eric doktorarbeit druckversion

Aus der Klinik für Pferde

der Tierärztlichen Hochschule Hannover

und

dem Institut für Tierzucht

der Bundesforschungsanstalt für Landwirtschaft (FAL)

Zur Entwicklung der Empfindlichkeit

von Rhodococcus equi gegenüber Antibiotika

INAUGURAL – DISSERTATION

zur Erlangung des Grades eines

DOKTORS DER VETERINÄRMEDIZIN

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von

Eric Rothhaar

aus Homburg/Saar

Hannover 2006

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. E. Klug

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. E. Klug

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. N. Baltes

Tag der mündlichen Prüfung: 29.05.2006

Meinen Eltern, meinem Bruder und

meinen Großeltern

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung 13

2 Schrifttum/Literaturübersicht 14

2.1 Rhodococcus equi-Pneumonie 14

2.1.1 Der Erreger 14

2.1.2 Pathogenese 17

2.1.3 Klinische Symptome 20

2.1.3.1 Bronchopneumonie beim Fohlen 20

2.1.3.2 Extrapulmonale Erkrankungen des Fohlens 21

2.1.4 Pathologische Veränderungen 22

2.1.5 Diagnose 23

2.1.6 Therapie 24

2.1.7 Prognose der Rhodococcus equi-Pneumonie 25

2.2 Zur Behandlung der Rhodococcus equi-Pneumonie eingesetzte Antibiotika 26

2.2.1 Makrolide 26

2.2.1.1 Stoffklasse 26

2.2.1.2 Struktur der Makrolide 26

2.2.1.3 Eigenschaften der Makrolide 28

2.2.1.4 Wirkmechanismus der Makrolide 29

2.2.1.5 Pharmakokinetik der Makrolide 29

2.2.1.6 Nebenwirkungen der Makrolide 30

2.2.1.7 Resistenzen gegenüber Makroliden 31

2.2.1.8 Vertreter der Makrolide 33

2.2.2 Ansamycin-Antibiotika 46

2.2.2.1 Struktur 47

2.2.2.2 Vertreter der Ansamycin-Antibiotika 47

2.2.3 Aminoglykosid-Antibiotika 51

2.2.3.1 Struktur 51

2.2.3.2 Wirkmechanismus 51

2.2.3.3 Nebenwirkungen 53

Inhaltsverzeichnis

2.2.3.4 Resistenzen 53

2.2.3.5 Vertreter der Aminoglykosid-Antibiotika 54

2.2.4 Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid-Kombinationen 55

2.2.4.1 Struktur 55

2.2.4.2 Wirkmechanismus 56

2.2.4.3 Vertreter für Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid- Kombinationen 57

2.2.5 Wirksamkeit der Antibiotika in der Behandlung der Rhodococcus equi-Pneumonie beim Fohlen 60

3 Material und Methoden 62

3.1 Patienten 62

3.1.1 Haltung von Stuten und Fohlen 62

3.1.2 Bedingungen für die Aufnahme in die Studie 62

3.1.3 Untersuchung der Fohlen 63

3.1.3.1 Allgemeinuntersuchung 63

3.1.3.2 Untersuchung anderer Organsysteme 63

3.1.3.3 Spezielle Untersuchung des Respirationstraktes 63

3.1.3.4 Bestimmung der Leukozytenzahl im Blut 65

3.1.3.5 Weiterführende Untersuchungen 65

3.1.4 Probennahme 66

3.1.4.1 Entnahme des Tracheobronchialsekrets (TBS) 66

3.1.5 Mikrobiologische Verarbeitung der Proben 67

3.1.5.1 Nährmedien zur mikrobiologischen Verarbeitung der Proben 67

3.1.5.2 Kulturmorphologische Untersuchung der Tracheobronchialsekret-Proben 68

3.1.5.3 Isolierung von Rhodococcus equi aus dem Tracheobronchialsekret 68

3.1.5.4 Nachweis und Differenzierung von Rhodococcus equi 69

3.1.5.5 Konservierung und Lagerung der Proben über den Probenzeitraum 72

3.1.6 Kontrollstamm 73

3.1.7 Nährmedien zur Anzucht aus Lyophilisat und Glycerinkultur 73

3.2 Bestimmung der minimalen Hemmkonzentrationen 73

3.2.1 Kultivierung von Rhodococcus equi 73

3.2.2 Mikrodilutionsmethode 74

3.2.2.1 Mikrotiterplatten 74

3.2.2.2 Einstellung des Inokulums 75

Inhaltsverzeichnis

3.2.2.3 Beschickung der Mikrotiterplatten 76

3.2.2.4 Auswertung der Mikrotiterplatten 77

4 Ergebnisse 78

4.1 Ergebnisse der klinischen, hämatologischen und sonographischen Untersuchung 78

4.1.1 Klinischer Score zum Zeitpunkt der Diagnose 78

4.1.2 Leukozytenzahl zum Zeitpunkt der Diagnose 78

4.1.3 Anzahl der Abszesse zum Zeitpunkt der Untersuchung 79

4.1.4 Abszess-Score zum Zeitpunkt der Untersuchung 79

4.2 Empfindlichkeitsbestimmung von Rhodococcus equi 79

4.2.1 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Erythromycin 80

4.2.2 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Azithromycin 82

4.2.3 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Clarithromycin 84

4.2.4 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Telithromycin 86

4.2.5 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Rifampicin 88

4.2.6 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Gentamicin 90

4.2.7 MHK-Werte von Rhodococcus equi für die Wirkstoffkombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol 92

5 Diskussion 95

5.1 Makrolide und Ketolide 97

5.1.1 Erythromycin 97

5.1.2 Azithromycin 99

5.1.3 Clarithromycin 101

5.1.4 Telithromycin 102

5.2 Ansamycin-Antibiotika 104

5.2.1 Rifampicin 104

5.3 Aminoglykosid-Antibiotika 106

5.3.1 Gentamicin 106

5.4 Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid-Kombinationen 108

5.4.1 Trimethoprim-Sulfamethoxazol 108

5.5 Verhalten zweier auffälliger Isolate der Jahre 2003 und 2005 110

6 Schlussfolgerung 112

Inhaltsverzeichnis

7 Zusammenfassung 115

8 Summary 118

9 Literaturverzeichnis 120

10 Anhang 157

10.1 Nährmedien 160

10.1.1 Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar 160

10.1.2 Kochblutplatten 160

10.1.3 NANAT-Medium 160

10.1.4 Blutagarplatten (BAP) 161

10.1.5 Nährbouillon (1 Liter) 161

10.1.6 CAMHB 161

10.1.7 CAMHB + lysiertes Pferdeblut (2%) 162

10.1.8 Brain-Heart-Infusion 162

10.2 Reaktionen des api-Coryne® Testsystems 163

10.3 Abbildungsverzeichnis 166

10.4 Tabellenverzeichnis 167

Abkürzungsverzeichnis

Verzeichnis der Abkürzungen

Abb. Abbildung

Aqua bidest. zweifach destilliertes Wasser

Aqua dest. einfach destilliertes Wasser

BHI Brain-Heart-Infusion

Cmax maximale Konzentration

CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute

d Tag

D Dosis

Diss. Dissertation

g Gramm

h Stunde

i.m. intramuskulär

i.v. intravenös

k.A. keine Angaben

kb Kilobase

kDa Kilodalton

KM Körpermasse

kg Kilogramm

l Liter

Lnn. Lymphknoten

m Meter

MHK minimale Hemmkonzentration

MHK50 minimale Hemmkonzentration von 50% der Isolate

MHK90 minimale Hemmkonzentration von 90% der Isolate

M. Muskulus

min Minute

ml Milliliter

mm Millimeter

mg Milligramm

n Anzahl der Isolate

Abkürzungsverzeichnis

NANAT Nalixin-Acid-Novobiocin-Acid-Tellurit

ng Nanogramm

Nr. Nummer

µg Mykrogramm

µl Mykroliter

p.o. per os

pKa Stärke einer Säure

R. equi Rhodococcus equi

s.c. subkutan

s. siehe

SN Stutennummer des Betriebes

Tab. Tabelle

TBS Tracheobronchialsekret

VapA Virulence associated protein A

Einleitung

13

1 Einleitung

Atemwegserkrankungen gehören neben Durchfallerkrankungen zu den häufig

diagnostizierten Erkrankungen bei Jungtieren. Beim Fohlen verursacht

Rhodococcus equi (R. equi) Bronchopneumonien und pyogranulomatöse

Entzündungen der Lunge und deshalb erhebliche Verluste in Zuchtbeständen.

So liegt die Morbidität zwischen 5% und 17%, die Letalität kann bis zu 80%

betragen (ELISSADE u. RENSHAW, 1980). R. equi-Pneumonien treten beim

Fohlen weltweit auf, in einigen Betrieben endemisch, in anderen sporadisch und

in vielen sind sie noch nicht aufgetreten (GIGUÈRE u. PRESCOTT 1997).

Je früher die Krankheit diagnostiziert und eine antibiotische Behandlung

begonnen wird, umso besser sind die Chancen einer Genesung. Zur

Behandlung der Rhodokokkose werden unterschiedliche Antibiotika und

Antibiotikakombinationen eingesetzt. Durch den Einsatz von Antibiotika war es

möglich, die Überlebensrate von 20% auf fast 90% zu steigern. Die Therapie ist

jedoch sehr zeitaufwendig und kostspielig (PILTZ, 2004). Es liegen bisher nur

einzelne klinische Berichte über die Entwicklung von Resistenzen von R. equi

gegenüber diesen Antibiotika und noch keine Untersuchung über die Wirkstoff-

Empfindlichkeit dieses Erregers über mehrere Jahre vor.

Ziel der vorliegenden Studie war es, die Resistenzentwicklung gegen die

Antibiotika und Antibiotikakombinationen, die zur Behandlung der

Rhodokokkose eingesetzt werden, zu überprüfen. Dazu wurde auf einem

endemisch betroffenen Gestüt der Erreger über einen Zeitraum von drei Jahren

aus dem Tracheobronchialsekret von Fohlen, die an abszedierender

Pneumonie erkrankt waren, isoliert und die Empfindlichkeit gegenüber

ausgewählten Antibiotika getestet.

Daraus sollten sich Aussagen über die Wahl der Antibiotika in der Behandlung

der Fohlen-Rhodokokkose schließen lassen.

Schrifttum/Literaturübersicht

14

2 Schrifttum/Literaturübersicht

2.1 Rhodococcus equi-Pneumonie

2.1.1 Der Erreger

Bereits 1923 gelang es MAGNUSSON in Schweden das Bakterium als Erreger

eitriger Pneumonien beim Fohlen zu isolieren. Rhodococcus equi (R. equi) ist

auf allen Kontinenten mit Ausnahme von Südamerika verbreitet (SIPPEL et al.,

1968). Im Gegensatz hierzu gehen andere Autoren davon aus, dass der

Erreger überall, außer in der Antarktis, nachzuweisen ist (ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986). R. equi konnte z.B. weiterhin in Australien, in Kanada, in

den Vereinigten Staaten von Amerika, in Japan, sowie in Schweden

nachgewiesen werden (WILSON et al., 1955; WOOLCOCK et al., 1980b;

BARTON u. HUGHES, 1984; ZINK et al., 1986; SWEENEY et al., 1987; TAKAI

et al., 1987, 1997b; GUSTAFSSON et al., 1997; BÅVERUD et al., 1998;

STRATTON-PHELPS et al., 2000; GIGUÈRE et al., 2004).

R. equi wurde früher als Corynebacterium equi bezeichnet (MAGNUSSON,

1923; WILSON et al., 1955; SMITH, 1966).

R. equi zählt man phylogenetisch zu den nocardioformen Actinomyceten. Das

Bakterium ist gram-positiv (WILSON, 1955; SMITH, 1966; WOOLCOCK u.

MUTIMER, 1978; BARTON u. HUGHES, 1980). In der Literatur sind

verschiedene Größenangaben von 1 µm x 2 µm, aber auch 0,5 – 1 µm x 1 - 2

µm zu finden (BARTON u. HUGHES, 1980; ELLENBERGER u. GENETZKY,

1986). Im festen Agarmedium weist der Keim eine kokkoide bis kurze

Stäbchenform mit abgerundeten Enden auf. Im Flüssigmedium entwickeln sich

lange Stäbchen oder filamentöse Formen (BARTON u. HUGHES, 1980). R.

equi ist ein unbewegliches Bakterium (WILSON, 1955; SMITH, 1966;

WOOLCOCK u. MUTIMER, 1978; BARTON u. HUGHES, 1980).

Im Kulturmedium bei 37°C entstehen zunächst durchsichtige, sowie mukoide

nicht hämolysierende Kolonien, die nach weniger als 48 Stunden eine Größe

von 1 – 3 mm aufweisen (SMITH u. ROBINSON, 1981; ELLENBERGER u.


15

GENETZKY, 1986; HILLIDGE, 1986). Mit zunehmendem Alter verfärben sich

die Kolonien von blassrosa nach lachsfarben (SIPPEL et al., 1968;

ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986). Die Morphologie der Kultur kann durch

die verminderte Synthese von Kapselmaterial von glatt nach rauh wechseln

(ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986). Die Hemmung der synergistischen

Hämolyse der Erythrozytenmembran von R. equi mit Corynebacterium

pseudotuberculosis oder Staphylococcus aureus wurde nachgewiesen

(PRESCOTT et al., 1984).

Das Bakterium zeigt bei den in der Standarddiagnostik durchgeführten Tests

nur wenige biochemische Reaktionen. Es reduziert Nitrat zu Nitrit, bildet

Hydrogensulfat und ist Katalase positiv (SIPPEL et al., 1968). Des Weiteren ist

der Erreger Urease positiv und Glukose negativ (FALCON et al., 1985).

Die optimale Wachstumsrate wird bei Temperaturen von 30 - 37°C, einem pH

von 7 - 8,5 und unter aeroben mikroaerophilen Bedingungen erreicht. Der Keim

benötigt zum Wachstum die kurzkettigen Fettsäuren Acetat, Propionat oder

Butyrat, welche auch im Darm, im Speziellen in Caecum und Colon des

Pferdes, zu finden sind (HUGHES u. SULAIMAN, 1987).

Pflanzenfresser scheiden den Keim über den Kot aus (WOOLCOCK u.

RUDDICK, 1973; DEBEY u. BAILEY, 1987). Dies führt zu einer weiten

Verbreitung des Erregers mit Vermehrung im Boden (PRESCOTT u.

HOFFMAN, 1993). R. equi ist ein saprophytärer und opportunistischer

Bodenbewohner (BARTON u. HUGHES, 1980; ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986; KÖHLER et al., 2001). Das Wachstum ist auch im Boden

temperatur- sowie pH-abhängig. Der Keim vermehrt sich in sandigem Boden

besonders schnell (BARTON u. HUGHES, 1984). Er ist grundsätzlich aber auch

in Böden nachweisbar, welche keinen erkennbaren Kontakt zu Pferden oder

anderen Haustieren hatten (WOOLCOCK et al., 1980; BARTON u. HUGHES,

1984). Obwohl das Bakterium unfähig ist Sporen zu bilden, zeigt es eine hohe

Tenazität (SIPPEL et al., 1968; SMITH u. ROBINSON, 1981; HILLIDGE, 1986).

Eine Toxinproduktion wurde nicht nachgewiesen.

Das Bakterium wächst im Wirt fakultativ intrazellulär und ist in der Lage sich

innerhalb der Makrophagen zu vermehren, sowie diese zu zerstören (BARTON


16

u. HUGHES, 1980; PRESCOTT, 1981; PRESCOTT u. SWEENEY, 1985;

ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986; SWEENEY et al., 1987; HONDALUS u.

MOSSER, 1994; HONDALUS, 1997). Der Erreger konnte bei der

pathologischen Untersuchung von experimentell infizierten Fohlen in vivo vor

allem in Makrophagen, Riesenzellen und neutrophilen Granulozyten, sowie in

der Lunge und im Darm zellassoziiert vorgefunden werden (JOHNSON et al.,

1983). Diese Zellassoziation wurde auch an Mäuselungen bestätigt (BOWLES

et al., 1989).

Die hohe Pathogenität des Erregers wird mit verschiedenen Virulenzfaktoren in

Verbindung gesetzt. Damit verbunden werden bei R. equi virulente, intermediär

virulente wie auch avirulente Stämme unterschieden (TAKAI, 1997a). Zu den

Virulenzfaktoren gehören kapsuläre Polysaccharide, welche die Leukozyten-

und Makrophagenfunktionen hemmen. Der zweite Virulenzfaktor ist das

Exoenzym Cholesterol-Oxidase, welches die Stabilität der lysosomalen- oder

zellulären Membranen beeinflusst und die Phagosom-Lysosom-Fusion hemmt.

Dieses Exoenzym wird auch als Equi-Faktor bezeichnet. Der dritte

Virulenzfaktor ist die Zellwandmycolsäure, die eine granulomatöse Entzündung

auslöst (HONDALUS, 1997; AINSWORTH, 1999). Virulenzfaktoren sind auf

großen Plasmiden kodiert. Alle virulenten R. equi–Isolate aus klinischen

Proben, die solche Plasmide enthalten, exprimieren ein Virulenzprotein A

(Virulence-associated-protein oder VapA) mit einem Gewicht von 15-17 kDa

welches an der Zelloberfläche lokalisiert ist (TAKAI et al., 1993b; HAITES et al.,

1997). Die Plasmide sind 85 – 90 kb groß und tragen eine Pathogenitätsinsel

von 27 kb, welche für die Induktion der Pneumonie beim Fohlen verantwortlich

ist (TAKAI et al., 1999; TAKAI et al., 2000). Folgende eng miteinander

verwandte virulenzassozierte Plasmide wurden weltweit, außer in Japan,

identifiziert. Es handelt sich um das 85 kb Typ I-Plasmid (p-REAT701) und das

87 kb Typ I-Plasmid (EcoRI und BamHI Typ II). Das 85 kb Typ II-Plasmid

(neuer Typ) wurde ausschließlich in Frankreich, das 85 kb Typ III- und IV-

Plasmid ausschließlich in den Vereinigten Staaten von Amerika, nachgewiesen.

Das 87 kb Typ II-Plasmid (neuer Typ), sowie die 90 kb Plasmide vom Typ I, II,

III, IV u. V wurden ausschließlich in Japan und Korea isoliert. Des Weiteren


17

wurde das 87 kb Typ III Plasmid nachgewiesen (TAKAI et al., 2001). Das 85 kb

Typ I-Plasmid oder das 87 kb Typ I-Plasmid werden am häufigsten aus

virulenten R. equi-Proben aus dem Boden oder aus Tracheobronchialsekret von

Fohlen, die an Rhodokokkose erkrankt sind, isoliert.

Jedes dieser Plasmide exprimiert ein vap-Gen, welches die Produktion des

VapA kodiert (NICHOLSON u. PRESCOTT, 1997; RAHL et al., 1999; TAKAI et

al., 1999). Das Virulenzprotein VapA wird nur von pathogenen R. equi-

Stämmen exprimiert (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985; TAKAI et al., 1993a,

1994; HONDALUS u. MOSSER, 1994; RAHL et al., 1999; MEIJER u.

PRESCOTT, 2004). Bei Infektionsversuchen mit virulenten Isolaten an Fohlen,

zeigten die Tiere deutliche Krankheitserscheinungen mit akuter Pneumonie.

Fohlen, die mit avirulenten Stämmen infiziert wurden, zeigten keine Anzeichen

von Krankheit. Hieraus schließt man, dass das Fehlen der Virulenzplasmide mit

einem Pathogenitätsverlust einhergeht (WADA et al., 1997).

Das neben dem VapA- ebenfalls vorkommende VapB-Protein führt beim Fohlen

zwar auch zu Infektionen mit granulomatösen Lungenläsionen, die Virulenz der

R. equi-Stämme, die dieses exprimieren, ist jedoch deutlich geringer (TAKAI et

al. 1991, 1994c, 1995b). Die Aminosäuresequenzen von VapA und VapB sind

sehr ähnlich. Die Expression der vapA- und vapB-Gene ist abhängig von

Temperatur und pH-Wert des umgebenden Milieus (TAKAI et al., 1995a, 1996).

Der Nachweis des virulenzassoziierten vapA-Gens in einem Isolat ist mittels

PCR (polymerase chain reaction) oder Immunoassay mit monoklonalen

Antikörpern möglich (TAKAI et al., 1993b; HAITES et al., 1997; MUSCATELLO

u. BROWNING, 2004).

2.1.2 Pathogenese

Fohlen zeigen eine besondere Anfälligkeit für R. equi-Erkrankungen. Der

bedeutsamste Pathogenitätsfaktor von R. equi ist die Produktion der

Cholesterol-Oxidase, die die Lysosomenmembran stabilisiert, und somit die

Fusion von Phagosom und Lysosom verhindert (HONDALUS, 1997). Die

Alveolarmakrophagen der Fohlen sind in vitro nicht in der Lage R. equi effektiv

abzutöten (ZINK et al., 1985). Hinzu kommt die Tatsache, dass R. equi in


18

infizierten Makrophagen eine unspezifische Degranulation der Lysosomen

bewirkt. Die Folge ist die Zerstörung des betroffenen Makrophagen, sowie eine

Schädigung des umliegenden Gewebes (HIETALA u. ARDANS, 1987). Diese

Schädigung wird durch das Freisetzen lysosomaler Enzyme und

Sauerstoffradikale durch neutrophile Granulozyten zusätzlich verstärkt (YAGER

et al., 1986). Neutrophile Granulozyten sind in der Lage R. equi zu zerstören

(YAGER et al., 1986). R. equi stört in vitro nicht die Fähigkeiten equiner

polymorphkerniger Leukozyten zur Aufnahme von Bakterien, inhibiert jedoch

deren bakterizide Wirkung. Verantwortlich hierfür sollen Kapselpolysaccharide

auf der Oberfläche von R. equi sein, die die lysosomale Degranulation hemmen

(ELLENBERGER et al., 1984).

In Gebieten mit hohen Temperaturen, beziehungsweise in den

Sommermonaten, tritt die Erkrankung häufiger auf (ZINK et al., 1986). Aus

diesem Grund wird die Krankheit auch „Sommerpneumonie“ genannt

(ROSSDALE, 1981; ALTHAUS 2004). Staub ist ein wichtiger Vektor für R. equi,

besonders, wenn dieser mit kontaminiertem Kot verunreinigt ist (PRESCOTT u.

HOFFMAN, 1993). Im Kot von Mutterstuten und Fohlen, in der Stallluft, sowie

im Boden konnte der Keim mit steigender Anzahl ab März nachgewiesen

werden (TAKAI et al., 1987). Im ausgeschiedenen Kot vermehrt sich der Keim

in sehr großen Zahlen (BARTON u. HUGHES, 1984; HUGHES u. SULAIMAN,

1987). Nach neueren Studien werden vor allem erkrankte Fohlen als

Hauptausscheider angenommen (TAKAI; 1997a).

Die Hauptinfektionswege stellen die Inhalation und Ingestion dar (BARTON u.

HUGHES, 1980; MARTENS et al., 1982; ELLENBERGER u. GENETZKY,

1986; TAKAI et al., 1987). R. equi gelangt in großen Mengen über das

Abschlucken kontaminierten Sputums in den Darm, wo zunächst die

Peyerschen Platten besiedelt und im Erkrankungsfall durch Ulzeration zerstört

werden. Nach lymphatischer Streuung des Erregers werden die mesenterialen

Lymphknoten befallen (YAGER, 1987; HONDALUS, 1997). Als eher

unbedeutende Infektionswege werden zusätzlich Nabelinfektionen sowie

intrauterine Infektionen genannt (SIPPEL et al., 1968; BARTON u. HUGHES,

1980).


19

Als Infektionsgrund wurde früher das zeitliche Zusammenspiel vom Abfall der

maternalen Antikörper mit der noch nicht vollständig ausgereiften zellulären

Immunantwort diskutiert (BARTON u. HUGHES, 1980; ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986; YAGER, 1987; PRESCOTT u. HOFFMAN, 1993). Entgegen

der Hypothese der niedrigen Antikörper-Konzentration als Ursache für den

Ausbruch der Pneumonie liegen Untersuchungsergebnisse über vier Fohlen im

Alter von 14 Tagen und drei Fohlen die jünger als einen Monat waren, vor für

die eine abszedierende Pneumonie durch R. equi beschrieben wurde (MEYER-

HAMME, 2004; HEYERS, 2005). Diese Ergebnisse zeigen, dass sich

Lungenabszesse schon sehr früh beim Fohlen entwickeln können, diese aber

erst später klinisch auffällig werden. Somit fallen diese klinischen Symptome

der Erkrankung rein zufällig in den Zeitraum des Absinkens der maternalen

Antikörper (HEYERS, 2005). Es kann davon ausgegangen werden, dass eine

immunologische Unreife die Hauptursache für eine Erkrankung an R. equi

darstellt (ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986).

Das Erkrankungsalter liegt zwischen 13 und 180 Tagen, im Mittel werden

Zeiträume von 38,9 bis 70 Tage angegeben (BARTON u. HUGHES, 1980;

ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986; SWEENEY et al., 1987; ZERTUCHE u.

HILLIDGE, 1987; PRESCOTT u. HOFFMAN, 1993; ALTHAUS, 2004; KERTH,

2005).

Die Mortalität unter den erkrankten Fohlen betrug früher, auf Grund nicht

optimaler antimikrobieller Therapie der Rhodokokkose, 40 - 70% (ELISSALDE

et al., 1980). Bis heute konnte durch den therapeutischen Einsatz von

Erythromycin und Rifampicin (HILLIDGE, 1987), sowie Azithromycin die

Überlebensrate von 20% auf bis zu 100% gesteigert werden (PILTZ, 2004). Die

häufigsten Todesfälle treten bei Fohlen zwischen einem und vier Monaten auf

(FALCON et al., 1985; ZINK et al., 1986).


20

2.1.3 Klinische Symptome

2.1.3.1 Bronchopneumonie beim Fohlen

Beim Fohlen zeigt sich die Erkrankung durch R. equi am häufigsten in Form

einer subakuten bis chronischen, eitrigen Bronchopneumonie mit

Abszessbildung und begleitender Lymphadenitis (YAGER, 1987; WEISS u.

RUDOLPH, 1988). Die ersten Anzeichen einer Erkrankung sind Fieber mit

Temperaturen bis 41°C, sowie eine plötzlich erhöhte Atemfrequenz und Husten,

welcher aber nicht immer vorkommen müssen (BAIN, 1963; MARTENS et al.;

1982). In einer Studie an 149 Fohlen konnten zum Zeitpunkt der

Diagnosestellung Rektaltemperaturen von 37,1°C bis 41,2°C gemessen

werden, wobei die Mittelwerte 38,5°C beziehungsweise 38,6°C betrugen. Das

75. Perzentil erreichte Werte von 38,9°C (ALTHAUS, 2004). Somit muss die

Erkrankung zum Zeitpunkt der Diagnosesicherung nicht zwangsläufig mit einer

deutlichen Erhöhung der Körpertemperatur einhergehen. Dennoch weist

ALTHAUS (2004) darauf hin, dass bei drei von 149 Fohlen mit sonographisch

nachgewiesenen Lungenabszessen, die erhöhte Körpertemperatur das einzige

klinische Anzeichen für die Erkrankung darstellte. Auch ein Fehlen jeglicher

klinischer Erkrankungszeichen wurde beobachtet. Dies wird an Fohlen, welche

nur auf Grund der routinemäßigen ultrasonographischen Untersuchung mit

Abszessen der Lunge auffielen, belegt (ALTHAUS, 2004). Des Weiteren

werden bei fortgeschrittenen Fällen Lethargie und Depression, sowie ein

Verlust von Körpersubstanz trotz unverändertem Trinkverhalten beschrieben

(BAIN, 1963; ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986). Nasenausfluss muss bei

einer Infektion mit R. equi nicht zwangsläufig vorliegen. Auskultatorisch sind zu

Beginn der Erkrankung ohne intensive Atemprovokation keine Auffälligkeiten zu

beobachten (PRESCOTT u. HOFFMANN, 1993; ALTHAUS, 2004). Bei

fortschreitender Erkrankung sind Rasselgeräusche (ROONEY, 1966), sowie

knarrende bis giemende Atemgeräusche bei der Auskultation der Lunge

wahrnehmbar (MARTENS et al., 1982; ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986;

PRESCOTT u. HOFFMAN, 1993). Ebenso werden Tachypnoe, geblähte

Nüstern und ein abdominaler Atemtyp, sowie Atemfrequenzen von 40 – 80


21

Atemzügen pro Minute, beobachtet. Die Gingividen verfärben sich im

Finalstadium zyanotisch, die Herzfrequenz steigt (MARTENS et al., 1982;

FALCON et al., 1985; HILLIDGE, 1986; PRESCOTT u. HOFFMAN, 1993).

Es wurde auch ein subakutes Krankheitsgeschehen nach massiver aerogener

Aufnahme des Keimes beobachtet (ROONEY, 1966). Die Fohlen zeigen eine

plötzlich einsetzende, hochgradige Tachypnoe, Nüsternblähen und hohes

Fieber. Diese Fohlen versterben meist innerhalb 24 bis 48 Stunden nach

Auftreten der ersten klinischen Symptome (GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997;

AINSWORTH, 1999).

2.1.3.2 Extrapulmonale Erkrankungen des Fohlens

Bei chronisch erkrankten Fohlen kann gelegentlich Durchfall auftreten. Dies

wird über das massive Abschlucken von produktivem Lungensekret erklärt,

wodurch hohe Bakterienzahlen in den Darm gelangen (ROONEY, 1966;

BARTON u. HUGHES, 1980; ZINK et al., 1986).

In der orthopädischen Erscheinungsform der Fohlen-Rhodokokkose kommt es

zu Lahmheiten durch septische Synovitiden oder Polysynovitiden, Arthritiden

und Osteomyelitiden berichtet (COLLATOS et al., 1990; PRESCOTT u.

HOFFMAN, 1993; CHAFFIN u. MARTENS, 1997; MEIJER u. PRESCOTT,

2003). Die daraus resultierenden Lahmheiten sind gering bis hochgradig

(SWEENEY et al., 1987; KENNEY et al., 1994). Erst zwei bis acht Wochen

nach Beginn der Symptome können die ursächlichen Läsionen röntgenologisch

dargestellt werden (CHAFFIN et al., 1995). Durch Kompression von

Rückenmark und Nerven kann es neben Paresen, Ataxien und Paralysen auch

zu einem Cauda equina-Syndrom kommen (GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997).

Als Cauda equina-Syndrom wird eine durch Verletzung oder Kompression

bedingte Schädigung der Cauda equina beschrieben, welche eine schlaffe

Lähmung mit Schmerzen und Sensibilitätsstörungen an der Beckengliedmasse,

wie auch Blasen- und Mastdarmstörungen, zur Folge haben kann.

Weitere Erkrankungsformen stellen periphere Abszessbildungen, Uveitiden und

Keratouveitiden, Serositiden, Niereninfarkte, Pyelonephritiden,

Polygranulombildung in der Leber, Perikarditiden, mediastinale


22

Lymphadenitiden, polygranulomatöse Laryngitis, pyogranulomatöse Dermatitis

mit Haarausfall, Hyperlipämie, eine durch das Immunsystem ausgelöste

hämolytische Anämie und immunvermittelte Thrombozytopenie dar (CHAFFIN

u. MARTENS, 1997).

2.1.4 Pathologische Veränderungen

Bei der Sektion eines Fohlens mit R. equi-Pneumonie zeigt sich eine feuchte,

schwere, dunkel gefärbte und nicht kollabierte Lunge (SMITH u. ROBINSON,

1981; FALCON et al., 1985). In den Luftwegen befindet sich mukopurulentes

Exsudat (BARTON u. HUGHES, 1980; ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986).

Es sind dunkelrote, sowie in einigen Bereichen gelblichweiße Konsolidierungen

sichtbar (FALCON et al., 1985). Im cranioventralen Bereich, wie auch im

caudalen Lungenparenchym, sind Abszesse sichtbar (MAGNUSSON, 1923;

SIPPEL et al., 1968; LINTON u. GALLAHER, 1969; ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986; ZINK et al., 1986). Die Abszesse sind von einer dünnen

Wand umgeben und erreichen eine Größe von bis zu 7 cm (SIPPEL et al.,

1968; BARTON u. HUGHES, 1980; FALCON et al., 1985; ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986; PRESCOTT, 1991). Der im Abszess enthaltene Eiter ist von

weißer bis gelber Farbe, sowie von schleimiger bis krümeliger und käsiger

Konsistenz (SMITH u. ROBINSON, 1981; FALCON et al., 1985).

Seltenere pathologische Befunde stellen die interstitielle Pneumonie bei

Neonaten und die Pleuropneumonie bei Fohlen, Jährlingen und erwachsenen

Pferden dar (ELLENBERGER u. GENETZKY, 1986; PRESCOTT u. HOFFMAN,

1993; GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997).

Es existiert eine intestinale Form der Rhodokokkose beim Fohlen, bei der sich

eine ulzerative Enterocolitis mit einer Lymphadenitis der mesenterialen

Lymphknoten entwickelt (BARTON u. HUGHES, 1980; ELLENBERGER u.

GENETZKY, 1986; MEIJER u. PRESCOTT, 2004). Durch Obstruktion des

lymphatischen Abflusses kann eine Aszites und eine meistens damit assoziierte

Hypoproteinämie entstehen (PRESCOTT u. HOFFMAN, 1993; GIGUÈRE u.

PRESCOTT, 1997).


23

2.1.5 Diagnose

Die Diagnose der R. equi-Pneumonie wird aus den Befunden der klinischen,

der hämatologischen, der zytologischen, der mikrobiologischen und der

serologischen Untersuchung, sowie bildgebenden Verfahren gestellt (GIGUÈRE

u. PRESCOTT, 1997).

Als sinnvolle Routinediagnostik für die Früherkennung der R. equi-Pneumonie

wird die klinische Untersuchung, die Rektaltemperatur, der Blutleukozytenwert

und die ultrasonographische Untersuchung genannt (ALTHAUS, 2004). Häufig

wird bei Fohlen mit einer Erkrankung an R. equi-Pneumonie eine

Hyperfibrinogenämie und eine neutrophile Leukozytose, mit oder ohne

Monozytose, festgestellt (FALCON et al., 1985; SWEENEY et al., 1987). Eine

Leukozytose ist zur Früherkennung der Rhodokokkose geeignet, sie muss

jedoch durch weitere Untersuchungen ergänzt und bestätigt werden

(ALTHAUS, 2004; HEYERS, 2005).

Eine weitere Methode stellt der Lymphozyten-Stimulationstest bis zu einem

Alter von zwei Monaten dar. Bei erkrankten oder rekonvaleszenten Fohlen ist

eine signifikant höhere Lymphozytenantwort zu verzeichnen. Bei älteren Fohlen

und erwachsenen Pferden kann die Lymphozytenreaktion jedoch erheblich

stärker ausfallen, wodurch das Ergebnis des Tests verfälscht wird (PRESCOTT

et al., 1980).

