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Estructura y dinámica de genomas bacterianos

David RomeroPrograma de Genética Molecular de Plásmidos Bacterianos, Centro deInvestigación sobre Fijación de Nitrógeno, UNAM. Ap. Postal 565-A, 62210Cuernavaca, Mor. México. Correo electrónico: dromero@cifn.unam.mx

…y es tan juguetón y travieso que el otro día descubrí que hahecho –frente al ataque de los antibióticos- ¡bacterias mutantes!

Jaime Sabines

Introducción

Una de las características más interesantes que posee el trabajo científico es suflexibilidad para abandonar marcos conceptuales restrictivos a la luz de información máscompleta. Hasta finales de la década de los ochenta, el genoma bacteriano se pensaba queestaba constituído por una sola molécula de ADN circular de gran tamaño (aproximadamente4600 Kb), en donde residían todos los genes necesarios para una supervivencia autónoma. Poranalogía con los eucariontes, esta molécula se denominaba cromosoma, y su ploidía seconsideraba como de entre uno y tres en número de copias.

Si bien desde 1964 se conocía la existencia de otros replicones en el genomabacteriano, llamados plásmidos, la mayoría de los reportados eran pequeños en relación alcromosoma (menores a 50 Kb). Dentro de genes que suelen portar los plásmidos, seencuentran genes que confieren a la bacteria la capacidad de ocupar nichos ecológicos nuevos(como genes para resistencia a antibióticos, degradación de compuestos aromáticos o lacapacidad de fijar nitrógeno) o genes necesarios para la replicación y transferencia (porejemplo conjugativa) del propio plásmido (Top y col., 2000). Así, los plásmidos eranconsiderados como componentes dispensables del genoma bacteriano.

Las investigaciones realizadas durante la década de los noventa han llevado a unviraje muy radical en nuestra comprensión del genoma procarionte. Estas investigacionesestuvieron motivadas por el reconocimiento de la existencia de una asombrosa diversidad enlos procariontes, la gran mayoría de ellos aún por describirse (Dykhuizen, 1998). Para éstefin, el avance de las metodologías de la biología molecular ha jugado un papel preponderante,extendiendo las estrategias de análisis genético a una amplia variedad de procariontes(Holloway, 1993). Una aplicación, particularmente útil, es la electroforesis en campo pulsátil(o PFGE, por pulsed field gel electrophoresis), la cual permite la separación de cromosomascompletos, así como una determinación de su conformación (Fonstein y Haselkorn, 1995;Römling y col., 1997; Cole y Saint-Girons, 1999). El otro hito metodológico ha sido el avancey automatización de las técnicas para secuenciación de ADN, la cual ha permitido ya laobtención de la secuencia genómica completa de 107 eubacterias (Tabla 1) y 16arqueobacterias (Tabla 2). Dado que en varios casos se ha obtenido la secuencia completa demás de un aislado de la misma especie, esto significa que se cuenta con la secuencia completade 84 eubacterias y 16 arqueobacterias.

El ritmo de secuenciación de genomas procariónticos ha sido vertiginoso y no parecemenguar (véase Fig. 1 y Fraser y col., 2000); para información adicional, consulte las páginascorrespondientes a la revista Nature (http://www.nature.com/genomics/), The Sanger Centre

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(http://www.sanger.ac.uk/Projects/Microbes/), The Institute for Genome Research(http://www.tigr.org/tdb/index.shtml). y el National Center for Biotechnology Information(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=Genome ).

Los cromosomas procariontes son sumamente diversos en tamaño y geometría

La aplicación de las metodologías mencionadas ha permitido conocer el tamaño yforma del genoma de más de un centenar de especies procariontes (Casjens, 1998; Cole ySaint-Girons, 1999). La primera novedad que aportan estos estudios es relativa al tamaño delgenoma, el cual oscila, dependiendo de la especie de que se trate, entre 560 Kb y 9500 Kb(Tablas 1 y 2). En lo general, los procariontes “especialistas” (aquellos que ocupan un nichomuy restringido) tienden a tener un tamaño pequeño de genoma (promedio 1900 Kb, 72especies analizadas, Shimkets, 1997). Por el contrario, procariontes “generalistas” (concapacidades metabólicas amplias y pocos requerimientos por compuestos orgánicos en sumedio de cultivo) tienden a tener genomas más grandes (promedio 4900 Kb, 69 especiesanalizadas, Shimkets, 1997). Esta correlación, sin embargo, no es perfecta, dado que ladistribución de tamaños translapa extensamente entre estas dos categorías.

A nivel de especie, es difícil también el trazar reglas absolutas con respecto a tamañode genoma. Si bien algunas especies, como Borrelia burgdorferi, muestran solo pequeñasvariaciones en el tamaño de su genoma (910-925 Kb, Casjens, 1998; Cole y Saint-Girons,1999) otras muestran variaciones mucho más significativas, como son Clostridiumperfringens (3070-3650 Kb, Cole y Saint-Girons, 1999), Clostridium beijerinckii (4150-6700Kb, Casjens, 1998), Pseudomonas aeruginosa (5900-6600 Kb, Casjens, 1998; Cole y Saint-Girons, 1999) y Escherichia coli (4600-5300 Kb, Bergthorsson y Ochman, 1995).

No solamente el tamaño del genoma es variable entre procariontes: también lo es sugeometría. Si bien la mayoría de los cromosomas muestra una geometría circular, algunasespecies (Tabla 1) presentan cromosomas lineales. Inicialmente descubiertos en Borreliaburgdorferi, se han encontrado también en 14 especies adicionales del género Borrelia, cuatroespecies del género Streptomyces, en Rhodococcus facians (revisado en Casjens, 1998; Cole ySaint-Girons, 1999), así como en tres especies del género Agrobacterium (Jumas-Bilak y col.,1998) y, probablemente, en algunas especies del género Azospirillum (Martin-Didonet y col.,2000).

El hallazgo de replicones lineales en procariontes ha atraído un profundo interés, nosolamente para describir la diversidad de especies en donde pueden encontrarse, sino paraanalizar sus mecanismos de replicación y dinámica genómica (Chen, 1996). La presencia dereplicones lineales en tantos grupos filogenéticamente diversos sugiere que éstos se hangenerado varias veces de manera independiente. Sin embargo, esto no significa que estosgrupos se hayan especializado solamente para la replicación de moléculas lineales. Porejemplo, Borrelia burgdorferi, además de mantener un cromosoma y varios plásmidoslineales, también posee plásmidos circulares (Casjens y col., 2000). La coexistencia en lamisma célula de replicones circulares y lineales se presenta también en Agrobacterium,Azospirillum y Streptomyces. Aún Escherichia coli, en donde el cromosoma y la virtualtotalidad de sus plásmidos son circulares, puede mantener al profago N15, el cual es lineal(Rybchin y Svarchevsky, 1999).

Para el caso de Streptomyces lividans, procesos naturales de rearreglo genómico (vermás adelante) pueden provocar la circularización del cromosoma lineal. Tanto en el caso decepas con circularizaciones naturales, como aquellas seleccionadas por estrategias genéticas,

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los derivados pueden crecer normalmente en condiciones de laboratorio, mostrando aún otroseventos de rearreglo genómico característicos de este organismo (Lin y Chen, 1997). Estosugiere que la preferencia por replicones lineales en estos organismos es más bien unaalternativa de organización del genoma. Sin embargo, faltan aún estudios que comparen laadaptación de derivadas con cromosomas circulares vs. lineales.

