embrapa- meio ambiente · manta térmica soprador de ar quente . preparação cirúrgica pouca...
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Procedimentos em anestesia e
eutanásia
Dr. Marcelo Asprea
Jefe de Bioterio y Cirugía Experimental
Hospital de Pediatría “Prof Dr. Juan P. Garrahan”
Aplicável a qualquer animal sujeito a qualquer procedimento cirúrgico ou experimental que causa dor, a menos que seu use está contra-indicado por razões científicas, informados na forma escrita, pelo pesquisador no protocolo científico
Considerações
Estado de saúde Fêmeas grávidas ou com ninhadas Peso de animais Duração da anestesia: Variável Controle de hipotermia
Avaliação pré-anestésica
Estado de saúde
Doenças respiratória crônica
Insuficiência Renal Crônica / Cetoacidose
Exame Analise de sangue (vol: 0,6%-0, 8% do peso)
Jejum
Normalmente desnecessárias
Roedores e coelhos não vomitar
Se indicado: máximas 6 horas
Devem ser evitada a hipoglicemia
Jejum (hs) Coelho 0-4 Cobaia 0-1 * Pequenos roedores 0 * tendem a reter alimentos em orofaringe e regurgitar
Estabilização
Antes da indução anestésica Homeostase: TC, hidratação, VS, Meio interno 10-20 ml/kg NaCl 0,18 % + Glicose 4% Aquecimento de fluidos
Proteção para os olhos
Abrir as pálpebras/ Cetamina Secura da córnea e abrasão Lágrimas artificiais (hidroximetilcelulosa)
Manejo
Métodos estressante Tônus simpático elevado limita o tranqüilizante Prevenir esfola da cauda (rato) Mantenha o quarto sossego
Aquecimento / métodos
Filme plástico de bolha de ar (sistema airpack) Saco de água quente Lâmpada Manta térmica Soprador de ar quente
Preparação cirúrgica
Pouca tricotomia Anti-séptico temperado / não-alcoólica Pano de campo Técnica asséptica
Complicações
Evite exageros: pesagem! Manter a temperatura corporal Depressão respiratória: O2, Doxapram Perda de sangue: técnica cirúrgica Compressão suave de tórax
Vias de administração
Roedores / comum: IP e SC Via IV é difícil para os seus tamanho Volumes via IM limitado no rato/camundongo: Considere via IO Coelhos :IV, IM, SC, IP, IO
Pontos de acesso / injeção parenteral
Coelho: SC, IP, IM • IV: VMO, safena lat, cefálica, jugular
Cobaia: SC, IP, IM • IV: VMO, safena lat, pênis dorsal, jugular
Rato / Camundongo: SC, IP, IM • IV: jugular, lat cauda
Hámster: SC, IP, IM • IV: lat Tarso, cefálica, língua, pênis dorsal
Chinchila: SC, IP, IM • IV: femoral, cefálica, safena lat., veia marginal da orelha, pênis dorsal, lat abdômen, cauda
Pontos de acesso / injeção parenteral
Acesso IV em coelhos
Artérias
Veias
veia marginal da orelha
Analgesia / sedação
Analgesia poderosa Fentanilo* + Droperidol
Analgesia moderada Dexmedetomidina**, Xilacina**, Cetamina
Nenhuma analgesia Diazepam*, Midazolam*, Acepromacina
* Algumas drogas são reversíveis
* xilazina e dexmedetomidina podem causar glucosuria e poliúria
Pré-medicação em coelho
Tranqüilizantes * (mg/kg)
Benzodiazepínicos: Diacepan (0,5-5)*, Midazolan (0,2-3)*
Fenotiazinas: Acepromazina (0,2-0,75)*
Agonistas Alfa-2: Xilazina(1-5)*, Dexmedetomidina (0,001-0,005) *
Dissociativa: Cetamina (10-15)*, Tiletamina
Pode produzir nefrotoxicidade a doses > 30 mg/kg
Pré-medicação em coelho
Opióides *(mg/kg) Butorfanol (0,1 - 0,5) * Buprenorfina (0,01 - 0,05) * Morfina (1 - 2.5) * Fentanil (0,002 - 0,004) *
Pré-medicação na cobaia (* mg/kg)
Secreções densas e abundante : Atropina (0,05)*
Tranqüilizantes
Benzodiazepínicos: Diacepan, Midazolan (2-5)*
Fenotiacinas: Acepromacina (0,5)*
Agonistas Alfa-2: Xilacina (5-10)*, Dxmedetomidina (0,005)*
Anestesia de pequenos roedores
Semelhante a outras espécies
Anestesia de inalação é a preferida
Injeção: IP usual, IM pode ser imprópria
Anestesia de injeção (TIVA )
Pequenos roedores
Con Cetamina
+ Dexmedetomidina o Xilacina
Con Propofol i.v.
