tutor acadÉmico - repositorio.ug.edu.ecrepositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/39295/1/2019 ruíz...

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

TRABAJO DE TITULACIÓN

PRESENTADA A LA COMISIÓN INTERNA DE LA FACULTAD PREVIO A

LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

TEMA

“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis

aries DEL CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS

SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN

ROMANOWSKI”.

AUTOR

KEVIN ANDRÉS RUIZ PEÑAFIEL

TUTOR ACADÉMICO

M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, MSc.

Guayaquil, febrero 2019

ii



TRABAJO DE TITULACIÓN

PRESENTADA A LA COMISIÓN INTERNA DE LA FACULTAD PREVIO A

LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

TEMA

“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis aries DEL

CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO,

UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI”

AUTOR

KEVIN ANDRÉS RUIZ PEÑAFIEL

TUTOR ACADÉMICO

M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, MSc.

Guayaquil, Enero 2019

iii

REPOSITARIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA

FICHA DE REGISTRO de tesis

TITULO Y SUBTITULO: “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis aries DEL CANTÓN COLIMES

MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”

AUTOR/ES: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL REVISORES: Dr. Kleiner Arreaga

INSTITUCIÓN:

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL.

FACULTAD:

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA.

CARRERA: MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

FECHA DE PUBLICACIÓN: N. DE PAGS:

ÁREAS TEMÁTICAS: Salud Animal y Salud Pública.

PALABRAS CLAVE:

SANIDAD, HEMOTRÒPICOS, FROTIS

RESUMEN:

El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de los hemotrópicos Anaplasma marginale, Trypanosoma spp y Babesia spp, en ovinos, mediante 2 tecnicas de tincion. Se tomó muestra sanguínea de la vena yugular a 100 ovinos, de diferentes edades, localizadas en 3 fincas del canton Colimes. El estudio se realizó entre octubre del 2018 a enero del 2019, donde las muestras fueron analizadas utilizando las técnicas de Giemsa y Diff Quick. Los datos se procesaron en el laboratorio de la Agencia de Regulación y Control Fito y Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 de las 3 fincas fueron positivas para A. marginale y Babesia spp y Trypanosoma spp . De los 100 animales muestreados 4 fueron positivos para A. marginale (4%), un caso de Babesia spp (1%), y 2 casos de Trypanosoma spp N. DE REGISTRO (en base de datos): N. DE CLASIFICACIÓN:

DIRECCIÓN URL (tesis en la web):

ADJUNTO URL (tesis en la web):

ADJUNTO PDF: SI NO

CONTACTO CON AUTORES/ES: Teléfono:

0959952371

E-mail: [email protected]

CONTACTO EN LA INSTITUCION: Nombre: FMVZ

Teléfono:

E-mail:

X

iv


CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

UNIDAD DE TITULACIÓN

TRABAJO DE TITULACION

PREVIO A LA OBTENCION DEL TITULO DE:

MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA

Los miembros del tribunal de sustentación designados por la comisión interna de

la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por aprobados la

presente investigación con la nota de ___ equivalente a ____________________

_____________________________

Dra. María del Carmen Zambrano Guerra, MSc Presidenta

___________________ _____________________

Dr. Pablo Torres Lasso, MSc. Dra. Georgia Mendoza Castañeda, MSc Miembro del Tribunal Miembro del Tribunal

v




Guayaquil,

Sr. Dr.

Wilfrido López Salcedo Mg. Sc.

Gestor de Titulación FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA DE LA


Ciudad.-

De mis consideraciones:

Envío a Ud. el Informe correspondiente a la tutoría realizada al Trabajo de Titulación “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.” Del estudiante Kevin Andrés Ruiz Peñafiel, indicando que han cumplido con todos los parámetros establecidos en la normativa vigente:

• El trabajo es el resultado de una investigación.

• El estudiante demuestra conocimiento profesional integral.

• El trabajo presenta una propuesta en el área de conocimiento.

• El nivel de argumentación es coherente con el campo de conocimiento.

Adicionalmente, se adjunta el certificado de porcentaje de similitud y la valoración del trabajo de titulación con la respectiva calificación. Dando por concluida esta tutoría de trabajo de titulación, CERTIFICO, para los fines pertinentes, que los estudiantes están aptos para continuar con el proceso de revisión final. Atentamente,

MVZ. Roberto Coello Peralta MSc

C.I. 120444313

vi

FACULTAD: DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA



CERTIFICADO PORCENTAJE DE SIMILITUD

Habiendo sido nombrado MVZ. ROBERTO DARWIN COELLO

PERALTA MSc, tutor del trabajo de titulación certifico que el presente

trabajo ha sido elaborado por KEVIN ANDRÉS RUÍZ PEÑAFIEL, con

C.C: 0921942090 con mi respectiva supervisión como requerimiento

parcial para la obtención del título de Médico Veterinario y Zootecnista.

Se informa que el trabajo de titulación: “DIAGNÓSTICO DE

HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL CANTÓN COLIMES

MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS DE

TINCIÓN ROMANOWSKI”, ha sido orientado durante todo el periodo de

ejecución en el programa antiplagio URKUND quedando el 2% de coincidencia.

____________________________

Atentamente

MVZ. ROBERTO COELLO PERALTA. MSc

C.I. 120444313

vii


MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA


CERTIFICACIÓN DE TUTOR REVISOR

Habiendo sido nombrado MVZ. Kleiner Arreaga Pantaléon ., tutor del

trabajo de titulación certifico que el presente proyecto ha sido elaborado

por Kevin Andrés Ruiz Peñafiel, C.I: 0921942090 con mi respectiva

supervisión como requerimiento parcial para la obtención del título de

Médico Veterinario y Zootecnista.

Título “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL

CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS

TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”

Certifico que he revisado y aprobado en todas sus partes, encontrándose

apto para su sustentación.

Atentamente

_______________________

MVZ. Kleiner Arreaga Pantaleón C.I. 0917276479

viii

FACULTAD: DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA



LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO

EXCLUSIVA PARA EL USO NO COMERCIAL DE LA OBRA

CON FINES NO ACADÉMICOS

Yo, KEVIN ANDRÈS RUIZ PEÑAFIEL con C.I. No. 0921942090, certifico que

los contenidos desarrollados en este trabajo de titulación, cuyo título es

“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL

CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS

TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.” son de mi absoluta propiedad y

responsabilidad Y SEGÚN EL Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA

ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E

INNOVACIÓN*, autorizo el uso de una licencia gratuita intransferible y no

exclusiva para el uso no comercial de la presente obra con fines no académicos,

en favor de la Universidad de Guayaquil, para que haga uso del mismo, como

fuera pertinente.

__________________________________________

Kevin Andrés Ruiz Peñafiel

C.I. No. 0921942090

DEDICATORIA

DEDICATORIA

ix

A Dios todo poderoso primero por darme la vida, salud y perseverancia e

iluminarme en el camino de mi vida.

El presente trabajo de titulación está dedicado a Dios, puesto que el me

da sabiduría, amor y paciencia, me ayuda en los momentos más difíciles

a sortear obstáculos y me brinda valores que me fortalecen no solo como

profesional, si no como persona humilde que soy

A mis padres: Julio Ruiz Salas y Narcisa Peñafiel Plúas, ellos siempre

estuvieron a mi lado brindándome su apoyo incondicional durante estos

años y consejos para hacer de mí, una persona de valores, el sacrificio en

mi carrera se los dedico a ellos.

