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Universidade Federal do Rio Grande do NorteCentro de Tecnológia
Programa de Pós-Graduação em Engenharia mecânicaDoutorado Acadêmico em Engenharia Mecânica
Obtenção de nanocelulose por hidrólise ácida eenzimática de fibras de algodão de resíduo de
tecido tingido com corante índigo
Luciani Paola Rocha Cruz Barros
Natal-RN
Agosto de 2017
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Luciani Paola Rocha Cruz Barros
Obtenção de nanocelulose por hidrólise ácida eenzimática de fibras de algodão de resíduo de tecido
tingido com corante índigo
Tese de doutorado apresentada ao Programade Pós-Graduação em Engenharia mecânicado Centro de Tecnológia da UniversidadeFederal do Rio Grande do Norte comorequisito parcial para a obtenção do grau deDoutora em Engenharia Mecânica.
Orientador
Dr. José Daniel Diniz Melo
Coorientador
Dr. José Heriberto Oliveira do Nascimento
PPGEM – Programa de Pós-Graduação em Engenharia mecânicaCT – Centro de Tecnológia
UFRN – Universidade Federal do Rio Grande do Norte
Natal-RN
Agosto de 2017
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Ao meu grande amor Júnior. Muito obrigada não só pela grande ajuda na realização
desse trabalho, mas, principalmente, por me ensinar a ser uma pessoa melhor. Te amo!!!
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Agradecimentos
A Deus por estar sempre me guiando, dando força de vontade e discernimento para
contornar os obstáculos encontrados ao longo do caminho e poder chegar até onde se
deseja.
Ao professor Jose Daniel pela dedicação nas correções e orientações neste período de
aprendizado e por me aceitar a ser sua orientanda mesmo não me conhecendo. Obrigada
pela paciência, por compreender minhas dificuldades e ajudar a superá-las.
Ao professor José Heriberto pela sua ajuda, incentivo e amizade no desenvolvimento
desse projeto.
Agradeço a professora Gorete Ribeiro e ao Professor Everaldo Silvino que abriram as
portas do LEB com muito carinho. Nunca vou esquecer!
Aos Professores do departamento de Engenharia têxtil, que sempre incentivam meu
desenvolvimento e crescimento acadêmico, em especial aos professores Rasiah Ladchuma-
nandasivam, Kesia Karina, Marcos Silva e Michelle Feitor.
A todos os meus colegas do Laboratório de Engenharia Têxtil e Engenharia Bioquí-
mica pelas sugestões, apoio e pelas horas agradáveis no laboratório. Em especial, aos meus
amigos queridos Sergio, Pedro, Felipe e Rodrigo pela ajuda tão importante durante esta
pesquisa. Muito obrigada pela parceria, por escutar minhas reclamações, choros e por me
fazerem sorrir. Adorei conhecer vocês.
Ao técnico responsável pelo laboratório de caracterização de materiais, Igor Zumba,
fica meu sincero agradecimento por toda a ajuda concedida, pela prontidão em caracterizar
minhas amostras e pela atenção que sempre me dispensou. Vou lembrar sempre.
Aos meus pais pelas lições de amor, honestidade e humildade. Amo vocês.
Meu muito obrigada a meu marido Júnior, por todo carinho, dedicação e acima de
tudo amor que foi imprescindível durante esta pesquisa. Tenho certeza que foi só por amor
que não se cansou de me ouvir falar em nanocristais de celulose, te amo!
Aos meus filhos, Leonardo e Maria Luiza, pelo sorriso de cada dia que me dá força e
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inspira na busca de novos conhecimentos. Vocês são minha vida, meu tudo.
Aos meus irmãos, tias, primos e sobrinhos pelo apoio durante todo o meu trabalho,
incentivando-me a sempre ir em frente e mantendo firme a idéia de que um dia todo o
esforço será recompensado.
Aos amigos Rubens e Iris pela torcida, amizade e partilhas durante este trabalho.
A Capes pelo apoio financeiro.
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Penso no que faço, com fé. Faço o que devo fazer, com amor. Eu me esforço para ser
cada dia melhor, pois bondade também se aprende. Mesmo quando tudo parece desabar,
cabe a mim decidir entre rir ou chorar, ir ou ficar, desistir ou lutar; porque descobri, no
caminho incerto da vida, que o mais importante é o decidir.
Cora Coralina
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Resumo
Nanocristais de celulose são nanoestruturas derivados da celulose, que é um recurso reno-
vável e abundante na natureza. Por apresentarem uma combinação de propriedades como
alta resistência mecânica e módulo de elasticidade, superfície reativa e biodegradabilidade,
esses materiais têm recebido grande interesse para aplicações que incluem desde reforço
em materiais poliméricos, embalagens alimentares, a aplicações na área farmacêutica. A
produção de celulose nanométrica a partir de fibras de algodão tem sido relatada em vários
trabalhos publicados na literatura. O objetivo desta pesquisa foi estudar a obtenção de
nanocelulose a partir do resíduo de tecido de fibra de algodão tingido com corante índigo,
devido possuir alto conteúdo de celulose, pelas vias de hidrólise ácida e enzimática. Na-
nocelulose foi obtida com e sem a realização de pré-tratamento para remoção do corante
e os efeitos do pré-tratamento nas características da nanocelulose foram avaliados. Na
hidrólise ácida, foram avaliadas duas condições de tratamento para isolamento de nano-
cristais de celulose: concentrações de ácido sulfúrico de 55% m/m a 60◦C ou 65% m/m a
45◦C, com tempos de 30 e 60 min. Na hidrólise enzimática foram estudadas as influências
do tipo de complexo enzimático (Trichoderma reesei ATCC 26921 ou Aspergillus fumi-
gatus), o tempo (0 a 48h) e a carga enzimática (7,5 ou 12 FPU). As suspensões obtidas
após hidrólise foram caracterizadas pelas técnicas de potencial zeta, microscopia de força
atômica, microscopia eletrônica de transmissão, espectrofotometria de infravermelho, di-
fração de raios X, análise termogravimétrica, açúcares redutores totais e cromatografia
líquida de alto desempenho. Os resultados comprovaram a obtenção de nanocelulose a
partir do tecido de algodão tingido com corante índigo, tanto no processo via hidrólise
ácida, como no de via enzimática. As imagens de microscopia indicaram nanocristais de
celulose com formato alongado (agulhas) a partir da hidrólise ácida. No caso da hidrólise
enzimática, as imagens mostraram a presença de nanocelulose com formato esférico. A
hidrólise ácida realizada na condição de 65% a 45◦C e tempo de 60 min resultou em nano-
cristais com menor comprimento e diâmetro, tanto para o tecido pré-tratado como para o
sem pré-tratamento. Com relação a hidrólise enzimática, a realização de pré-tratamento
não alterou significativamente as características das estruturas micro e nanocristalina. O
tamanho médio das nanoceluloses obtidas foram na faixa de 80 a 230nm. Os resultados
do processo de hidrólise enzimática indicam que as melhores conversões de celulose em
glicose ocorreram utilizando o complexo enzimático produzido por Trichoderma reesei
ATCC 26921 com carga de enzima de 12 FPU e tempo de hidrólise de 48h. Este trabalho
demonstrou que nanocristais de celulose podem ser obtidos a partir do tecido de algodão
tingido com corante índigo, sem a necessidade de pré-tratamento para remoção do co-
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rante, e as características dos nanomateriais obtidos dependem do processo de hidrólise
utilizado.
Palavras-chave: nanocristais de celulose, corante índigo, tecido de algodão, hidrólise ácida,
hidrólise enzimática.
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Abstract
Cellulose nanocrystals are nanomaterials derived from cellulose, which is a renewable and
abundant resource in nature. Due to combination of properties such as high mechanical
strength and modulus of elasticity, reactive surface and biodegradability, these materials
have received great attention for applications ranging from reinforcement in polymeric
materials, food packaging, to applications in the pharmaceutical area. The production of
nanometric cellulose from cotton fibers has been reported in several works published in
the literature. The objective of this research was to study the production of nanocellu-
lose from indigo-dyed cotton fibers from waste fabric, via acid and enzymatic hydrolysis
routes. Nanocellulose was obtained with and without pre-treatment for dye removal and
the effects of the pre-treatment on the characteristics of the nanocellulose were evaluated.
For the acid hydrolysis, two treatment conditions for the isolation of cellulose nanocrys-
tals were evaluated: sulfuric acid concentrations of 55% m / m at 60◦C and 65% m/m
at 45◦C, for 30 and 60 min. For the enzymatic hydrolysis, the influence of enzyme com-
plex type (Trichoderma reesei ATCC 26921 and Aspergillus fumigatus), time (0 to 48h)
and enzymatic load (7.5 and 12 FPU) were studied. The suspensions obtained after hy-
drolysis were characterized by the techniques of zeta potential, atomic force microscopy,
transmission electron microscopy, infrared spectrophotometry, X-ray diffraction, thermo-
gravimetric analysis, total reducing sugars and high performance liquid chromatography.
