res ipse loquitur - siempre pensando en la implantología

Editorial

5Rev. Esp. Odontoestomatológica de Implantes 2004;12(1):5

Es un placer y un honor el dirigirme a todoslos compañeros y amigos de la SEI desdeesta tribuna, y más en el inicio de este año2004, en el que se van a realizar impor-tantísimos eventos, que, hasta cierto punto,van a definir lo que va a ser la evolución denuestra Sociedad en los próximos años.

La tradicional Reunión de Invierno, lapresencia en Expodental, las ya celebradasReunión de Palma de Mallorca, y Jornadasen recuerdo y homenaje de nuestro queri-do consocio, amigo y maestro EmilianoSada, y, sobre todo, nuestro próximoCongreso del mes de noviembre, sonmomentos claves de la vida de nuestraSociedad que requieren de la participaciónactiva de todos.

Participación que debe ser a todos losniveles, pero, y principalmente, a nivelcientífico, con vuestras experiencias, inno-vaciones y conocimientos que necesitamosconocer y compartir, siempre dentro deltradicional ambiente de camaradería yamistad que ha caracterizado a nuestraSociedad.

Desde esta Junta Directiva estamosponiendo todo nuestro esfuerzo y tesónpara que estos proyectos salgan adelantecon el brillo, esplendor y alto nivel quemerecéis todos vosotros y la SEI. Nopuedo destacar a nadie en especial por elesfuerzo realizado, pero no sería justo noapreciar de una forma muy especial el

talante, trabajo y dirección de nuestraPresidente, la Dra. Araceli Morales, quecon su continuada presencia en la Sede,dedicación "casi" exclusiva e innumerableshoras de teléfono y de reuniones, aún lequeda humor para, con una sonrisa, indi-carnos y dirigirnos para realizar conjunta-mente los proyectos actuales y futuros.

Otro factor que quiero resaltar espe-cialmente es la extraordinaria respuesta yapoyo que hemos tenido de las casascomerciales: siempre he mantenido que lasreuniones biomédicas y el apoyo a todaslas iniciativas científicas deben tener unsoporte por parte de la industria, y en estemomento no podemos sino agradecerdesde aquí a todas las casas comercialespor el extraordinario apoyo que estánprestando a nuestra Sociedad.

Como creo que habéis ido comproban-do en estos meses, la SEI está navegandohacia buen puerto, ocupando el lugar quesiempre ha tenido y que por derecho lepertenece. Con vuestro apoyo, consejos,críticas y colaboración seguro que lascosas hablarán por sí solas.

Dr. Antonio Bowen Antolín

Dr. Antonio Bowen Antolín

Vocal de la Sociedad Española de Implantes

Res ipse loquitur

Originales

14 Rev. Esp. Odontoestomatológica de Implantes 2004;12(1):14-29

Protocolo para la obtención de PDGF a partir de PRF

RESUMEN

El artículo describe de manera minuciosa el procedimiento para la obtención de PRF.Se presentan los resultados anatomopatológicos de cien casos en diferentes situaciones clínicas,observándose una maduración más rápida del tejido óseo estadísticamente significativa a los 3meses, pero con resultados idénticos, transcurrido un año, a los de las biopsias control.La aplicación local de PGF mediante las técnicas PRP y PRF no presenta ningún riesgo oncogéni-co para el paciente al tratarse de un aporte puntual, limitado en el tiempo.Palabras clave: GF (Growth Factors). PRP (Plasma Rich in Platelets). PRF (Fibrin rich inPlatelets). PRGF (Plasma Rich in Growth Factors). Regeneración ósea.

INTRODUCCIÓN

En anteriores artículos (Arnas M1, BallesterJF2), se puso de relieve el mecanismo deacción de los Factores de Crecimiento asícomo los procedimientos para su obten-ción.

El procedimiento clínico para la obten-ción de PDGF (Factores de Crecimientoderivados de las plaquetas) a partir del PRP(Plasma Rico en Plaquetas) ha sido amplia-mente difundido por gran número de auto-res, entre los que cabe destacar: Marx RE7

Anitua E3, Cho MI4, Lynch SE5. No así latécnica que permite obtener PDGF a par-tir de PRF (Fibrina rica en Plaquetas).

El presente artículo se propone descri-bir con detalle la metodología, el material yel protocolo de utilización del PRF paraobtener un crecimiento óseo previsible.

MATERIAL Y MÉTODOS

A partir de una idea original deTayaponsak13 nació el concepto de PRF.Los primeros en utilizarla en implantologíafueron Choukroun J. & Scheicher, y el pro-cedimiento que aquí se describe es unaoptimización de los protocolos ya descri-tos.

Material para la obtención de PRFEl kit diseñado para la optimización delprotocolo de obtención del PRF forma unconjunto cuyo propósito es que los proce-sos de centrifugación y coagulación sedesarrollen de manera sucesiva sin ningunamanipulación, siguiendo las recomendacio-nes de la OMS (Directivas 1997) y deacuerdo con el artículo 373 del Código deSalud Pública Europea.

Dr. J.F. Ballester1

Dr. A. Álvarez2

Dr. I. López3

Dr. J.R. Molinos4

Dra. M. Arnás5

J.M. Vera6

1Implantólogo. ESORIB. Valencia2Implantólogo. ESORIB. Madrid3Periodoncista. ESORIB. Bilbao

4Prostodoncista. ESORIB. Madrid5Odontóloga. ESORIB. Madrid

6Anatomo-patólogo.Hospital General Castellón

CORRESPONDENCIADr. J. F. Ballester. Plz. España 5, 10

46007 Valencia [email protected]

15Rev. Esp. Odontoestomatológica de Implantes 2004;12(1):14-29


La centrifugadora

Como puso de relieve Ballester JF2, cualquier cen-trifugadora que pueda alcanzar 280 G, y manteneruna velocidad constante durante 15 minutos esapta para la obtención de PRF o PRP. Bastará, paraello, despejar la R.p.m. (revoluciones por minuto)de la ecuación en la que todos los otros datos sonconocidos:

Rpm2RCF = 1'12 r

1000RCF = 280 g (fuerza de centrifugación expresa-

da en unidades g)r = Longitud del rotor en metros (específica

para cada centrifugadora)Rpm= Revoluciones por minuto.Los autores utilizan la 90-i (figura 1) por ser la

que presenta mejor relación calidad-precio de lastestadas. Posibilita la centrifugación de 1 a 8 tubosde 10 cm3. Sus portatubos son esterilizables en elautoclave y cumple toda la normativa CE.

El tubo 90-i

El tubo 90-i, (figura 2) ha sido diseñado para su uti-lización en la centrifugadora 90-i, de tal maneraque, su acción anticoagulante es suficiente parapermitir la centrifugación de la sangre de modoque sólo coagulará al final de esta, sin necesidad deninguna manipulación.

El coágulo de fibrina así obtenido puede perma-necer en el tubo 90-i un máximo de 30 minutosantes de su utilización.

Desechables

Todos los desechables: palomitas, agujas, etc.(figura 3) son estándares, pudiendo adquirirse encualquier comercio.

Los autores no utilizan sistemas con vacío por-que este colapsa los vasos y son dolorosos para elpaciente.

PROTOCOLO CLÍNICO PARA LA OBTENCIÓN DE PRF

Teniendo en cuenta que el tiempo de centrifuga-ción es de 15 minutos y el máximo permitido

Figura 1. Centifugadora 90-i. Programable en tiempo y velocidadcapaz de desarrollar entre 100 y 3080 G. Apta para las técnicasde PRP y PRF. Figura 2. Tubo 90-i.


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antes de su manipulación de 30 minutos, el proto-colo clínico deberá empezar, como mucho, 45minutos antes del tiempo previsto para su utiliza-ción.

El tiempo transcurrido entre la extracción desangre y el inicio de la centrifugación debe serreducido al mínimo, para lo cual:

• La centrifugadora debe situarse en unasuperficie plana y estable lista para su puestaen marcha, es decir: conectada a la red eléc-trica.

• La velocidad programada a 2.500 rpm (figura 4).• El minutero a 15 min.

• El conector en "ON", de manera a que el sim-ple cierre de la tapadera inicie el ciclo.

Debe estar previsto el número de tubos de 10cm3 que se utilizarán. Se dispondrán en los porta-tubos de manera simétrica y si su número es imparel contrapeso se ejercerá con un tubo relleno deagua que se situará con anterioridad al inicio de laextracción sanguínea.

Si por cualquier motivo el tiempo transcurridoentre la extracción de sangre y el inicio de la cen-trifugación supera 1 minuto, el procedimiento parala obtención de PRF fracasará.

• Para la extracción de sangre se utilizará mate-rial estándar.Previo a la perforación del vaso sanguíneoesterilizamos el campo con Betadine.El émbolo debe ser de al menos 10 cm3 (figu-ra 5).

• La sangre así obtenida se deposita en el tubo90-i e inmediatamente se introducirá en elportatubo estéril (figura 6).

Figura 3. Desechables.Figura 4. Se programa en la centrífugadora en función del valor de G que se desee alcanzar. G = 1'12r (Rpm2/1000).

Figura 5. Extracción de sangre. Figura 6. Se deposita la sangre en el tubo 90-i.

Figura 8. El cierre de la tapadera conecta el interruptor que inicia el ciclo de centrifugación.


• Los tubos se depositan de manera simétrica.En caso de ser impares, el contrapeso se ejer-ce con un tubo lleno de agua (figura 7).

• Una vez cerrada la tapadera e iniciada la cen-trifugación, esperaremos que finalice el ciclo(figura 8).

• Finalizado el ciclo, retiramos el coágulo defibrina con unas pinzas y lo separamos de loshematíes con las tijeras. Ya está listo para suutilización (figura 9).

CÓMO UTILIZAR EL PRF

Una vez finalizada la centrifugación, separare-mos el coágulo de fibrina de los hematíes con unastijeras, siempre siendo preferible no eliminar com-pletamente el coágulo de hematíes a perder partedel tercio inferior del coágulo de fibrina, ya que esen este último donde el concentrado de plaquetases más denso.

Este coágulo fibrino-plaquetario bautizado PRF,puede ser utilizado de varias maneras:

a.Coágulo de Fibrina1. En los rellenos de los alveolos post-exo-

doncia, en las furcas o en las lesiones verti-cales (figura 10).

2. En las elevaciones sinusales atraumáticas,facilitan la disección de la mucosa de

Figura 7. Los tubos se depositan en el interior de los portatubos estériles, siempre de manera simétrica.

Sneider y sirviendo de lecho en la fracturaen tallo verde (figura 11).



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Figura 9. Con unas pinzas retiramos el coágulo de fibrina que contiene el 100% de las plaquetas.

Figura 10a. Paciente diagnosticado de fisura vertical en el 25.

Figura 10b. RX.

3. En los implantes inmediatos, rellenando laincongruencia entre el alveolo y el implan-te (figura 12).

4. En las expansiones de cresta, ocupando elespacio entre dos implantes (figura 13).

5. Siempre que exista una cavidad que relle-nar (figura 14).

b. Cortado en pequeñas porciones Cuando se desea su uso mezclado con huesoautólogo o un biomaterial (figura 15).



Figura 10c. Exodoncia atraumática.

Figura 10e. RX post-exodoncia.

Figura 10f. Alveolo relleno de PRF.

Figura 10d. Alveolo vacío con integridad de las tablas vestibular y palatina.

Es de esta forma como se ha conseguido unacicatrización ósea más rápida.

c.En membrana.Comprimiendo el coágulo entre dos compre-sas podemos obtener una membrana de PDF(figura 16).


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Figura 10g. Cuarto día postoperatorio.

Figura 10h. Rx al mes de la exodoncia.

RESULTADOS

En los 100 primeros casos en que se ha puesto enpráctica el protocolo, la obtención del coágulodenominado PRF ha sido constante y la histología,con tinciones H.E. y FVIII, idéntica (figura 17).

La histomorfometría de las biopsias a los 3meses muestran un hueso más maduro, que tiendea igualarse en las biopsias a los 6 meses y son indi-ferenciables en las biopsias al año (figura 18).

DISCUSIÓN

Desde que Urist en 1965 descubrió y aisló la pri-mera proteína morfogenética, los procedimientospara su aplicación clínica han sido numerosos.

Abuzeni PZ6 propuso el aislamiento de 70 ml. dePRP a partir de 400-500 ml. de sangre con el sepa-rador celular por gradiente de densidad Med-tro-nics AT 500, lo cual era impracticable en un con-sultorio dental.

Marx RE7 inicia su uso en cirugía oral y maxilo-facial hospitalaria, pero la complejidad técnica delprotocolo, el uso de trombina bovina y los eleva-dos costes impedían su uso en cirugía ambulato-ria.

El uso ambulatorio se inicia con el sistema pues-to a punto por la casa 3i PCCSTM (PlateletConcentrate Collection System) al que le siguenCurasan y Harvest Technologies (The SmartprepMM

Centrifuge System), todas ellas con característicassimilares Gemmel C., Chow E8, Weibrich G, KleinWKG18:

• Centrifugadoras de coste muy elevado.• Material desechable específico para cada una

de ellas, muy caro.• Doble centrifugación.• Manipulación compleja.• Uso de trombina bovina como coagulante.Anitua E9, es el primero que consigue formular

un protocolo realmente practicable en un con-sultorio dental. A partir de un volumen limitadode sangre: entre 10 y 40 cm3, sin necesidad deusar trombina bovina y con una única centrifuga-ción.

Todos los protocolos para la obtención dePDGF a partir de PRP presentan una problemáticasimilar:



Figura 11b. Provocar una fractura en Tallo Verde percutiendo suavemente sobre el elevador sinusal; 11c. El implante finaliza la elevación; 11d. RX antes; 11e. RX después.

Figura 11a. Finalizada la osteotomía, se rellena con una mezcla de hueso y coágulo.

• Centrifugadoras muy caras.• Desechables caros.• Necesitan una manipulación sanguínea, con el

riesgo de error que ello conlleva.

• El resultado varía en función de la habilidaddel manipulador.

• La cantidad y la concentración de Cl2Ca nece-sarias para la coagulación del PRP varía en fun-

11b 11c

11d 11e


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Figura 12a. Alveolo vacío finalizada la exodoncia; 12b. Osteotomía reglada a la profundidad predefinida; 12c. Implante.

Figura 12f. Implante insertado.12e. Rellenado del alveolo con el PRF.

12a 12b 12c

Figura 12d. PRF.

12d

12e12f



ción del estado hemodinámico del paciente,del recuento de plaquetas y del contenido enfibrinógeno, lo que dificulta su aplicacióncorrecta en un consultorio dental3,6,9,10,11.

• Las plaquetas, una vez centrifugada la sangreentera, se distribuyen entre los estratosPPGF, PGF, PRGF, por lo que el concentradode plaquetas así obtenido podrá variar entre

Figura 13a. Hiatus entre las tablas vestibular y palatina.

Figura 13c. Relleno del espacio sin compactar.

Figura 13b. Coágulo de PDF.

Figura 13d. Coágulo de PRF dispuesto a la manera de membrana.


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Figura 13e. Sutura.

Figura 14. RX antes y a los tres meses. La cavidad se rellenó de hueso autólogo mezclado con el coágulo de PRF.

el 78,2% y el 60,5% del total disponible8,18,pero nunca alcanzará el 100%.

• Caros y de manipulación compleja22, lo queimpide un uso diario en un consultorio dental.

Choukroun J, Adda F12, logran lo que Bowen14

define como un sueño: "Tener una malla de fibrinaautóloga empapada de Factores de Crecimiento",pero esta vez sin ninguno de los inconvenientesinherentes a la técnica del PRP.

Nuestra aportación a la técnica del PRF no esotra que la optimización del procedimiento hastaconseguir un protocolo barato, reproductible conindependencia del manipulador, fiable y cuya senci-lla manipulación permite su uso diario en la clínicadental.

Las características que definen nuestro protoco-lo para la obtención de PRF pueden resumirse enlos siguientes puntos:

• No hay manipulación sanguínea.• El resultado es independiente del manipulador• No se utiliza trombina bovina, ni Cloruro de

Calcio ya que la coagulación del PRP es natu-ral hasta convertirse en un coágulo de PRF.

• El coágulo de PRF atrapa al 100% de las pla-quetas disponibles, por lo que su concentra-ción es superior a la obtenida por cualquierotro procedimiento a partir del PRP.

• Es barato y de manipulación simple, lo quepermite su uso diario en el consultorio den-tal.



