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Exámenes Genéticos por PCRManual Toma de Muestras

Pediatría

Muestras Gastrointestinal1. IntroducciónLas infecciones gastrointestinales agudas presentan una incidencia muy variable y pueden ser provocadas por una gran cantidad de patógenos como bacterias, virus o protozoos. Clínicamente se presentan como trastornos funcionales leves, poco molestos y autolimitados, o pueden conver-tirse en un proceso grave, con importantes cuadros de deshidratación y desnutrición y severos desequilibrios hidroelectrolíticos que pueden poner en peligro la vida del enfermo. En los países subdesarrollados, la gastroenteritis aguda asociada a diarrea es una causa importante de morbilidad en todas las edades y de mortalidad en lactantes y niños pequeños.

2. Materia fecalb) Tórula rectala) Heces

CUIDADOS Y RECOMENDACIONES

TÉCNICA DE RECOLECCIÓN

EQUIPO

• Guantes.• Frasco plástico limpio, de boca ancha.

TRANSPORTE



EQUIPO

TRANSPORTE

• En el caso de pacientes pediátricos, si no es posible recoger muestra de materia fecal se puede tomar la muestra a través de frotis rectal.

La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.


• Recomendado en pacientes pediátricos y adultos incapaces de recolectar muestra de materia fecal.

• Cuidadosamente introducir la tórula 2 cm en el esfínter anal.• Rotar suavemente la tórula para obtener la muestra.

• Guantes no estériles.• Tórulas.• Tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho.

• Recolectar en lo posible más de 2 cc o gramos de materia fecal.



EQUIPO



EQUIPO

TRANSPORTE TRANSPORTE

• La sonda se debe fijar y marcar al nivel que se introdujo, con el fin de evaluar si se movilizó durante la noche.• Dejar cerrada durante la noche.• Recolectar la muestra de la mañana, luego de 6 horas de ayuno.• Tomar la muestra con el paciente en reposo.

• Se usa para la detección de Helicobacter pylori, agente causal en casos de úlceras duodenales o gástricas.• Es fundamental obtener varias muestras tanto de la base como de los cuatro cuadrantes del margen de la úlcera, sin olvidar la biopsia de la mucosa antral.

• Pasar una sonda nasogástrica la noche anterior y explicar la finalidad de la misma.• En la mañana y con el paciente en reposo, aspirar de 5 a 10 ml de conteni-do gástrico con una jeringa estéril.• Depositar la muestra en recipiente estéril.• Posteriormente instilar de 25 a 50 ml de agua destilada y aspirar 20 ml de contenido gástrico.• Agregar al recipiente estéril con la muestra inicial y tapar herméticamente.

3. Muestras digestivas altas

• Jeringa de 10 ml.• Guantes no estériles.• Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca con capacidad para 50 ml.• Sonda nasogástrica.• Agua destilada.

a) Aspirado gástrico b) Biopsia gástrica/antral obtenida por endoscopia



• Este procedimiento debe ser realizado por el médico.• Seccionar la muestra en fresco para enviar al laboratorio clínico.

• Fibrogastroscopio y material complementario.• Tubos con suero fisiológico (1 ml) para pequeñas muestras.



• La biopsia rectal es normalmente empleada para la detección de Entamoeba histolytica, el HSV y Balantidium coli.• Las muestras tomadas por sigmoidoscopia se usan en la detección de E.histolytica, micobacterias y colitis seudomembranosa por C. difficile y S. aureus.

• Biopsia rectal: emplear pinzas para tomar muestras de las lesiones o de la mucosa rectal posterior a unos 7-10 cm del esfínter anal.• Sigmoidoscopia: toma con pinzas o con pipeta.

• Sigmoidoscopio, rectoscopio y material complementario.• Pipetas.• Tubos de tapa rosca estériles con o sin solución salina.

5. Bibliografía

EQUIPO

TRANSPORTELa muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.

4. Muestras digestivas bajasa) Biopsia rectal y sigmoidoscopia

• Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois. 1995.• CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, 2007.• Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.• Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washing-ton: ASM Press; 2003.• Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbio-logía clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, 2003.

• Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.• Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EM-C/97.3; 1997.• Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

Muestras Genitourinarioas

1. IntroducciónLa gravedad de una enfermedad urinaria depende de la zona del aparato urinario que se infecte. Las infecciones en la zona baja, como vejiga y uretra, son comunes y no dejan secuelas, aunque pueden ser muy molestas. Las infecciones que afectan al tracto superior, como los riñones y uréte-res, presentan síntomas más graves como �ebre y vómitos. Las bacterias presentes en los riñones pueden diseminarse por la sangre, causando una infección potencialmente mental.

