practica de bactereologia
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UROCULTIVOS
A. RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA
1. Se recomienda una correcta y cuidadosa higiene de la zona
periuretal y el perineo con agua jabonada y enjuagar bien con
solución salina estéril o agua.
2. En el caso de sexo femenino, la evacuación debe mantener los
labios separados, eliminar el primer chorro de orina y sólo se recoge
la porción media de la micción en un recipiente estéril.
3. En el caso de sexo masculino, se realiza la limpieza del glande.
4. El paciente no debe haber recibido antibiótico por lo menos de 3 a 5
días antes de recolectar la muestra.
5. Etiquetar el frasco con los siguientes datos:
Nombre
Edad
Hora
Fecha
B. PROCESAMIENTO DE LA MUESTRA
PRIMER DÍA:
1. Se abre el frasco cerca del Mechero de Bunsen.
2. Se transfiere en tubos estériles de 15x150 mm. aproximadamente
10 ml. de la orina, agitando el frasco.
3. Se introduce hasta la parte media del tubo el asa calibrada a 0.001
ml.
4. Se siembra en los medios de: Agar azida sangre o Agar base sangre
o Agar tripticasa de soya con sangre al 5% y Agar Mac Conkley. Las
placas, de incuban a 37° por 24 horas.
5. Se realiza la prueba de detección de antibióticos en orina; que
consiste, en la siembra de la cepa bacillus subtiles en el Agar Mueller
Hinton y con discos de papel filtro estéril se embebe en la orina y se
colocan los filtros en la placa dividida en cuadrados pequeños. Se
incuba la placa a 37° por 24 horas.
Si hay presencia de un halo alrededor del disco, esto significa que el
paciente ha tomado antibiótico, lo cual tiene que informarse.
6. Los tubos con orina se centrifugan a 2500 r.p.m. durante 10 minutos.
Se decanta el sobrenadante.
7. Examen microscópico del sedimento.
Se informa presencia de:
- Células epiteliales: escasas, regular, abundante.
- Leucocitos: recuentos por campo.
- Hematíes: recuentos por campo.
- Cilindros: céreos, hialinos, granulosos, etc.
- Cristales de: - Oxalatos de calcio
- Fosfatos amorfos
- Uratos amorfos
- Otros
- Presencia de mucus
8. Los sedimentos se colocan sobre láminas porta objetos divididos en
cuadrículas, para la coloración Gram. Se informa presencia de
gérmenes:
Bacilos Gram negativos
Cocos Gram positivos y otros.
9. A los sedimentos agregar 1 gota de rojo de fenol, para observar el ph
de acidez o alcalinidad o neutro. Luego informar.
SEGUNDO DÍA:
1. Se realiza las lecturas de las placas.
2. En caso de positivos se procede a efectuar el recuento de colonias
en unidades formadoras de colonias (UFC/ml).
3. En caso de aislamientos de cepas Gram negativos, se procede a
efectuar diferenciación Bioquímica de una colonia bien aislada en el Agar
Mac Conkey, en los siguientes medios:
- Citrato de Simons siembra sobre la superficie.
- TSI siembra por puntura hacia el fondo y sobre la superficie.
- LIA siembra sobre Ia superficie.
- UREA siembra sobre la superficie.
- SIM siembra en puntura sin tocar el fondo del tubo.
4. En caso de cepas Gram positivo:
a . Se procede a repicar en Agar Manitol salado coagulase y
coloración Gram.
b . Si el desarrollo es de Estreptococos resembrar en CTS e
investigar hemólisis por placa vertida.
5. Se efectúa el Antibiograma según KIRBY BAUER y Col.
6. Incubar a 37°C durante 18 a 24 horas.
TERCER DÍA:
1. Al tubo son el medio de SIM se le agrega el reactivo de KOVACS
para observar la degradación de triptofano, visualizándose con la
presencia de Indol, si es positivo de color grosella.
