planteamiento de un proceso para la extracciÓn y
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PLANTEAMIENTO DE UN PROCESO PARA LA
EXTRACCIÓN Y RECUPERACIÓN DE PECTINA A
PARTIR DE RESIDUOS DE FRUTA MEDIANTE
HIDRÓLISIS ÁCIDA
Proyecto de grado
Por
RUBEN DARIO RODRIGUEZ ANGEL
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Aprobado por:
Asesora, Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Co-Asesor, Daniel David Durán Aranguren, MSc. & MEng.
Departamento de Ingeniería Química
Julio de 2020
Resumen
Los residuos de fruta son una fuente renovable y económica que puede emplearse para la
extracción de compuestos fenólicos, fibra, pectina, entre otros, con aplicaciones en la industria.
La pectina es uno de los componentes principales en la pared de las células vegetales y es de gran
interés en la industria debido a su capacidad de formar geles. En el presente estudio se realizó
una revisión de literatura y se propone un proceso que sirva como punto de partida para la
extracción de pectina en diferentes frutos enfocado en el proceso de hidrólisis ácida y la
extracción de compuestos con valor agregado. Se propone realizar el pretratamiento del residuo
aplicando la tecnología de los ultrasonidos de alta potencia para la recuperación de compuestos
fenólicos. El proceso de hidrólisis ácida requiere trabajar con un ácido de naturaleza débil cómo
el ácido cítrico o nítrico, en soluciones con pH alrededor de 2.0, así como condiciones de
temperatura y tiempo de 80-100°C y 60-120 min, respectivamente. Finalmente, se propone
realizar la precipitación de pectina con etanol como solvente, evitando su consumo excesivo, en
proporciones entre 2 y 4 veces el volumen del producto obtenido en la hidrólisis. Se espera que
el procedimiento entregue rendimientos de pectina en cítricos y frutos tropicales alrededor del
20% y se extienda hacia la extracción en una variedad más amplia de subproductos de frutas.
Palabras clave: Residuo de fruta, pectina, extracción, hidrólisis ácida, compuestos con valor
agregado.
Abstract
Fruit residues are an efficient and renewable source of compounds such as phenolics, fiber, and
pectin, that can be extracted and used in industry. Pectin is one of the main components in plant
cell walls, and it is of great interest because of its ability to develop gel structures. In this work,
a systematic literature review was carried out and a process for pectin extraction from different
fruit residues, focused on acid hydrolysis and value-added compounds extraction, was proposed.
It is proposed to perform the pre-treatment of the residue applying high power ultrasound
technology for recovering phenolic compounds. Acid hydrolysis requires working with a mild
acid such as citric and nitric acids, in solutions of pH close to 2.0, as well as temperature and time
conditions of 80-100°C and 60-120 min, respectively. Finally, pectin precipitation with ethanol
as solvent is proposed, avoiding a large consumption, in proportions between 2-4 times the
volume of hydrolysis product. The procedure is expected to deliver pectin yields in citrus and
tropical fruits close to 20%, and to extend pectin extraction in a wider variety of fruit by-products.
Key words: Fruit residue, pectin, extraction, acid hydrolysis, value-added compounds
1. Introducción
La generación de residuos y el desperdicio de alimentos es una problemática global que ha venido
incrementando con los hábitos consumistas de las personas. Cerca de una tercera parte de la
producción de alimentos global se pierde o es desechada, es decir cerca de 1.3 billones de
toneladas al año, y se estima un aumento en la producción de alimentos del 60% para el año 2050
junto a un consumo de 100 billones de toneladas de recursos para el año 2030 (Matharu et al.,
2016). A lo largo de la cadena de abastecimiento, en los procesos primarios y secundarios, se
genera un desecho inevitable de comida que depende de diversos factores y del país en cuestión
(Zuin & Ramin, 2018). Algunos de estos factores son la sobreproducción, deterioro de los
productos por su mal manejo o acción de organismos externos, el proceso selección en
supermercados, y la demora en el consumo de los frutos, haciendo que estos desechos tengan un
impacto significativo en las emisiones de gases de invernadero, con un aporte anual equivalente
a 20 millones de toneladas de CO2 (Nanda et al., 2016). Adicionalmente, la disposición tardía de
estos desechos resulta en el crecimiento y reproducción de bacterias y plagas (Cheok et al., 2018).
El crecimiento del mercado y una mayor producción, junto con la falta de infraestructura y
manejo no apropiado de los alimentos, han llevado a una gran cantidad de desechos y pérdidas
que ocurren desde la producción, y en las etapas postcosecha, hasta antes de su consumo (Sagar
et al., 2018). La cantidad de residuo que se genera debido a cada fruto es variable, como es el
caso de la banana y uva (20%), mango y cítricos (30-50%), granada (40-50%), y piña (45-55%)
(S. Banerjee et al., 2018). Según el volumen de producción su impacto será mayor. Existen
métodos tradicionales para la disposición de estos residuos como son el compostaje, la
incineración y los vertederos, los cuales no pueden satisfacer la demanda de reducir el impacto
ambiental mientras hacen méritos económicos para la recuperación de desechos y energía (Xiong
et al., 2019). Anteriormente, el uso de materiales lignocelulósicos era orientado principalmente a
la producción de bioetanol y el interés en el aprovechamiento de hemicelulosa y lignina era
limitado, pero ahora se busca un rendimiento global de estos materiales para la obtención de
compuestos con valor agregado (Galbe & Wallberg, 2019).
Los desechos generados durante el procesamiento de alimentos son ricos en azúcares, pectina,
lípidos, polisacáridos, fibra, entre otros, que tienen un alto valor en la industria (Nayak &
Bhushan, 2019). Estos compuestos están presentes en las paredes de las células vegetales, cuya
estructura tiene tres elementos principales: celulosa, hemicelulosa y lignina, las cuales forman la
fibra. Las fibras alimentarias se dividen en una parte soluble y otra insoluble. La fibra soluble se
encuentra en forma de pectina, mucílago y parte de hemicelulosa, mientras que la fibra insoluble
corresponde a celulosa, lignina y el resto de la hemicelulosa (S. Banerjee et al., 2018). La
obtención de compuestos con valor se realiza de manera selectiva mediante la intervención de la
matriz del residuo con tratamientos bioquímicos, físicos, químicos y/o térmicos, seguido de
modificaciones para utilizarlos en aditivos o productos alimenticios de valor (Nayak & Bhushan,
2019). Los residuos de frutas son fuente importante de compuestos fenólicos como flavonoides
y carotenoides, polisacáridos como azúcares, vitaminas, pigmentos, aromáticos, e incluso aceites
esenciales, que poseen un valor agregado, para los cuales se ha encontrado diversas ventajas como
beneficios a la salud, actividad antimicrobiana y antioxidante, así como su aplicación en varios
sectores de la industria (Nanda et al., 2016; Saldaña & Valdivieso-Ramírez, 2015). Así, estos
residuos representan una oportunidad de innovar a partir de su aprovechamiento y atacar la
problemática de generación de residuos. Los frutos tropicales son un atractivo global y su
producción es cada vez mayor. Los residuos de estos frutos son fuente de compuestos con
características antioxidantes, conservantes, preservantes, entre otras, y fibra alimentaria que traen
beneficios a nivel económico y ambiental (Matharu et al., 2016). Asimismo, los cítricos son
altamente consumidos en el mundo y contienen compuestos fitoquímicos que traen benficios en
la salud con un amplio contenido de vitamina C, flavonoides y pectina (Rafiq et al., 2018). Los
residuos de frutos cítricos son ricos en limoneno, un monoterpeno cíclico (C10H16), que se
caracteriza por tener actividades antimicrobianas y potencial en prevención de enfermedades, y
no posee grupos funcionales que estén disponibles para ser hidrolizados (Negro et al., 2016). Los
aceites esenciales son una mezcla de compuestos volátiles de bajo peso molecular que se originan
en el metabolismo secundario de las plantas y, están contenidos en ciertas células y tejidos de
estas (Saldaña & Valdivieso-Ramírez, 2015). Subproductos como pectina, fibra, proteínas,
azúcares, flavonoides, entre otros, pueden producirse a partir de cáscaras de naranja o cítricos en
general (Matharu et al., 2016). Tanto los frutos cítricos como sus productos son buenas fuentes
de vitaminas, minerales, fibra, y compuestos activos como flavonoides y carotenoides, los cuales
traen beneficios a la salud y pueden ayudar en la prevención de enfermedades crónicas (Sharma
et al., 2017).
Otros frutos como uvas, bambangan y nopales han sido identificados como fuente de compuestos
de valor agregado. Las uvas son ricas en compuestos fenólicos como flavonoides y
proantocianinas, los cuales permanecen en un 70% en el residuo tras el procesamiento, así como
la pitaya, cuya cáscara representa cerca del 33% del peso de la fruta, y el residuo de manzana, el
cual tiene un alto contenido de compuestos fenólicos (Zambrano et al., 2018). Los nopales, cuya
corteza varía en 40-50% dependiendo de la especie, son de gran interés debido a su valor
nutritivo, beneficios a la salud y, propiedades antioxidantes atribuidas a su contenido en
polifenoles, betacianinas, vitamina C, entre otros (Barba et al., 2017). El bambangan, un fruto
nativo de Borneo, es rico en vitaminas, minerales, fibra, azúcares, y antioxidantes (polifenoles,
carotenoides, flavonoides y antocianinas), cuya cáscara y semillas constituyen entre 25-35% del
fruto (Jahurul et al., 2019). El residuo de manzana, por su parte, es una buena fuente de polifenoles
y tiene un contenido en fibra y pectina de 4.7-51.1% y 3.5-14.3% respectivamente (Perussello et
al., 2017). El residuo de arándanos son una fuente atractiva para la extracción de compuestos
fenólicos tales como flavonoides y antocianinas, cuyo contenido alcanza los 5g/100g en peso
seco, fibra alimentaria (5.6%) y pectina (7%) (Sójka et al., 2013).
La pectina es un hidrocoloide que, debido a su capacidad de absorber agua y formar geles a bajas
concentraciones, es utilizado como aditivo en la formulación de alimentos y bebidas funcionales
(Ciriminna et al., 2015). Es un polisacárido que se compone principalmente de unidades de α-(1-
4)-D-ácido galacturónico sustituidas parcialmente por iones metoxiléster, el cual interactúa con
agua, azúcares y calcio para la formación de estructuras tipo gel (Corrêa et al., 2016). La pectina
se encuentra en la pared celular primaria y en regiones intercelulares que, cuando no está
ramificada se divide en una región ‘lisa’, también llamada homogalacturano, y otra ‘vellosa’,
compuesta por cadenas ramificadas de azúcares neutros (Matharu et al., 2016). Cuando se realiza
la extracción, gran parte de la segunda región se quiebra, dejando regiones de ácido galacturónico
con algunos azúcares enlazados o en la cadena principal (Ciriminna et al., 2015). La pared celular
consiste principalmente en una mezcla de componentes que se encuentran enlazados formando
esa estructura protectora. La pectina es uno de los elementos claves de esta arquitectura debido a
su capacidad de tener múltiples interacciones, y su estructura permite una serie de propiedades
bioquímicas y físicas únicas (Dranca & Oroian, 2018).
Figura 1. Estructura de la pared celular primaria de una planta. Tomado de (Dranca & Oroian, 2018)
Figura 2. Estructura de la pectina. a) Cadena principal de unidades α-(1-4)-D-ácido galacturónico. b) Regiones lisas (smooth) y ramificadas (hairy) de la pectina. Tomado de (Ciriminna et al., 2015)
Las regiones lisas, que corresponden a homogalacturanos, constituyen cerca del 65% de la
molécula de la pectina mientras que los rhamnogalacturanos-I, secciones ramificadas, constituyen
entre 20-35%, y el restante corresponde a galacturanos sustituidos donde se incluyen los
rhamnogalacturanos-II; sin embargo, de acuerdo al proceso de extracción, los grupos carboxílicos
de los homogalacturanos van a estar parcialmente esterificados con etanol (Naqash et al., 2017).
De acuerdo al grado de esterificación, es decir la razón de unidades de ácido que se encuentran
esterificadas, las pectinas se dividen en pectinas de alta (>50%) y baja (<50%) esterificación
(Corrêa et al., 2016). Asimismo, se pueden dividir de acuerdo a su densidad donde, la pectina de
alta densidad se usa en la industria de confitería mientras que la de media y baja densidad se
utiliza en la producción de jugos y yogures (Ciriminna et al., 2015). Debido a su solubilidad en
agua y su poca afinidad con alcoholes y solventes orgánicos, la pectina se extrae tradicionalmente
en medios acuosos y se precipita utilizando solventes orgánicos (Perussello et al., 2017).
La principal fuente de obtención de pectina incluye subproductos de manzana, cáscaras de frutos
cítricos y pulpa de remolacha azucarera (Naqash et al., 2017). Estas fuentes de pectina tienen un
contenido de pectina de 10-15%, 25-35%, y 10-20%, respectivamente (Ciriminna et al., 2015).
Estos frutos son una buena fuente de pectina, sin embargo, existe una amplia variedad de frutos
aptos para la producción de pectina. Los frutos tropicales, por ejemplo, resaltan en la amplia
variedad de fuentes de pectina. además de su alto contenido en compuestos con valor agregado.
