evaluation de l'activité antioxydante des feuilles d...

République Algérienne Démocratique et Populaire

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université Abou Bekr Belkaïd -Tlemcen-

Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie et Sciences de la Terre et de l’Univers

Département de Biologie

Laboratoire Antibiotiques, Antifongiques : Physico-Chimie, Synthèse et Activité

Biologique

Mémoire de Master

Biologie

Option

Biochimie Appliquée

Présenté par

Mr Bouabdallah Adel

Jury

Mme Boucherit – Otmani Z Professeur Présidente Université de Tlemcen

Mr Rahmoun N M Maître de conférences B Examinateur Université de Tlemcen

Mr Lahfa F B Maître de conférences A Promoteur Université de Tlemcen

Mlle Mezouar D Doctorante Invitée Université de Tlemcen

Année Universitaire : 2013 – 2014

Evaluation de l'activité antioxydante des

feuilles d'olivier sauvage (Olea europea

sylvestris)

Je dédie ce travail

À ma famille, et en particulier, à ma mère pour tout ce

qu’elle a fait durant mes années d’étude que j’honneur ce

succès, et à mon père pour son soutien moral.

À ma fiancée pour m’avoir encouragé dans les moments

difficiles. Je la remercie pour sa patience.

À mes deux grandes mères que j’adore.

À mes cousins et cousines.

À tous mes amis de l’université et d’ailleurs.

Remerciements

Merci à Dieu de m’avoir donné la foi et de m’avoir guidé dans la prospection, pour la

réalisation de ce travail.

Ce travail n’aurait pu se faire sans le soutien de mes parents que je remercie de tous cœur

pour leurs encouragements.

Mes remerciements les plus profonds vont à mon promoteur Mr Lahfa F B, Maître de

Conférences A, à l’Université Abou Bekr Belkaïd – Tlemcen. Je le remercie de m’avoir

accordé sa confiance et son soutien, aussi pour son sérieux et sa gentillesse.

J’adresse mes sincères remerciements aux membres du jury qui ont été mes professeurs

durant mon cycle. Merci à vous Mme Bouchrit – Otmani Z, Professeur et Directrice du

laboratoire LAPSAB à l’Université Abou Bekr Belkaïd – Tlemcen, d’avoir accepté de

présider le jury. Je la remercie aussi d’avoir mis à ma disposition tous les moyens pour me

faciliter le travail afin de le terminer dans de bonnes conditions.

Mes chaleureux remerciements vont à Mr Rahmoun M N, Maître de Conférences B à

l’Université Abou Bekr Belkaïd – Tlemcen, pour avoir accepté d’examiner ce travail, pour

son assistance et son aide infaillible.

Mes remerciements à tous mes professeurs qui m’ont transmis leur savoir faire durant mon

cursus universitaire.

Je ne voudrais pas omettre de remercier également Mr Boufatah Abdessalam, responsable de

l’Audio visuel à l’Université Abou Bekr Belkaid, pour ces encouragements et son soutien

constant.

Mes remerciements aux professeurs de l’université d’Oran pour leur aide précieuse.

Mes remerciements les plus profonds à Mlle Mezouar Dounia, Doctorante à l’université Abou

Bekr Belkaid – Tlemcen, tous d’abord pour m’avoir choisi dans son équipe, ainsi que pour

m’avoir guidé et suivi durant toute la préparation de ce travail.

Mes remerciements vont également à Mr Hammad Ilyes, un collègue exemplaire, pour son

amitié durant toutes ces années d’études et pour son aide qui m’a été bénéfique.

Je remercie Mr Sallah Mustapha, doctorant à l’université Abou Bekr Belkaïd – Tlemcen pour

ses conseils et pour m’avoir facilité le travail au niveau du laboratoire.

Je remercie également l’ensemble du personnel qui m’a porté son soutien et leur aide :

étudiants, doctorants, techniciennes, et tous ceux que je ne pourrais citer individuellement.

LAPSAB 2014

Table des matières

Remerciements ........................................................................................................................................ 3

Table des matières ................................................................................................................................... 5

Liste des figures....................................................................................................................................... 8

Liste des tableaux .................................................................................................................................. 10

Liste des abréviations ............................................................................................................................ 11

Résumé .................................................................................................................................................. 13

I. Plantes Médicinales : ....................................................................................................................... 18

1. Introduction ................................................................................................................................. 18

2. Métabolites secondaires : .............................................................................................................. 19

a. Les composés phénoliques : ...................................................................................................... 19

Tanins ................................................................................................................................... 19

Quinones ............................................................................................................................... 20

Coumarines .......................................................................................................................... 21

Flavonoïdes........................................................................................................................... 21

b. Les composés azotés : ............................................................................................................... 22

Alcaloïdes ............................................................................................................................. 22

3. Plantes à activité antioxydante : .................................................................................................... 22

II. L’olivier sauvage (Olea europea sylvestris) ................................................................................... 24

1. Introduction : ............................................................................................................................... 24

2. Classification : ............................................................................................................................... 25

3. Répartition géographique: .......................................................................................................... 25

4. Description botanique: ................................................................................................................ 26

5. Composition chimique : .............................................................................................................. 27

5. Propriétés biologiques : ............................................................................................................... 28

6. Utilisation traditionnelle : ........................................................................................................... 29

III. Stress oxydatif ................................................................................................................................. 30

1. Radicaux libres : ............................................................................................................................ 30

2. Stress oxydatif : ............................................................................................................................. 32

3. Conséquences du stress oxydatif ................................................................................................... 33

4. Antioxydants ................................................................................................................................. 34

4. 1. Défenses enzymatiques ......................................................................................................... 34

4.1.1 Superoxydes dismutases (SOD) : ......................................................................................... 34

4.1.2 Catalases : ............................................................................................................................. 34

LAPSAB 2014

4.1.3 Glutathion peroxydases: ....................................................................................................... 35

4.2 Défenses non enzymatiques .................................................................................................... 36

4.2.1 La vitamine C : ..................................................................................................................... 36

4.2.2 La vitamine E : ..................................................................................................................... 36

4.2.3 Polyphénols : ........................................................................................................................ 36

4.2.4 Cuivre : ................................................................................................................................. 36

4.2.5 Manganèse : .......................................................................................................................... 36

4.2.6 Zinc:...................................................................................................................................... 37

4.2.7 Sélénium: .............................................................................................................................. 37

5. Antioxydants synthétiques : .......................................................................................................... 37

I. Etude phytochimique : ................................................................................................................ 40

1. Matériel végétale : ................................................................................................................... 40

2. Tests phytochimiques : ............................................................................................................ 40

2.1 Dosage qualitatifs : .................................................................................................................. 40

2.1.1 Alcaloïdes ............................................................................................................................. 40

2.1.2 Substances polyphénoliques ................................................................................................. 41

Flavonoïdes : Réaction à la cyanidine ................................................................................ 41

Anthocyanines (Leucoanthocyanes) ................................................................................... 41

Tanins ................................................................................................................................... 41

2.1.3 Coumarines ........................................................................................................................... 41

2.1.4 Quinones libres ..................................................................................................................... 41

2.1.5 Stérols et triterpènes : Test de Lieberman – Burchardt ........................................................ 41

2.1.6 Terpénoïdes : Test de Slakowski .......................................................................................... 42

2.1.7 Saponosides .......................................................................................................................... 42

2.1.8 Composés réducteurs ............................................................................................................ 42

2.2 Dosages quantitatives : ............................................................................................................ 42

2.2.1 Dosage des polyphénols : ..................................................................................................... 42

2.2.2 Dosage des flavonoïdes : ...................................................................................................... 42

II. Activité biologique : ................................................................................................................. 43

1. Piégeage du radical libre DPPH : ............................................................................................. 43

2. Réduction du fer – FRAP : Ferric Reducing Antioxydant Power: ..................................... 44

I. Etude phytochimique .................................................................................................................. 47

1. Rendements des extraits bruts : ............................................................................................. 47

2. Tests phytochimiques : ............................................................................................................ 47

LAPSAB 2014

2.1 Tests qualitatifs :.............................................................................................................. 47

2.2. Dosage des polyphénols totaux et flavonoïdes : ................................................................ 48

3. Activité antioxydante : ............................................................................................................ 50

3.1 Piégeage du radical libre DPPH : ................................................................................... 50

2.2 Réduction du fer FRAP : ................................................................................................ 54

LAPSAB 2014

Liste des figures

Figure 1 : Les structures chimiques des principales familles de flavonoïdes……….… 22

Figure 2 : Arbéquina et Cailletier commerciales …………………………………………… 24

Figure 3 : Répartition de l’olivier dans la méditerranée : (A) olivier sauvage indiqué par les

flèches rouges et (B) olivier en générale.………….………………………………………….

26

Figure 4 : L’oléastre de la région de Tlemcen (Ourit)………………………………….... 27

Figure 5 : Structure chimique de l’oleuropéine ………………………………….……….. 28

Figure 6 : Sources métaboliques de production et d’élimination des radicaux libres ……….. 31

Figure 7 : Origine des différents radicaux libres oxygénés et espèces réactives de

l’oxygène …………………………………………………...….……………………….

32

Figure 8 : Déséquilibre de la balance entre pro-oxydant et antioxydant

…………………………………………………………..…….……………………………….

33

Figure 9 : Réaction d’intervention du Glutathion peroxydase……………………………….. 35

Figure 10 : Structures de quelques antioxydants synthétiques ………………………………. 38

Figure 11 : Schéma récapitulatif du protocole expérimental ………...………………………. 45

Figure 12 : Rendements des extraits sous reflux de l’olivier sauvage ………………... 47

Figure 13: Courbe d’étalonnage de l’acide gallique………………………………………….. 49

Figure 14: Courbe d’étalonnage de la catéchine……………………………………………… 49

Figure 15 : Pourcentages d’inhibition du radical libre DPPH en fonction des différentes

concentrations de l’extrait aqueux……………………………………………………………

50


concentrations de l’extrait hydrométhanolique………………………………………………

50

Figure 17: Pourcentages d’inhibition du radical libre DPPH en fonction des différentes

concentrations de l’extrait hydroacétonique…………………………………………………..

51


concentrations de l’acide ascorbique………………………………………………………….

51

Figure 19: Représentation des régressions linéaires des pourcentages d’inhibition du radical

libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait aqueux…………………..

52


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait hydrométhanolique……...

53

LAPSAB 2014


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait hydroacétonique………..

53


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’acide ascorbique……………….

54

Figure 23: Pouvoir réducteur des extraits aqueux, hydrométhanolique et hydroacétonique de

l’olivier sauvage testé par la méthode FRAP………………………………………………

54

LAPSAB 2014

Liste des tableaux

Tableau 1 : Quelque plantes à pouvoir antioxydant étudiées au LAPSAB …………………... 23

Tableau 2 : Résultats de l’examen phytochimique…………………………………………… 48

Tableau 3 : Valeurs des CI50 des extraits de l’olivier sauvage………………………………... 52

Tableau 4 : Densités optiques obtenues pour l’extrait aqueux de l’olivier sauvage testé par la

méthode FRAP………………………………………………………………………………...