The results demonstrated that nanocellulose was obtained from indigo dyed cotton fi-
bers, in both processing routes evaluated: via acid and enzymatic hydrolysis. Microscopy
images indicated needle shaped celulose from the acid hydrolysis. For the enzymatic hy-
drolysis, the images showed the presence of nanocellulose with spherical shape. The acid
hydrolysis carried out at 65% at 45◦C for 60 min resulted in nanocrystals of smaller length
and diameter, both for the pretreated fabric and the fabric without pretreatment. For the
enzymatic hydrolysis, the pretreatment did not affect significantly the characteristics of
the micro and nanocrystalline structures. The average size of the nanocellulose obtained
was in the range of 80 to 230 nm. The results of the enzymatic hydrolysis suggest that
the best cellulose to glucose conversions occurred using the enzymatic complex Tricho-
derma reesei ATCC 26921 with enzymatic load of 12 FPU and hydrolysis time of 48h.
In summary, this study demonstrated that cellulose nanocrytals can be obtained from
indigo-dyed cotton fibers from waste fabric, without the need for pretreatment for dye
removal, and the characteristics of the nanomaterials obtained depend on the hydrolysis
process used.
Keywords : cellulose nanocrystals, indigo dye, cotton fabric, acid hydrolysis, enzymatic
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hydrolysis.
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Lista de figuras
1 Etapas do processo produtivo têxtil de forma simplificada . . . . . . . . p. 31
2 Fio 100% algodão tingido com corante índigo. (FIGUEIREDO; CAVAL-
CANTE, 2010) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32
3 Estrutura molecular de um corante têxtil. A- pertence ao grupo cromó-
foro e B – estrutura de fixação á fibra (ZANONI; CARNEIRO, 2001). . . . p. 33
4 Estrutura molecular do corante índigo blue (GŁOWACKI et al., 2012) . . p. 34
5 Redução química da espécie índigo a forma leucoíndigo (PASCHOAL;
TREMILIOSI-FILHO, 2005) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 34
6 Algodoeiro (Gossypium hirsutum L.) (EMBRAPA, 2011) . . . . . . . . . p. 36
7 Organização mais comum de uma fibra vegetal (SILVA; D’ALMEIDA, 2009) p. 37
8 Estrutura da celulose formada pela união de moléculas de glicose (uma
hexose) através de ligações β-1,4-glicosídicas, seus grupos terminais re-
dutores e não redutores. (KLOCK et al., 2005) . . . . . . . . . . . . . . . p. 38
9 Reaçoes de hidrólise da celulose. R e R’ são as semicadeias do polímero de
celulose. A ligação em zig-zag representa a ligação β-D (1-4) glicosídica.
(RABELO et al., 2010) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 39
10 Estrutura parcial hipotética de uma lignina. (FENGEL; WEGENER, 1983) p. 41
11 Mecanismo de hidrólise ácida. Fonte: (RINALDI; SCHÜTH, 2009) . . . . . p. 44
12 Evolução dos custos da celulase ao longo dos anos (DEAN et al., 2006). . p. 47
13 Representação esquemática da ação catalítica do complexo enzimático
(celulase) sobre a celulose (OGEDA; PETRI et al., 2010) . . . . . . . . . . p. 48
14 Ação das celulases no algodão (SARAVANAN; VASANTHI; RAMACHAN-
DRAN, 2009) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 49
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15 Estrutura de uma celobiohidrolases em destaque. Á esquerda, o domínio
catalítico, mostrando uma cadeia de celulose no seu interior. Á direita,
adsorção a um cristalito de celulose do domínio de ligação ao substrato,
através dos três resíduos de tirosina (setas) (WOEHL, 2009). . . . . . . p. 49
16 Estrutura de uma endoglucanase, mostrando o domínio catalítico em
forma de fendas (setas) (WOEHL, 2009). . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 50
17 Ação sinérgica do complexo celulásico de Trichoderma sp. na hidrólise
da celulose. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 51
18 Ação da celulase em tecido de fibra de algodão com corante índigo (SA-
RAVANAN; VASANTHI; RAMACHANDRAN, 2009). . . . . . . . . . . . . . p. 53
19 Nanocristais de celulose unidos de forma a compor as microfibrilas (SILVA;
D’ALMEIDA, 2009) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 54
20 Etapas executadas durante a metodologia experimental . . . . . . . . . p. 57
21 Descrição do sistema utilizado na hidrólise ácida. . . . . . . . . . . . . p. 59
22 Fotografia dos Nanocristais de celulose (NCC) dispersos em água A -
NCC obtidos a partir de tecido com corante e B - NCC obtidos a partir
de tecido pré-tratado. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 60
23 Incubadora rotativa utilizada na hidrólise enzimática . . . . . . . . . . p. 61
24 Suspensão da hidrólise enzimática após 6 horas de reação de hidrólise
enzimá- tica A - celulose nanocristalina obtida a partir de tecido com
corante utilizando enzima comercial; B - celulose nanocristalina obtida
a partir de tecido com corante utilizando enzima não comercial; C -
celulose nanocristalina obtida a partir de tecido pré-tratado utilizando
enzima comercial; D - celulose nanocristalina obtida a partir de tecido
pré- tratado utilizando enzima não comercial. . . . . . . . . . . . . . . p. 61
25 Evolução do aspecto físico do tecido durante pré-tratamento A: Tecido
Índigo Acabado; B: após adição de hidrossulfito e hidróxido de Sódio; C
e D: após adição de hipoclorito de sódio. . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 66
26 Imagens de MEV da fibra de algodão: (A) tingido; (B) Pré-tratado . . p. 67
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27 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrólise
ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo em diferentes
condições A – Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 30 minutos à 60◦C; B –
Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 60 minutos à 60◦C; C – Hidrólise ácido
sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C; D – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 60
minutos 45◦C. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 71
28 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrolise
ácida do tecido pré-tratado em diferentes condições A – Hidrólise ácido
sulfúrico (55%) 30 minutos à 60◦C; B – Hidrólise ácido sulfúrico (55%)
60 minutos à 60◦C; C – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C;
D – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . p. 72
29 Micrografias de Microscopia Eletrônica de Transmissão (MET) obtidos
após hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo
em diferentes condições A – Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 30 minutos a
60◦C; B - Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 60 minutos a 60 C; C - Hidró-
lise ácido sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C; D - Hidrólise ácido sulfúrico
(65%) 60 minutos 45 C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 74
30 Micrografias de Microscopia Eletrônica de Transmissão (MET) obtidos
após hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferen-
tes condições a e b – Hidrólise ácido sufúrico (55%) 60 minutos à 60◦C;
c e d - Hidrólise ácido sufúrico (65%) 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . p. 75
31 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão com corante
e após hidrólise ácida em diferentes condições: A – tecido com corante, B
– hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido sulfúrico
55% 60 minutos, D hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise
ácido sulfúrico 65% 60 minutos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 78
32 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré- tratado
e após hidrólise ácida em diferentes condições: A – tecido pré-tratado, B –
hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido sulfúrico 55%
60 minutos, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise
ácido sulfúrico 65% 60 minutos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 78
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33 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e nanocristais de
celulose após hidrólise ácida em diferentes condições. A – tecido com co-
rante; B – hidrólise H2SO4 55% 30 minutos 60◦C; C – hidrólise H2SO455% 60 minutos 60 C; D – hidrólise H2SO4 65% 30 minutos 45◦C; E –
hidrólise H2SO4 65% 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 82
34 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de algodão pré-tratado e nanocristais de celulose após
hidrólise ácida em diferentes condições. A – tecido pré-tratado; B – hi-
drólise H2SO4 55% 30 minutos 60◦C; C – hidrólise H2SO4 55% 60 minutos
60◦C; D – hidrólise H2SO4 65% 30 minutos 45◦C; E – hidrólise H2SO465% 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 83
35 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido com
corante, B – hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido
sulfúrico 55% 60 minutos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 84
36 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A - tecido
com corante, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise
ácido sulfúrico 65% 60 minutos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 84
37 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A + tecido
pré-tratado, B – hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise
ácido sulfúrico 55% 60 minutos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 85
38 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A - tecido
pré-tratado, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise
ácido sulfúrico 65% 60 minutos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 86
39 Concentração de açúcares redutores totais do tecido com corante índigo
durante a hidrólise enzimática com enzima comercial Trichoderma reesei
e não-comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88
40 Concentração de açúcares redutores totais do tecido pré-tratado durante
a hidrólise enzimática com enzima comercial Trichoderma reesei e não-
comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 89
41 Conversão celulósica durante o processo de hidrólise do tecido com co-
rante índigo com enzima comercial Trichoderma reesei e não-comercial
Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 90
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42 Conversão celulósica em glicose (%) durante o processo de hidrólise do te-
cido pré-tratado com enzima comercial Trichoderma reesei e não-comercial
Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 91
43 Concentração de açúcares redutores do tecido com corante índigo durante
a hidrólise com enzima não comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . p. 92
44 Concentração de açúcares redutores do tecido com corante índigo durante
a hidrólise com enzima comercial Trichoderma reesei A - (7,5 FPU) B -
(12 FPU) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 92
45 Concentração de açúcares redutores do tecido pré-tratado durante a hi-
drólise com enzima não-comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . p. 93
46 Concentração de açúcares redutores do tecido pré-tratado durante a hi-
drólise com enzima comercial Trichoderma reesei A - (7,5 FPU) B - (12
FPU) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 93
47 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidas após hidro-
lise enzi- mática do tecido de fibra de algodão com corante índigo em
diferentes condições A – Hidrólise enzima comercial (7,5 FPU) 24h; B –
Hidrólise enzima comercial (12 FPU) 24h; C – Hidrólise enzima comercial
(12 FPU) 48h. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 95
48 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidro-
lise enzimática do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferentes
condições A – Hidrólise enzima comercial (7,5 FPU) 24h; B – Hidrólise
enzima comercial (7,5 FPU) 48h; C – Hidrólise enzima comercial (12
FPU) 6h; D - Hidrólise enzima comercial (12 FPU) 24h; E - Hidrólise
enzima comercial (12 FPU) 48h . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 96
49 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidro-
lise enzimática do tecido de fibra de algodão tingido com corante índigo
em diferentes condições A – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5
FPU) 24h; B – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 48h. . p. 98
50 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrolise
enzimática do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferentes con-
dições A – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 24h; B –
Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 48h. . . . . . . . . . p. 98
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51 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão com corante
índigo e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 7,5