De igual manera, residuos como la corteza de la sandía (19-21%) y la cáscara de granada (27.9%)
representan una buena fuente de pectina (J. Banerjee et al., 2017). Cheok et al. (2018) realizaron
una investigación en el uso de subproductos de algunas frutas tropicales para la producción de
diversos productos, incluyendo pectina. En la siguiente tabla se muestra el uso de algunos de
estos residuos.
Tabla 1. Uso de frutas tropicales en la obtención de pectina.
Fruto Uso de subproductos (%) Uso en pectina (%)
Durian Cáscara (84)
Semillas (16) 13
Mangostino Cáscara (86)
Semillas (14) 14
Rambután Cáscara (54)
Semillas (46) 5
Mango Cáscara (56)
Semillas (44) 31
Yaca Cáscara (40)
Semillas (60) 4
Papaya Cáscara (24)
Semillas (76) 8
Maracuyá Cáscara (82)
Semillas (18) 41
Pitaya Cáscara (73)
Semillas (27) 40
Piña Cáscara (100) 8
De acuerdo a Villacís-Chiriboga et al. (2020), el mango, la piña, los cítricos, y la papaya, entran
en los frutos tropicales de mayor producción mientras que la pitaya, el durian, la yaca, el
maracuyá, el rambután, y el mangostino, manejan volúmenes de producción menores. La Tabla
1 muestra que los frutos de mayor uso para la obtención de pectina son mango, maracuyá y pitaya,
sobre los cuales se ha realizado mayor investigación, manejan volúmenes de producción
significativos y tienen un contenido significativo de pectina. Los subproductos en frutos como el
maracuyá tienen un alto contenido en fibras alimentarias, donde destaca la pectina, las cuales
cubren un 60-80% del peso total, y cuyos principales constituyentes son (1-4)-ácido galacturónico
junto con azúcares como arabinosa, glucosa y rhamnosa (Corrêa et al., 2016). De acuerdo a
Perussello et al. (2017), la extracción de pectina se ve afectada por factores asociados a la
operación (pH, razón solvente:muestra, temperatura y tiempo), el residuo (composición,
distribución de partículas y tamaño de partícula), y el solvente (naturaleza, polaridad, toxicidad
y viscosidad). Debido a la compleja estructura de la pectina, el método de extracción está
conectado con la preservación de la misma, ya que determina las propiedades de gelificación,
solubilidad en agua y características físicas como el peso molecular (Dranca & Oroian, 2018).
La extracción de compuestos bioactivos y pectina se realiza convencionalmente con la ayuda de
un solvente. Solventes tales como metanol, etil acetato, cloroformo, entre otros, son utilizados,
pero no garantizan una alta selectividad y deben ser removidos en su totalidad antes de utilizar el
extracto, haciendo que la extracción convencional lleve un tiempo más prolongado (Saldaña &
Valdivieso-Ramírez, 2015). Estas técnicas convencionales de extracción son sencillas, fáciles de
financiar y no requieren equipos sofisticados, pero tienen limitaciones en términos de
recuperación y selectividad, alto consumo de solvente, bajas tasas de extracción, entre otras
(Barba et al., 2017). De acuerdo a Ciriminna et al. (2015), para la extracción de pectina, el residuo
debe secarse hasta alcanzar una humedad del 10-12%, para luego realizar la hidrólisis a pH de 2-
3, temperatura de 50-100°C, y utilizando un ácido diluido como clorhídrico, nítrico y sulfúrico;
sin embargo, la extracción asistida por microondas es mucho más efectiva y permite obtener un
producto con mayor calidad y rendimiento en tiempos significativamente menores. Debido a que
la pectina se encuentra enlazada a la pared celular es difícil disolverla usando únicamente agua;
sin embargo, si se disolviera la pectina directamente, es posible que haya compuestos solubles en
agua, haciendo que la calidad y pureza de la pectina disminuya (Perussello et al., 2017). Debido
a lo anterior, es necesario emplear soluciones acuosas acidificadas a altas temperaturas (Naqash
et al., 2017) para romper los enlaces que mantienen unida a la pectina con los componentes de la
pared celular y hacer más fácil su extracción. Tanaka et al. (2012) realizaron un tratamiento con
agua subcrítica en el residuo de yuzu, cuyo contenido en pectina es de 32.21%, encontrando que
a 160°C el extracto tiene el mayor contenido de pectina y al aumentar se potencia el contenido
de celulosa hasta llegar a un 80% de esta a 200°C.
La extracción de compuestos fenólicos, por otro lado, se realiza tradicionalmente con solventes
donde metanol, etanol, acetona o sus combinaciones con agua son los más utilizados; sin
embargo, es difícil definir un único método debido a la variación en sus estructuras y en su
polaridad (Kelly et al., 2019). Con el fin de mejorar reducir el uso de solvente y el gasto
energético, surgen tecnologías como la extracción con fluido supercrítico, y la asistencia con
microondas o ultrasonidos (Negro et al., 2016). Estas tecnologías son una alternativa más
sostenible puesto que hay un menor consumo de materias primas y aumentan los rendimientos y
eficiencia. Estas tecnologías no convencionales requieren de cierto apoyo energético para mejorar
la eficiencia y/o selectividad de las extracciones (Barba et al., 2017), y los avances en estas
tecnologías junto con la extracción con agua subcrítica permiten reducir cada vez más el consumo
de energía y el uso de solventes (Matharu et al., 2016).
Tabla 2. Ventajas y desventajas de las tecnologías de extracción más utilizadas. Modificado (Zuin & Ramin, 2018).
Ventajas Desventajas
Extracción con solvente
(Convencional)
Sencillo y económico. Uso de solventes tóxicos, alto uso
de solvente y tiempos
prolongados.
Microondas Sencillo y económico. Tiempo
de extracción y uso de solvente
menores, y mayor rendimiento.
No recomendado cuando los
compuestos o el solvente son
volátiles o no polares.
Ultrasonidos Sencillo y económico, opera a
temperaturas menores y se puede
usar con cualquier solvente.
Su eficiencia está ligada a la matriz
vegetal.
Fluido supercrítico Temperaturas moderadas,
solubilidad manipulable y fácil
separación del extracto.
En algunos casos las condiciones
de operación son complejas.
Otra tecnología, que tiene poco uso pero que promete, es el tratamiento con solventes eutécticos.
Estos solventes se denominan “verdes” y se caracterizan por ser estables tanto térmica como
químicamente, presiones de vapor despreciables, no son inflamables, y son económicos
(Elgharbawy et al., 2020). Los solventes eutécticos se han vuelto muy populares y son aplicables
en procesos de extracción tales como la recuperación de compuestos bioactivos de fuentes
naturales (Ozturk & Gonzalez-Miquel, 2019). Esta tecnología parece una alternativa más viable
en el futuro, sin embargo, se requiere mayor información al respecto. En el presente estudio se
abordan los estudios realizados en la última década sobre el proceso de extracción de pectina a
partir de residuos de fruta enfocado en el proceso de hidrólisis ácida y su precipitación con
solventes orgánicos. Asimismo, este estudio busca determinar un procedimiento que sirva como
punto de partida para la extracción de este polisacárido en una amplia variedad de subproductos
de frutas, acompañado de un pretratamiento enfocado en la extracción y recuperación de
compuestos con valor agregado que puedan afectar la calidad de la pectina.
2. Objetivos
2.1. Objetivo General
Determinar el proceso más eficiente que garantice una mejor recuperación de pectina a partir
del residuo de frutas.
2.2. Objetivos Específicos
Identificar las técnicas más utilizadas y viables para la extracción de compuestos con valor
agregado que afecten la calidad de la pectina.
Identificar las condiciones en la hidrólisis ácida que permiten obtener una mayor cantidad
de pectina.
Analizar los diferentes métodos para la precipitación y recuperación de la pectina.
3. Metodología
La selección de artículos se realizó con base en la búsqueda del término “Pectin” en conjunto
con “Fruit Waste” o “Fruit Residue” en bases de datos con relevancia en el área de investigación.
Este proceso se llevó a cabo en 5 etapas y las bases de datos consultadas fueron: American
Chemical Society (ACS), ScienceDirect, Scopus, Springer Link, Taylor & Francis, y Wiley. El
proceso de selección de artículos se muestra en el siguiente diagrama.
De acuerdo al diagrama, 87 artículos serán incluidos en esta revisión de literatura. En la siguiente
tabla se muestra de manera detallada el número de artículos excluidos y finales para cada una de
las bases de datos consultadas.
Artículos encontrados con base en los términos clave (n=926):
ACS Publications (n=15), Science Direct (n=370), Scopus (n=234), Springer Link (n=194),
Taylor & Francis (n=34), Wiley Online Library (n=79)
Criterio de inclusión/exclusión
aplicado al año de publicación
(2010-2020)
Artículos excluidos
(n=214)
Artículos excluidos
(n=193)
Artículos excluidos
(n=402)
Criterio de inclusión/exclusión
aplicado a tipo de artículo
(Artículos y Reviews)
Artículos excluidos
(n=28)
Criterio de inclusión/exclusión
aplicado a títulos y abstracts
Criterio de inclusión/exclusión
aplicado a contenido general
del artículo
Artículos duplicados
excluidos (n=2) Artículos relevantes
para el tema (n=89)
Artículos incluidos (n=87)
Tabla 3. Filtro y selección de artículos de acuerdo a las bases de datos consultadas.
ACS Science
Direct Scopus
Scopus
(Patentes) SpringerLink
Taylor &
Francis Wiley Total
Búsqueda 15 370 50 184 194 34 79 926
(2010-2020) -9 -67 -13 -79 -20 -6 -20 -214
Tipo de
artículo 0 -82 -5 0 -71 0 -35 -193
Título y
Abstract 2 -164 -23 -97 -86 -20 -10 -402
Contenido 0 -6 -4 -4 -6 -4 -4 -28
Relevantes 4 51 5 4 11 4 10 89*
*El número final incluye los artículos duplicados.
4. Resultados y Discusión
4.1. Extracción de Compuestos
Los residuos de frutas contienen diversidad de compuestos bioactivos como es el caso de
polifenoles, carotenoides, flavonoides, antocianinas, entre otros, que pueden ser
aprovechados en la industria, representan una materia prima de bajo costo y generalmente
no se aprovechan. Para la extracción de pectina se realiza un pretratamiento con el fin de
remover compuestos que no permitan tener una buena calidad de este producto que en
muchos casos consiste de un lavado del residuo con solvente que, posteriormente, es
desechado. Este pretratamiento consiste en la preparación de los carbohidratos, en especial
celulosa, para la acción de un agente externo, y sirve para mejorar el rendimiento de
extracción de los compuestos de interés (Karimi & Taherzadeh, 2016). Debido al valor
agregado que tienen estos compuestos es posible realizar un pretratamiento en el que se
extraigan dichos compuestos y puedan ser aplicados en la producción de nuevos productos.
Como se mencionó anteriormente, el método tradicional es la extracción con solvente, pero
han surgido nuevas tecnologías que permiten extracciones más eficientes.
En el 2010, González-Montelongo et al. realizaron extracciones con solvente en dos cultivos
de banano (“Grande Naine” y “Gruesa”) con el fin de tener la mayor capacidad antioxidante
en los extractos. Para esto trataron muestras de 0.15g con 3ml de varios solventes: metanol,
metanol-agua (1:1), etanol, etanol-agua (1:1), acetona, acetona-agua (1:1), y una solución de
ácido clorhídrico en agua (pH 3.0), en condiciones de temperatura de 25 y 55°, y tiempos de
tratamiento de 1 y 120 min. De acuerdo a los resultados obtenidos por los autores, los
solventes con agua entregan contenidos mayores de compuestos fenólicos en los extractos,
donde resalta la mezcla acetona-agua con 2.6-3.1 g/100g de muestra para el cultivo “Grande
Naine” y 3.2-4.7 g/100g de muestra para “Gruesa”. Asimismo, los tratamientos con acetona-
agua presentaron mayores capacidades antioxidantes y, las mejores condiciones de
operación para los cultivos tratados (“Grande Naine” y “Gruesa”) son 55° con 120min y 25°
con 1 min respectivamente. Babbar et al. (2011) extrajeron compuestos fenólicos a partir de
mandarina kinnow, lichi y banano con soluciones de etanol y agua (70/30) durante 3 horas
a 40°C. Las extracciones más bajas fueron para las semillas de mandarina y cáscara de
banano con 3.68±0.05 y 3.8±0.24 mg/g de muestra, respectivamente, mientras que la cáscara
de mandarina tuvo una extracción de 17.5±0.34 mg/g. Para el lichi se tuvo una extracción
de 17.9±0.19 mg/g en las semillas y 24.6±0.08 mg/g en el pericarpio. La mejor extracción
se logró en las semillas de uvas, donde se alcanzó un rendimiento de 37.4±0.15 mg/g.
Asimismo, los extractos tienen una capacidad antioxidante en el rango de 20.5-48.89 mg/g
de acuerdo al método de equivalentes trolox, a excepción del extracto de banano, cuya
capacidad antioxidante fue 5.67±0.32 mg/g. En ambos estudios se evidencia que la
recuperación de compuestos en el banano es baja con respecto a otros frutos, aunque se
mantiene un mayor extracto al usar acetona como solvente. De igual forma, los tiempos de
tratamiento en este fruto manejan un rango amplio pero el contenido en compuestos
fenólicos se mantiene bajo. Aunque la extracción en la mandarina y el lichi es buena con
etanol-agua, se puede considerar el uso de acetona-agua como solvente para ver su efecto en
dichos residuos y evaluar si tiene mejores resultados.