Al centrifugar 10 cm 3 de sangre entera con unTubo 90-i en una centrifugadora 90-i, obtenemostres facciones:

En la parte baja encontraremos los glóbulosrojos. En el tercio alto plasma sin ninguna plaquetay será el tercio medio el que ocupe el coágulo ricoen plaquetas (PRF) que retiraremos con unas pin-

Figura 15a. Lesión endo-paro de la 47; Figura 15b. Exodoncia y toilette de la lesión. Relleno de la cavidad con hueso del paciente mezclado con coágulo de PRF cortado en pequeñas porciones; Figura 15c. Mezcla de hueso propio del paciente con el coágulo de PRF troceado.

Figura 15d. Radiografía realizada en el momento de la inserción de los implantes; Figura 15e. Radiografía a los 4 meses de la inserción de losimplantes; Figura 15f. Radiografía realizada al primer año de carga funcional.

zas y, una vez separado de los hematíes con ayudade las tijeras, lo depositaremos en una compresaestéril. Este PRF está compuesto del 100% de lasplaquetas presentes en el volumen de sangre cen-trifugada, fibronectina (facilita el trasiego celular),fibrina (osteoconductora) y la totalidad de los leu-cocitos (acción antimicrobiana local).

15a 15b 15c

15d 15e 15f


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Figura 16a. Coágulo de PRF; Figura16b. Comprimir el coágulo con una gasa húmeda; Figura 16c. Membrana; Figura 16d. Membrana posicio-nada antes de la sutura.

Figura 17a. Tinción H.E. Las muestras obtenidas mediante la técnica de PRP varían en función del manipulador (a y b) y de la técnica utilizadapara la coagulación del concentrado (c: utilizó sangre entera del paciente). 1: Plaquetas; 2: Hematíes; 3: serie blanca.

Figura 17b: Tinción con anticuerpos anti-FVIII. Las muestras obtenidas mediante la técnica de PRF (a, b) son homogéneas, reproducibles conindependencia del manipulador y presentan un mayor concentrado de plaquetas, que las obtenidas mediante el procedimiento PRP (c).1: Plaquetas; 2: Hematíes; 3: Serie blanca.

Independientemente de cuál es el mejor méto-do para la obtención de PDGF, la principal con-troversia es su posible acción cancerígena através de la activación de determinados pro-oncógenos1,15. Esto es cierto y ha sido puesto enevidencia por Sulzbacher16 demostrando unacorrelación positiva entre la agresividad delchondrosarcoma y el grado de expresión de losreceptores PDGF - α

Todos los agentes cancerígenos tienen un ele-mento común: necesitan de una acción continúa yprolongada en el tiempo sobre la célula diana paraejercer su acción patógena. Con las técnicas PRP yPRF, menos del 4% de los PDGF están presentes alos 4 días de la intervención y el 0% a los 14 días7, porlo que si a esto añadimos su acción estrictamentelocal podemos descartar cualquier riesgo de inducirun tumor con estos aportes puntuales de PDGF.

16a 16b 16c 16d



Figura 18a. Histomorfometría de las biopsias sin coágulo a los 3 meses (a), 6 meses (b), 1 año (c).

Figura 18b. Histomorfometría de las biopsias sin coágulo a los 3 meses (a), 6 meses (b), 1 año (c). 1: Tejido laxo; 2: Osteoblastos en línea osteogénica; 3: Hueso antiguo; 4: Hueso primario; 5: Hueso secundario.

Sólo en el caso de producirse un estímulo repe-titivo y prolongado en el tiempo, en pacientes conel oncogén Cysm y receptores de PDGF - α reac-tivos, el riesgo cancerígeno sería evidenciable (figu-ra I9).

CONCLUSIÓN

Los FC son péptidos con una estructura cercana ala de las hormonas12, pero a diferencia de éstas,sólo tienen actividad local y no se encuentran enforma libre en la sangre, y una vez liberados su vidamedia no excede de 4,2 horas 5.

Su utilización no implica ningún riesgo oncogéni-co cuando se hace de manera puntual (limitada enel tiempo) y localizada.

Dhalin C17 definió en 1994 las cinco condicionespara obtener una regeneración ósea de manerapredecible:

1. Presencia de células osteogénicas2. Adecuada vascularización3. Estabilidad mecánica

4. Mantenimiento del espacio5. Exclusión de los tejidos blandosEl aporte de PDGF a través del PRF incide de

manera positiva en todos ellos, pero de especialforma en el primer punto, aumentando el númerode células fibroblásticas.

El PRF contiene una densa malla de fibrina quefavorece el mantenimiento del espacio y desem-peña un rol de matriz favoreciendo la migración yla proliferación de las células fibroblásticas. Su altocontenido en leucocitos reduce el riesgo de infec-ción. Igualmente promueve la angiogénesis y pre-senta propiedades hemostáticas 7,19,20.

Todas las plaquetas disponibles degranularán yliberarán los FC en 3 a 5 días7.

El PRF reúne todas las condiciones que para elautor definen un injerto ideal:

• Fácilmente disponible• Nulo poder antigénico• Baja morbilidad del sitio donante• Resultados reproductibles• Sin riesgo de transmisión de enfermedades• Económico


Originales

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5. Lynch SE, et al. The effects of short-Term application of acombination of platelet-derived and insulin like growthfactors on periodontal wound healing. J Periodontal 1991;62:458-46.

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7. Marx RE, et al. Platelet rich plasma. Growth factor enhan-cement for bone grafts. Oral Surg. Oral Med. Oral pat. OralRadial Endod 1998;85:638-46.

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BIBLIOGRAFÍA

Si se usa junto a un biomaterial, deberá añadir-se hueso autógeno, ya que para su estimulaciónnecesita células óseas vitales (Froum21).

Figura 19

Su utilización estará indicada siempre que ellecho receptor presente una buena vasculariza-ción (ausencia de infección, preparación adecua-da del lecho receptor, esté garantizada la estabi-lidad mecánica (estabilidad primaria del implante,inmovilización del injerto por medio de oste-osíntesis en el lecho receptor) y el espacio aregenerar esté conservado y no invadido por lostejidos blandos. En estos casos, los fibroblastosatraídos por el PDGF se metamorfosarán a oste-oblastos.

Por el contrario, su uso en lechos infectados,carentes de vascularización o con injertos inesta-bles, está contraindicada al favorecer la fibrosisdensa por transformación en fibrocitos de losfibroblastos (figura 19).

Su efecto es sólo una aceleración en la madura-ción del tejido óseo, no observándose ningunadiferencia con las biopsias placebo al año de lacirugía.


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Casos clínicos


Exodoncia de un canino incluido, sinus-lift y colocaciónde implantes en una sola fasequirúrgica

RESUMEN

En la clínica diaria no es infrecuente encontrarnos con un maxilar superior atrófico y menos aúncon un canino superior incluido. Lo que sí suele ser menos frecuente es encontrarnos las doscosas a la vez en el mismo paciente. Y eso nos plantea dos problemas importantes a la hora derehabilitar al paciente, el cual a su vez, nos exige la máxima rapidez posible en la finalización deltratamiento.Está claro que viendo el caso en desde el punto de vista global es un caso complejo por todas lasmaniobras quirúrgicas a realizar, pero (y así lo queremos hacer ver en este caso) si vemos porseparado los tres procesos a realizar (exodoncia del canino incluido, elevación sinusal y coloca-ción de implantes) no debería de presentar ningún problema en cuanto a la predictibilidad deéxito, ya que todos los pasos a realizar están perfectamente protocolizados.Lo realizaremos todo en un sola fase quirúrgica para reducir así el tiempo total del tratamiento ysatisfacer así la demanda del paciente.Palabras clave: Elevación sinusal. Implantes osteintegrados. Osteointegración

ABSTRACT

In the daily clinic is not infrequent to find us with an upper atrophic maxillary and less still with aupper included tooth. What yes it is used to being less frequent is to find us the two things at thesame time in the same patient. And that it presents us two important problems at the momentof to rehabilitate the patient, which at the same time, requires us the maximum rapidity in theending of the treatment.The case is complex since a global point of view due to all the maneuvers to carry out, but (andthus we want it to see in this case) if we see for separated the three processes to carry out(remove the included tooth, sinus-lift, and to place de implants), should not present no problemas for predictibility of success because all the steps to carry out are perfectly described.We will do it in a single phase to reduce the total time of the processing and to satisfy thus thedemand of the patient. Key words: Sinus-Lift. Osteointegrated implants. Osteointegration.

Dr. Alberto Picó RamírezDr. Julio Pitarch Delgado

Práctica privada. Valencia.

CORRESPONDENCIAAlberto Picó Ramírez

C/ Maestro Bellver 27, 2º

46018 Valencia


Exodoncia de un canino incluido, sinus-lift y colocación de implantes en una sola fase quirúrgica

INTRODUCCIÓN

La reconstrucción de los maxilares atróficos esuno de los grandes retos que se nos plantean en laclínica odontológica. Esta atrofia puede ser locali-zada o generalizada, y en función de sus caracterís-ticas se deberá recurrir a un tipo de tratamiento uotro, pero ambos buscan un fin común: proporcio-nar el suficiente grosor de hueso maxilar para lacorrecta colocación y estabilización de los implan-tes. La atrofia puede darse a nivel anterior o pos-terior, siendo esta última la más problemática debi-do a la presencia de los senos maxilares.

Los senos maxilares son cavidades aéreas con-tenidas en el cuerpo de los huesos maxilares que,junto con las fosas nasales, ocupan el tercio mediodel macizo craneofacial, situándose por debajo delas cavidades orbitarias. Es por la presencia de lossenos maxilares por lo que el tratamiento de lasatrofias a nivel posterior se complican, debido nor-malmente a:

1. Factores de pneumatización: crecimiento yexpansión fisiológica del seno.

2. Factores de reabsorción por edentulismo: enla zona posterior se reabsorbe el doble que anivel anterior y es cuatro veces mayor la reab-sorción en el maxilar que en la mandíbula.

3. Envejecimiento biológico: en el hueso medu-lar esponjoso, las células hematopoyéticas sevan transformando en adipocitos, disminu-yendo la capacidad osteoblástica y osteocíti-ca, la mineralización y vascularización.

Además, en algunas ocasiones el profesional seencuentra con hallazgos casuales que pueden com-plicar el pronóstico del caso y variar enormementela planificación del tratamiento, aunque hoy en día yase disponen de medios suficientes (al igual que senci-llos) como para que las variaciones que estos hallaz-gos nos puedan producir sobre nuestra planificaciónde tratamiento inicial sean mínimas y, además, no noshagan demorar la colocación de implantes en unasegunda cirugía, que a veces sí que es necesaria.

En este artículo presentamos un caso de estascaracterísticas, donde nos encontramos con pocadisponibilidad de hueso y, a la vez, un canino inclui-do que dejará un defecto óseo importante tras suextracción y que comprometerá la colocación delos implantes más anteriores.

Anatomía Sinusal• El seno maxilar o Antro de Highmore es una

pirámide cuadrangular proyectada hacia lacavidad oral de 2,5 x 3,75 x 3 cm con un volu-men de 5 - 20 cc (12 como media)1. Su desa-rrollo bilateral a menudo es asimétrico, lo quepuede llevar a diagnósticos radiológicos equí-vocos4. Normalmente no están subdivididos,si bien pueden presentar prolongaciones (sep-tos) que sí contengan verdaderas cámarassecundarias3,4. El conocimiento de la ubicaciónde estos septos es muy importante a la horade desarrollar la técnica quirúrgica, debido aque la membrana de Schneider está fuerte-mente adherida a él y a que el septo divide alseno en dos compartimentos separados, loque dificulta el acceso para la colocación delinjerto óseo3. Además, el seno maxilar poseeun orificio de drenaje (ostium maxillare) situa-do en la porción superior de la pared internadel seno y drena en la fosa nasal a través delmeato medio4.

El seno maxilar está tapizado por la mucosasinusal, compuesta por tejido conjuntivo adheridoal hueso, corion y un epitelio respiratorio quereviste la membrana pituitaria de Schneider. Anteinfecciones o perforaciones de esta membrana, susvasos sanguíneos se estancan y se dilatan produ-ciendo un engrosamiento y alteraciones en el dre-naje del seno (sinusitis)1.

El suelo del seno maxilar mantiene íntimas rela-ciones con los alveolos dentarios y con las raícesdentarias, especialmente con las de los dos premo-lares y el primer molar (vía principal de propaga-ción de la sinusitis dentógena)4. La altura de huesoresidual desde el suelo del seno hasta las raíces delos dientes es, en condiciones normales, de unos15 mm, grosor suficiente para la colocación deimplantes. Ahora bien, en los maxilares atróficosesta altura llega a ser insignificante e insuficiente (aveces inexistente) para la colocación de implantes1.

PRESENTACIÓN DEL CASO

Exploración clínicaMujer de 54 años sin antecedentes médicos deimportancia que acude a la consulta para rehabili-


Casos clínicos

tar un extremo distal libre. En la exploración clíni-ca nos encontramos a una paciente parcialmenteedéntula en el primer cuadrante (edentulismo tipoII de Kennedy) con una anchura de cresta ósea sufi-ciente para la colocación de los implantes a niveldel 13, 14, 15 y 16 (figuras 1 y 2).

Exploración radiográficaEn la ortopantomografía nos encontramos con:

• Seno maxilar tipo III de Misch (según la clasifi-cación de Misch existen cuatro tipos de senomaxilar, y en función del tipo de seno se reco-mienda la colocación inmediata o diferida delos implantes) (tabla 1). El tipo III (grado 3 dela clasificación de Salagaray) es un seno en elque la altura de hueso disponible entre ambascorticales está entre 4 y 8 mm, y en el que lacolocación inmediata de los implantes a la ele-vación del suelo sinusal es posible (tabla 2).

• Canino superior incluido: según diversosautores, la inclusión del canino superior es lasegunda más habitual con una frecuencia deaparición del 34% (después del Cordal inferiorcon un 35%). Las alteraciones eruptivas, tantode dentición temporal como permanente, asícomo multitud de factores locales y algunosde carácter general, son los causantes de estainclusión (figuras 3 y 4).

RESOLUCIÓN DEL CASO

Se optó por realizar la exodoncia quirúrgica delcanino, elevación sinusal y colocación de losimplantes a nivel del 13, 14, 15 y 16 en una sola fasequirúrgica, ya que la paciente no presentaba ningu-na contraindicación que hiciera peligrar el futurode este tratamiento (Tabla 3).

• Anestesia: se anestesió a la paciente con téc-nica infiltrativa en vestibular y palatino, tantoen la zona a implantar, como de la zona deexodoncia del canino incluido, con Clorhidra-to de Articaína.

• Incisión: se realizó una incisión crestal deespesor total que abarcaba desde distal del 12hasta el tubérculo retromolar con descargasvestibular y palatina en distal. A nivel anterior,se realizó una descarga vestibular a nivelmedial del 12, y en palatino se alargó la des-carga siguiendo los cuellos dentarios del 12 y11 (figura 5). Esta incisión proporciona unaserie de ventajas:- Buen acceso al seno maxilar y a la zona del

canino incluido- Facilita el recubrimiento del hueso (injerto)

por la mucosa- Facilita el recubrimiento de una membrana

regenerativa (en el caso de colocarla).- Posibilita una posible reducción ósea de la

tuberosidad en el caso de la necesidad deobtener hueso de dicha zona.

• Despegamiento del colgajo mucoperióstico:se hizo con sumo cuidado, tanto por vestibu-lar como por palatino, para intentar mantenerel periostio lo más íntegro posible, ya que asíse evitaría el uso de membranas en los injer-tos que posteriormente de realizarían.

Figuras 1 y 2. Paciente parcialmente edéntula en el primer cua-drante (edentulismo tipo II de Kennedy) con una anchura de crestaósea suficiente para la colocación de los implantes a nivel del 13,14, 15 y 16.



Consideramos que el periostio es la mejormembrana de que disponemos debido a suefecto barrera y potencial osteogénico. (figu-ra 6).

• Exodoncia del canino incluido: se realizó conel máximo respeto al tejido óseo, ya que eldefecto iba a quedar debajo de la crestadonde iban a colocarse los dos implantes más

Tabla 1. Indicaciones terapéuticas de Misch

División A: Ancho crestal de 5 mm. o mayorDivisión B: Ancho crestal de 2.5-5 mm.

