Download - Proyecto Micro CORREGIDO-1
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN
I DATOS GENERALES
1.1Título:
“FRECUENCIA DE MICROORGANISMOSPRODUCTORES DE
BETALACTAMASAS DE ESPECTRO EXTENDIDO (BLEE) EN LOS
PACIENTES DEL SERVICIO DE UCI DEL HOSPITAL ELEAZAR GUZMÁN
BARRÓN DURANTE LOS MESES DE ABRIL- JUNIO DEL AÑO 2014.”
1.2 Personal Investigador:
1.2.1 Autores:
Baluis Fernandez Josselin
Cueto Mogrobejo Luisa
Cotrina Haro Susan
Silva Colquicocha Aracely
Zelaya Vergaray Jessenia
1.2.2 Asesor:
José Villanueva Carlos.
Centro de Estudios:
Universidad San Pedro – Facultad de Medicina- EAP Farmacia y
Bioquímica.
1.4 Área De Investigación
- Ciencias de la salud.
1.5 Tipo De Investigación
1.5.1 De acuerdo al fin que persigue: Aplicada
1.5.2 De acuerdo a su naturaleza: Descriptiva.
1.6 Localidad Donde Se Desarrolla El Proyecto:
1.6.1 Localidad: Distrito Nuevo Chimbote Provincia del Santa,
Departamento: Ancash.
1.6.2 Comunidad:Nuevo Chimbote
2. MATERIAL Y EQUIPOS DE LABORATORIO
EQUIPOS:
- Autoclave
- Estufa de cultivo
- Mechero
MATERIALES:
- Guantes
- Mascarilla
- Placas Petri
- Asa bacteriológica
- Cinta adhesiva
- Medios de cultivo
- Agar McConkey agar común, medio Mueller Hinton
- Discos de:
- Piperacilina / tazobactam
- Ticarcilina / ácido clavulánico
- Tubos de ensayo estériles
- Tórulas estériles (de madera con algodón hidrófilo)
- Pinzas estériles
- Regla graduada en mm
- Cepas
- NaOH 0.1 N
I. MARCO TEORICO
La resistencia a los antibióticos betalactámicos es atribuible fundamentalmente
a la producción de enzimas betalactamasas. Se conocen múltiples clases de
enzimas pertenecientes a esta familia que pueden transferirse a través del
cromosoma bacteriano o mediante genes codificados en plásmidos o
transposones.
De entre este grupo, las betalactamasas de espectro extendido (blees),
también denominadas betalactamasas de espectro ampliado (bleas),
constituyen un alarmante problema en la actualidad, debido a que presentan un
amplio espectro de inactivación frente a la mayoría de los antibióticos
disponibles. (1)
Las betalactamasas son el principal mecanismo de resistencia a
betalactámicos, estas enzimas catalíticas actúan rompiendo el enlace amídico
del anillo betalactámico, lo que hace que el betalactámico pierda la capacidad
de unirse a las proteínas de unión a la penicilina y por tanto, su acción
bactericida. (2)
Estas enzimas han sido clasificadas de acuerdo a dos esquemas generales: la
clasificación molecular de Ambler basada en la similitud de la secuencia de
aminoácidos y la clasificación funcional de Bush-Jacoby-Medeiros que tiene en
cuenta los perfiles del inhibidor y el sustrato. El esquema de Ambler clasifica a
las betalactamasas en 4 grupos nombrados con las letras A y D. La mayoría de
las BLEE pertenecen a la clase molecular A y son enzimas que contienen
serina en su sitio activo y únicamente inhibidas in vitro por el ácido clavulánico.