A mi hermano, que es parte de mi vida y siempre será un estímulo para

ser una persona de bien.

A la Universidad de Guayaquil en especial a la Facultad de Medicina

Veterinaria y Zootecnia, que me abrió sus puertas para brindarme su

calidad académica y ser un buen profesional.

Y a todas las personas que quiero y aprecio, de una u otra manera me

han ayudado no solo durante mi carrera profesional, sino a lo largo de mi

vida.

x

AGRADECIMIENTO

A Dios, por darme salud, sabiduría e inteligencia para obtener estos

logros académicos.

M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta Msc ., por su apoyo incondicional y

servirme como guía para la realización de mi trabajo de titulación.

Dra. Lucila Silva Morán, por formarme en la parte académica durante los

años de docencia y aporte científico en mi trabajo de titulación.

Dr. Nelson Cabrera, por ayudarme a la lectura de los frotis sanguíneos en

el laboratorio de Sanidad Animal de la Agencia de Regulación Control Fito

Y Zoosanitario (Agrocalidad) en mi trabajo de titulación.

A la Agencia de Regulación y Control Fito Y Zoosanitario AGROCALIDAD,

por permitirme trabajar en su Laboratorio de Sanidad Animal.

xi

Tabla de contenido CERTIFICACIÓN DE TUTOR REVISOR .................................................................................. vii

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA ..................................................... xiii

UNIVERSITY OF GUAYAQUIL ............................................................................................. xiv

ABSTRACT .......................................................................................................................... xiv

1 INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 1

1.1 Problema: ............................................................................................................ 2

1.2 Justificación ......................................................................................................... 2

1.3 Objetivos: ............................................................................................................ 3

1.3.1 Objetivo general: ......................................................................................... 3

1.3.2 Objetivos específicos: ................................................................................. 3

1.4 Variables.............................................................................................................. 3

1.5 Variable independiente....................................................................................... 3

1.6 Variable dependiente .......................................................................................... 3

1.7 Hipótesis.............................................................................................................. 3

1. MARCO TEÓRICO ........................................................................................................ 4

2.1. Parásitos hemotrópicos ........................................................................................... 4

2.2. Anaplasma spp ..................................................................................................... 4

2.12. Trypanosoma spp ............................................................................................... 9

2.22. Babesia spp ...................................................................................................... 13

3.1. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................... 24

3.1. UBICACIÓN DE LA INVESTIGACION Y CARACTERISTICAS .................................. 24

3.1.1. Localización ............................................................................................... 24

3.1.2. Caracterización de la zona de trabajo ....................................................... 24

3.2. Período de investigación ........................................................................................ 24

3.3. Tipo de Investigación ................................................ ¡Error! Marcador no definido.

3.4. Diseño de la investigación ...................................................................................... 24

3.5. Universo y muestra ................................................... ¡Error! Marcador no definido.

3.6. Metodología .............................................................. ¡Error! Marcador no definido.

3.7. MATERIALES DE INVESTIGACION: ..................................................................... 26

3.7.1. Semovientes .............................................................................................. 26

3.7.2. Materiales de campo. ............................................................................... 26

3.7.3. Materiales de laboratorio. ........................................................................ 26

3.7.4. Equipos de laboratorio. ............................................................................. 27

3.7.5. Reactivos. .................................................................................................. 27

3.7.6. Materiales y equipos de oficina. ............................................................... 27

xii

3.8. Análisis estadístico: ................................................................................................ 28

3.9. Recursos humanos ................................................................................................. 28

IV. ...................................................................................................................................... 29

4. RESULTADOS ............................................................................................................. 29

4.2. Relacionar los casos positivos según síntomas, estado corporal, temperatura y

estado de conjuntiva. ....................................................... ¡Error! Marcador no definido.

V. DISCUSIÓN .................................................................................................................... 34

VI. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 38

5. RECOMENDACIONES ................................................................................................. 39

6. BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................ 40

7. ANEXOS ..................................................................................................................... 45

xiii




“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL

CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO

DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”

Autor: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL

Tutor: M.V.Z ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc.

RESUMEN

El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de los

hemotrópicos Anaplasma marginale, Trypanosoma spp y Babesia spp, en

ovinos, mediante 2 tecnicas de tincion. Se tomó muestra sanguínea de la

vena yugular a 100 ovinos, de diferentes edades, localizadas en 3 fincas

del canton Colimes.

El estudio se realizó entre octubre del 2018 a enero del 2019, donde las

muestras fueron analizadas utilizando las técnicas de Giemsa y Diff Quick.

Los datos se procesaron en el laboratorio de la Agencia de Regulación y

Control Fito y Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 de las 3 fincas fueron

positivas para A. marginale y Babesia spp y Trypanosoma spp .

De los 100 animales muestreados 4 fueron positivos para A. marginale

(4%), un caso de Babesia spp (1%), y 2 casos de Trypanosoma spp

xiv

UNIVERSITY OF GUAYAQUIL

FACULTY OF VETERINARY MEDICINE AND ZOOTECHNCs

TITULATION UNIT

" DIAGNOSIS OF HEMOTRÓPICOS IN OVIS ORIENTALIS ARIES OF

THE CANTON COLIMES THROUGH SANGUINEOUS FROTIS, USING

TWO TYPES OF STAINING ROMANOWSKI”.

Author: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL

Tutor: M.V.Z ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc.

ABSTRACT

The objective of this work was to determine the presence of the

hemotropic Anaplasma marginale, Trypanosoma spp and Babesia spp, in

sheep, by means of 2 staining techniques. A blood sample was taken from

the jugular vein in 100 sheep of different ages, located in 3 farms of the

Colimes canton.

The study was conducted between October 2018 and January 2019,

where the samples were analyzed using the Giemsa and Diff Quick

techniques.

The data was processed in the laboratory of the Agency of Regulation and

Control Fito and Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 of the 3 farms were

positive for A. marginale and Babesia spp and Trypanosoma spp.

Of the 100 animals sampled, 4 were positive for A. marginale (4%), one

case of Babesia spp (1%), and 2 cases of Trypanosoma spp.

1

1 INTRODUCCIÓN

Los borregos (Ovis aries) son pequeños mamíferos, rumiantes, ungulados

que generalmente son explotados como ganado. Estos animales tienen

un gran potencial económico debido a su alta fertilidad y madurez

temprana, así como su adaptabilidad al ambiente húmedo.

Sin embargo, existe el inconveniente en la producción, por la baja

productividad, esto debido a que pueden ser víctimas de enfermedades

infecciosas como las hemoparasitarias.

Se manifiestan que, entre las enfermedades causadas por hemoparásitos

en los borregos, se tiene: Anaplasma, Babesia, Eperythrozoon y algunas

especies de Trypanosoma. Sus efectos sobre hospederos susceptibles

influyen sobre la productividad y la salud animal.

Los vectores causantes de enfermedades hemoparasitarias en borregos

como la Babesiosis y la Anaplasmosis son las garrapatas; en el caso de la

Tripanosomiasis, es transmitida por moscas hematófagas de la familia

Tabanidae como el Tabannus y Stomoxys calcitrans.

Entre las prevalencias registradas de hemoparásitos se tiene: Australia

entre 10 al 51% descrita por Adejinmi J. y colaboradoes (2004), donde se

determinaron Anaplasma, Babesia y Eperythrozoon; Arabia saudita entre

el 1 al 40% determinándose Anaplasma, Babesia,

Theilaria, Eperythrozoon y Tripanosoma evansi descritos Al-Khalifa, en

Irán el 17,33% y se determinó Babesia y Theileria.