2. Se identifica el germen según las
tablas internacionales de diferenciación bioquímica.
3. Se informa las lecturas de los antibiogramas según las tablas
internacionales de sensibilidad antibiótica.
SECRECIONES FARÍNGEAS
El objeto de la toma de muestras, se realiza con la finalidad de aislar
ESTREPTOCOCOS BETA HEMOLÍTICOS y otros del grupo "A" que causan
faringitis.
A. Materiales:
-HISOPO ESTÉRIL.
-BAJALENGUA ESTÉRIL.
-LAMINA PORTAOBJETO.
B. Método:
1. Se debe dirigir el hisopo hacia la faringe posterior, se instruye al
paciente que respire profundo y la lengua se hace descender
suavemente con un bajalengua. El hisopo se desliza entre los pilares
y por detrás de la úvula, cuidando de no tocar las paredes laterales
de la cavidad bucal.
La emisión de un "ah" por parte del paciente sirve para elevar la
úvula y ayuda a reducir el reflejo de la náusea. El hisopo debe pasar
rápidamente.
2. Se siembra en los siguientes medios (Incubando a 37°C por 24 h.)
-Agar Azida sangre o Agar base sangre o Agar Tripticasa de soya
con sangre al 5%
-Agar Mac Conkey
-Agar Sabouroud
-Agar Manitol Salado
-Agar Chocolate
Extendido en láminas de la secreción para la coloración Gram.
El hisopo dejar descansar en caldo Tripticasa de soya, o en el medio
de Hitchens-Pike.
3. Prueba del Satelitismo:
Con una cepa de Estafilococo aureus, hacer una estría sobre la
muestra sembrada en el Agar chocolate.
Incubar a 37° por 18 ó 24 horas, esto sirve para observar el
crecimiento de Haemophilus influenzae, que se caracteriza por el
crecimiento de colonias como gotas de rocío alrededor de la estría
del Estafilococo aureus.
4. En la coloración Gram se informa presencia de:
- Leucocitos
- Describir presencia de gérmenes por ejemplo:
- Cocos distribuidos en racimos (ESTAFILOCOCOS)
- Cocos distribuidos en cadena (ESTREPTOCOCOS)
- Bacilos pleomórficos distribuidos en letras chinas
(CORYNEBACTERIUM)
- Diplococos presencia de cápsulas.(NEUMOCOCOS)
5. Pour Plate (Placa vertida):
De las colonias sospechosas que crecen en el Agar sangre se realiza lo
siguiente:
- En un tubo con Agar Tripticasa de Soya, se agrega 1 gota de sangre,
con el asa de punta se eligen colonias pequeñas puntiformes y se
siembran en el tubo. Verter el contenido sobre una placa estéril
mezclar por rotación la placa, se deja que solidifique e incubar a 37°
por 18 a 24 horas. Esto nos permite visualizar e identificar
estreptococos Beta hemolítico, con la ayuda del microscopio, se
observa la hemólisis de sangre alrededor de las colonias. Se
informa.
6. Se realiza el antibiograma en el Agar Mueller Hinton o en Agar sangre,
según Kirby Bauer y Col.
SECRECIONES VAGINALES
1. Materiales:
- Tubos de 16 por 150 de suero fisiológico estéril 0.5ml
- Hisopo estéril
- Lámina
2. Procesamiento:
a. Examen directo, se informa la presencia de:
- Células epiteliales: escasas, regular, abundante
- Leucocitos: recuentos por campo
- Hematíes: recuentos por campo
- Clue cells: escasa, regular, abundante
- Parásitos: Trichonoma vaginales
- Hongos: Levaduras
- Otros
b. Efectuar el examen directo lo más antes posible, durante los 10' o 15'
después de la recolección, si no se puede examinar rápidamente
puede dejarse algún tiempo en la estufa a 37°C (sólo para muestras
con diagnóstico de TRICHONOMAS).