75

Tableau 5 : Densités optiques obtenues pour l’extrait hydrométhanolique de l’olivier

sauvage testé par la méthode FRAP…………………………………………………………...

75

Tableau 6 : Densités optiques obtenues pour l’extrait hydroacétonique de l’olivier sauvage

testé par la méthode FRAP…………………………………………………………………….

76

Tableau 7 : Densités optiques obtenues pour l’acide ascorbique testé par la méthode FRAP... 76

Tableau 8 : Pourcentages d’inhibition du radical libre DPPH en fonction des différentes

concentrations de l’extrait aqueux…………………………………………………………….

77


concentrations de l’extrait hydrométhanolique………………………………………………..

77


concentrations de l’extrait hydroacétonique…………………………………………………..

78

LAPSAB 2014

Liste des abréviations

% : Pourcentage

1O2 : Oxygène singulet

AGMI : Acide gras monoinsaturé

AGPI : Acide gras polyinsaturé

AlCl3 : Chlorure d’aluminium

AQ : Anthraquinone

BHA : Butylhydroxyanisole

DPPH : Radical 2.2 diphényle-1-picrylhydrazyl

DXR : Doxorubicine

ERO : Espèces réactives de l’oxygène

Fe2+

: Ions ferreux

Fe3+

: Ions ferriques

FeCl3 : Chlorure de fer

FRAP: Ferric reducing antioxidant power

g : Gramme

GPX : Glutathion peroxydase

GSH : Glutathion réduit

GSHPx : Glutathion peroxydase

GSR : Glutathion réductase

GSSG : Glutathion oxydé

H2O : Eau distillée

H2O2 : Le peroxyde d’hydrogène

HHDP : Hexahydroxydiphénique

HO• : Le radical hydroxyle

HOCl : Acide hypochloreux

Kg : Kilogramme

LDL : Lipoprotéine de faible densité

Mg CEQ/100g : milligramme équivalent catéchine par 100 gramme de matière sèche

Mg GAE/100g : milligramme équivalent acide gallique par 100 gramme de matière sèche

NADPH : Nicotinamide-Adenine-Dinucleotide-Phosphate

NaNO2 : Nitrite de sodium

NaOH : Hydroxyde de sodium

LAPSAB 2014

NH4OH : Ammoniaque

NO : Oxyde d’azote

NO• : Monoxyde d’azote

O2 : Oxygène moléculaire

O2•− : Le radical superoxyde

OH : Hydroxyle

OMS : Organisation Mondiale de la Santé.

ONOO• : Peroxynitrite

RLO : Radicale libre dérivé de l’oxygène

RO : Le radical alkoxyle

ROO• : Le radical peroxyle

ROOH : Peroxyde alkyle

SOD : Superoxyde dismutase

TBHQ : Tertiarybutylhydroquinone

THBP : trihydroxybutyrophenone

UV : Ultra-violet

VLDL : Lipoprotéine de très faible densité

XO : Xanthine Oxydase

LAPSAB 2014

Résumé

Olea europea var. sylvestris L. est un arbre qui appartient à la famille des Oléacées. C’est une

plante médicinale largement utilisée en médecine traditionnelle en Algérie. Les feuilles de la

plante ont été soumises à une extraction sous reflux dans l’eau distillée, eau/méthanol (30/70)

(v/v) et eau/acétone (30/70) (v/v).

L’examen phytochimique qualitatif réalisé sur les feuilles de l’olivier sauvage a montré la

présence des flavonoïdes, des tanins, des stérols, des triterpènes en quantité importante, il a en

outre révélé des quantités plus faibles de coumarines, de terpénoïdes, de saponosides et de

quinones.

Une analyse quantitative des polyphénols et des flavonoïdes des extraits est réalisée, montrant

des teneurs importants en polyphénols totaux et flavonoïdes. L’extrait hydrométhanolique

s’est révélé le plus riche par rapport aux autres extraits (599.12 mg GAE/100 g de matière

sèche et 99.49 mg CEQ/100g de matière sèche), suivie de l’extrait hydoacétonique (500.18

mg GAE/100 g de matière sèche et 79.23 mg CEQ/100g de matière sèche) et enfin l’extrait

aqueux (333.04 mg GAE/100 g de matière sèche et 46.03 mg CEQ/100g de matière sèche).

Le pouvoir antioxydant a été évalué par la technique de piégeage du radical libre DPPH et la

réduction du fer FRAP. L'activité antioxydante a ensuite été comparée à l’acide ascorbique.

Parmi les trois extraits d’Olea europea sylvestris, l’extrait hydrométhanolique a montré

l'activité la plus élevée avec un pourcentage d’inhibition de 90.97 % par rapport aux autres

extraits. L’extrait hydroacétonique présentait une bonne activité antioxydante avec un

pourcentage de piégeage des radicaux de 84.2 %, tandis que l’extrait aqueux a montré une

capacité antioxydante inférieure de 62.54 %.

Mots clés : Olea europea var. sylvestris, extraits bruts, tests phytochimiques, dosages

quantitatifs, activité antioxydante

Introduction Générale


LAPSAB 2014

Les dommages oxydatifs causés par les espèces réactives de l'oxygène sur les lipides, les

protéines et les acides nucléiques peuvent déclencher diverses maladies chroniques. Plusieurs

études ont montré que les espèces réactives de l'oxygène sont impliquées dans l'étiologie de

nombreuses maladies, telles que le vieillissement, le cancer, l'athérosclérose, les maladies

coronariennes, le diabète, l'asthme et la rhinite [Barnham et al., 2004; Eberhardt et al., 2000;

Finkel et Holbrook., 2000]. Les cellules utilisent de nombreuses stratégies antioxydantes et

consomment beaucoup d'énergie pour contrôler leur niveau d'espèces réactives de l'oxygène.

Les antioxydants agissent de plusieurs manières. Leur mécanisme d’action peut être direct ou

indirect, en tant que partie de la structure d’enzymes et/ou cofacteurs d’enzymes

antioxydantes, comme dans le cas des éléments traces. Les mécanismes les plus fréquents sont

l’interruption de la spirale oxydative (vitamines C et E, NADPH, glutathion), la prévention

des dégâts par la mise à disposition d’électrons (céruloplasmine, vitamine C, superoxyde

dismutase, GSHPx), et la réparation des molécules d’ADN (Zn, acide folique, niacine)

[Berger., 2006].

Les plantes médicinales sont une autre source importante pour une grande variété

d'antioxydants naturels. Les plantes médicinales ont été utilisées pour traiter les maladies

humaines pour des milliers d'années. Les gens sont de plus en plus intéressés par les plantes

médicinales en raison de leur bonne performance thérapeutique et une faible toxicité.

Au cours des dernières années, des études sur les activités antioxydantes des plantes

médicinales ont augmenté de façon remarquable due à un intérêt accru pour leur potentiel

d'être utilisé en tant que source d'antioxydants riche et naturel. Parmi ces plantes : Citrullus

colocynthis, Limoniastrum feei, Pistacia lentiscus et bien d’autres [Atmani et al., 2009; El

Haci et al., 2012; Benariba et al., 2013].

Dans ce travail, nous nous sommes intéressés à rechercher l’activité antioxydante de l’olivier

sauvage de la famille des oléacées. Cet arbre qui couvre une superficie de 9 500 000 hectares

dans le monde, poussent surtout en région méditerranéenne [Verdier., 2003]. Le bassin

méditerranéen reste une zone privilégiée par rapport au reste du monde pour la culture de


LAPSAB 2014

l’olivier grâce à son climat adéquat tant au niveau de la température qu’au niveau de

l’hydrométrie [Ghedira., 2008].

Dans notre étude, nous allons évaluer l’activité biologique de l’espèce Olea europea

sylvestris. Ainsi, l’analyse de cette espèce portera sur la recherche des principaux groupes

chimiques et le dosage des polyphénols totaux et flavonoïdes et sur l’évaluation de l’activité

antioxydante des extraits des feuilles de l’olivier sauvage.

Synthèse Bibliographique


LAPSAB 2014

I. Plantes Médicinales :

1. Introduction

Ces dix dernières années, le recours à la médecine traditionnelle s’est répandu partout dans le

monde et a gagné en popularité. Non seulement les populations des pays en développement y

ont accès mais aussi ceux des pays où la biomédecine occupe une grande place dans les

systèmes de santé [OMS., 2003].

Le manque de médicaments essentiels, l’insuffisance des soins de santé, le coût élevé des

médicaments et les habitudes socioculturelles des populations expliquent le recours aux

pratiques traditionnelles à base de plantes médicinales [Sanogo., 2006].

Les plantes médicinales restent encore le premier réservoir de nouveaux médicaments. Elles

sont considérées comme une source de matière première essentielle pour la découverte de

nouvelles molécules nécessaires à la mise au point de futurs médicaments [Maurice., 1997].

Face à l’insatisfaction constatée des remèdes modernes, les pistes phytothérapeutiques

traditionnelles semblent renforcer un potentiel intéressant, dont le processus de mise en

valeur, de la plante au phyto-médicament, à travers des procédés scientifiques adéquats,

pourrait offrir une alternative crédible, en faveur des communautés [Koane et al., 2012].

Pendant des milliers d'années, les plantes ont été utilisées non seulement pour aromatiser les

aliments, mais aussi en tant que médicaments. Récemment, elles ont été reconnues comme

une source précieuse de composés antioxydants, y compris les substances phénoliques

[Roberta et Benvenuto., 2014]. Ces composés sont reconnus pour leurs nombreuses activités

biologiques, telles que les activités antivirales, anti-inflammatoires et anticancéreuses. Ces

activités sont attribuées en partie, à la capacité de ces composés naturels à piéger les radicaux

libres [Dugas et al., 2000].

Les plantes médicinales représentent une opportunité pour les communautés rurales

d’Afrique. En effet, de nombreux produits sont d’ores et déjà exportés, et connaissent un

succès lié à la multiplicité de leurs usages médicaments génériques, huiles essentielles ou

cosmétiques... Une partie de la production est transformée sur place, et une partie est vendue

de manière informelle sur les marchés locaux par des herboristes [Centre Technique

Agricole., 2007].

Aussi, les plantes médicinales contiennent des molécules qui représentent des intérêts

multiples mis à profit dans l’industrie alimentaire, cosmétique, en dermopharmacie, et

http://www.sciencedirect.com.www.sndl1.arn.dz/science/article/pii/S1262363612714465


LAPSAB 2014

agroalimentaire. Parmi ces composés, les métabolites secondaires qui se sont surtout illustrés

dans le domaine thérapeutique [Anderson et Markham., 2006].