Es importante considerar que en el continente Americano hay escasos

reportes de hemoparásitos en borregos, y en especial en Ecuador no

existe reporte sobre los mencionados.

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Al-Khalifa%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23961044

2

El presente estudio pretende dar a conocer sobre la presencia de

hemotrópicos, así como estado corporal de los ovinos del cantón Colimes.

1.1 Problema:

Generalmente, el hato ovino en el sector de estudio se encuentra muchas

veces con malas condiciones sanitarias y sin un diagnóstico

adecuado/confirmado sobre la presencia de hemoparásitos. También, en

el Ecuador no se ha reportado casos de hemoparasitosis en borregos.

Estos parásitos hemotrópicos causan un problema para la salud de los

ovinos, ocasionando anemia, retardo del crecimiento, por otro lado,

producen baja producción y en algunos casos provocar la muerte.

Así mismo, las hemoparasitosis en los ovinos, producen un incremento

del gasto en tratamientos infructuosos, que conlleva muchas veces, a

grandes pérdidas económicas. Por ello, es de importancia que se lleve un

estricto control de ectoparásitos, siendo estos los principales vectores de

hemotrópicos.

1.2 Justificación

Esta investigación será de notable relevancia para el diagnóstico de

hemotrópicos circulantes en la zona de estudio, así mismo se establecerá

donde se identificará la presencia de hemotrópicos, en sangre periférica,

además, se evaluará el diagnóstico con respecto a dos tinciones a utilizar.

Así mismo, el presente trabajo pretendió dar a conocer casos de

hemotrópicos que comprometen la salud animal de los ovinos.

Finalmente, es importante mencionar que el cantón Colimes cuenta con

los componentes necesarios para que se presente el ciclo biológico de la

enfermedad, como: presencia de vectores y hospederos susceptibles.

3

1.3 Objetivos:

1.3.1 Objetivo general:

Realizar el diagnóstico de hemotrópicos en Ovis aries del cantón Colimes

mediante frotis sanguíneo, utilizando dos tipos tinción Romanowski.

1.3.2 Objetivos específicos:

1. Determinar la presencia de hemotrópicos en ovinos de diferentes

rebaños del cantón Colimes.

2. Comparar las dos técnicas de tinción de Giensa y DiffQuick

3. Establecer la relación estadística entre los casos positivos y las

variables independientes

1.4 Variables.

1.5 Variable independiente.

Estado corporal, síntomas, temperatura y estado de conjuntiva.

1.6 Variable dependiente

Presencia de parásitos hemotrópicos.

1.7 Hipótesis

Hi: En sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes se encuentra la

presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje.

H0: En sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes no se

encuentra la presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje

4

1. MARCO TEÓRICO

2.1. Parásitos hemotrópicos

La tripanosomiasis, anaplasmosis y la babesiosis en rumiantes, son un

conjunto de enfermedades tropicales originadas por microorganismos que

presentan tropismo por la sangre de los ovinos, por lo que en su conjunto

son agentes que ocasionan enfermedades y son conocidos bajo el

nombre de hemotrópicos. Otra característica común de estas tres

enfermedades es que los agentes son transmitidos de un animal enfermo

a uno sano a través de vectores. La distribución de estos hemotrópicos es

principalmente en las zonas tropicales y subtropicales del mundo, siendo

enzoótico en el continente americano, con prevalencia de elevadas a

leves dependiendo de la región geográfica. (Gonzatti, Gonzalez-Baradat,

Aso, & Reyna-Bello, 2014)

2.2. Anaplasma spp

Los anaplasma son bacterias rickettsiales intracelulares, gramnegativas y

transmitidas por garrapatas obligadas que son importantes patógenos

humanos y animales. La anaplasmosis constituye una carga para la salud

y la producción del ganado en las regiones tropicales y

subtropicales. Produce grandes pérdidas económicas debido a la

disminución de la producción, la mortalidad y la menor eficiencia en el

trabajo de los animales afectados. Hay seis especies reconocidas

de Anaplasma: A. ovis, A. marginale, A. centrale, A. platys, A bovis y A.

phagocytophilum. A. ovis infecta principalmente ovejas y cabras,

causando anaplasmosis ovina y caprina, respectivamente. A. ovisla

infección es generalmente una afección subclínica o leve, mientras que la

infección grave puede incluir anemia, aborto y mortalidad.

A. phagocytophilum infecta a humanos y animales y se cree que es

zoonótico. La enfermedad se conoce como fiebre transmitida por

garrapatas en humanos y rumiantes granulocítica anaplasmosis

(HGA) en humanos. La fiebre transmitida por garrapatas se

caracteriza por fiebre alta, que puede durar de una a dos semanas,

5

seguida de una neutropenia grave, que hace que los animales

sean susceptibles a infecciones secundarias. Los rumiantes con

anaplasmosis se caracteriza por fiebre, mialgia, escalofríos,

depresión y dolor de cabeza. La anaplasmosis se convirtió en una

enfermedad notificable en 1999. (Said B, 2018) (Shabana LL,

2018)

2.3. Anaplasmosis

La anaplasmosis es una enfermedad causada por bacterias del

género Anaplasma. A. ovis, que se transmite principalmente

por garrapatas Rhipicephalus bursa, es un patógeno rickettsial

intraeritrocítico de ovejas, cabras y rumiantes salvajes. (Chochlakis D,

2010). Esta bacteria puede afectar a grandes y pequeños rumiantes,

manifestándose por anemia progresiva que puede variar de ligera a

severa junto con la aparición de cuerpos intraeritrocíticos. (Tavares L. y

Reina R, 2006)

2.4. Distribución Géografica.

La A. marginales, su distribución se localiza a nivel mundial por la

presencia de vectores ampliamente expandidos a la gran parte de los

países tropicales y subtropicales, y en algunas regiones más templadas.

Anaplasma centrale se describió por vez primera vez en Sudáfrica. Desde

entonces el microorganismo ha sido importado en otros países –

incluyendo Australia y algunos países de Sudamérica, Sudeste asiático y

Oriente Medio. (OIE, 2008)

6

2.4. Clasificación taxonómica

Corona-González y colaboradores (2014) describen la siguiente

clasificación taxonómica del Anaplasma spp

Tabla 1. Clasificación Taxonómica de Anaplasma marginales Reino Procarionte

Grupo Eubacteriales

Sub-Grupo Protobacteria

Phylum Ciliophora

Clase Kinetofragminophora

Orden Rikettsiales

Familia Anaplasmataceae

Género Anaplasma Marginale ., Ovis. (Corona González, 2014)

Información adaptada de Corona González 2014, elaborada por el autor

2.5. Ciclo biológico

(Córdoba, 2016) describe un período de incubación es entre 4 días a 8

semanas, donde generalmente en el hospedador permanece

asintomático. Sin embargo, los signos clínicos suelen aparecer cuando los

eritrocitos existe el 15% de eritrocitos infectados.

A. marginale usualmente infecta al ganado, ovejas, borregos y otros

animales, pero también es necesario las condiciones ecológicas

favorables.

La enfermedad puede ser transmitida por artrópodos hematófagos tales

como Boophilus spp. y Dermacentor spp., también por, moscas de

establo, como Stomoxys calcitrans y mosquitos Siphona spp. y Psophona

spp.; Así mismo, tábanos, como: Tábanus spp. Además se ha reportado

la transmisión de la enfermedad a través de material quirúrgico

contaminado y transmisión transplacentaria.