La distinción entre plásmidos y cromosomas es cada vez más difícil

Otra creencia que se ha derrumbado en la última década es referente a la existenciade un solo cromosoma por especie procarionte. El número de cromosomas circulares es dedos en Vibrio cholerae (Tabla 1, Heidelberg y col., 2000), V. parahaemolyticus (Tabla 1), V.vulnificus (Tabla 1), Deinococcus radiodurans (Tabla 1, White y col., 1999), Ochrobactrumanthropi (Jumas-Bilak y col., 1998), Leptospira interrogans (Tabla 1), Rhodobactersphaeroides y en seis especies de Brucella (Casjens, 1998; Cole y Saint-Girons, 1999),incluyendo B. melitensis y B. suis (Tabla 1), dos a tres para diferentes aislados deAzospirillum brasilense (Caballero-Mellado y col., 1999), tres para la arqueobacteriaHalobacterium sp. NRC1 (Tabla 2, Ng y col., 2000) y de dos a cuatro para diferentes aisladosde Burkholderia (Pseudomonas) cepacia (Casjens, 1998; Cole y Saint-Girons, 1999). Algunasespecies de Agrobacterium, como A. tumefaciens (Tabla 1) contienen un cromosoma circulary uno lineal (Jumas-Bilak y col., 1998), mientras que Paracoccus denitrificans contiene trescromosomas de geometría no determinada (Bendich y Drlica, 2000).

¿Qué ventaja hay en este modo alternativo de organización? Para analizar estaspreguntas, se ha estudiado a Bacillus subtilis (un solo cromosoma circular). En un segmentode éste cromosoma se insertaron el origen de replicación y genes implicados en segregación(ambos provenientes de un plásmido); el segmento resultante se escindió del cromosomaprincipal empleando recombinación homóloga (ver más adelante). Esto dio lugar a una cepade B. subtilis con dos cromosomas, la cual puede multiplicarse de manera similar a la cepaprogenitora (Itaya y Tanaka, 1997). Dado que ambos replicones son esenciales, al perturbarpor técnicas genéticas la segregación de uno de ellos, los únicos derivados sobrevivientes sonaquellos en los que el replicón alterado se integra en el otro (Itaya y Tanaka, 1999).

Estos resultados mostraron que el genoma procarionte puede estar compuesto pormás de un replicón estable y esencial para el organismo. El concepto de multirreplicones noes en sí nuevo, habiéndose introducido al conocer la existencia de plásmidos. La distinciónentre plásmidos y cromosomas estaba basada en el pequeño tamaño de éstos (1 a 2 % delgenoma) y su aparente dispensabilidad para el crecimiento del organismo. Esta distincióncomenzó a borrarse con el descubrimiento de múltiples plásmidos en Rhizobium y otras a-proteobacterias, cuyo tamaño oscila entre 100 y 2000 Kb, representando del 25 al 50% delgenoma (García-de los Santos y col., 1996; Moreno 1999). En otras bacterias, como enBorrelia burgdorferi, si bien el tamaño de los plásmidos es menor (entre 10 y 50 Kb) sunúmero (siendo 12 plásmidos lineales y 9 circulares) representa un 40% del genoma (Casjenset al., 2000). En ambos casos, la dispensabilidad de estos elementos es dudosa. Para el caso deB. burgdorferi, varios de estos plásmidos portan genes para lipoproteínas; en el caso deRhizobium el hallazgo de genes para lipopolisacáridos y otras funciones metabólicas enplásmidos, así como el severo efecto que provoca la pérdida de ellos, han llevado a laproposición de que los plásmidos, lejos de ser dispensables, forman parte de un complejofuncionalmente armónico con el cromosoma (García de los Santos y col., 1996).

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¿Cómo se segregan estos replicones? Esta pregunta comenzó a ser analizada desdeque se identificó la existencia de más de un replicón (cromosomas y plásmidos) en célulasprocariónticas. Actualmente, han habido grandes avances en la definición del aparato dedivisión procarióntico (Nanninga y col., 2001). En Escherichia coli, Bacillus subtilis yCaulobacter crescentus se ha detectado que los orígenes cromosomales de replicación tiendena localizarse en los polos de la célula (Jensen y col, 2002; Niki y Hiraga, 1998; Webb y col.,1997). Este anclaje específico en los polos de la célula es logrado a través de la interaccióndel origen de replicación con la proteína RacA (Ben-Yehuda y col., 2003). En contraste, losorígenes de plásmidos con un bajo número de copias, como R1, F y el profago P1, tienden alocalizarse cerca del plano ecuatorial o a un cuarto de las células (Gordon y col., 1997; Jenseny Gerdes, 1999; Niki y Hiraga, 1997).

Recientemente se estudió la localización de los orígenes de replicación en especiescomo Agrobacterium tumefaciens y Sinorhizobium meliloti, las cuales contienen cuatro o tresreplicones estables, respectivamente, por célula. Empleando técnicas fluorescentes paramarcaje, se encontró que los orígenes de todos estos replicones se localizan en los polos de lacélula; a pesar de estar en los polos de la célula, estos orígenes no se colocalizan, ocupandocada uno sitios discretos (Khang y Shapiro, 2003). Al introducirse en estas células underivado del plásmido RK2 (bajo número de copias) se encontró que su origen de replicaciónse localiza en el plano ecuatorial o a un cuarto de las células (Khang y Shapiro, 2003).

Actualmente, la distinción entre plásmidos y cromosomas se basa principalmente enla existencia de genes esenciales en el replicón de interés, sin contrapartes en otros repliconesde la célula. Esto ha llevado a la situación de que replicones originalmente clasificados comoplásmidos en Halobacterium hayan sido reclasificados como cromosomas al descubrirsegenes esenciales en ellos (Ng y col., 2000). Una situación similar podría presentarse enSinorhizobium meliloti (Galibert y col., 2001) y Ralstonia solanacearum (Salanoubat y col.,2002) donde se sospecha que algunos “plásmidos” son esenciales. En otros casos, como enVibrio cholerae, se ha sugerido que uno de los dos cromosomas muestra característicassemejantes a un plásmido de a-proteobacterias, el cual ha “capturado” genes esenciales(Heidelberg y col., 2000). Este proceso de “captura” podría haber ocurrido por una granvariedad de mecanismos comunes en procariontes. Esto pone en relieve que esta definición escasuística y temporal.

Ciertamente, el usar la posesión de genes esenciales como criterio definitorio para uncromosoma hace énfasis en el resultado final, más que en la historia evolutiva de cadareplicón. Como un intento de llegar a un criterio complementario, se ha partido del argumentode que si dos cromosomas han evolucionado en conjunto en un organismo, deberán de teneruna composición de bases (evaluada por frecuencia de dinucleótidos específicos) muy similarentre ellos. Elementos móviles entre organismos, como plásmidos, poseerán una composiciónde dinucleótidos (“firma genómica”) diferente a la del resto del genoma. Este argumento hasido empleado como un criterio complementario para la distinción entre plásmidos ycromosomas (Wong y col., 2002). Este criterio, desde luego, no es imbatible; si plásmidos ycromosomas han tenido una larga historia de coexistencia en un organismo, tenderán a teneruna composición similar. Independientemente de la definición que se adopte, es claro que elgenoma procarionte es, en muchos casos, una estructura con multirreplicones funcionando demanera integral.

La ploidía en procariontes puede variar en rangos amplios

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Pormucho tiempo se ha considerado a los procariontes como organismos con una ploidía baja (1a 3), siendo frecuentemente haploides funcionales. El renovado interés en caracterizar unagama más amplia de procariontes ha provisto ejemplos que vulneran esta aparente norma.Como se vé en la Tabla 3, la ploidía de diferentes procariontes varía de un modo dependientede la fase de cultivo, siendo en la mayoría de los casos superior a la haploide. El ejemplo mássorprendente es Epulopiscium fishelsoni, en donde su ploidía puede variar de uno a 2000,dependiendo del tipo celular (Bresler y col., 1998). Esta variación en ploidía supera a laobservada en cualquier organismo, aún los eucariontes (Bendich y Drlica, 2000). E. fishelsonies el procarionte más grande identificado (500 por 52 mM), presentando además un modo dedivisión semejante a la esporulación, característica compartida con Metabacterium polyspora(Angert y Losick, 1998).

