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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE

FONDAMENTALE ET APPLIQUEE

MEMOIRE DE RECHERCHE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME

D’ETUDES APPROFONDIES

Option : BIOTECHNOLOGIE

Soutenu leSoutenu leSoutenu leSoutenu le

RAZAFIARIMANANA Viviane

Devant les membres du jury

Président

Examinateurs

Rapporteur

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SSSSSSSSSSSSOOOOOOOOOOOOLLLLLLLLLLLLSSSSSSSSSSSS FFFFFFFFFFFFEEEEEEEEEEEERRRRRRRRRRRRTTTTTTTTTTTTIIIIIIIIIIIILLLLLLLLLLLLIIIIIIIIIIIISSSSSSSSSSSSEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS

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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

*****************

DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE

FONDAMENTALE ET APPLIQUEE


D’ETUDES APPROFONDIES EN SCIENCES DE LA VIE

: BIOTECHNOLOGIE-MICROBIOLOGIE

Soutenu leSoutenu leSoutenu leSoutenu le 09 09 09 09 septembre septembre septembre septembre 2011201120112011

PPPParararar

RAZAFIARIMANANA Viviane

Maître ès Sciences

Devant les membres du jury composé de :

: Professeur RAHERIMANDIMBY Mar

: Docteur RANDRIANIERENANA Ando

: Docteur RAMAROSON Roseline

: Professeur ANDRIANARISOA Blandine

LLLLLLLLLLLLAAAAAAAAAAAA PPPPPPPPPPPPOOOOOOOOOOOOPPPPPPPPPPPPUUUUUUUUUUUULLLLLLLLLLLLAAAAAAAAAAAATTTTTTTTTTTTIIIIIIIIIIIIOOOOOOOOOOOONNNNNNNNNNNN FFFFFFFFFFFFOOOOOOOOOOOONNNNNNNNNNNNGGGGGGGGGGGGIIIIIIIIIIIIQQQQQQQQQQQQUUUUUUUUUUUU

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EN SCIENCES DE LA VIE

Professeur RAHERIMANDIMBY Mar son

Docteur RANDRIANIERENANA Ando

: Professeur ANDRIANARISOA Blandine

UUUUUUUUUUUUEEEEEEEEEEEE DDDDDDDDDDDDAAAAAAAAAAAANNNNNNNNNNNNSSSSSSSSSSSS LLLLLLLLLLLLEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS

CCCCCCCCCCCCAAAAAAAAAAAANNNNNNNNNNNNIIIIIIIIIIIIQQQQQQQQQQQQUUUUUUUUUUUUEEEEEEEEEEEESSSSSSSSSSSS EEEEEEEEEEEETTTTTTTTTTTT

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""""Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo Sambatra izay olona mahita Fahendrena sy zay olona mahazo

Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.Fahalalana; izay tia Fananarana no tia Fahalalana.""""

Ohabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1aOhabolana 3:12/12: 1a

i

REMERCIEMENTSREMERCIEMENTSREMERCIEMENTSREMERCIEMENTS

Le présent travail a été effectué :

• au laboratoire de Biotechnologie –Microbiologie du Département de Biochimie

Fondamentale et Appliquée de la faculté des Sciences, Université d’Antananarivo;

• au laboratoire de Centre National de Recherches Industrielles et Technologiques ;

• à la serre FOFIFA d’Ambatobe.

Je remercie à Madame le Docteur RAKOTO Danielle Aurore Doll, qui nous a

accordé sa faveur pour la réalisation de ce mémoire au sein de son département.

Je tiens à exprimer ma profonde gratitude envers le Professeur ANDRIANARISOA

Blandine, d’avoir accepté de m’encadrer. Elle a toujours manifesté à mon égard la

plus grande patience et une écoute constante. Je suis profondément touchée par sa

gentillesse et sa compréhension.

J’adresse mes sincères remerciements :

Au président du Jury :

Monsieur le Professeur RAHERIMANDIMBY Marson qui, malgré ses multiples

occupations, a bien voulu accepter de me faire le grand honneur de présider le jury de

ce mémoire.

Aux examinateurs:

Madame le Docteur RANDRIANIERENANA Ando et Madame le Docteur

RAMAROSON Roseline, qui ont eu l'amabilité de bien vouloir apporter leurs

compétences dans le jugement de ce mémoire.

Ma profonde connaissance va également à Docteur TSIRINIRINDRAVO Herisetra

Lalaina pour ses conseils et ses expériences dont il m’a fait profiter durant mon stage.

Mes remerciements s’adressent aussi aux responsables du projet IFB/LAAC «Lutte

biologique intégrée contre Striga asiatica à Madagascar» qui ont accepté de financer

cette étude.

Je remercie également toute ma famille surtout mes parents et tous ceux qui ont

participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail.

ii

LISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONSLISTE DES ABREVIATIONS

aw: activité de l’eau

Al: aluminium

C: compost

CA: Cormeal Agar

CEC: Capacité d’Echange Cationique

CNRIT: Centre National de Recherches Industrielles et Technologiques

FOFIFA: Foibe Fikarohana ho an’ny Fampandrosoana ny eny Ambanivohitra (Centre

National de Recherches Appliquées au Développement Rural)

IRAT: Institut de Recherches Agronomiques Tropical

Méq: Millier équivalent

OA: Oatmeal Agar

PDA: Potatoes Dextrose Agar

ppm: partie par million

S: souche

Si: silice

T: témoin

UFC: Unité Formant Colonie

WA: Water Agar

Zevo: Zezika Volkanika

ZevoA : Zezika Volkanika d’Analavory

ZevoB : Zezika Volkanika de Betafo

iii

GLOSSAIREGLOSSAIREGLOSSAIREGLOSSAIRE

Amendement: Incorporation d’une substance au sol pour améliorer ses propriétés

physiques.

Ammonisation: Une des phases de la transformation dans le sol des déchets organiques

azotés en sels minéraux sous l’action de microorganismes.

Carpophore: Organe de reproduction des champignons contenant des spores.

Cellulose: Glucide appartenant au groupe des polyholosides, caractéristique de la

membrane des cellules végétales.

Compost: Produit stable, riche en humus, résultant du mélange de résidus divers

d’origine végétale ou animale, mis en fermentation lente afin d’assurer

la décomposition des matières organiques, et utilisé comme engrais,

amendement ou support de culture.

Cryptogame: Se dit des plantes qui ont les organes de la reproduction cachés par

opposition à celles qui portent des fleurs.

Ecosystème: Système constitué d’une communauté d’espèces interagissant entre

elles et avec leur environnement.

Effet rhizosphère: Processus dynamique résultant de l’interaction entre la plante hôte, le

sol, les conditions climatiques, les pratiques culturales et les

interactions au sein des communautés microbiennes.

Fongique: Ce qui est en rapport avec le champignon.

Gamétange: Cellule ou extrémité de siphon d’un champignon ou d’une algue, où se

forment des gamètes.

Hôte: Individu qui héberge un parasite ou une symbiote dont il a investi les

tissus. Dans le cas des champignons parasites l’hôte est toujours spolié.

Dans le cas des symbioses fongiques ou bactériennes, il y a association

avec l’hôte.

Hyphe: Filament de champignon ; élément constitutif de la formation

morphologique de base chez ces êtres vivants.

Lichen: Végétal résultant de l’association symbiotique d’un champignon

ascomycète et d’une algue verte unicellulaire ou d’une cyanophycée.

Lignine: Substance organique composant des membranes de certains tissus

végétaux, en les rendant imperméables et inextensibles.

iv

Mode thallique : La formation des spores s’effectue à partir d’éléments préexistants du

thalle.

Mode blastique : Les spores sont formées par bourgeonnement à partir des cellules

conidiogènes différenciées ou pas, puis une cloison se forme à

l’émergence de bourgeon et la cellule fille se sépare de la cellule mère.

Mycélium: Ensemble de fin filament constituant la formation morphologique de

base du champignon. Il se forme à partir de la germination des spores

du champignon.

Mycorhize: Symbiose entre racines des plantes et champignon.

Nitrification: Processus se déroulant dans les sols sous l’action de certains

microorganismes spécifiques et qui conduit à la transformation de

l’ammoniac (ou de l’ammonium) en nitrite ou nitrate.

Pathogène: Qui provoque des maladies.

Parasite: Etre vivant qui prélève la totalité ou une partie de sa nourriture sur un

autre être vivant.

Saprophyte: Etre vivant hétérotrophe qui s’alimente de matière organique en

décomposition d’origine végétale.

Sporange: Sac ou urne produisant les spores, chez les cryptogames vasculaires et

les bryophytes.

Symbiose: Association de deux organismes différents, qui ont besoin l’un de

l’autre pour vivre.

Thalle: Appareil végétatif des végétaux inférieurs, où l’on ne peut distinguer ni

racine, ni tige, ni feuilles.

v

TABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERESTABLE DES MATIERES

REMERCIEMENTS ......................................................................................................... i

LISTE DES ABREVIATIONS ........................................................................................ ii

GLOSSAIRE ..................................................................................................................... iii

TABLE DES ILLUSTRATIONS ..................................................................................... ix

Liste des figures ......................................................................................................... ix

Liste des photos .......................................................................................................... ix

Liste des tableaux

INTRODUCTION GENERALE ..................................................................................... 1

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................... 3

I. Le mycète ......................................................................................................................... 3

II. Structure .......................................................................................................................... 3

III. Place des champignons au sein des êtres vivants .......................................................... 3

IV. Importance des champignons au sein de l’écosystème ................................................. 4

V. Mode de reproduction des champignons inférieurs ....................................................... 5

V.1. Reproduction sexuée ou .parfaite ................................................................................ 5

V.2. Reproduction asexuée ou imparfaite ........................................................................... 6

VI. Biologie des champignons ............................................................................................ 6

VI.1. Besoins nutritionnels .................................................................................................. 6

VI.2. Mode de vie des champignons ................................................................................... 6

VI.2.1. Saprophytisme ................................................................................. 7

VI.2.2.Parasitisme ........................................................................................ 7

VI.2.3. Symbiose ......................................................................................... 7

VII. Ecologie des champignons .......................................................................................... 8

VII.1. Fréquence de répartition des genres fongiques ............................................. 8

VII.2. Groupe écologique ........................................................................................ 8

VII.3. Influence des facteurs ambiants sur la répartition fongique ......................... 8

vi

VII.3.1. Influence de l’aération et de la profondeur .................................... 9

VII.3.2. Influence du pH .............................................................................. 9

VII.3.3. Influence de l’humidité, température et saison .............................. 9

VII.3.4. Influence du climat et du type de sol ............................................. 10

VII.3.5. Influence de la fumure et de traitements divers ............................. 10