2. Genitales femeninosb) Secreciones vaginales c) Secreciones uretralesa) Secreciones cervicales

CUIDADOS Y RECOMENDACIONES CUIDADOS Y RECOMENDACIONES CUIDADOS Y RECOMENDACIONES

• La paciente debe haber suspendido el trata-miento antibiótico, aplicación de óvulos o duchas vaginales 3 días antes de la toma de la muestra.• Evitar tener relaciones sexuales 3 días antes de la toma de la muestra y no realizar la toma durante el sangrado menstrual.• Este procedimiento está contraindicado en pacientes embarazadas.• Utilizar espéculo estéril o desechable. No usar lubricantes durante el procedimiento.

• La paciente no debe aplicar óvulos o duchas vaginales 24 horas antes de la toma de la muestra.• Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitales externos previa-mente, para eliminar secreciones contaminan-tes.

• Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitales externos previa-mente, para eliminar secreciones contaminan-tes.• La muestra se debe tomar al menos una hora después de que el paciente haya orinado.

TÉCNICA DE RECOLECCIÓN TÉCNICA DE RECOLECCIÓN TÉCNICA DE RECOLECCIÓN

EQUIPO

TRANSPORTE

b) Secreciones vaginales c) Secreciones uretralesa) Secreciones cervicales

EQUIPO EQUIPO


• Con la paciente en posición ginecológica introducir un espéculo.• Con un primera torula estéril remover moco y secreciones del orificio de entrada del cuello cervical, y desecharlo.• Con una nueva torula estéril tome cuidado-samente la muestra del canal endocervical y colóquelo en tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho.

• Con la paciente en posición ginecológica introducir un espéculo, recoger la muestra, bajo visión directa, con una tórula seca.• Tomar la muestra en la zona de mayor exuda-do o del fondo del saco vaginal, realizar suaves movimientos de rotación.• Colóquelo en tubo estéril con tapa rosca otapón de caucho.

Inserte una tórula estéril pequeña 1 a 2 cm dentro de la uretra, rótela y déjela introducida al menos por 2 segundos para facilitar la absorción.

La muestra puede ser almacenada a tempera-tura ambiente durante 48 horas. Posteriormen-te debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.



• Guantes no estériles.• Tórula estéril.• Tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho.

• Tórulas estériles.• Tubo estéril.• Solución salina.

• Equipo para higiene externa (jabón antisép-tico, gasas, jarra con agua).• Tórulas uretrales finas estériles.• Tubo estéril.



EQUIPO



EQUIPO


• Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitalesexternos previamente, para eliminar secreciones contaminantes.• La muestra se debe tomar al menos una hora después de que el paciente haya orinado.

• Verificar que el paciente haya evacuado la vejiga.• Realice la limpieza del meato uretral con agua y jabón.

• Realice masaje prostático a través del recto y recolecte el fluido expul-sado a través de la uretra en un tubo estéril o recolecte más de un milili-tro.

• Realice masaje prostático para tomar la muestra; si se observa la salida dematerial por la uretra, recoléctelo en un tubo seco estéril.• En caso de no obtener drenaje con el masaje uretral, realice lavado en el área periuretral con antiséptico y enjuague con agua.• Inserte una tórula estéril pequeña 2 a 4 cm dentro de la uretra, rótela y déjela introducido al menos por 2 segundos para facilitar la absorción.

3. Genitales masculinos

• Equipo para higiene externa (jabón antiséptico, gasas, jarra con agua).• Tórulas estériles.• Tubo estéril.

a) Secreciones uretrales b) Secreción prostática



• Guantes no estériles.• Tubo estéril.



EQUIPO



EQUIPO


• Realice limpieza de las lesiones con solución salina estéril antes de tomar la muestra.• Los virus aislados con mayor frecuencia de lesiones genitales son HSV-1 y HSV-2, CMV y virus de papiloma humano.

• Lavarse cuidadosamente las manos con agua y jabón.• Limpiar la zona genital.

• Recoger la muestra obtenida por masturbación en recipiente estéril.• Con una hoja de bisturí remueva la superficie de la lesión.• Mientras presiona firmemente la base de la lesión, permita que el trasudado se acumule y con la tórula estéril recolecte la muestra y coló-quela en tubo estéril.

• Guantes no estériles.• Torula estéril.• Tubo estéril.

c) Lesiones genitales d) Semen



• Frasco estéril.



EQUIPO



EQUIPO


• Realizar higiene de genitales: en mujeres, es necesario lavar el vestíbu-lo vaginal y la entrada de la uretra con agua jabonosa, enjuagar con abundante agua. Secar y separar los labios e iniciar la micción. En el hombre se debe hacer retracción del prepucio y lavar el meato urinario con agua jabonosa, enjuagar con abundante agua y secar. Con el prepucio retraído iniciar la recolección de la orina.• En pacientes ambulatorios es ideal recoger la muestra de la primera micción del día.

• Realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Retirar y desechar los guantes; realizar lavado de manos clínico, usar guantes estériles e insertar el catéter urinario asépticamente.• La confiabilidad diagnóstica es cercana a una sensibilidad de 95% y especificidad del 99%, constituyendo una buena alternativa en niños sin control de esfínteres. El riesgo de introducir la infección durante el cateterismo o de otras complicaciones es bajo si el personal entrenado emplea la técnica correcta.

• Eliminar la primera porción de orina obtenida, colectar la siguiente porción de orina (5-10 ml) en el frasco estéril, retirar la sonda de nélaton y tapar el frasco.

• Instruir al paciente para que inicie la micción, desechar la primera parte de la orina.• Recoger la parte media de la orina en el frasco colector sin detener el flujo urinario (5-10 ml)• Terminar de eliminar en el sanitario o pato.• Tapar el frasco sin contaminar la muestra.

4. Orina

• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Equipo de higiene: jabón, gasas.

a) Orina de micción espontánea b) Orina obtenida a través de cateterismo transuretral



• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Equipo de higiene: jabón, gasas.• Sonda de Nelaton (No. 14 - 16 adultos, No. 6 -8 en niños).• Guantes estériles y no estériles.



EQUIPO



EQUIPO


• Pinzar la sonda durante 30 a 60 minutos antes de obtener la muestra.• Realizar desinfección del puerto en Y de la sonda de foley con alcohol al 70%.• Verificar el retiro de la pinza de la sonda después de obtener la muestra.• No utilizar orina que ha estado depositada por varias horas en bolsas o frascos colectores.• Los pacientes con catéter vesical por largo tiempo, siempre tienen microorganismos en la vejiga. No se recomienda recolectar orina de estos pacientes, a menos que se sospeche que el foco infeccioso es urina-rio.

• Pacientes con control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. El paciente elimina en un recipiente limpio, de este recipiente se reenvasa en un frasco limpio de tapa rosca.• Pacientes sin control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. Si el niño no tiene control de esfínteres y no se puede realizar punción suprapúbica debe tomarse la muestra por sonda vesical. Otra método es colocarbolsa recolectora, si la micción no se da en 20 minutos se deberá repetir el aseo y colocar nueva bolsa.• La bolsa recolectora es el método menos traumático de obtener la muestra de orina, ofrece más alto riesgo de contaminación comparado con la punción suprapúbica y el cateterismo transuretral.

• Colocar bolsa plástica adherente, verificando ausencia de fugas. Estaratento cuando el niño elimine, para retirar pronto la bolsa y evitar derramamiento o contaminación de la muestra. Son suficientes 5 - 10 ml de orina.

• Puncionar la sonda con jeringa estéril con aguja de calibre pequeño, aspirar 5 a 10 ml de orina, retirar jeringa.• Envasar en el frasco estéril, manteniendo la técnica aséptica.

• Bolsa plástica recolectora estéril.• Equipo de higiene: jabón, gasas.

c) Orina obtenida a través de sonda vesical permanente d) Orina obtenida en pacientes pediátricos



• Guantes estériles.• Gasas estériles.• Jeringa estéril.• Frasco estéril de boca ancha.



EQUIPO



EQUIPO


• Mantener técnica aséptica para la manipulación de este tipo de caté-teres. No se recomienda puncionar ni colapsar el trayecto del catéter.

• Este procedimiento debe realizarlo personal médico entrenado, previa preparación de la piel con técnica aséptica.• Las complicaciones si se sigue una técnica adecuada son muy raras.• En lactantes con micciones frecuentes la punción suprapúbica puede fallar si al realizarla hay escasa orina en la vejiga; en estos casos se reco-mienda tomar la muestra por cateterismo vesical transuretral.

• Puncionar con jeringa estéril sobre la línea media en tercio medio entre el ombligo y la sínfisis púbica. Aspirar 5 a 10 ml de orina.• Envasar en frasco estéril o llevar directamente en la jeringa.

• Realizar limpieza del trayecto del sitio de unión entre el catéter, la llave de tres vías y el sistema colector.• Insertar jeringa a la llave de tres vías y extraer 5-10 ml de orina.• Envasar en el frasco colector estéril. Volver a comunicar el trayecto entre el catéter y el sistema colector.

4. Orina


e) Orina obtenida a través de sonda de urostomía y nefrostomía f) Orina obtenida por punción suprapúbica



• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Equipo de preparación de la piel.• Jeringa estéril.• Guantes estériles.

5. Bibliografía• Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois. 1995.• CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, 2007.• Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.• Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washing-ton: ASM Press; 2003.

• Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbio-logía clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, 2003.• Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.• Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EM-C/97.3; 1997.• Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, andprocessing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.