Tratamiento subantral 1 (SA1)• Altura vertical de hueso residual mayor de 10 mm.• A: Implantes con forma de raíz• B: - Implantes con lámina endostal (dos por cada tres dientes)

- Osteoplastia + Implantes

Tratamiento subantral 2 (SA2)• Altura = 8-10 mm.• A: Implantes con forma de raíz• B: - Implantes con lámina endostal

- Osteoplastia- Injerto en parte superior del alveolo

Tratamiento subantral 3 (SA3)• Altura = 5-8mm.• Elevación de la membrana y aumento subantral hasta 16mm.• A: Implantes con forma de raíz• B: - Implantes con lámina endostal

- Osteoplastia: Convierte el caso en un SA2

Tratamiento subantral 4 (SA4)• Altura = 5 mm.• Elevación de membrana y aumento subantral de 16 mm.• Implantes diferidos• A: Implantes con forma de raíz• B: Igual que SA1 división B

Tabla 2. Indicaciones quirúrgicas (Salagaray-Luengo)

Grado 1: Altura de hueso residual igual o mayor de 10 mm.• Implantes roscados o impactados• No penetración en seno maxilar• Número de implantes: proporcionalmente a los requerimientos funcionales

Grado 2: Altura 8 - 10 mm.• Implantes cilíndricos impactados• Penetración controlada en el seno maxilar rechazando la mucosa

Grado 3: Altura 4 - 8 mm.• Elevación del suelo del seno maxilar• Injerto subantral• Inserción simultánea de implantes• Implantes roscados recubiertos de plasma de hidroxiapatita

Grado 4: Altura menor de 4 mm.• Igual que la de grado 3 pero con inserción diferida de implantes


Casos clínicos

anteriores. Para ello, se utilizó una fresaredonda del nº 8 y una pieza de mano quirúr-gica. La osteotomía fue mínima para garantizarun buen espesor óseo (pese al defecto), y conello una buena estabilidad primaria de losimplantes (figuras 7 y 8).

• Elevación del suelo sinusal: con un seno tipoIII, se optó por una elevación directa (o

traumática), realizando una ventana ósea ves-tibular de acceso a la cavidad sinusal con unafresa redonda y pieza de mano quirúrgica(figura 9). Una vez la ventana ósea quedabasimplemente adherida a la membrana deSchneider, se procedió al despegamiento deesta de las paredes sinusales con instrumen-tos manuales específicos para ello. Despe-

Figuras 3 y 4. Las alteraciones eruptivas, tanto de dentición temporal como permanente, así como multitud de factores locales y algunos decarácter general, son los causantes de esta inclusión.

Figura 6. El periostio es la mejor membrana de que disponemosdebido a su efecto barrera y potencial osteogénico.

Figura 5. A nivel anterior, se realizó una descarga vestibular a nivelmedial del 12, y en palatino se alargó la descarga siguiendo loscuellos dentarios del 12 y 11.

Tabla 3. Contraindicaciones1

Absolutas Relativas

• Insuficiente ventilación seno-nasal • Diabetes no controlada• Sinusitis agudas • Alteraciones metabólicas• Quistes • Fístulas oroantrales• Tumores e irradiados • Alcoholismo• Tabaco • Espacio intermaxilar excesivo• Cocaína• Alteraciones psíquicas



gada la membrana, se elevó hacia dentrojunto con la ventana ósea (que rota haciadentro) para reproducir el nuevo suelo delseno maxilar.

• Lecho de los implantes: posteriormente, serealizó la osteotomía secuencial para la colo-cación de los implantes a nivel del 13, 14, 15 y16 (fgura 10).

• Perforación de la membrana de Schneider.Colocación del injerto: no es infrecuente quese produzcan agresiones en la membrana deSchneider a la hora de despegarla de la pareddel seno o a la hora de rotar la ventana óseaal interior del mismo. Las perforacionespequeñas no suelen tratarse, simplemente essuficiente el pliegue que se produce sobre ellamisma cuando se invagina hacia dentro. Conperforaciones mayores se utilizan membranas

reabsorbibles que impiden que el injerto óseopase a la luz del seno, y facilitan la regenera-ción de la membrana. En este caso se reparóuna dehiscencia que se había producido en lamembrana de Schneider con una membranareabsorbible (figura 11), y se realizó el rellenode las paredes más anterior y medial del senocon hueso mineral natural de origen bovino(Bio-Oss spongiosa®) mezclado con hueso dela propia paciente recogido de la osteotomíarealizada en la realización de los lechos de losimplantes.Estas perforaciones no suelen dar complica-ciones, y si lo hacen es en forma de sinusistis.Éstas se presentan en un bajo porcentaje,todas ellas son tratadas con antibióticos con-vencionales8 y en ninguna de ellas se sueleproducir pérdida ósea.

Figuras 7 y 8. La osteotomía fue mínima para garantizar un buen espesor óseo (pese al defecto), y con ello una buena estabilidad primaria delos implantes.

Figura 10. Osteotomía secuencial para la colocación de los implan-tes a nivel del 13, 14, 15 y 16.

Figura 9. Con un seno tipo III, se optó por una elevación directa (otraumática), realizando una ventana ósea vestibular de acceso a lacavidad sinusal con una fresa redonda y pieza de mano quirúrgica.


Casos clínicos

• Colocación de los implantes: se colocaron pri-mero los dos implantes anteriores que coin-cidían con el defecto óseo dejado por la exo-doncia del canino, y se rellenó el defecto óseo

con Bio-Oss® (figura 12). Posteriormente, secolocaron los dos implantes que coincidíancon la elevación de seno y, de nuevo, serellenó el resto de la cavidad sinusal con elmismo material (figura 13). Los cuatro implan-tes presentaban una muy buena estabilidadprimaria, lo que permitió, junto a un huesosano y bien vascularizado, colocar los implan-tes en la misma sesión (figura 14).

• Sutura: ya que el periostio vestibular estabaíntegro, no se usó ningún tipo de membranaartificial para tapar la ventana ósea vestibular.Se suturó con seda trenzada 3/0 y puntos indi-viduales (figura 15).

• Rehabilitación protésica: tras la fase de osein-tegración (figuras 16 y 17), se tomaron lasimpresiones correspondientes y se rehabilitó

Figura 12. Se colocaron primero los dos implantes anteriores quecoincidían con el defecto óseo dejado por la exodoncia del canino yse rellenó el defecto óseo con Bio-Oss® .

Figura 11. Reparación de una dehiscencia que se había producidoen la membrana de Schneider con una membrana reabsorbible.

Figura 14. Los cuatro implantes presentaban una muy buena esta-bilidad primaria,. lo que permitió, junto a un hueso sano y bien vas-cularizado, colocar los implantes en la misma sesión.

Figura 13. Colocación de los dos implantes que coincidían con laelevación de seno y, de nuevo, relleno del resto de la cavidad sinu-sal con el mismo material.

Figura 15. Suturación con seda trenzada 3/0 y puntos individuales.



el caso con prótesis fija ceramo-metálicas(figuras 18 y 19).

CONCLUSIÓN

Como se ha podido observar, se ha realizado uncaso que, en principio, podría parecer complicadode una forma lo más sencilla posible. Todo ellogracias a un plan de tratamiento anterior adecua-do, y a una técnica quirúrgica minuciosa que haceque este caso tenga un futuro seguro y predecible,pese a la calidad y cantidad de hueso existente lazona.

De todos es sabido que la estabilidad primariaque presentan los implantes en su colocación es de

vital importancia, por no decir que es el punto másimportante, para el futuro éxito en la integración delas fijaciones. Se ha presentado un caso en el quetodos los implantes estaban comprometidos encuanto a calidad y nivel óseo existente se refiere, yaque todos ellos estaban colocados sobre defectosóseos pero con hueso suficiente como para no com-prometer la estabilidad primaria de ninguna fijación.

También hemos querido exponer un caso en elque la técnica de regeneración ósea utilizada fura lomás sencilla posible dentro de la multitud de técni-cas que hoy en día se usan. Con ello, pretendemosexponer que no por ser una técnica sencilla esmenos efectiva aunque sí más lenta, en cuanto alperiodo de "cicatrización ósea" se refiere, queotras actualmente utilizadas (PRP, por ejemplo).

Figuras 16 y 17. Fase de oseintegración.

Figuras 18 y 19. Se tomaron las impresiones correspondientes y se rehabilitó el caso con prótesis fija ceramo-metálicas.


Casos clínicos

1. Salagaray Lamberti V, Lozada Lorencez J. Técnica de ele-vación sinusal. Injerto subantral de inducción ósea. Unidadde implantología oral y prótesis biointegrada

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BIBLIOGRAFÍA

Casos clínicos


Rehabilitacionesmulti-implantesMultimplant Rehabilitation

INTRODUCCIÓN

El objetivo de este artículo es dar a conocerel protocolo que seguimos en la ClínicaSada Moreno, en cuanto a colocación deimplantes y rehabilitación protésica, tantoen pacientes desdentados totales, como enaquellos otros que vamos a desdentar noso-tros debido a la no viabilidad de sus piezasdentarias, bien por problemas periodonta-les, bien por la dificultad de su rehabilitaciónprotésica con buenos resultados estéticos.

En todos los pacientes que tratamoscon implantes, siempre perseguimos lacolocación de un implante por diente per-dido, siendo este el punto principal denuestro protocolo.

En este artículo vamos a desarrollar elprimero de una serie de casos clínicos quepor sus similitudes hemos englobado den-tro de un mismo estudio. En todos loscasos son pacientes desdentados parciales

con gran afectación periodontal en las pie-zas remanentes, siendo estas exodonciadasen el mismo momento de la colocación delos implantes.

CASO CLÍNICO

Paciente de 51 años que previamente sehabía realizado tratamientos periodontalesquirúrgicos de los que no quedó satisfechoni con la estética, ni con las dos prótesisremovibles que portaba (la función mastica-toria no era satisfactoria, debido también ala movilidad de algunas de sus piezas).

En la misma sesión quirúrgica se le reali-zaron las exodoncias de las piezas rema-nentes aprovechando el hueso de la crestaalveolar antes de regularizar esta para futu-ras zonas receptoras. Debido a la poca altu-ra ósea en las zonas posteriores del maxi-lar superior, se realiza el levantamiento del

Dr. Juan Carlos Vara

Médico estomatólogoPráctica privada

CORRESPONDENCIAJuan Carlos VaraClínica Sada Moreno

Av. General Perón, 3828020 Madrid

RESUMEN

Las rehabilitaciones multimplantes son un método clínico que cada vez empleamos más en nues-tras consultas por el aumento de la demanda de nuestros pacientes de prótesis fijas y estéticas.Palabras clave: Implantes. Estructuras.

ABSTRACT

The multimplant rehabilitation is a clinic method we are doing more every day in our clinics,because of the demanding increase of fixed and esthetics prosthetics by the patients.Key words: Implants. Structures.


Casos clínicos

suelo de ambos senos maxilares. Para el relleno deestos, se utilizó hueso del propio paciente obtenidode la regularización ósea y mediante filtro en el sis-tema de aspiración, y hueso desmineralizado (BIO-OSS ), cerrando la ventana vestibular de ambossenos mediante membrana de colágeno. Los implan-tes que se colocaron en estas zonas se hicieron deforma inmediata al comprobar que existía estabili-dad primaria en todos los casos. Con este criteriocomo prioritario, no menospreciamos el criterio decolocación de implantes de forma inmediata por lamayor o menor altura de cresta ósea remanente.

Se colocan en total 29 implantes, como hemoscomentado en la misma sesión quirúrgica, y deforma inmediata a la realización de las exodonciasy al relleno de ambos senos maxilares, de diferen-tes longitudes y diámetros como veremos a conti-nuación, todos ellos son implantes Klockner:

• En el maxilar superior todas las fijaciones tie-nen 4,2 de diámetro, siendo 5 de 10 mm delongitud, otros 5 de 12 mm y 4 de 14 mm delongitud.

• En la mandíbula se colocan 15 implantes, 1 de5,5 mm de diámetro y 8 mm de longitud, 2 dediámetro 2,8 mm y 16 mm de longitud utiliza-dos en la reposición de los incisivos inferiorescentrales, 5 de 4,2 mm de diámetro y 16 mmde longitud, 2 de 4,2 mm de diámetro y 14mm de longitud, 3 de 4,2 mm de diámetro y

Figura 1. Estado bucal preoperatorio.Figura 2. Maxilar inferior tras las exodoncias.

Figura 3. Implantes colocados en maxilar inferior.

Figura 4. Implantes colocados y relleno óseo del seno.

Figura 5. Cicatrización de los tejidos blandos.


Rehabilitaciones multi-implantes

12 mm de longitud y 2 de 4,2 de diámetro y10 mm de longitud.

Una vez retirados los puntos y tras esperar tressemanas para la cicatrización de los tejidos blandos,se procedió a la toma de impresiones para la coloca-ción de dientes provisionales fabricados en resina yatornillados a los implantes. Se utilizaron 10 implan-tes en el maxilar superior y 8 en el maxilar inferior.

No se utilizaron los implantes posteriores para pre-servar los injertos óseos de ambos senos maxilares.

Normalmente no esperamos tres semanas parala confección de los provisionales, sino que losconfeccionamos en el mismo día de la cirugía o aldía siguiente como muy tarde.

A los 4 meses de la cirugía de la colocación delos implantes se procedió a la toma de impresiones

Figura 7. Provisionales.

Figura 8. Toma impresiones maxilar superior.Figura 9. Toma impresiones maxilar inferior.

Figura 6. Ortopantomografía tras la cirugía.

Figura 10. Estructuras maxilar superior. Figura 11. Estructuras maxilar inferior.


Casos clínicos

Figura 13. Prueba estructuras en boca. Vista lateral.Figura 12. Prueba estructuras en boca.

Figura 15. Ortopantomografia para comprobar las estructuras.

Figura 14. Prueba estructuras. Pilares protésicos.

Figura 17. Rehabilitacion superior. Cara oclusal.

Figura 16. Rehabilitaciones colocadas.

definitivas, prueba de las estructuras metálicas ycolocación definitiva de ambas rehabilitaciones endiferentes tramos:

En el maxilar superior se confeccionan 3 tra-mos:

• Frente anterior de canino a canino cementado.• En el lado derecho se fabrica un puente ator-

nillado sobre 4 implantes.

• En el lado izquierdo se combinan 2 implantescementados con 2 atornillados en la mismaestructura.

En el maxilar inferior se confeccionan otros 3tramos:

• En el frente anterior los dos implantes de 2,8mm. de diámetro van cementados y los otros 4van atornillados dentro de la misma estructura.

• En el lado derecho puente atornillado sobre 4implantes.

Rehabilitaciones multi-implantes

• En el lado izquierdo se cementan 2 implantesy se atornillan otros 3, dos de ellos dentro deun mismo molar.

Una vez que se colocan ambas rehabilitacionesal paciente se le dan los consejos de higiene perti-nentes para el mantenimiento de sus prótesis y

cada 6 meses el paciente asiste a su cita con eldepartamento de higiene.

En este artículo queremos recordar la figura delDr. D. Emiliano Sada Moreno, de su trayectoriaprofesional y de la continuación de todo su equipoal frente de su consulta.

Figura 19. Sonrisa forzada.Figura 18. Rehabilitacion inferior. Cara oclusal.

ICOI


Tratamiento de defectos tipo dehiscencia, usando injertos óseos y barrera con membranas en implantes yaexistentes: informe de un casoBarrier membrane and bone graft treatments of dehiscence-type defect at existing implant: a case report

RESUMEN

Los defectos de hueso tipo deshicencia podrán ocurrir luego de la colocación de un implante,debido a la acción de microbios, así como a la sobrecarga oclusal y biomecánica. El objetivo deltratamiento de un defecto periimplante es limitar la progresión de la pérdida del hueso y lograrun sitio estable para el implante. En estas situaciones, las membranas de barrera y materiales parael injerto de hueso pueden usarse para lograr una curación completa del hueso alrededor de losimplantes dentales. La regeneración del hueso es posible en un defecto del hueso periimplante deun implante que funciona si se utiliza una técnica quirúrgica adecuada y se elimina la causa de laetiología. Este estudio presenta la cobertura quirúrgica de un defecto de hueso periimplante alrededor deun implante que fue colocado hace 7 años. La corrección quirúrgica se realizó usando una mem-brana con barrera junto con materiales para el injerto de hueso. El seguimiento de 6 meses revelóla regeneración radiográfica del hueso.Palabras clave: Cobertura. Membrana. Defecto del hueso.

ABSTRACT

Dehiscence-type bony defects may occur after implant application because of microbial action aswell as of biomechanical and occlusal overload. The aim of the treatment of a periimplant defectsis to arrest the progression of the bone loss and to achieve a maintainable site for the implant. Inthese situations, barrier membranes and bone graft materials can be used to achieve completebone healing around dental implants. Bone regeneration is possible in a periimplant bony defectof a functioning implant if the proper surgical technique is utilized and the estiologic cause is era-dicated. This study presents the surgical coverage of a periimplant bony defect around an implantthat was inserted 7 years ago. The surgical correction was made using a barrier membrane in con-junction with bone graft materials. A follow-up of 6 months seemed to reveal radiographic boneregeneration.Key words: Coverage. Membrane. Bone defect.