FPU em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante índigo, B
– hidrólise enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise
enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 99
52 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de algodão com corante índigo
e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 12 FPU
em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante índigo, B –
hidrólise enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise
enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 100
53 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré-tratado
e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 7,5 FPU
em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise
enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática
(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 100
54 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré- tratado
e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 12 FPU
em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise
enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática
(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 101
55 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão com corante
índigo e após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU
em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante, B – hidrólise
enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática
(48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 103
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56 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e
direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré-tratado e
após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU em diferen-
tes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise enzimática
(6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática (48h). . . p. 104
57 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e celulose nano-
cristalina após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921
7,5 FPU em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B
– hidrólise enzimática (6h); C hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise
enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 107
58 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e celulose nano-
cristalina após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921
12 FPU em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B
– hidrólise enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise
enzimática (48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 107
59 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e da celulose nanocristalina
após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921 7,5 FPU
em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B –hidrólise
enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise enzimática
(48h).. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 108
60 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e da celulose nanocristalina
após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921 12 FPU
em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B –hidrólise
enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise enzimática
(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 108
-
61 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e celulose nano-
cristalina após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU
em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B –hidrólise
enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise enzimática
(48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 110
62 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-
dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e celulose nanocristalina
após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU em dife-
rentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B – nanocelulose -
hidrólise enzimática (6h); C – nanocelulose - hidrólise enzimática (24h);
D – nanocelulose - hidrólise enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . p. 111
63 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido com
corante índigo, B – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comer-
cial 12 FPU/6h), C – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo co-
mercial 12 FPU/24h), D – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo
comercial 12 FPU/48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 112
64 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido pré-
tratado, B – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial 12
FPU/6h), C – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial 12
FPU/24h), D – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial
12 FPU/48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 113
-
Lista de tabelas
1 Conteúdo médio de celulose. (KLOCK et al., 2005). . . . . . . . . . . . . p. 39
2 Dimensões dos nanocristais de acordo com a origem da celulose (HABIBI;
LUCIA; ROJAS, 2010). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 55
3 Quantificação dos componentes do tecido de algodão tingido e Pré-Tratado p. 68
4 Resultados de comprimento, diâmetro, fator de forma e potencial zeta de
nano-cristais de celulose obtidos a partir do tecido com corante. . . . . p. 69
5 Resultados de comprimento, diâmetro, fator de forma e potencial zeta de
nanocristais de celulose obtidos a partir do tecido pré-tratado. . . . . . p. 69
6 Resultados de comprimento, diâmetro e fator de forma dos nanocristais
de celulose obtidos a partir do tecido com corante. . . . . . . . . . . . . p. 76
7 ResultadosResultados de comprimento, diâmetro e fator de forma dos
nanocristais de celulose obtidos a partir do tecido pré-tratado. . . . . . p. 76
8 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido com corante
índigo e os nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80
9 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido pré-tratado
e os nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80
10 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico . . . . p. 85
11 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de al-
godão tingido com corante índigo e celulose nanocristalina após hidrólise
enzimática Trichoderma reesei ATCC26921). . . . . . . . . . . . . . . . p. 105
12 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de
algodão pré-tratado e celulose nanocristalina após hidrólise enzimática
(Trichoderma reesei ATCC26921) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 106
-
13 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de
algodão com corante índigo após hidrólise enzimática com Aspergillus
fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 109
14 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de
algodão pré-tratado após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus. p. 109
15 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico. . . . p. 112
16 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico . . . . p. 113
-
Lista de siglas e símbolos
NCC – nanocristais de celulose
v/v – volume/volume
NREL – Nacional Renewable Energy Laboratory
(%)Ext – percentual de extraíveis
m/v – massa/volume
FPU – Atividade enzimática em Unidades de Papel Filtro
MEV – Microscopia Eletrônica de Varredura
PZ – Potencial Zeta
MFA – Microscopia de Força Atômica
MET – Microscopia Eletrônica de Transmissão
FTIR – Espectroscopia na Região do Infravermelho
DRX – Difração de Raios-X
θ – Ângulo de incidência na difração de Raio-X
IC(%) – percentual do Índice de Cristalinidade
I002 – Intensidade do pico no plano cristalográfico 002 (2θ, 22,6◦)
Iam – Intensidade do vale entre os picos dos planos cristalográficos 002 e 001
TG – Análises Termogravimétricas
CLAE – Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
ARTs – Açúcares Redutores Totais
DNS – Ácido 3,5-Dinitrosalicílico
Microscópia Eletrônica de Varredura (MEV)
-
Sumário
1 Introdução p. 25
2 Objetivos p. 28
2.1 Objetivo Geral . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 28
2.2 Objetivos Específicos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 28
2.3 Contribuições Científicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 29
3 Fundamentação Teórica p. 30
3.1 Cadeia Têxtil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 30
3.2 Corantes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32
3.2.1 Tipos de Corantes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32
3.2.2 Índigo Blue . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 33
3.3 Fibras Lignocelulósicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 35
3.3.1 Fibras Vegetais . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 35
3.3.2 Celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 36
3.3.3 Hemicelulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 40
3.3.4 Lignina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 40
3.4 Hidrólise das fibras de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 41
3.4.1 Hidrólise ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 42
3.4.1.1 Hidrólise ácida X Corante índigo . . . . . . . . . . . . p. 46
3.4.2 Hidrólise Enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 46
3.4.2.1 Hidrólise enzimática X Corante índigo . . . . . . . . . p. 52
-
3.5 Nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 53
4 Materiais e Procedimentos p. 56
4.1 Materiais . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 56
4.2 Procedimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 56
4.2.1 Pré-Tratamento: remoção do corante índigo do tecido . . . . . . p. 57
4.2.2 Caracterização lignocelulósica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 58
4.2.3 Hidrólise ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 59
4.2.4 Hidrólise enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 60
4.2.5 Caracterização físico-química da celulose nanocristalina . . . . . p. 62
4.2.5.1 Microscopia Eletrônica de Varredura . . . . . . . . . . p. 62
4.2.5.2 Potencial Zeta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 62
4.2.5.3 Microscopia de Força Atômica . . . . . . . . . . . . . . p. 63
4.2.5.4 Microscopia Eletrônica de Transmissão . . . . . . . . . p. 63
4.2.5.5 Espectroscopia na Região do Infravermelho . . . . . . p. 63
4.2.5.6 Difração de Raios-X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 63
4.2.5.7 Análise Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . . p. 64
4.2.5.8 Cromatografia Líquida de Alta Eficiência . . . . . . . . p. 64
4.2.5.9 Açúcares Redutores Totais . . . . . . . . . . . . . . . . p. 64
5 Resultados e Discussão p. 66
5.1 Caracterização do tecido de fibra de algodão tingido e pré-tratado . . . p. 66
5.1.1 Pré-tratamento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 66
5.1.2 Microscópia Eletrônica de Varredura . . . . . . . . . . . . . . . p. 67
5.1.3 Composição química . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 67
5.2 Hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo e pré-
tratado . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68
5.2.1 Caracterização dos nanocristais . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68
-
5.2.1.1 Morfologia, dimensão e fator de forma dos nanoscristais
de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68
5.2.1.2 Microscopia Eletrônica de Transmissão . . . . . . . . . p. 73
5.2.1.3 Espectroscopia na Região do Infravermelho . . . . . . p. 77
5.2.1.4 Difração de Raios X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80
5.2.1.5 Análises Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . p. 83
5.3 Hidrólise enzimática de tecido de fibra de algodão com corante índigo e
pré-tratado . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88
5.3.1 Caracterização dos nanocristais . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88
5.3.1.1 Açúcares Redutores Totais . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88
5.3.1.2 Conversão celulósica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 90
5.3.1.3 Morfologia e dimensão dos nanoscristais de celulose . . p. 94
5.3.1.4 Espectroscopia na Região do Infravermelho . . . . . . p. 99
5.3.1.5 Difração de Raios X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 105
5.3.1.6 Análises Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . p. 111
6 Conclusões p. 116
7 Trabalhos Futuros p. 118
Referências p. 119
-
25
1 Introdução
A economia global hoje depende muito dos derivados de petróleo e sua exploração
não é sustentável a longo prazo. As fontes de energia não renováveis têm um impacto
ambiental considerável (NIKOLIĆ et al., 2017). Elas devem ser substituídas por recursos
naturais de forma que se possa cumprir o requisito para o desenvolvimento sustentável
(MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016b; CHEN et al., 2012).