Muestras Herpesvirus

1. Introducción

2. Herpesvirus humano 1 y herpesvirus humano 2

Los herpesvirus son miembros de la familia Herpesviridae, capaces de causar enfermedades en múltiples animales, incluido el hombre. Se encuen-tran ampliamente diseminados en el mundo, pudiendo establecer latencia en las células de los individuos infectados. Al estar latentes no se detec-tan partículas virales, pero su ADN se encuentra en el núcleo celular. La reactivación de los virus latentes se ha relacionado con ciertas patologías. En ciertas condiciones puede reactivarse, replicándose y formando nuevos virus, a menudo con resultado de muerte celular.

a) Sangre obtenida a través de punción periférica


• Realizar lavado de manos quirúrgico.• Mantener técnica aséptica durante todo el procedimiento.• Utilizar campo estéril para evitar tener contacto con áreas circundantes que ofrezca el riesgo de contaminación.• Colocar mascarilla al paciente.• Realizar antisepsia de la zona a puncionar; no palpe la vena sin guantes estériles una vez preparada la piel.• Utilizar otros guantes estériles para cada punción.• POR ÉSTE MÉTODO NO PUEDEN SER PROCESADAS MUESTRAS CON HEPARINA.• En pacientes heparinizados, la toma de muestra debe realizarse en el momento más alejado de la administración del medicamento.

• La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado.• Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo.• Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontá-neamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba.• Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete.• Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia.

TRANSPORTE


EQUIPO


• Bata y campos estériles.• Gorro y mascarilla con protección ocular.• Guantes estériles.

• Equipo de asepsia (antiséptico, gasas y guantes estériles).• Tubo de hematología con EDTA.• Jeringas estériles.

La muestra debe ser analizada dentro de las 24 hrs. siguientes, en caso contrario puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta una semana. Se reco-mienda no congelar.


b) Líquido pleural, pericárdico, peritoneal, , culdocentesis, amniótico


• La recolección de muestras de este origen está reservada estrictamente al médico especialista.• No se recomienda usar tórulas, la muestra debe ser obtenida por aspirado o drenaje quirúrgico.• Los líquidos susceptibles de formar coágulo deben ser colectados en tubos con anticoagulante EDTA (ácido etilendiaminotetracético).• En el líquido amniótico los virus que causan infección en el útero son CMV, Parvovirus B-19 y VIH, menos frecuentemente observados virus herpes simplex (HSV) y virus Zoster (VZV).

• Realice preparación de la piel con técnica aséptica.• Puncionar con jeringa y aguja estéril, y recoger entre 1 y 5 ml de líquido.• Recolectar en frasco seco.

• En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo 1 ml de sangre completa.• Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemóli-sis. • Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA).


c) Líquido cefalorraquídeo (LCR)


• Enviar con resumen de historia clínica.• Procedimiento realizado por personal médico.

• Preparación aséptica de la piel: el paciente debe estar recostado sobre un costado con el torso doblado hacia delante.• Bajo anestesia local se introduce una aguja larga en el conducto espinal; no necesita ser aspirado, fluye por presión en individuos sanos.• Obtener mínimo 3 ml de LCR en tubo estéril tapa rosca.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Equipo de preparación de piel y anestesia local.• Jeringa y aguja estéril.• Tubo estéril seco.

La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 48 horas y refrigerada hasta por 2 semanas. En el caso del líquido amniótico puede almacenarse a temperatura ambiente por 8 horas y refrigerado a 4ºC hasta por 1 semana.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Equipo de asepsia: mascarilla, guantes y campo estériles.• Equipo de punción lumbar.

La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 8 horas. Puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por 1 semana.

b) Líquido pleural, pericárdico, peritoneal, , culdocentesis, amniótico


d) Secreción de área nasofaríngea


• La persona que obtiene la muestra debe usar barreras de protección (mascarilla, protección ocular).• No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea.• Tomar la muestra preferiblemente en ayunas.

• Colocar al paciente bajo una buena fuente de luz.• Introducir la tórula flexible hasta la nasofaringe posterior evitando trauma.• Rotar la tórula por 10 a 15 segundos para permitir la impregnación del hisopo y retirar lentamente.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Barreras de protección (mascarilla y protección ocular).• Guantes no estériles.• Tórulas estériles flexibles.• Tubo estéril.

La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 48 horas. Puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.

e) Aspirado nasofaringe


• La persona que obtiene la muestra debe usar barreras de protección (mascarilla, protección ocular).• No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea. • Tomar la muestra preferiblemente en ayunas.


f) Secreción de la faringe


• No contaminar la tórula con secreción de cavidad oral o dientes.• El hisopado de garganta está contraindicado en pacientes con diagnóstico de epiglotitis.• No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea.

• Colocar al paciente bajo una buena fuente de luz.• Con un bajalenguas, presionar la lengua hacia abajo para visualizar los pilares de la faringe y del área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado.• Rotar la tórula estéril sobre el área.


e) Aspirado nasofaringe

• Es colectado mediante el paso de una sonda nelaton de un calibre apropiado dentro de la nasofaringe.• Aspirar luego el material con una jeringa estéril u otro mecanismo de succión y colocarlo en tubo estéril seco.• En caso de no poder recolectar la muestra en la jeringa, envíe el extremo distal de la sonda con el material aspirado en el tubo estéril seco.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Barreras de protección (mascarilla y protección ocular).• Guantes no estériles.• Tubo estéril seco o medio de transporte para virus.