En el 2014, Saikia et al. (2015) optimizaron de la extracción de compuestos fenólicos de la
carambola bajo el método de superficie de respuesta. La extracción se llevó a cabo con etanol
acidificado con ácido clorhídrico (1% HCl, pH 3.0) en una proporción 10:1 por tres horas
donde las variables de estudio fueron la concentración de solvente y la temperatura de
operación, evaluadas en 5 niveles cada una. Las condiciones óptimas para la extracción, de
acuerdo a la optimización, son una temperatura de 40°C y concentración de solvente del
65% donde el contenido de polifenoles es de 22.22-22.87 mg/g de muestra, bajo el método
de equivalentes en ácido gálico, y los extractos tienen buena capacidad antioxidante. En este
estudio se evidencia nuevamente un tiempo de extracción prolongado, con una temperatura
de operación baja. Dávila et al. (2017) investigaron la producción de extractos ricos en
compuestos fenólicos a partir de la pulpa gastada de la mora andina, teniendo en cuenta el
contenido de antocianinas en el extracto y la capacidad antioxidante de este. La extracción
se hizo con etanol en una proporción de 250 ml por cada 32 g de muestra, de manera
secuencial y con 4 etapas de 8 horas cada una a 80 °C. De acuerdo a los resultados del
estudio, en la operación se podría extraer 193.4 kg/día de compuestos fenólicos, bajo un
rendimiento de extracción de estos de 3.88 mg/g de muestra. Este estudio muestra un
enfoque hacia la implementación de un proceso industrial, en el cual los tiempos de
extracción son largos, la temperatura de operación es alta y el extracto obtenido por gramo
de muestra es bajo. Posteriormente, Dávila et al. (2019) extrajeron compuestos fenólicos a
partir de la pulpa gastada de moras usando una mezcla de etanol con CO2, teniendo en cuenta
la presión y la relación de solvente con respecto a la muestra. Este procedimiento se realizó
a una temperatura de 40 °C en tres etapas, de acuerdo a tres variables de interés: presión
(150-300 MPa), tamaño de partícula (1400-180 μm) y relación de solvente (2,4,6:1 ml/g).
La investigación muestra la disminución en compuestos fenólicos tras aumentar el tamaño
de partícula sobre los 600μm; sin embargo, los tratamientos de 600 y 850 μm, y 300 MPa
dieron extractos con alta capacidad antioxidante y contenido de fenoles de 11.59 mg/g de
muestra. Este estudio muestra que al añadir un cosolvente como el CO2 se logra una mejor
extracción de compuestos fenólicos a partir del residuo de mora, en comparación al estudio
anterior, a una temperatura menor y teniendo en cuenta la variable de la presión.
Mugwagwa & Chimphango (2019), por su parte, realizaron la extracción de antocianinas y
polifenoles a partir de la cáscara de mango. Para esto utilizaron una solución etanol/ácido
acético/agua, con proporciones de etanol de 50-80% y ácido acético de 0.1-2%, en
proporción de 10:1 a una temperatura de 25°C, agitación de 800 rpm y tiempos de 1-2.5
horas. Bajo estas condiciones se encontró que se alcanza una extracción de antocianinas,
polifenoles y capacidad antioxidante de 39.52 mg/100g, 128.9 mg/100g, y 0.13 μg en
equivalente de ácido gálico, respectivamente. Delvar et al. (2019) investigaron la extracción
de varias moléculas a partir de gulupa, de forma que aplicaron un proceso de extracción por
dos vías: utilizando todo el fruto y reemplazando el jugo por agua, los cuales funcionan como
solventes. Para esto se se ingresaron las piezas de fruta a un extrusor con un flujo de 6 kg/h
con el jugo como solvente. La segunda extracción se realizó ingresando nuevamente el
extracto al extrusor con el mismo flujo, pero inyectando agua a un flujo de 4.8 kg/h.
Finalmente, se hizo una extracción con ciclohexano en una razón de 1:1.5 y se centrifugó
durante 10 min. Los resultados del estudio indican que bajo el método 1 se tiene un
rendimiento mayor para polifenoles, y alcanza a recuperar hasta un 43% de los compuestos
fenólicos presentes en la fruta. De acuerdo a lo anterior, el mismo jugo de la gulupa logra
mayor rendimiento en comparación al agua debido a que el jugo ya trae un cierto contenido
en estos compuestos y tiene mayor afinidad con la matriz del residuo en comparación al
agua. En el caso de Sette et al. (2020), se realizó un estudio acerca del aprovechamiento de
residuos de fruta (manzana y uva) proveniente de la industria de la sidra, donde realizaron
la extracción de compuestos bioactivos usando una proporción de solvente de 2:1 en peso
respecto a la muestra, durante 1.25 horas y a una temperatura de 75°C. Los resultados de
este estudio muestran que la extracción en el residuo de manzana es muy baja, con un
contenido de polifenoles de 6.5±0.7 g/100kg y capacidad antioxidante de 24.2±4g/100kg,
mientras que el tallo de uva es el residuo de mejor rendimiento con un contenido de fenoles
de 1758±24g/100kg y capacidad antioxidante de 156±6g/100kg. En este caso no se
especifica el solvente utilizado pero la proporción en que se usa es baja, lo cual limita la
capacidad de extracción del mismo.
Los residuos de frutas, asimismo, tienen otros compuestos de valor agregado como los
aceites esenciales. Fakayode & Abobi (2018), en su estudio de extracción de pectina a partir
de naranja, hicieron una extracción previa de aceite de d-limoneno con hexano y evaluaron
el tiempo (120-240 min) y temperatura (80-100°C) de extracción en 5 niveles. Bajo estos
tratamientos se encontró un rendimiento de aceite esencial entre 0.57-3.24% donde las
condiciones de mayor rendimiento son 95°C y 210 minutos de extracción. La producción de
aceite esencial es baja a pesar de que se maneja una temperatura donde sería posible extraer
gran parte de los compuestos volátiles presentes en el residuo y que se encuentra por encima
del punto de ebullición del solvente. En la siguiente tabla se muestran los estudios realizados
teniendo en cuenta la extracción convencional, es decir con solvente, donde se destaca el
uso de acetona y etanol para la extracción de compuestos, así como los tiempos prolongados
y la necesidad de una cantidad alta de solvente.
Tabla 4. Extracción convencional con solvente de compuestos con valor agregado.
Fuente Compuestos de
interés Solvente
Condiciones adicionales
Temperatura (°C) / Presión (bar)
Tiempo (min)
Rendimiento (%)
Referencia
Cáscara de banano
Compuestos fenólicos
Capacidad Antioxidante
Acetona-Agua (1:1)
3 ml solvente 0.15 g muestra
55 / - 120 2.6-3.1 (González-Montelongo et al., 2010) 25 / - 1 3.2-4.7
Semillas y Cáscara de Mandarina
Compuestos fenólicos
Etanol-Agua (70/30)
- 40 / - 180
21.18 mg/g
(Babbar et al., 2011)
Semillas y pericarpio de Lichi
42.5 mg/g
Cáscara de Banano 3.8 mg/g
Cáscara de Carambola
Compuestos fenólicos
Etanol-HCl (65%)
10 ml solvente 1 g muestra
40 / - 180 22.22 - 22.87
mg/g (Saikia et al.,
2015)
Pulpa de mora andina
Compuestos fenólicos
Etanol 250 ml solvente
32 g muestra 80 / - 8 h (x4) 3.88 mg/g
(Dávila et al., 2017)
Cáscara de Naranja Aceite esencial Hexano 95 / - 210 0.57 - 3.24 (Fakayode & Abobi, 2018)
Pulpa de Moras Compuestos
fenólicos Etanol-CO2
6 ml solvente 1 g muestra
40 / 300 MPa NE 11.59 mg/g (Dávila et al.,
2019)
Gulupa Polifenoles Jugo de gulupa
flujo 6 kg/h NE NE 43 (Delvar et al.,
2019)
Cáscara de Mango
Polifenoles
Etanol-Ácido Acético-Agua
10 ml solvente 1 g muestra
25 / - 60-150
39.52 mg/100g (Mugwagwa &
Chimphango, 2019)
Antocianinas 128.9 mg/100g
0.13μg/g Capacidad
Antioxidante
Piel de Manzana Polifenoles NE
2 ml solvente 1 g muestra
75 / - 75 6.5 g/100 kg (Sette et al.,
2020) Tallo de Uva Polifenoles 1758 g/100 kg
Debido a las limitaciones y desventajas de la extracción convencional, tecnologías como los
ultrasonidos, solventes presurizados, fluidos supercríticos, entre otros, han emergido como
alternativas más eficientes y amigables con el medioambiente para la extracción de
compuestos valiosos de los residuos de fruta. Deng et al. (2011) realizaron una extracción
de tres etapas de compuestos fenólicos a partir de la pulpa de 5 variedades de uvas de vino
con una mezcla de ácido clorhídrico, acetona y agua (0.1/70/29.9) en un equipo de
ultrasonidos durante una hora y manteniendo la temperatura por debajo de 45°C, y una
mezcla de acetona y agua (70/30) con agitación constante de 125 rpm. De acuerdo a los
resultados de la investigación, los tratamientos con ultrasonidos dan una cantidad
significativamente mayor de compuestos fenólicos extraídos en 4 de las 5 variedades de uvas
con un rango de 11.6-26.7 mg de compuestos fenólicos por gramo de muestra. Al agregar
las semillas de las uvas en el proceso de extracción se alcanzan rendimientos mayores debido
a que las semillas son ricas en compuestos fenólicos (Babbar et al., 2011; Deng et al., 2011).
Parmar & Rupasinghe (2012) realizaron la extracción de compuestos fenólicos en el residuo
de manzana tras un pretratamiento con ácido sulfúrico. Para esto utilizaron etanol en una
proporción 15:1 e introdujeron la mezcla en un baño de ultrasonidos durante 15 minutos.
Bajo este tratamiento se obtuvo un extracto con un contenido en compuestos fenólicos de
0.07g/100g de muestra. Al compararlo con el extracto no tratado (0.12g/100g) se evidencia
que el pretratamiento ácido no debe llevarse a cabo puesto que reduce la cantidad de
compuestos extraídos. En el 2015, Dulf et al. realizaron la extracción de compuestos
fenólicos de los orujos de las bayas mediante un tratamiento con ultrasonido por 30 minutos
a 40°C. La extracción se realizó para 2 g de muestra con 20 ml de una mezcla de ácido
clorhídrico, metanol y agua en una razón de 1:80:19 y, tras el tratamiento, se obtuvo un
contenido de 2.71-4.05 mg/g de compuestos fenólicos. En este estudio se evidencia que,
aunque el contenido de polifenoles en el extracto es bajo, el tiempo de tratamiento
disminuye, y el uso de un ácido fuerte en una concentración baja favorece la extracción. Vu
et al. (2017) realizaron una optimización de la extracción con ultrasonidos de compuestos
fenólicos de la cascara de banano bajo un diseño experimental compuesto que consideraba
cinco factores en tres niveles: potencia (150, 200 y 250W), razón muestra/solvente (1.0, 4.5
y 8.0 g/100ml), concentración de acetona en solvente (20, 50 y 80%), temperatura (30, 40 y
50°C), y tiempo de tratamiento (5, 20 y 35 min). Dicho estudio mostró que la concentración
de acetona es el factor que más influye en la extracción de compuestos fenólicos, flavonoides
y proantocianidinas, mientras que la potencia es el factor de menor efecto. Asimismo, el
tiempo de tratamiento tiene un impacto significativo en la extracción de compuestos
fenólicos y flavonoides, mientras que la temperatura y la proporción muestra/solvente
afectan significativamente la extracción de proantocianidinas (Vu et al., 2017). Estos efectos
se evidencian en la siguiente figura.
muestra/solv. Concentración
T (°C) t (min) Potencia (%) (g/100 ml) Acetona (%)
Figura 3. Diagramas de contorno de superficie 2D del efecto de los parámetros del modelo en la extracción de
compuestos fenólicos, flavonoides y proantocianidinas. Tomado de (Vu et al., 2017).
La Figura 3 muestra el efecto de los factores en las extracciones de compuestos ya
mencionados. De acuerdo a dicha optimización las condiciones que maximizan la extracción
de compuestos son una temperatura de 30°C, tiempo de extracción de 5 minutos, potencia
de 150W (60%), razón de muestra/solvente de 8.0 g/100ml, y concentración de acetona del
60%. Bajo dichas condiciones se logra una extracción de 23.49 mg de compuestos fenólicos,
39.46 mg de flavonoides y 13.11 mg de proantocianidinas. Como es esperado, los tiempos
de tratamiento disminuyen y las temperaturas bajas se mantienen.
Ververi & Goula (2019) realizaron la extracción de compuestos fenólicos de los residuos de
granada y naranja para el aprovechamiento de estos en la absorción de compuestos fenólicos
en aguas residuales. La extracción de estos compuestos se asistió mediante ultrasonidos,
utilizando agua como solvente en una razón de 32.2:1, temperatura de 34.7°C y una
frecuencia de sonicación de 20 kHz. De acuerdo a los autores, la cantidad de compuestos
fenólicos correspondió a 13.85±0.21 y 0.584±0.008 g, en equivalente de ácido gálico, por
100 gramos de residuo de granada y naranja respectivamente. Aunque no se menciona el
tiempo de tratamiento, se espera que sea menor, pero se mantiene un alto uso de solvente.
