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The McGraw-Hill Companies © 2011. Todos los derechos reservados.

El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212

El núcleo celular y el control de la expresión génica

El núcleo celular y el control de la expresión génica

CAPÍTULO

12CAPÍTULO

12



Imagen de inicio de capítulo.

Micrografía electrónica de barrido de una molécula de DNA bacteriano (en azul) con

una proteína reguladora (que se llama NtrC y que se observa en tonos amarillentos)

unida en un sitio ubicado justo arriba de un gen que codifica para la sintetasa de

glutamina. La fosforilación de la proteína NtrC permite activar la transcripción del gen

regulado. Un microscopio electrónico de barrido mide la altura de la muestra en

varias partes al nivel atómico, que se convierte en colores como los que se

muestran en la figura del recuadro superior derecho. (TOMADA DE I. ROMBEL ET AL.,

POR CORTESÍA DE S. KUSTU, UNIVERSITY OF CALIFORNIA, BERKELEY, COLD SPRINGS HARBOR SYMP. QUANT. BIOL. 63:160,

1998.)



FIGURA 12-1 El núcleo celular.(a) Micrografía electrónica de un núcleo de célula HeLa en interfase. La heterocromatina (pág. 485) es evidente alrededor de la superficie interna de la envoltura nuclear. Pueden verse dos nucléolos prominentes y algunos grumos de cromatina diseminados en el nucleoplasma. (b) Esquema que muestra algunos de los principales

componentes del núcleo. (A: TOMADA DE WERNER W. FRANKE, INT. REV. CYTOL. (SUPL) 4:130, 1974.)

(a) (b)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-2 La envoltura nuclear.(a) Esquema que muestra la membrana doble, el complejo del poro nuclear, la lámina nuclear y la continuidad de la membrana externa con el retículo endoplásmico rugoso. Ambas membranas de la envoltura nuclear contienen su propio complemento distintivo de proteínas. (b) Micrografía electrónica de un corte a través de una porción de la envoltura nuclear de una célula de raíz de cebolla. Nótense la doble membrana (NM) con un espacio interpuesto, el complejo del poro nuclear (NPC) y la heterocromatina relacionada (HC) que no se extiende en la región de los poros nucleares. (B: TOMADA DE WERNER W. FRANKE ET AL., J. CELL BIOL. 91:47S, 1981; MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)

(a)

(b)



FIGURA 12-3 La lámina nuclear.(a) Núcleo de una célula humana cultivada que se tiñó con anticuerpos fluorescentes par revelar la lámina nuclear (rojo), que se encuentra en la superficie interna de la envoltura nuclear. La matriz nuclear (pág. 499) está teñida de verde. (b) Micrografía electrónica de una envoltura nuclear desecada y congelada, sombreada con metal de un oocito de Xenopus que se extrajo con un detergente no iónico Triton X-100. La lámina se ve como una malla más bien continua con filamentos con orientación casi perpendicular entre ellos. El inserto muestra un área bien conservada del cual se eliminaron los poros nucleares en forma mecánica. (c) Estas micrografías muestran el núcleo dentro de un fibroblasto que se cultivó a partir de un paciente con HGPS (hilera inferior) o un sujeto sano (hilera superior). Las células se tiñeron para mostrar la proteína lámina A (columna izquierda), para DNA (columna media) o se muestran en estado vivo con el microscopio óptico con contraste de fase (columna derecha). El núcleo celular del paciente con HGPS es anormal por la presencia de una proteína lámina A trunca en la lámina nuclear. (A: TOMADA DE H. MA, A.J. SIEGEL Y R. BEREZNEY; J. CELL BIOL. 146:535, 1999; AUTORIZACIÓN DE DERECHOS DE THE ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS. B: REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE U. AEBI, J. COHN, L. BUHLE Y L. GERACE, NATURE 323:561, 1986, © COPYRIGHT 12986, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED. C: TOMADA DE ANNA MATTOUT ET AL., POR CORTESÍA DE ROBERT D. GOLDMAN, CURR. OPIN. CELL BIOL. 18:338, 2006.)

(a) (b)

(c)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-4 Movimiento de materiales a través del poro nuclear.

(a) Micrografía electrónica de un extremo del citoplasma nuclear de un oocito de rana tomado minutos después de la inyección con partículas de oro cubiertas con una proteína que en condiciones normales se encuentra en el núcleo. Se observa que estas partículas pasan a través del centro del poro nuclear (flechas) en su ruta desde el citoplasma hacia el núcleo. (b) En una magnificación mucho más definida puede verse que las partículas de oro se organizan en un arreglo lineal dentro de cada poro. (c) Micrografía electrónica de un corte a través de la envoltura nuclear de una célula de insecto que muestra el movimiento del material granular (al parecer se trata de una subunidad ribosómica) a través del poro nuclear. (A Y B: CORTESÍA DE C. M. FELDHERR; C: TOMADA DE BARBARA J. STEVENS Y HEWSON SWIFT, J. CELL BIOL. 31:72, 1966; MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)

(a) (b)

(c)



FIGURA 12-5 Micrografía electrónica de barrido de un complejo de poro nuclear de envolturas nucleares aisladas de un oocito de anfibio.(a) Cara citoplásmica de la envoltura nuclear que muestra los gránulos citoplásmicos periféricos de un complejo de poro nuclear. (b) Cara nuclear de la envoltura nuclear que muestra una apariencia semejante a una canasta en la parte interna de la porción del complejo. (c) Cara nuclear de la envoltura que muestra la distribución de los NPC y los sitios donde las porciones intactas de la lámina nuclear (NEL) se conservan. En todas estas micrografías las envolturas nucleares aisladas se fijaron, deshidrataron y cubrieron con metal. (TOMADA DE M. W. GOLDBERG Y T. D. ALLEN, J. CELL BIOL. 119:1431, 1992; MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)

(a) (b)

(c)



FIGURA 12-6 Un modelo de un complejo de poro nuclear (NPC) de vertebrado.

Representación tridimensional de un NPC de vertebrado tal como se sitúa en la envoltura nuclear. Esta elaborada estructura consiste en varias partes, incluido un andamiaje que fija el complejo a la envoltura nuclear, un anillo citoplásmico y nuclear, una canasta nuclear y ocho filamentos citoplásmicos. Las nucleoporinas que contienen FG recubren el conducto, con sus dominios con FG desordenados extendidos hacia la abertura, forman una malla hidrófoba.



FIGURA 12-7 Importación de proteínas del citoplasma al núcleo.

(a) Pasos propuestos de la importación de proteínas al núcleo según se describe en el texto. Las proteínas que portan una señal de localización nuclear (NLS) se unen a un receptor heterodimérico (importina α/β) (paso 1) para formar un complejo que se relaciona con los filamentos citoplásmicos (paso 2). El receptor del complejo de carga se mueve a través del poro nuclear (paso 3) y al interior del nucleoplasma donde interactúa con la Ran-GTP y se disocia (paso 4). La subunidad de importina β, en relación con Ran-GTP, se transporta de nuevo al citoplasma, donde Ran-GTP se hidroliza (paso 5). Después Ran-GDP se transporta de nuevo al núcleo, donde se convierte en Ran-GTP. En cambio, la importina α se transporta de regreso al citoplasma. (Continúa…)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-7 Importación de proteínas del citoplasma al núcleo. (Continuacíon)… (b) La nucleoplasmina es una proteína presente en grandes concentraciones en el nucleoplasma de los oocitos de Xenopus. Cuando las partículas de oro se cubren con proteína nucleoplasmina y se inyectan dentro del citoplasma de los oocitos de Xenopus, puede verse que se unen a los filamentos citoplásmicos (CF) que se proyectan desde el anillo externo del complejo del poro nuclear. También se observa que varias partículas transitan a través del poro nuclear (NP) hacia el núcleo. (A: CON BASE EN UN MODELO DE M. OHNO ET AL., CELL 92:327, 1998; B: TOMADA DE W. D. RICHARDSON ET AL., CELL 52:662, 1988; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS, CORTESÍA DE A. D. MILLS.)