VIII. Rôle des champignons dans le sol .............................................................................. 10

VIII.1. Effet sur la structure du sol ...................................................................................... 10

VIII.2. Décomposition des substances organiques complexes azotées et carbonées .......... 10

VIII.2.1. Cellulolyse fongique ..................................................................... 11

VIII.2.2. Ligninolyse fongique .................................................................... 12

VIII.2.3. Assimilation d’azote minéral ........................................................ 12

VIII.2.4. Formation de l’humus ................................................................... 12

IX. Classification des champignons .................................................................................... 12

IX.1. Selon la morphologie du thalle ....................................................................... 13

IX.1.1. Les Septomycètes ........................................................................... 13

X.1.2. Les Siphomycètes ............................................................................. 13

IX.2. Selon la structure des cellules ........................................................................ 14

IX.2.1 Terminologie des divisions ............................................................... 14

IX.2.2. Classifications .................................................................................. 14

IX.2.2.1. Les Gymnomycota ............................................................ 15

IX.2.2.2. Les Mastigomycota ........................................................... 15

IX.2.2.3. Les Amastigomycota ........................................................ 15

IX.3. Selon la taille des carpophores ....................................................................... 15

IX.3.1. Les Macromycètes ........................................................................... 15

IX.3.2. Les Micromycètes ........................................................................... 15

DEUXIEME PARTIE : MATERIELS ET METHODES ............................................. 16

I. Matériel végétal .............................................................................................................. 16

II. Le sol et les fertilisants .................................................................................................. 16

II.1. Le sol témoin : T .............................................................................................. 16

II.2. Fertilisants ........................................................................................................ 17

II.2.1. Zevo d’Analavory et de Betafo : ZevoA et ZevoB ........................... 17

II.2.2. Compost : C ...................................................................................... 19

vii

II.2.3. Zevo mélangé avec le compost : Zevo+C ......................................... 19

III. Méthodes ....................................................................................................................... 19

III.1. Test de germination des graines ..................................................................... 19

III.2. Cultures ........................................................................................................... 20

III.2.1. Préparation des sols de culture ...................................................... 20

III.2.2. Méthodes de culture du maïs ........................................................... 20

IV. Dénombrement et identification des mycètes dans les différents traitements .............. 21

IV.1. Echantillonnage .............................................................................................. 21

IV.2. Préparation de la solution mère des échantillons du sol ................................. 21

IV.3. Préparation des milieux de culture pour les champignons ............................. 22

IV.3.1. Stérilisation ...................................................................................... 22

IV.3.2. Ensemencement ............................................................................... 22

IV.3.3. Coulage du milieu ............................................................................ 22

IV.3.4. Incubation et lecture ........................................................................ 23

IV.4. Dénombrement et identification des moisissures ........................................... 23

IV.4.1. Méthode de calcul ............................................................................ 23

IV.4.2. Identification .................................................................................... 23

IV.4.2.1. Purification des souches ................................................... 23

IV.4.2.2. Repiquage des souches ..................................................... 24

IV.4.2.3. Induction de la sporulation ............................................... 24

IV.4.2.4. Etude macroscopique ........................................................ 24

IV.4.2.5. Etude microscopique ........................................................ 25

IV.5. Conservation de souches ............................................................................... 26

IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons ................... 26

IV.5.2. Conservation par lyophilisation ...................................................... 26

V-Mesure des plants de maïs cultivés sur les sols témoins et les sols traités ..................... 27

TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET DISCUSSION ........................................... 28

I. Numération des souches de mycètes ................................................................................ 28

I.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin et les sols traités

par les produits volcaniques et compost .................................................................. 28

I.1.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin :

T et les sols traités : T+ ZevoA et T+ZevoA+ C ......................................... 28

viii

I.1.2. Evolution de la population fongique dans le sol témoin:

T et les sols traités : T+ ZevoB et T + ZevoB + C ...................................... 30

I.1.3. Evolution de la population fongique dans le sol témoin :

T et les sols traités : T + C ........................................................................... 31

I.2. Récapitulation ................................................................................................... 32

I.3. Variation du pH des six échantillons à chaque prélèvement ............................. 33

I.4. Interprétation ..................................................................................................... 34

I.5. Conclusion partielle .......................................................................................... 34

II. Isolement et identification partielle des moisissures telluriques .................................... 34

II.1. Caractères macroscopiques des souches isolées .............................................. 34

II.2. Observation macroscopique des treize souches ............................................... 35

II.3.Caractères microscopiques des souches isolées ................................................ 43

II.4. Observation microscopique des treize souches ............................................... 43

II.5.Interprétation ..................................................................................................... 46

II.6. Conclusion partielle ......................................................................................... 46

III. Evolution de la croissance des plants de maïs cultivés sur sols traités ......................... 48

IV. Discussions .................................................................................................................... 49

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES ..................................................... 52

ix

TABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONSTABLE DES ILLUSTRATIONS

Liste des figures :

Figure 1 : Place des champignons au sein des êtres vivants .............................................. 4

Figure 2 : Importance des champignons au sein des êtres vivants ..................................... 5

Figure 3 : Classification écologique des champignons du sol ........................................... 8

Figure 4 : Décomposition de la cellulose ........................................................................... 11

Figure 5 : Classification des champignons ......................................................................... 13

Figure 6 : Structure et morphologie du thalle fongique .................................................... 14

Figure 7 : Répartition des zones volcaniques à Madagascar .............................................. 17

Figure 8 : Répartition des différents traitements dans une unité parcelle expérimentale .. 20

Figure 9 : Méthode du carré de gélose ............................................................................... 26

Figure 10 : Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités :

T+ ZevoA et T+ZevoA+ C............................................................................... 29


T+ ZevoB et T+ ZevoB+C .............................................................................. 30


T+C ................................................................................................................. 31

Figure 13 : Dénombrements des flores fongiques suivant les traitements dans l’ensemble au

j=0 ; j= 56 et j= 112 .......................................................................................... 32

Figure 14 : Evolution du pH dans les six échantillons de sol ............................................ 33

Figure 15 : Croissances des plants de mais pendant 112 jours suivants les fertilisants ..... 48

Liste des photos :

Photo 1 : Les stations de prélèvements A (Ambatomirajay) et B (Betafo) ........................ 18

Photo 2 : Solution des six échantillons : T ; T+ ZevoA ; T + ZevoB ; T + ZevoA + C ;

T+ ZevoB + C ; T+ C ....................................................................................... 21

Photo 3 : Milieu de culture de champignons Sabouraud .................................................... 22

Photo 4 : Caractères macroscopiques de la souche S1× 100 ............................................... 35


Photo 6 : Caractères macroscopiques de la souche S3× 100 ............................................... 36.


x



Photo 10 : Caractères macroscopiques de la souche S7× 100 ............................................. 38



Photo 13 : Caractères macroscopiques de la souche S10× 100 ........................................... 39




Photo 17 : Caractères microscopiques de la souche S1× 100 ............................................. 43








Photo25 : Caractères microscopiques de la souche S9× 100 .............................................. 45

Photo 26 : Caractères microscopiques de la souche S10× 100 ............................................ 45




Liste des tableaux :

Tableau I : Richesse fongique de divers sols acides .......................................................... 9

Tableau II : Composition minéralogique du sol témoin : T .............................................. 16

Tableau III : Composition minéralogique du produit volcanique d’Analavory : ZevoA .. 18

Tableau IV : Composition minéralogique du produit volcanique de Betafo: ZevoB ........ 18

Tableau V : Caractère morphologiques des treize souches après observation

à l’œil nu sur milieu de Sabouraud, température d’incubation 25°c .............. 42

Tableau VI : Caractères des treize souches après observation microscopique .................. 47

xi

INTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALEINTRODUCTION GENERALE

Introduction

1

INTRODUCTION GENERALE

La pratique culturale devient de plus en plus difficile à cause de la pauvreté de nos sols

en éléments nutritifs et de la présence de plantes parasites des cultures comme Striga asiatica

capable de se développer sur des sols pauvres. Le parasitisme dû à Striga constitue une grave

menace sur la production maïsicole d’Afrique (INSTITUT IBADAN, 1986)

Afin de pallier à l’utilisation abusive des traitements chimiques, de nouvelles approches par la

protection et l’amélioration des cultures ont été adoptées par la prise en compte des

interactions existantes entre les microorganismes naturellement présents dans le sol et la

plante hôte. Pour le cas du champignon Trichoderma, il colonise rapidement la rhizosphère et

met ainsi en place une véritable barrière physique empêchant le développement de

populations pathogènes. Il stimule le développement racinaire par l’excrétion d’analogues

hormonaux ainsi que par la libération d’éléments nutritifs et minéraux.

(http://www.indoorgardens.fr/catalog/fr/additifs-stimulateur-24/bacteries-benefiques-

225/canna-trichoderma-10g-1271.html, 2010).

Les organismes du sol sont très diversifiés à savoir les vers de terre, les protozoaires,

les bactéries et les mycètes. Ils jouent un rôle indéniable en agronomie, agriculture,

horticulture ainsi qu’en sylviculture.

Les indicateurs biologiques de la fertilité des sols actuellement utilisés sont ceux liés à

la taille, à la structure et à l’activité de la population microbienne (SCHOLTER et coll.,

2003). La biomasse microbienne est de plus en plus considérée comme un marqueur

écologique (SMITH et coll., 1990 ; DUVET, 1996 ; FRANCO et coll., 2004) et un indicateur

utile de l’amélioration ou de la dégradation des sols (ROS et coll., 2003 ; GIL-SOTRES et

coll., 2005).

En effet, l’activité de l’ensemble des organismes modifie les conditions physiques et

chimiques du sol dans un sens généralement favorable à la végétation : agrégation des

particules d’argile, solubilisation des éléments minéraux jusqu’à l’utilisation par la plante,

minéralisation de l’azote.

La fertilisation est aussi la règle pour augmenter la rentabilité de l’agriculture dans la

plupart des sols cultivés ou pour permettre la possibilité de culture. La plupart des agriculteurs

utilisent comme amendement du sol, les engrais d’origine biologique comme les fumiers de

fermes ou, les déchets végétaux et les composts qui sont actuellement produits par les

industries locales.

Introduction

2

L’apport en éléments nutritifs dans le sol peut aussi être satisfait par les roches

volcaniques. C’est le cas des cactées des milieux arides de Basse Californie, au Mexique

(PUENTE et coll., 2004a). En effet, ces plantes colonisent des roches volcaniques brutes. Les

chercheurs avaient observé que de nombreux cactus poussaient dans des roches brutes, qu’ils

étaient verts, sains et en bonne santé dans cet habitat dans lequel aucune plante ne pouvait

croître du fait de l’absence de minéraux et d’azote accessibles. Ainsi ces chercheurs ont

pensé que la seule explication possible résidait dans la présence de microorganismes qui

assistaient les plantes (PUENTE et coll., 2004b). Madagascar dispose de nombreux sites

volcaniques. Comme celle du cactus, l’évolution de la biomasse microbienne peut être suivie

dans les sols amendés par ces roches.

