meses después del desborre, tiene lugar la
fecundación.
1.6.1 Floración – Fecundación: consiste en la apertura de la flor, es
decir la caída de la corola. La fecundación sigue normalmente a la
floración, pero es difícil distinguirlos pues son dos fenómenos
sucesivos. La caída de flores y frutos jóvenes se llama corrimiento
y sólo afecta una parte del racimo. La fecundación generalmente
es cruzada, dado que la apertura de las anteras se hace hacia el
exterior, sin embargo también es posible la fecundación directa.
1.6.2 Desarrollo Del Fruto Verde: el ovario una vez fecundado
comienza a desarrollarse, la pulpa formada se enriquece de
sustancias ácidas. Al cabo de unas semanas se desarrollan las
semillas.
1.6.3 Envero: es el cambio de color del grano de uva, de manera que
los frutos de las variedades tintas comienzan a adquirir su color,
los de las variedades blancas se hacen translúcidos. Sin embargo
los frutos son muy ácidos todavía.
1.7 AGROECOLOGIA:
Es de vital importancia para el viticultor, tener en cuenta todos aquellos
factores que de una u otra forma influirán de manera posterior en el producto
final. La vegetación indica frecuentemente la capacidad de un terreno para
uso agrícola y las correlaciones entre plantas y suelos pueden ser guías
inestimables para la distribución de los suelos.
Algunos de los factores a tener en cuenta son: clima y suelo, condiciones del
cultivo y necesidades nutricionales de los viñedos.
1.7.1 Clima: la vid soporta grandes variaciones climáticas. Los mejores
climas son templados algo secos, con veranos largos e inviernos
poco rigurosos. Para su desarrollo óptimo necesita temperaturas
entre 20 y 30ºC. En regiones tropicales la vid siempre está activa
presentando de manera simultánea racimos que crecen y
maduran.
El clima influye en los vinos en su grado alcohólico, cuanto mayores sean
calor y luminosidad, la uva contendrá más azúcar y por ende aumentará el
grado alcohólico. Para el desarrollo y maduración de frutos cada variedad
tiene exigencias climáticas mínimas expresadas por el umbral de
crecimiento, la suma de las temperaturas y la duración de la insolación.
Finalmente en una misma región el clima actúa sobre el comportamiento de
las variedades; según la importancia y distribución de las lluvias, la insolación
y las temperaturas, la calidad de la vendimia será diferente.
1.7.2 Suelos: la vid crece en suelos muy diversos, los más importantes
son: arcillo – calcáreos (amarillentos), arcillo – ferrosos (rojizos) y
aluviales. Los terrenos deben estar bien drenados y disponer de
abundante agua de riego.
Los suelos se diferencian entre si por su perfil podológico, sistema radical de
la planta y velocidad de desecación impuesta por el clima. (Ribéreau –
Gayón y Peynaud, 1986).
1.7.3 Requerimientos Nutricionales: la vid además de oxígeno,
hidrógeno y carbono que extrae del aire y el agua, necesita para su
alimentación una serie de elementos minerales que debe encontrar
en el suelo, algunos en cantidades apreciables como nitrógeno,
fósforo, potasio, magnesio y azufre (macronutrientes); otros en
cantidades pequeñas como hierro, zinc, boro, cobre y molibdeno
(microelementos).
Cuando alguno de estos macro o micro elementos no se encuentra en
cantidades suficientes en el suelo, o si estándolo, no son asimilables por la
planta; se producen anormalidades en su parte externa. Los síntomas se
evidencian por diversas decoloraciones y/o necrosis presentes en las hojas.
(Winkler, 1985).
1.8 IMPORTANCIA ECONOMICA:
En el imperativo de una producción razonable el país debe tender al
mejoramiento y no a la degradación de la calidad de sus productos
agrícolas. La producción de sarmientos y vides interesan tanto a
profesionales como cultivadores. Lamentablemente, al analizar la evolución
y el estado actual de la viticultura, no siempre se encuentra una tendencia a
la óptima producción y comercialización de las uvas y el vino.
Así, un viñedo establecido sobre lomas bien expuestas; plantado teniendo en
cuenta un equilibrio correcto entre la fertilidad del suelo, sanidad del cultivo,
densidad de la plantación y uso de una cepa adaptada capaz de producir
tipos de vinos de buena calidad tienden a una bonanza de esta industria.
(Walker, 1990).
Pero el sentido de la evolución de las cosechas, sería otro si la profesión
vitícola mantuviera como un solo principio el de una perfecta calidad que
dará, frente a otros sectores de la economía, preponderancia y ante todo una
independencia que la misma no puede tener en la actualidad. (Ribéreau –
Gayón y Peynaud, 1986).
1.9 DISTRIBUCION DEL CULTIVO:
Sobre el cultivo de vid en la región del Valle de Sogamoso no se tienen datos
históricos, sin embargo, algunas observaciones permiten suponer que los
misioneros la habrían podido introducir durante la colonia para la fabricación
de vino de misa. (Bayona, 1992).
Hacia el año 1984, después de un profundo estudio de condiciones
climáticas y edáficas, se inició la viticultura en la loma de Puntalarga,
Municipio de Nobsa, Departamento de Boyacá. En 1992 se establecieron
dos viñedos mas en el municipio de Tibasosa.
A comienzos de 1998, se inició un proyecto de expansión de la viticultura en
zonas promisorias para el desarrollo de esta actividad agroindustrial,
destacándose los Municipios de Floresta, Sogamoso, Corrales, Busbanzá,
tuta, Firavitoba e Iza; donde se han establecido pequeños viñedos los cuales
en mayor o menor grado han sido objeto del ataque de algunos
microorganismos patógenos.
1.10 VARIEDAD CHARDONNAY:
Dado que las variedades de vid, tienen caracteres que les son específicos,
es importante aclarar que estos dependen del patrimonio genético de la
variedad y pueden expresarse según el clima, suelo, prácticas culturales y
tecnológicas. Según la intervención del hombre a nivel del cultivo (densidad,
poda, mantenimiento del suelo, defensa fitosanitaria) y de la transformación
de las uvas (vinificación, crianza, destilación, etc.) una misma variedad podrá
tener un comportamiento diferente en el cultivo y dar productos distintos.
(Chauvet y Reynier, 1994).
El origen de la cepa es probablemente burguiñona. Existe también en
Máconnais dentro del Cantón de Lugny, una pequeña comuna denominada
Chardonnay este nombre proviene de cardonnacum que significa lugar lleno
de cardones. Es la primera cepa blanca francesa que permite obtener muy
buenos vinos blancos de reputación mundial como el Montrachet y le
Meursault. Se cultiva también en Champaña donde su vino se sitúa dentro
de las mezclas de gran calidad, al lado del Pinot negro es igualmente
vinificado, sólo dentro de la casta blanca de la región d´Epernay.
A partir de ahí esta cepa fue largamente difundida por los monjes católicos
dentro de muchos viñedos, como testimonian los numerosos sinónimos
portados por esta planta en Francia: Pinot blanco o Chardonnay, pero esta
no es la forma blanca de Pinot negro, Morillon blanco citado en el siglo XVI
por Carlos Estienne; perteneciéndole también los sinónimos de Luisant,
Melón blanco, Borgoña o Muscadet, pequeña Santa Maria, Rousseau o
Roussot, Noirien blanco, Beaunois, Chablis, d´Epinette, Arnoison, Auvernat
blanco, Romeret, d´Auxois ou Auxerras blanca, pequeño Chatey, gentil
blanco, Weiss Kleuner, Weiss Edler, Weiss Silver, Weisser Rulander, etc.
El nombre de Chardonnay esta hoy bien establecido y su designación exacta
dentro del cuadro de clasificación comunitaria de la Comunidad Enológica
Europea (C.E.E.), para las cepas es este nombre es el que debe prevalecer.
Desafortunadamente las confusiones con otras cepas blancas son
producidas dentro de los nuevos viñedos del mundo a favor de
introducciones de plantas: en California, bajo el nombre erróneo de Pinot
blanco o Chardonnay que ha sido distribuido a partir del Melón o Muscadet,
pero mientras tanto desde algunos años se planta efectivamente el
verdadero Chardonnay. Se le encuentra igualmente en Texas, Virginia, etc.
En Chile, se ha multiplicado siempre bajo el nombre de Pinot blanco el
Chenin o Pinot de la Loire. Esta igualmente dentro del viñedo argentino o
Pinot blanco designado el Chenin, pero el Chardonnay verdadero es también
cultivado, asimilado à Fort por J. VEGA al Riesling italiano, que es una cepa
totalmente diferente.
En Africa del sur, ha sido vendido recientemente de L´Auxerrois blanco,
proveniente de L´Alsacia, bajo el nombre de Chardonnay, esto es aún un
error ampelográfico. En conclusión, dentro de los países extranjeros, es
necesario visitar los viñedos antes de degustar los vinos vendidos bajo el
nombre de Chardonnay. (Galet, 1991).
1.10.1 Descripción: los racimos de Chardonnay, van de pequeños a
medianos, no pasan los diez centímetros de largo, son cilíndricos,
compactos, a veces con uno o dos alerones, tienen un peso
promedio de 75 a 125 gramos según la fertilidad del suelo y el
estado sanitario de las cepas porque dentro de las vides virosas
los racimos son ante todo sueltos y a menudo con corrimiento.
(Figuras 1 y 2).
Las bayas son esféricas pero algunas veces son ligeramente oblongas,
pequeñas de 8 a 12 milímetros de diámetro, de color amarillo ámbar al sol,
presentan una piel bastante delgada y una carne ligeramente consistente,
sus pepas son relativamente pequeñas, tiene un sabor dulce azucarado y
maduran al final de la primera época, es decir que maduran ocho días
después de la Chasselas, otra variedad cultivada. (Ribéreau – Gayón y
Peynaud, 1986).
1.10.2 Aptitudes: el Chardonnay brota un poco después del Pinot
negro, a finales de Marzo, o corrimiento de Abril lo que le hace
sensible a los hielos de la primavera temibles en Borgoña o en
Champaña, de manera que es necesario utilizar dentro de estos
viñedos, medios de lucha contra los hielos (calentamiento,
aspersión). En el otoño, la maduración de las uvas se produce
alrededor de ocho días después del Pinot.
Esta es una cepa bastante vigorosa, poco productiva en poda corta o dentro
del viejo modo de conducción de la Champaña, pero la tendencia actual es
conducirla en Guyot simple o doble, de suerte que los rendimientos alcanzan
el doble y depositan así cien hectolitros durante algunos años en Champaña.
FIGURAS 1 Y 2. Fotografías Variedad Chardonnay.
Fuente: http.// www.wine.com
Este es el resultado de la selección clonal; treinta y un clones han sido
agregados.
Los vinos de Chardonnay se distinguen por su fineza y una fuerza aromática
que los hace añorados por los amater como obras de arte. En Champaña,
los vinos de Chardonnay tienen un perfume mas discreto que en Borgoña,
estos son mas ácidos que aquellos obtenidos con el Pinot negro y toman
bien la espuma. En general sirven de base junto con el Pinot negro para la
preparación de grandes vinos de Champaña.
Frente a las enfermedades, el Chardonnay es medianamente sensible a
mildiú, pero es mas susceptible al oídio y mucho mas a la podredumbre gris.
Como la película de su uva es relativamente delgada a la proximidad de la
maduración, entonces se observa bien la ruptura de los granos, lo que crea
un medio favorable a la extensión de Botrytis. En fin al momento de la
floración, las flores son sensibles a las lluvias y bajas de temperatura, lo que
genera algunas veces corrimiento climático parcial o total. El Chardonnay es
también muy sensible a la flavescencia dorada y a la maladie de Pierce.
1.10.3 Importancia cultural: el Chardonnay actualmente está
ampliamente extendido en Francia, las superficies cultivadas
prácticamente se han triplicado en treinta años, pasando de 7.325
hectáreas (ha) en 1958 a 19.869 ha en 1988, repartidas
principalmente en Borgoña, Champaña, el Valle de la Loir y el
Languedoi.
En Europa, esta variedad se ha plantado en Italia (5.000 ha) y su cultivo está
extendido en treinta provincias, para la preparación de vinos espumantes o la
venta directa de vinos secos exportados hacia los Estados Unidos.
