tratamiento de aguas residuales de empacadora de...

I

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA

CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA

´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO

CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE

FOTOBIORREACTORES``

AUTORES:

ALEJANDRO GARZON ALEXANDRA DEL CARMEN

LOOR CARVAJAL DALILA ESTEFANIA

TUTOR:

DRA. MIRELLA BERMEO GARAY

GUAYAQUIL, SEPTIEMBRE DEL 2018

II



TESIS PRESENTADA COMO REQUISITO PARA OPTAR POR EL TITULO DE

INGENIERIA QUIMICA



FOTOBIORREACTORES``

AUTORES:

ALEJANDRO GARZON ALEXANDRA DEL CARMEN

LOOR CARVAJAL DALILA ESTEFANIA

TUTOR:

DRA. MIRELLA BERMEO GARAY

GUAYAQUIL, SEPTIEMBRE DEL 2018

III


FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA UNIDAD DE TITULACION

REPOSITORIO

REPOSITORIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGIA

FICHA DE REGISTRO DE TESIS/TRABAJO DE GRADUACION

TITULO Y SUBTITULO ´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO

CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE FOTOBIORREACTORES``

AUTOR(ES) (apellidos y nombres): Alejandro Garzón Alexandra del Carmen

Loor Carvajal Dalila Estefanía

REVISOR(ES)/TUTOR(ES) (apellidos y nombres):

Dra. Bermeo Garay Mirella

INSTITUCION: Universidad de Guayaquil

UNIDAD/FACULTAD: Facultad de Ingeniería Química

MAESTRIA/ESPECIALIDAD:

GRADO OBTENIDO: Ingeniero Químico.

FECHA DE PUBLICACION: No de

Paginas

94

AREAS TEMATICAS: Ciencias Tecnológicas.

PALABRAS CLAVES/ KEYWORDS: microalga, Chlorella vulgaris, fotobiorreactor, remoción, efectividad.

RESUMEN / ABSTRACT (150-250 palabras): El estudio consistió en la aplicación de la micro-alga Chlorella vulgaris de origen marino en agua residual de una empacadora de pescado, esta posee un elevado valor en DQO 2430 mg/l , DBO 1466 mg/l, tensoactivos 1,2 mg/l , solidos suspendidos 1,2 mg/l , aceite y grasas 180 mg/l , se le realizo un pretratamiento: filtración para su acondicionamiento, luego se la distribuyo en los fotobiorreactores que contendrán varias concentraciones menores al 50% de microalga sobre agua residual en condiciones aerobias, con fluorescentes led de 1540 Lumen(Im) a periodos de 10 horas de luz y 14 oscuridad, agitación constante 4 L/min, durante el tratamiento se caracterizó el agua residual tratada inicial y final obteniendo una disminución del 70,26% de remoción en DQO, 100% en Turbidez, 92,18% de color estos fueron evaluados como parámetros de respuesta y los demás parámetros analizados se obtuvo, en la misma muestra la remoción de 97,74% en DBO, 99% en Solidos suspendidos, 100% en aceites y grasas en la muestra cuya concentración de microalga había sido 10% sobre un 90% de agua residual, presentando elevación del pH mínima dentro de los rangos permisibles para las normas. Dando como resultado que la microalga Chlorella vulgaris tiene alta eficiencia en remoción de parámetros contaminantes en agua residuales de Empacadoras de pescado

ADJUNTO PDF: SI NO

CONTACTO CON AUTOR/ES Teléfono:

0992069859 E-mail:

acarmenalejandrog@ hotmail.com

Contacto con la Institución

Nombre: Universidad de Guayaquil-Facultad de Ingeniería Química

Teléfono: 04-229-2949

E-mail: www.fiq.ug.edu.ec

IV



UNIDAD DE TITULACIÓN

CERTIFICADO DE PORCENTAJE DE SIMILITUD Habiendo sido nombrado DRA. MIRELLA BERMEO GARAY, tutor del trabajo de

titulación certifico que el presente trabajo de titulación ha sido elaborado por

ALEXANDRA DEL CARMEN ALEJANDRO GARZÓN, C.C.: 093097446-4, y DALILA

ESTEFANIA LOOR CARVAJAL, C.C: 095058350-0 con mi respectiva supervisión

como requerimiento parcial para la obtención del título de INGENIERO QUIMICO.

Se informa que el trabajo de titulación: ´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE

UNA EMPACADORA DE PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS

ORIGEN MARINO MEDIANTE FOTOBIORREACTORES``, ha sido orientado durante todo

el periodo de ejecución en el programa anti-plagio (URKUND) quedando el 2% de

coincidencia.

ANEXO 6

https://secure.urkund.com/view/39977838-619205-

923323#q1bKLVayijbQMdQx1jHVMdMxj9VRKs5Mz8tMy0xOzEtOVbIy0DMwN

LM0MTM0MzU1MTcxNjExMq4FAA==

https://secure.urkund.com/view/16964445-251036-988649#DccxDglxDADBv6

V




UNIDAD DE TITULACION

CERTIFICACIÓN DEL TUTOR REVISOR

Habiendo sido nombrado Martha Mirella Bermeo, tutor del trabajo de titulación



FOTOBIORREACTORES`` certifico que el presente trabajo de titulación, elaborado

por Alexandra del Carmen Alejandro Garzón con C.I. No. 0930974464, Dalila

Estefanía Loor Carvajal con C.I. No. 095058350-0 con mi respectiva supervisión

como requerimiento parcial para la obtención del título de Ingeniero Químico, en la

Carrera de Ingeniería Química, ha sido REVISADO Y APROBADO en todas sus

partes, encontrándose apto para su sustentación.

VI

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA

UNIDAD DE TITULACION

LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO EXCLUSIVA PARA EL

USO NO COMERCIAL DE LA OBRA CON FINES NO ACADÉMICOS

Nosotras, ALEXANDRA DEL CARMEN ALEJANDRO GARZON con C.I. No.

093097446-4 y DALILA ESTEFANIA LOOR CARVAJAL con C.I. No 095058350-0

certificamos que los contenidos desarrollados en este trabajo de titulación, cuyo

título es “TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE

PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO

MEDIANTE FOTOBIORREACTORES” son de mi absoluta propiedad y

responsabilidad Y SEGÚN EL Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA

ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E

INNOVACIÓN*, autorizo el uso de una licencia gratuita intransferible y no exclusiva

para el uso no comercial de la presente obra con fines no académicos, en favor de

la Universidad de Guayaquil, para que haga uso del mismo, como fuera pertinente.

VII

AGRADECIMIENTO

En primer lugar, a Dios y a la Virgen del Cisne por darme la fortaleza necesaria para

superar cada prueba que se me presentaba en este largo recorrido.

A mi abuelita Hilda Huayamave, mi madre Betsy Garzón y mi papa Juan Alejandro

pilares fundamentales en mi formación académica y personal, siempre guiándome

con sus consejos, creyendo siempre en mí.

A mi familia por apoyarme de manera incondicional por no tener excusas, por sus

palabras de aliento, y estar siempre prestos a ayudarme.

A mis amigos quienes formaron parte de mi vida en la carrera universitaria, cada

uno con su forma de ser aportaron a mi crecimiento personal, gracias por el apoyo,

y por todo lo bueno compartido. ¡Éxitos sus carreras profesionales!

A mi tutora Dra. Mirella Bermeo por la paciencia, y el aporte de su conocimiento para

el desarrollo de este trabajo de investigación, sabiéndome encaminar en la recta

final de alcanzar mi meta propuesta.

¡Fue difícil, pero no imposible!

Alexandra Alejandro Garzón.

VIII

DEDICATORIA

Dedico este trabajo a mi madre que creyó en mí, y en que podía culminar esta meta,

por su apoyo incondicional, a mi abuelita a quien recuerdo impulsando y

acompañándome en mi formación académica desde que tengo uso de razón, a mi

papá y a mi familia y a todos quienes jamás dejaron de creer en mí, valoro cada

uno de sus esfuerzos.

Alexandra Alejandro Garzón.

IX

AGRADECIMIENTO

Quiero agradecer a Dios, porque ha sabido guiarme por el camino del bien,

dándome sabiduría, inteligencia para culminar con éxito una etapa más de mi vida, y

poder servir a la sociedad con mis conocimientos, para el progreso del país, el de mi

familia y el mío en particular.

A mis padres y hermanos, que, con su apoyo incondicional, me han enseñado que

nunca se debe dejar de luchar por lo que se desea alcanzar.

A mis amigos por los consejos, brindados. Y a mi esposo quien me ha ofrecido su

amistad sincera, y amor; a las demás personas que colaboraron para este trabajo.


X

DEDICATORIA

A Dios, a la Virgen María, por iluminar mi camino.

A mis padres, quienes estuvieron siempre apoyándome para alcanzar mis objetivos,

y brindándome cariño sincero e incondicional.

A mis hermanos que con sus consejos oportunos, me permitió demostrarle, que con

esfuerzo y sacrificio se pueden alcanzar las metas.

A mi esposo por el apoyo incondicional y la motivación


XI


FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA “TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE

FOTOBIORREACTORES”

RESUMEN

El estudio consistió en la aplicación de la micro-alga Chlorella vulgaris de origen

marino en agua residual de una empacadora de pescado, la caracterización del

agua residual posee un elevado valor en DQO 2430 mg/l , DBO 1466 mg/l,

tensoactivos 1,2 mg/l , solidos suspendidos 1,2 mg/l , aceite y grasas 180 mg/l , se

le realizo un pretratamiento: filtración para su acondicionamiento, luego se la

distribuyo en los fotobiorreactores que contendrán varias concentraciones menores

al 50% de microalga sobre agua residual en condiciones aerobias, con

fluorescentes led de 1540 Luminex (Im) a periodos de 10 horas de luz y 14

oscuridad, agitación constante 4 L/min, durante el tratamiento se caracterizó el agua

residual tratada inicial y final obteniendo una disminución del 70,26% de remoción

en DQO, 100% en Turbidez, 92,18% de color estos fueron evaluados como

parámetros de respuesta y los demás parámetros analizados se obtuvo, en la misma

muestra la remoción de 97,74% en DBO5, 99% en Solidos suspendidos, 100% en

aceites y grasas en la muestra cuya concentración de microalga había sido 10%

sobre un 90% de agua residual, presentando elevación del pH mínima dentro de los

rangos permisibles para las normas. Dando como resultado que la microalga

Chlorella vulgaris tiene alta eficiencia en remoción de parámetros contaminantes en

agua residuales de Empacadoras de pescado

Palabras clave: microalga, Chlorella vulgaris, fotobiorreactor, remoción, efectividad.

XII

UNIVERSITY OF GUAYAQUIL FACULTY OF CHEMICAL ENGINEERING

"WASTEWATER TREATMENT OF FISH PACKAGING WITH MICRO-ALGA

CHLORELLA VULGARIS MARINE ORIGIN THROUGH PHOTOBIORREACTORS"

SUMMARY

The study consisted of the application of Chlorella vulgaris microalgae of marine

origin in wastewater from a fish packing house, the characterization of the

wastewater has a high value in COD 2430 mg / l, BOD 1466 mg / l, surfactants 1, 2

mg / l, suspended solids 1.2 mg / l, oil and fats 180 mg / l, a pretreatment was carried

out: filtration for its conditioning, then it is distributed in the photobioreactors that

contain several concentrations of less than 50% microalgae on residual water in

aerobic conditions, with 1540 Luminex fluorescent LEDs (Im) at periods of 10 hours

of light and 14 dark, constant agitation 4 L / min, during the treatment the initial and

final treated wastewater was characterized obtaining a decrease of 70.26% of

removal in COD, 100% in Turbidity, 92.18% in color, these were evaluated as

response parameters and the other parameters analyzed were obtained, in the same

sample the removal of 97.74% in BOD5, 99% in Suspended solids, 100% in oils and

fats in the sample, its microalga concentration had been 10% over 90% of residual

water, presenting a minimum pH elevation within the permissible ranges for the

standards. Resulting in the Chlorella vulgaris microalgae having high efficiency in

removal of contaminating parameters in wastewater from Balers of fish

Key words: microalga, Chlorella vulgaris, Photobioreactor, Removal, Effective.