Zur zytologischen und mikrobiologischen Untersuchung kann

Tracheobronchialsekret (TBS) genutzt werden (SWEENEY et al., 1987;

MÜLLER u. MADIGAN, 1992; LAVOIE et al., 1994; ANZAI et al., 1997;

MEYER-HAMME, 2004). In einer Studie wurde die Sensitivität und Spezifität

der kulturellen Anzüchtung mit dem Nachweis von R. equi über

molekularbiologische Nachweise durch Polymerase Chain Reaktion (PCR),

sowie mit den Ergebnissen der ultrasonographischen Untersuchung

vergleichen. Hier erwies sich die kulturelle Untersuchung mit einer Sensitivität

von nur 52% im Vergleich zur sonographischen Lungenuntersuchung als nur

bedingt zur Bestätigung einer Verdachtsdiagnose der Rhodokokkose geeignet

(HEYERS, 2005).


24

Direkt serologische Nachweisverfahren werden zum Nachweis der Fohlen-

Rhodokokkose genutzt. Beim Agar-Gel-Immunodiffusionstest werden

präzipitierende Antikörper gegen die Exoenzyme von R. equi, welche auch als

Equi-Faktoren bezeichnet werden, eingesetzt (NAKAZAWA, 1980). Diese Equi-

Faktoren, als Antigen genutzt, wurden ebenfalls zum Nachweis der

Rhodokokkose eingesetzt, allerdings mit einem geringen Anteil falsch positiver

Testergebnisse (NAKAZAWA et al., 1987).

Indirekte serologische Verfahren zum frühen Nachweis spezifischer Antikörper

gegen R. equi gelten für die Diagnostik als ungeeignet, da maternale

Antikörper, die sich zum Zeitpunkt der Infektion im Blut der Fohlen befinden

können, die Testergebnisse verfälschen könnten. Spezifische und ausreichend

sensitive kommerzielle Tests sind zurzeit noch nicht erhältlich (GIGUÈRE u.

PRESCOTT, 1997).

Ein ELISA mit dem Tween 20-Extrakt aus einem R. equi-Stamm, welcher die

höchste Kreuzreaktivität mit anderen Serotypen zeigt, wurde etabliert (TAKAI et

al., 1985). Das Tween 20-Extrakt wird auch als „typ strain“ ATCC 6939

bezeichnet und wirkt in diesem ELISA als Antigen.

Aussagekräftige bildgebende Verfahren zur Diagnostik der R. equi-Pneumonie

sind die röntgenologische, sowie die sonographische Untersuchung (FALCON

et al., 1985; HILLIDGE, 1986). So wurde belegt, dass eine Erkennung der R.

equi-Pneumonie mittels Ultrasonographie schon möglich ist, bevor ein Fohlen

klinisch auffällig wird. Jedoch gilt zu beachten, dass nur pleuranahe

Veränderungen, abhängig von der Eindringtiefe des Ultraschallkopfes,

abgebildet werden (REEF, 1991; ALTHAUS, 2004).

Die szintigraphische Untersuchung spielt bei der Routinediagnostik bisher nur

eine untergeordnete Rolle (MARTENS et al., 1989).

2.1.6 Therapie

Da R. equi in phagozytierenden Zellen überleben kann, und eine

Abszessbildung mit einer Kapsel im Gewebe verursacht, müssen Antibiotika

verwendet werden, die gut gewebegängig sind und sich intrazellulär anreichern

(PROKESCH u. HAND, 1982; ZINK et al., 1987). Die in vitro-Aktivität der


25

Antibiotika unterscheidet sich bei diesem Erreger besonders von der in vivo-

Aktivität.

2.1.7 Prognose der Rhodococcus equi-Pneumonie

Der Erfolg der Behandlung ist vor allem von einer frühen Erkennung der

Erkrankung abhängig. Bei fortgeschrittenen Lungenbefunden ist für das Fohlen

nur eine ungünstige Prognose zu stellen. Die Prognose fällt deutlich günstiger

aus, sofern sich die Tiere innerhalb der ersten sieben Tage, ab Beginn der

Behandlung, merklich erholen (WILSON, 1992). Es wird empfohlen, auf jeden

Fall solange zu behandeln, bis die klinischen Symptome zurückgegangen,

keine Befunde im Röntgen- oder Ultraschallbild mehr vorhanden sind und die

Laborwerte, vor allem die Leukozytenzahl und der Plasmafibrinogengehalt,

wieder im Referenzbereich liegen (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985; PILTZ,

2004). Eine vollständige Genesung der R. equi-Pneumonie ist nach

ausreichend langer Antibiotikatherapie möglich (PRESCOTT, 1987). Nach

Abschluss der Therapie benötigen die Fohlen vier bis neun Wochen, um sich

völlig zu regenerieren (HILLIDGE, 1986; ZERTUCHE u. HILLIDGE, 1987).

Andere Studien geben einen Behandlungszeitraum von 20 - 70 Tagen an,

wobei die mittlere Behandlungsdauer für Erythromycin-Rifampicin bei 46,9 ±

11,8 Tagen und Azithromycin bei 45,5 ± 13,9 Tagen lag (PILTZ, 2004). Die

Therapiedauer für Rifampicin in Kombination mit Trimethoprim-Sulfadiazin

betrug im Mittel 44 ± 10,3 Tage, jedoch mussten einige Tiere auf Grund

Therapieresistenz gegenüber dieser Antibiotikakombination auf ein anderes

Antibiotikum, hier Azithromycin, umgestellt werden. Die mittlere

Behandlungsdauer für Azithromycin-Rifampicin betrug 42,2 Tage (PILTZ,

2004). Es wird von einer Rekonvaleszenz von fünf Wochen bis zu sechs

Monaten berichtet (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985).

Der Erfolg der Behandlung ist außerdem von den eingesetzten Präparaten

abhängig. Es war möglich die Überlebensrate von an R. equi-Pneumonien

erkrankten Fohlen in den letzten 20 Jahren durch den Einsatz von Erythromycin

und Rifampicin von 20% auf fast 90% zu erhöhen (HILLIDGE, 1987).


26

2.2 Zur Behandlung der Rhodococcus equi-Pneumonie

eingesetzte Antibiotika

2.2.1 Makrolide

Makrolide werden beim Menschen seit vielen Jahren als nützliche und sichere

Antibiotika zur Behandlung unterschiedlicher Infektionen der oberen und

unteren Atemwege eingesetzt. Sie stellen entweder das Medikament erster

Wahl dar, oder dienen als Alternative für Patienten, welche allergisch auf

Penicillin reagieren (CARBON, 1998). Bereits 1952 wurde das erste Makrolid

namens Erythromycin in den USA entdeckt und eingesetzt (HAIGHT u.

FINLAND, 1952). Diesem Wirkstoff wurde eine gute Wirkung gegen gram-

positive Kokken und andere Keime, welche atypische Pneumonien auslösen,

zugesprochen (CHARLES u. SEGRETI, 1997).

Bis Mitte der 80er Jahre gab es keine bedeutsamen Weiterentwicklungen im

Bereich der Makrolide. Mit dem Auftreten von AIDS und der daraus

resultierenden erhöhten Anfälligkeit für bakterielle Infektionen, wie auch mit der

erfolgreichen Therapie gegen Legionella im Jahre 1975, wuchs das Interesse

an dieser Medikamentengruppe (CHARLES u. SEGRETI, 1997). Mehrere neue

Makrolide wie z.B. Azithromycin, mit verbesserter Pharmakokinetik und

größerer Therapiebreite, wurden entwickelt (KRIST, 1991). Somit stellen die

Makrolide eine alte und gut erforschte Medikamentengruppe dar, deren

Marktanteil 10 - 15% der beim Menschen weltweit oral verordneten Antibiotika

ausmacht (PERITI et al., 1993).

2.2.1.1 Stoffklasse

Makrolide gehören zur Gruppe der bakteriostatisch wirkenden Antibiotika. Unter

Bakteriostase versteht man die reversible Hemmung der Vermehrung einer

Bakterienpopulation (BURROWS, 1980; AKTORIES et al., 2005).

2.2.1.2 Struktur der Makrolide

Makrolide zeichnen sich durch einen makrozyklischen Laktonring mit zwei oder

mehr Zuckerresten aus (PRESCOTT u. BAGGOT, 1993). In der Struktur der


27

Makrolide finden sich generell drei verschiedene Aufbaumuster. Sie basieren

entweder auf einem 14-, 15- oder 16-gliedrigen Laktonring.

In der Gruppe der 14-gliedrigen befinden sich natürlich und halbsynthetisch

hergestellte Makrolide. Zu den natürlichen Makroliden gehören die

Erythromycin-Derivate A-F, Oleandomycin, sowie Sporeamicin. Zu den

halbsynthetischen gehören Clarithromycin, Davercin, Dirithromycin,

Flurithromycin und Roxithromycin (BRYSKIER et al., 1993). Die

halbsynthetischen Makrolide unterscheiden sich teilweise nur gering von

Erythromycin. Dirithromycin ist ein Bis-dioxo-iminomethoxyethoxy-Derivat des

Erythromycinanalogons Erythromycylamin (PERITI et al., 1993) (s. Abb. 1).

Zu den 15-gliedrigen Makroliden gehört Azithromycin (CARBON, 1998).

Azithromycin ist der Prototyp neuer halbsynthetischer Makrolide, welche

Azalide genannt werden (PERITI et al., 1993).

Die 16-gliedrigen Makrolide werden wiederum in natürliche und halbsynthetisch

hergestellte eingeteilt. Zu den natürlichen gehören Josamycin, Kitasamycin,

Midecamycin und Spiramycin. Miokamycin und Rokitamycin sind

halbsynthetische Vertreter dieser Gruppe (BRYSKIER et al., 1993).

Neuere Makrolide mit 16- und 18-gliedrigen Ringen zeigen eine verstärkte

antimikrobielle Aktivität und eine verbesserte Pharmakokinetik gegenüber den

älteren Makroliden (PRESCOTT u. BAGGOT, 1993).

Eine neue Untergruppe der halbsynthetischen Makrolide stellen die Triamilide

dar. Diese unterscheiden sich von Azaliden und Makroliden durch das

Hinzufügen dreier Aminogruppen. Ein Vertreter dieser Gruppe ist Tulathromycin

(TRAEDER u. GROTHUES, 2004).


28

Makrolide

15-gliedriger Ring

16-gliedriger Ring

14-gliedriger Ring

natürlich

semisynthetisch

semisynthetisch

natürlich

semisynthetisch

ErythromycinOleandomycin

Sporamicin

RoxithromycinDirithromycinFlorithromycinClarithromycin

Davercin

Azithromycin

JosamycinKitasamycinSpiramycin

Medicamycin

RokitamycinMiokamycin

Abb. 1 Einteilung der Makrolide (nach BRYSKIER et al., 1993).

2.2.1.3 Eigenschaften der Makrolide

Auf Grund ihrer lipophilen Eigenschaften zeigen Makrolide eine gute

Gewebepenetration, sowie eine gute Aufnahme in polymorphkernige

Granulozyten und Gewebsmakrophagen (BURROWS, 1980; NEU, 1991;

DONOWITZ, 1994). Um in die phagozytierenden Zellen zu gelangen, werden

verschiedene Wege genutzt. Die lipophilen Eigenschaften ermöglichen eine

energieunabhängige Diffusion der Makrolide in die Zelle (RAGHOEBAR et al.,

1988). Des Weiteren wird das Nukleosid-Transportsystem, ein

energieabhängiger Mechanismus der Zelle mittels Transportproteinen, als Weg

in die Zelle genutzt (PROKESCH u. HAND, 1982). Auf Grund ihres schwach

basischen Charakters werden die Makrolide im leicht sauren pH der Zelle

protoniert und können diese nicht mehr verlassen. Mit der Protonierung

verlieren sie ihre Membrangängigkeit (GLADUE et al., 1989; WILLIAMS u.

SEFTON, 1993). Dies führt zum intrazellulären Kumulieren der Makrolide,

welche dadurch sehr hohe intrazelluläre Konzentrationen erreichen können

(CARBON, 1998).

In der Zelle gelangen die Makrolide auf Grund ihrer lipophilen Eigenschaften in

die Lysosomen. Nach Aufnahme von Bakterien in Makrophagen und mit


29

Bildung des Phagosoms, kommt es nach Fusion von Phagosom und Lysosom

zur Bildung des Phagolysosoms und somit zum Kontakt zwischen

Makrolidantibiotikum und Bakterium (DONOWITZ, 1994).

2.2.1.4 Wirkmechanismus der Makrolide

Im Erreger entfalten Makrolide ihre antibakterielle Wirkung dadurch, dass sie

mit der Proteinsynthese der Bakterien interferieren. Der Wirkmechanismus zielt

auf eine Hemmung der Proteinsynthese in der Phase der Translokation. So

binden die Makrolide an die 50S-Untereinheit des Bakterienribosoms in der

Nähe der Donor- oder P-Seite. Diese Bindung führt zu einer sterischen

Hinderung im katalytischen Zentrum, dem Peptidyltransferase-Zentrum, der

50S-Untereinheit. Die Ankopplung der Peptidyl-Transfer-RNA mit der

Übertragung der Peptide wird gestört. Somit werden zwar noch kleinere Peptide

synthetisiert, jedoch die Synthese höher polymerisierter Peptide unterbunden

(VANNUFFEL u. COCITO, 1996). Die Proteinsynthese wird unterbrochen und

die Vermehrung der Bakterien gestoppt (GALE et al., 1972; FRANKLIN u.

SNOW, 1975). Diese Hemmung der bakteriellen Proteinsynthese ist reversibel

(VANNUFFEL u. COCITO, 1996) und die Wirkung ist auf proliferierende Keime

beschränkt (FREY u. LÖSCHER, 1996).

2.2.1.5 Pharmakokinetik der Makrolide

Nach oraler Gabe werden Makrolide resorbiert und gelangen über die Pfortader

in die Leber, wo ein geringer Teil der Makrolide inaktiviert wird. Der größte Teil

gelangt unverändert in die Gallenblase und von dort wieder in den Darm. Somit

durchlaufen Makrolide den enterohepatischen Kreislauf. Nach der biliären

Exkretion und Resorption im Darm gelangen die Makrolide über die Vena cava

caudalis ins rechte Herz und in die Lunge. Im Lungengewebe werden diese

besonders gut gespeichert (MUTSCHLER et al., 2001). Die Makrolide, welche

bis zu diesem Zeitpunkt noch nicht ins Gewebe aufgenommen wurden,

gelangen über das linke Herz in den Körperkreislauf und somit in die Muskeln,

Nieren und anderen Organe. Nur der Teil, der noch nicht ins Gewebe

aufgenommen wurde, gelangt in die Körpervenen und ist somit als


30

Blutparameter messbar. Hierbei gilt zu beachten, dass die Exkretion über das

biliäre System beginnt, bevor die Makrolide im Blut messbar werden. Die

Exkretion erfolgt zu einem kleineren Teil über die Nieren, der größte Teil wird

über die Fäzes ausgeschieden (SCHENTAG u. BALLOW, 1991; WILLIAMS u.

SEFTON, 1993; NIGHTINGALE, 1997).

2.2.1.6 Nebenwirkungen der Makrolide

Durch die Exkretion der Makrolide in den Darm erreichen diese dort hohe

Konzentrationen, die zu einer Beeinträchtigung der Mikroflora führen können.

So kann es zum Überwuchern der Darmflora mit resistenten Keimen wie z.B.

Clostridium difficile kommen (PERITI et al., 1993).

An der Darmwand zeigen Makrolide Motilin ähnliche Wirkung, was eine

Steigerung der Darmmotilität zur Folge hat (PEETERS et al., 1989;

OTTERSON u. SARNA, 1990; PERITI et al., 1993). Verantwortlich für diesen

Effekt sind die Diethylaminogruppe am C5-Kohlenstoffatom sowie der

Neutralzucker am C3-Kohlenstoffatom des Laktonringes (OMURA et al., 1985).

Die Motilin ähnliche Eigenschaft zeigen nur die 14- und 15-gliedrigen Makrolide,

die 16-gliedrigen weisen diese nicht auf (PERITI et al., 1993).

Das hepatotoxische Potential der Makrolide ist als gering einzustufen (PERITI

et al., 1993).

Durch Interaktion mit dem 5-Hydroxytryptamin-Rezeptor (Serotonin-Rezeptor)

können Makrolide Erbrechen auslösen. Dies ist durch die Gabe von 5-

Hydroxytryptamin-Antagonisten deutlich zu reduzieren (FORTH et al., 2001).

Generell gelten Makrolide, auf Grund ihres geringen Potentials an

Nebenwirkungen, beim Menschen als sehr sichere Antibiotika (WILLIAMS u.

SEFTON, 1993). So wurden in den letzten 40 Jahren seit Gebrauch der

Makrolide beim Menschen nur drei Fälle mit tödlichem Ausgang im

Zusammenhang mit einer Makrolidtherapie beschrieben (PERITI et al. 1993).

Dagegen besteht beim adulten Pferd schon bei oraler Aufnahme von

subtherapeutischen Dosen von Erythromycin eine hohe Gefahr von Colitiden,

welche häufig tödlich enden (BURROWS, 1980; GUSTAFSSON et al., 1997).


31

Viele Makrolide interagieren mit dem Cytochrom P450 in der Leber (PESSAYRE,

1983). Somit kann die Clearance anderer Medikamente in der Leber behindert

werden. Dies ist vor allem bei Medikamenten mit geringer therapeutischer

Breite zu beachten, so z.B. bei Theophyllin oder Carbamazepin. Die Folge

können schwere Unverträglichkeitsreaktionen sein, falls die Dosierung dieser

Medikamente nicht der veränderten Metabolisierung angepasst wird. Ebenso

interagieren manche Makrolide mit Ergot-Alkaloiden, Cyclosporin, Terfenadine

und anderen Medikamenten (FORTH et al., 2001).

Makrolide liegen für den Menschen als parenterale und orale Formulierungen

vor. Auf Grund des Therapienotstandes im Rahmen der Fohlen-Rhodokokkose

können diese in der Veterinärmedizin unter Berücksichtigung der gesetzlichen

Vorgaben umgewidmet werden. Tulathromycin ist ein für Rind und Schwein

zugelassenes Injektionspräparat aus der Gruppe der Makrolide. Für alle

anderen Makrolide gilt, dass die orale Anwendung deutlich zu bevorzugen ist,

da sie stark gewebereizend sind und somit zu Entzündungsreaktionen bei

intramuskulärer Injektion führen können. Die intravenöse Injektion birgt die

Gefahr von Thrombophlebitiden und Periphlebitiden (PRESCOTT u. BAGGOT,

1993).

2.2.1.7 Resistenzen gegenüber Makroliden

Bei der Therapie mit Makroliden wird von Resistenzsteigerungen des

Streptomycin-Typs berichtet, d.h. es kommt schon sehr schnell nach

Therapiebeginn bzw. in vitro nach ein- bis viermaliger Exposition zur

Resistenzbildung (MUTSCHLER et al., 2001).

Neben der plasmidkodierten Resistenz werden Resistenzen auch über

bewegliche DNA-Segmente, den Transponsons oder Genkassetten, verbreitet.

Diese Transponsons sind kleine DNA-Abschnitte welche von Chromosom zu

Chromosom oder von Plasmid zu Chromosom wie auch von Plasmid zu

Plasmid innerhalb einer Zelle springen und somit diese Informationen

weitergeben. Liegen diese, die Resistenz kodierenden Gene zusammen mit

dem Enzym Integrase vor, so kann der Einbau besonders schnell erfolgen

(MUTSCHLER et al., 2001).


32

Ursächlich für die Entwicklung von Resistenzen ist die Produktion eines

Enzyms, welches die Bindungsstelle der Makrolide am Ribosom des

Bakteriums methyliert (DUBNAU, 1984; WEISBLUM, 1984). Die

entsprechenden erm-Gene (erm = erythromycin ribosome methylase) können

induzierbar oder konstitutiv exprimiert sein. Sie vermitteln im Falle einer

induzierbaren Expression Kreuzresistenz gegen 14- und 15-gliedrige Makrolide,

die im Falle einer konstitutiven Expression auch die nicht als Inducer

fungierenden 16-gliedrigen Makrolide, Lincosamide und Streptogramin B-

Antibiotika umfasst (SCHWARZ u. SCHMITZ, 2001). In Abhängigkeit von den

Bakterien und der bei diesen vorhandenen erm-Gen-Aktivität kann eine

Kreuzresistenz zwischen Makroliden und Ketoliden bestehen (SCHWARZ u.

SCHMITZ, 2002).

Ein weiterer Resistenzmechanismus ist der energieabhängige Efflux von 14-

und 15-gliedrigen Makroliden, nicht aber der 16-gliedrigen Makrolide, aus dem

Bakterium. Dieses Phänomen ist mit dem Plasmid pNE24 assoziiert

(GOLDMAN u. COPOBIANCO, 1990). Der am häufigsten auftretende

Resistenzmechanismus gram-positiver Kokken, wie z.B. Streptococcus

pneumoniae und Streptococcus pyogenes, ist der mef-kodierte Efflux aus der

Zelle, sowie die erm-kodierte Methylierung der 23S rRNA (ZHANEL et al.,

2002).

Eine Mutation, die zu einer Abnahme der Bindungsfähigkeit der Makrolide an

die Bakterienzelle führt, ist vielfach nachgewiesen worden (BRYSKIER, 2000;

MUTSCHLER et al., 2001; VESTER u. DOUTHWAITE, 2001). Diese

Punktmutation liegt im Bereich der Domaine V der 23S rRNA des

Bakterienribosoms (DOUTHWAITE et al., 2000).

Andere Autoren beschreiben das Auftreten von Resistenzen abhängig von Ort

und Umfang von Basendeletionen oder Baseninsertionen im Gen für das

ribosomale Protein L4 des Ribosoms von Streptococcus pneumoniae (TAIT-

KAMRADT et al., 2000).


33

2.2.1.8 Vertreter der Makrolide

2.2.1.8.1 Erythromycin

Erythromycin ist der Prototyp aller Makrolide. Es ist ein Metabolit des

Bakteriums Streptomyces erythreus mit bakteriostatischer (STRATTON-

PHELPS et al., 2000) und in hohen Dosen bakterizider Wirkung (HAIGHT u.

FINLAND, 1952a). Es ist auch veterinärmedizinisch von großer Bedeutung

(EWING et al., 1994; FREY u. LÖSCHER, 2002).

Abb. 2 Strukturformel von Erythromycin (nach BURGER et al., 2006)

2.2.1.8.1.1 Struktur

Als Basis dient ein 14-gliedriger Laktonring mit zwei Zuckerresten. Auf Grund

seiner Struktur ist Erythromycin fettlöslich und eine schwache Base mit einem

pKa (Stärke einer Säure) von 8,8 (EWING et al., 1994). Somit ist Erythromycin

im saueren Milieu instabil und wird im Magen durch Wasserabspaltung und

Hemiketalbildung inaktiviert (CHOW, 1984; MUTSCHLER et al., 2001). Um dies

zu verhindern, wurden chemische Modifikationen in Form von Estern und

Salzen hergestellt, sowie die Medikamentenoberfläche beschichtet.


34

2.2.1.8.1.2 Wirkmechanismus

Erythromycin-Estolate und Erythromycin-Ethylsuccinate werden als inaktive

Formen im Duodenum absorbiert und zur aktiven Form hydrolysiert.

Erythromycin-Stearat und Erythromycin-Phosphat hingegen dissoziieren im

Duodenum und werden bereits als aktive Form resorbiert (CHOW, 1984).

Beim Fohlen wurde der Einsatz von Erythromycin-Estolat per os zur

Behandlung der Rhodokokkose in einer Dosierung von 25 mg/kg Körpergewicht

alle sechs Stunden (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985) bzw. alle acht bis zwölf

Stunden empfohlen (HILLIDGE, 1987). Die Estolate werden gut resorbiert und

die wirksamen Plasmakonzentrationen bleiben nach einer Verabreichnung von

37,5 mg/kg per os alle 12 Stunden bis zu zehn Stunden erhalten (EWING et al.,

1994). Erythromycin-Ethylsuccinat wird dagegen schlecht resorbiert. Die

therapeutischen Plasmakonzentrationen werden in einer Dosierung von 25

mg/kg Körpergewicht alle sechs Stunden erst deutlich später erreicht (LAKRITZ

u. WILSON, 2002).

Für R. equi und Erythromycin wird eine minimale Hemmkonzentration (MHK)

von 0,06 - 0,5 µg/ml angegeben (PRESCOTT, 1981; NORDMANN u. RONCO,

1992; SORIANO et al., 1995).

Die MHK50 wird mit 0,25µg/ml bis 0,5 µg/ml angegeben (NORDMANN u.

RONCO, 1992; SORIANO et al., 1995). Die MHK50- und MHK90-Werte geben in

einer geordneten Datenreihe (ausgehend von den gegenüber dem Wirkstoff

empfindlichsten Isolaten) die Wirkstoffkonzentrationen an, bei denen 50% bzw.

90% der untersuchten Isolate in ihrem Wachstum gehemmt werden. Aus

mathematischer Sicht entspricht der MHK50-Wert dem Median-Wert.

Nach oraler Verabreichung von 25 mg/kg wurde die MHK von R. equi für

mindestens vier Stunden erreicht (LAKRITZ et al., 1999).

Die extravaskuläre Penetration, welche sich in der Gewebe/Plasma Area-

Under-The-Curve zeigt, liegt bei Mäusen, Ratten, Hunden und

Cynomolgusaffen zwischen 3,1 und 11,6 µg x h/ml (GIRARD et al., 1987).


35

2.2.1.8.1.3 Nebenwirkungen

Die orale Gabe ist der parenteralen Applikation deutlich vorzuziehen, da die

intramuskuläre Injektion schmerzhaft ist und zu Entzündungen im Gewebe

führen kann. Die intravenöse Injektion verursacht teilweise Nebenwirkungen wie

Unruhe, Schwitzen oder Kolik (LAKRITZ et al., 1999; STRATTON-PHELPS et

al., 2000). Auch Thrombophlebitiden und Periphlebitiden werden beobachtet

(PRESCOTT u. BAGGOT, 1993).

Eine orale Anwendung an adulten Pferden ist auf Grund einer hohen Gefahr

hochgradiger Colitiden kontraindiziert, Pferde im Fohlenalter vertragen

Erythromycin hingegen gut (BURROWS, 1980; GUSTAFSSON et al., 1997).

2.2.1.8.1.4 Resistenzen

Spontane Resistenz-Entstehung von R. equi wurden bei Menschen und Fohlen

unter Einsatz von Erythromycin im Labor wie an klinischen Studien festgestellt

(KENNEY et al., 1994; FERNANDEZ-ROBLAS et al., 1999). In einer Studie an

drei Isolaten menschlichen Ursprungs entwickelten die getesteten Keime MHK-

Werte, welche eine bis sechs Verdünnungsstufen höher waren, als die der

Keime zu Beginn der Studie. Die Mutationsfrequenz für den Einsatz von

Erythromycin in dieser Studie und die darin untersuchten Keime wie

Corynebacterium striatum, Corynebacterium minutissimum, Corynebacterium

urealyticum und R. equi betrug zwischen 1,5 x 10-12 und 8 x 10-15. Diese

Mutationsfrequenz wurde jedoch als gering eingestuft (FERNANDEZ-ROBLAS

et al., 1999). In einer anderen Studie waren von 60 Isolaten 1,6% der

gefundenen R. equi-Isolate aus Fohlen resistent und 11,7% intermediär

sensibel gegenüber Erythromycin (GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997).

Auf Grund der Gefahr der chromosomenvermittelten Resistenzbildung wird eine

kombinierte Therapie mit Rifampicin empfohlen (PRESCOTT u. SWEENEY,

1985; KENNEY et al., 1994).


36

2.2.1.8.2 Azithromycin

Es ist der Prototyp einer neuen Gruppe von Makroliden, welche als Azalide

bezeichnet werden (PERITI et al., 1993).

Abb. 3 Strukturformel von Azithromycin (nach STAHLMANN u. LODE,

2001)


Bei Azithromycin handelt es sich um ein Makrolid mit einem Stickstoff-Atom an

C6 des 15-gliedrigen Laktonrings (GIRARD et al. 1987; CHARLES u. SEGRETI,

1997). Es kann auch als 9-Deoxo-9a-aza-9a-methyl-9a-homoerythromycin A

bezeichnet werden (HAROLD u. NEU, 1991).


Azithromycin hat einen bakteriostatischen, in hohen Konzentrationen sogar

einen bakteriziden Effekt und wird halbsynthetisch hergestellt (PETERS, 1992;

PRESCOTT u. BAGGOT, 1993). Die Bioverfügbarkeit beträgt beim Menschen

37%. Mit einer Bioverfügbarkeit von 56% beim Fohlen in einer Dosierung von

10 mg/kg Körpergewicht, ist diese deutlich höher als bei Erythromycin (GIRARD

et al., 1987; PETERS et al., 1992; JACKS et al., 2001). Azithromycin weist eine

größere Säurestabilität als Erythromycin auf, ist aber dennoch sehr pH-


37

empfindlich (PETERS et al., 1992; PRESCOTT u. BAGGOT, 1993). So ist bei

einem pH von 7,2 die MHK 100mal niedriger als bei einem pH von 6,0 (BARRY

et al., 1988). Azithromycin wird im Darm gut resorbiert. Messbare

Konzentrationen waren im Serum nach einer einmaligen oralen Verabreichung

von 10mg/kg Körpergewicht bereits nach 6 – 15 Minuten feststellbar. Die

maximale Konzentration des Wirkstoffs wurde bei identischer Dosierung beim

Fohlen nach 1,8 Stunden erreicht (JACKS et al., 2001). In der

Peritonealflüssigkeit wurden nach Verabreichung von 10 mg/kg Körpergewicht

Azithromycinkonzentrationen gemessen, die 1 bis 16-fach höher waren, als die

im Serum bestimmten (JACKS et al., 2001). Auf Grund des dibasischen und

amphiophilen Charakters von Azithromycin gelangt dieses durch passive

Diffusion wie auch durch aktiven Transport in die Zelle. Durch bronchoalveoläre

Lavage (BAL) wurden in den ausgespülten Zellen Konzentrationen

nachgewiesen, die 15 bis 170-fach höher waren als im Serum. Diese

Konzentrationen wurden vor allem in Makrophagen, die ca. 81% der BAL-Zellen

ausmachten, nachgewiesen (JACKS et al., 2001). Nachteilig an geringen

Konzentrationen im Blut und im Serum ist der mögliche Durchbruch einer

Bakteriämie (PETERS et al., 1992). Die hohe Affinität zum Gewebe und

Makrophagen wird auf die tertiäre Aminogruppe zurückgeführt, welche

protonierbar ist (GIRARD et al., 1987). Azithromycin hat im Vergleich zum

Menschen, bei dem Gewebehalbwertzeiten von 40 Stunden gemessen wurde,

mit 23,9 Stunden eine deutlich geringere Halbwertszeit (GIRARD et al., 1987;

FOULDS et al., 1990, JACKS et al, 2001). Die Eliminationshalbwertzeit nach

Verabreichung von 10 mg/kg Körpergewicht beträgt 20,3 Stunden. Die

Verteilung und Elimination von Azithromycin wird durch die Applikationsart nicht

verändert (JACKS et al., 2001).

Azithromycin ist beim Menschen wirksam gegen R. equi, Staphylococcus sp.,

Streptococcus sp., Haemophilus sp., Pasteurella sp., Clostridium sp.,

Bacteroides sp., Mycoplasma sp., Toxoplasma sp. und andere Pathogene

(NEU, 1991; MASCELLINO et al., 1994). Eine Wirksamkeit bei R. equi-

Pneumonien des Fohlens ist vielfach beschrieben (JACKS et al., 2001; DAVIS

et al., 2002; GIGUÈRE et al., 2004; PILTZ, 2004). Resistent gegenüber


38

Azithromycin verhalten sich Klebsiella sp., Enterobacter sp., Citrobacter sp.,

Proteus sp., Serratia sp. und Pseudomonas sp. (NEU, 1991).

Für sensible Keime wird von einer MHK <2 µg/ml, für resistente von einer MHK

größer 8 µg/ml ausgegangen (NEU, 1991). Andere Autoren geben eine MHK-

Empfindlichkeitsverteilung für Azithromycin und für aus Menschen isolierte R.

equi-Isolate von 1 - 2 µg/ml sowie eine MHK50 von 2 µg/ml an (SORIANO et al.,

1995). Des Weiteren werden MHK-Werte von 0,03 – 2 µg/ml und einen MHK50

und MHK90 von 1 µg/ml angegeben (SORIANO et al., 1998). Andere Studien

ergaben MHK-Werte von 1 µg/ml für Azithromycin (JACKS et al., 2001).

Zur Behandlung der Rhodokokkose beim Fohlen wird eine einmalige tägliche

orale Dosis von 10 mg/kg Körpergewicht Azithromycin für fünf Tage und danach

alle 48 Stunden empfohlen (JACKS et al., 2001; DAVIS et al., 2002; GIGUÈRE

et al., 2004). In einer Studie an 61 Fohlen wurde die Monotherapie von

Azithromycin, in einer oral verabreichten Dosierung von 10 mg/kg

Körpergewicht einmal täglich, einer Antibiotikakombination von Erythromycin-

Rifampicin, wobei Erythromycin in einer Dosierung von 35 mg/kg Körpergewicht

und Rifampicin in einer Dosierung von 6 mg/kg Körpergewicht drei mal täglich

oral verabreicht wurden, gegenübergestellt. Die Therapiedauer war im Mittel mit

46,9 (±11,8) Tagen für Erythromycin-Rifampicin und 45,5 (±13,9) Tagen für

Azithromycin vergleichbar (PILTZ, 2004). In einer klinischen Studie an 33

Fohlen wurde Azithromycin in einer Dosierung von 10 mg/kg Körpergewicht in

Kombination mit Rifampicin in einer Dosierung von 10 mg/kg Körpergewicht

zweimal pro Tag verabreicht. Azithromycin wurde hierbei in der ersten Woche

täglich, in der zweiten Woche nur alle zwei Tage verabreicht. Die mittlere

Behandlungsdauer betrug in dieser Kombination 42,2 Tage, jedoch mussten

zwei Fohlen auf Grund der Neuentstehung von Lungenabszessen in der

Therapie auf eine andere Antibiotikakombination umgestellt werden (KERTH,

2005).

Zur Behandlung der Rhodokokkose und zur Vorbeugung von Resistenzen wird

eine Kombinationstherapie mit Rifampicin empfohlen (GIGUÈRE et al., 2004).


39


Unverträglichkeiten sind bei Mensch und Tier relativ selten. So wurden nach

intravenöser Injektion an Fohlen Gähnen, Zittern, Ataxie und Schwäche

beobachtet (JACKS et al., 2001). Andere Autoren konnten in ihren

Untersuchungen weder nach oraler noch nach intravenöser Applikation von

Azithromycin Nebenwirkungen feststellen (DAVIS et al., 2002). Es wir von

Durchfall bei 5% der Fohlen nach oraler Verabreichung des Medikamentes

berichtet (GIGUÈRE et al., 2004; PILTZ, 2004; KERTH, 2005). Bei einem

Fohlen wurde fünf Stunden nach oraler Verabreichung von Azithromycin

starkes Schwitzen am ganzen Körper bei einer Körpertemperatur von 38,7˚C

und einer Herzfrequenz von 65 Schlägen pro Minute festgestellt (PILTZ, 2004).