• Sonda nelaton.• Jeringa estéril.



g) Esputo por expectoración espontánea


• El esputo no es la muestra ideal para el diagnóstico de neumonía; se recomienda preferiblemente el lavado broncoalveolar.• Recolectar la muestra en la mañana, en ayunas preferiblemente.• Instruir al paciente para realizar cepillado de dientes y lavado de la lengua sólo con agua para remover el exceso de flora oral y retirar prótesis dental en pacientes de edad.• Para pacientes pediátricos incapaces de producir un esputo, la terapeuta respiratoria debe obtener la muestra a través de succión.• En pacientes ambulatorios sintomáticos respiratorios con sospecha de tuberculosis, la primera muestra se toma el día de la consulta médica y las otras dos al día siguiente, cumpliendo las recomendaciones descritas para paciente hospitalizado.

• Instruir al paciente para que tosa con fuerza y profundamente, con el fin de obtener una muestra que provenga del tracto respiratorio inferior, libre de saliva contenida en la cavidad oral, la cual debe expectorar directamente en un recipiente estéril de boca ancha de tapa rosca.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Frasco estéril de boca ancha, de 5 cm de diámetro, de tapa rosca, con capacidad de 30 a 50 ml, de material fácil de rotular.


f) Secreción de la faringe

TRANSPORTE

EQUIPO

• Guantes.• Tórulas estériles.

temperatura ambiente durante 48 horas. Puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.


h) Esputo inducido


• Instruir al paciente para realizar cepillado de dientes y lavado de lengua solo con agua.• Realizar nebulización con solución salina normal.• Para pacientes pediátricos incapaces de producir un esputo, la terapeuta respiratoria debe obtener la muestra a través de succión.

• Instruir al paciente para que tosa con fuerza y profundamente, con el fin de obtener una muestra que provenga del tracto respiratorio inferior, libre de saliva contenida en la cavidad oral, la cual debe expectorar directamente en un recipiente estéril de boca ancha de tapa rosca.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Frasco estéril de boca ancha de tapa rosca de 5 cm de diámetro, con una capacidad de 30 a 50 ml y material fácil de rotular.• Nebulizador.• Solución salina normal.


i) Secreción traqueal


• Realice el procedimiento con técnica aséptica.• De acuerdo con las características de las secreciones, irrigar con solución salina normal previo a realizar el procedimiento.


i) Secreción traqueal


El paciente debe estar en ayunas para realizar el procedimiento, ya que se requiere de sedación.

• Introducir la sonda sin hacer succión a través del tubo endotraqueal o cánula de traquestomía, hasta ubicarla en el espacio traqueal.• Ocluya el orificio distal de la sonda y comience a succionar, retire la sonda lentamente mientras la va limpiando externamente con una gasa estéril.• Tenga precaución de suspender la succión, retirando la oclusión de la sonda para que se conserve la muestra obtenida en el trayecto de la misma.• Coloque la muestra obtenida en frasco estéril cortando el segmento distal de la sonda, si no es posible el depósito de la muestra sola, para lo cual retira la presión en el orificio de la sonda lo que permitirá la expulsión de la muestra en el recipiente.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Guantes estériles.• Mascarilla con protección ocular.• Sonda de nelaton.• Hoja de bisturí.

• Solución salina normal.• Gasas estériles.• Frasco de boca ancha estéril o trampa recolectora.


j) Lavado o cepillado broncoalveolar


j) Lavado o cepillado broncoalveolar

• A través de técnica de fibrobroncoscopia.• Conecte una trampa de Lukens al fibrobroncoscopio.• Irrigar con 10 ml de solución salina a través del canal abierto.• Succione para obtener la muestra en dos frascos estériles de boca ancha.

TRANSPORTE

EQUIPO

• Equipos de fibrobroncoscopia.• Sistema de succión.• Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca.



k) Muestras obtenidas por abordaje percutáneo

• Son todos procedimientos médicos.• Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras más representativas del parénquima pulmonar, no obstante, sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diag-nóstico etiológico.• Técnica a realizar por personal entrenado. Pueden emplearse las siguientes:

k) Muestras obtenidas por abordaje percutáneo

i. Punción pulmonar aspirativa transtorácica:

Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfi-co. Debe aplicarse ante infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son periféricas. Contraindicado en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis. Posibles complicaciones, como neumotórax y hemoptisis. Es una muestra ideal para estudio en infec-ción anaerobia grave en niños, especialmente en edades tempranas.

ii. Punción biópsica pulmonar:

Biopsia transtorácica con trocar. Sólo en casos excepcionales y en caso de lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de neumotórax.

iii. Biopsia pulmonar por toracotomía:

Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto.TRANSPORTE:La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 48 horas. Puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por dos semanas.

