tilapia post larval fed commercial feeds growth and water quality in captivity

8/17/2019 Tilapia post larval fed commercial feeds growth and water quality in captivity

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Certification

Je soussigné, Prof. Philippe LALEYE, certifie que ce travail a été réalisé par Monsieur

Tôhouindo Olivier Oswald ADISSIN à l’Unité de Formation et de Recherche en Pisciculture(UFRP) du Laboratoire d’Hydrobiologie et d’Aquaculture (LHA) de la Faculté des Sciences

Agronomiques (FSA) de l’Université d’Abomey-Calavi (UAC).

Le Superviseur du mémoire :

Prof. Philippe LALEYE

Enseignant-Chercheur (FSA/UAC)

Professeur Titulaire des Universités (CAMES)


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Dédicace

Je dédie ce travail :

A mes parents, Bienvenu et Honorine ADISSIN, pour les sacrifices consentis au cours de toute la

durée de ma formation. Ce travail tient lieu de récompense à leurs efforts.


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Remerciements

A notre Chef de département, Professeur Noël FONTON, et à l'ensemble des enseignants du

Département d’Aménagement et Gestion des Ressources Naturelles, pour leur enseignement de

qualité. Notre reconnaissance est ineffable.

Au Professeur Philippe LALEYE, Directeur du Laboratoire d'Hydrobiologie et d'Aquaculture

(LHA/FSA/UAC) pour tous ces efforts.

Je tiens particulièrement à remercier le Docteur Lambert Cloud HINVI, Enseignant Chercheur

(FSA/UAC) qui, malgré ses multiples occupations à accepter sans ménagement de conduire ce

travail dans une ambiance conviviale. Nous ne saurions assez vous remercier pour tout ce que vous

nous avez fait. Sincère reconnaissance.

Je remercie le Docteur Antoine CHIKOU pour nous avoir permis d’accéder aux documents et

informations indispensables à la réalisation de ce travail.

Mes remerciements vont également à l’endroit du Professeur Elie MONTCHOWUI pour avoir mis

à notre disposition les appareils de mesure et pour ses sages conseils tout au long de notre stage.

J’adresse mes remerciements à l’ensemble du personnel du Laboratoire d’Hydrobiologie et

d’Aquaculture (LHA) en particulier à Florentin Assimalekpo, Technicien de laboratoire de la

station piscicole pour toute la patience dont il a fait preuve et les explications qu’il nous a données.

A Monsieur le Président du jury, vous nous faites l'honneur d'accepter de présider le jury de notre

travail. Nos hommages les plus distingués. Honorables membres du jury, vous avez accepté

d'apprécier notre travail. Nos sincères considérations.

A mes collègues et toutes les personnes qui m’ont apporté leur aide et leur soutien dans la phase

finale de rédaction de ce travail, je leur témoigne toute ma gratitude.

Merci.


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Liste des sigles et abréviations

AGRN Aménagement et Gestion des Ressources Naturelles

C f Facteur de Condition

Cs Coppens

DP Direction des Pêches

FAO Organisation des Nations Unies pour l'Alimentation et l'Agriculture

FSA Faculté des Sciences Agronomiques

GPM Gain en Poids Moyen

GP j Gain en Poids journalier

LHA Laboratoire d’Hydrobiologie et d’Aquaculture

Lt Longueur Totale

Ls Longueur Standard

Nh Nicfish

PVC Polyvinylchloride

Pt Poids total

Rn Raanan

Sg Skretting

TCA Taux de conversion alimentaire

T1 et T2 Début ou fin des essais

Ts Taux de survie

TCS Taux de croissance spécifique

UFRP Unité de Formation et Recherche en Pisciculture


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Liste des tableaux

Tableau 1: Rations et fréquences journalières de nourrissage suivant les stades de croissance des

tilapias en élevage intensif . ................................................................................................................. 8

Tableau 2: Caractéristiques physiques et bromatologiques des aliments commerciaux utilisés dans

les essais. ........................................................................................................................................... 18

Tableau 3 : Récapitulatif des paramètres de croissance des alevins de Oreochromis niloticus

nourris à base des quatre aliments commerciaux (Moyenne ± Ecart-type) ....................................... 33

Tableau 4 : Récapitulatif des coefficients des relations poids-longueur des O. niloticus ................ 37

Tableau 5 : Matrice de corrélation et coefficient de variation des variables biotiques .................... 38


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Liste des figures

Figure 1 : Carte de distribution de Oreochromis niloticus ................................................................. 4

Figure 2: Vue de haut du dispositif expérimental ............................................................................ 20

Figure 3 : Evolution de la température de l'eau des bacs sur toute la période des essais ................. 26

Figure 4 : Evolution du pH dans les bacs sur toute la période des essais ......................................... 27

Figure 5: Evolution de la concentration en oxygène dissous dans l'eau sur toute la période des

essais .................................................................................................................................................. 27

Figure 6: Croissance en poids des alevins de Oreochromis niloticus nourris aux quatre alimentscommerciaux ..................................................................................................................................... 28

Figure 7: Variation du taux de croissance spécifique par type d'aliment ......................................... 29

Figure 8: Variation du coefficient d'efficacité protéique par type d'aliment .................................... 30

Figure 9: Variation de la quantité d’aliment ingéré par type d’aliment ........................................... 30

Figure 10: Variation du taux de conversion alimentaire par type d'aliment..................................... 31

Figure 11: Comparaison des composants essentiels des aliments commerciaux utilisés ................. 32

Figure 12: Relation poids-longueur des alevins de Oreochromis niloticus nourris au Coppens ..... 35

Figure 13: Relation poids-longueur des alevins de Oreochromis niloticus nourris au Skretting ..... 36

Figure 14: Relation poids-longueur des alevins de Oreochromis niloticus nourris au Nicfish ........ 36

Figure 15: Relation poids-longueur des alevins de Oreochromis niloticus nourris au Raanan ....... 37


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Liste des photos

Photo 1: Oreochromis niloticus ................................................................................................. 5

Photo 2: Appareils de mesure des paramètres physico-chimiques un multimètre Oxygène,

Température (A), pH (B) (Adissin, 2014) ................................................................................ 15

Photo 3: Appareils de mesure des paramètres biotiques pèse électronique (A), ichthyomètre

(B) (Adissin, 2014) ................................................................................................................... 15

Photo 4: Présentation de L’UFRP (Adissin, 2014) ................................................................. 15

Photo 5: Système pour le traitement de l'eau. (A), tank de stockage; (B) Bassin contenant del'eau chaulée (Adissin, 2014). .................................................................................................. 16

Photo 6: Bassin de stockage des alevins de Oreochromis niloticus ........................................ 19


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Table des matières

Certification ............................................................................................................................ ii

Dédicace ................................................................................................................................ iii

Remerciements ...................................................................................................................... iv

Liste des sigles et abréviations ............................................................................................... v

Liste des tableaux .................................................................................................................. vi

Liste des figures ................................................................................................................... vii

Liste des photos ................................................................................................................... viii

Résumé .................................................................................................................................. xi

Abstract ................................................................................................................................ xii

Introduction .............................................................................................................................. 1

Chapitre 1: Généralités sur l’espèce. ...................................................................................... 3

1.1. Distribution et caractères généraux du Tilapia du Nil ..................................................... 4

1.1.1. Répartition géographique ............................................................................................ 4

1.1.2. Systématique de l’espèce ............................................................................................. 5

1.2. Ecologie de Oreochromis niloticus ................................................................................. 5

1.2.1. Température de l’eau ................................................................................................... 5

1.2.2. pH et Oxygène dissous dans l’eau ............................................................................... 6

1.2.3. Photopériode ................................................................................................................ 6

1.3. Alimentation de Oreochromis niloticus .......................................................................... 7

1.3.1. Utilisation de l’aliment naturel et de complément alimentaire chez O. niloticus ........ 9

1.3.2. Utilisation de l’aliment artificiel formulé et commercial ............................................ 9

1.3.3. Limite dans l’utilisation des aliments formulés ......................................................... 11

Chapitre 2 : Matériel et Méthodes ........................................................................................ 132.1. Matériel ............................................................................................................................. 14

2.1.1. Dispositif expérimental .................................................................................................. 16

2.1.2. Aliments sélectionnés : origines, sources d’approvisionnement et mode de conservation................................................................................................................................................... 17

2.2. Méthodes ........................................................................................................................... 18

2.2.1. Constitution et gestion du stock des alevins ................................................................... 18

2.2.3. Rationnements alimentaires. .......................................................................................... 21

2.2.4. Calcul des paramètres et indices de croissance. ............................................................. 21


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x

2.2.5. Relation poids-longueur et facteur de condition ............................................................ 23

2.2.6. Analyses statistiques ...................................................................................................... 24