Azithromycin sollte auf Grund veränderter Eliminationszeiten nicht bei Leber-

oder Niereninsuffizienz eingesetzt werden (PETERS et al., 1992).


Die Resistenz von Bakterien gegenüber Azithromycin ist abhängig von der

Bildung eines Enzyms (Methylase), welches die Bindungsstelle des Makrolids

am Ribosom methyliert (DUBNAU, 1984; WEISBLUM, 1984). Bei

Staphylococcus. epidermidis wurde eine Azithromycinresistenz, die an das

Plasmid pNE24 gekoppelt ist, festgestellt (GOLDMAN u. CAPOBIANCO, 1990).

Der potentielle Resistenzmechanismus über die Bildung von β-Laktamase allein

hat keinen Einfluss auf die Wirksamkeit von Azithromycin (PETERS et al.

1992).

2.2.1.8.3 Clarithromycin

Clarithromycin ist ein halbsynthetisch hergestelltes Derivat von Erythromycin

(PRESCOTT u. BAGGOT, 1993). Die antimikrobielle Therapie der

Rhodokokkose mit diesem Wirkstoff ist sehr kostenintensiv (CHARLES u.

SEGRETI, 1997; FREY u. LÖSCHER, 2002).


40

Abb. 4 Strukturformel von Clarithromycin (nach BURGER et al., 2006)


Es gehört zu den 14-gliedrigen Makroliden. Dieses Makrolid besitzt an seinem

C6-Kohlenstoffatom eine Methylgruppe und kann somit auch als 6-O-Methyl-

Erythromycin bezeichnet werden (PERITI et al., 1993).


Clarithromycin ist auf Grund seiner Struktur säurestabiler als Erythromycin und

zeigt eine verbesserte Bioverfügbarkeit. Diese beträgt bei einer Dosis für den

Menschen von 250 mg pro Tag ca. 55% (CHU et al., 1992). Durch die

veränderte Struktur wurde die Inaktivierung durch Salzsäure im Magen wie

auch die Motilin ähnliche Wirkung mit Steigerung der Darmmotorik deutlich

reduziert. Es wird in der Leber durch das Cytochrom P450 metabolisiert und in

die mikrobiologisch aktive Komponente 14-Hydoxyl-Clarithromycin überführt

(FERRERO et al., 1990; NOWAKOWSKI et al., 2004). Des Weiteren wurde

eine höhere Verteilung im Lungengewebe des Rindes sowie eine verlängerte

Halbwertzeit im Vergleich zu Erythromycin festgestellt (NOWAKOWSKI et al.,

2004). Clarithromycin zeigt eine sehr gute Gewebeverteilung und intrazelluläre

Penetration (PERITI et al., 1989). Wie bei anderen Makroliden wurde beim

Fohlen auch bei Clarithromycin eine höhere Konzentration im Gewebe und in


41

den Makrophagen im Vergleich zur Konzentration von Clarithromycin im Serum

festgestellt (JACKS et al., 2002). Die maximale Serumkonzentration (Cmax)

beträgt nach einmaliger oraler Gabe von 10 mg/kg Körpergewicht 0,92 ± 0,17

µg/ml. Die Eliminationshalbwertzeit beim Fohlen beträgt 4,8 Stunden (JACKS et

al., 2002). Somit ist sie länger als die von Erythromycin mit einer Stunde, aber

deutlich kürzer als die von Azithromycin mit 20 Stunden (LAKRITZ et al., 1999;

JACKS et al., 2001). Zwölf Stunden nach oraler Verabreichung von 10 mg/kg

lag die Serumkonzentration von Clarithromycin beim Fohlen über der MHK90

von 0,12 µg/ml welche für R. equi angegeben wurde (JACKS et al., 2002). Es

wurden MHK-Werte für Clarithromycin gegenüber R. equi von einer

Empfindlichkeitsverteilung von 0,12 - 0,25 µg/ml beziehungsweise kleiner 0,015

µg/ml bis 0,12 µg/ml angegeben. Eine MHK50 von 0,12 µg/ml wurde ermittelt

(NORDMANN u. RONCO, 1992). Andere Autoren geben eine MHK50 wie auch

eine MHK90 von 0,06 µg/ml an (SORIANO et al., 1998). Nach Auswertung der

pharmakologischen Parameter und der MHK90-Werte wurde beim Fohlen eine

Dosis von 7,5 mg/kg Körpergewicht alle 12 Stunden empfohlen (JACKS et al.,

2002).

Beim Menschen wird Clarithromycin in Kombination mit

Protonenpumpenhemmern und Amoxicillin oder Metronidazol zur

Eradikationstherapie des Heliobacter-pylori-bedingten Magenulkus verwandt.

Im Vergleich zu Erythromycin zeigt Clarithromycin beim Menschen den Vorteil

einer einmaligen Einnahme pro Tag. Es zeigt sehr gute bis gute Wirkung bei

Infektionen mit Streptococcus pyogenes, Streptococcus pneumoniae, Moraxella

catarrhalis, Chlamydia trachomatis, Mycoplasma pneumoniae und mittlere

Wirkung gegen Staphylococcus aureus und Legionella ssp. (AKTORIES et al.,

2005). Clarithromycin hat eine verbesserte Aktivität gegenüber gram-positiven

Kokken im Vergleich zu Erythromycin (CHARLES u. SEGRETI, 1997). Andere

Autoren bezeichnen Clarithromycin als doppelt so wirksam gegenüber

Bakterien im Vergleich zu Erythromycin (PRESCOTT u. BAGGOT, 1993).


42


Clarithromycin verursacht bei 8,7% der behandelten Personen gastrointestinale

Effekte. Im Vergleich hierzu betragen diese bei Erythromycin 28,5%

(NOWAKOWSKI et al., 2004). In einer Studie an 81 an R. equi-Pneumonie

erkrankten Fohlen traten bei 28% der mit Clarithromycin behandelten Fohlen

und bei 17% der mit Erythromycin behandelten Fohlen Durchfall auf (GIGUÈRE

et al., 2004). Andere Studien stellten nach oraler Verabreichung von

Clarithromycin an sechs Fohlen in einer Dosis von 10 mg/kg Körpergewicht

einmalig keine Nebenwirkungen fest (JACKS et al., 2002).

Die Interaktion von Clarithromycin mit anderen Medikamenten ist ähnlich der

von Erythromycin (FORTH et al., 2001).

Die Verabreichung hoher Dosen von Clarithromycin an tragende Tiere führte zu

Wachstumshinderung bei Affen, Gaumenspalte bei Mäusen und

kardiovaskulären Abnormalitäten bei Ratten (CHARLES u. SEGRETI, 1997).

2.2.1.8.4 Telithromycin

Telithromycin gehört zu den Makroliden und ist Stellvertreter einer neuen

Untergruppe, der Ketolide. Telithromycin wurde in der Zeit vor der Zulassung

als HMR 3647 bezeichnet.

Ketolide dienen beim Menschen der Therapie von Infektionen der oberen und

unteren Atemwege, welche durch makrolidresistente Bakterienstämme

ausgelöst werden (ZHANEL et al., 2002).


43

Abb. 5 Strukturformel von Telithromycin (nach BURGER et al., 2006)

2.2.1.8.4.1 Stuktur

Ketolide sind halbsynthetische Derivate des 14-gliedrigen Erythromycin

(ZHANEL et al., 2002; BERISIO et al., 2003). Der deutlichste Unterschied zu

Erythromycin ist die Beseitigung des Neutralzuckers L-Cladinose von Position 3

des Ringes und die anschließende Oxidation der 3-Hydroxyl- zu einer 3-

Ketogruppe. Zusätzlich tragen die Ketolide eine 11,12-zyklische

Carbamatverbindung im Bereich der zwei Hydroxylgruppen von Erythromycin A,

sowie eine Arylalkyl- oder Arylallyl-Kette, welche die verbesserte Aktivität dieser

Untergruppe der Makrolide erklären (CHAMPNEY u. TOBER, 2001).


Der Wirkmechanismus der Ketolide ist mit dem der Makrolide vergleichbar. Sie

inhibieren die Proteinsynthese der Bakterien über die Bindung an die

Peptidyltransferase-Seite der 50S-Untereinheit des Ribosoms, im Speziellen an

die Domainen II und V der 23sRNA (HANSEN et al., 1999; XIONG et al., 1999;

ZHANEL et al., 2002). Die im Vergleich zu herkömmlichen Makroliden

zusätzliche Bindung an der Domäne II ist für diese besonders feste Bindung


44

verantwortlich und wird über die 11, 12-Carbamat-Seitenkette hergestellt

(HANSEN et al., 1999; DOUTHWAITE et al., 2000). Auf Grund dieser

zusätzlichen Bindung ist es Ketoliden möglich auch gegen Bakterien, welche

eine Basenmodifikation in der Domaine V zeigen, wirksam zu sein (ROSATO et

al., 1998; DOUTHWAITE et al., 2000).

Ketolide sind in der Lage zu einem größeren Teil als die herkömmlichen

Makrolide in Bakterien zu kumulieren (CAPOBIANCO et al., 2000).

Das Wirkungsspektrum der Ketolide umfasst gram-positive sowie einige gram-

negative Bakterien (AGOURIDAS et al., 1997). Sie zeigen eine sehr gute

Wirkung gegen Streptococcus pneumoniae. Telithromycin zeigt eine gute

Wirksamkeit gegen Streptococcus pyogenes, vor allem auch gegen welche, die

eine Erythromycinresistenz aufweisen und dem ermA-Genotyp angehören. Eine

schleichende Abnahme der Wirksamkeit wurde bei Stämmen von

Streptococcus pyogenes festgestellt, welche den Resistenzmechanismus des

mefA-abhängigen Efflux entwickeln. Die Wirksamkeit blieb jedoch innerhalb der

Grenzwerte für sensible Keime. Die Abnahme der Wirksamkeit wurde auch bei

Stämmen von Streptococcus pyogenes beobachtet, welche dem ermB-Genotyp

angehören (ZHANEL et al., 2002). Ketolide zeigen eine höhere Wirksamkeit

gegen Staphylococcus aureus als die Makrolide Azithromycin und

Clarithromycin (NILIUS et al., 2001). Ketolide zeigen gute Aktivität gegen

Corynebacterium ssp., auch wenn es innerhalb der Spezies starke

Schwankungen der Empfindlichkeit gibt. Hingegen zeigen Ketolide keine

Wirkung gegen gram-negative Aerobier wie Enterobacteriaceae und

Pseudomonas aeruginosa, welche ebenfalls makrolidresistent sind

(AGOURIDAS et al., 1997; NILIUS et al., 2001).

Die Wirkungsweise ist bakteriostatisch, abhängig von Keim und Dosierung kann

diese aber auch bakterizid sein (ZAHNEL et al., 2001).

Die MHK von R. equi bezüglich Telithromycin (HMR 3647) beträgt 0,25 µg/ml

(FERNANDEZ-ROBLAS et al., 1999). Des Weiteren werden MHK-Werte von

unter 0,015 µg/ml – 0,25 µg/ml und eine MHK50 sowie MHK90 von 0,25 µg/ml

angegeben (SORIANO et al., 1998).


45

Ketolide sind unempfindlich gegenüber dem energieabhängigen Efflux der

Bakterien, da sie schlechte Substrate für die bakterielle Effluxpumpe darstellen

(BEMER-MELCHIOR et al., 2000; CAPOBIANCO et al., 2000).

Die exzellente Pharmakokinetik von Ketoliden wie Telithromycin ermöglicht die

einmalige tägliche Applikation und führt zu einer, im Vergleich zum Serum, sehr

guten Gewebeverteilung (NAMOUR et al., 2001; ZHANEL et al., 2001; ZHANEL

et al., 2002). Die Bioverfügbarkeit von Telithromycin beträgt beim Menschen

nach einmaliger oraler Applikation von 800 mg annähernd 60%, die maximale

Serumkonzentration ist bereits nach einer Stunde erreicht (NAMOUR et al.,

2001). Die maximale Plasmakonzentration von Telithromycin, nach einmalig

verabreichter Dosis von 800 mg, beträgt 1,9 bis 2,27 µg/ml (EDELSTEIN u.

EDELSTEIN, 1999). Der Gewebe/Plasma-Quotient erreicht Werte über 1. So

bleibt die Telithromycin-Konzentration am Ort der Infektion hoch, während sie

im Serum bereits unter die MHK für den entsprechenden Keim gefallen ist.

Somit korreliert die Serumkonzentration nicht unbedingt mit der Aktivität im

Gewebe (ZHANEL et al., 2002).

Die Halbwertzeit von Telithromycin beträgt beim Menschen bei einer einmaligen

oralen Dosis von 800 mg 7,2 Stunden, die Proteinbindung beträgt 70%

(NAMOUR et al., 2001).

Telithromycin ist im sauren Milieu deutlich stabiler als herkömmliche Makrolide.

Dies ist auf das Fehlen des L-Cladinose-Zuckers zurückzuführen (BERTHO et

al., 1998; BRYSKIER, 1999).

Die pharmakologischen Eigenschaften von Telithromycin beim Pferd wurden

bisher in keinen Studien untersucht.


Beim Menschen sind die Nebenwirkungen auf die normale oropharyngeale- und

intestinale Mikroflora moderat und mit denen von Clarithromycin zu vergleichen.

Die Nebenwirkungen von Telithromycin beim Menschen sind von milder bis

moderater Intensität und Diskontinuität. So werden beim Menschen geringe

gastrointestinale Nebenwirkungen wie Diarrhoe (13,3%), Übelkeit (8,1%) und

Erbrechen (2,8%) festgestellt. Ebenso treten zu einem sehr geringen Teil


46

(0,4%) allergische Reaktionen, Leberschäden, pseudomembranöse Colitiden,

verschwommener Blick und Gastroenteritis auf (ZAHNEL et al., 2002).


Ein Resistenzmechanismus von Bakterien gegen Ketolide ist die

Basensubstitution an Position A752, welche eine reduzierte Bindung der

Ketolide am Ribosom zur Folge hat (ZHANEL et al., 2002). In geringerem Maße

als herkömmliche Makrolide sind Ketolide von Punktmutationen im Bereich der

Domaine V des Ribosoms betroffen (DOUTHWAITE et al., 2000). Mutationen

im Protein L4 des Ribosoms von Streptococcus pneumoniae beeinflussen die

Bindungsfähigkeit der Ketolide negativ. Eine Insertion von sechs kleinen

Aminoresten in diesem Bereich ist für eine Ketolidresistenz verantwortlich

(TAIT-KAMRADT et al., 2000). Eine Resistenzinduktion, vergleichbar der beim

Makrolideinsatz, wird mit einer Wahrscheinlichkeit von 1:1012 beziffert und ist

somit extrem unwahrscheinlich (SCHWEIGER, 2002). Untersuchungen an

Staphylokokken zeigten, dass Isolate, die die Gene erm(A), erm(C) oder erm(A)

und erm(C) konstitutiv exprimierten, hochresistent gegenüber Telithromycin mit

MHK-Werten von >128 µg/ml waren (SCHWARZ u. SCHMITZ, 2002).

2.2.2 Ansamycin-Antibiotika

Im Rahmen eines Antibiotika-Screenings wurde 1957 eine neue Streptomyces-

Spezies namens Streptomyces mediterranei isoliert. Diese produzierte im

flüssigen Medium eine Mischung verschiedener Antibiotika, welche Rifamycine

genannt wurden (SENSI et al., 1960). Diese Rifamycine wurden Rifamycin B,

Rifamycin O, Rifamycin S sowie Rifamycin SV genannt. Hierbei stellt Rifamycin

das Basismolekül dar. Rifamycin O und S sind Transformationen von Rifamycin

B (SENSI et al., 1966). Durch Reduzierung konnte Rifamycin SV hergestellt

werden (FURESZ, 1970). Um bessere Ergebnisse der in vitro-Aktivität zu

erzielen, wurden verschiedene Ester, Amilide und Hydrazide von Rifamycin B

hergestellt (SENSI et al., 1964). In weiteren Entwicklungen wurden 3-Formyl-

Rifamycin-Derivate hergestellt, zu denen auch Rifampicin gehört (FURESZ,

1970).


47

2.2.2.1 Struktur

Grundstruktur vieler Ansamycin-Antibiotika ist das 3-Formyl-Rifamycin-Derivat

von Rifamycin SV. Mit der Hydratisierung dieses Derivates wurde Rifampicin

entwickelt. Rifampicin hat die Summenformel C45H58N4O12 und wird auch als 3-

[[(4-Methyl-1-piperazinyl)imino]methyl]rifamycin bezeichnet. Rifampicin wird

halbsynthetisch hergestellt (FURESZ, 1970).

2.2.2.2 Vertreter der Ansamycin-Antibiotika

2.2.2.2.1 Rifampicin

Der Name Rifampin wird in den Vereinigten Staaten von Amerika benutzt, der

internationale Name lautet Rifampicin.

Abb. 6 Strukturformel von Rifampicin (nach STAHLMANN u. LODE,

2001)

2.2.2.2.1.1 Wirkmechanismus Rifampicin

Rifampicin ist stark lipophil und zeigt bei Mäusen, Ratten, Hunden,

Meerschweinen und Menschen ein sehr gutes Penetrationsverhalten ins

Gewebe, wie auch eine gute Gewebeverteilung. Die Konzentration des

Antibiotikums ist in Lunge, Leber, Galle und Urin höher als im Blut (FURESZ,

1970). Ansamycine werden bis zu 75% an Plasmaeiweiße gebunden (LONG et

al., 1979; MUTSCHLER et al., 2001). Die Plasmawerte nach oraler wie auch


48

nach subkutaner Applikation sind gleich (FURESZ, 1970). Beim Menschen wird

Rifampicin in der Leber durch Desacetylierung metabolisiert (MUTSCHLER et

al., 2001). Nach 5 bis 6 Stunden liegt Rifampicin in der Gallenflüssigkeit zu fast

100% in seiner desacetylierten Form vor, im Urin beträgt diese nur 30 bis 60%

(FURESZ, 1970).

Die Halbwertzeit beträgt beim Pferd 6 Stunden mit einer Maximalkonzentration

von 2,5 µl/ml nach etwa 8 Stunden (BURROWS et al., 1985). Da nach WILSON

et al. (1988) die Resorption von Rifampicin ca. 70% beträgt, bietet sich für das

Fohlen die orale Formulierung an. Die Eliminationszeit ist sehr hoch.

Durch Studien an Mäusen konnte gezeigt werden, dass Rifampicin in der Lage

ist Bakterien intrazellulär abzutöten, Abszesse und septische Prozesse zu

penetrieren, wie auch in Phagozyten einzudringen (MANDELL, 1973;

PROKESCH u. HAND, 1982; MANDELL, 1983). Eine bakterizide Wirksamkeit

gegen gram-positive Mikroorganismen, vor allem gegen Staphylokokken wie

auch gegen einige gram-negative Bakterien, wird bestätigt (FURESZ, 1970;

FARR u. MANDELL, 1982). Es ist aktiv gegen Mycobacterium tuberculosis,

dem Erreger der Tuberkulose (FURESZ, 1970). Der Wirkungsmechanismus

von Rifampicin besteht in der Hemmung der DNA-abhängigen RNA-

Polymerase in den Mitochondrien, wodurch die RNA- und Proteinsynthese der

Bakterien gehemmt wird. Die DNA-abhängige RNA-Polymerase in

Mitochondrien von Säugerzellen wird nicht beeinflusst (MANDELL, 1983).

Auf Grund der guten Penetrationsfähigkeit von Abszessen und entzündetem

Gewebe wird Rifampicin zur Tuberkulosetherapie beim Menschen in

Kombination mit Isoniazid, Ethambutol und Pyrazinamid eingesetzt (FURESZ,

1970; FARR u. MANDELL, 1982; MUTSCHLER et al., 2001; AKTORIES et al.,

2005). Falls es sich um Infektionen mit multiresistenten Mykobakterien handelt,

wird jedoch Rifabutin, ein halbsynthetischer Verwandter von Rifampicin,

eingesetzt (AKTORIES et al., 2005).

Eine Kombination von Erythromycin-Rifampicin wird für die Therapie von R.

equi-Pneumonien beim Fohlen empfohlen (PRESCOTT u. NICHOLSON, 1984;

PRESCOTT u. SWEENEY, 1985). Es wird eine orale Gabe in einer Dosierung

von 10 mg/kg Rifampicin zweimal täglich in Kombination mit Erythromycin


49

postuliert (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985). Somit wird eine Plasma- und

Gewebekonzentration von 1 µg/kg des Wirkstoffes erreicht. Andere Autoren

empfehlen eine orale Dosierung von 5 mg/kg zweimal täglich (HILLIDGE, 1987;

SWEENEY et al., 1987).

Die MHK-Werte von R. equi für Rifampicin werden mit einer

Empfindlichkeitsverteilung von 0,03 - 0,25 µg/ml sowie einer MHK50 von 0,03

bis 0,06 µg/ml angegeben (PRESCOTT u. NICHOLSON, 1984; NORDMANN u.

RONCO, 1992; SORIANO et al., 1995).

2.2.2.2.1.2 Interaktion mit anderen Medikamenten

Rifampicin ist ein starker Enzyminduktor. Es beeinflusst hierbei insbesondere

das CYP3A4-Enzym und P-Glykoprotein, welche an der apikalen Membran

zahlreicher Epithel- und Endothelzellen lokalisiert sind und Stoffe aktiv aus dem

Zytoplasma zurück ins Lumen befördern. Aus diesem Grund kann die Therapie

mit einem Kombinationspartner versagen, da die Transkription dieser Enzyme

erhöht und somit die Elimination des Medikamentes beschleunigt wird

(SIEGMUND et al., 2003). Die Plasmahalbwertzeit von Rifampicin beim

Menschen beträgt zu Beginn der Therapie bei oraler Gabe von 600 mg einmal

pro Tag 1,5 bis 5 Stunden. Durch Enzyminduktion wird diese innerhalb zwei bis

drei Wochen auf 2 bis 3 Stunden verkürzt (MUTSCHLER et al., 2001).

Makrolide, besonders Erythromycin und Clarithromycin, weisen eine stark

hemmende Wirkung auf diese Enzyme auf. Die Enzyminduktion durch

Rifampicin fällt somit geringer aus (SIEGMUND et al., 2003). Bei Fohlen

hingegen wurde für die Kombination Tulathromycin-Rifampicin keine veränderte

Verstoffwechslung durch Enzyminduktion festgestellt. In dieser Studie wurde

die Anflutung und Verteilung von Tulathromycin im Plasma und in der Lunge

von Fohlen in Kombination mit Rifampicin und ohne Rifampicingabe untersucht.

Rifampicin scheint die Verstoffwechslung von Tulathromycin beim Fohlen nicht

zu beeinflussen (HÖHENSTEIGER, 2005).


50


Durch die Verabreichung von Rifampicin kann es beim Menschen zu einer

Rotfärbung von Urin und anderen Körperflüssigkeiten (Speichel, Tränen, etc.)

kommen. Selten werden beim Menschen milde Ausschläge (1 - 5%),

gastrointestinale Beschwerden (1 - 2%), ein symptomfreies Ansteigen der

Leberenzyme (14%) und besonders selten Hepatitis (unter 1%) beobachtet

(GIRLING u. HITZE, 1979; MEISEL et al., 1980). Diese Rotfärbung des Urins ist

auch beim Fohlen zu beobachten, ansonsten wird Rifampicin auch über einen

längeren Zeitraum gut vertragen (GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997; KERTH,

2004; HÖHENSTEIGER, 2005).

Rifampicin verursacht bei Langzeittherapie beim Menschen in einer

therapeutischen Dosis von 600 mg über zwei Wochen eine Reduzierung des

25-Hydroxycholecalciferol-Spiegels ohne den 1,25-Dihydroxycholicalciferol-

Spiegel sowie das Parathormon zu beeinflussen (MUTSCHLER et al., 2001).


Die Resistenz von R. equi gegenüber Rifampicin ist mit dem iri-Gen

(inactivation of rifampin) verbunden. Es besteht aus 1437 Basenpaaren und

kodiert ein Protein von 479 Aminosäuren (ANDERSEN et al., 1997).

Andere Autoren sehen eine Mutation der DNA-abhängigen RNA-Polymerase

als Ursache für eine Resistenzentwicklung (DI MAURO et al., 1969). FINES et

al. (2001) wiesen eine Rifampicinresistenz von Rh. equi allein durch die

Änderung einer einzigen Basenpaarung im rpoB-Cluster I nach. In einer Studie

von ASOH et al. (2003) zeigten 3 von 30 Rh. equi-Isolaten eine hochgradige

Resistenz gegenüber Rifampicin. Diese Isolate zeigten ebenfalls Mutationen am

ropB-Gen.

Bakterien zeigen weitere Mechanismen der Resistenzentwicklung gegenüber

Rifampicin. Hierzu zählt die Phosphorylierung (YAZAWA et al., 1994),

Glykosylierung (YAZAWA et al., 1993), Ribosylierung (DABBS et al., 1995)

sowie der Abbau (DABBS, 1987; YAZAWA et al., 1993). R. equi ist jedoch nur


51

zur Phosphorylierung (TANAKA et al., 1996) und zum Abbau fähig (DABBS,

1987; YAZAWA et al., 1994; TANAKA et al., 1996).

Die Resistenzentwicklung von Bakterien auf Rifampicin gehört zum

Streptomycin-Typ, d.h. es kommt schon sehr schnell nach Therapiebeginn bzw.

in vitro nach ein- bis viermaliger Exposition zur Resistenz (MUTSCHLER et al.,

2001). Darum sollte Rifampicin nie als Monotherapie verabreicht werden (FARR

u. MANDELL, 1982; THORNSBERRY et al., 1983).

2.2.3 Aminoglykosid-Antibiotika

Aminoglykoside werden biosynthetisch oder semisynthetisch hergestellt. Erfolgt

dies mittels Streptomyces-Arten, so tragen sie ein „y“ in der Namensendung (-

mycin), erfolgt dies mittels Micromonospora-Arten, so tragen sie die Endung „-

micin“.

Das älteste Aminoglykosid ist Streptomycin. Es wird aus Streptomyces griseus

isoliert (MUTSCHLER et al., 2001).

2.2.3.1 Struktur

Alle Aminoglykoside außer Streptomycin und Neomycin B bestehen aus

glykosidisch verknüpften Aminozuckern, bei denen es sich meist um

Trisaccharide handelt (LÜLLMANN et al., 2003).

Aminoglykosid-Antibiotika sind farblose, basische, sehr gut wasserlösliche

Substanzen. Sie sind lösungsstabil in einem Bereich von pH 2,2 bis 10 sowie

bei Kälte und kurzzeitiger Hitze bis 100°C (FORTH et al., 2001).

2.2.3.2 Wirkmechanismus

Aminoglykoside werden auf Grund ihrer hohen Hydrophilie nach oraler Gabe

nicht resorbiert. Aus diesem Grund werden sie ausschließlich parenteral

verabreicht. Aminoglykoside werden in nicht nennenswertem Maße an

Plasmaproteine gebunden. Eine Metabolisierung in der Leber erfolgt nicht. Die

Elimination erfolgt renal durch glomeruläre Filtration. Aminoglykoside werden

nach Halbwertzeiten von 1,5 bis 2 Stunden renal ausgeschieden (FORTH et al.,

2001).


52

Aminoglykoside werden durch aktiven Transportmechanismus der Bakterien für

basische Oligopeptide in die Bakterienzelle aufgenommen (LÜLLMANN et al.,

2003). Neben dieser Art der Penetration sind sie auch in der Lage direkt durch

die Lipopolysaccharidschicht der äußeren Bakterienmembran zu gelangen.

Dieser Weg ist nur im basischen oder neutralen Milieu möglich. Auf Grund ihrer

Nukleophilie verdrängen sie die Ca2+- und Mg2+-Ionen, welche als

quervernetzende Strukturen die Lipopolysaccharid-Moleküle stabilisieren.

Sobald die Aminoglykoside die Zellwand passieren, werden die NH2-Gruppen

protoniert. Die entstandenen NH3+-Gruppen sind in der Lage, mit Hilfe der durch

die Protonierung entstandenen Potentialdifferenz die Zytoplasmamembran zu

durchdringen. Grundvoraussetzung für das notwendige Potentialgefälle ist eine

hohe Stoffwechselaktivität der Bakterien sowie eine oxidative

Energiegewinnung. Aus diesem Grund sind Bakterien bei anaerobem

Stoffwechsel unempfindlich gegenüber Aminoglykosiden (FORTH et al., 2001).

Im Zytoplasma binden die Aminoglykoside an die 30S-Untereinheit der

Ribosomen und verursachen somit eine Fehlsteuerung der bakteriellen

Proteinsynthese. Sie binden an eine konservierte Sequenz der rRNA, welche

sich in der Nähe der Codon-Anticodon Region der Aminoacyl-tRNA Seite (A-

Seite) der 30S-Untereinheit des Ribosoms befindet (YOSHIZAWA et al., 1998).

Somit stabilisieren Aminoglykoside die tRNA-mRNA-Interaktion und hemmen

die tRNA Dissoziation (KARIMI u. EHRENBERG, 1994). Im Rahmen der

Proteinbiosynthese bindet z.B. Gentamicin C1a in eine große „Grube“ der RNA.

Die Ringe I und II des Gentamicins sind für die direkte Interaktion des

Antibiotikums am Bakterium verantwortlich. Ring III, welcher charakteristisch für

dieses Aminoglykosid ist, interagiert mit konservierten Basenpaaren der RNA.

Diese Wirkung stellt somit eine Möglichkeit der translationalen Hemmung und

Misskodierung dar (YOSHIZAWA et al., 1998).

Die Wirkung der Aminoglykosid-Antibiotika ist primär bakterizid, da die

Proteinsynthese nicht blockiert, sondern zur Bildung von „Nonsens-Proteinen“

umgelenkt wird. Dieser Effekt ist konzentrationsabhängig (FORTH et al., 2001).

Ein postantibiotischer Effekt (PAE) wurde bei Aminoglykosidtherapie

festgestellt. Darunter versteht man das Phänomen, dass nach dem Einwirken


53

der Antibiotika auf die Bakterienpopulation eine Erholungsphase für die nicht

abgetöteten Bakterien dieser Population nötig ist, bevor sich diese wieder

vermehren (AKTORIES et al., 2005). Aminoglykosid-Antibiotika zeigen eine

letale und irreversible Bindung an bakterielle ribosomale Bestandteile. Es wird

daher angenommen, dass während der Exposition der Bakterien gegenüber

wirksamen Antibiotika die Protein- oder RNA-Synthese so vermindert wird, dass

ein Verlust an funktionellen Proteinen mit großer Bedeutung für den

Intermediärstoffwechsel und für das Wachstum der Bakterien eintritt. Daraus

wird gefolgert, dass die Zeitdauer des PAE die Periode der Protein-Resynthese

(Synthese neuer Enzyme) repräsentiert. Diese Erholungsphase der

Bakterienzelle dauert 3 bis 6 Stunden (MACKENZIE u. GOULT, 1993).

Überlebt ein Bakterium die erste Exposition, so reagiert es auf die zweite

deutlich reduziert. Dies wird als „transitorische Resistenz“ oder „first exposure

effect“ bezeichnet. Aus diesem Grund wird heute für die Therapie beim

Menschen und beim Pferd eine einmalige höhere Dosis anstatt einer

zweimaligen täglichen Applikation empfohlen (FORTH et al., 2001).

2.2.3.3 Nebenwirkungen

Die therapeutische Breite der Aminoglykoside ist gering (FORTH et al., 2001).

Als sehr nachteilig wird die nephrotoxische Wirkung bei Langzeitbehandlung mit

Gentamicin gesehen werden (PRESCOTT u. SWEENEY, 1985; FORTH et al.,

2001). Durch Überdosierung oder Kumulation steigt die nephrotoxische wie

auch die ototoxische Gefahr. Bei lokaler Anwendung konzentrierter

Aminoglykosidlösungen besteht die Gefahr neuromuskulärer Blockaden. Die

Behandlung sollte bei Anzeichen einer Toxikose sofort unterbrochen werden

(PRESCOTT u. SWEENEY, 1985). In der zweiten Hälfte der Schwangerschaft

sollten Aminoglykoside auf Grund ihrer fruchtschädigenden Wirkung nicht

angewandt werden (FORTH et al., 2001).

2.2.3.4 Resistenzen

Viele Bakterien erlangen Resistenz gegen Aminoglykoside über kovalente

Modifikationen der RNA oder des Antibiotikums. Die enzymatische Methylierung


54

der rRNA an A1408 (N1) oder G1405 (N7) hat eine starke Resistenz gegen

spezifische Aminoglykosidkombinationen zur Folge (BEAUCLERK u.

CUNDLIFFE, 1987). Die enzymatische Modifikation der Aminoglykosid-

Antibiotika ist der dominierende Resistenzmechanismus gegen diese Gruppe

der Antibiotika (SHAW et al., 1993). Modifizierende Enzyme greifen vor allem

im Bereich der Ringe I und II des Gentamicins an, welche an der direkten

Interaktion mit der Akzeptor oder A-Seite beteiligt sind (YOSHIZAWA et al.,

1998).

2.2.3.5 Vertreter der Aminoglykosid-Antibiotika

2.2.3.5.1 Gentamicin

Gentamicin gehört zu den aus Mikrospora-Arten gebildeten Antibiotika und ist

ein Gemisch aus drei Breitspektrum-Antibiotika (YOSHIZAWA et al., 1998;

MUTSCHLER et al., 2001).

Abb. 7 Strukturformel von Gentamicin (nach MUTSCHLER et al., 2001)


Es besteht aus ca. 30% Gentamicin C1, ca. 30% Gentamicin C1a und zu ca.

40% aus Gentamicin C2. Diese drei Substanzen unterscheiden sich lediglich

durch die Anzahl der Methylgruppen, sind aber wirkungsgleich (MUTSCHLER

et al., 2001).


55

2.2.3.5.1.2 Wirkung

Gentamicin zeigt in vitro Wirksamkeit gegen R. equi (WOOLCOCK u.

MUTIMER, 1980a; PRESCOTT, 1981; SWEENEY et al., 1987).

Frühere Empfehlungen zur Therapie von R.-equi-Pneumonien beim Fohlen mit

zweimaliger hoch dosierter Gabe von Penicillin und dreimaliger Gabe von 4

mg/kg Gentamicin pro Tag oder von 2,2 mg/kg alle acht Stunden gelten

heutzutage nicht mehr (BARTON u. FULTON, 1980; SMITH und ROBINSON,

1981; PRESCOTT u. SWEENEY, 1985). Bei anderen Infektionen gilt die Dosis

von 6,6 mg/kg einmal täglich intravenös oder intramuskulär, wobei die

intramuskuläre Injektion lokale Reaktionen hervorrufen kann (HOLDSTOCK,

2003).

Auf Grund des hydrophilen Charakters ist Gentamicin nicht in der Lage

Phagozyten zu penetrieren (SWEENEY et al., 1987).

Für R. equi werden MHK-Werte für Gentamicin von 0,125 µg/ml bis 1 µg/ml

sowie eine MHK50 von 0,5 µg/ml angeben (SORIANO et al., 1995). Andere

Autoren geben MHK-Werte von R. equi für Gentamicin sowie eine MHK50 und

MHK90 von unter 1 µg/ml an (JACKS et al., 2003).