1

Contenido REPOSITORIO ...................................................................................................................... III

CERTIFICADO DE PORCENTAJE DE SIMILITUD ......................................................... IV

CERTIFICACIÓN DEL TUTOR REVISOR ......................................................................... V

LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO EXCLUSIVA PARA EL USO NO

COMERCIAL DE LA OBRA CON FINES NO ACADÉMICOS ....................................... VI

AGRADECIMIENTO ............................................................................................................. VII

DEDICATORIA .................................................................................................................... VIII

AGRADECIMIENTO .............................................................................................................. IX

DEDICATORIA ........................................................................................................................ X

RESUMEN .............................................................................................................................. XI

SUMMARY ............................................................................................................................. XII

1.CAPITULO I ........................................................................................................................... 7

1.1 INTRODUCCION ................................................................................................... 7

1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ..................................................................... 9

1.3 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA. ........................................................................... 11

1.3.1 JUSTIFICACIÓN TEÓRICA. .............................................................................. 11

1.3.2 JUSTIFICACIÓN METODOLÓGICA. ............................................................... 13

1.3.3 JUSTIFICACIÓN PRÁCTICA. .............................................................................. 15

1.4 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN ........................................................................ 16

1.4.1 OBJETIVO GENERAL .......................................................................................... 16

1.4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................. 16

1.5 DELIMITACION DE LA INVESTIGACION .................................................................. 16

1.6 HIPOTESIS .................................................................................................................. 18

1.6.1. VARIABLE INDEPENDIENTE: ......................................................................... 18

1.6.2. VARIABLE DEPENDIENTE: ............................................................................. 18

1.6.3. INDICADORES ................................................................................................... 18

2. Capitulo II ............................................................................................................................ 19

2.1. MARCO DE REFERENCIA .......................................................................................... 19

2.1.1. MARCO TEÓRICO .......................................................................................... 19

2.1.1.1. Agua marina ..................................................................................................... 19

2.1.1.3 Contaminantes orgánicos ............................................................................... 20

2.1.1.4. Contaminantes inorgánicos ........................................................................... 21

2.1.1.5. Biología de micro algas .................................................................................. 21

2.1.1.6. Especies de Chlorella ..................................................................................... 22

2.1.1.7. Chlorella vulgaris ............................................................................................. 23

2

2.1.1.8. Producción de micro algas ............................................................................ 24

2.1.1.9. Crecimiento de micro algas ........................................................................... 24

2.1.1.9.1. Fase de latencia o adaptación: .................................................................. 26

2.1.1.9.2. Fase Exponencial: ....................................................................................... 26

2.1.1.9.3. Fase de crecimiento lineal: ......................................................................... 27

2.1.1.9.4. Fase estacionaria: ........................................................................................ 27

2.1.1.9.5. Fase de muerte: ........................................................................................... 27

2.1.1.10. Tasa de crecimiento ..................................................................................... 28

2.1.1.11. Tiempo de duplicación y tasa específica de crecimiento ....................... 28

2.1.1.12. Parámetros que influyen en el crecimiento de las algas ........................ 29

2.1.1.14. Agitación ......................................................................................................... 29

2.1.1.15. Temperatura .................................................................................................. 30

2.1.1.16. Salinidad ......................................................................................................... 31

2.1.1.17. pH .................................................................................................................... 31

2.1.1.18. Cámara de Neubauer: .................................................................................. 32

2.1.1.19 Recuento celular ............................................................................................ 33

2.1.1.20. Medio de cultivo (nutrientes) ....................................................................... 34

2.1.1.21. Comportamiento con el Medio Ambiente ................................................... 34

2.1.1.24. Normativa Ambiental. ................................................................................... 35

2.1.1.25. Depuración ..................................................................................................... 38

2.1.1.26. Separación ..................................................................................................... 38

2.1.3. MARCO CONCEPTUAL ............................................................................................ 39

2.1.3.1 Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala.................................... 39

2.1.3.2 Fase 2.- Caracterización del agua residual.................................................. 40

2.1.3.3. Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua residual41

2.1.3. MARCO CONTEXTUAL ............................................................................................ 42

2.1.3.1. MICRO ALGAS CHORELLA VULGARIS .................................................... 42

3. Capitulo III .......................................................................................................................... 44

3.1 METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION ................................................................ 44

3.1.1. MATERIALES Y EQUIPOS .............................................................................. 44

3.1.2. PROCEDIMIENTO ............................................................................................. 47

3.1.2.1. Preparación de nutriente ................................................................................ 47

3.1.2.2. Crecimiento celular ........................................................................................ 48

3.1.2.3. Metodología del recuento celular .................................................................. 49

3.1.2.4. Pretratamiento de agua residual. .................................................................. 50

3.1.2.5. Adición de microalga en diferentes porcentajes de concentración ......... 50

3

3.1.2.6. Recolección de muestra ................................................................................. 51

4. Capitulo IV .......................................................................................................................... 52

4.1. Resultados ...................................................................................................................... 52

4.1.1. Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación más

apropiado para aplicar sobre el cultivo de Chlorella vulgaris ................................. 52

4.1.2. Conteo celular por miligramo de Chlorella vulgaris ...................................... 53

4.1.3. Matriz para la determinación de numero de células por mililitro en un

periodo de 15 días (Medio de cultivo DAP-fosfato de sodio) ................................. 53

4.1.4. Curva de Crecimiento del cultivo periodo de 15 días ................................... 54

4.1.5. Caracterización de agua residual proveniente de una empacadora de

pescado ........................................................................................................................... 54

4.1.6. Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890 ... 55

4.1.7. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta..................... 55

4.1.8. Parámetros de operación de microalga Chlorella vulgaris antes de su

aplicación en muestras ................................................................................................. 55

4.1.9. Prueba de la eficacia de micro-alga Chlorella vulgaris para la remediación

de agua residual a diferentes concentraciones ........................................................ 56

4.1.9.1. Composición en Volumen de la experimentación ...................................... 56

4.1.9.2. Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris al

ser aplicada en agua residual a tratar ........................................................................ 57

4.1.9.3. Perfil de crecimiento de Chlorella vulgaris en agua residual pretratada 57

4.1.10. Remoción gradual del DQO por aplicación de microalgas (Chlorella

vulgaris) en agua residual de empacadora de pescado: ........................................ 58

4.1.11. Resumen de la remoción gradual de Turbidez por aplicación de microalgas

(Chlorella vulgaris) en agua cruda ................................................................................... 59

4.1.12. Resumen de la remoción gradual de Color por aplicación de microalgas

(Chlorella vulgaris) en agua Residual .............................................................................. 60

4.1.13.pH ......................................................................................................................... 62

4.1.13.1. Comparación del pH obtenido en el control de las muestras durante 14

días .................................................................................................................................. 62

4.1.14. Resultados de la caracterización de Agua residual Tratada en la Unidad

de Control de Calidad. .................................................................................................. 63

4.2. ANALISIS DE LOS RESULTADOS .................................................................... 64

4.3. CONCLUSIONES .................................................................................................. 66

4.4 RECOMENDACIONES .................................................................................................. 67

4.5. GLOSARIO ..................................................................................................................... 68

4.6. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................. 70

4.7. ANEXOS .......................................................................................................................... 74

4

INDICE DE FIGURAS

FIGURA 1. UBICACIÓN DE LA UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL-FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA .. 17

FIGURA 2. MAPA DE LA ZONA COSTERA DEL ECUADOR ............................................................. 17

FIGURA 3. EFECTO DE LAS AGUAS RESIDUALES EN EL MEDIO AMBIENTE .................................... 19

FIGURA 4 ESPECIE DE ALGAS ENCONTRADAS EN LAGUNAS ....................................................... 22

FIGURA 5 CÉLULAS DE CHLORELLA VULGARIS ......................................................................... 24

FIGURA 6 CRECIMIENTO CELULAR DE CHLORELLA VULGARIS .................................................... 26

FIGURA 7. CURVA DE CRECIMIENTO DE UN CULTIVO DE MICROALGAS ........................................ 28

FIGURA 8.- FLUORESCENTES LED LUZ BLANCA USADAS EN FOTOBIORREACTORES ..................... 29

FIGURA 9.- SISTEMA DE AGITACIÓN MEDIANTE FLUJO DE AIRE .................................................. 30

FIGURA 10.- TEMPERATURA REGISTRADA EN PH-METRO .......................................................... 31

FIGURA 11.- TOMA DE PH EN LAS MUESTRAS .......................................................................... 32

FIGURA 12.-PH-METRO HQ30D ............................................................................................. 32

FIGURA 13.-CÁMARA NEUBAUER ............................................................................................ 33

FIGURA 14.-CUADRICULA OBSERVADA DESDE EL MICROSCOPIO EN LA CÁMARA NEUBAUER ........ 33

FIGURA 15.- CÉLULAS DE CHLORELLA- OBJETIVO 40X ............................................................ 33

FIGURA 16.- CUADRICULA DE CONTEO CELULAR ...................................................................... 33

FIGURA 17.- MUESTRA DE FOSFATO DE SODIO ....................................................................... 35

FIGURA 18.- FOSFATO DE SODIO ............................................................................................ 35

FIGURA 19.-FASE 1.- DIAGRAMA DE CRECIMIENTO CELULAR A ESCALA ..................................... 39

FIGURA 20.-FASE 2.- CARACTERIZACIÓN DEL AGUA RESIDUAL .................................................. 40

FIGURA 21.-FASE 3.- APLICACIÓN DE LA MICROALGA CHLORELLA VULGARIS EN AGUA RESIDUAL 41

FIGURA 22.-CHLORELLA VULGARIS SUPER ALIMENTO............................................................... 43

23.- FOSFATO DIAMÓNICO ..................................................................................................... 48

FIGURA 24.-FOSFATO DE SODIO ............................................................................................. 48

FIGURA 25.-MEZCLA DE NUTRIENTE ....................................................................................... 48

FIGURA 26.- COMPUESTOS PARA LA PREPARACIÓN DE NUTRIENTE ........................................... 48

FIGURA 27.- COMPORTAMIENTO DEL PH SEGÚN LA VELOCIDAD FLUJO DE AIREACIÓN ................. 52

FIGURA 28.- SITIOS DE CONTEO CELULAR. .............................................................................. 53

FIGURA 29.-CÉLULAS DE MICROALGA EN CELDAS DE CÁMARA NEUBAUER ................................. 53

FIGURA 30.- CURVA DE CRECIMIENTO DEL CULTIVO ................................................................. 54

FIGURA 31.- AGUA RESIDUAL ................................................................................................. 55

FIGURA 32.- AGUA RESIDUAL LUEGO DEL PRE-TRATAMIENTO ................................................... 55

FIGURA 33.-FASE EXPONENCIAL CHLORELLA VULGARIS ........................................................... 55

5

FIGURA 34.- DOSIFICACIÓN DE CHLORELLA VULGARIS EN AGUA RESIDUAL ................................ 56

FIGURA 35.-PERFIL DE CRECIMIENTO DE MICROALGA CHLORELLA VULGARIS EN AGUA CON

PRETRATAMIENTO .......................................................................................................... 57

FIGURA 36.-PORCENTAJE DE REMOCIÓN DQO- TURBIDEZ-PH. ................................................ 61

FIGURA 37.-VARIACIÓN DE PH DURANTE EL TRATAMIENTO ....................................................... 62

FIGURA 38.- CUBREOBJETOS ................................................................................................. 74

FIGURA 39.-REACTOR HACH- DRB 200 ................................................................................ 74

FIGURA 40.- CUBREOBJETOS ................................................................................................. 74

FIGURA 41.- PH-METRO HACH .............................................................................................. 74

FIGURA 42.- BOMBAS DE AIRE DOS SALIDAS. OUTPUT: 2X3L/MIN .............................................. 74

FIGURA 43.- CÁMARA NEUBABUER ......................................................................................... 75

FIGURA 44.- MICROSCOPIO BIFOCAL....................................................................................... 75

FIGURA 45.- ILUMINACIÓN LED 22 W 1540 LUMENES ............................................................... 75

FIGURA 46.- PIPETA PASTEUR ............................................................................................... 75

FIGURA 47.-FOTO BIORREACTOR ABIERTO .............................................................................. 75

FIGURA 48.-AUTOCLAVE ........................................................................................................ 75

FIGURA 49.- VIALES PARA PRUEBAS PARA DQO ...................................................................... 75

FIGURA 50.-COLORÍMETRO DR/890 ....................................................................................... 75

FIGURA 51.- PAPEL FILMS ...................................................................................................... 75

FIGURA 52.-PAPEL FILTRO 125 MM ......................................................................................... 75

FIGURA 53.-TUBOS DE ENSAYO CAPACIDAD 10 ML ................................................................... 75

FIGURA 54.-VASOS DE PRECIPITACIÓN ................................................................................... 75

FIGURA 55.-FOTO BIORREACTOR ABIERTO .............................................................................. 75

FIGURA 56.-CONTEO DIARIO PARA CONSTRUCCIÓN DE CURVA DE CRECIMIENTO ........................ 75

FIGURA 57.-OBSERVACIÓN EN LA CÁMARA NEUBAUER ............................................................. 75

FIGURA 58.-PRE-TRATAMIENTO APLICADO AL AGUA RESIDUAL .................................................. 75

FIGURA 59.-DIA 1 DE APLICACIÓN DE MICRO-ALGAS EN MUESTRAS ........................................... 75

FIGURA 60.-DIA 14 DE APLICACIÓN DE MICRO-ALGAS EN MUESTRAS ......................................... 75

FIGURA 61.- CENTRIFUGA ...................................................................................................... 75

FIGURA 62.-SEPARACIÓN DE FASES POR CENTRIFUGACIÓN ...................................................... 75

FIGURA 63.-REACTOR HACH. ............................................................................................... 75

FIGURA 64.-VIALES 2 HORAS DESPUÉS DEL REACTOR .............................................................. 75

FIGURA 65.- CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL INICIAL ..................................................... 75

FIGURA 66.- CARACTERIZACIÓN DEL AGUA TRATADA. .............................................................. 75

6

INDICE DE TABLAS.

TABLA 1.-LÍMITES DE DESCARGA A UN CUERPO DE AGUA MARINA ......................................37

TABLA 2.-EVALUACIÓN Y SELECCIÓN DE LA VELOCIDAD DEL FLUJO DE AIREACIÓN ..............52

TABLA 3.-MATRIZ PARA LA DETERMINACIÓN DE NUMERO DE CÉLULAS POR MILILITRO ..........53

TABLA 4.-CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL INICIAL .................................................54

TABLA 5.-TURBIDEZ Y COLOR APARENTE RESULTADOS INICIAL CON EL COLORÍMETRO

DR/890 ................................................................................................................55

TABLA 6.-. VALORES LUEGO DEL PRE-TRATAMIENTO: PARÁMETROS DE RESPUESTA ..........55

TABLA 7.-. COMPOSICIÓN EN VOLUMEN DE LA EXPERIMENTACIÓN ....................................56

TABLA 8.-PERFIL DE CRECIMIENTO CELULAR X 106 DE MICROALGA CHLORELLA VULGARIS 57

TABLA 9.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS .....................58

TABLA 10.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 2 DURANTE 14 DÍAS ...................58




TABLA 14.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS ............59





TABLA 19.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS ............60





TABLA 24.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TOTALES DE PARÁMETROS DE RESPUESTA ..........61

TABLA 25.-COMPARACIÓN DEL PH OBTENIDO EN EL CONTROL DE LAS MUESTRAS DURANTE

14 DÍAS ................................................................................................................62

TABLA 26.- CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL TRATADA ..........................................63

7

1. CAPITULO I

1.1 INTRODUCCION

Trascendentalmente los problemas ambientales en hábitat marinos han sido

ocasionados por gran cantidad de desecho arrojados al mar provenientes de la

diversidad existentes de industrias, entre ellas es por la actividad de la industria

pesquera de sardina y camarón, la industria se convierte en un ecosistema

particular, por la adición de residuos orgánicos y agua de cola, la cual está

compuesta por sólidos, aceite y agua. Es el efluente con mayor contenido de

materia orgánica, y grasas, los cuales forjan la acumulación de lodos negruzcos con

fuertes olores a sulfuro lo que provoca alteraciones en el agua de mar, y a su vez

son causantes de desequilibrios en las propiedades biológicas, físicas y químicas.