2. Métabolites secondaires :

Les métabolites secondaires sont des molécules nécessaires à la défense de la plante contre les

agressions extérieures. Ils sont produits en très faible quantité, et présentent une grande

variété structurale (plus de 200 000 structures définies) [Hartmann., 2007]. Les produits

naturels sont les principales sources de molécules bioactives [Priva et Aparna., 2012].

Parmi les métabolites secondaires bioactifs présents dans les plantes :

-Les composés phénoliques : tanins, quinones, coumarines, flavonoïdes

-Les composés azotés : alcaloïdes

-Les terpènes

a. Les composés phénoliques :

Durant ces dernières années, plusieurs chercheurs se sont intéressés aux composants

phénoliques à cause de leur pouvoir à piéger les radicaux libres et les bienfaits potentiels de

leur consommation sur la santé humaine [Manach et al., 2004].

Les composés phénoliques regroupent un vaste ensemble de plus de 8 000 molécules, divisées

en une dizaine de classes chimiques, qui présentent tous un point en commun : la présence

dans leur structure d’au moins un cycle aromatique à 6 carbones, lui-même porteur d’un

nombre variable de fonctions hydroxyles OH [Hennebelle et al., 2004].

Les composés phénoliques diffèrent dans leur structure selon le nombre et la position

deshydroxylations et méthylations du cycle aromatique [Bourgou et al., 2008]. On les

retrouve dans de nombreux fruits, légumes, le café, les prunes, les myrtilles, le raisin et les

pommes. Les composés possédant les activités antioxydantes et antiradicalaires sont l’acide

caféique, l’acide gallique et l’acide chorogénique [Bossokpi., 2002].

Tanins

Les tanins sont un groupe diversifié de métabolites secondaires des plantes qui ont deux

caractéristiques communes : tous sont des polyphénols et tous ont la capacité de fixer les

protéines. Cependant, l'étude des effets nutritionnels des tanins est complexe parce que les

http://www.sciencedirect.com.www.sndl1.arn.dz/science/article/pii/S163106910700340X


LAPSAB 2014

plantes contiennent une grande diversité de tanins. Certains tanins produisent des effets

toxiques tandis que d'autres bénéficient de la santé et de la nutrition [Harvey., 2006]. Les

tanins, sont des constituants naturels du thé vert, vin rouge, et d'autres produits végétaux [Keil

et al., 2004]

Les tanins inhibent la peroxydation lipidique des mitochondries du foie et des microsomes

mais aussi l’oxydation de l’acide ascorbique et du linoléate. Lors de la peroxydation les tanins

donnent des protons face aux radicaux libres, et ainsi, des radicaux taniques stables sont

formés. Ce qui permet de stopper la réaction en chaîne de l’auto-oxydation lipidique. Les

effets bénéfiques du thé vert ne sont plus à prouver. Le thé par ces polyphénols en particulier

le gallate d’épigallocatéchine, possède des propriétés antioxydantes et capte les radicaux

libres. Les polyphénols du thé vert ont en plus des propriétés antimutagènes ; des propriétés

anticancéreuses qui ont été démontrées [Ekoumou., 2003].

Chez les végétaux supérieurs, il y’a deux groupes de tanins qui différent par leur structure et

leur origine biogénétique : les tanins hydrolysables et les tanins condensés [Biaye., 2002].

a) tanins hydrolysables : Ce sont des oligo ou des polyesters d’un sucre (ou d’un

polyol apparenté) et d’un nombre variable d’acide phénolique. Le sucre est très généralement

le glucose. L’acide phénolique est soit l’acide gallique dans le cas des tanins galliques, soit

l’acide hexahydroxydiphénique (HHDP) et ses dérivés dans le cas des tanins éllagiques

[Bruneton., 1999].

b) tanins condensés : Ce sont des polymères ou oligomères flavaniques, constitués

d’unités flavan-3-ols, le plus souvent épicatéchine et catéchine, avec un degré de

polymérisation entre deux et plus de 50 unités [Khanbaba et Ree., 2001].

Aussi, les tanins ont de grandes capacités antioxydantes dues à leurs noyaux phénols. Les

tanins hydrolysables et condensés sont 15 à 30 fois efficaces que les phénols simples

[Peronny., 2005].

Quinones

Les quinones sont des composés intéressants qui ont des caractéristiques uniques et plusieurs

rôles importants. Ils sont largement distribués dans la nature, y compris dans les tissus

animale et végétale. Ils ont un rôle important dans la chaîne de transport d'électrons pour

maintenir les fonctions biologiques des plantes et des animaux. En plus de ces rôles

biologiques, les quinones ont été utilisées dans une grande variété de pratique clinique.



LAPSAB 2014

Par exemple, la doxorubicine(DXR) est une anthraquinone(AQ) antibiotique qui a été utilisé

cliniquement dans le traitement des tumeurs malignes [Naoya et Naotaka., 2014].

Les quinones sont attachées aux composés phénoliques simples. Certaines quinones plus

complexes, où la partie aromatique est liée à une chaîne latérale isoprénique, assurent souvent

des fonctions biologiques essentielles chez les êtres vivants, en particulier, le transfert des

électrons dans les mitochondries et les chloroplastes [Macheix et al., 2005].

Coumarines

Les coumarines et leurs dérivés sont des produits naturels qui sont largement utilisés pour des

fins pharmaceutiques, agricoles et cosmétiques [Moussaoui et Bensalem., 2007]. Ils ont des

activités anti-thrombotiques, anti-inflammatoires et vasodilatatrices [Cowan., 1999].Ils ont la

capacité de capter les radicaux hydroxyles, superoxydes, et peroxydes. Ils préviennent

également la peroxydation des lipides membranaires [Anderson et al., 1996].

Flavonoïdes

Les flavonoïdes constituent le groupe le plus large des composés polyphénoliques. Ils sont

classés en flavonols, flavones, flavanones, chalcones, flavanes, isoflavones, flavanols et

anthocyanes fig. 1 [Derbel et Ghedira., 2005]. Du fait de leurs propriétés antioxydantes, liées

à leur structure polyphénolique, les flavonoïdes ingérés avec nos aliments sont réputés pour

protéger l’organisme contre les effets délétères des apports environnementaux oxydants

[Stoclet et Schini-Kerth., 2011].




LAPSAB 2014

Figure 1: Les structures chimiques des principales familles de flavonoïdes

[Fraga et Oteiza., 2011].

b. Les composés azotés :

Alcaloïdes

Les alcaloïdes sont des substances organiques d’origine végétale, azotées et à caractère

alcalin. Bien que beaucoup d’entre eux soient toxiques (comme la strychnine ou l’aconitine),

ils représentent les principes actifs de nombreuses plantes médicinales. Ils ont joué un rôle

important dans la découverte des médicaments (morphines, quinine cocaïne, atropine…) et

dans le développement de l’industrie pharmaceutique [Omulokoli et al., 1997]. L’étude de

leur mécanisme d’action a conduit à les employer comme réactifs biologiques en neurochimie

et en chimiothérapie. Ils sont dotés aussi d’un pouvoir antioxydant [Roué., 2011].

3. Plantes à activité antioxydante :

Notre laboratoire LAPSAB (Laboratoire Antibiotiques, Antifongiques : Physico-Chimie,

Synthèse et Activité Biologique) a engagé depuis plusieurs années une recherche de nouvelles

molécules bioactives qui présentent des activités biologiques.

Parmi ces activités étudiées, l’activité antioxydante de certaine plantes locales (tableau 1)

utilisées traditionnellement en Algérie.


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Tableau 1 : Quelque plantes à pouvoir antioxydant étudiées au LAPSAB

Non scientifique Non vernaculaire Partie utilisé Références

Berberis vulgaris

Ghriss

Ecorce des racines

Mezouar Dounia ,

2013

Echium vulgare

Vipérine

Feuilles, Tiges et

Racines

Gheffour Kamila ,

2012

Ceratonia siliqua

Kharoub Fruits Billami Fatiha, 2011

Helichrysum stoechas Zeheureddaime

Fleurs, Tiges feuillés

Berrahi fatima zohra,

2013

Citrullus colocynthis Handal Graines Benariba Nabila et

al., 2013

Il existe aussi dans la région de Tlemcen, l’olivier sauvage Olea europea subsp europea var.

sylvestris qui est utilisée traditionnellement pour traiter le diabète sucré et autres affections.

Pour cela, nous nous sommes intéressés à rechercher l’activité antioxydante des feuilles de

l’olivier sauvage qui représente une nouvelle source pour la recherche de nouvelles molécules

bioactives.


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II. L’olivier sauvage (Olea europea sylvestris)

1. Introduction :

Les produits végétaux sauvages récoltés ont généralement une valeur soit de consommation,

de subsistance ou commerciale. Parmi eux, on retrouve les arbres d’oliviers sauvages, connus

sous le nom oléastres (Olea europaea subsp europaea var sylvestris) [Campbell et Luckert.,

2002].

Les populations d'oliviers sauvages sont distribuées dans différents environnements, avec des

altitudes différentes et des sols qui peuvent être une source très importante de sa résistance

aux stress abiotiques tels que la sécheresse, le sel, le vent et la baisse de température [Aranda

et al., 2011].

Pour les botanistes, l'olivier normal est appelé Olea europaea subsp europaea var europaea,

alors que l’oléastre est de variété sylvestris. L'olivier est cultivé tandis que l’oléastre est

sauvage. L'olivier peut s'échapper des cultures et revenir à un état apparemment sauvage.

Dans la plupart des pays, certains cultivars portent des fruits de petite taille, comme,

«Arbequina» en Espagne, ou «Cailletier» en France fig. 2 [Breton et al., 2008].

Figure 2 : Arbéquina et Cailletier commerciales

Depuis l'antiquité, l'olivier a façonné le paysage méditerranéen [Doveri et Baldoni., 2007]. Il

est connu chez les phéniciens depuis la haute antiquité ; il est désigné par le mot zeitoun, ce

mot est couramment employé dans le vocabulaire Amazigh [Boudribila., 2004].Cependant,

l’olivier sauvage est désigné par le mot zebbouj, berb [Jacques-Meunié., 1982]. Cette

appellation est celle utilisée dans notre langage. L’olivier cultivé (O. europaea L. var. Sativa)

a été dérivé de la domestication de l'olivier sauvage ou l’oléastre (O. europaea L. subsp.

sylvestris), car ils sont semblables à la forme sauvage [Zohary., 1973].


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L’olivier sauvage africain Olea europaea ssp. Cuspidata est un arbre précieux de la forêt afro-

montagnarde sec, capable de se regénérer naturellement [Aerts et al., 2006]. Les formes

sauvages de l'olivier (oléastres), sont toujours membres du maquis naturel [Green., 2002].

L’utilisation de la population d’oliviers sauvages peut être également une autre alternative

pour la reproduction d'olive [Guerin et al., 2003].