2.2.4 Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid-Kombinationen

Diese Antibiotikakombinationen bestehen aus Trimethoprim und

Mittelzeitsulfonamiden, welche annähernd gleiche pharmakologische

Eigenschaften haben (MUTSCHLER et al., 2001).

2.2.4.1 Struktur

Sulfonamide sind Amide aromatischer Sulfonsäuren. Für den antibakteriellen

Effekt ist die freie Aminogruppe in para-Stellung (H2N4-) verantwortlich. Die

H2N1-Gruppe wird häufig durch Substituenten wie z.B. Pyrimiden, Pyridazin

oder Isoxazol, welche ihrerseits noch Methyl- oder Methoxygruppen besitzen,

modifiziert. Die Substituenten bestimmen den Namen des Sulfonamids.

Bestehen Substitutionen an der N4-Gruppe, so müssen diese zur Aktivierung


56

der antimikrobiellen Wirksamkeit in vivo abgespalten werden (FORTH et al.,

2001).

In Kombination mit Trimethoprim wird häufig Sulfamethoxazol genutzt, welches

auch als 4-Amino-N-(5methyl-3isoxazolyl)sulfanilamid bezeichnet wird (FORTH

et al., 2001). Ebenso werden Verbindungen mit Sulfadiazin genutzt. Bei beiden

handelt es sich um mittellang wirksame Sulfonamide (FORTH et al., 2001;

MUTSCHLER et al., 2001; LÜLLMANN et al., 2003).

Trimethoprim gehört zu den Diamino-benzylpyrimidinen und ist der

Hauptvertreter dieser Antibiotikagruppe (MUTSCHLER et al., 2001). Es wird

auch als 5-(3,4,5-Trimethoxybenzyl)-2,4-pyrimidindiamin bezeichnet (FORTH et

al., 2001).

2.2.4.2 Wirkmechanismus

Sulfonamide wirken als Antimetaboliten über die kompetitive Verdrängung der

p-Aminobenzoesäure, welche die Bakterien für den Aufbau der Dihydrofolsäure

brauchen (FORTH et al., 2001). Diese ist für die Vermehrung der Bakterien

essentiell. Die Folge ist ein Mangel an Tetrahydrofolsäure, was sich in einer

deutlich verminderten Purin- und Thymidinsynthese, welche für die DNA- und

RNA-Synthese nötig sind, wiederspiegelt (LÜLLMANN et al., 2003).

Trimethoprim hemmt die Dihydrofolsäurereduktase, welche Dihydrofolsäure zu

Tetrahydrofolsäure reduziert. Deshalb hat Trimethoprim eine mit den

Sulfonamiden vergleichbare Wirkung, da es in einen nachfolgenden

Syntheseschritt eingreift (LÜLLMANN et al., 2003). Somit werden zwei

aufeinanderfolgende, für die Bakterienzellen lebensnotwendige

Stoffwechselvorgänge blockiert, was eine synergistische, in Kombination der

beiden Antibiotika bakterizde Wirkung zur Folge hat (BISPING, 1970; BUSHBY,

1980; FREY u. LÖSCHER, 1996). Die synergistische Wirkung ist optimal, wenn

Sulfonamid und Trimethoprim in einem Verhältnis von 20:1 vorliegen (FORTH

et al., 2001; MUTSCHLER et al., 2001). Da sich diese aber unterschiedlich im

Organismus verteilen wird ein solches Konzentrationsverhältnis in vivo durch


57

die fixe Kombination von Sulfamethoxazol und Trimethoprim im Verhältnis von

5:1 erzielt (MUTSCHLER et al., 2001).

2.2.4.3 Vertreter für Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid-

Kombinationen

2.2.4.3.1 Trimethoprim-Sulfamethoxazol

Abb. 8 Strukturformel von Trimethoprim (nach STAHLMANN u. LODE,

2001)

Abb. 9 Strukturformel von Sulfamethoxazol (nach STAHLMANN u.

LODE, 2001)


Die Bioverfügbarkeit dieser Kombinationen liegt beim Menschen bei über 90%.

Trimethoprim wird zu 45% an Proteine gebunden, Sulfamethoxazol zu 65% und

Sulfadiazin zu 20 - 55% (FORTH et al., 2001; MUTSCHLER et al., 2001). Eine

relativ hohe Bioverfügbarkeit nach oraler Verabreichung beim Pferd wurde

bestätigt (VAN DUIJKEREN et al., 1994; 1995).

Die Plasmahalbwertzeit beim Menschen beträgt für Trimethoprim 10 bis 12

Stunden, bei Sulfamethoxazol und Sulfadiazin 10 Stunden. Bei Anwendung in

der empfohlenen Tagesdosis werden Plasmakonzentrationen von 1 bis 2 µg/ml


58

für Trimethoprim sowie 30 bis 50 µg/ml für Sulfonamide erreicht (FORTH et al.,

2001).

Zur Behandlung der R. equi-Pneumonie wurde eine Dosierung für das Fohlen

von 5 mg Trimethoprim und 25 mg Sulfadiazin pro kg Körpergewicht, zweimal

pro Tag, angegeben (VAN DUIJKEREN et al., 1995). Nach der zweiten

Verabreichung erreicht diese Kombination eine Plasmakonzentration, die die

MHK von R. equi übersteigt. Weitere Studien geben eine Dosierung für das

Fohlen von 2,5 mg/kg Körpergewicht zweimal täglich (SWEENEY et al., 1987),

beziehungsweise 15 mg/kg Körpergewicht zweimal täglich an (CHAFFIN et al.,

1995). Eine Dosis von 30 mg/kg Körpergewicht alle 8 bis 12 Stunden bei

Fohlen, welche in einem frühen Stadium an R. equi-Pneumonien erkrankt sind

und bei denen sich noch keine Abszesse gebildet haben, wurde empfohlen

(WILSON, 1992).

Trimethoprim-Sulfamethoxazol- und Trimetoprim-Sulfadiazin-Kombinationen

weisen ein breites Wirkspektrum auf. So zeigen diese eine gute klinische

Wirksamkeit gegen viele gram-positive und gram-negative Bakterien (VAN

DUIJKEREN et al., 1994).

Für R. equi und die Kombination von Trimethoprim-Sulfamethoxazol werden

MHK-Werte von 1,6/6,4 µg/ml – 12,8/25,6 µg/ml (Trimethoprim:Sulfamethoxazol

im Verhältnis 1:4 bzw. 1:2) angegeben (NORDMANN u. RONCO, 1992).

Andere Autoren geben eine MHK von unter 0,25/1,25 µg/ml – 2/10 µg/ml

(Trimethoprim:Sulfadiazin im Verhältnis 1:5) an. Die MHK50 wird mit 1/5 µg/ml,

die MHK90 mit 2/10 µg/ml (Trimethoprim:Sulfadiazin im Verhältnis 1:5)

angegeben (JACKS et al., 2003). NORDMANN u. RONCO (1992) geben die

MHK50 mit 3,2/12,8 µg/ml (Trimethoprim:Sulfamethoxazol im Verhältnis 1:4),

PRESCOTT (1981) mit 8/152 µg/ml und den MHK90 mit 32/608 µg/ml an.

Sulfonamide werden in der Leber biotransformiert. Diese Veränderungen

setzen vor allem an der freien p-Aminogruppe mittels Acetylierung an. Die

entstandenen N4-Acetylmetaboliten haben eine sehr starke Bindung zu Albumin

und sind somit in der Lage einen Teil der Sulfonamide aus der Proteinbindung

zu verdrängen. Zusätzlich erfolgen auch N1-Glucuronidierungen sowie

Hydroxylierungen der Sulfonamide (FORTH et al., 2001). Sulfonamide werden


59

zu mehr als 90% renal eliminiert. Die biliäre Elimination beträgt ca. 1%. Obwohl

Sulfonamide den enterohepatischen Kreislauf durchlaufen, ist die fäkale

Ausscheidung minimal (FORTH et al., 2001).

Trimethoprim wird zu ca. 60% unverändert über den Urin ausgeschieden

(FORTH et al., 2001).


Trimethoprim-Sulfonamid-Kombinationen zeigen beim Pferd nur ein geringes

Risiko gastrointestinaler Nebenwirkungen (WHITE u. PRIOR, 1982; ENSINK et

al., 1996; GUSTAFFSON et al., 1999).

Beim Menschen werden Hautveränderungen, Fieber, Neutropenie,

Thrombozytopenie sowie ein Anstieg der Leberenzyme beobachtet. Sie sollten

nicht bei Leber- und Nierenschäden angewandt werden, ebenso nicht bei

Neugeborenen, da diese noch nicht in der Lage sind, diese Stoffe in

ausreichendem Umfang zu metabolisieren und auszuscheiden. Außerdem

besteht die Gefahr des Kernikterus, da Sulfonamide Bilirubin aus dem Albumin

verdrängen (MUTSCHLER et al., 2001).


In der Literatur sind zahlreiche Fälle Trimethoprim-Sulfonamid-resistenter R.

equi-Isolate beschrieben. In einer Studie an R. equi-Isolaten aus dem

Respirationstrakt von Pferden zeigten sich alle Isolate resistent gegenüber

Trimethoprim-Sulfonamid-Kombinationen mit MHK-Werten von 32 bis 128 µg/ml

für Trimethoprim, sowie MHK-Werten von über 128 µg/ml für Sulfadimethoxin

und Sulfadoxin (FEY u. SCHMID, 1995). Im Gegensatz zu diesen Ergebnissen

berichten SWEENEY et al. (1987) von R. equi-Stämmen, welche zu 88%

sensibel auf die Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol reagierten. In einer

Verlaufsuntersuchung an Isolaten aus an Pneumonie erkrankten Fohlen

verschob sich der Mittelwert der minimalen Hemmstoffkonzentration von R. equi

von 0,2 µg/ml zu Beginn der Studie auf 0,3 µg/ml zum Ende der Studie (20

Wochen später) (MEYER-HAMME, 2004).


60

Inzwischen gibt es zahlreiche Bakterien, welche mittels plasmidvermittelter

Resistenz unempfindlich gegen Sulfonamide geworden sind. Diese

Bakterienstämme synthetisieren in hohem Maße p-Aminobenzoesäure oder

besitzen Isoenzyme der Dihydropteroinsäure-Synthetase mit geringer

Sulfonamid-Empfindlichkeit (FORTH et al., 2001). Alle Bakterien, welche keine

Folsäure benötigen, oder die Folsäure-Synthese in gesteigertem Maße

durchführen, sind gegen Sulfonamide resistent (LÜLLMANN et al., 2003).

2.2.5 Wirksamkeit der Antibiotika in der Behandlung der

Rhodococcus equi-Pneumonie beim Fohlen

Um Aussagen über die Effizienz einer Behandlung der R. equi-Pneumonie bei

Fohlen treffen zu können wurden die Wirkung der Antibiotikakombinationen

Erythromycin-Rifampicin, Azithromycin-Rifampicin und Clarithromycin-

Rifampicin in einer Studie an 81 Fohlen mit Lungenabszessen verglichen

(GIGUÈRE et al., 2004). Hierbei zeigten sich bessere Kurz- und Langzeiterfolge

für Fohlen, welche mit Clarithromycin-Rifampicin anstatt von Erythromycin-

Rifampicin oder Azithromycin-Rifamicin behandelt wurden. Fohlen, die mit

Azithromycin-Rifampicin behandelt wurden, zeigten im Vergleich zu denen, die

mit Erythromycin-Rifampicin behandelt wurden, keine statistisch signifikanten

Unterschiede.

Die Anwendung von Rifampicin in Kombination mit Erythromycin ermöglicht in

vitro vorteilhafte synergistische Effekte, da die Resistenzselektion deutlich

reduziert wird (KERRY et al., 1975; PRESCOTT u. NICHOLSON, 1984).

Allerdings wird von einem klinischen Fall eines Fohlens mit R. equi-Pneumonie

berichtet, bei dem eine Kombinationstherapie von Erythromycin und Rifampicin

versagte. Dies zeigte sich in ausbleibender klinischer Besserung des Patienten,

sowie einer vierfach höheren minimalen Hemmstoffkonzentration des

infizierenden Stammes von R. equi (KENNEY et al., 1994).

Die Therapie der Rhodokokkose des Fohlens mit Trimethoprim-Sulfadiazin in

Kombination mit Rifampicin ist der Kombination Rifampicin-Erythromycin sowie

gegenüber Azithromycin deutlich unterlegen (GIGUÈRE u. PRESCOTT, 1997,

PILTZ, 2004).


61

Der Einsatz von Gentamicin ist nach Aussage verschiedener Studien zur

Therapie der Rhodokokkose nicht geeignet, da Gentamicin Lungenabszesse

nicht penetriert und somit nicht zur Rückbildung der durch R. equi gebildeten

Abszesse führt (LARSON, 1980; SWEENEY et al., 1987).

In der vorliegenden Studie soll die in vitro-Empfindlichkeit und

Resistenzentwicklung von R. equi-Isolaten, die über drei Jahre aus an

Pneumonien erkrankten Fohlen kultiviert wurden, gegenüber den häufig zur

Therapie eingesetzten Antibiotika untersucht werden, um auch in Zukunft den

bestmöglichen Therapieerfolg bei dieser Erkrankung sicherzustellen.

Material und Methoden

62

3 Material und Methoden

Ziel der Untersuchung war es, die Entwicklung der Empfindlichkeit von R. equi-

Stämmen, die über eine Periode von drei Jahren im Tracheobronchialsekret

von kranken Fohlen isoliert wurden, gegenüber sieben verschiedenen

Antibiotika zu untersuchen.

3.1 Patienten

In der Zeit von März 2003 bis August 2005 wurden auf einem Warmblutgestüt in

Norddeutschland mit endemischer Rhodokokkose insgesamt 385 Fohlen mit

Verdacht auf R. equi-Pneumonie tracheoendoskopiert. Davon entfielen 217 auf

das Jahr 2003, 90 auf das Jahr 2004 und 78 auf das Jahr 2005. Es gelang bei

127 Fohlen im Tracheobronchialsekret R. equi nachzuweisen. Diese 127

Fohlen wurden in die vorliegende Studie aufgenommen und waren zum

Zeitpunkt der Probennahme zwischen zwei Wochen und fünf Monaten alt.

3.1.1 Haltung von Stuten und Fohlen

Die Stuten wurden kurz vor ihrem Geburtstermin in eine drei mal vier Meter

große Box in den separaten Abfohlstall verbracht. Um die Keimbelastung zum

Geburtszeitpunkt weiter zu minimieren und zur Erleichterung der

Geburtsüberwachung bzw. Geburtshilfe, wurde der Schweif der Stute mit

elastischen Einmalbinden einbandagiert.

Bis Mitte Mai wurde der überwiegende Anteil der Fohlen mit ihren Mutterstuten

in mit Stroh eingestreuten Laufställen und betonierten Ausläufen gehalten.

Nach dem Weideaustrieb Mitte Mai wurden nur die erkrankten Fohlen erneut in

die Laufställe verbracht.

3.1.2 Bedingungen für die Aufnahme in die Studie

Es wurden in die Studie Fohlen aufgenommen, die klinische Befunde bei der

Lungenuntersuchung und/oder erhöhte Blutleukozytenwerte aufwiesen

und/oder bei denen ultrasonographisch Lungenabszesse nachzuweisen waren.


63

Diese Fohlen waren nicht antibiotisch vorbehandelt. 127 Fohlen entsprachen

diesen Kriterien über die Jahre 2003, 2004 und 2005.

3.1.3 Untersuchung der Fohlen

3.1.3.1 Allgemeinuntersuchung

Im Rahmen der Früherkennung der R. equi-Pneumonie wurden die Fohlen des

Bestandes wöchentlich bis zu einem Alter von fünf Monaten einer klinischen

Allgemeinuntersuchung unterzogen. Hierbei wurden die rektale

Körpertemperatur gemessen, Verhalten, Haltung und Saugverhalten

(Euterfüllung der Mutterstuten) beurteilt. Weiterhin wurde eine Blutprobe zur

Bestimmung der Leukozytenzahl genommen.

3.1.3.2 Untersuchung anderer Organsysteme

Ebenfalls wöchentlich wurden der Nabel, die Gelenke und die Kotkonsistenz

beurteilt.

3.1.3.3 Spezielle Untersuchung des Respirationstraktes

Bei den Fohlen fand wöchentlich eine Untersuchung des Respirationstraktes

statt. Hierbei wurden Nasenausfluss, Größe und Konsistenz der

Mandibularlymphknoten, Auslösbarkeit von Husten, sowie mit einem

Stethoskop Atemgeräusche von Lunge und Trachea beurteilt. Die Auskultation

der Lunge fand auf der linken und rechten Seite des Thorax an drei

verschiedenen Punkten und zwar cranioventral, zentral und caudodorsal statt.

Sowohl Trachea als auch die verschiedenen Lungenfelder wurden über

mindestens zwei Atemzyklen auskultiert. Es wurde der Grad der Verschärfung

physiologischer Atemgeräusche bzw. das Auftreten von Nebengeräuschen

(Rasseln, Giemen) beurteilt.

Der Schweregrad der klinischen Symptome wurde mit Hilfe der Summe der

vergebenen Punkte eines Befundbogens nach OHNESORGE et al., (1998)

quantifiziert (s. Tab. 1). Die Ergebnisse lagen zwischen 0 (klinisch gesund) und

13 als hypothetischem Maximalwert. Der Gesamtwert wurde definiert als


64

„klinischer Score“ des Tieres. Fohlen mit einem Gesamtscore von 0 - 1 wurden

als gesund eingestuft. Fohlen mit einem Score von 2 - 3 wurden als

geringgradig, mit 4 - 6 Punkten als mittelgradig und mit einem Score von über 7

als hochgradig erkrankt beurteilt.

Tab. 1 Klinischer Score zur Beurteilung des Schweregrads der

klinischen respiratorischen Symptome (nach OHNESORGE et

al., 1998)

Merkmal Befund Punkte

<80 0 Atemfrequenz

>80 1

nein 0

serös, seromukös 1 Nasenausfluss

purulent 2

nicht auslösbar 0

mehrfach 1 Hustenauslösung

spontan 2

o.b.B 0 Lnn. mandibulares

vergrößert 1

nein 0

Ruhedyspnoe Einsinken der

Interkostalräume,

Nüsternblähen

3

vesikulär, vesikulär

verschärft 0

Lungenauskultation Rasseln, Knistern,

Giemen 2

o.b.B. 0 Tracheaauskultation

Rasseln 2

Gesamtscore 0-13


65

Bei Fohlen mit einem klinischen Score über 3 wurde eine sonographische

Lungenuntersuchung zur genaueren Interpretation der Lungengesundheit

durchgeführt.

3.1.3.4 Bestimmung der Leukozytenzahl im Blut

Im Rahmen der wöchentlich stattfindenden Untersuchung wurde den Fohlen ca.

1 ml Blut entnommen. Hierzu wurde die Vena jugularis externa mit einer Kanüle

(Terumo®, 1,2 x 40 mm, Neolus) punktiert und das austretende Blut in mit

Kalium-EDTA beschichteten Probenröhrchen (EDTA K, Sarstedt, Nümbrecht,

Deutschland) aufgefangen. Die Anzahl der Leukozyten wurde mit Hilfe eines

automatischen Hämatologie-Analysators (Sysmex KX-21N, Sysmex, Kobe,

Japan) nach dem Widerstandsmessprinzip bestimmt.

Eine ultrasonographische Untersuchung der Lunge erfolgte bei Fohlen mit einer

Leukozytose von über 13000 Leukozyten pro ml Blut.

3.1.3.5 Weiterführende Untersuchungen

3.1.3.5.1 Auswahlkriterien für die sonographische Untersuchung

Die Fohlen wurden ultrasonographisch untersucht, wenn sie klinisch mit einem

Score über drei oder aufgrund des weißen Blutbildes auffällig wurden. Dabei

wurden sowohl langsam voranschreitende, wie auch akute Veränderungen

berücksichtigt. Besonders bedeutsam waren folgende Symptome, aufgeführt in

absteigender Reihenfolge der Wichtigkeit:

- Plötzliches auftretende Leukozytose im Blut (über 13 x 109 Leukozyten/l)

- Pathologische Atemnebengeräusche bei der Auskultation (Rasseln, Giemen)

- Tachypnoe in Verbindung mit Nüsternblähen und abdominaler Atmung

- Fieber über 40°C

- Langsamer kontinuierlicher Anstieg der Leukozyten

- Mukopurulenter Nasenausfluss

- Husten

- Kümmern


66

3.1.3.5.2 Sonographische Untersuchung der Lunge

Die sonographische Lungenuntersuchung erfolgte mit dem tragbaren

akkubetriebenen „Sonovet 2000“ (Kretztechnik AG, Tiefenbach, Österreich) und

einem Linearscanner mit einer Frequenz von 7,5 MHz. Der Schallkopf wies eine

Länge von 6,5 cm und eine Breite von nur 1,7 cm auf. Die geringe Breite

ermöglichte es die schmalen Interkostalräume der kleineren Fohlen

sonographisch untersuchen zu können. Das Untersuchungsfeld wurde

beiderseits dorsal von der Stammmuskulatur (M. longissimus dorsi), cranial

durch das Schulterblatt mit seiner Muskulatur (M. triceps brachii, M. tensor

fasciae antebrachii) und ventral durch das Zwerchfell begrenzt. Es wurden alle

Intercostalräume vom vierten bis zum zwölften sonographisch untersucht. Jeder

Intercostalraum wurde dabei in drei vertikal verlaufende Felder A, B, C (dorsal,

mittig, ventral) unterteilt. Somit wurden an der rechten und linken Brustwand

jeweils 27 Bereiche sonographisch befundet (siehe Anhang, Abb. 17). Die

Untersuchungen fanden im Laufstall bzw. in der Box statt, wozu die Fohlen

durch eine Person eingefangen und im Stehen fixiert wurden. Zur Vorbereitung

der Untersuchung wurde das Untersuchungsfeld mit einer Schermaschine (Equi

Clip Akku, Lister, Lüdenscheid, Deutschland) geschoren. Anschließend wurde

der Bereich entfettet und dort ein Transmissionsgel (BLR Sonic Ultraschallgel,

Diagonal, Waldeck, Münster, Deutschland) aufgetragen. Die Befunde wurden

schriftlich auf einem Ultraschalluntersuchungsbogen dokumentiert (s. Abb. 17).

Die sonographische Lungenuntersuchung dauerte pro Fohlen etwa zehn

Minuten.

3.1.4 Probennahme

3.1.4.1 Entnahme des Tracheobronchialsekrets (TBS)

Die Probanden wurden zur endoskopischen Untersuchung mit Xylazin

(0,8mg/kg, intravenös) sediert.

Bei jedem Fohlen wurden die Nüstern mit steriler NaCl-Lösung (0,9% NaCl, B.

Braun, Melsungen, Deutschland) sowie Alkohol gereinigt. Die Endoskopie

erfolgte transendoskopisch mit einem flexiblen Fiberskop (60512 VG Storz) der


67

Firma Karl Storz (Tuttlingen, Deutschland). Der Außendurchmesser dieses

Endoskops betrug 8,4 mm, die Arbeitslänge lag bei 1,50 m. Das Endoskop war

direkt an eine Lichtquelle angeschlossen (Xenon Nova 20131520, Karl Storz,

Tuttlingen, Deutschland), die eine manuelle Einstellung der Lichtintensität

erlaubte. Auch die Spülung der Optik über den Spülkanal mit steriler NaCl-

Lösung erfolgte manuell. Das Endoskop wurde unter Sichtkontrolle über den

ventralen Nasengang in die Trachea eingeführt. Wurde Sekret in der Trachea

aufgefunden, wurde dieses mit einer sterilen Plastiksonde angesaugt und auf

einen sterilen Transporttupfer mit Medium verbracht (Heinz Herenz

Medizinalbedarf, Hamburg, Deutschland). Die Schleimhaut der oberen

Atemwege und der Carina wurden beurteilt (s. Abb. 19).

3.1.5 Mikrobiologische Verarbeitung der Proben

Die zu untersuchenden TBS-Proben stammten von 127 Fohlen mit klinischem

Verdacht auf R. equi-Pneumonie.

Die kulturelle Untersuchung des Tracheobronchialsekretes erfolgte am Institut

für Mikrobiologie, Zentrum für Infektionsmedizin der Stiftung Tierärztliche

Hochschule, Hannover. Die kulturelle Untersuchung von R. equi erfolgte gemäß

der Vorgaben des NCCLS Dokument M32-A. Die mikrobiologische

Verarbeitung folgte dem durch MEYER-HAMME (2004) beschriebenen

Verfahren.

3.1.5.1 Nährmedien zur mikrobiologischen Verarbeitung der Proben

Bei der kulturellen Untersuchung und bei der Differenzierung der Proben

wurden folgende Nährmedien eingesetzt:

- Columbia-Agar mit Schafblut (Oxoid, Wesel, Deutschland)

- Gassner-Platten (Oxoid, Wesel, Deutschland)

- Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar (s. Anhang 10.1.1)

- Kochblutagarplatten (s. Anhang 10.1.2)

- NANAT-Medium (s. Anhang 10.1.3)

- BHI (Oxoid LTD., Basingstoke, Hampshire, England) (s. Anhang 10.1.8).


68

Die Zusammensetzung der Nährmedien ist dem Anhang (s. 10.1) zu

entnehmen.

3.1.5.2 Kulturmorphologische Untersuchung der

Tracheobronchialsekret-Proben

Für die Kultivierung wurden die Tupfer der Trachealsekret-Proben auf

Columbia-Agar mit Schafblut (Oxoid, Wesel, Deutschland), auf Staphylokokken-

Streptokokken-Selektivagar (s. Anhang 10.1.1), Gassner-Platten (Oxoid, Wesel,

Deutschland), Kochblut-Platten (s. Anhang 10.1.2) und NANAT-Medium (s.

Anhang 10.1.3) im zweifach fraktionierten Ausstrichverfahren ausgestrichen

und 24 Stunden bei 37°C inkubiert. Mit Ausnahme der Kochblut-Platten wurden

alle Nährböden in einem aeroben Brutraum (Typ B 6120, Fabr. Nr.: 9105326,

Heraeus Instruments, Hanau, Deutschland) bebrütet. Die Kochblut-Platten

wurden in einem CO2-Brutschrank (10% CO2; CO2-Auto-Zero, Heraeus Holding

GmbH, Hannover-Hamburg, Deutschland) anaerob inkubiert. Zusätzlich wurden

die Tupfer in eine Nährbouillon (s. Anhang 10.1.5) gegeben und diese ebenfalls

24 Stunden bei 37°C bebrütet. Dieser Ansatz wurde am folgenden Tag

nochmals auf Columbia-Agar, Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar und

Gassner-Platten zur Isolierung und zur Fraktionierung ausgestrichen.

3.1.5.3 Isolierung von Rhodococcus equi aus dem

Tracheobronchialsekret

Die Tupfer wurden auf die oben genannten Nährböden im zweifach

fraktionierten Ausstrichverfahren, zur Erzielung von Einzelkolonien,

aufgetragen. Nach 24 Stunden Bebrütung bei 37°C wurden die Kulturen visuell

auf R. equi untersucht und verdächtige Kolonien auf Columbia-Agar,

Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar und NANAT-Selektivmedium

subkultiviert. Als verdächtige Kolonien für R. equi galten hierbei transparente,

weißliche Kulturen. Die entstandenen Reinkulturen wurden daraufhin

mikroskopisch untersucht.


69

3.1.5.4 Nachweis und Differenzierung von Rhodococcus equi

Hierzu wurde nach Kultivierung der Isolate auf Columbia-Agar die

Kolonienmorphologie entsprechend den Angaben von BARTON und HUGHES

(1980) beurteilt. Der Columbia-Agar wurde dazu im fraktionierten

Ausstrichverfahren beimpft (BLOBEL, 1991).

3.1.5.4.1 Mikroskopischer Nachweis von Rhodococcus equi mittels

Grampräparat

Basis der mikroskopischen Untersuchung ist eine durch Subkultivierung

erhaltene Reinkultur. Von dieser wird eine Öse mit Kolonienmaterial auf einen

abgeflammten Objektträger, der mit einem Tropfen sterilem NaCl beschickt

wurde, aufgetragen, eingerührt, luftgetrocknet und anschließend hitzefixiert.

Anschließend wurde das Präparat einer Gramfärbung unterzogen.

Die Gramfärbung wurde wie folgt durchgeführt:

- Spülen des hitzefixierten Objektträgers mit Aqua dest.

- Eintauchen in Kristallviolett-Lösung für 1 – 2 Minuten

- Kurzes Spülen mit Aqua dest.

- Eintauchen in Lugolsche Lösung für 1 – 2 Minuten

- Eintauchen in die Differenzierlösung für 1 – 2 Sekunden

- Abspülen mit fließendem Wasser

- Gegenfärben mit Safranin für 1 Minute

- Spülen mit Aqua dest.

- Lufttrocknen

Zur Beurteilung des Präparates wurde ein Ölimmersionsobjektiv mit 100facher

Vergrößerung genutzt.

3.1.5.4.2 Equi-Faktor

Dem Nachweis des Equi-Faktors bei R. equi diente ein auf einer Columbia-

Agar-Platte durchgeführter „CAMP-Test“, welcher nach den Entdeckern

Christie, Atkins und Munch-Petersen benannt ist. Hierzu wurde Staphylococcus

aureus senkrecht zu dem zu untersuchenden Stamm von R. equi aufgetragen,

wobei ein Abstand von 3 - 5 mm zwischen beiden Impfstrichen eingehalten


70

wurde, damit diese sich nicht berühren. Die Columbia-Agar-Platte wurde im

Anschluss für 24 Stunden bei 37°C im aeroben Milieu bebrütet.

Ein positiver CAMP-Test zeigt sich nach SELBITZ (2002b) in Form einer

halbmondförmigen Zone vollständiger Hämolyse im Bereich der unvollständigen

Staphylokokken-Hämolyse an der Kreuzung beider Impfstriche.

3.1.5.4.3 Testung der biochemische Eigenschaften von Rhodococcus

equi

3.1.5.4.3.1 Api-Coryne® Testsystem

Die Untersuchung der biochemischen Eigenschaften von R. equi erfolgte mit

Hilfe des Testsystems api-Coryne® (api BIO Mérieux, Nürtingen, Deutschland)

nach den Angaben des Herstellers. Beim api-Coryne® Testsystem handelt es

sich um ein miniaturisiertes System zur Identifizierung von klinisch relevanten

coryneformen Bakterien. Diese werden anhand standardisierter biochemischer

Reaktionen und einem speziellen Datenpool innerhalb 24 Stunden identifiziert.

Das Testsystem umfasst 20 Reaktionsröhrchen, welche dehydrierte Substrate

zur Überprüfung von 12 enzymatische Reaktionen (s. Tab. 19) und 8

Kohlenhydratfermentationen (s. Tab. 20) enthalten. Als enzymatische

Reaktionen werden Aesculin, alkalische Phosphatase, α-Glukosidase, β-

Glucuronidase, β-Galaktosidase, Gelatinehydrolase, N-Acetyl-β-

Glucosaminidase, Nitratreduktion, Pyrazinamidase, Pyrrolidonyl-Arylamidase,

Urease und Katalase untersucht. Als Kohlenhydratfermentationen werden

Glucose, Glycogen, Lactose, Maltose, Manitol, Ribose, Saccharose und Xylose

untersucht. Durch die Bildung von Stoffwechselprodukten kommt es zum

Farbumschlag der Reagenzien direkt nach Inkubation oder nach Zugabe von

dem Testkit beiliegenden Zusatzreagenzien. Dieser Farbumschlag ist

charakteristisch für die oben genannten enzymatischen wie auch fermentativen

Reaktionen und beschreibt den getesteten Keim eindeutig. Die Ergebnisse der

verschiedenen Tests wurden nach 24 Stunden Inkubation mit Hilfe einer

Ablesetabelle ausgewertet. Hierfür wurden die Ergebnisse in einen

siebenstelligen Nummerncode übertragen, der durch einen Vergleich mit dem


71

analytischen Profilindex des api-Coryne® Testsystems zur Identifizierung der

Kulturen führte.

3.1.5.4.3.2 Biochemische Tests

Zur Überprüfung der biochemischen Eigenschaften wurden die Isolate von R.

equi mit Hilfe einer sterilen Öse von der Platte abgenommen und in ein zum

Testsystem gehörenden Suspensionsmedium überführt. Mittels Densimat (Bio

Mérieux, Nürtingen, Deutschland) wurde eine, dem McFarland Standard 6

entsprechende optische Dichte eingestellt. Anschließend wurden die ersten 11

Reaktionsröhrchen des Teststreifens mit 0,15 ml der so erstellten

Bakteriensuspension gefüllt. Anschließend wurden 0,5 ml der erstellten

Bakteriensuspension mit 1 ml des zum Testsystem gehörenden und Phenolrot

enthaltenden GP-Mediums vermischt, um im Anschluss die restlichen neun

Reaktionsröhrchen mit der gleichen Menge dieser Suspension zu beimpfen.

Bevor die Teststreifen bei 37°C in einer feuchten Kammer für 24 Stunden

inkubiert wurden, erfolgte die Überschichtung der letzten neun

Reaktionsröhrchen sowie des Teströhrchens für die Ureasereaktion mit

Paraffinöl. Nach 24 Stunden Inkubation wurden in die Reaktionsröhrchen die

folgenden verschiedenen Reagenzien zugegeben, um anhand von

Farbumschlägen eine Identifizierung des Keims vorzunehmen. In das

Nitratreduktionsröhrchen wurde jeweils ein Tropfen Nit 1- und Nit 2-Reagenz

(api BIO-Mérieux, Nürtingen, Deutschland), in das Pyrazinamidase-Röhrchen

Pyz-Reagenz (api BIO-Mérieux, Nürtingen, Deutschland) und in die Röhrchen

zur Überprüfung der Enzymaktivität (Pyrrolidonyl, Arylamidase, alkalische

Phosphatase, β-Glucoronidase, β-Galaktosidase, N-Acetyl-β-Glucosaminidase)

je ein Tropfen Zym A- und Zym B-Reagenz gegeben. Dem Aesculinröhrchen

wurde zur Überprüfung der Katalasebildung ein Tropfen H2O2 (3%) zugegeben.

Das analytische Profil von R. equi lautet nach dem api-Coryne® Testsystem

1110004.


72

3.1.5.5 Konservierung und Lagerung der Proben über den

Probenzeitraum

Zur Lagerung und Aufbewahrung über den Probenzeitraum wurden die 127

Isolate von R. equi entweder als Lyophilisat bei 4ºC im Kühlschrank oder als

Glycerinkultur bei -80°C im Tiefkühler (Typ 6485 Nr. 113235, GFL, Burgwedel,

Deutschland) gelagert.