Igualmente hay algunas plantaciones en Suiza (Valaiss), Austria alrededor de
Viena, Alemania, España, Portugal, Checoslovaquia, Rumania (500 ha),
Rusia, Bulgaria y Hungría (1000 ha), Grecia, Luxemburgo, Gran Bretaña
tanto como en los Países Bajos.
En América del Norte el Chardonnay es cultivado en 19.445 ha,
principalmente en California y Oregon (360 ha) así como en los estados de
Washington y Nueva York. Algunas plantaciones existen en Ontario,
Canadá. En América del Sur esta cepa se presenta en Argentina (1.000 ha),
Chile (1000 ha), Brasil y Uruguay. (Galet, 1991)
Esta cepa también es cultivada en Africa del Sur (1.000 ha), Australia (2.500
ha), Nueva Zelanda, China, Japón, India, de manera que la superficie
mundial cultivada de esta variedad asciende a 50.000 ha.
1.11 VEREDA EL PAPAYO:
Está ubicada en el Municipio de Sogamoso, el viñedo cuyo propietario es el
señor Genser Bello, se encuentra a 2580 metros sobre el nivel de mar
(m.s.n.m), cuenta con mil plantas de vid cuya edad son 18 meses.
En términos generales, el suelo del cultivo es ligeramente ácido (pH 6.5), de
textura arenosa, con bajo contenido de micronutrientes, alto contenido de
hierro y bajo en calcio, razón por la cual fue necesario aplicar cal al suelo
(encalar) antes de establecer el viñedo.
La preparación del viñedo se realizó ahoyando a un metro por un metro de
distancia, se hizo además una desinfección con Carbofurán y Mancozeb. En
la fertilización edáfica (la que se hace al suelo) se utilizó materia orgánica,
roca fosfórica y micronutrientes, que se complementa mediante aspersiones
con fertilizante foliar. (Figura 3).
1.12 FITOPATOLOGIA:
Los agentes que originan enfermedades en vegetales, pueden ser divididos
en dos grupos: de naturaleza no infecciosa bien sean no biológicos o
abióticos y los de naturaleza infecciosa o bióticos.
En años recientes se ha ido acentuando un problema producto de la
civilización actual; las acti vidades humanas dan lugar a la formación de
compuestos citotóxicos y sus efectos se aprecian en los vegetales nativos y
cultivados en las cercanías de los grandes centros de población. (Agrios,
1988).
Los patógenos infecciosos son de naturaleza variada e incluyen virus y
viroides, bacterias, hongos, algas, plantas superiores y nematodos (capaces
Figura 3. Vista General Del Viñedo. Fuente: Las Autoras
de penetrar y establecer una directa y compleja relación parasitaria con el
agente hospedero, al mismo tiempo, son agentes transmisibles desde una
planta enferma a una sana, por lo cual se les denomina agentes infectivos).
Para que suceda una enfermedad, es necesaria la completa interacción de
tres componentes: patógeno, huésped y condiciones ambientales favorables.
(Figura 4).
1.13 HONGOS:
Dentro de los agentes causales de tipo infectivo que provocan enfermedad
en plantas, se destacan los hongos quienes constituyen el grupo más
importante y pertenecen a diversas categorías taxonómicas, las
enfermedades producidas por hongos se conocen genéricamente como
micosis.
1.13.1 Características De Hongos: los hongos se definen como
miembros del Reino Fungi, consisten en un talo carente de
clorofila, microorganismos eucariontes, usualmente filamentosos,
ramificados formadores de espora, unicelulares o multicelulares, no
ENFERMEDAD
PATOGENO
AMBIENTE
HUESPED
Figura 4. Condiciones Para Que Ocurra Patología En Plantas. Fuente: Las Autoras
utilizan la luz solar como fuente de energía, la pared de sus células
esta formada por quitina, celulosa o ambas. Alrededor de 8000
especies de hongos causan enfermedades en plantas, éstas son
atacadas por una gran variedad de dichos microorganismos.
Algunos hongos pueden crecer y multiplicarse solo por la
asociación con su planta hospedera, durante toda su vida; estos
hongos se conocen como parásitos obligados o biotrófos. Otros
requieren la planta como hospedero para realizar parte de sus
ciclos de vida, quienes lo pueden completar en materia orgánica en
descomposición, así como también crecer y multiplicarse allí,
denominados parásitos no obligados. (De la Isla, 1994).
La mayoría de los hongos tienen un cuerpo vegetativo, formado por uno o
más filamentos poco elongados, ramificados, los cuáles definen la pared
celular. El cuerpo de los hongos es llamado micelio y los filamentos
individuales del micelio se denominan hifas.
1.13.2 Reproducción De Hongos: la reproducción en los hongos se
efectúa por dos procedimientos: asexual y sexual.
Tanto la reproducción asexual como la sexual, dependen de que todo el talo
tome parte en la formación de los órganos reproductores o solo intervenga
una porción del mismo, los hongos se designan con los nombres de
holocárpicos y eucárpicos. Los holocárpicos, cuando están jóvenes
muestran talo vegetativo, pero al llegar a su estado adulto, en el instante de
la reproducción, todo este se transforma en reproductor. Los hongos
holocárpicos se consideran, en general como formas más primitivas y menos
diferenciadas de los eucárpicos.
1.13.2.1 Reproducción asexual: no hay unión de micelios sexuales,
gametos u órganos especiales. En la propagación de muchos
hongos, la reproducción asexual tiene mayor influencia que la
sexual, ya que origina un mayor numero de elementos
reproductores y necesita condiciones menos estrictas para
efectuarse. (Herrera y Ulloa, 1998).
Los principales tipos de reproducción asexual son: esquizogénesis o
bipartición, gemación, esporulación, es el método mas frecuente en la
reproducción asexual, en el se forman los elementos designados como
esporas.
Las esporas en su gran mayoría poseen una pared sencilla o doble,
generalmente gruesa, protoplasma deshidratado y reservas. Condiciones
que le permiten vida latente , y dan resistencia a factores muy adversos, lo
que las faculta para mantenerse vivas por tiempo mas o menos largo en
condiciones que no soportarían las formas vegetativas.
1.13.2.2 Reproducción sexual: el fenómeno completo comprende dos
procesos: fecundación y meiosis. La fecundación o fertilización
consta de dos fases: plasmogamia en la cual se unen los
protoplasmas de las células sexuales y los núcleos de ambas se
aproximan uno al otro.
Cariogamia, allí los núcleos se fusionan formando uno solo llevando un
número (n) de cromosomas característico para cada especie, cuando se
efectúa la cariogamia, se obtienen núcleos con un número (2n) de
cromosomas. Pero este estado nuclear no es persistente, pues tarde o
temprano se realiza en esos núcleos la meiosis o reproducción cromática,
segundo proceso de la reproducción sexual, por el contrario se obtienen
núcleos con un número (n) de cromosomas.
La fase haploide es cuando existe un numero (n) de cromosomas, las células
en este estado se denominan haplontes. En la fase diploide hay un número
(2n) de cromosomas, y sus células se denominan diplontes. De modo que el
fenómeno sexual completo podría resumirse de la siguiente manera:
Haplonte Fecundación (plasmogamia y cariogamia)
Haplontes Meiosis Diplontes
1.14 PATOGENOS DE LA VID:
La vid es una planta sensible a diversos agentes patógenos, cuanto mas fina
es la variedad de vid, mayor es el riesgo de que la cepa y los racimos sean
atacados por enfermedades. En cierto modo es fácil de comprender, pues los
vinos finos proceden de piel de uva muy sutil y delicada y es, por lo tanto,
blanda y frágil, mientras que en las variedades de vid de piel dura y herbácea
la maceración da vinos poco finos y esta dureza de la piel la defiende de
ataques exteriores.
1.14.1 Mildiú: esta enfermedad es una de las mejor conocidas por los
viticultores de todo el mundo debido a los daños tan graves y
espectaculares que produce si las condiciones climáticas le son
favorables, ya que puede atacar a todos los órganos verdes de la
vid. Generalmente se la conoce por mildiú, mildeo, o mildeu,
aunque también como niebla o añublo.
1.14.1.1 Agente causal: Plasmopara vitícola
1.14.1.2 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:
Mastigomycotina, Clase: Oomycetes, Orden: Peronosporales,
Familia: Peronosporaceae, Género: Plasmopara, Especie:
Plasmopara vitícola
1.14.1.3 Historia: el mildiú es de origen americano, conocido desde el año
1837. El parásito invadió rápidamente Europa y la cuenca
mediterránea. En 1881 los viñedos franceses y argelinos estaban
contaminados. Enseguida el mildiú se extendió a todas las
regiones donde se cultivaba viña y fundamentalmente en Africa del
sur (1907), en Australia (1916) y llegó a América del Sur a terreno
argentino en 1926.
Es tal la importancia de este parásito que se le dedicaron innumerables
estudios. Patrigeon (1887), Viala (1893) y Ravaz (1914) fundamentalmente
efectuaron numerosas investigaciones sobre su biología. Millardet y Gayón
(1887) se ocuparon de los métodos de lucha. (Riberéau – Gayón y Peynaud,
1986).
1.14.1.4 Ciclo De Vida: el hongo se conserva durante el invierno en hojas
muertas de vid como oosporas, que constituyen la fase sexual del
hongo, se localizan junto a los nervios de la hoja. En primavera,
las oosporas germinan y emiten macroconidios portadores de una
especie de saco macroconidia que contiene las zoosporas
ubicadas sobre los órganos verdes de la planta, una vez allí,
germinan y penetran a través de un estoma, mediante una hifa
germinativa iniciando la incubación de la contaminación primaria
que es invisible y se forma en el interior del órgano atacado, el
micelio del hongo, una red de filamentos dotado de órganos
chupadores los haustorios, con ellos extrae sustancias nutritivas de
las células. Luego aparece en el haz de la hoja una zona de color
verde – pálido (mancha de aceite) que se identifica en el envés con
una pelusilla blanquecina si el tiempo es húmedo, hecho que
ocurre de la misma forma en cualquier otro órgano atacado.
El tiempo de duración del ciclo puede oscilar entre 7 y 14 días según
temperatura y humedad relativa medias. Las conidias formadas dan lugar,
en presencia de agua, a nuevas colonias de zoosporas con potencia para
producir nuevos ciclos, llamados contaminaciones secundarias, que pueden
suceder en número variable durante la fase vegetativa de la vid y depende el
número de las condiciones climáticas, principalmente humedad y lluvia.
Al final de la vegetación, cuando la temperatura desciende, aparecen sobre
las hojas que van a caer numerosas manchas pequeñas en forma de
mosaico. En estas manchas se forman los huevos de invierno u oosporas,
órganos de conservación del parásito. (Figura 5).
1.14.1.5 Síntomas y Daños: puede afectar a todos los órganos verdes de
la cepa, localizándose preferentemente en los siguientes:
En hojas, se manifiestan por típicas manchas de aceite en el haz, las cuales
llegan a ocupar gran parte de la superficie foliar, que se corresponden en el
envés con una pelusilla blanquecina si el tiempo es húmedo. Al final de la
vegetación estas manchas adquieren la forma de mosaico. Los ataques
fuertes producen una desecación parcial o total de las hojas e incluso una
defoliación prematura. (Figura 6).
Figura 5. Ciclo De Vida De Plasmopara vitícola.
Fuente: Herrera y Ulloa.
En racimos, en las proximidades de la floración los síntomas se manifiestan
por curvaturas en forma de S y oscurecimiento del raquis o raspado de color
achocolatado y posterior recubrimiento de una pelusilla blanquecina que
invade las inflorescencias y las bayas recién cua jadas, cuando los granos
aumentan su tamaño no se oscurecen ni aparece la pelusilla blanquecina
sino que se arrugan y finalmente se desecan, conociéndose por mildiú
larvado.
1.14.1.6 Factores Ambientales: para que se produzca una contaminación
primaria son necesarios oosporas maduras, brotes de vid de unos
10 cm, lluvia superior a 10 milímetros (mm) en 1 ó 2 días, y
temperatura media (tm) superior a los 12ºC; para que se produzca
una contaminación secundaria es necesaria la presencia de
conidias y lluvia o humectación de las hojas.
La lluvia es necesaria para que se produzca la maduración de las oosporas y
la diseminación de las conidias, la humedad de la lluvia o del rocío, es
fundamental para que fructifique el micelio, temperaturas inferiores a 12ºC
Figura 6. Síntomas De Plasmopara vitícola Sobre Hojas (Mildiú Velloso).