Las BLEE poseen un amplio perfil de sustrato y tienen la capacidad de
hidrolizar la gran mayoría de antibióticos betalactámicos incluyendo penicilinas,
cefalosporinas de amplio espectro y monobactámicos. Las primeras enzimas
tipo BLEE detectadas fueron las denominadas SHV y TEM, posteriormente han
sido descritas otras con perfiles similares a las mutantes TEM y SHV que
pertenecen también a la clase molecular A, pero a diferencia de estas, tienen
un linaje evolutivo bastante diferente a las enzimas mencionadas. Dentro de
este grupo encontramos las enzimas de las familias CTX-M, VEB, PER, GES y
TLE. Aunque inicialmente las enzimas BLEE solo se limitaban al ámbito
hospitalario, en la actualidad se ha observado un incremento de los reportes de
bacterias productoras de BLEE como causa de IVU de origen extra
hospitalario. La enzima más frecuentemente detectada es del tipo CTX-M en
aislamientos de E. colide la comunidad. Recientemente han sido descritos
aislamientos productoras de enzimas SHV pero en menor proporción. (2)
Existen diferencias cuantitativas en la actividad hidrolítica de determinadas
BLEE sobre los sustratos. Esto hace que determinadas cepas productoras de
BLEE puedan parecer sensibles a los oximino ß-lactámicos, siendo en realidad
resistentes. No es infrecuente que preliminarmente se informe un aislamiento
de una enterobacteria como sensible a cefalosporinas de tercera generación y
aztreonam y que posteriormente, por pruebas adicionales o ante un fracaso
clínico, se constate que se trata de una cepa BLEE (+).8 Por eso ante el
aislamiento de una cepa de un Gram negativo con unas CMI de cefalosporinas
de tercera generación elevadas con respecto a lo esperado para dicha cepa en
ausencia de BLEE, o ante el hallazgo de multirresistencia en las pruebas de
sensibilidad, es prioritario descartar la presencia de BLEE. En concreto, la
Clinical and Laboratory Standards Institute(CLSI) ex National Commitee for
Clinical Laboratory Standard (NCCLS) recomienda la investigación sistemática
de la producción de BLEE en cualquier aislamiento de klebsiella o escherichia
coli cuyas CMI de aztreonam, ceftazidima, ceftriaxona o cefotaxima sea
superior a 2 microgramos/mL. (3)
Las cepas productoras de BLEE son multirresistentes. Presentan resistencia a
todos los betalactámicos, excepto, a priori, a las 7-α-metoxi-cefalosporinas o
cefamicinas y a los carbapenémicos. Además, los plásmidos que codifican esta
resistencia portan genes de resistencia a otros antibióticos, como cotrimoxazol,
aminoglucósidos y tetraciclinas, y el fenómeno de la resistencia cruzada es
muy frecuente.7 Estas cepas son también resistentes a las fluorquinolonas con
mayor frecuencia que otras cepas no productoras de BLEE. La resistencia a
antibióticos no β-lactámicos es significativamente más frecuente en cepas de
escherichia coli productoras de BLEE que en no productoras lo cual fue
constatado en nuestro resultado con el incremento de la resistencia de estas
bacterias a la amikacina. A diferencia de las ß-lactamasas cromosómicas, la
resistencia de las ß-lactamasas plasmídicas es transferible. El que se
encuentren codificadas en plásmidos conjugativos, posibilita la diseminación de
este mecanismo de resistencia no sólo entre distintas cepas de la misma
especie sino también entre diferentes especies bacterianas. Además, las BLEE
frecuentemente se incluyen en transposones o integrones, lo cual determina su
asociación con otros determinantes genéticos de resistencia transferibles,
como los que conllevan resistencia a los aminoglucósidos o al cotrimoxazol.
(4)
Las bacterias productores de BLEE también pueden ser resistentes a otros
antibióticos diferentes a los betalactámicos como fluoroquinolonas,
trimetoprim/sulfametoxazol y aminoglucósidos, es decir, se convierten en
microorganismos multiresistentes; esto es debido a que los genes que codifican
para las BLEE pueden localizarse en el mismo plásmido en que se codifican
otros determinantes de resistencia, lo que se traduce en la dificultad a la hora
de escoger un tratamiento eficaz. Para este tipo de infecciones la alternativa de
tratamiento es usualmente el uso de carbapenemes, los cuales son de alto
costo, muy amplio espectro, de aplicación únicamente parenteral y que además
inducen una presión de selección de cepas resistentes a estos antimicrobianos.
