relatório bromatologia
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UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA
CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL
AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV
LARISSA RICHTER THAYS H. RIBAS BRITO
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA
RELATÓRIO ACADÊMICO
CURITIBA 2012
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AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV LARISSA RICHTER
THAYS H. RIBAS BRITO
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA
Relatório acadêmico, apresentado à disciplina de Bromatologia, do Curso de Bacharelado e Licenciatura em Química Tecnológica com Ênfase Ambiental do Departamento Acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel e Licenciado. Professora: Lucia Regina Martins
CURITIBA 2012
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SUMÁRIO
1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS) ........................................................................................................................ 5
1.1 OBJETIVOS .............................................................................................................. 5
1.2 MATERIAIS UTILIZADOS ......................................................................................... 5
1.3 METODOLOGIA ........................................................................................................ 5
1.4 RESULTADOS .......................................................................................................... 8
1.5 DISCUSSÃO ............................................................................................................. 9
2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS .......... 13
2.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 13
2.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 13
2.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 14
2.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 16
2.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 20
3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO .... 26
3.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 26
3.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 26
3.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 26
3.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 28
3.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 29
4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO ......... 32
4.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 32
4.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................................................ 32
4.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 32
4.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 34
4.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 36
5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES ...................................................................................................................................... 39
5.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 39
5.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 39
5.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 39
5.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 41
5.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 43
6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA ................................... 44
4
7 CONCLUSÃO ............................................................................................................ 45
REFERÊNCIAS ............................................................................................................ 46
ANEXOS ....................................................................................................................... 48
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1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO
(CINZAS)
1.1 OBJETIVOS
Preparo da amostra alimentícia que será utilizada nas demais práticas.
Determinação do teor de umidade e de resíduo fixo mineral (cinzas) presentes na
mistura alimentícia elaborada.
1.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Na prática 1 foram utilizados os seguintes equipamentos: uma Estufa a 105°C,
uma Mufla a 550°C, Liquidificador, Mixer e Chapa de Aquecimento. Os materiais e
reagentes utilizados foram um dessecador, uma cápsula de porcelana, três cadinhos
de porcelana, duas pinças metálicas, um copo metálico, três béqueres de 500 mL, um
bico de Bunsen, um tripé, uma tela de amianto, cinco espátulas metálicas, uma pipeta
de 10 mL, um pissete com água deionizada, uma pêra de sucção, um bastão de vidro,
um vidro de relógio, e utensílios diversos de cozinha (copo, colheres, recipientes, etc)
para preparo da amostra. Como reagente utilizado tem-se o óxido de magnésio.
1.3 METODOLOGIA
1.3.1 Preparo da Amostra
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Iniciou-se o procedimento experimental preparando-se a mistura alimentícia.
Essa foi composta por 200 mL de leite, 3 ovos, 1 copo (200 mL) de açúcar, 1 colher
(sopa) de sal, 2 colheres (sopa) de extrato de soja, 2 colheres (sopa) de fubá amarelo,
2 colheres (sopa) de fubá branco, 3 colheres (sopa) de farinha de trigo integral, 3
colheres (sopa) de trigo para quibe, 2 colheres (sopa) de gérmen de trigo, 100 mL óleo
vegetal de soja, 2 colheres (sopa) de margarina, ½ copo (200 mL) de aveia em flocos,
3 colheres (sopa) de fibra de trigo e 3 colheres (sopa) de linhaça.
Tendo-se escolhido os alimentos supracitados e suas respectivas quantidades,
iniciou-se a homogeneização desses em um Liquidificador. Em seguida, transferiu-se a
amostra homogeneizada para um copo metálico. Desses foram separadas quantidades
para as análises de umidade e cinzas, e o restante foi levado a estufa para secagem,
atentando-se a movimentar os béqueres a cada duas horas para a correta
homogeneização durante a secagem. Após a secagem, a mistura foi retirada da estufa
e transferida para um recipiente limpo e seco, sendo em seguida armazenada
corretamente e identificada.
1.3.2 Determinação de umidade (Sólidos totais)
Pesou-se uma cápsula de porcelana, previamente seca em estufa a 105°C por
24 horas, e anotou-se a massa dessa. Na cápsula, inseriu-se e pesou-se 5g da mistura
alimentícia preparada no item 1.3.1. A cápsula foi então levada a estufa a 105°C por
aproximadamente 60 minutos, sendo então retirada e deixada para resfriar a
temperatura ambiente. Quando a temperatura do recipiente baixou, pesou-se a cápsula
e anotou-se a massa. Em seguida, levou-se a cápsula novamente a estufa a 105°C por
mais 30 minutos, repetindo-se o procedimento (resfriamento, pesagem e anotação), até
quando se verificou peso constante. Com esses valores calculou-se então os teores de
umidade e substâncias voláteis.
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1.3.3 Determinação de Resíduo Mineral Fixo
Um cadinho de porcelana, previamente aquecido em mufla a 550°C durante 5
horas, foi pesado e, após a anotação desses dados, pesou-se 5 g de amostra
preparada no item 1.3.1 nesse recipiente, sendo então levado a secagem do excesso
de umidade em chapa elétrica e carbonizado em bico de Bunsen. O cadinho foi então
levado a mufla, onde foi incinerado até eliminação completa do carvão. Após a
incineração retirou-se o cadinho da mufla e esse foi resfriado até temperatura ambiente
em um dessecador e posteriormente pesado. Com esses dados pôde-se então calcular
o teor de resíduo mineral fixo na amostra. Após isso, reservou-se o material do cadinho
para a posterior determinação de cloretos, realizada na semana seguinte.
1.3.4 Preparo de Amostra Comercial e Cinzas para Determinação de Cloretos
Escolheu-se um salgadinho de preferência da equipe e se homogeneizou esse
em um Béquer, utilizando-se uma espátula e uma colher para reduzir a amostra a
pedaços menores. Pesou-se então 5g de amostra em um cadinho de porcelana,
previamente mantido em dessecador, carbonizando-se o salgadinho presente nesse
em um bico de Bunsen. Em seguida, incinerou-se em mufla até eliminação completa do
carvão até as cinzas ficarem brancas. Retirou-se o conteúdo da mufla, esse foi
resfriado e mantido em dessecador para a posterior utilização na prática seguinte.
1.3.5 Preparo de Amostra e Cinzas para Determinação de Fosfatos
Pesou-se um cadinho de porcelana, o qual foi previamente aquecido em mufla
até 550°C durante 5 horas, e nesse inseriu-se 2 g de germe de trigo. Adicionou-se
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então 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada, homogeneizando a mistura
com bastão de vidro e levando-a para secagem em chapa elétrica e posterior
carbonização em bico de Bunsen. Incinerou-se em mufla até a eliminação completa do
carvão. Após a incineração, retirou-se o cadinho da mufla, resfriou-se e foi então
levado ao dessecador, para posterior utilização na determinação de fosfatos.
1.4 RESULTADOS
1.4.1 DETERMINAÇÃO DE UMIDADE (SÓLIDOS TOTAIS)
Os resultados da pesagem da cápsula de porcelana, da cápsula de porcelana
adicionada da amostra antes e depois da secagem, e as massas da amostra seca e in
natura podem ser verificados na tabela 1.
Tabela 1 - Valores das pesagens da determinação de umidade de uma massa alimentícia
Material de Pesagem Massa (g)
Cápsula de Porcelana 55,4697 Cápsula de Porcelana + amostra 60,7936
Amostra 5,3239 Cápsula de Porcelana + amostra seca 59,0295
Amostra Seca 3,5598
Com base nos dados verificados, pode-se encontrar o teor de umidade da
amostra alimentícia através da equação 1.
𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻 = (𝑚1− 𝑚2)
𝑚1∗ 100 (1)
Onde: 𝒎𝟏 = Massa da amostra
𝑚2 = Massa da amostra seca
Desse modo, tem-se que o teor de umidade é:
𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻% = (5,3239 − 3,5598)
5,3239∗ 100,00
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𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻% = 33,135 %
1.4.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS)
Na determinação de resíduo mineral fixo, aplicando-se a metodologia descrita
em 1.3.2, obtiveram-se os resultados mostrados na tabela 2, na qual pode-se verificar
as massas dos cadinhos, das amostras úmidas e secas e o de cinzas.