(b)



FIGURA 12-8 Organización de la cromatina en nucleosomas.(a) Esquema que muestra la estructura de una partícula de nucleosoma nuclear y una molécula de histona H1 relacionada. La partícula nuclear por sí misma consiste en alrededor de 1.8 vueltas (146 pares de bases) de DNA superenrollado en forma negativa alrededor de las ocho moléculas de histona nuclear (dos de cada H2A, H2B, H3 y H4). La histona de unión H1 se une cerca de los sitios donde el DNA entra y sale del nucleosoma. Se muestran dos posiciones alternas de la molécula de H1. ( b) Micrografía electrónica de fibras de cromatina liberadas del núcleo de una célula de Drosophila en un amortiguador de muy baja fuerza iónica. Las partículas nucleares de nucleosoma miden cerca de 10 nm de diámetro y se conectan mediante cadenas cortas de DNA de unión, que miden alrededor de 2 nm de diámetro. (B: CORTESÍA DE OSCAR L. MILLER, JR.)

(a) (b)



FIGURA 12-9 Estructura tridimensional de un nucleosoma como se re vela mediante cristalografía de rayos X.

(a) Partícula nuclear de nucleosoma vista desde el eje central de la hélice de DNA, que muestra la posición de cada una de las ocho moléculas de histona en el núcleo octamérico. Se observa que las histonas se organizan dentro de cuatro complejos diméricos. Cada dímero de histona une 27 a 28 pares de bases de DNA, con contactos que ocurren donde el surco menor de DNA toca el núcleo de histona. (b) Esta vista perpendicular al eje central evidencia la forma de disco de la partícula nuclear del nucleosoma. Los dos dímeros H3 y H4 se vinculan entre sí en el centro de la partícula nuclear y forman un tetrámero, en tanto que los dos dímeros H2A-H2B se posicionan uno a cada lado del tetrámero (H3-H4)2. (Continúa…)

(a) (b)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-9 Estructura tridimensional de un nucleosoma como se re vela mediante cristalografía de rayos X. (Continuación).. (c) Modelo esquemático simplificado de la mitad de una partícula nuclear de nucleosoma que muestra una vuelta de la súper hélice del DNA (73 pares de bases) y cuatro moléculas de histona nuclear. Las cuatro histonas se presentan en colores diferentes, como lo indica la clave de colores. Cada histona nuclear consta de: 1) una región globular, conocida como “histona plegada”, que consiste en tres hélices α (representadas por los cilindros) y 2) una cola N-terminal extendida y flexible (indicada por la letra N) que se proyecta fuera del disco de histona más allá de la doble hélice de DNA. Los puntos intermitentes de interacción entre las moléculas de histona y el DNA se indican con ganchos de color blanco. Las líneas punteadas señalan la porción más externa de las colas de histona; estas colas flexibles carecen de una estructura terciaria definida y por tanto no aparecen en las estructuras obtenidas por rayos X que se muestran en a y b. (A Y B: REIMPRESAS CON AUTORIZACIÓN DE KAROLIN LUGER ET AL., NATURE 389:251, 1997; CORTESÍA DE TIMOTHY J. RICHMOND. C: REDIBUJADA DE D. RHODES; © DERECHOS RESERVADOS 1997, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.)

(c)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-10 La fibra de 30 nm: un nivel superior de la estructura de la cromatina.

(a) Micrografía electrónica de una fibra de cromatina de 30 nm liberada del núcleo después de lisar una célula en una solución de sales hipotónicas. (b) En el modelo de “zigzag”, el DNA de unión se encuentra en un estado extendido recto que salta alternativamente entre partículas centrales consecutivas, que se organizan en pilas adyacentes de nucleosomas. La porción inferior de la figura muestra cómo las dos pilas de nucleosomas se pliegan en una estructura helicoidal de orden superior. (c) En el modelo de “solenoide”, el DNA de unión se curva suavemente al conectar partículas centrales consecutivas, que se organizan en una sola estructura helicoidal continua que contiene unos seis a ocho nucleosomas por vuelta. En estos modelos, el octámero de histona se muestra en azul, el DNA en magenta y la histona H1 de unión en amarillo. Varios experimentos recientes han aportado pruebas que apoyan el modelo en zigzag. (A: CORTESÍA DE BARBARA HAMKALO Y JEROME B. RATTNER; B, C: TOMADAS DE SEPIDEH KHORASANIZADEH, CELL 116:262, 2004; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.) (a) (b) (c)



FIGURA 12-11 Asas de cromatina: un nivel superior de la estructura de la cromatina.Micrografía electrónica de un cromosoma mitótico que se trató con una solución de sulfato de dextrán para remover histonas. El cromosoma desprovisto de histonas muestra asas de DNA unidas por sus bases a una proteína residual de andamiaje. (TOMADA DE JAMES R. PAULSON Y U. K. LAEMMLI, CELL 12:823, 1977; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)



FIGURA 12-12 Niveles de organización de la cromatina.Moléculas de DNA desnudo embobinadas alrededor de las histonas para formar nucleosomas, que representan el nivel más bajo de organización de la cromatina. Los nucleosomas se organizan en fibras de 30 nm, que a su vez se organizan en dominios de asas. Cuando las células se preparan para la mitosis, las asas se compactan aún más y forman los cromosomas mitóticos (fig. 14-13).



FIGURA 12-13 El cromosoma X inactivo: un ejemplo de heterocromatina facultativa.

(a) La inactivación del cromosoma X en el núcleo de las células de una mujer aparece como una estructura heterocromática teñida con tono oscuro, llamada corpúsculo de Barr (flechas). (b) Gato manchado. La inactivación aleatoria de cualquier cromosoma X en diferentes células durante el desarrollo temprano del embrión crea un mosaico de manchas de tejido. Cada mancha comprende los descendientes de una sola célula que estuvo presente en el embrión al momento de la inactivación. Los parches son evidentes en los gatos con manchas, que son heterocigotos y tienen un alelo para el color negro que reside en uno de los cromosomas X y un alelo para el color naranja en el otro cromosoma X. Esto explica por qué casi no existen gatos con manchas: todas las células en el macho son ya sea blancas o naranja en el color de su pelaje por el alelo que poseen. (Las manchas blancas de este gato se deben a un diferente gen que determina el color del pelaje.) (c) Este gato fue clonado del que se muestra en b. Ambos son genéticamente idénticos pero tienen distintos patrones de pelaje, un hecho que refleja la naturaleza aleatoria del proceso de desactivación de cromosomas X. (A: CORTESÍA DE MURRAY L. BARR; B, C: CORTESÍA DEL COLLEGE OF VETERINARY MEDICINE AND BIOMEDICAL SCIENCES, TEXAS A&M UNIVERSITY.)

