pandu an mini project 2012

PANDUAN MINI PROJECT 2012

RESPON FISIOLOGI TANAMAN CABAI RAWIT

(Capsicum frutescens L) TERHADAP STRES GARAM

Oleh : 1. Sugiyono

2. Triani Hardiyati 3. Rochmatino

4. Lucky Paryoga 5. Khamsinah

6. Iman Budisantoso

UNIVERSITAS JENDERAL SOEDIRMAN FAKULTAS BIOLOGI

PURWOKERTO 2012

[Panduan Mini Project Fistumb I 2012] Page 1

I. PENDAHULUAN

Dewasa ini, produktivitas lahan terutama di daerah pesisir terus mengalami

penurunan akibat meningkatnya salinitas. Peningkatan salinitas tersebut diduga

berkaitan erat dengan tingginya intrusi air laut, sebagai konsekuensi dari

penggunaan air tanah yang berlebihan untuk memenuhi kebutuhan manusia akan

air yang semakin meningkat. Kurang lebih sepertiga dari seluruh luasan tanah

pertanian yang teririgasi telah mengalami peningkatan salinitas, terutama di daerah-

daerah kering dimana stres garam biasanya dibarengi dengan stres akibat suhu

tinggi (Lu dan Zhang, 1998) sehingga semakin banyak lahan pertanian yang hilang

akibat salinitas (Asch et al., 1995).

Tanah dengan kadar garam tinggi akan menghambat beberapa aktivitas yang

sangat esensial untuk respirasi dan fotosintesis serta terdapat beberapa pengaturan

kembali beberapa proses metabolisme guna mengkompensasi perubahan-perubahan

osmosis dan konsentrasi ion (Chen et al., 1998; Garcia et al., 1997). Dibawah kondisi

kadar garam tinggi, pertumbuhan tumbuhan dibatasi baik oleh stres air (stres

osmotik) maupun toksisitas garam (Asch et al., 1995; Greenway dan Munns, 1980;

Lutts et al., 1996; Pardossi et al., 1998).

Cabai rawit (Capsicum frutescens L) merupakan salah satu jenis tanaman yang

tidak tahan salinitas tinggi (glycophyta). Ketahanan terhadap salinitas adalah

kemampuan untuk mempertahankan pertumbuhan dan metabolisme pada

lingkungan yang kaya akan NaCl (Munns et al., 1995). Ketahanan tersebut

ditentukan oleh oleh beberapa faktor struktural dan fisiologis yang berbeda namun

sangat berkaitan membentuk sebuah pengaruh yang sangat kompleks (Robinson et

al., 1997, sementara, tumbuhan tingkat tinggi tidak memiliki metabolisme yang tahan

garam, meskipun tumbuhan tersebut terbenam dalam air laut (Yeo, 1998).

Dampak yang paling nyata dari adanya stres garam pada tumbuhan adalah

penurunan pertumbuhan menuju ke kematian tumbuhan tersebut. Penurunan

pertumbuhan tersebut ditandai dengan penurunan panjang dan tebal daun,

meningkatnya kerapatan mesofil dan penurunan kandungan klorofil daun.

Penurunan pertumbuhan terutama disebabkan oleh penurunan laju fotosintesis


daun akibat turunnya konduktansi terhadap difusi CO2 , baik pada stomata maupun

daun

Cabai rawit (Capsicum frutescens L) merupakan tanaman Tanaman budidaya,

kadang-kadang ditanam di pekarangan sebagai tanaman sayur atau tumbuh liar di

tegalan dan tanah kosong yang terlantar. Tumbuhan ini berasal dari Amerika tropik,

menyukai daerah kering, dan ditemukan pada ketinggian 0,5-1.250 m dpl. Cabai

rawit terdiri dari tiga varietas, yaitu cengek leutik yang buahnya kecil, berwarna

hijau, dan berdiri tegak pada tangkainya; cengek domba (cengek bodas) yang

buahnya lebih besar dari cengek leutik, buah muda berwarna putih, setelah tua

menjadi jingga; dan ceplik yang buahnya besar, selagi muda berwarna hijau dan

setelah tua menjadi merah. Buahnya digunakan sebagai sayuran, bumbu masak,

acar, dan asinan. Daun muda dapat dikukus untuk lalap.Cabal rawit dapat

diperbanyak dengan biji. (http://www.iptek.net.id/ind/ pd_tanobat/

view.php?mnu=2&id=213, diakses pada tanggal 13 Oktober 2010)