Fuente: http.// www.torreswines.com
impiden la maduración de las oosporas y las superiores a 30ºC inhiben su
desarrollo.
1.14.2 Podredumbre Gris: se le conoce por diferentes nombres
comunes: podredumbre gris, podrido, botrytis, gangrena, pudrición,
podrit. En general, esta enfermedad afecta cantidad y calidad de la
cosecha obtenida.
1.14.2.1 Agente Causal: Botrytis sp. (Figura 8).
1.14.2.2 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:
Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,
Familia: Moniliaceae, Género: Botrytis, Especie: Botrytis sp.
1.14.2.3 Historia: es un parásito conocido en Europa desde siempre. En la
actualidad se convirtió, al menos en ciertas regiones vitícolas, en el
parásito más perjudicial para la vid. La intensidad de los ataques
se centró en los viñedos del suroeste francés (1963 – 1965 y
1968), destruyendo gran parte de las vendimias en regiones de
vino blanco licoroso.
1.14.2.4 Ciclo De Vida: el hongo se conserva durante el invierno
principalmente como esclerocios, que son bien visibles sobre los
sarmientos en forma de manchas negruzcas alargadas, y también
como micelio en las grietas de la madera, en menor cantidad en las
yemas. Los esclerocios son más abundantes hacia la extremidad
de los sarmientos que en su base. Condiciones favorables de
humedad y temperatura, producen la maduración de los órganos
de conservación que originan conidióforos portadores en su
extremidad de conidias, quienes se diseminan por el viento y/o
lluvia, ellos germinan y contaminan los órganos verdes de la cepa.
Las conidias pueden germinar durante unos 30 días. (Figura 7).
La penetración de las conidias en tejidos vegetales puede realizarse
directamente, aunque las heridas favorecen su penetración, si los granos no
Figura 7. Ciclo De Vida De Botrytis sp.
Fuente: http:// www.mycokey.com
presentan heridas, son resistentes a la penetración de las conidias debido a
que existen en su hollejo sustancias que inhiben su germinación.
Una vez que las conidias han germinado se produce en el interior del órgano
atacado un micelio que, después de ser destruido el tejido parasitado, sale al
exterior, es allí cuando producen conidióforos con conidias que inicialmente
son blancas; pero luego se tornan grisáceas, color típico que caracteriza esta
enfermedad. Estas conidias producen nuevas contaminaciones a lo largo del
período vegetativo de la vid y luego forman sus órganos de conservación
(esclerocios). (Díaz, 1993).
Causa enmohecimiento de diversos frutos y otros órganos en varias plantas,
aunque precisamente se le conoce mas por su agresividad hacia las vides.
Crece en la mayoría de los medios de cultivo para hongos, las colonias se
diseminan fácilmente sobre la superficie de placas de petri, puede formar
esclerocios blancos.
1.14.2.5 Síntomas y Daños: la podredumbre gris puede afectar a todos los
órganos verdes de la cepa, pero principalmente a los racimos.
En hojas, los síntomas se manifiestan frecuentemente y resultan atacadas
cuando el tiempo es húmedo, se observan en el borde del limbo amplias
necrosis que tienen el aspecto de quemaduras y algunas veces aparece
sobre el borde de las manchas un polvillo gris. (Latorre, 1987). (Figura 8).
En brotes jóvenes y sarmientos, los primeros síntomas se manifiestan por la
presencia de manchas alargadas de color achocolatado, que se recubren de
una pelusilla gris. Al final de la vegetación aparecen unas manchas
negruzcas y alargadas sobre un fondo blanquecino a lo largo del sarmiento.
(Figura 9).
En racimos, los síntomas durante el periodo floración – cuajado se
manifiestan sobre las inflorescencias y sobre el raspón del racimo en forma
de manchas achocolatadas.
Durante mucho tiempo se pensó que las heridas resultantes de la poda o por
el ataque de algunos insectos eran fundamentales para que Botrytis pudiera
penetrar en los granos. Se sabe actualmente que no es así, ya que según
Figura 8. Síntoma De Ataque En Hojas. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
Figura 9. Ataque En Brote Joven. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
estudios se comprobó en 1931 que el hongo puede penetrar directamente a
través de la cutícula de los granos, hojas y ramas. (Ministerio de Agricultura,
Pesca y Alimentación, 1992).
1.14.2.6 Factores Ambientales: los factores climáticos tienen una influencia
muy importante en el desarrollo del hongo: la humedad es
necesaria para que se produzca la germinación de las conidias, la
cual se ve activada con temperaturas próximas a los 18ºC. Las
heridas producidas en los granos por las polillas del racimo, el
oídio y el granizo, favorecen extraordinariamente el desarrollo del
hongo.
1.14.3 Podredumbres Secundarias: originadas por hongos saprofitos
presentes en el medio ambiente, tradicionalmente han sido
confundidas con la podredumbre gris Botrytis cinerea, o con la
podredumbre ácida (bacterias y levaduras). (Ministerio de
Agricultura, Pesca y Alimentación, 1992).
1.14.3.1 Agentes causales: los agentes causales involucrados en esta
patología son:
Alternaria sp.: los conidios se producen a través de poros en la pared de
conidióforos geniculados (porosporas), se agrupan en cadenas, aunque
también individualmente en ápices de conidióforos indistinguibles de las hifas
somáticas. Es común que se presente en restos de plantas o en plantas
moribundas, en forma de conidios, fácilmente diseminadas por el viento. Las
colonias en los medios de cultivo son de verde oliva oscuras a marrones.
(Figura 10).
Cladosporium sp.: presenta esporas generalmente uniseptadas. Producen
conidios holoblásticos en cadenas, generalmente unicelulares, aunque
también se forman los llamados ramoconidios, con uno o dos septos que son
reconocidos por las cicatrices polares que aparecen como anillos oscuros.
Viven como saprofitos del suelo, aunque también se le aísla de agua y aire,
son encontrados con frecuencia en tejidos vegetales viejos o muertos.
Presentan en agar papa dextrosa conidias de color verde oliva. (Figura 10).
Aspergillus níger: sus conidióforos terminan en un hinchamiento llamado
vesícula, a partir de la cual nace en su superficie una hilera de fiálides o una
de métulas productoras de cadenas de conidios (fialosporas). Este
microorganismo es uno de los que presenta mayor distribución geográfica,
aire y suelo de casi cualquier sitio contienen sus conidios. Las colonias
consisten en un micelio blanco o amarillo con una capa densa de
conidióforos de marrones a negros.
Penicillium sp.: sus conidióforos se caracterizan por adoptar un tipo de
ramificación, produciendo ramas, métulas y fiálides; con cadenas de conidios
secos, los conidios son de tipo fialidoconidias o fialidosporas y son
generados blásticamente. Proliferan en multitud de ambientes, junto con las
especies de género Aspergillus conforman el grupo de los hongos más
ubicuos. Las colonias crecen usualmente rápido, evidenciándose en ellas
una tonalidad verde, algunas veces blanca, consistentes en una densa capa
de conidióforos.
Alternaria sp. Botrytis sp.
Cladosporium
Figura 10. Estructuras Microscópicas De Alternaria sp.,
Botrytis sp., Cladosporium sp.
Fuente: http:// www.eumar.com
Rhizopus nigricans: presenta copulación entre gametangios que no
pueden reconocerse o distinguirse como masculino y femenino, la espora
resultante se llama zigospora. Causante de pudriciones blandas en frutos,
sus esporas se diseminan fácilmente por el aire. Está ampliamente
distribuido en la naturaleza, muy abundante en el aire y la rizósfera de
plantas, allí en las raíces puede ocasionar trastornos notables. Las colonias
crecen en forma acelerada, mostrando estolones, rizoides y esporangióforos
pigmentados. (Herrera y Ulloa, 1998)
1.14.3.2 Taxonomía Podredumbres secundarias
Taxonomía Alternaria sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:
Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales, Familia:
Dematiaceae, Género: Alternaria, Especie: Alternaria sp.
Taxonomía Cladosporium sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota,
Subdivisión: Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,
Familia: Dematiaceae, Género: Cladosporium, Especie: Cladosporium
sp.
Taxonomía Aspergillus Níger: Reino: Fungi, División: Eumycota,
Subdivisión: Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,
Familia: Moniliaceae, Género: Aspergillus, Especie: Aspergillus niger
Taxonomía Penicillium sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota,
Subdivisión: Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,
Familia: Moniliaceae, Género: Penicillium, Especie: Penicillium sp.
Taxonomía Rhizopus nigricans:, Reino: Fungi, División: Eumycota,
Subdivisión: Phycomycotina, Clase: Zygomycetes, Orden: Mucorales,
Familia: Mucoraceae, Género: Rhizopus, Especie: Rhizopus nigricans
1.14.3.3 Ciclo De Vida: todos ellos al igual que los agentes causales de la
podredumbre ácida, se caracterizan porque invernan sobre restos
orgánicos, hojas, yermas, frutos momificados u otras plantas.
Están continuamente presentes y al hallar una herida en la baya actúan
como oportunistas iniciando así su ataque, ese es el momento de mayor
susceptibilidad de los racimos ya que estos comienzan a incrementar su
contenido en azúcar. (Figura 11).
Figura 11. Ciclo De Vida De Rhizopus Nigricans.
Fuente: Herrera y Ulloa.
1.14.3.4 Síntomas y Daños: todos los hongos secundarios producen
descomposiciones de las bayas, empezando en puntos aislados
del racimo y extendiéndose por todo el hongo. Para diferenciarlos
hay que observar detenidamente las fructificaciones del hongo,
pues cada uno provoca una reacción distinta de la baya, tanto en
color, como en consistencia:
Alternaria sp.: presenta fructificaciones en la superficie, cuya coloración
inicial suele ser verde oscuro evolucionando a negro cuando la colonia es
vieja. Las bayas pierden su consistencia lentamente, no desprendiéndose
generalmente del pedúnculo. (Figura 12).
Cladosporium sp.: presenta colonias aterciopeladas de color gris - verdoso
oscuro. Las bayas atacadas endurecen la piel y quedan consumidas.
(Figura 13).
Figura 12. Daños De Alternaria sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
Aspergillus níger: las bayas se cubren de una eflorescencia blanca, que
termina por ennegrecerse, formada por las fructificaciones del hongo; pierden
su consistencia y se desprenden fácilmente del pedúnculo.
Penicillium sp.: las bayas presentan una tinción marrón clara al principio,
apareciendo después pústulas de color blanco que evolucionan a un verde
azulado. La baya pierde consistencia y se rompe con facilidad. (Figura 14).
Figura 13. Daños De Cladosporium sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
Figura 14. Daños Producidos Por Penicillium sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
Rhizopus nigricans: se extiende por toda la baya con amplio desarrollo de
un micelio blanquecino acabado en puntos blancos que evolucionan a negro.
Las bayas quedan momificadas en el racimo. (Figura 15).
1.14.3.5 Factores Ambientales: todos los agentes, son propagados por la
lluvia y el viento. La temperatura y la humedad altas, y presencia
de heridas en las bayas, que sirven de puerta de entrada a los
hongos causantes de las podredumbres secundarias; son
condiciones climáticas que favorecen su desarrollo.
1.15 OTRAS PATOLOGIAS:
Existen además otras patologías cuyo control es de vital importancia para la
óptima productividad del cultivo, entre ellas podemos mencionar algunas de
tipo fúngico, pero también las hay de tipo bacteriano o las producidas por
nematodos y virus. (Finch, 1987). (Anexos A y B).
Figura 15. Daños Producidos Por Rhizopus nigricans. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
1.16 CONTROL BIOLOGICO:
Las medidas de control biológico ignoran la relación daño – costo – beneficio
lo cual da una gran ventaja, pues al reducir la flora patógena procuran
mantener las poblaciones a un nivel moderado que les permita sobrevivir
como componentes del ecosistema; estas actividades continuas no son
negativas para el ambiente ni para la supervivencia humana.
La aplicación de los principios de control, se lleva a cabo mediante diversos
métodos y allí los biológicos están dirigidos principalmente a evasión,
exclusión y erradicación; estos principios básicos de control pueden
aplicarse, al menos parcialmente, a grandes grupos de patógenos es decir
los agentes bióticos y abióticos. (Began, 1999).