Chapitre 3 : Résultats et Discussion ..................................................................................... 25

3.1. Résultats ............................................................................................................................ 263.1.1. Variation de la température de l’eau .............................................................................. 26

3.1.2. Variation du pH .............................................................................................................. 26

3.1.3. Variation de l’oxygène dissous ...................................................................................... 27

3.1.4. Qualité nutritive des aliments ......................................................................................... 28

3.1.4.1. Variation de la croissance pondérale ........................................................................... 28

3.1.4.2. Variation du taux de croissance spécifique ................................................................. 29

3.1.4.3. Variation du coefficient d’efficacité protéique ........................................................... 293.1.4.4. Variation de la quantité d’aliment ingéré .................................................................... 30

3.1.4.5. Variation du taux de conversion alimentaire ............................................................... 31

3.1.4.6. Composition bromatologique des aliments ................................................................. 31

3.1.5. Performance de croissance de Oreochromis niloticus ................................................... 32

3.1.5.1. Gain en poids et le taux de croissance spécifique ....................................................... 34

3.1.5.2. Quantité d’aliment consommé .................................................................................... 34

3.1.5.3. Coefficient d’efficacité protéique ................................................................................ 35

3.1.6. Relations poids-longueur ................................................................................................ 35

3.2. Discussion ......................................................................................................................... 38

3.2.1. Influence des paramètres abiotiques sur la croissance des alevins de O. niloticus ........ 38

3.2.2. Effet des aliments sur les paramètres biotiques.............................................................. 40

3.2.3. Implications pour le développement .............................................................................. 42

Conclusion ............................................................................................................................... 44

Suggestions .............................................................................................................................. 45

Références bibliographiques ................................................................................................. 46

Annexes ................................................................................................................................... 53


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Résumé

Le tilapia Oreochromis niloticus est un poisson à croissance rapide qui se nourrit aux niveaux

inférieurs de la chaîne alimentaire. Son régime alimentaire très plastique est principalement

basé sur l’utilisation d’aliments composés à faible teneur en protéines. Afin de comparerl’effet des aliments commerciaux (Coppens ; Skretting ; Raanan et Nicfish) sur sa croissance

en poids (le gain journalier en poids, la croissance spécifique), sur la quantité d’aliment ingéré,

sur le quotient nutritif, leur efficacité protéique, le facteur de condition et la survie des alevins

de O. niloticus (biomasse initiale 3,17 ± 0,74 g), une série de sept essais expérimentaux d’une

durée de 50 jours est conduite. Le dispositif expérimental est constitué de 12 bacs (trois

répétitions par aliment) repartis de façon aléatoire avec une densité de mise en charge de vingt

alevins par bac. L’analyse statistique des paramètres abiotiques de référence (température del’eau, pH et oxygène dissous) traduit une variation sensiblement uniforme pendant la période

des essais (p > 0,05). Les conditions optimales de croissance de O. niloticus au niveau de la

température de l’eau (26,24 °C et 28,65 °C) et du pH (7,01 et 7,84) sont conformes aux

valeurs théoriques de l’élevage de l’espèce. Les variations de l’oxygène dissous (4,84 mg/L et

2,56 mg/L) par contre sont largement en dessous des valeurs optimales de croissance. Le test

de Kruskal-Wallis, effectué sur chacun des paramètres zootechniques Pt, GP j, TCS, AI, TCA,

CEP et C f révèle des différences significatives (p < 0,05) tandis que le taux de survie (Ts) est

presque le même pour tous ces aliments. L’aliment qui assure la plus forte croissance

pondérale chez les alevins du Tilapia du Nil est le Raanan (4,04 ± 0,95 g) suivi de Nicfish

(3,82 ± 0,98 g), de Skretting (3,57 ± 0,88 g) puis de Coppens (3,42 ± 0,78 g). Les résultats

obtenus de la comparaison des quatre aliments montrent l’importance de l’utilisation des

aliments commerciaux dans les activités d’élevage de O. niloticus au Bénin. Aussi, le choix

de l’aliment à utiliser doit passer nécessairement par la connaissance des éléments essentiels

de sa composition car, ces derniers jouent un rôle important dans les performances de

croissance de O. niloticus élevé en captivité.

Mots-clés : Oreochromis niloticus, aliments commerciaux, nutrition, performance de

croissance, efficacité alimentaire.


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Abstract

The Tilapia, Oreochromis niloticus is a fast growing fish that eats to the lower levels of the

food chain. Its diet is very plastic mainly based on the use of low dietary proteins food. In

order to compare the effect of commercial feeds (Coppens ; Skretting ; Raanan and Nicfish)on its mean weight, weight gain, specific growth rate, food intake, food conversion ratio,

protein efficiency ratio, condition factor, and O. niloticus fingerlings survival (initial biomass

3.17 ± 0.74 g), a series of tests (seven tests) with a duration of 50 days is took place. In the

experimental system, 12 bowls (three replicas by feed) are randomly distributed with a

stocking density of 20 fingerlings per bowl. The statistical analysis of reference abiotic

parameters (water temperature, pH and dissolved oxygen) reflect a variation substantially

uniform during the trial period (p > 0.05). The optimal growth conditions of O. niloticus forthe water temperature (26.76 °C and 28.65 °C) and pH (7.01 and 7.84) are very near to the

theoretical values of the farmed species. The variations of the dissolved oxygen (4.84 mg/L

and 2.77 mg/L) are on the contrary well below the values of optimal growth. The test of

Kruskal-Wallis performs on each of the zootechnical parameters Pt, ADG, SGR, FI, FCR,

PER and C f reveals significant differences (p < 0.05 ) whereas the survival rate (SR) is almost

the same for all experimental feed. The food which provides the strongest growth

underweight among the fingerlings of O. niloticus is Raanan (4.04 ± 0.95 g) followed by

Nicfish (3.82 ± 0.98 g), Skretting (3.57 ± 0.88 g) and Coppens (3.42 ± 0.78 g). The results

obtained after comparison of the four feed show on the one hand, the importance of

commercial food in O. niloticus rearing in Benin. On the other hand, the choice of food to be

used must necessarily pass by the knowledge of the essential elements of its composition

because of their important role in the growth performances of O. niloticus.

Keywords: Oreochromis niloticus, commercial food, nutrition, growth performance, food

efficiency.


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Effets comparés des aliments commerciaux sur la survie et la croissance des alevins de Oreochromis niloticus élevés en captivité.

[LHA/UFRP/FSA] 1

Introduction

L'aquaculture, activité de culture et d’élevage d’organismes aquatiques, s’est répandue partout dans

le monde tout en se transformant graduellement d'une activité traditionnelle en une activité moderne

soutenue par la science. L’aquaculture est actuellement l'activité de production animale à croissancela plus rapide du secteur de production alimentaire à l’échelle mondiale avec un taux d'évolution

moyen de 8,8% depuis 1970 dépassant la pêche de capture (1,2%) et la production de viande terrestre

(2,8%) (FAO, 2007). Au Bénin, la production halieutique est évaluée en 2008 à environ 41 900

tonnes de poissons. Cette production est essentiellement fournie par les activités de pêche dans les

cours et plans d’eau. Toutefois, les besoins en poissons des populations durant la période de 2003 à

2008 ont graduellement augmenté alors que les prises ont chuté d'environ 15%. Pour compenser ce

déficit, le Bénin importe chaque année plus de 73 471 tonnes de poissons congelés (Direction despêches, 2010). Les activités piscicoles constituent donc une alternative à l’importation des produits

halieutiques. L’élevage de Cichlidae (Tilapia) et de Clariidae (Clarias) en étangs, enclos et cages

représentent les pratiques aquacoles largement répandues en zones rurales. La rapide expansion de

l’élevage de Oreochromis niloticus par rapport à d’autres espèces autochtones et la modernisation de

la production du tilapia ces dernières années n’ont pas permis une augmentation de la production

piscicole pouvant combler ce déficit. La tilapiaculture subit une forte expansion ainsi que la

production d’aliments commerciaux dont elle dépend énormément. L’amélioration de la production

de tilapia nécessite l’adoption de techniques d’élevage plus efficaces. Les innovations dans l’élevage

du tilapia ont permis aux systèmes extensifs et semi-intensifs de se perfectionner progressivement en

pratiques piscicoles plus intensives, avec une dépendance croissante à l‘égard des aliments formulés