Necdet Dogan, DDS, PhD 1

Kemal Murat Okcu, DDS, PhD1

Kerim Ortakoglu, DDS, PhD1

Mehmet Dalkiz, DDS, PhD2

Yilmaz Gunaydin, DDS, PhD 3

1Prof. Asistente Dpto. de cirugía oral y maxilofacial

Dental Sciences Center, GülhaneMilitary Medical Academy

2Prof. Asociado Dpto. de protética Dental Sciences Center, Gülhane

Military Medical Academy 3Prof. y Jefe Dpto.

de cirugía oral y maxilofacialDental Sciences Center, Gülhane

Military Medical Academy Ankara, Turkey

Artículo extraído de la revistalmplant Dentistry 2003;12:145-150

Traducción:Dr. Miguel Ángel Valdez

Delegado de zona para CentroAmérica y el Caribe

CORRESPONDENCIA

Necdet Dogan Gülhane Askeri Tip AkademisiDishekimligi Bilimeri Merkezi

Agýz, Dis, Cene Hastaliklari ve Cerrahisi AD06018 Etlik (Ankara, Turkey)

[email protected]


Tratamiento de defectos tipo dehiscencia, usando injertos óseos y barrera con membranas en implantes ya existentes

la región maxilar derecha. Al examen clínicoencontramos un área con inflamación y una palpa-ción firme. Una radiografía panorámica reveló pér-dida de hueso vertical en las paredes óseas mesialy distal alrededor del cuerpo del implante, el cualestaba localizado en la posición del primer premo-lar maxilar derecho. La lesión pensamos que fue elresultado de un trauma oclusal localizado (figura1). Clínicamente, el implante aún se encontrabaestable. Se tomó la decisión de cubrir la dehiscen-cia con material de injerto y una membrana barre-ra. Previo al procedimiento quirúrgico, se practicóun ajuste oclusal. Bajo anestesia local realizamosuna incisión mucogingival, levantando un colgajomucoperióstico. Se observó tejido inflamado en elárea bucal del implante (figura 2). Posteriormente,al curetaje del tejido inflamado, las espirales delimplante quedaron descubiertas (figura 3). El cure-taje se realizó con curetas plásticas para protegerla textura del cuerpo del implante. Posteriormente,el defecto se llenó con un aloinjerto de hueso des-

INTRODUCCIÓN

La rehabilitación exitosa de implantes dentalesdepende no solamente de la correcta integraciónbiológica a largo plazo de los implantes de titanioen los tejidos adyacentes, sino también del anclajedel implante en una posición ideal, dentro de deuna apropiada relación inter e intra arcadas. De esaforma podrán alcanzarse tanto las metas estéticascomo una función apropiada1-4. Algunas veces ocu-rren complicaciones. Distintos cambios patológi-cos de los tejidos periimplantarios pueden clasifi-carse en la categoría general de enfermedadperiimplantaria. La pérdida ósea periimplantariaprogresiva, junto con lesiones inflamatorias de lostejidos blandos, serán definidas como periimplanti-tis3,5,6.

Se ha informado que dos grandes factoresetiológicos asociados con la reabsorción del huesocrestal periimplantario, son la infección bacterianay los problemas biomecánicos asociados a sobre-carga. Es importante notar que la causa de la pér-dida ósea crestal periimplantaria puede ser multi-factorial, y que tanto la infección bacteriana comolos factores biomecánicos pueden ser elementoscontribuyentes 2,3,5. También existe alguna evidenciaexperimental y clínica que apoya el concepto deque cargas biomecánicas excesivas pueden condu-cir a un elevado estrés y micro fracturas en la partecoronal del contacto hueso-implante. Esto llevaríaa la pérdida de integración alrededor del cuello delimplante, de tal modo que se originen defectos tipodehiscencia o fenestración alrededor de un implan-te posteriormente a su inserción y uso3,5,7.

En estos casos se utilizarían injertos óseos ymembranas barreras para lograr una curacióncompleta alrededor de los implantes 1,6-11.

Mediante material de injerto y una membranabarrera, se cubrió un defecto tipo dehiscencia en elhueso alveolar vestibular hallado en un pacienteportador de un implante funcionando desde hacía7 años.

INFORME DEL CASO

Paciente masculino de 54 años de edad que sepresenta con inflamación de los tejidos blandos en Figura 1.


ICOI

mineralizado desecado y congelado (DFDBA porsus siglas en inglés) (Dembone, Pacific CoastTissue Bank, Los Angeles, CA, USA) el cual fuecubierto con una membrana (Biomend, PacificCoast Tissue Bank, Los Angeles, CA, USA) (figu-ras 4 y 5). El colgajo mucoperióstico se suturósobre la membrana (figura 6). El paciente fuepuesto en un régimen de antibióticos(Amoxicilina, 3 veces al día) y clorhexidina. Lassuturas fueron removidas 7 días después de lacirugía. Seis meses después de la cirugía, unaradiografía panorámica y un examen clínico reve-laron una marcada regeneración del tejido óseo yuna correcta osteointegración en el área alrede-dor del cuerpo del implante (figura 7).

DISCUSIÓN

La predictabilidad y el éxito de los implantes haresultado en el incremento de su uso como reem-plazo de piezas dentales. Consecuentemente, tam-bién se ha incrementado el tratamiento de implan-

tes con complicaciones en los tejidos periimplanta-rios duros y blandos causadas por infecciones bac-terianas, errores de colocación quirúrgica y/oexcesiva carga funcional1-3.

Muchos aspectos de la interfase formada portejidos duros y blandos con los implantes aún per-manecen sin ser completamente comprendidos, ylas similitudes y disimilitudes entre las reaccionesde los tejidos periimplantarios y periodontales,todavía están bajo investigación3,12. Los cambiosmicrobianos son muy similares a aquéllos que ocu-rren alrededor de los dientes naturales. La florabacteriana encontrada en la periodontitis del adul-to es muy similar a la de las periimplantitis13-18.Además, una causa de complicaciones periimplan-tarias puede estar enlazada a estos organismospero las pruebas de tal probabilidad aún no seencuentran disponibles3. Las fuerzas biomecánicaspueden generar gran cantidad de estrés, provocan-do micro fracturas en el área de contacto hueso-implante a nivel coronal19-23, como en este caso quenos ocupa, ocasionando un defecto tipo dehiscen-cia, derivado de un trauma oclusal localizado.

Figuras 2, 3, 4, 5, 6 y 7.

5 6 7


Tratamiento de defectos tipo dehiscencia, usando injertos óseos y barrera con membranas en implantes ya existentes

Actualmente, hay datos que sugieren que unapérdida ósea experimental puede ser inducidasolamente por acumulación de placa bacteriana.Una destrucción de tejidos moderada puede con-trolarse al mejorar la higiene oral y utilizandodiseños protésicos adecuados. En general, losdefectos óseos serán tratados sea mediante proce-dimientos quirúrgicos resectivos o con técnicasregenerativas 3,4,12.

Varios materiales osteoconductivos (FosfatoTricálcico, Hidroxílapatita, Carbonato de Calcio,Cerámica) han sido usados para llenar alvéolospost-extracción para preservar las dimensiones delhueso. Un material a base de minerales desprotei-nizados de hueso bovino (matriz ósea desminerali-zada) se ha usado recientemente observando losprincipios de regeneración tisular guiada parareconstruir un hueso alveolar deficiente4,5,24-27. Paralograr aún mejores resultados cuando se trata undefecto óseo alrededor de implantes dentales,puede usarse una combinación de aloinjerto deHueso Desecado Congelado Desmineralizado(DFDBA) y aloinjerto de Hueso DesecadoCongelado No Desmineralizado (FDBA), aunquecualquiera de ambos materiales puede ser emplea-do sólo26. Partículas de hueso autógeno tambiénpueden utilizarse mezcladas con cualquiera de esosmateriales de aloinjerto 11. Los aloinjertos de HuesoDesecado Congelado Desmineralizado (DFDBA)son altamente bio-compatibles y tienen un efectopositivo en el proceso de regeneración. El defectotipo dehiscencia que se presenta en este estudiofue tratado con DFDBA (basados en las tasas deéxito informadas por estudios previos).

El desarrollo de técnicas recientes con mem-branas de barrera, nos permiten mejorar el man-tenimiento de espacio en la regeneración óseaguiada (ROG), por lo cual resulta factible actual-mente el aumento vertical de rebordes. Usandouna membrana barrera, se crea un espacio prote-gido sobre el área que se va a aumentar estabili-zando el coágulo e impidiendo la penetración de

tejido blando. Se favorece entonces la migraciónlenta de células osteogénicas, lo cual resulta en laformación de nuevo hueso. Las membranas reab-sorbibles y no reabsorbibles son útiles, no sola-mente para prevenir la migración de los gránulosdel material de injerto a los tejidos submucosos, sino que también permiten guiar la regeneración delos tejidos.Después de un periodo de cicatrización de 6meses, el implante estaba inmóvil al examen clíni-co, y al examen radiográfico el defecto óseo quefue injertado con partículas de DFDBA parecíaestar completamente rodeado con hueso reciénformado.

CONCLUSIONES

Los defectos óseos pueden ser tratados con injer-tos de hueso autógeno, así como también con otrosmateriales como esponjas de polivinilo, sales de cal-cio, derivados de poliuretano, derivados de carbo-no, hidroxílapatita, fosfato tricálcico, hueso congela-do-desecado (DFDBA o FDBA), etc. Sin embargo,los aloinjertos de DFDBA presentan muchas venta-jas al compararlos con otras alternativas. Este mate-rial es altamente biocompatible y tiene un efectopositivo en el proceso de cicatrización.

En este estudio, un defecto tipo dehiscencia fuetratado quirúrgicamente con un aloinjerto deDFDBA y una membrana barrera. Un seguimientodurante un periodo de 7 años demostró que utili-zar este tipo de aloinjerto sobre defectos creadosalrededor de implantes dentales induce una nota-ble neoformación de hueso.

Aclaración

Los autores afirman no tener intereses económi-cos con ninguna compañía ni productos menciona-dos en este artículo.


ICOI

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BIBLIOGRAFÍA

De la A a la Z


Limpieza, desinfección y esterilización

Oscar Benet Garrabé

Licenciado en Odontología. Práctica privada

CORRESPONDENCIA

Óscar Benet GarrabéInstitut Padrós

Martí i Julià 6-8

08034 Barcelona

INTRODUCCIÓN

En una clínica dental, un hospital o en cual-quier centro sanitario, el objetivo es darun tratamiento de calidad, solucionar elproblema de salud y el motivo de consultadel paciente, pero debemos conseguir quedurante la estancia en nuestro centro nocontraiga ninguna infección. Una de las for-mas que tenemos para combatir las enfer-medades nosocomiales es mediante la lim-pieza, la desinfección y la esterilización. Lasinfecciones nosocomiales son aquellasadquiridas durante la estancia en un hospi-tal o después del alta. Se denominan infec-ciones nosocomiales ya que antiguamentea los hospitales se les llamaba nosocomios.La infección del tracto urinario es la másfrecuente de las infecciones nosocomiales(representa entre un 23 y un 30% de lasinfecciones adquiridas durante el ingresohospitalario)1.

Existen unos factores que influyen deforma directa sobre las infecciones noso-comiales. Estos factores son: el huésped(edad, enfermedades crónicas, nmmuno-deprimidos), el agente patógeno (virulen-cia, resistencias) y el hospital (mobiliario,instrumental, aire). Todos estos factoresinteraccionan entre si y determinan laposible aparición de infecciones.

Uno de los pioneros en investigar lasenfermedades cruzadas fue Pasteur, duran-te el siglo XIX, quien demostró que la

causa de numerosas enfermedades conta-giosas son los microbios que se transmitende enfermos a personas sanas mediante elagua, comida, aire, etc. "Usted levantó elvelo que había cubierto durante siglos a lasenfermedades infecciosas, usted ha descu-bierto su naturaleza microbiana"(palabrasque le dirigió Lister a Pasteur el año 1955durante un homenaje multitudinario)2. Lasprimeras medidas higiénicas y preventivasse adoptaron el año 1865 con el lavado demanos gracias a las investigaciones del Dr.Ignaz P. Semmelweis, que fue el primermédico en hacer frente a las infeccionesnosocomiales. Semmelweis se dio cuentaque la fiebre puerperal (fiebre mortal debi-do a una infección que afectaba a las par-turientas) se originaba cuando los médicos,después de realizar una autopsia, no selavaban las manos y, posteriormenteatendían un parto.

En 1867 Lister y Lancet redujeron lamorbilidad en las amputaciones de un 46%a un 15% utilizando fenol para desinfectarlas heridas y los quirófanos. Y en 1890Halsted, por primera vez, introduce losguantes de goma previamente hervidos enlas intervenciones quirúrgicas.

La Sociedad Española de MedicinaPreventiva, Salud Pública e HigieneHospitalarias, desde el año 1990 está con-trolando las infecciones hospitalarias delos hospitales españoles para conocer cuáles la realidad. Desde 1990 a 1997 se han



reducido las tasas de infección desde el 8,45%hasta el 6,94%; esto es, de cada 100 enfermos queingresan en los hospitales españoles, 7 hacen unainfección hospitalaria3.

Existen organismos que se ocupan de la vigilan-cia y la prevención de los accidentes con materialbiológico en los centros sanitarios. Uno de estosorganismos es el llamado EPINet ("ExposurePrevention Information Network"), organismo creadoen España donde actualmente ya son 107 los hos-pitales que cuentan con este programa.

El total de exposiciones accidentales con mate-rial biológico declaradas durante el año 1996 hasido de 3.268, correspondiendo 2.919 (89%) aexposiciones percutáneas por pinchazo o corte y349 (11%) a exposiciones por contacto cutáneo-mucoso.

Los pinchazos constituyen el tipo de exposiciónpercutánea más frecuente (85,8%), seguidos de loscortes (9,1%). Los contactos cutáneo-mucososmás frecuentes fueron las salpicaduras en conjunti-va (42,9%), seguido de los contactos de sangre ofluidos corporales potencialmente contaminadoscon piel no intacta (23,2%).

No sólo los microorganismos patógenos pue-den causar infecciones, también aquellos microor-ganismos que viven normalmente en el huéspedpueden convertirse en patógenos, por ejemplo, elstafilicoco reside en la piel sin causar patología,pero puede viajar a través de una catéter y causaruna infección de vejiga; o bacteriemias originadastras la introducción de un catéter vascular debidoa la presencia del Staphylococcus en la piel4,5.

Una clínica dental puede ser foco de infeccionescruzadas entre paciente-paciente, odontólogo-paciente y pacinte-odontólogo6-8, incluso se hanescrito casos de contagio entre paciente y protési-co debido a que los virus presentes en la saliva,sangre o exudados pueden adherirse a los materia-les de impresión 9 (Figura 1).

Todo ello es debido a la falta de un protocolode limpieza, instrumentos en mal estado y una faltade conocimientos del personal que manipula elmaterial10. Por lo tanto, debemos ser conscientesdel peligro potencial al que estamos expuestosnosotros y nuestros pacientes y poner en marchaun conjunto de medidas preventivas como son eluso de barreras protectoras (guantes, mascari-

llas...), una correcta limpieza, desinfección y esteri-lización y un protocolo de actuación en caso deemergencia.

DefinicionesEs importante tener claros algunos conceptoscomo son:

• Limpieza. Proceso de remoción mecánicaque elimina la suciedad tanto orgánica comoinorgánica, o detritus, que sirven de soporte ynutrientes a los microorganismos, en superfi-cies inanimadas o en el ambiente. Su objetivoes disminuir la biocarga. No tiene efectos alargo plazo.

• Antisepsia. Proceso que destruye la mayoríade los organismos patógenos ubicados sobresuperficies animadas mediante el uso de sus-tancias químicas (antisépticos). No tiene efec-tos a largo plazo, su efecto es limitado almomento de realizarse.

• Antiséptico. Sustancia aplicada sobre tejidosvivos que tiende a inhibir el crecimiento y lareproducción de los microorganismos11.

• Desinfección. Proceso por el cual, median-te el uso de sustancias químicas (desinfectan-tes), se destruye la mayoría, pero no todos,de los microorganismos patógenos en losobjetos inanimados. No tiene efectos a largoplazo.

• Esterilización. Completa eliminación detoda forma de vida microbiana, incluso lasesporas, mediante procesos físicos o quími-

Figura 1. Prótesis de resina contaminada con sangre.

Streptococos,StaphilococosEnterococos

Neisseria

Corynebacterium

Eikenella,Haemophilus

Enterobacterias


De la A a la Z

cos. Sí tiene efectos a largo plazo en caso deestar bien almacenado.

• Bactericida. Sustancia que impide la multipli-cación celular de forma irreversible.

• Bacteriostático. Sustancia que impide lamultiplicación celular momentáneamente,hasta que el principio activo deja de actuar.