O uso de biopolímeros para o desenvolvimento sustentável e preservação ambiental
tornou-se muito presente nos últimos 20 anos, devido às suas diversas vantagens, incluindo
a ampla disponibilidade, renovabilidade e a biocompatibilidade prin- cipalmente quando
comparada a seus homológos sintéticos (MIRI et al., 2015). A celulose é o biopolímero
mais abundante da terra. Além disso, é um recurso renovável e atraente para satisfazer a
demanda de redução do impacto ambiental, oferecendo uma enorme vantagem no custo
de produção com propriedades físicas e químicas desejáveis (QIAO et al., 2016). As plantas
produzem cerca de 180 bilhões de toneladas de celulose por ano em nível mundial, tornando
este polissacarídeo o maior reservatório de carbono no mundo (FESTUCCI-BUSELLI; OTONI;
JOSHI, 2007).
Dentre as fontes de celulose, as fibras e resíduos de algodão destacam-se em com-
paração com outros materiais lignocelulósicos devido ao alto teor de celulose e pequena
quantidade de lignina (NIKOLIĆ et al., 2017; GUPTA; VERMA, 2015). Diferentes resíduos de
algodão são gerados a partir da fase inicial até a fase final do processo têxtil para a pro-
dução de tecidos (NIKOLIĆ et al., 2017). Dentre estes, destacam-se pela sua alta produção,
tecidos de fibra de algodão com corante índigo que não alcaçaram os padrões de qualidade
exigidos para comercialização e as peças de vestuário que são descartadas após uso em
lixões e aterros sanitários. O aproveitamento desses resíduos, além de reduzir o impacto
ambiental, contribui para a sua utilização em alternativas tecnológicas mais viáveis.
Dentre as alternativas para aproveitamento destes resíduos, destacam-se a produção de
etanol de segunda geração, celulose microcristalina e nanocristais de celulose (MEYABADI
-
26
et al., 2014). Os NCC têm despertado grande interesse no campo da nanotecnologia, tanto
na indústria como na academia devido a sua baixa densidade (cerca de 1,566 gcm-3),
enorme área superficial específica (estimada em várias centenas de m2g-1), abundância de
grupos hidroxilas (proporciona locais ativos para ligação química com matrizes poliméricas
ou contribui para a possibilidade de modificação química), natureza altamente cristalina,
capacidade de reforço, menor custo de produção em relação a nanofibras de vidro e carbono
(BOUJEMAOUI et al., 2015; TAN et al., 2015; SHANMUGANATHAN et al., 2010; DUFRESNE,
2003; MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016a).
Estes materiais podem encontrar aplicações em embalagens alimentares, farmacêutica,
eletrônica e reforço em materiais poliméricos devido à significativa melhoria das propri-
edades (mecânicas, barreira e ópticas) dos materiais em escala nanométrica (KAMAL;
KHOSHKAVA, 2015; MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016b; TAN et al., 2015).
No contexto de obtenção de nanocristais a partir de materiais lignocelulósicos podem-
se citar alguns trabalhos realizados conforme destacado a seguir.
(LU; HSIEH, 2010) estudaram a obtenção de nanocristais de celulose a partir do al-
godão. Os resultados mostram suspensões homogêneas e estáveis devido a introdução de
cargas negativas na superfície dos nanocristais gerados pelo ácido sulfúrico. Estes au-
tores obtiveram nanocristais na forma de agulhas e esferas como produto da hidrólise
ácida. Conclui-se que a hidrólise ácida foi eficaz para produzir estruturas nanocristalinas
com cargas de superficie, o que o tornam materiais promissores para serem utilizados em
diversas aplicações.
Outro estudo (CHEN et al., 2012) concentrou-se em fibras de algodão naturais pré-
tratadas com dimetilsulfóxido (DMSO), hidróxido de sódio (NaOH), e tratamento ultras-
som, que foram hidrolisadas pela enzima celulase de Trichoderma viride G a fim de obter
nanocristais de celulose. A pesquisa demonstrou que houve um intumescimento das fibras
após pré-tratamento e que foi favorável à hidrólise enzimática para obtenção de NCC. Os
resultados mostraram que o pré-tratamento influenciou apenas morfologia dos materiais
obtidos após hidrólise enzimática. Fibras de algodão tratadas com DMSO apresentaram
morfologia na forma de agulhas com comprimento entre 70-280 nm e largura (10-40 nm).
Já fibras de algodão tratadas com NaOH e ultrassom produziram nanopartículas esféri-
cas com tamanho 20 nm e 6 nm, respectivamente. Dessa forma, a hidrólise com celulase
pode ser considerada um método promissor para o desenvolvimento verde e sustentável
na obtenção de nanocristais de celulose.
Não se tem registro de nenhum estudo para obtenção de nanocelulose a partir do resí-
-
27
duo industrial do tecido de fibra de algodão com corante índigo. Logo, torna-se necessário
estudar o efeito da presença do corante no isolamento de celulose nanocristalina.
Essa estrutura celulósica pode ser extraída de plantas. Os principais processos exis-
tentes para a produção de celulose nanocristalina a partir de resíduos lignocelulósicos são:
hidrólise ácida (RANBY, 1951; TEIXEIRA et al., 2010a; MORAIS et al., 2013; ELAZZOUZI-
HAFRAOUI et al., 2007; HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010) e hidrólise enzimática (CHEN et al.,
2012; MEYABADI et al., 2014; TEIXEIRA et al., 2015).
A hidrólise ácida consiste na quebra da região amorfa das moléculas de celulose,
presentes nas fibras, em função da adição de ácido em condições reacionais específicas.
O catalisador ácido utilizado nesse tipo de hidrólise age de maneira rápida no que diz
respeito à conversão da celulose em açucares, e por isso, a reação deve ser controlada. As
principais variáveis que influenciam no processo de hidrólise ácida são: concentração de
ácido, tempo e temperatura (SILVA; D’ALMEIDA, 2009).
A hidrólise enzimática de fibras celulósica é realizada por enzimas chamadas celulases.
Este complexo enzimático (extrato) atua hidrolisando as ligações glicosídicas das molécu-
las de celulose em fragmentos menores (oligossacarídeos, celobiose e/ou glicose), isolando
assim nanopartícula de celulose cristalina (MEYABADI et al., 2014). As principais variáveis
que afetam a hidrólise enzimática são: tipo de enzima, pH, carga enzimática, temperatura
e tempo de tratamento (GEORGE et al., 2011).
Este trabalho está dividido em seis capítulos, iniciando com esta introdução, na qual
faz-se uma descrição geral do tema deste trabalho, seguida dos objetivos e contribuições
científicas. O capítulo 3 traz a revisão da literatura, abordando os aspectos teóricos dire-
tamente relacionados à cadeia têxtil, corante índigo, fibras lignocelulósicas e mecanismos
de hidrólise; O capítulo 4 consta de materiais e procedimentos aplicados a pré-tratamento,
hidrólise ácida, enzimática e técnicas de caracterização. Os resultados obtidos experimen-
talmente são apresentados e discutidos no capítulo 5 e, em seguida, são apresentadas as
conclusões.
-
28
2 Objetivos
2.1 Objetivo Geral
Estudar a obtenção de nanocelulose a partir do resíduo de tecido de fibra de algodão
tingido com corante índigo, usando hidrólise ácida e enzimática.
2.2 Objetivos Específicos
• Estudar o efeito do pré-tratamento para remoção do corante na obtenção e caracte-rísticas da nanocelulose, a partir do tecido de fibra de algodão tingido com corante
índigo;
• Estudar o efeito do tempo em duas condições de tratamento na hidrólise ácidado tecido de fibra de algodão tingida com e sem pré-tratamento para remoção do
corante;
• Estudar o efeito do tipo de enzima, carga de enzima e tempo de tratamento nahidrólise enzimática do tecido de fibra de algodão tingida com e sem pré-tratamento
para remoção do corante.
-
29
2.3 Contribuições Científicas
1. Contribuir com dados científicos para o entendimento do efeito do pré-tratamento
na obtenção de celulose nanocristalina por hidrólise ácida e enzimática;
2. Contribuir para o entendimento do efeito do pré-tratamento na composição química
(teor de celulose) do tecido de fibra de algodão com corante índigo em relação a sua
viabilidade como fonte de obtenção de celulose nanocristalina;
3. Apresentar dados científicos do efeito do tempo em duas condições de tratamento
(concentração e temperatura) na obtenção de nanocristais de celulose por hidrolise
ácida, a partir do tecido de fibra de algodão com e sem pré-tratamento para remoção
do corante. Serão fornecidos dados de morfologia, cristalinidade, estabilidade térmica
e grupos funcionais para cada variável estudada na hidrólise ácida;
4. Apresentar dados científicos do efeito do tipo de enzima (comercial produzida por
Trichoderma reesei e não comercial produzida por Aspergillus fumigatus), tempo e
a carga de enzima na obtenção de celulose nanocristalina por hidrólise enzimática,
a partir do tecido de fibra de algodão com e sem pré-tratamento para remoção do
corante. Serão fornecidos dados de conversão de celulose em glicose, morfologia,
cristalinidade, estabilidade térmica e grupos funcionais para cada variável estudada
na hidrólise enzimática.
-
30
3 Fundamentação Teórica
Neste capítulo são apresentados conceitos fundamentais e uma revisão da literatura
sobre obtenção de nanocelulose, destacando os processos de hidrólise ácida e enzimática.