(El-Sayed, 2007). Pour accroitre la production du tilapia, il est indispensable de bien gérer

l’alimentation et le choix des aliments. La forte consommation des aliments et leur bonne

assimilation par le poisson conduisent généralement à de forts taux de croissance entrainant une

rentabilité maximale. Des études portant sur la composition des aliments formulés ont été réalisées

afin d’évaluer l’effet des ingrédients (sous produits agricoles) sur la croissance du Tilapia du Nil. Les

résultats de ces études ont également permis d’améliorer les connaissances sur les méthodes

d’alimentation, la sélection des ingrédients, la forme des aliments formulés et le rôle des couleurs

pour accroitre la production piscicole. Les travaux de Bamba et al., (2008) ont porté sur des

approches de solutions aux difficultés de l’alimentation des tilapias. Aussi, plusieurs travaux ont été

menés sur l’espèce dans le but de proposer d’autres alternatives à la farine de poisson pour

l’alimentation des Oreochromis niloticus à différentes phases de développement. Parmi ces études,

nous pouvons citer celles de Soumaïla (2012) où les alevins mono-sexes mâles de Oreochromis


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[LHA/UFRP/FSA] 2

niloticus ont donné les meilleures performances pour l’aliment à 10% d’incorporation de Moringa

oleifera par rapport au témoin. Akitikpa (2002) et Toviwazon (2004) ont exploré d’autres sources de

protéines afin de substituer totalement ou partiellement la farine de poisson par Azolla et le Soja. Les

sources de protéines alternatives identifiées pour la formulation des aliments sont limitées pour

plusieurs raisons telles que leurs disponibilités en quantité et qualité sur toute l’année, des prix

variables pouvant atteindre celui de la farine de poissons et la composition biochimique des aliments

formulés. L’essai mené par Houéto (2012) sur les larves de Tilapia guineensis nourris au Coppens

révèle une croissance relativement faible, malgré une quantité élevée d’aliment ingéré (2,6 g/j) et une

teneur en protéines de 47% de l’aliment utilisé. L’analyse de rentabilité entreprise par Houéto (2012)

traduit que le coût de production d’une unité d’alevin de calibre 5 g est élevé (100 CFA) et ne permet

pas d’envisager une production rentable pour l’exploitation piscicole. Les inquiétudes des

pisciculteurs concernant les performances des aliments commerciaux (Coppens, Skretting, Raanan etNicfish) largement utilisés et disponibles sur le marché ont retenu notre attention. En dehors des

essais de Houéto (2012), peu de travaux ont abordé l’identification des substances nutritives

responsables de forte croissance chez les tilapias selon les types d’aliments commerciaux. La

réalisation d’une expérience dont les résultats contribuent à améliorer le choix des aliments les mieux

adaptés en pisciculture et sa réussite dépendent de la précision des mesures des indices de croissance

chez les alevins de tilapia nourris aux aliments commerciaux. Le présent travail se propose d’évaluer

« les effets de quatre aliments commerciaux sur la croissance et la survie des alevins de O. niloticusélevés en captivité ». L’objectif général est de mettre en évidence l’importance de l’utilisation des

aliments commerciaux dans l’élevage du Tilapia du Nil au Bénin. Il s’agira spécifiquement, de

déterminer l’aliment permettant d’obtenir les meilleures performances de croissance en poids vif

associé au plus faible taux de mortalité chez O. niloticus, d’identifier les relations entre la variation

des paramètres physico-chimiques de l’eau et les performances de croissance des alevins,

d’expliquer les interactions entre les facteurs favorables à la prise de l’aliment et la qualité de l’eau

durant les essais. Le premier chapitre de ce travail porte sur la synthèse des connaissances sur Oreochromis

niloticus ;

Le deuxième chapitre présente la méthodologie générale de travail ;

Le troisième chapitre présente les résultats essentiels sur la relation entre l’aliment, la survie

et la croissance de O. niloticus ;

Ensuite le dernier chapitre discute les résultats et présente des propositions à l’amélioration

des aliments formulés. Des implications pour le développement sont également relevées.


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[LHA/UFRP/FSA] 3

Chapitre 1: Généralités

sur l’espèce


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[LHA/UFRP/FSA] 4

1.1. Distribution et caractères généraux du Tilapia du Nil

1.1.1. Répartition géographique

La distribution naturelle de cette espèce couvre les bassins du Sénégal, de la Gambie, de la Volta, du

Niger, de la Bénoué et du Tchad. Vu son intérêt piscicole, O. niloticus figure parmi les espèces les

plus importantes en pisciculture africaine. Cette espèce a été introduite dans différentes stations de

pisciculture d’où elle s’est régulièrement échappée. Pour cette raison, elle est souvent signalée dans

plusieurs bassins côtiers d’Afrique de l’Ouest (Paugy et al., 2003).

Oreochromis niloticus (Linné, 1758) est communément appelé Tilapia du Nil et se distingue des

multiples espèces de la famille des Cichlidae par des caractéristiques aussi bien morphologiques

qu’anatomiques. Ainsi pour décrire cette espèce il est défini des intervalles de conformité pour les

différentes parties du poisson : La longueur de la tête varie entre 31,5% et 40,5% de la Longueur

standard. Cette espèce est facilement reconnaissable grâce aux bandes verticales régulières noires qui

existent sur la nageoire caudale. La teinte générale est grisâtre, relativement foncée chez l’adulte. Ce

poisson était l'une des premières espèces de poissons introduite en aquaculture et reste le poisson

d'eau douce le plus élevé en Afrique. Les tilapias ont beaucoup d'attributs qui leur donnent un statut

idéal pour l'aquaculture. Cette espèce se développe rapidement. Le Tilapia du Nil a une tolérance

élevée aux variations des conditions environnementales (la température, la salinité, le faible teneur

en oxygène dissous, etc.). L’alimentation des tilapias repose sur les niveaux trophiques inférieurs et

ils acceptent facilement l’aliment artificiel après la résorption du sac vitellin (El-Sayed, 2006).

Légende : Les pointsorange sur la carte

correspondant au site delocalisation de l’espèceTilapia du Nil.

Figure 1 : Carte de distribution de Oreochromis niloticus Source: Paugy et al., 2003


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[LHA/UFRP/FSA] 5

1.1.2. Systématique de l’espèce

Selon Paugy et al. (2003), la position systématique de Oreochromis niloticus (Linné, 1758) est la

suivante :

Règne : Animal

Embranchement : Vertébrés

Sous-embranchement : Gnathostomes

Classe : Ostéichtyens

Sous-classe : Actinoptérygiens

Ordre : Perciformes

Sous-ordre : Téléostéens

Famille : Cichlidae

Genre : Oreochromis

Espèce : Oreochromis niloticus

Photo 1: Oreochromis niloticus Source : Ahouansou et al., 2008

1.2. Ecologie de Oreochromis niloticus

1.2.1. Température de l’eau

Les tilapias comparés à d'autres poissons d’eau douce sont très tolérants selon les conditions de leur

environnement. Pour une bonne croissance et une reproduction efficace du Tilapia du Nil, la

température de l’eau doit être comprise entre 27 °C et 30 °C. Les performances de reproduction se

sont avérées très faibles en dessous et au-dessus de l’intervalle de la température optimale (El-Sayed,


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[LHA/UFRP/FSA] 6

2006). La température minimale tolérée est environ 10,5 °C et la température maximale létale est

42 °C (Denzer, 1968).

1.2.2. pH et Oxygène dissous dans l’eau

La tolérance aux variations de pH est très grande puisque l'espèce se rencontre dans des eauxprésentant des valeurs de pH de 5 à 11. Les valeurs optimales du pH sont comprises entre 6,5 et 8,5.

Lorsque le pH atteint 3, un comportement de stress physiologique apparaît avec une nage rapide, une

accélération des mouvements operculaires, une remontée en surface pour gober les bulles l'air, une

incapacité de contrôle de la position du corps puis le poisson meurt.

L'oxygène dissous est un facteur environnemental limitant qui affecte l’alimentation des poissons,

leurs croissances et métabolismes. La fluctuation de l’oxygène dissous est affectée par la

photosynthèse chez les phytoplanctons, la respiration et les fluctuations journalières (Tsadik, 1987).Dans le milieu naturel où les captures de pêche renferment en majorité des tilapias, les

concentrations en oxygène dissous sont comprises entre 1,5 ± 1,0 mg/L et 2,8 ± 1,4 mg/L

(Welcomme, 1969). Cependant la teneur en oxygène dissous 6 ± 1,8 mg/L est au dessus de la valeur

optimale (O2 dissous > 3 mg/L) ce qui induit une croissance effective (Brett, 1979; Ross, 2000). Le

Tilapia du Nil survit durant plusieurs heures à des teneurs en oxygène dissous très faibles de l’ordre

de grandeur de 1 mg/L (Melard, 1987). Cette extrême tolérance à l’égard des conditions du milieu

explique la très large distribution de O. niloticus dans des habitats très différents (rivières rapides,

lentes, lacs profonds, eaux très faiblement ou très fortement minéralisées) qui correspondent à des

conditions physiques (température, turbidité) et chimiques (oxygène, pH, salinité) extrêmement

variées (Melard, 1987). Cette espèce du genre Oreochromis peut ainsi être qualifiée d’espèce

eurytope.