(2)
Las blees derivan mayoritariamente de mutaciones en genes de penicilinasas
originarias de las familias temoniera (TEM), variable sulfidril (SHV) y oxacilin
(OXA), aunque en los últimos años han surgido blees pertenecientes a otras
muchas familias.
Un inconveniente asociado a los microorganismos productores de blees radica
en su rápida y amplia diseminación, favorecida por la existencia de reservorios.
Tanto los pacientes ambulatorios como aquellos que residen en centros de
acogida e instituciones para crónicos podrían actuar favoreciendo su difusión.
En una experiencia realizada en España se observó un aumento en la
incidencia de portadores de microorganismos productores de blees en
pacientes ambulatorios, desde el 2,1% en el año 2001 hasta el 7,5% en el año
2002(2).
E. coli tiene como hábitat natural el tubo digestivo y colon humanos, y coloniza
vagina y uretra; desde la uretra asciende y causa infección del tracto urinario
(ITU). E. coli es la causa principal de ITU adquirida comunitariamente y
hospitalaria, septicemia, meningitis neonatal y gastroenteritis. En infección
urinaria los factores que predisponen a ITU en mujeres son la proximidad del
ano a la vagina y uretra así como una pequeña uretra; esto lleva a colonización
de uretra y vagina por flora fecal; anormalidades anatómicas también
predisponen; el uso de sonda urinaria predispone debido a que las cepas
muestran propiedades de adherencia. Las sondas intravenosas predisponen a
septicemia y además una endotoxina en la pared celular es causante del shock
que se produce en estos casos.(3)
E. coli puede producir enzimas betalactamasas cromosómicas o
extracromosómicas (mediadas por plásmidos). Las cepas productoras de BLEE
confieren resistencia a los betalactámicos excepto a las cefamicinas y a los
carbapenémicos; pero además los plásmidos que codifican las BLEE portan
genes de resistencia (transposones) a otros antimicrobianos como
aminoglucósidos, tetraciclinas y cotrimoxazol, es por lo que el fenómeno de
resistencia cruzada es muy frecuente y el tratamiento de las infecciones
producidas por estas cepas tiene una mayor dificultad. Además, las cepas
productoras de BLEE son más resistentes a fluorquinolonas que las que no lo
son.(4)
Se han identificado como factores que aumentan el riesgo de producción de
BLEES una estancia hospitalaria prolongada, ingreso en la unidad de cuidados
intensivos, existencia de ingresos previos, administración de múltiples ciclos de
tratamiento antibiótico, principalmente cefalosporinas de amplio espectro,
inserción de catéteres, drenajes biliares y sondas urinarias, intubación y
ventilación mecánica y ciertas enfermedades de base como neoplasia y fallo
cardiaco.
II. ANTECEDENTES
La prevalencia de microorganismos productores de blees es muy variable
cuando se consideran diferentes regiones geográficas.
El rango en Europa oscila desde un 1-5% en los países del norte hasta un 39-
47% en los del este(5). En un estudio español reciente se ha reportado un
aumento de la incidencia de blees, desde el 1,6% en el año 2001 hasta el 4,1%
en el 2003(6)
En Centro América (Cuba), El 63.5% de los pacientes estudiados en el Instituto
Superior de Medicina Militar en Unidad de Cuidados Intensivos de la ciudad de
La Habana, presentaron en la primera evaluación, bacterias BLEE en algunas
de las muestras estudiadas.(7)
En Sudamérica (Argentina) se reportó alta frecuencia de cepas BLEE (31,1%)
en pacientes hospitalizados del Hospital Escuela “José Francisco de San
Martín” de Corrientes.