Inicialmente, é apresentada uma visão geral da cadeia têxtil com ênfase no corante índigo.
Em seguida as fibras lignocelulósicas são discutidas, onde foram abordados tópicos sobre
fibras vegetais, celulose, hemicelulose e lignina. Os principais processos de hidrólise de
fibras lignocelulósicas são também descritos, destacando a hidrólise ácida e enzimática.
Por fim, as principais características e propriedades da nanocelulose são apresentadas.
3.1 Cadeia Têxtil
A estrutura da cadeia têxtil inicia-se com a matéria-prima que são as fibras têxteis.
Cada fibra possui suas características e propriedades, sejam as dimensões de suas cadeias
moleculares, cristalinidade, cor, massa específica, hidrofilicidade e muitas outras que vão
conferir ao tecido aplicações diversas (NETO; PITA, 1996).
Esta matéria prima é transformada em fio no processo de fiação. O fio é um agrupa-
mento de fibras lineares ou filamentos, que formam uma linha contínua com características
têxteis. Dentre as principais características têxteis dos fios, destacam-se a resistência me-
cânica e flexibilidade (ARAÚJO; CASTRO, 1987).
A etapa seguinte é a preparação para a tecelagem, onde os fios serão urdidos, isto
é, reunidos em um mesmo comprimento e tracionados, para serem enrolados em carre-
téis e engomados. Para tecidos denim (tecido de fibra de algodão tingido com corante
índigo), a fase de preparação para a tecelagem inclui a etapa de tingimento dos fios de
urdume utilizando o corante índigo. O tecido denim foi a matéria-prima utilizada para
desenvolvimento desse estudo.
Estes fios seguem para a tecelagem onde são produzidos os tecidos planos. Posteri-
ormente esses tecidos são processados em uma etapa de beneficiamento com o objetivo
-
31
de melhorar as características físico-químicas dos substratos. Estes processos e etapas são
definidos de melhorar as características físico-químicas dos substratos. Estes processos e
etapas são definidos de acordo com as necessidades de aplicação. A Figura 1 ilustra de
forma simplificada as etapas do processo têxtil para a produção de tecido de fibra de
algodão tingido com corante índigo.
Figura 1: Etapas do processo produtivo têxtil de forma simplificada
O tecido denim é um material à base de fios de fibras naturais lignocelulósicas (algo-
dão), produzido pelo entrelaçamento de um conjunto de fios de urdume e outro conjunto
de fios de trama, formando um ângulo de 90◦ (ARAÚJO; CASTRO, 1987; RODRIGUES, 1996).
Os fios de urdume deste tecido são tingidos com corante índigo. O tecido índigo tem como
principal característica seu princípio de fixação do corante na fibra, realizado por meio
de um processo de redução do tamanho da molécula do corante através de alcalinidade e
oxidação desse corante por meio do oxigênio, que faz as moléculas se fixarem na superfície
das fibras (RODRIGUES et al., 2006). A Figura 2 mostra um fio 100% algodão tingido com
corante índigo.
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32
Figura 2: Fio 100% algodão tingido com corante índigo. (FIGUEIREDO; CAVALCANTE,2010)
3.2 Corantes
3.2.1 Tipos de Corantes
As cores são resultado da absorção de radiação eletromagnética na faixa da luz visível
e estão relacionadas com comprimentos de onda particulares. O vermelho, por exemplo,
corresponde à faixa entre 610 a 700 nm, e o azul, de 430 a 485 nm (SALEM, 2010). Os
compostos orgânicos podem absorver radiação eletromagnética. Porém, a absorção de
radiação na faixa da luz visível deve-se à presença de grupos cromóforos, ligações duplas
conjugadas na estrutura dos compostos. Estruturalmente, um dos únicos aspectos comuns
a praticamente todos os corantes é a presença de um ou mais anéis benzênicos. Com essa
propriedade, os químicos podem criar substâncias ou misturas de substâncias (corantes)
com as mais variadas cores e com os mais variados empregos.
Corantes e pigmentos orgânicos podem ser definidos como substâncias intensamente
coloridas que aplicadas a um material lhe conferem cor. Os corantes compreendem dois
componentes principais (Figura 3): o grupo cromóforo, responsável pela cor que absorve
a luz solar, e o grupo funcional que permite a fixação nas fibras do tecido (MORAES;
FREIRE; DURAN, 2000). A fixação da molécula do corante a essas fibras geralmente é
feita em solução aquosa e pode envolver basicamente quatro tipos de ligações: ligação
iônica, de hidrogênio, de van der waals e covalentes (SALEM, 2010). Os corantes podem
ser classificados de diferentes formas, pela maneira como se ligam às fibras têxteis, pela
sua estrutura química ou com base na sua solubilidade (GUPTA et al., 2009).
-
33
Figura 3: Estrutura molecular de um corante têxtil. A- pertence ao grupo cromóforo e B– estrutura de fixação á fibra (ZANONI; CARNEIRO, 2001).
De acordo com o modo de fixação, os principais grupos de corantes são: reativos,
diretos, azoicos, ácidos, básicos, à tina ou à cuba, sulfurosos, dispersos, pré-metalizados
e branqueadores (GUARATINI; ZANONI, 2000). Nesta revisão, o grupo de corantes à cuba
receberá destaque devido o corante índigo fazer parte deste grupo e também por ter sido
utilizado para tingimento do resíduo têxtil usado nesta pesquisa.
Corantes à tina ou à cuba são uma grande e importante classe de corantes baseada nos
índigos, tioindigóides e antraquinóides. O índigo, corante de larga aplicação na indústria
do vestuário devido à sua cor e às propriedades de solidez peculiares, pertence à classe dos
corantes à cuba. Podemos apontar, como principal característica desta classe de corantes,
o fato de ser, em sua forma original, insolúvel em água, não possuindo, portanto, afinidade
por qualquer fibra têxtil. Por isso, para que ocorra o tingimento da fibra é necessário que
seja solubilizado através de uma reação de redução em meio alcalino (forma reduzida
leucoderivado). Na forma reduzida, o corante migra para a fibra, uma vez completa a
migração, o substrato é lavado e o corante é re-oxidado à sua forma insolúvel dentro da
fibra (GUARATINI; ZANONI, 2000).
3.2.2 Índigo Blue
O índigo blue é usado no tingimento de fios de algodão empregados na manufatura
do tecido conhecido como jeans (PASCHOAL; TREMILIOSI-FILHO, 2005). É um composto
azul, que tem ponto de fusão em 390◦ - 392 ◦C. É insolúvel em água, álcoois ou éteres mas
solúvel em clorofórmio, em nitrobenzeno, ou em ácido sulfúrico concentrado. A estrutura
química do índigo corresponde à fórmula C16H10N2O2 e está apresentado na Figura 4.
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34
Figura 4: Estrutura molecular do corante índigo blue (GŁOWACKI et al., 2012)
O índigo é obtido somente na sua forma trans, pois ocorrem interações do tipo ponte de
Van der Walls entre os átomos de hidrogênio dos grupo aminas e os átomos de oxigênios
dos grupos carbonilas que conferem uma maior estabilidade à molécula. A forma cis
desta mesma molécula não é obtida devido às interações entre os hidrogênios das aminas
e os oxigênios das carbonilas causando repulsão, gerando um sistema de maior energia e,
portanto, não preferencial, se convertendo invariavelmente na forma trans.
A característica química deste corante é a presença do grupo cetônico (C=O), sendo
este insolúvel em água, mas, quando se altera para a forma reduzida (C–OH), torna-
se solúvel e o corante passa a ter afinidade química pela fibra celulósica (PASCHOAL;
TREMILIOSI-FILHO, 2005). Dessa forma, o processo de tingimento na indústria têxtil ocorre
por meio da reação de oxi-redução, na qual o corante é reduzido à forma leucoíndigo.
Essa forma entra em contato com o tecido, sendo fixada a fibra pela reoxidação com
ar, retornando a forma original do Índigo Blue, colorindo a fibra de azul. A reação de
oxi-redução está apresentada na Figura 5.
Figura 5: Redução química da espécie índigo a forma leucoíndigo (PASCHOAL; TREMILIOSI-FILHO, 2005)
O índigo é o corante mais produzido no mundo (GŁOWACKI et al., 2012), amplamente
utilizado pela indústria têxtil, e como precursor para a síntese de outros corantes de
estrutura química semelhante, classificados como indigóides.
Os resíduos de tecido com corante índigo formado a partir de fibras naturais ligno-
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celulósicas apresentam grande potencial de uso nas mais variadas aplicações industriais
(produção de bioetanol de segunda geração, celulose microcristalina/ nanocristalina e re-
forço de compósitos), o que torna estas fibras objetos de muitas pesquisas na academia e
indústria.
3.3 Fibras Lignocelulósicas
3.3.1 Fibras Vegetais
Fibras têxteis possuem diversas origens, sendo este um dos critérios usados para a
sua classificação. Desta forma, as fibras podem ser de origem natural sob uma forma que
as tornam aptas para o processamento têxtil, ou de origem não natural, sendo produ-
zidas a partir polímeros naturais transformados pela ação de reagentes químicos (fibras
regeneradas ou artificiais), ou por polímeros obtidos por síntese química (LADCHUMANA-
NANDASIVAM, 2002). Dentre essas fibras, as fibras naturais de origem vegetal merecem
destaque pela sua abundância, baixo custo, biodegradabilidade e renovabilidade. Estas
fibras são produzidas em praticamente todos os países e usualmente são designadas por
biomassa lignocelulósicas. Uma estimativa da FAO (Organização das Nações Unidas para
Agricultura e Alimentação) sugere que, do total de fibras produzidas ao redor do mundo,
cerca de 25 milhões de toneladas é de origem vegetal, tendo como principal destaque o
algodão (SONESSO et al., 2011).