1.2.3. Photopériode

La photopériode est le facteur de régulation du rythme quotidien des activités des poissons telles que

la croissance, les taux métaboliques, la pigmentation de corps, la maturité sexuelle et la reproduction

(El-Sayed, 2006). Les effets du cycle de la photopériode sur le Tilapia du Nil dépendent du stade de

développement et du sexe. Les larves sont plus sensibles que les alevins. En conséquence, il est

essentiel d’adopter la photopériode optimale dans des systèmes de culture de tilapia afin qu’elle

réduise la quantité d'énergie qui est employée pour le métabolisme standard. Ainsi l'énergie issue des

nutriments augmente et peut être employée pour la croissance par conséquent la production de

poissons de grande taille (El-Sayed, 2006).


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[LHA/UFRP/FSA] 7

1.3. Alimentation de Oreochromis niloticus

Le Tilapia du Nil est omnivore avec une tendance herbivore. L’Alimentation de O. niloticus repose

sur une large gamme d’organismes présents dans le milieu naturel tels que le phytoplancton, le

zooplancton et les détritus benthiques qu’il ingère par filtration. Les branchies jouent un rôle

important dans la filtration par la sécrétion de mucus qui emprisonne le plancton qui est alors avalé

(Popma et Masser, 1999). Les tilapias mesurant plus de 4-5 cm prennent aisément les aliments

artificiels (Huet, 1972) mais de plus petits poissons sont nourris par leurs géniteurs qui mâchent la

nourriture en petit morceaux et la distribue aux larves. Les poissons changent leur comportement

d’alimentation et la nature de l’aliment suivant leur taille, la photopériode et la profondeur de l'eau

(El-Sayed, 2006).

Les quantités de protéine recommandées dans l’alimentation du Tilapia du Nil dépendent de

plusieurs facteurs tels que la taille ou l’âge des poissons, la source de protéine et la teneur en énergie

des aliments. Les données suivantes concernent des conditions nutritives de l’aquaculture

commerciale. Les larves doivent être nourries à une teneur en protéines d’environ 35% à 45% pour

une performance de croissance maximum (Siddiqui et al., 1988 ; El-Sayed et Teshima, 1992). Pour

les alevins de tilapia, la quantité de protéine requise est comprise entre 30% et 40%, alors que pour

des poissons adultes 20% à 30% de protéine est nécessaire pour des performances optimales (El-

Sayed, 2006).

Pour une croissance maximale, les poissons ont besoin d’environ 15% de lipides dans l’aliment

distribué (Teshima et al., 1985). Les tilapias peuvent utiliser efficacement pas moins de 35% à 40%

d'hydrate de carbone digestible (Anderson et al., 1984 ; El-Sayed et Garling, 1988). En plus, une

augmentation de l'hydrate de carbone conduit à réduire l’utilisation des protéines présentes dans les

aliments.

L'insuffisance de vitamine dans l’aliment peut avoir comme conséquence sur le poisson une faible

croissance ou la vulnérabilité aux infections. Ainsi, il peut être nécessaire de compléter les vitamines

dans les systèmes d’élevage intensifs, mais pas dans les systèmes semi-intensifs à cause de la partimportante de substances nutritives provenant de l’aliment naturel dans l’eau (El-Sayed, 2006).

Pour une forte croissance et de bons comportements d’alimentation, il faut prendre en considération

les paramètres liés au régime alimentaire des poissons par exemple la ration d’aliment et la fréquence

de nourrissage journalière puis la forme et la couleur de l’aliment. Quelques chercheurs suggèrent

une ration d'aliment calculée suivant un pourcentage de poids corporel, d'autres recommandent un

régime de satiété. Avec l'alimentation jusqu'à satiété, la croissance optimale pour le Tilapia du Nil a

été réalisée en distribuant quatre fois l’aliment par jour. Cependant les poissons nourris à une ration


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restreinte de 3% du poids vif par jour, ont fournis les meilleurs résultats pour une fréquence d’une ou

deux fois par jour (Orachunwong et al., 2001).

La détermination de la ration d’aliment en fonction de la biomasse à l'avantage de ne pas conduire à

d’importantes pertes d’aliment non consommé comme il peut être possible avec le régime de satiété

(De Silva et al., 1986).

Les observations faites par Chowdhury et Dilip (2011) ont prouvé qu’une ration d’aliment

décroissante est meilleure qu’une ration fixée et peut être efficace pour les alevins de tilapia (1,1 g).

Ainsi les alevins sont nourris à 10,8% du poids vif (ration alimentaire) sur deux semaines et pour les

deux dernières semaines la ration varie entre 8% et 6% du poids vif. Différentes quantités d'aliment

recommandées peuvent être trouvées dans la littérature. Ainsi une série complète des rations

approximatives utilisées dans l’élevage des O. niloticus est présentée dans le Tableau 1.

Tableau 1: Rations et fréquences journalières de nourrissage suivant les stades de croissance des

tilapias en élevage intensif (tiré des conclusions de la conférence international (2001) sur les

techniques d’élevage et la commercialisation du Tilapia).

Poids corporel

des poissons (g)Type d'aliment

Taille des

granulés

d'aliment (mm)

Ration

alimentaire (%

de la biomasse)

La fréquence

d'alimentation (No/j)


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1.3.1. Utilisation de l’aliment naturel et de complément alimentaire chez O. niloticus

L’élevage des juvéniles dans de petits étangs ou dans des happas avant le grossissement est très

répandu dans les fermes piscicoles de nombreux pays. La productivité naturelle dans les étangs ou

les happas d’alevinage fournit la nourriture nécessaire pour la croissance du tilapia. Des engrais

organiques et/ou inorganiques peuvent être employés pour stimuler la production du phytoplancton

qui est la nourriture la plus adaptée pour les tilapias pendant ce stade de développement. Aussi les

résultats d’enquêtes montrent que des tilapiaculteurs produisent des zooplanctons tels que Daphnia

magna et Moina utilisés comme aliment de complément pour une croissance accrue des larves et

alevins des poissons. Les alevins et les juvéniles sont omnivores et se nourrissent principalement de

zooplanctons et des zoobenthos mais également ingèrent les détritus, les aufwuchs et les

phytoplanctons. À environ 6 cm de longueur totale, l'espèce devient presque entièrement herbivore

avec une préférence pour le phytoplancton. Les tilapias ingèrent le phytoplancton par le biais d’un

mécanisme de fixation du phytoplancton utilisant le mucus des branchies et de ses dents pharyngales

(Moriarty, 1973). Le Tilapia du Nil présente un mécanisme d’alimentation assez simple, reporté en

1983 dans les travaux de Trewavas où il indique que l'ingestion chez O. niloticus se déroule pendant

le jour et la digestion se produit principalement la nuit.

L'aliment de complément compense les carences nutritionnelles de l’aliment naturel dans les étangs

fertilisés et reste la méthode d'alimentation habituelle pour les systèmes semi-intensifs d’élevage de

tilapia. Les aliments de complément les plus usuels sont les sous-produits agricoles tels que le son de

riz, le son de maïs, le riz cassé et les tourteaux de coton et d’arachide.

1.3.2. Utilisation de l’aliment artificiel formulé et commercial

Les tilapias élevés dans des systèmes semi-intensif et intensif sont connus pour accepter une large

catégorie de formes d’aliment comme les aliments en granulé, les flocons ou les aliments écrasés.

L'acceptation des aliments est influencée par la taille des poissons, la densité de stockage, le système

d’élevage et la disponibilité des aliments naturels. Les tilapias peuvent consommer les granulés

flottant et/ou descendant.

Les informations sur les quantités exactes de nutriments requises pour certains stades de croissance

ne sont pas exhaustives. Les alevins (0,02-10 g) ont besoin d’une alimentation plus riche en protéine,

lipides, vitamines, minéraux et faible teneur en hydrates de carbone. Les juvéniles de O. niloticus

(10–25 g) exigent sensiblement plus d'énergie des lipides et des hydrates de carbone pour le

métabolisme et une faible proportion de protéine pour la croissance.


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Les poissons adultes (Pt > 25 g) ont même besoin d’un régime moins riche en protéine pour la

croissance et peuvent utiliser des niveaux plus élevés des hydrates de carbone comme source

d'énergie (Jauncey, 2000 ; EL-Sayed, 2006 ; Lim et Webster, 2006).