La mayoría de los hongos y bacterias patógenos están sujetos al ataque por
otros microorganismos. No obstante, las condiciones en las cuales dicho
ataque es suficiente para controlar al patógeno principal, son bastante
específicas y rara vez se alcanzan en condiciones comerciales. (Manners.
1994).
Se menciona que la aplicación de métodos biológicos como control de
enfermedades en las plantas se puede resumir como el uso de
microorganismos trampa. (Baker and Cook, 1990).
El micelio y esporas de muchos hongos fitopatógenos del suelo, son
invadidos y parasitados (micoparasitismo) o lisados (micolisis) por muchos
hongos que como regla general no deben ser patógenos para la planta.
Los fitopatólogos han reconocido tardíamente el potencial de este
antagonismo natural hacia los patógenos y lo aprovechan en el proceso
conocido como control biológico cuyo objeto es alterar el comportamiento del
ecosistema del cultivo para perjudicar al patógeno. (Dickinson, 1987).
1.17 ANTAGONISMO:
Dentro de los métodos de control de las enfermedades de las plantas
mediante técnicas el hábitat natural, que no acarreen fenómenos ambientales
y que modifiquen las interacciones biológicas del ecosistema, especialmente
con el uso de enemigos naturales del patógeno, existen entre otras las
pruebas de antagonismo, las cuales se pueden presentar de forma
espontánea en la naturaleza, o ser inducidas para desviar el curso de una
enfermedad, aquí un organismo patógeno es destruido total o parcialmente
por poblaciones de otros organismos.
Los efectos antagónicos tienden al aniquilamiento de los fitopatógenos; el
empleo de tales organismos puede considerarse como medida erradicativa.
A pesar de esto, recientemente, se ha intentado su utilización en prácticas
preventivas. Sin embargo, durante los procesos de dispersión, supervivencia
y en etapas tempranas de la infección los patógenos son vulnerables al
ataque por los organismos de vida libre.
El balance microbiológico del suelo es alterado por varios factores
medioambientales tales como tratamientos con calor, pesticidas y otros
tratamientos químicos que eliminan grupos de microorganismos. Dichos
tratamientos favorecen la introducción de muestras de especies fúngicas
antagonistas para patógenos de plantas, ya que tienen la capacidad de
colonizar más rápido que otros microorganismos al entrar en competencia.
(Sylvia, 1998).
Varios patógenos que habitan en el suelo se desarrollan bien y causan
enfermedades severas en algunos suelos, conocidos como suelos propicios
pero se desarrollan mucho menos y causan enfermedades mucho más
moderadas en otros suelos conocidos como suelos supresores.
1.17.1 Mecanismos De Acción: un antagonista afecta al patógeno de
cuatro posibles formas:
• Parasitismo directo y muerte del patógeno.
• Competencia con el patógeno por nutrientes.
• Efectos tóxicos directos sobre el patógeno, por la liberación de
sustancias antibióticas del antagonista.
• Efectos tóxicos indirectos en el patógeno por sustancias
volátiles tales como el eti leno, liberadas de la actividad metabólica
del antagonista.
1.17.2 Factores Externos: existen factores involucrados en el uso de
microorganismos antagónicos, se ha sugerido orientar estos
ensayos, seleccionando las especies o líneas mas eficientes de los
organismos antagónicos, alterando el ambiente de manera que el
antagonista resulte favorecido, aprovechando las substancias
antibióticas producidas y aplicación de forma precisa los
antagonistas de acuerdo con el ciclo de la enfermedad.
Evidentemente, las condiciones ambientales bajo las cuales se espera que
los organismos ejerzan sus efectos son puntos clave en el control de
fitopatógenos. Se ha confirmado que la temperatura, el medio de cultivo y la
fase de desarrollo del microorganismo tienen un efecto determinante en la
actividad de los microorganismos antagónicos; sin embargo, de acuerdo con
las pruebas in vitro, su efectividad depende de los factores señalados; en
especial, la esporulación del organismo es la señal para la producción del
compuesto antibiótico
1.18 Trichoderma:
Uno de los principales hongos utilizados en la actualidad para el control
biológico sobre otros microorganismos fitopatógenos es Trichoderma sp.,
aislado principalmente en cualquier tipo de suelo, aunque puede encontrarse
en otros hábitats como el papel, textiles y granos de cereales entre otros;
además producen colonias típicamente verdes cuando se cultivan.
Es un microorganismo necrótrofo facultativo el cual combina una rápida
extensión de hifas con la producción de antibióticos difusibles y volátiles,
dotado también de polisacarasas inducibles que degradan rápidamente las
paredes celulares de los hongos, se caracteriza por su actividad celulolítica
desarrollándose perfectamente sobre medios simples o sobre restos
vegetales. (Grant, 1990).
Morfológicamente Trichoderma posee fiálides cortas, únicas o agrupadas.
Estas fiálides producen conidios blásticos en sucesión basipeta, pero como
son mucilaginosos se acumulan en las bolas sobre las puntas de las fiálides,
apareciendo al microscopio como refringentes pegajosas.
Las especies de Trichoderma tienen una amplia tolerancia a las sustancias
biocidas producidas por ciertos microorganismos, coloniza los suelos más
rápido que otros competidores del suelo y tiene una gran persistencia en
ellos, incluso después de la fumigación.
Se ha comprobado que las diferencias en requerimientos nutricionales y
otros factores como luz y pH, pueden ejercer efectos decisivos. Por ejemplo,
el rango de pH entre 5 – 7 favorece la acción de Trichoderma sobre
microorganismos patógenos parasitando el micelio de algunos e inhibiendo el
desarrollo de muchos otros hongos. (Samson y Hoekstra, 1981).
1.18.1 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:
Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,
Familia: Moniliaceae, Género: Trichoderma, Especie:
Trichoderma sp.
1.19 ACTINOMICETOS:
Son numerosos y están ampliamente distribuidos, no sólo en el suelo sino en
una variedad de hábitat diferentes, como estiércol, fango de ríos y fondo de
lagos. Se encuentran en la superficie del suelo así como en los horizontes
inferiores, a profundidades considerables. Para los actinomicetos, el estatus
de materia orgánica, pH, humedad y temperatura son los determinantes
ecológicos principales. Particularmente, en ambientes de pH elevado, los
actinomicetos constituyen una gran proporción de la comunidad, debido a
que no toleran valores bajos de pH, teniendo actividad insignificante o poca
proliferación. Como regla general son saprofitos, aunque algunas especies
pueden provocar enfermedades a plantas, animales y el hombre. (Alexander,
1980).
Los actinomicetos, conforman un grupo amplio y diverso de bacterias, son
bacilos Gram positivos con una tendencia característica a formar cadenas o
filamentos, son heterótrofos y, por lo tanto, su presencia está condicionada
por la diversidad de sustratos orgánicos, muchos son mesófilos con
temperatura óptima en el intervalo de 25 a 30ºC; sin embargo son comunes
los termofílicos y termófilos facultativos, siendo el primer intervalo el mas
favorable. Incluyen cierto número de taxones superiores que varían en
morfología, requerimientos de oxígeno, composición de la pared celular y
capacidad para formar esporas.
La característica común de todos los actinomicetos es su tendencia, de grado
variable, a formar filamentos. Los filamentos iniciales se denominan conidias
o hifas vegetativas y ambas formas pueden originar colonias en medios de
agar.
De este modo, una determinación del número de colonias en placa no
diferencia entre unidades de propagación derivadas de una conidia simple,
un racimo de colonias o un fragmento hifal; es decir, el resultado en placa no
da una representación verdadera de la masa activa del material biológico,
refleja solamente el número de fragmentos que se multiplican cuando son
colocados en circunstancias adecuadas.
El análisis de la composición de la pared celular es una de las bases
taxonómicas más útiles en la clasificación de los géneros actinomicetáceas.
De acuerdo con lo esperado, todas las paredes celulares poseen los
componentes básicos del material peptidoglicano de esta estructura pero los
géneros pueden ser caracterizados por la presencia o ausencia de ciertos
aminoácidos y azúcares
Una característica particular de los actinomicetos es el olor mohoso que
producen, que recuerda al del suelo removido recientemente y es probable
que el olor de terrenos recién arados sea consecuencia de la presencia de
estos microorganismos. Se ha caracterizado el compuesto o compuestos
responsables de este olor, el metabolito oloroso de los actinomicetos mayor
estudiado es la geosmina (aceite); sin discriminar otros productos volátiles
elaborados por estos.
Actualmente se sabe que los suelos contienen gran cantidad de
actinomicetos de géneros característicamente diferentes que no se conocían
anteriormente. Estos pueden dividirse en siete familias. (Anexo C).
1.19.1 Actinomyces: este género produce microcolonias iniciales
compuestas por filamentos profundos ramificados que después de
24 a 48 horas se fragmentan en forma de bastón, cadenas cortas y
cocobacilos.
No desarrolla filamentos aéreos ni esporas. No es ácido resistente, algunas
especies son aerobias facultativos, otras microaerófilas es decir que su
crecimiento es incrementado por el dióxido de carbono (CO2); en realidad
varían en cuanto a su tolerancia de oxígeno.
1.19.2 Nocardia: las colonias de Nocardia y las de bacterias verdaderas
tienen una notable semejanza en las características generales y en
su consistencia. Debido a esta similitud, el cálculo aproximado de
muchas poblaciones de bacterias incluye inadvertidamente a las
nocardias, de modo que las llamadas cifras de actinomicetos en
realidad representan casi únicamente a los estreptomicetos.
Las especies de Nocardia tienen en las primeras fases de su ciclo de vida un
micelio rudimentario que fácilmente se fragmenta en células cortas,
semejantes a bacilos. Este género tiene gran rendimiento en el metabolismo
de parafina, fenoles, esteroides y pirimidinas. Nocardia es, por lo general, el
segundo mas abundante; del 10 al 30% de las colonias de actinomicetos son
nocardias.
1.19.3 Streptomyces: son los actinomicetos mas abundantes en la
naturaleza, la propiedad morfológica mas característica de este
grupo es la formación de filamentos aéreos, profundos y muy
ramificados. Ellos conservan el micelio aéreo y a los esporóforos
(hifas aéreas) se hallan ligados los conidios que sirven para su
multiplicación.
La estructura de los esporóforos (rectos, enrollados, helicoidales, con
envoltura), la forma, el color y el tamaño de la colonia así como el olor son
características que sirven para diferenciar las numerosas especies y cepas.
Son importantes en la industria como productores de antibióticos de gran
actividad. La estreptomicina, cloromicetina, aureomicina y tetraciclina son los
antibióticos más utilizados en terapéutica de los cientos de antibióticos que
se han aislado. También producen agentes antivirales, antiparasitarios y
anticancerosos. Muchos Streptomyces degradan la celulosa, la quitina y
otros productos naturales de difícil degradación. Son trasformadores de
celulosa muy extendida en suelo y lodo de las aguas estancadas.
2 MATERIALES Y METODOS
El estudio realizado, fue de tipo experimental descriptivo, para determinar la
prevalencia de los hongos fitopatógenos en el viñedo de propiedad del señor
Genser Bello Acevedo, que cuenta con 1000 plantas cultivadas, así como los
efectos antagónicos observados de los microorganismos elegidos sobre los
patógenos implicados.
2.1 INSPECCION DE CAMPO:
Se evaluaron las plantas, que contaban en el momento del muestreo con 18
meses de edad, se efectuó la observación directa en el cultivo de plantas
afectadas, tomando las muestras al azar, pero se tuvieron en cuenta aquellas
que presentaban síntomas típicos provenientes de infecciones fúngicas, se
siguió como regla en este tipo de observación una minuciosa descripción de
los síntomas observados, para poder establecer el inicio de los trastornos, su
posible curso de desarrollo y microorganismos fitopatógenos presuntivos. De
igual manera se detallaron las condiciones metereológicas. (Figura 16).
Las cincuenta plantas evaluadas en el estudio se encontraban en general en
los estadios de evolución 7 y 9. (Figura 17).
• 7: primera hoja desplegada y extendida fuera del brote.
• 9: 2 a 3 hojas desplegadas. (Bayona, 1992).
2.2 RECOLECCION DE MUESTRAS:
Se tomó una muestra representativa en la parte afectada de la planta, la cual
presentaba los síntomas principales de las enfermedades que se pretendían
identificar. Teniendo en cuenta que al tomar la muestra de la planta enferma
no se debían seleccionar las partes u órganos que manifestaran estados
Figura 16. Evaluación Del Viñedo.