Se encontró en los pacientes con ITU por Enterobacterias productoras de
BLEE, como factor de riesgo al sexo masculino (p < 0.022, OR: 2.32, IC al
95% 1.05 – 5.26). De la misma manera, se encontró como comportamiento
clínico característico a la hospitalización prolongada (p < 0.0043, OR: 4.12, IC
al 95% de 1.39 – 14.73).(8)
En Perú, en el Hospital regional de Lambayeque, Chiclayo, se obtuvo como
resultados: 18 (51,4%) de las cepas de E. coli eran productoras de BLEE tipo
CTXM, de éstas, 14 fueron aisladas del sexo femenino y por consulta externa
(en áreas de urología, pediatría, nefrología, endocrinología, gastroenterología,
ginecología) y 04 de pacientes que estuvieron internados en el Hospital. (9)
Con respecto a la ciudad de Lima se reportó, en el Hospital Nacional Guillermo
Almenara Irigoyen durante el período: 1 de Enero 2009 – 30 Junio 2010, la
prevalencia de aislamientos de P. aeruginosa con un 15% (112/764) en los
pacientes, las muestras aisladas provienen principalmente de muestras
respiratorias y en menor proporción de hemocultivo y urocultivo. (10)
Angles et al. (2009) realizó un estudio en el hospital Arzobispo Loayza (Lima),
Se incluyeron cepas de E. coli y Klebsiella Pneumoniae. Aisladas a partir
muestras de pacientes hospitalizados, se realizó el test de susceptibilidad y
confirmación de fenotipo por el método automatizado VITEK® 2 Compact
System demostrando que la prevalencia de aislamientos con fenotipo BLEE fue
del 63 % (51/81) para E. coli y 71,3% (17/23) para K.pneumoniae (11)
Morales J. et al. (2005) Estudió la presencia de enterobacterias productoras de
BLEE en dos hospitales de Lima, se recolectó 137 Cepas de Escherichia coli y
18 cepas de Klebsiella pneumoniae. La mayoría mostro alta resistencia a las
cefalosporinas de tercera generación y aztreonam; 2,9% del total de E. Coli y
un 44,4% del total de K. Pneumoniae aisladas fueron confirmadas como
productoras de BLEE. Todas las Cepas Productoras de BLEE fueron
multirresistentes y la Mayoría presento una coresistencia a sulfametoxazol /
trimetoprim, amikacina, gentamicina y ciprofloxacina. (12)
En Ancash, Chimbote, no se han reportado estudios respecto al tema.
III. JUSTIFICACION
Bajo la premisa de que la producción de betalactamasas de espectro extendido
está íntimamente relacionada con el uso irracional de antimicrobianos, los
fracasos de tratamientos convencionales. Las resistencias, provocan un retraso
en la administración de tratamiento microbiológicamente efectivo con
disminución de la eficacia clínica y tiempo de hospitalización, su comprobación
será usada para mejorar la orientación terapéutica de dichos fármacos, con los
subsecuentes beneficios para los pacientes en términos de salud y para el
Hospital de Eleazar Guzmán Barrón en términos económicos.
2.3 ENUNCIADO DEL PROBLEMA
¿Cuál es la frecuencia de microorganismos productores de betalactamasas de
espectro extendido (BLEE) en los pacientes del servicio de UCI en el Hospital
Eleazar Guzmán Barrón durante los meses de abril- junio del año 2014?
2.4 OBJETIVOS:
a) Objetivo General:
- Determinar la frecuencia de microorganismos productores de
betalactamasas de espectro extendido (BLEE) en pacientes de servicio
de UCI el Hospital Eleazar Guzmán Barrón durante los meses mayo,
junio y julio del año 2014.
b) Objetivos Específicos:
- Cultivar las muestras obtenidas en Agar McConkey
- Aislar microorganismos productores de betalactamasa de espectro
extendido por el método de difusión de discos.