O algodão é uma fibra branca ou esbranquiçada obtida dos frutos de algumas espécies
do gênero Gossypium hirsutum L. (Figura 6) sendo considerado a mais importante das
fibras têxteis (SONESSO et al., 2011). Normalmente é constituída em cerca de 90 a 95%
de celulose, sendo a maior parte restante constituída por ceras, gorduras ou minerais, etc
(SATYAMURTHY et al., 2011; JEIHANIPOUR; TAHERZADEH, 2009; MEYABADI et al., 2014).
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36
Figura 6: Algodoeiro (Gossypium hirsutum L.) (EMBRAPA, 2011)
O algodão é uma matéria-prima tradicional para a obtenção de nanocristais de celu-
lose, mas a composição química desses materiais lignocelulósicos não é algo uniforme, ou
seja, varia de uma planta para outra (MORAIS et al., 2013), até mesmo pelo fato de haver a
influência de alguns fatores tais como, idade de colheita, condições de crescimento, parte
da planta escolhida entre outros.
As fibras de celulose podem ser consideradas como substâncias de origem natural
denominadas de fibras naturais lignocelulósicas. Essa biomassa lignocelulósica é definida
como um material complexo formado por essencialmente três componentes orgânicos: ce-
lulose, hemicelulose e lignina. Nas plantas a celulose encontra-se na forma de microfibrilas
embebidas em uma matriz composta de hemicelulose e lignina, cuja função estrutural é
agir como barreira natural à degradação enzimática e/ou microbiana e servir como prote-
ção mecânica (CANILHA et al., 2010). Suas características estruturais estão relacionadas à
natureza da celulose e à sua cristalinidade. A organização mais comum da parede celular
vegetal está representada na Figura 7.
Além destes principais componentes (celulose, hemicelulose e lignina) são encontrados
também compostos inorgânicos e moléculas extraíveis com solventes orgânicos, como pec-
tinas, carboidratos simples, terpenos, alcalóides, saponinas, polifenólicos, gomas, resinas,
gorduras e graxas, entre outros (MARTINS et al., 2011).
3.3.2 Celulose
A celulose, que corresponde isoladamente a aproximadamente 40% de toda reserva
de carbono disponível na biosfera, é a fonte mais abundante deste elemento base dos
componentes orgânicos. Está presente em todas as plantas, desde árvores altamente de-
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Figura 7: Organização mais comum de uma fibra vegetal (SILVA; D’ALMEIDA, 2009)
senvolvidas até em organismos mais primitivos sendo que seu conteúdo nestas espécies
pode variar de 20 a 99% (RABELO et al., 2010).
Este polímero natural é um homopolissacarídeo linear cuja unidade repetitiva é a
celobiose que é formada pela união de duas moléculas de glicose através de ligações β-1-
4-glicosídicas, de fórmula geral (C6H1005)n, proporcionando crescimento linear de cadeia
macromolecular levando a uma elevada massa molecular, considerável grau de cristalini-
dade, insolubilidade em água e estrutura rígida. Esta unidade repetitiva tem uma estrutura
linear ou fibrosa, que contém seis grupos hidroxila que estabelecem interações do tipo
ligações de hidrogênio intra e intermolecular, como pode ser visto Figura 8.
Devido a essas ligações de hidrogênio, há uma forte tendência da celulose formar cris-
tais que a tornam completamente insolúvel em água e na maioria dos solventes orgânicos.
As ligações de hidrogênio inter e intramoleculares também são responsáveis pela manuten-
ção das redes cristalinas e tornam a celulose resistente a tratamentos químicos e biológicos
(GAMBARATO, 2010).
As zonas cristalinas se alternam com zonas amorfas e apesar da natureza higroscópica
das moléculas individuais de celulose, a adsorção de moléculas de água só é possível nas
zonas amorfas, em função da falta de espaços vazios na estrutura cristalina, que tem alta
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Figura 8: Estrutura da celulose formada pela união de moléculas de glicose (uma hexose)através de ligações β-1,4-glicosídicas, seus grupos terminais redutores e não redutores.(KLOCK et al., 2005)
densidade de empacotamento (HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010; TEODORO et al., 2011; SILVA,
2009).
Quatro formas cristalinas foram identificadas para celulose, e são designadas como I,
II, III e IV. Cada uma destas formas cristalinas apresenta características físicas e quí-
micas pró-prias, como solubilidade, densidade, ponto de fusão, forma do cristal, além de
proprieda-des ópticas e elétricas (OGEDA; PETRI et al., 2010). Na natureza, celulose I é a
mais abundante e, logo, é chamada de celulose nativa. Celulose II é o polimorfo majoritá-
rio na indústria de processamento de celulose. Esta molécula por ser formada a partir de
regeneração ou mercerização da celulose I, sendo também o alomorfo termodinamicamente
mais estável (OGEDA; PETRI et al., 2010).
A cristalinidade da celulose influencia a sua reatividade, ao controlar o acesso de
compostos químicos ou enzimas aos grupos funcionais e às ligações químicas nas regiões
cristalinas. O grau de cristalinidade da celulose (proporção entre a massa de domínios
cristalinos e a massa total da celulose) e as dimensões típicas são dependentes de sua
origem (LIMA; BORSALI, 2004). A celulose de algodão possui cadeias mais ordenadas,
apresentando cristalinidade de aproximadamente 70%, enquanto a celulose de árvores
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apresenta índice de cristalinidade ao redor de 40%.
Os grupos hidroxilas são os grupos funcionanis mais abundantes na molécula de ce-
lulose, seguidos pelas ligações acetal que formam o anel das piranoses. A hidrólise e a
oxidação são os processos químicos degradativos mais importantes.
Da hidrólise da celulose obtêm-se polímeros menores, oligossacarídeos com cadeias ter-
minais redutoras e não redutoras (Figura 9) que, após reações mais extensas, decompõem-
se dando origem a celobiose (dissacarídeo redutor) e a glicose.
Figura 9: Reaçoes de hidrólise da celulose. R e R’ são as semicadeias do polímero decelulose. A ligação em zig-zag representa a ligação β-D (1-4) glicosídica. (RABELO et al.,2010)
A celulose constitui o principal material de sustentação das plantas terrestres, pos-
suindo também importância industrial, servindo de matéria-prima para indústrias têxtil e
de papel, dentre inúmeras outras. Fibras longas de celulose podem ser extraídas de certas
plantas com tratamento de purificação relativamente simples, sendo o algodão a principal
entre estas fibras. O linho, cânhamo, juta, sisal, rami são outras fibras de origem celulósica
de importância industrial. A Tabela 1 mostra a variação da quantidade de celulose com
relação ao tipo de fonte de onde a mesma é extraída.
Tabela 1: Conteúdo médio de celulose. (KLOCK et al., 2005).Planta Celulose(%)Algodão 95 - 99Rami 80 - 90Bambo 40 - 50Madeira 40 - 50Musgos 25 - 30
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40
3.3.3 Hemicelulose
As hemiceluloses estão intimamente associadas à celulose na parede da célula vegetal
e são compostas por diferentes unidades de açúcares (heteropolissacarídeos), formando
cadeias ramificadas (FENGEL; WEGENER, 1983).
As diferentes unidades de açúcares que formam as hemiceluloses são compostas por
glicose, manose e galactose (hexoses), além da xilose e arabinose (pentoses), podendo
ainda apresentar quantidades variáveis de ácidos urônicos e grupos acetilas em alguns
tipos de vegetais (FARINAS, 2011).
Estas unidades podem ser lineares ou ramificadas, são amorfas e possuem massa mo-
lecular relativamente baixa, o que facilita a adsorção de água contribuindo para intu-
mescimento e flexibilidade das fibras (KLOCK et al., 2005), tornando-a mais facilmente
hidrolisada que a celulose.
O principal açúcar encontrado na maioria das hemiceluloses é a xilose (FENGEL; WE-
GENER, 1983) a qual também pode ser utilizada para produção de etanol (BOMMARIUS
et al., 2008). Xilanas são heteropolissacarídeos compostos por ligações 1,4 de resíduos de
D-xilanopiranosil com ramificações arabinosil e/ou acetil, dependendo do vegetal em que
se encontra (BALAT; BALAT; ÖZ, 2008).
3.3.4 Lignina
A lignina, apresentada na Figura 10, é formada por uma estrutura complexa de uni-
dades de fenilpropano.
A lignina apresenta em sua estrutura inúmeros grupos aromáticos e alifáticos, com
diversos anéis fenilpropânicos substituídos ligados por meio de diferentes tipos de ligações,
como do tipo éter (hidroxilas primárias e secundárias, carbonilas, carboxilas, ésteres e
ligações etilênicas) ou carbono-carbono (FENGEL; WEGENER, 1983; RAMIRES, 2010). A
massa molecular de uma lignina native típica é 20.000 g/mol (FILHO et al., 2007).