Figura 17. Estado De Evolución De Las Plantas.
avanzados de desarrollo de la enfermedad, como hojas totalmente
necrosadas, sino aquellas partes que presentaran un proceso de desarrollo
intermedio de la enfermedad, en el cual el agente parasitario permaneciera
aún activo, de manera que su observación e identificación fuera mas sencilla.
Como la mayoría de las afecciones fueron visibles en hojas, dado el estado
de desarrollo de las plantas, se tomaron muestras de estos órganos, de
manera que representaran la situación real que ocurría en el viñedo, se
seleccionaron de dos a tres hojas lesionadas por cada planta muestreada.
(Figura 18).
Para el muestreo de rizósfera, se removieron 100 gramos del suelo cercano
a la raíz de las plantas seleccionadas, con una pala, aproximadamente a 15
centímetros (cm) de profundidad, incluidas algunas raíces cercanas. (Figura
19).
Figura 18. Muestreo De Filósfera
2.3 TRANSPORTE DE MUESTRAS:
Se emplearon bolsas plásticas de autosellado que no acumulaban excesiva
humedad y evitaban la proliferación de microorganismos secundarios. Las
muestras se transportaron en una nevera de icopor.
2.4 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS:
En el trabajo de investigación, las muestras empleadas correspondían a
hojas y suelos de plantas seleccionadas de forma aleatoria.
Figura 19. Muestreo De Rizósfera
SUELOS
INSPECCION DE CAMPO
RECOLECCION DE MUESTRAS
TRANSPORTE DE MUESTRAS
PROCESAMIENTO DE MUESTRAS
PRUEBAS DE ANTAGONISMO
HOJAS
TECNICA DE ENFRENTAMIENTO
TECNICA DE INHIBICION POR ACTINOMICETOS
METODOLOGÍA DEL ESTUDIO
2.4.1 Hojas: Las muestras de hojas una vez en el laboratorio, se
depositaron en cámaras húmedas para inducir la esporulación de
los hongos; se desinfectaron, sumergiéndolas en Hipoclorito de
sodio al 1%, Alcohol etílico al 95%, finalmente Agua destilada
todos durante 1 minuto; para eliminar la mayor cantidad de
microorganismos saprófitos existentes en la superficie, los tejidos
no se secaron y se introdujeron en bolsas herméticas, (Agrios,
1995) una vez provistas de oxígeno y agua se cerraron, dejándolas
de dos a tres días hasta que se observó la invasión del hongo.
Se realizó un montaje directo; tomándose con cinta adhesiva el micelio de
hongos, se trasladaron a láminas portaobjetos que contenían una gota de
azul de lactofenol ejerciendo contacto entre estas (lámina – cinta), mediante
lo cual se logró observar microscópicamente hifas y cuerpos fructificantes.
Se efectuaron cortes de tejido en el borde de la lesión a fin de identificar el
patógeno principal a medida que avanza la lesión, mediante pinzas estériles
se trasladaron los cortes a las placas de petri que contenían medio de cultivo
selectivo para hongos Papa Dextrosa Agar (PDA) por duplicado, se
incubaron las placas de petri invertidas a 25ºC durante 4 a 5 días.
Transcurrido el tiempo de incubación se observaron los cultivos, se realizaron
resiembras en el mismo agar PDA para obtener cultivos puros de los
patógenos.
PROCESAMIENTO DE MUESTRAS DE HOJAS
SIEMBRA EN MEDIOS DE CULTIVO
CORTES DE TEJIDO
• Hipoclorito de sodio. 1 minuto. • Alcohol etílico. 1 minuto. • Agua destilada estéril. 1 minuto.
DESINFECCION
CAMARAS HUMEDAS
MONTAJES DIRECTOS
• Cinta adhesiva – portaobjetos – azul de lactofenol.
• Microscopio 10X y 40X.
• Medios selectivos para hongos. • Agar PDA suplementado con
oxitetraciclina al 4%.
INCUBACION
MICROSCOPIA DE COLONIAS AISLADAS RESIEMBRA
2.4.2 Suelos: se pesó un gramo (1g) de suelo rizosférico de cada una
de las muestras tomadas; luego se realizaron diluciones seriadas
en 9 mililitros (mL) de agua peptonada al 1% desde la dilución 10-1
hasta 10-7 se seccionaron las diluciones 10-3, 10-5, 10-7 para
efectuar los respectivos aislamientos mediante la técnica de
siembra en superficie en placas de agar PDA suplementado con
Oxitetraciclina al 4% y Agar Avena suplementado con Nistatina al
1%, por duplicado. (Anexo D).
Finalmente se incubaron las cajas de petri invertidas, a 25ºC durante 4 a 5
días, transcurrida esta fase del proceso se identificaron los microorganismos
aislados del suelo por técnicas de microscopía y empleo de las claves
taxonómicas.
Este procesamiento se realizó para recuperar microorganismos capaces de
ejercer una acción antagónica sobre los fitopatógenos (Mayea, 1991).
2.5 PRUEBAS DE ANTAGONISMO:
Las relaciones de antagonismo pueden involucrar algunas técnicas como lo
es el caso de enfrentamiento para evaluar y establecer un agente como
antagonista y relacionarlo con un organismo invasor. Se emplearon dos
técnicas, de cada una de ellas se realizaron seis réplicas con respecto a
cada uno de los fitopatógenos aislados.
PROCESAMIENTO DE MUESTRAS DE SUELO
PESAJE DE SUELOS
DILUCIONES SERIADAS
DESDE 10 -1 HASTA 10 - 7
9 mL de agua peptonada + 1 gramo de suelo .
SIEMBRA DE DILUCIONES
EN MEDIOS SELECTIVOS
Agar PDA. Agar Avena suplementado con nistatina al 1%.
Selección de diluciones : 10 – 3
10 – 5
10 – 7
IDENTIFICACION MICROSCOPICA
REAISLAMIENTO
2.5.1 Técnica De Enfrentamiento: luego de la identificación y
aislamiento de los microorganismos fitopatógenos así como los
antagonistas se procedió a realizar una punción que contenía el
inóculo con el microorganismo patógeno a dos centímetros del
borde exterior de la caja de igual manera se realizó otra punción
equidistante con el inóculo del antagonista. Se mantuvieron las
mismas condiciones de cultivo que requirieron los microorganismos
para crecer por separado.
Las placas de petri que contenían las prueba fueron incubadas a 25ºC
durante 4 a 5 días, realizando observaciones diarias para así evaluar el
efecto antagónico de Trichoderma sobre los fitopatógenos.
Los mecanismos estudiados en los últimos años para explicar el biocontrol
de patógenos de plantas son antibiosis, competición y micoparasitismo. El
parasitismo ocurre cuando un organismo ataca las estructuras de otro
organismo. (Angulo, 1992).
Estas pruebas se realizaron cualitativamente con el objetivo de observar la
capacidad inhibitoria y de colonización de los aislamientos de Trichoderma
sp. sobre las colonias del hongo patógeno, de acuerdo con la invasión de la
superficie del medio de cultivo cubierta por cada colonia.
En la punción izquierda se inocularon fragmentos de micelio de (Alternaria
sp., Botrytis sp. y Cladosporium sp.); y en la punción derecha se inoculó
Trichoderma sp., realizando cada uno de los enfrentamientos por separado.
Se realizaron seis replicas de cada ensayo. (Figura 20).
2.5.2 Técnica de micoparasitismo in vitro: el micoparasitismo
aparece como un proceso complejo que incluye varios pasos
sucesivos. La interacción inicial muestra que la hifa del
micoparásito crece directamente hacia el hospedante, como
respuesta quimiotrófica de Trichoderma estimulado por la
excreción de las hifas del hospedante.
Cuando el micoparásito reconoce al hospedante, este se enrolla alrededor de
la hifa del patógeno, penetrando luego por degradación de las paredes
celulares del hospedante.
El micoparasitismo es un mecanismo que involucra el antagonismo de
Trichoderma sp. como agente de biocontrol. El proceso incluye: crecimiento
quimiotrófico del agente biocontrol, reconocimiento del hospedante por el
micoparásito, excreción de enzimas extracelulares, lisis del hospedante
(Rincón, 1991).
Figura 20. Diagrama De La Técnica De Enfrentamiento.
Fitopatógeno
Antagonista
Todas los ensayos de antagonismo fueron confirmadas mediante pruebas de
micoparasitismo, que se realizaron de la siguiente manera:
En placas de petri estériles y limpias, se colocaron dos palillos en posición
equidistante sobre la base de la caja, encima de ellos se colocó un
portaobjetos que contenía agar PDA (con dimensiones de 1 centímetro de
ancho, 2,5 centímetros de largo y 0, 5 centímetros de espesor),
posteriormente se realizó la punción de los dos hongos involucrados en el
ensayo cada uno de ellos en un extremo a una distancia de 0,5 centímetros
del borde del agar, se realizaron observaciones diarias para conocer el efecto
de Trichoderma sp. como antagonista sobre los fitopatógenos, se dispusieron
dos motas de algodón a lado y lado del montaje, humedecidos con agua
destilada estéril, para brindar las condiciones óptimas de la cámara húmeda.
(Figura 21).
Figura 21. Diagrama de la técnica de Micoparasitismo.
Cuando los dos microorganismos se interceptaron se retiró el portaobjeto
para observarlo al microscopio y determinar que tipo de interacciones
presentaba el patógeno con cada uno de los antagonistas. Por cada cepa se
repitió el procedimiento tres veces.
2.5.3 Técnica De Inhibición por actinomicetos: los actinomicetos
seleccionados para el presente estudio, fueron identificados
mediante tinción de Gram y pruebas bioquímicas, confirmados con
la literatura. (Gómez, 1993).
En esta técnica, se busca evidenciar la potencialidad que tienen ciertos
microorganismos para la expresión de metabolitos secundarios que se
encuentran asociados al crecimiento y al sustrato. Así los actinomicetos son
de gran importancia debido a su alta capacidad de expresión; esto por su
bioquímica y desarrollo genético.
Para esta técnica se tomaron placas de petri que contenían Agar PDA, en el
centro de la caja se midió un centímetro que va a lo largo de esta allí se
inoculó el actinomiceto de forma masiva. Por otro lado se midieron dos
centímetros partiendo del borde de la caja, es decir, a lado y lado del
actinomiceto donde se realizó una punción o picadura del microorganismo a
biocontrolar. Se realizaron seis replicas de cada uno de los ensayos. (Figura
22).
Finalmente la interpretación de la técnica se realizó midiendo el crecimiento
radial de los hongos a las que se encontraban cada uno de los puntos, es
decir la distancia que hay desde la punción del hongo, hasta el borde del
micelio formado, la suma de estos se tomó como el halo de inhibición sobre
el biocontrolador. Cuando el halo formado fue superior a nueve centímetros,
esto indicó un efecto antagónico positivo.
AC
TIN
OM
ICE
TO
1 cm
2 cm 2 cm
Figura 22. Diagrama De La Técnica De Inhibición por actinomicetos.
3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El presente estudio arrojó los siguientes resultados de acuerdo con los
parámetros evaluados como fueron: aislamiento de hongos fitopatógenos
presentes en filósfera, aislamiento de microorganismos antagonistas,
recuperados de la rizósfera y evaluación del efecto antagónico por la técnica
de enfrentamiento y la técnica de Inhibición por actinomicetos.
3.1 HONGOS:
Pasado el tiempo de permanencia de las muestras en cámara húmeda, se
observaron en hojas signos de enfermedad, en un 80% de la totalidad de las
muestras.
Las características macroscópicas que se observaron una vez sembradas en
placa tales como forma, color, tamaño, fueron importantes para sugerir la
clase, orden, familia y género a las cuales pertenecía un determinado hongo
y esto se logró mediante la consulta de claves taxonómicas que se han
publicado para la identificación de las especies de hongos. Las colonias por
si mismas, así como los bordes y superficie en general de ellas presentaban
un aspecto algodonoso o aterciopelado. El tamaño de las colonias fue
evaluado por medición de diámetro, dado que el crecimiento siempre fue
radial. (Tabla 1).
Tabla 1. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Filósfera.