Tabela 2 - Massas relativas do experimento de Determinação de Resíduo Mineral Fixo
Material de Pesagem Massa (g)
Cadinho de Porcelana 48,0067 Cadinho de Porcelana + amostra 53,1108
Amostra 5,1041 Cadinho de Porcelana + cinzas 48,2003
Cinzas 0,1936
Através das pesagens efetuadas e mostradas na tabela 2, calculou-se o teor de
cinzas da mistura alimentícia através da equação 2.
𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝑪% = 𝟏𝟎𝟎 ∗ (𝟏 − 𝑐1− 𝑐2
𝑐1) (2)
Onde: 𝒄𝟏 = Massa da amostra
𝑐2 = Massa de cinzas
Aplicando-se a equação tem-se:
𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝑪% = 𝟏𝟎𝟎 ∗ ( 𝟏 − 5,1041 − 0,1936
5,1041)
𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝐶𝑖𝑛𝑧𝑎𝑠 𝐶% = 𝟑, 𝟗𝟕𝟑 %
1.5 DISCUSSÃO
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1.5.1 Determinação De Umidade (Sólidos Totais)
Os valores de umidade e cinzas obtidos pelo grupo e pelas demais equipes do
laboratório e o desvio padrão observado por esses pode-se verificado na tabela 1.
Tabela 3 - Valores de Umidade da mistura alimentícia
Grupo 1 Grupo 2 Grupo 3 Grupo 4 Grupo 5
Valor de umidade (g por
100 g de amostra)
31,7181 31,1528 33,135 34,5607 34,8046 g
Desvio Padrão 1,6397
Comparando-se os valores de umidade e obtidos pela equipe e pelos demais
grupos do laboratório, pode-se verificar poucas variações entre esses, verificando-se
esses dados através do gráfico 1.
Gráfico 1 - Variação dos teores de Umidade para os diferentes grupos do Laboratório
Aplicando-se no gráfico o desvio padrão encontrado (σ = 1,6397) pode-se
verificar com mais facilidade as diferenças observadas nas equipes. Essas diferenças
sugerem a heterogenicidade da amostra, que por possuir diversos compostos
diferentes e não ser homogênea, tem justificada as variações apresentadas.
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30
31
32
33
34
35
36
1 2 3 4 5
Val
ore
s d
o t
eo
r d
e u
mid
ade
Grupos do Laboratório
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O método de determinação de umidade utilizado é o mais utilizado em
alimentos, tendo por base a remoção da água por aquecimento, no qual o ar quente é
absorvido por uma camada muito fina do alimento e é então conduzido para o interior
por condução. Considerando-se que a contuditividade térmica dos alimentos é
geralmente baixa, o ensaio toma muito tempo, visto que o calor pode demorar pra
atingir as porções mais internas do alimento (PARK & ANTÔNIO, 2006).
Em seu trabalho, Park & Antonio (2006) confirmam que a evaporação por um
tempo determinado pode resultar numa remoção incompleta da água, se ela estiver
fortemente presa por forças de hidratação, ou se o seu movimento for impedido por
baixa difusividade ou formação de crosta na superfície. Por outro lado, na evaporação
até peso constante, pode ocorrer uma superestimação da umidade por perda de
substâncias voláteis ou por reações de Decomposição, sendo essas as principais
desvantagens apresentadas pelo processo.
Como outro método proposto para a determinação da umidade tem-se a
utilização de um aparelho portátil de infravermelho, que garante rapidez ao processo e
poucas variações aos resultados (quando seguidas boas práticas de laboratório
durante o uso desse método) sendo todo o processo controlado por um gerador de
funções e balança digital.
A amostra é colocada em um prato de alumínio dentro de uma câmara que
protege a balança do calor por meio de um colchão de ar, que garante que haja
circulação de ar interna para que os vapores de água saiam da amostra sem que seja
perturbada a leitura da balança. No manual do aparelho existem informações sobre as
condições recomendadas de análise para cada tipo de produto (tempo, temperatura e
massa inicial de produto) (PARK & ANTONIO, 2006).
1.5.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO
A cinza obtida não é necessariamente da mesma composição que a matéria
mineral presente originalmente no alimento, pois pode haver perda por volatilização ou
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alguma interação entre os constituintes da amostra. Os elementos minerais se
apresentam na cinza sob a forma de óxidos, sulfatos, fosfatos, silicatos e cloretos,
dependendo das condições de incineração e da composição do alimento. Algumas
mudanças podem ocorrer como oxalatos de cálcio podem ser transformados em
carbonatos, ou até em óxidos. A composição da cinza vai depender da natureza do
alimento e do método de determinação utilizado (PACK & ANTONIO, 2006).
Análises de cinzas em alimentos são importantes de diversas maneiras, visto
que esse material pode vir a interferir nas características do alimento. Como exemplo,
tem-se no açúcar, no qual açúcares com altos teores de cinzas apresentarão
dificuldades na cristalização e na descolarização (ARAÚJO et al, 2006).
Além disso, as análises de cinzas podem levar a determinação de uma série de
fatores na amostra. As principais análises efetuadas são as cinzas totais, secas e
úmidas, podendo-se encontrar então valores da alcalinidade das amostras, presença
de contaminação, entre outros.
Os resultados obtidos (3,973g de cinzas por 100g de mistura alimentícia) são
condizentes com boa parte do material encontrado, visto que, comumente cereais
possuem teores de até 3,3% de cinzas e alimentos processados até 12%, logo, por ser
uma mistura com esses e alguns outros componentes os valores encontram-se dentro
do esperado.
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2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS
2.1 OBJETIVOS
Determinar a quantidade de cloreto (em % de NaCl) nas cinzas das amostras
alimentícia e de salgadinho utilizando o método de volumetria comparando os
resultados, quando possível, com os demais grupos e/ou os dados contidos na
embalagem das amostras.
Determinar por espectrofotometria a quantidade de fosfato na amostra de germe
de trigo.
2.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Como materiais das práticas utilizaram-se dez Balões volumétrico de 100 mL,
um Bastão de vidro, um Béquer 500 mL com água deionizada quente, uma Bureta de
25 mL, Cubetas de Vidro, três Erlenmeyers de 125 mL, uma Espátula metálica, um
Funil de Buchner, um Funil de vidro, um Kitassato, Papel absorvente Macio, Papel
Alumínio, uma pêra, Papel de filtro, uma Pipeta Pasteur, seis Pipetas graduadas de 5
mL, duas Pipetas graduadas de 10 mL, uma Pipeta volumétrica 20 mL, um Pissete com
água deionizada, uma Proveta de 50 mL, uma proveta de 100 mL, Tiras de Papel
indicador de pH, um Vidro de relógio
Os equipamentos utilizados foram uma Chapa elétrica ou aquecedor de água,
um Espectrofotômetro UV-Vis e um Sistema de filtração a vácuo.
As soluções e reagentes utilizados foram Óxido de Magnésio, Solução de
cromato de potássio 10% (m/v), Solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol.L-1
(instável: proteger da luz e manter em geladeira), Solução de hidróxido de sódio 0,1
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mol.L-1, Solução de ácido clorídrico 0,1 mol.L-1, Solução de ácido clorídrico 50% (v/v),
Solução de molibdato de amônio, Solução de hidroquinona, Solução de sulfito de sódio,
Solução padrão de fosfato.
2.3 METODOLOGIA
2.3.1 Determinação de cloretos por volumetria
Pesou-se 5g das cinzas de amostra alimentícia em um béquer de 50mL e
adicionou-se 30mL de água deionizada quente, agitando com o bastão de vidro.
Transferiu-se quantitativamente a solução, com auxílio de um funil, para um balão
volumétrico de 100 mL, lavando o béquer e o bastão de vidro com mais duas porções
de 30 mL de água quente e, transferindo essas águas de lavagem para o balão
volumétrico. Após ter deixado esfriar, primeiramente verificou-se se o pH da solução
estava compreendido entre o intervalo 6,5 e 9,0 e completou-se o volume do balão.