Independientemente de la ploidía que exhiban, todos los procariontes (al igual que los eucariontes)requieren compactar su DNA. A pesar de que los procariontes carecen de membrana nuclear,compactan su genoma en un área relativamente pequeña de la célula, conocida comonucleoide (Woldringh y Odijk, 1999). Recientemente se estimó que la concentración de DNAen el nucleoide es de 65 mg/ml, similar a la observada en el núcleo eucarióntico en interfase(Woldringh y van Driel, 1999). Si bien estas concentraciones son menores a las observadas enel núcleo eucarióntico en metafase (estimadas en 180 mg/ml), en Escherichia coli ocurrenformas más extremas de compactación del nucleoide en respuesta a condiciones que provocandaño moderado en el genoma (Levin-Zaidman y col., 2000).

Este grado de compactación podría influír de modo importante en la estructuracióntridimensional in vivo del nucleoide bacteriano. Por ejemplo, el fago-transposón Mu asumeuna estructura similar a un pasador de cabello cuando está insertado en el cromosoma; laformación de esta estructura es dependiente de un sitio de unión a la enzima ADN girasa, elcual está localizado en el centro de la molécula de Mu. La eliminación de esta estructura evitala transposición (Pato, 1994; Pato y col., 1995). Recientemente, utilizando microscopíaconfocal y marcadores fluorescentes, se demostró que el cromosoma lineal de Streptomycescoelicolor asume in vivo una estructura prácticamente circular. Esto resolvió una incógnita enel área, explicando cómo, a pesar de que el mapa físico de Streptomyces es lineal, su mapagenético es circular (Yang y Losick, 2001). De modo similar, empleando microscopíaelectrónica, se encontró que el cromosoma de Deinococcus radiodurans, en lugar de unaconformación de círculo abierto, asume una conformación toroidal (Levin-Zaidman y col.,2003).

Hasta hace poco, la caracterización de estructuras tridimensionales estaba limitada amoléculas de ADN relativamente pequeñas o bajo condiciones de resolución muy modesta.Sin embargo, en 2002 se describió una metodología que permitió la determinación de laestructura tridimensional in vivo del cromosoma III de la levadura Saccharomyces cerevisiae(Dekker y col., 2002). Esta metodología está basada en entrecruzamiento químico de lasregiones próximas en un cromosoma, seguido por PCR cuantitativo empleando iniciadoresespeciales esparcidos a lo largo del cromosoma. La información de proximidad así obtenidaes modelada para generar una estructura tridimensional probable. Esta metodología permitiódemostrar que el cromosoma III de S. cerevisiae, a pesar de ser lineal, asume unaconfiguración prácticamente circular in vivo (Dekker et al., 2002).

Estos datos muestran que algunas características que se creían exclusivas delgenoma de los eucariontes, como presencia de replicones múltiples, cromosomas lineales,

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ploidía elevada y un alto grado de compactación de su genoma, también se encuentran enprocariontes (Bendich y Drlica, 2000; Woldringh y van Driel, 1999). Esta tendencia a launidad en la biología empieza a revelarse en otros aspectos no directamente relacionados aestructura genómica, como son la presencia de organelos y la existencia de un programa deenvejecimiento. La visión convencional de los procariontes estipulaba la ausencia deorganelos y una virtual “inmortalidad” de éste tipo de organismos, dado su modo de división.

Sin embargo, recientemente se describió la presencia de un organelo, llamadoacidocalcisoma, en la bacteria Agrobacterium tumefaciens (Seufferheld y col., 2003). Estosorganelos, de naturaleza ácida, son responsables de almacenamiento de calcio y poseen unamembrana capaz de intercambio activo. Dado que existen organelos similares en eucariontesunicelulares, como tripanosomas y algunas algas, se sugiere que el origen de estos organelosantecede a la división de los linajes procarióntico y eucarióntico.

Tocante a la existencia de envejecimiento, se había supuesto, basado enconsideraciones teóricas, que la asimetría en división celular podría propiciar la aparición deenvejecimiento. Esta propuesta se puso recientemente a prueba al analizarse a la bacteriaCaulobacter crescentus. Esta bacteria muestra formas natatorias –inapaces de división- lascuales pueden diferenciarse a una forma sésil. Las células sésiles son capaces de producircélulas natatorias por división. Recientemente se demostró que las formas sésiles exhibensenescencia (Ackermanns y col., 2003). Dado que otros procariontes exhiben tambiénasimetrías en división, esto abre la posibilidad de programas de senescencia en otrosorganismos. Sin lugar a dudas, es un momento excitante para la investigación conprocariontes.

Los procariontes poseen una porción importante de su genoma como secuenciasrepetidas

El estudio de la incidencia de secuencias repetidas en genomas procariónticos haavanzado lentamente, debido a un prejuicio generalizado referente a su escasez. La visión máspopular era que la mayor parte de las secuencias repetidas en genomas procariónticos eran lassecuencias de inserción (IS’s) y otros elementos transponibles (Merlin y col., 2000). A pesarde reportes persistentes a lo largo de los años acerca de la existencia de repeticiones desegmentos génicos o aún genes completos en genomas procariontes (ver Romero y Palacios,1997), éstos casos eran considerados como excepciones, más que una regla general.

El advenimiento de los estudios de ciencias genómicas en organismos procariónticosha permitido la determinación no ambigua del número y tipo de secuencias repetidas en estosorganismos. A través del uso de diferentes estrategias computacionales, se ha podidoidentificar una gran variación en la abundancia de secuencias repetidas largas (> 300 pares debases), las cuales pudieran participar como sustratos para recombinación homóloga. Estosanálisis han mostrado que la proporción de secuencias repetidas en los genomas procarióticossecuenciados puede variar desde el 0.5% hasta el 12% del genoma (Rocha y col., 1999;Romero y col., 1999). Como era de esperarse, las IS’s constituyen una fracción importante,más no única, de las secuencias repetidas. Para mayor información sobre la incidencia y tiposde estos elementos en diferentes genomas bacterianos, consultar la IS database (http://www-is.biotoul.fr/is.html). Adicionalmente, en muchos genomas la duplicación exacta de genes ofragmentos de ellos ha jugado un papel importante (Coissac y col., 1997). En retrospectiva,hubiera sido más sorprendente que esto no hubiera ocurrido en los procariontes. En una vastamayoría de los organismos, la duplicación génica seguida por divergencia ha sido un

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mecanismo primordial para la generación de nuevas funciones. El reconocimiento de estassecuencias como componentes abundantes de genomas procarióticos, así como su papel endiferentes eventos de plasticidad genómica, han renovado el interés en ellas.

Variando estructura por interacción entre elementos endógenos: transposición yrecombinación

Es difícil imaginar una forma de “ingeniería genética natural” más versátil que laque han permitido los elementos transponibles, como las IS’s y transposones (Merlin y col.,2000). Presentes en todos los procariontes en número de copias variable, su actividad permitesu propio incremento en número de copias, activación de genes (a través de promotoresincluídos en el propio elemento) e inactivación de genes. Adicionalmente, si dos IS’s delmismo tipo flanquean un segmento del genoma, éste puede ahora multiplicarse como una solaunidad (transposón). Ciertamente, este último mecanismo ha sido muy relevante en laformación de duplicaciones génicas. Aunque una consideración detallada de los mecanismosde transposición escapa a los propósitos de este trabajo, baste mencionar que existen dosmodos de transposición: replicativa y no replicativa (o conservativa). En la transposiciónreplicativa (Fig. 2), una copia del elemento, generada por replicación transpone a una nuevalocalización genómica, dejando el elemento transponible en el sitio original. En latransposición no replicativa (Fig. 3), el propio elemento transpone a una copia diferente delgenoma, dejando un corte en doble cadena en el sitio original. Ambos mecanismos entrañanun incremento en el número de copias del elemento transponible: la principal diferencia esque la transposición no replicativa implica el riesgo de pérdida de una copia del genoma(salvo reparación). Independientemente del mecanismo empleado por un elementotransponible dado, estos suelen transponer a localizaciones con poca o nula similitud ensecuencia (Merlin y col., 2000).