3.1.5.5.1 Lyophilisat

Die Isolate aus 2003 wurden als Lyophilisate gelagert. Diese wurden wie folgt

hergestellt:

Eine größere Menge Koloniematerial wurde mittels steriler Öse von der

Columbia-Agar-Platte abgetragen und in 1ml Pferdeserum + 6% Glukose

suspendiert. Die Suspension wurde unter sterilen Bedingungen in eine sterile

Injektionsflasche übertragen. Der Verschlussstopfen dieser Injektionsflasche

wurde nach dem Einfüllen nur leicht auf die Flasche aufgelegt, damit im

Tiefkühlschrank bei -20°C unter sterilen Bedingungen die Suspension

durchfrieren und trocknen konnte. Im Anschluss wurden die gefüllten

Injektionsflaschen, weiterhin mit nur leicht aufgelegtem Deckel, in das

Gefriertrocknungsgerät (Christ, Osterode am Harz, Deutschland) gestellt. Unter

Vakuum bei -60°C (Methanolkühlung) wurde die Suspension innerhalb 12 bis

18 Stunden kondensiert und sublimiert. Nach abgeschlossener

Gefriertrocknung wurden die Injektionsflaschen durch das

Gefriertrocknungsgerät mittels eines Stempels automatisch verschlossen. Nach

Entnahme der Injektionsflaschen mit dem darin enthaltenen Lyophilisat in

Pelletform wurden die Metallmanschetten an die Verschlussstopfen angelegt.

3.1.5.5.2 Glycerinkultur

Für eine langfristige Aufbewahrung wurden von allen Isolaten der Jahre 2004

und 2005 Glycerinkulturen angelegt.

Hierzu wurden 870 µl einer Bakteriensuspension aus angesetzter BHI-Lösung

(Brain-Heart-Infusion, Oxoid, Basingstoke, Hampshire, England) und R. equi,

welche über 24 Stunden bei 37°C unter aeroben Bedingungen und mit Parafilm


73

abgedeckt im Schüttler (Modell TR 125, Serien. Nr.: 921094, Infors AG,

Bottmingen, Schweiz) bebrütet wurde, mit 130 µl sterilem Glycerin gemischt

und bei –80°C im Tiefkühler eingefroren.

3.1.6 Kontrollstamm

Zur Qualitätssicherung, sowie zur Kontrolle der eingesetzten Medien und

Antibiotika, wurde in den Untersuchungen der Referenzstamm Staphylococcus

aureus ATCC® 29213 der American Type Culture Collection (ATCC) mitgeführt.

3.1.7 Nährmedien zur Anzucht aus Lyophilisat und Glycerinkultur

Zur Kultivierung der R. equi-Isolate, die als Lyophilisat und Glycerinkultur

konserviert waren, wie auch des Referenzstammes Staphylococcus aureus

ATCC® 29213, wurden folgende Nährmedien verwendet:

- Blutagarplatten (BAP) (s. 10.1.4)

- CAMHB (Cation-Adjusted-Mueller-Hinton-Bouillon) (s. 10.1.6)

- CAMHB (Cation-Adjusted-Mueller-Hinton-Bouillon) + 2% lysiertes Pferdeblut

(s. 10.1.7).

Die Zusammensetzung der Nährmedien ist dem Anhang zu entnehmen (s.

10.1).

3.2 Bestimmung der minimalen Hemmkonzentrationen

Die Bestimmung der minimalen Hemmkonzentrationen erfolgte am Institut für

Tierzucht der Bundesforschungsanstalt für Landwirtschaft (FAL) in Neustadt-

Mariensee.

3.2.1 Kultivierung von Rhodococcus equi

Hierzu wurden die Isolate je nach Lagerungsart wie folgt kultiviert:

Die als Lyophilisat gelagerten Proben wurden unter sterilen Bedingungen

geöffnet. Mittels einer sterilen Öse wurde eine kleine Menge daraus

entnommen, welche in 30 µl steriler NaCl-Lösung (Carl Roth GmbH, Karlsruhe,

Deutschland) gelöst wurden. Hiervon wurden 10 µl auf Blutagarplatten im

fraktionierten Ausstrichverfahren aufgetragen und für 24 Stunden unter aeroben


74

Bedingungen bei 37°C im Brutschrank (Typ B 6120, Fabr. Nr.: 9105326,

Heraeus Instruments, Hanau, Deutschland) bebrütet.

Die als Glycerinkultur vorliegenden Proben wurden unter sterilen Bedingungen

geöffnet. Mittels einer sterilen Öse wurde etwas Material von der

Probenoberfläche auf eine Blutagarplatte aufgetragen, fraktioniert

ausgestrichen und für 24 Stunden bei 37°C unter aeroben Bedingungen im

Brutschrank bebrütet.

Der Referenzstamm Staphylococcus aureus (S. aureus) ATCC® 29213 der

American Type Culture Collection wurde täglich neu auf eine Blutagarplatte

(BAP) fraktioniert ausgestrichen und für 24 Stunden bei 37ºC unter aeroben

Bedingungen im Brutschrank bebrütet.

3.2.2 Mikrodilutionsmethode

Die Durchführung der Mikrodilutionsmethode folgte den Empfehlungen des

Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI; vormals National Committee

for Clinical and Laboratory Standards, NCCLS), Dokument M31-A2 für die

Resistenzbestimmung veterinärmedizinisch relevanter Bakterien.

3.2.2.1 Mikrotiterplatten

Bei den verwendeten tiefgefrorenen 50 µl Mikrotiterplatten mit 96 Feldern

handelt es sich um Mikrotiterplatten, welche abgewandelt nach Vorgaben von

CLSI-Dokumentes M31-A2 speziell für diesen Versuchsaufbau hergestellt

wurden (TREK Diagnostik Systems, Cleveland, Ohio, Vereinigte Staaten von

Amerika). Sie dienen der Durchführung der Mikrodilutionsmethode.

Die Mikrotiterplatten wurden bei -80°C im Tiefkühlschrank gelagert und erst

wenige Minuten vor Verarbeitung bei Raumtemperatur aufgetaut. Diese

enthielten die Antibiotikakombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol (1:19),

sowie die Antibiotika Gentamicin, Rifampicin, Azithromycin, Telithromycin,

Clarithromycin und Erythromycin in den in Tab. 2 ersichtlichen Konzentrationen

in µg/ml Wirkstoff.


75

Tab. 2 Plattenlayout der Mikrodilutionsmethode

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

SXT SXT SXT SXT SXT SXT SXT SXT SXT SXT SXT0,03/0,6 0,06/1,2 0,12/2,3 0,25/4,8 0,5/9,5 1/19 2/38 4/76 8/152 16/304 32/608

GEN GEN GEN GEN GEN GEN GEN GEN GEN GEN GEN0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64

RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF RIF0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI AZI0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL TEL0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA CLA0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY ERY0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2 4 8 16 32 64

G

H

C

D

E

F

GC

GC

A

B

(Alle Konzentrationen sind in µg/ml angegeben).

GC: Growth Control, Wachstumskontrolle

SXT: Trimethoprim-Sulfamethoxazol

GEN: Gentamicin

RIF: Rifampicin

AZI: Azithromycin

TEL: Telithromycin

CLA: Clarithromycin

ERY: Erythromycin

3.2.2.2 Einstellung des Inokulums

Die Einstellung der optischen Dichte erfolgte mittels Photometer (Serien Nr.:

121277, Cecil Instruments, Cambridge, England) bei einer Wellenlänge von 600

nm. Die Bakteriensuspension musste für die Weiterverarbeitung auf eine

optische Dichte von 0,05 bis 0,09 eingestellt werden, was einem McFarland

Standard von 0,5 entspricht. Bei dieser Dichte sind nach Vorgabe der CLSI in

der Bakteriensuspension 5 x 105 koloniebildende Einheiten (KBE) pro ml

Suspension enthalten.

Nachdem die Blutagarplatten 24 Stunden bei 37ºC im Brutschrank bebrütet

waren, wurden diese auf Reinheit überprüft, sowie eine kleine Koloniemenge

mittels steriler Öse entnommen und in 5 ml sterile NaCl-Lösung übertragen. Mit


76

dem Referenzstamm S. aureus ATCC® 29213 wurde mit einer Probe pro

Testtag identisch verfahren.

Mittels Pipette (Serien Nr.: 150821, Eppendorf, Darmstadt) wurden 1000 µl der

Bakteriensuspension zur Dichtemessung in eine Einmalküvette (Art. Nr.

2712120, Labor-Brand, Gießen, Deutschland) übertragen und im Photometer

bestimmt. Sofern die Werte oberhalb der erwünschten Dichte lagen, wurden die

Proben bis zum Erreichen des Sollbereichs mit steriler NaCl-Lösung verdünnt.

Lagen die gemessenen Dichtewerte darunter, wurde eine entsprechende

Menge Bakterienkolonie zugegeben. Nach Erreichen der erwünschten Dichte

wurde die Bakteriensuspension ins Eisbad gestellt, um ein Bakterienwachstum

zu verhindern.

Im Anschluss wurden mittels Pipette (Serien Nr.: 165704, Eppendorf,

Darmstadt, Deutschland) 30 µl der eingestellten Bakteriensuspension von R.

equi, auch Inokulum genannt, in 6 ml CAMHB (Cation-Adjusted-Mueller-Hinton-

Bouillon, Oxoid Limited, Basingstoke, Hampshire, England), die mit 2% Laked

Horse Blood (mit Saponin lysiertes Pferdeblut, Oxoid Limited, Basingstoke,

Hampshire, England) versetzt, übertragen, sofort mit Parafilm verschlossen und

auf Eis gestellt. Im Vergleich zu den Proben, die R. equi enthielten, wurden die

Proben des Referenzstammes S. aureus ATCC® 29213 in 6 ml CAMHB ohne

Zusatz von lysiertem Pferdeblut übertragen.

Die so hergestellten Suspensionen wurden anschließend auf die

Mikrotiterplatten aufgetragen.

3.2.2.3 Beschickung der Mikrotiterplatten

Die Beschickung der Mikrotiterplatten erfolgte nach Vorgabe des Herstellers

(TREK Diagnostik Systems, Cleveland, Ohio, Vereinigte Staaten von Amerika).

Jedem Isolat von R. equi wurde eine eigene Mikrotiterplatte zugewiesen,

welche mit Tag, Uhrzeit und Isolatnummer versehen wurde. Die

Bakteriensuspension wurde aus dem Eisbad genommen, erneut gut

durchmischt und in eine sterile Schale gegeben. Hieraus wurden in jede der 84

Test-Kavitäten der Mikrotiterplatte 50 µl der Bakteriensuspension blasenfrei

mittels einer 8-fach-Pipette (Typ CT 24170, Roth, Karlsruhe) übertragen.


77

Zum Schutz vor Austrocknung und Fremdkontamination wurden alle

Mikrotiterplatten mit einer sterilen Folie abgedeckt und anschließend bei 35ºC

für 24 Stunden aerob im Brutschrank (Fabr. Nr.: 96109595, Heraeus

Instruments, Hanau, Deutschland) bebrütet.

Zur Qualitätskontrolle der Platten wurde an jedem Testtag eine Mikrotiterplatte

mit dem Referenzstamm von S. aureus ATCC® 29213 beschickt, mit steriler

Folie abgedeckt und ebenfalls für 24 h bei 35ºC im Brutschrank bebrütet.

3.2.2.4 Auswertung der Mikrotiterplatten

Die Auswertung erfolgte nach Vorgabe des CLSI Dokuments M31-A2 für das

Ablesen von Mikrotiterplatten.

Nach 24 h wurden die bebrüteten Mikrotiterplatten aus dem Brutschrank

genommen und die sterile Folie zur Auswertung entfernt. Für jede

Mikrotiterplatte bzw. jedes Isolat wurde ein Dokumentationsbogen ausgefüllt

(siehe Abb. 20 u. Abb. 21).

Die Mikrotiterplatten wurden mit Hilfe einer speziellen Halterung, welche einen

Spiegel zum Ablesen der Plattenunterseite enthält, in der gespiegelten

Durchsicht beurteilt. Bakterienwachstum ist durch eine Trübung der schwach

rötlich-braunen Kavität gekennzeichnet. Diese Trübung war weiß und konnte

mehr oder weniger homogen grob- bis feinkörnig, sowie mehr oder weniger

durchscheinend sein. Sofern kein Wachstum erkennbar war, waren die

Kavitäten rötlich-braun und klar durchscheinend. Für jede der 84 Kavitäten, in

denen Wachstum zu verzeichnen war, wurden die entsprechenden

Konzentrationsstufen auf dem Auswertungsbogen mit einem Kreuz

gekennzeichnet (siehe Abb. 20 u. Abb. 21). Diese Konzentrationsstufe gibt die

höchste Konzentration des Antibiotikums an, bei der das Bakterium noch

gewachsen ist. Die entsprechende MHK für das jeweilige Isolat lag somit eine

Dilution höher, als die zuvor bestimmte Konzentration, bei der noch Wachstum

festgestellt wurde. Alle Isolate wurden einmalig auf ihre MHK untersucht. Zeigte

ein Stamm resistentes Verhalten, so wurde dieser ein zweites Mal auf seine

Empfindlichkeit gegenüber Antibiotika getestet.

Ergebnisse

78

4 Ergebnisse

In dieser Studie wurde die Empfindlichkeit von R. equi-Isolaten eines Bestands

gegenüber den häufig zur Therapie der Rhodokokkose eingesetzten Antibiotika

über einen Zeitraum von drei Jahren erfasst.

4.1 Ergebnisse der klinischen, hämatologischen und

sonographischen Untersuchung

Kranke Fohlen wurden in diese Studie aufgenommen, wenn mindestens eines

der folgenden Kriterien erfüllt war:

- Ein klinischer Score (nach OHNESORGE et al., 1998) > 3,

- eine Leukozytose mit mehr als 13 x 109 Leukozyten/l,

- oder mindestens ein Abszess bei der ultrasonograpischen

Lungenuntersuchung.

4.1.1 Klinischer Score zum Zeitpunkt der Diagnose

Im Jahr 2003 betrug der klinische Score zum Zeitpunkt der Diagnose und

Entnahme des Tracheobronchialsekrets zwischen 1 und 13. Im Mittel betrug der

klinische Score zum Zeitpunkt der TBS-Entnahme 7,7 ± 2,7.







4.1.2 Leukozytenzahl zum Zeitpunkt der Diagnose

Im Jahr 2003 lag die Anzahl der Blutleukozyten der kranken Fohlen zum

Zeitpunkt der Diagnose und Entnahme des Tracheobronchialsekrets zwischen

6,5 x 109/l bis 28,9 x 109/l. Im Mittel betrug die Anzahl der Leukozyten im Blut

14,3 ± 4,9 x 109/l.

Ergebnisse

79




14,2 ± 4,1 x 109/l.




14,6 ± 3,1 x 109/l.

4.1.3 Anzahl der Abszesse zum Zeitpunkt der Untersuchung

In den Jahren 2003 und 2004 wurden während der sonographischen

Lungenuntersuchung zwischen 0 und 8 Lungenabszesse, im Jahr 2005 1 bis 7

Lungenabszesse, nachgewiesen. Im Durchschnitt wurde in den Jahren 2003,

2004 und 2005 je 1 Lungenabszess sonographisch dargestellt.

4.1.4 Abszess-Score zum Zeitpunkt der Untersuchung

Mit Hilfe des Abszess-Score ist es möglich, Aussagen über das Ausmaß der

Lungenveränderungen zu machen. Der Abszess-Score gibt die Summe aller

Abszess-Durchmesser (angegeben in mm) an.

Im Jahr 2003 wurde der Abszess-Score nicht dokumentiert.

Im Jahr 2004 wurden bei den zu endoskopierenden Fohlen Score-Werte

zwischen 10 und 105 mm erreicht. Der Mittelwert betrug 34,2 ± 23,9 mm.

Im Jahr 2005 wurden bei den zu endoskopierenden Fohlen Score-Werte

zwischen 10 und 120 mm erreicht. Der Mittelwert betrug 27,9 ± 23 mm.

4.2 Empfindlichkeitsbestimmung von Rhodococcus equi

Die Empfindlichkeit eines Bakteriums gegenüber einem Antibiotikum wird durch

die Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration definiert. Diese gibt in einer

zweifachen Verdünnungsreihe die niedrigste Konzentrationsstufe eines

Antibiotikums an, in der es zu keinem Wachstum des Bakteriums kommt.

Neben den MHK-Werten werden noch zwei weitere Werte, MHK50 und MHK90,

bestimmt. Die MHK50- und MHK90-Werte geben in einer geordneten Datenreihe

Ergebnisse

80

(ausgehend von den gegenüber dem Wirkstoff empfindlichsten Isolaten) die

Wirkstoffkonzentrationen an, bei denen 50% bzw. 90% der untersuchten Isolate

in ihrem Wachstum gehemmt werden. Der MHK50-Wert entspricht

mathematisch dem Median.

Der zur Qualitätskontrolle der Mikrodilutionsmethode mitgeführte Stamm S.

aureus ATCC® 29213 der American Type Culture Collection (ATCC) zeigte

bezüglich aller in der Studie überprüften Antibiotika MHK-Werte, die innerhalb

der im NCCLS-Dokument M31-A2 für diesen Stamm erlaubten Spannweite

lagen (s. Tab. 3).

Tab. 3 MHK-Werte von Staphylococcus aureus ATCC® 29213

Antibiotikum erlaubte Spannweite (µg/ml)

gemäß NCCLS M31-A2

gemessene Werte

(µg/ml)

Erythromycin 0,25 – 1 0,25 - 0,5

Azithromycin 0,5 – 2 1 – 2

Clarithromycin 0,12 - 0,5 0,25 - 0,5

Telithromycin 0,06 - 0,25 0,06 - 0,25

Rifampicin 0,004 - 0,016 <0,03

Gentamicin 0,12 – 1 0,12 - 0,25

Trimethoprim-

Sulfamethoxazol ≤0,5/9,5 0,03/0,6 - 0,06/1,2

Demzufolge können die in dieser Studie ermittelten Resultate anhand

anerkannter Richtlinien eingestuft und bewertet werden.

4.2.1 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Erythromycin

Die Untersuchungen der 127 Isolate von R. equi aus den Jahren 2003, 2004

und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Erythromycin von 0,12 µg/ml bis 0,5

µg/ml und bei einem Isolat aus 2003 von 128 µg/ml (siehe Tab. 4).

Ergebnisse

81

0%

20%

40%

60%

80%

100%

0,06 0,12 0,25 0,5 1 64 ≥128

MHK in µg/ml

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 10 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Erythromycin in den Jahren

2003 bis 2005

Über den gesamten Zeitraum der Untersuchung zeigten 24 von 127 Isolaten

(18,9%) einen MHK-Wert von 0,12 µg/ml, 85 von 127 Isolaten (66,9%) einen

MHK-Wert von 0,25 µg/ml und 17 von 127 Isolaten (13,4%) einen MHK-Wert

von 0,5 µg/ml.

Die MHK50 der 127 Isolate der Jahre 2003, 2004 und 2005 betrugen 0,25 µg/ml,

die MHK90 0,5 µg/ml.

Ergebnisse

82

Tab. 4 Verteilung der MHK von R. equi für Erythromycin in den Jahren

2003 – 2005

Jahr

(Anzahl

der Isolate)

MHK-Werte in µg/ml

(Werte in Prozent der Isolate)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

0,12 0,25 0,5 ≥128

2003

(50)

4

(8)

34

(68)

11

(22)

1

(2) 0,25 0,5

2004

(37)

12

(32,4)

23

(62,1)

2

(5,4) - 0,25 0,25

2005

(40)

8

(20)

28

(70)

4

(10) - 0,25 0,25

2003 -

2005 (127)

24

(18,9)

85

(66,9)

17

(13,4)

1

(0,8) 0,25 0,5

Im Jahr 2003 wurde eine höhere Anzahl von Isolaten mit einer MHK von 0,5

µg/ml (n = 11 von 50) im Vergleich zu den Folgejahren 2004 (n = 2 von 37) und

2005 (n = 10 von 40) bestimmt.

Es sind keine Veränderungen der MHK50 von R. equi für Erythromycin über den

Zeitraum der Jahre 2003, 2004 und 2005 feststellbar. Lediglich geringe

Veränderungen der MHK90 für Erythromycin sind im Jahr 2003 nachzuweisen.

Die MHK90 ist im Jahr 2003 mit 0,5 µg/ml lediglich eine Konzentrationsstufe

höher als in den Jahren 2004 und 2005.

4.2.2 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Azithromycin


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Azithromycin von 0,5 µg/ml bis 4

µg/ml und bei einem Isolat aus 2003 von über 128 µg/ml (siehe Tab. 5).

Ergebnisse

83

0%

20%

40%

60%

80%

100%

0,25 0,5 1 2 4 64 ≥128

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 11 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Azithromycin in den Jahren

2003 – 2005



MHK-Wert von 1 µg/ml, 57 von 127 Isolaten (44,9%) einen MHK-Wert von 2

µg/ml und 43 von 127 Isolaten (33,9%) einen MHK-Wert von 4 µg/ml. Bei dem

Isolat aus 2003 mit einem MHK-Wert von über 128 µg/ml handelte es sich um

dasselbe Isolat, welches ebenfalls einen hohen MHK-Wert für Erythromycin

zeigte.

Die MHK50 der 127 Isolate der Jahre 2003, 2004 und 2005 betrugen 2 µg/ml,

die MHK90 4 µg/ml.

Ergebnisse

84

Tab. 5 Verteilung der MHK von R. equi für Azithromycin in den Jahren

2003 – 2005

Jahr

(Anzahl

der Isolate)

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

0,5 1 2 4 ≥128

2003

(50)

8

(16)

20

(40)

21

(42)

1

(2) 2 4

2004

(37)

2

(5,4)

11

(29,7)

14

(37,8)

10

(27) - 2 4

2005

(40)

5

(12,5)

23

(57,5)

12

(30) - 2 4

2003 -

2005 (127)

2

(1,6)

24

(18,9)

57

44,9)

43

(33,9)

1

(0,8) 2 4

Es sind keine Veränderungen der MHK-, MHK50- und MHK90-Werte von R. equi

für Azithromycin über den Zeitraum der Jahre 2003, 2004 und 2005 feststellbar.

4.2.3 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Clarithromycin


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Clarithromycin von kleiner 0,03 µg/ml

bis 0,12 µg/ml und bei einem Isolat aus 2003 von über 128 µg/ml (siehe Tab.

6).

Ergebnisse

85

0%

20%

40%

60%

80%

100%

≤0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 ≥128

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 12 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Clarithromycin in den Jahren

2003 - 2005


(15,7%) einen MHK-Wert kleiner 0,3 µg/ml, 104 von 127 Isolaten (81,9%) einen

MHK-Wert von 0,06 µg/ml und 2 von 127 Isolaten (1,6%) einen MHK-Wert von

0,12 µg/ml. Bei dem Isolat aus 2003 mit einem MHK-Wert von über 128 µg/ml

handelte es sich um das oben genannte Isolat, welches ebenfalls sehr hohe

MHK-Werte für Erythromycin und Azithromycin zeigte.

Die MHK50 wie auch die MHK90 der 127 Isolate aus 2003, 2004 und 2005

betrugen 0,06 µg/ml.

Ergebnisse

86

Tab. 6 Verteilung der MHK von R. equi für Clarithromycin in den Jahren

2003 - 2005

Jahr

(Anzahl

der Isolate)

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

≤0,03 0,06 0,12 0,25 ≥128

2003

(50)

1

(2)

48

(96) - -

1

(2) 0,06 0,06

2004

(37)

10

(27)

26

(70,3)

1

(2,7) - - 0,06 0,06

2005

(40)

9

(22,5)

30

(75)

1

(2,5) - - 0,06 0,06

2003 -

2005 (127)

20

(15,7)

104

(81,9)

2

(1,6) -

1

(0,8) 0,06 0,06

Die Anzahl der Isolate mit einer MHK von 0,06 µg/ml der Jahre 2003 - 2005 (n =

48 von 50 in 2003, n = 26 von 37 in 2004, n = 30 von 40 in 2005) sinkt im

Vergleich zur steigenden Anzahl der Isolate in diesem Zeitraum mit einer MHK

von 0,03 µg/ml (n = 1 von 50 in 2003, n = 10 von 37 in 2004, n= 9 von 40 in

2005). Im Jahr 2004 und 2005 wurden in jeweils einem Fall höhere MHK-Werte

von 0,12 µg/ml erreicht.

Es sind keine Veränderungen der MHK50 und MHK90 von R. equi für

Clarithromycin im Vergleich der Jahre 2003, 2004 und 2005 feststellbar.

4.2.4 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Telithromycin


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Telithromycin von 0,06 µg/ml bis 0,5

µg/ml (siehe Tab. 7).

Ergebnisse

87

0%

20%

40%

60%

80%

100%

0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 13 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Telithromycin in den Jahren

2003 - 2005



MHK-Wert von 0,12 µg/ml, 25 von 127 Isolaten (19,7%) einen MHK-Wert von

0,25 µg/ml und 1 von 127 Isolaten einen MHK-Wert von 0,5 µg/ml.

Die MHK50 der 127 Isolate der Jahre 2003, 2004 und 2005 betrugen 0,12 µg/ml,


Ergebnisse

88

Tab. 7 Verteilung der MHK von R. equi für Telithromycin in den Jahren

2003 - 2005

Jahr

(Anzahl der

Isolate)

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

0,06 0,12 0,25 0,5 1

2003

(50)

1

(2)

38

(76)

10

(20)

1

(2) - 0,12 0,25

2004

(37)

2

(5,4)

28

(75.7)

7

(18,9) - - 0,12 0,25

2005

(40)

1

(2,5)

31

(77,5)

8

(20) - - 0,12 0,25

2003 - 2005

(127)

4

(3,1)

97

(76,4)

25

(19,7)

1

(0,8) - 0,12 0,25

Über den gesamten Zeitraum der Untersuchung sind keine Veränderungen der

MHK-, MHK50- und MHK90-Werte von R. equi für Telithromycin feststellbar.

4.2.5 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Rifampicin


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Rifampicin von kleiner als 0,03 µg/ml

bis 0,06 µg/ml und bei einem Isolat aus dem Jahr 2005 von 2 µg/ml (siehe Tab.

8).

Ergebnisse

89

0%

20%

40%

60%

80%

100%

≤0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 14 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Rifampicin in den Jahren 2003

- 2005


(18,1%) einen MHK-Wert von 0,03 µg/ml und kleiner, sowie 103 von 127

Isolaten (81,1%) einen MHK-Wert von 0,06 µg/ml.

Die MHK50 wie auch die MHK90 aller Isolate aus 2003, 2004 und 2005 betrugen

0,06 µg/ml.

Ergebnisse

90

Tab. 8 Verteilung der MHK von R. equi für Rifampicin in den Jahren

2003 - 2005

Jahr

(Anzahl

der Isolate)

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

≤0,03 0,06 2

2003

(50)

5

(10)

45

(90) - - - 0,06 0,06

2004

(37)

13

(35,1)

24

(64,9) - - - 0,06 0,06

2005

(40)

5

(12,5)

34

(85) - -

1

(2,5) 0,06 0,06

2003 -

2005 (127)

23

(18,1)

103

(81,1) - -

1

(0,8) 0,06 0,06

Es sind keine Veränderungen der MHK-Werte im Vergleich der Jahre 2003 zu

2005 festzustellen. Das Jahr 2004 zeigt im Vergleich mehr Isolate mit der

geringeren MHK von kleiner 0,03 µg/ml (n = 5 von 50 in 2003, n = 13 von 37 in

2004, n = 5 von 40 in 2005).

Die MHK50 wie auch die MHK90 für R. equi und Rifampicin zeigten keine

Veränderungen über den Zeitraum der Jahre 2003, 2004 und 2005.

4.2.6 MHK-Werte von Rhodococcus equi für Gentamicin


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber Gentamicin von 0,12 µg/ml bis 1


Ergebnisse

91

0%

20%

40%

60%

80%

100%

0,03 0,06 0,12 0,25 0,5 1 2

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb.15 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Gentamicin in den Jahren 2003

- 2005



MHK-Wert von 0,25 µg/ml, 58 von 127 Isolaten (45,7%) einen MHK-Wert von

0,5 µg/ml und 8 von 127 Isolaten (6,3%) einen MHK-Wert von 1 µg/ml.

Die MHK50 wie auch die MHK90 sämtlicher Proben aus 2003 - 2005 betrugen

0,5 µg/ml.

Ergebnisse

92

Tab. 9 Verteilung der MHK von R. equi für Gentamicin in den Jahren

2003 - 2005

Jahr

(Anzahl

der Isolate)

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

0,12 0,25 0,5 1

2003

(50) -

21

(42)

25

(50)

4

(8) 0,5 0,5

2004

(37)

2

(5,4)

21

(56,8)

13

(35,1)

1

(2,7) 0,25 0,5

2005

(40)

1

(2,5)

16

(40)

20

(50)

3

(7,5) 0,5 0,5

2003 -

2005 (127)

3

(2,4)

58

(45,7)

58

(45,7)

8

(6,3) 0,5 0,5

Im Vergleich der Jahre 2003, 2004 und 2005 sind keine Veränderungen der

MHK-Werte festzustellen.

Es waren geringe Veränderungen der MHK50 für Gentamicin im Vergleich der

Jahre 2003, 2004 und 2005 feststellbar. Die MHK50 aus dem Jahr 2004 lag mit

0,25µg/ml eine Konzentrationsstufe unter der MHK50 der Jahre 2003 und 2005.

4.2.7 MHK-Werte von Rhodococcus equi für die

Wirkstoffkombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol


und 2005 ergaben MHK-Werte gegenüber der Antibiotikakombination

Trimethoprim-Sulfamethoxazol (Verhältnis 1:19) von 0,25/4,8 µg/ml bis 2/38


Ergebnisse

93

0%

20%

40%

60%

80%

100%

0,25/4,8 0,5/9,5 1/19 2/38 4/76

MHK (µg/ml)

Anz

ahl d

er Is

olat

e in

Pro

zent

.

200320042005

Abb. 16 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Trimethoprim-Sulfamethoxazol

(1:19) in den Jahren 2003 - 2005


(0,8%) einen MHK-Wert von 0,25/4,8 µg/ml, 45 von 127 Isolaten (35,4%) einen

MHK-Wert von 0,5/9,5 µg/ml, 64 von 127 Isolaten (50,4%) einen MHK-Wert von

1/19 µg/ml und 17 von 127 Isolaten (13,4%) einen MHK-Wert von 2/38 µg/ml.

Die MHK50 der Jahre 2003, 2004 und 2005 betrugen bei den Isolaten 1/19

µg/ml, die MHK90 betrugen in 2003 und 2004 1/19µg/ml und in 2005 2/38 µg/ml.

Ergebnisse

94

Tab. 10 Verteilung der MHK von R. equi für Trimethoprim-

Sulfamethoxazol (1:19) in den Jahren 2003 - 2005

Jahr

(Anzahl der

Isolate )

MHK-Werte in µg/ml


MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

0,25/4,8 0,5/9,5 1/19 2/38

2003

(50)

1

(2)

23

(46)

23

(46)

3

(6) 1/19 1/19

2004

(37) -

17

(45,9)

19

(51,4)

1

(2,7) 1/19 1/19

2005

(40) -

5

(12,5)

22

(55)

13

(32,5) 1/19 2/38

2003 - 2005

(127)

1

(0,8)

45

(35,4)

64

(50,4)

17

(13,4) 1/19 2/38

Im Jahr 2005 wurde im Vergleich zu den Jahren 2003 und 2004 eine im

Verhältnis größere Anzahl von Isolaten mit einer MHK von 2/38 µg/ml bestimmt.

Die MHK50 für R. equi und die Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol blieb

über den gesamten Untersuchungszeitraum mit einem Wert von 1/19 µg/ml

konstant. Die MHK90 stieg im Jahr 2005 von 1/19 µg/ml im Jahr 2003 und 2004

auf 2/38 µg/ml.

Diskussion

95

5 Diskussion

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden 127 Isolate der Jahre 2003, 2004

und 2005 des Keimes R. equi auf Veränderungen ihrer in vitro-Empfindlichkeit

gegenüber den Antibiotika Erythromycin, Azithromycin, Clarithromycin,

Telithromycin, Rifampicin, Gentamicin und der Antibiotikakombination

Trimethoprim-Sulfamethoxazol untersucht. Bisher lagen keine weiteren Studien,

die die Empfindlichkeit von R. equi-Isolaten aus Fohlen gegenüber Antibiotika

über einem längeren Zeitraum überprüften, vor. Die Schwierigkeit solcher

Studien besteht in der Standardisierung des Patientenmaterials über mehrere

Jahre. Dies war in der vorliegenden Studie gegeben.

Zur Gewinnung der Isolate wurden im Zeitraum von 2003 bis 2005 über 1500

Fohlen im Rahmen der beschriebenen Routinediagnostik mittels klinischer

Untersuchung, Blutleukozytenbestimmung und Ultrasonographie der Lunge

untersucht. Von diesen Fohlen wurden 385 Fohlen mit dem klinischen,

hämatologischen und ultrasonographischen Verdacht einer R. equi-Pneumonie

zur Gewinnung von Tracheobronchialsekret (TBS) und zum späteren

Erregernachweis endoskopiert.

Zur Differenzierung des Erregers in diesen Proben wurde die kulturelle

Untersuchung, der Nachweis des Equi-Faktors wie auch die biochemische

Typisierung gewählt, da diese Untersuchungsmethoden eine hohe

Identifikationsrate und Reinheit der Keime zur Weiterverarbeitung ermöglichen.

Auf diesem Wege war es möglich in 127 der 385 TBS-Proben (32,9%) R. equi

nachzuweisen.

Zur Untersuchung der Empfindlichkeit der Isolate gegenüber den getesteten

Antibiotika wurde nach Empfehlung des Clinical and Laboratory Standards

Institute (CLSI) die Mikrodilutionsmethode inklusive Qualitätskontrolle gewählt.

Diese ermöglicht den Vergleich der MHK verschiedener Studien und wurde

schon für R. equi beschrieben (PRESCOTT, 1981). Die zum Vergleich der

MHK-Werte herangezogenen Studien nutzten folgende in Tab. 11 ersichtlichen

Methoden zur Bestimmung der Antibiotikaempfindlichkeit.

Diskussion

96

Tab. 11 In den Vergleichsstudien genutzte Methoden zur Bestimmung

der minimalen Hemmkonzentration von Rhodococcus equi

Vergleichsstudien

Methode der

Empfindlichkeits-

bestimmung

Referenzstamm

PRESCOTT

(1981) Mikrodilutionsmethode

S. aureus ATCC®

29213 4

PRESCOTT u. NICHOLSON

(1985)

Makrodilutions-

Bouillonmethode k.A.

NORDMANN u. RONCO

(1992)

Makrodilutions-

Bouillonmethode 1

R. equi

52T2 5

NORDMANN u. RONCO

(1992) Agardilutionsmethode 2

R. equi

52T2 5

SORIANO et al.

(1995) Agardilutionsmethode

S. aureus ATCC®

29213 4

SORIANO et al.


S. aureus ATCC®

29213 4

FERNANDEZ-ROBLAZ et al.


S. aureus ATCC®

29213 4

JACKS et al.

(2001) k.A. k.A.

JACKS et al.

(2002) k.A. k.A.

JACKS et al.

(2003)

JustOne

Mikrotitrationsstreifen 3

S. aureus ATCC®

29213 4

k.A.: keine Angaben 1 angewandt für die Antibiotika Erythromycin, Azithromycin,

Clarithromycin, Rifampicin 2 angewandt für die Antibiotikakombination Trimethoprim-

Sulfamethoxazol 3 (AccuMed International Ltd., Westlake, Ohio), laut Verfasser ist dieses

Testsystem vergleichbar mit der Bouillondilutionsmethode

Diskussion

97

4 Referenzstamm der American Type Culture Collection 5 Referenzstamm des Institut Pasteur Collection, Paris

Die in den Vergleichsstudien publizierten MHK-Werte sind auf Grund

unterschiedlicher Methoden zur Bestimmung der Antibiotikaempfindlichkeit und

teilweise unterschiedlicher Referenzstämme nur bedingt mit den Ergebnissen

dieser Studie vergleichbar. Nur die Werte von PRESCOTT (1981), der ebenfalls

die Mikrodilutionsmethode nutzte, sind direkt vergleichbar.