L’objectif des travaux à réaliser est d’étudier l’impact du fertilisant naturel dénommé

Zevo ou Zezika volkanika sur l’évolution de la population fongique et sur la croissance du

maïs et de le comparer avec les autres fertilisants biologiques tels que le compost.

Notre travail consiste :

- à la préparation des amendements de sol par les différents types de fertilisants pour la

culture de maïs en serre ;

- aux prélèvements des échantillons de sols ;

- au suivi de la flore fongique dans des échantillons de sol c'est-à-dire au dénombrement

et identification partielle de cette flore ;

- au suivi de la croissance des plants de maïs.

Dans cette étude, le plan ci-après a été suivi:

- une synthèse bibliographique en première partie,

- dans la seconde partie, les matériels et méthodes,

- dans la troisième partie les résultats et discussions seront présentés,

- enfin la conclusion générale et les perspectives d’avenir.

SYNTHESE SYNTHESE SYNTHESE SYNTHESE

BIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUEBIBLIOGRAPHIQUE

Synthèse bibliographique

3

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I. Le mycète Le mot champignon désigne des organismes vivants différents du règne animal et

végétal (JOLY, 1993). Le règne fongique regroupe les champignons dits inférieurs (des

Siphomycètes aux Zygomycètes) et les champignons supérieurs (des Saccharomycétales aux

Protobasidiomycètes).

Selon COURTECUISSE (2000), le mode de nutrition des champignons est aussi très

différent de celui des animaux et végétaux. Ce sont des êtres vivants qui se nourrissent par

absorption, ils sont ainsi appelés absorbotrophes.

Dans le cadre de cette étude, nous nous sommes intéressés aux champignons inférieurs

se développant dans le sol.

II. Structure Le corps végétatif d’un mycète est appelé thalle. Celui-ci varie en complexité et en

taille depuis la cellule microscopique unique des levures jusqu’aux moisissures

multicellulaires et aux champignons microscopiques. Une moisissure consiste en filaments

fins, longs et ramifiés à structure cellulaire, appelés hyphes qui forment un mycélium c'est-à-

dire une masse emmêlée ou un ensemble tissulaire.

Il existe deux types principaux de thalle :

-Le thalle peut être continu, monocellulaire et coenocytique constitué par des hyphes

plus ou moins ramifiés de diamètre variant de 5-15µm mais typiquement non cloisonnées, des

cloisons pourraient se former lors de la sporulation, du vieillissement ou des conditions

favorables. C’est ce qui caractérise les Zygomycètes ;

-Le thalle peut être discontinu, pluricellulaire, formé d’hyphes ramifiés de 2 à 5µm de

diamètre avec des cloisonnements transversaux appelées septums percés soit d’un pore unique

soit de pores multiples. Ceux-ci permettent le passage du protoplasme. De tels hyphes sont

dits septés. Il s’agit des groupes d’Ascomycètes, de Basidiomycètes et de deutéromycètes

(BADILLET et coll., 1987).

III. Place des champignons au sein des êtres vivants

Les mycètes sont principalement des organismes terrestres, bien que certains soient

marins ou dulçaquicoles.


4

La particularité biologique et morphologique des champignons a permis de les isoler

dans un règne à part à coté des autres eucaryotes animaux et plantes (BOUILLARD, 1997).

Ils sont classés dans le groupe des cryptogames cellulaires thallophytes et non

chlorophylliens. Ils ne produisent pas de fleurs en tant que cryptogames.

La figure 1 schématise la place des champignons au sein des êtres vivants:

Figure 1: Place des champignons au sein des être vivants (Source : BAOHANTA, 2006)

IV. Importance des champignons au sein de l’écosystème Les mycètes sont importants pour l’humanité tant par leurs effets bénéfiques que

nuisibles. Les champignons jouent des rôles importants au sein de l’écosystème

particulièrement au sein des écosystèmes forestiers. Ce sont des agents de décomposition.

Comme certaines bactéries, les mycètes dégradent les matières organiques complexes de

l’environnement en substances organiques simples et en molécules inorganiques. De toute

façon, le carbone, l’azote, le phosphore et d’autres constituants essentiels des organismes

vivants, se trouvent libérés et disponibles aussi pour d’autres organismes. Ils contribuent à la

santé, à la croissance et à la stabilité des différents peuplements. Ils sont aussi impliqués dans

le flux d’énergie, le cycle de carbone et le transfert d’éléments minéraux (CORRIOL et coll.,

2005).

La figure 2 résume l’importance des champignons au sein des écosystèmes. Les

saprophytes dégradent les déchets organiques animaux ou végétaux. Les mycorhizes aident

les plantes à se nourrir en substances minérales. Les parasites en produisant différents

métabolites qui, même s’ils peuvent ravager une récolte entière, assurent le maintien de

l’équilibre au sein d’une population.

EUCARYOTES PROCARYOTES

Règne animal

Règne végétal

Règne fongique

Bactéries

Archéobactéries

Cyanobactéries


5

Figure 2: Importance des champignons au sein des êtres vivants (Source : BAOHANTA,

2006)

V. Mode de reproduction des champignons inférieurs Les champignons présentent deux modes de reproduction bien distincts : la

reproduction sexuée ou parfaite grâce et la reproduction asexuée ou imparfaite. Les deux

coexistent le plus souvent chez un même genre.

V.1. Reproduction sexuée ou parfaite

Elle implique l’union de noyaux compatibles. Certains espèces fongiques sont

autofertilisantes et produisent des gamètes sexuellement compatibles sur le même mycélium.

D’autres espèces requièrent un croisement entre des mycéliums différents mais compatibles

sexuellement. Selon les espèces, la fusion sexuée peut se faire entre les gamètes haploïdes,

des corps porteurs de gamètes appelés gamétanges.

La reproduction sexuée peut également produire des spores. Par exemple, le zygote se

transforme parfois en une zygospore, une ascospore ou une basidiospore.

Herbivores Vrais Consommateur

Primaires

Herbivores Mycophages

Carnivores Consommateurs

Secondaires

Débris organiques

PARASITES

Cellulo-lignivores

SAPROPHYTES

Végétaux Chlorophylliens

MYCORHIZIENS

Substances minérales

CO2


6

V.2. Reproduction asexuée ou imparfaite

Elle réalise de différentes façons :

-Une cellule parentale se divise en deux cellules filles par constriction centrale

et formation d’une nouvelle paroi cellulaire,

-Les cellules végétatives bourgeonnent pour produire de nouveaux organismes.

Ceci est fréquent chez les levures,

-Le mode le plus commun est la production de spores

Dans la reproduction asexuée, ce sont des cellules spécialisées à fort pouvoir de

dissémination qui entrent en jeu. En général, ces spores asexuées sont produites soit

intérieurement dans des sporanges, soit extérieurement dans des hyphes plus ou moins

spécialisés, les conidiophores.

Ces spores produites par les mycéliums fongiques vont germer en tube germinatif qui

s’allonge et peu à peu se ramifie en mycélium. La sporulation dépend de l’âge du champignon

et des conditions ambiantes. Elles constituent la forme de résistance des champignons

assurant une survie de l’espèce sous des conditions extrêmes du milieu naturel.

VI. Biologie des champignons VI.1. Besoins nutritionnels Outre l’incapacité des champignons à synthétiser des composés carbonés, ils sont

également incapables d’absorber par phagocytose des substances solides, à la différence de

certains animaux. Ainsi, les champignons absorbent des substances organiques et minérales à

l’état dissous (BOUCHET, 1999).

Du point de vue nutrition, les champignons ont besoin :

- d’eau, de sels minéraux tels que phosphates, sulfates…, d’ions Mg2+, Na +, K+, Cl-

, …, d’oligoéléments (Fe, Cu,…) comme tout être vivant ;

- d’une source de carbone organique apportée le plus souvent par des sucres et des

acides organiques ;

- d’une source d’azote dont les nitrates, les sels ammoniacaux, les peptides et

certaines molécules azotées comme l’urée.


7

VI.2. Mode de vie des champignons Les champignons étant incapables de synthétiser les substances organiques nécessaires

à leur croissance contrairement aux plantes vertes, ils doivent absorber des molécules

organiques disponibles, élaborées par d’autres êtres vivants. C’est la façon d’exploiter ces

matières organiques qui détermine leur mode de vie : le saprophytisme, le parasitisme et la

symbiose (DURRIEU, 1993).

VI.2.1. Saprophytisme

Les champignons saprophytes vivent généralement sur des débris organiques animaux

ou végétaux qui constituent leur principale source d’éléments nutritifs.

Avec les bactéries, ce sont les plus importants détritivores de la biosphère. Ils font

partie des organismes capables d’hydrolyser la lignine et la cellulose, permettant ainsi la

dégradation de ces derniers (BOUCHET, 1999).

VI.2.2. Parasitisme

Les champignons parasites se nourrissent aux dépens d’un organisme vivant (plantes,

animaux ou même des microorganismes) et ils sont les seuls à tirer profit de ce mode

d’existence (ROGER, 1945).

Deux sortes de parasites peuvent être distinguées:

- le parasite obligatoire qui ne peut survivre qu’à l’intérieur et ou en présence de

l’hôte.

- le parasite facultatif qui est normalement saprophyte et ne s’attaque qu’à des

organismes dont les défenses sont affaiblies. Cette attaque peut aller jusqu’à la mort de

l’organisme (BOUCHET, 1999).

Le parasitisme se rencontre souvent chez les champignons inférieurs pathogènes.

VI.2.3. Symbiose La symbiose est une association bénéfique entre les champignons inférieurs et

l’organisme hôte (DURRIEU, 1993).

Deux grands exemples d’association symbiotique peuvent être distingués chez les

champignons:

- les lichens sont des associations de mycètes avec des algues ou des cyanobactéries.


8

- les mycorhiziens sont des associations entre le système racinaire des plantes

vasculaires et lesmycètes.

VII. Ecologie des champignons VII.1. Fréquence de répartition des genres fongiques De nombreux travaux portent sur la détermination de fréquence d’espèces fongiques

dans le sol. Ainsi d’après WAKSMAN (1927), les genres les plus fréquents sont: Penicillium,

Zygorhyncus, Trichoderma, Fusarium, Mucor, Aspergillus et Rhizopus.