3.1.1 Determinación de las tasas de crecimiento de patógenos y
antagonista: se evaluó la tasa se crecimiento del antagonista
(Trichoderma sp.) y los patógenos de la siguiente manera: En
cajas de petri con Agar PDA se pusieron a crecer
independientemente cada uno de los antagonistas y el patógeno,
incubados a 25ºC; al cabo de 24, 48 y 72, 96, 120 y hasta 240
horas se registró el diámetro de las colonias. Luego se calculó el
crecimiento promedio por día, se utilizaron dos replicas por
tratamiento.
3.1.2 Hongos de Filósfera: de las cincuenta muestras evaluadas, se
obtuvieron los siguientes hongos fitopatógenos presentes en
filósfera con los respectivos porcentajes de prevalencia. (Figura
23).
FITOPATÓGENOS PORCENTAJE DE PREVALENCIA
Alternaria sp. 54
Botrytis sp. 22
Cladosporium sp. 14
Plasmopara viticola. 10
Tabla 2. Crecimiento Radial De Alternaria sp. / Día
v Alternaria sp.: el desarrollo de la colonia fue incrementándose
paulatinamente (8 cm en 10 días) al cuarto día se observaron las
características macroscópicas lo cual permitió la identificación de un
micelio aterciopelado, de color entre beige y marrón. (tabla. 2)
Las estructuras microscópicas que permitieron identificar este
microorganismo fueron a saber: conidias frecuentemente agrupadas en
largas cadenas, oviformes, algunas veces ovoides o elipsoidales y los
conidióforos septados. (Figura 24).
DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
DIÁMETRO 0.8 1.6 2.3 3.0 3.8 4.7 5.5 6.4 7.3 8.0 8.0
PORCENTAJE DE PREVALENCIA DE HONGOS FITOPATOGENOS PRESENTES EN FILOSFERA DEL CULTIVO EVALUADO
Alternaria sp.54%
Botrytis sp.22%
Cladosporium sp.14%
Plasmopara viticola
10%
Figura 23. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En Filósfera.
v Botrytis sp.: se pudo establecer que este hongo es de crecimiento
lento, aproximadamente (7 cm en 10 días), a los diez días se observaron
los esclerocios de color blanco - grisáceos que eran visibles en una
pequeña porción de la placa de petri, la parte restante del micelio
presentó un pigmento blanco, siendo de consistencia algodonosa.
(Tabla 3).
Figura 24. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Alternaria Sp.
Tabla 3. Crecimiento Radial De Botrytis sp. / Día
Microscópicamente se observaron conidias que nacían a partir de
conidióforos protuberantes, largos y rectos, algunos hialinos otros
pigmentados, ramificados en forma apical (como árboles). (Figura 25).
DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
DIÁMETRO 0.6 1.3 2.1 2.7 3.4 4.0 4.7 5.5 6.2 7.0 7.0
Figura 25. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Botrytis sp.
v Cladosporium sp.: el reconocimiento de las colonias se realizó a razón
de 6 cm en 10 días, transcurrido este lapso de tiempo fue evidente el
crecimiento radial de pequeñas colonias aterciopeladas que viraban de
color verde oliva a verde oscuro y al final constituían una sola colonia.
(Tabla 4).
Figura 26. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De Cladosporium sp.
Tabla 4. Crecimiento Radial De Cladosporium sp. / Día
La observación microscópica demostró la presencia de conidióforos largos,
verticales, principalmente unicelulares, con septos transversales en sus
conidias. (Figura 26).
DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
DIÁMETRO 0.6 1.2 1.7 2.3 2.9 3.5 4.1 4.8 5.5 6.0 6.0
v Plasmopara vitícola: por ser un patógeno obligado fue imposible de
aislar in vitro, sin embargo las estructuras microscópicas fueron visibles
al microscopio mediante montajes directos, de las hojas lesionadas
(Figura 27).
3.1.3 Hongos de Rizósfera: los resultados arrojados por las cincuenta
muestras de suelo rizosférico acordes con los hongos obtenidos se
evidencian en la (Figura 28).
Figura 27: Estructura Microscópica De Plasmopara vitícola. Fuente: Herrera y Ulloa.
Tabla 5. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Rizósfera.
HONGOS RIZOSFERICOS PORCENTAJE DE PREVALENCIA
Aspergillus sp. 10
Fusarium sp. 6
Mucor sp. 36
Penicillium sp. 4
Rhizopus sp. 28
Trichoderma sp. 16
v Trichoderma sp.: sus colonias son usualmente de crecimiento rápido, al
comienzo hialinas y al final verdes. Se pudo observar en las placas el
incremento en su desarrollo radial aproximadamente 9 cm en 10 días.
(Tabla 6).
PORCENTAJE DE PREVALENCIA DE HONGOS RIZOSFERICOS DEL CULTIVO EVALUADO
Mucor sp.36%
Penicillium sp.4%
Rhizopus sp.28%
Trichoderma sp.16%
Aspergillus sp.10%
Fusarium sp.6%
Figura 28. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En Rizósfera.
Tabla 6. Crecimiento Radial De Trichoderma sp. / Día
DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
DIÁMETRO 0.8 1.5 2.4 3.4 4.3 5.1 5.9 7.0 7.8 9.0 9.0
Sus conidióforos son hialinos, en forma de penacho, muy ramificados (cada
uno de ellos termina en una fiálide), carentes de verticilios, presentan fiálides
simples o en grupos, conidias ovoides. (Figura 29).
Figura 29. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Trichoderma sp.
3.2 ACTINOMICETOS:
El reconocimiento de las colonias de actinomicetos más abundantes en
medios de agar fue relativamente sencillo, dado que el tiempo de incubación
fue lo suficientemente largo.
3.2.1 Actinomicetos del suelo: las colonias de actinomicetos tenían
una consistencia firme y se adherían fuertemente al sustrato
solidificado debido a que los filamentos profundos penetran en el
medio y anclan la colonia, en algunos la consistencia era
pulverulenta y pigmentada (cuando se producían las esporas
aéreas), lo cual se observó pasados siete a diez días, tiempo en el
cual las colonias perdieron sus aspecto lustroso. En otros la
colonia presentaba una consistencia más harinosa que
frecuentemente se desintegraba al ser tocada.
Los actinomicetos se desarrollan mucho mas lentamente que la mayoría de
los hongos y bacterias. Estos empiezan a predominar cuando los nutrientes
comienzan a ser limitantes en el medio de cultivo y la presión de otros
competidores disminuye.
v Actinomyces sp.: las colonias presentaban una consistencia firme con
pigmentación muy particular de color marrón claro, que fueron
difundiéndose lentamente de acuerdo con el tiempo de incubación. Al
microscopio revelaron ser bacilos Gram positivos difte roides en forma de
Y o V agrupados en masa, con filamentos ramificados o no. (Figura 30).
v Nocardia sp.: presentó colonias de consistencia seca y gredosa, por lo
general amontonadas o plegadas de color blanco a amarillo, al comienzo
las colonias eran brillantes y poco a poco fueron opacando, anclándose
al medio al cuarto o quinto día. Microscópicamente se observaron
filamentos ramificados Gram positivos. (Figura 31).
Figura 30. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Actinomyces sp.
v Streptomyces sp.: las colonias sobre las placas de petri que contenían
agar avena tendían a ser firmes y a tener consistencia correosa de color
blanco – rosáceo, resistían la destrucción por medios mecánicos. Con
frecuencia, la colonia se pigmentó muy seguramente debido a la
producción de pigmentos solubles en agua que difunden hacia el medio.
Al realizar los montajes microscópicos se observaron filamentos Gram
positivos arrosariados, ramificados. (Figura 32).
Figura 31. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Nocardia sp.
3.2.2 Pruebas Bioquímicas: permitieron identificar las especies
involucradas en el estudio, se realizaron por punción y estría en los
tubos que contenían el medio solidificado y por simple inoculación
en los medios líquidos (caldos). Actinomyces (Figura 33),
Nocardia (Figura 34) y Streptomyces (Figura 35).
Figura 32. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Streptomyces sp.
Tabla 7. Pruebas Bioquímicas Para Identificar Actinomicetos
Las pruebas seleccionadas para la identificación de acuerdo con la literatura
reportada fueron: citrato, oxidación – fermentación, urea, motilidad, esculina,
gelatina, nitritos y fermentación de azúcares (arabinosa, celobiosa, glucosa,
fructosa, lactosa, manitol y xilosa); los resultados se resumen a continuación.
(Tabla 7).
FERMENTACION DE
AZUCARES
MIC
RO
OR
GA
NIS
MO
CIT
RA
TO
OX
IDA
CIO
N /
FE
RM
EN
TA
CIO
N
(OF
)
UR
EA
MO
TIL
IDA
D
ES
CU
LIN
A
GE
LA
TIN
A
NIT
RIT
OS
AR
AB
INO
SA
CE
LO
BIO
SA
GL
UC
OS
A
FR
UC
TO
SA
LA
CT
OS
A
MA
NIT
OL
XIL
OS
A
Actinomyces - F - - + + + - - + + + - +
Nocardia + O - + - + + + + + - - + -
Streptomyces D
+ O - - - + + + - + + - + +
Figura 35. Pruebas Bioquímicas Para Streptomyces sp.
Figura 33. Pruebas Bioquímicas Para Actinomyces sp.
Figura 34. Pruebas Bioquímicas Para Nocardia sp.
Tabla 8. Escala de Evaluación de la Capacidad Competitiva In Vitro de Trichoderma sp. (Elias y Arcos, 1984).
3.3 TECNICA DE ENFRENTAMIENTO:
Con estas pruebas de antagonismo se determino la actividad antagónica in
vitro entre los aislamientos de Trichoderma sp. y Alternaria sp., Botrytis sp.,
Cladosporium sp.
Los aislamientos de Trichoderma sp. debido a su alta capacidad de
colonización sobre el patógeno, presentaron un buen antagonismo,
invadiendo y afectando de una manera importante el desarrollo de la colonia
del patógeno.
Trichoderma sp. crece y esporula bajo variadas condiciones como pH ácido y
suelos ricos en materia orgánica, por lo tanto es de muy fácil propagación;
bajo estas condiciones tiene una mayor actividad antagónica hacia otros
hongos.
El aislamiento de Trichoderma sp. se clasificó en cinco grupos de acuerdo a
su capacidad antagónica, según Elías, 1984. (Tabla. 8).
GRADO CAPACIDAD ANTAGONICA
0 Ninguna invasión de la colonia del patógeno.
1 Invasión de ¼ de la superficie de la colonia del patógeno.
2 Invasión de ½ de la superficie de la colonia del patógeno.
3 Invasión total de la superficie de la colonia del patógeno.
4 Invasión total de la superficie de la colonia del patógeno y
esporulación sobre ella.
v Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.: se pudo evidenciar competencia
por espacio dado que el microorganismo fitopatógeno no pudo extender
su micelio de manera que el crecimiento fue limitado., inicialmente el
ensayo presentó grado 0 de capacidad competitiva, al término de cinco
días, y según observaciones diarias este grado se incrementó hasta
llegar a 4. (Figura 36).
v Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.: se observó una clara competencia
por espacio desde el inicio se determinó grado 1 de capacidad
antagónica y al termino de la evaluación el ensayo mostró grado 4, es
decir invasión de Trichoderma sp. sobre Botrytis sp, y esporulación del
antagonista sobre el patógeno tal y como lo muestran la fotografías.
(Figura 37).
Figura 36. Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.
v Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.: las estructuras miceliales de
Trichoderma sp., presentaron competencia por espacio y condicionaron
el desarrollo de Cladosporium sp, limitando su área de crecimiento, es
decir se encontraban al segundo día de observación en grado 0 y al final
la prueba demostró claramente grado 4 es decir esporulación del
antagonista sobre el fitopatógeno. (Figura 38).
Figura 37. Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.
Figura 38. Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.