Les taux de protéine requis pour la croissance optimale des tilapias dépendent d’éléments tels que les

sources d’ingrédients riches en protéine, la qualité de ces ingrédients, la taille du poisson et les

teneurs en énergie des aliments. Selon Stickney (1997), le taux de protéine varie de 45% à 50% pour

les premiers nourrissages des larves (0,02-3 g), 35% à 40% pour les post-larves et alevins (4–10 g).

La meilleure digestibilité des protéines se produit à 25 °C.

L’alimentation en lipide des tilapias a été passée en revue par Ng et Chong (2004). Il ressort de leurs

travaux que la proportion minimale en lipide dans l’alimentation des tilapias est de 5%. Cependant

les régimes avec des teneurs en lipides de 10% à 15% assurent une meilleure croissance et

l'utilisation efficiente des protéines contenues dans l’aliment.Les hydrates de carbone sont inclus dans l’alimentation des tilapias pour fournir une source d'énergie

à moindre coût et pour améliorer des propriétés de liage des granulés. L'utilisation d'hydrate de

carbone par le tilapia est affectée par plusieurs facteurs qui se composent de la source d'hydrate de

carbone, sa qualité, l'espèce, sa taille et la fréquence d’alimentation (EL-Sayed, 2006). L'utilisation

d'hydrate de carbone par espèce de tilapia a été passée en revue par Shiau (1997). Les Tilapia du Nil

sont capables d'utiliser des niveaux élevés d’hydrate de carbone comprises selon entre 30% et 70%

de l’aliment (Shiau, 1997). Stickney (2006) a montré que l'inclusion des polysaccharides sansamidon solubles sous forme de cellulose dans l’alimentation du Tilapia du Nil a augmenté la charge

organique du système d’élevage, alors que les polysaccharides sans amidon insoluble laissent une

charge organique plus faible dans le système. Les besoins en fibre pour les alevins de moins de 10 g

s’élèvent à environ 8%.

L’apport des vitamines est nécessaire pour le tilapia dans les systèmes d’élevage semi-intensifs. Les

vitamines sont généralement nécessaires pour une croissance optimale et une bonne santé du tilapia

dans les systèmes intensifs où l’aliment naturel est rare. Les besoins en vitamine des tilapias sontconnus pour être influencés par d'autres facteurs alimentaires. Ces facteurs doivent être pris en

compte dans la formulation des aliments. Par exemple, les proportions de la vitamine E est

influencée par le niveau de lipides dans l’aliment. Le Tilapia du Nil dont les besoins en vitamine

varient de 50-100 mg/kg quand l’aliment contient 5% de lipides.

Il y a peu d'information sur les besoins minéraux du tilapia. Comme d'autres animaux aquatiques, les

tilapias peuvent absorber des minéraux de l'eau d’élevage ce qui rend difficile la détermination

quantitative de ces éléments.


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En dépit de la capacité d'absorption des minerais provenant aussi bien de l'eau que des aliments par

les tilapias, l’aliment distribué doit contenir les compositions de minéraux supplémentaires. Ainsi le

pisciculteur peut s'assurer de l’apport de quantité suffisante de substance minérale (sources végétales

de phosphore) afin de prévenir des cas de carences minérales. Les besoins en phosphore et en

calcium sont interdépendants. L'ajout de la phytase microbienne dans l’alimentation du Tilapia du

Nil a amélioré de manière significative la croissance des poissons (Portz et al., 2003 ; Furuya et al.,

2003).

La principale difficulté dans la formulation de l’aliment est de satisfaire les besoins en protéine et en

acides aminés essentiels de l'espèce. La farine de poisson est généralement la source préférée de

protéine en raison de la haute qualité des protéines et de son profil d'acides aminés essentiels.

Cependant, la farine de poisson est généralement chère et n'est pas toujours disponible. Le Tilapia du

Nil peut être nourri avec un pourcentage élevé de protéines végétales. Il est économiquement judicieux de remplacer la farine de poisson avec des sources alternatives de protéine telles que les

sous-produits agricoles, les huiles végétales, les légumineuses, les sous-produits des céréales et les

plantes aquatiques. La plupart de ces ingrédients sont déficients en un acide aminé essentiel et par

conséquent exigent l’apport supplémentaire ou compensation avec d'autres aliments. Bien que la

majeure partie des huiles végétales et sous-produits soit généralement déficiente en lysine et

méthionine, les mélanges de ces différents ingrédients fournissent souvent un profil équilibré en

acide aminé essentiel. Néanmoins ces ingrédients contiennent beaucoup de facteurs antinutritionnelstels que le gossypol, le glucosinolate, la saponine, les inhibiteurs de trypsine (etc...) qui limitent leur

utilisation.

1.3.3. Limite dans l’utilisation des aliments formulés

Le niveau maximum d'inclusion de chaque ingrédient dans la formulation d’un aliment pour les

tilapias dépend de plusieurs facteurs tels que le taux de protéine, la manière dont les ingrédients ont

été traités, le stade de développement des poissons, le coût et la disponibilité des ingrédients.

De nombreux ingrédients absorbent l'eau ce qui rend les granulés instables dans l'eau. Par exemple,

le son de blé et de riz réduisent énormément la stabilité de l'eau tandis que les sous-produits de

céréale agissent en tant que liants (en particulier quand la gélatinisation se produit). La plupart des

sous-produits végétaux permettent une bonne stabilité de l'eau contrairement aux sous-produits

d’origine animale qui de préférences sont de faibles liants (Madalla, 2008).


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L'aliment formulé offre aussi bien des avantages que des désavantages. Les désavantages des

aliments formulés sont dans la majorité des cas liés à l’amidon (non cuits) difficile à digérer; la

dégradation rapide de la qualité de l'eau (liants additionnels requis); le temps court de stockage des

aliments ; les valeurs élevées du taux de conversion alimentaire et de grande surface requise pour le

séchage.

L'introduction des matières végétales dans l’aliment mène dans beaucoup de cas à la réduction de la

croissance. Ceci, est attribué à un certain nombre de facteurs comprenant la faible attraction du

poisson par l’aliment, la faible digestibilité, les facteurs antinutritionnels, la présence élevée de fibre,

la faible teneur en protéines et acides aminés essentiels (Ogunji, 2004; Francis et al., 2001 ; Francis

et al., 2002). Selon Ahmad et al. (2004), la structure chimique et physique de ces fibres crée une

barrière entre les aliments et les enzymes digestives. Cette barrière ralentit la digestion. Gaber (2006)

suggère également que les fibres peuvent ralentir l’activité des enzymes par l'absorption oul'immobilisation. De plus, la matière végétale comme ingrédient dans l’aliment, affecte négativement

la texture, la consommation des granulés et par conséquent la proportion d’aliment ingéré (De Silva

et Gunasekera, 1989; El-Sayed, 1999; Francis et al., 2001).


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Chapitre 2 : Matériel et

Méthodes


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2.1. Matériel

L’étude a été réalisée sur une période de 50 jours allant d’octobre à décembre 2013 au Laboratoire

d’Hydrobiologie et d’Aquaculture (LHA) de l’Unité de Formation et de Recherche en Pisciculture

(UFRP) (Photo 4). L’Unité dispose d’une station piscicole qui comprend : une écloserie, une unité

d’étude du comportement et de reproduction chez les poissons, une salle de traitement et de gestion

des données scientifiques. La source d’approvisionnement en eau des bassins et des étangs est le

château d’eau de l’UAC. Le cheminement de l’eau débute par les bassins sous l’action gravitaire et

grâce au réseau de tuyau. Ensuite l’excédent d’eau dans chaque bassin est évacué par un dispositif

situé au centre des bassins.

Le matériel utilisé lors des essais est composé d’instruments de laboratoire et d’outils

complémentaires que sont:

• Un oxythermomètre de marque Hanna (Photo 2 (A)), qui permet de mesurer la concentration

d’oxygène dissous dans l’eau et la température de l’eau ;

• un pH-mètre (Photo 2 (B)).

Les outils pour la mesure des paramètres morphométriques:

• une table de travail pour la manipulation des poissons ;

•

un ichthyomètre pour mesurer la taille des poissons (Photo 3 (B)) ;

• une balance de marque KERN 440/331, pour mesurer les poids des alevins de Oreochromis

niloticus et les rations d’aliment correspondant aux différents traitements, des seaux

(Photo 3 (A)) ;

• des bacs en plastique et une grande épuisette pour prendre les poissons pendant les pêches de

contrôle.

Au titre des outils complémentaires utilisés au cours de l’essai nous avons un tuyau de diamètre 5

mm pour siphonner les déchets (reste d’aliment et déjection des alevins) déposés au fond des bacs,

douze paniers en plastique couvert de filet moustiquaire pour la distribution des rations alimentaires,

douze bacs en plastique de 40 litres chacun.