(a) (b) (c)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-14 Modificaciones histónicas y “código histónico”.Las histonas pueden modificarse de manera enzimática mediante la unión covalente de grupos fosfato, metilo y acetilo (y otros que no se explican). La ilustración indica las posiciones en las colas N-terminal de las cuatro histonas nucleares en las que cada uno de estos tres grupos pueden agregarse. Los grupos metilo se agregan a residuos de arginina o lisina; los grupos acetilo, a los residuos de lisina, y los grupos fosfato, a los residuos de serina. El asunto es aún más complejo, porque cada residuo lisina puede tener uno, dos o tres grupos metilo agregados, y cada residuo arginina puede tener uno o dos grupos metilo agregados. El número de grupos metilo agregados puede afectar la afinidad del residuo por una proteína con la que interactúa. A menos que se indique algo distinto, la explicación se limitará a los residuos de lisina trimetilados (p. ej., H3K9me3 o H3K36me3). Determinadas modificaciones, o combinaciones de modificaciones, se relacionan con actividades específicas de la cromatina, lo cual ha dado origen al concepto de código de histonas. Aquí la exposición se restringe a los residuos lisina, que son los mejor estudiados. Las letras rojas A y R representan activación y represión transcripcionales, respectivamente. La acetilación de lisinas en las histonas H3 y H4 se correlaciona en forma estrecha con la activación transcripcional. Los efectos de la metilación de las lisinas de H3 y H4 dependen en gran medida de cuál de estos residuos se modifique. Por ejemplo, la metilación de la lisina 9 de la histona H3 (esto es, H3K9) suele estar presente en la heterocromatina y se vincula con la represión transcripcional, como se expone en el texto. La metilación de H3K27 y H4K20 también se relaciona fuertemente con represión transcripcional, mientras que la metilación de H3K4 y H3K36 se vincula con activación. Tal como hay enzimas que agregan cada uno de estos grupos, también hay enzimas (desacetilasas, desmetilasas y fosfatasas) que los retiran en forma específica. (C: TOMADA DE G. FELSENFELD & M. GROUDINE, REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE NATURE 421:450, 2003; © DERECHOS RESERVADOS 2003, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.)



FIGURA 12-15 Ejemplos de proteínas que se unen en forma selectiva con residuos H3 o H4 modificados.

Cada una de las proteínas unidas tiene una actividad que altera la estructura o función de la cromatina o ambas. Existe una complejidad agregada que no se muestra en este dibujo, ya que las modificaciones en un residuo de histona pueden influir en los fenómenos en otros residuos, fenómeno conocido como

comunicación cruzada, por ejemplo, la unión de la proteína de heterocromatina HP1 o H3K9 se bloquea por la fosforilación del residuo de serina adyacente (H3S10), lo que casi siempre ocurre

durante la mitosis. (TOMADA DE T. KOPUZARIDES, CELL 128:696, 2007, CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)



FIGURA 12-16 Demostración experimental de una correlación entre actividad transcripcional y acetilación de histona.

Este frotis de cromosomas en metafase se marcó con anticuerpos fluorescentes contra histona H4 acetilada, que emite fluorescencia verde. Es evidente que todos los cromosomas excepto el

cromosoma X desactivado se tiñen intensamente con el anticuerpo contra la histona acetilada. (TOMADA DE P. JEPPESEN Y B. M. TURNER, PORTADA DE CELL VOL. 74, NO. 2, 1993; CON

AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-17 Un modelo que muestra posibles fenómenos durante la formación de heterocromatina.Estudios recientes sugieren que los RNA no codificadores participan en la dirección de la heterocromatinización, al menos en algunos organismos. En este modelo, los RNA se transcriben de ambas cadenas de secuencias de DNA repetidas (paso 1). Los RNA de moléculas de cadena doble (paso 2) que se procesan mediante la endonucleasa Dicer y otros componentes de la maquinaria de RNAi (pág. 449) para formar un siRNA guía de cadena sencilla y un complejo proteínico relacionado (paso 3). En el paso 4, el complejo siRNA-proteína atrajo a la enzima SUV39H1 y el siRNA se unió con un segmento complementario de un RNA naciente. Una vez ahí, la enzima es capaz de agregar grupos metilo al residuo K9 de las histonas centrales H3, lo que sustituye a los grupos acetilo que se habían unido con los residuos H3K9. Los grupos acetilo, característicos de las regiones transcritas de eucromatina, se retiran por mecanismos enzimáticos de los residuos de lisina por acción de una desacetilasa, que no se muestra. En el paso 5, los grupos acetilo ya se sustituyeron por grupos metilo, que sirven como sitios de unión para la proteína HP1 (paso 6). El elemento límite en el DNA previene la diseminación de la formación de heterocromatina a las regiones adyacentes de la cromatina. Una vez que HP1 se une con las colas de histona, la cromatina puede empacarse en estructuras más compactas de mayor orden mediante la interacción entre las moléculas de proteína HP1 (paso 7). La enzima SUV39H1 también puede unirse con colas de histona metiladas (no mostrado) para que se metilen más nucleosomas. En el paso 8 ya se formó una región de heterocromatina muy compacta. (Nota: HP1 puede presentarse en varias isoformas con distintas propiedades.)



FIGURA 12-18 Cromosomas mitóticos y cariotipos humanos.(a) Procedimiento utilizado a fin de obtener preparaciones de cromosomas mitóticos para observaciones microscópicas de leucocitos de sangre periférica. (Continúa…)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-18 Cromosomas mitóticos y cariotipos humanos. (Continuación)… (b) Fotografía de un grupo de cromosomas mitóticos obtenidos a partir de la división de un núcleo de una célula humana. El DNA de cada cromosoma se hibridó con una variedad de sondas de DNA unidas de manera covalente a dos o más colorantes fluorescentes. Diferentes cromosomas se unen en distintas combinaciones con estos colorantes y en consecuencia emiten luz de diferentes longitudes de onda. El espectro de emisión de los diversos cromosomas se convierte en combinaciones distintas de colores con un programa de computadora. Los pares homólogos de cromosoma pueden identificarse mediante el análisis de los cromosomas del mismo color y tamaño. (Continúa…)

(b)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-18 Cromosomas mitóticos y cariotipos humanos. (Continuación)… (c) Los cromosomas teñidos de un varón humano se ordenan en un cariotipo. Los cariotipos se preparan para obtener una fotografía de cromosomas liberados de un solo núcleo. Cada cromosoma se elimina de la fotografía y los homólogos se acomodan en pares de acuerdo con su tamaño, como se muestra. (B: TOMADA DE E. SCHRÖCK ET AL., CORTESÍA DE THOMAS RIED, SCIENCE 273:495, 1996; © DERECHOS RESERVADOS 1996, AMERICAN ASSOCIATION FOR THE ADVANCEMENT OF SCIENCE; C: TOMADA DE CNRI/ SCIENCE PHOTO LIBRARY/PHOTO RESEARCHERS.)

(c)



PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 1

Efecto de la inversión. El entrecruzamiento entre un cromosoma normal (púrpura) y uno que contiene una inversión (verde) suele acompañarse de la formación de un asa. Los cromosomas que resultan del entrecruzamiento contienen duplicaciones y deficiencias, que se muestran en los cromosomas en la primera división meiótica en la parte inferior de la figura.


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 2

Translocación. Esta micrografía muestra un grupo de cromosomas humanos en los que el cromosoma 12 (azul brillante) intercambió piezas con el cromosoma 7 (rojo). El cromosoma afectado se tiñó con fluorescencia por hibridación in situ con fragmentos largos de DNA que son específicos para uno de los dos cromosomas. El uso de estos “medios de tinción” hace muy evidente cuándo un cromosoma cambió piezas con otro cromosoma. (CORTESÍA DE LAWRENCE LIVERMORE NATIONAL LABORATORY, DE UNA TÉCNICA DESARROLLADA POR JOE GRAY Y DAN PINKEL.)



PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 3

Translocación y evolución. Si los dos tipos de cromosomas simianos que no tienen una contraparte en las uniones se fusionaran hipotéticamente, formarían el cromosoma humano número 2, banda por

banda.