Además de las consecuencias locales de la acción de los elementos transponibles,su actividad genera regiones repetidas, las cuales pueden participar en recombinación genética(vea el modelo de Holliday (http://www.wisc.edu/genetics/Holliday/index.html) y elmodelo, más actual, que involucra la reparación de rupturas en doble cadena como pasocrucial (http://www.molbio.uoregon.edu/home97/pstahl.html). La recombinación entresecuencias repetidas es un proceso que ocurre con una frecuencia elevada (aproximadamentede dos recombinantes por cada 10 000 células, cuando las secuencias comparten una Kb desimilitud) y es capaz de generar alteraciones mayores en la estructura de los genomas.

Por ejemplo, si dos replicones dentro de una célula comparten secuencias repetidas(sean éstas elementos transponibles o genes), pueden recombinar entre sí provocando la uniónde los dos replicones o cointegración (Fig. 4), conteniendo dos secuencias repetidas enorientación directa. En cualquier molécula circular con dos secuencias repetidas enorientación directa, la recombinación entre ellas provoca la excisión de una molécula circular.Si la molécula era inicialmente un cointegrado, esto conduce a la separación en los dosreplicones originales; por otro lado, si las secuencias repetidas flanquean una región genómicacarente de un origen de replicación, esta separación llevará a la pérdida de una regióngenómica, o deleción (Fig. 5).

Una circunstancia más interesante se presenta si ocurre recombinación en unamolécula en proceso de replicación. En estas circunstancias, la recombinación durante lareplicación (conocida como entrecruzamiento desigual) provoca la formación de dosmoléculas recombinantes, una conteniendo una deleción y la otra una duplicación del

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segmento flanqueado por repeticiones en orientación directa (Fig. 6; ver Fig. 9 para unamanera alternativa). El evento de duplicación es particularmente dinámico, dado que eventossucesivos de entrecruzamiento desigual pueden conducir a incrementos superiores en númerode copias –conocidos como amplificación génica- o regresar a un estado sin duplicación.

Para el caso de secuencias repetidas en orientación inversa dentro de un replicón, larecombinación entre ellas conduce a la inversión de un segmento genómico (Fig. 7). Cabemencionar que la recombinación entre secuencias repetidas (directas o inversas) no esimpedida por la distancia entre ellas, pudiendo ocurrir aún y cuando se encuentren separadaspor centenares de kilobases. Por último, estos eventos pueden ocurrir de manera concatenada.Por ejemplo, la escisión de un segmento por recombinación entre repeticiones en orientacióndirecta podría proseguir con la reinserción del segmento en un sitio diferente del genoma,llevando a una translocación (Fig. 8). Desde luego, si este segmento se reintegra en el mismositio en una copia generada previamente por replicación, el resultado sería una deleción y unaduplicación (Fig. 9)

Existen numerosos ejemplos de que estos procesos pueden conducir a rearreglosgenómicos, algunos de ellos, como las duplicaciones y amplificaciones, benéficos para lascapacidades del organismo (Romero y Palacios, 1997; Roth y col., 1996). A pesar de estosdatos, existía mucha resistencia a aceptar el dinamismo en la organización del genomaprocarionte. La creencia de la estabilidad evolutiva de los genomas bacterianos se fundaba enel hecho de que los mapas genéticos de Escherichia coli y Salmonella typhimurium se habíanmantenido prácticamente colineales, a pesar de haber divergido hace 160 millones de años.

El estudio de genomas bacterianos por técnicas de PFGE y secuenciación completade genomas han cambiado radicalmente esta visión. Al secuenciarse el genoma deHaemophilus influenzae (la cual se separó de Escherichia coli hace 100 millones de años), nose encontró ninguna evidencia de colinearidad con el mapa de E. coli. Adicionalmente, lacomparación de los genomas de Salmonella typhimurium y Salmonella typhi, empleandoPFGE, reveló que si bien eran muy similares, su colinearidad era rota por inversiones (Liu ySanderson, 1995). De hecho, esta falta de colinearidad es común entre diferentes génerosbacterianos (Casjens, 1998; Romero y col., 1999). Es claro que la comparación por parejas degenomas totalmente secuenciados es la herramienta más fina para detectar la presencia oausencia de colinearidad, así como para rastrear posibles eventos de rearreglos entre genomasrelacionados. La cantidad de información que puede obtenerse con este enfoque essimplemente apabullante: con 123 genomas procariónticos completamente secuenciados, esposible realizar 7503 comparaciones por parejas, excluyendo las comparaciones idénticas.

Desde luego, no se ha publicado un estudio que compile todas estas comparaciones yde hecho, no es necesario hacerlo en su totalidad. En lo general, aquellas comparaciones entregenomas de procariontes pertenecientes a diversos géneros, frecuentemente revelan una faltade colinearidad.

Las comparaciones que muestran colinearidad apreciable son aquellas entrediferentes especies pertenecientes a un mismo género. Sin embargo, en prácticamente todoslos casos, la colinearidad es rota en mayor o menor grado, por eventos de rearreglo genómicocausados por recombinación entre secuencias repetidas (Tabla 4), Dentro de estos rearreglosestán representados prácticamente todos los descritos anteriormente, con excepción de lasduplicaciones contiguas. Se piensa que esta ausencia es debida a la alta tasa de reversión delas mismas, la cual hace difícil su permanencia estable.

En otros casos, el propio análisis de la secuencia completa de una especiedeterminada, ha mostrado convincentemente el papel de rearreglos genómicos entre

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secuencias repetidas. Por ejemplo, el ensamblaje de uno de los cromosomas deHalobacterium sp. NRC-1 (previamente identificado como plásmido) ha sido explicado poruna cascada de rearreglos mediados por secuencias repetidas (Ng y col., 1998).Adicionalmente, la bacteria intracelular Rickettsia prowazekii (agente causal del tifo) carecede muchos genes esenciales para la supervivencia autónoma. Para explicar este patrón depérdidas (llamado evolución reductiva), se han postulado eventos múltiples de deleción porrecombinación entre repeticiones (Andersson y Kurland, 1998). Esta pérdida de genesesenciales es tolerable debido a la estrecha dependencia del metabolismo del huésped para lareproducción de R. prowazekii. Esta dependencia con respecto a su huésped puede generaresquemas de verdadera estasis genómica. Por ejemplo, al comparar los genomas de R.prowazekii y R. conorii, se encontró que estos se han mantenido virtualmente colineares(Ogata y col., 2001).

Un ejemplo particularmente seductor se encontró con bacterias pertenecientes algénero Buchnera. Estas bacterias establecen un mutualismo estrecho con áfidos, insectos queparasitan diversas plantas, alimentándose del xilema o del floema, dependiendo de la especiedel áfido. Buchnera se aloja intracelularmente en células especializadas del áfido,denominadas bacteriomas. En ellas, Buchnera recibe metabolitos del áfido los cuales permitensu supervivencia y multiplicación; Buchnera, en cambio, produce aminoácidos que seencuentran carentes de la dieta del áfido. Esta interdependencia es tan estrecha que si seelimina a Buchnera por tratamiento con antibióticos el áfido es incapaz de sobrevivir; demodo similar, Buchnera no es cultivable fuera del áfido.