c. Test de Aminas
Sirve para detectar vaginosis bacteriana. En una lámina mezclar 1
gota de secreción vaginal más 1 gota de Hidróxido de Potasio al
10%. Si es positivo se desprende un olor a pescado (olor aminado)
- Determinar el pH.
d. Coloración Gram: Se informa presencia de gérmenes- y se
describen, así tenemos:
- LACTOBACILLUS ACIDOPHILUS
- COCOBACILOS GRAM NEGATIVOS
- BACILOS PLEOMORFICOS
- DIPLOCOCOS GRAM NEGATIVOS
- PRESENCIA DE CÉLULAS GIGANTES (Herpes)
- LEVADURAS
- OTROS
e. El cultivo se realiza en los siguientes medios:
- Agar Mac Conkey
- Agar base sangre
- Agar chocolate
- Agar Sabouroud
Las placas se mantienen en anaerobiosis por 24 horas.
f. Lecturas de las placas, efectuar el antiobiograma, la diferenciación
bioquímica, repiquen en Agar Manitol salado y otros, según los casos
que se requieran.
SECRECIÓN URETRAL Y CULTIVO DE SEMEN
MATERIALES:
- Campana de anaerobiosis
- Mechero de alcohol
- Asa de Kolle en aro
- Láminas
TOMA DE MUESTRA:
1. Cuando la secreción es abundante se toma en cualquier momento.
2. Cuando la secreción es matinal, se toma antes de miccionar, o bien en
cualquier hora del día pero después de 5-6 horas de retención de orina.
3. Desinfectar el Glande.
4. Previa expresión del pene, tomar la secreción con el Asa de Alambre si va a
sembrarse directamente o bien con dos hisopos estériles humedecidos en
caldo tripicasa de soya o en BHI.
PROCESAMIENTO:
1. Examen Macroscópico.- Observar la cantidad y el color
2. Examen Microscópico.- Hacer dos frotices con la secreción, para ser
coloreados, uno con azul de metileno y otro con Gram.
CULTIVO:
Primer día
Sembrar la secreción en los siguientes medíos:
a) Agar Thayer-Martín o Mueller Hinton Chocolate
b) Agar Tripticasa de soya - con sangre (A.S.)
c) Caldo Tripticasa de soya o BHI
d) Thioglicolato.
Segundo día
Pasadas las 24 horas o 48 horas continuar en la siguiente forma:
a) Del Thayer Martín o Agar Chocolate, hacer la reacción de OXIDASAS.
b) Del Agar Sangre realizar coloración GRAM de cada una de las diferentes
colonias desarrolladas,para luego continuar con su estudio individual.
c) Del Caldo Tripticasa o BHI, previa coloración de GRAM resembrar
opcionalmente a Mac Conkey y/o Medio Hipertónico de Chapman (MH);
para continuar después con la identificación de los gérmenes desarrollados.
d) Del Thioglicolato hacer coloración GRAM y efectuar resiembras en caso
conveniente.
Realizar el Antibiograma según Kirby Baver y Col. e informar resultados.
OBSERVACIÓN.- Todas las placas sembradas se mantienen en la campana de
anaerobiosis, al igual que el antibiograma.
Para el cultivo de Semen se requiere una muestra recién emitida con restricción
de antibiótico etiquetar el frasco con los siguientes datos:
- Nombre
- Edad
- Hora
COPROCULTIVOS
MATERIALES:
- Medio de transporte Cary - Blair con Hisopo Estéril
- Caldo Selenito
- Caldo Peptonado Alcalino
- Hisopos Estériles
PROCESAMIENTO:
Primer día con un hisopo estéril, coger parte de muestra e inocular en el
caldo selenito y otro hisopo con muestra al caldo peptonado alcalino,
incubar durante 24 horas a 37°C.
Segundo día a partir del caldo selenito sembrar en las siguientes placas:
- Agar Mac Conkey.
