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© 2019 Suzanne M. Leal, [email protected] NGS Data Quality Control Variant Calling Pipeline Step 1 Preprocessing FastQ or uBAM files Map to Reference BurrowsWheeler Aligner Mark Duplicates Picard Recalibrate Bases Base quality score recalibration (BQSR) GATK BAM BAM Variant Calling PipelineStep 2 Variant Discovery Call Variants Merge Joint Calling Optional Can be used for large datasets Variant quality score recalibration (VQSR) gVCF VCF gVCF Flags variant sites which are likely to be false positives Recommend HaplotypeCaller UnifiedGenotyper outdated Variant Calling Pipeline Step 3 Call Set Refinement CalculateGenotypePosteriors VariantFiltration Flags genotypes with GQ<20 VariantAnnotator Functional annotation VCF VCF VCF Refines genotype calls & GQ scores using info on variant MAFs. For families uses info on each trio pair within a family Flags possible de novo events (trio data) Not performed by GATK Variant Calling • BAM files are large and take considerable resources – Storage is expensive – One 30x whole genome is ~8090 gigabytes. – A small study of 1,000 samples will consume 80 terabytes of disk space • The cost of cloud computing to call variants – (Souilmi et al. 2015) – $5 per exome – $50 per genome • For 1,000 samples – $5,000 exome – $50,000 genome Working with gVCF • Instead of obtaining VCF files • Can obtain gVCF files to perform joint calling and the rest of the GATK pipeline – A whole genome gVCF • ~1 Gigabyte – 1/100 th the size of a BAM file for one individual • Need additional information on how variants were called – e.g. HaplotypeCaller or UnifiedGenotyper Not valid to use Unified Genotyper

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Page 1: NGS data qc - statgen.usstatgen.us/files/2019/01/slides/leal/NGS_data_qc.pdf · Transition/Transversion(Ti/TV)Ratios A C T G Transition Transversion • Transition • Purine(((((

©  2019  Suzanne  M.  Leal,  [email protected]

NGS  Data  Quality  Control

Variant  Calling  Pipeline  -­‐Step  1  Preprocessing  

FastQ or  uBAM files  

Map  to  Reference Burrows-­‐Wheeler  Aligner

Mark  Duplicates Picard

Recalibrate  BasesBase  quality  score  recalibration  (BQSR)

GATK

BAM

BAM

Variant  Calling  Pipeline-­‐Step  2  Variant  Discovery  

Call  Variants  

Merge

Joint  Calling

Optional  -­‐ Can  be  used  for  large  datasets

Variant  quality  score  recalibration  (VQSR)

gVCF

VCF

gVCF

Flags    variant  sites  which  are  likely  to  be  false  

positives

Recommend  HaplotypeCallerUnifiedGenotyper -­‐ outdated

Variant  Calling  Pipeline  -­‐ Step  3 Call  Set  Refinement  

CalculateGenotypePosteriors

VariantFiltration Flags  genotypes  with  GQ<20

VariantAnnotator

Functional  annotation

VCF

VCF

VCF

Refines  genotype  calls  &  GQ  scores  using  info  on  variant  MAFs.  For  families  uses  info  on  each  trio  pair  within  a  family

Flags  possible  de  novo  events  (trio  data)

Not  performed  by  GATK

Variant  Calling• BAM  files  are  large  and  take  considerable  resources

– Storage  is  expensive  – One  30x  whole  genome  is  ~80-­‐90  gigabytes.  – A  small  study  of  1,000  samples  will  consume  80  terabytes  of  disk  space

• The  cost  of  cloud  computing  to  call  variants  – (Souilmi et  al.  2015)– $5  per  exome– $50  per  genome  

• For  1,000  samples– $5,000  exome– $50,000  genome  

Working  with  gVCF

• Instead  of  obtaining  VCF  files    • Can  obtain  gVCF files  to  perform  joint  calling  and  the  rest  of  the  

GATK  pipeline– A  whole  genome  gVCF

• ~1  Gigabyte– 1/100th the  size  of  a  BAM  file  for  one  individual

• Need  additional  information  on  how  variants  were  called– e.g.  HaplotypeCaller or  UnifiedGenotyper

• Not  valid  to  use  Unified  Genotyper

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Influences  on  Sequence  Quality

• DNA  quality– Age  of  sample– Extract  method– Source  of  sample

• Sequencing  machines  (read  length)• Median  sequencing  depth• Alignment  • Variant  calling  method  used

– SNVs  and  Indels

NGS  Data  Quality  Control

• Extremely  important  to  perform  before  data  analysis– Poor  data  quality  can  increase  type  I  and  II  errors– Due  to  inclusion  of  false  positive  variant  sites  or  Incorrect  genotype  calls  