Como era de esperarse, Buchnera muestra claras señales de evolución reductiva; loque resultó inesperado es que, al comparar los genomas secuenciados de Buchnera aislados dediferentes áfidos, se encontró una gran colinearidad entre ellos. Esta colinearidad se mantienea pesar que se estima que estas especies de Buchnera han estado separadas en sucorrespondiente ambiente intracelular por 200 millones de años (Tamas y col., 2002; van Hamy col., 2003), constituyendo un ejemplo notable de estasis genómica. Se piensa que estaestasis se debe a la pérdida, durante el proceso de evolución reductiva, de genes participantesen recombinación homóloga (Tamas y col., 2002; van Ham y col., 2003). De este modo,puede presentarse el proceso de evolución reductiva debido a la existencia de un ambienteintracelular estable y gracias a la operación de recombinación homóloga; el proceso se detieneuna vez que se han eliminado genes cruciales para recombinación homóloga.

La evolución reductiva seguida por una estasis genómica no es sin embargo el únicoescenario para las bacterias intracelulares. Por ejemplo, las bacterias del género Mycoplasma,si bien presentan evolución reductiva, no han llegado a estasis genómica, presentándoserearreglos entre diferentes especies (Tabla 4). Un ejemplo similar se encuentra también paraMycobacterium leprae (el agente causal de la lepra), el cual aunque ha experimentadoevolución reductiva, se distingue además de M. tuberculosis por la presencia de otrosrearreglos.

Aún diferentes aislados de una misma especie presentan rearreglos porrecombinación entre secuencias repetidas. Por ejemplo, al comparar los genomas de diferentesaislados de Salmonella typhi por PFGE, se encontró que estos diferían por inversionesmediadas por secuencias repetidas (Liu y Sanderson, 1995). Este panorama de plasticidad seextiende también a los diferentes serovares de Salmonella (Edwards y col., 2002). Lacomparación de las secuencias genómicas completas de dos aislados de Helicobacter pylorimostró diferencias causadas por diferentes rearreglos (Alm y col., 1999; Suyama y Bork,2001). Una situación similar ocurre en Neisseria meningitidis (Suyama y Bork, 2001),

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Shigella flexneri (Wei y col., 2003), Streptococcus pyogenes (Nakawaga y col., 2003) yYersinia pestis (Deng y col., 2002). En la mayoría de los casos, estos rearreglos ocurren porrecombinación entre repeticiones endógenas al organismo, como ISs y repeticiones de losoperones ribosomales. Sin embargo, en el caso de Streptococcus pyogenes se encontraroninversiones por recombinación entre profagos relacionados residentes en estos genomas(Nakagawa y col., 2003).

Irónicamente, en diversos aislados de Escherichia coli se ha encontrado evidencia delpapel de rearreglos en la evolución del genoma. Por ejemplo, parte de la variación en tamañodel genoma entre diferentes aislados de Escherichia coli se debe a recombinación entrerepeticiones (Lan y Reeves, 2000). Así mismo, al seguir la evolución genotípica y fenotípicade Escherichia coli durante 10 000 generaciones se encontró que podían detectarsevariaciones radicales en el genoma antes de observarse variaciones en el fenotipo(Papadopoulos y col., 1999). Dentro de estas variaciones se detectaron eventos detransposición y deleción mediados por repeticiones (Schneider y col., 2000).

El giro conceptual que han provocado estos estudios resulta apasionante. En un lapsorelativamente breve hemos pasado de una concepción relativamente estática de los genomasbacterianos a una donde su dinamismo salta a la vista. Este dinamismo, sin embargo, no estáexento de restricciones. Por ejemplo, deleciones en genomas suelen ser deletéreas para elorganismo, siendo tolerables solamente en ambientes especiales, como en aquellosorganismos intracelulares. Recientemente se encontró que las repeticiones en orientacióninversa se encuentran subrepresentadas en la mayoría de los genomas procariónticos (Achaz ycol., 2003). Se cree que esta subrepresentación se debe a que la formación de inversionespodría generar alteraciones en la simetría entre origen y término de replicación dentro de ungenoma, lo cual podría afectar su capacidad de división. Si bien se han detectado inversionesen comparaciones entre genomas, éstas por lo general no perturban esta simetría (Achaz ycol., 2003).

Variando estructura por interacción entre elementos exógenos: plásmidos, profagos,CONSTIN’s y otras formas de transferencia horizontal

Sobrepuesta a la variación genómica que puede lograrse a través de interacción decomponentes endógenos, se encuentra la variación adquirida por transferencia de elementosentre bacterias. Este modo de ganancia de información, llamada también transferenciahorizontal, asume diferentes formas. Una de éstas, bien conocida, es la transferenciaconjugativa de plásmidos entre bacterias, la cual, acoplada con transposición, ha jugado unpapel muy importante en el fenómeno de resistencia a los antibióticos. La entrada deplásmidos a una bacteria añade componentes al genoma, no solo por la posibilidad demantenerse como un replicón autónomo, sino también por su posible integración en otrosreplicones, por procesos similares al mostrado en la fig. 3. El rango de atributos codificadosen plásmidos es muy variado, incluyendo resistencia a antibióticos y otros agentes tóxicos,producción de toxinas, degradación de una amplia gama de compuestos y otros atributos deimportancia para interacciones simbióticas y patogénicas (Top y col., 2000)

La entrada de bacteriófagos a la célula y su manutención estable como un profagolisogénico, es otra forma de transferencia horizontal (ver capítulo sobre el bacteriófagolambda). La inserción del profago en otros replicones es muy específica y frecuentemente escatalizada por integrasas codificadas por el propio fago. A través del ánálisis de secuenciascompletas de genomas, se ha encontrado que éstos juegan un papel muy importante en la

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evolución de diferentes genomas procariónticos (Casjens, 2003; Ohnishi y col., 2001).Algunos fagos portan genes para virulencia en sus genomas, de modo tal que lisogenizacióncon un fago de este tipo provoca la conversión de una cepa avirulenta en una cepa patogénica,fenómeno conocido como conversión lisogénica. Por ejemplo, los genes para toxina dedifteria en Corynebacterium diphtheriae (Pappenheimer y Murphy, 1983), toxina del cóleraen Vibrio cholerae (Waldor y Mekalanos, 1996) y toxina Shiga en cepas enterohemorrágicasde Escherichia coli (Schmidt y col., 1999) están codificados en fagos convertidoresespecíficos.

Además de las capacidades de transferencia permitidas por plásmidosconjugativos, fagos lisogénicos y transformación, existen otras formas de ganancia deinformación. Una de ellas, conocida como “islas de patogenicidad” ha adquirido una bienganada fama debido a su papel en conferir virulencia en bacterias patogénicas, incluyendoEscherichia coli, Helicobacter pylori, Salmonella typhimurium, Vibrio cholerae y Yersiniapestis, por mencionar algunas (Hacker y col., 1997). Estos elementos, con una longitud dedecenas de kilobases, suelen portar genes involucrados en virulencia. Frecuentemente seintegran cerca de genes para tRNA, generando pequeñas duplicaciones del sitio de inserción.Se piensa que su inserción es catalizada por integrasas similares a las de algunos fagoslisogénicos, codificadas en la propia isla de patogenicidad.

Aunque en la mayoría de los casos se desconoce el modo exacto de transferencia deestas islas, una variante de particular interés es la isla que contiene al gene para la toxina dechoque tóxico en Staphylococcus aureus, la cual puede ser transferida entre cepas empleandoun fago auxiliador (Lindsay y col., 1998). Además de esta isla, se detectaron recientemente,por comparación de la secuencia de diferentes aislados de S. aureus, hasta siete islasdiferentes (Baba y col., 2002). Estas son ahora llamadas islas genómicas, dado que no siemprese encuentran asociadas con patogenia.