FIGURA 12-19 Telómeros.(a) Hibridación in situ con una sonda de DNA que contiene la secuencia TTAGGG, que se localiza en los telómeros de los cromosomas humanos. (b) Demostración de que ciertas proteínas se unen de manera específica al DNA telomérico. Estos cromosomas se prepararon a partir de un núcleo meiótico de una célula de levadura y se incubaron con la proteína RAP1, que después se localizó en los telómeros mediante un anticuerpo fluorescente anti-RAP1. Las áreas azules indican la tinción de DNA, las áreas amarillas representan el anticuerpo marcado dirigido contra RAP-1 y las rojas muestran el RNA teñido con yoduro de propidio. Los humanos poseen una proteína telomérica homóloga (A: TOMADA DE J. MEYNE, EN R. P. WAGNER, CHROMOSOMES: A SYNTHESIS. © DERECHOS RESERVADOS 1993. REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE WILEY-LISS, INC., UNA SUBSIDIARIA DE JOHN WILEY & SONS, INC.; B: TOMADA DE FRANZ KLEIN ET AL. J. CELL BIOL. 117:940, 1992, CORTESÍA DE SUSAN M. GASSER. MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)

(a) (b)



FIGURA 12-20 El problema de la replicación final y la función de la telomerasa.

(a) Cuando se replica el DNA de un cromosoma (paso 1), los extremos 5' de las cadenas recién sintetizadas (rojo) contienen un segmento corto de RNA (verde), que había funcionado como cebador para la síntesis del DNA agregado. Una vez que se retira este RNA (paso 2), el extremo 5' del DNA se vuelve más corto en relación con la generación previa. Los extremos 5' de cada punta del cromosoma se procesan además por actividad de nucleasas (paso 3), lo que aumenta la longitud de los extremos colgantes de cadena sencilla. (b) El extremo colgante de cadena sencilla no permanece como extensión libre, sino que invade la cadena doble, como se muestra aquí, esto desplaza las cadenas y forma un asa. El asa es un sitio de unión para un equipo de proteínas específicas que tapan el telómero, protegen los extremos de los cromosomas y regulan la longitud del telómero. (Continúa…)

(a)

(b)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-20 El problema de la replicación final y la función de la telomerasa. (Continuación)

(c) El mecanismo de acción de la telomerasa. La enzima contiene una molécula de RNA que es complementaria al extremo de la cadena rica en G, que se extiende después de la cadena rica en C. El RNA de telomerasas se une con el extremo sobresaliente de la cadena rica en G (paso 1) y luego sirve como plantilla para la adición de nucleótidos al extremo 3' de la cadena (paso 2). Después de sintetizar un segmento de DNA, el RNA de telomerasa se desliza al extremo nuevo de la cadena en elongación (paso 3) y sirve como plantilla para la incorporación de nucleótidos adicionales (paso 4). La brecha en la cadena complementaria se llena con las enzimas de replicación polimerasa α-primasa (fig. 13-21). (La secuencia TTGGGG mostrada en este dibujo es la del protista ciliado Tetrahymena, en el que se descubrió la telomerasa.) (C: TOMADA DE C. W. GREIDER Y E. H. BLACKBURN, REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE NATURE 337:336, 1989; © COPYRIGHT 1989, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.) (c)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-21 La importancia de la telomerasa en el mantenimiento de la integridad cromosómica.Los cromosomas de esta micrografía provienen de una célula de un ratón con bloqueo génico que carece de un gen funcional para la enzima telomerasa. Los telómeros aparecen como manchas amarillas después de la hibridación in situ con una sonda telomérica fluorescente. Puede verse que algunos cromosomas pierden sus telómeros por completo y que diferentes cromosomas se fusionan uno con otro en sus extremos. La fusión de cromosomas produce cromosomas con más de un centrómero, lo que conduce a rotura cromosómica durante la división celular. La inestabilidad genética resultante de la pérdida de un telómero puede ser la causa principal de que las células se conviertan en cancerosas. (TOMADA DE MARIA A. BLASCO ET AL., CORTESÍA DE CAROL W. GREIDER, CELL, VOL. 91, CUBIERTA #1, 1997; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)



FIGURA 12-22 Cada cromosoma mitótico tiene un centrómero cuyo sitio está marcado por una indentación distinta.

Micrografía electrónica de barrido de un cromosoma mitótico. El centrómero (C) contiene secuencias de DNA muy repetidas (DNA satélite) y una proteína que contiene una estructura denominada cinetocoro

que sirve como sitio para la unión de los microtúbulos del huso acromático durante la mitosis y la meiosis (que se estudian en el capítulo 14). (TOMADA DE JEROME B. RATTNER, BIOESS. 13:51, 1991.)



FIGURA 12-23 Mapa tridimensional de todos los cromosomas presentes en el núcleo de un fibroblasto humano.

Esta imagen generada por computadora se basa en análisis de hibridación in situ de fluorescencia similares al descrito en la figura 12-18b, que permite distinguir cada cromosoma humano de otros y representarlo mediante un color identificable. Se observa que cada cromosoma ocupa un territorio bien definido dentro del núcleo. (TOMADA DE ANDREAS BOLZER, ET AL., PLOS BIOL. 3:E157, 2005, CORTESÍA DE THOMAS CREMER.)



FIGURA 12-24 Puede haber interacciones entre genes situados a distancia como respuesta a estímulos fisiológicos.

(a) Dos células derivadas de una línea de cáncer mamario no tratadas con hormonas. Los territorios de los cromosomas 2 y 12, a los que se puso una marca fluorescente en todas las células, se sitúan en forma independiente uno del otro en el núcleo. (b) Dos de los mismos tipos de células cancerosas mamarias visualizadas 60 min después del tratamiento con estrógeno. Las interacciones entre los territorios de los cromosomas 2 y 21 ya son evidentes. El examen cuidadoso muestra la localización del locus TFF1 (en verde) en el cromosoma 21 y el locus GREB1 en el cromosoma 2 (en rojo). En este estudio, casi la mitad de las células tratadas con hormonas presentaron interacciones entre dos alelos (o sea, ambos alelos TFF1 en interacción con los alelos GREB1) como se muestra aquí. (c) Un dibujo que ilustra cómo los genes en diferentes regiones del mismo cromosoma (A y B) o en distintos cromosomas (C y D), pueden reunirse en el núcleo. En algunos casos, las secuencias de DNA de loci distantes pueden influir uno en la actividad de transcripción del otro, y en otros casos estos genes distantes sólo comparten una conjunto común de proteínas participantes en el proceso de transcripción. (Tomada de Qidong Hu et al., por cortesía de Michael G. Rosenfeld, Proc. Nat’l. Acad. Sci. U.S.A. 105; 19200, 2008.)

(b)

(c)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-25 Compartimentalización nuclear de la maquinaria de procesamiento de los mRNA celulares.(a) Núcleo de una célula teñido con anticuerpos fluorescentes dirigidos contra uno de los factores que participan en el procesamiento del mRNA. La maquinaria de procesamiento del mRNA se localiza en alrededor de 30 a 50 sitios discretos, o “motas”. La célula que se muestra en esta micrografía se infectó con un citomegalovirus, cuyos genes (que se muestran como puntos verdes) se transcriben cerca de uno de estos dominios. (b) Las células cultivadas se transfectaron con un virus y la transcripción se activó mediante la adición de AMP cíclico. Las imágenes se ven en varios periodos después de la activación transcripcional. El sitio de transcripción del genoma viral en esta célula se indica mediante flechas. Este sitio se reveló al final del experimento por hibridación del RNA viral a una sonda marcada con fluorescencia (indicado por la flecha blanca en el cuarto esquema). Factores de corte y empalme de pre-mRNA (naranja) forman un rastro de motas en la dirección de los genes que se transcriben. (A: TOMADA DE TOM MISTELI Y DAVID L. SPECTOR, CURR. OPIN. CELL BIOL. 10:324, 1998; B: REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE TOM MISTELI, JAVIER F. CÁCERES Y DAVID L. SPECTOR, NATURE 387:525, 1997; DERECHOS RESERVADOS 1997, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.) (b)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-26 La matriz nuclear.