En cuanto a los microorganismos inoculados por los vectores a los

hospederos susceptibles, estos interactúan y realiza su patogenia en los

eritrocitos y células endoteliales. (Corona B, 2004)

7

2.6. Transmisión

Esta enfermedad puede ser transmitida por artrópodos hematófagos tales

como algunos géneros de garrapatas, principalmente Rhipicephalus

microplus sp. y Dermacentor sp., moscas de establo (Stomoxys

calcitrans), y mosquitos (Siphona sp. y Psophona sp); tábanos, (Tábanus

sp.) Las infecciones iatrogénicas son de gran importancia para la

transmisión; debido a que se han encontrado elevadas incidencias de la

enfermedad, después de las campañas de vacunación y se ha

comprobado que, Anaplasma se puede transmitir a través de agujas sin

esterilizar que han sido usadas en varios animales (Córdoba, 2016).

La transmisión biológica de A. marginale en garrapatas es por medio de

diferentes especies de garrapatas, es de forma transestadial de estados

de larvas a ninfas y de ninfas a adultos. (Oñate Y., 2016)

Otro tipo de transmisión que se menciona es la transmisión

transplacentaria, la cual es descrita en algunos estudios experimentales.

Esto ocurre principalmente entre el segundo y tercer tercio de la gestación

(Lopo, S., Carvalho, V., Volkart U., Santos F., Pereira, C., Zacarias, R.,

Dias, A.,, 2015)

2.7. Epidemiología

En Marruecos, la prevalencia para anaplasmosis en ovinos es de 71%.

(Lbacha, A; Alali, S; Zouagui, Z; Mamoun, L; Rhalem, A; Petit, E; Haddad,

N; Gandoin, C; Boulouis, HJ; Maillard, R, 2017)

En Iran 80,3% de las ovejas estaban infectados con Anaplasma ovis.

(Razmi K, Dastjerdi H, Hossieni A, Naghibi F, Barati, 2006).

En Colombia, Antioquia, se observó una frecuencia de infección por

Anaplasma sp del 73,7%. (Ávila Pulgarín, et al., 2013)

2.8. Clínica

Según la OIE (2015) entre los signos clínicos característicos se encuentra

debilidad, anemia, mucosas pálidas y al final de la enfermedad se

manifiesta con ictericia. Preferentemente no se presenta hemoglobinemia,

ni hemoglobinuria, lo cual puede ayudar a diferenciar esta enfermedad de

8

la babesiosis, que a menudo es endémica en las mismas zonas. Por

consiguiente, es necesario el diagnóstico de laboratorio para la

confirmación del microorganismo.

2.9. Diagnóstico

Es importante la identificación y confirmación del Anaplasma spp. con el

fin de diferenciarlo de otros microorganismos endémicos en zonas

tropicales como Babesia spp., Erlichia spp, Tripanosoma spp. Leptospira

spp.

El diagnóstico de la anaplasmosis se dificulta debido fundamentalmente a

lo difícil de detectar los animales portadores, ya que no hay síntomas

clínicos que lo diferencien de los ovinos no infectados, y los cuerpos de

inclusión dentro de los glóbulos rojos no son lo suficientemente

numerosos como para ser detectados por los métodos tradicionales.

(González B, Obregón II D, AlemánI Y, AlfonsoI P, VegaI E, DíazI A,

Martínez S., 2014)

2.10. Tratamiento

Las tetraciclinas son el antibiótico de elección para tratar la enfermedad

aguda. En la anaplasmosis aguda es eficaz la oxitetraciclina a dosis de

11mg/kg IV cada 24 horas durante 3 a 5 días. Una o dos administraciones

IM de 20mg/kg de oxitetraciclina de acción prolongada a intervalos de 72

horas constituye también un tratamiento eficaz. Además del tratamiento

antibiótico es importante el tratamiento de soporte, si el hematocrito es

menor del 12%, puede estar indicada la transfusión de sangre completa

para evitar la muerte y acortar el periodo de convalecencia, suelen

administrarse 4 a 8 litros de sangre completa a un animal adulto (Smith,

2010) (Rajasokkappan S., Selvaraju G., 2016)

2.11. Control y prevención

Los métodos de control para la anaplasmosis no han cambiado

marcadamente durante los últimos 50 años e incluyen el control de los

artrópodos, la quimioprofilaxis, la vacunación, y el mantenimiento de los

rebaños libres de Anaplasma (Corona González, B., Obregón, D.,

Alemán, Y., Pastor, A., VegaI, A, E., Díaz, A., & Martínez, S., 2014)

9

2.12. Trypanosoma spp

El género Trypanosoma comprende especies flageladas que pueden

infectar diversas especies animales y son transmitidas por huéspedes de

invertebrados hematófagos. Estos parásitos se dividen en dos grupos

biológicos según su desarrollo en hospedadores de invertebrados:

Salivaría y Estercolaría. Trypanosoma está compuesto por especies de

parásitos de importancia médica y veterinaria, como Trypanosoma cruzi,

que es responsable de la enfermedad de Chagas (CD) y Trypanosoma

brucei, que es responsable de la enfermedad del sueño en humanos y

nagana en el ganado en África. (Varella D., Costa L., Moratelli R, Pereira

M., Pires L., Reis Y, Martin S. Llewellyn, das Chagas S., Rodrigues A.,

Jansen A., 2017)

2.13. Tripanosomiasis

La tripanosomiasis es una enfermedad causada un protozoario del Orden

Kinetoplastida, Familia Trypanosomatidae y Género Trypanosoma. Este

hemoflagelado habita de modo libre en la sangre de los rumiantes,

originando grandes pérdidas económicas en los rebaños bovinos, ovinos

(Ovis aries), caprinos (Capra hircus) y bufalinos (Bubalus bubalis) de los

países tropicales, donde se encuentran los tábanos (Tabanus spp.), los

cuales son los principales vectores de este microrganismo. También se

han reportado otros vectores menos eficientes como dípteros e insectos

hematófagos como Stomoxis calcitrans, Haematobia irritans, Culicinae

spp. (Svobodová, Volf, & Votýpka, 2015)

Por otra parte, es importante mencionar, que La Tripanosomiasis es una

enfermedad causada por parásitos protozoos del género Trypanosoma,

que tienen una amplia distribución e importancia económica en África

Afuera del continente africano, se atribuye a la transmisión mecánica por

insectos chupadores de sangre tales como Tabanus spp, Stomoxys spp y

Haematobia irritans.