Cetamina
Não é um bom analgésico em roedores
Combinado com bzdps, opioides, agonistas alfa-2
Anestesia parenteral em coelho
Dose/kg) Anes quirúr(min)
Ketamina + Dxmdtmidina IM (25 + 0,005) 30-40
Ketamina + Xilacina IM (35 + 5) 30
Ketamina + Diacepam IV (10 + 1) 20
Fentanilo + Dxmdtmidina IV (0,08 + 0,003 30
Propofol IV (hasta 10) 8
Tiopental ( Não recomendado) IV (hasta 12) 40
Anestesia parenteral na cobaia
Dose (mg/k Anestesia(min) Ketamina + Dxmdtmidina IP (40 + 0,005) 30-40 superficial Ketamina + Xilacina IP (40-80 + 5 30 quirúrgica Ketamina + Diacepam IM (100 + 5) 30 inmediata (Fentanilo + Droperidol) Pode produzir a auto-mutilação
Anestésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg)
Via Camundongo Rato Cobaia Coelho Fentanilo / Dxmtomidina I - 0,3/0,003 - - Ketamina / Diacepam IP 100/5 80/10 100/5 25/5 Ketamina / Xilacina IP 100/10 80/10 40/5 35/5 IM Ketamina / Dxmtomidina IP 75/0,01 75/0,005 40/0,005 25/0,005 IM Tiletamina + Zolazepam IP 80* 20-40 50 50 ** * Imobilização ** Toxicidade renal
Analgésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg)
Duración Via Camundongo Rato Cobaia Coelho
Buprenorfina 6-12 SC 0,05-0,1 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05
Butorfanol 2-4 SC 1-5 2 0,5-0,8 0,1-0,5 IV
Fentanilo 20-30 min IP 0,01-0,05 0,01-0,03 - 0,01-0,05
Morfina 4-6 SC 2-10 2-10 2-5 2-5
Aspirina 6-8 PO 100 100 90 100
Flunixín 12 SC/ IM 2,5 2,5 - 1
Ibuprofeno 6 PO 30 15 10 IM 10 IV
Carprofeno 12-24 SC - 5 4 2-4
Meloxicán 24 PO 3-5 3-5 3-5 3-5
Duração da combinações anestésicas no
camundongo (minuto)
Analgesia Hipnose Fentanilo + Dxmdtomidina 45 315
Cetamina + Diacepan 20 130
Cetamina + Dxmdtomidina 25 175
Cetamina + Xilacina 25 140
Reversão anestésica
Agonista Antagonista Dose (mg/kg)
Benzodiacepinas Flumazenil 1 Buprenorfina Nalbufina 0,01- 0,1 Fentanilo Naloxona 0,01- 0,1 Agonistas α2 Atipamezol 0,1- 1 Yohimbina
Anestésico Antagonista Fentanilo / Dxmedetomidina Naloxona / Atipamezol
Anestésicos inalatórios
Técnica de escolha
Isoflurano, Halotano, Sevofluorane
Aparelhos de anestesia
Controle rápido do plano anestésico
Ser suplementado com anestesia injetável
Manutenção
de anestesia inalação
Indução Manutenção
Halotano 3%-4% 1%-2% Isoflurano 3%-4% 1,5%-3% Sevofluorane 2,5%-3% 1,5-2% Fluxo de oxigênio 1-3 L/min < 1 L/min dep. tamanho da câmara 250 ml/100 g (sistema ‘T’)
Câmara de indução para roedores
Anestesia de inalação
CAM CAM CAM Halotano Isoflurano Sevoflurano Camundongo 0.95 1.4 1.4 Rato 1.1 1.35 1.4 Coelho 1.4 2.0 2.1 Usado depois de anestésicos injetáveis IM o IV o CAM é 20% maior O óxido nitroso pode causar distensão abdominal
Indução de inalação em coelhos
Apnéia de até 2 minutos
Risco de lesão devido a hipóxia e hipercapnia
Sedativo aumenta seu efeito
Suspender o gás anestésico durante a apnéia, manter a máscara com O2 apenas, colocar novamente quando ele exalar espontaneamente
Intubação em roedores
Difícil em comparação com espécies maiores
Geralmente somente com máscara
Ventilação com ventiladores especiais
Intubação em coelhos
Dificuldade anatômica
Pequena abertura oral
Língua proeminente
Cego (estetoscópio)
Utilize gel ou spray de lidocaína
Intubação em cobaias
Dificuldade anatômica
Pequena abertura oral
Palatal ostium
Secreção profusa
Tendência a regurgitação
Otoscópio e transiluminação
Utilização de mandril
Tamanho do tubo: 2,5 mm ou menos
Intubação em roedores / equipamentos
Espécies Ø Interno Gauge (mm)
Camundongo 1 19 Rato 1.2-2.5 12-16 Cobaia 1.5-2.5 12-16
Intubação de cobaia
Recuperação anestésica