Gulsunoglu et al. (2020) realizaron la fermentación de residuo de manzana con el fin de
mejorar la extracción de compuestos fenólicos y su capacidad antioxidante, y se evaluó el
efecto de esta en la extracción. Así, se agregó una solución de metanol al 80% en una
proporción de 10:1 v/p y se introdujo en un baño de sonicación a 40°C durante 30 minutos.
Tras recolectar el extracto se repitió el proceso inicial. Los resultados de este estudio
muestran que la fermentación previa del residuo aumenta la disponibilidad de compuestos
fenólicos y por ende su rendimiento aumenta; por consiguiente, se alcanza un rendimiento
de 1440±37mg/100 g para polifenoles y 495±19 mg/100g para flavonoides. Nuevamente se
tiene un alto consumo de solvente, pero el tiempo de tratamiento es corto y se alcanzan
rendimientos mayores, de forma que la asistencia con ultrasonidos resulta favorable. Estas
extracciones se utilizan seguido ya que tienen requerimientos simples y entregan
rendimientos mejores con respecto al método tradicional. Los estudios enfocados en la
tecnología de ultrasonidos manejan entonces condiciones de extracción suaves, como
temperaturas entre 35-50°C, mantienen el uso de solventes en medio acuoso como acetona
y alcoholes, y la tendencia de extracción de compuestos fenólicos. La siguiente tabla muestra
el proceso de extracción y los rendimientos alcanzados bajo el uso de esta tecnología.
Tabla 5. Extracción de compuestos con valor agregado mediante ultrasonidos.
Fuente Compuestos de
interés Solvente
Condiciones adicionales
Temperatura (°C) / Presión (bar)
Tiempo (min)
Rendimiento (%)
Referencia
Pulpa de uvas de vino
Compuestos fenólicos
HCl/Acetona/Agua 0.1/70/29.9
- <45 / - 60 11.6 - 26.7
mg/g (Deng et al.,
2011)
Pomace de Manzana
Compuestos fenólicos
Etanol 15 ml solvente
1 g muestra NE 15
0.07g/100 mg
(Parmar & Rupasinghe,
2012)
Orujo de bayas Compuestos
fenólicos HCl/Metanol/Agua
1/80/19 20 ml solvente
2 g muestra 40 / - 30
2.71-4.05 mg/g
(Dulf et al., 2015)
Cáscara de Banano
Polifenoles Acetona-Agua
(60/40)
8 g 100 ml muestra
(150 W) 30 / - 5
23.49 mg/g (Vu et al.,
2017) Flavonoides 39.46 mg/g
Proantocianidinas 13.11 mg/g
Cáscara Granada Compuestos fenólicos
Agua 32.2 ml solvente
1g muestra (20kHz)
34.7 / - - 13.85 (Ververi &
Goula, 2019) Cáscara Naranja 0.584
Residuo de Manzana
Compuestos fenólicos Metanol-Agua
(80/20) 10 ml solvente
1 g muestra 40 / - 30
14.40 mg/g (Gulsunoglu et al., 2020)
Flavonoides 4.95 mg/g
Al igual que los ultrasonidos, otras tecnologías utilizadas en el aprovechamiento de residuos
son: altas presiones, fluido supercrítico, pulsos eléctricos, entre otras. Parniakov et al. (2016)
realizaron la extracción de compuestos a partir de la cáscara de mango tanto en medio acuoso
como asistida por pulsos eléctricos, y compararon la eficiencia de ambos métodos. La
extracción convencional se realizó con soluciones acuosas en proporción 10:1 con respecto
a la muestra a tres pH (2.5, 6 y 11), el cual se ajustó con ácido clorhídrico o hidróxido de
sodio, y tres temperaturas (20, 50 y 60 °C). Por el lado de los pulsos eléctricos se aplicó una
fuerza de campo de 13.3 y 40 kV/cm con intervalos de dos segundos y sin superar los 35°C
de temperatura. Los tratamientos eléctricos permiten una mayor extracción de compuestos,
donde el tratamiento con campo eléctrico de 40 kV/cm entrega las concentraciones más altas
de proteínas y compuestos fenólicos. Asimismo, las condiciones de operación con mejores
resultados son 60°C y pH 11 donde se alcanzan concentraciones de proteínas, compuestos
fenólicos y carbohidratos de 0.36, 1.3 y 420 g/kg de muestra respectivamente. Por último,
se propone un proceso de dos etapas que consiste en la aplicación de pulsos eléctricos más
una extracción en medio acuoso, donde aumenta significativamente el contenido de fenoles
y la capacidad antioxidante (Parniakov et al., 2016). Esta propuesta es de gran atractivo dado
que permite mantener una práctica económica mientras se aumenta la eficiencia y
rendimiento del residuo; sin embargo, se podría trabajar a presiones mayores para tener un
rendimiento mayor que haga la operación más rentable. Silva et al. (2017), por su parte,
investigaron el efecto de la liofilización en compuestos bioactivos presentes en el residuo de
maracuyá. Para esto congelaron las muestras de dos maneras: a -18°C por 24h (congelación
normal) y a -150°C por 15 min (congelación criogénica), y se deshidrataron en tiempos entre
6 y 120 horas. Los compuestos de interés para este estudio fueron polifenoles, flavonoides
y ácido ascórbico. De acuerdo a los autores, la liofilización permite un mayor contenido en
estos compuestos debido a la ruptura de estructuras celulares y el congelado convencional
entrega mejores resultados que el nitrógeno líquido; así, el tiempo óptimo de liofilización
para polifenoles y flavonoides fue de 36 horas mientras que para el ácido ascórbico es de 6
horas. La liofilización es el único proceso de extracción que no se considera de gran
complejidad, pero maneja unos tiempos muy prolongados de forma que no es una buena
alternativa para reemplazar el tratamiento con solvente.
En el 2018, de Souza et al. realizaron el estudio de la extracción previa de polifenoles
mediante solvente presurizado (PSE) y ultrasonidos (UAE) en la recuperación de pectina a
partir de maracuyá, en comparación a la extracción con solventes tradicional. En ambos
métodos se utilizaron soluciones metanol/agua y etanol/agua como solventes, con
proporciones de alcohol de 50-80% en volumen, y la extracción se hizo de manera secuencial
con 3 ciclos de extracción de 10 minutos. Para PSE se trabajó con presiones de 10.3 a 11.7
bar y temperatura de 80°C, mientras que para UAE se trabajó a una potencia de 135 Watts,
frecuencia de 40 kHz y volumen de agua en el equipo de 1.2 litros. Los resultados principales
se muestran en la siguiente tabla:
Tabla 6. Extracción de polifenoles mediante PSE y UAE de acuerdo a (de Souza et al., 2018).
Método Solventes Proporción
(%v/v)
Polifenoles totales
(g GAE kg-1)
Tradicional Metanol/Agua
Acetona/Agua
50/50
70/30 2.05 ± 0.04
PSE Metanol/Agua 60/40 5.77 ± 0.10
Etanol/Agua 60/40 4.67 ± 0.04
UAE Metanol/Agua 70/30 4.21 ± 0.01
Etanol/Agua 50/50 3.48 ± 0.03
Los dos métodos utilizados entregan una mejor extracción de compuestos fenólicos en
comparación a la tradicional; sin embargo, el mejor escenario es utilizar una proporción de
60/40 de metanol en agua bajo la tecnología de solvente presurizado. Esto último respalda
el uso de solventes en medio acuoso, aunque se debe tener en cuenta que su efectividad está
sujeta a las condiciones de tratamiento y el tipo de residuo de fruta. Moia et al. (2019),
realizaron la extracción de compuestos a partir de la cáscara de maracuyá con etanol al
99.5% presurizado teniendo en cuenta los factores de temperatura (80-100°C), flujo de
solvente (0.5-1 ml/min), y presión (50-100 bar), para un tratamiento de 3 horas. El mejor
rendimiento (32.12%) se alcanzó en condiciones de 50 bar, 80°C y 0.5 ml/min; sin embargo,
no se menciona en detalle la composición de los extractos, donde se espera un contenido
importante en compuestos fenólicos que necesitan una posterior separación para tener un
extracto más específico. Este estudio muestra que al subir considerablemente la presión del
solvente se tiene un mayor rendimiento, aun cuando el volumen de solvente es bajo. Un
punto a tener en cuenta es la temperatura de operación puesto que la matriz del residuo será
más susceptible a cambios si la carga de calor es mayor.
Alexandre et al. (2017) hicieron una revisión de literatura sobre la aplicación de tecnologías
como altas presiones (HPE), solventes presurizados (PLE) y pulsos eléctricos (PE) en la
extracción de compuestos con valor agregado a partir de residuos de fruta como cítricos,
frutos rojos, granada, kiwi, mango, y papaya. De acuerdo a la información recopilada por
los autores, la extracción convencional se puede realizar con metanol, etanol, acetona,
hexano, entre otros, mientras que las tecnologías mencionadas se desarrollan en mayor parte
con etanol, metanol y agua. Asimismo, la aplicación de estas tecnologías hace que los
tiempos de tratamiento sean significativamente menores.
Tabla 7. Condiciones de operación para tecnologías revisadas por (Alexandre et al., 2017) para la extracción de compuestos con valor agregado.
Método Compuestos Solvente Condición
específica
Temperatura
(°C)
Tiempo
(min)
Rendimiento
(%)
Convencional Polifenoles
Metanol
Etanol
Agua
- 25-70 60-360 0.8-2.5
HPE Polifenoles Etanol
Agua
300-600
MPa 25-55 3-60 0.3-3
PLE Polifenoles
Metanol
Etanol
Agua
Acetona
5-10.3
MPa 100-150 5-30 1-10
PE Polifenoles Etanol
Agua 0.5-10 kHz - - 0.6-3.0
Los rendimientos de las tecnologías dependen en gran proporción de las condiciones de
operación y del residuo (Alexandre et al., 2017), lo cual se refleja en la Tabla 7, debido a los
rangos amplios en algunas de las condiciones . Para las tecnologías de altas presiones y
pulsos eléctricos, el tiempo de operación se reduce considerablemente mientras el
rendimiento de extracción no es significativamente mayor con respecto al método
convencional. La tecnología de solvente presurizado, por un lado, reduce el tiempo de
extracción y aumenta significativamente el rendimiento de la misma. Por otro lado, al
realizar una extracción PLE con CO2, agua y etanol, se logra un rendimiento de 13.4% para
compuestos fenólicos, evidenciando el efecto favorable de combinar solventes en la
extracción. El año siguiente, Alexandre et al. (2018) realizaron una revisión de literatura
enfocadas a la recuperación de compuestos con valor agregado de los residuos de fruta,
donde resaltan la creciente tendencia en la utilización de extracciones mediante fluido
supercrítico, en especial CO2, y ultrasonidos para una mejor extracción de compuestos en
comparación a la extracción convencional. Los mejores tratamientos para esta tecnología
son aquellos que manejan condiciones suaves en términos de temperatura y presión.
Asimismo, la adición de un cosolvente junto con flujos de solvente menores y tiempos de
operación medios promueven un mayor rendimiento de extracción. Trabajando a 35°C, 10
MPa y flujo de 1 ml/min de CO2 por 5 minutos se alcanza una recuperación sobre el 90% de
compuestos volátiles, pero, al subir la presión a 16 MPa y hacer un tratamiento por 20
minutos la extracción de polifenoles aumentaba hasta el 50% (Alexandre et al., 2018). En la
información recopilada de extracciones con CO2 supercrítico hay variedad de condiciones
de operación como resultado de la diversidad de frutas que se estudian; sin embargo, hay
rangos de operación que abarcan gran parte de los residuos tratados y resultan en una alta
extracción de compuestos con valor agregado.
Tabla 8. Rango de operación bajo tecnología de extracción con CO2 supercrítico.
Temperatura
(°C)
Presión
(MPa)
Tiempo
(min)
Flujo solvente
(ml/min)
Rendimiento
(%)
35-60 15-25 15-120 1.0 -10 0.8-27
El tiempo de operación es la variable con un mayor rango debido a que algunos estudios
afirman que al aumentar el tiempo de la extracción se logra un mayor rendimiento, sin
embargo, tiempos muy prolongados pueden ser contraproducentes y dar resultados no
deseados. El rendimiento también maneja un rango amplio, el cual se debe a los diferentes
residuos y procesos manejados. Respecto a los ultrasonidos, los tratamientos de baja
frecuencia (20-100 kHz) y alta intensidad (10-1000 W/cm2) son los más comunes para la
extracción de compuestos activos (Alexandre et al., 2018). Esto se debe a que los
ultrasonidos de alta intensidad modifican la estructura de la matriz del residuo, haciendo que
los compuestos de interés se liberen con mayor facilidad. Los solventes más utilizados en
estos casos son metanol, etanol y acetona, cuya principal ventaja es su baja afinidad con la
pectina por lo que no afectan el rendimiento de su posterior extracción. La información
recopilada por los autores muestra que estos solventes se utilizan en concentraciones de 50-
80% y los tiempos de operación son más cortos.
Tabla 9. Rangos de operación para extracción de compuestos por ultrasonidos.