Im Folgenden werden die Ergebnisse dieser Studie für jede Antibiotikagruppe

diskutiert und bewertet.

5.1 Makrolide und Ketolide

5.1.1 Erythromycin

Die in der vorliegenden Studie ermittelten Ergebnisse wurden mit in der

Literatur angegebenen MHK-Werten verglichen, da es zurzeit noch keine

zuverlässigen und allgemeingültigen Grenzwerte für die Empfindlichkeit

(Breakpoints) von R. equi gegenüber Erythromycin gibt. In der Literatur werden

MHK-Werte von 0,06 - 0,5 µg/ml angegeben (PRESCOTT, 1981; NORDMANN

u. RONCO, 1992; SORIANO et al., 1995) (s. Tab. 12). Die 51 Isolate der Studie

von PRESCOTT (1981) stammen von Pferden mit Pneumonien (n = 30) und

Schweinen mit zervikaler Lymphadenitis (n = 21). Die fünf Isolate von

NORDMANN und RONCO (1992) stammen vom Menschen (n = 4) und aus der

Sammlung für humanmedizinische Referenzstämme des Institut Pasteur, Paris

(n = 1). In der Studie von SORIANO et al. (1995) wurden verschiedene

coryneforme Bakterien, darunter R. equi (8 Isolate), die im Zeitraum der Jahre

1985 bis 1993 beim Menschen isoliert wurden, überprüft. Diese stammten aus

klinischen Isolaten, aus nationalen Kultursammlungen, von der Haut und aus

überwiesenen Proben anderer humanmedizinischer Institutionen.

Diskussion

98

Tab. 12 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten

gegenüber Erythromycin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

PRESCOTT (1981)

(n = 51) <0,25 k.A. k.A.

NORDMANN u. RONCO (1992)

(n = 5) 0,06 - 0,25 0,25 k.A.

SORIANO et al. (1995)

(n = 8) 0,25 - 0,5 0,5 k.A.

eigene Studie 2003

(n = 50) 0,12 - 0,5 * 0,25 0,5

eigene Studie 2004

(n = 37) 0,12 - 0,5 0,25 0,25

eigene Studie 2005

(n = 40) 0,12 - 0,5 0,25 0,25

* ein Isolat (2003) mit einer MHK ≥128 µg/ml wurde nicht berücksichtigt

k.A.: keine Angaben

Die in der vorliegenden Studie erzielten Ergebnisse bewegen sich im Rahmen

der in der Literatur genannten Werte. Es waren keine Anzeichen einer

Veränderung der Empfindlichkeit von R. equi über den Probenzeitraum

festzustellen (siehe Tab. 4). Die MHK50 der in dieser Studie untersuchten

Isolate veränderte sich über einen Zeitraum von drei Jahren nicht. Die MHK90

sank von 0,5 µg/ml im Jahr 2003 auf 0,25 µg/ml für die Jahre 2004 und 2005.

Für die Jahre 2004 und 2005 wurde im Vergleich zum Jahr 2003 prozentual

eine höhere Anzahl von Isolaten mit einer geringeren MHK von 0,12 µg/ml

bestimmt. Diese Tatsache ist für das Sinken der MHK90 im Jahr 2004 und 2005

verantwortlich.

Diskussion

99

5.1.2 Azithromycin

Die in der Literatur angegebenen MHK-Werte von R. equi weichen deutlich von

den in dieser Studie erarbeiteten ab (siehe Tab. 13). So wurden MHK-Werte

zwischen 0,06 und 0,25 µg/ml, Werte von 1 µg/ml und MHK-Werte bis 2 µg/ml

publiziert (NORDMANN u. RONCO, 1992; SORIANO et al., 1998; JACKS et al.,

2001). Die von NORDMANN und RONCO (1992) getesteten Isolate (n = 5),

sowie die 16 von SORIANO et al. (1998) getesteten sind humaner Herkunft. Die

60 Isolate von JACKS et al. (2001) sind equiner Herkunft und stammen von

Fohlen mit R. equi-Pneumonien.

Die Werte in der vorliegenden Studie fallen deutlich höher aus als die der

Vergleichsstudien. So liegt der MHK-Wert in den Jahren 2003 und 2005 für

Azithromycin zwischen 1 und 4 µg/ml, nur 2004 liegt er zwischen 0,5 - 4 µg/ml.

Auch die MHK50 mit 2 µg/ml überschreitet deutlich die in der Literatur für R. equi

angegebenen MHK-Werte von 0,25 µg/ml beziehungsweise 1 µg/ml

(NORDMANN u. RONCO, 1992; SORIANO et al., 1998; JACKS et al., 2001).

Diskussion

100


gegenüber Azithromycin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)


(n = 5) 0,06 - 0,25 0,25 0,25


(n = 16) 0,03 – 2 1 1

JACKS et al. (2001)

(n = 60) 1 1 1

eigene Studie 2003

(n = 50) 1 - 4* 2 4

eigene Studie 2004

(n = 37) 0,5 - 4 2 4

eigene Studie 2005

(n = 40) 1 - 4 2 4

* ein Isolat mit einer MHK ≥128 µg/ml wurde nicht berücksichtigt

k.A.: keine Angaben

Vergleicht man die MHK-Werte dieser Studie über die Jahre 2003, 2004 und

2005, so sind keine Veränderungen in der Verteilung bestimmter MHK-Werte zu

verzeichnen. Analog zu den MHK-Werten änderten sich die MHK50 und MHK90

ebenfalls nicht. Diese auf den ersten Blick erfreulichen Ergebnisse dieser

Studie dürfen jedoch nicht über die Tatsache hinwegtäuschen, dass die hier

getesteten Isolate deutlich höhere MHK-Werte als die in den Vergleichsstudien

publizierten zeigten. In den Jahren vor 2003 wurde in diesem Gestüt kein

Azithromycin eingesetzt. Eine Therapie mit Erythromycin wurde aber schon

länger praktiziert. Diese längerfristige Gabe von Erythromycin könnte, da es

sich bei der Resistenzentwicklung gegenüber Makroliden oft um

Kreuzresistenzen der 14- und 15-gliedrigen Makrolide handelt, die Ursache für

die erhöhten MHK-Werte sein. Es scheint sich hieraus jedoch noch keine

Selektion von resistenten R. equi-Stämmen seit der Zeit vor 2003 bis 2005 zu

Diskussion

101

ergeben. In den neunziger Jahren wurde für Azithromycin ein MHK größer als 8

µg/ml für resistente R. equi-Stämme angegeben (NEU, 1991). Obwohl es keine

definierten Grenzwerte (Breakpoints) für R. equi und Azithromycin gibt, sollten

die hier erarbeiteten Ergebnisse in Bezug auf Vergleichsstudien kritisch

betrachtet werden. Untersuchungen an kleinen Isolatzahlen von 5

(NORDMANN u. RONCO, 1992) oder 16 (SORIANO et al., 1998) sind

ungeeignet für detaillierte Aussagen zu MHK50- und MHK90-Werten. Die

Testung von 60 Isolaten (JACKS et al., 2001), die keinerlei Variation in ihren

MHK-Werten aufweisen, wirft dagegen die Frage nach der Verwandtschaft

dieses Testkollektivs und der Zugehörigkeit zu einem spezifischen Klon auf.

5.1.3 Clarithromycin

Die in der Literatur angegebenen MHK-Werte schwanken zwischen kleiner

0,015 µg/ml und 0,25 µg/ml, die MHK50 wird mit 0,06 µg/ml beziehungsweise

0,12 µg/ml angegeben (NORDMANN u. RONCO, 1992; SORIANO et al., 1998).

Für die MHK90 werden Werte von 0,06 µg/ml bis 0,12 µg/ml publiziert

(SORIANO et al., 1998; JACKS et al., 2002). Die fünf von NORDMANN und

RONCO (1992) getesteten Isolate, sowie die 16 von SORIANO et al. (1998)

getesteten Isolate, sind humaner Herkunft. Die in dieser Studie untersuchten

Isolate zeigen über den Zeitraum der Jahre 2003 bis 2005 MHK-Werte, die

unterhalb den in der Literatur beschriebenen MHK-Werten, beziehungsweise an

deren Untergrenze liegen. Mit den MHK-Werten, sowie den MHK50 und MHK90-

Werten von SORIANO et al. (1998) sind sie nahezu identisch (siehe Tab. 14).

Im Vergleich zu den Werten von NORMANN u. RONCO (1992) und JACKS et

al. (2002) liegen die MHK50- wie auch die MHK90-Werte dieser Studie eine

Dilution unter den durch diese Autoren veröffentlichten Werten.

Diskussion

102


gegenüber Clarithromycin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)


(n = 5) 0,12 - 0,25 0,12 k.A.


(n = 16) ≤0,015 – 0,12 0,06 0,06

JACKS et al. (2002)

(k.A.) k.A. k.A. 0,12

eigene Studie 2003

(n = 50) ≤0,03 - 0,06* 0,06 0,06

eigene Studie 2004

(n = 37) ≤0,03 – 0,12 0,06 0,06

eigene Studie 2005

(n = 40) ≤0,03 – 0,12 0,06 0,06

* ein Isolat mit einer MHK ≥128 µg/ml wurde nicht berücksichtigt

k.A.: keine Angaben

Über den Zeitraum von drei Jahren wurden keine Veränderungen, die auf eine

Abnahme der Empfindlichkeit hindeuten, festgestellt. In den Jahren 2004 und

2005 trat jeweils ein Isolat mit einer bis zu diesem Zeitpunkt noch nicht

erreichten MHK von 0,12 µg/ml auf. Im Jahr 2003 wurde vor allem die Therapie

der Rhodokokkose mit Rifampicin in Kombination mit Erythromycin,

beziehungsweise in Kombination mit Trimethoprim-Sulfonamid, wie auch die

Monotherapie mit Azithromycin angewandt. Es zeigte sich, dass diese

Behandlungsstrategie zu keiner Steigerung der MHK-Werte von R. equi für

Clarithromycin über den gesamten Zeitraum der Studie geführt hat.

5.1.4 Telithromycin

In der Literatur sind MHK-Werte für R. equi und Telithromycin von kleiner 0,015

µg/ml bis 0,25 µg/ml angegeben (SORIANO et al., 1998; FERNANDEZ-

Diskussion

103

ROBLAS et al., 1999). Die 16 von SORIANO et al. (1998) getesteten Isolate,

sowie die zwei von FERNANDEZ-ROBLAS et al. (1999) getesteten Isolate, sind

humaner Herkunft. Der Vergleich der MHK-Werte dieser Studie mit den in der

Literatur angegebenen Werten zeigt, bis auf ein Isolat im Jahr 2003, sehr große

Übereinstimmungen. Dieses eine Isolat erreichte eine MHK von 0,5 µg/ml

(siehe Tab. 7). Die in der Literatur angegebenen MHK50-Werte werden in allen

Jahren unterschritten, die MHK90 stimmt mit der von SORIANO et al. (1998)

angegebenen überein.


gegenüber Telithromycin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)


(n = 16)

≤0,015 –

0,25 0,25 0,25

FERNANDEZ-ROBLAS et al. (1999)

(n = 2) 0,25 k.A. k.A.

eigene Studie 2003

(n = 50) 0,06 - 0,5 0,12 0,25

eigene Studie 2004

(n = 37) 0,06 - 0,25 0,12 0,25

eigene Studie 2005

(n = 40) 0,06 - 0,25 0,12 0,25

k.A.: keine Angaben

Es sind keine Tendenzen einer Resistenzselektion über den

Untersuchungszeitraum nachzuweisen. Im Zeitraum der Jahre vor 2003 bis

zum Jahr 2005 wurde kein Telithromycin in diesem Betrieb eingesetzt. Somit ist

es unwahrscheinlich, dass der Keim R. equi auf diesem Gestüt mit

Telithromycin in Kontakt kam. Über Entwicklungen der Resistenzselektion von

R. equi gegenüber Telithromycin können somit anhand dieser Ergebnisse keine

allgemeingültigen Aussagen getroffen werden.

Diskussion

104

5.2 Ansamycin-Antibiotika

5.2.1 Rifampicin

Die in dieser Studie erarbeiteten MHK-Werte stimmen mit den in

Vergleichsstudien angegebenen Werten überein. So wurden MHK-Werte von

0,03 µg/ml bis 0,25 µg/ml angegeben (PRESCOTT u. NICHOLSON, 1985;

NORDMANN u. RONCO, 1992; SORIANO et al., 1995). Lediglich die MHK50

der Jahre 2003 – 2005 mit 0,06 µg/ml überschritt die von SORIANO et al.

(1995) angegeben MHK-Werte von 0,03 µg/ml um eine Dilution (siehe Tab. 16).

Die von PRESCOTT u. NICHOLSON (1985) untersuchten Isolate (n = 9)

stammen von an R. equi-Pneumonie erkrankten Fohlen. Die fünf Isolate von


Sammlung für humanmedizinische Referenzstämme des Institut Pasteur in

Paris (n = 1). Die in der Studie von SORIANO et al. (1995) getesteten R. equi

Isolate (n = 8) stammten aus klinischen Isolaten, aus nationalen

Kultursammlungen, von der Haut und aus überwiesenen Proben anderer

humanmedizinischer Institutionen.

Diskussion

105


gegenüber Rifampicin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)

PRESCOTT u. NICHOLSON (1985)

(n = 9) 0,05 k.A. k.A.


(n = 5) 0,03 – 0,25 0,06 k.A.


(n = 8) 0,03 – 0,06 0,03 k.A.

eigene Studie 2003

(n = 50) ≤0,03 – 0,06 0,06 0,06

eigene Studie 2004

(n = 37) ≤0,03 – 0,06 0,06 0,06

eigene Studie 2005

(n = 40) ≤0,03 – 0,06 0,06 0,06

* ein Isolat mit einer MHK von 2 µg/ml wurde nicht berücksichtigt

k.A.: keine Angaben

Im Überblick deuten die Ergebnisse dieser Studie darauf hin, dass sich die

Empfindlichkeit von R. equi gegenüber Rifampicin scheinbar nicht verändert

hat. Ein Isolat aus dem Jahr 2005 zeigte allerdings einen MHK-Wert von 2

µg/ml (siehe Tab. 8). In den Jahren 2003 bis 2005 wurde zur Behandlung der

Rhodokokkose in dem Gestüt, aus dem die Isolate dieser Studie stammen,

Rifampicin stets in Kombination mit verschiedenen Makroliden eingesetzt. Die

spontane Entwicklung von resistenten R. equi-Stämmen beim Einsatz von

Rifampicin wurde durch MUTSCHLER et al. (2001) beschrieben, welche das

Resistenzmuster von Bakterien gegenüber Rifampicin dem Streptomycin-Typ

zuordnen. Bei diesem Resistenztyp kommt es in vitro schon nach ein- bis

viermaliger Exposition des Keimes zur Resistenzselektion. Dies verdeutlicht die

geringe Zeitspanne die zur Entwicklung einer Resistenz nötig ist. Das Isolat aus

dem Jahr 2005 ist, obwohl es zurzeit noch keine definierten Grenzwerte für R.

Diskussion

106

equi und Rifampicin gibt, als resistent einzustufen. Des Weiteren kommt für

eine Resistenzentwicklung das Vorhandensein des iri-Gens (Inactivation of

rifampin) (ANDERSEN et al., 1997) oder auch eine Mutation der DNA-

abhängigen RNA-Polymerase (DI MAURO et al., 1969) in Frage. Weiterhin

könnte eine Phosphorylierung (TANAKA et al., 1996) oder ein Abbau (DABBS,

1987; YAZAWA et al., 1994; TANAKA et al., 1996) zu dieser Resistenzselektion

geführt haben. Welche Art der Resistenzentwicklung R. equi gegenüber

Rifampicin zeigte, wurde in dieser Studie nicht überprüft. Die Kombination von

Antibiotika ist zwar ein gutes Mittel zur Eindämmung der Resistenzselektion, sie

ist aber nicht immer zuverlässig. Ein Bericht, über ein an R. equi-Pneumonie

erkranktes Fohlen, welches unter Therapie mit Rifampicin und Erythromycin

keine klinische Besserung zeigte, und bei dem ein gegen beide Antibiotika

resistenter Stamm nachgewiesen wurde, liegt vor (KENNEY et al., 1994). Die

Entwicklung einer Resistenz gegen Rifampicin und Erythromycin wurde bei dem

resistenten Isolat dieser Studie aus dem Jahr 2005 nicht nachgewiesen, da die

MHK-Werte für Erythromycin innerhalb der MHK50 für R. equi und Erythromycin

lagen.

5.3 Aminoglykosid-Antibiotika

5.3.1 Gentamicin

In der Literatur werden MHK-Werte von R. equi für Gentamicin von 0,125 µg/ml

bis 1 µg/ml angegeben. Die MHK50 und MHK90 wird mit 0,5 µg/ml bzw. 1 µg/ml

angegeben (SORIANO et al., 1995; JACKS et al., 2003). Die MHK, sowie die

MHK50- und MHK90-Werte dieser Studie, liegen innerhalb des in der Literatur

angegeben Wertebereichs (siehe Tab. 17). Die von SORIANO et al. (1995)

getesteten R. equi Isolate (n = 8) stammten aus klinischen Isolaten, aus

nationalen Kultursammlungen, von der Haut und aus überwiesenen Proben

anderer humanmedizinischer Institutionen. Bei den Isolaten der Studie von

JACKS et al. (2003) (n = 64) handelt es sich um Isolate von Fohlen mit R. equi-

Pneumonie der Jahre 1999 bis 2001. Hiervon wurden 50 Isolate von

Diskussion

107

PRESCOTT (University of Guelph, Guelph, Ontario, Canada) zur Verfügung

gestellt.


gegenüber Gentamicin

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)


(n = 8) 0,125 - 1 0,5 k.A.

JACKS et al. (2003)

(n = 64) ≤1 ≤1 ≤1

eigene Studie 2003

(n = 50) 0,25 - 1 0,5 0,5

eigene Studie 2004

(n = 37) 0,12 - 1 0,25 0,5

eigene Studie 2005

(n = 40) 0,12 - 1 0,5 0,5

k.A.: keine Angaben

Im Zeitraum zwischen 2003 und 2005 sind keine Änderungen der

Empfindlichkeit von R. equi gegenüber Gentamicin festzustellen (siehe Tab. 9),

obwohl in diesem Gestüt seit vielen Jahren Gentamicin für die antimikrobielle

Therapie verschiedener bakterieller Erkrankungen, wie auch vor 2003 zur

Therapie der R. equi-Pneumonie, eingesetzt wurde.

Gentamicin ist zwar in vitro gegen R. equi wirksam, in vivo zeigt es jedoch keine

gute klinische Wirksamkeit auf Grund unzureichender Abszesspenetration

(LARSON, 1980; SWEENEY et al., 1987).

Diskussion

108

5.4 Diamino-benzylpyrimidin-Sulfonamid-Kombinationen

5.4.1 Trimethoprim-Sulfamethoxazol

Für R. equi und die Kombination von Trimethoprim-Sulfamethoxazol werden in

der Literatur MHK-Werte von 1,6/6,4 µg/ml – 12,8/25,6 µg/ml

(Trimethoprim:Sulfamethoxazol im Verhältnis 1:4 bzw. 1:2) angegeben

(NORDMANN u. RONCO, 1992). Andere Autoren geben eine MHK von unter

0,25/1,25 µg/ml – 2/10 µg/ml (Trimethoprim:Sulfadiazin im Verhältnis 1:5) an.

Die MHK50 wird mit 1/5 µg/ml, die MHK90 mit 2/10 µg/ml

(Trimethoprim:Sulfadiazin im Verhältnis 1:5) angegeben (JACKS et al., 2003).

Andere geben die MHK50 mit 3,2/12,8 µg/ml (Trimethoprim-Sulfamethoxazol im

Verhältnis 1:4) an (NORDMANN u. RONCO, 1992). Die fünf Isolate von


Sammlung für humanmedizinische Referenzstämme des Institut Pasteur in

Paris (n = 1). Bei den Isolaten der Studie von JACKS et al. (2003) (n = 64),

handelt es sich um Isolate von Fohlen mit R. equi-Pneumonie der Jahre 1999

bis 2001 (siehe Tab. 18). Hiervon wurden 50 Isolate von PRESCOTT

(University of Guelph, Guelph, Ontario, Canada) zur Verfügung gestellt.

Diskussion

109


gegenüber Trimethoprim-Sulfamethoxazol im Verhältnis 1:19

Studie MHK

(µg/ml)

MHK50

(µg/ml)

MHK90

(µg/ml)


(n = 5)

1,6/6,41 –

12,8/25,6 2 3,2/12,8 1 k.A.

JACKS et al. (2003)

(n = 64) 0,25/1,25 – 2/10 3 1/5 3 2/10 3

eigene Studie 2003

(n = 50) 0,25/4,8 – 2/38 4 1/19 4 1/19 4

eigene Studie 2004

(n = 37) 0,5/9,5 – 2/38 4 1/19 4 1/19 4

eigene Studie 2005

(n = 40) 0,5/9,5 – 2/38 4 1/19 4 2/38 4

k.A.: keine Angaben 1 Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol, Verhältnis 1:4 2 Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol, Verhältnis 1:2 3 Kombination Trimethoprim-Sulfadiazin, Verhältnis 1:5 4 Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol im Verhältnis 1:19

Die MHK-Werte dieser Studie liegen in dem durch Vergleichsstudien

publizierten Rahmen. Jedoch gilt zu beachten, dass in der Studie von JACKS et

al. (2003) Trimethoprim in Kombination mit Sulfadiazin getestet wurde, was eine

Interpretation im Vergleich mit dessen Ergebnissen erschwert. Im Jahr 2003

zeigte noch 1 von 50 Isolaten eine MHK von 0,25/4,8. Die Anzahl der Isolate mit

einer MHK größer 0,5/9,5 µg/ml verschob sich zu Gunsten der höherer

Konzentrationen von 1/19 µg/ml und 2/38 µg/ml (siehe Tab. 10). Die MHK90

änderte sich ebenfalls von 1/19 µg/ml im Jahr 2003 und 2004 auf 2/38 µg/ml

und erreichte somit den von JACKS et al. (2003) angegebenen Wert für die

MHK90 (siehe Tab. 10 u. Tab. 18). Jedoch gelten Veränderungen der MHK um

eine Dilution nicht als deutliche Entwicklung in Richtung Resistenz. Einer

Steigerung der MHK90-Werte um eine Dilution sollte auf Grund der geringen

Diskussion

110

Probenzahl kein zu hohes Gewicht beigemessen werden (SCHWARZ, persönl.

Mitteilung, 2006). Die Steigerungen der MHK-Werte von R. equi für die

Kombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol liegen in der Schwankungsbreite

des verwendeten Messsystems.

In diesem Gestüt wurde und wird seit Jahren Trimethoprim-Sulfamethoxazol zur

antimikrobiellen Therapie eingesetzt. Dies scheint jedoch bis zum jetzigen

Zeitpunkt noch keine Ausbildung resistenter R. equi-Stämme zur Folge zu

haben.

5.5 Verhalten zweier auffälliger Isolate der Jahre 2003 und

2005

Besondere Beachtung gilt einem Isolat aus dem Jahr 2003, welches MHK-

Werte größer als 128 µg/ml gegenüber Erythromycin, Azithromycin und

Clarithromycin aufwies. Dieses Isolat ist, obwohl es keine definierten

Grenzwerte für R. equi und diese drei Antibiotika gibt, als kreuzresistent zu

bezeichnen. Hier könnte eine induzierte Exprimierung von erm-Genen, die eine

Resistenz gegenüber Erythro-, Clarithro- und Azithromycin, nicht aber

gegenüber Telithromycin zur Folge haben, vorliegen. Das in dieser Studie

resistente Isolat aus dem Jahr 2003 zeigte keine Kreuzresistenz zu dem

getesteten Ketolid Telithromycin und verhielt sich somit wie durch PETERS et

al. (1992) und TAIT-KAMRADT et al. (2000) beschrieben.

Auf ein Isolat aus dem Jahr 2005 mit einer MHK für Rifampicin von 2 µg/ml

wurde im Abschnitt 5.2.1 genauer eingegangen.

Das Auftreten des kreuzresistenten Isolats im Jahr 2003, wie auch des Isolats

mit deutlich höheren MHK-Werten für Rifampicin in 2005, sollte zur Vorsicht in

der Behandlung der R. equi-Pneumonie und zur Einhaltung der Regeln, die die

Entstehung resistenter Stämme minimieren, ermahnen. Hierzu gehört die

Kombination zweier Antibiotika, wie zum Beispiel Erythromycin, Azithromycin

oder Clarithromycin mit Rifampicin. Hierbei muss bei der Verabreichung auf die

vollständige Aufnahme der Antibiotika geachtet werden, da eine Unterdosierung

eine Resistenzselektion stark begünstigt. Diese Therapie muss über

Diskussion

111

ausreichend lange Zeit erfolgen, um eine restlose Zerstörung der Erreger

sicherzustellen.

Schlussfolgerung

112

6 Schlussfolgerung

In der vorliegenden Studie wurden Ergebnisse der Empfindlichkeit von R. equi

gegenüber den Antibiotika Erythromycin, Azithromycin, Clarithromycin,

Telithromycin, Rifampicin, Gentamicin sowie der Wirkstoffkombination

Trimethoprim-Sulfamethoxazol ermittelt. Die Auswertung der Ergebnisse ergab

keine Änderungen der Empfindlichkeit der getesteten Isolate über den Zeitraum

von drei Jahren.

Die Interpretation der Ergebnisse wird dadurch erschwert, dass bislang keine

Grenzwerte für R. equi gegenüber den getesteten Antibiotika vorliegen. Hinzu

kommt, dass die Bestimmung der minimalen Hemmkonzentrationen in den

Vergleichsstudien mit unterschiedlichen Methoden durchgeführt wurde. Darüber

hinaus unterscheiden sich die Referenzstämme innerhalb der Studien. Aus

diesem Grund können die Ergebnisse dieser Studie nur bedingt mit den

Ergebnissen der Vergleichsstudien verglichen werden. Des Weiteren gilt es

hervorzuheben, dass ein direkter Vergleich der MHK-, MHK50- beziehungsweise

MHK90-Werte dieser Studie mit Ergebnissen anderen Studien ebenfalls nur

bedingt möglich ist, da es sich in dieser, wie auch in den Vergleichsstudien, um

empirische Studien handelt. Die Ergebnisse empirischer Studien dokumentieren

nur die Eigenschaften bestimmter, in einer Studie überprüfter Isolate, und

geben keine Auskunft über ein generelles Verhalten eines Bakteriums. Hinzu

kommt, dass die Herkunft der in der vorliegenden Studie getesteten R. equi-

Isolate gleich ist, die Isolate der Vergleichsstudien jedoch anderen Ursprungs

sind. Somit sind generelle Aussagen zur Entwicklung der Empfindlichkeit von R.

equi gegenüber den hier getesteten Antibiotika seit Mitte der neunziger Jahre

bis heute nur bedingt möglich. Selbst Aussagen über den Zeitraum dieser

Studie können nur vorsichtig formuliert werden, da keine Überprüfung der

genetischen Verwandtschaft der Isolate stattfand, und so nur Aussagen über

das Resistenzverhalten aller auf dem Gestüt vorhandenen R. equi-Stämme

möglich sind, wobei unbekannt ist, aus wie vielen unterschiedlichen R. equi-

Stämmen sich das Testkollektiv zusammensetzte.

Schlussfolgerung

113

Zurzeit ist die Anzahl der resistenten Isolate auf eines im Jahr 2003 bezüglich

Erythromycin, Azithromycin und Clarithromycin, sowie ein Isolat im Jahr 2005

bezüglich Rifampicin, beschränkt. Diese Tatsache sollte aber nicht den Schluss

zur Folge haben, die Gefahr der Resistenzbildung sei als gering einzustufen.

Der Zeitraum von drei Jahren für diese Studie ist sehr kurz, da sich Resistenzen

in der Regel über drei bis fünf Jahre entwickeln, sofern es nicht zum Eintrag

eines resistenten Stammes in eine Population und zur raschen Vermehrung

dieses Stammes bzw. zum horizontalen Transfer der entsprechenden

Resistenzeigenschaften kommt (SCHWARZ, persönl. Mitteilung, 2006). So

sollten solche Untersuchungen in der Zukunft über einen längeren Zeitraum

weitergeführt werden.

Andererseits sind die Veränderungen in der Empfindlichkeit von R. equi

innerhalb des Studienzeitraums von drei Jahren unerwartet gering. In

Beständen mit Nutztierhaltung, in denen die Behandlung als Massentherapie

mit Gabe der Antibiotika über Futter oder Wasser angewandt wird, sind

Veränderungen der Sensibilität der Keime oft schneller zu beobachten. So sind

zum Beispiel große Unterschiede in der Penicillinempfindlichkeit von

Streptococcus pneumoniae zwischen verschiedenen europäischen Ländern,

abhängig von der dort angewandten Antibiotikatherapie, festzustellen

(BUNDESAMT FÜR GESUNDHEIT, 1999). Ursache sind die Aufnahme

subtherapeutischer Antibiotikadosen des Einzeltieres und die daraus

resultierende ungenügende Bakteriostase oder Bakterizidie mit korrelierender

Anpassung der Bakterien an den Wirkstoff. Die Gabe subtherapeutischer

Antibiotikadosen ist seit langem als Auslöser schnell fortschreitender

Resistenzbildung bekannt. Im Vergleich zu Bestandstherapien, bei denen die

Aufnahmemenge des Einzeltieres an Antibiotika nicht kontrollierbar ist, handelt

es sich bei der Therapie der Rhodokokkose um eine Einzeltierbehandlung.

Somit ist die vollständige Aufnahme der berechneten Antibiotikadosis für jedes

Fohlen gewährleistet. Diese Therapiepraxis, kombiniert mit einem hohen Maß

an Hygiene, könnte für die relativ geringen Veränderungen im Rahmen dieser

Studie verantwortlich sein.

Schlussfolgerung

114

Dennoch sollte auch in Zukunft die Therapie der Rhodokokkose von

Untersuchungen zur Entwicklung der Empfindlichkeit begleitet werden, um

Therapieprotokolle auch in Zukunft genau an die Resistenzlage anzupassen.

Die Ergebnisse dieser Studie sollen die Fähigkeit der Resistenzentwicklung von

R. equi, in einem mit nur drei Jahren geringen Zeitraum, dokumentieren.

Zusammenfassung

115

7 Zusammenfassung

Eric Rothhaar: Zur Entwicklung der Empfindlichkeit von R. equi gegenüber

Antibiotika.

Ziel der Untersuchung war, die Empfindlichkeit von R. equi-Isolaten, die über

einen Zeitraum von drei Jahren aus lungenkranken Fohlen eines

Aufzuchtbetriebes isoliert wurden, gegenüber einigen Makroliden, sowie

Rifampicin und der Antibiotikakombination Trimethoprim-Sulfamethoxazol, zu

überprüfen.

Dazu wurden 127 R. equi Isolate aus dem Tracheobronchialsekret von klinisch

an Pneumonie erkrankten Fohlen untersucht. Somit standen 50 Isolate aus dem

Jahr 2003, 37 Isolate aus dem Jahr 2004 und 40 Isolate aus dem Jahr 2005 zu

Untersuchungen der Antibiotikaempfindlichkeit zur Verfügung.

Zur Bestimmung der Antibiotikaempfindlichkeit wurde nach Empfehlung des

Clinical and Laboratory Standards Institute die Mikrodilutionsmethode gewählt.

Die minimalen Hemmkonzentrationen (MHK) der Isolate aus den Jahren 2003

(n = 50), 2004 (n = 37) und 2005 (n = 40) für Erythromycin ergaben Werte von

0,12 µg/ml bis 0,5 µg/ml. Ein Isolat aus dem Jahr 2003 erreichte einen MHK-

Wert von größer gleich 128 µg/ml. Die MHK50 betrug im Jahr 2003 0,25 µg/ml,

die MHK90 0,5 µg/ml. In den Jahren 2004 und 2005 betrugen die MHK50 sowie


In den Jahren 2003 (n = 50) und 2005 (n = 40) zeigten die getesteten Isolate

MHK-Werte für Azithromycin zwischen 1 µg/ml und 4 µg/ml. Im Jahr 2004

wurden MHK-Werte von 0,5 µg/ml bis 4 µg/ml gemessen. Dasselbe Isolat mit

hoher MHK für Erythromycin erreichte einen MHK-Wert von über 128 µg/ml. Die

MHK50 der Jahre 2003, 2004 und 2005 betrugen 2 µg/ml, die MHK90 über

diesen Zeitraum 4 µg/ml.

Für das Jahr 2003 (n = 50) wurden MHK-Werte von R. equi für Clarithromycin

von unter 0,03 bis 0,06 µg/ml bestimmt. In den Jahren 2004 (n = 37) und 2005

(n = 40) wurden MHK-Werte von unter 0,03 bis 0,12 µg/ml ermittelt. Das Isolat

mit MHK-Werten über 128 µg/ml für Azithromycin und Erythromycin wies

ebenfalls eine MHK von über 128 µg/ml für Clarithromycin auf. Die MHK50 wie

Zusammenfassung

116

auch die MHK90 der Jahre 2003, 2004 und 2005 erreichten Werte von 0,06

µg/ml.

Für das Jahr 2003 (n = 50) wurden MHK-Werte für R. equi und Telithromycin

von 0,06 bis 0,5 µg/ml ermittelt. Für die Jahre 2004 (n = 37) und 2005 (n = 40)

wurden MHK-Werte zwischen 0,06 und 0,25 µg/ml bestimmt. Die MHK50 der

Jahre 2003, 2004 und 2005 nahmen Werte von 0,12 µg/ml, die MHK90 Werte

über diesen Zeitraum von 0,25 µg/ml an.

In den Jahren 2003 (n = 50), 2004 (n = 37) und 2005 (n = 40) wurden MHK-

Werte von R. equi für Rifampicin von unter 0,03 bis 0,06 µg/ml festgestellt. Ein

Isolat fiel mit einem MHK-Wert von 2 µg/ml auf. Die MHK50 wie auch die MHK90

des Studienzeitraums von 2003 – 2005 betrugen 0,06 µg/ml.

Die MHK-Werte für Gentamicin und das Jahr 2003 (n = 50) lagen zwischen

0,25 und 1 µg/ml. In den Jahren 2004 (n = 37) und 2005 (n=40) wurden MHK-

Werte von 0,12 bis 1 µg/ml bestimmt. Die MHK50 wie auch die MHK90 der Jahre

2003 und 2005 ergaben Werte von 0,5 µg/ml. Die MHK50 des Jahres 2004

betrug 0,25 µg/ml, die MHK90 lag bei 0,5 µg/ml.