2. Classification :

L'olivier appartient à la famille des oléacées. Le genre est appelé "Olea" et comporte 30

espèces différentes réparties sur la surface du globe. L'espèce cultivée en Méditerranée est

"Olea europaea", dans laquelle on trouve l'oléastre ou l’olivier sauvage, et l'olivier cultivé.

La classification botanique de l’arbre de l’olivier selon [Ghedira., 2008] est la suivante :

Embranchement : Magnoliophyta

Sous embranchement : Magnoliophytina

Classe : Magnoliopsida

Sous classe : Asteridae

Ordre : Scrophulariales

Famille : Oleaceae

Genre: Olea L.

Espèces: Olea europea L.

Sous-espèces : Olea europaea L. ssp.Oleaster Hoffm.et Link (= O. europea L. ssp.

Sylvestris Miller).

3. Répartition géographique:

L’olivier (Olea europaea subsp europaea var europaea) est l’une des plus anciennes cultures

d'arbres agricoles dans le bassin méditerranéen avec une importance culturelle et économique

remarquable. En fait, à ce jour, plusieurs travaux se sont concentrés sur l'évaluation de la

distribution et de la variabilité entre les olives cultivées et sauvages [Lavee., 2013].

Plusieurs centaines de divers cultivars d'oliviers géographiquement existent dans le bassin

méditerranéen. Ils se distinguent par la morphologie des feuilles, la forme de drupe et la

couleur, la composition de l'huile et de la phénologie (adaptation avec les climats) [Breton et

al., 2008]. Les populations d'olivier sauvage sont limitées à quelques secteurs isolés des forêts


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natales de la Méditerranée fig. 3(A), où le pollen peut être distribué par le vent et les oiseaux

[Lumaret et al., 2004].

La sélection de nouveaux cultivars de la population de l'olivier sauvage devient

problématique, même dans les régions où l’olivier est très répondus, dus à la diminution

graduellement à cause de l’augmentation des oliviers domestiques dans les vergers fig. 3(B).

D'autre part, la pollinisation croisée entre les oliviers sauvages restants et les cultivars

domestiqués plantés pourraient conduire à une augmentation des olives sauvages [Lavee.,

2013].

Figure 3: Répartition de l’olivier dans la méditerranée : (A) olivier sauvage indiqué par les

flèches rouges et (B) olivier en générale.

4. Description botanique:

L’olivier est sempervirens, c'est‐à‐dire qu’il est toujours verts, ses feuilles sont lancéolées,

vert grisâtres. Ses fleurs s’épanouissent en petites grappes blanches, chaque grappe donnera

un seul fruit. Son fruit ovoïde (drupe), il a un noyau fusiforme. Son bois très dur est

imputrescible et est utilisé en ébénisterie [Artaud., 2008].

L’oléastre diffère de l’olivier cultivé par la présence des pousses courtes et épineuses, des

fruits de petite taille, une faible teneur en huile [Terral et Arnold-Simard., 1996]. Les feuilles

de l’olivier sauvage sont de courte longueur, de largeur moyenne. Les fruits de la plupart des

oliviers sauvages en une forme elliptique, et avec un faible poids fig. 4. Une corrélation


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élevée et significative des dimensions du fruit et la teneur en huile a été observée. Cela

pourrait être d'intérêt pour l'utilisation des oliviers sauvages. En dépit de cela, il convient de

mentionner que les oliviers sauvages avec des poids de fruits 1,3 g et le pourcentage d'huile

d'olive dans la matière sèche 33,8 % est comparable aux valeurs mentionnées pour certains

cultivars d'oliviers [Hannachi et al., 2008].

Figure 4 : L’oléastre de la station de l’Ourit de la région de Tlemcen.

5. Composition chimique :

Des études récentes ont montré que les olives contiennent des antioxydants en abondance

(jusqu'à 16g/kg), représentés par les actéosides, l’hydroxytyrosol, le tyrosol et les acides

phénylpropioniques ainsi que d'autres composés [Owen et al., 2004].

L’huile d’olive se caractérise par son parfum délicat et unique. Cet arôme très particulier est

dû à toute une gamme de composants présents en très faibles quantités tels que les alcools, les

composés polyphénoliques, la chlorophylle, les caroténoïdes, les stérols, les tocophérols et les

flavonoïdes. Certains de ces composés dont les tocophérols et les phénols, jouent un rôle

important comme antioxydants naturels qui piègent les radicaux libres de l’oxygène et

préservent la qualité et la stabilité de l’huile durant des périodes prolongées de conservation,

ainsi ils contribuent à la qualité organoleptique comme le goût, la saveur et la valeur nutritive

[Doveri et Baldoni., 2007]. Elle a aussi d'excellentes propriétés nutritionnelles, sensorielles et

fonctionnelles et est un produit agricole avec une importance économique majeure dans la

région méditerranéenne. L’huile d'olive vierge est particulièrement appréciée pour sa grande

stabilité par rapport aux autres huiles végétales et de sa teneur élevée en constituants tels que

les acides gras monoinsaturés (AGMI) et les composés phénoliques [Bendini et al., 2006].


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Les acides gras dominants sont les acides gras monoinsaturés (AGMI) dont l’acide oléique

(C 18:1), et les acides gras polyinsaturés (AGPI) dont l’acide linoléique (C 18 : 2) et l’acide

linolénique (C 18:3) [Salas et al., 2000].

Les fruits de l'olivier (Olea europea L.) et ses produits dérivés représentent une source connue

de plusieurs composants naturels d'une bioactivité importante [Bouaziz et al., 2005], tels que

les antioxydants dont les caroténoïdes, les tocophérols, les flavonoïdes et les composants

phénoliques, parmi lesquels les plus abondants sont les secoiridoides comme l'oleuropéine fig.

5 et le diméthyloleuropéine [Bianco et Uccella., 2000].

Figure 5: Structure chimique de l’oleuropéine

Les feuilles de l’arbre contiennent des quantités variables d'oligo-éléments en fonction de

plusieurs facteurs: de la physiologie végétale, les conditions environnementales

(principalement, les éléments disponibles dans le sol) et l'âge de la feuille [Perrinjaquet-

Moccetti et al., 2008].

5. Propriétés biologiques :

L'olivier et ses dérivés peuvent être considérés comme une source potentielle d'antioxydants

naturels et qui peut être utilisé dans l'industrie pharmaceutique [Savarese et al., 2007].

Les feuilles d'olivier et l'huile d'olive diminuent l'incidence des maladies du cœur [Cook et

Samman., 1996]. De nombreuses activités ont été attribuées à la plus part des composants

phénoliques de l'olivier ; ils agissent comme des agents antioxydants, anti-inflammatoires,

anti-viraux et anti-cancérogènes [Visioli et al., 2002]. Cependant, seule les extraits de feuilles

d'olivier et l'huile d'olive extra vierge (acidité <1%) sont considérés comme une source

importante de ces composants [Visioli et Galli., 2002]. Les polyphénols de l'olivier ont une

énorme capacité à piéger les radicaux libres et montrent un comportement synergique

lorsqu'ils sont combinés, ce qui se déroule naturellement dans les feuilles d'olivier et donc


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dans leurs extraits [Polzonetti et al., 2004]. Parmi ces polyphénols, l'hydroxytyrosol et tyrosol

qui contribuent au goût amer, astringence, et à la résistance à l'oxydation [Visioli et Galli.,

2002].

Les feuilles d'olivier possèdent la plus forte capacité à piéger les radicaux libres par rapport

aux différentes parties de l'arbre d'olivier, ils présentent aussi une concentration importante en

composants à haute valeur [Savournin et al., 2001]. Il est mentionné par certains auteurs que

l'extrait de feuille d'olivier réduit la pression artérielle et le cholestérol du plasma chez les rats

[Perrinjaquet-Moccetti et al., 2008]. De plus, les acides gras mono-insaturés disponibles dans

les feuilles d'olivier tels que l'acide oléique, diminuent les lipides du plasma dont les LDL et

VLDL et préviennent des maladies cardio-vasculaires [Huang et al., 2010].

L'extrait de feuilles d'olivier peut contenir des traces d'éléments vitaux tels que le sélénium, le

fer, le zinc, la vitamine C, la β-carotène et une grande partie d'acides aminées [Polzonetti et

al., 2004].

Les feuilles contiennent aussi du cinchonidine, un alcaloïde quinoléiqueaux propriétés

antipaludiques. Les feuilles, l'écorce et les fruits contiennent l'oleuropéine qui possède des

activités antioxydantes, hypotensives, hypoglycémiantes, hypocholestérolémiantes et

antiseptiques [Ghedira., 2008].

6. Utilisation traditionnelle :

Les feuilles ont été largement utilisées dans les remèdes traditionnels dans les pays européens

et méditerranéens comme des extraits, des tisanes, et des poudres. Ils contiennent plusieurs

composés potentiellement bioactifs [Wainstein et al., 2013].

Les feuilles d’olivier sont diurétiques et préconisées dans l’hypertension artérielle modérée.

L’extrait de feuilles est utilisé comme adjuvant dans les formes légères de diabète (au cours

de la grossesse ou en cas d’obésité) [Ghedira., 2008].

Les feuilles aussi, ont été largement utilisées en tant que remède pour le traitement de la fièvre

et d’autres maladies comme le paludisme. Ils ont été consomé sous forme d’un extrait, d’un

ensemble de poudre de herbor ou tisane. Ces propriétés comme : antioxydantes, anti-

hypertensive, anti-inflammatoire, hypoglycémique et hypocholestérolémiantes. Les feuilles

possèdent également des propriétés antimicrobiennes contre certains micro-organismes tels

que des bactéries, des champignons et mycoplasmes [Ghanbari et al., 2012].


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III. Stress oxydatif

1. Radicaux libres :

L’oxygène est la source de vie pour les organismes aérobies. Mais l’oxygène peut être

également une source d’agression pour ces organismes. En effet, des dérivés hautement

réactifs de l’oxygène peuvent apparaître au cours des réactions enzymatiques ou sous l’effet

des rayons U.V, des radiations ionisantes et de métaux de transition [Ekoumou., 2003]. Les

formes de l’oxygène provoquant ces troubles sont, l’oxygène singulet 1O2, le peroxyde

d’hydrogène H2O2, le radical superoxyde O2-, les peroxydes alkyles ROOH et les radicaux

hydroxyles OH, les peroxydes ROO et alkoxyles RO [Cavina., 1999].

Un radical libre est une espèce chimique (atome ou molécule) contenant un électron non

apparié. Ce déséquilibre n’est que transitoire et est comblé par l’acceptation d’un autre

électron ou par le transfert de cet électron libre sur une autre molécule. Le métabolisme

cellulaire produit à l’état physiologique une variété de radicaux libres dérivés de l’oxygène

(RLO) fig.6. Dans certaines conditions pathologiques, ces RLO ainsi que leurs dérivés sont

produits de façon excessive. Parmi les RLO, l’anion superoxyde (O2●–) joue un rôle clé dans

l’inflammation en général, et dans les maladies rhumatismales en particulier. L’anion

superoxyde constitue la première forme radicalaire capable d’agresser les composantes

cellulaires et matricielles. Il est également un précurseur d’autres espèces radicalaires plus

réactives comme le radical HO● formé par l’interaction de l’O2●– avec les ions métalliques

libres (fer ou cuivre). Les RLO possèdent une forte réactivité et une courte demi-vie [Afonso

et al., 2007].