Otros ejemplos en los que la transferibilidad de la isla es aún más clara son elelemento SXT de Vibrio cholerae (el cual confiere resistencia a cuatro antibióticos distintos,Hochhut y Waldor, 1999) y la llamada “isla simbiótica” de Mesorhizobium loti (la cualcontiene genes para una simbiosis fijadora de nitrógeno, Sullivan y Ronson, 1998). Amboselementos son integrativos y autotransferibles por conjugación, por lo que se ha sugeridodesignarlos con el término CONSTIN’s (por conjugal self-transmissible integrating element,Hochhut y Waldor, 1999).

La adquisición de genes en cualquiera de los elementos mencionados anteriormente(plásmidos, transposones, bacteriófagos, islas o CONSTIN’s) puede facilitarse a través deluso de los llamados integrones (Hall y Collis, 1995). Los integrones son elementos pequeñosque incorporan genes carentes de promotores, confiriéndoles la capacidad de ser expresados.El integrón solamente contiene un sitio blanco para una integrasa, el gene para la integrasa yun promotor adyacente al sitio de integración. Los genes por ser integrados, además decarecer de un promotor, suelen contener un sitio de recombinación –el elemento de 59 pb- alfinal del gene. Eventos de recombinación sitio-específica provocan la inserción del genedentro del integrón. Por las características de esta recombinación, los integrones puedenacumular dos, tres o más genes distintos (Hall y Collis, 1995).

Originalmente descritos por su capacidad de adquirir genes para resistencia aantibióticos, la importancia de los integrones ha sido puesta en relieve por su capacidad paraadquirir genes para virulencia en Vibrio cholerae (Mazel y col., 1998). Para este organismo,se ha reportado una región de 126 kb con características de un integrón, en donde han

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ocurrido al menos 179 eventos de captura de genes, justificando el término super-integrón(Rowe-Magnus y col., 1999).

La gran variedad y versatilidad de alternativas descritas hace natural el inquiriracerca de su impacto en la estructuración de los genomas procariontes. En una evaluaciónreciente, empleando la secuencia genómica de 19 especies diferentes, se estimó que el 6% delgenoma, en promedio, podría provenir de eventos de transferencia horizontal (Ochman y col.,2000). La variación es muy amplia, sin embargo, dado que algunos organismos, comoMycoplasma genitalium y Rickettsia prowazekii prácticamente no muestran secuenciasexógenas, mientras que otros, como Synechocystis, muestran un 16.6% de secuenciasproducto de transferencia horizontal. Comparaciones recientes entre genomas de Salmonellasugieren entre un 10 y un 12% del genoma proviene de eventos de transferencia horizontal(Edwards y col., 2002). Estos datos han llevado a posiciones extremas, que postulan que latransferencia horizontal borra toda frontera entre especies, haciendo inoperativas a lasfilogenias actuales (Lan y Reeves, 2000; Ochman y col., 2000). Asimismo, ha surgido latentación de explicar cualesquier novedad fenotípica como un producto de transferencia (Lany Reeves, 2000; Ochman y col., 2000). En mi opinión, estas posiciones deben de sermoderadas por argumentos tan persuasivos como los de Kurland (2000), que nos recuerda lamagnitud real de esta transferencia, y que ésta no ha invalidado ninguna de las filogeniasactuales. Independientemente de la posición que se decida asumir, es claro que los procesosde dinamismo, tanto endógeno como exógeno, han jugado un importante papel en laestructuración de los genomas procariontes.

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Capítulo concluído en Septiembre 1, 2003.

Tabla 1. Genomas secuenciados de Eubacterias

ESPECIE IMPORTANCIA TAMAÑO

DEL GENOMA

(pba)

TIPO DE

REPLICONESb

TAMAÑO

(pb)

CC 2 841 581

CL 2 074 782

PC 542 869

Agrobacterium tumefaciens

str. C58 (Cereon)

Agrícola, agalla de corona

en dicotiledóneas

5 673 563

PC 214 331

CC 2 841 490

CL 2 075 560

PC 542 780

Agrobacterium tumefaciens

str. C58 (U. Washington)

Agrícola, agalla de corona

en dicotiledóneas

5 674 064

PC 214 234

CC 1 551 335 Aquifex aeolicus VF5 Básica, hipertermofílica 1 590 791

PC 39 456

CC 5 093 554

PC 181 677

Bacillus anthracis str. A2012 Médica, ántrax 5 370 060

PC 94 829

CC 5 227 293

PC 181 677

Bacillus anthracis str. Ames Médica, ántrax 5 503 799

PC 94 829

CC 5 411 809 Bacillus cereus ATCC 14579 Médica, patógeno

oportunista

5 426 909

PL 15 100

Bacillus halodurans Básica, alcalofílica 4 202 353 CC 4 202 353

Bacillus subtilis subsp. subtilis str. 168 Básica 4 214 814 CC 4 214 814

CC 6 260 361 Bacteroides thetaiotaomicron VPI-5482 Industrial, probióticos;

comensal en tracto

gastrointestinal humano

6 293 399

PC 33 038

Bifidobacterium longum NCC2705 Industrial, probióticos;

comensal en tracto

gastrointestinal humano

2 256 646 CC 2 256 646

CL 910 724

PL 53 561

PL 52 971

PL 38 829

PL 36 849

PL 29 766

PL 28 601

PL 27 323

PL 26 921

PL 24 177

PL 18 753

Borrelia burgdorferi B31 Médica, enfermedad de

Lyme

1 519 856

PL 16 823

PL 5 228

PC 30 885

PC 30 800

PC 30 750

PC 30 651

PC 30 299

PC 30 223

PC 29 838

PC 26 498

PC 9 386

Bradyrhizobium japonicum USDA 110 Agrícola, fijador simbiótico

de nitrógeno (soya)

9 105 828 CC 9 105 828

CC 2 117 144 Brucella melitensis 16M Médica, fiebre de Malta

Veterinaria, brucelosis,

abortos en cabras y ovejas

3 294 931

CC 1 177 787

CC 2 107 792 Brucella suis 1330 Médica, brucelosis

Veterinaria, brucelosis en

cerdos

3 315 173

CC 1 207 381

Buchnera aphidicola

str. Bp (Baizongia pistaciae)

Agrícola, endosimbionte de

áfidos

615 980 CC 615 980

Buchnera aphidicola

str. Sg (Schizaphis graminum)

Agrícola, Endosimbionte

de áfidos

641 454 CC 641 454

CC 640 681

PC 7 258

Buchnera sp. APS (Acyrthosiphon pisum) Agrícola, Endosimbionte

de áfidos

655 725

PC 7 786

Campylobacter jejuni

subsp. jejuni NCTC 11168

Médica, diarrea 1 641 481 CC 1 641 481

Caulobacter crescentus CB15 Básica, modelo de

diferenciación

4 016 947 CC 4 016 947

CC 1 069 411 Chlamydia muridarum str. Nigg Veterinaria, neumonitis en

ratones

1 076 912

PC 7 501

Chlamydia trachomatis Médica, tracoma;

enfermedades de

transmisión sexual

(inflamación pélvica,

epididimitis, etc.)