In 2003 (n = 50) wurden MHK-Werte von 0,25/4,8 bis 2/38 µg/ml für

Trimethoprim in Kombination mit Sulfamethoxazol (Verhältnis 1:19)

ermittelt. Für die Jahre 2004 (n = 37) und 2005 (n = 40) wurden MHK-Werte

zwischen 0,5/9,5 und 2/38 µg/ml ermittelt. Die MHK50 wie auch die MHK90 der

Jahre 2003 und 2004 nahmen Werte von 1/19 µg/ml an. Die MHK50 des Jahres

2005 betrug 1/19 µg/ml, die MHK90 2/38 µg/ml.

Die 125 der 127 hier untersuchten Isolate können, wenngleich es noch keine

Grenzwerte für die Empfindlichkeit von R. equi gibt, als sensibel auf die

getesteten Antibiotika angesehen werden. Ein Isolat aus 2003 zeigt eine

Kreuzresistenz gegenüber den Makroliden Erythromycin, Azithromycin und

Clarithromycin. Ein weiteres Isolat aus dem Jahr 2005 zeigt deutlich höhere

MHK-Werte als alle anderen Isolate des Studienzeitraumes bezüglich

Rifampicin. Die MHK-Werte, die für R. equi und Azithromycin ermittelt wurden,

liegen mit Werten von bis zu 4 µg/ml deutlich höher als die Vergleichswerte

anderer Studien.

Zusammenfassung

117

Die Ergebnisse ermöglichen dennoch nur eine vorsichtige Prognose der

Resistenzentwicklung der auf diesem Gestüt nachzuweisenden Stämme. Die

beiden als resistent beurteilten Isolate sollten weiterhin eine kritische

Betrachtungsweise der Therapie, mit dazu parallel verlaufender Testung der

Empfindlichkeit, zur Folge haben.

Summary

118

8 Summary

Eric Rothhaar: On the development of antibiotic sensitivity by R. equi.

The purpose of this study was to test the antimicrobial susceptibility of R. equi

isolates over time to certain macrolides, to rifampicin, and to the combination of

trimethoprim and sulfamethoxazole. Isolates were sampled over a period of

three years on a stud farm from foals with lung disease.

The study included a total of 127 R. equi isolates obtained from the

tracheobronchial secretions of foals with a clinical diagnosis of pneumonia, with

50 foals from the year 2003, 37 from 2004, and 40 from 2005. The isolates were

tested for their susceptibility to antimicrobial agents by the microdilution broth

method according to guideline M31-A2 of the Clinical and Laboratory Standards

Institute.

The minimal inhibitory concentrations (MIC) of erythromycin for the isolates

from 2003 (n = 50), 2004 (n = 37) and 2005 (n = 40) were between 0.12 and 0.5

µg/ml. The MIC for a single isolate from 2003 was ≥ 128 µg/ml. For the isolates

from 2003, the MIC50 was 0.25 µg/ml and the MIC90 was 0.5 µg/ml. In isolates

from 2004 and 2005, both the MIC50 and MIC90 were 0.25 µg/ml.

The MICs of azithromycin for the isolates from 2003 (n = 50) and 2005 (n = 40)

were between 1 and 4 µg/ml. The MIC for the isolates from 2004 were between

0.5 and 4 µg/ml. The MIC for the isolate with the high MIC for erythromycin was

≥ 128 µg/ml. The MIC50 was 2 µg/ml for isolates from 2003, 2004 and 2005; the

MIC90 for those years was 4 µg/ml.

The MICs of clarithromycin for R. equi from the isolates from 2003 (n = 50)

ranged between ≤ 0.03 and 0.06 µg/ml. The MIC for isolates from 2004 (n = 37)

and 2005 (n = 40) were from ≤ 0.03 to 0.12 µg/ml. The isolate with an MIC

above 128 µg/ml for azithromycin and erythromycin was also ≥ 128 µg/ml for

clarithromycin. Both, the MIC50 and the MIC90 for 2003, 2004 and 2005 were

0.06 µg/ml.

The MICs of telithromycin for R. equi were between 0.06 and 0.5 µg/ml for

isolates from 2003 (n = 50). For the isolates from 2004 (n = 37) and 2005 (n =

40), the MIC were between 0.06 and 0.25 µg/ml. The MIC50 for isolates from

Summary

119

2003, 2004 and 2005 was 0.12 µg/ml and the MIC90 for those years was 0.25

µg/ml.

The MICs of rifampicin for R. equi from isolates from 2003 (n = 50), 2004 (n =

37) and 2005 (n = 50) ranged from below 0.03 to 0.06 µg/ml. The MIC of one

isolate was notably high, 2 µg/ml. Both, the MIC50 and the MIC90 were 0.06

µg/ml during all three years of the study (2003 - 2005).

The MICs of gentamicin for isolates from 2003 (n = 50) were between 0.25 and

1 µg/ml. The MIC for the isolates from 2004 (n = 37) and 2005 (n = 40) were

between 0.12 and 1 µg/ml. Both, the MIC50 and the MIC90 were 0.5 µg/ml for

2003 and 2005, while for those from 2004 the MIC50 was 0.25 µg/ml, and the

MIC90 was 0.5 µg/ml.

The MICs of trimethoprim in combination with sulfamethoxazol (1:19) for

isolates from 2003 (n = 50) were between 0.25/4.8 and 2/38 µg/ml. The MIC for

isolates from 2004 (n = 37) and 2005 (n = 40) were between 0.5/9.5 and 2/38

µg/ml. Both the MIC50 and the MIC90 for isolates from 2003 and 2004 were 1/19

µg/ml, while for those from 2005 the MIC50 was 1/19 µg/ml, and the MIC90 was

2/38 µg/ml.

Despite the fact that no breakpoint values have yet been established for the

susceptibility of R. equi, 125 of the 127 isolates studied here can be considered

susceptible to the antibiotics tested. Cross-resistance to the macrolides

erythromycin, azithromycin and clarithromycin was detected in one isolate from

2003. The MIC of rifampicin for another isolate from 2005 was distinctly higher

than those of all other isolates studied here. The MICs of azithromycin for R.

equi were found to be as great as 4 µg/ml, which is distinctly higher than the

results of comparable studies.

These findings nevertheless permit a cautious prognosis about the development

of resistance in the breeding lines on this stud farm. The detection of two

isolates classified as resistant may point towards the occasional occurrence of

resistance to macrolides or rifampicin among R. equi. Thus, antimicrobial

therapy should be backed up by in-vitro susceptibility testing to ensure the use

of the most efficacious antimicrobial agents.

Literaturverzeichnis

120

9 Literaturverzeichnis

AGOURIDAS C., A. BONNEFOY u. J.F. CHANTOT (1997):

Antibacterial activity of RU 64004 (HMR 3004), a novel ketolide derivative active

against respiratory pathogens.

Antimicrob. Agents Chemother. 41, 2149-2158

AINSWORTH, D. (1999):

Rhodococcus equi infections in foals.

Equine Vet. Educ. 11, 191-198

AKTORIES, K., U. FÖRSTERMANN, F. HOFMANN u. K. STARKE (2005):

In: Allgemeine und spezielle Pharmakologie und Toxikologie.

Begründet von W. FORTH, D. HENSCHLER u. W. RUMMEL

Urban & Fischer 9, 785-826

ALTHAUS, O. (2004):

Sonographie der Lunge: Eine Hilfe zur Früherkennung der Rhodococcus equi-

Pneumonie beim Fohlen.

Tierärztliche Hochschule Hannover, Diss.

AMOUR, F., D.H. WESSELS, M.H. PASCUAL, D. REYNOLDS, E. SULTAN u.

B. LENFANT (2001):

Pharmacokinetics of the new ketolide telithromycin (HMR 3647) administered in

ascending single and multiple doses.


ANZAI, T., R. WADA, A. NAKANISHI, M. KAMADA, S. TAKAI, Y. SHINDO u. S.

TSUBAKI (1997):

Comparison of tracheal aspiration with other tests for diagnosis of Rhodococcus

equi pneumonia in foals.

Vet. Microbiol. 56, 335-345


121

BARRY, A.L., R.N. JONES u. C. THORNSBERRY (1988):

In vitro activities of azithromycin (CP 62, 993), clarithromycin (A-56268, TE-

031), erythromycin, roxithromycin and clindamycin.


ANDERSEN, S.J., S. OUAN, B. GOWAN u. E.R. DABBS (1997):

Monooxygenase-like sequence of a Rhodococcus equi gene conferring

increased resistance to rifampin by inactivating this antibiotic.


ASOH, N., H. WATANABE, M. FINES-GUYON, K. WATANABE, K. OISHI, W.

KOSITSAKULCHAI, T. SANCHAI, K. KUNSUIKMENGRAI, S. KAHINTAPONG,

B. KHANTAWA, P. THARAVICHITKUL, T. SIRISANTHANA u. T. NAGATAKE

(2003):

Emergence of rifampin-resistant Rhodococcus equi with several types of

mutations in the rpoB gene among AIDS patients in Northern Thailand.

J. Clin. Micribiol. 41, 2337-2340

BAIN, A.M. (1963):

Corynebacterium equi infections in the equine.

Austr. Vet. J. 39, 413-416

BARTON, M.D. u. J.C. FULTON (1980):

Antibiotic sensitivity of Corynebacterium equi.

Austr. Vet. J. 56, 339-342

BARTON, M.D. u. K.L. HUGHES (1980):

Corynebacterium equi: a review.

Vet. Bull. 50, 65-80

BARTON, M.D. u. K.L. HUGHES (1984):

Ecology of Rhodococcus equi.



122

BÅVERUD, V., A. FRANKLIN, A. GUNNARSSON, A. GUSTAFSSON u. A.

HELLANDER-ERDMANN (1998):

Clostridium difficile associated with acute colitis in mares when their foals are

treated with erythromycin and rifampicin for Rhodococcus equi pneumonia.

Equine Vet. J. 30, 482-488

BEAUCLERK, A.A. u. E. CUNDLIFFE (1987):

Sites of action of two ribosomal RNA methylases responsible for resistance to

aminoglycosides.

J. Mol. Biol. 193, 661-671

BEMER-MELCHIOR, P., M.E. JUVIN, S. TASSIN, A. BRYSKIER, G.C. SCHITO

u. H.B. DRUGEON (2000):

In vitro activity of the new ketolide telithromycin compared with those of

macrolides against Streptococcus pyogenes: influences of resistance

mechanisms and methodological factors.


BENCHAOUI, H.A., M. NOWAKOWSKI, J. SHERINGTON, T.G. ROWAN u.

S.J. SUNDERLAND, (2004):

Pharmacokinetics and lung tissue concentrations of tulathromycin in swine.

J. Vet. Pharmacol. Ther. 27, 203-210

BERISIO, R., J. HARMS , F. SCHLUENZEN, R. ZARIVACH, H.A.S. HANSEN,

P. FUCINI u. A. YONATH (2003):

Structural insight into the antibiotic action of telithromycin against resistant

mutants.

J. Bacteriology 185, 4276-4279


123

BERTHO, G., J. GHARBI-BENAROUS, M. DELAFORGE, C. LANG, A.

PARENT u. J.P. GIRAULT (1998):

Conformational analysis of ketolide, conformations of RU 004 in solution and

bound to bacterial ribosomes.

J. Med. Chem. 41, 3373-3386

BISPING, W. (1970):

In vitro Untersuchungen zur Potenzierung der Sulfonamidwirkung durch

Trimethoprim.

Dtsch. Tierärztl. Wochensch. 77, 489-529

BLOBEL, K., J. BRÜCKLER u. G. REIMERS (1987):

Ein Beitrag zur Erfassung bakterieller Fortpflanzungsstörungen in der

Pferdezucht und Vorschläge zur Behandlung.

Dtsch. Tierärztl. Wochensch. 94, 160-162

BONNET, M. u. P. VAN DER AUWERA (1992):

In vitro and in vivo intraleukocytic accumulation of azithromycin (CP-62, 993)

and its influence on ex vivo leukocyte chemiluminescence.


BOWLES, P.M., J.B. WOOLCOCK u. M.D. MUTIER (1989):

Early events associated with experimental infection of the murine lung with

Rhodococcus equi.

J. Comp. Pathol. 101, 411-420

BRODIE, M.J., A.R. BOOBIS, C.T. DOLLERY, C.J. HILLYARD, D.J. BROWN, I.

MACINTYRE u. B.K. PARK (1980):

Rifampicin and vitamin D metabolism.

Clin. Pharmacol. Ther. 27, 810-814


124

BRYSKIER, A., J.P. BUTZLER, H.C. NEU u. M.P. TULKENS (1993):

Macrolides: chemistry, pharmacology, and clinical use.

Oxford, England: Blackwell, S. 5-66

BRYSKIER, A. (1999):

New research in macrolides and ketolides since 1997.

Expert. Opin. Investig. Drugs. 8, 1171-1194

BRYSKIER, A. (2000):

Ketolides-telithromycin, an example of a new class of antibacterial agents.

Clin. Microbiol. Infect. 6, 661-669

BUNDESAMT FÜR GESUNDHEIT (1999):

Bakterielle Antibiotikaresistenz in den Bereichen Humanmedizin,

Veterinärmedizin und Lebensmittel.

Vertrieb: Bundesamt für Gesundheit, Infodienst Bern

BURGER M.T., X. LIN, D.T. CHU, C. HIEBERT, A.C. RICO, M. SEID, G.L.

CARROLL, L. BARKER, K. HUH, M. LANGHORNE, R. SHAWAR, J. KIDNEY,

K. YOUNG, S. ANDERSON, M.C. DESAI u. J.J. PLATTNER (2006):

Synthesis and antibacterial activity of novel C12 vinyl ketolides.

J. Med. Chem. 49, 1730-1743

BURROWS, G.E. (1980):

Pharmacotherapeutics of macrolides, lincomycins and spectinomycin.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 176, 1072-1077

BURROWS, G.E., C.G. MAC ALLISTER, D.A. BECHSTROM u. J.T. NICK

(1985):

Rifampin in the horse: Comparison of intravenous, intramuscular and oral

administration.

Am. J. Vet. Res. 46, 442-445


125

BUSHBY, S.R.M. (1980):

Sulfonamide and trimethoprim combinations.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 176, 1049-1053

CAPOBIANCO, J.O., Z. CAO, V.D. SHORTRIDGE, Z. MA, R.K. FLAMM u. P.

ZHONG (2000):

Studies of the novel ketolideABT-773: transport, binding to ribosomes, and

inhibition of protein synthesis in Streptococcus pneumoniae.


CARBON, C. (1998):

Pharmacodynamics of macrolides, azalides and streptogramins: Effect on

extracellular pathogens.

Clin. Inf. Dis. 27, 28-32

CHAFFIN, M.K., C.M. HONNAS, M.R. CRABILL, H.L. SCHNEITER, G.W.

BRUMBAUGH u. R.P. BRINER (1995):

Cauda equina syndrome, diskospondylitis, and a paravertebral abscess caused

by Rhodococcus equi in a foal.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 206, 215-220

CHAFFIN, M.K. u. R.J. MARTENS (1997):

Extrapulmonary disorders associated with Rhodococcus equi pneumonia in

foals: retrospective study of 61 cases (1988-1996).

In: Proceedings, 43 Ann. Meet. Am. Ass. Eq. Pract., 79-80

CHAMPNEY, W.S. u. C.L. TOBER (2001):

Structure-activity relationships for six ketolide antibiotics.

Curr. Microbiol. 42, 203-210

CHARLES, L. u. J. SEGRETI (1997):

Choosing the right macrolide antibiotic.

Drugs 53, 349-357


126

CHOW, A.W. (1984):

Erythromycin.

In: RISTUCCIA, A.M. u. B.A. CUNHA (Hrsg.):

In Antimicrobial Therapy.

Verlag Raven Press New York, S. 209-219

CHU, S.Y., R. DEATON u. J. CAVANAUGH (1992):

Absolute bioavailability of clarithromycin after oral administration in humans.

Antimicob. Agents Chemother. 36, 1147-1150

CIMPRICH, R.E. u. J.R. ROONEY (1977):

Corynebacterium equi enteritis in foals.

Vet. Pathol. 14, 95-102

COLLATOS, C., E.S. CLARK, V.B. REEF, u. D.D. MORRIS (1990):

Septicaemia, atrial fibrillation, cardiomegaly, left atrial mass, and Rhodococcus

equi septic osteoarthritis in a foal.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 197, 1039-1042

DABBS, E.R. (1987):

Rifampicin inactivation by Rhodococcus and Mycobacterium species.

FEMS Microbiol. Lett. 44, 395–399

DABBS, E. R., K. YAZAWA, Y. MIKAMI, M. MIYAJI, N. MORISAKI, S. IWASAKI

u. K. FURIHATA (1995):

Ribosylation by mycobacterial strains as a new mechanism of rifampin

inactivation.

Antimicrob. Agents Chemother. 39, 1007–1009


127

DAVIS, J.L., S.Y. GARDNER, S.L. JONES, B.A. SCHWABENTON u. M.G.

PAPICH (2002):

Pharmacokinetics of azithromycin in foals after i.v. and oral dose and

disposition into phagocytes.

J. Vet. Pharmacol. Therap. 25, 99-104

DEBEY, M.C, u. W.E. BAILEY (1987):

Rhodococcus equi in faecal and environmental sampels from Kansas horse

farms.


DI MAURO, D., L. SNYDER, P. MARINO, A. LAMBERTI, A. COPPO u.

G.P.TOCCHINI-VALENTINI (1969):

Rifampicin sensitivity of the components of DNA-dependet RNA polymerase.

Nature 222, 533-537

DONOWITZ, G.R. (1994):

Tissue-directed antibiotics and intracellular parasites: Complex interactions of

phagocytes, pathogens and drugs.

Clin. Infect. Dis. 19, 926-930

DOUTHWAITE, S., L.H. HANSEN u. P. MAUVAIS (2000):

Macrolide-ketolide inhibition of MLS-resistant ribosomes is improved by

alternative drug interaction with domain II of 23SrRNA.

Mol. Microbiol. 36, 183-193

DUBNAU, D. (1984):

Translational attenuation: The regulation of bacterial resistance to the

macrolide-lincosamide-streptogramin B antibiotics.

CRC Critical Reviews in Biochemistry 16, 103-132


128

EDELSTEIN, P.H. u. M.A. EDELSTEIN (1999):

In vitro activity of the ketolide HMR 3647 (RU 6647) for Legionella spp., its

pharmacokinetics in guinea pigs, and use of the drug to treat guinea pigs with

Legionella pneumophila pneumonia.

Antimicrob. Agents Chemother. 43: 90-95

EDLUND, C., G. ALVAN, L. BARKHOLT, F. VACHERON u. C.E. NORD (2000):

Pharmacokinetics and comparative effects of telithromycin (HMR 3647) and

clarithromycin on the oropharyngeal and intestinal microflora.

J. Antimicrob. Chemother. 46, 741-749

ELLENBERGER, M.A., M.L. KAEBERLE, u. J.A. ROTH (1984):

Effect of Rhodococcus equi on equine polymorphonuclear leukocyte function.

Vet. Immunol. Immunopathol. 7, 315-324

ELLENBERGER, M.A. u. R.M. GENETZKY (1986):

Rhodococcus equi infections: literature review.

Compend. Contin. Educ. Pract. Vet. 8, 414-423

ELISSALDE, G.S., H.W. RENSHAW u. J.A. WALBERG (1980):

Corynebacterium equi: an interhost review emphasis on the foal.

Comp. Immun. Microbiol. Infect. Dis. 3, 433-445

ENSINK, J.M., W.R. KLEIN, A. BARNEVALD, A.S. VAN MIERT u. A.G. VULTO

(1996):

Side effects of oral antimicrobial agents in the horse: a comparison of

pivampicillin and trimethoprim/sulfadiazin.

Vet. Rec. 138, 253-256

EWING, P.J., G. BURROWS, C. MACALLISTER u. C. CLARKE (1994):

Comparison of oral erythromycin formulations in the horse using

pharmacokinetic profiles.

J. Vet. Pharmacol. Therap. 17, 17-23


129

FALCON, J., B.P. SMITH, T.R. O´BRIAN, G.P. CARLSON u. E. BIBERSTEIN

(1985):

Clinical and radiographic findings in Corynebacterium equi pneumonia of foals.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 186, 593-599

FARR, B. u. G.L. MANDELL (1982):

Rifampicin.

Med. Clin. North. Am. 66, 157-168

FELDMANN, C., R. ANDERSON, A. THERON, I. MOKGOBU, P.J. COLE u. R.

WILSON (1999):

The effects of ketolides on bioactive phospholipid-induced injury to human

respiratory epithelium in vitro.

Eur. Respir. J. 13, 1022-1028

FERNANDEZ-ROBLAS, R., R. CALVO, J. ESTEBAN, A. BRYSKIER u. F.

SORIANO (1999):

The bactericidal activities of HMR 3004, HMR 3647 and erythromycin against

gram-positive bacilli and development of resistance.


FERRERO, J.L., B.A. BOPP, K.C. MARSH, S.C. QUIGLEY, M.J. JOHNSON,

D.J. ANDERSON, J.E. LAMM, K.G. TOLMAN, S.W. SANDERS u. J.H.

CAVANAUGH (1990):

Metabolism and disposition of clarithromycin in man.

Drug. Metab. Dispos.18, 441-446

FEY, K. u. P. SCHMID (1995):

Empfindlichkeit bakterieller Krankheitserreger aus dem Respirationstrakt von

Pferden gegenüber Trimethoprim, Sulfadoxin, Sulfadimethoxin und

Kombinationen dieser Wirkstoffe.

Tierärztl. Prax. 23, 148-154


130

FINES, M., S. PRONOST, K. MAILLARD, S. TAOUJI u. R. LECLERCQ (2001):

Characterization of mutations in rpoB gene associated with rifampin resistance

in Rhodococcus equi isolated from foals.

J. Clin. Microbiol. 39, 2784-2787

FINNERTY, W.R. (1992):

The biology and genetics of the genus Rhodococcus.

Ann. Rev. Microbiol. 46, 193-218

FRASER, G. (1964):

The effect on animal erythrocytes of combinations of diffusible substances

produced by bacteria.

J. Pathol. Bacteriol. 88, 43-53

FORTH, W., D. HENSCHLER u. W.RUMMEL (2001):

Allgemeine und spezielle Pharmakologie und Toxikologie

8. Auflage

Verlag: Urban & Fischer, München, Jena, S. 800-803, 828ff

FOULDS, G., R.M. SHEPARD u. R.B. JOHNSON (1990):

The pharmacokinetics of azithromycin in human serum and tissues.

J. Antimicrob. Chemother. Suppl. A: 73-82

FRANKLIN, T.J. u. G.A. SNOW (1975):

Biochemistry of Antimicrobial Action.

Ed2, New York, John Wiley & Sons, 109-138

FREY, H.H. u. W. LÖSCHER (1996):

Chemotherapie bakterieller Infektionen.

In: Lehrbuch der Pharmakologie und Toxikologie für die Veterinärmedizin

Verlag Enke, Stuttgart, S. 454-508


131

FREY, H.H. u. W. LÖSCHER (2002):

Chemotherapie bakterieller Infektionen.

In: Lehrbuch der Pharmakologie und Toxikologie für die Veterinärmedizin

Verlag Enke, Stuttgart, S. 353

FURESZ, S. (1970):

Chemical and biological properties of Rifampicin.

Antibiotica et Chemotherapia 16, 316-351

GALE, E.F., E. CUNDLIFF u. P.E. REYNOLDS (1972):

The Molecular Basis of Antibiotic Action.

New York, John Wiley & Sons, 332-341

GALER, D., S. HESSONG, B. BEATO, J. RISK, P. INSKEEP, C.

WEERASINGHE, R.P. SCHNEIDER, C. LANGER, J. LAPERLE, D. RENOUF,

A. BESSIRE, E. ESPANOL, R. RAFKA, C. RAGAN, W. BOETTNER, T.

MURPHY, D. KELLER, H. BENCHAOUI u. M.A. NOWAKOWSKI (2004):

An analytical method for the analysis of tulathromycin, an equilibrating

triamilide, in bovine and porcine plasma and lung.

J. Agric. Food. Chem. 52, 2179-2191

GASKIN, J.M., R.R. KING, u. T.J. LANE (1990):

Serological detection of Rhodococcus equi infections in foals.

Proceedings Annu Vet. Med. Forum 8, 581-584

GIGUÈRE, S., u. J.P. LAVOIE (1994):

Rhodococcus equi vertebral osteomyelitis in 3 Quarter horse colts.

Equine Vet. J. 26, 74-77

GIGUÈRE, S. u. J.F. PRESCOTT (1997):

Clinical manifestations, diagnosis, treatment and prevention of Rhodococcus

equi infections in foals.

J. Vet. Microbiol. 56, 313-334


132

GIGUÈRE, S., S. JACKS, G.D. ROBERTS, J. HERNANDEZ, M.T. LONG u. C.

ELLIS (2004):

Retrospective comparison of azithromycin, clarithromycin and erythromycin for

the treatment of foals with Rhodococcus equi Pneumonia.

J. Vet. Intern. Med 18, 568-573

GIRARD, A.E., D. GIRARD, A.R. ENGLISH, T.D. GOOTZ, C.R.

CIMOCHOWSKI, J.A. FAIELLA, S.L. HASKELL u. J.A. RETSEMA (1987):

Pharmacokinetic and in vivo studies with azithromycin (CP-62, 993), a new

macrolide with an extended half-life and excellent tissue distribution.


GIRLING, D.J. u. K.L. HITZE (1979):

Adverse reactions to rifampicin.

Bull. W.H.O. 57, 45-49

GLADUE, R.P., G.M. BRIGHT, R.E. ISAACSON u. M.F. NEWBORG (1989):

In vitro and in vivo uptake of azithromycin (CP-62, 993) by phagocytic cells:

possible mechanism of delivery and release at site of infection.


GLADUE, R.P. u. M.E. SNIDER (1990):

Intracellular accumulation of azithromycin by cultured human fibroblast.


GOLDMAN, R.C. u. J.O. CAPOBIANCO (1990):

Role of an energy-dependent efflux pump in plasmid pNE24-mediated

resistance to 14- and 15-membered macrolides in Staphylococcus epidermidis.



133

GUSTAFSSON A, V. BÅVERUD, A. GUNNARSSON, M. HORN AF RANTZIEN,

A. LINDHOLM u. A. FRANKLIN (1997):

The association of erythromycin ethylsuccinate with acute colitis induction in

horses in Sweden.

Equine Vet. J. 4, 314-318

GUSTAFSSON, A., V. BÅVERUD, A. FRANKLIN, A. GUNNARSSON, G.

ÖGREN u. C. INGVAST-LARSSON (1999):

Repeated administration of trimethoprim/sulfadiazine in the horse

pharmacokinetics, plasma protein binding and influence on the intestinal

microflora.

J. Vet. Pharm. Therap. 22, 20-26

HAIGHT, T.H. u. M. FINLAND (1952a):

Observations on mode of action of erythromycin.

Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 81, 188-193

HAIGHT, T.H. u. M. FINLAND (1952b):

Laboratory and clinical studies on erythromycin.

The New England Journal of Medicine 247, 227-232

HAITES, R.E., G. MUSKATELLO, A.P. BEGG u. G.F. BROWNING (1997):

Prevalence of the virulence-associated gene of Rhodococcus equi in isolates

from infected foals.


HANSEN, L.H., P. MAUVAIS u. S. DOUTHWAITE (1999):

The macrolide-ketolide antibiotic binding site is formed by structures in domains

II and V of 23S ribosomal RNA.



134

HAROLD, C. u. M.D. NEU (1991):

Clinical microbiology of azithromycin.

Am. J. Medicine 91, Suppl. 3A, 3A12-18

HEYERS, P. (2005):

Vergleich des Nachweises von Rhodococcus equi durch mikrobiologische

Kultur mit dem Nachweis durch die Polymerase Chain Reaction in

endoskopisch entnommenem Tracheobronchialsekret bei Fohlen.

Hannover, Tierärztl. Hochsch., Diss.

HIETALA, S.K. u. A.A. ARDANS (1987):

Neutrophil phagocytic and serum opsonic response of the foal to

Corynebacterium equi.

Vet. Immun. Immunpathol. 14, 279-294

HILLIDGE, C.J. (1986):

Review of Corynebacterium (Rhodococcus) equi lung abscesses in foals:

pathogenesis, diagnosis and treatment.

Vet. Rec. 119, 261-264

HILLIDGE, C.J. (1987):

Use of erythromycin-rifampin combination in treatment of Rhodococcus equi

pneumonia.


HÖHENSTEIGER, N. (2005):

Nachweis der Tulathromycinkonzentration im Plasma und in der

bronchoalveolären Lavageflüssigkeit beim Fohlen mittels HPLC/MS/MS nach

einmaliger i.m. Applikation, mit und ohne Kombination von Rifampicin.



135

HOLDSTOCK, N. (2003):

Rhodococcus equi.

In: Proceedings, 35 Ann. Cong. Equine Pract. Group, 110-113

HONDALUS, M.K. u. D.M. MOSSER (1994):

Survival and replication of Rhodococcus equi in macrophages.

Infect. Immun. 62, 4167-4175

HONDALUS, M.K. (1997):

Pathogenesis and virulence of Rhodococcus equi.


HUGHES, K.L. u. I. SULAIMAN (1987):

The ecology of Rhodococcus equi and physicochemical influence on growth.


JACKS, S., S. GIGUÈRE, R.R. GRONWALL, M.P. BROWN, A. KELLY u. B.S

MERRITT (2001):

Pharmacokinetics of azithromycin and concentration in body fluids and

broncheoalveolar cells in foals.

Am. J. Vet. Res. 62, 1870-1875

JACKS, S., S. GIGUÈRE, R.R. GRONWALL, M.P. BROWN u. K.A. MERRITT

(2002):

Disposition of oral clarithromycin in foals.

J. Vet. Pharmacol. Ther. 25, 359-362

JACKS, S., S. GIGUÈRE u. A. NGUYEN (2003):

In vitro susceptibilities of Rhodococcus equi and other common equine

pathogens to Azithromycin, Clarithromycin, and 20 other Antimicrobials.



136

JOHNSON, J.A., J.F. PRESCOTT u. R.J.F. MARKHAM (1983):

The pathology of experimental Corynebacterium equi infection in foals following

intragastric challenge.

Vet. Pathol. 20, 450-459

KARIMI, R. u. M. EHRENBERG (1994):

Dissociation rate of cognate peptidylt-RNA from the A-site of hyper-accurate

and error-prone ribosomes.

Eur. J. Biochem. 226, 355-360

KEHRT, R. (2005):

Vergleichende Behandlung von Lungenabszessen beim Fohlen mit

Tulathromycin und Azithromycin in Kombination mit Rifampicin.


KENNEY, D.G., S.C. ROBBINS, J.F. PRESCOTT, A. KAUSHIK u. J.D. BAIRD

(1994):

Development of reactive arthritis and resistance to erythromycin and rifampin in

a foal during treatment for Rhodococcus equi pneumonia.

Equine Vet. J. 25, 246-248

KERRY, D.W., J.M.T. HAMILTON-MILLER u. W. BRUMFITT (1975):

Trimethoprim and rifampicin: in vitro activities separately and in combination.


KIRST, H.A. (1991):

New macrolides: Expanded horizons for an old class of antibiotics.



137

KÖHLER, W., H.J. EGGERS, B. FLEISCHER, R. MARRE, H. PFISTER u. G.

PULVERER (2001):

Medizinische Mikrobiologie.

8. Auflage

Urban & Fischer, München/Jena, 449-450

LAKRITZ, J., W.D. WILSON u. J.E. MIHALYI (1999):

Comparison of microbiologic and high-performance liquid chromatography

assays to determine plasma concentrations, pharmacokinetics, and

bioavailability of erythromycin base in plasma of foals after intravenous or

intragastric administration.

Am. J. Vet. Res. 60, 414-419

LAKRITZ, J. u. W.D. WILSON (2002):

Erythromycin and other macrolide antibiotics for treating Rhodococcus equi

pneumonia in foals.

Comp. Cont. Educ. Pract. Vet. 24, 256-261

LALAK, N.J. u. D.L. MORRIS (1993):

Azithromycin clinical pharmacokinetics.

Clin. Pharmacokin. 25, 370-374

LARSON, V.L. (1980):

Antibacterial therapy for pulmonary infections.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 176, 1091-1094

LAVOIE, J.P., L. FISET u. S. LAVERTY (1994):

Review of 40 cases of lung abscesses in foals and adult horses.

Equine Vet. J. 26, 348-352

LINTON, J.A.M., u. M.A. GALLAHER (1969):

Suppurative bronchopneumonia in a foal associated with Corynebacterium equi.

Ir. Vet. J. 23, 197-200


138

LÜLLMANN, H., K. MOHR u. M. WEHLING (2003):

Pharmakologie und Toxikologie.

15. Ausgabe

Georg Thieme Verlag Stuttgart/ New York, 436-437

LONG, M.W., D.E. SNIDER u. L.S. FARER (1979):

U.S. Public health service cooperative trial of three rifampin-isoniazid regimens

in treatment of pulmonary tuberculosis.

Am. Rev. Respir. Dis. 119, 879-894

MAGNUSSON, H. (1923):

Spezifische infektiöse Pneumonie beim Fohlen. Ein neuer Eitererreger beim

Pferde.

Arch. Wiss. Prakt. Tierheilk. 50, 22-38

MACKENZIE, F.M. u. I.M. GOULT (1993):

The postantibiotic effect- Review.


MANDELL, G.L. (1983):

The antimicrobial activity of rifampicin: emphasis on the relation to phagocytes.

Rev. Infect. Dis. 5, Suppl., 463-467

MANDELL, G.L. u. E.J. COLEMAN (2000):

Activities of antimicrobial agents against intracellular pneumococci.


MARTENS, R.J., R.A. FISKE u. H.W. RENSHAW (1982):

Experimental subacute foal pneumonia induced by aerosol administration of


Equine Vet. J. 14, 111-116


139

MARTENS, J.G., R.J. MARTENS u. H.W. RENSHAW (1988):

Rhodococcus (Corynebacterium) equi: bactericidal capacity of neutrophils from

neonatal and adult horses.

Am. J. Vet. Res. 49, 295-299

MARTENS, R.J., J.G. MARTENS, R.A. FISKE u. S. HIETALA (1989):

Rhodococcus equi foal pneumonia: Protective effects of immune plasma in

experimentally infected foals.

Equine Vet. J. 21, 249-255

MASCELLINO, M.T., E. IONA, R. PONZO, C.M. MASTROIANNI u. S. DELIA

(1994):

Infections due to Rhodococcus equi in three HIV-infected patients:

microbiological findings and antibiotic susceptibility.

Int. J. Clin. Pharm. Res. 14, 157-163

MEIJER, W.G. u. J.F. PRESCOTT (2004):

Rhodococcus equi.

Vet. Res. 35, 383-396

MEISEL, S., R. PUPKOFF u. J. SVAAN (1980):

In vitro effect of rifampin on serum bilirubin determination.


MEYER-HAMME, M.B. (2004):

Rhodococcus equi und Streptococcus equi subsp. zooepidemicus aus

Nasentupfern und Tracheobronchialsekret von lungenkranken Fohlen.


MORGAN, D.W.T. u. G. WHITE (1983):

Studies in horses dosed with trimethoprim and sulfadiazine.