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Figure 6: Sources métaboliques de production et d’élimination des radicaux libres

[Afonso et al., 2007].

Un grand nombre de réactions métaboliques sélectives impliquent des intermédiaires

réactionnels radicalaires [Fontecave et Pierre., 2001]. Certains radicaux libres sont utilisés par

l’organisme comme médiateurs régulant les fonctions cellulaires comme la prolifération et la

mort cellulaire programmée (apoptose), impliquant des modifications des voies de

signalisation intracellulaires associées à une modulation de l’expression génique [Haddad.,

2002].

L’oxygène singulet 1O2, le peroxyde d’hydrogène H2O2 ou le nitro peroxyde ONOO ne sont

pas des radicaux libres mais peuvent en être des précurseurs. L’ensemble des radicaux libres

et leurs précurseurs sont appelés espèces réactives de l’oxygène fig.7 [Hazout et al., 2008].


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.

Figure 7: Origine des différents radicaux libres oxygénés et espèces réactives de l’oxygène

[Hazout et al., 2008]

2. Stress oxydatif :

Le stress oxydatif est une circonstance anormale que traversent parfois nos cellules ou un de

nos tissues lorsqu’ils sont soumis à un déséquilibre entre la production des radicaux libres ou

pro-oxydants et les systèmes de défenses antioxydantes fig. 8, ce qui produit des dégâts

tissulaires à travers les modifications oxydatives des biomolécules cellulaires [Gammoudi et

al., 2013]. Comme exemple, l’exposition chronique au stress oxydatif peut favoriser

l’apparition de cancers et maladies cardiovasculaires [Favier., 2006 ; Nkhili., 2009].


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Figure 8: Déséquilibre de la balance entre pro-oxydant et antioxydant

[Nkhili., 2009].

3. Conséquences du stress oxydatif

Les conséquences biologiques du stress oxydatif seront extrêmement variables selon la dose

et le type cellulaire. De légers stress augmenteront la prolifération cellulaire et l'expression de

protéines d'adhésion ; des stress moyens faciliteront l'apoptose, alors que de forts stress

provoqueront une nécrose et des stress violents désorganiseront la membrane cellulaire,

entraînant des lyses immédiates. De nombreuses autres anomalies biologiques sont induites

par le stress oxydatif : mutation, carcinogenèse, malformation des fœtus, dépôt de protéines

anormales, fibrose, formation d'auto-anticorps, dépôt de lipides oxydés, et immunosupression

[Favier., 2003].

Dans plusieurs maladies graves, notamment celles liées au vieillissement, le stress oxydatif

est le facteur déclenchant originel. C’est le cas des cancers, des pathologies oculaires

(cataracte et dégénérescence maculaire), des maladies neurodégénératives (ataxies, sclérose

latérale, maladie d’Alzheimer). La sclérose latérale amyotrophique familiale est l’exemple le

plus démonstratif, puisque cette maladie génétique est due à un défaut sur le gène de l’enzyme


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antioxydant superoxyde dismutase. Dans de nombreuses autres maladies, le stress oxydatif est

secondaire à l’établissement de la pathologie, mais participe à ses complications immunitaires

ou vasculaires. C’est le cas de maladies infectieuses comme le sida ou le choc septique, le

diabète, la maladie de Parkinson ou l’insuffisance rénale [Favier., 2006].

4. Antioxydants

Les antioxydants sont des substances capables de neutraliser ou de réduire les dommages

causés par les radicaux libres dans l’organisme et permettent de maintenir au niveau de la

cellule des concentrations non cytotoxiques d’ERO. Notre organisme réagit donc de façon

constante à cette production permanente de radicaux libres et on distingue au niveau des

cellules deux lignes de défense inégalement puissantes pour détoxifier la cellule [Favier.,

2003].

Les défenses antioxydantes reposent sur des systèmes enzymatiques : superoxyde dismutases

SOD, catalases et glutathion peroxydases ; et non enzymatiques comme les vitamines C et E,

les polyphénols,…etc [Leverve., 2009]. Aussi, le maintien de ces systèmes enzymatiques

nécessite la présence d'un certain nombre d'oligoéléments : cuivre, manganèse, zinc et

sélénium en particulier [Jacotot., 1994].

4. 1. Défenses enzymatiques

4.1.1 Superoxydes dismutases (SOD) :

La SOD catalyse la dismutation de l'O2●–

en dioxygène et H2O2 selon la réaction :

Chez l'homme, trois isoformes compartimentées de l'enzyme SOD ont été caractérisées de

façon biochimique et moléculaire. La Cu/Zn-SOD ou SOD1cytosolique, et la EC-SOD ou

SOD3 extracellulaire, qui utilisent le cuivre et le zinc comme cofacteurs nécessaires à l'activité

enzymatique, alors que la SOD2 mitochondriale utilise le manganèse [Afonso et al., 2007].

4.1.2 Catalases :

La catalase est l'une des principales enzymes du système antioxydant biologique. Elle joue un

rôle important dans les voies de défense antioxydantes. Le site actif de la catalase est

l’hémoglobine, et il agit en tant que catalyseur dans la décomposition de H2O2 en eau et

oxygène moléculaire [Arockiaraj et al., 2012].


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2H2O2 2H2O + O2

4.1.3 Glutathion peroxydases:

Les GSHPx, enzymes antioxydantes, constituent l’une des principales lignes de défense

contre les agressions produites par les radicaux libres de l’oxygène. Les glutathions

peroxydases sont chimiquement différentes mais partagent le même rôle de détoxifiant des

espèces réactives de l’oxygène (peroxyde d’hydrogène et hydroperoxydes organiques). Leur

activité enzymatique est directement proportionnelle à l’apport en sélénium et il existe donc

un lien étroit entre la carence en sélénium et le stress oxydatif [Ducros et Favier., 2004].

Les GSHPx réduisent le peroxyde d’hydrogène H2O2 et les hydroperoxydes lipidiques. Pour

leur fonctionnement, elles utilisent le glutathion réduit (GSH) comme cofacteur sur lequel

elles transfèrent l’oxygène, le transformant en glutathion oxydé (GSSG) fig.9 [Goudable et

Favier., 1997].

Figure 9 : Réaction d’intervention du Glutathion peroxydase [Goudable et favier., 1997].


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4.2 Défenses non enzymatiques

4.2.1 La vitamine C :

La vitamine C est impliquée dans un certain nombre de processus métaboliques dans le corps

humain, y compris ceux qui peuvent être importantes pour le fonctionnement optimal du

système d'énergie à l'oxygène. De plus, elle présente un pouvoir antioxydant élevé, aidant à

prévenir des dommages cellulaires et des troubles du système immunitaire vis-à-vis des

radicaux libres générés au cours d’un exercice intense [Cholewa et al., 2008].

4.2.2 La vitamine E :

Antioxydant puissant, la vitamine E circule dans le sang liée aux lipoprotéines LDL. Elle est

donc vectorisée sur les sites d'oxydation des lipoprotéines et elle est particulièrement

intéressante. De plus, l’administration régulière de la vitamine E ne comporte pas

d'inconvénient et il n'y a pas de risque de surdosage [Jacotot., 1994].

4.2.3 Polyphénols :

Les polyphénols sont des antioxydants complexes avec une importance croissante de la santé

publique, en particulier dans les domaines de la nutrition, et de l'épidémiologie. En fonction

de leur structure et les caractéristiques physico-chimiques, leurs effets bénéfiques (par

exemple, anti-oxydante, anti-inflammatoire et anti-tumoraux) peuvent varier [Bruneton.,

1993].

4.2.4 Cuivre :

Le cuivre est un oligo-élément indispensable, essentiel dans de nombreuses réactions

enzymatiques et dans la synthèse de neurotransmetteurs. Son manque ou son excès a des

conséquences sur de nombreux organes, en particulier sur le foie et le cerveau [Trocello et al.,

2010].

4.2.5 Manganèse :

Manganèse est un oligo-élément essentiel, et est nécessaire pour de nombreuses réactions

enzymatiques ubiquitaires [Dobson et al., 2004].


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4.2.6 Zinc:

Le zinc intervient en tant que cofacteur enzymatique au niveau de la plupart des

métabolismes. Antioxydant, il contribue à la stabilisation des membranes lipidiques, les tissus

en formation étant particulièrement sensibles au stress oxydatif du fait de l'importance de

leurs besoins en oxygène et de la fuite inévitable d'anions superoxydes lors de la production

d'énergie par la chaîne respiratoire mitochondriale [Favier et Hininger-Favier., 2005].

4.2.7 Sélénium:

Le sélénium joue un rôle clé dans la protection des cellules et de leurs constituants contre

l’attaque radicalaire. Cette fonction est due à sa présence dans le site actif des glutathions

peroxydases séléno-dépendantes, et à l’activité biologique antiradicalaire des sélénoprotéines

[Neve et al., 1989].

5. Antioxydants synthétiques :

Plusieurs antioxydants synthétiques sont utilisés en cosmétiques et dans les huiles végétales

fig. 10 comme exemple : le butylhydroxyanisole (BHA), le tertiarybutylhydroquinone

(TBHQ), le 2,4,5-trihydroxybutyrophenone (THBP), le di-tertbutyl-4-hydroxyméthylphénol

(IONOX-100), le gallate de propyle (PG), le gallate d'octyle (OG), l'acide

nordihydroguaiaretique (NDGA) et le 4-hexylresorcinol (4HR) [Guo et al., 2006].

Le gallate de propyle et le butylhydroxyanisole fig. 10 sont des antioxydants phénoliques

synthétiques hautement actifs qui agissent en inhibant la chaîne de réactions d'initiation et en

réduisant de la peroxydation des acides gras insaturés [Xiang et al., 2007]. Malgré leur grand

pouvoir antioxydant, l'excès de ces antioxydants synthétiques peut être toxique, responsable

de mutagénicité et peut même présenter un danger sur la santé humaine [Williams., 1994].


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Figure 10: Structures de quelques antioxydants synthétiques

Matériel et méthodes


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Cette étude expérimentale est réalisée au sein du laboratoire Antibiotiques, Antifongiques :

Physico- Chimie, Synthèse et Activités Biologiques. Elle se divise en deux parties :

La 1ère

partie : Tests phytochimiques qualitatifs et dosages quantitatifs des polyphénols totaux

et des flavonoïdes.

La 2e partie : évaluation de l’activité antioxydante des différents extraits en utilisant deux

techniques : la réduction du fer FRAP et le piégeage du radical libre DPPH.