2.5 HIPÓTESIS:
Implícita
2.6 Metodología
DISEÑO DE LA INVESTIGACION
Tipo de Estudio
a. Según el tiempo de ocurrencia de los hechos y registro de la
información científica.
El estudio es de tipo prospectivo (aplicada en un futuro)
b. Según el periodo y secuencia del estudio
Prospectivo y longitudinal.
c. Según el análisis y alcance de los resultados
Descriptivo, cuantitativo
Área de Estudio
Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Regional.
Población
Pacientes de ambos sexos, de cualquier edad, que por motivos médicos o
quirúrgicos fueron admitidos, de Mayo, Junio y Julio de 2014, a la UCI del
Hospital Eleazar Guzmán Barrón.
Muestra
Pacientes hospitalizados en UCI productores de betalactamasas.
Criterios de inclusión
Todo paciente hospitalizado en UCI, independientemente de su diagnóstico
clínico de base, con presencia de microorganismos productores de
betalactamasas presentes en orina, sangre y esputo.
Criterios de exclusión
Pacientes hospitalizado en UCI, independientemente de su diagnóstico clínico
de base, que no presenten microorganismos productores de betalactamasas.
PROCEDIMIENTOS PARA LA RECOLECCION
Se llevará a cabo la recolección de muestras de cultivos (sangre, orina)
procesados del laboratorio clínico delHospital Eleazar Guzmán Barrón
procedentes del servicio de UCI durante los meses de mayo, junio y julio,
tomando en cuenta el fundamento de los registros del laboratorio mencionado.
Posteriormente serán llevadas al laboratorio de Microbiología de la Escuela de
Farmacia y Bioquímica de La Universidad San Pedro de Chimbote, donde se
realizarán los procedimientos de método estandarizado de difusión en disco
descrito por el Laboratorio Internacional de Referencia: National Committee for
Clinical Laboratory Standars (NCCLS).
TECNICAS Y PROCEDIMIENTOS
MEDIO AGAR MUELLER – HINTON
Preparación
1. El agar Mueller - Hinton debe ser preparado a partir del reactivo
comercial deshidratado y de acuerdo a las instrucciones del fabricante.
2. Inmediatamente después de autoclavar dejar enfriar en un baño de agua
a 45 - 50ºC
3. Verter el preparado fresco y tibio a una placa petri de vidrio o plástica, de
fondo plano en un nivel, superficie horizontal para dar un fondo uniforme
de aproximadamente 4 mm. Esto corresponde a 60 - 70 ml de medio por
placa de diámetro de 150 mm y 25- 30 ml para placas de 100 mm de
diámetro.
4. El medio de agar debe dejarse que enfríe a temperatura ambiente, y a
menos que la placa se use el mismo día, debe guardarse en refrigerador
(2 - 8º C).
5. Las placas deberían usarse en un lapso de 7 días después de la
preparación a menos que se hayan tomado adecuadas precauciones, tal
como envolver en plástico, para minimizar el secado del agar y que al
menos hayan mostrado correcto funcionamiento con los organismos de
control de calidad especificados en la sección 10.2.
6. Una muestra representativa de cada lote de placas debería ser
examinada para esterilidad por incubación a 30 - 35ºC por 24 horas o
más.
pH
El pH de cada lote de agar Mueller - Hinton debería ser chequeado cuando
el medio es preparado. El agar debe tener un pH entre 7,2 y 7,4 después de
gelificar a temperatura ambiente.
Humedad
Un exceso de humedad justo antes del uso se presenta en la superficie del
agar, las placas deberían ponerse en un incubador (35ºC) o una cámara de
flujo laminar con las placas entreabiertas hasta que el exceso de humedad se
haya perdido por evaporación (usualmente 10 a 30 minutos). La superficie
debe ser húmeda, pero sin gotas de humedad en la superficie del medio o en la
tapa de la placa antes de ser inoculada.