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Photo 2: Appareils de mesure des paramètres physico-chimiques un multimètre Oxygène,

Température (A), pH (B) (Adissin, 2014)

Photo 3: Appareils de mesure des paramètres biotiques pèse électronique (A), ichthyomètre (B)

(Adissin, 2014)

Photo 4: Présentation de L’UFRP (Adissin, 2014)


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2.1.1. Dispositif expérimental

L’expérience a duré 50 jours et s’est déroulée dans douze bacs plastiques de 40 litres chacun. Les

bacs sont disposés à l’air libre sous une structure en bois dont le toit est construit en claies. Les claies

sont disposées à 3 m de hauteur au-dessus des bacs supportées par des tiges en bois. Elles fournissent

de l’ombre aux poissons et maintiennent la température ambiante à des valeurs modérées autour du

dispositif.

Un bassin de 4 m2 est utilisé pour le stockage de l’eau traitée à la chaux vive (Photo 5 (B)). En effet,

l’eau provenant du château d’eau à un pH acide variant entre 4 et 5 et dont les effets sur les essais

risqueraient d’affecter les conditions écologiques des poissons. Ainsi, un traitement de l’eau

provenant du château a été réalisé avec 200 g de chaux afin d’obtenir 3 m3 d’eau chaulée de pH

variant entre 7,5 et 8 et qui par la suite est stockée dans un tank à proximité de l’eau traitée (Photo 5

(A)). Cette eau traitée sera utilisée durant toute la période des essais. Les alevins de O. niloticus sont

mis en charge dans les bacs du dispositif suivant une densité uniforme de 20 individus par bac pour

une période d’une semaine d’acclimatation pendant laquelle tous les poissons sont nourris au

Coppens.

Photo 5: Système pour le traitement de l'eau. (A), tank de stockage; (B) Bassin contenant de l'eau

chaulée (Adissin, 2014).


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2.1.2. Aliments sélectionnés : origines, sources d’approvisionnement et mode de conservation.

Les quatre différents aliments sélectionnés sont Nicfish, Raanan, Coppens et Skretting. Ces aliments

commerciaux sont utilisés dans les essais sous forme de granulé. Les sources d’approvisionnement

sont les fournisseurs de provendes, les commerces de vente en détail de matériel d’aquariologie et

des centres de recherche. Ils vendent aux pisciculteurs la plus grande proportion des aliments

importés. Ils sont souvent peu évoqués dans l’activité mais sont des acteurs indispensables de la

filière. Au plan national à ce jour, il y a quatre importateurs d’aliment pour poisson qui sont « Petit

poisson », Mr Godonou, « Royal Fish » et la coopérative « CoBePa ». Dans certaines exploitations

piscicoles des aliments sont formulés pour nourrir les poissons (Stade de développement : post larve

et d’alevins), mais malgré leurs efforts ces pisciculteurs n’arrivent pas à produire des aliments

adaptés aux premières phases de croissance des poissons. Ainsi, les pisciculteurs demeurent

dépendants de l’aliment importé. Les provendes importées sont de plus grandes qualités nutritives.

Elles sont importées de Brésil, du Ghana, d’Israël, du Nigéria et de la Belgique. Elles sont de marque

Coppens, Raanan, Nico Fish, Skretting.

L’acquisition d’un total de 4 kg d’aliment soit 1 kg pour chaque type d’aliment est suffisante pour

toute la durée de l’expérience avec une faible quantité d’aliment restant à la fin des travaux. Les

caractéristiques physiques et biochimiques des aliments utilisés cadrent avec les limites de tolérance

écologique des alevins de O. niloticus, les comportements alimentaires et en particulier les exigences

nutritives pour une croissance élevée.

Les ingrédients utilisés pour la formulation des aliments peuvent varier suivant les sources

disponibles. Ainsi, de légères variations au niveau des pourcentages en fibre et en cendre peuvent

être mesurées dans les aliments. Les conditions de stockage des différents aliments utilisés sont

respectées au niveau du site d’entreposage. Ainsi les aliments commerciaux sont stockés dans un

milieu aéré et sombre car il faut éviter d’exposer les sacs d’aliment aux rayons solaires.


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Tableau 2: Caractéristiques physiques et bromatologiques des aliments commerciaux utilisés dansles essais.Aliments Coppens* Raanan** Skretting*** Nicfish****

Position dans l’eau Forte flottaison Forte flottaison Descente lente Descente rapideDiamètre des granules (mm) 2 2 1,5 2,2

Protéine ( %) 45 45 46 50Lipide ( %) 12 9 14 7Fibre ( %) 1,5 5,5 2,9 4Cendre ( %) 9,5 8 7,5 19,5Phosphore P ( %) 1,2 0,9 1,1 0,9Calcium Ca ( %) 1,7 1,8 1 1,5Sodium Na ( %) 0,4 0,42 0,4 0,015Vitamines A 10000IU/kg 7500IU/kg 7300IU/kg 7500IU/kgVitamines C 150mg/kg 150mg/kg 125mg/kg 150mg/kgVitamines D3 2000UI/kg 2000IU/kg 2000IU/kg 2000IU/kg

Vitamines E 200mg/kg 200mg/kg 200mg/kg 200mg/kgHumidité (%) 8,5 9.5 9,5 12.5

Sources: *www.coppens.com Coppens tilapia Feed Program 2013; **www.Raanan-fishfeed.com2013 data sheet; *** et ****Affiches sur les sacs d’emballage des aliments.

2.2. Méthodes

2.2.1. Constitution et gestion du stock des alevins

L’expérience a porté sur des alevins mixtes de O. niloticus de masse corporelle comprise entre 1,33 get 5,81 g avec une moyenne de 3,17 ± 0,74 g. Les larves de O. niloticus, obtenues suite à la

reproduction du 05 Août 2013, sont élevées dans un bassin de 4 m2 (Photo 6) alimenté en eau par le

château d’eau de l’UAC. L’effectif de 500 alevins vivent dans une eau qui se renouvelle

continuellement grâce à l’arrivée d’eau du robinet et à la sortie d’eau par le moine de vidange central

en PVC.

Les alevins ont été capturés au moyen d’une épuisette à grand diamètre. Une récolte de 240individus du bassin est réalisée puis, la mesure des paramètres morphométriques de chaque

individu a été faite et pour finir, la répartition des alevins dans les bacs. Lors de la mise en

charge dans les bacs plastiques les alevins mixtes de O. niloticus sont déjà âgés de deux mois.


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Photo 6: Bassin de stockage des alevins de Oreochromis niloticus

Source :Adissin, 2014

Les contrôles sont réalisés une fois par semaine et consistent à la mesure des poids vifs (Pt),

de la longueur totale (Lt) et la longueur standard (Ls) des 240 alevins de O. niloticus tôt

(6h30mn) le matin.

Le contrôle des mortalités se réalise au quotidien et consiste au retrait des individus morts des

bacs avant leur décomposition. Une fois les poissons morts sortis de l’eau nous reportons sur

une fiche les mesures du poids total et de la longueur ainsi que les possibles causes de

mortalité. Les activités secondaires exécutées prennent en compte la vérification par moment de l’état

des bacs et le comportement des poissons dans leur milieu d’essai ainsi que, le stockage des

aliments achetés pour l’essai.

2.2.2. Conduite des essais.

Les bacs sont disposés sur un amas de briques en terre de barre d’une hauteur de 0,5 m et occupent

une surface d’environ 3 m2 dans la cour de l’UFRP. Les bacs sont disposés en deux rangés de six

bacs avec quatre traitements et trois répliques. La mise en place d’un tel aménagement à pour

objectif de prévenir toutes interférences des facteurs nuisibles du milieu avec l’expérience. Les douze

bacs (Nh1, Cs1, Sg1, Rn1, Nh2, Cs2, Sg2, Rn2, Nh3, Cs3, Sg3 et Rn3) sont chacun remplis avec de

l’eau traitée à la chaux suivant un volume de 15 L. L’expérimentation conduite dans les bacs exige

un renouvellement journalier de l’eau d’élevage. Dans les bacs, l’apport d’eau et la vidange se font

manuellement. L’eau des bacs n’est pas approvisionnée de façon artificielle en oxygène. Aussi, le

volume d’eau est maintenu à 15 L durant toute la période d’expérimentation.


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Au sein du dispositif les bacs sont placés de façon aléatoire selon les quatre aliments et les trois

répliques :

Sg2 = Skretting bac2; Cs3= Coppens bac3; Sg1 = Skretting bac1; Nh3= Nicfish bac3; Cs2= Coppens

bac2; Rn1 = Raanan bac1; Cs1= Coppens bac1; Rn3 = Raanan bac3; Nh1= Nicfish bac1; Rn2 =

Raanan bac2; Sg3 = Skretting bac3 et Nh2= Nicfish bac2.