1 042 519 CC 1 042 519

CC 1 173 390 Chlamydophila caviae GPIC Veterinaria, conjuntivitis en

cobayos

PC 7 966

Chlamydophila pneumoniae AR39 Médica, Neumonía y

bronquitis

1 229 858 CC 1 229 858

Chlamydophila pneumoniae CWL029 Médica, Neumonía y

bronquitis

1 230 230 CC 1 230 230

Chlamydophila pneumoniae J138 Médica, Neumonía y

bronquitis

1 226 565 CC 1 226 565

Chlorobium tepidum TLS Básica, anaerobio

fotosintético

2 154 946 CC 2 154 946

CC 3 940 880 Clostridium acetobutylicum Industrial, producción

fermentativa de acetona y

butanol

4 132 880

PC 192 000

Clostridium perfringens str. 13 Médica, gangrena

gaseosa, enterotoxemia

3 031 430 CC 3 031 430

Clostridium tetani E88 Médica, tétanos 2 799 251 CC 2 799 251

Corynebacterium efficiens YS-314 Industrial, productora

mesofílica de L-glutamato

3 147 090 CC 3 147 090

Corynebacterium glutamicum

ATCC 13032

Industrial, productora de L-

glutamato y L-lisina

3 309 401 CC 3 309 401

CC 1 995 275 Coxiella burnetii RSA 493 Médica y veterinaria, fiebre

Q

2 032 668

PC 37 393

CC 2 648 638

CC 412 348

PC 177 466

Deinococcus radiodurans Ambiental,

Radioresistencia extrema

3 284 156

PC 45 704

CC 3 218 031

PC 66 320

Enterococcus faecalis V583 Médica, patógeno

oportunista (infecciones de

tracto urinario, bacteremia,

3 359 974

PC 57 660

endocarditis) PC 17 963

Escherichia coli CFT073 Médica, infecciones

urinarias

5 231 428 CC 5 231 428

Escherichia coli K12 Básica 4 639 221 CC 4 639 221

Escherichia coli O157:H7 Médica, diarrea, colitis

hemorrágica

5 498 450 CC 5 498 450

Escherichia coli O157:H7 EDL933 Médica, diarrea, colitis

hemorrágica

5 528 445 CC 5 528 445

Fusobacterium nucleatum

subsp. nucleatum ATCC 25586

Médica, coadyuvante en

placa dentobacteriana

2 174 500 CC 2 174 500

Haemophilus influenzae Rd Médica, neumonía, otitis

media, meningitis

1 830 138 CC 1 830 138

Helicobacter pylori 26695 Médica, infección gástrica

crónica, úlcera péptica

1 667 867 CC 1 667 867

Helicobacter pylori J99 Médica, infección gástrica

crónica, úlcera péptica

1 643 831 CC 1 643 831

Lactobacillus plantarum WCFS1 Industrial, probióticos 3 308 274 CC 3 308 274

Lactococcus lactis subsp. lactis Industrial, producción de

quesos

2 365 589 CC 2 365 589

CC 4 332 241 Leptospira interrogans serovar lai

str. 56601

Médica, leptospirosis 4 691 184

CC 358 943

Listeria innocua Básica, listeria no 3 093 113 CC 3 011 208

patogénica PC 81 905

Listeria monocytogenes EGD-e Médica, listeriosis 2 944 528 CC 2 944 528

CC 7 036 074

PC 351 911

Mesorhizobium loti Agrícola, Fijador simbiótico

de nitrógeno (loto)

7 596 300

PC 208 315

Mycobacterium bovis Veterinaria, tuberculosis

bovina

4 345 492

Mycobacterium leprae Médica, lepra 3 268 203 CC 3 268 203

Mycobacterium tuberculosis CDC1551 Médica, tuberculosis 4 403 836 CC 4 403 836

Mycobacterium tuberculosis H37Rv Médica, tuberculosis 4 411 529 CC 4 411 529

Mycoplasma genitalium Médica, uretritis no

gonocóccica

580 074 CC 580 074

Mycoplasma penetrans Médica, infecciones

oportunistas

1 358 633 CC 1 358 633

Mycoplasma pneumoniae Médica, traqueobronquitis,

neumonía atípica

816 394 CC 816 394

Mycoplasma pulmonis Veterinaria, neumonía en

ratas

963 879 CC 963 879

Neisseria meningitidis MC58 Médica, meningitis y

septicemia

2 272 351 CC 2 272 351

Neisseria meningitidis Z2491 Médica, meningitis y

septicemia

2 184 406 CC 2 184 406

Nitrosomonas europaea ATCC 19718 Ambiental, oxidación de

amonio a nitrato,

bioremediación.

2 812 094 CC 2 812 094

CC 6 413 771

PC 408 101

PC 186 614

PC 101 965

PC 55 414

PC 40 340

Nostoc sp. PCC 7120 Ambiental, cianobacteria

fijadora de nitrógeno

7 211 789

PC 5 584

Oceanobacillus iheyensis HTE831 Industrial, halófilo,

alcalófilo. Posible uso para

detergentes

3 630 528 CC 3 630 528

Pasteurella multocida Pm70 Médica, hinchazón en

articulaciones, posible

artritis

Veterinaria, cólera en aves,

septicemia hemorrágica en

bovinos, rinitis atrófica en

cerdos

2 257 487 CC 2 257 487

Pseudomonas aeruginosa PA01 Médica, infecciones

oportunistas

6 264 403 CC 6 264 403

Pseudomonas putida KT2440 Ambiental, biorremediación 6 181 863 CC 6 181 863

Pseudomonas syringae pv. tomato

str. DC3000

Agrícola, mancha

bacteriana en tomate

6 397 126 CC 6 397 126

CC 3 716 413 Ralstonia solanacearum str. GMI 1000 Agrícola, marchitamiento

en plantas, moko del

plátano

5 810 922

PC 2 094 509

Rickettsia conorii Médica, fiebre manchada

del Mediterráneo

1 268 755 CC 1 268 755

Rickettsia prowazekii Médica, tifo 1 111 523 CC 1 111 523

CC 4 809 037

PC 218 160

Salmonella enterica subsp.

enterica serovar Typhi CT18

Médica, fiebre tifoidea 5 133 713

PC 106 516

Salmonella enterica subsp.

enterica serovar Typhi Ty2

Médica, fiebre tifoidea 4 791 961 CC 4 791 961

CC 4 857 432 Salmonella typhimurium LT2 Veterinaria, modelo murino

de fiebre tifoidea

4 951 371

PC 93 939

CC 4 969 803 Shewanella oneidensis MR-1 Ambiental, bioremediación 5 131 416

PC 161 613

Shigella flexneri 2a str. 301 Médica, diarrea 4 607 203 CC 4 607 203

Shigella flexneri 2a str. 2457T Médica, diarrea 4 599 354 CC 4 599 354

CC 3 654 135 Sinorhizobium meliloti Agrícola, fijador simbiótico

de nitrógeno (alfalfa)

6 691 694

PC, 1 683 333

¿esencial?

PC 1 354 226

Staphylococcus aureus subsp.

aureus MW2

Médica, sindrome de

choque tóxico, fiebre

estafilococal

2 820 462 CC 2 820 462

CC 2 878 040 Staphylococcus aureus subsp.

aureus Mu50

Médica, sindrome de

choque tóxico, fiebre

estafilococal

2 903 147

PC 25 107

CC 2 813 641 Staphylococcus aureus subsp.