Las propiedades propias de los ecosistemas marino se ven afectas por el cambio de

salinidad, alto porcentaje de turbiedad, incremento de los nutrientes, temperatura,

incremento en la Demanda Química de Oxigeno (DQO) y demanda bioquímica de

oxigeno (DBO), la baja de cantidad de oxígeno disuelto, lo cual puede

desencadenar un proceso de enriquecimiento anormal de nutrientes en el agua que

ayuda a la proliferación de algas Fitoplanctónicas evitando la fácil oxigenación del

fondo marino y posteriormente la muerte de organismos vivos que se encuentren en

él (García-Sifuentes, 2009)

En el pasado, el agua de cola se consideraba un desperdicio y simplemente se

descargaba al mar, pero con el pasar del tiempo y en vista del daño causado

algunas industrias comenzaron a implementar ciertos tipos de tratamientos antes de

descargarlas al cuerpo marino, estas prácticas, no eran acogida por todas las

industrias y por ello aun existían descargas de contaminantes hacia las corrientes

marinas

8

En la actualidad este tipo de industrias ya aplican tratamientos de aguas residuales

o también llamada agua de cola debido a las normas y artículos medio ambientales

vigentes

La depuración de aguas residuales toma cada vez mayor importancia debido al

aumento de la población y de la actividad industrial. Además, las normativas de

depuración de aguas residuales son cada vez más estrictas, por lo que son

necesarias nuevas técnicas de depuración y la presente investigación se dirige

hacia la aplicación de las micro algas (Chlorella Vulgaris) en el tratamiento de agua

residual, como un nuevo campo metodológico que es de gran importancia debido a

los altos volúmenes de descarga que se producen una empacadora de pescado.

9

1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

En el mar se desarrolla millones de especies que forman parte de la vida marina, y

que a su vez son denominado recursos orgánicos del mar, los cuales pueden ser

definido como los recursos del mar vivos que son aptos para ser explotado por el

hombre y usado principalmente para su alimentación o para fines comerciales

(Cortés Huaiquimilla, 2006).

Al pasar de los años los asentamiento en las denominada en la zona costera ha ido

en aumento no solo en población dedicadas a oficios propias de la región sino en

crecimiento industrial las cuales van dejando rastro de una alta degradación, que se

ha ido acentuando durante los últimos siglos (Caddy & Griffiths, 1996) .Debido a la

contaminación de efluente marino con sustancias que resultan altamente nocivas y

que no son habituales en este tipo de ecosistema, en la diversidad de estos tipos de

contaminantes son nombrados las aguas residuales que no tienen un tratamiento

previo a la descarga al mar.

Entre los tratamientos empleados actualmente en las industria de empacadora de

pescado utilizan pretratamientos como el cribado proceso en el cual el agua residual

pasa atreves de mallas que retienen los sólidos usualmente de mayor tamaño dichas

mallas pueden tener diversas medidas luego de esto a trampas de grasas que

separan la gran cantidad de aceites y grasas presentes, es aquí que llegan a

grandes piscinas en donde se aplica tratamiento primario Floculación- Coagulación

para la cual comúnmente se usan coagulantes basados en Aluminio entre los que

se pueden mencionar el Polihidroxicloruro de aluminio, Sulfato de aluminio,

Aluminato sódico, y basados en Fierro Sulfato y Cloruro férrico.

10

Varios de estos coagulantes son agentes de orden químico, usualmente no son

biodegradables, causan daño al ecosistema encontradas en el fondo del mar y a su

vez producen lodos indeseables difíciles de tratar y que implican un valor extra tanto

en su manejo y disposición de los mismo después de proceso (Oropeza García,

2006), es por ello el deseo de dar motivación para que se desarrolle el interés

haciendo uso de la aplicación de una biorremediación en las aguas residuales que

impliquen el uso de micro-algas ya que el desarrollo de tecnologías orientadas al

cuidado del medio ambiente, a la reutilización de los residuos y a la generación de

energías limpias que represente un bajo costo de inversión se ha tornado

indispensable. Entre estas nuevas tecnologías, los cultivos masivos de microalgas

adquieren gran protagonismo, ya que son considerados amigables con el ambiente o

eco- amigables, debido a que reciclan eficientemente contaminantes líquidos y

gaseosos (Hernandez Perez & I. Labbé, 2014) , además que la relación beneficios-

costos es alta, porque estos microorganismos después de estar habituados no

requieren de adición continua, ni tampoco excesiva de nutrientes y ante presencia

de ciertos contaminantes se ven pocos disminuidos. El que sean de origen de

descendencia biológico, les permite tener gran recibimiento en diversidad de

sectores, porque en el resultado de la remediación no habría restos de

contaminantes de origen químico que resulten peligrosos para la comunidad ni para

el ambiente (Montaño.Stefany, 2015).

Chlorella vulgaris se presenta como una buena alternativa para la descontaminación

de aguas residuales (Rodas-Gaitan, 2012), se reproduce asexualmente mediante la

división celular por lo cual existe un crecimiento rápido del cultivo y presentar mayor

resistencia al acoplarse en diferentes tipos de medio es por ello que al tener las

industrias empacadoras de pescado un alto requerimiento de agua para su proceso

11

se analizara la aplicación de micro-algas de la especie Chlorella vulgaris de origen

marino para su fitorremediación evaluándola al aplicarlas en varios porcentaje.

1.3 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA.

1.3.1 JUSTIFICACIÓN TEÓRICA.

Las micro-algas empleadas en la depuración de aguas residuales es un campo poco

explorado a nivel de américa del sur en comparación con otros países como Japón y

México quienes ya hacen uso de ellas, aunque en mayor auge en el campo

alimenticio como suplementos para los seres humanos, y también como alimento

para especies marinas, debido a que poseen en su composición bioquímica ciertos

porcentajes de Lípidos, Alfa-caroteno, betacaroteno, Fibra cruda, Proteína,

Vitaminas K, C, E, y D lo cual hace que se convierta en un poderoso antioxidante

(Alarcon Recinos, 2018) sin embargo se encuentran referencias de la aplicación de

este tipo de microalga en un pequeña diversidad de aguas proveniente de líneas

residuales debido a la capacidad que estas poseen de adaptarse a grandes números

de ambientes en los cuales pueden formar alianzas con otros microorganismos los

cuales tiene un efecto de asociación degradativa en los diversos ambientes

contaminados (Montaño.Stefany, 2015).

En el país, lugar que tiene una diversidad de industrias, y en el cual la industria

pesquera y las derivadas de estas, se encuentran en constante desarrollo, a la vez

que generan volúmenes altos de residuos contaminantes, específicamente en las

aguas residuales por lo cual es justificable el desarrollo de nuevas tecnologías de

tratamiento y su evaluación enfocadas a reducir impactos ambientales (Marin Leal

& Chinga Panta , 2015) y de esta manera se puede disminuir el grave efecto sobre

los entornos acuáticos además de precautelar la vida marina. En este sentido surge

12

el tratamiento biológico como una alternativa viable, ya que esta utiliza la versatilidad

metabólica de los pequeños organismos para la oxidación de la materia orgánica

que se encuentra presente en los efluentes a la vez que ocurre la reducción del

contenido de nutrientes (Marin Leal & Chinga Panta , 2015)

La finalidad primordial de este estudio es valorar la posibilidad del empleo del micro-

alga Chlorella vulgaris, la cual se estima apareció aproximadamente hace 1.5

millones de años en la tierra, presentando coloración verde de agua dulce y

unicelular, con forma esférica de un tamaño aproximadamente de 10 a 12 micras de

diámetro, conteniendo cloroplasto en forma de ´´U``, su reproducción lo hace a

través de 4 a 8 células hijas de protoplasto provenientes de una célula madre,

ocurriendo una división cada 20 horas en cuatro células (Gomez Castillo &

Rodriguez Manrique, 2012), para el tratamiento y en la remoción de nutrientes como

el nitrógeno, fósforo así como de la carga orgánica presente en este tipo de residuos

líquidos que permita medir las cantidades de remoción para los nutrientes y

parámetros específicos de las aguas residuales por el método del fotobiorreactores

ya que son altamente utilizados para la biorremediación de tratamiento de aguas.

El alcance de la presente investigación es el establecer la eficacia de la aplicación

del micro-alga en agua residual de una industria empacadora de pescado ubicada

en una cierta zona costera cuyo efluente de agua residual es tratada con métodos

tradicionales de depuración para su posterior descarga en el mar

13

1.3.2 JUSTIFICACIÓN METODOLÓGICA.

La alteración y consecuente contaminación de las zonas costeras en cuya

inmensidad se encuentran miles de especies resulta preocupante, es por eso que se

busca determinar que la aplicación de microalgas como tratamiento para los

efluentes de aguas residuales de las industrias de empacadoras de pescado estas

desciendan a valores permisibles establecidas en el registro Oficial Edición especial

Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A el cultivo es de la especie Chlorella vulgaris

para lo cual se realizara la siembra en serie suministrándole todos los parámetros:

tiempo de luz(fotoperiodo), aireación, suministrándoles Fosfato Diamónico y fosfato

de Sodio el cual le brindara las condiciones que son esenciales para la reproducción

de las microalgas siendo estas es un producto amigable con el medio ambiente, el

cultivo en su fase exponencial se aplica en el agua residual en diferentes

concentraciones con lo cual se espera determinar el porcentaje adecuado y que

tiempo requiere para que el agua tratada pueda estar en condiciones de ser

descargadas mediante emisarios submarino o en zonas de rompientes, se miden

periódicamente los denominados parámetros de respuesta mientras se realiza la

experimentación como DQO, turbidez, color, pH.

Cuando se trata de determinar la Demanda Química de Oxigeno que es el valor que

nos indica los compuestos oxidables presentes en el agua en que cantidad se

encuentran, estos se vuelven un parámetro de determinación rápida y de

importancia para estudios de desechos industriales, corrientes de origen fluviales y

más aún cuando lo que se requiere es mantener el control de una planta de

tratamiento de desechos. (INEN, 2013)

Color, un resultado significativo de color realizado en el colorímetro constituye

importante deterioro en la fauna de los mares debido a que la disminución de

14

transparencia con esto se dificulta la visibilidad de los peces e inclusive sirve como

una especie de barrera que no permite el ingreso completo de los rayos del sol

motivo por el cual puede ocasionar disminución e impedir procesos fotosintéticos de

cierta flora marina, como el fitoplancton que sirve a su vez de alimento de cierto tipo

de especies marinas.

La turbidez o turbiedad que se presenta en los fluidos son causadas generalmente

por un gran número de micropartículas individuales, usualmente invisibles a simple

vista, una buena comparación es que son en forma similar al humo que se puede

encontrar en el aire. La medición de esta, puede representar una prueba clave de la

calidad de agua, aun así, los fluidos pueden tener en suspensión materia solida

proveniente de que contienen diversos tamaños de partículas(macropartículas)

(Tumbaco Talledo & Acebo Mite , 2017-2018) radicando la importancia de este a

que la presencia de un alto valor de turbidez en el agua imposibilita la actividad de

fotosíntesis que requiere algunas especies acuáticas.

15

1.3.3 JUSTIFICACIÓN PRÁCTICA.

La investigación se realiza para poder evaluar el uso del micro-alga Chlorella

vulgaris una especie usada solo con fines de alimento para especies marinas en el

país, pero viable por la resistencia y la fácil adaptación al medio, para que realice el

tratamiento de aguas residuales proveniente de una industria pesquera.

Luego del desarrollo del cultivo se procederá a realizar experimentaciones

evaluando parámetros de respuesta periódicamente como, Demanda Química de

Oxigeno DQO(mg/l) , turbidez(NTU) y color(Pt/Co), y unas pruebas adicionales al

inicio y final del tratamiento de tensoactivos, aceite y grasas, Nitrógeno, Demanda

Biológica de Oxigeno, Solidos Suspendidos con esto se requiere evidenciar si el

tratamiento aplicado existe una reducción de estos parámetros hasta que ingresen a

las medidas permisibles de los parámetros antes mencionados y brindar un método

alternativo, y factible para la recuperación de aguas usadas en la industria y así

poder precautelar la contaminación y la afectación de la vida marina que puedan

repercutir en afectaciones futuras a los seres humanos.

16

1.4 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN

1.4.1 OBJETIVO GENERAL

- Realizar el tratamiento de aguas residuales proveniente de empacadoras de

pescado, mediante la aplicación del micro-alga Chlorella vulgaris logrando la

disminución de sus parámetros.

1.4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

- Determinar las condiciones de operación apropiadas para el cultivo de las

micro-algas Chlorella vulgaris.

- Determinar que concentración de microalga Chlorella vulgaris es el más

apropiado para disminución de parámetros de respuesta.

- Determinar los porcentajes de remoción totales de los parámetros

representativos de la muestra de agua residual de empacadora de pescado

en la concentración óptima, que ingresen los valores en los límites

establecidos en la normativa ambiental vigente.

1.5 DELIMITACION DE LA INVESTIGACION

- La investigación y la parte experimental fue desarrollada en el lapso de

aproximadamente 6 meses en el laboratorio de Investigaciones de Aguas

Residuales perteneciente a la Facultad de Ingeniería Química de la

Universidad de Guayaquil.

17

Fuente: (Google Maps, 2018)

- Experimentalmente se determinó el porcentaje de mejor eficacia de la

microalga Chlorella vulgaris en el tratamiento de aguas residuales

procedentes de una Industria pesquera ubicada en la zona Costera del País.

Figura 2. Mapa de la zona costera del Ecuador

Fuente: (Google Maps, 2018)

- Como referencia para la investigación se basó en artículos científicos, para la

siembra, cultivo y cosecha de Chlorella vulgaris origen marina, su aplicación y

demostración de su efectividad para tratar aguas residuales.