L) Orina de micción espontánea


• Realizar higiene de genitales: en mujeres, es necesario lavar el vestíbulo vaginal y la entrada de la uretra con agua jabonosa, enjuagar con abun-dante agua. Secar y separar los labios e iniciar la micción. En el hombre se debe hacer retracción del prepucio y lavar el meato urinario con aguajabonosa, enjuagar con abundante agua y secar. Con el prepucio retraído iniciar la recolección de la orina.• En pacientes ambulatorios es ideal recoger la muestra de la primera micción del día.


m) Secreción conjuntival


• No usar gotas oftálmicas 18 a 24 horas antes de la muestra.• Ausencia de cualquier cosmético.• No tomar antibióticos 24 a 48 horas antes.• No usar anestésicos que posean actividad antimicrobiana.• Deberá utilizarse una tórula para cada ojo.

• Tome una muestra por cada ojo con tórula previamente humedecidas con suero fisiológico.• Obtener la secreción con tórula estéril frotando la conjuntiva tarsal inferior y el fórnix de afuera hacia adentro.• Rotar la tórula suavemente para que toda la superficie del algodón se empape de la secreción purulenta.


L) Orina de micción espontánea

• Instruir al paciente para que inicie la micción, desechar la primera parte de la orina.• Introducir el frasco colector, recoger la parte media de la orina sin detener el flujo urinario (5-10 ml) • Terminar de eliminar en el sanitario o pato.• Tapar el frasco sin contaminar la muestra.

TRANSPORTE

EQUIPO


La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana.

3. Herpesvirus humano tipo 3




m) Secreción conjuntival

TRANSPORTE

EQUIPO• Guantes estériles• Tórula estéril, jeringa y aguja estériles.




• La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado.• Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo.• Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontá-neamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba.• Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete.• Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia.• En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo 1 ml de sangre completa.• Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. • Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA).

TRANSPORTE

EQUIPO

• Bata y campos estériles.• Gorro y mascarilla con protección ocular. • Guantes estériles.• Equipo de asepsia (antiséptico, gasas y guantes estériles).• Tubo de hematología con EDTA.• Jeringas estériles.



b) Líquido cefalorraquídeo (LCR)





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a) Líquido cefalorraquídeo (LCR)



a) Líquido cefalorraquídeo (LCR)

5. Herpesvirus humano tipo 5a) Sangre obtenida a través de punción periférica



TÉCNICA DE RECOLECCIÓN• Preparación aséptica de la piel: el paciente debe estar recostado sobre un costado con el torso doblado hacia delante.• Bajo anestesia local se introduce una aguja larga en el conducto espinal; no necesita ser aspirado, fluye por presión en individuos sanos.• Obtener mínimo 3 ml de LCR en tubo estéril tapa rosca.

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• Bata y campos estériles.• Gorro y mascarilla con protección ocular.• Guantes estériles.• Equipo de asepsia (antiséptico, gasas y guantes estériles).• Tubo de hematología con EDTA.• Jeringas estériles.


b) Biopsia de tejido de cualquier sitio anatómico


• Realizar preparación antiséptica del área de donde se va a tomar la biopsia.• Conservar la esterilidad de la muestra hasta su recepción en el laboratorio clínico o de patología.• Se recomienda tomar biopsia de tejido para lesiones relacionadas con úlceras de presión, úlceras varicosas, quemaduras y pie diabético, realizar limpieza previa con solución salina estéril.• Si la biopsia de tejido no es posible de realizar, aspire material inflamatorio de la base de la lesión.


• Este procedimiento debe ser realizado por el médico.• Seccionar la muestra en fresco para enviar al laboratorio clínico.

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• Equipo para preparación de piel.• Frasco estéril para la muestra microbiológica.







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c) Lavado o cepillado broncoalveolarCUIDADOS Y RECOMENDACIONES

• El paciente debe estar en ayunas para realizar el procedimiento, ya que se requiere de sedación.



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• Equipos de fibrobroncoscopia.• Sistema de succión.• Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca.


d) Líquido pleural






d) Líquido pleural

TÉCNICA DE RECOLECCIÓN• Realice preparación de la piel con técnica aséptica.• Puncionar con jeringa y aguja estéril, y recoger entre 1 y 5 ml de líquido.• Recolectar en frasco seco.

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EQUIPO• Equipo de asepsia: mascarilla, guantes y campo estériles.• Equipo de punción lumbar.


c) Lavado o cepillado broncoalveolar





d) Líquido pleural





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EQUIPO• Equipos de fibrobroncoscopia.• Sistema de succión.• Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca.

Se recomienda en los primeros 15 minutos de la recolección, no exceder de dos horas y a temperatura ambiente.

d) Líquido pleural

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• La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado.• Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo.• Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontá-neamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba.• Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete.






• Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia.• En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo 1 ml de sangre completa.• Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. • Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA).

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TÉCNICA DE RECOLECCIÓN• A través de técnica de fibrobroncoscopia.• Conecte una trampa de Lukens al fibrobroncoscopio.• Irrigar con 10 ml de solución salina a través del canal abierto.• Succione para obtener la muestra en dos frascos estériles de boca ancha.

EQUIPO• Equipos de fibrobroncoscopia.• Sistema de succión.

• Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca.




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d) Líquido pleural


• La recolección de muestras de este origen está reservada estrictamente al médico especialista.• No se recomienda usar torulas, la muestra debe ser obtenida por aspirado o drenaje quirúrgico.• Los líquidos susceptibles de formar coágulo deben ser colectados en tubos con anticoagulante EDTA (ácido etilendiaminotetracético).• En el líquido amniótico los virus que causan infección en el útero son CMV, Parvovirus B-19 y VIH, menos frecuentemente observados virus herpes simplex (HSV) y virus Zoster (VZV).



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9. Bibliografía• Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois. 1995.• Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.• Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washing-ton: ASM Press; 2003.• Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbio-logía clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, 2003.

• Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.• Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EM-C/97.3; 1997.• Procedimientos en microbiología clínica. Emilia Cercenado y Rafael Cantón. 2007. SEIMC. España.• Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

Muestras TOCH1. IntroducciónEl per�l TORCH es un examen diagnóstico del recién nacido que detecta algunas infecciones como oxoplasmosis, rubéola, citomegalovirus, sí�lis, entre otras. Estas infecciones pueden llevar a anomalías congénitas, retraso en el crecimiento y problemas neurológicos. En algunos casos, también es necesario evaluar a la madre para ayudar a diagnosticar ciertas infecciones.





• La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado.• Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo.• Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontá-neamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba.• Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete.• Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia.• En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo ml de sangre completa.• Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis.

2. Bibliografía• Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois. 1995.• Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.• Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH,editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.• Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, 2003.

• Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.• Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; 1997.• Procedimientos en microbiología clínica. Emilia Cercenado y Rafael Cantón. 2007. SEIMC. España.• Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and proces-sing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.


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• Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA).

Muestras Neonatal1. IntroducciónEl sistema inmune de los recién nacidos no se encuentra su�cientemente maduro para hacer frente a patógenos, por lo tanto son más propensos a padecer enfermedades de tipo infeccioso. Por un lado, las infecciones perinatales precoces se adquieren antes o durante el momento del parto. La transmisión es vertical y generalmente los microorganismos responsables son los que colonizan el canal del parto (Estreptococos del grupo B, E.coli, Streptococcus faecalis, Listeria monocitogenes, H.in�uenzae, clamidias y Mycoplasma). Por su parte, la infección neonatal tardía los síntomas aparecen en la segunda semana de vida o incluso después. El agente etiológico puede no proceder de la madre, siendo el origen más frecuente nosocomial. Las puertas de entrada más común para las infecciones es la vía respiratoria, el tubo digestivo y los catéteres vasculares. También existe la posibilidad de infección extrahospitalaria, adquirida por contagio a partir de un miembro de la familia o comunidad.




• Realizar lavado de manos quirúrgico. • Mantener técnica aséptica durante todo el procedimiento. • Utilizar campo estéril para evitar tener contacto con áreas circundantes que ofrezca el riesgo de contaminación. • Colocar mascarilla al paciente. • Realizar antisepsia de la zona a puncionar; no palpe la vena sin guantes estériles una vez preparada la piel. • Utilizar otros guantes estériles para cada punción. • POR ÉSTE MÉTODO NO PUEDEN SER PROCESADAS MUESTRAS CON HEPARINA. • En pacientes heparinizados, la toma de muestra debe realizarse en el momento más alejado de la administración del medicamento.

• La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado.• Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo.• Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontá-neamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. • Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete.

EQUIPO• Bata y campos estériles.• Gorro y mascarilla con protección ocular.• Guantes estériles.

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La muestra debe ser analizada dentro de las 24 hrs. siguientes, en caso contrario puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta una semana.Se recomienda no congelar.








• Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete. • Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia. • En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo 1 ml de sangre completa. • Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. • Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA).


c) Orina de micción espontánea



• Realizar higiene de genitales: en mujeres, es necesario lavar el vestíbulo vaginal y la entrada de la uretra con agua jabonosa, enjuagar con abun-dante agua. Secar y separar los labios e iniciar la micción. En el hombre se debe hacer retracción del prepucio y lavar el meato urinario con agua jabonosa, enjuagar con abundante agua y secar. Con el prepucio retraído iniciar la recolección de la orina.• En pacientes ambulatorios es ideal recoger la muestra de la primera micción del día.

• Instruir al paciente para que inicie la micción, desechar la primera parte de la orina.• Introducir el frasco colector, recoger la parte media de la orina sin detener el flujo urinario (5-10 ml)• Terminar de eliminar en el sanitario o pato.• Tapar el frasco sin contaminar la muestra.