II. TUJUAN PRAKTIKUM DAN KOMPETENSI

Setelah menyelesaikan acara praktikum ini diharapkan mahasiswa dapat :

1. Memahami bahwa pertumbuhan tanaman dipengaruhi oleh faktor internal dan

eksternal (lingkungan).

2. Memahani bahwa kondisi lingkungan yang ekstrim (cekaman) merupakan

kondisi yang kurang menguntungkan bagi pertumbuhan tanaman.

3. Menentukan besarnya kandungan garam dalam media tanam dimana tanaman

masih toleran untuk tumbuh.

4. Menjelaskan dampak cekaman garam tinggi terhadap perubahan-perubahan

fisiologi tanaman cabai rawit (Capsicum frutescens L),


III. DASAR TEORI

Dampak Stres Garam pada Tumbuhan

Stress atau cekaman merupakan suatu kondisi / keadaan lingkungan yang

tidak menguntungkan bagi pertumbuhan tanaman. Konsentrasi garam hara yang

tinggi pada suatu lahan tempat tumbuh tanaman maka tanaman tersebut akan

menyebabkan tanaman mengalami stress. Stress lingkungan pada tanaman

dikelompakan menjadi stress biotik dan abiotik, bentuk stress abiotik diantaranya

stress suhu, stres air, stres radiasi, stres bahan kimia dan stres angin. Stres garam

termasuk stres bahan kimia yang meliputi garam, ion-ion, gas, herbisida, dan

insektisida (Harjadi dan Yahya,1988).

Stress garam terjadi dengan terdapatnya salinitas atau konsentrasi garam-

garam terlarut yang berlebihan. Stres garam ini umumnya terjadi dalam tanaman

pada tanah dengan kondisi air salin. Stres garam meningkat dengan meningkatnya

konsentrasi garam hingga tingkat konsentrasi tertentu yang dapat mengakibatkan

kematian tanaman. Garam-garam yang menimbulkan stres tanaman antara lain ialah

NaCl, NaSO4, CaCl2, MgSO4, MgCl2 yang terlarut dalam air.

Berdasarkan kemampuan tumbuhan untuk tumbuh pada kondisi stres garam,

tumbuhan dibedakan menjadi dua kelompok yaitu halophyta dan glycophyta.

Halophyta adalah tumbuhan yang mampu bertahan dan menyelesaikan siklus

hidupnya pada kondisi salinitas tinggi (300 mM). Tumbuhan jenis ini memiliki

kemampuan yang unik untuk mengakumulasi garam dalam daun sampai pada taraf

yang sama atau bahkan melebihi kadar garam air laut, dengan tanpa mengalami

masalah. Sementara itu, glycophyta adalah tumbuhan yang memiliki kisaran

toleransi jauh dibawah tumbuhan halophyta (Flowers et al., 1977; Greenway dan

Munns, 1980).

Selama stres garam, konsentrasi Na+ dan Cl- secara nyata meningkat (Chen et

al., 1998). Akumulasi sodium dalam daun terjadi 20 hari setelah perlakuan dan

secara progresif terus meningkat. Akumulasi Sodium selalu disertai dengan

penurunan penyerapan Ca2+ dan Mg2+ yang masing-masing akan berdampak pada

penurunan permeabilitas membran dan menghambat biosintesis klorofil (Delfine et

al., 1998; Lu dan Zhang, 1998). Pertumbuhan tumbuhan sangat dihambat oleh


peningkatan konsentrasi garam. Laju pemanjangan harian daun menjadi dua kali

lebih lambat pada tumbuhan yang diperlakukan dengan 100 mM NaCl 14 hari

setelah stres diberikan (Lu dan Zhang, 1998).