- Agar Salmonella-Shigella.
- Agar XLD.
- Agar TCBS (Muestra de heces en el caldo Peptonado ph alcali).
Incubar las placas a 37ºC durante 24 horas.
Escoger colonias sospechosas, incoloras, transparentes, o que presenten
hidrógeno sulfurado, repicar en los medios diferenciales, así tenemos:
FUERTE Escherichia coli
(Klebsiella)
Colonias rosadas
Colonias mucoides
LENTAS Enterobacter
(Citrobacter)
Colonias roja grande
Colonias incoloras a las
24h, ligeramente rosadas
24-38h.
NEGATIVAS Salmonella
Shigella
Proteus
Colonias Incoloras
TRANSPARENTES
Igual que Pseudomona
2. Agar Salmonella Shigella.- Inhibe el desarrollo de la mayoría de coliformes.
1. MAC CONKEY ENTEROBACTERIAS OBSERVACIONES Fermentadores de Lactosa
FERMENTADORES DE
LACTOSA
BACTERIA OBSERVACIONES
Negativo
(Colonias incoloras
translúcidas)
Shigella
Salmonella
Proteus
Pseudomona
Colonias pequeñas planas.
Colonias medianas
producen H2S.
Igual que Salmonella
Colonias grandes con
bordes irregulares.
3. Agar Xilosa – Lisina - Desoxicolato.- Permite el mayor aislamiento de
Shigellas en heces.
COLONIA MICROORGANISMOS
Amarilla
Amarilla con centro negro
Roja
Roja con centro negro
E.coli., Enterobacter, Klebsiella, Citrobacter, Serratia
P. Vulgaris, P. mirabilis Citrobacter facundii.
Shigella, Providencia
Salmonella
3. Agar TCBS.- Con un hisopo sembrar la muestra en caldo peptonado (PH
8,4) que se mantiene durante 12h. a 18h. a 37ºC, luego se procede a
sembrar en el Agar TCBS durante 24 h. a 37°C.
Se observa el crecimiento de colonias sospechosas: colonias amarillas, colonias
con centro verde azulado. Sobre las colonias sospechosas agregar gotas de
citrocromo oxidasa, si la reacción es positiva se torna color negro. Las Cepas
sospechosas se siembran en los medios diferenciales: Citrato, TSI, Lia, Urea a
37°C x 24h.
5. Se efectúan la respectiva diferenciación bioquímica y el antibiograma según
Kirby Baver y Col.
6. Tipificación de Cepas sospechosas con los antisueros: Salmonella "0"
somático
Salmonella "H" flagelar
Salmonella Polivalente
Shigella polivalente Vibrio
polivalente
ESTUDIO DE NUESTRAS PARA HONGOS
1. SECRECIONES:
Mantener la muestra en suero fisiológico, con un hisopo coger la muestra y
sembrarse en:
- Agar Sabouroud
- Agar base sangre
- Agar Mac Conkey
- Agar Manitol Salado
- Reportar el crecimiento si es de hongos
- Identificar y efectuar antibiograma en caso de bacterias
2. RASPADO DE PIEL UÑAS CABELLOS:
Materiales:
- Placa Estéril
- Lámina porta objeto
Procedimiento:
- Desinfectar con alcohol al 70% la zona afectada
- Se procede a tomar la muestra raspando con el porta objeto, se
recomienda humedecer hisopo estéril con suero fisiológico estéril y
recolectar las escamas y sembrar.
Montaje con Koh
1 Observar el examen directo en K (OH) al 10% que contiene álicerina en
un porta objetos y mezclar con una pequeña cantidad de material a
examinar (piel, raspado de uñas, pelos, tec)
2. Pasar suavemente el porta objetos a través de la llama del mechero
de Bunsen para facilitar el aclaramiento (No hervía).