Transferiu-se, com pipeta volumétrica, 20 mL da solução de amostra para um
Erlenmeyer de 125 mL, e adicionou-se duas gotas de solução de cromato de potássio a
10% (m/v) (solução indicadora). Prosseguiu-se o experimento realizando titulação com
solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol/L, até o aparecimento de coloração
vermelho-tijolo, anotando o volume consumido e o fator de correção da solução padrão
(fez-se em triplicata). Descartou-se o resíduo em recipiente adequado e determinou-se
a concentração de cloretos na amostra (média e desvio padrão), expressando os
resultados em cloreto de sódio (% m/m). O mesmo procedimento experimental foi
adotado para a amostra de salgadinho.
2.3.2 Determinação de fosfatos por espectrofotometria
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2.3.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.
Transferiu-se, quantitativamente, para balões volumétricos de 50 mL, os
seguintes volumes da solução padrão de fosfato: 1, 2, 3, 4 e 5 mL. Adicionou-se um
pouco de água deionizada e homogeneizou a solução. Adicionou-se 1 mL da solução
de molibdato de amônio, 1 mL de solução de hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito
de sódio, homogeneizando completamente após cada adição de reagente. O branco foi
feito utilizando apenas água deionizada e os demais reagentes, completando com água
e homogeneizando.
Deixou-se em repouso por 30 minutos, ao abrigo da luz, cada uma das soluções.
Efetuaram-se as leituras em espectrofotômetro (650nm): para cada concentração, fez-
se a leitura em triplicata (três alíquotas diferentes de cada concentração). A curva de
calibração foi estabelecida utilizando regressão linear considerando os valores de
absorbância de cada uma das leituras da triplicata.
2.3.2.2 Análise da amostra.
Etapa anterior: foi pesado 2 g da amostra de germe de trigo em cadinho de
porcelana, adicionando 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada; deixando
secar sob chapa de aquecimento e, posteriormente, carbonizando em bico de Bunsen
e incinerando em mufla a 550°C. Deixou-se as cinzas da amostra esfriando em
dessecador. Com o auxílio de luvas dissolveu-se as cinzas, no cadinho, em 10 mL de
solução de ácido clorídrico 50% (v/v). Filtrou sob vácuo, lavando o cadinho e o funil
com água deionizada (atentando ao volume). Transferiu-se o filtrado para um balão
volumétrico de 50 mL e completou-se o volume: essa era a solução-estoque.
Adicionou-se 1 mL da solução de molibdato de amônio, 1 mL de solução de
hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito de sódio, homogeneizando completamente
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após cada agitação de reagente; e completando o volume com água deionizada e
homogeneização. Deixou-se em repouso ao abrigo da luz durante 30 minutos. A leitura
em espectrofotômetro (650 nm) foi feita em triplicata; seguida de posterior
determinação da concentração de fósforo através da regressão obtida com a curva de
calibração.
2.4 RESULTADOS
2.4.1. Determinação de cloretos por volumetria
Considerando o procedimento experimental adotado, utilizando os valores
obtidos na titulação da amostra de mistura alimentícia bem como da amostra de
salgadinho que constam na Tabela 4, pode-se determinar os resultados para a
concentração de cloreto nas amostras analisadas, tais resultados constam na Tabela 5
abaixo:
Tabela 4. Titulação das amostras utilizando solução de AgNO3 e indicador de K2CrO4.
Amostra n = 1 n =2 n = 3
Mistura alimentícia 5,4mL 5,0mL 5,1mL
Fator de correção 0,002565 0,002375 0,002423
Salgadinho 3,9mL 3,8mL 3,9mL
Fator de correção 0,001853 0,001805 0,001853
Tabela 5. Concentração de cloreto nas amostras (resultados expressos em % de NaCl m/m).
Mistura alimentícia
Massa de NaCl (g)
Massa da amostra
% NaCl Média Desvio padrão
n = 1 0,14991 4,9851 3,00709
2,87715 0,11592 n = 2 0,1388 4,9851 2,78434
n = 3 0,14158 4,9851 2,84003
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Salgadinho Massa de NaCl (g)
n =2 n = 3 Média Desvio padrão
n = 1 0,10827 5,0186 2,15729
2,13885 0,03194 n = 2 0,10549 5,0186 2,10197
n = 3 0,10827 5,0186 2,15729
O volume de solução titulante durante o procedimento de titulação para a
amostra de mistura alimentícia pode ser comparado com os resultados obtidos pelas
outras equipes, tais valores constam na tabela 6 abaixo:
Tabela 6. Titulação da amostra alimentícia das demais equipes.
Mistura
alimentícia
Volume de AgNO3 (mL)
Fator de correção
Massa de NaCl (g)
Massa da amostra
(g) % NaCl Média
Desvio padrão
Grupo 1
n = 1 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67
2,67 0,00 n = 2 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67
n = 3 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67
Grupo 2
n = 1 4,70 0,0022 0,1305 5 2,61
2,55 0,06 n = 2 4,60 0,0022 0,1277 5 2,55
n = 3 4,50 0,0021 0,1249 5 2,50
Grupo 3
n = 1 5,10 0,0024 0,1416 5 2,83
2,85 0,03 n = 2 5,10 0,0024 0,1416 5 2,83
n = 3 5,20 0,0025 0,1444 5 2,89
Grupo 4
n = 1 5,15 0,0024 0,1430 5 2,86
2,89 0,03 n = 2 5,20 0,0025 0,1444 5 2,89
n = 3 5,25 0,0025 0,1457 5 2,91
Ou seja, comparando-se os valores obtidos pelos outros grupos, obteve-se uma
concentração média de cloreto na amostra alimentícia de 2,74% com um desvio padrão
de 0,14%; valor este que comparado com o valor encontrado por nosso grupo (2,88%)
corresponde a um desvio padrão de 0,09%.
Não consta na embalagem da amostra de salgadinho utilizada para esta prática
(Figura 1) a quantidade de cloreto presente, apenas a quantidade de sódio , com uma
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participação de 129mg para cada porção de 25g. Desta forma, considerando que todo
cloreto presente na amostra esteja associado ao sódio na forma de NaCl, esse valor
descrito na embalagem corresponde a 24,46% do valor experimental encontrado.
Figura 1. Informação nutricional da embalagem da amostra de salgadinho utilizada:
Ruffles original.
2.4.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria
2.4.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.
Seguindo-se a metodologia proposta, os valores de absorbância obtidos no
espectrofotômetro para a construção da curva de calibração constam na tabela 7
abaixo:
Tabela 7. Dados experimentais para a construção da curva de calibração. Leituras em λ = 650nm.
19
Branco Solução
1 Solução
2 Solução
3 Solução
4 Solução
5
Concentração (mg/mL) 0,0004 0,0008 0,0012 0,0016 0,0020
Absorbância (650nm)
0,001 0,047 0,089 0,130 0,176 0,220
0,002 0,045 0,089 0,131 0,176 0,221
0,002 0,046 0,089 0,131 0,177 0,221
Média 0,002 0,046 0,089 0,131 0,176 0,221
Para a linearidade foi usado a média dos três intervalos, que contemplavam as 5
concentrações diferentes de fosfatos 0,020mg/mL (0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5mg/mL), e
como resultado obteve-se a equação de reta y = 109,25x + 0,0015 e o coeficiente de
correlação apresentou o valor R² = 0,9998.
2.4.2.2. Análise da amostra.
Tendo feito este procedimento, prosseguiu-se com o experimento de forma a
determinar o teor de fosfato na amostra de germe de trigo. Ao fazer a leitura no
espectrômetro em triplicata, os valores obtidos constam na tabela 8 a seguir:
Tabela 8. Dados experimentais da espectrofotometria para a amostra de germe de trigo.
Amostra de germe de trigo n = 1 n = 2 n = 3
Absorbância 0,173 0,176 0,18
Fator de correção 0,015708391 0,015983494 0,016350298
Utilizando a regressão obtida com a curva de calibração foi possível determinar
o teor de fosfato para cada uma das leituras, fazendo uso da equação y = 109,25x +
0,0015 (Tabela 9):
Tabela 9. Concentração de fósforo na amostra de germe de trigo, análise e tratamento estatístico.