• Sequence  quality  can  be  influenced  by– DNA  quality– Sequencing  machines  (read  length)– Sequencing  depth– Alignment  – Variant  Calling

• SNVs  and  Indels

• Protocols  for  data  control  are  in  their  infancy• No  set  protocols  for  QC• QC  which  has  to  be  performed  is  data  specific

– Dependent  on  read  depth  – Batch  effects– Availability  of  duplicate  samples

NGS  Data  Quality  – Removal  of  Genotype  Calls  and  Samples  

• Sequence  read  genotype  depth  (GD)– Concerned  if  GD  is  too  low  or  too  high*

• GD  too  low  insufficient  reads  to  call  a  variant  site• GD  too  high  can  be  an  indication  of  copy  number  variants  which  can  introduce  false  

positive  variant  calls  – *Due  to  down  sampling  in  GATK  maximum  GD  is  250

• Remove  genotypes  with  low  read  depth,  e.g.  DP<8  

– Genotype  quality  (GQ)  score• Removal  of  sites  with  low  genotype  quality  core,  e.g.  GQ<  20

• Remove  individuals  who  are  missing  genotype  calls/variant  sites,  e.g.  >  10%– To  remove  individuals  with  bad  quality  data  who  can  potentially  have  incorrect  

genotype  calls

• If  using  different  capture  arrays  need  to  make  sure  the  intersect  is  used

• Removal  of  sites  with  missing  data– e.g.  missing  >  10%  of  genotypes

• Removal  of  “novel”  variant  sites  which  only  occur  in  one  batch  and  the  alternative  allele  is  observed  multiple  times  or  the  minor  allele  frequency  is  high  in  overall  sample  

• Removal  of  sites  that  deviate  from  HWE– Must  be  performed  by  population  if  the  study  consists  of  more  than  

one  ethnic  group,  e.g.  African  American  and  European  American– Related  individuals  should  also  be  removed  from  the  sample

NGS  Data  Quality  – Removal  of  Genotype  Calls  and  Samples  

NGS  Data  Quality  Control

• Variant  Quality  Score  Recalibration  (VQSR)  or– GATK

• Used  to  determine  variant  sites  of  bad  quality• However  even  after  this  step  

– Concordance  of  duplicates  (when  available)  and  – and  Ti/Tv ratios  are  often  low  

• Additional  QC  steps  needs  to  be  performed

NGS  Data  Quality  Control

• Values  which  are  used  for  GD,  GQ  and  missing  data  cut  offs  are  based  upon  – Concordance  rates  

• if  there  duplicate  samples  are  available

– Ti/Tv ratios• For  individuals• Entire  sample

– Removal  of  batch  effects  • As  evaluated  by  multidimensional    scaling  (MDS)  or• Principal  components  analysis  (PCA)

– Amount  of  data  removed• Quality  control  can  remove  substantial  amounts  of  data  which  should  be  

avoided  e.g.  >15%  of  variant  sites

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Transition/Transversion (Ti/TV)  Ratios

A C

GT

TransitionTransversion

• Transition• Purine                                   Purine• Pyrimidine   Pyrimidine

• Transversion• Purine                             Pyrimidine• Pyrimidine   Purine

Transition/Transversion (Ti/TV)  Ratios

A C

GT

TransitionTransversion

• Ti/Tv Ratios• Whole  genome ~2.0  • Exome  novel  ~2.7  • Exome  known  ~3.5

• Ti/Tv ratios  can  be  calculated  by  • Sample  or• Dataset

• Ti/Tv  ratios  can  be  evaluated  for  subsets  of  data• e.g.  by  batch  

QC-­‐Pipeline

See  Figure  2  in  Wang  et  al.  AJHG  2014

Example  -­‐Project  Description

• 1,667 Samples• Seven  cohorts• Two sequencing centers

– Center  1• Two  capture  arrays

– NimbleGen V2Refseq  2010  (CA1):  1082» Batch  1  and  3

– NimbleGen bigexome 2011  (CA2):  234» Batch  2

– Center  2• One capture array

– Agilent  SureSelect» Batch  4

• Four  batches• No  intentional  duplicate  samples

Example  Project  Description

• Intersection  of  the  three  capture  arrays  used– NimbleGen V2Refseq  2010

• Batch  1  and  3

– NimbleGen bigexome 2011• Batch  2

– Agilent  Sure  Select  • Batch  4

• Sequencing  machine– Illumina HiSeq

• Sequence  alignment– BWA

• Multi-­‐sample  variant  calling– GATK

Sequence  Data  QC  Overview• Variant  and  genotype  call  level

– Evaluation  of  batch  effects• Genotype  call  level  – Removal  of  genotype  calls