Entre los tripanosomas que infectan al ganado, Trypanosoma vivax es un

a de las especies patógenas más importantes para bovinos y pequeños ru

miantes. Las infecciones por tripanosomas en las ovejas se caracterizan p

10

or anemia progresiva, pérdida de masa, edema, linfadenopatía, agrandam

iento del bazo, lesiones neurológicas y oculares (Tomassi M., Amarilla H.,

Filippi J., Szwako A., 2018)

2.14. Clasificación taxonómica de Trypanosoma spp

Tabla 2. Clasificación taxonómica de Trypanosoma spp Reino Protista

Filo Sarcomastigofora

Clase Mastigofora

Orden Trypanosomatidae

Familia Trypanosoma

Género Trypanosoma

Especie T. vivax. (Oñate Y., 2016)

Información adaptada de Oñate Y., 2016, elaborada por el autor


El ciclo de vida de la mayoría de las especies de tripanosomas es

digenético. El hombre y los animales domésticos sirven como huésped

primario y, el insecto chupador de sangre, la mosca tsetse sirve como

huésped intermedio. El hombre y los animales domésticos se infectan por

la picadura de la mosca tsetse. El parásito infectado experimenta un

período prepatente de multiplicación activa en la linfa, los espacios

intercelulares y las células tisulares; la mosca infectada inyecta

promastigotes metacíclicos en el huésped vertebrado. En el huésped

vertebrado, estos promastigotes invaden los macrófagos y luego se

diferencian en amastigotes no móviles, que se multiplican por fisión

binaria. (Kaufer A., 2017)

Durante la multiplicación, cambia la forma de su cuerpo varias veces,

pero finalmente cambia a tripanosomas normales. En esta etapa, está

listo para su transmisión al hospedador intermedio. Después de algún

tiempo, los parásitos desaparecen completamente de la sangre debido a

la formación de anticuerpos en el cuerpo del huésped. En formas

patógenas, los hemoparásitos invaden ciertos órganos como el hígado y

corazón, donde pueden causan enfermedades graves. (Kaufer A., 2017)

11

También, en el hospedero invertebrado, el hemoparásito experimenta una

multiplicación extensa en el estómago. En última instancia, migran hacia

las glándulas salivales. Cuando la mosca tsetsé pica la piel del huésped

vertebrado para alimentarse de sangre, vierte una gota de saliva en la

herida para evitar la coagulación de la sangre. Con la gota de saliva se

inoculan numerosos tripanosomas en la sangre del huésped final. (Kaufer

A., 2017)

2.16. Transmisión

La tripanosomiasis es una enfermedad infecciosa provocada por un

parásito que afecta a los rumiantes, que no es transmisible a las

personas, aunque sí son susceptibles los equinos. Entre animales, la

tripanosomiasis se transmite por medio de insectos hematófagos (que se

alimentan de sangre) como moscas y tábanos, que actúan como vectores

mecánicos, por lo que su control resulta crítico para prevenir la

enfermedad. (SENASA., 2015)

2.17. Epidemiologia

Oliveira en el 2007 reportó por primera vez en Costa Rica la prevalencia

de T. vivax con un 32.1% en el ganado bovino. El género Tripanosoma no

se ha estimado como un agente nosológico importante en pequeños

rumiantes domésticos, aun cuando estudios epidemiológicos en

Venezuela, señalan seroprevalencias variables para T. vivax, que oscilan

desde 9.75% hasta 62.3%. (Mora B., Castro K., 2015)

En un primer reporte realizado por Tenorio, en la escuela de Medicina

Veterinaria de la Universidad Nacional Autónoma de Nicaragua, se

identificó un 37% de Trypanosoma spp, en muestras de sangre de

rebaños de ovejas con la técnica de tinción de Giemsa, aunque es una

prueba de baja sensibilidad, se obtuvo un 37% de resultado positivo.

(Mora B., Castro K., 2015)

2.18. Clínica

Generalmente, las infecciones por tripanosomas en ovejas se

caracterizan por anemia progresiva, pérdida de masa muscular, edema,

12

linfadenopatía, agrandamiento del bazo, lesiones neurológicas y oculares.

Se observan lesiones genitales caracterizadas por edema escrotal y

orquitis no supurativa con degeneración, atrofia, calcificación y esclerosis

de los tejidos testiculares en los machos infectados por Trypanosoma

brucei y Trypanosoma vivax. Estos cambios se acompañan de bajos

recuentos de espermatozoides y desarrollo de calidades de semen

deficientes. (Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A., 2018)

2.19. Diagnóstico

En el diagnóstico de la enfermedad, la exploración clínica y el estudio de

los síntomas de los animales enfermos puede ser un valor de referencia,

sin embargo, no son concluyentes. El diagnóstico por medio

parasitológico directo es eficaz cuando los parásitos están presentes en

grandes cantidades en la sangre periférica. (Tomassi M., Amarilla H.,

Filippi J., Szwako A., 2018)

2.20. Tratamiento

El Dimenazene, Homidium y el isometamidium son usados para el

tratamiento y profilaxis de la tripanosomiasis en bovinos, ovinos y

caprinos. También, la Quinapiramina, Suramin y la melarsomina son

usados como agentes terapéuticos para infecciones con T. evansi, sin

embargo, la Quinapiramina también puede ser usada para tratamientos

profilácticos. Sin embargo, la Quinapiramina, Suramin y la melarsomina

están restrictos en equinos, camellos y búfalos. (Miranda M., 2010)

2.21. Prevención y control

En consecuencia, el Senasa recomienda a los productores bovinos:

• Controlar la presencia de vectores hematófagos en animales en pie

y en el ambiente.

• Al ingresar nuevos animales al predio, asegúrese de que

provengan de rodeos sanos, sin antecedentes sanitarios.

• Ante la presencia de cuadros de decaimiento y anemia, consultar al

veterinario para que lleve adelante el diagnóstico correspondiente.

• En animales con signos clínicos compatibles o ante casos positivos

a Tripanosoma vivax por técnicas laboratoriales reconocidas, hacer

13

el tratamiento de los mismos, únicamente con drogas autorizadas

por el Senasa.

• Notificar a la oficina del Senasa ante la sospecha o confirmación de

algún caso.

• Consultar a su veterinario ante cualquier inquietud.

2.22. Babesia spp

Según Gordon (2015) define al género Babesia en un linaje eucariota a

principios de la ramificación, perteneciente al Phylum Apicomplexa, que

se caracteriza por presentar un complejo apical, y un citoesqueleto único

distinto de la de otros eucariotas. Según García (2015) estos son

organismos protozoos parásitos que no poseen cilios, ni pseudópodos, ni

flagelos; con excepción de algunos microorganismos que son flagelados.

2.23. Babesiosis

La Babesiosis es una enfermedad conocida como la fiebre de Texas, de

distribución muy amplia, transmitida principalmente por las garrapatas,

ataca a varios animales zootécnicos, siendo cada especie de Babesia

específica para cada especie animal: en el bovino, Babesia bovis y B.

bigemina (Muñóz, 2016); en los équidos, Theileria equi y Babesia caballi;

en el porcino, Babesia trautmanii y B. perroncitoi (Ivami., 2014); en los

ovinos, Babesia ovis, B. motasi y B. crassa (Ávila Pulgarín, et al., 2013); y

en los caprinos, Babesia ovis y B. motasi y B. taylori.

En ovejas y cabras, la babesiosis se asocia con especies como B. ovis y

B. motasi, que son hemoparásitos que se encuentran distribuidos en

áreas tropicales y subtropicales en varias partes del mundo, como en

África y Europa. Esta enfermedad se da con mayor frecuencia en

animales entre los 6 -12 meses de edad y no es usual en animales

mayores de 5 años (cabras, ovejas y bovinos) (Cordero, L., & Salas, J.

2000).