Vlaams Diergeneeskd Tijdschr. 52, 88-94


140

MUSCATELLO, G. u. G.F. BROWNING (2004):

Identification and differentiation of avirulent and virulent Rhodococcus equi

using selective media and colony blotting DNA hybridization to determine their

concentrations in the environment.


MUTSCHLER, E., G. GEISSLINGER, H.K. KROEMER u. SCHLÄFER-

KORTING (2001):

Arzneimittelwirkungen: Lehrbuch der Pharmakologie und Toxikologie.

Auflage 8

Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft mbH, Stuttgart, 773-776, 806-809, 816-

820

MÜLLER, N.S. u. J.E. MADIGAN (1992):

Methods of implementation of an immunoprophylaxis program for the

prevention of Rhodococcus equi pneumonia: Results of a 5-year field study.

Proc. Am. Ass. Equine Pract. 38, 193-201

NAKAZAWA, M. u. H. NEMOTO (1980):

Synergistic haemolysis phenomenon of Listeria monocytogenes and


Jpn. J. Vet. Sci. 42, 603-607

NAKAZAWA, M., Y. ISAYAMA u. M. KASHIWAZAKI (1987):

Diagnosis of Rhodococcus equi infection in foals by the agar gel diffusion test

with protein antigen.


NEU, H.C. (1990):

Antibacterial therapy: problems and promises, Part II.

Hospital Practice 23, 181-194


141

NEU, H.C. (1991):

Clinical microbiology of azithromycin.

Am. J. Med. 91, Suppl. 3A, 12S-18S

NICHOLSON, V.M., u. J.F. PRESCOTT (1997):

Restriction enzyme analysis of the virulence plasmids of VapA-positive

Rhodococcus equi strains isolated from humans and horses.


NIGHTINGALE, C.H. (1997):

Pharmacokinetics and pharmacodynamics of newer macrolides.

Pediatr. Infect. Dis. J. 16, 438-443

NILIUS, A.M., M.H. BUI, L. ALMER, D. HENSEY-RUDLOFF, J. BEYER, Z. MA,

Y.S. OR u. R.K. FLAMM (2001):

Comparative in vitro activity of abt-773, a novel antibacterial ketolide.


NORDMANN, P. u. E. RONCO (1992):

In vitro antimicrobial susceptibility of Rhodococcus equi.


NOWAKOWSKI, M.A., P.B. INSKEEP, J.E. RISK, T.L. SKOGERBOE, H.A.

BENCHAOUI, T.R. MEINERT, J. SHERINGTON u. S.J. SUNDERLAND (2004):

Pharmacokinetics and lung tissue concentrations of tulathromycin, a new

triamilid antibiotic in cattle.

Vet. Ther. 5, 60-74

OMURA, S., K. TSUZUKI, T. SUNAZUKA, H. TOYOTA, I. TAKAHASHI u. Z.

ITOH (1985):

Gastrointestinal motor-stimulating activity of macrolide antibiotics and the

structure-activity relationship.

J. antibiotics 38, 1631-1632


142

OTTERSON, M.F. u. S.K. SARNA (1990):

Gastrointestinal motor effects of erythromycin.

Am. J. Physiol. 259, G355-G363

PASCUAL, A.A., S. BALLESTA, I. GARCIA u. E.J. PEREA (2001):

Uptake and intracellular activity of ketolide HMR 3647 in human phagocytic and

nonphagocytic cells.

Clin. Microbiol. Infect. 7, 65-69

PERITI, P., T. MAZZEI, E. MINI u. A. NOVELLI (1989):

Clinical pharmacokinetic properties of the macrolide antibiotics. Effects of age

and various pathophysiological states Part I-II.

Clin. Pharmacol. 16, 193-214 & 261-282

PERITI, P., T. MAZZEI, E. MINI u. A. NOVELLI (1993):

Adverse effects of macrolide antibacterials.

Drugs Safety 9, 346-364

PEETERS, T., G. MATTHIJS, I. DEPOORTERE, T. CACHET, J.

HOOGMARTENS u. G. VANTRAPPEN (1989):

Erythromycin is a motilin receptor agonist.

Am. J. Physiol. 257, G470-G474

PETERS, D.H., H.A. FRIEDEL u. D. MC TAVISH (1992):

Azithromycin. A review of its antimicrobial activity, pharmacokinetic properties

and clinical efficacy.

Drugs 44, 750-799

PILTZ, K. (2004):

Vergleichende Behandlung von Rhodococcus equi-Pneumonien bei Fohlen mit

Azithromycin und Rifampicin in Kombination mit Erythromycin bzw.

Trimethoprim/Sulfadiazin.



143

PRESCOTT, J.F. (1981):

The susceptibility of isolates of Corynebacterium equi to antimicrobial drugs.


PRESCOTT, J.F., R. COSHAN-GAUTHIER u. L. BARKSDALE (1984):

Antibody to equi factor(s) in the diagnosis of Corynebacterium equi pneumonia

of foals.

Can. J. Comp. Med. 48, 370-373

PRESCOTT, J.F. u. V.M. NICHOLSON (1984):

The effects of combination of selected antibiotics on the growth of



PRESCOTT, J.F. u. C.R. SWEENEY (1985):

Treatment of Corynebacterium equi pneumonia of foals: A review.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 187, 725-728


Epidemiology of Rhodococcus equi infection in horses.



Rhodococcus equi: An animal and human pathogen.

Clin. Microbiol. Rev. 4, 20-34

PRESCOTT, J.F. u. J.D. BAGGOT (1993):

Lincosamides, Macrolides and Pleuromutilins.

In: Antimicrobial Therapy in Veterinary Medicine.

Verlag Iowa State University Press, Ames, S.186-202


144

PRESCOTT, J.F. u. A.M. HOFFMAN (1993):

Rhodococcus equi.

Vet. Clin. North. Am.: Equine Pract. 9, 375-383

PROKESCH, R.C. u. W.L. HAND (1982):

Antibiotic entry into human polymorphonuclear leukocytes.


RAGHOEBAR, M., E. LINDEYER, W.B. VAN DEN BERG u. C.A.M. VAN

GINNEKEN (1988):

On the mechanisms of association of the macrolide antibiotic erythromycin with

isolated human polymorphonuclear leucocytes.

Biochem. Pharmacol. 37, 3221-3227

RAHL, K, A. KODJO, u. D. GREZEL (1999):

Isolation of a new type of virulence plasmid DNA in Rhodococcus equi strains

from horse and equine environment in France.

Rev. Med. Vet. 150, 349-352

REEF, V.B. (1991):

Ultrasonographic evaluation.

In: J. Beech (Hrsg): Equine Respiratory Disorders.

Verlag Lea and Febiger, S. 69-88

ROONEY, J.R. (1966):

Corynebacterial infection in foals.

Mod. Vet. Pract. 47, 43-45

ROSATO, A., H. VICARINI, A. BONNEFOY, J.F. CHANTOT u. R. LECLERCQ

(1998):

A new ketolide, HMR 3004, active against streptococci inducibly resistant to

erythromycin.



145

ROSSDALE, P.D. (1981):

Diagnose von Erkrankungen zwischen der 2. Lebenswoche und dem 18.

Lebensmonat.

In: Rossdale, P.D. (Hrsg.): Pferdepraxis, Ferdinand Enke Verlag, Stuttgart, S.

50

SCHENTAG, J.J. u. C.H. BALLOW (1991):

Tissue directed pharmacokinetics.

Am. J. Med. 91, (Suppl. 3A): 5-11

SCHWARZ, S. u. F.-J. SCHMITZ (2001)

Genetische Grundlagen der Resistenz gegenüber Makroliden, Lincosamiden

und Streptograminen.

Der Mikrobiologe 11, 203-209

SCHWARZ, S. u. F.-J. SCHMITZ (2002)

Ketolide zur Behandlung von Staphylokokken-Infektionen: Zur Problematik des

Einsatzes unter besonderer Berücksichtigung der Selektion resistenter

Bakterien.

Chemother. J. 11, 214-221

SCHWEIGER, A. (2002):

Ketolid bietet sichere First-Line-Therapie.

Fachpresse-Infotainment, „Ketek® NewsTicker“

Journal Med. 2, 24-27

SELBITZ, H.J. (2002a):

Infektionen mit Rhodococcus equi.

In: ROLLE, M., MAYER, A. (Hrsg.): Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und

Seuchenlehre.

Ferdinand Enke Verlag, Stuttgart, 7. Auflage, S. 553-554


146

SELBITZ, H.J. (2002b):

Mastitis durch Streptococcus agalactiae; „Gelber Galt“.

In: ROLLE, M., MAYER, A. (Hrsg.): Medizinische Mikrobiologie, Infektions- –

und Seuchenlehre.

Ferdinand Enke Verlag, Stuttgart, 5. Auflage, S. 702

SENSI, P., A.M. GRECO, R. BALLOTTA (1960):

Rifamycin I. Isolation and properties of rifamycin B and rifamycin complex.

Antibiot. An. 7, 262-270

SENSI, P., N. MAGGI, R. BALLOTTA, S. FURESZ, R. PALLANZA u. V. ARIOLI

(1964):

Rifamycins. XXXV. Amides and hydrazides of rifamycin B3.

J. Med. Chem. 53, 596-602

SENSI, P., N. MAGGI, S. FURESZ u. G. MAFFII (1966):

Chemical modifications and biological properties of rifamycins.


SHAW, K.J., P.N. RATHER, R.S. HARE u. G.H. MILLER (1993):

Molecular genetics of aminoglycoside resistance genes and familial

relationships of the aminoglycoside-modifying enzymes.

Microbiol. Rev. 57, 138-163

SIEGMUND, W. u. W. WEITSCHIES (2002):

Interaktionen mit Antiinfektiva.

PZ Prisma 9. Jahrgang Nr.4, 217-228

SIEGMUND, W., W. WEITSCHIES u. H.K. KROEMER (2003):

Arzneimittelinteraktionen.

MMP 26, 83-91


147

SIPPEL, W.L., E.E. KEAHEY u. T.L. BULLARD (1968):

Corynebacterium infection in foals: ethiology, pathogenesis and laboratory

diagnosis.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 153, 1610-1613

SMITH, J.E. (1966):

Corynebacterium species as animal pathogens.

J. Appl. Bacteriol. 29, 119-130

SMITH, B.P. u. R.C. ROBINSON (1981):

Studies of an outbreak of Corynebacterium equi pneumonia in foals.

Equine Vet. J. 13, 223-228

SORIANO, F., J. ZAPARDIEL u. E. NIETO (1995):

Antimicrobial susceptibilities of Corynebacterium species and other non-spore-

forming gram-positive bacilli to 18 Antimicrobial Agents.


SORIANO, F., R. FERNÁNDEZ-ROBLAS, R. CALVO u. G. GARCIA-CALVO

(1998):

In vitro Susceptibilities of Aerobic and Facultative Non-Spore-Forming Gram-

Positive Bacilli to HMR 3647 (RU 66647) and 14 Other Antimicrobials.


STAHLMANN, R. u. H. LODE (2001):

Antibiotika und Chemotherapeutika.

In: FORTH, W., D. HENSCHLER u. W. RUMMEL (Hrsg.): Allgemeine und

spezielle Pharmakologie und Toxikologie.

Verlag Urban und Fischer, München-Jena, S. 791-871


148

STRATTON-PHELPS, M., W.D. WILSON u. I.A. GARDNER (2000):

Risk of adverse effects in pneumonic foals treated with erythromycin versus

other antibiotics: 143 cases (1986-1996).

J. Am. Vet. Med. Assoc. 217, 68-73

SWEENEY, C.R., R.W. SWEENEY u. T.J. DIVERS (1987):

Rhodococcus equi Pneumonia in 48 Foals: Response to Antimicrobial Therapy.


TANAKA, Y., K. YAZAWA, E.R. DABBS, H. NISHIKAWA, H. KOMAKI, Y.

MIKAMI, M. MIYAJI, N. MORISAKI u. S. IWASAKI (1996):

Different rifampicin inactivation mechanisms in Nocardia and related taxa.

Microbiol. Immunol. 40, 1-4

TAIT-KAMRADT, A., T. DAVIES, M. CRONAN, M.R. JAKOBS, P.C.

APPELBAUM u. J. SUTCLIFFE (2000):

Mutations in 23S rRNA and ribosomal protein L4 account for resistance in

pneumococcal strains selected in vitro by macrolide passage.


TAKAI, S., S. KAWAZU u. S. TSUBAKI (1985):

Enzyme-linked immunosorbent assay for diagnosis of Corynebacterium

(Rhodococcus) equi infection in foals.

Am. Vet. Med. Assoc. 46, 2166-2170

TAKAI, S., T. FUJIMORI, K. KATSUZAKI u. S. TSUBAKI (1987):

Ecology of Rhodococcus equi in horses and their environment on horse-

breeding farms.



149

TAKAI, S., S. OHBUSHI, K. KOIKE, S. TSUBAKI, H. OISHI u. M. KAMADA

(1991):

Prevalence of virulent Rhodococcus equi in isolates from soil and faeces of

horses from horse-breeding farms with and without endemic infections.


TAKAI, S., Y. WATANABE, T. IKEDA, T. OZAWA, S. MATSUKARA, Y.

TAMADA, S. TSUBAKI u. T. SEKIZAKI (1993a):

Virulence-associates plasmids in Rhodococcus equi.


TAKAI, S., M. IIE, C. KOBAYASHI, T. MORISHITA, T. NISHIO, T. ISHIDA, T.

FUJIMURA, Y. SASAKI u. S. TSUBAKI (1993b):

Monoclonal antibody specific to virulence-associated 15- to- 17-kilodalton

antigens of Rhodococcus equi.


TAKAI, S., T. SUGAWARA, Y. WATANABE, Y. SASAKI, S. TSUBAKI u. T.

SEKIZAKI (1994a):

Effect of growth temperature on maintenance of virulent Rhodococcus equi.


TAKAI, S., T. MORISHITA u. Y. NISHIO (1994b):

Evaluation of a monoclonal antibody-based colony blot test for rapid

identification of virulent Rhodococcus equi.

J. Vet. Med. Sci. 56, 681-684

TAKAI, S., Y. SASAKI, T. IKEDA, Y. UCHIDA, S. TSUBAKI u. T. SEKIZAKI

(1994c):

Virulence of Rhodococcus equi isolates from patients with and without AIDS.



150

TAKAI, S., T. IKEDA u. Y. SASKI (1995a):

Identification of virulent Rhodococcus equi by amplification of gene coding for

15- to 17-kilodalton antigens.


TAKAI, S., Y. SASAKI u. S. TSUBAKI (1995b):

Rhodococcus equi infection in foals

J. Equine Sci. 6, 105-119

TAKAI, S., N. FUKUNAGA, K. KAMISAWA, Y. IMAI, Y. SASAKI u. S. TSUBAKI

(1996):

Expression of virulence-associated antigens of Rhodococcus equi is regulated

by temperature and pH.

Microbiol. Immunol. 40, 591-594

TAKAI, S. (1997a):

Epidemiology of Rhodococcus equi infections: a review.


TAKAI, S., K. TAKEDA, Y. NAKANO, T. KARASAWA, J. FURUGOORI, Y.

SASAKI, S. TSUBAKI, T. HIGUCHI, T. ANZAI, R. WADA u. M. KAMADA

(1997b):

Emergence of rifampicin-resistant Rhodococcus equi in an infected foal.


TAKAI, S., M. SHODA, Y. SASAKI, S. TSUBAKI, G. FORTIER, S. PRONOST,

K. RAHAL, T. BECU, A. BEGG, G. BROWNING, V.M. NICHOLSON u. J.F.

PRESCOTT (1999):

Restriction fragment length polymorphisms of virulent plasmids in Rhodococcus

equi.



151

TAKAI, S., S.A. HINES, T. SEKIZAKI, V.M. NICHOLSON, D.A. ALPERIN, M.

OSAKI, D. TAKAMATSU, M. NAKAMURA, K. SUZUKI, N. OGINO, T. KAKUDA,

H. DAN u. J.F. PRESCOTT (2000):

DNA sequence and comparison of virulence plasmids from Rhodococcus equi

ATCC 33701 and 103.

Infect. Immun. 68, 6840-6847

TAKAI, S., M.K. CHAFFIN, N.D. COHEN, M. HARA, M. NAKAMURA, T.

KAKUDA, Y. SASAKI, S. TSUBAKI u R.J. MARTENS (2001):

Prevalence of virulent Rhodococcus equi in soil from five Rhodococcus equi-

endemic horse-breeding farms and restriction fragment length polymorphisms

of virulence plasmids in isolates from soil and infected foals in Texas.

J. Vet. Diagn. Invest. 13, 489-494

THORNSBERRY, C., B.C. HILL, J.M. SWENSON u. L.K. MC DOUGAL (1983):

Rifampin: Spectrum of antibacterial activity.

Rev.Infect.Dis. 5, Suppl. 3, 5412-5417

TRAEDER, W. u. M. GROTHUES (2004):

Pharmakologische Eigenschaften und Wirksamkeit von Tulathromycin, dem

ersten Vertreter der Triamilid-Antibiotika.

Tierärztliche Umschau 59, 102-113

VAN DUIJKEREN, E., A.G. VULTO, M.M. SLOET VAN

OLDRUITENBORGHOOSTERBAAN, D.J. MEVIUS, B.G.F. KESSELS, H.J.

BREUKING u. A.M. VAN MIERT (1994):

A comparative study of the pharmacokinetics of intravenous and oral

trimethoprim/sulfadiazine formulations in the horse.



152

VAN DUIJKEREN, E., A.G. VULTO, M.M. SLOET VAN

OLDRUITENBORGHOOSTERBAAN, B.G.F. KESSELS, A.M. VAN MIERT u.

H.J. BREUKING (1995):

Pharmacokinetics of trimethoprim/sulfachlorpyridazine in horses after oral,

nasogastric and intravenous administration.


VANNUFFEL, P. u. C. COCITO (1996):

Mechanism of action of streptogramins and macrolides.

Drugs 51, Suppl. 1, 20-30

VAZIFEH, D., A. PREIRA, A. BRYSKIER u. M.T. LABRO (1998):

Interactions between HMR 3647, a new ketolide, and human

polymorphonuclear neutrophils.


VESTER, B. u. S. DOUTHWAITE (2001):

Macrolide resistance conferred by base substitutions in 23S rRNA.


WADA, R., M. KAMADA, T. ANZAI, A. NAKANISHI, T. KANEMARU, S. TAKAI,

u. S. TSUBAKI (1997):

Pathogenicity and virulence of Rhodococcus equi in foals following intratracheal

challenge.


WEISBLUM, B. (1984):

Inducible erythromycin resistance in bacteria.

British Medical Bullentin 40, 47-53


153

WEISS, E. u. R. RUDOLPH (1988):

Katharrhalisch-eitrige Bronchopneumonien, Pferd: Corynebacterium equi.

In: DAHME, E. und E. WEISS (Hrsg.): Grundriß der speziellen pathologischen

Anatomie der Haustiere.

Ferdinand Enke Verlag, Stuttgart, 4. Auflage, S. 109-110

WHITE, G. u. S.D. PRIOR (1982):

Comparative effects of oral administration of trimethoprim/sulfadiazine or

oxytetracycline of the faecal flora of horses.

Vet. Rec. 111, 316-318

WILLIAMS, J.D. u. A.M. SEFTON (1993):

Comparison of macrolide antibiotics.

J. Antimicrob. Chemother. 31, Suppl. C, 11-26

WILSON, M.M. (1955):

A study of Corynebacterium equi infection in a study of Thoroughbred horses in

Victoria.

Austr. Vet. J. 31, 175-181

WILSON, W.D., M.S. SPENSLEY, J.D. BAGGOT u. S.K. HIETALA (1988):

Pharmakokinetics, bioavailability, and in vitro antibacterial activity of rifampin in

the horse.

Am. J. Vet. Res. 49, 2041-2046

WILSON, W.D. (1992):

Foal pneumonia.

In: N.E. ROBINSON (Hrsg): Current therapy in equine medicine, 3. Aufl.

Verlag W.B. Saunders, Philadelphia, S. 466-473

WOOLCOCK, J.B. u. H.B. RUDDICK (1973):

Corynebacterium in cattle.

Austr. Vet. J. 49, 319


154

WOOLCOCK, J.B., u. M.D. MUTIMER (1978):

The capsules of Corynebacterium equi and Streptococcus equi.

J. Gen. Microbiol. 109, 127-130

WOOLCOCK, J.B. u. M.D. MUTIMER (1980a):

Corynebacterium equi: In vitro susceptibility to twenty-six antimicrobial agents.


WOOLCOCK, J.B., M.D. MUTIMER u. T. FARMER (1980b):

Epidemiology of Corynebacterium equi in horse.

Res. Vet. Sci. 28, 87-90

XIONG, L., S. SHAH, P. MAUVAIS u. A.S. MANKIN (1999):

A ketolide resistance mutation in domain II of 23S rRNA reveals the proximity of

hairpin 35 to the peptidyl transferase centre.


YAGER, J.A., S.F. FOSTER, M.C. ZINK., J.F. PRESCOTT u. J.H. LUMSDEN

(1986):

In vitro bactericidal efficacy of equine polymorphonuclear leukocytes against


Am. J. Vet. Res. 47, 438-440

YAGER, J.A. (1987):

The pathogenesis of Rhodococcus equi pneumonia in foals.


YAZAWA, K., Y. MIKAMI, N. MAEDA, M. AKAO, M. MORISAKI u. S. IWASAKI

(1993):

Inactivation of rifampin by Nocardia brasiliensis.



155

YAZAWA, K., Y. MIKAMI, N. MAEDA, M. MORISAKI u. S. IWASAKI (1994):

Phosphorylative inactivation of rifampicin by Nocardia otitidiscaviarum.


YOSHIZAWA, S., D. FOURMY u. J. PUGLISI (1998):

Structural origins of gentamicin antibiotic action.

EMBO J. 17, 6437-6448

ZERTUCHE, J.M.L. u. C.J. HILLIDGE (1987):

Therapeutic considerations for Rhodococcus equi pneumonia in foals.

Vet. Clin. North. Am. 9, 965-971

ZHANEL, G.G., M. DUECK, D.J. HOBAN, L.M. VERCAIGNE, J.M. EMBIL, A.S.

GIN u. J.A. KARLOWSKY (2001):

Review of macrolides and ketolides: focus on respiratory tract infections.

Drugs 61, 443-498

ZHANEL, G.G., M. WALTERS, A. NOREDDIN, L.M. VERCAIGNE, A.

WIERZBOWSKI, J.M. EMBIL, A.S. GIN, S. DOUTHWAITE u. D.J. HOBAN

(2002):

The ketolides: A critical review.

Drugs 62, 1771-1804

ZINK, M.C., J.A. YAGER, J.F. PRESCOTT u. B.N. WILKIE (1985):

In vitro phagocytosis and killing of Corynebacterium equi by alveolar

macrophages of foals.

Am. J. Vet. Res. 46, 2171-2174

ZINK, M.C., J.A. YAGER u. N.L. SMART (1986):

Corynebacterium equi infections in horses. 1958-1984: A review of 131 cases.

Can. Vet. J. 27, 213-217


156

ZINK, M.C., J.A. YAGER, J.F. PRESCOTT u. M.A. FERNANDO (1987):

Electron microscopic investigation of intracellular events after ingestion of

Rhodococcus equi by foal alveolar macrophages.


Anhang

157

10 Anhang

Abb. 17: Befundbogen für die sonographische Untersuchung der Lunge

Anhang

158

o.b.B. verschärft rasseln giemen o.b.B. rasseln ohne serös seromukös purulent o.b.B. vergrößert ohne auslösbar spontan0 0 2 2 0 2 0 1 1 2 0 1 0 1 2

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

Datum T Leukos Sono

Untersuchungsblatt Stute Nr. ____________

Lunge Trachea Nasenausfluss Lymphknoten HustenWoche

Abb. 18: Untersuchungsblatt für Fohlen

Anhang

159

Abb. 19: Klinischer Score

Anhang

160

10.1 Nährmedien

10.1.1 Staphylokokken-Streptokokken-Selektivagar

Staphylokokken-Streptokokken-Selektiv-Agar (Art. Nr. 105468

(VWR-International, Hannover, Deutschland) 43,0 g

Agar (Art.-Nr. L11) 1,5 g

(Oxoid, Wesel, Deutschland

Aqua dest. 1000 ml

Rinderblut 70 ml

15 min. quellen, autoklavieren nach 15 min.; Abkühlen auf 52°C, anschließend

70 ml Rinderblut zugeben, gut mischen, bei 4°C lagern

10.1.2 Kochblutplatten

Columbia Agar (Art. Nr. CM 0331T)

(Fa. Oxoid, Wesel, Deutschland)

Agar (Art. Nr. CM L11)

(Fa. Oxoid, Wesel, Deutschland) 2 g

Aqua dest. 1000 ml

Rinderblut 100 ml

15 min. bei 121°C autoklavieren, dem noch heißen Agar setzt man 100 ml

Rinderblut hinzu, schwenkt beides gut durch, bei 4°C lagern

10.1.3 NANAT-Medium

Columbia-Agar (Art.-Nr. CM 0331T)

(Oxoid, Wesel, Deutschland)

Nalidixinsäure 20 µg/ml = 0,02g/l

Novobiocin 25 µg/ml = 0,025 g/l

Cycloheximid 40 µg/ml = 0,04 g/l

Tellurit 0,005 % 3,6 ml/l (5 ml zum Auflösen)

Anhang

161

10.1.4 Blutagarplatten (BAP)

Blut-Agar-Basis-Nr. 2 20 g

Aqua bidest. 500 ml

defibriniertes Schafblut 25 ml

Medium autoklavieren, Abkühlen auf 52°C, defibriniertes Schafblut zugeben,

gut durchmischen, Platten mit Schichtdicke von ca. 4 mm gießen, bei 4°C

lagern

10.1.5 Nährbouillon (1 Liter)

Fleischextrakt 10 g


Pepton 10 g


NaCl 5 g

(pH-Wert auf 7,2 – 7,4 einstellen)

10.1.6 CAMHB

Mueller-Hinton-Bouillon

(Oxoid, Basingstoke, Hampshire, England) 100 ml

Magnesiumchlorid-Stocklösung 0,1 ml

Calciumchlorid-Stocklösung 0,2 ml

Die beiden Zusätze aseptisch der gebrauchsfertigen MH-Bouillon zugeben, gut

mischen, bei 4°C lagern

Anhang

162

10.1.7 CAMHB + lysiertes Pferdeblut (2%)

Mueller-Hinton-Bouillon


Magnesiumchlorid-Stocklösung 0,1 ml

Calciumchlorid-Stocklösung 0,2 ml

Laked horse blood


Die beiden Zusätze aseptisch der gebrauchsfertigen MH-Bouillon zugeben, gut

mischen, das mit Saponin lysierte Pferdeblut zugeben, gut mischen und bei 4°C

lagern

10.1.8 Brain-Heart-Infusion

Brain-Heart-Infusion CM0225

(Oxoid LTD., Basingstoke, Hampshire, England) 37 g

Aqua dest. 1 l

Brain-Heart-Infusion-Pulver in Aqua dest. Lösen, gut mischen, 15 min. bei

115°C autoklavieren, bei 4°C lagern

Anhang

163

10.2 Reaktionen des api-Coryne® Testsystems

Tab. 19 Enzymatische Reaktionen des api-Coryne® Testsystems

enzymatische Reaktion Farbumschlag Ergebnis im api-

Coryne®

Code

Nitritreduktion kräftiges rosa, rot positiv 1

Pyrazinamidase farblos, sehr helles braun, sehr helles orange negativ 0

Pyrrolidonyl-Arylamidase farblos, sehr helles orange negativ 0

alkalische Phosphatase purpur positiv 1

β-Glucuronidase farblos, hellgrau, hellbeige negativ 0

β-Galaktosidase farblos, beige-hellpurpur negativ 0

α-Glukosidase purpur positiv 1

N-Acetyl-β-Glucosaminidase farblos, beige-hellpurpur, hellbraun, hellgrau negativ 0

Aeskulin farblos, grau negativ 0

Urease gelb, orange negativ 0

Gelatinehydrolase keine Diffusion des Pigments negativ 0

Anhang

164

Tab. 20 Kohlenhydratfermentation des api-Coryne® Testsystems

Kohlehydratfermentation Farbumschlag Ergebnis im api-

Coryne®

Code

Glukose rot, orange negativ 0

Ribose rot, orange negativ 0

Xylose rot, orange negativ 0

Manitol rot, orange negativ 0

Maltose rot, orange negativ 0

Lactose rot, orange negativ 0

Saccharose rot, orange negativ 0

Glykogen rot, orange negativ 0

Katalase nach Zugabe von H2O2 (3%) Blasenbildung positiv 4

Anhang

165

Abb. 20 Bogen zur Auswertung der Mikrotiterplatten für R. equi

R. equi: Datum:

Nr. des Isolates:

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12




GC

GC

A

B

G

H

C

D

E

F

Abb. 21 Bogen zur Auswertung der Mikrotiterplatten des

Referenzstammes S. aureus ATCC® 29213

S. aureus ATCC® 29213 Datum:

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12




GC

GC

A

B

G

H

C

D

E

F

Anhang

166

10.3 Abbildungsverzeichnis

Abb. 1 Einteilung der Makrolide (nach BRYSKIER et al., 1993). 28

Abb. 2 Strukturformel von Erythromycin (nach BURGER et al., 2006) 33

Abb. 3 Strukturformel von Azithromycin (nach STAHLMANN u. LODE, 2001) 36

Abb. 4 Strukturformel von Clarithromycin (nach BURGER et al., 2006)40

Abb. 5 Strukturformel von Telithromycin (nach BURGER et al., 2006) 43

Abb. 6 Strukturformel von Rifampicin (nach STAHLMANN u. LODE, 2001) 47

Abb. 7 Strukturformel von Gentamicin (nach MUTSCHLER et al., 2001) 54

Abb. 8 Strukturformel von Trimethoprim (nach STAHLMANN u. LODE, 2001) 57

Abb. 9 Strukturformel von Sulfamethoxazol (nach STAHLMANN u. LODE, 2001) 57

Abb. 10 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Erythromycin in den Jahren 2003 bis 2005 81

Abb. 11 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Azithromycin in den Jahren 2003 – 2005 83

Abb. 12 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Clarithromycin in den Jahren 2003 - 2005 85

Abb. 13 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Telithromycin in den Jahren 2003 - 2005 87

Abb. 14 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Rifampicin in den Jahren 2003 - 2005 89

Abb.15 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Gentamicin in den Jahren 2003 - 2005 91

Abb. 16 MHK von 127 R. equi-Isolaten für Trimethoprim-Sulfamethoxazol (1:19) in den Jahren 2003 - 2005 93

Abb. 17: Befundbogen für die sonographische Untersuchung der Lunge 157

Abb. 18: Untersuchungsblatt für Fohlen 158

Abb. 19: Klinischer Score 159

Abb. 20 Bogen zur Auswertung der Mikrotiterplatten für R. equi 165

Abb. 21 Bogen zur Auswertung der Mikrotiterplatten des Referenzstammes S. aureus ATCC® 29213 165

Anhang

167

10.4 Tabellenverzeichnis

Tab. 1 Klinischer Score zur Beurteilung des Schweregrads der klinischen respiratorischen Symptome (nach OHNESORGE et al., 1998) 64

Tab. 2 Plattenlayout der Mikrodilutionsmethode 75

Tab. 3 MHK-Werte von Staphylococcus aureus ATCC® 29213 80

Tab. 4 Verteilung der MHK von R. equi für Erythromycin in den Jahren 2003 – 2005 82

Tab. 5 Verteilung der MHK von R. equi für Azithromycin in den Jahren 2003 – 2005 84

Tab. 6 Verteilung der MHK von R. equi für Clarithromycin in den Jahren 2003 - 2005 86

Tab. 7 Verteilung der MHK von R. equi für Telithromycin in den Jahren 2003 - 2005 88

Tab. 8 Verteilung der MHK von R. equi für Rifampicin in den Jahren 2003 - 2005 90

Tab. 9 Verteilung der MHK von R. equi für Gentamicin in den Jahren 2003 - 2005 92

Tab. 10 Verteilung der MHK von R. equi für Trimethoprim-Sulfamethoxazol (1:19) in den Jahren 2003 - 2005 94

Tab. 11 In den Vergleichsstudien genutzte Methoden zur Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration von Rhodococcus equi 96

Tab. 12 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Erythromycin 98

Tab. 13 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Azithromycin 100

Tab. 14 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Clarithromycin 102

Tab. 15 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Telithromycin 103

Tab. 16 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Rifampicin 105

Tab. 17 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Gentamicin 107

Tab. 18 In vitro-Empfindlichkeit von Rhodococcus equi-Isolaten gegenüber Trimethoprim-Sulfamethoxazol im Verhältnis 1:19 109

Tab. 19 Enzymatische Reaktionen des api-Coryne® Testsystems 163

Tab. 20 Kohlenhydratfermentation des api-Coryne® Testsystems 164

Danksagung

Herrn Prof. Dr. E. Klug möchte ich für die Überlassung des sehr interessanten

Dissertationsthemas danken.

Herrn Prof. Dr. S. Schwarz danke ich sehr für sein Engagement und die

fachliche Unterstüzung, die einen komplikationsfreien und zügigen Ablauf des

Laborteils überhaupt erst ermöglichten.

Frau Ph.D. Dr. M. Venner danke ich sehr für die jederzeit gewährte

Unterstützung und Beratung im Rahmen der Anfertigung der Dissertation.

Frau Dr. J. Verspohl danke ich sehr für die Unterstützung und Beratung im

Rahmen der Dissertation.

Frau Roswita Becker danke ich für die gute und geduldige Einführung in die

Laborarbeit.

Herrn P. Schockemöhle danke ich für die gute Zusammenarbeit.

Den Mitarbeitern des Gestüts Lewitz, besonders Herrn P. Baumgart und F.

Pieper, gilt mein Dank bei der Durchführung dieser Arbeit.

Vor allem danke ich Nina, die mir Liebe und nervliche Unterstützung, vor allem

auch in stressigen Phasen, gegeben hat. Vielen Dank für die unermüdliche

Hilfe.

Den „Doktoranden“ Nina (s.o.), Paul, Axel, Birte, Ina, Saskia und Inke möchte

ich für ihre jederzeit gewährte Hilfe danken. Ohne Euch wäre die Durchführung

gar nicht möglich gewesen.

Ein großer Dank gilt Holger, der mir beim Formatieren geholfen hat. Ohne Dich

wäre ich wohl verzweifelt.

Frau Ph.D. McAlister-Hermann danke ich recht herzlich, dass sie mir so

kurzfristig bei der englischen Übersetzung zur Seite stand.

Der größtmögliche Dank gilt vor allem meinen Eltern, wie auch meinen

Großeltern, die mir mein gesamtes Studium, sowie die Dissertation, überhaupt

erst ermöglicht haben. Danke, dass Ihr immer an mich geglaubt habt. Mama,

vielen Dank für das fleißige Korrekturlesen. Vielen Dank Jörg, für die große

Hilfe bei kniffligen Problemen am Computer. Papa, vielen Dank für das offene

Ohr und die beruhigenden Worte. Eure Hilfe und Euer Verständnis haben mir

oft geholfen.

eric doktorarbeit druckversion

Documents