Peningkatan pemeliharaan (maintenance) proses respirasi diyakinin

merupakan penyebab utama terjadinya penurunan pertumbuhan selama stres

garam. Pengorbanan jaringan dan pigmen fotosintesis dalam daun selama proses

adaptasi terhadap garam mungkin merupakan sebuah mekanisme untuk

menghemat energi, yang kemudian dapat diarahkan kembali untuk memelihara

pertumbuhan tunas (Chen et al., 1998).

Pada tahap pertama dari stres garam, garam diluar akar akan mengurangi

ketersediaan air bagi tumbuhan. Kemudian, garam akan terserap dan terakumulasi

samnpai dengan taraf yang meracuni dalam daun-daun yang lebih tua. Dampak

selanjutnya, daun-daun tersebut akan mengalami penuaan dini (premature

senescence), sehingga akan mengurangi suplai asimilat ke daerah-daerah

pertumbuhan (Munns dan Termaat, 1986).

Pada taraf salinitas sedang, hambatan stoma merupakan mekanisme yang

paling dominan, sementara mekanisme penghambatan non stomata terjadi pada

taraf slinitas yang tinggi. Pada taraf salinitas sedang atau tinggi, laju fotosintesis

daun terhambat (Shabala et al., 1998).

Beberapa stres lingkungan seperti kekeringan dan garam, dan penuaan daun

akan mengurangi konduktansi difusi CO2 kedalam stoma dan mesofil (Delfine et al.,

1998; Delfine et al., 1999). Stres garam dan air nampaknya bekerja melalui

mekanisme yang sama. Telah diketahui bahwa dalam kondisi stres air, fotosintesis

seringkali dibatasi oleh rendahnya konduktansi difusi CO2 (Delfine et al., 1998).

Reduksi konduktansi stoma dan mesofil akan berakibat pada penurunan konsentrasi

CO2, seperti yang terjadi pada tumbuhan bayam (Delfine et al., 1999). Penurunan

konduktansi terhadap difusi CO2 yang disebabkan oleh penutupan stomata

merupakan penyebab utama terjadinya reduksi fotosintesis selama stres air (Cornic

et al., 1992) dan stres garam yang moderat (Brugnoli dan Bjorkman, 1992).

Terjadinya reduksi konduktansi mesofil seringkali dikaitkan dengan

perubahan-perubahan anatomi daun, yang nampaknya merupakan efek yang

permanen, terutama ketika terjadi perubahan ketebalan daun (Delfine et al., 1999).


Perubahan-perubahan anatomi mesofil merupakan perubahan yang umum terjadi

selama stres garam, dan daun yang terkena stres tersebut biasanya lebih tebal.

Penebalan ini kemungkinan akan menurunkan konduktansi difusi CO2 dalam

mesofil (Longstreth dan Nobel, 1979). Terjadinya reduksi konduktivitas mesofil juga

diduga merupakan penyebab terjadinya penurunan fotosintesis, seperti yang terjadi

pada tumbuhan kapas yang ditumbuhkan pada daerah yang terkena stres salinitas

(Brugnoli dan Bjorkman, 1992).

Epidermis atas, palisade parenkim dan ketebalan total daun bayam secara

nyata tereduksi ketika tumbuhan tersebut dikenai stres garam. Lebih lanjut, sel-sel

jaringan spon menjadi lebih rapat dan dibarengi pula oleh penurunan ruangan antar

sel sebesar 25 %. Susunan sel spon yang rapat ini paling tidak menjelaskan sebagian

penyebab terjadinya reduksi konduktansi terhadap difusi CO2 pada 20 hari setelah

stres (Longstreth dan Nobel, 1979; Delfine et al., 1998).