3. Colocar un cubre objeto (18xl8mm) sobre la gota y dejar reposar a
temperatura ambiente. Durante aproximadamente 30 minutos si la
muestra es gruesa o viscosa.
4. Observar microscópicamente en busca de hifas u otras estructuras
micóticas.
SIEMBRA:
Todas las escamas de la piel, fragmentos de uñas o pelos obtenidos deben
sembrarse en medios de cultivos con Agar y sumergirse las porciones por debajo
de la superficie con un gancho de alambre o asa de inoculación, las escamas de
piel grandes o uñas enteras pueden trozarse o molerse antes de la inoculación.
Los cultivos pueden incubarse a temperatura ambiente (25ºC) o a 30ºC.
Se recomienda utilizar Agar sabouroud. o Agar My Cosel repartidos el medio en
tubos grandes con tapones de algodón o tapas de rosca. Si se usan tapas, deben
aflojarse ligeramente después de la inoculación para dejar que los cultivos
"respiren" no se recomiendan repartir el medio en placas porque el potencial de
contaminación del medio o de contraer una infección de laboratorio es mayor
cuando se usan placas. Es imperativo, cuando se trabaja con placas, que sean
abiertas y examinadas solo dentro de una campana de seguridad biológica
adecuadamente ventilada.
Los cultivos deben examinarse diariamente, y se mantienen durante 20 días
antes descartarlos como negativos.
De rutina deben examinarse la superficie y el reverso dela colonia.
PREPARADOS PARA EL ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LOS HONGOS
Es necesario transferir una pequeña porción de la colonia a un portaobjeto en una
o dos gotas de agua o un medio de montaje apropiado. El medio de montaje y
Tincion más comúnmente usado es lactofenol - azul de anilina. Describir e
informar
ASPECTO MACROSCOPICO DE LAS COLONIAS DE HONGOS
Cuando se evalua y describe morfología macroscópica de las colonias se debe
considerar el tipo de medio de cultivo empleado.
Así tenemos colonias con micelio aéreo, vellosas,algodonosas y lanosas o en
telearaña.
Colonias de levaduras superficie lisa.
Si el micelio aéreo tiene un delicado aspecto sedoso, debe sospecharse uno de
los patógenos demorficos se debe tomar las precauciones adecuadas para
manipular el cultivo.
- Informar el hongo aislado e identificado.
ESTUDIO DE PESTAÑAS (INVESTIGACION DEMODEX)
MATERIALES:
- Suero Fisiológico estéril.
- Láminas portaobjetos.
- Laminillas.
- Pinza.
- Mechero de Alcohol.
PROCEDIMIENTO:
- Se extienden algunas pestañas con raíz con la ayuda de una pinza estéril,
y se colocan sobre una lámina portaobjeto con una gota de suero fisiológico y se
monta una laminilla de 18 x 18 mm.
- Se observa al microscopio con lente de 10x y de 40x se enfoca la parte de
la raíz para visualizar la presencia del parásito arador o la presencia de sus
huevos.
Informar resultado.
ESPERMATOGRAMAS
Se recomienda al paciente abstinencia, durante 5 días. Recolectar la
muestra en frasco estéril.
Rotular el frasco.
Anotar la hora de recolección y recepción de la muestra. Mantener a 379C
el frasco, hasta efectuar el análisis. Anotar el volumen, PH, viscosidad..
RECUENTO CELULAR
LIQUIDO DEMANCOMBER Y SAUNDERS
Bicarbonato de sodio............................... 5 gr
Formol al 40% 1 ml
Agua destilada csp .................................. 100 ml
Técnica.- Con una pipeta para glóbulos blancos, se aspira semen hasta la marca
0.5 y luego el líquido de dilución, hasta la marca 11 (dilución 1:20). El cálculo se
multiplica por la dilución y por 1000 para obtener la cifra por mililitro.
Interpretación.-
Normoseopermia.- Corresponde a cifras comprendidas entre 60 y 90 millones por
mililitro.