Potencia
(W)
Frecuencia
(kHz)
Temperatura
(°C)
Tiempo
(min)
Rendimiento
(mg/g)
30-150 20-60 20-50 10-60 6.63-92.8
La tabla anterior nos muestra nuevamente que los tratamientos de ultrasonidos manejan
tiempos y temperaturas de tratamiento bajas, aunque si hay un rango amplio de rendimiento
debido a la diversidad de residuos con los que se puede trabajar. Las técnicas tradicionales
se vuelven obsoletas con el paso del tiempo debido a su alto consumo de solvente, tiempos
prolongados de extracciones e incluso altas temperaturas que reducen el rendimiento,
mientras que técnicas como los ultrasonidos o fluidos supercríticos son efectivas bajo
condiciones suaves y alcanzan rendimientos mayores de extracción (Alexandre et al., 2018).
Khan et al. (2019) realizaron una investigación acerca de la utilización de la tecnología de
altas presiones hidrostáticas en la extracción de compuestos con valor agregado en diferentes
frutos. De acuerdo a los autores, se pueden utilizar solventes polares como etanol, metanol,
etil acetato, entre otros, o mezcla de solventes como hexano-acetona, entre otros, donde los
parámetros más importantes son presión, temperatura, tiempo, y tipo de solvente. En los
resultados obtenidos, se muestra un rango de operación de 200-600MPa, 25-60 °C y 1-30
min, sin embargo, hay algunas excepciones donde las condiciones de temperatura y tiempo
son más altas.
Sánchez-Camargo et al. (2019) extrajeron carotenoides a partir de los residuos de mango
mediante la aplicación de la técnica del fluido supercrítico y optimizaron la operación. Para
la extracción inicial se utilizó una solución de metanol acidificado (0.8% HCl) en agua al
50% seguido de una solución de acetona en agua al 80%. Para la extracción con fluido
supercrítico se revisaron los efectos de temperatura (40-60°C), presión (25-35 MPa) y
concentración de cosolvente (5-15%) a través de un diseño de Box-Behnken. Los resultados
muestran que se logra un rendimiento entre 1.60 y 6.25%, alcanzando el máximo en el
tratamiento de 60°C, 30 MPa y 15% de metanol. El bajo rendimiento en este último estudio
se ve influenciado por factores como la presión y la concentración de cosolvente. Es
esperado que, al tener mayor concentración de cosolvente, el rendimiento de la extracción
sea mayor dado que estos compuestos tienen mayor afinidad con los solventes orgánicos.
Buysschaert et al. (2010) patentaron un método para la extracción de flavonoides a partir de
frutos cítricos, el cual consiste en una despectinización inicial con enzimas en medio acuoso,
y luego se remueven sólidos en suspensión, se hace inactivación enzimática y se remueven
los restos de pulpa suspendidos, para finalmente extraer los compuestos que dan amargor al
extracto rico en flavonoides. Este método se probó en el residuo de naranja y se obtuvo un
extracto con un contenido total de flavonoides de 2036 mg/L, donde destacan la hesperidina,
narirutina y didimina, pero puede utilizarse para muchos más frutos cítricos. Esta invención
muestra que el producto obtenido tras la despectinización también puede aprovecharse para
la extracción de compuestos bioactivos, y tiene potencial para entregar un buen rendimiento.
Acosta Montoya et al. (2014) patentaron un procedimiento para la extracción de taninos libre
de solvente que involucra procesos de prensado, intervención enzimática y filtración con
membranas, obteniendo un extracto líquido en el que se logra la extracción de 0.7-1.8 mg/g
de taninos (23-60%) y 0.8-1.6 mg/g de antocianinas (66-87%) a partir del residuo de mora.
Massini et al. (2014) inventaron un procedimiento para obtener un extracto rico en
compuestos fenólicos a partir del residuo de manzana. De acuerdo a los autores, el residuo
debe someterse a una extracción con agua precalentada a 90°C, preferiblemente, que ayuda
a la inactivación de enzimas y liberación de compuestos, seguido de un proceso de digestión
a presión reducida en una vasija manteniendo la temperatura, y terminando con una
purificación opcional del extracto utilizando un solvente orgánico (p.e. etil acetato). Esta
invención se asemeja en parte a los métodos que utilizan algunos autores para la obtención
de extractos, exceptuando la etapa de digestión. Los compuestos de mayor interés de acuerdo
a los estudios consultados son los fenólicos, un gran conjunto de compuestos que, si bien
son afines a solventes orgánicos, pueden llegar a comprometer la calidad de la pectina. Los
compuestos fenólicos son de mayor atractivo debido a sus propiedades antioxidantes y su
amplia aplicación en la industria, y las técnicas de mayor uso son la extracción con solvente
tradicional y los ultrasonidos. La siguiente tabla muestra los métodos y condiciones de
extracción utilizados en la recuperación de compuestos bioactivos además de la extracción
convencional con solvente y los ultrasonidos.
Tabla 10. Métodos y condiciones de extracción de compuestos con valor agregado.
Método Fuente Compuestos de
interés Solvente
Condiciones
adicionales
Temperatura (°C)
/ Presión (MPa)
Tiempo
(min)
Rendimiento
(%) Referencia
Solvente
Presión Cáscara de
maracuyá Polifenoles
Metanol-
Agua (60/40) - 80 / 1.03-1.17
30
5.77a (de Souza
et al.,
2018) Ultrasonidos Metanol-
Agua (70/30)
135 W / 40
kHz NE 4.21a
Solvente
Presión
Cáscara de
maracuyá NE
Etanol
(99.5%)
0.5 ml/min
solvente 80 / 5 180 33.12
(Moia et
al., 2019)
Fluido SC
NE NE
CO2 1.0 - 10 ml/min 35-60 / 15-25 15-120 0.8-27 (Alexandre
et al.,
2018) Ultrasonidos
Metanol,
Etanol o
Acetona
30-150 W
20-60 kHz 20-50 / NE 10.0 - 60 6.63-92.8b
Pulsos
eléctricos
Cáscara de
mango
Proteínas
NaOH-Agua
(pH 11)
10 ml solvente
1 g muestra
(40 kV/cm)
60 / NE NE
0.36a
(Parniakov
et al.,
2016)
Compuestos
fenólicos 1.3a
Carbohidratos 420a
Liofilización Cáscara de
maracuyá
Polifenoles
NE NE (-18) / -
36 h NE
(Silva et
al., 2017) Flavonoides NE
Ácido
ascórbico 360 NE
Altas
presiones
- Polifenoles
Etanol o
Agua - 25-55 / 300-600 3-60 min 0.3-3.0
(Alexandre
et al.,
2017) Solvente
Presión
Metanol,
Etanol,
Acetona o
Agua
- 100-150 / 5-10.3 5-30 min 1.0-10.0
Fluido SC Cáscara de
mango Carotenoides
Metanol-
Agua (15/85)
Acetona-
Agua (80/20)
- 60 / 30 NE 1.6-6.25
(Sánchez-
Camargo
et al.,
2019)
Altas
presiones
Pulpa uvas Antocianinas
Etanol
Metanol
Metil acetato
Hexano-
acetona
- 50 / 600 30 11.21
(S. A.
Khan et
al., 2019)
Pulpa de uva Antocianinas - 30 / 268 3.3 55.7
Pericarpio de
lichi
Compuestos
fenólicos - 90 / 500 30 1.6
Mora
coreana Catequina - 60 / 500 5 76
Cáscara de
naranja Carotenoides - 40 / 400 1 38.06-53.78
a Rendimiento expresado en g/kg de muestra b Rendimiento expresado en mg/g de muestra
Si bien los ultrasonidos no disminuyen la cantidad de solvente utilizado, permiten un mayor
rendimiento de extracción puesto que las sonicaciones influyen en las células vegetales
haciendo que los compuestos de interés se liberen con mayor facilidad. La variabilidad en
composición de los frutos implica procedimientos y extractos diferentes; sin embargo, hay
tendencias en algunos ítems que representan un punto de partida para estandarizar un
procedimiento de extracción previo a la hidrólisis ácida y posterior obtención de pectina.
Los resultados muestran una tendencia de temperaturas de trabajo bajas, así como
rendimientos de extracción entre el 1-10%, con una concentración mayor en el rango de 1-
4% de rendimiento. Por otro lado, los tiempos de extracción son bajos y sobresale un rango
de 30-60 minutos en las extracciones realizadas. Las condiciones particulares de los
ultrasonidos, el tipo de solvente a utilizar y la proporción en que se utilizan muestran una
mayor dispersión por lo que se hace más complejo definir un proceso que funcione a nivel
general.
Debido a lo anterior, la implementación de un pretratamiento con ultrasonidos permite tener
un proceso más rentable y eficiente. Esta tecnología beneficia indirectamente la posterior
extracción de la pectina puesto que altera la estructura de la matriz del residuo para que los
compuestos de interés sean más asequibles y, por consiguiente, favorece la ruptura necesaria
de enlaces en la hidrólisis. Con base en lo anterior, se recomienda realizar una extracción de
compuestos fenólicos asistida por ultrasonidos previo al proceso de hidrólisis, donde el
solvente utilizado sea mezcla de un solvente orgánico con agua y, los rangos de operación
sean de 30-45°C para temperatura y 15-30 minutos de sonicación. Ahora bien, dado que el
objetivo es la obtención final de pectina, el residuo se somete a un proceso de degradación
y rompimiento de enlaces de la pared celular conocido como hidrólisis.
4.2. Hidrólisis Ácida
El proceso de hidrólisis es el paso más importante en la extracción de pectina, debido a que
de este depende la cantidad de pectina que se va a recuperar y las características moleculares
de la misma. En general los tiempos de tratamiento son cortos pero las variables de operación
(pH, tipo de ácido, temperatura, y proporción de solvente) influyen significativamente en el
rendimiento de la extracción. La extracción de pectina se realiza comercialmente mediante
tratamiento con ácido diluido a un pH de 2 y en un tiempo de 2-4 horas (John et al., 2017);
adicionalmente, los tratamientos son mejores cuando se utilizan ácidos diluidos en vez de
concentrados debido a los costos de recuperación del ácido y los peligros de manejar un
ácido concentrado. Laaman (2014) discutió algunos métodos de extracción enfocado en la
hidrólisis de pectina a partir de cítricos, la fuente más importante de pectina, y afirma que se
debe realizar bajo las siguientes condiciones: usar un ácido débil (cítrico o málico), trabajar
a una temperatura cercana a los 100°C, y durante un periodo cercano a los 120 minutos.
En el estudio realizado por Oberoi et al. (2010) para la obtención de azúcares de la cáscara
de naranja se realizó un proceso de hidrólisis de dos etapas con ácido sulfúrico diluido. Para
ambas etapas se mantuvo una temperatura de 121°C, un tiempo de 15 minutos para la
primera hidrólisis y 30 minutos para la segunda, y disoluciones de ácido en concentraciones
en intervalos de 0.25% hasta 1% en peso/volumen. Los resultados de este estudio entregan
una mejor extracción bajo una concentración de ácido sulfúrico del 0.5% para la primera
hidrólisis mientras que una concentración de 0.75% del ácido da mejores resultados para la
segunda etapa. Lo anterior muestra que el proceso de hidrólisis ácida debe realizarse bajo
concentraciones bajas de ácido, en especial si es un ácido fuerte debido a que degrada el
residuo con mayor facilidad. En el 2013, Prakash Maran et al. realizaron la extracción, y
posterior optimización mediante un método de superficie de respuesta, de pectina a partir de
la cáscara de naranja mediante hidrólisis con ácido sulfúrico asistida por microondas. Para
esto se utilizaron soluciones de ácido con pH (1, 1.5 y 2) en proporciones de 10, 20 y 30 ml
por gramo de muestra, que fueron sometidos a tratamientos de 3 potencias de microondas
(160, 320, 480 W) en tiempos de 1-3 min. Los resultados experimentales muestran un
rendimiento de pectina entre 7.42 y 18.59% donde el mayor rendimiento se alcanza con 320
W de potencia, 2 minutos de tratamiento, pH 1.5 y proporción de solvente de 20:1. La
optimización de la extracción muestra que el mejor escenario experimental es cercano al
punto óptimo, el cual corresponde a 422W, pH 1.4, proporción 16.9:1 de solvente, y 169
segundos de tratamiento, con un rendimiento de 19.24%. Este estudio muestra que el tiempo
de hidrólisis puede compensarse con el uso de microondas sin comprometer el rendimiento
de la extracción. Fakayode & Abobi (2018) realizaron un estudio de superficie de respuesta
para hallar las condiciones de hidrólisis que entregan el mejor rendimiento de pectina a partir
de residuos de naranja. Para esto evaluaron el pH (1.5-3.0) de la solución de ácido
clorhídrico, la temperatura (80-100°C) y el tiempo (60-120 min) de extracción en 5 niveles.
Los tratamientos realizados dan un rango de rendimiento de pectina entre 12.93-29.05%
donde las mejores condiciones son 95°C, 105 minutos, y pH de 1.5. En este caso se evidencia
que con ácido clorhídrico se puede lograr un mayor rendimiento en comparación con el ácido
sulfúrico para el residuo de naranja, así como la necesidad de trabajar a un pH bajo. Senit et
al. (2019) practicaron la hidrólisis ácida con ácido clorhídrico en la cáscara de naranja en
condiciones de pH 1.2-1.7, temperatura 60-80°C, tiempo 40-60 minutos y agitación de 300-
500 rpm. Bajo estas condiciones se alcanzó un rendimiento de pectina en un rango de 9.4-
20.26% con un rendimiento estimado de 20.02%. Kute et al. (2020) compararon las
extracciones con ácido convencional y asistida por microondas. Para ello se utilizó una
solución de ácido cítrico con pH de 1.5 en una proporción de 20 ml por gramo de muestra.