Terjadinya penurunan pertumbuhan pada tumbuhan-tumbuhan yang terkena

salinitas yang berlebihan seringkali dikaitkan dengan penurunan kapasistas

fotosintesis, khususnya pada PSII. Kerusakan akibat fotoinhibisi pada PSII sangat

menonjol pada tumbuhan yang terkena stres garam (Lu et al., 1998; Lu dan Zhang,

1998), terutama akibat stres osmotik (Lu et al., 1998).

Dalam jangka panjang, terjadinya penghambatan pertumbuhan tumbuhan oleh

salinitas biasanya terkait dengan terjadinya klorosis dan nekrosis pada daun

(Shabala et al., 1998). Kandungan klorofil daun sangat menurun pada tumbuhan

yang terkena stres garam dalam jangka panjang, yang disebabkan oleh terjadinya

penghambatan biosintesis klorofil pada tahap sebelum protochlorophyll. Hilangnya

klorofil seringkali digunakan sebagai indikasi adanya toleransi atau stres garam.

Hilangnya pigmen-pigmen mungkin merupakan penampilan adaptif untuk

mencegah kerusakan fotosintesis dengan cara mengurangi kemungkinan terjadinya

kerusakan fotooksidatif (Chen et al., 1998).

Rasio antara karotenoid/klorofil diketahui juga meningkat pada tumbuhan

yang terkena stres garam. Peningkatan rasio karotenoid/klorofil juga menunjukkan

bahwa karotenoid kurang sensitif terhadap garam, dan rasio tersbut juga merupakan

indikator yang baik terjadinya stres garam (Chen et al., 1998).


Salah satu respon terhadap kondisi stres osmotik adalah akumulasi zat

penghambat tumbuh ABA. Pemaparan akar tumbuhan pada NaCl juga akan

berakibat pada peningkatan ABA pada cairan xylem, yang mungkin dipacu oleh

turunnya potensial air pada bagian bawah batang. ABA ditransport ke daun,

dimana pada tempat ini ABA akan memacu penutupan stomata. Pada taraf

kelembaban udara tertentu, ketahanan stomata sangat berkaitan dengan konsentrasi

ABA dalam cairan xylem, yang diinduksi oleh stres salinitas (Asch et al., 1995).

Laju transpirasi biasanya cenderung mengalami penurunan seiring dengan

meningkatnya salinitas pada daerah perakaran. Gejala tersebut mungkin disebabkan

oleh turunnya potensial air dalam akar. Namun, pada salinitas yang lebih tinggi hal

tersebut kemungkinan disebabkan oleh terhambatnya fotosintesis oleh adanya

akumulasi garam dalam mesofil yang berakibat pada reduksi celah stoma (Robinson

et al., 1997). Satu mekanisme lain dari NaCl pada proses transpirasi adalah

penghambatan secara langsung pembukaan stomata oleh konsentrasi Na+ apoplas.

Sel-sel penutup stomata rusak dan tidak dapat diperbaiki, jika sel-sel tersebut

mengakumulasi ion sodium secara berlebihan (Greenway dan Munns, 1980;

Robinson et al., 1997).

Terdapat beberapa mekanisme bagaimana tumbuhan glycophyta mengatasi

kelebihan ion dan defisit air akibat stres garam. Mekansime-mekanisme tersebut

meliputi: kompartemantasi ion, pelepasanion (ion exclusion) dan akumulasi compatible

solutes (Flowers et al., 1977; Greenway dan Munns, 1980; Levitt, 1980). Secara umum

diketahui bahwa kompartementasi garam dalam vakuola sel selalu diikuti dengan

sintesis osmotika organik dalam sitosol, sehingga mempertahankan kesetimbangan

potensial air (Robinson et al., 1997). Respon dasar tumbuhan glycophyta terhadap

salinitas adalah melalui pelepasan ion baik di akar, batang, maupun daun (Flowers et

al., 1977).