ENFERMEDADES INFECCIOSAS FRECUENTES

La cavidad oral es un gran reservorio de microor-ganismos diferentes. La clasificación de los princi-pales gérmenes patógenos se detalla en la tabla 1.Pero estos microorganismos, a pesar de podercausar infecciones odontogénicas muy graves, tie-

nen un papel secundario en cuanto al problema deinfecciones cruzadas.

Por otra parte, los microorganismos más peligro-sos proceden de las vías respiratorias, de secrecio-nes, de la sangre o de lesiones de la mucosa. Estosmicroorganosmos (tabla 2), se pueden transmitir através de varias rutas: de forma directa mediante lasangre, aerosoles, secreciones o fluidos orales y deforma indirecta mediante el contacto con instru-mental contaminado, impresiones, prótesis, etc.

A todos los pacientes se les debe realizar unabuena historia clínica registrando cualquier tipo depatología e infección. La Asociación Dental Ameri-cana (A.D.A.) recomienda considerar a todos lospacientes como portadores de agentes infecciosos.Y deberemos utilizar siempre barreras primariascomo son: lavado de manos, guantes, gafas paraprotección ocular, escudos protectores, protec-ción oro-nasal (mascarillas)13. Las mascarillas másmodernas impiden la filtración de partículas supe-riores a 0,1 micra y poseen un grado de filtraciónentre 97,7 y 99,8%. El VIH tiene un tamaño de 0,1micra y el M. Tuberculosis 0,3 micra14.

Hepatitis y SidaEl riesgo de contagio percutáneo en profesionalessanitarios por el VIH es muy bajo, estimándose en0,3 %. Sin embargo, el riesgo en el caso de la hepa-titis oscila entre el 6 y el 30 %. Para la hepatitis Bel riesgo tras una exposición a la sangre medianteun pinchazo accidental es del 10-30%. En caso deser hepatitis C es del 10%. El colectivo másexpuesto es el de enfermería15,16.

Cocos Gram +

Cocos Gram -

Bacilos Gram +

Bacilos Gram -

Peptoestreptoco-cos, Peptococos

Streptococos

Veionella

Actynomices,LactobacillusClostridium,Eubacterium

Bacteroides,CapnocytophagaFusobacterium

Aerobios Anaerobios

Tabla 1. Principales microorganismos patógenos de la cavidad oral12.

Rubivirus Inhalación RubeolaVirus de la Parotiditis Inhalación ParotiditisM. tuberculosis Inhalación TuberculosisCitomegalovirus Inhalación Infección entéricaVirus varicela-zóster Inhalación VaricelaVirus influenza Inhalación GripeVirus de Epstein-Barr Inhalación MononucleosisCandida Albicans Inhalación Candidiasis, aftasVirus del Herpes Simple I Inoculación Herpes labial, queratitisVIH Inoculación Inmunodeficiencia humanaVirus de la Hepatitis B, C Inoculación Hepatitis

Tabla 2. Principales microorganismos patógenos.

Microorganismo Vía transmisión Enfermedad



Desde 1970 hasta 1987 se han descrito nuevecasos de pacientes que contrajeron el HBV por undentista infectado17,18.

Un diagnóstico y tratamiento precoz puedemodificar la historia natural de la enfermedad, por loque deben existir protocolos de emergencia en casode accidentes. La prevención de la hepatitis consisteen las medidas universales y la vacunación contra lahepatitis B, consistente en tres dosis a los 0, 1 y 6meses. En caso de accidente sin estar vacunado,deberemos recibir la vacuna inmediatamente a los 0,1 y 2 meses y una dosis de gammaglobulina postex-posición. La hepatitis C presenta más dificultad decontrol que cualquiera de las otras formas de hepa-titis, dada la mayor resistencia del agente infecciosoy de la inexistencia de una vacuna eficaz19. El riesgopromedio de infección de VIH después de una expo-sición (pinchazo de aguja o corte) a sangre infectadacon VIH es aproximadamente 0,3% y el riesgo des-pués de exposición de la piel, ojos o boca a sangreinfectada de VIH, es menos de 0,1%20. En caso deaccidente con un paciente portador del VIH debe-remos tomar una dosis zidovudina 200 mg vía oral,cada 8 horas durante 28 días.

TuberculosisLa bacteria queda suspendida en el aire durantehoras al hablar o estornudar el portador, con loque la forma de contagio es relativamente fácil21.

InfluenciaEs muy frecuente la existencia de brotes en loshospitales con una gran morbilidad y mortalidad. Elvirus se encuentra en las vías respiratorias y quedasuspendido en el aire mediante las gotitas dePlügge. Existen vacunas muy eficaces pero tienenpoca aceptación por parte del personal sanitario.

RubeolaEl virus también se encuentra en las vías respirato-rias y forma las gotitas de Plügger, con lo que lasbarreras primarias son muy importantes para pre-venir un contagio.

Virus Varicela ZósterEs muy contagiosa y se transmite por vía aéreamediante la inhalación del aerosol. Debemos pro-tegernos con las barreras primarias 22.

Virus del Herpes Simple (VHS)Se transmite por contacto directo de la piel abra-sionada o de la mucosa intacta con lesiones infec-tadas, exposición percutánea o por contacto direc-to con secreciones infectadas23.

LIMPIEZA

La limpieza, que ya definimos anteriormente, deberealizarse en todo el material de uso clínico, ysiempre precede al proceso de desinfección.Debemos ser muy cautelosos, ya que una mala lim-pieza del instrumental puede afectar la desinfeccióny la esterilización. El objetivo de la limpieza es dis-minuir la biocarga (número de microorganismos),eliminando el material orgánico y los residuosinorgánicos.

Lavado y desinfección de manosLa higiene comienza con un buen lavado de manos,debe ser el primer paso a realizar antes de cual-quier procedimiento. Las manos son el principalvehículo de contaminación exógena de la infecciónnosocomial24. Y a pesar de su reconocida impor-tancia, son muchos los profesionales que no cum-plen con estas normas básicas de higiene; un 73%de los médicos afirman lavarse las manos antes deentrar en contacto con cada paciente, pero en losestudios realizados este porcentaje disminuyehasta un 9%25.

Existen dos tipos de lavados de manos, el higié-nico y el quirúrgico.

El lavado higiénico tiene el objetivo de eliminarla mayoría de la flora habitual de la piel. Se realizacon agua y jabón líquido y el tiempo va desde los20 segundos hasta los 2 minutos26; a continuaciónse procede al aclarado. El secado de las manos serealiza con toallas de papel. Este procedimientodebe realizarse de rutina y siempre antes y despuésde tratar con un paciente. El jabón a utilizar debeser líquido en envase no reutilizable. Es muy utili-zado el fenil-fenol al 2´05% con propiedades bacte-ricidas, funguicidas y virucidas (figura 2).

El lavado de manos quirúrgico tiene como obje-tivo inactivar los microorganismos presentes dis-minuyendo de forma considerable la flora habitualde la piel. Se realiza antes de cada intervención


De la A a la Z

quirúrgica mediante el uso de jabones compuestosde clorhexidina al 4-5% o de yodóforos (figura 3).Primero se mojarán las manos y el antebrazo conal menos 5 ml. de la solución desinfectante y se fro-tará durante 3 minutos, posteriormente se utilizaráuna solución de alcohol para el secado de lasmanos y se procederá a la colocación de los guan-tes estériles. El cepillo utilizado será sumergido ensolución desinfectante.

Descontaminación o prelavadoDespués de utilizar material que ha estado en con-tacto con sangre o con líquidos corporales delpaciente se debe realizar el prelavado. El prelavadoes el primer paso del proceso de descontaminacióndel instrumental y el paso previo al lavado, su obje-tivo es reducir el número de microorganismos ydejar el instrumental seguro para su posterior mani-pulación. Para ello, se emplea un agente tensoactivobiodegradable (enzimático o no), de uso quirúrgico,con acción bacteriostática, de pH neutro, no iónicoy que no deje residuos, donde será sumergido el ins-

trumental durante 10-15 minutos inmediatamentetras su uso27, y en la misma área donde se utilizó.

Proceso de lavadoEl lavado puede realizarse de tres formas distintas:manual químico; térmica o ultrasonidos.

1. Manual y químico:– Primero debemos enjabonar el instrumen-

tal con un detergente para ablandar y disol-ver la suciedad. El detergente de elecciónno debe ser corrosivo ni irritante, ademásdebe tener propiedades bactericidas y fun-gistáticas y un pH neutro para evitar lacorrosión y degradación del instrumental.Se recomienda utilizar detergentes enzimá-ticos para aumentar su eficacia, ya que lasenzimas (proteasas, lipasas, amilasas..)degradan la materia orgánica. Tambiéndebe ser tensoactivo (catalizador) paraacelerar la reacción química.

– El segundo paso es frotar con un cepillo,con cerdas blandas no metálicas para no

Figura 2. Fenil-fenol 2,05%. Para el lavado higiénico de manos. Figura 3. Clorhexidina al 5% y solución yoyada para el lavado demanos quirúrgico.



dañar el instrumental, para desprender lasuciedad.

– Luego debemos aclarar con agua desmine-ralizada, con un pH de 6,5-7,5, en abundan-cia para eliminar la suciedad y el detergen-te. Los restos de detergente en el instru-mental actúan como barrera dificultando laesterilización. El agua debe estar a una tem-peratura tibia para aumentar la eficacia deldetergente y de las enzimas.

– Posteriormente, se realiza el secado. Deberealizarse inmediatamente después delaclarado. Es una fase también muy impor-tante, ya que en caso de que permanezcangotas de agua en el instrumental, éstaspodrían actuar como un reservorio de bac-terias contaminando el material e impidien-do una correcta esterilización. Puede reali-zarse con un paño o con aire comprimido.

– Por último, se realiza el lubricado median-te un lubricante soluble en agua. No utilizaraceites minerales o de siliconas, el lubrican-te debe ser específico y que permita unabuena esterilización.

Esta técnica es la más frecuente, con lo quehabrá que prevenir accidentes como salpicaduras ocortes mediante el uso de barreras de protección.

2. Térmico: – Consiste en una limpieza mecánica eléctrica

(lavadoras que deben funcionar con un pro-grama completo de prelavado, lavado, acla-rado, desinfección y secado). El prelavado seutiliza para materiales muy sucios, el lavadono se debe realizar a una temperatura supe-rior a 45º para que la coagulación de lasalbúminas no se adhieran al material; luegola fase del aclarado a una temperatura entre75 y 90º; la desinfección térmica a unos 90ºdurante 10 minutos y, finalmente, el seca-do28. Tienen como ventaja el ahorro detiempo y de personal, evitan posibles acci-dentes como salpicaduras durante la mani-pulación del instrumental. El inconvenientees que requieren un mantenimiento y ungasto de agua y energía. El agua que se debeutilizar para la limpieza es agua blanda (bajaconcentración de minerales), o agua destila-da, de esta forma evitamos la corrosión y el

deterioro del instrumental, y también evita-mos la formación de cálculo en los filtros dela máquinas y su deterioro (figura 4).

3. Ultrasonidos:– Método rápido para la limpieza del instru-

mental. Las ondas sonoras de alta frecuen-cia se convierten en vibraciones mecánicas.Debe funcionar a una temperatura de 40ºcon una duración de 4 minutos a una fre-cuencia de 35 Klz. Aunque remueven bienla sangre seca o la saliva, se ha descrito quelos ultrasonidos no limpian bien la luz delos instrumentos canulados29. SegúnVickery, el riego es demasiado alto parautilizar los ultrasonidos, incluso junto condetergentes, para sustituir el proceso deesterilización o desinfección30.

Tras la compra de instrumentos nuevos, deberealizarse un triple lavado.

Si el instrumental quirúrgico de acero acumulamanchas de óxido o corrosión, se recomienda utili-zar alguna solución que remueva el óxido como porejemplo el ácido fosfórico o el éter propyl glicol.

La limpieza del instrumental debe realizarse consus articulaciones abiertas y si tiene varios compo-nentes debe desmontarse antes.

DESINFECCIÓN

Una vez realizada la descontaminación y limpieza,procedemos a la desinfección para eliminar los

Figura 4. Lavadora para la limpieza y desinfección del instrumental.


De la A a la Z

microorganismos presentes en el instrumental y enlas superficies de la clínica.

Los desinfectantes, según el nivel de acción sepueden clasificar en:

• Desinfectantes de alto nivel: destruyen bacte-rias, hongos, virus y el bacilo de tuberculosis,pero no eliminan todas las esporas.

• Desinfectante de nivel medio: destruye bacte-rias, casi todos los hongos, bacilo de tubercu-losis y la mayoría de los virus. No destruye lasesporas.

• Desinfectante de bajo nivel: destruye las bac-terias, algunos hongos, algunos virus y no des-truyen el bacilo de tuberculosis ni las esporas.

No debemos esterilizar todo el instrumentalutilizado, ya que no todo se contamina de la mismaforma. Con lo cual también debemos clasificar elmaterial según el potencial de infección para deci-dir que desinfectante es el más adecuado. EarlSpaulding, el 1968 realizó la siguiente clasificación31:

• Material crítico: aquellos instrumentos queentran en contacto con tejidos estériles o conel sistema vascular. Por ejemplo, los cinceles

de hueso, fórceps, etc. Siempre se deben este-rilizar.

• Material semicrítico: aquellos instrumentosque entran en contacto con piel no intacta ocon mucosas de las vías respiratorias, genital ourinaria. Son los que no penetran en tejidosblandos o hueso, pero sí entran en contactocon la cavidad oral. Por ejemplo, turbina,espejo, pieza de mano, etc. Se deben desin-fectar con desinfectantes de alto nivel.

• Material no crítico: aquellos instrumentos queentran en contacto con piel intacta. Por ejem-plo, aparato de Rx, muebles, esfingomanóme-tro, etc. Exigen limpieza adecuada y en algu-nos casos desinfección de bajo nivel.

Técnicas de desinfecciónLas dos técnicas principales para una correctadesinfección son los métodos químicos y losmétodos físicos.

Método físico

1. Hervido: hervir el instrumental 15 minutos enun contenedor con tapa y a fuego suave.Técnica poco utilizada.

2. Pasteurización: hervir el agua a 77º durante 30minutos. Destruye los microorganismosexcepto las esporas. Técnica muy poco utili-zada

3. Radiación ultravioleta: radiación a una longi-tud de onda entre 240-280 nm. Esta radiaciónproduce una desnaturalización de los ácidosnucleicos pero su uso como desinfectanteestá muy discutido. Faltan más estudios clíni-cos. Además, puede provocar queratoconjun-tivitis en pacientes o profesionales expuestos.

Método químico

Es el método más utilizado tanto en hospitalescomo en clínicas dentales. Después de comprobarque el material está limpio y seco, mediante el usoe barreras protectoras, el operador procederá a ladesinfección del instrumental sumergiéndolo en uncontenedor con la solución desinfectante (figura 5y tabla 3), durante el tiempo que indique el fabri-cante. Se tapan los contenedores para evitar acci-dentes, la inactivación del desinfectante o su con-taminación. Una vez finalizado el tiempo, se aspiraFigura 5. Contenedores para la desinfección del instrumental.



la solución desinfectante, se enjuaga el material conagua estéril y se seca con gasas o campos estériles.

• Formaldehído: produce vapores irritantes, estóxico para los tejidos y potencialmente car-cinogénico a altas concentraciones, por lotanto ya no se comercializa en Estados Unidosdesde el 1996 y no se recomienda su uso paraprocesos de desinfección. Sí es útil para la

Agente Microorg. destruido Nivel de acción Utilidad IndicacionesDesinfectante Antiséptico

Alcoholes 70% Bactericida 10´´

Funguicida 10´´ Intermedio Buena Excelente Desinfección de superficies Tuberculicida 15´´

Mercuriales Bacteriostático débil Bajo No Mala No tiene

Fenoles Bactericida 10´´Funguicida 10´´ intermedio Buena Mala Desinfección de superficies Tuberculicida 15´´

Cloros Bacterias gram- Desinfección Prót. Removible 10%Viricida Intermedio Buena Regular Desinfección de superficies 5%Tuberculicida 10´´ Desinfección materia orgánica

Amonio Bactericida 10´´ Bajo Regular Regular Desinfección de superficiescuaternario Funguicida 10´´ no críticas

Yodóforos Bactericida 10´´ Antiséptico de superficieFunguicida 10´´ Alto Buena Buena Desinfección de superficies Tuberculicida 20´´ Lavado de manosEsporicida a 1600ppm

Biguadinas Bacteriostático Intermedia Bueno Excelente Lavado de manosViricida (virus con Antiséptico de superficieenvoltura lipídica)

Glutaraldehído Microorganismos Alta Buena Ninguna Desinfección instrumental 10´´vegetativos 5´´ Desinfección instrumentos ópticosTuberculicida 10´´ Esterilizador en 10 horasEsporicida 10 horasViricida

Formaldehído Bactericida 5´´ Alta Buena Ninguna Desinfección instrumental(Formalina 30%) Funguicida 5´´ Desinfección instrumentos ópticos

Tuberculicida 15´´ Esterilizador en 12 horasEsporicida 12 horasViricida 10´´

Peróxido Bactericida 30´´ Antiséptico de superficiede H2 Funguicida 30´´ Alto Buena Regular Desinfección de superficies

Tuberculicida 35´´ EsterilizaciónEsporicida al 6-7%

Tabla 3. Desinfectantes químicos más frecuentes32-33.

conservación de tejidos. Su forma común es laformalina, solución al 37%. Puede ser utilizadocomo agente esterilizador durante 12 horas.No se utiliza como antiséptico.