ESTÁNDAR DE TURBIDEZ PARA PREPARACIÓN DEL INÓCULO
Para estandarizar la densidad del inóculo para una prueba de
susceptibilidad, se utiliza estándar de turbidez de BaSO4, equivalente a un
estándar 0.5 McFarland o su equivalente óptico. Un estándar de 0.5 McFarland
de BaSO4 se prepara como sigue:
1. Una alicuota de 0,5 ml de 0,048 m/L de BaCl2 (1,175% p/v BaCl2 x
2H2O) seagrega a 99,5 ml de H2SO4 de 0,18 mol/L (1% v/v) con
agitación constantepara mantener la suspensión.
2. La densidad correcta del estándar de turbidez debería verificarse
usando unespectrofotómetro con una celda de 1 cm de paso de luz con
una cubeta decalibración para determinar la absorbancia. La
absorbancia a 625 nm debe ser0,08 a 0,10 para el estándar de 0,5
McFarland.
3. La suspensión de Sulfato de Bario debe transferirse en alicuotas de 4 a
6 ml atubos con tapa atornillada del mismo tamaño que aquellos que se
usan para elcrecimiento o dilución del inóculo de bacterias.
4. Estos tubos deben ser bien sellados y almacenados en la obscuridad a
temperatura ambiente.
5. El estándar de turbidez debe ser bien agitado en un vortex mecánico
antes deusar y se debe revisar que haya una apariencia turbia uniforme.
Si aparecenpartículas grandes debe ser reemplazado. Suspensiones de
partículas de latexpueden agregarse para agitar invirtiendo el tubo
suavemente sin usar vortex.
6. El estándar de Sulfato de Bario debe ser reemplazado o verificado su
densidad mensualmente.
PREPARACIÓN DEL INÓCULO
Método de crecimiento
1. Al menos 3 a 5 colonias bien aisladas y de del mismo tipo de morfología
se seleccionan de un agar de cultivo. Se toca la colonia por arriba con
un asa y el crecimiento se transfiere a un tubo con 4 a 5 ml de un medio
de cultivo adecuado, tal como caldo soya tripticasa.
2. El caldo de cultivo es incubado a 35ºC hasta que alcance o exceda la
turbidez del estándar de 0.5 McFarland (usualmente 2 a 6 horas). Esto
resulta en una suspensión que contiene aproximadamente 1 a 2 x 108
UCF/mL.
3. La turbidez del caldo se ajusta con solución salina estéril o con caldo
para obtener una turbidez ópticamente comparable a un estándar de 0,5
McFarland.
INOCULACIÓN DE LAS PLACAS
1. En un lapso de tiempo óptimo de 15 minutos después de ajustar la
turbidez de la suspensión del inóculo, una tórula de algodón se
sumerge en ella. La tórula debe ser rotada varias veces y presionada
firmemente contra la pared interna del tubo sobre el nivel de líquido.
Esto remueve el exceso de inóculo.
2. Se inocula la superficie de una placa de agar Mueller -Hinton por
rayado con la tórula sobre toda la superficie. Este procedimiento es
repetido rayando dos o más veces, rotando la placa
aproximadamente 60º C cada vez para asegurar una distribución
constante del inóculo. Como paso final se pasa sobre los bordes del
agar.
3. La tapas de la placa pueden quedar entreabiertas por 3 a 5 minutos,
pero no más de 15, para permitir que un exceso de humedad de la
superficie se absorba antes de aplicar el disco con la droga
impregnada.
4. Se debe evitar excesos en la densidad del inóculo. Nunca usar
caldos de cultivo de la noche anterior sin diluir u otro inoculo no
estandarizado.