Sementara itu, tingginya konsentrasi organic solutes dalam sitoplasma sangat

berperan pada kesetimbangan osmotik ketika elektrolit dalam sitoplasma lebih

rendah dari vacuola., dan juga memiliki efek protektif bagi enzim yang ada dalam

sitoplasma. Beberapa senyawa tersebut adalah glycinebetaine, proline dan sucrose,

dimana pada konsentrasi sampai dengan 500 mM ternyata tidak menghambat

aktivitas enzim secara in vitro (Flowers et al., 1977; Greenway dan Munns, 1980).


IV. METODOLOGI PENELITIAN

4.1. Bahan dan Alat

Bahan-bahan yang digunakan dalam penelitian ini adalah: tanaman cabai rawit

(Capsicum frutescens L), NaCl, ethanol PA, xilol, ethanol 96 %, parafin, asam asetat

glasial, formalin, safranin.

Alat-alat yang digunakan pada penelitian ini adalah: magnetic stirrer,

timbangan analitis, oven, mikroskop stereo, kamera, gelas ukur, gelas Beaker, gelas

Erlenmeyer, microtom, karet gelang, dan kertas label.

4.2. Lokasi dan Waktu

Mini project ini akan dilakukan di Fakultas Biologi Unsoed selama 8 minggu.

4.3. Rancangan Percobaan

Rancangan percobaan yang digunakan adalah rancangan dasar Rancangan

Acak Lengkap (RAL) dengan perlakuan berupa konsentrasi garam NaCl (K) yang

diberikan yaitu: K0 (kontrol), K1 (10 mM NaCl), K2 (20 mM NaCl), K3 (30 mM NaCl),

K4 (40 mM NaCl), dan K5 (50 mM NaCl). Masing-masing perlakuan diulang paling

seikit 3 kali.

4.4. Variabel dan Parameter

Variable yang diamati adalah pertumbuhan Cabai rawit (Capsicum frutescens L),

dengan parameter yang diukur: tinggi tanaman, berat basah dan berat kering

tanaman, luas daun, kandungan klorofil daun, dan titik eksklusi garam.


4.5. Cara Kerja 4.5.1. Prosedur umum

Benih yang digunakan dipilih, disemai dan kemudian ditanam dalam

polybag ukuran 5 kg, sebanyak 3 tanaman/polybag. Pemupukan dan

pemeliharaan tanaman dilakukan sesuai standar.

4.5.2. Pemaparan NaCl

• Pembuatan larutan garam. Untuk mini project ini digunakan garam

dapur. Garam dapur (NaCl) yang dibutuhkan ditimbang dengan

menggunakan rumus :

M = Mr

Gx

V

1000

Dimana:

M = molaritas garam yang diinginkan G = berat garam yang harus ditimbang Mr = berat molekul NaCl V = volume larutan garam yang diinginkan

• Ditimbang NaCl sebanyak ........ gr kemudian dilarutkan dengan air

sampai dengan volume ....... ml dan diaduk hingga homogen.

• Perlakuan NaCl diberikan ketika tanaman berumur 14 hari, sampai

dengan tanaman berumur 8 minggu, dengan dosis 1 liter/polibag.

Pemberian NaCl dilakukan setiap satu minggu sekali, sementara

penyiraman dilakukan setiap dua hari sekali.

4.5.3. Pengamatan paremeter fisiologi

1) Pengukuran luas daun.

• Pengukuran dilakukan oleh mahasiswa, alat ukur, dan cara

pengukuran yang sama, dan dilakukan setiap 2 minggu.

• Data luas daun diperoleh dengan cara mengukur luas daun ke 2

(fully expanded leaf), dan dinyatakan dalam cm2.