I. Etude phytochimique :

1. Matériel végétale :

Les feuilles de l’olivier sauvage sont récoltées à la station de l’Ourit - Tlemcen durant le mois

de Décembre 2013. Ensuite, elles sont séchées à l’abri de la lumière et de l’humidité et à

température ambiante.

Une fois séchée, la matière végétale a été réduite en poudre à l’aide d’un mortier, puis extraite

sous reflux en utilisant trois solvants selon le protocole suivant : 20g de la poudre végétale a

été mélangé avec 200 ml d’un de ces solvants : eau, eau/ méthanol (30 :70) (v/v), eau/acétone

(30 :70) (v/v).

Les extraits obtenus sont filtrés sur papier filtre, puis évaporés dans une étuve à 35 °C. Les

résidus obtenus sont conservés à 4° C.

2. Tests phytochimiques :

2.1 Dosage qualitatifs :

L’étude phytochimique qualitative permet de détecter les différentes familles chimiques

présentes dans les feuilles de l’olivier sauvage par des réactions de coloration et de

précipitation et des observations sous lumière ultra- violette.

2.1.1 Alcaloïdes

10 ml de l’extrait est évaporé à sec. Le résidu obtenu est repris dans 1.5 ml d’acide

chlorhydrique 2 % sous agitation au bain marie à chaud. Après refroidissement et filtration.

Le filtrat est divisé en 2 volumes égaux : le tube 1 est traité par le réactif de Mayer et le tube 2

est traité par quelques gouttes du réactif de Wagner. La formation d’un précipité blanc et

marron respectivement indique la présence des alcaloïdes [Majob, 2003].


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2.1.2 Substances polyphénoliques

Flavonoïdes : Réaction à la cyanidine

1 ml de chaque extrait est ajouté à 100 µl de HCl concentré et quelques copeaux de

magnésium. La présence des flavonoïdes est confirmée par l’apparition de la couleur rouge ou

orange [Karumi et al., 2004].

Anthocyanines (Leucoanthocyanes)

A 1 ml de l’extrait est ajouté 1 ml d’alcool chlorhydrique et 1 ml d’alcool iso-amylique. Le

mélange est chauffé pendant 15 min.

Coloration :

Rouge- cerise violacée : leucoanthocyanes ;

brun- rouge : catéchols.

Tanins

À 1 ml de l’extrait est ajouté 200 μ l de FeCl3 1 %. La présence des tanins est indiquée par

une coloration verdâtre ou bleu- noir [Karumi et al, 2004].

2.1.3 Coumarines

Le résidu de chaque extrait est dissout dans 2 ml d’eau chaude. Le mélange est partagé dans

deux tubes. On ajoute à un des tubes 0.5 ml de NH4OH 25 %, ensuite, une goutte de chaque

tube est prélevée puis déposée sur un papier filtre qui sera observé sous U.V. à 366 nm

[Bruneton, 1999]. Une fluorescence intense est observée pour le tube contenant le NH4OH.

2.1.4 Quinones libres

Sur un volume de chacun de nos extraits, on ajoute quelques gouttes de NaOH 1%.

L’apparition d’une couleur qui vire au jaune, rouge ou violet indique la présence des quinones

libres [Oloyde, 2005].

2.1.5 Stérols et triterpènes : Test de Lieberman – Burchardt

Le résidu de chaque extrait est dissout dans 1 ml d’anhydride acétique et 0.5 ml d’acide

sulfurique concentré.

L’apparition à l’interphase d’un anneau pourpre ou violet, virant au bleu ou au vert indique

leurs présences [Edeoga et al, 2005].


LAPSAB 2014

2.1.6 Terpénoïdes : Test de Slakowski

5 ml de l’extrait est ajouté à 2 ml de chloroforme et 3 ml d’acide sulfurique concentré. La

formation d’un anneau marron - rouge à l’interphase indique la présence des terpénoïdes

[Khan et al, 2011].

2.1.7 Saponosides

10 ml de l’extrait est agité pendant 15 secondes puis laissé au repos pendant 15 min.

Une hauteur de mousse persistante, supérieur à 1 cm indique la présence de saponosides

[N’ Guessan et al, 2009].

2.1.8 Composés réducteurs

1 ml de l’extrait est chauffé dans un bain marie, puis 200 µl de réactif de Fehling est ajouté à

l’extrait. Un test positif est obtenu par la présence d’un précipité rouge brique [Cai et al,

2011].

2.2 Dosages quantitatives :

2.2.1 Dosage des polyphénols :

Le dosage des polyphénols est réalisé selon la méthode décrite par Vermerius et Nicholson,

2006.

0.1 ml de chaque extrait est mélangé avec 2 ml d’une solution de carbonate de sodium à 2%

fraichement préparée, le tout est agité par un vortex. Après 5 min, 100 µl du réactif de Folin-

Ciocalteu 1 N sont ajoutés au mélange, le tout est laissé pendant 30 min à la température

ambiante et à l’abri de la lumière. La lecture est effectuée contre un blanc à l’aide d’un

spectrophotomètre à 700 nm.

Une courbe d’étalonnage est réalisée en parallèle dans les mêmes conditions opératoires en

utilisant l’acide gallique comme contrôle positif.

Les résultats sont exprimés en mg équivalent acide gallique par 100 gramme de la matière

végétale sèche (mg GAE/100g).

2.2.2 Dosage des flavonoïdes :

Le dosage des flavonoïdes de nos extraits est réalisé par la méthode colorimétrique décrite par

Zhishen et al., 1999.


LAPSAB 2014

500 µl de chaque extrait est mélangé avec 2 ml d’eau distillée et 150 µl d’une solution de

nitrite de sodium NaNO2 à 15%. Après 6 min, 150 µl de chlorure d’aluminium AlCl3, 6H2O à

10% est ajouté au mélange, le tout est laissé pendant 6 min. Ensuite, 2 ml d’hydroxyde de

sodium à 4% est ajouté aux tubes et le volume final est complété à 5 ml.

Après 15 min, la lecture est faite à 510 nm contre un blanc à l’aide d’un spectrophotomètre.

Une courbe d’étalonnage est réalisée en parallèle dans les mêmes conditions opératoires en

utilisant la catéchine comme contrôle positif.

Les résultats sont exprimés en mg équivalent catéchine par 100 gramme de la matière

végétale sèche (mg CEQ/100g).

II. Activité antioxydante :

1. Piégeage du radical libre DPPH :

C’est une méthode largement utilisée dans l’étude de l’activité antioxydante. Le DPPH

(2,2-diphényle-1-picrylhydrazyl) se caractérise par sa capacité de former des radicaux libres

stables.

La présence de ces radicaux DPPH donne lieu à une coloration violette foncée de la

solution, qui absorbe aux environs de 517 nm. La réduction des radicaux DPPH par un agent

antioxydant entraîne une décoloration de la solution.

L’évaluation de la capacité antioxydante est réalisée comme suit : à 975 µl d’une

solution méthanolique de DPPH à 6.34 × 10-5

M, est ajouté 25 µl des extraits à

différentes concentrations (0.05 – 1 mg/ml). Le contrôle négatif est préparé, en parallèle,

en mélangeant 25 µl de méthanol avec 975 µl de la solution méthanolique de DPPH.

Après incubation à l’abri de la lumière et à température ambiante pendant 30 min,

l’absorbance est mesurée à 517 nm [Atoui et al., 2005].

Le pourcentage d’inhibition PI est calculé selon la formule suivante :

PI % = A C - A E / A C × 100

Avec : A C : absorbance du contrôle ;

A E : absorbance de l’extrait.


LAPSAB 2014

2. Réduction du fer – FRAP : Ferric Reducing Antioxydant Power:

Le pouvoir réducteur d’une molécule est relatif à sa capacité de transfert des électrons et peut

servir comme indicateur significatif de son activité antioxydante.

Dans cette technique, la couleur jaune de la solution change au vert et bleu selon le

pouvoir réducteur de l’échantillon testé. Et, une absorbance élevée à 700 nm indique

un pouvoir réducteur élevé [Zovko Končić et al., 2010].

La méthode FRAP est réalisée selon le protocole de Yen et Chen., 1995.

Les extraits des feuilles de l’olivier sauvage (0.025 – 1 mg) sont dissout dans 1 ml d’eau

distillée et mélangés avec 2.5 ml de tampon phosphate 2 M (pH 6.6) et 2.5 ml de ferricyanure

de potassium 1 %. Le mélange est incubé à 50° C pendant 20 min.

Après incubation, 2.5 ml d’acide trichloroacétique 10 % est ajouté pour stopper la réaction.

Ensuite, les solutions sont centrifugées pendant 10 min. 2.5 ml du surnageant est ajouté à 2.5

ml d’eau distillée et 0.5 ml de la solution de chlorure de fer 0.1 %. L’absorbance est mesurée

par un spectrophotomètre à 700 nm.

L’acide ascorbique a été utilisé comme témoin positif avec les mêmes concentrations et dans

les mêmes conditions expérimentales.


LAPSAB 2014

Figure 11 : Schéma récapitulatif du protocole expérimental

Extraction sous reflux

Filtration

Evaporation

Aqueux hydrométhanolique hydroacétonique

Tests phytochimiques

qualitatifs Dosages quantitatifs

Activité antioxydante

Réduction du fer

FRAP

Piégeage du radical

DPPH

Matière végétale

Etude phytochimique Activité biologique

Résultats et interprétations

Résultats et interprétation

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I. Etude phytochimique

1. Rendements des extraits bruts :

L’extraction sous reflux des feuilles de l’olivier sauvage Olea europea var. sylvestris est

réalisée pendant 3 h avec les solvants suivants : eau distillée, eau/méthanol et eau/acétone.

D’après la figure 12, nous remarquons que l’eau/acétone aux proportions (30/70) (v/v) a

permis d’obtenir le meilleur rendement 15 % (p/p), suivis du solvant eau/méthanol (30/70)

(v/v) avec un rendement de 24% (p/p) et enfin l’eau distillée avec 15 % (p/p).

Figure 12 : Rendements des extraits sous reflux de l’olivier sauvage

2. Tests phytochimiques :

2.1 Tests qualitatifs :

Les résultats des tests phytochimiques réalisés sur les trois extraits aqueux,

hydrométhanolique et hydroacétonique sont présentés dans le tableau 11.