Saber sobre o efeito e a duração da droga
Reversão da droga
Uso de preanalgesia
Analgesia pós-operatória
Promove a recuperação da cirurgia Antes que o animal se recupera Cirurgia de grande porte: Buprenorfina sozinha ou em combinação com AINEs (Carprofeno, Meloxicam, Ketoprofeno) Outras cirurgias: AINEs, dose pode ser repetida em 18-24 hs PO
Cuidados pós-operatórios
Area de recuperação: calmo, quente, visível
Uso de toalha (ou Vetbed, Drybed)
Reduzir o manipulação: reduz o stress
Drogas de ação prolongada: evitar
Cuidados pós-operatórios
Temperatura
Inicialmente: 30ºC ( hasta 36ºC)
Recuperado: 20-25ºC
Seque o pêlo molhado
Cuidados pós-operatórios
Fluidos
SC no final da cirurgia em cobaias
Recuperação
Fornecer água e comida
Fornecer a cama
Função gastrointestinal
Verificar o consumo de água e alimentos
Considere as drogas que promovem a motilidade GI
(Metoclopramida, Cisapride)
Especialmente em cobaias e coelhos
Orientações para o uso de zebrafish -NIH
Necessidade de minimizar o sofrimento Adultos, experimentar o sofrimento continua a ser controversa O estabelecimento de orientações que assegurem a eutanásia rápida Não há evidência de cognição (OS) em primeira semana do desenvol. Movimentos embrionários são simples reflexos
Orientações para o uso de zebrafish -NIH A primeira semana, as larvas podem responder a estímulos simples
Semelhante nos estágios iniciais de embrião de camundongo ( nutrição) Critério de alimentação independente 8 dias após (dpf) para eutanásia 7 dpf tem sinais da doença na ausência de alimentação externa Assim, a primeira semana, o peixe permanecem em um estado imaturo
Anestesia de peixe. Procedimento usual para intervenção rápida
Menos estressante para os animais Indução rápida Perda do equilibrio natatório Perdem os movimentos das branquias Reflexos táteis podem não ser exibidos Se se observar qualquer reação do animal imergir novamente na solução anestésica em poucos segundos Pode manter o animal com a área do opérculo coberta por um pano molhado (a mesma solução anestésica) para saturar o ar de umidade
Pre-Anestesia Como calmante antes da anestesia: fenoxietanol ou óleo de cravo. As dosagens variam de acordo com o que você quer fazer. Como idéia geral não usaria mais de 30% da dose de anestésico para evitar a "defesa" de indução. Após anestesiar imediatamente
Anestesia Inalado através de brânquias ou também pelo tegumento a droga dissolvida no meio
Por imersão no tanque separado Benzocaína transporte de 10 a 30 ppm; anestesia 40-100 ppm MS-222 (Metanosulfonato de tricaina) transporte 5-30 ppm anestesia 50-100 ppm Dose. 1g / 10 litros (100 ppm) Precauções. Tóxico, possível cancerígeno. Use sempre luvas Anestesia aparentemente boa. Indução rápida mas recuperação estressante
Não use se você pode usar qualquer um dos dois seguintes
Fenoxietanol
Dose. 0,6 - 1ml 1 litro (1:1 000 ou 1000 ppm) Precauções. Use com luvas Boa anestesia geral, mas sim ocorrem variações individuais Sensibilidade altamente variável individual a overdose Recuperação boa da anestesia
Essência de Cravo da India (eugenol)
Dose. 50 a 100 ppm (5-10 ml / 100 litros) Precauções. Se não tratada com cuidado pode ser anestesiada localmente, lábios, pálpebras, etc. Típico odor muito penetrante. Embora inofensivo é aconselhável usar com luvas Observações e laboratório. Anestesia segura, permitindo que alguns erros em doses elevadas, pode ser usada como um pré-anestésico. Muito boa recuperação. Ele permite anestesia de longa duração. Se dissolve com dificuldade na água, então é bom se preparar antecipadamente, agitar com ar ou diluí-la em etanol no momento da utilização Quando usado diretamente no aquário deve, em seguida, esvaziar todo o aquário para remover todos os vestígios do produto porque é um óleo e permanece na superfície