( a) Micrografía electrónica de un núcleo aislado en presencia de detergente y sal 2 M, que abandona la matriz nuclear rodeado por un halo de asas de DNA. La flecha marca el límite externo de las asas de DNA. (b) Micrografía electrónica de una porción de un fibroblasto de ratón extraído con detergentes y desprovisto de su cromatina y DNA mediante tratamiento con nucleasas y una alta concentración de sal. Puede verse que el núcleo (N) consiste en una matriz de filamentos residuales cuyos elementos terminan en el sitio de la envoltura nuclear. El citoplasma (C) contiene una matriz de citoesqueleto diferente cuya estructura se revisa en el capítulo 9. (A: REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE D. A. JACKSON, S. J. MCCREADY Y P. R. COOK, NATURE 292:553, 1981; © DERECHOS RESERVADOS 1981, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED; B: TOMADA DE DAVID G. CAPCO, CATHERINE M. WAN Y SHELDON PENMAN, CELL 29:851, 1982; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)

(b)

(a)



FIGURA 12-27 Cinética de la inducción de galactosidasa 𝛃 en E. coli.Cuando se agrega un inductor apropiado (un galactósido β), la producción de mRNA por la enzima galactosidasa β comienza de manera muy rápida, seguida 1 min o más después por la aparición de la enzima, cuya concentración se incrementa con rapidez. La remoción del inductor conduce a una caída del nivel del mRNA, lo que refleja su pronta degradación. Los niveles de enzima decaen luego porque ya no se sintetizan nuevas moléculas.



FIGURA 12-28 Organización de un operón bacteriano.

Las enzimas que conforman una vía metabólica son codificadas por una serie de genes estructurales que residen en un ordenamiento continuo dentro del cromosoma bacteriano. Todos los genes estructurales de un

operón se transcriben en un mRNA continuo, que se traduce en polipéptidos separados. La transcripción de los genes estructurales está controlada por una proteína represora que se sintetiza a partir de un gen regulador.

Cuando se une con el sitio operador del DNA, la proteína represora bloquea el movimiento de la RNA polimerasa de los genes promotores a los estructurales.


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-29 Regulación génica por medio de operones.Los operones inducibles y los reprimibles trabajan con un principio semejante: si el represor es capaz de unirse al operador, los genes se apagan; si el represor se inactiva o es incapaz de unirse al operador, los genes se expresan. (a) En un operón inducible: 1) el inductor (en este caso el disacárido lactosa) se une a la proteína represora y 2) impide su unión con el operador (O). 3) Sin el represor en este proceso, la RNA polimerasa se une al promotor (P) y 4) transcribe los genes estructurales. Por tanto, cuando la concentración de lactosa es alta, el operador se induce y se producen las enzimas necesarias que digieren el azúcar. 5) Conforme el azúcar se metaboliza, su concentración disminuye, 6) lo que ocasiona que las moléculas inductoras unidas se disocien del represor, que entonces readquiere su habilidad para unirse al operador e impedir la transcripción. De esta forma, cuando la concentración del inductor es baja, el operón se reprime e impide la síntesis de enzimas innecesarias. (Continúa…)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-29 Regulación génica por medio de operones. (Continuación)… (b) En un operón reprimible, como el operón trp, el represor por sí mismo es incapaz de unirse al operador y los genes estructurales que codifican para las enzimas se transcriben de manera activa. Las enzimas del operón trp catalizan las reacciones en las que esta enzima esencial se sintetiza: 1) Cuando está disponible, la molécula de triptófano actúa como correpresor al unirse al represor inactivo y 2) al cambiar su estructura, lo que permite que se una al operador y 3) evita la transcripción de genes estructurales. Por tanto, cuando la concentración de triptófano es alta, el operador se reprime y ello previene la sobreproducción de triptófano. 4) Cuando la concentración de triptófano es baja, la mayor parte de las moléculas del represor pierde un correpresor y en consecuencia no se une al operador. 5) Los genes se transcriben, 6) las enzimas se sintetizan y 7) el producto terminal (triptófano) necesario se produce (8)

(b)



FIGURA 12-30 Secuencia nucleotídica de sitios de unión en la región de control del operón lac.

La región promotora contiene el sitio de unión tanto para la proteína CRP como para la RNA polimerasa. El sitio de inicio de la transcripción se define como +1, que se encuentra alrededor de 40 nucleótidos en dirección 5' del sitio en que la traducción se inicia. Las regiones de simetría de secuencia en el sitio CRP y el operador se indican mediante la línea roja horizontal. (REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE R. C. DICKSON ET AL., SCIENCE

187:32, 1975; © DERECHOS RESERVADOS 1975, AMERICAN ASSOCIATION FOR THE ADVANCEMENT OF SCIENCE.)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-31 La clonación de animales demuestra que el núcleo retiene un complemento integro de información genética.En este experimento un huevo enucleado de oveja de una cepa se fusionó con una célula de glándula mamaria de una hembra de otra cepa. El oocito activado se desarrolló en una oveja sana. Como todos los genes de la oveja recién nacida se derivaron de núcleo trasplantado (lo que se demostró mediante marcadores genéticos), este experimento confirma el concepto generalizado de que las células diferenciadas retienen toda la información genética originalmente presente en el cigoto. [La dificultad primaria en los experimentos de trasplante nuclear suele presentarse cuando el núcleo de una célula somática (no germinativa) se coloca de manera repentina en el citoplasma de un huevo hasta cierto punto inactivo. Para evitar dañar el núcleo donador, las células cultivadas se llevaron a un estado de reposo (llamado G0) mediante la reducción drástica del contenido de suero en el medio de cultivo.]



FIGURA 12-32 Resumen de los diferentes niveles de control de la expresión génica.Los controles al nivel transcripcional operan mediante la determinación de qué genes se transcriben y con qué frecuencia; los controles al nivel de procesamiento operan para determinar qué parte de la transcripción primaria se convierte en parte del grupo de mRNA celulares, y el control al nivel traduccional regula si un mRNA particular se transcribe o no y, si es así, qué tan a menudo y por cuánto tiempo.


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-33 Demostración experimental de la expresión especifica de tejido de un gen que participa en la diferenciación celular del musculo.La transcripción del gen de miogenina se activa de modo específico en aquellas partes de este embrión de ratón de 11.5 días de edad (el miotomo de los somitas) que darán lugar al tejido muscular. La fotografía muestra un embrión de ratón transgénico que contiene la región reguladora del gen de miogenina localizada en dirección 5' de un gen de galactosidasa β bacteriana, que actúa como un gen reportero. Por lo general el gen de galactosidasa β se emplea para vigilar la expresión de tejidos específicos de un gen, porque la presencia de la enzima galactosidasa β se revela con facilidad median - te la producción de la coloración azul en una prueba histoquímica sencilla. La activación de la transcripción, que resulta de factores transcripcionales que se unen a la región reguladora del gen de la miogenina, se indica con las células teñidas de azul. (TOMADA DE T. C. CHENG ET AL., CORTESÍA DE ERIC N. OLSON, J. CELL BIOL. 119:1652, 1992. MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)



FIGURA 12-34 La producción de micromatrices de DNA y su utilización en la vigilancia de la transcripcion génica.