– Low  or  high  depth  of  coverage  DP  <  8  & DP  >  249– Low  genotype  quality  score  GQ  <  20

• Removal  of  individual  samples– >20%  missing  data

• After  taking  the  intersect  of  capture  arrays– Samples  without  phenotype  information

• Variant  level  – removal  of  variant  sites– Low  call  rate

• i.e.,  missing  call  rate  >  10%– “Novel”  variant  sites  observed  >2  only  in  a  single  batch– Deviation  from  Hardy-­‐Weinberg-­‐Equilibrium

• Population  specific• Unrelated  individuals  

– p<5  x  10-­‐7

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Sequence  Data  QC  Overview• Detection  of  sample  outliers      

– Perform  multidimensional  scaling  (MDS)  to  detect  outliers• Due  to  population  substructure/admixture  and  batch  effects• Remove  effects  by  

– Additional  QC– Removal  of  outliers  and\or  – Inclusion  of  MDS  or  PCA  components  in  the  association  analysis

• Evaluate  sex  of  individuals  based  upon  X  and  Y  chromosomal  data– Sample  mix-­‐ups– Individuals  with  Turner  or  Klinefelter Syndrome

• Evaluate  samples  for  cryptically  related  individuals  and  duplicates– King  or  Plink  algorithm

• Retain  one  duplicate  of  a  pair• Retain  only  one  individual  of  a  relative  group  or  control  for  relatedness  in  the  

analysis,  i.e.  mixed  models

• Post  Analysis  -­‐ Quantile-­‐Quantile  (QQ)plots– To  evaluate  uncontrolled  batch  effects  and  population  

substructure/admixture

Mean  DP  by  Batch

Mean  GQ  by  Batch Genotypes  Removed  by  DP  Cut-­‐off by  Batch

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1 2 3 4 5 6 7 8 910 15 20 30 40Genotype Depth Cutoff

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otyp

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Batch● Batch1

Batch2Batch3Batch4

Genotypes  Removed  by  DP  Cut-­‐off by  Batch  (GQ  >20)

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5%

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15%

20%

25%

30%

35%

40%

1 2 3 4 5 6 7 8 910 15 20 30 40Genotype Depth Cutoff

Gen

otyp

es R

emov

ed

Batch● Batch1

Batch2Batch3Batch4

Genotypes  Removed  by  GQ  Cut-­‐offs by  Batch

0%

5%

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20%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45Genotype Quality Cutoff

Gen

otyp

es R

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Batch● Batch1

Batch2Batch3Batch4

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Genotypes  Removed  by  GQ  Cut-­‐offs by  Batch  (DP>8)

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0%

5%

10%

15%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45Genotype Quality Cutoff

Gen

otyp

es R

emov

ed

Batch● Batch1

Batch2Batch3Batch4

Missing  Rate  Criteria  &  Sites  Removed

10% 5%

Before  QC* 2.5% 3.9%

After  QC 12.9% 18.3%

Variant  sites  missing  >10%  of  their  data  were  removed

*After  VQSR

Ti/Tv  Ratios  during  QC  Process  

Known Novel All

Before  VQSR 2.95  ± 0.05 1.18  ± 0.29 2.86  ± 0.07

Before QC 3.12  ± 0.03 2.01 ± 0.32 3.11 ± 0.03

Genotype QC  DP<8,  GQ  <20 3.18 ± 0.04 2.10 ±0.32 3.16 ± 0.03

Remove sites  missing  >10%  genotypes   3.39 ± 0.04 2.42 ± 0.52 3.39 ± 0.04

Remove batch  specific  novel  sites  > 2  N=17,835 3.39 ± 0.04 2.41 ± 0.53 3.39 ± 0.04

Remove sites  deviating  from  HWE  p<5x10-­7N=4,414 3.41 ± 0.04 2.39 ± 0.54 3.40 ± 0.04

Ti/Tv  Ratios  by  Individual Before  and  After  QC

All                                      Known                                Novel   All                                    Known                              Novel    

Before  QC                                                                                                                            After  QC

Ti/Tv Ratios

Detecting  Outliers  Using  Multidimensional  Scaling  (MDS)  

• Multidimensional  Scaling  (MDS)  and  principal  components  analysis  (PCA)  are  frequently  used  to  detect  outliers  – MDS  &  PCA  can  also  be  used  to  control  for  substructure  in  the  analysis

• Outliers  can  be  cause  by  – Population  stratification– Population  substructure– Batch  Effects