Las condiciones de operación fueron de 80°C y 10 minutos para la extracción convencional,
y 500 W y 90 segundos para la extracción asistida por microondas. Los resultados de este
estudio muestran que con microondas se alcanza un rendimiento de pectina de 15.79% con
un grado de esterificación del 42.85%, mientras que en la extracción convencional se alcanza
un rendimiento del 8.78% y grado de esterificación de 35.48%. En este caso la operación es
mucho más eficiente con el microondas y el rendimiento se duplica. Con base en lo anterior,
la hidrólisis en el residuo de naranja presenta mejores resultados cuando el pH es cercano a
1.5 y para temperaturas entre los 80 y 120 °C, y destaca el uso de proporciones
solución:muestra alrededor de 20:1 en volumen a peso. De igual forma, se utilizaron tanto
ácidos débiles como fuertes, donde el ácido clorhídrico tiene mejores rendimientos; sin
embargo, el uso de un ácido débil como el cítrico podría alcanzar rendimientos iguales o
mayores de pectina, junto con una calidad mayor de la misma.
Kumar & Chauhan (2010) realizaron la extracción de pectina mediante hidrólisis ácida en
dos variedades de manzana utilizando ácido clorhídrico y cítrico en condiciones de pH 2.5,
relación solvente-soluto de 50:1, y temperatura de extracción de 97°C, durante 30 minutos.
Aunque el rendimiento de pectina es similar para todos los tratamientos (14.55-18.79%), la
calidad de las pectinas es mejor para los tratamientos con ácido cítrico, lo cual implica una
degradación de la pectina bajo el tratamiento con ácido clorhídrico. Las pectinas extraídas
con ácido cítrico tuvieron un grado de esterificación (50.14 y 52.51) mayor y menos variable
en comparación a las obtenidas con ácido clorhídrico (22.15 y 45.98). De acuerdo a esto, los
tratamientos con ácidos fuertes tienden a afectar la calidad de la pectina, de forma que los
ácidos débiles, como el ácido cítrico, tienen mayor predilección para los procesos de
hidrólisis ácida orientados a la recuperación de pectina. Asimismo, Luo & Xu (2020)
realizaron el tratamiento de orujo de manzana con ácido acético en solución con pH de 2.4
a 100°C por 110 minutos bajo una proporción de 25 ml por gramo de muestra. Bajo estas
condiciones, los autores encontraron un rendimiento de pectina del 19.14% con un contenido
de ácido galacturónico de 73.61%. Los ácidos débiles, cítrico y acético, entregan mejores
resultados en términos de rendimiento y calidad de pectina del residuo de manzana, con
respecto al ácido clorhídrico, bajo condiciones similares de pH, temperatura y tiempo. En el
caso del ácido acético se tuvo un tiempo más prolongado, pero se utiliza la mitad de la
cantidad de solución ácida. Esto último muestra que no es necesario utilizar cantidades muy
grandes de solución ácida y que esto se puede compensar con un tiempo mayor de
tratamiento.
Liew et al. (2014) investigaron el efecto del pH y tiempo de hidrólisis en la calidad y
composición de pectina extraída de maracuyá usando ácido cítrico. Para esto se tomaron 10
g de muestra y se trataron con 250 ml de agua cuyo pH fue ajustado a 2.0, 3.3 y 4.5 con
ácido cítrico. La hidrólisis se llevó a cabo en tiempos de 30, 75 y 120 minutos a 70°C. Los
resultados del estudio muestran que el grado de esterificación disminuye conforme aumenta
el tiempo mientras que el rendimiento disminuyes después de 75 minutos de tratamiento.
Asimismo, al utilizar un pH más bajo el rendimiento es mayor y el grado de esterificación
es alto, de forma que las mejores condiciones de extracción fueron pH de 2.0 a 75 min donde
se logra un rendimiento de 14.60% y un grado de esterificación de 54.78%. Dos años más
tarde, S. Q. Liew et al. (2016),realizaron un estudio de la extracción de pectina con ácido
cítrico en concentraciones de 0.05, 0.14 y 0.21 % p/p, tiempos de 30, 75 y 120 min, y
temperatura de 35, 60 y 85 °C. El mejor rendimiento encontrado para pectina en estas
condiciones fue de 7.71%, con un grado de esterificación de 60.38%, en condiciones de
0.14% de ácido en solución, 60°C y 120 min de tratamiento. El primer estudio tuvo mejores
resultados, con un rendimiento que duplica al segundo; sin embargo, el tiempo de
tratamiento y pH son menores mientras que la temperatura es más alta. Asimismo, la
concentración de ácido cítrico (0.14%) en el segundo estudio es baja, de forma que no se
espera un rendimiento alto de pectina. de Oliveira et al. (2016) investigaron el efecto de
asistir la hidrólisis ácida con altas presiones hidrostáticas (HPE) en comparación con la
hidrólisis por calentamiento convencional, a partir del residuo de maracuyá. Ambos
procedimientos se realizaron con soluciones de ácido nítrico de pH 2.0 y en una proporción
de 30:1 en peso. La extracción asistida por HPE se hizo a temperatura de cuarto, 500 MPa y
en tiempos de 5-40 minutos, mientras que la convencional se hizo a una temperatura de 100
°C y tiempos de 17-67 minutos. Los resultados del estudio muestran que la extracción
asistida por HPE tiene condiciones óptimas de 50°C, 300 MPa y 20 minutos de tratamiento,
donde se alcanza un rendimiento de 6.39±0.19%, mientras que la extracción convencional
alcanza un rendimiento de 8.97% para un tiempo de 57 minutos. De acuerdo a esto, la
extracción mediante HPE no resulta conveniente puesto que disminuye el rendimiento de la
extracción. Sin embargo, al utilizar las altas presiones como etapa previa a la extracción
convencional se puede alcanzar un rendimiento de 14.34% de pectina, la cual tiene un
contenido de ácido galacturónico de 65.96% y un grado de esterificación de 64.66% (de
Oliveira et al., 2016). En otro estudio del mismo año, Silva et al. (2017) practicaron hidrólisis
con ácido cítrico en el residuo de maracuyá a 95°C durante una hora. Para esto se utilizó una
solución de ácido al 5% en peso y en una relación de 200 ml de dicha solución por cada 4 g
de muestra. De acuerdo al procedimiento llevado en este estudio, y los resultados del estudio
anterior, las condiciones de operación son cercanas por lo que se esperaría un rendimiento
sobre el 8-10% pero no se puede estimar las características de la pectina extraída.
Posteriormente, en el 2018, dos Reis et al. realizaron un estudio en tres variedades de
‘passion fruit’: granadilla, gulupa y maracuyá, donde caracterizaron la pectina extraída de
estas tres fuentes. La extracción se realizó con una solución de ácido tartárico con un pH de
2, asistido con microondas, durante 3 minutos. De acuerdo a la caracterización, la granadilla,
gulupa y maracuyá tienen rendimientos de pectina de 21.55±0.55%, 32.85±1.20% y
37.67±0.97% respectivamente. Este estudio muestra los rendimientos más altos que se
podrían alcanzar para los frutos en cuestión mientras que los demás estudios enfocados en
maracuyá no muestran rendimientos mayores al 20%. Se muestra asimismo una tendencia
hacia los ácidos débiles (cítrico nítrico y tartárico) en soluciones cuyo pH se encuentra cerca
a 2, así como temperaturas entre 60 y 100 °C.
Thirugnanasambandham & Sivakumar (2015) estudiaron la extracción de pectina a partir
del bagazo de lima teniendo en cuenta los factores de pH (1-2), tiempo (200-800 s),
temperatura (30-50°C), masa de muestra (2-6 g) y potencia de microondas (100-500 W),
utilizando ácido cítrico, y realizaron la optimización de la extracción mediante un diseño
experimental y análisis de superficie de respuesta. El diseño experimental mostró que todos
los factores son significativos en la extracción de pectina y que las condiciones óptimas son
30°C, pH 1, 6g de muestra, 400W, y 500s, donde se logra un rendimiento de 7.8%. Este
rendimiento del 8% es bajo con respecto a los reencontrados en los estudios previos, sin
embargo, el residuo utilizado, así como la potencia del equipo y el tiempo de tratamiento
pueden influir para que se de ese resultado. Mathias et al. (2019) realizaron un diseño
experimental compuesto donde evaluaron 3 factores de hidrólisis ácida sobre el residuo de
lima en 5 niveles enfocado a la separación de azúcares, los cuales se busca separar para tener
una mejor pectina. Los factores evaluados fueron la carga de muestra (0.5-5%),
concentración de ácido (0.5-2.5%) y tiempo (15-75 min) a una temperatura constante de
121°C. Las condiciones óptimas para la separación de azúcares fueron una carga de muestra
de 3.87%, concentración de ácido del 1% y 48.4 minutos de tratamiento, que resultan en una
concentración de azúcares reductores de 13.65±0.35g/L donde destaca la ausencia de ácido
galacturónico, principal componente de la pectina. Mediante este proceso de extracción se
logra una buena separación de azúcares en la hidrólisis, de forma que se podría tomar el
extracto con bajo contenido en azúcares para la precipitación de pectina. Kyriakou et al.
(2020) hicieron un estudio acerca del aprovechamiento del residuo de lima en el cual
extrajeron pectina mediante hidrólisis con ácido sulfúrico en una concentración del 0.5% en
volumen, en una proporción de solvente de 20:1 respecto a la muestra, temperatura de 116°C
y 10 minutos de tratamiento. Este procedimiento entregó un contenido de pectina de 30.5%
en el extracto, aunque el rendimiento no superó el 23.3%. Estos estudios muestran tendencia
hacia una proporción cercana a los 20 ml de solución ácida por cada gramo de muestra, en
conjunto con tiempos menores a una hora. Aunque el rendimiento alcanzado con el ácido
cítrico es bajo, el hecho de trabajar con un pH de 1 puede contribuir a dicho rendimiento. Es
por esto que no se recomienda utilizar el ácido en concentraciones muy bajas, donde el pH
se mantenga alto, o en proporciones donde se alcance un pH cercano a 1.
En un estudio del 2013 se realizó la extracción secuencial utilizando la corteza de calabaza
con dos etapas de hidrólisis con ácido clorhídrico diluido a pH de 2.5, temperatura de 60°C
y 30 minutos de tratamiento. De acuerdo a los autores, los extractos obtenidos tienen un
contenido de azúcares neutros característicos de las ramificaciones de rhamnogalacturano-I
(rhamnosa, arabinosa y galactosa) y otros como la xilosa, glucosa y manosa que indican un
contenido de hemicelulosa (Košťálova et al., 2013). Esto significa que los extractos
obtenidos de la corteza de calabaza tienen potencial para la posterior obtención de pectina.
Asimismo, el contenido de ácidos uránicos, calculado en equivalentes de ácido
galacturónico, está en un rango de 39.5-75.3%, indicando que se podrían obtener
polisacáridos pécticos con un contenido medio en ácido galacturónico, aunque los
rendimientos sean bajos. Begum et al. (2014) realizaron la comparación entre ácido sulfúrico
(80°C, pH 2.5 y 60 min), hexametafosfato de sodio con ácido oxálico (85°C, pH 4.6 y 60
min), y oxalato de amonio con ácido clorhídrico (80°C, pH 2.2 y 60 min) para determinar el
solvente que mejor calidad de pectina entregaba a partir del residuo de yaca. Bajo estos
tratamientos se obtuvo un rendimiento de 8.94-15.14%, donde el mejor tratamiento fue la
solución de hexametafosfato de sodio con HCl, mientras que el tratamiento con ácido
sulfúrico tuvo el menor rendimiento. Dado que el ácido clorhídrico y sulfúrico son agentes
fuertes, es posible que durante el proceso haya una degradación de la pectina y por ende su
bajo rendimiento. Aunque el tratamiento con ácido oxálico maneja un pH menos ácido, el
rendimiento no muestra gran diferencia con respecto al ácido clorhídrico, por lo que se
esperaría que a un pH más bajo la extracción tenga un mejor rendimiento que las realizadas
con ácidos fuertes. A. A. Khan et al. (2014) realizaron la extracción de pectina a partir de la
cáscara de pomelo utilizando ácido clorhídrico y las condiciones de operación que mostraron
un mayor rendimiento de pectina fueron pH de 1.5 y temperatura de 120°C para 30 minutos
de tratamiento. Los resultados reportan un rendimiento de 22.55% que concuerda con
estudios previos, un contenido de grupos metoxilo de 11.06% y peso equivalente de 1000.5
kDa. Estos estudios muestran tratamientos donde la temperatura no supera los 90°C a
excepción del último caso, donde la temperatura es de 120°C y el tiempo se reduce a la
mitad. Asimismo, se refuerza la tendencia de trabajar a un pH bajo, alrededor de 2, para
lograr buenos resultados en una mayor variedad de frutos. Mahawar et al. (2020)
investigaron el aprovechamiento de la mandarina, donde se mencionan dos procesos de
hidrólisis realizados en 2013 y 2019. En el primero de estos se obtuvo un rendimiento de
16.1% para la cáscara y 6.2% en la pulpa bajo un tratamiento con ácido nítrico a 60°C, pH
1.75 y 70 minutos de extracción, mientras que el segundo mostró un rendimiento de 27.58%
y grado de esterificación de 64.68% para una hidrólisis asistida por ultrasonidos con
condiciones óptimas de 476.58W, pH 1.05, y 2.59 minutos de extracción. El pomelo y la
mandarina son frutos muy similares, lo cual se evidencia en los rendimientos alcanzados y
los tratamientos no son muy diferentes. En ambos casos se maneja un pH sobre 1.5 y las
temperaturas están por encima de los 80°C.