3.4 TECNICA DE MICOPARASITISMO:
En estas pruebas se observó una gran interacción entre el aislamiento de
Trichoderma sp. el cual desarrolló un parasitismo expresado en diversos
grados de entorchamiento del micelio del patógeno, granulación y en algunos
casos solamente hubo un crecimiento paralelo, se observaron
comportamientos diferentes y todos los ensayos presentaron algún tipo de
interacción.
v Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.: se evidenció una granulación
marcada en las hifas de Alternaria sp., al interaccionar con las de
Trichoderma sp., interacción que se presenta como consecuencia de la
secreción de sustancias por parte del antagonista. (Figura 39).
v Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.: el ensayo de micoparasitismo de
estos dos hongos demostró un enrollamiento de las hifas del patógeno
sobre si mismo, debido a la alta tasa de crecimiento de Trichoderma sp,
comparada con la de Botrytis sp. (Figura 40)
Figura 39. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.
v Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.: luego de observar las
reacciones macroscópicas se procedió a evaluar el efecto
micoparasitario de Trichoderma sp. sobre Cladosporium sp. lo cual
demostró un crecimiento paralelo entre las hifas de los dos hongos
implicados en el ensayo. (Figura 41).
Figura 40. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.
Figura 41. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.
3.5 TECNICA DE INHIBICION POR ACTINOMICETOS:
La técnica de inhibición por actinomicetos logró demostrar que los
metabolitos tenían la capacidad de difusión sobre el medio de cultivo, esto
por una acción de iones que se desplazan y por un movimiento
electroquímico.
v Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.: el micelio de Alternaria sp. no se
vio limitado por la presencia de Actinomyces sp. en el bioensayo ya que
su presencia no se dio solamente hacia la periferia de la caja sino hacia
el interior, es decir donde estaba inoculado el actinomiceto, su desarrollo
fue radial y sin deformaciones, hasta entrar en contacto con el
actinomiceto. (Figura 42, Tabla 9).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
3.9 3.9 3.9 49 51
4.0 3.9 4.0 49 51
4.0 4.0 4.0 50 50
3.9 3.8 3.9 48 52
3.9 4.0 4.0 49 51
3.9 3.7 3.8 48 52 PROMEDIO DE INHIBICION 51
Tabla 9. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.
Figura 42. Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.
v Nocardia sp. vs. Alternaria sp.: se evidenció un efecto inhibitorio del
actinomiceto sobre el hongo patógeno pues la esporulación de Nocardia
sp. limitó el desarrollo de las hifas de Alternaria sp. inhibiendo
parcialmente su desarrollo, comparado con el control. El poco
crecimiento del hongo se inclinó hacia la periferia de la caja donde no
había exposición a los metabolitos secretados por el actinomiceto y la
expansión de la colonia que se dio hacia el interior de la caja, no fue
radial, sino un poco deformada. (Figura 43, Tabla 10).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
2.6 2.2 2.4 30 70
2.0 0.4 1.2 15 85
2.3 0.3 1.3 16 84
2.1 0.8 1.5 19 81
2.4 0.4 1.4 18 82
2.5 0.2 1.4 18 82
PROMEDIO DE INHIBICION 81
Figura 43. Nocardia sp. vs. Alternaria sp.
Tabla 10. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Alternaria sp.
Figura 44. Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.
v Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.: el actinomiceto ejerció un
moderado efecto inhibitorio sobre las colonias de Alternaria sp. ya que
aunque crece no entra en contacto directo con Streptomyces sp.,
permitiendo la observación de un halo de inhibición. (Figura 44,
Tabla 11).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
2.6 2.4 2.5 31 69
2.6 2.6 2.6 33 67
2.5 2.4 2.5 31 69
2.5 2.3 2.4 30 70
2.6 2.5 2.6 33 67
2.4 2.3 2.4 30 70 PROMEDIO DE INHIBICION 69
v Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.: de acuerdo con el crecimiento radial
del control de Botrytis sp. se determinó una invasión de la caja por parte
del hongo el cual se desarrollo totalmente aún en presencia del
Tabla 11. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.
actinomiceto y este resultado se logró evidenciar por la esporulación del
microorganismo en el sustrato. (Figura 45, Tabla 12).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
3.8 3.4 3.6 51 49
3.7 3.6 3.7 53 47
3.6 3.5 3.6 51 49
3.5 3.5 3.5 50 50
3.8 3.5 3.7 53 47
3.7 3.5 3.6 51 49
PROMEDIO DE INHIBICION 49
v Nocardia sp. vs. Botrytis sp.: la colonia de Botrytis sp. se deformó
debido al efecto de Nocardia sp., el micelio se desarrollo radialmente
hacia el extremo de la placa de petri a partir del sitio de inoculación, la
porción que estaba de cara al actinomiceto se vio inhibida tornando los
bordes de la colonia cuadrados, aun así la colonia conservó su
Tabla 12. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.
Figura 45. Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.
Figura 47. Nocardia sp. vs. Botrytis sp.
pigmentación blanca y los esclerocios no fueros apreciables. (Figura 46,
Tabla 13).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
2.8 2.4 2.6 37 63
2.7 2.4 2.6 37 63
2.5 2.6 2.6 37 63
2.6 2.5 2.6 37 63
2.4 2.7 2.6 37 63
2.5 2.8 2.7 38 62
PROMEDIO DE INHIBICION 63
v Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.: el efecto de Streptomyces sp.
sobre el hongo en cuestión fue moderadamente alto, lo cual fue
apreciable en el momento en que la consistencia del actinomiceto
cambió de mucosa a firme. En este momento el actinomiceto empezó a
ejercer el efecto inhibitorio esporulando fuera de la línea de inoculación
demarcada se observó inhibición y deformación de la colonia en los
Tabla 13. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Botrytis sp.
Figura 46. Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.
sitios donde las esporas del actinomiceto se difundieron. (Figura 47,
Tabla 14).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
2.4 2.8 2.6 37 63
2.2 2.7 2.5 36 65
2.5 2.6 2.6 37 63
2.6 2.4 2.5 36 64
2.7 2.3 2.5 36 64
2.6 2.2 2.4 34 66
PROMEDIO DE INHIBICION 64
v Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.: tomando como referencia el
control de Cladosporium sp. y teniendo en cuenta que este creció
radialmente 6 cm, en esta prueba se observó un porcentaje promedio de
inhibición alto, pero aun así el hongo conservó sus características
Tabla 14. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.
Figura 48. Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.
morfológicas iniciales en cuanto a color, consistencia y crecimiento
radial. (Figura 48, Tabla 15).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
2.7 2.5 2.6 43 57
2.6 2.5 2.6 43 57
2.6 2.4 2.5 42 58
2.5 2.5 2.5 42 58
2.7 2.6 2.7 45 55
2.6 2.5 2.6 43 57
PROMEDIO DE INHIBICION 57
v Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.: en este ensayo se determinó la
actividad antagónica del actinomiceto frente al fitopatógeno, ya que su
crecimiento fue mínimo comparado con el control, además la colonia
Tabla 15. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.
Figura 49. Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.
presentó un desarrollo alargado que divergía del crecimiento radial
normalmente presentado por este hongo, cuando no estaba expuesto al
efecto de ningún otro microorganismo. (Figura 49, Tabla 16).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
1.2 1.0 1.1 18 82
2.5 1.4 2.0 33 68
1.6 1.4 1.5 25 75
1.7 2.2 2.0 33 68
1.8 1.4 1.6 27 73
2.0 1.7 1.9 31 69
PROMEDIO DE INHIBICION 73
v Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.: el efecto antagónico del
actinomiceto sobre el hongo mostró efectividad, el crecimiento de
Cladosporium sp. no fue radial sino extendido lateralmente a partir del
inóculo quedando un espacio o halo entre los bordes de las colonias de
Tabla 16. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.
Streptomyces sp. y del hongo. Esto se confirmó con la esporulación del
actinomiceto sobre una porción cercana al inóculo del hongo allí se
presentó claramente inhibición y deformación de la colonia de
Cladosporium sp. (Figura 50, Tabla 17).
RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION
1.6 1.6 1.6 27 73
1.6 1.5 1.6 27 73
1.7 1..5 1.6 27 73
1.5 1.5 1.5 25 75
1.7 1.7 1.7 28 72
1.7 1.5 1.6 27 73
PROMEDIO DE INHIBICION 73
Tabla 17. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.
Figura 50. Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.
4 CONCLUSIONES
• En la determinación de las tasas de crecimiento de patógenos y
antagonistas se determinó que Trichoderma sp. el antagonista, muestra
un crecimiento mayor en comparación con los hongos fitopatógenos
evaluados y por esta razón su capacidad antagónica es marcada al
enfrentarlo con ellos.
• El porcentaje de prevalencia de los hongos fitopatógenos aislados
arrojó una proporción mayor y muy marcada de Alternaria sp., frente a
Botrytis sp., Cladosporium sp. y Plasmopara vitícola, este último es
patógeno obligado de la vid y fue solamente observado a partir de los
montajes directos.
• Los fitopatógenos seleccionados para el estudio mostraron un buen
desarrollo en los medios de cultivo así como en las hojas muestreadas,
lo cual permitió la fácil identificación de sus estructuras macroscópicas
y microscópicas.
• De las muestras de suelo se aislaron seis géneros de hongos, cinco de
ellos saprófitos de suelo y el otro un antagonista, es decir Trichoderma
sp. que fue utilizado para las pruebas de antagonismo al enfrentarlos
contra los hongos fitopatógenos.
• Se puede deducir que el antagonismo in vitro registrado por el
aislamiento de Trichoderma sp. se debe en buena parte a su mayor
tasa de crecimiento y a su mayor capacidad colonizadora del sustrato
en comparación con la tasa de crecimiento del patógeno.
• De los tres fitopatógenos enfrentados a Trichoderma sp. la sensibilidad
se demostró en diferentes grados siendo el más sensible Cladosporium
sp., pasando por Botrytis sp. hasta llegar a Alternaria sp. , sin embargo
el resultado final fue el mismo en los tres casos, se evidenció la
invasión de la colonia del patógeno por el antagonista.
• Las pruebas de micoparasitismo fueron diferentes y cada una de ellas
demostró la capacidad antagónica de Trichoderma sp. las interacciones
fueron desde granulación, enrollamiento hifal y crecimiento paralelo.
• En la técnica de inhibición por actinomicetos se evaluó el
comportamiento de tres de ellos como antagonistas frente a los hongos
fitopatógenos aislados, lo cual permitió demostrar que los actinomicetos
son de importancia en el antagonismo microbiano, esta función puede
ser consecuencia de la capacidad de muchos actinomicetos para
excretar sustancias antifúngicas difundibles así como enzimas que
provocan la lisis de hongos y bacterias de muchas categorías
taxonómicas.
• Actinomyces sp. no fue un buen antagonista dado que las colonias de
los hongos fitopatógenos presentaron un promedio de crecimiento
mayor frente a este que frente a los otros dos actinomicetos.
• Nocardia sp. presentó esporulación en el medio cuando se enfrentó
con Alternaria sp. de manera que las esporas inhibieron en mayor
proporción a este fitopatógeno que a los otos dos. Sin embargo fue el
actinomiceto que presentó mayor porcentaje de inhibición frente a los
tres hongos aislados.
• Streptomyces sp. presento un porcentaje promedio de inhibición
superior al de Actinomyces sp. e inferior al de Nocardia sp. pero sus
esporas también inhibieron el desarrollo de las colonias de los hongos
fitopatógenos aislados, específicamente en aquellos sitios donde estas
se difundieron.
• La respuesta de crecimiento de los actinomicetos es un poco lenta,
sugerido por la elevada velocidad de crecimiento y la versatilidad
bioquímica de bacterias y hongos (agentes iniciales), mientras que los
actinomicetos solo aparecen cuando ya han sido metabolizados los
compuestos más fácilmente degradables y la crisis competitiva ha
disminuido.
• La ocupación de un sustrato como medio de antagonismo en el control
biológico puede ser de utilidad contra patógenos de gran habilidad
competitiva parasitaria.
5 RECOMENDACIONES
• Tener en cuenta la necesidad de fomentar el uso de antagonistas
biológicos que jueguen un rol importante en las medidas de control
empleadas para combatir muchas enfermedades de plantas, ya que
estas técnicas disminuyen los costos de erradicación y no representan
una amenaza para la salud del hombre, ni para el medio ambiente.
• Implementar las pruebas de antagonismo in vivo, para de este modo
determinar la eficacia de los microorganismos biocontroladores contra
los patógenos que atacan el cultivo.
• Afianzar el impacto en el estudio de sustancias antibióticas elaboradas
por actinomicetos y hongos a fin de entender como logran ellos
mantener el equilibrio en la naturaleza (microhábitat), al igual que la
evolución microbiana.