VII.2. Groupe écologique

Selon WAKSMAN (1916, 1917, 1944) et GARRETT (1950, 1956), les champignons

telluriques se divisent en deux grands groupes écologiques : les champignons «Habitants»

c'est-à-dire qui ont la capacité de survie illimitée en saprophytes telluriques et les

champignons «Envahisseurs» appelés aussi les habitants des racines qui ont la faculté de se

développer sur l’hôte végétal et qui disparaissent après la mort de l’hôte.

Figure 3: Classification écologique des champignons du sol selon GARRETT (1956)

VII.3. Influence des facteurs ambiants sur la répartition fongique De nombreux facteurs influent sur les activités fongiques dans le sol. Ce sont des

facteurs intrinsèques liés à la physiologie générale du champignon (vitesse, intensité, forme

de développement et de sporulation, résistance, production d’antibiotique) et des facteurs

extrinsèques constituant les conditions écologiques proprement dites.

-Formateurs de mycorhizes

Parasites spécialisés

-Pathogènes

Parasites non spécialisés

Champignons infectant les racines :

Champignons saprophytes obligatoires

Les envahisseurs

Les habitants


9

VII.3.1. Influence de l’aération et de la profondeur Les champignons sont définis comme des organismes essentiellement aérobies dont le

nombre global diminue, en cas d'aéro-anaérobie, donc avec le tassement du sol et suivant la

profondeur.

VII.3.2. Influence du pH

Le pH du milieu permettant le développement du mycélium est compris entre 3 et 6.

Un pH trop élevé constitue un facteur limitant de la croissance du champignon. Selon les

résultats de JENSEN (1931) sur divers types de sols danois, le sol limoneux à pH élevé 5,8

présente un taux fongique faible par rapport à la terre de bruyère à pH 3,7 et le sol sableux à

pH 4,7 d'après le tableau I.

Tableau I: Richesse fongique de divers sols acides (JENSEN, 1931)

Type de sol pH Champignons (103/g sol)

Terre de bruyère 3,7 610

Sol sableux 4,7 341

Sol limoneux 5,8 127

VII.3.3. Influence de l’humidité, température et saison

Selon la règle générale, l’inondation du sol est profondément néfaste aux

champignons. Une forte concentration en eau bloque la circulation de l’air et entraine

l’asphyxie tandis que la faible concentration ralentit la croissance et amène les champignons

en forme résistante. Cette concentration en eau est évaluée par le test de l’essorage. Par contre

les Phycomycètes montrent un développement optimum quand le sol est saturé d’eau

(GUILLEMAT et coll., 1956). La plupart des moisissures préfèrent des valeurs de l’activité

de l’eau aw entre 0,85 et 0,99 pour leur développement.

Quant à la température optimale de développement fongique dans les conditions

naturelles, elle serait de l’ordre de 20-22°C (GUILLEMAT et coll., 1956).

Pour les saisons, en général une baisse numérique des champignons a été constatée en été ;

par contre un taux maximum est atteint au printemps et en automne (GUILLEMAT et coll.,

1956).


10

VII.3.4. Influence du climat et du type de sol

Du point de vue climat, le froid favorise surtout le développement des Mucorales

tandis que le climat chaud permet la croissance du genre Aspergillus (WAKSMAN, 1917).

Sur les sols de Madagascar, du Congo, et de la Côte d’Ivoire, il y a une prépondérance

d’espèces fongiques «chaudes» dominées par Aspergillus (FARROW, 1954).

VII.3.5. Influence de la fumure et de traitements divers

L’addition au sol d’engrais naturels ou artificiels impliquerait seulement une variation

quantitative non significative des champignons (RUSSELL, 1950). Cependant la technique de

CHOLODNY et la mesure du dégagement de CO2 ont montré que l’addition au sol de matière

organique déterminerait une prolifération fongique prédominante et dépendante de la

température (JENSEN, 1931).

L'apport de fumier est favorable aux espèces telluriques, telles que les Phycomycètes,

les Ascomycètes et la majorité des Mucédinées. Pour des engrais minéraux N, P, K, les

mêmes résultats sont constatés avec quelques différences c’est-à-dire la stimulation moins

forte des Phycomycètes, Ascomycètes et Mucédinées, et la forte stimulation sur le genre

Penicillium (GUILLEMAT et coll., 1956).

VIII. Rôle des champignons dans le sol VIII.1. Effet sur la structure du sol

Les champignons filamenteux occupent une place prédominante pour l’édification et

la stabilité de la structure du sol. Les champignons adhèrent de fines particules de sol à leurs

hyphes et forment des agrégats poreux, stables à l’eau et résistants (MARTIN et coll., 1940).

VIII.2. Décomposition des substances organiques complexes azotées et carbonées

Dans les séquences naturelles de décomposition microbiologique des restes végétaux,

les champignons semblent occuper les premières phases. En effet, ils prédominent souvent au

début de l’attaque des débris organiques, étant ensuite relayés par les bactéries qui trouvent

dans les mycéliums fongiques une source nutritive appropriée. Ils interviennent surtout dans

la dégradation de la cellulose et de la lignine, préparant ainsi l’humification et la


11

décomposition des matières azotées en ammoniaque (ammonisation) et préparant la tâche des

microorganismes nitrificateurs.

VIII.2.1. Cellulolyse fongique

Les champignons sont des polyphages capables de métaboliser un très grand nombre

de sucres. Ils utilisent préférentiellement la cellulose comme substrats carbonés (figure 4).

Figure 4: Décomposition de la cellulose (DOMINIQUE, 1992)

Matière azotée

Fixation

Humine microbienne

Gelée cytophagiènne Milieu aéré et neutre bactéries aérobies

CO2 + H2O

Acide humique et humine d’insolubilisation

Composés phénoliques solubles

Milieu aéré et neutre champignons

CO2 + H2O

Accumulation de cellulose non décomposée

Milieu aéré mais très acide : champignons

CO2 + H2O

Cellulose

Méthane et hydrogène Acides organiques Milieu asphyxiant très humide:bactéries anaérobies


12

VIII.2.2. Ligninolyse fongique La lignine est la partie la plus résistante du tissu végétal. Les mécanismes de

dégradation par la microflore tellurique ne sont pas encore bien élucidés. L’attaque se fait

surtout en aérobiose et il semble que les champignons soient plus actifs que les bactéries. Ces

processus sont étroitement liés à l’élaboration des humus.

VIII.2.3. Assimilation d’azote minéral

En présence d’une source d’énergie appropriée, les champignons assimilent pour leur

propre synthèse les composés azotés du sol, et ce, à plus grande échelle que les bactéries et les

actinomycètes d’où la compétition avec les végétaux supérieurs vis-à-vis de l’azote tellurique

(HALL et coll., 1908).

L’assimilation fongique de carbone énergétique (glucide ou cellulose) peut atteindre

30 à 40 %, suivant les exigences azotées correspondantes. Ce qui aboutit à une unité d’azote

transformée en protéines cellulaires pour 30 unités de cellulose décomposée (WAKSMAN

1927).

VIII.2.4. Formation de l’humus

Les champignons sont des agents puissants dans la formation de l’humus. D’ailleurs,

JENSEN (1931) a montré la formation des substances similaires à des substances humiques

dans des cultures de champignons sur cellulose ou autres composés végétaux dépourvus de

lignine.

IX. Classification des champignons L’ensemble des caractéristiques morphologiques a permis le classement des

moisissures. Il s’agit d’un véritable règne comprenant des divisions, elles mêmes subdivisées

en classes; les classes englobent des ordres qui rassemblent des familles, une famille peut

comprendre un ou plusieurs genres et le genre, à son tour rassemble une ou plusieurs espèces.

Chaque champignon porte un nom qui suit les règles de la nomenclature binomiale (genre et

espèce) énoncée au XVIIIe siècle par Carl Von Linné. La classification de KWON CHUNG et

coll., (1992) a été modifiée par DE HOOG et coll., (1995). La figure 5 présente cette

classification.


13

Figure 5: Classification des champignons

IX.1. Selon la morphologie du thalle Les champignons peuvent être classés en deux groupes selon la morphologie du thalle.

IX.1.1. Les Septomycètes Ces champignons regroupent les Ascomycètes et les Basidiomycètes et possèdent des

mycéliums cloisonnés par des septums; il s'agit d’hyphes vrais.

X.1.2. Les Siphomycètes

Leurs mycéliums ne sont pas cloisonnés mais possèdent ce qu’on appelle des

«siphons». Les Tricomycètes, les Phycomycètes et les Zygomycètes font partie de ce groupe

(figure 6).

Champignons

Deutéromycètes

Chytridiomycète Basidiomycètes

Ascomycètes Zygomycètes

Oomycètes


14

Figure 6: Structure et morphologie du thalle fongique selon ROLLAND et coll., (1985)

IX.2. Selon la structure des cellules

La structure des cellules permet aussi de diviser le règne fongique en trois grands

embranchements.

IX.2.1 Terminologie des divisions

Selon BOUCHET (1999), les terminaisons suivantes sont utilisées en fonction de la

division citée :

Embranchement: mycota

Sous-embranchement : mycotina

Classe : mycètes

Sous-classe: mycètidés

Ordre : ales

Famille: acées

IX.2.2. Classification Le règne fongique est subdivisé en trois grands embranchements: les Gymnomycota,

les Mastigomycota et les Amastigomycota.

Septomycètes Siphomycètes

Filaments cloisonnés Filaments non cloisonnés

appelés hyphes appelés siphons


15

IX.2.2.1. Les Gymnomycota

Ce mot vient du mot grec gymnos qui veut dire nu. Ce sont des champignons issus des

protistes. Certains auteurs les appellent «champignons animaux» à cause de leurs cellules

pourvues de parois similaires à celles des animaux.

IX.2.2.2. Les Mastigomycota

Ce mot vient du mot grec mastix qui veut dire fouet. Ces champignons sont appelés

aussi champignons-algues car ils ont conservé un habitat aquatique et possèdent des cellules

nageuses flagellées pourvues de parois assurant leur multiplication et reproduction.

IX.2.2.3. Les Amastigomycota

Cet embranchement regroupe les champignons dits «champignon vrai». Les cellules

ne possèdent jamais de flagelle. La reproduction se fait par l’intermédiaire de spores qui sont

adaptées à une dispersion par voie aérienne. Ce sont des champignons terrestres.

IX.3. Selon la taille des carpophores

Selon la taille de la fructification des champignons, on peut distinguer.

IX.3.1. Les Macromycètes: La taille des carpophores est supérieure à 1mm et visibles à l’œil nu.

IX.3.2. Les Micromycètes: Ils possèdent des carpophores de petite taille et invisibles à l’œil nu.

MATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODESMATERIELS ET METHODES

Matériels et Méthodes

16

MATERIELS ET METHODES

I. Matériel végétal Le matériel végétal cultivé au cours de cette étude est les graines de maïs de variété

locale de Madagascar, c'est la troisième céréale vivrière après le riz et le manioc. Il entre pour

une grande partie dans la consommation humaine et animale contribuant efficacement à

atteindre l’objectif d’autosuffisance alimentaire du pays.

Les graines de maïs cultivées ont été fournies par le laboratoire de Physiologie

végétale, Faculté des Sciences. Le maïs appartient à la position systématique suivante

(BOSSER, 1969) :

Règne: Plantae

Classe: Monocotylédone

Ordre: Cypérales

Famille: Poaceae

Tribu: Maydae

Genre: Zea

Espèce: mays L.

Variété : IRAT 200

II. Le sol et les fertilisants

I.1. Le sol témoin : T

Le sol témoin T a été prélevé aux environs de l’Ecole Supérieure des Sciences

Agronomiques d’Ambohitsaina près des rizières. Il a été transporté à la serre du FOFIFA

d’Ambatobe. Les caractères physico-chimiques de ce sol sont consignés dans le tableau II.

Tableau II: Composition minéralogique du sol témoin (Source : RASOLONIAINA et

coll., 2010)

Sigle champs

pH

du

sol

C

( %)

N

( % ) C/N

P (Bray II)

(ppm)

Bases échangeables (méq/100g) CEC

(méq/100g) Ca Mg K Na

Sol de

référence 6,01 1,51 0,112 13,5 17,9 3,570 0,466 0,115 0,117 6,3


17

I.2. Fertilisants

I.2.1. Zevo d’Analavory et de Betafo : ZevoA et ZevoB Le terme Zevo signifie Zezika Volkanika ou produit volcanique. Les produits

provenant de roches volcaniques ont été prélevés dans les secteurs d’Ambatondramirajay

Analavory- Itasy et de Betafo Antsirabe. La figure 7 montre la répartition des zones

volcaniques à Madagascar et la photo 1 les stations de prélèvements. Ainsi les débris de

roches ont été broyés à l'aide d’un broyeur électrique puis tamisés afin d'obtenir 3 types de

granulométrie: 0,2; 0,5; 2. Ce traitement a été effectué au laboratoire du Centre National de

Recherches Industrielles et Technologiques (CNRIT). Le produit obtenu après ces différents

traitements est dénommé Zevo ou Zezika Volkanika. Les tableaux III et IV présentent la

composition minéralogique des produits volcaniques respectivement d’Analavory Zevo A et

d’Antsirabe Zevo B.

Figure 7: Répartition des zones volcaniques à Madagascar


18

A

B

Photo 1: Les stations de prélèvement A (Ambatomirajay) et B (Betafo) (Source : Auteur)

Tableau III : Composition minéralogique du produit volcanique d’Analavory ZevoA

(Source : RASOLONIAINA et coll., 2010)

Sigle

champs

pH de

ZevoA C (%) N (%) C/N

P (Olsen)

(ppm)

ELEMENTS TOTAUX

Ca Mg

K

ZevoA 6,89 0,117 0,028 4,17 74,08 11,32 0,50 0,93

Tableau IV: Composition minéralogique du produit volcanique d’Antsirabe ZevoB

(Source: RASOLONIAINA et coll., 2010)

Sigle

champs

pH de

ZevoB

C (%)

N (%)

C/N

P (Bray II)

(ppm)

Bases échangeables (méq/100g) CEC

(méq/100g) Ca Mg K Na

ZevoB 6,89 0,08 0,021 3,7 57,4 9,05 3,500 7,180 0,717 16,8

Les principaux composants présents constituent une source non négligeable

d’éléments minéraux tels que le quartz (SiO2), le diopside (Ca(Mg, Al) (Si, Al)2O6, l'apatite

(Ca5 (PO4)3F;Cl), l'olivine (Mg1,39Fe0,61(SiO4), l'anorthite ((Ca, Na) (Si, Al)O8 ) etc. Ces

minéraux servent d'éléments nutritifs aux organismes du sol.

Ces résultats ont été fournis par les équipes de recherche du CNRIT.

A

B


19

I.2.2. Compost : C Le compost par définition est un produit solide et mature issu du compostage. Ce

dernier est un procédé dirigé de biooxydation d’un substrat organique hétérogène solide

incluant une phase thermophile (BNQ, 1996).

La qualité du compost est liée à son degré de maturité. Le développement de la plante

peut être freiné lorsque le compost est immature parce que l’installation des microorganismes

bénéfiques s’avère difficile, ce qui favorise la colonisation par des microorganismes

pathogènes.

Le compost améliore la structure physique du sol en favorisant la formation des

agrégats et en augmentant la capacité de rétention du sol. Sa richesse en matière organique

améliore l’environnement chimique du sol par l’intermédiaire des éléments fertilisants comme

le N, P, K.

L’utilisation du compost augmente le pH des sols acides. Ainsi, les plantes trouvent

des conditions favorables à leur croissance, d’où l’intérêt de l’utilisation du compost en

agriculture. Un compost de bonne qualité favorise l’augmentation du rendement par rapport à

des sols non fertilisés, même si la dose appliquée est faible (LESSARD, 1999).

I.2.3. Zevo mélangé de compost : Zevo+C

C’est le mélange d’un produit volcanique ou Zevo avec le compost.

III. Méthodes

III.1. Test de germination des graines

Les graines de maïs sont triées, les semences présentant des mauvais bourgeons sont

enlevées. Ils sont mis à germer dans des boites de Pétri sur du papier buvard imbibé d’eau à

28°C pendant dix jours. Le niveau de l’eau a été vérifié chaque jour. Le résultat a été noté

après dix jours d’incubation à 28°C.

Ces manipulations ont été effectuées au laboratoire de Physiologie végétale.

Les graines de maïs germées ont été repiquées sur les sols de culture.


20

III.2. Cultures

III.2.1. Préparation des sols de culture Les sols destinés à la culture du maїs ont été préparés selon le protocole de la figure 8

T, T + ZevoA, T + ZevoB, T + ZevoA + C, T + ZevoB + C, T + C

15cm

= T = = T + ZevoA+C

= T + ZevoA = = T + ZevoB+C

= T + ZevoB = = T + C

Figure 8 : Répartition des différents traitements dans une unité de parcelle

expérimentale.

III.2.2. Méthodes de culture du maïs

Les sols sont répartis dans des pots en plastique de 15 litres et les fertilisants sont

ajoutés à raison de 100g pour chaque traitement.

Pour le témoin, aucun traitement n’a été appliqué aux sols.

15 cm 30 cm

15cm

15 cm 30cm


21

Les graines de maïs germées sont repiquées dans les pots et placées sous serre selon

les conditions suivantes: 25°C le jour, 15°C la nuit et 10h environ de photopériode

(DUPONNOIS et coll., 2002).

Chaque traitement est effectué avec dix répétitions et arrosé tous les trois jours avec de

l’eau du robinet.

IV. Dénombrement et identification des mycètes dans les différents traitements

IV.1. Echantillonnage

A l'aide de spatule stérile, 1 à 3 prélèvements de sol ont été effectués par pied de maïs

et par traitement. Les prélèvements ont été réalisés tous les 14 jours.

IV.2. Préparation de la solution mère des échantillons du sol

Pour le dénombrement des champignons, 225 ml d’eau physiologique stérile sont

ajoutés à 22,5g d'échantillon de sol. Le tout est homogénéisé à l’aide d’un agitateur

magnétique pendant 30 minutes, c’est la suspension mère (photo 2). Ensuite, une série de

dilution au 1/10 a été effectuée à partir de la solution mère de l'échantillon de sol. La méthode

de MARCELOU KINTI et Coll., (1969) a été suivie. Tous les échantillons de sol ont été

traités de la même façon.

Photo 2: Solution des six échantillons T;T + ZevoA; T + ZevoB; T + ZevoA + C;

T + ZevoB + C; T + C

T T+ZevoA T+ZevoB T+ZevoA+C T+ZevoB+C T+C


22

IV.3. Préparation des milieux de culture pour les champignons Dans cette étude, le milieu Sabouraud a été utilisé pour l’isolement et la culture des

levures et moisissures. Le pH est ajusté si c’est nécessaire suivant les cas. Ces milieux sont

utilisés soit liquide soit solide par ajout d'agar (photo 3). (annexe)

Photo 3 : Milieu de culture de champignons Sabouraud

IV.3.1. Stérilisation La stérilisation des milieux est réalisée dans un autoclave à 121°C pendant 20 minutes.

Les verreries sont stérilisées à 180 °C dans une étuve universelle pendant 30 minutes.

Il est noté que toutes manipulations microbiologiques sont effectuées dans des

conditions stériles c'est-à-dire autour d’une flamme d’un bec Bunsen.

IV.3.2. Ensemencement

A l’aide d’une micropipette stérile, un millilitre d’inoculum de chacune de deux

dilutions successives aux 1/10 et 1/100 est transféré en double dans des boites de Pétri

stériles.

L’ensemencent est réalisé en profondeur (dans la masse)

IV.3.3. Coulage du milieu

Environ 15 ml de milieu Sabouraud maintenu, en surfusion (47°C±2°C) a été coulé

dans chaque boite de Pétri. Ensuite l’inoculum est mélangé soigneusement au milieu en

décrivant des cercles et des mouvements de va et vient et le mélange est laissé se solidifier en

posant les boites de Pétri sur la paillasse.

IV.3.4. Incubation et lecture Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et

dénombrées au bout du 3è, 4è et 5è jour. Cette double ou triple nu

car les moisissures se développent rapidement et ils risquent d’envahir le milieu ce qui rend

difficile le comptage des colonies. Le nombre de colonies est noté. Leur aspect est varié: les

levures présentent des colonies lenticul

profondeur de la gélose ; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la

surface.

IV.4. Dénombrement et identification des moisissures Après incubation, les champignons ont été déno

IV.4.1. Méthode de calcul

Les unités Formant Colonie (UFC) sont comptées. Le comptage se fait

macroscopiquement. En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu

approprié, seules les boites ayant 30 à 300 UFC sont

l'aide de l'équation générale suivante

UFC/g =

IV.4.2. Identification Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur

l’observation des caractères m

IV.4.2.1. Purification des souches

Avant toute identification, une étape primordiale doit être effectuée, la purification des

souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs c

Cette étape consiste à faire des repiquages successifs des microorganismes isolés sur les

mêmes milieux d’isolement mais sans antibiotique jusqu’à l’obtention d’une souche pure par

boîte.

Matér

23

IV.3.4. Incubation et lecture

Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et

dénombrées au bout du 3è, 4è et 5è jour. Cette double ou triple numération est indispensable



levures présentent des colonies lenticulaires, rondes et généralement blanches dans la

; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la

IV.4. Dénombrement et identification des moisissures

Après incubation, les champignons ont été dénombrés puis identifiés.