Amostra de germe de trigo
n = 1 n = 2 n = 3 Média (𝑥 ) Desvio (S) Coeficiente de variação (CV)
Erro (E)
20
Concentração de fósforo
0,00157 0,00160 0,00163 0,00160 0,00003 0,01640 0,00003
O coeficiente de variação (CV) e o erro (E) foram calculados a partir das
equações abaixo:
𝐶𝑉 = 𝑆
𝑥 𝐸 =
𝑥 × 𝐶𝑉(%)
100
Segundo a Dietary Reference Intakes (DRI), (1997), a recomendação de fósforo
para um indivíduo adulto sadio é de 700mg por dia, desta forma, o valor médio de
1,60mg/mL de fósforo encontrado na amostra corresponde a menos que 0,23% da
quantidade diária necessária.
2.5 DISCUSSÃO
2.5.1. Determinação de cloretos por volumetria
O procedimento experimental adotado para a determinação de cloretos nas
amostras alimentícia e de salgadinho se apoia no fato de que os cloretos são
precipitados na forma de cloreto de prata, em pH levemente alcalino em presença de
cromato de potássio como indicador. O ponto final da titulação é visualizado quando o
primeiro excesso de íons Ag+ reage com o indicador ocasionando a precipitação do
cromato de prata com a formação de um precipitado de coloração vermelho-tijolo
(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, pág. 112).
AgNO3(aq) + NaCl(aq) ↔ NaNO3(aq) + AgCl(s) (ppt branco)
2 Ag+(aq) + CrO4
2-(aq) ↔ Ag2CrO4(s) (ppt vermelho)
21
Atentou-se para que a titulação fosse realizada no intervalo de pH 6,5 a 9, ou
seja, solução neutra ou levemente alcalina, pois em solução ácida ocorre a seguinte
reação:
2CrO42- + 2H+ ↔ 2HCrO4
- ↔ Cr2O72- + H2O
O HCrO4- é um ácido fraco e por isso a concentração do íon cromato se reduz e
é possível que o produto de solubilidade do cromato de prata não seja excedido. Em
solução muito alcalinas, é possível a precipitação do hidróxido de prata (Ksol. = 2,3 x
10-8) (VOGEL, pág. 282).
O procedimento experimental adotado nesta prática é conhecido como método
de Mohr e a teoria do método é a seguinte. É um processo de precipitação fracionada,
no qual os dois sais pouco solúveis são o cloreto de prata (Ksol. = 1,2 x 10-10) e o
cromato de prata (Ksol. = 1,7 x 10-12). O cloreto de prata é o sal menos solúvel, e a
concentração inicial do cloreto é elevada; então haverá precipitação do cloreto de
prata, sólido branco de difícil visualização. No primeiro ponto em que o cromato de
prata principia a precipitar, os dois sais estarão em equilíbrio com a solução (VOGEL,
pág. 281).
A titulação, por se tratar de uma determinação visual e, por isso, ser influenciada
pela observação do laboratorista, costuma apresentar resultados diferentes, que neste
caso, refletem na concentração de cloreto da amostra, conforme mostraram os
resultados.
A discrepância nos valores entre as equipes pode ser melhor visualizada pelo
gráfico abaixo:
Gráfico 2. Comparação dos resultados obtidos pelas equipes para a concentração de cloretos na
amostra alimentícia.
22
2.5.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria
A determinação da concentração de uma substância por espectrofotometria é
baseada na transformação química dessa substância num complexo colorido
(Carmouze, 1994). Essa determinação baseia-se na reação do fosfato com o molibdato
de amônio, em meio fortemente ácido, para formar um complexo de fosfomolibdato de
amônio, que é reduzido a azul de molibdênio, cuja intensidade de cor é proporcional à
concentração de íons fósforo presentes na amostra (Revista Analytica, 2007/2008).
Para proceder à leitura de uma determinada análise no espectrofotômetro é
necessário um referencial para garantia de precisão do resultado obtido na análise,
bem como de todo o seu procedimento e preparo. Para que isto ocorra, é preciso
calibrar e aferir o aparelho com soluções padrão de concentração conhecidas para a
respectiva análise.
Esse procedimento foi realizado utilizando uma solução padrão de fosfato
monobásico de potássio (KH2PO4).
O método de calibração por mínimos quadrados utilizado somente poderá ser
empregado se existir uma relação linear entre a resposta medida, y, e a concentração
2.3
2.4
2.5
2.6
2.7
2.8
2.9
3
Mé
dia
s d
as
co
nc
en
tra
çõ
es
de
clo
reto
23
analítica do padrão, x. A relação matemática que descreve essa consideração é
denominada modelo de regressão (COSTA, pág. 16), representada por:
y = mx + b (3)
Onde:
y = representa a leitura do aparelho (absorbância)
m = a absortividade (molar ou específica)
b = o intercepto, representando o valor de y quando a concentração é zero
x = é a concentração
O método dos mínimos quadrados encontra a soma dos quadrados dos resíduos
e os minimiza de acordo com a técnica de cálculo de minimização. Para o cálculo da
inclinação (m) e do intercepto (b), algumas quantidades são definidas (COSTA, pág.
16):
𝑆𝑋𝑋 = 𝑋𝑖2 −
𝑋𝑖 ²
𝑁 𝑆𝑋𝑌 = 𝑋𝑖𝑌𝑖 −
𝑋𝑖 𝑌𝑖
𝑁
𝑚 = 𝑆𝑋𝑌
𝑆𝑋𝑋 𝑏 = 𝑌 − 𝑚𝑋
Fazendo os cálculos:
Xi Yi XiYi Xi² Yi²
0,0004 0,046 0,00001840 0,00000016 0,00211600
0,0008 0,089 0,00007120 0,00000064 0,00792100
0,0012 0,131 0,00015720 0,00000144 0,01716100
0,0016 0,176 0,00028160 0,00000256 0,03097600
0,0020 0,221 0,00044200 0,00000400 0,04884100
𝑋𝑖 0,0060 0,663 0,00097040 0,00000880 0,10701500
Média 0,0012 0,133
24
Determinando SXX e SXY:
SXX 0,0000016
SXY 0,0001748
Portanto, a inclinação da reta, ou seja, o coeficiente angular (m) encontrado foi
de 109,25; e o intercepto (b) foi 0,0015; resultando na equação de reta y = 109,25x +
0,0015, utilizada para a determinação do teor de fosfato.
Como já mencionado anteriormente, a calibração do espectrômetro relaciona a
concentração do cromóforo com a leitura de absorbância do aparelho de forma linear,
porém, essa relação nem sempre se dá linearmente. Para isso, deve-se calcular o
coeficiente de correlação, R², onde quanto mais próximo de 1 este coeficiente se
encontrar, mais linear estará a relação entre os dados experimentais, no caso, a
concentração e a absorbância (COSTA, pág. 18).
R² foi expresso pela equação:
𝑅² = 𝑆𝑋𝑌
2
𝑆𝑋𝑋 × 𝑆𝑌𝑌
Onde:
𝑆𝑌𝑌 = 𝑌2 − 𝑌 2
𝑁
Apresentando um coeficiente de correlação no valor de R² = 0,9998.
Com a ajuda do software Excel® foi feito o plot dos pontos, obtendo assim a
curva de concentração, bem como a equação da reta e o coeficiente R².
Gráfico 3. Gráfico absorbância x concentração.
25
y = 108.7x + 0.001R² = 0.999
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0 0.0005 0.001 0.0015 0.002 0.0025
Ab
so
rbân
cia
(U
.A.)
Concentração (g/L)
26
3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO
3.1 OBJETIVOS
Determinar o teor de lipídios totais em amostras de uma mistura alimentícia
através do método Bligh-Dyer e determinar o Índice de Iodo em amostras de manteiga
e óleo de Canola.
3.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Foram utilizados como materiais da prática:espátulas metálicas; béquer de 150
mL; béquer de 50 mL, previamente aquecido (105°C) 2 por grupo ;pipeta volumétrica
de 5, 10 e 20 mL; pipeta graduada de 10 mL (2 por grupo); proveta de 50 mL; funil de
vidro pequeno; grade de tubos; tubo de ensaio grande (30 mL); vidro relógio; papel de
filtro; funil de separação; argolas (2) e suporte universal; peras de sucção.
Os equipamentos foram: Balança analítica; Estufa a 100°C. Para auxilio, foram
utilizados ainda um dessecador com os béqueres e um liquidificador industrial.
Os reagentes utilizados foram: metanol; clorofórmio; solução aquosa de sulfato
de sódio 1,5%; sulfato de sódio anidro.