Outros métodos de anestesia
Em algumas espécies pode ser injetado no músculo vermelho (pentobarbital), vasos sanguíneos ou cavidades ) No alimento (diazepam) Usando gases nos peixes pulmonados (dipnóicos)
Recuperação
Se o fluxo no aquário é correto e completo, é melhor recuperar no aquário. Se isso não acontecer você deve colocar em um recipiente similar ao da anestesia com fluxo de água boa para remover rapidamente os restos de anestésico e seus metabólitos. Quando o animal parece recuperar a natação voltar ao aquário de manutenção . Evitando outra manipulação estressante para o animal.
Para ter em conta
A dose de valores de literatura são média Pode variar com a espécie, tamanho, sexo, estado de saúde, fisiológico e também com o pH, temperatura e oxigênio dissolvido A aeração é necessária tanto no tanque de anestesia e recuperação Saber que plano de anestesia deve ser alcançada para as manobras
Tomar de amostra e inoculação
Veia caudal
Tome a linha lateral (LL) como referência
Introduza a agulha a 45 ° acima do LL a vértebra
Ao toque fazem a tomada ou inocular
Agulha de calibre menos de vaso sanguíneo
Intramuscular Pode ser feito sob a barbatana dorsal ou entre a linha lateral e dorsal
Intraperitoneal
Evitar perfurar órgãos internos Injetar na linha média, cranial de barbatanas pélvicas
Valores fisiológicos
em coelhos e roedores
Camund Rato Cobaia Coelho
Peso (gr) 30-40 250-450 500-1000 3000-6000
Tº (ºC) 37.4 38 38 38
F.R. 180 80 120 55
F.C. 570 350 155 220
Monitoramento do plano anestésico
Reflexos são gradualmente perdidos: Estação Pálpebra / córnea Deglutição Aperto de pé Aperto da cauda Aperto da orelha (coelhos, cobaia) Reflexos do pé, a cauda ou a orelha são abolidos em planos cirúrgicos de anestesia (profundidade)
Monitorização cardiopulmonar
Objectivo
Prevenir a bradicardia, hipotensão, hipóxia, hipercapnia Monitoramento de sinais clínicos Espécies maiores Padrão ventilatório ouvir / sentir o peito, mucoso,t.ll.c, qualidade do pulso Temperatura das extremidades Espécies menores Difícil avaliar a qualidade do pulso ou ao ouvir o peito
Monitores
ECG, P.A., oximetria de pulso, capnografia, ventilação Confirmar o bom funcionamento ECG: Eles devem detectar sinais fracos e altas freqüências (Coelhos 350 bpm, camundongos 600 bpm)
Limite máximo de freqüência
cardíaca em monitores
Uso em medicina humana (maior parte):250 ppm
Uso em medicina veterinária: 350 ppm
Específico (recente):até 999 ppm
Altas freqüências podem ser determinadas em fitas
Saturação de O2
Hipoxemia
< 90%-92%
Colocação de sensor
língua, lábio, orelha, dedos, extremidade distal, flanco, base da cauda, reto
Não pressione o sensor
Oximetria de pulso (Saturação de O2)
Sinais melhoradas em tecidos com hipoperfusão
Limite máximo de freqüência: 250 bpm
Capnografia
Fluxo de sucção:150 ml/min, +/- 20
Freqüência respiratória: Rango 0-150 bpm
Fluxo lateral (side port)
O fluxo deve ser adaptado ao volume minuto ( normalmente 100-200 ml/min; camundongo deve ser 5 ml/min: EQUIPAS ESPECIAIS)
Em paciente intubados ou não
Fluxo principal (main port)
A sonda encontra-se no tubo endotraqueal sem ter um excessivo espaço morto. Só em coelhos e cobaias
Microcapnografia
Em animais com um peso de até 50 g
Fluxos de sucção muito baixos (5 - 20ml/min.)