IV.4.1. Méthode de calcul


En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu

, seules les boites ayant 30 à 300 UFC sont retenues. Les résultats

l'aide de l'équation générale suivante (DOMMERGUE et coll., 1970) :

IV.4.2. Identification

Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur

l’observation des caractères morphologiques révélés par un examen microscopique.

IV.4.2.1. Purification des souches


souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs c




Les boites ont été incubées pendant 5 jours à 25°C et les colonies ont été observées et

mération est indispensable



aires, rondes et généralement blanches dans la

; pour les moisissures, les colonies sont filamenteuses, duveteuses à la

mbrés puis identifiés.


En tenant compte des caractéristiques des colonies sur un milieu

retenues. Les résultats sont obtenus à

Selon MOREAU (1988), l’identification des moisissures repose essentiellement sur

orphologiques révélés par un examen microscopique.


souches. Elle a pour but de débarrasser les souches non axéniques de leurs contaminants.




24

IV.4.2.2. Repiquage des souches

Le repiquage est l’opération qui consiste à transférer aseptiquement un organisme sur

un milieu stérile pour l’isoler ou le maintenir en culture pure.

Il suffit de prélever avec une anse stérile quelques spores ou un fragment mycélien à la

marge du thalle, ou un morceau de gélose sur lequel pousse le mycélium et de transférer

l’inoculum sur un milieu neuf, puis incubé à 25°C.

Pour obtenir un développement typique du champignon, l’inoculation doit être réalisée

en un seul point et non en stries comme en bactériologie, en déposant la bouture soit sur la

pente d’un milieu en tube, soit au centre d’un milieu en boite de Pétri.

IV.4.2.3. Induction de la sporulation

L’induction de la sporulation est essentielle pour permettre leur identification

morphologique. Il existe plusieurs procédés pour induire la sporulation des champignons. Les

plus fréquemment utilisés sont la culture des souches à identifier sur différents milieux de

cultures solides comme Potatoes Dextrose Agar (PDA), Malt Extract Agar (MEA) et

l’exposition permanente des boîtes de culture sous la lumière UV à la longueur d’onde de

366nm jusqu’à ce que la souche sporule. La sporulation est meilleure sur des milieux pauvres

en éléments nutritifs tels que Water Agar (WA), Oatmeal Agar (OA), Cormeal Agar (CA).

IV.4.2.4. Etude macroscopique La description de la morphologie des mycètes peut apporter une première

appréciation de la position taxonomique du champignon isolé.

L’aspect des colonies présente un critère d’identification. Les champignons

filamenteux forment des colonies duveteuses, laineuses cotonneuses, velouteuses, poudreuses

ou granuleuses; parfois certaines colonies peuvent avoir une apparence glabre c'est à dire

absence ou présence faible du mycélium aérien.

Le relief des colonies peut être plat ou plissé. La consistance des colonies peut être

variable: molle, friable, élastique ou dure.

La taille des colonies varie en fonction des genres: petites colonies, colonies étendues,

et colonies envahissantes.


25

La couleur des colonies est un élément très important d’identification. Les couleurs les

plus fréquentes sont blanc, crème, jaune, orange, rouge allant jusqu’au violet ou bleu, vert,

brun allant jusqu’au noir. Les pigments peuvent être localisés au niveau du mycélium ou

diffusés dans le milieu de culture.

Les structures de fructification, la présence ou l’absence au centre de la colonie des

structures de fructification sexuée (cléistothèces) ou asexuée (pycnides) est aussi un élément

important de diagnostique (BOTTON et coll., 1990).

IV.4.2.5. Etude microscopique

La méthode du «carré de gélose» a été appliquée pour l’étude de la morphologie des

moisissures (BOUGES-MICHEL et coll., 1992). (Figure 9)

La culture a été faite sur les quatre cotés d’un petit parallélépipède de gélose

Sabouraud (±15mm x 15mm) de 2 mm d’épaisseur. Ce carré de gélose est disposé sur la lame

et recouvert d’une lamelle. Après 3 à 4 jours d’incubation à 20°C, la lamelle est enlevée et le

carré de gélose rejeté.

Après culture, la lamelle sur laquelle les filaments et les organes des champignons

adhèrent est retirée, puis elle est posée sur une lame neuve avec une goutte de bleu de coton.

L’ensemble est ensuite observé au microscope.


26

IV.5. Conservation de souches

Il y a plusieurs méthodes de conservation des champignons : la conservation sous eau,

la conservation sous huile et la lyophilisation.

IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons

Cette technique permet une conservation à moyen terme ou à long terme des

champignons et des levures.

Les champignons sont d’abord cultivés sur milieu gélosé pauvre en éléments nutritifs,

incliné en pente et conditionné en tube. Les cultures sont ensuite immergées dans de l’eau

Figure 9 : Méthode du "carré de gélose"

IV.5. Conservation de souches Il y a plusieurs méthodes de conservation des champignons : la conservation sous eau,

la conservation sous huile et la lyophilisation.

IV.5.1 Conservation sous eau et sous huile des champignons

Cette technique permet une conservation à moyen terme ou à long terme des

champignons et des levures.

Les champignons sont d’abord cultivés sur milieu gélosé pauvre en éléments nutritifs,

incliné en pente et conditionné en tube. Les cultures sont ensuite immergées dans de l’eau

distillée stérile ou de l’huile de paraffine. Puis les tubes sont rangés dans une salle où

l’humidité est relativement faible et à l’abri de la lumière, des poussières, et à une température

avoisinant 12°C et 15 °C.

IV.5.2. Conservation par lyophilisation

Cette technique s’applique aux souches de champignons qui sporulent. Elle permet

une conservation à long terme des microorganismes sous leur forme déshydratée.


27

Les spores additionnées de liquide lyoprotecteur comme le lait et le glutamate de

sodium sont d’abord congelées à -40°C et apparaissent sous forme de cristaux. A l’arrêt du

bain réfrigéré, il se produit un réchauffement progressif de telle sorte que le corps solide

(cristaux de glace + spores) passe directement à l’état gazeux, sans passer à l’état liquide; c'est

la sublimation. Au terme de la lyophilisation, des spores sèches sont maintenues dans les

tubes.

V-Mesure des plants de maïs cultivés sur les sols témoins et les sols traités

Pendant onze semaines de culture, les hauteurs des plantes de maïs ayants poussés sur

les différents types de traitement de sol ont été mesurées à l'aide d’un double décimètre. Ces

mesures ont été réalisées toutes les semaines.

RESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSIONRESULTATS ET DISCUSSION

.

Résultats et discussion

28

RESULTATS ET DISCUSSION

Après avoir suivi les protocoles pour dénombrer, isoler et identifier les mycètes décrits

dans le chapitre matériels et méthodes, les résultats suivants ont été obtenus.

I. Numération des souches de mycètes

Les échantillons de sol prélevés à différents temps j=0, j=14, j=28, j=42, j=56, j=70,

j=84, j=98 et j=112 ont été traités suivant les méthodes appropriées.

La suspension mère et les solutions diluées en cascade ont été obtenues. Les souches de

mycètes ont été dénombrées et identifiées à partir de ces solutions diluées aux 1/10 et 1/100.

I.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin et les sols traités par

les produits volcaniques et compost

I.1.1. Evolution de la population fongique dans le sol témoin : T et les sols

traités : T + ZevoA et T + ZevoA + C

D’après les résultats représentés sur la figure 10, pour le sol T, la flore fongique en

général varie de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è jour.

Pour le sol traité par ZevoA, elle évolue de 350 à 1500UFC/g de sol.

Pour le sol traité par ZevoA + Compost, elle varie de 450 à 1750 UFC/g de sol.


29

Figure 10: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités

T + Zevo A et T + Zevo A + C

0

500

1000

1500

2000

0 14 28 42 56 70 84 98 112

Co

nce

ntr

ati

on

de

s ch

am

pig

no

ns

en

UF

C/g

de

so

l

Temps de prélèvements en jours

T

T + ZevoA


30

I.1.2. Evolution de la population fongique dans le sol témoin : T et les sols

traités : T + Zevo B et T + Zevo B + C

Pour le sol T, la flore fongique varie en général de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è

jour.

Pour le sol traité par le produit volcanique de Betafo Antsirabe, elle évolue de 450 à

1500UFC/g de sol.

Pour le sol traité par Zevo B+ C, elle varie de 350 à 1250 UFC/g de sol.

Figure 11: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités

T + Zevo B et T + Zevo B + C

0

500

1000

1500

2000

0 14 28 42 56 70 84 98 112

con

cen

tra

tio

n d

es

cha

mp

ign

on

s e

n U

FC

/g d

e s

ol


T

T + ZevoB

T + ZevoB +

C


31

I.1.3. Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et le sol

traité : T + C

Pour le sol T, la flore fongique en général varie de 400 à 1250 UFC/g de sol au 112è

jour.

Pour T+ C, elle varie de 600 à 1600 UFC/g de sol.

Figure 12: Evolution de la population fongique dans le sol témoin T et les sols traités par

Compost T + C

0

500

1000

1500

2000

0 14 28 42 56 70 84 98 112

Co

nce

ntr

ati

on

de

s ch

am

pig

no

ns

en

UF

C/g

de

so

l


T

T + C


32

I.2. Récapitulation

Figure 13: Dénombrement des flores fongiques suivant les traitements dans l’ensemble

au j= 0, j= 56 et j= 112

D’après la figure 13, la population fongique est plus élevée dans les sols traités par

rapport au sol témoin.

0

500

1000

1500

2000

Témoin ZevoA ZevoB T + ZevoA+

C

T + ZevoB+

C

T + C

con

cen

tra

tio

n d

es

cha

mp

ign

on

s e

n U

FC

/g d

e s

ol

Traitements

0 jours

56 jours

112 jours


33

I.3. Variation du pH des six échantillons à chaque prélèvement

Le paramètre a été suivi dans le sol témoin et les sols traités durant la culture des maïs.

Figure 14: Evolution du pH dans les six échantillons de sol

(Source : RASOLONIAINA et coll, 2010)

Pour le sol témoin, le pH diminue de 6,85 à 5,06 ; pour les sols amendés avec 5

combinaisons de traitement, les valeurs du pH à j=0 sont environ de 6,81 et au 112ème jour de

culture elles se situent entre 5,14 et 5,32. Pour la combinaison T+C, la valeur du pH en fin de

culture est basse comparée aux autres traitements, elle est de 4,95.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 14 28 42 56 70 84 98 112

ph

du

so

l


T

T + ZevoA

T + ZevoB

T + ZevoA + C

T + ZevoB + C

T +C


34

I.4. Interprétation

Après 4 mois de culture, les résultats ont montré que des différences significatives du

nombre de population fongique ont été observées sur les sols traités. Les UFC par gramme de

sol de la flore fongique varient selon les types de combinaison des traitements. Ainsi, par

rapport aux autres traitements, le nombre de champignons dans le sol traité par T + ZevoA +C

est le plus important.