Pasos en la construcción de un microordenamiento de DNA. Preparación de los cDNA (p. ej., los DNA que representan los mRNA que se encuentran en una célula) usados en el experimento que se muestra en los pasos 1 a 3. La preparación de las micromatrices de DNA se ilustra en los pasos a a c. La mezcla de cDNA se incuba con la micromatriz en el paso 4 y en el paso 5 se muestra un resultado hipotético. La intensidad del color de cada mancha es proporcional al número de cDNA unidos. (Continúa…)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-34 La producción de micromatrices de DNA y su utilización en la vigilancia de la transcripcion génica. (Continuación)

… (b) Resultados de un experimento realizado con una mezcla de cDNA que representan las transcripciones de mRNA de células de levadura en presencia de glucosa (cDNA marcados con verde) y tras la depleción de glucosa (cDNA marcados con rojo). Las manchas que exhiben fluorescencia amarilla corresponden a genes que se expresan bajo ambas condiciones de cultivo. El recuadro inferior derecho muestra un acercamiento de una pequeña porción de la micromatriz. Los detalles de este experimento se revisan en el texto. (Continúa…)

(b)



FIGURA 12-34 La producción de micromatrices de DNA y su utilización en la vigilancia de la transcripcion génica. (Continuación)

… (c) Esquema que muestra los cambios de las concentraciones de glucosa y etanol en el medio y de la densidad celular durante el experimento. Al principio las células de levadura consumen glucosa, y entonces generan el etanol por fermentación y por último dejan de crecer después que ambas fuentes de energía química se agotan. (d) Cambios en la expresión de genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA durante el curso del experimento. Cada línea horizontal describe el nivel de expresión de un gen particular en diferentes periodos. Los nombres de los genes se presentan a la derecha (véase figura 5-7 para las enzimas). Los cuadros rojos indican el más alto nivel de expresión génica y los cuadros verdes, el nivel más bajo de expresión. Se observa que la expresión de genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA se induce conforme las células comienzan a metabolizar etanol y se reprime cuando el etanol se agota. (B-D: CORTESÍA DE PATRICK O. BROWN. VÉASE JOSEPH DERISI ET AL., SCIENCE 278:680, 1997, Y TRACY L. FEREA Y PATRICK O. BROWN, CURR. OPIN. GEN. DEVELOP. 9:715, 1999.)

(d)(c)



FIGURA 12-35 Interacciones entre factores transcripcionales unidos a diferentes sitios en la región reguladora de un gen.

Esta imagen describe la estructura terciaria de dos factores de transcripción, NFAT-1 (verde) y AP-1 (cuyas dos subunidades se muestran en rojo y azul) unido al DNA en dirección 5’ de un gen de citocina que participa en la respuesta inmunitaria. La interacción cooperativa entre estas proteínas altera la expresión del gen de citocina. Las barras grises trazan la dirección de la hélice de DNA, que se dobla como resultado de la interacción proteína- proteína. (TOMADA DE TOM K. KERPPOLA, STRUCTURE 6:550, 1998.)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-36 Interacción entre un factor de transcripción y su secuencia de DNA blanco.Un modelo de la interacción entre dos dominios de unión al DNA del receptor dimérico de glucocorticoide (GR) y el DNA blanco. Las dos hélices α, una de cada subunidad del dímero, se extienden de manera simétrica en los dos surcos mayores adyacentes del DNA blanco. Los residuos en el dímero GR que son importantes para las interacciones entre los dos monómeros están coloreados de verde. Los cuatro iones de cinc (dos por monómero) se muestran como esferas púrpura. (REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE T. HÄRD ET AL., CORTESÍA DE ROBERT KAPTEIN, SCIENCE 249:159, 1990; © DERECHOS RESERVADOS 1990, AMERICAN ASSOCIATION FOR THE ADVANCEMENT OF SCIENCE.)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-37 Factores transcripcionales que se unen por medio de una estructura dedo de cinc.

(a) Modelo del complejo entre una proteína con cinco dedos de cinc (llamados GLI) y DNA. Cada uno de estos dedos de cinc es de color diferente; el DNA se muestra en azul oscuro; los cilindros y los listones destacan las hélices α y las hojas beta respectivamente. El recuadro muestra la estructura de un solo dedo de cinc. (b) Modelo de TFIIIA unido al DNA del gen 5S RNA. TFIIIA se requiere para la transcripción del gen 5S rRNA mediante la RNA polimerasa III. (A: REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE NIKOLA PAVLETICH Y CARL O. PABO, SCIENCE 261:1702, 1993; © DERECHOS RESERVADOS 1993, AMERICAN ASSOCIATION FOR THE ADVANCEMENT OF SCIENCE; B: TOMADA DE K. R. CLEMENS ET AL., PROC. NAT’L. ACAD. SCI. USA 89:10825, 1992.)

(a)(b)



FIGURA 12-38 Un factor transcripcional con una estructura heliceasahelice (bHLH).

(a) MyoD, un factor transcripcional dimérico que participa en la activación de la diferenciación muscular, es una proteína bHLH que se une al DNA por una asociación de su región básica. El sitio de unión a 14 pares de bases en el DNA se muestra en azul. La región básica de cada monómero de MyoD se representa en rojo, mientras que la región hélice-asa-hélice de cada monómero de MyoD se muestra en café. Las bases de DNA unidas mediante el factor de transcripción se indican en amarillo. (b) Esquema del complejo dimérico MyoD en la misma orientación que en la parte a. Las hélices α se representan como cilindros. (TOMADA DE P. C. M. MA ET AL., CORTESÍA DE CARL O. PABO, CELL 77:453, 1994; CON AUTORIZACIÓN DE CELL PRESS.)

(b)(a)



FIGURA 12-39 Incremento de la unión al DNA a través de factores de transcripción específicos por medio de la dimerización.

En este modelo de una proteína bHLH, tres diferentes factores de transcripción diméricos que reconocen distintos sitios de unión al DNA pueden formarse cuando dos subunidades se vinculan en

combinaciones diferentes. El genoma humano codifica alrededor de 118 monómeros bHLH diferentes, que podrían generar miles de factores de transcripción diméricos diferentes.



FIGURA 12-40 Identificación de secuencias promotoras necesarias para la transcripción.La línea 1 muestra la secuencia nucleotídica de una cadena del promotor del gen PEPCK. Se ilustran las cajas TATA, CAAT y GC. Las otras cinco líneas muestran los resultados de experimentos en los que las regiones de los promotores se eliminaron (lo que se indica mediante recuadros negros) antes de la transfección de las células con el DNA. El nivel de transcripción del gen PEPCK que se observa en cada uno de estos casos se indica a la derecha. Las deleciones que remueven toda o parte de las tres cajas causan una marcada disminución en el nivel de transcripción, en tanto que las deleciones que afectan otras regiones tienen poco o ningún efecto. (Como se revisó en el cap. 11, muchos promotores de mamíferos carecen de uno o más de estos elementos, inclusive la caja TATA. Los promotores que carecen de la caja TATA a menudo tienen un elemento conservado en una dirección 3' del sitio de unión, llamado elemento promotor en dirección 3' o DPE.) (DATOS TOMADOS DE LOS ESTUDIOS DE RICHARD W. HANSON Y DARYL K. GRANNER Y COLABORADORES.)



FIGURA 12-41 Uso de la inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) y análisis de micromatrices para identificar el sitio de union de factores transcripcionales a escala global.

Los pasos se describen en el texto.



FIGURA 12-42 Regulación de la transcripcion del gen de rata PEPCK.

La transcripción de este gen, como la de otros, está controlada por una variedad de factores transcripcionales que interactúan con secuencias específicas del DNA localizadas en una región reguladora en dirección 5' de la región del gen codificante. Dentro de esta región se encuentra un elemento de respuesta a glucocorticoides (GRE) que, cuando se une con un receptor de glucocorticoides, estimula la transcripción del promotor. También incluidos en la región reguladora se hallan los sitios de unión para el receptor de hormona tiroidea (marcado como TRE), una proteína que se une a AMP cíclico, que se produce en respuesta a la hormona glucagón (marcada como CRE-1) y la hormona insulina (marcada como IRE). Otros factores transcripcionales se unen a los sitios de regulación en esta región en dirección 5' del gen PEPCK. (TOMADA DE S. E. NIZIELSKI ET AL., J NUTRITION 126:2699, 1996; © AMERICAN SOCIETY FOR NUTRITIONAL SCIENCES.)