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La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por unasemana.

d) Orina obtenida a través de cateterismo transuretralCUIDADOS Y RECOMENDACIONES


• Realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Retirar y desechar los guantes; realizar lavado de manos clínico, usar guantes estériles e insertar el catéter urinario asépticamente. • La confiabilidad diagnóstica es cercana a una sensibilidad de 95% y especificidad del 99%, constituyendo una buena alternativa en niños sin control de esfínteres. El riesgo de introducir la infección durante el cateterismo o de otras complicaciones es bajo si el personal entrenado emplea la técnica correcta.

• Eliminar la primera porción de orina obtenida, colectar la siguiente porción de orina (5-10 ml) en el frasco estéril, retirar la sonda de nélaton y tapar el frasco.

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• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Equipo de higiene: jabón, gasas.• Sonda de Nelaton (No. 14 - 16 adultos, No. 6 -8 en niños).• Guantes estériles y no estériles.

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• Pinzar la sonda durante 30 a 60 minutos antes de obtener la muestra.• Realizar desinfección del puerto en Y de la sonda de foley con alcohol al 70%.• Verificar el retiro de la pinza de la sonda después de obtener la muestra.• No utilizar orina que ha estado depositada por varias horas en bolsas o frascos colectores.• Los pacientes con catéter vesical por largo tiempo, siempre tienen microorganismos en la vejiga. No se recomienda recolectar orina de estos pacientes, a menos que se sospeche que el foco infeccioso es urinario.

• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Guantes no estériles, gasas estériles, alcohol al 70%.• Jeringa estéril.• Guantes estériles.

La muestra puede ser almacenada a temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por unasemana.

• Pacientes con control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. El pacien-te elimina en un recipiente limpio, de este recipiente se reenvasa en un frasco limpio de tapa rosca. • Pacientes sin control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. Si el niño no tiene control de esfínteres y no se puede realizar punción suprapú-bica debe tomarse la muestra por sonda vesical. Otra método es colocar bolsa recolectora, si la micción no se da en 20 minutos se deberá repetir el aseo y colocar nueva bolsa. • La bolsa recolectora es el método menos traumático de obtener la muestra de orina, ofrece más alto riesgo de contaminación compara-do con la punción suprapúbica y el cateterismo transuretra.

• Bolsa plástica recolectora estéril.• Equipo de higiene: jabón, gasas.

Se recomienda en los primeros 15 minutos de la recolección, no exceder de dos horas y a temperatura ambiente.



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• Colocar bolsa plástica adherente, verificando ausencia de fugas. Estar atento cuando el niño elimine, para retirar pronto la bolsa y evitar derramamiento o contaminación de la muestra. Son suficientes 5 - 10 ml de orina.

• Puncionar la sonda con jeringa estéril con aguja de calibre pequeño, aspirar 5 a 10 ml de orina, retirar jeringa.• Envasar en el frasco estéril, manteniendo la técnica aséptica.

e) Orina obtenida a través de sonda vesical permanente f) Orina obtenida en pacientes pediátricos

h) Orina obtenida por punción suprapúbicag) Orina obtenida a través de sonda de urostomía y nefrostomía



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• Mantener técnica aséptica para la manipulación de este tipo de catéte-res. No se recomienda puncionar ni colapsar el trayecto del catéter.



• Puncionar con jeringa estéril sobre la línea media en tercio medio entre el ombligo y la sínfisis púbica. Aspirar 5 a 10 ml de orina. • Envasar en frasco estéril o llevar directamente en la jeringa.

• Este procedimiento debe realizarlo personal médico entrenado, previa preparación de la piel con técnica aséptica. • Las complicaciones si se sigue una técnica adecuada son muy raras. • En lactantes con micciones frecuentes la punción suprapúbica puede fallar si al realizarla hay escasa orina en la vejiga; en estos casos se recomienda tomar la muestra por cateterismo vesical transuretral.

• Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca.• Equipo de preparación de la piel.• Jeringa estéril.• Guantes estériles.

• Realizar limpieza del trayecto del sitio de unión entre el catéter, la llave de tres vías y el sistema colector.• Insertar jeringa a la llave de tres vías y extraer 5-10 ml de orina. • Envasar en el frasco colector estéril. Volver a comunicar el trayecto entre el catéter y el sistema colector.

• Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois. 1995. • Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995. • Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003. • Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiolo-gía clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las mues-tras en el laboratorio de microbiología, 2003.• Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, trans-port and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washing-ton: ASM Press; 2003.

• Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; 1997. • Procedimientos en microbiología clínica. Emilia Cercenado y Rafael Cantón. 2007. SEIMC. España. • Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

2. Bibliografía

toma de muestras - labgenetico.com toma muestras pediatría.pdf · la gravedad de una enfermedad...

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