Les résultats ont révélé aussi que le pH des sols fertilisés avec des produits

volcaniques baisse au fur et à mesure du temps de culture de maïs.

I.5. Conclusion partielle

Une augmentation du nombre de mycètes a été remarquée dans les sols fertilisés au

ZevoA, ZevoB et compost. Par contre la valeur du pH diminue en fonction du temps. Cela est

dû à l’acidification du sol par l’action des microorganismes.

II. Isolement et identification partielle des moisissures telluriques

L’identification d’une espèce fongique a été exclusivement basée sur l’observation des

caractères culturaux et morphologiques de l’espèce.

Les critères culturaux et morphologiques sont constitués par les paramètres macroscopiques

(aspect des colonies, de leur revers, …) et microscopiques (aspect du mycélium, des spores,

des phialides, des conidiophores,…) selon CAHAGNIER et coll., 1998.

II.1. Caractères macroscopiques des souches isolées

Pour cette étude, le milieu Sabouraud a été préparé et utilisé tel qu’il est décrit dans le

chapitre matériels et méthodes. La température d’incubation est de 25°C. Ainsi, 13 souches de

champignons telluriques ont été isolées. Ces souches ont été numérotées de S1, S2, S3, S4, S5,

S6, S7, S8, S9, S10, S11, S12 et S13.

Les caractères macroscopiques sur milieu Sabouraud sont présentés dans le tableau V.


35

II.2. Observation macroscopique des treize souches Les cultures sur boîtes de Pétri ont permis d’obtenir les souches illustrées sur les

photos de 4 à 16.

Photo 4: Souche S1 × 100 Revers

Colonie cotonneuse, élastique, bleu ciel


Colonie poudreuse, molle, verte


36


Colonie cotonneuse, élastique, vert armé


Colonie velouteuse, friable, jaune orange


37


Colonie granuleuse, friable, noire


Colonie cotonneuse, élastique, verte


38


Colonie duveteuse, molle, blanche


Colonie cotonneuse, élastique, verdâtre


39


Colonie cotonneuse, élastique, bleu ciel


Colonie laineuse, molle, blanche


40


Colonie duveteuse, molle, blanche


Colonie velouteuse, molle, blanche


41


Colonie cotonneuse, élastique, bleue

D’après les résultats, pour la plupart des souches, la fructification se trouve au centre

de la colonie. Des formes particulières sont observées : poudreuse pour S2, granuleuse pour S5

et laineuse pour S10. Les souches se différencient aussi par la couleur du pigment diffusé dans

le milieu de culture. Ce pigment est jaune pour la souche S2, rouge pour S11 et rouille pour

S12. Par contre, il est absent pour les autres souches.


42

Tableau V: Caractères macroscopiques des treize souches après observation à l’œil nu sur milieu de culture Sabouraud, température d’incubation 25 °C

Souches S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10 S11 S12 S13

Forme cotonneuse poudreuse cotonneuse velouteuse granuleuse cotonneuse duveteuse cotonneuse cotonneuse laineuse duveteuse velouteuse cotonneuse

Relief plat plat plissé plissé plat plat plissé plat plissé plat bombé plissé plat

Taille petite étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue étendue petite étendue

Pigment au niveau du mycélium

bleu ciel vert vert armé jaune

orange noir vert blanc verdâtre bleu ciel blanc blanc blanc bleu

Pigment diffusé dans le milieu de

culture

non jaune non non non non non non non non rouge rouillé non

Couleur du contour

blanche rien blanche blanche blanche jaune rien rien blanche rien rien rien blanche

Revers blanc vert blanc jaune blanc jaune blanc noir blanc blanc grenat marron blanc

Consistance élastique molle élastique friable friable élastique molle élastique élastique molle molle molle élastique


43

II.3. Caractères microscopiques des souches isolées

L’examen microscopique a été mis en évidence la plupart des éléments importants.

Les caractères microscopiques sont consignés dans le tableau VI.

II.4. Observation microscopique des treize souches

Cette observation a été réalisée selon la méthode du « carré de gélose ». Les photos 17

à 29 présentent l’aspect des souches au microscope.

Photo 17: Souche S1 × 100 Photo 18: Souche S2 × 100

Hyphe cloisonné Hyphe cloisonné




44






45


Hyphe non cloisonné Hyphe cloisonné




46

Photo 26: Souche S13 × 100

Hyphe cloisonné

Photo 29: Souche S13× 100

Hyphe cloisonné

II.5.Interprétation

D’après les résultats, l’hyphe cloisonné est le caractère commun des colonies formées

par les souches S1, S2, S3, S4, S5, S6, S7, S8, S10, S11, S12 et S13. Ces derniers appartiennent au

groupe des Septomycètes. Tandis que la souche S9 a un hyphe non cloisonné, elle appartient

au groupe des Siphomycètes.

Les caractères distinctifs sont :

- le mode de formation des conidies qui est thallique pour S4, S6, et S11 et blastique

pour toutes les autres souches,

- le mode de groupement des conidies en grappe pour les souches S2, S6, verticille pour

S10, S11 et en chaînes basipètes pour les autres souches

II.6. Conclusion partielle

Sur les treize souches identifiées, 92,30 % appartient au groupe des Septomycètes et

7,7% au groupe des Siphomycètes.


47

Tableau VI: Caractères des treize souches après observation au microscopique

Souches S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10 S11 S12 S13

Thalle cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné non

cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné cloisonné

Mode de

formation

des

conidies

mode

blastique

acropete

mode

blastique

phialidique

mode

blastique

phialidique

mode

thallique

arthritique

mode

blastique

phialidique

mode

thallique

solitaire

mode

blastique

phialidique

mode

blastique

sympodial

mode

blastique

mode

blastique

arthritique

mode

thallique

arthritique

mode

blastique

phialidique

mode

blastique

phialidique

Mode de

groupement

des

conidies

chaines

basipètes en grappe

chaines

basipètes

chaines

basipètes

chaines

basipètes

en

grappe

chaines

basipète

chaines

basipètes

chaines

basipètes verticille verticille

chaines

basipètes

chaines

basipètes


48

III. Evolution de la croissance des plants de maïs cultivés sur sols traités

Les hauteurs des plants de maïs ayant poussé sur les différents types de traitement de

sol ont été aussi mesurées toutes les semaines. Les résultats sont présentés sur la figure 15.

Le taux de germination des graines est de 61% après dix jours d’incubation à 28°c.

Figure 15 : Croissance des plants de maïs pendant 112 jours suivant les fertilisants

(source : RASOLONIAINA et coll, 2010)

Les hauteurs des plants de maïs pour le sol témoin à j=14, j=45 et J=112 sont

respectivement de 25cm, 50cm et 62cm. Pour les sols amendés, les meilleures croissances ont

été obtenues avec la combinaison T + ZevoA où ces hauteurs sont de 26cm, 55cm et 72cm

tandis qu’elles atteignent 28cm, 64cm, et 78cm avec T +ZevoB+ C. Cette dernière

combinaison est la plus performante.

C R O IS S A N C E D U M A IS EN FO N C T IO N D U T EM P S

0

10

2 0

3 0

4 0

5 0

6 0

7 0

8 0

9 0

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

S E M A I N E S

t emo i n

z ev oa

z ev ob

c ompos t

z ev oa+compos t

z ev ob+compos t


49

IV. Discussions

A Madagascar, les roches volcaniques sont peu exploitées comme fertilisant. Aussi, à

travers ce travail, l’influence de ces produits volcaniques sur l’évolution des populations

fongiques telluriques et la croissance du maïs a été étudiée.

RAJAOARISOA (2010) a effectué la caractérisation physicochimique de quelques

produits volcaniques de Madagascar et leur intérêt en agronomie. Par ailleurs, la présence de

minéraux tels que le quartz (SiO2), le diopside (Ca (Mg, Al) (Si, Al)2O6, l'apatite (Ca5

(PO4)3F;Cl), l'olivine (Mg1,39Fe0, 61(SiO4), l'anorthite ((Ca, Na) (Si, Al)O8 ) etc. constitue un

apport d’éléments nutritifs pour les microorganismes telluriques (RASOLONIAINA et coll.,

2010 ).

La poudre grise provenant de la roche de basalte apporte de la silice assimilable. Cette

silice renforce le tissu cellulaire et augmente la résistance naturelle de la plante contre les

parasites et les circonstances climatiques défavorables. En ce qui concerne la poussière de

lave, un sol lourd fertilisé avec cette poussière devient plus léger et plus aéré. Le produit

absorbe facilement l’eau et la cède avec la même facilité en même temps qu’une partie de ses

propres substances. C’est un régulateur d’humidité du sol (http://science.vlcania.com...).

L’étude microscopique du sol intact, de ses suspensions aqueuses ou encore de coupes

minces permet de constater que les champignons s’y rencontrent à l’état mycélium et

d’organes de propagation ou de conservation que l’on peut désigner sous le nom de spores. Il

semble que la formation de ces divers types d’organes de résistance soit déclenchée ou

favorisée par les conditions de vie régnant dans le sol.

D’après les résultats obtenus, la population fongique varie suivant les types de sols

fertilisés par les produits volcaniques d’Analavory ZevoA ou d’Antsirabe-Betafo ZevoB ou

par le compost. Pour la culture de maϊs, dans le sol témoin T, la population fongique évolue

progressivement de 400ufc/g à J=0 à 1250ufc/g j=112 tandis qu’elle passe de 450 ufc/g à J 14

à 1750 ufc/g à J 112 dans les sols fertilisés par ZevoA et le compost. En ce qui concerne le

produit volcanique d’Antsirabe ZevoB, cette densité fongique passe de 450ufc/g à 1500ufc/g.

Les travaux d’ANDRIAMBOAVONJISOA (2011) démontrent la faisabilité de

l’utilisation de la roche volcanique pour la culture et la multiplication des souches de

champignons ectomycorhiziens. Une culture fongique performante a été obtenue en utilisant

la roche volcanique comme substrat de culture. Il a été constaté que les roches volcaniques


50

sont généralement riches en éléments nutritifs pour les plantes et les microorganismes

(FOKA, 2001).

Pour NONO et al (2010), la libération des éléments nutritifs à partir des roches

volcaniques est maximale après la deuxième semaine d’application pour la culture des plantes

alimentaires. Ces résultats suggèrent donc la préparation préalable de la roche volcanique afin

d’optimiser son efficacité.