FIGURA 12-43 Activación de un gen por una hormona esteroide

FIGURA 12-43 Activación de un gen por una hormona esteroide, como el glucocorticoide cortisol. La hormona entra a la célula desde el líquido extracelular (paso 1), se difunde a través de la bicapa lipídica (paso 2) y entra al citoplasma, donde se une con el receptor de glucocorticoides (paso 3), lo que ocasiona su translocación hacia el núcleo, donde actúa como factor transcripcional y se une al elemento de respuesta a glucocorticoides (GRE) del DNA (paso 4). La unión de dos moléculas de receptor adyacentes conduce a la formación de un dímero, que activa la transcripción del DNA (paso 5), y a la síntesis de proteínas específicas en el citoplasma (paso 6).


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-44 Estrategia por la que activadores de la transcripción unidos a sitios distantes pueden influir en la expresión génica.Los activadores transcripcionales que se unen a los aumentadores, en dirección 5', influyen en la expresión génica al interactuar con coactivadores. Aquí se muestran cuatro tipos distintos de coactivadores; dos de ellos, marcados como “complejo modificador de histona” y “complejo de remodelación de la cromatina”, actúan mediante la alteración de la estructura de la cromatina. Los otros dos, marcados como “TAF” y “mediador”, actúan en componentes de la maquinaria de transcripción basal que se ensambla en el promotor nuclear. Estos diferentes tipos de coactivadores se revisan en las secciones siguientes.



FIGURA 12-45 Localización selectiva de modificaciones en la histona

FIGURA 12-45 Localización selectiva de modificaciones en la histona dentro de la cromatina de genes transcritos con base en análisis del genoma completo en levaduras. La acetilación de la histona se localiza sobre todo en la región promotora de los genes activos y disminuye mucho en la porción

transcrita del gen, mientras que la metilación de H3K36 presenta el patrón de localización inverso. TSS, sitio de inicio de transcripción.


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-46 Un modelo de los fenómenos que ocurren en el promotor después de la unión de un activador transcripcional.

Los factores de transcripción, como el receptor de glucocorticoides (GR), se unen al DNA y reclutan coactivadores, lo que facilita el ensamble del complejo de preinicio de la transcripción. El paso 1 de este esquema muestra una región de un cromosoma que se encuentra en un estado reprimido a causa de la vinculación de este DNA con desacetilasas de histonas. En el paso 2 el GR se une al GRE y se recluta el coactivador CBP. CBP contiene una subunidad con actividad de acetiltransferasa de histona (HAT). Estas enzimas transfieren grupos acetilo de un donador acetilCoA a los grupos amino de residuos específicos de lisina. Como resultado, las histonas de las partículas nucleares del nucleosoma en las regiones en dirección 5' y dirección 3' de la caja TATA se acetilan. En el paso 3 las histonas acetiladas reclutan SWI/SNF, que es un complejo de remodelación de la cromatina. Los dos coactivadores CBP y SWI/SNF juntos convierten la estructura de la cromatina en un estado más abierto y accesible. En el paso 4 el factor TFIID se une a la región abierta del DNA. Aunque no se menciona en el texto, una de las subunidades de TFIID (llamada TAFII250 o TAF1) también posee actividad de acetiltransferasa de histona como lo indica la flecha roja. Juntos, CBP y TFII250 modifican nucleosomas adicionales para permitir el inicio de la transcripción. En el paso 5 los nucleosomas remanentes del promotor se acetilan, la RNA polimerasa II se une al promotor y la transcripción está próxima a iniciar.


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-47 Varias acciones alternativas de los complejos de remodelación de cromatina.

En la vía 1, se ha inducido a un nucleosoma clave a deslizarse a lo largo del DNA, lo cual expone el sitio de unión de la caja TATA, donde el complejo de preinicio puede ensamblarse. En la vía 2, el octámero de histona de un nucleosoma se ha reorganizado. Aunque la caja TATA no se encuentra por completo libre de su vinculación con histona, ahora es capaz de unirse a las proteínas del complejo de preinicio. En la vía 3, los dímeros H2A/H2B ordinarios de un nucleosoma se han intercambiado por dímeros H2AZ/H2B. En la vía 4, el octámero de histona se ha desensamblado y se ha perdido totalmente del DNA.



FIGURA 12-48 El paisaje de nucleosomas en los genes de levaduras.

La parte superior de la ilustración muestra una región típica de DNA en la vecindad de un gen que se transcribe de manera activa mediante un complejo de RNA polimerasa II. Las posiciones de consenso de los nucleosomas se ilustran con los óvalos grises. La porción inferior de la ilustración muestra la distribución de los nucleosomas a lo largo del DNA, la altura de la línea refleja la probabilidad de que un nucleosoma se encuentre en ese sitio. La región 5' del gen tiene la arquitectura de cromatina más definida. Existe una probabilidad muy alta de que la región promotora carezca de nucleosomas (forma una región libre de nucleosomas o NFR) limitada por dos nucleosomas muy bien posicionados a ambos lados del sitio de inicio de la transcripción (verde claro); estos dos nucleosomas se identifican como +1 y −1 en la parte superior de la figura. Los nucleosomas subsiguientes cercanos al extremo 5' de la región transcrita también tienden a estar bien posicionados, como indican las localizaciones distintivas de estos nucleosomas en la parte superior del dibujo. También se ve un nucleosoma presentado por la polimerasa conforme transcribe el gen. El sombreado verde corresponde a la región de cromatina con niveles altos de la variante H2A.Z de histona; la acetilación intensa de la histona y la metilación de H3K4, y una alta probabilidad de posición de un nucleosoma. (TOMADA DE CIZHONG JIANG Y B. FRANKLIN PUGH, NATURE REVS. GEN. 10:164, 2009; © COPYRIGHT 2009, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED, ADAPTADA A PARTIR DE T. N. MAVRICH ET AL., GENOME RES. 18:1074, 2008.)



FIGURA 12-49 Un modelo de represión transcripcional.Las colas de histona de la cromatina activa se acetilan. Cuando un represor transcripcional se une a su sitio de unión de DNA, recluta un complejo correpresor (p. ej., SMRT/N-CoR o CoREST) y una actividad relacionada con HDAC. La HDAC elimina los grupos acetilo de las colas de histona. Una proteína distinta que contiene actividad de metiltransferasa de histona agrega grupos metilo al residuo K9 de la cola de histona H3. La pérdida de grupos acetilo y la adición de grupos metilo en conjunto conducen a la inactivación de la cromatina y desactivación génica.



FIGURA 12-50 Cambios en los niveles de metilación de DNA durante el desarrollo de mamíferos.

El DNA de un cigoto se encuentra sustancialmente metilado. El genoma sufre una desmetilación global durante la escisión. De manera interesante, el DNA heredado del padre se somete a desmetilación en un estadio temprano y por un mecanismo diferente al del heredado de la madre. Después de la implantación, el DNA se somete a metilación nueva (de novo), que se mantiene en las células somáticas (no germinales) en un nivel alto durante el resto del desarrollo y la vida adulta. En cambio, el DNA de las células germinales primordiales, que da origen a los gametos en el adulto, se desmetila luego. El DNA de las células germinales se metila en los estadios tardíos de la formación de los gametos. (BASADA EN UNA FIGURA DE R. JAENISCH, TRENDS GENET. 13:325, 1997; DERECHOS RESERVADOS 1997, CON AUTORIZACIÓN DE ELSEVIER SCIENCE.)



FIGURA 12-51 Corte y empalme alternativo del gen de la fibronectina.

El gen de la fibronectina consiste en diferentes exones que se muestran en la parte superior del dibujo (los intrones se presentan en negro y no están dibujados a escala). Dos de estos exones codifican para porciones del polipéptido llamadas EIIIA y EIIIB, que se incluyen en las proteínas producidas por los fibroblastos pero se excluyen en las proteínas que se sintetizan en el hígado. La diferencia se debe al corte y empalme alternativo; estas porciones de pre-mRNA que codifican para esos dos exones se eliminan de la transcripción en las células

hepáticas. Los sitios donde los exones se pierden se indican con una flecha en el mRNA hepático.