Muthukumaran et al. (2017) extrajeron pectina de la cascara de melón mediante hidrólisis
con ácido cítrico y realizaron un análisis de superficie de respuesta para encontrar las
condiciones de pH (1-2), temperatura (70-90°C) y tiempo (30-60 min), que maximizan el
rendimiento de la extracción. El análisis de superficie mostró que se logra un rendimiento
entre 2.1-3.8% y hay dos tratamientos que permiten llegar a este máximo: 80°C, pH 2 y 30
minutos, y 70°C, pH 1 y 45 minutos. El melón no parece ser una buena fuente de pectina;
sin embargo, las condiciones de hidrólisis son similares a las empleadas por gran parte de
los estudios. Al evaluar los efectos de los factores en conjunto, se encuentra que el tiempo y
la temperatura son más efectivos a niveles bajos mientras que el pH es mejor a niveles más
ácidos pero las interacciones entre factores llevan a que el mejor rendimiento esté en niveles
medios. La extracción experimental fue llevada a cabo a 80°C, pH 1.5 y tiempo de una hora.
Bajo estas condiciones se obtuvo una pectina con un grado de metoxilación de 61.38% y un
rendimiento esperado de 3.2% de acuerdo al análisis de superficie de respuesta. Por otra
parte, Sundarraj et al. (2018) realizaron la extracción, y posterior optimización, de las
condiciones de operación en la hidrólisis a partir de la jaca de la india. Las condiciones
evaluadas en este estudio fueron la temperatura (50, 75, 90°C) y el tiempo (30, 45, 60 min),
utilizando ácido clorhídrico, cítrico, nítrico, oxálico y tartárico. Bajo estas condiciones se
tuvo un rendimiento de pectina de 15.8-39.05%, donde el ácido oxálico tuvo el mejor
rendimiento a 90°C y 60 minutos. La optimización se realizó con base en este ácido y se
obtuvo un rendimiento predicho de 38.42% para una temperatura y tiempo óptimos de 90°C
y 60 min, que se puede escalar a un rendimiento del 38% para una carga de 10 kg de residuo
de jaca. Las condiciones de hidrólisis en melón y jaca son similares; sin embargo, los
rendimientos son muy distintos, siendo la jaca una fuente potencial de pectina, y destacando
nuevamente el desempeño de los ácidos débiles. Guo et al. (2019) realizaron la extracción
de pectina a partir del residuo de la producción de vino y del fruto del espino en condiciones
de 90°C, pH 2, proporción de solvente 20:1, y 120 minutos de tratamiento. Bajo estas
condiciones se obtuvo una pectina con un grado de esterificación del 70% tras un
rendimiento del 20%. Estas fuentes de pectina no son tan conocidas, de forma que no hay
una referencia de rendimiento, pero bajo estas condiciones de proceso los resultados son
favorables.
Mugwagwa & Chimphango (2019) extrajeron pectina a partir de la cáscara de mango con
una solución de oxalato de amonio/ácido oxálico al 0.25% en una proporción de 40:1 a 85°C
durante una hora. Bajo este tratamiento se obtuvo un rendimiento de pectina de 124.2-228.7
mg/g con una pureza de 85.13% con base en el contenido de ácido urónico, y grado de
esterificación del 70%. Asimismo, Chaiwarit et al. (2020) realizaron la extracción y
caracterización de pectina a partir del residuo de mango con una solución de ácido
clorhídrico a pH 1.5, apoyada por ultrasonidos a una frecuencia de 2450 MHz, potencia de
500W y durante 20 minutos. Bajo estas condiciones de extracción se alcanza un rendimiento
de 10.33±1.24% de pectina con un contenido en ácido galacturónico y grado de
esterificación de 67.95±2.18% y 76.47±1.47% respectivamente. El mango, como se
mencionó previamente, es uno de los frutos con mayor aplicación en la extracción de pectina
y ambos métodos, de acuerdo a los factores evaluados, entregan buenos rendimientos de
pectina. El ácido oxálico entrega un proceso más eficiente que el ácido clorhídrico, sin apoyo
de tecnologías como los ultrasonidos, y emplea condiciones de operación congruentes con
estudios realizados para otras fuentes de pectina.
Zaid et al. (2019) extrajeron pectina a partir de la cáscara de pitaya utilizando soluciones de
ácido cítrico a pH 1-5 en proporciones de 5-25 ml/g de muestra en tiempos de 30-240 min y
temperatura entre 30 y 80 °C. Debido a que el proceso se asistió con ultrasonidos, las
condiciones de trabajo del equipo fueron 80W de potencia, 132 kHz de frecuencia y
velocidad de agitación de 50-350 rpm. Las mejores condiciones de extracción fueron una
agitación de 250 rpm, temperatura de 70°C, 120 min de tratamiento, pH 2 y una proporción
de solvente de 10:1, lo cual resultó en un rendimiento de 28.2% y grado de esterificación de
57%. Cai et al. (2020) realizaron la extracción y caracterización de pectina con ácido cítrico
a partir del residuo de Akebia a 85°C durante 120 minutos con una proporción de solvente
de 30:1 en volumen a peso. Bajo estas condiciones se obtuvo una pectina con un contenido
de 76.68% en ácido galacturónico, peso molecular de 29.89kDa, y grado de esterificación
de 37.6%. Algunos subproductos de frutas están en proceso de ser reconocidas; sin embargo,
son buenas fuentes de pectina que, en tratamientos a temperaturas medias y tiempos
relativamente cortos tienen buenos rendimientos de pectina. Asimismo, se extiende el uso
de ácidos débiles, en especial el cítrico, para la hidrólisis ácida y en una variedad mayor de
residuos de fruta.
Çavdaroğlu et al. (2020) realizaron hidrólisis con ácido cítrico en dos etapas para la
recuperación de pectina a partir de higos. En ambos casos se probaron concentraciones de
1%, 3% y 6% (peso/volumen), a una temperatura de 95°C y tiempos de tratamiento de 1 y 3
horas para la primera extracción, y 30 minutos para la segunda. La primera extracción se
realizó en una proporción de 3 mililitros de solución ácida por cada gramo de material
mientras que la segunda se hizo manteniendo una proporción 1:1. Bajo dichas condiciones
de operación, el mayor rendimiento se alcanza con una concentración del 3% de ácido y una
hora de operación. El rendimiento logrado es de 8.21%, con un contenido en ácido
galacturónico de 20.16% y un grado de esterificación del 67.08%. Aunque los higos parecen
ser una fuente poco efectiva de pectina debido a su bajo rendimiento y contenido en ácido
galacturónico, destaca el hecho de que sea una pectina con alto grado de esterificación.
Asimismo, las condiciones de operación son similares a gran parte de los estudios
presentados. Picot-Allain et al. (2020) investigaron la extracción de pectina a partir de frutos
tropicales, en la cual abordaron la hidrólisis ácida convencional junto con tratamientos
asistidos por ultrasonidos y microondas. La extracción convencional se realiza en medio
acuoso con pH de 1.5-3, temperaturas de 75-100 °C y tiempos de 1-3 horas; sin embargo, al
complementar el tratamiento con ultrasonidos (100-1000 W/cm2, 20-100 kHz) o microondas
(400-900 W), los tiempos de extracción y las temperaturas de trabajo pueden reducirse
considerablemente (Picot-Allain et al., 2020). A continuación, se muestran algunos de los
resultados del estudio donde se aplican las tecnologías enunciadas.
Tabla 11. Condiciones de operación para hidrólisis convencional (CO), con ultrasonidosa y microondasb. Modificado: (Picot-Allain et al., 2020)
Fuente Condición
específica
Temperatura
(°C)
Tiempo
(min) Ácido pH
Rendimiento
(%)
AG
(%)
GE
(%)
Mango CO
85 30
Nítrico 2 5.4 80.71 67
497.4 Wa 10 8.1 76 61
Granada
CO 86 80 Nítrico 1.7 8.5 62 75
CO 88 120 Cítrico 2.5 11.34 80.95 53.09
20 kHza 62 29 - 1.3 23.8 - -
Maracuyá 644 Wa 85 10 Nítrico 2 12.6 66.65 60.36
628 Wb - 9 Tartárico 2 30.3 58.5 50
Sandia CO - 60 Nítrico - 19.3 74.2 63
477 Wb - 2 Clorhídrico 1.52 25.79 - -
En la Tabla 11 se evidencia que los tratamientos de hidrólisis asistida por ultrasonidos o
microondas tienen tiempos considerablemente menores con respecto a la tradicional, al igual
que un mayor rendimiento de pectina. Asimismo, en algunos casos se obtiene pectina con
un contenido menor al 65% de ácido galacturónico (AG) que no la hace apta para su
comercialización, por lo que es preciso considerar variables como la fuente y su estado de
maduración, que determinan el contenido y las características de la pectina que se puede
extraer (Picot-Allain et al., 2020). En un estudio del 2017, Petkowicz et al. investigaron la
diferencia entre realizar la extracción de pectina a partir de la cáscara de sandía fresca (SF)
y liofilizada (SL). Para esto se utilizó ácido nítrico en una proporción de 25:1 volumen a
peso. Este procedimiento permitió un rendimiento de 19.3±0.70% y 14.2±0.25% para SF y
SL respectivamente. Respecto al contenido de ácido galacturónico y grado de esterificación,
la pectina de SF obtuvo 74.2±0.6% y 63.0±0.05% mientras que la de SL tuvo 68.7±0.9% y
61.5±0.13. De acuerdo a esto, es preferible realizar la extracción a partir de la cáscara de
sandía fresca, y se evidencia que la liofilización no tiene un efecto significativo en el
rendimiento y calidad de la pectina.
Dangi & Yadav (2020) evaluaron los efectos de realizar hidrólisis en pectina con una
solución de ácido clorhídrico al 1% a 70°C en tiempos de 30 y 60 minutos. De acuerdo al
estudio, la hidrólisis ácida reduce la viscosidad intrínseca de la pectina debido a la ruptura
de los enlaces glucosídicos, al igual que el peso molecular de esta, el cual dependerá del
tiempo de tratamiento. La pectina inicial tuvo un peso molecular de 858 kDa y presentó una
reducción significativa con resultados de 174kDa y 54 kDa para los tratamientos de 30 y 60
minutos respectivamente. Debido a lo anterior, no se recomiendan tiempos de hidrólisis
amplios, ya que se vería afectada la calidad de la pectina, pero también es importante
identificar empíricamente hasta qué punto se puede maximizar el rendimiento sin
comprometer la calidad de la pectina. Los productos obtenidos tras la hidrólisis realizada
presentan una menor absorción de agua mientras que su solubilidad y capacidad de absorción
de aceites aumentan, mostrando la posible manipulación de la pectina para ajustarla a
diversas aplicaciones (Dangi & Yadav, 2020). Hidrolizar la pectina reduce
significativamente su estructura y provoca cambios en sus propiedades, por lo que sería útil
en caso de buscar una pectina con propiedades más específicas. Sin embargo, se debe tener
en cuenta que el rendimiento va a ser menor, se corre el riesgo de degradar la pectina más
de lo necesario, y los costos de operación aumentan.
El proceso de hidrólisis, en efecto, tiene mayor variabilidad en sus parámetros de operación,
y el contenido de pectina que tiene cada fuente de residuo influye en que tan eficiente puede
llegar a ser el tratamiento. De acuerdo a los estudios discutidos en esta sección, es posible
identificar comportamientos similares en algunos grupos de frutos como los cítricos, cuyos
rendimientos en pectina están sobre el 20%, así como casos en los que es evidente que la
producción de pectina no es rentable y/o eficiente (p.e. higos). Hay una tendencia por el uso
de ácidos débiles dado que no son altamente invasivos y degradan en menor proporción la
pectina que se obtiene, así como los tratamientos a pH bajo, tiempos de 60-120 minutos, y
temperaturas de 80-100 °C. Adicionalmente, los ácidos débiles representan un menor riesgo
debido a su manipulación, haciendo que la extracción con estos sea más segura. La
extracción de pectina tiene una mayor aplicación en frutos cítricos o tropicales como naranja,
limón, maracuyá, mango, entre otros, en los que resalta la utilización de ácido cítrico y
nítrico para hidrolizar los residuos. Los ácidos fuertes como el clorhídrico y sulfúrico son
utilizados en buena proporción, pero no se recomiendan para la extracción de pectina dado
que pueden degradarla, logrando el rompimiento de sus ramificaciones, por lo que se
comprometería la calidad y composición de la pectina. Los ácidos fuertes se pueden usar
tanto como los débiles con la diferencia de que deben estar en concentraciones bajas. Si se
trabaja con una concentración menor o igual a 0.25% de ácido, la separación de los azúcares
contenidos en la hemicelulosa no será efectiva, haciendo evidente la fuerte interacción que
se da entre esta y la pectina (Oberoi et al., 2010). Esto implicará un mayor consumo de
solvente en la precipitación de la pectina puesto o que esta no tenga la apariencia deseada al
final del proceso.