• Pengukuran luas daun dilakukan dengan metode gravimetri.


a) Dengan menggunakan kertas HVS 70 gram, dibuat kotak

bujursangkar berukuran 10 x 10 cm; dengan demikian luas

kertas tersebut adalah 100 cm2 (A).

b) Kertas bujursangkar (a) ditimbang dengan timbangan

analitik, misalnya terukur X gram (B).

c) Dibuat pola daun ke-2 tanaman sampel. Kertas bujursangkar

dipotong sesuai pola yang dibuat, untuk kemudian

ditimbang dengan timbangan analitik, misalnya terukur Y

gram (C)

• Luas daun ke-2 dihitung dengan rumus :

AC

Luas daun = - cm2 B

Dimana : A = Luas kertas bujursangkar (cm2) B = Berat kertas bujursangkar (gram) C = Berat pola sampel daun (gram).

2) Pengukuran tinggi tanaman.

• Pengukuran dilakukan oleh mahasiswa, alat ukur, dan cara

pengukuran yang sama dan dilakukan setiap minggu.

• Pengukuran tinggi tanaman dilakukan dengan cara mengukur

tinggi tanaman mulai dari pangkal batang sampai titik tumbuh

apikal tanaman.

• Pertambahan tinggi tanaman dihitung dengan rumus: (∆h=ht-ht-1)

3) Pengukuran berat basah dan berat kering.

• Data berat basah dan berat kering tanaman diperoleh dengan

menimbang berat basah dan berat kering tanaman di akhir

penelitian, dan dinyatakan dalam gram.

• Pengukuran berat basah dan berat kering dilakukan dengan cara

memisahkan akar dan batang. Pengukuran ini dilakukan sebagai

berikut :


o Memisahkan media dari akar tanaman, dilakukan dengan

cara menyobek polibag, membuang media tanaman dengan

air, diusahakan akar tidak ikut terbuang.

o Memotong/memisahkan bagian akar, batang, dan daun

tanaman.

o Menimbang masing-masing bagian tanaman (berat basah).

o Mengkeringan masing-masing bagian tanaman dengan cara

mengoven sampai dengan diperoleh berat yang konstan

(berat kering).

o Menghitung ratio berat basah dan berat kering masingan-

masing akar dan batang.

4) Pengukuran kandungan khlorofil dan karotenoids dengan

menggunakan spektrofometer (Lichtenthaler & Welburn (1983); Porra

(2002)), dilakukan dengan cara :

• Pengukuran kandungan klorofil dilakukan setiap 2 minggu.

• Memotong daun segar dengan ukuran 1 x 1 cm (1 cm2) dan

dilumatkan dalam mortal dengan pelarut aceton 80 % sampai

semua pigment terlarut.

• Dengan menggunakan spektrofometer, baca absorbansi filtrat

pada panjang gelombang 470 nm, 646 nm, dan 663 nm.

• Kandungan klorofil dapat ditentukan dengan menggunakan

formulasi:

• Chlorophyll a (µg/ml) = 12.21 (A663) - 2.81 (A646)

• Chlorophyll b (µg/ml) = 20.13 (A646) - 5.03 (A663)

• Total chlorophyll (µg/ml) = 17.3 (A646) – 7.18 (A663)

• Carotenoids (µg/ml) = (1000A470 - 3.27[chl a] - 104[chl

b])/227

Dimana : A470, A646, dan A663 adalah absorbansi pada panjang

gelombang 470, 646, dan 663 nm.


5) Penentuan titik eksklusi garam dilakukan dengan mengamati

kemunculan kristal garam pada permukaan daun dengan

menggunakan mikroskop stereo,

6) Pengamatan dilakukan setiap minggu dan dinyatakan dalam hari

setelah paparan.

4.6. Analisis Data

Data yang diperoleh dianalisis dengan analisis ragam (ANOVA) dengan uji F,

dan dilanjutkan dengan uji beda nyata terkecil (BNT) dengan taraf kepercayaaan 95

dan 99 %


DAFTAR REFERENSI

Abedinia, M., Henry, R. J., Blakeney, A. B., Lewin, L., 1997. An efficient

transformation system for the Australian rice cultivar Jarrah. Australian Journal of Plant Physiology 24: 133 – 141.