La babesiosis ovina es de considerable importancia económica en las

áreas infestadas con Rhipicephalus o Haemaphysalis, siendo B. ovis la

especie más patógena (Ávila Pulgarín, et al., 2013), (Constable D.,

Hinchcliff W., Done H., & Grunberg, 2017). Respecto a Babesia motasi,

14

tanto las cepas del norte y oeste europeo como las presentes en países

mediterráneos, a pesar de mostrar diferencias tanto serológicas (IFI)

como morfológicas, son transmitidas por Haemaphysalis (principalmente

H. punctata) y posiblemente especies del género Dermacentor, géneros

de ciclo trifásico (tres hospedadores) y politrópicos, nunca por

Rhipicephalus bursa tal como viene reflejado erróneamente en multitud de

publicaciones; aunque también hay sospechas de que Ixodes ricinus y D.

reticulatus actúen como posibles vectores (Sociedad Española de

Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013)

2.24. Clasificación taxonómica de Babesia

Tabla 3. Clasificación taxonómica de Babesia

Reino Protista

Filo Apicomplexa

Clase Aconnoidasida

Orden Piroplasmida

Familia Babesidae

Género Babesia

Especie Babesia ovis (NCBI, Babesia Ovis, 2018)

Información adaptada de la NCBI 2018, elaborada por el autor


El ciclo empieza cuando hospederos infectados con Babesia spp y las

condiciones ecológicas favorables como clima, presencia del vector y

otros hospederos interactúan y hacen viable la transmisión, por lo

consiguiente, se activa la enfermedad.

Este proceso infeccioso representa un sistema complejo, en donde

Chauvin y colaboradores (2009) menciona que el periodo de incubación

extrínseco en las garrapatas (vectores) dura de 2 días a 2 semanas,

aproximadamente dependiendo de la etapa (larva, ninfa o hembra adulta)

y especies de la garrapata. Según Muñoz (2016) describe que durante la

época seca del verano se presenta mayor presencia de garrapatas y por

ende de la enfermedad; además manifiesta transmisión transovárica de la

bebesia en garrapatas.

15

Según Bravo (2012 y Vasco 2013) el hospedero susceptible se infecta

tras la inoculación de esporozoítos de Babesia spp., con la saliva de la

garrapata. Estos esporozoitos penetran directamente en los eritrocitos,

donde luego se diferencian merozoitos y estos se reproducen por fisión

binaria, después que se reproducen en grandes cantidades, estos lisan el

glóbulo rojo y cada merozoito invade un nuevo eritrocito produciéndose

merogonias sucesivamente.

Por otro lado, Chauvin et. al, 2009 y Bravo, (2012) manifiestan que

cuando los eritrocitos infectados con Babesia son ingeridos por las

garrapatas, la mayoría de los parásitos se degeneran y se destruyen, sin

embargo, algunos estadios específicos del parásito como los pre-

gametocitos, sobreviven para desarrollarse en gametocitos machos y

hembras. A continuación, los gametos se fusionan en el lumen del tracto

digestivo de la de garrapata para formar un zigoto alargado de 8 a 10 µm

de longitud que lleva un organelo similar al pico de una cabeza flecha,

que facilita su penetración en las células del intestino medio.

Una vez que el zigoto de Babesia se ha internalizado, el orgánulo punta

de flecha se desintegra y el cigoto se transforma en una fase móvil,

denominada oocineto. El oocineto escapa del epitelio del intestino medio

e invade los tejidos del cuerpo de la garrapata, incluyendo los ovarios

donde muchos huevos son infectados con Babesia (transmisión

transovárica).

Posteriormente la Babesia se multiplica asexualmente, continuando como

esporogonia y el desarrollo de numerosas kinetos (esporoquinetos);

algunos kinetos invaden las glándulas salivales de las garrapatas, donde

se desarrollan en esporozoitos.

Los esporozoitos representan la fase infecciosa del parásito en el

huésped mamífero. (Vasco, 2013)

2.26. Transmisión

La babesiosis se transmite mediante las garrapatas Haemaphysalis

(especialmente H. punctata), Rhipicephalus bursa, Dermacentor

(principalmente D. reticulatus), Ixodes ricinus, e Ixodes persulcatus; estos

16

vectores son responsables de ser portadores de los hemoparásitos que

afectan a los caprinos; tales como: B. motasi transmitida por las

garrapatas Haemaphysalis, y posiblemente por las Dermacentor; B. ovis

transmitida por la garrapata Rhipicephalus bursa, Ixodes persulcatus, y

cabe recalcar que se sospecha que la Ixodes ricinus y D. reticulatus

pueden actuar como vectores; y por último, tenemos al hemoparásito B.

taylori (Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013).

Según Bravo (2012) dentro de la garrapata, los cigotos de Babesia se

multiplican como “vermículos” que invaden varios órganos de la

garrapata, incluidos los ovarios; el hemoparásito se transfiere fácilmente a

la siguiente generación de garrapatas en el huevo. Estos hemoparásitos

pueden transmitirse por vía transovárica a varias generaciones, aunque

esto varía según la especie de Babesia y la de garrapata.

En el 2008 The Center for Food Security y Public health describe que la

Babesiosis también se puede transmitir entre animales por inoculación

directa, mientras que moscas y fómites contaminados por sangre

infectada no tienen gran importancia en la transmisión.

2.27. Epidemiologia

En Pakistán, 73 (37%) fueron el número de animales positivos para B.

ovis. (Shahzad W, Noor H, Ahmad M, Munir R, Sharif M, Hassan M, Ahd

N, Akbar G, y Mehmood F., 2013)

En Irán, veintinueve granjas (72.5%) se encontraron positivas para B.

ovis. (Esmaeilnejad B, 2015).

En Colombia, no se hallaron parásitos de los géneros Babesia sp. y

Trypanosoma sp. Aunque se observó alta frecuencia de infección por

Anaplasma sp. (Ávila Pulgarín, et al., 2013)

2.28. Clínica

Según The Center for Food Security y Public health (2008) y Muñoz 2016

mencionan que los signos clínicos varían con la edad del animal, así

como: la especie y la cepa del parásito. La mayoría de los casos de

Babesiosis se ven en los adultos; animales menores de 9 meses, en

donde, por lo general permanecen asintomáticos. Las infecciones por

17

Babesia se caracterizan por decaimiento, debilidad, mucosas pálidas,

fiebre alta, ataxia, anorexia, ictericia, aborto, shock circulatorio general y,

a veces, también signos nerviosos como resultado del secuestro de

eritrocitos infectados en capilares cerebrales; puede aparecer anemia y

hemoglobinuria en una fase más avanzada de la enfermedad.

2.29. Diagnóstico

La Babesiosis puede ser diagnosticada mediante la identificación del

parásito en la sangre o en los tejidos, reacción en cadena de la

polimerasa (PCR), serología, o la transmisión experimental, tal como lo

describe (CFSPH, 2008) .Según el Servicio Nacional de Sanidad y

Calidad Agroalimentaria (SENASA., 2015) de Argentina afirma que es

importante el diagnóstico adecuado de la enfermedad, por lo que es

necesario las siguientes características que debemos tener en cuenta en

un animal enfermo o muerto por babesiosis.

En el Animal Enfermo: Se determina la temperatura rectal (normal de

39°C.), la presencia de ictericia o hemoglobinuria, así como, la presencia

de síntomas nerviosos y cerebrales. Para aquello, es necesario obtener

sangre con anticoagulante (heparina o EDTA) para determinar el índice

del hematocrito o realizar recuento de glóbulos rojos. También es

necesario obtener muestra de sangre periférica (punta de la cola u oreja)

para realizar extendidos (frotis) finos y gruesos para observación

microscópica.

En el Animal Muerto: Es necesario efectuar necropsia y determinar la

presencia de esplenomegalia, ictericia y hemoglobinuria. Con respecto al

análisis sanguíneo se toma la muestra de sangre de vasos sanguíneos

subcutáneos para realizar extendidos de sangre para la posterior

observación microscópica y respecto al análisis de órganos, la muestra,

se obtiene de cerebro (para descartar rabia), riñón e hígado para a

continuación realizar improntas y luego ver al microscopio.