Figura 1. Ubicación de la Universidad de Guayaquil-Facultad de Ingeniería Química

18

1.6 HIPOTESIS

Con la aplicación del micro-alga Chlorella vulgaris de origen marino se podrá tratar

agua residual de empacadora de pescado que se ubicada en la zona costera del

Ecuador, obteniendo diferentes porcentajes de remoción de acuerdo a las

concentraciones aplicadas, logrando identificar el porcentaje más óptimo dentro de

los limites permisible establecidas en las normas ambientales vigente.

1.6.1. VARIABLE INDEPENDIENTE:

Agua residual

1.6.2. VARIABLE DEPENDIENTE:

Microalgas.

1.6.3. INDICADORES

- Turbidez

- Color

- pH

- Demanda Química de Oxigeno

19

2. Capitulo II

2.1. MARCO DE REFERENCIA

2.1.1. MARCO TEÓRICO

2.1.1.1. Agua marina

La disolución de minerales provenientes de rocas formadas por sales que se

encuentran disueltas en lagos y la presencia de agua de elevada salinidad, dan

como resultados altos índices de evaporación en zonas de aguas subterráneas,

provocando la salinización de los suelos y presencia de aguas subterráneas

salobres. Estas se exhiben específicamente en cuerpos hídricos limitados en

provincias diferenciadas por antiguas alineaciones sedimentarias, de origen

evaporítico y marino, en la cual la frecuente interacción que tienen el material

geológico con el agua subterránea causa enriquecimiento en sales. (Zamora, 2013)

2.1.1.2. Agua residual marina

Figura 3. Efecto de las aguas residuales en el medio ambiente

(Perú, 2017)

Se puede puntualizar como contaminación marina como la entrada indirecta o

directa de compuestos o sustancias en el medio marino y/o estuarios, la cual

provoca daño a los recursos que habita el medio marino vivo y representa un peligro

20

latente para la salud humana, altera las actividades que el ser humano realiza en el

mar entre ellas la pesca ya que se afecta la calidad del agua de mar y comprime el

valor recreativo.

Es por ello importante que se pueda asegurar el funcionamiento de un sistema de

depuración de aguas residuales debido a que estas tienen impacto en el ecosistema

marino de las zonas en las que son descargadas. (Montoya, 2015) además que

pueden ser reutilizadas para el riego de cocos, caña, yuca, formando así su ciclo

natural restituyendo de esta manera los pozos de las mismas empresas.

Aun cuando los sistemas de tratamiento de aguas residuales actuales funcionen de

la manera adecuada, en ciertas instancias suele perder sus capacidades depurativas

durante los picos de producción, de tal forma que la laguna se eutrofiza y llega a

generar mal olor. El empleo de estos sistemas tiende a tener un elevado precio lo

cual conlleva a querer emplear estrategias que resulten competitivas en una técnica

sencilla de aplicación a bajo costo para la depuración de estos contaminantes de

tipo orgánico. (Ayala, 2015)

2.1.1.3 Contaminantes orgánicos

Cuando se encuentra un cuerpo de agua contaminado en estas existe una mezcla

de componentes inorgánicos y orgánicos, siendo estos últimos los que se encuentra

en ¾ partes es decir los más abundantes. Estos compuestos contienen al menos un

átomo de carbono los cuales pueden oxidarse de forma biológica o químicamente

produciendo dióxido de Carbono. Para el cálculo de estos parámetros existen dos

pruebas la Demanda Bioquímica de Oxigeno (DBO) si es empleado la oxidación

biológica, y la Demanda Química de Oxigeno (DQO) si se emplea la oxidación

química, la importancia de la eliminación como uno de los objetivos principales del

tratamiento de aguas residuales es que el exceso de DBO puede terminar el oxígeno

21

disuelto del agua y provocaría la muerte de peces, y otras especies vivas en el

ecosistema acuático y anaerobiosis. Entre la clasificación que pueden constar como

orgánicos al tener presencia de carbonos están las grasas, proteínas, aminoácidos y

ácidos volátiles (Abdel-Raouf, Al-Homaidan, & Ibraheem, 2012)

2.1.1.4. Contaminantes inorgánicos

Los constituyentes inorgánicos, aunque usualmente se encuentren en menor

proporción en los cuerpos de aguas cuyos efluentes han sido contaminados, valores

altos de estos, provocan alteraciones en el cuerpo hídrico en que se encuentran,

estos contaminantes incluyen altas concentración de Potasio, Magnesio,

Bicarbonato, Fosfato, Calcio, Metales pesados, Amonio y sales. (Abdel-Raouf, Al-

Homaidan, & Ibraheem, 2012)

2.1.1.5. Biología de micro algas

Las microalgas se reproducen de forma espontánea en ambientes húmedos y

acuáticos pese a esto es necesario que se realice su reproducción en cultivo

controladas para que se pueda obtener la biomasa suficiente para el fin que se

requiera (Barraza, y otros, 2009). Estas se encuentran presentes en todos los

entornos, no solo acuáticos sino también terrestres, lo que implica una diversidad de

especies viven en diferentes condiciones ambientales (Sacristán-deAlva, Luna-

Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014). Representan estas especies una

de las formas de vida más pretérita que se conoce, son plantas prehistóricas que no

poseen hojas, raíces ni tallos (Castillo, y otros, 2017). Por las formas que tienen las

micro-algas pueden ser denominada en heterótrofa o autótrofas, en el caso de la

Chlorella vulgaris encajan en autótrofas, necesitan pequeñas cantidades de

compuestos orgánico, CO2, luz y sales y estas mismas realizan la fotosíntesis para

22

su subsistencia al contrario de las fotosintéticas que necesitan nutrientes y fuentes

de energía incapaces de producirla por sí mismo.

En los sistemas lagunares existen algunos tipos de algas entre los principales

tenemos microalgas que son pigmentadas y con un característico color verde entre

los géneros predominantes están las Chlorella, Euglena, Chlamydomonas. (Cabrera

Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)

Figura 4 Especie de algas encontradas en lagunas

Fuente (Salvador-UNSA,2011)

2.1.1.6. Especies de Chlorella

- Chlorella minutissima: De origen marina. Sintetiza almidón de manera similar

a las plantas posee clorofila a y b, posee gran cantidad de ácidos grasos

poliinsaturados.

- Chlorella pyrenoidosa: De origen marina, unicelular y no presenta flagelos, su

nombre deriva de que contiene una compartición en su interior micro celular

(pirenoide). Aislada en 1903 por Chick.

- Chlorella variabilis: De agua dulces, reproducción asexual, unicelular, sin

presencia de flagelo. Rica fuente de luteína.

Euglena

Chlorella vulgaris

23

- Chlorella autotrophica: también denominada Chlorella sp. Es una microalga

unicelular que tiene gran capacidad de adaptación a diversas salinidades,

puede ser encontrada en aguas saladas y salobres usada para alimento de

especies marinas como peces y bivalvos. Aislada por Ralph A. Lewin en

1956.

- Chlorella sorokiniana: De color verde, unicelular, reproducción asexual y de

manera rápida, autótrofas, es la más parecida a la especie Chlorella vulgaris,

cuya diferencia radica en que esta especie presenta mayor termorresistencia

en el desarrollo de sus cultivos.

- Chlorella vulgaris: Aislada en el año 1890 por Beijerink, sus múltiples

propiedades entre ellos la habilidad de adaptarse a diferentes medios de

cultivos, rapidez de reproducción, entre otras la han hecho centro de estudios

en el campo de alimentos acuícola, medicinal y en tratamiento de aguas

residuales, es por ello que se empleara esta especie en el presente estudio.

2.1.1.7. Chlorella vulgaris

De genero unicelular y coloración verde perteneciente al reino Protista phylum

Chlorophyta, La denominación Chlorella viene del vocablo griego ‘’Chloros’’ que

significa verde, ‘’ella’’ que es un sufijo diminutivo que significa pequeño. Debido a

que tiene forma de esfera que oscila entre 2 a 10µm de diámetro, no presentan

flagelos, pueden ser de origen marino o de agua dulce. Contiene pigmentos verdes

clorofila en su cloroplasto. Debido a que son organismos fotosintéticos se

reproducen de manera rápida, aumentando su población y requieren solo luz solar o

sintética, agua, dióxido de carbono, pequeñas cantidades de minerales para

reproducirse.

24

Esta microalga contiene entre sus componentes vitamina A, C, D, E, K además de

beta y alfa caroteno lo cual lo convierte en un fuerte antioxidante.

Es por ello que en el campo que mayor está siendo explotada la microalga es como

alimento de peces y algunas otras especies. (Montaño, 2014)

Figura 5 Células de Chlorella vulgaris

(Silveira-Font, Gómez-Luna, Kufundala-Wemba, & Salazar-Hernández, 2017)

2.1.1.8. Producción de micro algas

Como se ha denotado las microalgas se las puede cultivar y según su característica

con condiciones autótrofas o heterótrofas. Según Brennan (2010) hoy en día la

producción foto autótrofa es el único método para el cultivo de forma masiva que

resulta de manera económica técnicamente viable y rentable.

Para su reproducción a gran escala, se usan fotobiorreactores clasificados según su

funcionamiento y su configuración:

- Cultivo abierto son estanques o canales, luz solar.

- Fotobiorreactores pueden ser espacios abiertos o cerrados, circulares o

paneles usualmente de luz artificial (Martinez, 2011)

2.1.1.9. Crecimiento de micro algas

El crecimiento de las microalgas es de suma importancia en la naturaleza ya que

estas viven en agua dulce o saladas, y son capaces gracias a que realizan

25

fotosíntesis realizar la transformación de materia inorgánica a orgánica usando la

energía solar.

En la fotosíntesis, la microalga emplea la energía solar combinándola con el CO2,

como resultado es producido oxigeno que es liberada a la atmosfera en conjunto con

azucares usadas por la microalga para producir ciertas sustancias como celulosa,

y/o aceites (Barraza C. E., 2009).

Bacterias, levaduras y microalgas logran su reproducción por división celular, que

resulta mayormente binaria, presentan un crecimiento celular de manera rápida

cuando tienen las condiciones necesarias y adecuadas

De manera general la edad del cultivo cambia con las condiciones ambientales y a

su vez la velocidad en la cual ocurre la reproducción en el crecimiento celular

también lo hace, es por esto que se hace factible el reconocimiento de las diferentes

fases del cultivo en la cual varían la cantidad de biomasa o concentración celular.

Para conocer la medida de estos parámetros poblaciones se usa la velocidad

específica de crecimiento, también conocida como tasa de crecimiento (µ) y el

tiempo de duplicación o de generación (t g) (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez,

& Cabrera, 2005).

Cada especie de microalga posee diversas características de crecimiento las cuales

hace posible diferenciarlas entre sí, y está ligado a suministrarle los correctos

condiciones de crecimiento y proporcionarle la cantidad necesaria de nutrientes a

pesar que no es en gran cantidad su deficiencia es mortal para el cultivo con lo cual

no se lograría conseguir la producción máxima de biomasa.

26

Figura 6 Crecimiento celular de Chlorella vulgaris

(Muñoz-Peñuela, Ramírez-Merlano, Otero- Paternina, Medina-Robles, & Cruz-Casallas, 2011)

Las Fase de crecimiento que se desarrollan en un cultivo micro algal son:

2.1.1.9.1. Fase de latencia o adaptación:

Es la fase inicial del cultivo el cual depende de las condiciones celular del inóculo de

la cual también dependerá el éxito del desarrollo del cultivo, cuando las células no se

encuentran adaptadas metabólicamente presentan una cierta fase de retraso debido

al ajuste orgánico por la variabilidad de las condiciones a las que se encuentra

expuesto el cultivo (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014) lo cual no será

exitoso el cultivo. Cambios en el pH, medio de cultivo, iluminación y temperatura

puede causar mencionado retraso en la fase inicial (Garcia, Rosas, Hernandez,

Velasquez, & Cabrera, 2005).

2.1.1.9.2. Fase Exponencial:

Esta es la fase en que los componentes estructurales se comienzan

secuencialmente a incrementar iniciando con el ácido ribonucleico (ARN), proteínas

y peso individual (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005), también

es llamada fase acelerado de crecimiento, en la cual las células ya se encuentran

adaptadas a su entorno nuevo por lo cual comienzan a multiplicarse y a crecer de

manera exponencial. (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)

27

2.1.1.9.3. Fase de crecimiento lineal:

De acuerdo el cultivo va en crecimiento se produce una disminución de nutrientes, el

pH sufre de cambios, y su biomasa se ve afectado por la falta de distribución de las

condiciones aplicadas al cultivo como consecuencia del incremento de la población.

(Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014). La biomasa se ubica en una tasa

netamente constante, la energía que se produce ya no garantiza la supervivencia de

la célula, por lo cual el crecimiento se visualiza de forma lineal y la velocidad del

crecimiento llega a su máximo valor y permanece constante es por este motivo, que

la biomasa aumenta rápidamente, aunque generalmente no se alcanzan valores

altos. (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005)

2.1.1.9.4. Fase estacionaria:

Ya no se puede observar división celular neta por lo cual el cultivo entra en un

periodo corto que se mantiene constante por el balance entre células que nacen y

células que mueren en el cultivo (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014).

La natalidad se llega a igual con la mortalidad de las células con lo cual la

concentración celular y la biomasa permanecen constante sin mayores cambios,

estos cambios suelen ser por razones: alto valor del pH, la deficiente concentración

de un nutriente esencial, o en la mayoría de los casos la dificultad de penetrar la luz

en el cultivo a causa de la elevada concentración celular que presenta el cultivo

(Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005).

2.1.1.9.5. Fase de muerte:

Fase de disminución de biomasa debido a que la tasa de mortalidad supero a la de

la natalidad por lo cual disminuye la concentración celular. Aumenta la proporción

entre la fotosíntesis y respiración sumado a la ausencia de nutrientes conlleva al

28

cultivo a lisis celular o muerte (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera,

2005).