Asch, F., Dorffling, K., Dingkuhn, M., 1995. Response of rice varieties to soil salinity

dan air humidity: a possible involvement of root-borne ABA. Plant dan Soil 177: 11 – 19.

Brugnoli, E., dan Bjorkman, O., 1992. Growth of cotton under continuous salinity

stress: influence on allocation pattern, stomatal dan non-stomatal components of photosynthesis dan dissipation of excess light energy. Planta 187: 335 – 347.

Chen, D.M., Keiper, F.J., Filippis, L., F. De., 1998. Physiological changes

accompanying the induction of salt tolerance in Eucalyptus microcorys shoots in tissue culture. Journal of Plant Physiology 152: 555 – 563.

Cornic, G., Ghashghaie, J., Genty, B., Briantais, J.M., 1992. Leaf photosynthesis is

resistant to a mild drought stress. Photosynthetica 27 : 295 – 309. Delfine, S., Alvino, A., Villani, M.C., Loreto, F., 1999. Restrictions to carbon dioxide

conductance dan photosynthesis in spinach leaves recovering from salt stress. Plant Physiology 119 (3):1101 - 1106.

Delfine, S., Alvino, A., Zacchini, M., Loreto, F., 1998. Consequences of salt stress on

conductance to CO2 diffusion, rubisco characteristic dan anatomy of spinach leaves. Australian Journal of Plant Physiology 25: 395 – 402.

Flowers, T.J., Troke, P.F., Yeo. A.R., 1977. The mechanism of salt tolerance in

halophytes. Annual Review of Plant Physiology 28: 89 – 121. Garcia, A.B., Engler, J. d. A., Iyer, S., Gerats, T., Montagu, M. V., Caplan, A. B., 1997.

Effects of osmoprotectants upon NaCl stress in rice. Plant Physiology 115: 159 – 169.

Greenway, H., dan Munns, R., 1980. Mechanisms of salt tolerance in non-halophytes.

Annual Review of Plant Physiology 31: 149 – 190. Harjadi , dan Yahya, 1988. Fisiologi Stres Tanaman. Bogor: PAU IPB. Khush, G. S., 1997. Origin, dispersal, cultivation of rice. Plant Molecular Biology 35: 25

– 34. Levitt, J., 1980. Responses of plants to environmental stresses. Academic Press: 365 –

453.


Liu, C. N., Li, X. Q., Gelvin, S.B., 1992. Multiple copies of virG enhance the transient transformation of celery, carrot and rice tissues by Agrobacterium tumefaciens. Plant Molecular Biology 20: 1071-1087.

Longstreth, D.J., dan Nobel, P.S., 1979. Salinity effects on leaf anatomy. Plant

Physiology 63: 700 – 703. Lu, C. dan Zhang, J., 1998. Effects of water stress on photosynthesis, chlorophyll

fluorescence dan photoinhibition in wheat plants. Australian Journal of Plant Physiology 25: 883 – 892.

Lu, C., Zhang, J., Vonshak, A., 1998. Inhibition of quantum yield of PS II electron

transport in Spirulina platensis by osmotic stress may be explained mainly by an increase in proportion of the QB-non-reducing PS II reaction centres. Australian Journal of Plant Physiology 25: 689 – 694.

Lutts, S., Kinet, J.M., Bouharmont, J., 1996. Effects of various salts dan of mannitol on

ion dan proline accumulation in relation to osmotic adjustment in Rice (Oryza sativa L.) callus cultures. Journal of Plant Physiology 149: 186 – 195.