APLICACIÓN DE LOS DISCOS A LAS PLACAS INOCULADAS
1. Los sensidiscos se dispensan sobre la superficie del agar. Cada disco
debeser presionado para asegurar contacto pleno con la superficie del
agar. Yasea que el disco se ponga individualmente o con un dispensador,
deben serdistribuidos en forma constante y no debe quedar a menos de
24 mm dedistancia entre centros. No más de 12 discos se deben poner
por placa de150 mm o no más de 5 en placas de 100 mm. Debido a que
algunas drogasdifunden casi instantáneamente, un disco no debe ser
relocalizado una vezque haya tomado contacto con la superficie del agar.
2. Las placas son invertidas y puestas en un incubador a 35ºC en el lapso
de 15minutos después de aplicados los discos.
BIBLIOGRAFIA
1. Stürenburg E, Mack D. Extended-spectrum ß-lactamases: implications for the clinical microbiology laboratory, therapy, and infection control. J Infect 2003; 47: 273-95.
2. Mirelis B, Navarro F, Miró E, Mesa RJ, Coll P, Prats G. Communitytransmission of extended spectrum ß-lactamase. Emerg Infect Dis
2003; 9: 1024-5
3. Sanchez Artola, B. Betalactamasas de espectro extendido (BLEE). Curso sepsis grave: capítulo 6. Revista Electrónica de Medicina Intensiva, 2004; 4 (8), Artículo no C 6.
4. Martín Clavo S. Martín Cillero M.T. Liso Rubio F. J. Tratamiento de las infecciones producidas por beta-lactamasas de espectro extendido (BLEE). www.fundacionpromedia.org/estudios-universitarios/.../cap 4.pdf.
5. García-Hernández A. M., García Vázquez, E., Hernández-Torres A., Ruiz J., Yagüe G., Herrero J. A. et al. Bacteriemias por Escherichia coli productor de betalactamasas de espectro extendido (BLEE) significación clínica y perspectivas actuales. Revista Española de Quimioterapia 2011; 24(2): 57-66.
6. UNMSM.FACULTAD DE MEDICINA HUMANA“Factores asociados a la infección por Escherichia coli y Klebsiella sp productoras de betalactamasas de espectro extendido en pacientes hospitalizados del Hospital Nacional Daniel Alcides Carrión – Callao: setiembre 2008-diciembre 2009”
7.“Incidencia de enterobacterias productoras de betalactamasas de espectro extendido”. Hospital Escuela “José Francisco de San Martín” de Corrientes –Argentina.
8. Oteo J, Lázaro E, de Abajo FJ, Baquero F, Campos J. Antimicrobial-Resistant invasive Escherichia coli, Spain. Emerg Infect Dis 2005;11: 546-53.
9.Detección del gen CTX-M en cepas de Escherichia coli productoras de Β-lactamasas de espectro extendido procedentes del Hospital Regional de Lambayeque; Chiclayo–Perú: Noviembre 2012-Julio 2013.
10. Dr. Wilfredo Flores Paredes, Dr. Ricardo Illescas Mucha, Dra. Lourdes Rodríguez Piazze, Dr. José Hidalgo Vidal, Dr. Enrique Paz Rojas, Dra. Sabina Mendivil Tuchia. Reprte de Datos Acumulados de Susceptibilidad Antimicrobiana. Lima – Perú: EsSalud – Hospital Nacional Guillermo Almenara Irigoyen; 2010. http://www.slideshare.net/lrillescas/perfil-microbiolgico-del-hospital-g-almenara.
11. Angles E. Matos E. Yuen A. Pinedo I. Benites C. Valencia J. Martínez L. et all. Prevalencia de BLEE E. Coli y Klepsiella pneumonie en el Hospital Nacional Arzobispo Loayza - 2009. Informe Anual de la Red de Monitoreo/Vigilancia de la Resistencia a los Antibióticos. 2009; 33(08): 4-174.
12. Morales J. Reyes K. Monteghirfo M. Roque M. Irey J. Presencia de B lactamasas de espectro extendido en dos hospitales de Lima Perú. Anales de Facultad de Medicina. An Fac Med Lima. 2005; 66(1): 24-32.