FIGURA 12-52 Un modelo de la función de los aumentadores exónicos de corte y empalme en la regulación del corte y empalme alternativo.

En este caso el exón 2 contiene diferentes aumentadores de corte y empalme, que unen proteínas reguladoras específicas (por lo general proteínas SR, pág. 446). Estas proteínas reguladoras de unión reclutan factores de corte y empalme clave (U2AF) y U1 snRNP a la vecindad de los sitios de corte y empalme 3' y 5' respectivamente. [U2AF desempeña una función directa en el reclutamiento de U2 snRNP al sitio de ramificación (BPS), como se requiere para la formación del lazo]. Si U2AF y U1 snRNP no se reclutaran en los sitios de corte y empalme a cada lado del exón 2, este exón no se reconocería y, en cambio, se eliminaría como parte del intrón. Los exones también pueden contener secuencias llamadas supresores de empalme exónicos (ESS, exonic splicing suppressors), que se unen a proteínas que bloquean el ensamblaje de espliceosomas y hacen que el exón quede fuera del mRNA maduro. (TOMADA DE K. J. HERTEL ET AL., CURR. OPIN. CELL BIOL. 9:351, 1997.)



FIGURA 12-53 Localización citoplasmica de los mRNA.(a) Esquema que ilustra los tres estadios de la vida de la mosca de la fruta: el huevecillo, la larva y el adulto. Se muestran los segmentos del tórax y el abdomen. (b) Localización del mRNA de bicoid en el polo anterior de un estadio temprano de segmentación mediante hibridación in situ. (c) Localización del mRNA de oskar en el polo posterior en un estadio comparable al que se muestra en b. En ambos la localización de los RNA desempeña una función importante en el desarrollo el eje anteroposterior de la mosca de la fruta. (Continúa…)

(c)(b)

(a)



FIGURA 12-53 Localización citoplasmica de los mRNA. (Continuación)

… (d) Localización del mRNA (rojo) cercano a los extremos de migración de los fibroblastos. Ésta es la región celular donde se utiliza la actina durante la locomoción (véase fig. 9-71). (B: CORTESÍA DE

DANIEL ST JOHNSTON; C: CORTESÍA DE ANTINE GUICHET Y ANNE EPHRUSSI; D: TOMADA DE V. M. LATHAM ET AL., CORTESÍA DE ROBERT H. SINGER, CURR. BIOL. 11:1010, 2001.)



FIGURA 12-54 Un modelo del mecanismo de activación traduccional de los mRNA despues de la fecundación de un oocito de Xenopus.

De acuerdo con este modelo, los RNA mensajeros se mantienen en el citoplasma en estado inactivo mediante una combinación de sus colas poli(A) cortas y una proteína inhibidora unida llamada Mascarina. Ésta se adhiere por un lado a CPEB (una proteína que se fija a secuencias en el extremo 3' de la UTR de mRNA específicos) y por el otro a la proteína de unión al capuchón eIF4E. Tras la fecundación, la CPEB se fosforila, lo que desplaza la Mascarina y genera dos cambios en el mRNA. La versión fosforilada de CPEB recluta otra proteína CPSF, que a su vez recluta polimerasa de poli(A) (PAP), una enzima que agrega residuos adenosina a la cola de poli(A). La cola poli(A) alargada sirve como sitio de unión para moléculas PABP, lo que ayuda a atraer eIF4G, un factor de iniciación necesario para la traducción. Como resultado de estos cambios, el mRNA puede traducirse. (REIMPRESA CON AUTORIZACIÓN DE R. D. MENDEZ & J. D. RICHTER, NATURE REVIEWS MOL. CELL BIOL. 2:524, 2001, © COPYRIGHT 2001 POR MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.)



FIGURA 12-55 Control de la traducción del mRNA de ferritina.Cuando las concentraciones de hierro son bajas, una proteína represora que une hierro, llamada proteína reguladora de hierro (IRP), se une a una secuencia específica de la UTR 5' del mRNA de ferritina, denominada elemento de respuesta al hierro (IRE), que se pliega en un asa. Cuando el hierro está disponible, se une a la IRP, cambia su conformación y ocasiona que se disocie del IRE, lo que permite la traducción del mRNA para formar ferritina.



FIGURA 12-56 Degradación de mRNA en celulas de mamífero.Los pasos mostrados en el dibujo se describen en el texto.

(b)

(a)


El núcleo celular y el control de la expresión génicaEl núcleo celular y el control de la expresión génica1212FIGURA 12-57 Mecanismos potenciales por los cuales los miRNA podrían disminuir la expresión génica al nivel de la traducción.(a) Traducción activa en ausencia de regulación por miRNA. (b) Inhibición de la expresión génica en algún punto después del inicio de la traducción. En este modelo, la unión del complejo RISC que contiene la proteína Argonauta (AGO) conduce a la degradación de la proteína naciente o a la liberación de los ribosomas del mRNA. (c) Inhibición de la expresión génica en el punto en que se inicia el proceso de traducción. En este modelo, el complejo RISC inhibe la interacción entre eIF4E en el extremo 5' del mRNA o impide el ensamble del ribosoma complejo a partir de las subunidades. (d) Inhibición de la expresión génica mediante la promoción de la degradación del mRNA. En este modelo, el complejo RISC atrajo proteínas que promueven el destape del mRNA (por proteínas DCP1/2) y/o degradan la cola poli(A). GW182 es un componente de los cuerpos P. (TOMADA DE G. STEFANI Y F. J. SLACK, NAT. REVS. MOL. CELL BIOL. 9:220, 2008; © COPYRIGHT 2008, MACMILLAN MAGAZINES LIMITED.)

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FIGURA 12-58 Estructura y función del proteosoma.(a) Micrografía electrónica de alta resolución de un proteosoma aislado de Drosophila. (b) Modelo de un proteosoma basado en microscopia electrónica de alta resolución y cristalografía de rayos X. Cada proteosoma consiste en dos grandes capuchones en el extremo de un núcleo en forma de túnel que está formado por cuatro anillos apilados. Cada anillo consta de siete subunidades que se dividen en dos clases: tipo α y tipo β. Los dos anillos internos se componen de subunidades β, que rodean una cámara central. Las subunidades se dibujaron en colores diferentes porque son polipéptidos similares pero no idénticos. Tres de la siete subunidades β de cada anillo tienen actividad proteolítica, las otras cuatro son inactivas en células eucariotas. (Las células procariotas también poseen proteosomas, pero tienen una estructura más simple, y todas las subunidades β son activas.) Los dos anillos externos se componen de subunidades α sin actividad enzimática que forman una abertura estrecha (de alrededor de 13 Å) a través de la cual los polipéptidos sustrato no plegados se introducen para llegar a la cámara central, donde se degradan. (c) Pasos de la degradación de las proteínas por medio del proteosoma. En el paso 1 la proteína que se degrada se une de manera covalente a un grupo de moléculas de ubiquitina. La unión de las ubiquitinas requiere la participación de tres enzimas distintas (E1, E2 y E3) en un proceso que no se explica en el texto. En el paso 2 la proteína poliubiquitinada se une al capuchón del proteosoma. La cadena de ubiquitina se elimina y el polipéptido no plegado penetra en la cámara central del proteosoma (paso 3), donde se degrada por efecto de la actividad catalítica de las subunidades β (pasos 4 y 5). (A: CORTESÍA DE H. HÖLZL Y WOLFGANG BAUMEISTER, J. CELL BIOL. 150:126, 2000; MEDIANTE AUTORIZACIÓN DE DERECHOS RESERVADOS DE LA ROCKEFELLER UNIVERSITY PRESS.)

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