Curva de crecimiento de un cultivo de microalgas

1- Fase de latencia; 2- Fase de crecimiento lineal; 3-Fase estacionaria; 4- Fase de

muerte Figura 7. Curva de crecimiento de un cultivo de microalgas

(Merino, s.f)

2.1.1.10. Tasa de crecimiento

El crecimiento de las microalgas es dependiente de los factores que limitan al

crecimiento por ellos es importante conocer las óptimas condiciones y límites de

tolerancia (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014) De manera teórica la tasa

máxima del crecimiento de un cultivo de microalgas será igual a la máxima tasa de

fotosíntesis aun así la producción de microalgas se ve restringida por factores tales

como la concentración de nutrientes, temperatura, intensidad de luz y pH. (Sacristán-

deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014)

2.1.1.11. Tiempo de duplicación y tasa específica de crecimiento

Cada cultivo varía en su tiempo de reproducción debido a variables como: tamaño

del cultivo, intensidad de luz, Oxigenación, proporción de nutrientes entre otros, la

mayoría de microalgas unicelulares se reproducen de manera asexual (Sacristán-

deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014)

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29

2.1.1.12. Parámetros que influyen en el crecimiento de las algas

Condiciones físicas: estas tienen gran influencia en el crecimiento del cultivo como lo

son: salinidad, intensidad de luz, dióxido de carbono, oxigeno, temperatura. Estas

varían según cada especie. (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)

2.1.1.13. Luz

De los parámetros la iluminación es el que tiene mayor incidencia en el crecimiento y

la reproducción de las células de las microalgas, ya que son organismos

fotosintéticos, su multiplicación es proporcional a la intensidad de la luz que recibe, si

la iluminación es incrementada sobrepasando los límites, es posible que comience

una disminución de la biomasa, de manera que se ocasionaría una fotoinhibición

que provocaría la muerte celular. Aunque existe diversidad de estudios que

sostienen que a altas intensidades de iluminación la producción de polisacáridos en

las células de microalgas tiende a ir en aumento. (Ruiz Martinez, 2011 )

Figura 8.- Fluorescentes Led luz blanca usadas en fotobiorreactores

Fuente (Alejandro & Loor 2018)

2.1.1.14. Agitación

La agitación en los fotobiorreactores precautela la apropiada distribución de la luz y

de los gases, al mismo tiempo que homogeniza el pH, les proporciona un

30

movimiento uniforme a las células evitando de esta manera que se sedimenten o se

adhieran a las paredes del reactor, aun así los niveles que se le suministra al cultivo

no puede ser estandarizado ya que depende del volumen del cultivo, se debe ser

cauteloso con la intensidad de la agitación ya que la excesiva agitación puede dañar

las membranas celular y provocar muerte celular (Ruiz Martinez, 2011 ).

Figura 9.- Sistema de agitación mediante flujo de aire


2.1.1.15. Temperatura

La reproducción de las algas se acelera ante una temperatura medianamente alta,

aunque lo que se recomienda es usar las temperaturas establecidas óptimas para

cada especie de microalga, ya que cada una de estas cuentan con un rango de

temperaturas diferente establecidos por su morfología. (Park, Craggs, & Shilton,

2010)

El rango en que las temperaturas de las microalgas llegan a desarrollarse puede ser

muy amplio, pero el de la Chlorella por ejemplo crece en un rango de 5ªC y 42ªC

(Ruiz Martinez, 2011 )

31

Por el contrario, las temperaturas bajas inducen a la acumulación de aminoácidos o

derivados de estos y polioles que contribuyen a las tolerancia o sensibilidad de las

microalgas en refrigeración (Sacristán-deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, &

Alva-Martinez, 2014).

Figura 10.- Temperatura registrada en pH-metro


2.1.1.16. Salinidad

Cada parámetro tiene importancia en el cultivo, en este caso debido a que existen

de agua dulce y origen marino es necesario conocer su comportamiento ante los

cambios de salinidad los cuales varían según su morfología y especie de cada una.

Las microalgas reaccionan de manera distinta al ser expuestas a cambios de

salinidad, si esto no es controlado se ven afectadas funciones de la productividad, y

el rendimiento (Fuentes Escobar & Olivera Bonilla , 2017)

2.1.1.17. pH

Afecta a algunos procesos bioquímicos que se asocian con el crecimiento o el

desarrollo del metabolismo de las algas, incluso compromete a los iones de

32

Nitrógeno como nutrientes, el rango del pH oscila en 8,2 y 8,8 recomendablemente

para la producción de biomasa (Martinez, 2011).

Fuente (Alejandro & Loor 2018) Fuente (Alejandro & Loor 2018)

2.1.1.18. Cámara de Neubauer:

Placa gruesa que asemeja a un portaobjeto, la cual en su parte central contiene

cuadriculas de 3 mm las cuales al ser observadas en el microscopio sirven para

contar las células de la muestra que se haya colocado, sus unidades son

células/mililitro.

Además de conocer la cantidad de células que existen de determinadas muestras se

puede observar la morfología y el tamaño.

Figura 11.- Toma de pH en las muestras Figura 12.-pH-metro HQ30D

33

Alejandro, Loor (2018) Alejandro, Loor (2018)

2.1.1.19 Recuento celular

Para realizar el recuento celular se utiliza la Cámara de Neubauer, también llamada

hemocitómetro y cubreobjetos, entre estos dos se coloca la muestra de microalgas

antes retirada de cultivo con la pipeta Pasteur, controlando que no exista aire en el

interior y que el cubreobjetos no se deslice sobre la cámara, es decir que no exceda

ni falte muestra líquida. Esto será colocado en el microscopio para realizar el conteo

de las células.

Alejandro, Loor (Julio 2018) Alejandro, Loor (2018)

Como la muestra a observar es la Chlorella Vulgaris y es una micro alga pequeña el

conteo será en el cuadrante central en todas sus divisiones A, B, C, D, E, pero solo

de la cuadricula central a los extremos el lateral izquierdo y superior e internos, no se

Figura 13.-Cámara neubauer Figura 14.-Cuadricula observada

desde el microscopio en la cámara

neubauer

Figura 15.- Células de Chlorella- Objetivo 40X Figura 16.- Cuadricula de conteo celular

34

debe contar los inferiores ni los derechos debido a que el movimiento de ellas

provoca un doble conteo ya que son micro organismos vivos

2.1.1.20. Medio de cultivo (nutrientes)

El objetivo de aportar nutrientes es estimular la producción autotrófica y

heterotrófica, según requiera cada especie de microalga. Al cultivo será suministrado

el medio de cultivo compuesto de fosfato de sodio y fosfato Diamónico (DAP).

El fosforo es suministrado en forma de fosfato que, aunque en las microalgas suelen

ser menor del 1%, la deficiencia de este limita el crecimiento del cultivo, estos suelen

estar ligado a iones importantes para mantener el equilibrio iónico y la presión

osmótica.

El nitrógeno es importante para regular el contenido de los lípidos de las microalgas.

Este compuesto es similar al medio Erd-Sahreiber enriquecido, empleado para

suministrar micronutrientes a microalgas de origen marino.

2.1.1.21. Comportamiento con el Medio Ambiente:

Dado que los compuestos a emplear en el medio de cultivo para las microalgas que

van a estar en contacto con el agua residual y parte de estos quedaran el agua

tratada final se precautelo que estos no tienen toxicidad debido a que son

justamente empleados para la reproducción de microorganismos vivos además que

estos en contacto con el suelo, aguas subterráneas o superficiales pueden ser

absorbidos por plantas y utilizados como nutrientes esenciales (tansmerqui, Agosto

2014. ).

2.1.1.22. Manipulación:

Evitar que se forme nubes de polvo, durante su manipulación no se debe comer,

beber o fumar, después de la manipulación se debe cumplir con todas las normas de

higiene. (tansmerqui, Agosto 2014. )

35

2.1.1.23. Almacenamiento:

Disponer del producto en un lugar fresco y seco. Una excesiva humedad puede dar

lugar a una compactación no requerida en el producto, se debe mantener los

contenedores cerrados herméticamente (tansmerqui, Agosto 2014. )

Fuente (Alejandro & Loor 2018) Fuente (Alejandro & Loor 2018)

2.1.1.24. Normativa Ambiental.

En el registro Oficial Edición especial Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A.

noviembre 2015, se encuentran las normas generales para descargas de efluentes

a cuerpos de agua marina las cuales describen las prohibiciones que tienen las

industrias al desechar sus aguas residuales y cuáles deben ser las medidas que se

deben tomar tal como lo describen los puntos a continuación:

5.2.5.1.- Es prohibido la descarga de aguas residuales industriales o domesticas a

cuerpos de agua marina o salobre, estén bajo la influencia de reflujo o flujo de

mareas. Las descargas a estuarios marinos deben tener un tratamiento regido a lo

descrito en la norma, las municipalidades deben incluir un control para la

contaminación de estos cuerpos hídricos.

Figura 18.- Fosfato de Sodio Figura 17.- Muestra de Fosfato de Sodio

36

5.2.5.2.- Para poder descargar en cuerpos de agua marina se debe tener en cuenta

la capacidad de adaptación que tiene el medio que los receptara.

5.2.5.2.1.- Se establece que para las descargas de efluentes a cuerpos de agua de

zona denominado de interés turístico y de recreación con contacto primario, se debe

realizar un previo tratamiento, y la descarga será vía emisario submarino en un

cumplimiento estricto de los límites fijados en esta norma, además que esta consta

de los siguientes literales:

a) Sera empleado de forma obligatoria, un tratamiento primario antes que ocurra la

descarga del emisario submarino.

b) Diseños e Instalaciones de los emisarios submarinos deben ser regulados, y

sometidos a aprobación de la Autoridad Ambiental Nacional y deberán haber

obtenido licenciamiento ambiental.

c) Aquellos que en la actualidad descarguen efluentes en la línea de la Playa,

quienes son llamados a instalar emisarios submarinos según lo establece esta

norma tienes un plazo de 12 meses en los cuales deben presentar los proyectos y

dar inicio al proceso de la obtención de licenciamiento ambiental, Cuanto sea

aprobado el proyecto y la licencia se les adjudicara un plazo de un año para que lo

pongan en marcha.

5.2.5.3 Queda prohibido descargar en zona de playa de agua de desechos y solidos

proveniente de la transformación de mariscos o peces sean estos procesos

artesanales o industriales, todo deberá ser dispuesto según lo dicta esta norma.

5.2.5.4 Es prohibido también descargar residuos no tratados líquidos, que provengan

de buques, embarcaciones fluviales, marítimos y lacustre hacia cuerpos hídricos o

alcantarillados.

37

5.2.5.5 Las industrias y/o puertos deben contar con un sistema de manejo para los

residuos líquidos o solidos que provengan de naves, embarcaciones o algún otro

medio de transporte, los mismo que debe estar registrados por la Dirección Nacional

de los Espacios Acuáticos.

En la misma norma se encuentran los límites de descargas que son permitidos en

un cuerpo de agua marina:

Fuente: registro Oficial Edición especial Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A

Tabla 1.-Límites de descarga a un cuerpo de agua marina

Parámetro Expresado como

Unidad Límite máximo permisible (A) Descarga en zona de rompientes

(B) Descargas mediante emisarios submarinos

Aceites y grasas Sust. solubles en hexano

mg/l 30 30

Color Color verdadero

Pt/Co Inapreciable en dilución 1/20

Inapreciable en dilución 1/20

Demanda Bioquímica de Oxigeno

DBO5 mg/l 200 400

Demanda Química de Oxigeno

DQO mg/l 400 600

Materia flotante visibles

ausencia ausencia

Potencial de Hidrogeno

pH 6 - 9 6 - 9

Solidos Suspendidos Totales

SST mg/l 250 250

Temperatura ºC

Tensoactivos Sustancia Activas al azul de metileno

mg/l 0,5 0,5

< 25 < 25

38

2.1.1.25. Depuración

La fitorremediación, en términos generales, es el empleo de plantas para la

eliminación o transformación de contaminantes, incluyendo por ejemplo nutrientes

presentes en el agua o el CO2 presente en gases de escape. La fitorremediación

lleva asociada una producción de biomasa, ya sea ésta plantas superiores (filtros

verdes, etc.), macroalgas o microalgas. Una de las primeras descripciones del

empleo de algas en el tratamiento de aguas residuales se remonta a 1957 y se debe

a Oswald, quien describe un sistema de tratamiento mediante lagunaje. (Martinez,

2011)

2.1.1.26. Separación

El coste de la separación en la fase final del medio del cultivo y la biomasa de la

microalga se presume oscila entre el 21% y 30% del costo total de la producción.

Esto significa que esta etapa es determinante en la economía y en el balance

energético del proceso. Las microalgas son, en general, difíciles de separar por su

pequeño tamaño, si bien es cierto que, por su tamaño, algunas cianobacterias

sedimentan (decantación espontánea) o flotan, y que algunas microalgas forman

agregados (biofloculación), lo que facilita su decantación. La técnica de separación

depende de la microalga en cuestión, la densidad del cultivo, el uso posterior y

factores económicos como el precio del subproducto obtenido. En general, tiene

lugar en dos etapas: en una primera etapa se produce una separación más basta en

la que se alcanza una concentración de microalgas entre el 2 y 7%. Se puede

realizar por floculación, sedimentación por gravedad o flotación. En una segunda

etapa se realiza un secado más fino y de mayor coste energético, mediante

centrifugación, filtración o ultrasonidos. (Martinez, 2011)

39

2.1.3. MARCO CONCEPTUAL

2.1.3.1 Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala

Diagrama escalamiento de cultivo de la microalga Chlorella vulgaris

Figura 19.-Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala

Fuente (Alejandro & Loor,2018)

Ilu

min

ació

n

pH

Flu

jo d

e a

ire

ació

n

Adición de medio de

cultivo

CEPA 250 ml Chlorella

vulgaris

Adaptación Adición de medio de

cultivo

Adaptación Adición de medio de

cultivo

INOCULO 1 a 4 litros Chlorella

vulgaris

Cultivo a escala

intermedia

5 a 20 litros

Chlorella vulgaris

Cultivo gran escala a 50 litros Chlorella

vulgaris

Adaptación

Adquirido de: Centro de

Investigación marina y

acuícola CENAIM.

40

2.1.3.2 Fase 2.- Caracterización del agua residual

Figura 20.-Fase 2.- Caracterización del agua residual


Aplicación del agua

residual con micro

alga

Caracterización

de agua cruda

(2 litros)

Unidad de Control de

calidad. Laboratorio de

aguas residuales.

Acreditado con la norma

17025.