Según The Center for Food Security y Public health (CFSPH 2008),

(Muñóz, 2016) el diagnóstico diferencial incluye las siguientes

18

enfermedades: anaplasmosis, tripanosomiasis, teileriosis, leptospirosis,

hemoglobinuria bacilar, eperitrozoonosis, rabia, encefalitis, intoxicación

por colza e intoxicación crónica por cobre.

2.30. Tratamiento

Según Antonio (Morilla González, 2009) explica que en la protección

contra la Babesia se han usado drogas que permanecen activas cierto

tiempo en el animal tratado, y durante ese periodo se le expone a la

babesia ya sea en forma natural en el campo o en forma artificial,

inoculándolo con sangre infectada. La droga que mejor resultados ha

dado es el Dipropionato de Imidocarb* y ha sido efectivo hasta un mes

después de aplicado. Su mecanismo de acción se basa en la inhibición de

la acetilcolinesterasa y tiene acción retardada pues se deposita en los

tejidos; y el período de supresión en carnes y leche es de 3 y 28 días

respectivamente (Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;,

2013).

Existen otros fármacos como el Berenil que es un quimioterápico

inyectable a base de Diaminazina, contra las infecciones por Babesia

(piroplasmosis) y contra las infecciones por tripanosomas, la aplicación es

de 5 ml por cada 100 ml de peso vivo por vía intramuscular (Sharp &

Corp., 2015).

Por otro lado, el Babexin también a base de Diaminazina es un

quimioterápico inyectable, la dosis media recomendada es de 3.5 mg/kg

de peso del animal por vía intramuscular como dosis única (Laboratorios,

2017) En el caso del Tryponil (Diaminazina y Phenazone) es un polvo

para uso parenteral, se diluye 2.36 gramos de polvo en 15 ml. de agua

estéril, y se administra por vía subcutánea o intramuscular 1 ml por 20 kg

de peso vivo (2.36 gramos por 300 kg. de peso vivo) (Interchemie., 2017)

Debemos también aplicar una terapia de soporte consistente en la

utilización de estimulantes de la eritropoyesis (hierro, cobre, vitamina

B12), protectores hepáticos (metionina glucosada), cardiotónicos,

diuréticos, transfusiones sanguíneas en caso que fuera posible,

19

estimulantes del apetito, energéticos, etc. (Sociedad Española de


2.31. Control y prevención

Según (Morilla González, 2009) explica que el mejor método para

proteger a los animales de la Babesiosis es la premunición, vacunas, o

inmunidad infecciosa; la cual consiste en inocular a los animales

susceptibles con una pequeña cantidad de sangre que contenga Babesia

o poner sobre el animal unas cuantas larvas de garrapatas infectadas,

después de un período variable de incubación los animales pueden llegar

a presentar signos clínicos y una vez tratados y recuperados, pueden ser

introducidos a una zona enzoótica donde prevalece la babesia. Además,

aclara que la premunición puede no proteger cuando el animal es

expuesto a una dosis masiva de babesia u otro microorganismo; esto

ocurre con frecuencia ya que los animales que se introducen a zonas

tropicales son susceptibles a la infestación por garrapatas y por lo tanto

probablemente reciben un mayor volumen de inóculo.

(Morilla González, 2009) también menciona que este método es costoso

debido a la necesidad de utilizar personal especializado, al riesgo de

perder animales por babesiosis (se calcula que alcanza el 5%), y a la

posibilidad de introducir otros microorganismos patógenos tales como

anaplasmas, tripanosomas, entre otras. Los animales una vez expuestos

a las Babesias locales, pueden mostrarse protegidos o enfermar debido

probablemente a que las cepas de babesia sean antigénicamente

diferentes de las que se usaron para la premunición. Para resolver este

problema, lo más recomendable sería utilizar cepas locales para

premunizar a los animales que se desean introducir.

Se han aplicado vacunas vivas atenuadas para B. bovis y B. bigemina en

muchos países como Australia, Argentina, Sudáfrica, Brasil e Israel. Se

postula que la atenuación a través del paso en la cultura resulta en el

enriquecimiento de las poblaciones menos virulentas de parásitos o en la

regulación de la virulencia. Hasta la fecha, no se ha desarrollado ninguna

vacuna contra la babesiosis de los pequeños rumiantes. Sin embargo,

20

debido a las grandes similitudes entre el patógeno bovino B. bovis y B.

ovis, es probable que las técnicas desarrolladas para el cultivo y la

atenuación de la babesiosis bovina sean aplicables para establecer

sistemas de cultivo para Babesia de pequeños rumiantes y para lograr su

atenuación (Bock, 2004), (Ahmed, 2017)

El empleo de baños con acaricidas organofosforados (Diazinón, Malatión,

Fenitrotión, Neguvón, etc.) es la medida más recomendable, siendo

inmediatamente, después del esquileo el momento estratégico, pues

estaremos indirectamente combatiendo otras posibles ectoparasitosis,

latentes o introducidas por las vestimentas o utensilios de los

esquiladores, como por ejemplo sarnas (Sociedad Española de


2.32. Procedimiento de la técnica de GIEMSAS para el diagnóstico de

HEMOTRÓPICOS.

El presente procedimiento tiene por objeto describir la metodología para el

Diagnóstico de Hemotrópicos mediante la técnica de Tinción Giemsa en

frotis de extensiones de sangre entera con anticoagulante y extracción

directa.

Condiciones ambientales.

No se requiere condiciones especiales, el análisis puede desarrollarse a

temperatura ambiente, de 21 +/- 5 °C.

Identificación Items de Ensayo, Preparación y Verificaciones previas

a ser realizadas.

Al ingreso al laboratorio se verificará la integridad, calidad e identificación

de las muestras, y se les dará nueva identificación, según instructivo

INT/DA/01, Instructivo para manejo y preparación de ítem de ensayo. Las

muestras deberán ser tomadas, enviadas al laboratorio, según el

instructivo INT/DA/019 Instructivo toma y envío de muestras laboratorio

diagnóstico animal. Los laboratorios podrán recibir frotis sanguíneos

adecuados o sangre entera.

21

Procedimiento.

Fundamento del método.

La tinción Giemsa usada para coloraciones hematológicas está

compuesta de azul de metileno y sus productos de oxidación como

colorantes básicos, combinándolos con la eosina como colorante ácido.

De este modo, se obtienen colores diferentes para las estructuras teñidas,

es decir, una tinción que es capaz de discriminar entre las distintas

estructuras celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, con el

básico o con la mezcla de ambos, lo que facilita la diferenciación e

identificación de los hemotrópicos.

Preparación del frotis o extensión sanguínea.

Para elaborar un frotis se debe poner una gota de sangre en un

portaobjetos y con la ayuda de un extremo de otro portaobjetos en un

ángulo de 30° se topa la gota hasta que se distribuya uniformemente en la

punta del porta objetos, luego se desliza el portaobjetos (que está a 30°)

en forma firme, uniforme y a velocidad media para que la sangre se

distribuya uniforme y adecuadamente en el porta objetos.

Los frotis directos frescos elaborados en el sitio de extracción de un vaso

periférico o vena yugular o punta de la cola son más conveniente para

observar hemotrópicos, principalmente para Anaplasma, Babesia y

Trypanosoma spp.

Los portaobjetos deben estar libres de grasa, se los puede limpiar con

alcohol y luego secar

Figura 1. Técnica de Extensión o Frotis.