0

5

10

15

20

25

30

Aqueux Hydrométhanol Hydroacétone

Rendements

%


LAPSAB 2014

Tableau 2 : Résultats des tests phytochimique

Familles chimiques

Extraits

Aqueux Hydrométhanolique Hydroacétonique

Alcaloïdes

Mayer - - -

Wagner - - -

Substances

polyphénoliques

Flavonoïdes

+ ++ +++

Tanins

++ ++ +++

Coumarines

+ + +

Quinones libres + + ++

Anthraquinones - - -

Stérols et triterpènes ++ ++ +++

Terpénoïdes ++ - -

Saponosides + - +++

Composés réducteurs + + +

(+++) : Fortement présent ; (++) : Moyennement présent ; (+) : Faiblement présent ; (-) : test négatif

D’après les résultats obtenus, nous remarquons la présence des flavonoïdes, des tanins et des

stérols et triterpènes en quantités importantes. Et la présence des coumarines, des quinones

libres, des terpénoïdes, des saponosides et des composés réducteurs. Le solvant eau/acétone a

extrait une quantité meilleure en familles chimiques par rapport aux autres solvants. Nous

observons aussi l’absence des alcaloïdes et des anthraquinones dans nos extraits.

2.2. Dosage des polyphénols totaux et flavonoïdes :

Les résultats obtenus pour le dosage des polyphénols et des flavonoïdes sont exprimés en mg

équivalent acide gallique par 100 gramme de matière sèche (mg GAE/100g), et mg équivalent

catéchine par 100 gramme de matière sèche (mg CEQ/100g) respectivement.

Les extraits aqueux, hydrométhanolique et hydroacétonique ont montré respectivement les

concentrations suivantes : 338.04 mg CEQ/100 g, 599.12 mg CEQ/100 g, 500.18 mg CEQ/100 g en

polyphénols totaux et 46.03 mg CEQ/100 g, 99.49 mg CEQ/100 g, 79.23 mg CEQ/100 g en


LAPSAB 2014

flavonoïdes. Ceci nous laisse à penser que les polyphénols sont représentés surtout par la famille

des tanins qui a donné une coloration verte foncée dans l’examen phytochimique.

Figure 13: Courbe d’étalonnage de l’acide gallique

Figure 14: Courbe d’étalonnage de la catéchine

y = 0,800x + 0,072

R² = 0,953

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Absorbance

Concentrations (mg/ml)

Acide gallique

y = 1,777x + 0,114

R² = 0,988

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Absorbance



LAPSAB 2014

3. Activité antioxydante :

3.1 Piégeage du radical libre DPPH :

Le radical DPPH est généralement l’un des composés le plus utilisé pour l’évaluation rapide

et directe de l’activité antioxydante en raison de sa stabilité en forme radicale et la simplicité

de l’analyse [Bozin et al., 2008].

Les résultats obtenus sont exprimés en pourcentage d’inhibition du radical libre DPPH en

fonction des concentrations des extraits.


concentrations de l’extrait aqueux


concentrations de l’extrait hydrométhanolique

0

10

20

30

40

50

60

70

1,25 5 10 15 20 25

Pourcentage

d'inhibition %

Concentrations (µg/ml)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 5 10 15 20 25

Pourcentage

d'inhibition %



LAPSAB 2014


concentrations de l’extrait hydroacétonique


concentrations de l’acide ascorbique

L’extrait hydrométhanolique a montré l’activité la plus élevée avec de faibles concentrations

par rapport aux autres extraits. Pour 25 µg/ml, l’extrait hydrométhanolique à atteint un

pourcentage d’inhibition de 90.97%. À cette même concentration, l’extrait hydroacétonique

produit un pourcentage d’inhibition de 84.2%, alors que l’extrait aqueux a présenté le plus

faible pourcentage d’inhibition de 62.54%.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

1,25 5 10 15 20 25

Pourcentage

d'inhibition %


0102030405060708090

100

0,01 0,02 0,04 0,06 0,08 0,1 0,2 0,3

Pourcentage

d'inhibition

%



LAPSAB 2014

L’acide ascorbique a présenté la meilleure activité antioxydante par rapport aux extraits des

feuilles de l’olivier sauvage avec de faibles concentrations, où la concentration de 0.3 mg/ml a

produit un pourcentage d’inhibition de 95.73% (figure 18).

Ensuite, nous avons déterminé les CI50 des extraits à partir des équations des régressions

linéaires des graphes représentés dans les figures. CI50 est la concentration nécessaire pour

réduire 50 % du radical DPPH. Les valeurs inférieures de CI50 indiquent l'efficacité de l’extrait et

ainsi un pouvoir antioxydant plus fort.

Tableau 3 : Valeurs des CI50 des extraits de l’olivier sauvage

Aqueux Hydrométhanolique Hydroacétonique Acide

ascorbique

CI 50 exprimée

en µg/ml

19.5

12

16.96

3.15

D’après les valeurs obtenues, l’extrait hydrométhanolique présente une CI50 inférieure à ceux

des extraits hydroacétonique et aqueux, et donc une activité meilleure.

Les CI50 obtenu pour l’acide ascorbique, utilisé comme molécule de référence, est bien plus

inférieur à ceux des extraits, est donc, l’acide ascorbique possède une activité antioxydante

très élevé.


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait aqueux

y = 2,435x + 2,128

R² = 0,992

0

10

20

30

40

50

60

70

0 5 10 15 20 25 30

Pourcentage

d'inhibition %

Concentrations µg/ml


LAPSAB 2014


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait hydrométhanolique


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’extrait hydroacétonique

y = 3,630x + 5,735

R² = 0,926

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 5 10 15 20 25 30

Pourcentage

d'inhibition %


y = 3,336x - 6,595

R² = 0,970

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 5 10 15 20 25 30

Pourcentage

d'inhibition %

Concentrations µg/ml


LAPSAB 2014


libre DPPH en fonction des différentes concentrations de l’acide ascorbique

2.2 Réduction du fer FRAP :

L’analyse du pouvoir réducteur consiste en la mesure de l’augmentation de l’absorbance des

ions ferrique (Fe3+

) formé par l’oxydation des ions ferreux (Fe2+

).

Figure 23: Pouvoir réducteur des extraits aqueux, hydrométhanolique et hydroacétonique de

l’olivier sauvage testé par la méthode FRAP

y = 292,1x + 12,95

R² = 0,969

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 0,1 0,2 0,3

Concentration de l'acide

ascorbique (mg/ml)

Pourcentage

d'inhibition

%

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0,05 0,1 0,2 0,4 0,6 0,8 1

Densités optiques


Extrait aqueux

Extrait hydrométhanolique

Extrait hydroacétonique

Acide ascorbique


LAPSAB 2014

D’après les graphes de la figure 23, nous constatons que l’extrait hydrométhanolique a

présenté le plus d’activité pour réduire le fer suivi de l’extrait hydroacétonique, alors que

l’extrait aqueux a présenté un pouvoir réducteur inférieur par rapport aux autres extraits.

L’acide ascorbique qui est employé dans cette méthode comme un contrôle positif, a montré

un pouvoir réducteur plus élevé avec les mêmes concentrations utilisées.

Aussi, nous remarquons que l’augmentation de la réduction du fer est proportionnelle avec

l’augmentation de la concentration des extraits des feuilles de l’olivier sauvage.

De ce fait, nous pouvons dire que les extraits des feuilles de l’olivier sauvage possèdent une

activité antioxydante très intéressante avec la technique FRAP.

Discussion

Discussion

LAPSAB 2014

Plusieurs travaux ont présenté les effets biologiques de l’olivier cultivés montrant ses valeurs

médicinales. Par contre, peu d’études ont été réalisées sur l’olivier sauvage, en particulier en

Algérie. De ce fait, nous nous sommes intéressés à évaluer l’activité antioxydante des feuilles

d’Olea europea var sylvestris.

Afin d’évaluer les effets biologiques de l’olivier sauvage, nous avons réalisé des extractions

des feuilles de la plante en utilisant trois solvants : eau, eau/méthanol (30/70) (v/v) et

eau/acétone (30/70) (v/v). Cette étape est suivie par un screening phytochimique des extraits

révélant la présence des flavonoïdes, des tanins, des stérols et des triterpènes et des

saponosides en quantités importantes, ainsi que des coumarines, des quinones libres, des

terpénoïdes et des composés réducteurs avec de faibles quantités. Les tests d’alcaloïdes et

d’anthraquinones ont été négatifs sur les trois extraits.

Nous avons réalisé aussi des dosages quantitatifs des polyphénols totaux et des flavonoïdes

sur les extraits qui révèlent que l’extrait hydrométhanolique est plus riche par rapport aux

autres extraits (599.12 mg GAE/100 g de matière sèche et 99.49 mg CEQ/100g de matière

sèche), suivie de l’extrait hydoacétonique (500.18 mg GAE/100 g de matière sèche et 79.23

mg CEQ/100g de matière sèche) et enfin l’extrait aqueux (333.04 mg GAE/100 g de matière

sèche et 46.03 mg CEQ/100g de matière sèche).

Faten et al., (2013) ont réalisé des dosages quantitatifs de l’extrait méthanolique des feuilles

de l’olivier de deux variétés chemlali et neb jmel en Tunisie, ils ont montrés que la teneur en

polyphénols totale des feuilles de chemlali (de 219,85 octobre à 464,27 mg/100 g ps janvier)

est plus riche que la variété de neb jmel (de 197,60 octobre à 270,53 mg/100 g ps janvier). Or,

notre récolte des feuilles de l’olivier sauvage a été faite au mois de Décembre. Ce qui

confirme que le maximum des polyphénols totaux a été obtenu dans la phase terminale de la

croissance des feuilles c'est-à-dire le mois Décembre, montrant ainsi la richesse de notre

variété en polyphénols totaux. Cette différence de teneur peut être dépendre également du

profil variétal (exemple sylvestris) et de la zone géographique, ainsi, la variation de teneurs en

polyphénols semble être liée à la zone géographique oléicole [Baccouri et al., 2007 ; Rotondi

et al., 2004] .

Concernant les flavonoïdes, les mêmes auteurs ont obtenu les résultats suivants pour les deux

variétés: 98,40 Octobre à 377,06 mg CEQ/100 g ps Janvier, obtenue à partir des feuilles de

chemlali et de 119.28 Octobre à 147.96 mg CEQ/100 g ps Janvier pour neb jmel.

Discussion

LAPSAB 2014

Certains auteurs ont recherchés les teneurs en polyphénols totaux de l’olivier montrant que les

feuilles d’olivier sont plus riche en composés phénoliques bioactifs en comparaison à l’huile

d’olive et aux fruits [Caponio et al., 2001 ; Lalas et al,. 2011].

D’après les résultats obtenus de l’examen phytochimique qualitatif et quantitatif, l’olivier

sauvage est riche en polyphénols qui sont connus pour leurs différentes activités dont

l’activité antioxydante. Par conséquent, nous nous sommes intéressés au pouvoir antioxydant

des extraits bruts des feuilles d’Olea europea var. sylvestris.