Alto custo
CI240 monitor Columbus Instruments
Eutanásia pode conceituada como a conduta na qual
se busca abreviar a vida de um ser vivo, como o
mínimo possível de dor e sofrimento
Atender a legislação vigente
Aprovado por uma CEUA
Normativas reconhecidas ( AVMA/ FELASA Guidelines for the Euthanasia of Animals )
Suporte veterinário
Treinamento da equipe
Biossegurança
Basear-se sempre no princípio dos 3Rs (Russel & Burch, 1959)
Condições
Os animais são seres sencientes, portanto, capazes de sentir,
interpretar e responder a estímulos dolorosos e ao sofrimento.
Estabelecer diretrizes e normas que garantam o atendimento aos
princípios de bem-estar animal e respeito aos parâmetros éticos
Considerações Éticas
Nos casos em que doenças ou injúrias sejam irreversíveis
Fornecimento de sangue ou outras amostras (com um propósito científico)
Quando os níveis de dor, estresse e sofrimento excedem
os níveis tolerados (endpoint)
Ao fim de experimentos
Indicação da Eutanásia
Espécie animal utilizada
Estado fisiológico
Idade
Meio de imobilização/contenção disponível
Número de animais a serem submetidos à eutanásia
Não interferir no método já padronizado das pesquisas
Custo
Critérios de Escolha do Método
Método humanitário
Indolor
Rápido
Fármacos que tornem o procedimento
de eutanásia tranquilo e isento de excitações
Características Desejáveis
Métodos cruentos
Causar dor e desconforto ( ATAQUES / ESCAPE / SALIVAÇÃO / DESCARGA
DE SACOS ANAIS / TAQUICARDIA )
Que podem causar asfixia
Uso isolado de miorrelaxantes de ação central ou periféricos
Empregar métodos de eutanásia considerados agressivos para
quem está executando ou auxiliando o procedimento
Características Indesejáveis
Agentes Injetáveis
Induzem à morte rapidamente
Em algumas situações: apenas uma única substância
Desvantagem: a maioria dos fármacos são
controlados, o que torna sua aquisição mais difícil
Administração: Via IV (preferencial) ou IP
Métodos de Eutanásia
Barbitúricos
São amplamente utilizadas e aceitas
Método rápido
Baixo custo
Dose para eutanásia: 3-5x a dose anestésica
Recomenda-se o uso de uma MPA (xilazina, diazepam, acepromazina, etc.) antes da eutanásia
Métodos de Eutanásia
Pentobarbital Sódico (dose mg/kg)
Rato 200
Coelho 150
Hamster 250
Cobaia 200
Camundongo 200
Métodos de Eutanásia
Cloridrato de Cetamina
Somente se administrada em associação com MPA (xilazina e
benzodiazepínicos)
Hidrato de Cloral (Sedativo hipnótico)
Não possui efeito analgésico
Pode ser utilizado para eutanásia de grandes animais
(Administração exclusiva por via IV)
Animal deve estar anestesiado
Anestésicos Inalatórios
Halotano, Enfluorano e Isoflurano, deprimem o sistema
respiratório e cardiovascular
Indicado para animais de pequeno porte , quando a
aplicação da via IV é difícil
Anestésicos Inalatórios
Coelhos: reagem adversamente (excitação)
Répteis, anfíbios: capacidade de entrar em apnéia
(maior tempo de indução anestésica)
Neonatos: resistente à hipóxia (maior tempo para que
venham a óbito)
Anestésicos Inalatórios
Cuidado com a segurança dos operadores (efeito
hepatotóxico dos agentes inalatórios)
Exige-se o uso prévio de medicação tranquilizante,
para evitar a excitação (estágio II da anestesia)
Dióxido de carbono
Barato, não inflamável, não explosivo e seguro para o operador
Utilizar 70% de CO2 em ar
Método rápido pela depressão do SNC
Não recomendado em neonatos e pintainhos