Figure 2: Vue de haut du dispositif expérimental

-

Mise en charge des alevins

La densité d’élevage est uniforme et égale à 20 alevins de O. niloticus dans tous les bacs (12 bacs) et

soit au total 240 alevins pour les essais. Les quatre aliments sont utilisés avec trois reprises par unité

expérimentale ce qui revient à douze traitements.

- Contrôle de départ

Le contrôle de départ « Co » comprend : la pesée des alevins dans chaque bac (Pt en g), la mesure de

la longueur totale (Lt) et la longueur standard (Ls) en cm.Le jour du contrôle, les poissons ne sont pas nourris du fait du stress accumulé lors des

manipulations.

- Tests des quatre aliments

Différentes quantités d’aliment sont apportées aux alevins de chaque bac en fonction de leur

biomasse correspondante. La ration est évaluée à 10% de la biomasse durant les deux premiers

contrôles puis, décroît jusqu’à 7% pour atteindre à la fin des essais la valeur de 4%. Au quotidien, les

Face avant

Coté gauche

Sg2

Rn3

Cs3

Nh1Cs1 Rn2

Nh3Sg1 Cs2

Nh2Sg3

Rn1


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activités menées comprennent le retrait des restes d’aliments et des déjections dans les bacs très tôt le

matin à l’aide d’un siphon puis, le rajout d’eau traitée pour atteindre les 15 L le volume de référence.

L’apport de l’aliment aux poissons s’effectue chaque jour à 8 h et 16 h contrairement à la norme

(fréquences d’alimentation des alevins par jour égale à 4) à cause du faible apport en oxygène dans

l’eau d’élevage. Le renouvellement complet de l’eau des seaux s’effectue trois fois par semaine de

manière à ce qu’il coïncide avec le jour où sont relevées les mesures des paramètres physico-

chimiques de l’eau. Le volume d’eau est maintenu à 15 L dans chaque bac.

- Mesure des paramètres physico-chimiques du milieu d’essais

Les paramètres physico-chimiques de l’eau dans chaque bac sont mesurés à trois reprises dans la

semaine. Les mesures sont relevées le matin à 7h30mn, puis à 12h30mn et l’après midi à 17h30mn.Le matin les paramètres abiotiques sont mesurés avant le renouvellement de l’eau pour témoigner

effectivement des conditions de vie des poissons. Les paramètres physico-chimiques relevés dans les

unités expérimentales sont : la température de l’air (Tair °C), la température de l’eau (Teau °C), la

quantité de l’oxygène dissous en mg/l et le pH. La température de l’eau et le pH sont comparés aux

normes d’élevage. L’évolution des paramètres physico-chimique de l’eau est traduite par différentes

courbes. Un accent particulier est accordé à l’oxygène dissous, la température de l’eau et le pH de

l’eau compte tenu de leurs influences prépondérantes sur la croissance des tilapias. Les valeurs

moyennes des paramètres physico-chimiques sont consignées en Annexe 1-b.

2.2.3. Rationnements alimentaires

Les alevins de O. niloticus sont répartis dans douze bacs en plastique. Les rations journalières sont

pesées suivant la biomasse calculée dans chaque bac et fractionnées lors de la distribution afin de

nourrir les poissons deux fois dans la journée au moment où les températures sont les plus modérées

(8h et 16h). Des boites en plastique sont utilisées pour distribuer la ration journalière.

2.2.4. Calcul des paramètres et indices de croissance

Les données issues des différentes mensurations sur les alevins de O. niloticus ont permis de calculer

les paramètres de croissance par bac. Il s’agit du Gain en Poids Moyen GPM (g), du Gain de Poids

journalier GP j (g/j), du Taux de Croissance Spécifique TCS (%g/j), du Taux de Conversion

alimentaire TCA, du Coefficient d’Efficacité Protéique CEP, la quantité d’Aliment Ingéré AI (g/j),


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du facteur de condition C f , et du Taux de survie Ts (%). Les calculs sont effectués à partir des

formules ci-dessous :

Le gain de poids est connu pour être le critère le plus important pour mesurer les effets des régimes

expérimentaux sur les poissons et un indicateur très fiable de croissance (Lovell, 1989).

• Le gain en poids moyen (GPM) :

GPM = W2 – W1 (1)

Où, W2 = Poids vif final et W1 = Poids vif final

• Le gain en poids journalier (GP j) :

GP j = (W2 – W1) / (T2 – T1) (2)

Où, T2 = début des essais et T1 = Fin des essais

• La quantité d’aliment ingéré (AI) :

AI = AC / (T2 – T1) (3)

Où, AC= aliment consommé par poisson, T2 = Début des essais et T1 = Fin des essais

• Le Taux de conversion alimentaire (TCA)

Le taux de conversion alimentaire (TCA) est la quantité d'aliment que doit consommer le poisson

pour croître d’un kilogramme. Quand un aliment à un taux de conversion alimentaire faible, il faut

moins d'aliment pour produire 1kg de poissons. Un TCA de faible valeur indique la bonne qualité

nutritive de l’aliment. La formule du coefficient de conversion alimentaire est définie par :

TCA = AC / GPM (4)

Où, AC= aliment distribué et GPM= le gain en poids moyen

• Le taux de croissance spécifique (TCS) :

TCS = (ln W2 – ln W1 / (T2 – T1)) x 100 (5)

Où, W2 = Poids vif final et W1 = Poids vif final; T2 = Début des essais et T1 = Fin des essais ;

• Le coefficient d’efficacité protéique (CEP) :

Le coefficient d’efficacité protéique (CEP), se définit comme la mesure de la qualité protéique d'un

aliment. Le CEP compare la quantité de masse gagnée par un poisson grandissant après une durée

déterminée où il est nourri à une quantité standard de protéine aux quantités en masse de protéine

consommée. La valeur biologique (BV) d'une protéine est une mesure de la façon dont efficacement

la protéine de l’aliment, une fois absorbée dans l'appareil gastro-intestinal, peut être transformée en


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tissu de corps. Le CEP d'un aliment reflète sa valeur biologique, mesurant la capacité de rétention de

protéine par des tissus de corps. Le coefficient d’efficacité protéique est calculé suivant la formule :

CEP = GPM /Quantité de protéine consommée (6)

• Le taux de survie (Ts) :

Ts = (F1 /F2) x 100 (7)

Où, F2 = nombre de poissons au début de l’essai et F1 = nombre de poissons à la fin des essais

• Le facteur de condition (C f ) :

C f = (W2 / L2b) x 100 (8)

Où, W2 = Poids vif final et L2 longueur standard

Les données issues du calcul des différents indices de performance sont analysées à l’aide du test de

comparaison des moyennes (ANOVA à un facteur) à partir du logiciel Statistica (version 6). La

différence significative entre les moyennes comparées est déterminée au seul de p < 0,05.

2.2.5. Relation poids-longueur et facteur de condition

Les relations poids-longueur sont établies au moyen de la formule Pt = aLtb (Le Cren 1951) où Pt

et Lt représentent respectivement le poids et la longueur corporels du poisson. Le coefficient « b »(coefficient de croissance du poids et de la longueur) est voisin de 3 et varie en fonction de facteurs

génétiques et physiologiques. Le coefficient « a » varie selon les facteurs écologiques.

Le facteur de condition C f est le rapport entre le poids et la taille du poisson. Il est calculé avec la

formule de Tesch (1971) : C f = 100(Pt/Ltb) utilisée pour caractériser les conditions du milieu de vie

des poissons. C f traduit les variations des facteurs écologiques.


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2.2.6. Analyses statistiques

Une randomisation complète des données expérimentales est réalisée pour associer les modalités du

facteur « Aliments » aux 12 bacs du dispositif expérimental. La principale hypothèse statistique

testée est :

‘’ H 01 = La croissance des poissons varie selon les types d’aliments apportés durant

l’expérimentation.‘’

‘’ H 02 = La digestibilité des aliments varie d’un bac à un autre.’’

Avant l’analyse des variances, une vérification des conditions d’utilisation est faite conformément

aux méthodes mentionnées par les auteurs Glèlè Kakaï, Sodjinou, Fonton (2006). La matrice des

données a été soumise à différents tests notamment le test des échantillons aléatoires et indépendants,

le test des échantillons tirés de populations normales et l’égalité des variances des populations.