Hierespermia.- Por arriba de 90 millones/ml Hipoespermia.- Por
debajo de 60 millones/ml Oligoespermia.- Cifras menores de 30
millones/ml
Movilidad.- Se hacen preparaciones húmedas entre porta y cubre-objetos 'de hora
en hora, durante 5 a 6 horas, manteniendo la muestra a temperatura de ambiente.
Se cuenta entre 200 y 300 espermatozoides en campus elegidos al azahar. Se
evalúa la calidad de la motilidad.
Interpretación.- Normalmente antes de las 2 horas de la eyaculación se
encuentra una gran movilidad en el 70% de los espermatozoides.
Morfología.- Se hace un frotis delgado con un palillo y se colorea con Wright.
Se informa macrocefalia, cabeza piriforme, cuerpo o cola defectuosos, etc.;
normalmente no deben encontrarse estas anomalías.
DESCRIPCION DE KIRBY BAUER Y COL
La técnica de los discos representa un procedimiento práctico y satisfactorio para
determinar la sensibilidad de los microorganismos a los agentes
quimioterapéuticos.
Los discos de sensibilidad se preparan impregnando papel absorbente de alta
calidad con cantidad exactamente
determinados de antibióticos u otros quimioterapéuticos. El uso apropiado de
discos sensibilidad proporciona un método rápido para las pruebas de sensibilidad
de microorganismos. El número de discos empleados debe permitir la formación
de
zonas discretas, si son demasiados se dificulta la interpretación de los resultados
por la superposición de las zonas o su ausencia.
PASOS ESTANDARIZADOS
1. MEDIO
Se ha seleccionado como medio de cultivo estándar el Agar Mueller Hinton
promueve el desarrollo de la mayoría de los aislamientos bacterianos
clínicamente significativos. El espesor del Agar en la placa debe ser
uniforme: 4 mm.
2. INOCULO
Según la técnica de Koneman consiste en: con un hisopo estéril de
poliester tocar las superficies convexas de 4 a 5 colonias parecidas, bien
aisladas en un medio de aislamiento primario como Agar Mac Conkey.
Sumergir el hisopo en 3 mm. De caldo tripticasa de soya, enjuagar bien en
el líquido para descargar todo el material y luego retirar el hisopo. Colocar
el tubo de cultivo en un baño de agua a 37°C durante aproximadamente 2
a 3 horas, o hasta que la turbidez del medio sea equivalente al estándar
N° 0.5 de Mac Farland, esto equivale a una concentración de
aproximadamente de 108 org/ml.
Luego se procede a sumergir un segundo hisopo de poliester estéril y seco
en la suspensión bacteriana y antes de retirarlo eliminar el exceso de
líquido, haciendo rotar el hisopo contra la pared interna del tubo.
Inocular con este hisopo la superficie de una placa de Agar Mueller Hinton.
Dejar que la placa tome la temperatura ambiental, mantener la tapa
entreabierta para permitir la evaporación de cualquier exceso de humedad
de la superficie del Agar.
Se estría la placa con el hisopo por lo menos 3 direcciones dando vuelta la
placa en ángulos aproximadamente de 60º, luego de cada estría.
Una vez seco el inóculo la placa de Mueller Hinton está lista para la
coloración de discos con antibióticos sobre la superficie del Agar con una
pinza estéril. Se debe presionar suavemente el disco sobre la superficie con
la punta de la pinza para asegurar un contacto firme con el Agar cuidando
de no moverlos una vez colocado en su lugar.
3. INCUBACION
Se colocan las placas en una incubadora a 37ºC durante 18 horas a 24 horas.
4. MEDICIÓN DE DIÁMETRO
Después de las 18 a 24 horas de incubación aparecen zonas de inhibición
alrededor de los discos que contienen antibiótico. Los diámetros se miden
cuidadosamente por la parte posterior de la placa utilizando una fuente de luz
brillante transmitida.