Munns, R., 1993. Physiological processes limiting plant growth in saline soils: some

dogmas dan hypotheses. Plant Cell dan Environment 16: 15 – 24. Munns, R., dan Termaat, A., 1986. Whole-plant responses to salinity. Australian

Journal of Plant Physiology 13: 143 – 160. Munns, R., Schachtman, D.P., Condon, A.G., 1995. The significance of a two-phase

growth response to salinity in wheat dan barley. Australian Journal of Plant Physiology 22: 561 – 569.

Pardossi, A., Malorgio, F., Oriolo, D., Gucci, R., Serra., G., Tognoni, F., 1998. Water

relations dan osmotic adjustment in Apium graveolens during long-term NaCl stress dan subsequent relief. Physiologia Plantarum 102: 369 – 376.

Robinson, M.F., Very, A., Sanders, D., Mansfield, T.A., 1997. How can stomata

contribute to salt tolerance. Annals of Botany 80: 387 – 393. Sass, J.E. 1951. Botanical Microtechnique. Third edition. Iowa : The Iowa State

College Press. Shabala, S.N., Shabala, S.I., Martynenko, A.I., Babourina, O., Newman. I.A., 1998.

Salinity effect on bioelectric activity, growth, Na+ accumulation dan chlorophyll fluorescence of maize leaves: a comparative survey dan prospects for screening. Australian Journal of Plant Physiology 25: 609 – 616.


Sugiyono, 2001. Approaches to enhancement of rice stress resistance via gene manipulation and in vitro selection. A thesis submitted to the University of Sheffield for the degree of Doctor of Phylosophy.

Sugiyono, Hardiyati T., Misman R., Santosa, R., Horton P, 2001. A Simple and

Efficient Method for Agrobacterium-mediated Transformation of New Plant Type (NPT) Rice. A paper presented in The Second Indonesian Biotechnology Conference, Yogyakarta 23-26 October 2001.

Sugiyono, Horton P., 1999. New-plant-type (NPT) rice calli growth curve

measurement and the effect of media and cytokinin on their subsequent regeneration. Biologia Plantarum 42 (suppl.): 122 p.

Sugiyono, Horton, P., McCormac, A., Mishra, M.K., Elliott, M.C., 2000.

Agrobacterium-mediated transformation of new plant type rice. An abstract and poster presented in the International Rice Research Conference. IRRI, Manila: p128.

Thomas, J.C., McElwain, E.F., Bohnert, H.J., 1992. Convergent induction of osmotic

stress-response: ABA, cytokinin dan the effects of NaCl. Plant Physiology 100: 416 – 423.

Tran, D.V., 2001. Closing the rice yield gap for food security. In. Peng, S., Hardy, B.,

(Eds) 2001. Rice research for food security and poverty alleviation. Proceeding of the International Rice Research Conference, 31 March – 3 April 2000, Los Banos, Philippines. Los Banos (Philippines): International Rice Research Institute. 692 p.

Yeo, A., 1998. Molecular biology of salt tolerance in the context of whole-Plant

Physiology. Journal of Experimental Botany 49 (323): 915 – 929. Zhang, J., Xu, R. J., Blackley, D., Elliott, M.C., Chen, D. F., 1997. Agrobacterium-

mediated transformation of elite indica and japonica rice cultivars. Molecular Biotechnology 8(3): 223-231.

Zhang, J., Xu, R. J., Elliott, M.C., Chen, D.F., 1996. Agrobacterium-mediated

production of transgenic plants from mature embryos of commercial rice varieties. In: Khush, G.S. (ed.), 1996. Rice Genetics III. IRRI, Manila: 697 – 702.

Zhang, W., Wu, R., 1988. Efficient regeneration of transgenic plants from rice

protoplast and correctly regulated expression of the foreign gene in plants. Theoretical and Applied Genetic 76: 835 – 840.

Zhu, Y., Ouyang, W., Li, Y., Chen, Z., 1996. The effects of 2ip and 2,4-D on rice calli

differentiation. Plant Growth Regulation 19: 19 – 24.

pandu an mini project 2012

Documents