Trata-se de uma substância amorfa que durante o desenvolvimento das células é in-
corporada como o último componente na parede, interpenetrando as fibrilas e assim forta-
lecendo e enrijecendo as paredes celulares, conferindo as plantas uma resistência mecânica
(HENDRIKS; ZEEMAN, 2009).
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Figura 10: Estrutura parcial hipotética de uma lignina. (FENGEL; WEGENER, 1983)
3.4 Hidrólise das fibras de celulose
As fibras de celulose são constituídas de regiões cristalinas altamente ordenadas e
regiões amorfas (desorganizadas), onde as cadeias estão agrupadas de maneira mais irre-
gular. A partir da celulose existem alguns tipos de materiais celulósicos que podem ser
isolados (celulose microcristalina, celulose nanofibrilada e nanocristais de celulose) através
de métodos mecânicos, químicos e biológicos. Os principais métodos são: homogeneizador
de alta pressão (PAAKKO et al., 2007; STELTE; SANADI, 2009), microfluidização (HENRIKS-
SON, 2008), desfibrilação (NOGI et al., 2009), agitação mecânica (CHERIAN et al., 2008),
tratamento enzimático (PAAKKO et al., 2007; HENRIKSSON, 2008; LEE; TERAMOTO; ENDO,
2009; TERAMOTO et al., 2008) e hidrólise ácida (BONDESON; MATHEW; OKSMAN, 2006).
Estudos tem sido realizados utilizando uma combinação desses processos para produzir
nanocelulose com um rendimento elevado.
Entre essas formas de celulose cristalina, nanocristais de celulose (NCC) têm sido
fonte para várias pesquisas devido às suas propriedades intrinsecamente atraentes, como
grande área superficial, fator de forma acima de 10 (comprimento/diâmetro), densidade
em torno 1.52 g/cm3, biocompatibilidade e biodegradabilidade (BOUJEMAOUI et al., 2015).
O processo para isolamento dos nanocristais a partir de matérias primas celulósicas
consiste de várias etapas, tendo início no pré-tratamento da matéria prima, passando pela
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42
hidrólise, centrifugação e dispersão da suspensão obtida.
Para melhorar a acessibilidade e a reatividade da fibra de celulose, é essencial criar
locais mais acessíveis através de pré-tratamento mecânico e / ou químico para facilitar a
hidrólise. No pré-tratamento o material é classificado e purificado, caso necessário (TANG
et al., 2015). (HABIBI; DUFRESNE, 2008) pré-trataram fibras de rami com solução de NaOH
2% por 2 h, com o objetivo de purificar o material para facilitar a acessibilidade a cadeia
polimérica e garantir a eficácia da hidrólise.
Duas rotas são frequentemente empregadas para a hidrólise. A primeira é o uso de
hidrólise ácida, e a segunda, hidrólise enzimática. O método mais utilizado para obtenção
de nanocristais tem sido a hidrólise ácida, utilizando principalmente ácido sulfúrico. Nano-
cristais obtidos com esse ácido resultam em suspensões mais estáveis porque apresentam
repulsão eletrostática causada pela presença de grupos sulfatos inseridos na superfície dos
nanocristais após hidrólise ácida (HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010; BELTRAMINO et al., 2015).
Além da hidrólise ácida, algumas abordagens eco-amigáveis, por exemplo, sonicação de
alta intensidade e hidrólise enzimática foram desenvolvidas nas últimas décadas para a
produção de nanocelulose (TANG et al., 2015). De acordo com (BELTRAMINO et al., 2015),
as literaturas são limitadas no que tange as formas de introduzir enzimas no processo de
preparação de nanocelulose.
Nesta revisão da literatura serão abordados tópicos sobre hidrólise ácida e enzimática
das fibras lignocelulósicas. Estes foram os processos escolhidos neste trabalho para isola-
mento de nanocelulose a partir de um resíduo de tecido de fibra de algodão tingido com
corante índigo.
3.4.1 Hidrólise ácida
Os processos de hidrólise ácida de celulose podem ser divididos em duas categorias
distintas: aqueles realizados com soluções concentradas de ácido ou com soluções diluídas.
O processo envolvendo soluções diluídas é o mais antigo, evolve a utilização da biomassa
celulósica suspensa na solução ácida ( 0,1 – 5% v/v ), normalmente sob pressões e altas
temperaturas (180 a 215◦C) (PAULA, 2009), para alcançar taxas aceitáveis de hidrólise
à glicose em tempos relativamente curtos, devido a inacessibilidade dos cristalitos de ce-
lulose. A hidrólise de celulose baseada em ácido diluído tem sido pouco adotada. Esse
processo tem o inconveniente dos açúcares serem decompostos sob condições severas ne-
cessárias para promover a hidrólise da celulose, ou seja, alta temperatura e baixo pH
(XIANG; LEE; TORGET, 2004).
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O método utilizando soluções concentradas de ácido envolve a biomassa celulósica
suspensa na solução ácida (40-70% v/v) e temperaturas mais baixas (de 25 a 105◦C)
(SILVA; D’ALMEIDA, 2009). O produto solúvel em água proveniente da hidrólise é pronta-
mente hidrolisado a glicose com alto rendimento. Logo, diferente ao processo ácido diluído,
o processo ácido concentrado tem a capacidade de gerar rendimentos maiores de glicose
em baixas temperaturas e pressões, tornando viável o uso de reatores de baixo custo,
desde que sejam feitos de materiais que não sofram corrosão.
Na hidrólise ácida ocorre a destruição dos domínios amorfos da celulose preservando
a parte cristalina. Após este processo, ocorre a lavagem por centrifugação, diálise da
suspensão até neutralidade e dispersão dos cristais de celulose. A forma cilíndrica alongada
resultante de celulose cristalina são conhecidos como nanocristais de celulose (NG et al.,
2015).
Outra vantagem que envolve a hidrólise ácida da biomassa é a possibilidade de utili-
zação de diversos ácidos, pois o processo é ácido-catalisado, necessitando apenas de uma
fonte de prótons no meio aquoso para que a reação ocorra. Os principais ácidos empre-
gados no processo de hidrólise ácida de biomassa celulósica são: ácido sulfúrico, ácido
clorídrico, ácido fosfórico, ácido fórmico e ácido oxálico (LACERDA, 2012).
A característica de dispersão dos nanocristais de celulose no sistema aquoso depende
do tipo de ácido utilizado no processo de hidrólise (SILVÉRIO et al., 2013). O ácido mais
utilizado para a reação de hidrólise de celulose é o ácido sulfúrico. As hidrólises com ácido
sulfúrico deixam a superfície com cargas negativas, o que facilita a dispersão das mesmas
com água. Já com ácido clorídrico, a superfície fica neutra, o que dificulta a dispersão dos
nanocristais formados, entretanto são termicamente mais estáveis, devido a ausência de
grupos sulfatos na superfície da celulose. A carga da superfície é um importante parâmetro
que controla as interações entre os nanocristais e se reflete no comportamento reológico
das suspensões (ARAKI; WADA; KUGA, 2001; ROMAN; WINTER, 2004).
As variáveis mais importantes encontradas na literatura consultada para as condi-
ções de hidrólise são: concentração do ácido, tempo, temperatura e a carga de sólidos
(ácido/matéria-prima) (SILVA; D’ALMEIDA, 2009). Estas variáveis afetam a morfologia e
propriedades dos nanocristais. Dessa forma, condições de hidrólise ácida devem ser cui-
dadosamente estudadas e controladas de modo a se obter um material com propriedades
desejadas. As condições de operação referenciadas são uma concentração de ácido vari-
ando entre 55 e 65% e uma razão de ácido/substrato compreendida entre 10 e 20mL/g,
operando à temperatura variável de 45 à 60◦C e com tempo de reação que pode ir de 1 à
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44
13h (PODSIADLO et al., 2005; HABIBI; DUFRESNE, 2008; ELAZZOUZI-HAFRAOUI et al., 2007;
HABIBI et al., 2007).
O mecanismo da reação de hidrólise ácida foi intensivamente investigado por diversos
pesquisadores. O principal mecanismo confirmado é apresentado na Figura 11 (RINALDI;
SCHÜTH, 2009).
Figura 11: Mecanismo de hidrólise ácida. Fonte: (RINALDI; SCHÜTH, 2009)
O mecanismo de hidrólise ácida que leva a quebra de ligações glicosídicas ocorre em
três etapas. A primeira etapa começa com um próton de um catalisador ácido que interage
rapidamente com o oxigênio glicosídico que une as unidades de 1,4-β-D-anidroglicose,
formando o ácido conjugado. A segunda etapa corresponde à quebra da ligação C-O do
ácido conjugado com a formação de carbocátion. Em uma terceira etapa, um próton é
liberado após uma rápida adição de água (XIANG; LEE; TORGET, 2004). O carbocátion
intermediário é formado mais rapidamente no final da cadeia polissacarídica do que no
meio, assim o rendimento de monossacarídeos, após hidrólise parcial, é maior do que o
calculado com base em uma quebra aleatória das cadeias. As moléculas menores geradas a
partir da clivagem das ligaçõe s são ricas em grupos hidroxilas. A hidrólise de hemiceluloses
se dá por mecanismos similares, gerando os açúcares que a constituem, como por exemplo
a xilose (PAULA, 2009).