En outre, la population fongique dans ces sols fertilisés par les produits volcaniques

des régions Itasy et Vakinankaratra est très diversifiée. Au cours de cette étude préliminaire

13 souches fongiques différentes ont été déterminées et deux grands groupes Siphomycètes et

Septomycètes ont été caractérisés partiellement. Les Septomycètes représentés par les

Ascomycètes et les Basidiomycètes prédominent surtout dans le sol fertilisé par ZevoA et

compost.

Par ailleurs, une baisse des valeurs du pH des sols est généralement remarquée. Ainsi

dans les échantillons de sols analysés, les valeurs du pH varient de 6,81 à J=0 à 4,91 à J=112.

Cette diminution du pH serait due à des sécrétions d’acides organiques volatiles et non

volatils en quantités notables par les microorganismes du sol. Ces acides font baisser le pH

des roches, ils ont le pouvoir de solubiliser des quantités d’éléments chimiques inorganiques

présents dans la roche et de les rendre accessibles pour les plantes qui peuvent les absorber

par leurs racines (P, K, Ca, Mg, Mn, Fe, Cu, Zn…) (PUENTE et coll., 2009a, 2009b). Ces

auteurs ont constaté que les particules minérales voient leur diamètre se réduire du fait de

l’action des microorganismes. Ainsi, ce pH acide favorise la croissance des champignons en

plus de l’apport nutritionnel par les produits volcaniques et expliquerait la hausse de la densité

fongique dans la rhizosphère.

Enfin, les hauteurs des plants de maïs sont plus élevées sur les sols fertilisés par les

produits volcaniques et en particulier par ZevoB + Compost. Pour le témoin, ces hauteurs sont

de 25cm, 50cm et 62cm, respectivement à J=14, J=45 et J=112 ; pour le sol fertilisé par

ZevoB et le compost, elles sont de 28cm, 64cm et 78cm.

RASOLONIAINA et al (2005) ont entrepris des études sur les roches volcaniques de

la région d’Itasy. Des laves scoriacées, des scories et des cendres volcaniques ont été

collectées, mélangées et broyées jusqu’à la taille de 160µ. L’analyse a montré que ces

produits volcaniques contenaient 0,28% d’azote, 0,45% de phosphore, 0,93% de potassium et

des éléments comme le Ca, le Mg, le Fe, le Cu et le Zn nécessaires à la croissance des

plantes. Testés sur la culture de haricot, l’ajout de ces produits en tant que substitut d’engrais


51

s’est avéré positif sur le développement de la plante et sur le rendement. Des résultats

similaires ont été mis en évidence par RATAHIRISOA, (2007) en effectuant l’étude

comparative de l’influence de la symbiose mycorhizienne, du phosphate naturel et des

amendements organiques sur la qualité microbiologique du sol et la croissance de plante.

Par ailleurs, COVALEDA et son équipe (2007) ont montré que les produits volcaniques du

Mexique peuvent être employés en agriculture comme fertilisant.

Ainsi, les produits volcaniques apportent des éléments minéraux aux microorganismes

telluriques et aux plantes. L’action combinée des populations fongiques et bactériennes

telluriques produiraient des métabolites secondaires qui seraient utilisés pour le

développement de la plante. En outre, ces produits disponibles à Madagascar constitueraient

des fertilisants en agronomie et éviteraient l’achat d’engrais chimiques. Ce qui préserverait

notre environnement. Enfin, son apport dans les sols appauvris contribuerait à la lutte contre

le parasite Striga asiatica. Ce dernier prolifère dans les sols pauvres empêchant le

développement des cultures vivrières.

CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET CONCLUSION GENERALE ET

PERSPECTIVESPERSPECTIVESPERSPECTIVESPERSPECTIVES

Conclusion générale et perspectives

52

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES

En conclusion, les travaux de recherche que nous avons réalisés sur l’évolution des

populations fongiques dans les sols traités par les produits volcaniques ont permis :

• d’acquérir et maîtriser les techniques usuelles en microbiologie ;

• de dénombrer les germes fongiques dans le sol selon les normes;

• d’isoler les souches fongiques sur milieu approprié ;

• d’étudier les caractères culturaux et morphologiques des champignons telluriques

selon la méthode du carré de gélose ;

• de mettre en évidence les relations entre croissance de la plante et évolution des

moisissures suivant le type de traitement utilisé ;

Une amélioration de la croissance des plants de maïs a été constatée. Cependant, il

s’agit des résultats préliminaires. Dans l’avenir, nous envisageons de :

• mener une étude approfondie sur les souches de champignons impliquées dans le

développement de la plante ;

• étudier l’absorption des éléments minéraux par les champignons telluriques et la

relation champignons et plantes ;

• valoriser les produits volcaniques dans la lutte contre Striga, parasite des plantes sur

sols pauvres ;

• et d’utiliser ces produits volcaniques en tant que bio engrais pour protéger

l’environnement et pour limiter l’apport en engrais chimiques.

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BIBLIOGRAPHIQUESBIBLIOGRAPHIQUESBIBLIOGRAPHIQUESBIBLIOGRAPHIQUES

Références bibliographiques

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ANNEXEANNEXEANNEXEANNEXE

ANNEXE

Composition des milieux de culture

Milieu de dénombrement Sabouraud :

- Peptone 10g

- Glucose 20g

- Gélose 20g

- Eau distillée 1000ml

- Chloramphénicol 0,5%

Colorant d’identification microscopique

Bleu de coton :

- Bleu coton 0,05g

- Lactophénol 100ml

Matériels utilisés

Matériels de prélèvement

Sacs plastiques stériles

Matériels de stérilisation

Autoclave

Etuve (chaleur sèche)

Bec Bunsen

Plaque chauffante

Matériels de conservation

Réfrigérateur

Matériels de préparation du milieu

Balance de précision

Spatule

Distillateur

Papier kraft

Tube à essai

Bain thérmostaté

Flacons (250ml, 500ml,…)

Matériels pour l’ensemencement et repiquage

Bec Bunsen

Vortex

Anse d’inoculation en platine

Micropipettes + cônes

Boite de Pétri de 90mm de diamètre

Tube à essai

Name : RAZAFIARIMANANA

First name : Viviane

Title : Dynamic of fungus population in soils fertilized by volcanic products and

maize (Zea mays L.) growing. (Variety IRAT 200).

ABSTRACT

After field observation and surveys, Striga asiatica is parasitic weed plants, which

grow up in poor soils and attack the cereal plant like maize. One method to fight against this

parasitic plant consists to improve soil fertilize. Volcanic rocks can be used as fertilizers. This

work aims to study the dynamic of the fungi populations in soils fertilized by volcanic

products: Zevo A and Zevo B.

The seeds of maize variety IRAT 200 were used for this experimentation; their

development was recorded every fourteen days until maturity. A lot of control soil (T) and

five lots fertilized with volcanic rocks and/or compost were prepared with ten replications for

each as followed: T, T+ Zevo A, T+ Zevo B, T+ Zevo A + compost, T+ Zevo B + compost,

T+ compost. Some samples of control Soil and fertilized soils were taken every fourteen days

until the hundred and twelfth days. The soil pH and the fungi flora concentrations were

recorded and the fungi were plated invitro on Sabouraud medium for strain identification.

For the control, the pH decreases from 6.85 to 5.06 and those of fertilized soils were

more acid 6.81 to 4.95. The flora fungi concentrations are 400 ufc/g at J=O for the control and

1266 ufc/g at j=112 for the control. They are of 311 ufc/g at j=0 and 1733 ufc/g at j=112 for

the fertilized soils. About 13 isolated and identified fungi strains, 92.30% belong to the

Septomycets group and 7. 7% to the Syphomycets. The height of the maize plants of the

control soil at j=14, j=45 and j=112 are respectively of 25cm, 50 cm and 62 cm and for the

fertilized soil with the high performance ZevoB+compost, they are 28cm, 64 cm and 78 cm.

Hence, the combination of the volcanic product and the compost has a positive impact

on the development and growing of the maize and the fungi flora. The fungi prefer an

environment slightly acid.

Key words: volcanic products, fertilizers elements, counting, identification fungi, maize.

Supervisor: Professor Blandine Andrianarisoa.

Nom : RAZAFIARIMANANA

Prénom : Viviane

Titre : Dynamique de la population fongique dans les sols fertilisés par les produits

volcaniques et croissance de Zea mays L. (Variété IRAT 200).

RESUME

D’après les enquêtes et les observations sur le terrain, Striga asiatica fait partie des

plantes parasites qui se développent sur des sols appauvris. Une des méthodes de lutte contre

ce fléau consiste à amender les sols. Les roches volcaniques peuvent être utilisées comme des

engrais fertilisants. Ce travail consiste à étudier la dynamique des populations microbiennes

dans les sols fertilisés par les produits volcaniques : Zevo A et Zevo B.

Les graines de maïs de la variété IRAT 200 ont été utilisées pendant cette

expérimentation, leur croissance a été notée tous les quatorze jours. Un lot de sol Témoin (T)

et cinq lots de sols fertilisés ont été préparés à raison de dix répétitions par lot : T, T+ Zevo A,

T+ Zevo B, T+ Zevo A +compost, T+ Zevo B +compost, T+ compost. Des échantillons de sol

Témoin et de sols fertilisés ont été prélevés tous les quatorze jours jusqu’au 112 jour. Le pH

et les concentrations en flore fongique totale ont été suivis et les champignons dénombrés ont

été cultivés sur le milieu de culture Saboraud pour l’identification des souches.

Les pH du sol témoin T à ces différents temps diminuent de 6,85 à 5,06 et ceux des

sols fertilisés 6,81 à 4,95. Les concentrations en flore fongique totale sont, pour le témoin de

400 ufc/g à j=O et de 1266 ufc/g à j=112. Elles sont de 311 ufc/g à j=O et de 1733 ufc/g à

j=112 pour les sols fertilisés. Sur les 13 souches de champignons isolées et identifiées

partiellement, 92,30% appartiennent au groupe de Septomycètes et 7,7% au groupe de

Siphomycètes. Les hauteurs des plants de maïs pour le sol témoin à j=14, j=45 et J=112 sont

respectivement de 25cm, 50cm et 62cm et pour le sol fertilisé le plus performant c’est-à-dire

Zevo B+compost, elles sont de 28cm, 64cm, et 78cm.

Ainsi la combinaison de produit volcanique et compost a un impact positif sur la

croissance des plants de maïs et de la flore fongique. En effet les mycètes préfèrent un

environnement légèrement acide

Mots clés : Produits volcaniques, éléments fertilisants, dénombrement, identification des

champignons, maïs.

Encadreur : Professeur Blandine Andrianarisoa

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