5. INTERPRETACIÓN
a. SENSIBLE.- Marcada zona de inhibición alrededor de los discos.
b. INTERMEDIO.- Mínima zona de inhibición en caso que se
pueda apreciar.
RESISTENTE.- Ausencia de zona de inhibición alrededor de los discos.
La magnitud de una zona depende de varios factores, además de la actividad
antimicrobiana del agente, como:
a. Velocidad de difusión del agente en el medio
b. Proporción de la humedad
C. Velocidad del desarrollo del organismo d.
Profundidad del Agar.
Dentro de nuestra experiencia diaria en la Clínica Chincha se procede: A elegir
unas 3 a 4 colonias bien aisladas y con la ayuda del asa de siembra se cogen y se
inoculan en el caldo tripticasa de soya, se compara la turbidez con la escala del
tubo Nº 5 de Mac Farland; un hisopo estéril se sumerge en el caldo, se exprime en
los lados laterales del tubo con movimientos de rotación.
Se procede a inocular el hisopo al agar Mueller Hinton; siguiendo a partir de aquí
los pasos descritos anteriormente.
DESCRIPCION DE MICROTECNICAS PARA ANTIBIOGRAMAS
1. TECNICA DE DILUCION EN CALDO
Descrita desde 1940 para la determinación de la MIC, es el método
estandart de referencia para comparar las pruebas de difusión. Se realiza en
tubos de ensayos que contienen caldo nutritivo. A cada uno se le añade una
cantidad de antibiótico diluido de 100 UG/ml a 0.4 UG/ml, se inocula
suspensión de colonias del germen en estudio y se incuba a 37°C. Se
examina visualmente, para comparar la presencia de turbidez. Este
procedimiento es engorroso y no aplicable como método de rutina a los
volúmenes de trabajo de los laboratorios.
2. TECNICA DE DILUCION EN AGAR
Se recomienda utilizar este método en laboratorios con gran volumen de
trabajo donde el número de antibiogramas excede los 20 por día.
Implica el uso de una serie de placas de Agar con diferente concentración
de antibiótico cada uno, se utiliza un dispositivo conocido como replicados
de STEERS. Se lleva a cabo colocando la placa de siembra con sus 32 a
36 suspensiones bacterianas. Luego se colocan a la incubadora 37°C x 24
h.
Interpretación: "
“S” (Sensible) no produce botón
“R” (Sensible) aparecen colonias circulares
VENTAJAS:
1. Se puede analizar 32 a 36 organismos
2. Costo relativamente bajo
3. Cada placa se somete a control de calidad
4. Resultados se pueden interpretar como valores MIC en UG/ml.
5. Se adopta a la automatización.
HEMOCULTIVOS
Los HEMOCULTIVOS se pueden obtener ya sea utilizando aguja y jeringa
o por "Sistema Cerrado", empleando un frasco al vacío y un tubo colector de
doble aguja.
El área de venipunción se debe de contaminar de la siguiente manera:
1. Un prelavado de 30 segundos con jabón verde
2. Un enjuague con agua estéril
3. Una aplicación de tintura de yodo que se deja secar
4. Un lavado con alcohol para eliminar el yodo
El sitio de venipunción no se debe palpar luego de este tratamiento, salvo
que se utilice guante estéril.
Se aconseja obtener frascos aerobios y anaerobios, para un óptimo
aislamiento de organismos.
Los frascos aerobios deben ser ventilados con aire ambiental mediante
una aguja tapada con algodón, una vez inyectada la muestra de sangre.
Por lo menos se deben recoger 10 ml. de sangre (excepto en casos de
bebes o niños pequeños).
Se realizan controles periódicos sembrando en Agar Mac. Conkey y Agar
Sangre hasta los 15 días.
En casos positivos efectúan la DIFERENCIACIÓN BIOQUÍMICA Y
ANTIBIOGRAMA según Kirby Baver y Col.