D’après les résultats de la technique du piégeage du radical libre DPPH, notre plante a montré

une bonne activité avec les trois extraits, en particulier, l’extrait hydrométhanolique des

feuilles de l’olivier sauvage qui a présenté l’activité la plus élevée avec une CI50 de 12 µg/ml

par rapport aux extraits hydroacétonique avec une CI50 de 16.96 µg/ml et aqueux avec une

CI50 de 19.5 µg/ml. Cette différence pourrait être attribuée aux divers composés extraits par

les solvants de polarité différente [Lafka et al., 2013]. L’augmentation de la solubilité du

solvant méthanol joue aussi un rôle. L’activité antioxydante des composés hydroxyles

phénoliques dans l’extrait des feuilles de l’olivier pourrait être due à la présence des

groupements hydroxyle dans leur structure comme l’oleuropéine, l’hydroxytyrosol et l’acide

lutéoline-7-O-glucoside [Hayes et al., 2011].

Bensallah et al., 2012, ont étudié l’activité antioxydante des feuilles d’une variété de l’olivier

cultivé de la région Chemlali en Tunisie. Les auteurs ont obtenu une CI50 de 7.90 µg/ml en

utilisant l’eau/éthanol (30/70) (v/v) comme solvant d’extraction. Ce résultat est proche de

celui que nous avons obtenu, ce qui montre que l’olivier sauvage pourrait être une nouvelle

source des antioxydants naturels.

Selon Hayes et al., (2011), l’activité antioxydante dépend généralement sur le nombre et la

position des groupements hydroxyles par rapport aux groupements carboxyles fonctionnels.

La structure des composés phénoliques est un facteur déterminant de leur piégeage des

radicaux libres qui sont des pathogènes dans de nombreuses maladies. Certains de ces

composés sont capable de chélater le fer, et donc de réduire son excès.

Pour cela, nous avons évalué l’activité antioxydante des extraits par la technique de réduction

du fer FRAP, qui représente un indicateur significatif du pouvoir antioxydant des plantes. Les

résultats montrent que la capacité réductrice de l’extrait hydrométhanolique est plus élevée

que les extraits hydroacétonique et aqueux avec des densités optiques de 1.57, 1.38 et 1.24

respectivement à la concentration de 1 mg/ml.

Discussion

LAPSAB 2014

Selon Hayes et al., (2011), les résultats de la méthode FRAP a montré une activité très élevée

pour l’extrait hydrométhanolique des feuilles de l’olivier, ce qui confirme nos résultats.

D’après les résultats obtenus par Bensallah et al., (2012) pour la méthode FRAP, l’extrait

éthanolique des feuilles de différentes variétés d’olivier a montré une forte activité pour la

réduction du fer, selon l’ordre suivant : l’extrait des feuilles de Chemlali suivi par Gerboua et

Sévillane. Cela nous fait penser qu’il y a une corrélation entre l’extrait éthanolique de

l’olivier cultivé avec l’extrait hydrométhanolique utilisé dans notre étude et qui a montré la

meilleure activité dans la réduction du fer par rapport aux autres extraits.

La réduction de la capacité d'un composé peut servir comme indicateur de l'activité du

potentiel antioxydant. La présence de réducteurs (comme antioxydants) provoque la

conversion du complexe Fe3+

ferricyanure à la forme ferreuse Fe2+

. Bien que le fer soit

essentiel pour le transport d'oxygène pour la respiration et l'activité des enzymes, il s'agit d'un

métal réactif qui catalyse des dommages oxydatifs dans les tissus vivants et les cellules

[Bourgou et al., 2008].

Le classement des extraits des feuilles de l’olivier sauvage pour les deux techniques utilisées

dans notre étude est dans l’ordre suivant : l’extrait hydrométhanolique, qui a montré de bon

résultats, suivi de l’extrait hydroacétonique et enfin l’extrait aqueux.

Conclusion générale


LAPSAB 2014

Les dernières décennies sont marquées par l’intérêt particulier porté à la mise en valeur des

plantes à intérêt médicinale comme source de substances bioactives naturelles. De ce fait, de

nombreuses études s’intéressent, de plus en plus, aux effets antioxydants d’origine naturelle.

Dans ce contexte, nous avons évalué le pouvoir antioxydant d’Olea europea var sylvestris,

une plante utilisée par la population locale.

L’extraction sous reflux des feuilles de l’olivier sauvage dans différents extraits a montré de

bons rendements. Le résultat obtenu montre que l’extrait hydroacétonique a présenté le

rendement le plus élevé suivi de l’extrait hydrométhanolique, tandis que l’extrait aqueux a

montré le rendement le plus faible.

L’analyse phytochimique qualitative a mis en évidence la présence des flavonoïdes, des tanins

et des stérols et triterpènes en quantités importantes. Et la présence des coumarines, des

quinones libres, des terpénoïdes, des saponosides et des composés réducteurs. Cependant, les

alcaloïdes et les anthraquinones ont été absents dans nos trois extraits.

L’analyse quantitative des extraits, a montré des résultats importants pour le dosage des

polyphénols totaux et des flavonoïdes. L’extrait hydrométhanolique s’est révélé le plus riche

par rapport aux autres extraits (599.12 mg GAE/100 g de matière sèche et 99.49 mg

CEQ/100g de matière sèche), suivie de l’extrait hydoacétonique (500.18 mg GAE/100 g de

matière sèche et 79.23 mg CEQ/100g de matière sèche) et enfin l’extrait aqueux (333.04 mg

GAE/100 g de matière sèche et 46.03 mg CEQ/100g de matière sèche).

L’activité antioxydante de l’olivier sauvage a été évaluée par deux techniques : le piégeage du

radical libre DPPH et la réduction du fer FRAP.

Pour la première technique, les résultats révèlent que l’extrait hydrométhanolique des feuilles

de l’olivier sauvage présente l’activité la plus élevée avec une CI50 de 12 µg/ml suivi de

l’extrait hydroacétonique avec une CI50 de 16.96 µg/ml, et enfin l’extrait aqueux avec une

CI50 de 19.5 µg/ml.

Aussi, l’activité antioxydante a été évaluée par la technique de réduction du fer FRAP, qui

représente un indicateur significatif du pouvoir antioxydant des plantes. Les résultats

montrent que la capacité réductrice de l’extrait hydrométhanolique est plus élevée que les

extraits hydroacétoniques et aqueux à la concentration de 1 mg/ml.

Les résultats obtenus dans cette étude, montre la richesse d’Olea europea var sylvestris en

substances chimiques et qui pourraient représenter une nouvelle source potentielle de

molécules bioactives en thérapeutique.


LAPSAB 2014

D’autres études approfondies seront nécessaires et se résument dans les points suivants :

L’isolement et l’identification de la ou les molécule (s) bioactive (s) responsables de

l’activité antioxydantes par des techniques chromatographiques et spectrales ;

Evaluer d’autres activités comme : antidiabétiques, antimicrobiennes, anticancéreuses

… et autres ;

Des études in vivo seront souhaitables pour déterminer les tissus et organes cibles, et

rechercher leurs mécanismes d’action au niveau tissulaire et moléculaire.

Références bibliographiques

Références Bibliographiques

LAPSAB 2014

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Annexes

Annexes

LAPSAB 2014

Annexe 1 : Résultats de l’activité antioxydante par la technique de réduction du

fer FRAP

Tableau 4 : Densités optiques obtenues pour l’extrait aqueux de l’olivier sauvage testé par la

méthode FRAP

Concentrations

de l'extrait

mg/ml

0.05 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,1216 0,2146 0,4332 0,7502 1,0338 1,1455 1,2119

0,118 0,2942 0,4254 0,712 0,8772 1,0514 1,1613

0,1592 0,2482 0,459 0,6813 0,9908 1,1532 1,3755

Moyenne 0,1329 0,2523 0,4392 0,7145 0,9673 1,1167 1,2496

Tableau 5 : Densités optiques obtenues pour l’extrait hydrométhanolique de l’olivier sauvage

testé par la méthode FRAP

Concentrations

de l'extrait

mg/ml

0.05 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,1369 0,2219 0,4358 0,6972 1,0349 1,2691 1,5573

0,1186 0,1923 0,3462 0,6638 1,0509 1,2934 1,6836

0,1062 0,1851 0,3359 0,6823 1,0277 1,5316 1,4862

Moyenne 0,1206 0,1998 0,3726 0,6811 1,0378 1,3647 1,5757

Annexes

LAPSAB 2014

Tableau 6 : Densités optiques obtenues pour l’extrait hydroacétonique de l’olivier sauvage

testé par la méthode FRAP

Concentrations

de l'extrait

mg/ml

0.05 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,112 0,1257 0,286 0,571 0,8745 1,1609 1,5391

0,0591 0,2249 0,2824 0,5639 0,9064 1,1257 1,309

0,0493 0,1237 0,3315 0,603 0,882 1,1596 1,318

Moyenne 0,0735 0,1581 0,3000 0,5793 0,8876 1,1487 1,3887

Tableau 7 : Densités optiques obtenues pour l’acide ascorbique testé par la méthode FRAP

Concentrations

de l'extrait

mg/ml

0.05 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,4699 0,8618 1,2705 1,3873 1,6722 2,1102 2,3526

0,4313 0,8157 0,901 1,7982 1,9372 2,0704 2,0687

0,4764 0,7997 1,036 1,6994 1,9294 2,0086 2,0058

Moyenne 0,4592 0,82573 1,0692 1,6283 1,8463 2,0631 2,1424

Annexes

LAPSAB 2014

Annexe 2 : Résultats de l’activité antioxydante par la technique de piégeage du

radical libre DPPH


concentrations de l’extrait aqueux

Concentrations

de l'extrait

µg/ml

1.25 5 10 15 20 25

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,7644 0,7048 0,5439 0,521 0,4345 0,3453

0,7783 0,734 0,5706 0,5085 0,3665 0,3173

0,7461 0,6377 0,5842 0,5072 0,3496 0,2377

Moyenne 0,7629 0,6921 0,5662 0,5122 0,3835 0,3001

Pourcentages

d’inhibition % 4,78 13,61 29,33 36,07 52,13 62,54


concentrations de l’extrait hydrométhanolique

Concentrations

de l'extrait

µg/ml

1.25 5 10 15 20 25

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,4404 0,5754 0,416 0,3276 0,0925 0,1129

0,6908 0,6871 0,3346 0,4019 0,0754 0,0484

0,7191 0,6973 0,3753 0,294 0,0729 0,0387

Moyenne 0,6168 0,6533 0,3753 0,3412 0,0803 0,0667

Pourcentages

d’inhibition % 16,52 11,58 49,21 53,82 89,13 90,97

Annexes

LAPSAB 2014


concentrations de l’extrait hydroacétonique

Concentrations

de l'extrait

µg/ml

1.25 5 10 15 20 25

Den

sité

s

op

tiq

ues

0,7449 0,6383 0,5211 0,4854 0,3056 0,1579

0,696 0,6104 0,5624 0,4253 0,3119 0,1648

0,7027 0,6008 0,5774 0,4118 0,3341 0,1363

Moyenne 0,7145 0,6165 0,5536 0,4408 0,3172 0,153

Pourcentages

d’inhibition % 0,12 13,82 22,62 38,38 55,66 84,2

evaluation de l'activité antioxydante des feuilles d...

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