3.3 METODOLOGIA
3.3.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer
27
Pesou-se 3 g de amostra seca e triturada, em seguida transferiu-se a amostra
para funil de separação e foi adicionado exatamente 10 mL de clorofórmio, 20 mL de
metanol e 8 mL de água deionizada, tampando hermeticamente. Agitou-se
vigorosamente por 30 minutos. Posteriormente, foi adicionado exatamente 10 mL de
clorofórmio e 10 mL da solução de sulfato de sódio 1,5%, tampou-se e agitou-se por
mais 2 minutos.
Deixaram-se separar as fases, de forma natural, mantendo o funil de separação
no suporte. Foram retirados aproximadamente 15 mL da camada inferior (clorofórmio)
em tubo de 30 mL e adicionado aproximadamente 1 g de sulfato de sódio anidro.
Agitou-se para remover os traços de água da fração clorofórmica. Filtrou-se
rapidamente em funil pequeno, recebendo o filtrado (solução límpida) em béquer de
150mL. Exatamente 5 mL do filtrado foram medidos e transferidos para béquer de 50
mL (dessecador), previamente pesado. O procedimento foi repetido duas vezes.
Colocaram-se os béqueres em estufa a 100 ºC, até que se evaporasse
completamente o solvente. Resfriou-se em dessecador e pesaram-se os béqueres. O
teor de lipídeos na amostra seca e na amostra in natura (%m/m) foi calculado e
anotado.
3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs
Análise de duas amostras: Manteiga e óleo de Canola. Para cada amostra foi
feito o procedimento descrito abaixo.
Pesou-se, em béquer de 50mL, 250mg de amostra e transferiu-se,
cuidadosamente, para um erlenmeyer de 250mL (com tampa), utilizando 10mL de
clorofórmio. Em seguida, Adicionou-se com bureta, 20mL de solução de Wijs, tampou-
se e agitou por rotação, para que o reagente entre totalmente em contato com a
amostra. Envolveu-se em papel alumínio. Preparou-se igualmente um branco com
0,25mL de água deionizada. Deixou-se em repouso por 60 minutos, ao abrigo da luz
28
(temperatura ±25°C). Posteriormente, adicionou-se 10mL de solução de iodeto de
potássio 15% (m/v) e 100mL de água recentemente fervida e fria; titulou-se lentamente
com solução padrão de tiossulfato de sódio 0,1N, sob agitação constante, até que a
coloração amarela foi atingida. Neste ponto da titulação,foi adicionado 2 mL de solução
de amido 1% e continuou-se a titulação até que a cor azul desapareceu; o mesmo
procedimento de titulação foi feito com um branco.
3.4 RESULTADOS
3.4.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer
Considerando-se que o método Bligh-Dyer utiliza métodos gravimétricos para a
determinação do teor de lipídeos, na tabela 10 pode-se verificar os dados das massas
iniciais e finais obtidas no experimento para as amostras 1 e 2, ambas contendo a fase
oleosa da mistura alimentícia, preparada de acordo com a bem como o teor de lipídeo
encontrado para cada uma dessas.
Tabela 10 - Valores obtidos para a Determinação de Lipídeos
Béquer 1 (g) 31,3573 Béquer 2 (g) 32,9349 Béquer 1 + Lipídeos (g) 32,1108 Béquer 2 + Lipídeos (g) 33,1960
Lipídeos (g) 0,7535 Lipídeos (g) 0,2611 Teor de Lipídeo na amostra seca (%)
0,25 Teor de Lipídeo na amostra seca (%)
0,09
3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs
Os valores encontrados para a quantidade de mL de tiossulfato de sódio gasto
com o Branco foi de 38,5 mL, para a amostra de manteiga de 32,4mL e para a amostra
29
de óleo de Canola de 16,7 mL. Para que se encontre o valor do índice de iodo, aplica-
se a equação 4
𝐼𝐼2 = 𝑉𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 −𝑉𝑏𝑟𝑎𝑛𝑐𝑜 ∗𝐹𝑎𝑡𝑜𝑟 ∗1,27
𝑃𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (4)
Onde:
Vbranco é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na
titulação do Branco;
Vamostra é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na
titulação da amostra;
F é o fator da solução padrão (0,964 N);
Pamostra é a massa da amostra.
Aplicando os cálculos para a manteiga (Pmanteiga= e Vmanteiga= 38,5 mL) e para o
óleo de canola (PO. Canola) =0,2636 e VO. Canola.= 16,7 mL) temos que:
𝐼𝑀𝑎𝑛𝑡𝑒𝑖𝑔𝑎 = 38,5 𝑚𝐿 − 32,4 𝑚𝐿 ∗ 0,964 ∗ 1,27
0,2527= 29, 5𝑔 𝑑𝑒
𝑖𝑜𝑑𝑜
100𝑔𝑑𝑒 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎
𝑰𝑶.𝑪𝒂𝒏𝒐𝒍𝒂 = 𝟑𝟖,𝟓 𝒎𝑳 − 𝟏𝟔,𝟕 𝒎𝑳 ∗ 𝟎, 𝟗𝟔𝟒 ∗ 𝟏, 𝟐𝟕
𝟎, 𝟐𝟔𝟑𝟔= 𝟏𝟎𝟏, 𝟐𝒈 𝒅𝒆
𝒊𝒐𝒅𝒐
𝟏𝟎𝟎𝒈𝒅𝒆 𝒂𝒎𝒐𝒔𝒕𝒓𝒂
3.5 DISCUSSÃO
3.5.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer
O lipídeo é quantificado através de métodos gravimétricos, onde se realiza a
evaporação do solvente com o lipídeo num balão, finaliza a remoção do solvente por
30
aquecimento em estufa e pela diferença do peso do balão vazio e do balão com a
gordura obtêm-se a quantidade de lipídeo extraído.
Com base nisso, obteve-se os resultados para as amostras de um teor de 25% e
9%, tendo-se como média (m) 17% o desvio padrão dessa (σ) ±11,3%. O desvio é
muito grande, considerando-se os valores obtidos, o que sugere a presença de erros
experimentais. Comparando-se os valores de teor de lipídeos obtidos para as misturas
alimentícias das demais equipes do laboratório, pôde-se constatar que esse foi de,
aproximadamente, 9 %. Logo, sugere-se a maior evaporação do conteúdo do béquer 1,
que, tendo-se os valores sendo muito discrepantes dos demais, indica um teor muito
elevado para as práticas esperadas.
3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs
Basicamente, a determinação do índice de iodo consiste na adição de um
halogênio a uma massa determinada de amostra, com posterior determinação da
quantidade de halogênio que reagiu. Como o I2 é pouco reativo, é mais comum a
adição de ICl e IBr. Independentemente de ser adicionado I, Cl ou Br, o resultado é
sempre expresso em índice de iodo, e, portanto, deve-se adicionar KI antes da titulação
do excesso do halogênio, para fornecer a quantidade equivalente de iodo do ICl,
através da seguinte reação:
ICl + KI → I2 + KCl
O I2 proveniente do excesso de ICl é titulado com tiosulfato de sódio (Na2S2O3),
usando amido como indicador, através da reação:
2 S2O32-(aq)+I2(aq) → S4O6
2-(aq) + 2 I-(aq)
Durante a titulação, o iodo vai desligando-se do amido e a cor azulada indica a
presença de iodo livre, ou seja, não ligado ao óleo.Quanto maior a insaturação de um
31
ácido graxo, maior será a sua capacidade de absorção de iodo e, consequentemente,
maior será o índice de iodo.
Com relação aos resultados obtidos para a manteiga (, I = 29,5 g de I2/100g de
amostra), pode-se observar que, de acordo com os valores de referência do RIISPOA
(Regulamento da Inspeção Industrial e Sanitária de Produtos de Origem Aninal), o
índice para manteiga deve estar na faixa de 25 a 40, estando portanto conforme o
esperado.
Já os resultados obtidos para a amostra de óleo de canola (I = 101,2 g de
I2/100g de amostra), verificou-se que, de acordo com valores de Referência de Physical
and Chemical Characteristics of Oils, Fats, and Waxes – AOCS, temos que o valor
deveria estar entre 110 e 126, sendo, portanto um pouco menos abaixo do esperado.