GLOSARIO
abiótico: Factor físico que influye en el desarrollo de una plaga. agostamiento: Desecamiento progresivo de la madera. aislar: Separar microorganismos del huésped y mantenerlos en cultivo puro. antagonismo: Relación entre organismos distintos en la cual uno inhibe parcial o totalmente el crecimiento del otro o lo mata. antibiótico: Sustancia producida por un microorganismo, capaz de inhibir el crecimiento de otros microorganismos o matarlos. asca: Organo de los hongos que contienen las ascosporas. ascospora: Espora de la fase sexuada de los hongos ascomicetos. axénico: Cultivo de una sola especie en ausencia de otras, cultivo puro. basidiospora: Espora de la fase sexuada de los hongos basidiomicetos. baya: Grano de uva. biótico: Ser vivo que influye en el desarrollo de una plaga. carpóforo: Sombrerillo o seta de la fase perfecta de algunos hongos. cenicilla: Crecimiento sobre la superficie de una planta por acción patógena. cepa: Cualquier grupo de aislamientos similares de un microorganismo. clorosis: Amarillamiento de la hoja. ciclo: Distintos estados de desarrollo que atraviesa un ser vivo por un año.
colonia: Grupo de individuos que crecen juntos o grupo de hifas que suelen tener esporas. conidia: Espora de origen asexual de algunos hongos. conidióforo: Filamento diferenciado del micelio que lleva en su extremo conidias. contaminación: Fase de instalación de una enfermedad. control biológico: Control de las enfermedades de las plantas modificando las interacciones biológicas del ecosistema, especialmente con el uso de enemigos naturales del patógeno. corrimiento: Escasez anormal de bayas en los racimos. defoliación: Pérdida de hojas. desborre: Comienzo de la actividad vegetativa en la cepa. enfermedad: Alteración más o menos grave en la fisiología del cuerpo vegetal debida causas abióticas o agentes perjudiciales. entrenudo: Parte del tallo de un sarmiento comprendida entre 2 nudos consecutivos. envero: Cambio de color en los granos del racimo al iniciar la maduración. esclerocio: Órgano de conservación de algunos hongos en momentos desfavorables para se desarrollo. espora: Organo de conservación o de propagación de los hongos. estoma: Aberturas microscópicas situadas en las partes verdes de plantas. estroma: Micelio fuertemente entretejido en el que se forman los órganos de fructificación del hongo. fitopatógeno: Un organismo o virus capaz de inducir enfermedad en las plantas. foco: Sitio de concentración local de plantas enfermas o lesiones. haustorio: Órgano chupador de un hongo. hifas: Ramificaciones vegetativas de un hongo.
hospedero: Organismo que alberga al parásito. incubación: Período durante el cual una infección fúngica es invisible. infección: Penetración de una espora en un órgano vegetal. inflorescencia: Conjunto de flores. inóculo: Sustancia que contiene microorganismos que van a introducirse a un hospedero o medio. invasión: Penetración y colonización de un huésped por un microorganismo. lesión: Área localizada de tejido enfermo o alterado. micelio: Conjunto de hifas de un hongo. micosis: infección por un hongo parásito o una enfermedad así causada. mosteo: Cuando el jugo de las bayas superiores moja a las inferiores. muestreo: Observación limitada, representativa de un total a medir. necrosis: Muerte de células o tejidos. pámpano: Brote herbáceo de la vid. parásito: Organismo que se desarrolla y alimenta a expensas de otro ser. patógeno: Parásito de origen vegetal. periodo de latencia: Tiempo comprendido entre la infección y la aparición de los síntomas de enfermedad. población: individuos de una misma especie que ocupa un área determinada. pudrición: Desintegración del tejido como resultado de acción de hongos. raquis: eje que sustenta los granos de uva en el racimo. raspón: raquis. resistente: Parásito que no es afectado por un producto.
rizósfera: Microhábitat entorno a la superficie de la raíz. rizomorfo: Cordón miceliar. saprófito: Organismo que se alimenta a expensas de materia en descomposición. sarmiento: Brote lignificado de la vid. síntoma: Manifestación externa de una planta ante el ataque de un agente perjudicial. sp.: Especie indeterminada. tóxico: Sustancia venenosa producida por algunos hongos. variedad: Grupo de individuos cultivados que se distinguen por algunos caracteres importantes. zoospora: Espora provista de flagelo para moverse.
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117
Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid.
ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL SÍNTOMAS
OIDIO Uncinula necator
(Figuras 51, 52 y 53).
Hojas: se observa un polvillo blanco cenizo, aparecen manchas de aceite en el haz. Brotes y sarmientos: presentan manchas de color verde achocolatadas. Racimos: tinte plomizo, puntos pardos, agrietamiento.
EXCORIOSIS Phomopsis vitícola
Hojas: manchas oscuro - negruzcas, marchitamiento. Brotes y sarmientos: aparecen unas manchas oscuras deprimidas y otras con necrosis. Racimos: manchas oscuras, con el posterior desecamiento.
BLACK – ROT Guignardia bidwellii (Figura 54).
Hojas: puntitos negros, manchas blanco – grisáceas. Racimos: chancros oscuros y de forma alargada. Granos: presentan manchas grises y desecamiento.
ANTRACNOSIS Elsinoe ampelina
Sarmientos: manchas negras, chancros profundos. Hojas: manchas circulares blanco – grisáceas, que luego forman agujeros. Granos: se hacen manifiestas fuertes decoloraciones.
PODREDUMBRE DE LA RAIZ
Armillaria mellea
Raíz: pardeamiento, pudrición de la corteza que lleva a una pudrición húmeda con olor a moho. Bajo la corteza: placas blanco – anacaradas, sobre esta aparecen rizomorfos de color marrón o negro.
118
Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid.
ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL SÍNTOMAS
PODREDUMBRE LANOSA Rosellinia necatrix
Hojas: cloróticas y pequeñas. Sarmientos: en los cuales se evidencian entrenudos cortos y de aspecto arrepollado. Raíz: su micelio es lanoso y luego se pardea.
ENFERMEDAD DE PIERCE Xilella fastidiosa
Enfermedad vascular que afecta el xilema. Hojas: irregulares, asimétricas, presentan típico quemado o escaldado en el borde. Brotes: maduración irregular con zonas no agostadas. Racimos: sus frutos son de menor tamaño y se marchitan.
EUTIPIOSIS O BRAZO MUERTO Eutypa lata
Pámpanos: son débiles con entrenudos cortos. Hojas: pequeñas, deformes, cloróticas y con necrosis. Tallo: color marrón de textura dura y quebradiza
YESCA O APOPLEJÍA
PARASITARIA
Stereum hirsutum Phellinus igniarius
(Figura 55).
Tallo: su consistencia es dura, de color oscuro, la invasión por hongos vuelve la madera blanda y amarillenta (yesca). Hojas: tienen decoloraciones entre los nervios y sus bordes se tornan amarillentos. Racimos: se desecan. Brazos y troncos: interiormente los tejidos se desorganizan y se tornan blandos y esponjosos.
119
Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid.
ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL SÍNTOMAS
NECROSIS BACTERIANA Xylophilus ampelinus
Yemas: ellas abortan o desborran con dificultad. Brotes: son de típico aspecto raquítico. Sarmientos: presentan necrosis sectorial, de forma alargada y color pardo. Hojas: se observan manchas rojas de forma angular con halo amarillo aceitoso y posterior desecamiento. Racimos: en pedúnculo y raquis se presentan necrosis y chancros. Flores: muestran coloración rojiza así como una consistencia dura, anormal.
PUDRICIÓN TEXANA
Phymatotrichum omnivorum
Hojas: caen hasta desfoliarse, son de color verde opaco. Brotes: en ellos se presenta deshidratación y luego ocurre muerte progresiva. Raíz: en la superficie se observan los cordones miceliares del patógeno hasta que esta se pudre.
TUBERCULOSIS DE LA VID
Agrobacterium tumefasciens
Tumores en cuello, raíz y sarmientos de diferentes aspectos: lisos, rugosos, aislados, inicialmente son blandos y claros, posteriormente se endurecen y colorean a pardo u oscuro. Se presentan algunos desgarramientos longitudinales.
PODREDUMBRE ACIDA DEL RACIMO
Acetobacter sp. Kloeckera apiculata
Saccharomycopsis vini
Bayas: hay una descomposición interna donde se vacían de sus jugos y se produce el típico mosteo.
120
Figura 51. Síntomas De Oídio En El Haz De Hojas
Figura 52. Síntomas De Oídio En El Envés De Hojas
Anexo B. Fotografías de Otras Patologías
121
Figura 53: Estructura Microscópica De Uncinula necator
Figura 54: Lesiones Típicas De Black – Rot En Hojas De Vid.
Anexo B. Fotografías De Otras Patologías.
122
Anexo B. Fotografías De Otras Patologías.
Figura 55: Síntomas De Yesca o Apoplejía Parasitaria En Hojas.
123
Anexo C. Clasificación Taxonómica De Actinomicetos Del Suelo.
FAMILIAS CARACTERÍSTICAS GENEROS
Estreptomicetaceae
• Hifas generalmente no fragmentadas.
• Extenso micelio aéreo, solamente vegetativo.
• Cadenas de esporas con 5 a 50 o mas conidias por cadena.
Streptomyces Microeliobosporia Sporichthya
Nocardiaceae
• Sus hifas son característicamente fragmentadas que producen pequeñas estructuras redondeadas o elongadas.
• En algunas cepas puede observarse un limitado micelio aéreo.
Nocardia Pseudonocardia
Micromonosporaceae • Hifas no fragmentadas. • Conidias aisladas en paredes
o en cadenas cortas.
Microsmonospora Micropolyspora Thermomonospora Thermoactinomyces
Actinoplanaceae
• Esporas formadas en esporangios.
• El diámetro de las hifas puede ser de 0.2 a mas de 2.0 micrómetros (µm).
Streptosporangium Actinoplanes Planobispora Dactilosporangium
Dermatophilaceae
• Los fragmentos hifales se dividen para formar un gran número de estructuras redondas móviles.
Geodermatophilus
Frankiaceae
• Habitan los nódulos de las raíces de algunas plantas no leguminosas.
• No crecen fuera de la planta hospedera.
Frankia
Actinomycetaceae
• No producen micelios verdaderos
• Son desde anaerobios estrictos a facultativos.
Actinomyces
124
ANEXO D. Medios De Cultivo.
• Agar Papa Dextrosa: no se empleó ningún medio comercial por lo
cual se estandarizó un medio de cultivo, preparado en el laboratorio con
los siguientes componentes:
COMPONENTE PESO g/L
Papa 200
Azúcar 20
Agar Agar 20
Oxitetraciclina o cloranfenicol 10
pH 5 – 6
Medir un volumen de 1L de agua destilada y adicionar los 200 g de papa
pelada y picada, dejar hervir durante 20 minutos para permitir la liberación
del extracto de papa, colar los trozos de papa, adicionar agar agar y azúcar,
dejar hervir hasta que se disuelvan completamente los componentes, medir
el pH, autoclavar a 121ºC, 15 lb de presión por 15 minutos, posteriormente
se agrega el antibiótico en la dosis recomendada (a una temperatura de 30 –
35ºC, aproximadamente), servir en las cajas de petri y dejar solidificar .
Cuando el Agar PDA se empleo para crecer los hongos fitopatógenos se
adicionó oxitetraciclina o cloranfenicol y se estabilizó el pH en 5 – 5.5. De
otra parte cuando se usó para las pruebas de Igarashi, no se adicionó al
medio ningún antibiótico, ni antifúngico y el pH se estabilizó a 6 – 6.5.
125
ANEXO D. Medios De Cultivo.
Agar Avena: fue preparado no a partir de medio deshidratado de ninguna
casa comercial, los componentes usados fueron:
COMPONENTE PESO g/L
Avena en hojuelas 30
Agar Agar 10
Nistatina 4
PH 6 – 6.5
Se pesaron los 30 gramos de avena y se disolvieron en 1 L de agua
destilada, se permitió hervir y luego de colar se adicionó el agar agar, el
medio se esterilizó en autoclave a 121ºC, 15 lb de presión por 15 minutos,
luego a una temperatura de aproximadamente 30 – 35ºC se adicionó
nistatina al 1%, luego el medio fue servido en las placas de petri dejándolo
allí hasta que se solidifico, teniendo en cuenta que para el crecimiento de los
actinomicetos el pH requerido era de 6 – 6.5.