• Glutaraldehído: es el desinfectante más utiliza-do. Debe renovarse de los contenedores cadados semanas puesto que se inactiva, aunquehay fórmulas que alargan se vida. Es el único


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esterilizante efectivo a bajas temperaturas. Suuso durante 10 minutos actúa como desinfec-tante de nivel bajo, durante 20 minutos denivel. No se utiliza como antiséptico. Producevapores irritantes, por lo que debe utilizarseen ambientes bien ventilados. Tiene la ventajaque no corroe metales, lentes, gomas o plás-ticos. La forma más frecuente de limpiar ydesinfectar el instrumental en el ámbito odon-tológico es combinando glutaraldehído al 2%con fenol al 9,4% (figura 6). También es muyutilizado para la desinfección de las puntas degutapercha al sumergirlas, aunque su usocomo irrigante no está tan claro34.

• Peróxido de hidrógeno: tiene una potenteactividad oxidante con formación de radicaleshidroxilos que lesionan la membrana lipídica yel DNA. Es útil como desinfectante de altonivel a concentraciones de 6-7,5% durante 30minutos. A los 21 días deja de ser efectivo ydebe reemplazarse por una solución nueva.No daña lentes ni plásticos. No es muy eficaz

como antiséptico. Puede producir irritaciónocular.

• Cloros: el producto clorado más utilizado esel hipoclorito de sodio. Es un desinfectante denivel intermedio. Es útil como desinfectantede superficies, sobre todo aquellas contamina-das con sangre, pero no como desinfectantedel instrumental debido a su elevado podercorrosivo. Se inactiva en presencia de materiaorgánica. Tiene una acción muy rápida.También se utiliza a concentración de 5,25%como irrigante de conductos en endodoncia,y para esterilizar puntas de gutapercha porinmersión durante 10 minutos. Puede actuarcomo desinfectante de alto nivel a una con-centración 20% durante 5 minutos, o a unaconcentración de 10% durante 15 minutos.Existe un preparado de hipoclorito de sodio(lavandina) a una concentración de 500-800ppm muy económico y desinfectante, de nivelintermedio para superficies.

• Biguanidas: es un desinfectante de nivel inter-medio, pero muy útil como antiséptico en ellavado de manos y en productos orales. Tieneun amplio espectro, y debido a su naturalezacatiónica es un antiséptico con sustantividad,es decir, que el antimicrobiano permanece enlos tejidos orales durante más tiempo y selibera de forma lenta. Se utiliza a una concen-tración de 0,12 como antiséptico oral y a 0,2-0,5 como antiséptico cutáneo.

• Alcoholes: se suele utilizar a una concentra-ción del 70% como antiséptico para la piel ydesinfectante de nivel intermedio para super-ficies duras. Pero no debe utilizarse para mon-turas de lentes ni elementos plásticos. Las for-mas más utilizadas son el etanol y el isopropí-lico. Como desinfectante no es muy bueno, yaque se inactiva en presencia de residuos orgá-nicos, no es esporicida y se evapora de formarápida.

• Yodóforos: es utilizado principalmente comoantiséptico a concentración baja (40ppm).También para el lavado de manos quirúrgico.Como desinfectante de superficie, se utilizauna disolución de una parte de yodo por 213partes de agua. Es más eficaz mezclarlo conagua que con alcohol. Se considera desinfec-

Figura 6. Glutaraldehido al 2% y fenol al 9,4% (instrunet).



tante de nivel intermedio, aunque a una con-centración de 1600 ppm de yodo libre esefectivo contra esporas.

• Fenoles: ya fueron utilizados por Lister en1850 para desinfectar instrumental quirúrgico.Tiene varios inconvenientes, como su toxici-dad a los tejidos, irritantes y dejan residuos.No se utiliza como antiséptico. Su uso se limi-ta a la desinfección de material no críticodebido a la falta de información sobre su efi-cacia, aunque han sido mejorados en los últi-mos años con lo que se llaman hoy en díacompuestos fenólicos sintéticos.

• Amonio cuaternario: se ha usado durantemuchos años como desinfectante de superfi-cies no críticas. Tiene la ventaja de ser pocotóxico, pero la desventaja de ser muy sensi-ble a las condiciones ambientales (tipo deagua, jabón tipo de suciedad). El CDC reco-mienda no utilizar los compuestos de amoniocuaternario, como antisépticos cutáneos,debido a la incidencia de infecciones tras suuso.

Los antisépticos más utilizados son los yodófo-ros, la clorhexidina y el alcohol.

En caso de preparar diluciones de desinfectan-tes para ir rellenando los contenedores, debemosanotar la fecha del día de la preparación junto conla de la caducidad para tener un buen control entodo momento.

Los contenedores deben estar limpios para queel desinfectante que introducimos no se contami-ne.

El instrumental una vez limpio y desinfectadoserá revisado y verificado por el personal respon-sable, debe estar macroscópicamente limpio. Losinstrumentos despuntados, oxidados o de cortedeficiente serán apartados y retirados (figura 7).

Desinfección del material de impresión y prótesisPrimero debemos enjuagar las impresiones bajoagua para limpiar los restos sólidos, sangre, exuda-dos y eliminar gran parte de los microorganismospresentes.

Los poliéteres y las siliconas se deben desinfec-tar en glutaraldehído al 2% durante 20 minutos. Lassiliconas de adición sufren menores cambios

dimensionales que las de condensación. Los hidro-coloides irreversibles se deben desinfectar conhipoclorito de sodio al 0´5% durante 10 minutos35.

Los materiales hidrofílicos como los hidrocoloi-des y los poliéteres son los más sensibles a pade-cer cambios dimensionales con las técnicas deinmersión, con lo cual las técnicas de desinfecciónmediante atomización son las más seguras. Estatécnica consiste en el uso de un spray desinfectan-te.

Los resultados más óptimos se pueden conse-guir utilizando sprays desinfectantes, combinadocon antisépticos introducidos en la composicióndel material de impresión36.

Para la desinfección de prótesis completas,coronas metal/cerámica, prótesis parcial removible(metálica), o aparatos de ortodoncia, utilizaremoscompuestos yodóforos al 10%37.

Desinfección del instrumental rotatorioEl instrumental rotatorio puede convertirse en ungran reservorio para los microorganismos produ-ciéndose contaminación cruzada de un paciente aotro. Sobre todo, debido a los circuitos internos ya la válvula de reflujo que pueden expulsar aguacontaminada del paciente tratado anteriormente.

Los organismos internacionales obligan a esteri-lizar el instrumental tras su uso, pero esto es unhecho muy poco frecuente entre los profesionalesdebido sobretodo al deterioro que sufre cuando essometido a altas temperaturas. Debido a ello, exis-ten una serie de aparatos en el mercado que nologran la esterilización completa, pero sí unacorrecta desinfección tanto de la superficie exter-

Figura 7. Cincel con puntos de óxido.


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na como interna. Por ejemplo, existe un aparatoque inyecta desinfectante a una presión de 3,5 baresen las conducciones internas del instrumento.Antes de utilizar estos aparatos, se debe limpiarbien la superficie externa mediante el uso de agua yjabón frotando con un cepillo38. En caso de no pose-er estos aparatos, se debe limpiar muy bien conagua y frotar con un cepillo utilizando un detergen-te. Posteriormente, debemos limpiar el instrumen-tal rotatorio con un desinfectante de alto nivel ydejarlo envuelto con una toallita el tiempo que indi-que el fabricante39. Antes del uso del instrumento,deberemos accionarlo durante unos minutos paraeliminar los restos de los circuitos internos40.

ESTERILIZACIÓN

Para que el proceso de esterilización sea correcto,el material debe estar limpio, seco y correctamen-te envasado. El resultado final dependerá de estosfactores: del número de microorganismos existen-tes al inicio y de la presencia de materia orgánicaque dificulta el proceso de esterilización ya queprotege a los microorganismos de todo el proce-so.

Preparación del material: envasadoEl material que ha de ser esterilizado se debe pre-parar y envasar para incrementar la facilidad de laesterilización y preservar su esterilidad.

Los requisitos que deben cumplir los envolto-rios son:

• Barrera microbiana efectiva.• Permeable al agente esterilizante.• Libre de elementos tóxicos.• Resistente• Repelente al agua

Tipos de envoltorios

• Muselina, hilo o algodón: el algodón es el másutilizado. Se debe aplicar como mínimo unadoble capa de envoltorio (interna y externa) yprecintar la capa externa con cinta adhesivatermoresistente. No se debe utilizar unmismo envoltorio más de 70-75 veces. No sepuede utilizar con el óxido de etileno, formal-dehído, gas plasma ni con el calor seco.

• Papel mixto: envoltorio de un solo uso, ter-moresistente, con una cara de papel de gradomédico por donde penetra el agente esterili-zador, y otra de plástico transparente pordonde se visualiza el material. Se debe sellarcorrectamente eliminando al máximo el airede su interior. No se puede utilizar con el gasplasma ni con el calor seco.

• Papel de celulosa: envoltorio de un solo uso.Existen 2 tipos:– Tejido sin tejer: más resistente a la hume-

dad y a la rotura pero más caro.– Papel crepé: menos resistente a la hume-

dad y a la rotura y más económico.Se debe aplicar doble capa (interna y externa)y sellarlo con cinta adhesiva termoresistente.No se puede esterilizar con gas plasma nicalor seco.

• Polipropileno: envoltorio de un solo uso muyresistente a las roturas. El método de elecciónpara esterilizar este material es el gas plasma.Se pueden utilizar otros métodos de esterili-zación pero sin superar los 90ºC.

• Contenedores rígidos (acero, aluminio, plásti-co): es un tipo de envoltorio hermético, resis-tente y reutilizable. Pueden tener filtros o vál-vulas que actúan como barrera antimicrobia-na. Los filtros hay que renovarlos en cada pro-ceso. Se puede utilizar para cualquier tipo dematerial. Se pueden esterilizar con cualquiermétodo excepto con el gas plasma.

Sistemas de esterilización

Autoclave

El autoclave, (figura 8 y tabla 4), vapor de agua ocalor húmedo, actúa aumentando la hidratación delaire y por lo tanto la presión relativa. La presión delvapor de agua produce una hidrólisis de las unionesNH-CO de las células de los microorganismos y ladesnaturalización y coagulación de las proteínas. Ventajas:

• No deja residuos tóxicos• Se obtiene fácilmente• Es económico• Capacidad de penetración elevada• No es corrosivo (siempre que sea puro)• Rápida destrucción de microorganismos



Desventajas:• No se pueden esterilizar soluciones que for-

men emulsiones con el agua.Para que la esterilización sea eficaz, el vapor

debe ser puro, debe estar saturado. Y esto se con-sigue eliminando el aire. Para ello, tenemos dostipos de esterilizadoras:

• Esterilizadora por desplazamiento gravitacio-nal: el aire, que es más pesado que el vapor,desciende por acción de la gravedad y sale dela cámara por una válvula. Cuando ha entradosuficiente vapor y se alcanza la temperatura deesterilización, se cierra la válvula.

• Esterilizadora por vacío: en este caso el airees eliminado mediante una bomba de vacío. Elvapor penetra de forma más rápida y mejorque la esterilización gravitacional.

Cuando el vapor no está saturado, sino que estáhúmedo (sobresaturado), las gotas de agua evitanque el vapor penetre correctamente dificultando laesterilización. Si el vapor está sobrecalentado, esdecir, si se sigue incrementando el calor cuandotodo el agua se ha evaporado, tampoco será eficaz.Existe un tipo de esterilización llamada relámpagoutilizada dentro de la sala de operaciones paraesterilizar de forma muy rápida material que se hacontaminado accidentalmente y que se necesitapara terminar la cirugía. Su eficacia es hoy en díamuy discutida.

Indicaciones: material metálico, contenedoresquirúrgicos, instrumental rotatorio, material textil,material de vidrio, plásticos y gomas.

Según la norma UNE-EN 28541 el agua contienegases que disminuyen la transferencia de calor, conlo cual estos gases tienen que estar en cantidadmínima para una correcta esterilización42.

Calor secoEn este método, el aire seco se calienta y median-te la conducción del calor se esteriliza el material.Los instrumentos se han de envasar en tallaspequeñas dejando un espacio entre cada instru-mento para que el calor se distribuya bien. El calorproduce la desecación de la célula, procesos oxi-dativos, fusión de la membrana y la coagulación delas proteínas. El aire seco se calienta en los deno-minados hornos de Pasteur o estufas de Poupinell(figura 9 y tabla 5).

Figura 8. Esterilizador por vapor de agua.

Tabla 4. Relación Temperatura-Presión-Tiempo para el autoclave.

Temperatura(ºC)

121126134

Presión(Kg/cm2)

1,11,52,2

Tiempo(minutos)

20107

Indicaciones: Cristalería, aceites, polvos y por-celanas, instrumental de cura (pinzas, tijeras), elmaterial termosensible no se puede esterilizar,tampoco el material textil, gomas, plásticos, sus-tancias acuosas ni objetos esmaltados.Ventajas: mantenimiento sencillo y económico. Noexiste corrosión, ya que al finalizar el ciclo el mate-rial sale totalmente seco.Inconvenientes: deterioro del material al requerirelevadas temperaturas. Requiere mayor tiempo.No posee gran capacidad de penetración.

Óxido de etilenoEl óxido de etileno es un gas incoloro, más pesadoque el aire, soluble en agua y muy reactivo. En esta-do puro es muy inflamable y explosivo. Su actividaddepende de su concentración (300-1200 mg/l),temperatura (37-55 ºC), duración de la exposicióny humedad relativa (40-60%). Su mecanismo deacción es su poder alquilante sobre proteínas, lípi-dos y ácidos nucleicos de las células. Se suele mez-clar con otros gases como son el dióxido deCarbono o el Freón, aunque también realizarse


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con óxido de etileno en estado puro, pero enestos casos la esterilizadora debe trabajar a pre-sión negativa para evitar fugas (tabla 6).

Tras la esterilización, es necesario airear elmaterial, durante 8-12 horas, a la misma tempera-tura a la cual se ha realizado la esterilización paraeliminar los gases retenidos.

Ventajas:• Elevada capacidad de penetración• Útil para material termosensible• Es corrosivo ni deteriora el material

Desventajas:• Tóxico, irritante, teratogénico. • Actualmente está considerado sustancia sos-

pechosa de ser cancerígena • Requiere tiempo elevado y aireación• Explosivo e inflamable• Elevado coste económicoIndicaciones: instrumental quirúrgico sensible,

instrumental termosensible, instrumental electró-nico, óptico y plásticos.

Antes de la esterilización, el material debe estarmuy seco y limpio, ya que el contacto del óxido deetileno con el agua forma politenglicol y con elcloro etilenclorhidrina, substancias muy tóxicas. Serecomienda, de forma periódica, obtener muestrasde aire en las zonas de mayor concentración delgas. En ningún caso, el nivel de óxido de etilenodebe exceder los 0,5 ppm.

Se necesitan compuestos de clorofluorocarbo-no para transformar el óxido de etileno en un gasno inflamable ni combustible. Estos compuestosperjudican gravemente el medio ambiente, enespecial la capa de ozono, con lo que su uso estásiendo restringido en algunos países.

Radiaciones• Rayos Gamma: no se utiliza en hospitales

debido a su alto coste. Sólo es utilizado a nivelindustrial. El cobalto 60 es un isótopo radiac-tivo, y al desintegrarse produce rayos gammaque cuando interaccionan con la célula produ-cen la destrucción de los dobles enlaces, alte-ran las proteínas e impiden la replicación delADN.

• Beta: su elevado coste limita su uso, y supoder de penetración es menor que con losrayos gamma.

Gas plasmaSe introduce peróxido de hidrógeno líquido en unacámara al vacío, el peróxido de hidrógeno se trans-forma en vapor, se expone a ondas de radiofrecuan-cia y se transforma en plasma. Se realiza a una tem-peratura de 20-50 ºC y a una concentración del 35%.

Ventajas: No genera residuos tóxicos. Procedi-miento de corta duración. Fácil uso.