Pre-tratamiento

Muestra para la

aplicación del

tratamiento

Captación de

muestra de agua

residual

Toma de

muestra

Zona de

captación:

Zona costera

Industria

Empacadora

de Pescado

Filtración

al vacío

41

2.1.3.3. Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua

residual

Figura 21.-Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua residual


Muestra con mayor

remoción

Recolección de la

muestra

Caracterización del agua

tratada

Conclusiones y

Recomendaciones

10 % 12 % 15 % 20% 40 %

Prueba de efectividad a diversas

concentraciones de micro alga

con agua residual pretratada

Aplicación en muestras de variadas

concentraciones

Parámetros

de respuesta

pH

Color

Turbidez

DQO

Unidad de Control de

calidad. Laboratorio de

aguas residuales.

Acreditado con la

norma 17025.

Centrifugación

42

2.1.3. MARCO CONTEXTUAL

2.1.3.1. MICRO ALGAS CHORELLA VULGARIS

Microalga que forma parte de la familia Clorophyceae, son organismos no móviles,

de coloración verde. Fueron una de las primeras especies en ser aisladas como

cultivo puro, en el año 1980 por Martinus Beijerinch (Bashan & de-Bashan, 2008)

Desde su descubrimiento las microalgas han sido cultivadas para diversos fines,

pero en la que principalmente se ha visto involucrada es en la acuicultura ya que

gracias a los nutrientes y vitaminas que posee en su estructura son una fuente de

alimentación para fases larvarias de crustáceos, y moluscos (mejillones, ostiones,

ostras) (Yaremi, 2015) Hasta hace poco tiempo las algas vivas eran la única fuente

de alimento de las larvas de peces y ciertas especies de bivalvos, pero esta

situación comienza a cambiar como resultado de recientes investigaciones sobre el

desarrollo de otras dietas artificiales e inertes apropiadas. Aun así, la producción de

algas vivas va a seguir siendo un aspecto fundamental en el éxito en los criaderos

en el futuro, aunque sólo sea como alimento vivo que complemente los nuevos

alimentos (Helm, Bourne, & Lovatelli, 2006)

Estas también tienden a ser aplicadas en tratamiento de aguas, son usadas como

agentes de remoción (detoxificación) y control de ciertos metales pesados, en el

campo de la agricultura a la biomasa se la usado como fertilizante, en el área

médica en tratamiento de heridas e incluso para dietas de adelgazamiento (Yaremi,

2015)

Es así que las microalgas se han abierto paso en un sinnúmero de aplicaciones

desde cosméticos hasta en tratamiento de aguas residuales, lo cual el tratamiento

de las mismas es determinante para que el agua que ha sido usada por los seres

43

humanos regrese al medio de manera admisible y que continúe el ciclo hidrológico.

Uno de los métodos más usados en la actualidad es la remediación biológica

(Candela Orduz, 2016)

Figura 22.-Chlorella vulgaris super alimento

(Toribio, 2017)

De entre las microalgas la Chlorella vulgaris ingresa en los denominados

superalimento al poseer el mayor porcentaje de clorofila fue empleada en este

ámbito por los japoneses a partir del año 1970, para estos usos que es necesario

cantidad de biomasa son cultivadas en criaderos, ventaja de esta especie que es

resistente a pequeños cambios y se reproducen de buena manera al acoplarse de

manera apropiada, requieren pocos nutrientes adicionales, entre estos fósforos

suministrados la mayoría de las veces como fosfato, nitratos, fuentes de carbono y

dióxido de carbono.

44

3. Capitulo III

3.1 METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION

Este trabajo se realizó en el Laboratorio de investigaciones de aguas residuales, de

la Universidad de Guayaquil (UG), la experimentación consistió en el crecimiento del

micro-alga Chlorella Vulgaris, la caracterización del agua residual de las

empacadoras de pescado realizado en la Unidad de Control de Calidad Laboratorio

certificado de Aguas Residuales Certificado. Se realizaron múltiples pruebas

experimentales teniendo como finalidad aportar evidencias sobre la efectividad de la

microalga Chlorella Vulgaris en la desintoxicación de aguas residuales de

empacadoras de pescados, se procedió a aplicar la microalga en dosificaciones en

diferentes porcentajes en donde se evaluará realizando el monitoreo de los

parámetros de respuesta como pH, color, turbidez y demanda química de oxigeno

(DQO) , para poder establecer la dosis apropiada y conocer el porcentaje de

microalga con el que se llegue a la mayor reducción de los parámetros analizados y

que estos lleguen a los rangos establecido en las normativas ambientales que se

encuentran en el Acuerdo Ministerial Nª083B, Acuerdo ministerial 097-A

3.1.1. MATERIALES Y EQUIPOS

Materiales

- Vidrio reloj

Lamina de vidrio con forma convexa.

- Matraz Erlenmeyer

Material de vidrio de forma cónica, con cuello alargado de forma cilíndrica con base

plana.

- Lámparas LED

Lámparas fluorescentes, luz blanca, 22 W, 1540 Lúmenes (Im).

45

- Embudos

Fabricados de vidrio para uso en el laboratorio debido a la inercia química que

posee, pueden ser encontrados de diversos tamaños, usados para canalizar los

líquidos o granulados a recipientes de bocas más angostas

- Papel filtro

Separa los sólidos insolubles de manera que estos quedan retenidos en él, y el resto

del líquido pasa por sus poros.

- Mangueras de ½ pulgada

Plásticas, transparentes dirige la aireación de las bombas.

- Papel film

Transparente.

Rollos de 50 metros

- Pipeta Pasteur

Usada para medidas pequeñas, asemeja a un gotero o cuentagotas de vidrio

- Cámara neubauer

Placa gruesa de cristal de aproximadamente 30 x 70 mm, con dos zonas de conteo,

y un grosor de 4,5 mm, en la cual se realizará el conteo celular

- Cubre objetos

Cuadrados hechos de cristal, los cuales se colocarán encima de la cámara de

conteo de la cámara de neubauer.

- Vasos de precipitación

Recipiente de vidrio de forma cilíndrica de diversas unidades de medidas, resistente

a altas temperaturas.

- Pipetas

De vidrio resistentes al calor, instrumento volumétrico.

46

- Probetas

Sirve para medir el volumen de líquidos es de forma cilíndrico alargado, de vidrio

borosilicatado.

- Tubos de ensayo

Pequeños tubos abierto en uno de sus dos extremos y cerrado de forma convexa

del otro el cual permite introducir pequeños volúmenes.

- Soporte Universal

También llamada pie universal el cual con pinzas permite sujetar diversidad de

instrumentos.

- Papel de aluminio

Lamina fina de aluminio, útil para aislar equipo usados en la autoclave y los líquidos

que estos contengan

Equipo

- Balanza analítica

Usada para medir con precisión pequeñas masas.

- Bombas de aireación

De dos salidas

3 L/min cada una

- Microscopio bifocal

De cuerpo metálico robusto, permite observar imágenes de dos dimensiones, suelen

tener objetivos de aumento entre 4x y 100x.

- Autoclave

Aparato que sirve para esterilizar con vapor producido desde su interior.

Es metálico, maneja temperaturas y presiones altas.

47

- Centrifuga

Separa mediante constante rotación a velocidad controlada los componentes que se

encuentre constituidas determinadas sustancias puesta en su interior.

- Viales para prueba DQO

Prueba que resulta útil para el seguimiento de las Plantas de Tratamiento de Aguas

Residuales.

- Biorreactor

Reactor rectangular de acrílico transparente y liso con 50 cm de largo; 30 de ancho

y 35 de fondo con volumen de 50 litros, minimiza el riesgo masivo de

microorganismo como hongos, bacterias y protozoos.

- Espectrofotómetro

Dr/4000U HACH

Maneja longitud de onda 190 a 1100 nm

- Reactor

DRB 200

15 viales x 16 mm

3.1.2. PROCEDIMIENTO

3.1.2.1. Preparación de nutriente

Las micro algas requieren de energía lumínica, pero estas a su vez necesitan de

nutrientes y minerales para su crecimiento, debido a que las microalgas no poseen el

mismo requerimiento nutricional no todos los medios son aptos para cultivar a la

especie en su etapa masiva, los principales medios de cultivos poseen fosforo,

nitrógeno, carbono y otros minerales que estos influyen diferentes proporciones y

fuente de alimento para las microalgas

48

El medio de cultivo utilizado en esta investigación está conformado por:

- Fosfato Diamónico (DAP)

- Fosfato de sodio

- Los compuestos son pesados en balanza analítica 160 g de Fosfato Diamónico y

7,8 g de fosfato de Sodio

- Mezclar en 1 litro agua de mar.

- Agitar constantemente para lograr la dilución de los compuestos

- Pasa por un tamiz para desechar los residuos sólidos presentes en la disolución

- Pasar a envases de vidrios, recubrir con papel de aluminio.

- Colocar en la autoclave 15 minutos a 120ªC.

Fig

3.1.2.2. Crecimiento celular

Para el control del crecimiento celular usaremos la cámara neubauer la microalga

Chlorella vulgaris se cuenta en el cuadrante central por ser una microalga de

pequeño diámetro(3µm). Todos los materiales empleados para estos procedimientos

son previamente lavados con agua destilada y secados en la estufa para precautelar

que no exista proliferación de bacterias en el cultivo.

- Tomar la muestra de 0,1 ml con pipeta Pasteur.

25.- Fosfato

Diamónico Figura 23.-Mezcla

de nutriente

Figura 24.-Fosfato de

Sodio

Figura 26.- Compuestos para la preparación de nutriente


49

- Colocar entre la cámara neubauer y el cubreobjeto que se ha colocado

encima de la parte central donde se ubican los cuadrantes en donde se

realizaran las lecturas.

- Se ubica en el microscopio bifocal.

- Realizar el conteo de las celdas con un objetivo de 40x.

El proceso será realizado diariamente preferiblemente a la misma hora para construir

la curva de crecimiento.

3.1.2.3. Metodología del recuento celular

La forma de contar la microalga es del cuadrante central este cuadrante también

consta de cuatro extremos A, B, C, D y un central E y esos son los que se deben de

contar en forma de zigzag.

Dia 8 del conteo para la construcción de la curva de crecimiento del cultivo que se va

a emplear en el tratamiento

Cuadrante A` = 20

Cuadrante B` = 15

Cuadrante C` = 17

Cuadrante D` = 18

Cuadrante E` = 24

El número de célula por mililitro (cel./ml) seria:

Forma 1

A+B+C+D+E = 94 * mililitros del cultivo

20+15+17+18+24 = 94* 50000 = 4700000

Forma 2

a.- ∑ 𝐴+𝐵+𝐶+𝐷+𝐸

𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑐𝑢𝑎𝑑𝑟𝑎𝑑𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑜𝑠 * 250000.

50

b.- (∑ 𝐴+𝐵+𝐶+𝐷+𝐸) ∗ 25

𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑐𝑢𝑎𝑑𝑟𝑎𝑑𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑜𝑠 * 104

94*25 * 104= 4700000

5

Cantidad de células por mililitro → 4,7 x 106

Depende de las observaciones del microscopio se requiere alimentar a la microalga

ya que determina el estado de la célula que se encuentre en reproducción y si

hubiera contaminación

3.1.2.4. Pretratamiento de agua residual.

Se lo realiza con el objetivo de retirar inicialmente la materia orgánica que se

observa a simple vista en el agua residual y de esta manera se espera ofrecer un

mejor habitad para que la microalga al contacto se pueda adaptar y se reproduzca.

- Un galón de agua residual será pre-tratada

- Colocar papel filtro sobre un embudo que estará sobre el matraz Kitasato el

cual estará conectado a una bomba de vacío.

- Colocar el agua residual en el embudo.

- Prender la bomba e ir colocando agua residual en el interior del embudo hasta

haber pasado toda el agua residual.

3.1.2.5. Adición de microalga en diferentes porcentajes de concentración

- Hacer uso de 5 vasos de precipitación para medir las respectivas

concentraciones establecidas.

- Se hace uso de probetas para todas las medidas, luego de medirlas se las

vierte en su respectivo vaso de precipitación.

- Las pruebas correspondieron al 10%,12%, 15%,20%,40% de microalgas

sobre agua residual que se le había hecho el pre-tratamiento.

51

- Se los expone a condiciones iguales a las del cultivo fotoperiodo 10 horas de

luz y 14 de oscuridad a 1540 lumen (Im) y aireación 4L/min por el lapso de 14

días, dentro de los cuales se realizaron pruebas de parámetros de repuesta a

cada concentración como pH, Turbidez, Color, Demanda Bioquímica de

Oxigeno, con los que se pudo establecer cuál fue la concentración con la que

se obtuvo niveles altos de remoción.

3.1.2.6. Recolección de muestra

- De la concentración de mayor remoción se retirará con pipetas y llenar los

tubos de ensayos de 10 ml.

- Cargar la centrifuga la cual contiene capacidad de 8 tubos de ensayos a

intervalos de 15 minutos a 3400 rpm

- Pasado el tiempo retirar de la centrifuga.

- La recolección se realiza en envases de vidrio y con tapa.

- Se envía la muestra para su caracterización a la Unidad de Control de

calidad. Laboratorio de aguas residuales. Acreditado con la norma 17025.

52

4. Capitulo IV

4.1. Resultados

4.1.1. Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación más

apropiado para aplicar sobre el cultivo de Chlorella vulgaris.