Dióxido de carbono
O uso do CO2 para eutanásia tem suscitado controvérsias
quanto ao sofrimento dos animais. A dificuldade de
padronização do método limita bastante seu uso. Portanto, sua
utilização deve ser restrita a situações controladas e na total
impossibilidade de métodos mais seguros
Imersão (peixes e anfíbios)
Administração de doses elevadas de anestésicos
Metanossulfonato de tricaína/ MS222 250 - 500 mg/L
Benzocaína (baixo custo e segurança) > 250 mg/L
Ethanol 95% 30-40 ml/L
Isofluorane, Sevofluorane > de 5 - 20 ml/L
2-fenoxietanol 0,3 - 0,4 mg/L
Directrizes eutanásia no Zebra fish
No zebrafish ≥ 8dpf Imersão em água com gelo em 10 minutos Overdose de tricaína metano sulfonato (MS222, 200 a 300 mg / l) por imersão prolongada 10 minutos , após a cessação do movimento Anestesia con tricaína sulfonato de metano (MS222, 168 mg / l) e congelação rápida nitrogênio liquido Decapitação com uma faca afiada por uma pessoa qualificada (se o seu uso exigido pelo projeto ) En el pez cebra 4-7dpf y embriones ≤ 3dpf Imobilização por imersão em água com gelo por 20 minutos para assegurar a morte por hipóxia A adição de uma solução de lixivia (hipoclorito de sódio para o 6,15%) por 5 minutos
O método de água de gelo não deve ser extrapolado para outras espécies aquáticas
Deslocamento cervical
Perda de sensibilidade devido ao rompimento da
medula espinhal e morte
Somente utilizado quando a adoção de outros
método invalidam o resultado final
Empregado apenas em roedores < 150g
Não utilizar a técnica pra cobaias e hamsters
Roedores maiores deverão ser sedados
Decapitação
Utilizar guilhotina
O material coletado geralmente apresenta-se contaminado
por secreções salivares e respiratórias
NÃO FAÇA EM PRESENÇA DE OUTRO ANIMAIS VIVOS
Exsanguinação
Realizada pela punção cardíaca ou de vasos sanguíneos de grande calibre
Ideal para obtenção de soro hiperimune de roedores e coelhos
Os animais deverão estar obrigatoriamente anestesiados
Punción cardíaca
Inserir a agulha na região ventral linha alba ao nível
das barbatanas peitorais
Embolia gasosa
Traumatismo craniano
Incineração
Hidrato de cloral para pequenos animais (dose dependente)
Clorofórmio ou éter
Descompressão
Afogamento
Exsanguinação
Métodos Inaceitáceis
Imersão em formol ou qualquer outra substância fixadora
Uso isolado de bloqueadores neuromusculares, cloreto de potássio ou sulfato de magnésio
Qualquer tipo de substância tóxica, natural ou sintética, que possa causar sofrimento ao animal e/ou demandar tempo excessivo para morte
Atordoamento elétrico sem anestesia prévia
Métodos Inaceitáceis
Ausência de movimentos torácicos e sinais de respiração
Perda da coloração das membranas mucosas
Ausência de batimentos cardíacos e pulso
Perda do brilho e umidade das córneas
Perda do reflexo corneal e em geral
Rigor mortis
Confirmação da Morte/ Parâmetros
O refinamento dos cuidados e do uso de animais de laboratório deve ser um processo contínuo
Os procedimentos de eutanásia devem ser revistos quando novas informações estiverem disponíveis
É essencial que os usuários mantenham-se atualizados em relação ao progresso científico relativo a este tema
Dor, anestesia, analgesia
AWIC http://awic.nal.usda.gov
Animalpain www. vet . ed . ac . uk / animalpain
CCAC http://ccac.ca
ILAR http://dels.nas.edu/ilar
Lab animal htpp://www.labanimal.com/laban/index.html