Sequence  Data  QC

• Batch  effects  can  sometimes  be  removed  with  additional  QC  • Extreme  outliers  should  be  removed• Additionally  MDS  or  PCA  components  can  be  included  in  the  

analysis  to  control  for  population  substructure\admixture  and  batch  effects– Unless  correlated  with  the  outcome  (phenotype)

• Or  for  batch  effects  (dummy  coding)  may  be  included  as  a  covariate  in  the  analysis– Unless  correlated  with  the  outcome  (phenotype)

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MDS  First  2  Components  Before  QC*

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0.025

−0.05 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

king_all_variant_MDS1

king_all_variant_M

DS2

batch●

1234

*After  VQSR

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●●0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

−0.05 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

king_VLQC_BMR10_MDS1

king_VLQ

C_BMR10_M

DS2

batch●

1234

MDS  First  2  Components  After  QC

Samples  excluded

Reason NumberMissing primary  phenotype 26Excluded  due  to  not  meeting  phenotype  criteria   118High genotype  missing  rate  (>  20%) 111st and 2nd MDS  components plot  outliers 6Total 176

Total  number  of  samples  1506  for  analysis  From  a  total  of  1667  

Checking  for  Cryptic  Related  Individuals  and  Duplicate  Samples

• Inclusion  of  related  individuals/duplicate  samples  can  increase  type  I  and  II  errors

• Only  one  individual  for  a  relative  group  or  one  individual  from  a  duplicate  sample  should  be  retained  in  the  analysis– Based  upon  availability  of  phenotype  data  and  quality  of  sequence  data

• If  related  individuals  are  included  in  the  analysis  then  to  control  type  I  and  II  errors– Mixed  models  should  be  used  to  analyze  the  data  or    – p-­‐values  can  be  obtained  empirical– Fixed  effects  model  including  MDS  or  PCA  components  is  not  sufficient  

Checking  for  Cryptically  Related  Individuals  and  Duplicate  Samples

• PLINK  algorithm  which  is  based  on  identical-­‐by-­‐descent  (IBD)  statistic  under  the  assumption  of  homogeneous  population  or

• KING-­‐robust  algorithm  which  uses  an  estimate  of  the  genome-­‐wide  average  heterozygosity  across  individuals  to  compute  an  estimator  of  kinship  coefficient– PLINK  algorithm

• Can  cause  unrelated  individuals  to  look  related  when  there  are  batch  effects  or  population  substructure/admixture  

– KING-­‐robust  algorithm• Problem  is  not  as  severe

Cryptic  Relatedness

Analysis  all  Samples Analysis  by  Batch

Page 7: NGS data qc - statgen.usstatgen.us/files/2019/01/slides/leal/NGS_data_qc.pdf · Transition/Transversion(Ti/TV)Ratios A C T G Transition Transversion • Transition • Purine(((((

Cryptic  Relatedness  Third  Degree  Relatives

Analysis  all  Samples Analysis  by  Batch

Related  individuals

Type Pairs IndividualsMZ  twin\or  Duplicate 1 2

1st degree 50 782nd degree 42 683rd degree 97 101Total 190 209

Evaluating  Data  QC  Post-­‐AnalysisQuantile-­‐Quantile Plots  

• Plot  – –ln (observed  p-­‐values)  vs –ln (expected  p-­‐values)

• Deflated  p-­‐values  (smaller  than  expected)– Observed  as  points  above  the  horizontal  line

• Indicating  type  I  errors

• Inflation  of  the  p-­‐values  (larger  than  expected)– Observed  as  points  below  the  horizontal  line

• Indicating  type  II  errors

• Lambda  which  is  the  standardized  mean  of  the  test  statistic  is  used  evaluated  if  there  is  inflation  λ<1  or  deflation  λ>1  of  the  p-­‐values– However  caution  should  be  used  – there  can  still  be  deflation  of  the  p-­‐

values  (increased  type  I  error)  when  λ=1  

QQ  Plots

• Inflation  of  p-­‐values  (type  II  errors)  when  the  – Study  is  underpowered– -­‐log1 p-­‐value  will  map  to  below  the  diagonal  

• Deflation  of  p-­‐values  (type  I  errors)  when  there  is– Population  substructure/admixture– Batch  effects– Different  missing  rates  of  genotype  data  between  cases  and  controls

• Only  true  for  aggregate  rare  variant  association  tests

– Related  Individuals– For  quantitative  traits

• Deviations  from  normality

– -­‐log1 p-­‐value  will  map  to  above  the  diagonal  

Quantile-­‐Quantile (Q-­‐Q)  PlotRare  Variant  Association  Analysis  

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