Tabla 2.-Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación

Velocidad Días

High

Alta

Medium

Media

Low

Baja

0 6,8 6,8 6,8

1 7,51 7,74 8,18

2 7,80 7,88 8,22

3

7,81 7,85 8,21

4 7,79 7,95 8,26

Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)

• Evaluados en 20 Litros de cultivos

• Equipo:

bomba Air Pump

unidades usadas: 2

SC-7500

3 velocidades

Salida de la bomba: 2 x 3L/min

Figura 27.- Comportamiento del pH según la velocidad flujo de aireación

Elaborado por Alejandro, Loor (Julio 2018)

6,5

6,7

6,9

7,1

7,3

7,5

7,7

7,9

8,1

8,3

8,5

Dia 0 Dia 1 Dia 2 Dia 3 Dia 4

PH

Dias del estudio

Comportamiento del pH segun la velocidad flujo de aireacion

Alta Media Baja

53

4.1.2. Conteo celular por miligramo de Chlorella vulgaris

4.1.3. Matriz para la determinación de numero de células por mililitro en un

periodo de 15 días (Medio de cultivo DAP-fosfato de sodio)

Tabla 3.-Matriz para la determinación de numero de células por mililitro

Dia Dia de estudio

A B C D E Suma Cel/ml (x106)

(A)

Cel/ml (x106)

(B)

18/06/18 1 4 4 3 3 5 19 0.95 0.95 19/06/18 2 5 5 6 5 3 24 1.2 1.2 20/06/18 3 7 6 5 6 7 31 1.5 1.5 21/06/18 4 7 9 9 8 8 41 2.0 2.0 22/06/18 5 12 9 11 10 15 57 2.8 2.8 23/06/18 6 19 13 9 15 18 74 3.7 3.7 24/06/18 7 19 11 13 25 19 87 4.3 4.3 25/06/18 8 20 15 17 18 24 94 4.7 4.7 26/06/18 9 34 14 13 16 16 93 4.6 4.6 27/06/18 10 28 8 26 10 20 92 4.6 4.6 28/06/18 11 14 28 9 22 15 88 4.4 4.4 29/06/18 12 13 3 15 8 28 67 3.3 3.3

30/06/18 13 10 4 8 9 10 41 2.0 2.0 31/06/18 14 10 4 4 8 9 35 1.7 1.7


Forma 1= 𝐴 + 𝐵 + 𝐶 + 𝐷 + 𝐸 = ∑∗ 𝑚𝑖𝑙𝑖𝑙𝑖𝑡𝑟𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑑𝑖𝑠𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖𝑜𝑛

Forma 2= 71*25 * 10^4 = 355 * 10^4 = 3.55 * 10^4= 3550000

5

Figura 29.-Células de microalga en

celdas de cámara neubauer Figura 28.- Sitios de conteo celular.


(2018)

Fuente (Vallvé, J. de Monserrat,2014)

(Vallvé, Sánchez Pozo, Moreno Cebeira,

& Serrano Olmedo, 2014)

54

4.1.4. Curva de Crecimiento del cultivo periodo de 15 días

Figura 30.- Curva de crecimiento del cultivo

Fuente (Alejandro & Loor, 2018)

Evaluado en 50 litros de cultivos, sin adición de nutriente adicional al del día de la

siembra.

4.1.5. Caracterización de agua residual proveniente de una empacadora de

pescado

Tabla 4.-Caracterización de agua residual inicial

Parámetros Expresado como Resultados Unidad Límites Máximos Permisible *


pH 6.06 6 - 9

Demanda Química de Oxigeno

D.Q. O 2430 mg/l 400


D.B. O 1466 mg/l 200

Solidos Suspendidos

550 mg/l 250

Solidos Totales 2465 mg/l -

Aceites y Grasas Solubles hexanos 180 mg/l 30

Nitrógeno N 270 mg/l 60

Tensoactivos Sustancias activas al azul de metileno

1.2 mg/l 0.5


0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

5

0 2 4 6 8 10 12 14 16

CO

NC

ENTR

AC

ION

(X

10

⁶)

TIEMPO DEL CULTIVO (DIAS)

Curva de crecimiento del cultivo

55

4.1.6. Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890

Tabla 5.-Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890


F

igura 31.- Agua residual Fuente (Alejandro & Loor 2018)

4.1.7. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta.

Tabla 6.-. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta


Figura 32.- Agua residual luego del pre-tratamiento


4.1.8. Parámetros de operación de microalga Chlorella vulgaris antes de su

aplicación en muestras

Figura 33.-Fase exponencial Chlorella vulgaris Fuente (Alejandro & Loor,2018)

Parámetro Unidades Resultados

TURBIDEZ NTU 224

COLOR APARENTE

Pt/Co

800

pH 6,5

Unidades Resultados

TURBIDEZ NTU 145

COLOR APARENTE Pt/Co

690

pH 7,10

DQO mg/l 1600

Chlorella Vulgaris:

- Dia 8 a partir de la siembra

- Concentración de biomasa 4.7

x106

- Fase exponencial

- 24.7 º C

- pH: 8.05

- Flujo de aire permanente

- Luz

56

4.1.9. Prueba de la eficacia de micro-alga Chlorella vulgaris para la

remediación de agua residual a diferentes concentraciones

Figura 34.- Dosificación de Chlorella vulgaris en agua residual Fuente (Alejandro & Loor,2018)

- Fotoperiodo: 10:14 luz: oscuridad

- Flujo de aire: constante

- Tiempo de control: 14 días

4.1.9.1. Composición en Volumen de la experimentación

Tabla 7.-. Composición en Volumen de la experimentación

MUESTRA

Volumen de Agua Residual

Volumen de Chlorella Vulgaris

Porcentaje de

microalga

Porcentaje de agua residual

1 450 ml 50 ml 10% 90%

2 460 ml 40 ml 12% 88%

3 425 ml 75 ml 15% 75%

4 400 ml 100 ml 20% 80%

5 300 ml 200 ml 40 % 60%


57

4.1.9.2. Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris

al ser aplicada en agua residual a tratar

Tabla 8.-Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris

Chlorella

(%)

1 3 5 7 9 11 13 14

10% 0,45 0,6 1 1,45 1,85 2,2 2,5 2,7

12% 0,35 0,45 0,75 1 1,45 1,9 2,3 2,5

15% 0,55 0,6 0,8 0,9 1,2 1,2 1,4 1,7

20% 0,5 0,65 1,3 1,5 1,35 0,9 1 1

40% 0,25 0,35 0,55 0,6 0,6 0,6 0,5 0,45


4.1.9.3. Perfil de crecimiento de Chlorella vulgaris en agua residual

pretratada

Figura 35.-Perfil de crecimiento de microalga Chlorella vulgaris en agua con pretratamiento

Fuente (Alejandro & Loor, 2018)

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

1 3 5 7 9 11 13 14

Nª

de C

elu

las x

10

6

Dias de Pruebas

Perfil de Crecimiento de Chlorella en Agua Residual pretratada.

chorella 10% chlorella 12% chlorella 15%

chlorella 20% chorella 40%

58

4.1.10. Remoción gradual del DQO por aplicación de microalgas (Chlorella

vulgaris) en agua residual de empacadora de pescado: Tabla 9.-Porcentajes de remoción DQO muestra 1 durante 14 días

Días 1 3 5 8 11 14

DQO (mg/l)

780 640 420 242 237 232

Remoción (%)

- 17,95 46,15 68,97 69,62 70,26

Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)

Tabla 10.-Porcentajes de remoción DQO muestra 2 durante 14 días

Días 1 3 5 8 11 14

DQO (mg/l)

802 674 589 462 378 357

Remoción (%)

15,96 26,56 42,39 52,87 55,49



Días 1 3 5 8 11 14

DQO (mg/l)

1184 1057 1007 932 798 664

Remoción (%)

10,73 14,95 21,28 32,60 43,92



Días 1 3 5 8 11 14

DQO (mg/l)

1584 1268 1131 1130 1119 1115

Remoción (%)

19,95 28,60 28,66 29,36 29,61



Días 1 3 5 8 11 14 DQO (mg/l)

980 979 962 940 960 802

Remoción (%)

0,10 1,84 4,08 2,04 18,16


59

4.1.11. Resumen de la remoción gradual de Turbidez por aplicación de microalgas

(Chlorella vulgaris) en agua cruda:

Tabla 14.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 1 durante 14 días

Días 1 3 5 8 11 14

Turbidez (NTU)

87 33 25 6 0 0

Remoción (%)

62,07 71,26 93,10 100,00 100,00



Días 1 3 5 8 11 14

Turbidez (NTU)

105 74 45 15 0 0

Remoción (%)

29,52 57,14 85,71 100,00 100,00



Días 1 3 5 8 11 14

Turbidez (NTU)

37 21 15 1 0 0

Remoción (%)

43,24 59,46 97,30 100,00 100,00



Días 1 3 5 8 11 14

Turbidez (NTU)

50 33 15 0 0 0

Remoción (%)

34,00 70,00 100,00 100,00 100,00



Días 1 3 5 8 11 14

Turbidez (NTU)

79 15 7 0 0 0

Remoción (%)

81,01 91,14 100,00 100,00 100,00


60

4.1.12. Resumen de la remoción gradual de Color por aplicación de microalgas

(Chlorella vulgaris) en agua Residual:

Tabla 19.-Porcentajes de remoción de Color muestra 1 durante 14 días

Días 1 3 5 8 11 14

Color (Pt/Co)

550 234 114 96 65 43

Remoción (%)

57,45 79,27 82,55 88,18 92,18



Días 1 3 5 8 11 14

Color (Pt/Co)

323 161 85 59 28 0

Remoción (%)

50,15 73,68 81,73 91,33 100,00



Días 1 3 5 8 11 14

Color (Pt/Co)

353 171 97 68 56 44

Remoción (%)

51,56 72,52 80,74 84,14 87,54



Días 1 3 5 8 11 14

Color (Pt/Co)

650 167 95 14 20 34

Remoción (%)

74,31 85,38 97,85 96,92 94,77



Días 1 3 5 8 11 14

Color (Pt/Co)

570 131 89 57 0 0

Remoción (%)

77,02 84,39 90,00 100,00 100,00


61

Tabla 24.-Porcentajes de remoción totales de Parámetros de respuesta


Figura 36.-Porcentaje de Remoción DQO- Turbidez-pH.


70

,26

55

,49

43

,92

19

,51

18

,16

10

0

10

0

10

0

10

0

10

0

92

,18

10

0,0

0

87

,54

94

,77

10

0,0

0

0,00

20,00

40,00

60,00

80,00

100,00

Chlorella 10% Chlorella 12% Chlorella 15% Chlorella 20% Chlorella 40%

PORCENTAJE DE REMOCION

D.Q.O (%) Turbidez (%) Color (%)

REMOCION - Dia 1 REMOCION - Dia 14 PORCENTAJE DE REMOCION

N° de muestra

Concentraciones Dosis en ml/L

D.Q.O Turbidez Color aparente

D.Q.O Turbidez Color D.Q.O (%) Turbidez (%)

Color aparente

(%)

Chlorella mg/l NTU Pt/Co mg/l NTU Pt/Co % % %

1 10% 60 780 87 550 232 0 43 70,26 100 92,18

2 12% 75 802 105 323 357 0 0 55,49 100 100,00

3 15% 50 1184 37 353 664 0 44 43,92 100 87,54

4 20% 100 1584 50 650 1275 0 34 19,51 100 94,77

5 C 40% 200 980 79 570 802 0 0 18,16 100 100,00

62

4.1.13.pH

4.1.13.1. Comparación del pH obtenido en el control de las muestras

durante 14 días

Tabla 25.-Comparación del pH obtenido en el control de las muestras durante 14 días

DIAS

Muestra CHLORELLA 1 3 5 8 11 14

1 10% 7,03 8,51 8,42 8,17 8,35 8,32

2 12% 7,3 8,58 8,54 8,31 8,35 8,27

3 15% 7,32 8,54 8,5 8,29 8,4 8,36

4 20% 7,14 8,46 8,47 8,20 8,16 7,38

5 40% 7,15 8,42 8,3 8,31 8,26 8,26


Figura 37.-Variación de pH durante el tratamiento


7,0

3 7,3

7,3

2

7,1

4

7,1

5

8,3

2

8,2

7

8,3

6

7,3

8

8,2

6

6

6,5

7

7,5

8

8,5

10% 12% 15% 20% 40%

Variacion de pH durante el tratamiento

Dia 1-antes del tratamiento Dia 14-Despues de tratamiento

63

4.1.14. Resultados de la caracterización de Agua residual Tratada en la

Unidad de Control de Calidad.

Tabla 26.- Caracterización de Agua residual Tratada

Parámetros Expresado

como Resultados Unidad

Límites Máximos

Permisible

Resultados expresados en porcentaje de remoción (%)


pH 7.49 6-9. -


D.B. O 33 mg/l 200 97.74

Solidos Suspendidos - 5 mg/l 250 99

Aceites y Grasas Solubles hexanos

No detectable

mg/l 30 100

Nitrógeno N 62 mg/l 60 77.03

Tensoactivos

Sustancias activas al azul de metileno

0.21 mg/l 0.5

81.81

Fuente: Unidad de Control de calidad Laboratorio de Aguas, Petróleo y Medio Ambiente.

64

4.2. ANALISIS DE LOS RESULTADOS

DEMANDA QUIMICA DE OXIGENO

Al agua residual se le realizó análisis iniciales el cual presento un DQO de 2430 mg/l

para obtener una Demanda Química de Oxigeno más bajo se le realizo un

pretratamiento (filtración) y alcanzo una disminución del 6,5% ubicándose en 1600

mg/l, valor con el que se realizó diversas muestras de concentraciones empleando la

micro-alga Chlorella vulgaris, se notó que depende del porcentaje de cada

concentración su remediación y este es inversamente proporcional alcanzando con

la menor concentración el estudio exitoso del 10% (50 ml Chlorella vulgaris, 450ml

Agua residual) que indica la remoción del 70,26% de DQO en el lapso total de14

días.

TURBIDEZ

El agua residual presento una turbidez inicial de 224 NTU debido a la realización de

un pretratamiento (filtración), obtuvo una disminución del 35,26% siendo 145 NTU el

valor con el cual se realizaron las pruebas de distintas concentraciones obteniendo

excelentes resultados debido a que se llegó a una remoción del 100% con todas las

pruebas en el lapso de 14 días, más aún se destaca que en la prueba 1, usando

concentración del 10% a los 8 días presento una remoción del 99% dato significativo

a la garantía del uso del micro alga Chlorella vulgaris.

COLOR APARENTE

De un valor inicial de 800 Pt/Co luego del acondicionamiento, la remoción fue del

13,75% es decir 690 Pt/Co iniciando así las pruebas de concentraciones, se originó

remociones por encima del 85% en cada una de ellas demostrando de esta manera

la viabilidad de microalgas Chlorella vulgaris para la remoción de color en agua

65

residual, destacándose remociones hasta de 100% en la muestra 2 cuya

concentración fue del 12% de microalga.

pH

El rango inicial del tratamiento oscilo entre 7,03 – 7,32 teniendo variaciones durante

el bio-tratamiento y llegando a finalizar la 7,38 - 8,23 siendo estos valores admitidos

dentro de los límites permisibles y ser apropiados para la microalga Chlorella

vulgaris se pueda adaptar y desarrollar.