Como método sugerido para análise de lipídeos pode-se utilizar o método de
Soxhlet, cuja metodologia é descrita no Anexo I.
32
4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO
4.1 OBJETIVOS
Determinar o teor de proteínas na mistura alimentícia e na clara de ovo, usando o
método do Biureto.
4.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Utilizaram-se Tubos de ensaio, Pipetas graduadas de 2 mL, Pipetas graduadas
de 5 mL, Balão volumétrico de 100 mL, Béqueres de 50 mL, 150 mL e 500 mL, Pissete
com água deionizada, Funil de buchner, Kitassato, Erlenmeyer de 125 mL, Proveta de
50 mL, Espátula, Papel de filtro, Cubeta de vidro e Papel absorvente.
Os equipamentos utilizados foram um Espectrofotômetro UV-Vis, uma Balança
analítica, um Sistema de filtração a vácuo, um Agitador de tubos e um Mixer ou
liquidificador.
Os reagentes utilizados foram uma Solução salina (NaCl 0,9%), Reativo de
Biureto e Solução padrão de Ovoalbumina (2 mg/mL)
4.3 METODOLOGIA
4.3.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina:
33
Em seis tubos (n=3) foram preparadas soluções de ovoalbumina para a curva de
calibração, conforme a Tabela 11.
Tabela 11. Dados para a curva de calibração.
Branco 1 2 3 4 5
Volume (mL) de Solução padrão de ovoalbumina
- 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5
Volume (mL) de água deionizada 3,0 2,5 2,0 1,5 1,0 0,5
Foi adicionado 3,0 mL do Reativo de biureto em cada tubo e em seguida
homogeneizado suavemente, aguardando 20 minutos a temperatura ambiente. Depois
foi feito a leitura em espectrofotômetro a 540nm, estabelecendo a curva de calibração.
4.3.2 Análise da mistura alimentícia:
Foi pesado na balança analítica 5,0095 g de amostra, em seguida foi transferido
para um béquer de 500 mL e adicionado 50 mL de solução salina e homogeneizado
com mixer. A amostra foi transferida quantitativamente para o balão volumétrico de 100
mL, utilizando a solução salina, completando o volume. A amostra foi filtrada sob
vácuo.
Em seguida foi transferida uma alíquota de 3,0 mL do filtrado para tubo se
ensaio (n=6). Adicionando em três tubos 3,0 mL de Biureto e 3,0 mL de solução salina
nos outros três tubos, foi homogeneizado suavemente e deixado reagir por 20 minutos.
Procedendo a leitura em espectrofotômetro a 540nm.
4.3.3 Análise de amostra de clara de ovo
Foi pesado 0,5152 g da clara de ovo em um béquer, adicionando 30 mL de
solução salina, homogeneizando suavemente, evitando a formação de espuma. A
34
amostra foi transferida quantitativamente para balão volumétrico de 100 mL, utilizando
solução salina, completando o volume.
Transferindo uma alíquota de 3,0 mL da amostra para tubos de ensaio (n=6).
Adicionando 3,0 mL do reativo de biureto em três tubos e 3,0 mL de solução salina nos
outros três tubos, deixando reagir por 20 minutos. Em seguida foi feita a leitura no
espectrofotômetro a 540nm.
4.4 RESULTADOS
4.4.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina
Os valores observados no espectrofotômetro a 540nm se encontram na Tabela
12:
Tabela 12 - Absorbância das amostras em diferentes concentrações (mg/mL) a 540nm.
Branco 1 (0,33mg/mL)
2 (0,66mg/mL)
3 (1,00mg/mL)
4 (1,3mg/mL)
5 (1,7mg/mL)
0,033 0,131 0,180 0,193 0,217 0,161
0,036 0,127 0,165 0,194 0,215 0,303
0,035 0,124 0,172 0,199 0,216 0,269
Usando o programa Origin 8, foi possível formar uma reta da absorbância em
função da concentração:
Gráfico 4. Gráfico da absorbância em função da concentração
35
Achando a equação pelo método dos mínimos quadrados:
𝑦 = 0,0741 + 0,0819 𝑥 (5)
O coeficiente de correlação foi de 0,968.
4.4.2 Análise da mistura alimentícia
Os valores obtidos na análise da mistura alimentícia estão apresentados na Tabela 13:
Tabela 13 - Absorbância do branco e da amostra alimentícia a 540nm.
Branco Amostra
Absorbância 0,249 0,362 (540nm) 0,249 0,346 0,246 0,347
Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 4.3, foi possível determinar a
concentração de proteína na mistura, que foi 0,365 mg/mL. E o seu teor foi de 0,73g/
100g da mistura.
36
4.4.3 Análise de amostra de clara de ovo
Os valores obtidos na análise da amostra de clara de ovo estão apresentados na
Tabela 14:
Tabela 14 - Absorbância da amostra de clara de ovo a 540nm
Branco Amostra
Absorbância 0,033 0,142 (540nm) 0,032 0,142 0,033 0,143
Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 14 foi possível determinar a
concentração de proteína da clara do ovo, que foi 0,426 mg/mL, e o seu teor foi de
8,27g / 100g de clara.
4.5 DISCUSSÃO
4.5.1 Determinação de proteínas – Método do Biureto
O método por Biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na informação
de que substâncias que contém duas ou mais ligações peptídicas formam um
complexo de cor roxo com sais de cobre em solução alcalina. A intensidade da cor
formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro.
Esse método é bastante específico por não apresentar problemas de
interferentes, sendo simples, rápido e barato. Porém possuí duas desvantagens: a
necessidade de uma curva de calibração tomada com um padrão conhecido de
proteína, por exemplo, uma proteína determinada por Kjeldahl, e a cor formada no
complexo não é idêntica para todas as proteínas, porém os desvios são menores do
que em outros métodos colorimétricos. (CECCHI, 2003)
37
4.5.2 Análise da mistura alimentícia:
A comparação da mistura alimentícia com os demais grupos se apresenta na
Tabela 15:
Tabela 15 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.
Grupo
Concentração (mg/mL)
Massa de proteína (g)
em 5 g de amostra
Teor de proteína em 100 g de amostra
(g)
3 0,365 0,0365 0,73
2 0,294 0,0294 0,58
5 0,192 0,0192 0,38
1 1,014 0,1014 2,03
4 0,202 0,0202 0,40
Usando a equação 6 e 7 para os valores de teor encontrados pelos grupos,
pode-se achar à média e o desvio padrão:
(6)
(7)
A média dos valores, em relação ao teor, e o seu desvio padrão foi de 0,824 g ±
0,689 g. Dando um erro grande, porque a um grupo com um teor muito alto (1) e outro
com um teor muito baixo (5) A equipe 3 ficou perto da média, tendo um teor de 0,73g.
4.5.3 Análise de amostra de clara de ovo:
38
A comparação da amostra de clara de ovo com os demais grupos se apresenta
na Tabela 16:
Tabela 16 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.
Grupo
Concentração (mg/mL)
Massa de proteína (g)
em 5 g de amostra
Teor de proteína em 100 g de amostra
(g)
3 0,426 0,0426 8,27
2 0,602 0,0602 11,14
5 3,42 0,342 68,4
1 0,452 0,0452 10,84
4 0,554 0,0554 11,08
Usando as equações 6 e 7, pode-se achar a média e o desvio padrão que foi de
21,946 g ± 25,996 g do teor de proteína na amostra da clara de ovo. O erro foi alto,
porque o grupo do Carlos apresentou uma concentração muito mais elevada do que os
demais grupos, tendo o teor de proteína elevado. Procurando em dados da literatura, o
teor médio de proteína da clara de um ovo de galinha está próximo de 10%-13%. O
nosso grupo apresentou um teor abaixo do esperado, talvez por causa do biureto, que
não reagiu completamente com a amostra, dando um valor abaixo da literatura. Desse
modo, para melhores resultados, é indicado que se efetue um outro método de
determinação de proteínas, podendo um outro método (Método de Kjhedahl) ser
verificado no anexo I.
39
5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES
5.1 OBJETIVOS
Os objetivos do procedimento experimental são de se determinar os teores de
açúcares redutores e não-redutores em amostras da mistura alimentícia.