Inconvenientes: No se puede esterilizar ropa,líquidos ni celulosa.

Figura 9. Esterilizador por calor seco. Estufa de Poupinell.

Tabla 5. Relación Temperatura-Tiempo para el calor seco.

Temperatura (ºC)

180170150140120

Tiempo

40 minutos60 minutos150 minutos

5 horas6 horas

Tabla 6.

Estadodel gas

Gas puroGas puro

Gas mezcladoGas mezclado

Temperatura(ºC)

37553855

Tiempo(horas)

5-5,52-37,53



Baja temperatura con FormaldehídoProceso fisicoquímico a baja temperatura con for-maldehído al 2% que mezclado con vapor de aguaincrementa la capacidad de penetración. El proce-so se realiza a una temperatura de 50ºC durante 5horas o a 60ºC durante 3 horas.

Ventajas: fácil uso, manipulación segura para elusuario y permite esterilizar cualquier material conlumen.

Inconvenientes: poca experiencia con esta técnica.

Ácido paracéticoSe combina el ácido paracético con anticorrosivosquímicos para conseguir un pH neutro: 6´4. Actúaoxidando los enlaces sulfúricos y rompe la estruc-tura de las proteínas. Se utiliza a una concentracióninicial del 35%, aunque el proceso se efectúa a unaconcentración del 2% y a una temperatura de 50-55ºC durante 20 minutos. No es corrosivo y es unproceso rápido. No se puede almacenar el materialy sólo se puede utilizar material sumergible.

Esterilización mediante agentes químicos:La esterilización también se puede realizar median-te algunos desinfectantes de alto nivel. Los más uti-lizados son el formaldehído al 30% durante 12horas, y el glutaraldehído al 2% durante 10 horas.Después de la esterilización, debe lavarse el mate-rial con agua destilada y el material debe utilizarseinmediatamente, no puede almacenarse. El glutaral-dehído es el agente más utilizado.

Almacenado del material esterilizadoUna vez esterilizado el material, se debe dejarenfriar para evitar condensaciones. Posteriormen-te, se almacena en áreas lejos de zonas de paso, de

tuberías de ventilación y de lámparas productorasde calor, libre de polvo, protegido de zonas húme-das. El material debe estar correctamente etique-tado con la fecha de la esterilización, el tipo deesterilización y la fecha de caducidad. Además de lahumedad y de la temperatura, la fecha de caduci-dad estará en función del tipo de envasado y delalmacenado y no del tipo de esterilización (tabla 7).El tiempo durante el cual un paquete estéril semantiene como tal, se denomina "vida de anaquel".

Verificadores de controlAsí como existen diferentes grados de desinfec-ción, para la esterilización o bien se ha realizado ono se ha realizado. Y es imposible determinar deforma eficaz el estado estéril de un material, con locual la esterilidad de un objeto hace referencia a laprobabilidad de que un objeto no esté contamina-do. La farmacopea europea ha fijado como límitemáximo de no esterilidad 106. Es decir que podre-mos encontrar un objeto no estéril de entre unmillón de objetos esterilizados.

La eficacia del proceso de esterilización se veri-fica con unos indicadores químicos, físicos o bioló-gicos (tabla 8).

• Indicadores físicos:Consiste en elementos incorporados al este-rilizador para verificar su correcto funciona-miento:– termómetros - sensores de carga– manómetros - válvulas– tiempo

• Indicadores biológicos:Los indicadores biológicos (regulados a lanorma UNE-EN 866-1)43 son el mejor siste-ma para determinar el correcto funciona-miento.

Algodón o muselina (2capas) 1 semana 2 díasAlgodón o muselina (4 capas) 7 semanas 3 semanasPapel crepé o tejido sin tejer (2 capas) 8 semanasAlgodón o muselina (2 capas) cerrado herméticamente en polietileno 9 mesesBolsa de papel mixta o termosellada 6-12 mesesMaterial de polietileno en hojas termosellada 12 meses

Tabla 7. Vida de anaquel de los materiales envasados.

Tipo de envasado Armario Armariocerrado abierto

Autoclave

Tiempo Test de Bowie-Dick: penetración del vapor (diario)

Temperatura Cinta adhesiva externa en todos Ampollas de esporas con el los paquetes Bacillus stearothermophilus

Presión Indicador interno en el interior (diario o semanal)de todos los paquetes y cajas

Óxido de etileno

Tiempo, presión Cinta adhesiva externa en todos Ampollas de esporas con el los paquetes Bacillus subtilis

Temperatura, humedad Indicador interno en todos los paquetes (en cada ciclo)

Peróxido de Hidrógeno (Gas-plasma)

Tiempo Cinta adhesiva externa en todos Ampollas de esporas con el los paquetes Bacillus stearothermophilus

Presión Indicador interno en todos (en cada ciclo)los paquetes o envases


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Existen 2 métodos: – Tiras de papel filtro impregnadas con espo-

ras y cerradas en un sobre a través del cualpenetrará el agente esterilizante. Poste-riormente, se introducen en caldo de culti-vo y se incuban durante 48 horas.

– Envases de plástico cerrado que contienencintas impregnadas con esporas y unaampolla de vidrio muy fino que contiene elmedio de cultivo con indicador de pH.Después de la esterilización, se rompe laampolla interna para liberar el medio decultivo y el indicador. El cambio de colordespués de la incubación indica que el pro-ceso falló.

En algunos casos, para controlar ciertos pro-cesos de esterilización, los indicadores bioló-gicos se introducen en un dispositivo de"máxima dificultad de esterilización," parasimular las condiciones más desfavorables.Según la norma UNE-EN 866-1, los indicado-res biológicos se han de utilizar siempre encombinación con otro indicador ya sea físicoo químico.

• Indicadores químicos: Es un método utilizado para monitorizar lapresencia o la obtención de una o más varia-bles exigidas en el proceso de esterilización.Estos indicadores se han de ajustar a la normaUNE-EN 867-144. Consiste en sustancias quí-micas que cambian de color al alcanzar la tem-peratura necesaria, tiempo de exposición,presión y grado de humedad. Los indicadoresquímicos son más económicos y obtenemoslos resultados al momento, pero no constitu-yen una prueba de esterilidad, por lo tanto nopueden sustituir los indicadores biológicos.Son indicadores complementarios45.Se clasifican según su utilización:– Indicadores de proceso, o de clase A. Es un

indicador químico externo y consistente enuna cinta adhesiva. Sirve para demostrarque el paquete se ha expuesto a un proce-so de esterilización, sin garantizar la calidadde éste, y diferenciarlo de los paquetes noprocesados.

– Indicadores para pruebas específicas, o declase B: diseñados para pruebas específicas.

Tabla 8. Indicadores de calidad según el proceso de esterilización.

Físicos Químicos Biológicos



Por ejemplo: Prueba de Bowie-Dick. Se uti-liza para detectar la presencia o ausencia deaire.

– Indicadores de variable única, o de clase C:monitorizan una sola variable del ciclo deesterilización. Es un indicador interno.

– Indicadores de múltiples variables, o declase D: monitorizan dos o más variables.Es un indicador interno.

CONCLUSIONES

Somos conscientes, gracias a los organismos oficia-les como la Sociedad Española de Medicina, SaludPública e Higiene Hospitalaria, que las infeccionesnosocomiales son una realidad frecuente con unaimportante morbilidad. Por ello, bajo ningún con-cepto podemos ejercer nuestra profesión en con-diciones asépticas comprometiendo la seguridadde los pacientes.

Del mismo modo, gracias a organismos comoEPINet, sabemos que estamos expuestos a padeceraccidentes con material biológico, con lo cualhemos de protegernos mediante las barreras pri-marias y saber como actuar en caso de accidente.

Debemos establecer un protocolo para elcorrecto procesado del material contaminado yllevar a cabo de forma meticulosa los procesos delimpieza, desinfección y esterilización. Ya que estaes la mejor forma que tenemos de combatir lasinfecciones.

Todos los procesos de limpieza, desinfección yesterilización son de igual importancia y en erroren cualquiera de ellos podría comprometer elresultado final.

Debemos conocer con exactitud el material queutilizamos para la limpieza, desinfección y esterili-zación, su manipulación, sus indicaciones, sus posi-bles efectos nocivos tanto para el personal sanita-rio como para los pacientes y para los mismos ins-trumentos.

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Asesoría Jurídica


La publicidad profesional y suincidencia en la competencia

Daniel Gómez de ArribaMarta Villar

Especialista en derecho sanitario

CORRESPONDENCIA

Gómez de Arriba Abogados Marqués de Urquijo, 19 Bajo D

28008 Madrid

[email protected]

Tradicionalmente, la publicidad de los pro-fesionales ha sido objeto de estrictas limi-taciones por los respectivos ColegiosProfesionales. En los últimos tiempos, trasel Informe del Tribunal de Defensa de laCompetencia sobre el Libre Ejercicio de lasProfesiones y en virtud de las modificacio-nes introducidas en la Ley de ColegiosProfesionales, se ha producido la liberaliza-ción de la actividad publicitaria de todos losprofesionales. Ello no significa que la activi-dad publicitaria carezca de límites, sino queestos vendrán impuestos por la necesidadde que la misma sea veraz y leal, debiendoestos requisitos ser observados con espe-cial cuidado cuando además se trata de lapublicidad de bienes o servicios sanitarios1.

A pesar de la existencia de una norma-tiva general que regula la actividad publici-taria (Ley General de Publicidad de 1988),será aplicable a los servicios de los profe-sionales dedicados al cuidado de la saluddental la normativa estatal y autonómicaque específicamente regula la publicidad delos servicios sanitarios, así como las preci-siones que haga la Organización Colegialcon el fin de determinar qué supuestosconcretos deben considerarse, desde unpunto de vista legal y ético-deontológico,actividad publicitaria engañosa o desleal, yen consecuencia ilícita, dado que la meraremisión a normas dictadas con carácter

general de aplicación a todo tipo de bieneso servicios es, generalmente, imprecisa2.

A estos fines nos remitimos a la norma-tiva de la Organización Colegial de laOdontología y la Estomatología sobrepublicidad buco-dental, en virtud de la cualse entiende como actividad publicitaria eneste ámbito aquella que tenga como finpromover de forma directa o indirecta lacontratación de bienes o servicios relati-vos a la salud buco-dental, así como deter-minadas entrevistas o noticias si en las mis-mas prevaleciera el aspecto comercialsobre el meramente informativo.

Esta normativa se aplicará exclusiva-mente a los siguientes sujetos:

• Un odontólogo o estomatólogo cole-giado en algún Colegio Oficial deOdontólogos y Estomatólogos delterritorio español, cualquiera quefuera su nacionalidad, residencia otítulo habilitante.

• Un odontólogo o estomatólogonacional de algún Estado miembro dela Unión Europea o signatario delAcuerdo sobre el Espacio Europeoque estuviera autorizado para ejerceren el territorio nacional.

• Una clínica dental o cualquier otrapersona jurídica vinculada directa oindirectamente con un odontólogo oestomatólogo incluido en los aparta-

1,2. Publicación de la normativa sobre publicidad buco-dental de la Organización Colegial de la Odontología y la Estomatología.


La publicidad profesional y su incidencia en la competencia

dos anteriores por relaciones de índole con-tractual o societario

La Organización Colegial establece, como prin-cipio general, la libertad de publicidad, es decir,que está permitida sin necesidad de autorización ocomunicación previa toda la publicidad buco-den-tal. Sin embargo, al mismo tiempo, establece cier-tos límites que se plasman en unos supuestos tasa-dos de publicidad ilícita que se resumen en lossiguientes:

• Publicidad engañosa: se considera como talaquella que induce a error a su destinatario,aun cuando el mismo pueda no ser esencial odeterminante de la contratación. En particu-lar, aquella publicidad que:En relación con el profesional – exagere las capacidades del propio profe-

sional o que haga referencia a la calidad delos servicios expresando el porcentaje per-sonal de éxitos cosechado;

– haga referencia a títulos profesionales ine-xistentes en España (de forma que quienestuviera en posesión de títulos extranje -ros deberá expresarlos en el idioma origi-nal salvo que existiera en España un títulooficial equivalente);

– haga referencia a la condición de especialis-ta, dejando a salvo la posibilidad de quequien se dedique a actividades mono-disci-plinares o específicas califique dicho ejerci-cio como dedicación exclusiva o dedica-ción preferente;

En relación con los servicios– utilice o mencione medios diagnósticos, de

prevención, curación, de obligada u obvianecesidad o de uso generalizado para eldesarrollo de la actividad;

– ofrezca garantía de los productos o de lostratamientos de por vida o por plazossuperiores a los que fueren razonables.

En relación con los tratamientos– prometa determinados resultados que haga

referencia al dolor en los tratamientos, o ala duración de los mismos;

– haga referencia a tratamientos cuyos efec-tos no estuvieran respaldados por suficien-tes pruebas científicas o técnicas acredita-das por la Organización Colegial.

En relación con los honorarios – ofrezca como prestaciones gratuitas aque-

llas que ya de por si deban considerarseincluidas en tratamientos complejos o porlas que no es costumbre profesional perci-bir honorarios;

– haga referencia a precios o a honorariosprofesionales sin especificar con claridad osin omisiones los servicios incluidos oexcluidos en los mismos.

• Publicidad desleal: es aquella que, aun nosiendo engañosa, tenga por objeto o puedaproducir el efecto de provocar el descréditoo el menosprecio de otro dentista. En parti-cular:– Aquella que denigre, limite o induzca a con-

fusión con la identidad o los servicios deotros compañeros;

– La que exponga símbolos, diseños, dibujos,fotografías o cualesquiera otros medios deexpresión plástica que induzcan a errorcon los de otros profesionales,

– La que suponga una vulneración del deberde secreto profesional o utilice los nom-bres o la imagen de pacientes o de perso-nas famosas o conocidas por el público,aun cuando tuvieran el consentimiento delos mismos; o

– Aquella que sea comparativa, o que incluyatérminos superlativos (como más o mejor),incluso cuando la comparación se apoyaseen características esenciales u objetivamen-te demostrables.

Es importante destacar que cualquier anuncian-te podrá solicitar del Colegio Oficial en el queestuviera colegiado consultas sobre la posible ilici-tud de una determinada actividad publicitaria. Lacontestación deberá emitirse por la Junta deGobierno en el plazo de dos meses y se conside-rará vinculante para el Colegio Oficial.

La presente normativa establece un régimen desanciones de conformidad con lo dispuesto en elTítulo VI de los Estatutos Generales de losOdontólogos y Estomatólogos y de su ConsejoGeneral.

En ese sentido, respecto a los odontólogos querealicen su actividad profesional por cuenta propiaresponderán disciplinariamente de los anuncios


Asesoría Jurídica

publicitarios que contravinieran la presente norma-tiva de forma personal y directa. Si se trata de unprofesional que lleva a cabo su actividad por cuen-ta ajena, ya sea contractual o societariamente, res-ponderán disciplinariamente del mismo modo,salvo aquellos que acrediten haber llevado a cabocuantas actuaciones fueran exigibles para poner demanifiesto la disconformidad de la publicidad con lapresente normativa y para evitar su divulgación.Por último, y de modo excepcional, en el caso deque el anunciante fuera una Clínica Dental que nofuera propiedad de un dentista, responderán disci-plinariamente los dentistas que desempeñaran elcargo de Director Clínico.

Pero, aparte de esta regulación específica, ¿quérecursos jurídicos tenemos para luchar contraestas prácticas? Los órganos administrativos com-petentes, las asociaciones de consumidores y usua-rios, las personas que resulten afectadas y, engeneral, quienes tengan un derecho subjetivo ointerés legítimo podrán solicitar del anunciante lacesación o en su caso, la rectificación de la publici-dad ilícita, a través de un escrito comunicado al

empresario de forma fehaciente (de modo queconste la fecha). El anunciante deberá contestar entres días, y solamente en los casos en que no con-teste o no cese en sus prácticas se podrá iniciar unprocedimiento por la vía civil ordinaria a través dela acción de cesación.

En conclusión, en materia de defensa de la com-petencia, nuestro Ordenamiento Jurídico, así comoel Derecho Comunitario abarcan todos los extre-mos concernientes a evitar la imposición de barre-ras al libre funcionamiento de las leyes del merca-do, pero también a defender el nombre, la reputa-ción y el esfuerzo profesional de los empresarios,a través de la prohibición de cualquier conductaque tienda a menoscabar el prestigio o aprove-charse del mismo de forma ilegítima.

Dentro de ésta última finalidad del Ordena-miento, se podrían encuadrar las disposicionesreferentes a los derechos de exclusividad talescomo patentes, marcas, etc., así como la protec-ción de la propiedad intelectual sobre creacionesintelectuales, científicas y literarias; pero esa serácuestión a plasmar en otro artículo.