Tabla 12. Condiciones de operación en la hidrólisis ácida, rendimiento, contenido de ácido galacturónico (AG) y grado de esterificación (GE) de la pectina extraída en diferentes residuos de fruta.
Fuente Ácido pH
Proporción
solvente:muestra*
(volumen/peso)
Temperatura
(°C)
Tiempo
(min)
Rendimiento
(%) AG (%) GE (%) Referencia
Cáscara de
Naranja Sulfúrico NE NE 121 45 NE NE NE (Oberoi et al., 2010)
Piel de Manzana Clorhídrico
2.5 50:1 97 30 14.55-16.75 NE 50.14-52.51 (Kumar & Chauhan,
2010) Cítrico 16.65-18.79 NE 22.15-45.98
Corteza de
calabaza NE 2.5 NE 60 30 NE 39.5-75.3 NE (Košťálova et al., 2013)
Cáscara de
Naranja Sulfúrico (US) 1.4 17:1 NE 2 18.59 NE NE
(Prakash Maran et al.,
2013)
Cáscara de Yaca
NE 2.5
NE
80 60 8.94 NE NE
(Begum et al., 2014) Oxálico 4.6 85 60 12.07 NE NE
Clorhídrico 2.2 80 60 15.14 NE NE
Cáscara de
maracuyá Cítrico 2.0 25:1 70 75 14.60 NE 54.78
(Shan Qin Liew et al.,
2014)
Cáscara de lima Cítrico (MO) 1.0 100:6 NE 5 7.80 NE NE (Thirugnanasambandham
& Sivakumar, 2015)
Piel de Sandía Nítrico NE 25:1 NE - 14.2-19.3 68.7-74.2 61.5-63 (Petkowicz et al., 2017)
Cáscara de
Maracuyá Cítrico 2 50:1 95 60 NE NE NE (Silva et al., 2017)
Cáscara de
maracuyá (AP) Nítrico 2 30:1
50 20 6.39 NE NE
(de Oliveira et al., 2016) Cáscara de
maracuyá 100 57 8.97 NE NE
Cáscara de
Melón Cítrico 1.5 NE 80 60 3.2 NE 61.38
(Muthukumaran et al.,
2017)
Piel de Jaca de la
india Oxálico NE 10:1 90 60 38.42-39.05 NE NE (Sundarraj et al., 2018)
Cáscara
granadilla
Tartárico (MO) 2 NE NE 3
21.55 NE NE
(dos Reis et al., 2018) Cáscara gulupa 32.85 NE NE
Cáscara de
Maracuyá 37.67 NE NE
Continuación Tabla 12.
Fuente Ácido pH
Proporción
solvente:muestra*
(volumen/peso)
Temperatura
(°C)
Tiempo
(min)
Rendimiento
(%) AG (%) GE (%) Referencia
Cáscara de
naranja Clorhídrico 1.5 NE 95 105 29.05 NE NE
(Fakayode & Abobi,
2018)
Corteza de
espino NE 2 20:1 90 120 20 NE 70 (Guo et al., 2019)
Cáscara de
lima NE NE 25:1 121 48.4 NE NE NE (Mathias et al., 2019)
Cáscara de
pitaya Cítrico (US) 2 10:1 70 120 28.2 NE 57 (Zaid et al., 2019)
Cáscara de
mango
Clorhídrico
(US) 1.5 NE NE 20 10.33 67.95 76.47 (Chaiwarit et al., 2020)
Cáscara de
naranja
Cítrico 1.5 20:1
80 10 8.78 NE 35.48 (Kute et al., 2020)
Cítrico (US) NE 1.5 15.79 NE 42.85
Cáscara de
lima Sulfúrico NE 20:1 116 10 23.3 NE NE (Kyriakou et al., 2020)
Cáscara de
mandarina
Nítrico 1.75 NE 60 70 22.3 NE NE (Mahawar et al., 2020)
Nítrico (US) 1.05 NE NE 2.59 27.58 NE 64.68
Residuo de
higos Cítrico NE 3:1 95 90 8.21 20.16 67.08 (Çavdaroğlu et al., 2020)
Cáscara de
mango Nítrico 2 NE 85 30 5.4 80.71 67
(Picot-Allain et al., 2020)
Cáscara de
maracuyá
Nítrico y
Tartárico 2 NE 85 10 12.6-30.3 66.65-58.5 60.36-50
Cáscara de
granada
Nítrico y
Cítrico 1.7-2.5 NE 86 - 88 80-120 8.5-11.34 62-80.95 53.09-75
Piel de
Sandía Nítrico NE NE NE 60 19.3 74.2 63
Orujo de
Manzana Acético 2.4 25:1 100 110 19.14 73.61 NE (Luo & Xu, 2020)
Residuo de
Akebia Cítrico NE 30:1 85 120 NE 76.68 37.6 (Cai et al., 2020)
Abreviaciones: Altas presiones (AP), ultrasonidos (US), microondas (MO), no especificado (NE) *Las relaciones volumen a peso son dadas en ml:g
4.3. Recuperación de Pectina
Finalmente, tras el proceso de hidrólisis se obtienen dos fracciones correspondientes a las
dos divisiones de las fibras. La fibra soluble que contiene pectina y parte de hemicelulosa
(Banerjee et al., 2018), debe tratarse de alguna forma para recuperar la pectina. Dado que la
pectina no es afín a los alcoholes y solventes orgánicos, se presenta el momento justo de
emplearlos. El proceso de precipitación de la pectina consiste en sumergir la fibra soluble
en el solvente orgánico y dejarlo un tiempo prudente para que esta se precipite. En la
siguiente tabla se muestran las técnicas utilizadas para la precipitación de la pectina.
Tabla 13. Métodos de precipitación de pectina utilizando solvente.
Residuo Solvente Proporción* Temperatura
(°C) Tiempo (h) Referencia
Piel de manzana Alcohol-Jugo 2.0:1.0 NE 1 (Kumar & Chauhan, 2010)
Cáscara de naranja Etanol (95%) 1.0:1.0 NE NE (Prakash Maran et al.,
2013)
Residuo de Yaca Etanol (95%) 1.0:1.0 NE 1 (Begum et al., 2014)
Cáscara de maracuyá
Etanol (95%) 2:1 25 24 (Shan Qin Liew et al.,
2014)
Cáscara de Pomelo Propanol
Etanol NE NE NE (A. A. Khan et al., 2014)
Bagazo de lima Etanol 2:1 NE 1 (Thirugnanasambandham &
Sivakumar, 2015)
Cáscara de maracuyá
Etanol (95%) 2:1 25 24 (S. Q. Liew et al., 2016)
Cáscara de maracuyá
Etanol (95%) 2:1 4 0.5 (de Oliveira et al., 2016)
Piel de Sandía Etanol 2:1 4 16 (Petkowicz et al., 2017)
Cáscara de maracuyá
Etanol (93%) 2:1 4 1 (Silva et al., 2017)
Cáscara de melón Etanol 1:1 4 3 (Muthukumaran et al.,
2017)
Jaca de la india Etanol (95%) 2:1 25 NE (Sundarraj et al., 2018)
Granadilla, gulupa y maracuyá
Etanol 2:1 NE 0.5 (dos Reis et al., 2018)
Cáscara de naranja Etanol (95%) 1:1 NE 1.0-2.0 (Fakayode & Abobi, 2018)
Cáscara de granada Etanol 1:1 4 NE (Talekar et al., 2018)
Corteza de espino Etanol 2:1 4 15 (Guo et al., 2019)
Cáscara de mango Etanol (95%) 2:1 25 NE (Mugwagwa &
Chimphango, 2019)
Cáscara de naranja Etanol (96%) 2:1 4 18 (Senit et al., 2019)
Cáscara de mango Etanol (95%) NE 30 NE (Chaiwarit et al., 2020)
Cáscara de naranja Etanol (95%) 1:1 -40 24 (Kute et al., 2020)
Cáscara de Pitaya Etanol (95%) 2:1 4 4 (Zaid et al., 2019)
Cáscara de lima Etanol (96%) 1:1 NE 4 (Kyriakou et al., 2020)
Residuo de higos Etanol (96%) 2:1 4 24 (Çavdaroğlu et al., 2020)
Residuo de manzana Etanol (70%) NE 4 12 (Luo & Xu, 2020)
Cáscara de Akebia Etanol 2:1 NE NE (Cai et al., 2020)
*Las proporciones están dadas en volumen a volumen (ml)
De Souza et al. (2018), realizaron la extracción secuencial (3 ciclos) de pectina a partir de
residuo de maracuyá, tras una extracción secuencial de compuestos fenólicos. La
precipitación de pectina se realizó con etanol en una proporción 2:1 en volumen durante una
hora. Ciriminna et al. (2019) extrajeron pectina a partir de la corteza del nopal bajo un
procedimiento de difusión asistida por microondas y posterior precipitación con etanol.
Posteriormente, el extracto se trató con etanol a una temperatura de -18°C para precipitar la
pectina. Los autores resaltan que al realizar la extracción bajo un método libre de ácido y de
solvente la calidad de pectina que se obtiene es alta, y hay un mayor número de cadenas
ramnogalacturonano (RGI). Asimismo, las ventajas de este procedimiento son la seguridad
del proceso y que no se requiere el secado del residuo de forma que los costos y tiempos de
extracción se reducen. En otro estudio, (Talekar et al., 2018) realizaron la extracción de
pectina a partir de la granada, y la precipitación final de la pectina se realizó con etanol en
una proporción 1:1 en volumen a una temperatura de 4°C.
El solvente utilizado por excelencia para precipitar la pectina es el etanol. El etanol es añadido
directamente a la mezcla que contiene la pectina y se deja en reposo, o se agita, para que el
alcohol haga su labor y la pectina se precipite. En cuanto a la proporción de etanol utilizado,
hay autores que utilizan proporciones de 1:1 o 2:1 en volumen, e incluso se ha visto la relación
5:1. Tras realizar esta revisión de literatura es necesario mencionar que una proporción de
etanol con respecto a la mezcla de 5:1 representa un gasto considerable de solvente, aunque
aumenta la capacidad de limpieza del mismo, es decir, entre más etanol se pueda usar, una
mejor limpieza se puede realizar. Con base en todo lo anterior, se aconseja experimentar con
etanol en proporciones de 2-4 veces el volumen de la fibra soluble.
5. Conclusiones
El proceso de extracción de pectina se encuentra sujeto a diversos factores asociados a cada uno
de los elementos presentes en el proceso, por lo cual es complicado estandarizar un método para
la gran variedad de frutos que pueden emplearse. Algunos frutos como los cítricos y buena parte
de los frutos tropicales representan un foco de investigación en la extracción de pectina y se ha
evidenciado una similitud entre las condiciones de operación empleadas para los mismos. Debido
a lo anterior, se plantea un procedimiento que abarca las tres etapas: pretratamiento, hidrólisis
ácida y precipitación, y sirva como punto de partida en la búsqueda de un método que garantice
una alta calidad y rendimiento de pectina para diferentes fuentes vegetales. Algunas tecnologías
como los fluidos supercríticos, solventes a presión y ultrasonidos, permiten extraer compuestos
con valor agregado del residuo de fruta que puedan afectar la calidad de la pectina, y son más
eficientes que la extracción tradicional con solvente y calentamiento. Cada tecnología tiene sus
puntos fuertes, pero los ultrasonidos aparecen como la mejor alternativa para la extracción de
estos compuestos, en especial compuestos fenólicos, que pueden ser aprovechados en otros
productos. Esta tecnología no sólo permite una buena extracción de los compuestos mencionados,
sino que también beneficia de manera indirecta el proceso de hidrólisis dado que altera la
estructura de la matriz vegetal haciendo que algunos compuestos se liberen con mayor facilidad.
Las condiciones a las que se debe realizar este procedimiento requieren una revisión más extensa;
sin embargo, se recomendaría el uso de acetona, etanol o metanol en agua, en proporciones
mayores al 50%, como solventes bajo condiciones suaves de temperatura (30-50°C) y en tiempos
que no superen los 30 minutos. En la hidrólisis ácida los factores con mayor relevancia son el
tipo de ácido, el pH de la solución ácida, la temperatura y el tiempo de tratamiento. Los ácidos
débiles tales como el cítrico y nítrico destacan sobre los ácidos fuertes debido a que son más
seguros de manipular y no son tan agresivos con la matriz del residuo. Asimismo, las condiciones
en la hidrólisis que incentivan mejores rendimientos de pectina en varios frutos corresponden a
un pH alrededor de 2.0, temperaturas de 80-100°C, y tiempos de 1-2 horas. Posteriormente, la
precipitación de pectina con solventes orgánicos es el método más utilizado. La alternativa más
confiable para este procedimiento es el uso de etanol como solvente, aunque es importante
experimentar más con respecto a la proporción en que se utiliza. La proporción más común es
2:1 en relación de volumen, pero se recomienda experimentar con proporciones de hasta 4:1 para
identificar hasta qué punto se logra una buena precipitación de pectina sin incurrir en gastos
excesivos de solvente. La obtención de pectina a partir de residuos de fruta es un campo en
constante avance, por tanto, se espera que la presente investigación sirva como punto de
referencia para futuras investigaciones.
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