En effet, la normalité des distributions par le test de normalité W de Shapiro-Wilk, à

l’homoscédasticité selon le test de Hartley et Bartlett sont réalisés sur les variables telles que le poids

vif (Pt), le gain en poids journalier (GP j ), le taux de croissance spécifique (TCS), la quantité

d’aliment ingéré (AI), le taux de conversion alimentaire TCA, le coefficient d’efficacité protéique

(CEP), le facteur de condition (C f ) et le taux de survie (Ts). Dans le cas du rejet des hypothèses de

normalité et d’homogénéité des variances de l’échantillon, un test ANOVA de Kruskal-Wallis par

Rangs est appliqué. Les matrices de données sont soumises aux analyses statistiques sous le logiciel

Statistica (version 6.0).

Les conditions d’application des analyses statistiques ne sont pas vérifiées pour le test de

comparaison de plusieurs moyennes. Le caractère aléatoire et indépendant des échantillons sont

acceptés suite à la randomisation des traitements. L’hypothèse de la distribution normale des données

tirées de population différente est rejetée suite au test de Shapiro-Wilk (W). L’hypothèse d’égalité

des variances des populations est aussi rejetée après le test de Hartley. Pour réaliser le test de

comparaison des moyennes, nous avons eu recours au test de Kruskal-Wallis.Les effets des aliments sur la croissance des alevins de O. niloticus ont été analysés suivant une

ANOVA à un critère. Les groupes homogènes dans l’ensemble des paramètres de croissance ont été

dégagés suivant le test de comparaison des moyennes et du test de Duncan au seuil de 5%.


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Chapitre 3 : Résultats et

Discussion


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3.1. Résultats

3.1.1. Variation de la température de l’eau

Les différentes allures des courbes représentées à la figure 3 traduisent les variations destempératures moyennes journalières des eaux d’élevage sur toute la durée de l’expérimentation. La

température de l’eau étant un facteur limitant dans la croissance des alevins, son étude permet decomprendre les performances zootechniques enregistrées au niveau de chaque traitement.

Figure 3 : Evolution de la température de l'eau des bacs sur toute la période des essais

La température minimale soit 27,2 °C est observée, pour tous les traitements au 14ème

jour. Le pic detempérature est relevé au 21ème jour pour l’aliment Raanan (28,4 °C) tandis que pour les autres

traitements (les autres aliments), le pic est de 28,2 °C et obtenu au 28ème jour. La survie de l’espèce

étudiée n’est pas mise en péril par les variations de la température de l’eau.

Le test de Kruskal-Wallis sur la variable température de l’eau révèle une différence non significative

pour tous les traitements réalisés (p > 0,05).

3.1.2. Variation du pHLe pH d’une eau indique si elle est acide ou alcaline. Les différentes courbes de variation du pH sur

la figure 4 montrent que pour tous les aliments, l’eau est basique (7,1 ≤ pH ≤ 7,6).

27,0

27,5

28,0

28,5

7 14 21 28 35 42 49

T e a u

( ° C )

Durée des essais (jours)

Coppens Skretting Nicfish Raanan


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Figure 4 : Evolution du pH dans les bacs sur toute la période des essais

Les quatre aliments commerciaux étudiés présentent les mêmes allures pour le paramètre abiotique

(pH) mesuré. Ainsi sur la figure 4, deux phases d’acidification du milieu sont observées soit

respectivement du début au 14ème jour et du 35ème au 42ème jour des essais. Cependant nous

remarquons une seule grande phase d’augmentation du pH qui débute le 14ème jour (pH=7,1) et

atteint un pic le 35ème jour (pH=7,6). Ces différentes variations du pH ne sont pas de nature à limiter

le développement normal des alevins de O. niloticus.

Le test de Kruskal-Wallis sur la variable pH révèle une différence non significative pour tous les

traitements réalisés (p > 0,05).

3.1.3. Variation de l’oxygène dissous

L’oxygène dissous contrôle le métabolisme des poissons.

Figure 5: Evolution de la concentration en oxygène dissous dans l'eau sur toute la période des essais

7,0

7,1

7,2

7,37,4

7,5

7,6

7,7

7 14 21 28 35 42 49

p

H



3,5

3,6

3,7

3,8

3,9

4,0

4,1

7 14 21 28 35 42 49

O 2 ( m g / l )




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L’intervalle dans lequel varient les concentrations en oxygène dissous est 4,05 mg/l (7ème jour) pour

la valeur supérieure et 3,55 mg/l (14ème jour) pour la valeur inférieure. Les valeurs (maximale et

minimale) de la concentration en oxygène dissous sont relevées au niveau des courbes correspondant

au traitement Skretting ; quant aux autres traitements, l’évolution de ce paramètre chimique durant

les essais semble être identique.

3.1.4. Qualité nutritive des aliments

3.1.4.1. Variation de la croissance pondérale

Les alevins de O. niloticus gagnent en poids vif de manière non uniforme lorsque nous comparons

par exemple les individus nourris au Coppens et ceux nourris au Nicfish.

Figure 6: Croissance en poids des alevins de Oreochromis niloticus nourris aux quatre alimentscommerciaux

L’allure des courbes de la figure 6 montre que les alevins nourris au Raanan ont de meilleures

performances de croissance (3,1 g à 4,03 g) par rapport aux alevins nourris au Nicfish (3,15 g à 3,82g), au Skretting (3,16 g à 3,57 g) et au Coppens (3,12 g à 3,42 g) qui ont les plus faibles croissances.

Du début des essais jusqu’au 21ème jour la croissance pondérale diffère très peu pour les quatre

aliments. Mais à partir du 28ème jour, les quatre courbes prennent des allures très différentes. La

courbe de l’aliment Raanan s’écarte nettement des autres aliments, ce qui traduit une croissance plus

importante sur une courte durée d’essais.

Pour la variable Pt, les conditions d’application du test ANOVA de Fisher à un facteur sont remplies.

Nous avons constaté après une semaine de nourrissage une croissance aussi bien en poids que entaille des individus de O. niloticus. Ces observations faites au cours des essais sont confirmées par la

2,9

3,1

3,3

3,5

3,7

3,9

4,1

7 14 21 28 35 42 49

P t ( g )




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différence significative de la variable (Pt) d’une date de contrôle à l’autre. Le facteur « Aliments » a

un effet significatif sur la croissance pondérale des alevins. L’expérience menée sur les alevins de O.

niloticus montre que les aliments utilisés (Coppens, Skretting, Nicfish et Raanan) affectent très

significativement la croissance en poids vif des poissons (p < 0,05).

3.1.4.2. Variation du taux de croissance spécifique

L’évolution des indices de croissance tels que le gain en poids journalier et le taux de croissance

spécifique pour les différents aliments commerciaux est la même tout au long des essais. La figure 7

traduit les variations du taux de croissance spécifique selon les traitements en fonction du temps.

Figure 7: Variation du taux de croissance spécifique par type d'aliment

Ainsi l’indice TCS varie faiblement de 0,5% à 1% au début des essais jusqu’au 42 ème jour à partir

duquel de fortes croissances sont observées (1% à 3,5%). Les performances de croissance à la fin des

essais sont élevées au niveau du traitement de l’aliment Raanan (3,5%) et faibles au niveau de

Coppens (1,29%).

3.1.4.3. Variation du coefficient d’efficacité protéique

Les coefficients d’efficacité protéique des différents aliments utilisés dans les essais présentent sur la

figure 8 des valeurs identiques proche de zéro du début jusqu’au 28ème jour.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

7 14 21 28 35 42 49

T C S ( % )


Coppens Nicfish Raanan Skretting


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Figure 8: Variation du coefficient d'efficacité protéique par type d'aliment

Les coefficients d’efficacité protéique des différents aliments utilisés dans les essais présentent sur lafigure 8 des valeurs identiques proche de zéro du début jusqu’au 28ème jour. Les alevins nourris au

Skretting enregistrent la plus forte valeur du CEP (2,3 au 35ème jour) suivis des traitements Coppens

(0,9 au jour 35), Raanan (0,9 au jour 49) et enfin Nicfish (0,6 au jour 49).

Il est à remarquer que, si l’efficacité protéique a connu une tendance harmonieuse au niveau des

aliments Nicfish et Raanan, les aliments Coppens et Skretting ont suscité une brutale évolution entre

le 24ème jour et le 32ème jour avant de chuter jusqu’au 38ème jour avant de connaître des reprises avec

une allure identique aux autres aliments.

3.1.4.4. Variation de la quantité d’aliment ingéré

Figure 9: Variation de la quantité d’aliment ingéré par type d’aliment

0

0,5

1

1,5

2

2,5

7 14 21 28 35 42 49

C E P



0

1

2

3

4

5

6

7 14 21 28 35 42 49

A I ( g / j )




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tilapia post larval fed commercial feeds growth and water quality in captivity

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