Vale a pena destacar que as condições de hidrólise durante a obtenção de nanocris-
tais de celulose precisam ser bem controladas para evitar altos rendimentos de glicose da
matéria-prima lignocelulósica. Durante a hidrólise ácida, a celulose não cristalina é rapi-
damente hidrolisada à glicose, enquanto que a celulose presente nos domínios cristalinos
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é mais resistente e leva um tempo maior para ser convertida a uma forma prontamente
hidrolisada (GURGEL, 2010).
Li e seus colaboradores realizaram a extração de nanocristais de celulose da casca
da amoreira. Os resultados mostraram que a hidrólise ácida, utilizando concentração de
ácido de 64%, temperatura de 60◦C e um tempo de 60 minutos, foi eficiente para isolar
nanocristais. Estes apresentaram uma morfologia alongada, diâmetro na faixa de 20 a 40
nm e aumento do índice de cristalinidade quando comparado com seu precursor. Dessa
forma, estes autores afirmam que nanocristais obtidos da casca da amoreira tem potencial
para aplicação como reforço em nanocompósitos (LI et al., 2009).
Outros autores investigaram os efeitos de diferentes condições de tempo e tempe-
ratura, usados na preparação de nanocristais de celulose a partir da fibra de sisal, na
morfologia, cristalinidade e estabilidade térmica dos materiais preparados (TEODORO
et al., 2011). Estes autores concluíram que há uma forte dependência da cristalinidade
final dos nanocristais com a temperatura e tempo de extração. O uso de temperatura
mais alta associado a um menor tempo de extração (30min) resultou em nanocristais com
boa estabilidade térmica, maior cristalinidade e sem comprometer a estrutura cristalina
da celulose.
O uso do sabugo do milho como fonte de celulose para a obtenção de nanocristais por
hidrólise com ácido sulfúrico foi também avaliado visando sua utilização como agente de
reforço na preparação de nanocompósitos (SILVÉRIO et al., 2013). A hidrólise foi realizada
a 45◦C, variando o tempo de reação (30, 60 e 90 min). Os resultados mostraram que com
o aumento do tempo de tratamento ocorre diminuição nas dimensões e no fator de forma
dos nanocristais de celulose.
(SONAKSHI et al., 2013) estudaram três substratos diferentes (algodão da China, sul
africano e resíduos de algodão) para obtenção de nanocristais de celulose por hidrólise
ácida. Os resultados mostraram que dependendo da natureza da celulose, tem-se compri-
mento variando na faixa de 50 – 200 nm e diâmetros entre 10 – 90 nm. Os resultados de
DRX mostraram um aumento na cristalinidade para cada material quando comparado
ao seu precursor, o que os tornam aptos para serem utilizados como reforço em matrizes
poliméricas.
(ELAZZOUZI-HAFRAOUI et al., 2007) isolaram nanocristais de línter para estudar o
efeito da temperatura. Hidrólise com ácido sulfúrico 65% foi realizada para diferentes
temperaturas: 45, 54, 63 e 72◦C, com tempo de reação fixo de 30 minutos. Considerando
o efeito da temperatura, esses autores concluíram que houve redução do tamanho do
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nanocristal com o aumento da temperatura de hidrólise (MESQUITA, 2012).
3.4.1.1 Hidrólise ácida X Corante índigo
Hidrólise ácida de tecido tingido com corante índigo envolve a interação entre o ácido
sulfúrico concentrado e a molécula de corante. Esta reação é conhecida como sulfonação
(STEINGRUBER, 2004).
A reação de sulfonação é uma reação orgânica de substituição. As reações de subs-
tituições são características de compostos, tais como os alcanos, haletos de alquila e os
compostos aromáticos. Em uma substituição, um átomo ou grupo de átomos de uma mo-
lécula orgânica é substituído por outro átomo ou grupo de átomos (SOLOMONS; FRYHLE,
1999). No caso da sulfonação, uma molécula orgânica reage com o ácido sulfúrico concen-
trado (H2SO4) e um ou mais de seus hidrogênios são substituídos por um ou mais grupos
sulfônicos (SO3H) do ácido sulfúrico. Na reação da molécula do corante índigo com ácido
sulfúrico concentrado, o produto obtido nesse tipo de reação é um ácido sulfônico di ou
tetra sulfônico. (STEINGRUBER, 2004).
Logo, é de se esperar em um processo de hidrólise ácida a presença do corante no subs-
trato ( aproximadamente 6%, informação obtida no setor de índigo da VICUNHA/RN)
poderá interferir na quebra da cadeia da molécula de celulose, visto que parte do ácido
sulfúrico deverá ser consumido na reação de sulfonação do corante. Esta interferência
será em função das variáveis do processo de hidrólise como: temperatura, concentração de
ácido e tempo.
3.4.2 Hidrólise Enzimática
As enzimas são proteínas especializadas em catalisar reações biológicas, ou seja, au-
mentam a velocidade de uma reação química sem interferir no processo. Apresentam a
capacidade de reagir com determinados constituintes, os substratos, formando complexos
enzima-substrato, com formação do produto. Essa cinética do processo vai depender da
estrutura da proteína, isto é, do número de cadeias peptídicas, do arranjo dessas cadeias
na molécula e da natureza do substrato.
O processo de degradação enzimática da celulose é dependente de vários fatores tais
como a concentração da enzima, superfície disponível do substrato de celulose, tempera-
tura de reação e a duração da atividade enzimática (GEORGE et al., 2011).
O processo de hidrólise enzimática de fibras celulósica é realizado por enzimas chama-
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das celulases. Este processo é bastante estudado por apresentar especificidade de reação,
ausência de reações secundárias (que levariam à perda de rendimento), ausência de forma-
ção de produtos secundários (inibidores de processos fermentativos) e reação em condições
suaves que não requerem altas pressões e temperaturas ou ambientes corrosivos para os
equipamentos (BASTOS, 2007). A especificidade da enzima faz com que os produtos da
hidrólise sejam essencialmente glicose e alguns oligômeros. Como as reações são conduzi-
das sob condições brandas (pH entre 4 e 5 e temperaturas entre 40 e 50◦C), não existem
problemas associados à corrosão de reatores, os custos de energia elétrica são menores e
a toxidade dos reagentes é muito baixa. Por estes motivos, a hidrólise enzimática torna-
se um processo atrativo e vantajoso para ser utilizado na obtenção de nanocristais de
biomassas lignocelulósicas.
Com relação às desvantagens do processo de hidrólise enzimática, a cristalinidade
da celulose, a proteção da lignina e as configurações espaciais do complexo (celulose-
hemicelulose-lignina) também tornam este tipo de hidrólise um processo lento e pouco
econômico caso este material não seja submetido a pré-tratamentos físico-químicos. Os
elevados tempos de reação também podem ser considerados como fator importante da
utilização da hidrólise enzimática. Além de todos estes fatores, as enzimas fabricadas
comercialmente ainda possuem custo elevado. A redução destes custos vem despertando
interesse de empresas e centros de pesquisa nos últimos anos. A Figura 12 ilustra as
reduções de custos alcançadas de 2000 a 2008 para obtenção da celulase por galão de
etanol produzido.
Figura 12: Evolução dos custos da celulase ao longo dos anos (DEAN et al., 2006).
Os complexos enzimáticos produzidos por fungos são compostos por três componen-
tes majoritários: endoglucanases, celobiohidrolases e β-glucosidases. As endoglucanases
caracterizam-se por agirem geralmente sobre a celulose amorfa. Sua ação produz uma
quebra aleatória das ligações glicosídicas β(1-4), com pouca liberação de açúcares redu-
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tores. As celobiohidrolases atacam as extremidades dessas cadeias produzindo celobiose.
Finalmente, as β-glucosidases completam o processo hidrolítico catalisando a hidrólise da
celobiose em glicose (RAMOS, 1992). A Figura 13 ilustra o modo de ação das enzimas.
Figura 13: Representação esquemática da ação catalítica do complexo enzimático (celu-lase) sobre a celulose (OGEDA; PETRI et al., 2010)
O sistema da celulase de fungos foi largamente estudado e teve seu desenvolvimento
para o fungo Tricoderma reesei – o primeiro fungo a ser utilizado na produção industrial
de celulase, permanecendo ainda como a fonte mais utilizada. Este complexo enzimático é
composto por duas celobiohidrolases (CBH I e CBH II) e ao menos cinco endoglucanases
e duas β-glucosidades. Essas enzimas atuam sinergicamente, ou seja, a atividade exibida
por misturas de componentes é maior que a soma das atividades desses componentes
avaliadas individualmente (OGEDA; PETRI et al., 2010).
A arquitetura molecular das endoglucanases e celobiohidrolases tem um papel impor-
tante nas respectivas atividades catalíticas. As celobiohidrolases constituem a maior fração
do complexo enzimático de T. reesei (OGEDA; PETRI et al., 2010; TEERI, 1997). Acredita-
se que a enzima CBH I atue sobre as extremidades redutoras das cadeias, enquanto a
CBH II ataca os terminais não-redutores. A maioria das endoglucanases e celobiohidro-
lases consiste de um domínio de ligação (terminais CBD) à celulose, ligado ao domínio
catalítico por grandes núcleos protéicos (peptídeos ligantes). O domínio de ligação tem a
função de aproximar o domínio catalítico da superfície da celulose (OGEDA; PETRI et al.,
2010). Três resíduos de tirosina dispostos coplanarmente no domínio de ligação são forte-
mente adsorvidos à superfície dos cristalitos, enfraquecendo a interação entre cadeias de
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