- La Demanda Bioquímica de Oxigeno debe ser proporcional a la disminución de la

Demanda Química de Oxigeno aun así se alcanzó una remoción de 97,74%, este

valor es superior debido al tiempo que transcurrió para completar el proceso de

centrifugación para obtener la muestra final y su traslado al laboratorio de Unidad

de Control de Calidad, Laboratorio de Aguas residuales para sus posteriores

pruebas.

- Los Solidos suspendidos, aceites y grasas se alcanzaron importantes cantidades

de remoción siendo estos 99%, 100% respectivamente los cuales se encuentran

dentro de los límites permisibles para zonas de rompientes expresados en el

acuerdo ministerial Nª083B, 097-A, estos resultados comprenden a la muestra

que contenía 10% de microalga aplicada en 90% de agua residual.

66

4.3. CONCLUSIONES

- Se realizo el tratamiento de agua residuales de empacadoras de pescado con

micro-alga Chlorella vulgaris, obteniendo disminución de los parámetros de

respuesta evaluados en todas las concentraciones que se plantaron las muestras,

obteniendo como valores mínimos de remoción en los parámetros de respuestas el

18,16% en Demanda de Química Oxigeno, 87,54% de color y 100% turbidez.

- Se determinó que las condiciones de operación optimas en el cultivo de microalga

Chlorella vulgaris fueron: iluminación de luz blanca a 1540 luminex (Im) las cuales

no influyen en la temperatura del cultivo en periodos 10 horas de luz y 14 de

oscuridad, flujo de aire de dos salidas a 4 L/min que se mantiene constante para

favorecer el movimiento de las células de microalgas evitando sedimentaciones de

las mismas y distribución uniforme de la iluminación, a la vez que permitió regular

el pH a 6.8 – 7.00, y el medio de cultivo enriquecido con Fosfato Diamónico y

Fosfato de Sodio al 0,025% v/v (0,25ml) no se vio afectada el crecimiento de la

microalga Chlorella vulgaris, este logro un correcto acoplamiento con la especie

ofreciéndole los nutrientes necesarios para el desarrollo de la misma, se pudo

evidenciar esto en la curva de crecimiento expuesta en la Figura 30.

- Se determino según los porcentajes de remoción obtenido en los parámetros de

respuesta que la aplicación del 10% de Chlorella vulgaris en 90% de agua residual

fue el mas eficiente y el más optimo a usar en tratamiento de Aguas residuales a

mayor escala o nivel industrial de características similares a la usada en la

experimentación.

67

- Se determino los porcentajes de remoción de 70.26% en la Demanda Química de

Oxigeno, 100% en turbidez, 92.18% en color, 97.74% en la Demanda Bioquímica

de Oxigeno, 99% de Solidos Suspendidos, 100% en Aceites y grasas con el cual

nos indican que si se logra cumplir con los límites permisibles que se nombran en

las normas 097-A, Acuerdo ministerial Nª083B.

4.4 RECOMENDACIONES

- Posterior a la bio-remediación se recomienda usar el método de floculación

para la separación de la microalga Chlorella vulgaris del agua residual con el

fin de abreviar el tiempo de la operación y evitar residuos de microalga en la

muestra final.

- Se recomienda realizar las pruebas de eficacia en otros tipos de industrias,

donde ciertos parámetros de agua residual requieran ser disminuidos, usando

un método alternativo como el bio-tratamiento de microalgas Chlorella

vulgaris.

- Es necesario promover más investigaciones haciendo empleo de diferentes

tipos de micro-algas para ir incursionando al sector industrial en una

alternativa menos contaminante con respecto a los métodos usados en la

actualidad.

68

4.5. GLOSARIO

- Biomasa: Expresadas en unidades de volumen y superficie, son sustancias

que han sido obtenidas por fotosíntesis y pueden ser transformadas para la

producción de combustibles.

- DAP: Fosfato Diamónico (sal de fosfato de amonio) que son solubles en agua

provienen de una neutralización de amoniaco y ácido fosfórico.

- Diatomeas: Especie de alga unicelular, es la más común del fitoplancton y

está compuesto por dos valvas.

- Equilibrio iónico: Una solución acuosa en la que hay presencia de especies

químicas.

- Eutrofización: Residuos orgánicos acumulados en una laguna, lago, o litoral

marino en las que ciertas cantidades de algas pueden proliferarse.

- Fitoplanctónicas: especies marinas que son un conjunto autótrofo de

organismos acuáticos, con capacidad fotosintética.

- Fitorremediación: Descontaminación de los suelos o limpieza de aguas

residuales, haciendo uso de plantas, organismos naturales o sintéticos,

microorganismos o el conjunto de estos.

- Fotoautótrofos: Aquellos capaces de captar los fotones de la luz del sol y

usarla como fuente de energía.

- Fotoperiodos: Tiempo diario en la cual se expone a un microorganismo a la

luz sea esta solar o sintética.

- Fotosintéticos: Organismos que pueden usar la energía solar para la

producción de compuestos orgánicos.

69

- Heterótrofos: Dicho de organismo que no son capaces de transformar la

materia inorgánica en orgánica por lo tanto busca nutrirse de sustancias que

han sido elaboradas por otros organismos y/o seres vivos.

- Macroalgas: algas marinas que puede ser observada a simple vista,

pluricelular, estas poseen distintos colores: rojo, café, verde y formas:

ciliadas, filamentosas, acolchadas entre otras.

- Microalgas: organismos unicelulares las cuales realizan fotosíntesis,

producen biomasa usando CO2, periodos de luz.

- Minerales evaporativos: minerales formados por las evaporaciones de roca

caliza y agua de mar.

- Presión osmótica: Es la presión que se ejerce para detener el flujo a través

de una membrana selectivamente permeable de una solución.

- Precámbrico: Periodo más largo de la historia de la tierra desde hace 570

millones de años atrás aproximadamente.

- Rizorremediación: Interacción biológica entre microorganismos y plantas

para en cooperación lograr la descontaminación del medio en que se

encuentran.

- Zooplancton: Conjunto de organismos que forman parte del plancton y del

cual lo conforman exclusivamente animales.

70

4.6. BIBLIOGRAFÍA

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74

4.7. ANEXOS

Imágenes del equipo usado en la experimentación

Figura 38.- Cubreobjetos

Figura 39.-Reactor HACH- DRB 200

Figura 42.- Bombas de aire dos salidas. Output: 2x3L/min

Figura 41.- pH-metro HACH

Figura 40.- Cubreobjetos

75

Figura 43.- Cámara Neubabuer

Figura 44.- Microscopio bifocal

Figura 46.- Pipeta Pasteur

Figura 45.- Iluminación LED 22 W 1540 lumenes

76

Kit de Viales para DQO

Figura 47.-Foto biorreactor abierto Figura 48.-Autoclave

Figura 49.- Viales para pruebas para DQO

Figura 50.-Colorímetro DR/890

77

Figura 51.- Papel films

Figura 52.-Papel filtro 125 mm

Figura 53.-Tubos de ensayo capacidad 10 ml

Figura 54.-Vasos de Precipitación

78

Imágenes del proceso de la experimentación

Figura 56.-Conteo diario para construcción de curva de crecimiento

Figura 57.-Observación en la cámara Neubauer

Figura 58.-Pre-tratamiento aplicado al agua residual

Figura 55.-Foto biorreactor abierto

79

Figura 59.-Dia 1 de aplicación de micro-algas en muestras

Figura 60.-Dia 14 de aplicación de micro-algas en muestras

80

Figura 61.- Centrifuga Figura 62.-Separación de fases por centrifugación

Figura 63.-Reactor HACH. Figura 64.-Viales 2 horas después del reactor

81

INFORME DE ANALISIS FISICO - QUIMICO

INFORME NO : LA / 072 / 18

SOLICITADO POR: ENTRESA: DIRECCIÓN: Fecha de inicio de análisis: Fecha de culminación de

análisis:

ALEXANDRA ALEJANDRO - DALILA LOOR

Francisco Segura y la 16 2018/06 07 Fecha de recepción: 2018/06 / 12 2018 / 06 / 07

IDENTIFICACION DE LOS ANALISIS TABULADOS upo DE MUESTRA: PUNTUAL(I)

A: MUESTRA AGUA RESIDUAL DE UNA EMPACADORA FECHA DE MUESTREO: 2018 / 06 / 070) DE PESCADO.

Parámetros Expresado

como Unidad Resultados incert. Limites

Máximos

Permisibles) Método

Potencial de Hidrogeno. 6.06 0.10 6-9

450041+13 PEE'UCC/LAJ02

**Demanda Química de Oxigeno mg/l

2 430 400

5220D PEE/UCC/1,A/03

Demanda

Bioquímica e Oxigeno (5 días) D.B.O.5

mg/l

1 466

200

52 PEE/UCC/1,N09

Sólidos suspendidos m 550 250 2540 D

PEE/UCC/LM)5

**Sólidos totales n 2 465

2540 B PEE/UCCJ1,N0

7

*Aceites grasas. Solubles

hexanos 180

30 5520 D

*Nitrógeno N mgíl 270 60 HACH 10071

*Tensoactivos

Sustancias activas

al aznl de

metileno m 1.2

0.5 8028 HACH

OBSERVACIONES: *Los ensayos mareados (*) NO están incluidos en el alcance de la Acreditación del SAE.

De Acreditación•, SST•.IOO - 1 000 mg/l•, DBO: 100 - 500 mg/l•, DQO: 100 - 900 mg/l. ( 1) Dato proporcionado por el cliente. (2) zona de rompientes. Legislación Ambiental para descargas a un cuerpo de agua marina. Límites máximos permisible

en

Acuerdos Ministeriales NO 083B, 0.97-A, 140. Noviembre 2015.

DIRECTOR 'lúCNICO

Fecha de emisión: 2018/05 102

Los análisis fueron realizados de acuerdo al STANDARD METHODS FOR THE EXAMINATION OF WATER, SEWAGE AND ml)USTRIAL WASTE. 23 RD EDITION

* Los resultados obtenidos en este informe son exclusivos de la Muestra sometida a ensayo. Nota: • Queda prohibido la reproducción parcial o total de este informe sin previa autorización de esta Unidad

trovvnst0AD DE GVAVAQtrn,

UNIDAD DE CONTROL DE CALIDAD LABORATORIOS

AGUAS PETROLEO Y MEDIO AMBIENTE Facultad de Ingeniería Química

Universidad de Guayaquil Cdla. Universitaria Salvador Allende Teléfono: 2292949 - FAX: 2294772

Guayaquil - Ecuador

LABORATORIO

DE ENSAYO

ACREDITADO

POR EL SAE CON

ACREDITACIÓN

N' OAE LE C 08-

003

Figura 65.- Caracterización de agua residual inicial

82

ltÑtVFÑSUiAO DE GVAVAQtn,

UNIDAD DE CONTROL DE CALIDAD LABORATORIOS

AGUAS PETROLEO Y MEDIO AMBIENTE Facultad de Ingeniería Química

Universidad de Guayaquil Cdla. Universitaria Salvador Allende

Teléfono: 2292949 - FAX: 2294772 Guayaquil - Ecuador

LABORATORIO

DE ENSAYO

ACREDITADO

POR EL SAE CON

ACREDITACIÓN

N' OAE LE C 08-

003

INFORME DE ANALISIS FISICO - QUIMICO

INFORME NO: LA / 101 / 18

SOLICITADO POR: EMPRESA: DIRECCIÓN: Fecha de inicio de análisis: Fecha de culminación de

análisis:

ALEXANDRA ALEJANDRO - DALILA LOOR

Francisco Segura y la 16(1)

2018/07 / 16 Fecha de recepción: 2018/07 / 30 2018107 / 13

IDENTIFICACION DE LOS ANALISIS TABULADOS TPODE MUESTRA: PUNTUAL( I)

A: MUESTRA AGUARESIDUALDE UNA EMPACADORA FECHA DE MUESTREO: 2018 / 07 / 13 0) DE PESCADO

TRATADA. ( I) Parámetros Expresado

como Unidad Resultados incert. Límites Máximos

Permisibles (2) Método

Potencial de Hidrogeno. 7.49

±

0.10 6-9 4500-H+B

PEE/UCC/LA/02

Demanda Química de

Oxigeno mg/l 367 45 400

5220D PEFJUCC/1,A/03

Demanda

Bioquímica de

Oxigeno (5 días) D.B.O.5

mg/l

33

200

5210D PEFJUCC/LX/09

**Sólidos suspendidos m 5 250 2540 D

PEE/UCCJ1,A/05

*Aceites y grasas. Solubles

hexanos m No detectable 30 5520 D

*Nitrógeno N m 62 60 HACH 10071

*Tensoactivos

Sustancias

activas al azul

de metileno m 0.21

0.5 8028 HACH

OBSERVACIONES: *Los ensayos marcados (*) NO están incluidos en el alcance de la Acreditación del SAE.

De Acreditación•, SST:IOO - 1 000 mg/l; DBO: 100 - 500 mg/l•, ST: 200 - 2 000 mg/l. ( l) Dato proporcionado por el cliente. (2) marina. Límites máximos permisible en zona de rompientes.

Legislación Ambiental para descargas a un cuerpo de agua Acuerdos Ministeriales NO 083B, 097-A, 140. Noviembre 2015.

DIRECTOR TECNICO

Fecha de emisión: 2018/08 / 03

Los análisis fueron realizados de acuerdo al STANDARD METHODS FOR THE EXAMINATION OF WATER, SEWAGE AND INDUSTRIAL WASTE. 23 RD EDITION

* Los resultados obtenidos en este informe son exclusivos de la Muestra sometida a ensayo. Nota: Queda prohibido la reproducción parcial o total de este informe sin previa autorización de esta Unidad.

Figura 66.- Caracterización del agua tratada.

tratamiento de aguas residuales de empacadora de...

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