5.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Os materiais utilizados foram: barra magnética para agitação, funil de Buchner,
Kitassato, Bico de Bunsen, tripé e tela de amianto, pêra, Erlenmeyer de 250 mL,
pipetas graduadas de 5 mL, pipetas graduadas de 10 mL, bureta de 50 mL, Béquers de
50, 100 e 500 mL, proveta de 50 mL, bastão de vidro, balões volumétricos de 100 mL,
espátula, pissete de água deionizada, pipeta Pasteur e bulbo, vidro de relógio, papel de
filtro qualitativo, pipetas volumétricas de 10 mL e luvas.
Os equipamentos utilizados foram: balança analítica, chapa de aquecimento
com agitação magnética, banho-maria, Sistema de Filtração a Vácuo e um Mixer.
Os reagentes utilizados foram as soluções de Fehling, Solução de glucose
1000%, Solução saturada de Acetato de Chumbo, Sulfato de Sódio anidro PA, Ácido
Clorídrico concentrado, Carbonato de Sódio PA e a solução indicadora de Azul de
Metileno 1%.
5.3 METODOLOGIA
40
Transferiu-se, para erlenmeyer de 250mL, 10 mL de cada uma das soluções A e
B de Fehling; adicionou-se 40 mL de água;em seguida aqueceu-se até ebulição (em
Bico de Bunsen); Transferiu-se a solução-padrão de glucose 1% m/v para bureta de
50mL; Adicionou-se, gota a gota, à solução de glucose ao líquido sob fervura (mantido
sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até a solução tornar-se
incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionou-
se 1mL de solução indicadora de azul de metileno e continou-se a titulação até o
completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir do volume
consumido da solução de glucose, calculou-se a massa equivalente de glucose para a
redução dos íons cúpricos do reagente de Fehling.
5.3.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento
Pesou-se 5,00g de amostra em béquer de 50mL e transferiu-se para béquer de
500mL; em seguida adicionou-se 50mL de água deionizada e o homogenizou em
mixer. Aqueceu-se em BM por 20 minutos, esfriou-se e o transferiu para um balão de
100mL; Adicionou-se 2mL de solução saturada de acetato de chumbo (para
precipitação de interferentes), o homogenizou e completou-se o volume com água.
Filtrou-se, adicionou-se sulfato de sódio seco (para precipitar o excesso de chumbo) e
novamente filtrou-se; Transferiu-se o filtrado para bureta de 50mL; Em erlenmeyer de
250mL adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling e 40 mL de
água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen);
Adicionou-se, gota a gota, o filtrado contido na bureta ao líquido sob fervura
(mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até que a
solução ficou incolor. . Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no
fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-se a
titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir dos
dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares redutores (expressos em glucose).
41
5.3.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento:
Transferiu-se, para balão de 100mL, uma alíquota de 30mL do filtrado preparado
para a determinação de açúcares redutores; adicionou-se 5mL de ácido clorídrico
concentrado e aqueceu-se em banho-maria fervente por 15 minutos;
Esfriou-se e o neutralizzou com carbonato de sódio, até que não houvesse
desprendimento do CO2; completou-se o volume para 100 mL com água deionizada e
o homogeneizou; Transferiu-se o hidrolisado para uma bureta de 50mL;
Em erlenmeyer de 250mL: adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B
de Fehling e 40 mL de água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de
Bunsen); Adicionou-se, gota a gota, o hidrolisado contido na bureta ao líquido sob
fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até
que a solução ficou incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso
no fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-
se a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução.
A partir dos dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares não-redutores (expressos
em sacarose).
5.4 RESULTADOS
Os experimentos se realizados tiveram como base os experimentos utilizando o
método de Fehling. Sabendo-se que a solução de glucose utilizada era de 1% e que o
volume obtido para a titulação dessa foi de 9,35 mL, tem-se que o título da solução é
de 0,0935% de glucose.
42
5.4.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento
Durante a execução dos experimentos de açúcares redutores nas amostras
alimentícias ocorreu o fato de que não foi efetuada solução suficiente para a completa
titulação dos açúcares redutores.
5.4.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento
Nos experimentos de determinação de açúcares não-redutores na amostra de
alimento encontrou-se o volume da titulação de 54,0 mL. Sabendo-se que para que se
encontre o valor de açúcares totais da solução utiliza-se a equação X e através do
valor encontrado nessa pode-se encontrar o valor de açúcares não redutores, tem-se:
𝐴𝑅𝑇(%) =100∗𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙 ã𝑜∗ 0,95
𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜∗𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗0,3 (Equação 8)
Onde:
T= Título de Fehling (0,0935 g);
Volbalão= Volume do balão de diluição da amostra (100 mL)
Voltitulação= Volume de amostra gasto na titulação (54,0 mL)
Pamostra= Peso da amostra (5,0128 g)
Os valores 0,95 e 0,3 são, respectivamente, o fator de correção entre a diferença
e a soma das massas moleculares de glucose+frutose com a sacarose e o fator de
correção da diluição da amostra. Aplicando-se os valores tem-se:
𝐴𝑅𝑇 % =100 ∗ 𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗ 𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙ã𝑜 ∗ 0,95
𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜 ∗ 𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗ 0,3=
100 ∗ 0,0935 𝑔 ∗ 100𝑚𝐿 ∗ 0,95
54,0 𝑚𝐿 ∗ 5,0128𝑔 ∗ 0,3= 10,938 %
43
5.5 DISCUSSÃO
` Fazendo-se uma comparação entre os resultados obtidos pela equipe e pelos
demais grupos do laboratório, podem ser verificadas diversas discrepâncias (Tabela
17). As equipes 1, 3 e 4 realizaram experimentos simplificados apenas, logo, não se
torna possível calcular o desvio padrão dessas. Com relação a determinação do teor de
açúcares redutores, as equipes 1, 3 e 4 tiveram problemas com relação ao volume de
amostra produzido, visto que aquele disponível não foi o suficiente para promover a
total oxidação da solução de Fehling a óxido cuproso, logo, não se tem resultados para
esses. Além disso, verificou-se grandes variações nos valores dos teores de açúcares
não-redutores, o que sugere incertezas pro método.
Tabela 17 - Valores obtidos para as titulações dos diferentes grupos
Equipe
Volume Titulação Glucose (média)
Desvio-padrão
Volume Titulação Açúcares redutores
Desvio-padrão
Volume Titulação
Açúcares não-redutores
Desvio-padrão
1 22,1 mL - - - 28,5 - 2 17,5 mL 2,758 78,4 - 31,2 - 3 9,35 - - - 54,0 - 4 23,0 mL - - - 54,0 - 5 18,8 mL 1,39 73,2 - 29,0 -
Média 20,35 2,27 75,5 2,16 39,34 12,0
Durante os experimentos obteve-se na titulação com a solução de glucose o
volume de 9, 35 mL, o que destoa totalmente dos demais e ocasiona em um teor de
açúcares totais diferenciado dos demais (10,938%). Logo, podem-se sugerir erros
experimentais nesses dados, o que torna necessário uma nova análise da amostra
alimentícia para que se possam garantir esses. Possíveis fontes dos erros são as
chapas de aquecimento, que ao não manter a solução de Fehling em ebulição
possibilitam a oxidação do cobre pelo oxigênio do ar (DEMIATE et al, 2002), pelo
tempo de titulação superior a 3 minutos, o que ocasiona a decomposição dos açúcares
em função do calor (DEMIATE et al, 2002).
44
6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA
Através das análises realizadas pode-se então calcular a composição centesimal
da mistura, visto que se encontraram os dados dos principais componentes dessa
(tabela 18). Para o cálculo do valor calórico da mistura considera-se:
1 g de proteína = 4 kcal
1 g de Lipídeo = 9 kcal
1 g de carboidrato = 4 kcal
Sendo o valor energético total o somatório desses.
Tabela 18 - Composição da mistura alimentícia por 100 g de amostra.
Unidade Valor
Umidade (%) 33,135 Energia (kcal) 199,752 Proteínas g 0,73 Lipídeos g 17,00 Carboidratos g 10,938 Cinzas g 3,973 Cloreto de sódio g 2,87715
45
7 CONCLUSÃO
Com os experimentos foi possível determinar a umidade, os cloretos e fosfatos
em cinzas, os lipídeos totais, o índice de iodo, as proteínas os açúcares não redutores,
com os mais diversos métodos de análise, desde o método de Fehling até o método de
Biureto. Os métodos utilizados nos experimentos são simples, rápidos e baratos,
porém, alguns desses métodos, podem apresentar problemas como, por exemplo,
interferentes, dando um valor no qual não era esperado. Pode-se perceber isso durante
alguns experimentos, no qual o teor deu acima ou abaixo do esperado.