Originales


Optimización superficial delcuello del implante dental paraconseguir un sellado biológico:ensayos in vitro con fibroblastos humanosSurface optimization of the dental implant neck in order to achieve a biological sealed: in vitro tests with human fibroblasts

RESUMEN

El objetivo de este trabajo es determinar la influencia de la rugosidad de los cuellos de los implan-tes dentales para lograr un sellado biológico. Se observa que una cierta rugosidad favorece laadhesión fibroblástica y proliferación fibroblástica y que dará lugar a la formación de tejido pro-vocando el sellado biológico. Para este estudio se han realizado cultivos de fibroblastos humanossobre superficies de titanio con diferentes rugosidades. Se han estudiado las diferentes superficiescultivadas mediante microscopía electrónica de barrido ambiental.Palabras clave: Rugosidad de los cuellos de los implantes dentales. Sellado biológico. Adhesiónfibroblástica. Proliferación fibroblástica

ABSTRACT

The aim of this research work is to determine the influence of the roughness of the dentalimplant necks in order to achieve a biological sealed. Some values of roughness improve the fibro-blastic adhesion and fibroblastic proliferation which provoke the growth of the tissues on titaniumsurface. Different roughnesses have been cultured with human fibroblasts in the titanium surfa-ces. The cells have been observed by means of an environmental scanning electron microscope.Key words: Roughness of the dental implant necks. Biological sealed. Fibroblastic adhesion.Fibroblastic proliferation.

INTRODUCCIÓN

Diversos estudios experimentales han sidorealizados para averiguar el mecanismointrínseco de la unión entre el epitelio y losimplantes dentales de titanio. En estudiosin vitro1,2 y, utilizando implantes de plásticocubiertos de capas de titanio, se ha obser-vado la existencia de una lámina basal y

hemidesmosomas que relacionan el tejidoepitelial con la superficie de titanio.Utilizando células fibroblásticas de origenporcino sobre superficies de titanio, tam-bién se ha observado dichas láminas basa-les3-5. La existencia de una capa de proteo-glicanos de 20nm de espesor ha sido des-crita por Hansson, et al. 4, quien tambiénmenciona la presencia de fibroblastos y

Dr. F.J. Gil1

Dr. P. Barenblit2

Dr. A. Padrós3

Dr. J. Salsench2

Dr. E. Engel1

1CREB. Departament de Ciencia de Materials i Eng. Metalúrgica

ETSEIB. Universidad Politécnicade Cataluña

2Departamento de Ciencias Morfológicas y Odontoestomatología

Facultad de OdontologíaUniversidad de Barcelona

3Instituto Padrós. Barcelona

CORRESPONDENCIA

Dr. F. Javier Gil MurUniversitat Politècnica de Catalunya

E.T.S. d'Enginyeria Industrial de Barcelona

Av. Diagonal, 647 - 08028 BarcelonaE-mail: [email protected]


Optimización superficial del cuello del implante dental para conseguir un sellado biológico

macrófagos. Otro hecho relevante se encuentra enestudios in vivo en mandíbulas de perros, en lasque se colocaron réplicas de implantes de epoxire-sina bañadas con una capa de 90-120 nm de titanioalojadas en las zonas premolares. Se observaronfibras colágenas en el tejido conectivo alineadas enuna dirección casi paralela a la superficie delimplante dental5.

El objetivo de este trabajo es el de determinarqué acabado superficial es más adecuado para con-seguir el cierre biológico periimplantario, o tam-bién llamado biointegración cervical implantaria,con el fin de evitar el paso de bacterias y gérmenesa través de la interfaz implante-tejido.

MATERIALES Y MÉTODO EXPERIMENTAL

MaterialesLos materiales utilizados para este estudio fuerondonados por la empresa Klockner Implants ycorrespondieron a discos de titanio de grado 3,como los utilizados en los implantes dentales. Seprodujo la rugosidad mediante mecanización con-trolada dando diferentes grados de rugosidad cre-ciente. Se denominaron F 0,01 (el disco pulido), F0,05, F 0,1, F 0,15, F 0,2, F 0,25 y F 0,3 (de menora mayor rugosidad). La rugosidad fue determinadapor un rugosímetro Mitutoyo de alta sensibilidad.

El número total de discos utilizados para cadarugosidad fue de 18-20. Los discos presentaban 6mm de diámetro y se encontraban arenados sóloen una de sus caras. Los discos de titanio se pasa-ron a frascos de vidrio codificados del 1 al 7, selavaron con etanol y agua bidestilada y se esterili-zaron mediante calor (160ºC durante 18-24horas). Posteriormente, los discos se depositaronen placas de Petri estériles colocando la cara rugo-sa hacia arriba para facilitar su adecuada colocaciónen los pocillos.

El diámetro del Control Negativo previsto ini-cialmente (placa de poliestireno de 96 pocillos) eraligeramente superior: 6,4 mm. Sin embargo, aun-que estos pocillos parecían ideales, en un experi-mento preliminar observamos que dificultaban elmovimiento y lavados de los discos. Como conse-cuencia, en posteriores experimentos los discos secolocaron con unas pinzas estériles en placas de 48

pocillos (10,2 mm de diámetro), lo cual permitía sindificultad su posterior manipulación y lavado altener el pocillo un diámetro superior.

CélulasSe utilizaron fibroblastos humanos procedentes deun cultivo primario de piel humana crecidos enDMEM con 1,4 g de glucosa suplementado con10% SBF (Suero Bovino Fetal), 2 mM de L-glutami-na, 50 µg/mL de estreptomicina y 50 U/mL de peni-cilina. Las células se mantuvieron en un incubadora 37ºC y 5% de CO2. Para estos experimentos seutilizaron células procedentes de subcultivosentrelos pases 6 y 10.

EVALUACIÓN DE LA ADHESIÓN Y PROLIFERACIÓN CELULAR

AdhesiónLos discos estériles de distintas rugosidades se dis-tribuyeron, con la ayuda de unas pinzas finas, porduplicado para cada rugosidad y densidad celularen los pocillos centrales de placas de 48 pocillos,con la cara rugosa del disco siempre hacia arriba.Se prepararon placas distintas para cada tiempoestudiado (4, 14, 24, 72, 120 y 168 horas) y se tes-taron cuatro densidades celulares distintas paradeterminar si existe un efecto debido a una mayoro menor densidad celular.

La adhesión celular se estudió a un solo tiempo(4 horas) después de sembrar las células a densida-des de 0,6x104,0,8x104,1x104 y 2x104 células/disco.

ProliferaciónLa proliferación celular se estudió sembrando lascélulas a densidades de 0,8 x104 células/disco y de1x104 células/disco y valorando el número de célu-las a distintos tiempos (4, 14, 24, 72, 120 y 168horas) después de la siembra. Para ello el día 0 sesembraron las células a las densidades celularesmencionadas preparando una PLACA distinta paracada tiempo (4, 14, 24, 72, 120 y 168 horas).

En todos los casos, las células se sembrarondepositando sobre el centro del disco 20 µl de lasuspensión celular con cada una de las concentra-ciones mencionadas. A continuación, las placas seincubaron a 37ºC en atmósfera húmeda contenien-


Originales

do un 5% de CO2. Este método de sembrado nosasegura que todas las células queden sobre el cen-tro del disco antes de que se adhieran evitando sudifusión fuera del mismo.

Al cabo de 4 horas (máxima adhesión), se añade300 µl de medio de cultivo a todas las PLACASsembradas para el estudio de proliferación.

Las muestras para las medidas de adhesión seprocesaron a las 4 horas del siguiente modo:

Se lavan dos veces los pocillos con tapónDulbecos-PBS con Ca2+ y Mg2+ y, a continuación, sefijan las células con 4% de paraformaldehido (PF)durante 30 minutos a temperatura ambiente. Seaspira el PF y se lava dos veces la placa con aguadestilada. Se añade 200 ml /pocillo de cristal viole-ta (0,25%) y se incuba durante 20 minutos. Se aspi-ra el cristal violeta con una punta de pipeta conec-tada a una bomba de vacío y después se lavan 3-4veces los pocillos con agua destilada para eliminarlos restos de colorante no incorporado a las célu-las. Se eliminan los restos de líquido por decanta-ción y se dejan secar las placas con la tapa abiertaa 37ºC hasta el final del experimento.

Las muestras para proliferación se procesaronde la misma forma.

La adhesión y la proliferación celular se han eva-luado midiendo la absorbancia a 630 nm del cristalvioleta disuelto en HCl 0,1 M. Antes de procedera la lectura de la absorbancia se añade 100 ml/pocillo de HCl 0,1 M a una placa, y esta se agita enun agitador de placas para conseguir la completadisolución del cristal violeta y homogeneización delcolor. A los 2 minutos de la adición del HCl, setransfieren 50 ml de cada pocillo a una placa de 96pocillos nueva y entre el minuto 3-4, cuando elcolor aún es totalmente estable, se procede a lalectura en un lector de multiplacas de ELISA (EL x800, Bio-Tek Instruments). A continuación, se pro-cede de la misma forma con el resto de las placasde un mismo experimento.

Observación de los fibroblastos por microscopia electrónica de barrido ambientalSe ha utilizado el microscopio electrónico de barri-do ambiental ESEM Electroscan para observar losfibroblastos en las diferentes superficies metálicas.Con este tipo de microscopios no hace falta la pre-

paración de muestras recubriéndolas con oro parahacerlas conductoras, por tanto no añadimos otrassustancias que pudieran afectar a las imágenesobtenidas.

EVALUACIÓN DE LOS RESULTADOS

Se calcularon las medias y la desviación estándar(S.D.) para cada grupo de experimento realizado.Además, los resultados también se han expresadocomo porcentaje de adhesión de cada tipo derugosidad de titanio respecto al control de adhe-sión al polipropilemo (none) según la fórmula:

Control - Material a ensayar % adhesión = x 100

Control

Habitualmente, cuando el porcentaje de adhesiónes superior a un 25% respecto al control, el pro-ducto o material ensayado se considera positivo.

RESULTADOS EXPERIMENTALES

Los resultados de adhesión obtenidos se encuen-tran en la figura 1.

Debido a que el tiempo de duplicación de losfibroblastos humanos es de 24 horas, las diferen-cias obtenidos en el número de células (medida dela absorbancia a 630 nm) entre las distintas super-ficies son debidas a su capacidad de adhesión celu-lar, cuantificado siempre a las 4 h de la siembra.

La adhesión de fibroblastos al plástico en lospocillos control es proporcional al numero inicialde células sembrados y no existen diferenciasentre las 4 y 14 horas (adhesión). Sin embargo, laadhesión de los fibroblastos humanos a discos detitanio es siempre superior respecto al control.Como se ve en la figura 1, a densidades celularesintermedias y no saturantes (de 8.000 células/disco), el tanto por ciento de células adheridas res-pecto al plástico es mayor que en el resto de den-sidades, en todas las rugosidades. A esta densidad,las rugosidades F0,01; F0,1 y F0,15, son las que die-ron valores de adhesión más altos. En la tabla 1 sepuede observar el porcentaje de adhesión de los



fibroblastos humanos en función del grado derugosidad y el número de células.

Si comparamos la adhesión a 4h y a 14h, no seobservan diferencias, por lo que podemos decirque la mayoría de las células se adhieren durantelas primeras 4 horas de cultivo.

Para el resto de densidades, la adhesión es similarpara todas las rugosidades. En los casos de las rugosi-dades más altas (F0,25 y F0,3), la densidad celular noparece tener efecto sobre la adhesión de las mismas.

ProliferaciónLos resultados de proliferación obtenidos se resu-men para las dos densidades celulares intermediasy no saturantes, 0,8x104 y 1x104 células por disco,en las figuras 2 y 3.

Como puede verse, en todos los casos la proli-feración es proporcional al número inicial de célu-las sembradas y adheridas (tiempo 4 horas) en cada

situación, y es máxima entre los días 4-5 y dismi-nuyendo siempre un poco el día 7 (saturación).

Figura 1. Adhesión de fibroblastos humanos en función de la rugosi-dad y del número de células sembradas.

Adhesión de fibroblastos humanos sembrados a distintadensidad celular sobre discos de titanio durante 4 horas

Proliferación de fibroblastos humanos (8.000 cel./disco)sobre disco de titanio de distintas rugosidades

Curvas de proliferación de fibroblastos humanos (8.000cel./disco) sobre disco de titanio en función del tiempo

Figura 2. Proliferación de fibroblastos (8000 cél. /disco) a distintostiempos (gráfico superior). El gráfico inferior muestra las curvas deproliferación comparativas a tres tiempos. Los resultados son lamedia ± desviación estándar de 2 experimentos por duplicado.

Tabla 1. Porcentaje de adhesión de fibroblastos humanos en función. Grado de rugosidad del titanio y el numéro de células

% de adhesión respecto al control (plástico)F 0,01 F 0,05 F 0,1 F 0,15 F 0,2 F 0,25 F 0,3

6000 cél. 83% 50% 148% 28% 92% 33% 70%

8000 cél. 189,00% 132% 239% 248% 182% 108% 49%

10.000 cél. 63% 77% 145% 153% 77% 72% 63%

20.000 cél. 112,60% 59% 83% 74% 69% 69% 52%


Originales

A diferencia de la adhesión, no existen diferen-cias en la proliferación de fibroblastos en funcióndel grado de rugosidad del titanio. Sin embargo,como consecuencia de una mayor adhesión inicial,la proliferación celular es siempre superior sobrelos discos que sobre el plástico.

Las observaciones mediante microscopia elec-trónica ambiental permiten observar los fibroblas-tos humanos en la superficie de titanio, en la figura4 se observan para la rugosidad F0.01, la figura 5para la rugosidad F0,05, en la figura 6 para las mues-

tras con rugosidad F0.1, en la figura 7 se aprecia unagran cantidad de fibroblastos para la rugosidad queda mejores valores la F0,15 y a mayores aumentosen la figura 8. Por último, a rugosidades inferioresse observa menor cantidad de fibroblastos huma-nos y con menor actividad, como se observa en lafigura 9 para la rugosidad de F0,3.

Figura 4. Fibroblastos humanos sobre una superficie de titanio con rugosidad F0.01.


Figura 3. Proliferación de fibroblastos (10.000 cél. /disco) a distintostiempos (gráfico superior). El gráfico inferior muestra las curvas deproliferación comparativas a tres tiempos. Los resultados son lamedia ± desviación estándar de 2 experimentos por duplicado.

Proliferación de fibroblastos humanos (10.000 cel./disco)sobre disco de titanio de distintas rugosidades

Curvas de proliferación de fibroblastos humanos (10.000cel./disco) sobre disco de titanio en función del tiempo



CONCLUSIONES

• La adhesión de fibroblastos al plástico en lospocillos control es proporcional al númeroinicial de células sembrados y no existen dife-rencias a las 4 y 14 horas (adhesión) y a las 24horas entre 0,6 y 0,8 x 10 4 células/pocillo. Sin

embargo, la proliferación es máxima entre eldía 4-5 y disminuye el día 7.

• Independientemente del número inicial decélulas sembrado y del grado de rugosidad deldisco, la adhesión de los fibroblastos humanoses siempre superior respecto al control(none). Esto es menos evidente a densidades


Figura 8. Fibroblastos humanos sobre una superficie de titanio conrugosidad F0.15.




Originales

celulares no saturantes (0.6 y 0,8x104 célu-las/disco) y rugosidad igual o superior a 0,2.

• En general, la adhesión de fibroblastos aumen-ta de forma proporcional al número de célu-las en los discos de rugosidad intermedia(F0,05; F 0,1 y F 0,15). Esto es muy evidentea 1 x104 células/disco, ya que incluso dismi-nuye la adhesión con el grado de rugosidad(F0,2; F0,25; y F0,3) de los discos. Pero no estan evidente en concentraciones celularesaltas o saturantes (2x104 células/disco) conlas que la adhesión es máxima y similar entodos.

• No se han encontrado diferencias en la capa-cidad de proliferación de fibroblastos al titanioen función del grado de rugosidad. Las dife-rencias en proliferación respecto al control(plástico) son debidas, posiblemente, a unamayor adhesión.

• De los estudios estadísticos se concluye quela rugosidad F0,15 es la que parece más idó-nea para un buen sellado biológico.

Estudios futuros

Este es un estudio preliminar, por lo que en unfuturo estudio sería interesante valorar la expre-sión de proteínas del citoesqueleto celular durantelas fases iniciales de adhesión y spreading , como porejemplo los filamentos de actina y una proteína delos contactos focales como la vinculina. Asimismo,

sería conveniente confirmar que la rugosidad ópti-ma obtenida no lo es para la adhesión de la placabacteriana.

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen a Advancell, en especial a laDra. Castellarnau, y a la empresa KlocknerImplants, en especial a Mercedes Roldán.

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