aureus N315

Médica, sindrome de

choque tóxico, fiebre

estafilococal

2 841 294

PC 24 653

Staphylococcus epidermidis

ATCC 12228

Médica, infecciones

oportunistas

2 499 279 CC 2 499 279

Streptococcus agalactiae 2603V/R Médica, infecciones

neonatales

2 160 267 CC 2 160 267

Streptococcus agalactiae NEM316 Médica, infecciones

neonatales

2 211 485 CC 2 211 485

Streptococcus mutans UA159 Médica, caries dentales 2 030 921 CC 2 030 921

Streptococcus pneumoniae R6 Médica, neumonía,

septicemia, meningitis

2 038 615 CC 2 038 615

Streptococcus pneumoniae TIGR4 Médica, neumonía,

septicemia, meningitis

2 160 837 CC 2 160 837

Streptococcus pyogenes M1 GAS Médica, fiebre reumática,

sindrome de choque tóxico

1 852 441 CC 1 852 441

Streptococcus pyogenes MGAS315 Médica, fiebre reumática,

sindrome de choque tóxico

1 900 521 CC 1 900 521

Streptococcus pyogenes MGAS8232 Médica, fiebre reumática,

sindrome de choque tóxico

1 895 017 CC 1 895 017

Streptococcus pyogenes SSI-1 Médica, fiebre reumática,

sindrome de choque tóxico

1 894 275 CC 1 894 275

Streptomyces avermitilis MA-4680 Industrial, producción de

antibióticos

9 119 895 CL

PL

9 025 608

94 287

CL 8 667 507

PL 356 023

Streptomyces coelicolor A3(2) Industrial, producción de

antibióticos

9 054 847

PC 31 317

Synechocystis sp. PCC 6803 Ambiental, cianobacteria 3 573 470 CC 3 573 470

Thermoanaerobacter tengcongensis Ambiental, termofílico 2 689 445 CC 2 689 445

Thermosynechococcus elongatus BP-1 Ambiental, cianobacteria

termofílica

2 593 857 CC 2 593 857

Thermotoga maritima Ambiental, termofílico 1 860 725 CC 1 860 725

Treponema pallidum Médica, sífilis 1 138 011 CC 1 138 011

Tropheryma whipplei TW08/27 Médica, enfermedad de

Whipple

925 938 CC 925 938

Tropheryma whipplei str. Twist Médica, enfermedad de 927 303 CC 927 303

Whipple

Ureaplasma urealyticum Médica, uretritis no

gonocóccica

751 719 CC 751 719

CC 2 961 149 Vibrio cholerae Médica, cólera 4 033 464

CC 1 072 315

CC 3 288 558 Vibrio parahaemolyticus RIMD 2210633 Médica, gastroenteritis 5 165 770

CC 1 877 212

CC 3 281 945 Vibrio vulnificus CMCP6 Médica, gastroenteritis 5 126 798

CC 1 844 853

CC 697 721 Wigglesworthia brevipalpis Médica, endosimbionte de

la mosca tsetse

703 001

PC 5280

CC 5 175 554

PC 64 920

Xanthomonas axonopodis pv. citri

str. 306

Agrícola, cáncer bacteriano

de los cítricos

5 274 174

PC 33 700

Xanthomonas campestris pv.

campestris str. ATCC 33913

Agrícola, pudrición negra

en crucíferas

5 076 188 CC 5 076 188

CC 2 679 306

PC 51 158

Xylella fastidiosa 9a5c Agrícola, clorosis jaspeada

de los cítricos

2 731 750

PC 1 286

CC 2 519 802 Xylella fastidiosa Temecula1 Agrícola, enfermedad de

Pierce en la vid.

2 521 148

PC 1 346

Yersinia pestis CO92 Médica, peste 4 829 855 CC 4 653 728

PC 96 210

PC 70 305

PC 9 612

Yersinia pestis KIM Médica, peste 4 600 755 CC 4 600 755

a pb, pares de bases b CC, cromosoma circular; CL, cromosoma linear; PC, plásmido circular; PL, plásmido linear

Tabla 2. Genomas secuenciados de Arqueobacterias.

ESPECIE IMPORTANCIA TAMAÑO DEL

GENOMA (pb)

TIPO DE REPLICONES

TAMAÑO (pb)

Aeropyrum pernix Hipertermófilo, aerobio 1 669 695 CC 1 669 695

Archaeoglobus fulgidus DSM 4304 Hipertermófilo, reductor de sulfato 2 178 400 CC 2 178 400

CC 2 014 239

PC,

esencial?

365 425

Halobacterium sp. NRC-1 Halófilo extremo 2 571 010

PC,

esencial?

191 346

CC 1 664 970

PC 58 407

Methanocaldococcus jannaschii Termofílica, Metanogénica 1 739 927

PC 16 550

Methanopyrus kandleri AV19 Hipertermófila, metanogénica 1 694 969 CC 1 694 969

Methanosarcina acetivorans C2A Metanogénica 5 751 492 CC 5 751 492

Methanosarcina mazei Goe1 Termofílica, Metanogénica 4 096 345 CC 4 096 345

Methanothermobacter

thermautotrophicus str. Delta H

Hipertermófila, metanogénica 1 751 377 CC 1 751 377

Pyrobaculum aerophilum Hipertermófila, aeróbica

facultativa

2 222 430 CC 2 222 430

Pyrococcus abyssi Hipertermófila 1 765 118 CC 1 765 118

Pyrococcus furiosus DSM 3638 Hipertermófila 1 908 256 CC 1 908 256

Pyrococcus horikoshii Hipertermófila 1 738 505 CC 1 738 505

Sulfolobus solfataricus Termofílico, Acidofílico, convierte

sulfhídrico a sulfato

2 992 245 CC 2 992 245

Sulfolobus tokodaii Termofílico, Acidofílico, convierte

sulfhídrico a sulfato

2 694 756 CC 2 694 756

Thermoplasma acidophilum Termofílico, Acidofílico, 1 564 906 CC 1 564 906

Thermoplasma volcanium Mesofílico 1 584 804 CC 1 584 804

a pb, pares de bases b CC, cromosoma circular; PC, plásmido circular.

Tabla 3. Ploidía en diferentes procariontes*. Organismo Número promedio de equivalentes de

genoma en:

Fase exponencial Fase estacionaria

Escherichia coli 2 5

Methanococcus jannaschi 7 3

Deinococcus radiodurans 10 4

Synechococcus sp. 8 n. d.

Desulfovibrio gigas 13 n. d.

Borrelia hermsii 16 n. d.

Azotobacter vinelandii 4 70

Epulopiscium fishelsoni De uno a 2000, dependiendo del tipo

celular

*Elaborada en base a datos citados por Bendich y Drlica (2000) y Bresler y

col.(1998).

Tabla 4. Comparaciones cromosómicas entre especies. Comparación Tipos de rearreglos entre ellas Referencia

Brucella suis vs. B.

abortus

Inversiones Hughes, 2000

Brucella suis vs. B.

melitensis

Esencialmente colineales,

algunos genes específicos en

ambas.

Paulsen y col., 2002

Buchnera aphidicola (de

diferentes orígenes)

Ninguno, colineares Tamas y col., 2002;

van Ham y col., 2003

Chlamydia trachomatis

vs. C. pneumoniae

Inversiones Kalman y col., 1999;

Tillier y Collins, 2000;

Suyama y Bork, 2001.

Escherichia coli K12 vs.

Shigella flexnerii 25457T

Inversiones, deleciones,

translocaciones; proliferación de

ISs.

Jin y col., 2002; Wei y

col., 2003

Listeria monocytogenes

vs. L. innocua

Ninguno, colineares Buchrieser y col.,

2003

Mycobacterium leprae

vs. M. tuberculosis

Inactivación de genes y

deleciones (en M. leprae)

Cole y col., 2001

Mycobacterium

tuberculosis vs. M. bovis

Deleciones pequeñas (en M.

bovis)

Garnier y col., 2003

Mycoplasma genitalium

vs. M. pneumoniae.

Translocaciones y duplicaciones. Himmelreich y col.,

1997; Rocha y

Blanchard, 2002;

Suyama y Bork, 2001

Pyroccocus abyssi vs.

P. furiosus

Inversiones y genes especie-

específicos.

Maeder y col., 1999;

Suyama y Bork, 2001

Rickettsia prowazekii vs.

R. conorii

Genomas casi totalmente

colineares, excepto por unas

pocas translocaciones y una

inversión

Ogata y col., 2001

Streptococcus

pneumoniae vs. S.

pyogenes

Inversiones Hughes, 2000

Streptomyces coelicolor

vs. S. avermitilis

Inversiones, translocaciones y

duplicaciones en las regiones

subteloméricas

Ikeda y col., 2003

Xanthomonas

axonopodis pv. citri vs.

X. campestris pv.

campestris

Translocaciones e inversiones.

Abundancia de ISs.

da Silva y col., 2002