Através destas composições calculou-se o valor energético da amostra, cujo
valor foi considerado bastante calórico, principalmente devido a grande porção lipídica
da receita vindo principalmente da quantidade de óleo utilizada. Ainda nota-se um
baixo teor de proteínas.
Assim conclui-se que os métodos clássicos para análise de alimentos possuem
uma boa margem de aplicação.
46
REFERÊNCIAS
ARAÚJO, A.A.S; MERCURI, L.P.; SEIXAS, S.R.S; STORPIRTIS, S; MATOS, J.R.M.; Determinação dos teores de umidade e cinzas de amostras comerciais de guaraná utilizando métodos convencionais e análise térmica. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. Vol. 42, n. 2, abr./jun., 2006 CECCHI, H. M.. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2 ª edição. São Paulo, Editora da Unicamp, 2003. DEMIATE, I.M.; WOSIACKI, G.; CZELUSNIAK, C.; NOGUEIRA, A.; Determinação de açúcares redutores totais em alimentos. Comparação entre Método Colorimétrico e Titulométrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian S. and Engineering, 8 (1): 65 – 78, 2002 INSTITUTO ADOLFO LUTZ, São Paulo. Normas analíticas do Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, 2005. PARK, K.J; ANTONIO, G.C.; ANÁLISES DE MATERIAIS BIOLÓGICOS. Apostila. Universidade Estadual De Campinas - Faculdade De Engenharia Agrícola. 2006. Disponível em <http://www.feagri.unicamp.br/ctea/manuais/analise_matbiologico.pdf>. Acesso em 01 de Julho de 2012.’ DEMIATE, I.M; WOSIACHI, G; CZELUSNIAK, C; NOGUEIRA, A. Determinação de açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre método colorimétricos e titulométricos. Disponível no site <http://www.revistas2.uepg.br/index.php/exatas/article/viewFile/772/677>, acessado no dia 29 de junho de 2012. SEBRAE; Regulamento da inspeção industrial e sanitária de produtos de origem animal – RIISPOA. Disponível no site <http://www.sebrae.com.br/setor/leite-e-derivados/o-setor/legislacao/RIISPOA-Dec.30691-52.pdf> acessado no dia 29 de junho de 2012. CAMPESTRE IND; Especificações técnicas do óleo de canola. Disponível no site <http://www.campestre.com.br/especificacao_canola.shtml> acessado no dia 29 de junho de 2012.
47
HEALTH & SAFETY; Iodine clock reaction. Novembro de 2006, disponível no site <http://www.nuffieldfoundation.org/practical-chemistry/iodine-clock-reaction> acessado no dia 29 de junho de 2012.
48
ANEXOS
Anexo I
MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS EM ALIMENTOS:
MÈTODO SOXHLET
Soxhlet é um método de extração a quente que trabalha com um refluxo
descontínuo e intermitente de solvente com a vantagem de evitar a temperatura alta de
ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato direto com o solvente quente,
evitando assim a decomposição da gordura na amostra. Os dois solventes mais
utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico (Cecchi, 2003).
MATERIAIS:
Aparelho Soxhlet;
Condensador de refluxo;
Rotaevaporador;
Cartucho;
Manta de aquecimento;
Balança Analítica de Pesagem ( 0,001 g)
REAGENTES:
Amostra ;
Éter de petróleo
PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL:
Pesar uma porção da amostra e adicioná-la a um cartucho extrator já tarado.
Feito isso, pesar um balão previamente seco à elevada temperatura e previamente
mantido no dessecador. Em seguida adicionar um pequeno volume do éter de petróleo
ao balão, e conectar ao equipamento Soxhlet, montado sobre a manta de aquecimento.
A amostra contida no cartucho extrator deve ser inserida no equipamento Soxhlet.
49
Posteriormente, adicionar 100 mL de éter de petróleo, acrescentar pérolas de
vidro ao balão. Em seguida, conectar ao sistema um condensador de refluxo e as
mangueiras para a passagem de água, adicionar também uma quantidade a mais de
solvente, o suficiente para encher o extrator.Logo em seguida ligar a chapa, e fixar a
uma temperatura que satisfaça uma extração controlada, mudar durante o tempo a fim
de melhor controlar a ebulição.
Manter o sistema até que se passe 10 sifonadas, assim que atingir este ponto,
desligar o sistema e deixar em descanso por um pequeno período. Após isso, leva o
balão ao rotava por durante 30 minutos para recuperação da maior parte possível do
solvente, objetivando uma maior pureza. Por fim, levar o balão para estufa para
eliminação do que sobrar de solvente, e então resfriar e levar ao dessecador para
posteriormente realizar-se a pesagem.
50
Anexo II
1 MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS –
MÉTODO KJELDAHL
O método de Kjeldahl determina o teor de nitrogênio de origem orgânica. Como
o teor de nitrogênio dos diferentes tipos de proteína é aproximadamente o mesmo (em
torno de 16%), pode-se multiplicar a porcentagem de nitrogênio total encontrado pelo
fator de 6,25 para obter a porcentagem de proteína na amostra. (CECCHI, 2003)
1.1 MATERIAIS
Balões microkjeldahl de 100 mL
Buretas de 50 mL com suporte
Erlenmeyers de 250 mL, 125 mL e 50 mL
Frascos comuns de 1L
Digestores
Balão volumétrico de 100 mL
Pipeta volumétrica de 25 mL
Bureta com ponta larga para H2SO4 concentrado
Destiladores
1.2 REAGENTES
Carbonato de Sódio
Alaranjado de metila 0,1%
HCl 0,1 M
NaOH 0,02
NaOH concentrado
Ácido bórico 2,0%
Fenolftaleína
Verde de bromocresol 0,1% em álcool
51
HCl concentrado
Mistura de catalisadores: 96% K2SO4, 4% CuSO4.5H2O bem moídos e
misturados
Ácido sulfúrico concentrado
1.3 DIGESTÃO
Juntar num balão microkjeldahl de 100 mL, 200 mg de amostra (pesada em
balança analítica até 0,1 mg), 1,5 g de mistura de catalisadores e 3,0 mL de H2SO4
concentrado. Fazendo com que a amostra e os reagentes caiam no fundo do balão
sem tocar nas paredes.
Colocar o balão no digestor e digerir por 20 minutos. Tirar o balão e deixar
resfriar até a temperatura ambiente. Coloque 5 mL de água oxigenada com uma
proveta. Repor o balão no digestor e aquecer devagar. Se não se tornar translúcido em
15 minutos, resfriar novamente e adicionar mais 5 mL de água oxigenada. Aquecer até
tornar-se translúcido e não haver mais resíduos carbonizados. Deixar resfriar por 15 a
20 minutos à temperatura ambiente e a seguir resfriar em água de torneira. Colocar
vagarosamente, com agitação, 40 mL de água destilada.
1.4 DESTILAÇÃO
Pesar aproximadamente 7,0 mg de NaOH e colocar em um erlenmeyer de 50
mL. Juntar 11 mL de água destilada ao frasco e agitar até que o NaOH esteja
dissolvido. Esfriar sob água corrente.
Colocar aproximadamente 10 mL de ácido bórico em um erlenmeyer. Adicionar
4 gotas de vermelho de metila e 6 gotas de verde de bromocresol. Colocar o frasco
com ácido bórico e a mistura de indicadores na saída do destilador. Colocar a amostra
digerida no destilador e em seguida a solução de soda. Proceder à destilação até que
cerca de 2/3 do líquido contendo a amostra tenha sido recolhido no erlenmeyer com
ácido bórico.
52
Deixar destilando durante alguns minutos para permitir que a água destilada lave
a superfície interna do condensador e do tubo de saída. Usar um pissete para a parte
externa do tubo.
1.5 TITULAÇÃO
Utilizar solução padrão de ácido clorídrico 0,1 N com o titulante até a viragem do
indicador.