22

Procedimiento

Preparar una Solución de Trabajo de Giemsa al 10 o 5 % a partir de la

solución madre de Giemsa, según la calidad de tinción del colorante (se

puede hacer pruebas de tinción previas); 1:10 (1 ml de giemsa madre + 9

ml de agua destilada) ó 1:20 (0,5 ml de Giemsa madre + 9,5 ml de agua

destilada), la concentración dependerá de la calidad de la tinción.

- Colocar los portaobjetos con los frotis en metanol absoluto por 1 a 3

minutos.

- Dejar escurrir unos segundos.

- Colocar los frotis en la Solución de Trabajo de Giemsa por 20 a 30

minutos (puede variar según la calidad de la tinción).

- Retirar de la Solución de Trabajo de Giemsa.

- Lavar con agua corriente unos segundos.

- Dejar secar.

- Observar en el microscopio con una gota de aceite inmersión con el

objetivo 100x. ( (AGROCALIDAD, 2018))

2.33. Procedimiento de la técnica de Diff- Quick para el diagnóstico

de HEMOTRÓPICOS.

Descripción

La tinción de Diff-Quick es una de las tinciones empleadas en citología,

que, por su rapidez, se emplea como técnica de control para verificar si la

prueba de extracción de la muestra ha sido satisfactoria. Esta tinción

destaca en que la fijación se lleva a cabo por medio de dejar la muestra

(frotis sanguíneo) secar al aire, aunque también podemos ayudarnos de

otros medios para aumentar, aún más su rapidez, como utilizar un

secador. Además de técnica de control nos ayudará, en algunas

ocasiones, a visualizar el citoplasma celular, ya que el núcleo celular se

ve muy teñido y no se aprecia muy bien las características nucleares.

23

Los resultados que vamos a obtener con esta técnica son los siguientes:

· Núcleos azules violáceos

· Citoplasma azul claro-rosa

· Eritrocitos maduros los veremos de un color naranja rosado

· Nucléolo de color rosa

Protocolo

Cuando hayamos extraído la muestra, se extiende en el portaobjetos y se

deja secar al aire o utilizando un secador (cuidado con calentar la

muestra).

Sumergimos el portaobjeto en el líquido Fijador para Diff-Quick durante 1

minuto.

Colocamos el portaobjeto en el colorante 2 Eosin Red (sin lavar la

muestra previamente) durante 1 minuto.

Ponemos el portaobjeto en el colorante 3 Counter Blue (sin lavar la

muestra previamente) durante 1 minuto.

Lavamos con agua y posteriormente lo dejamos secar al aire o con el

secador.

Pasamos las láminas portaobjeto con aceite de inmersión para observar

en el microscopio. (AGROCALIDAD, 2018)

24

3.1. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. UBICACIÓN DE LA INVESTIGACION Y CARACTERISTICAS

3.1.1. Localización

El presente trabajo se realizó en el cantón Colimes ubicado en la

Provincia del Guayas.

3.1.2. Caracterización de la zona de trabajo

El cantón Colimes es un cantón urbano-rural de la Provincia del Guayas

perteneciente la República del Ecuador, su cabecera cantonal es la

ciudad de Colimes, creada el 29 de abril de 1988, cuenta con una

población total de 25.167 habitantes, posee una extensión de 755 Km2 y

se encuentra ubicada a 85 km al norte de Guayaquil.

Geográficamente, el cantón Colimes se ubica al norte de la provincia del

Guayas, limita con los cantones Balzar al norte, Palestina al sur y con las

provincias de Los Ríos y Manabí al este y oeste respectivamente. Colimes

presenta una de las particularidades más especiales en la provincia del

Guayas por su aspecto de ser una especie de colina con suelo arenoso

más o menos plano.

Además, cuenta con una sola parroquia rural: San Jacinto, situada en la

parte sur del cantón y a 20 minutos de la cabecera cantonal. También,

existen 75 recintos en las zonas rurales. (GAD., 2019)

Los rebaños estudiados se encuentran localizados en los siguientes

recintos. Entrada de colimes, Recinto la Perdida, Recinto el Guabito

3.2. Período de investigación

El trabajo de campo se realizó desde el mes de octubre hasta el mes

enero.

3.3. Tipo de investigación

Aplicado con enfoque cualitativo, de tipo descriptivo.

3.4. Universo y Muestra

Selección dirigida a tres rebaños de ovinos, se tomaron muestras a la

población total que había en los predios.

25

3.6. Metodología de trabajo

El muestreo fue dirigido, a 3 rebaños de ovinos que se realizó en el

cantón Colimes pertenecientes a la Provincia del Guayas, las cuales

fueron seleccionadas con aquellos ovinocultores que decidieron

ayudarme en la presente investigación.

Durante el estudio se muestrearon 100 borregos del cantón Colimes

donde se realizó el siguiente procedimiento para la toma de muestra:

1. Llenado de la hoja de la encuesta con los datos iniciales del rebaño y el

propietario.

2. Se prepara el material para la toma de muestra.

3. Es importante mantener una antisepsia completa a lo largo del

muestreo, luego retirar el exceso de pelo, de manera que se exponga

sobre la piel superficial, la vena yugular.

4. Se procede a realizar la sujeción del animal.

5. Con una torunda de algodón se desinfectó la zona donde se va a

realizar la punción utilizando vacuette, luego presionamos el tubo

vacutiner conteniendo anticoagulante EDTA. (Ácido

etilendiaminotetraacetico), consecuentemente, por efecto del vacío se

extrae aproximadamente 4 ml de sangre.

6. Cada muestra se etiquetó, y luego se transportó entre a 4 a 8º C, en

una caja térmica utilizando gel refrigerante, al laboratorio se Sanidad de

Animal de la Agencia de Regulación y Control Fito-Zoosanitario

(AGROCALIDAD) de Guayaquil

7. A continuación, en el mencionado laboratorio, se realizó el frotis

sanguíneo, con la tinción de GIEMSA y DIff QUICK. Finalmente se

analizaron las muestras en el microscopio con el objetivo de 100X

utilizando aceite de inmersión, para determinar el diagnóstico de

Hemotropicos.

26

3.7. MATERIALES DE INVESTIGACION:

3.7.1. Semovientes

• Ovinos

3.7.2. Materiales de campo.

• Guantes

• Mandil

• Botas impermeables

• Etiquetas

• Hoja de encuesta

• Lápiz o esferográficas

• Algodón

• Alcohol

• Agujas para punción venosa- BD Vacutainer

• Tubos de ensayo con anticoagulante (EDTA).

• Caja térmica

• Gel refrigerante

3.7.3. Materiales de laboratorio.

• Portaobjetos

• Cubreobjetos

• Hoja de análisis de laboratorio

• Lápiz graso

• Tubos de ensayo

• Reata para hacer torniquetes

• Cinta de enmarcar

• Cinta adhesiva transparente

27

• Mandil blanco

• Guantes

• Mascarilla

• Bandejas y cubetas de Coloraciones

• Vaso coplin

3.7.4. Equipos de laboratorio.

• Microscopio óptico bifocal

3.7.5. Reactivos.

• Aceite de inmersión (cedro o pino)

• Reactivo de Giemsa!s Stainnig Solution

• Reactivo Diff Quik Stain

• Alcohol Metanol absoluto

• Agua destilada

• Agua corriente

3.7.6. Materiales y equipos de oficina.

• Cuaderno

• Papel de impresión

• Hojas de campo

• Hoja para análisis de laboratorio

• Bolígrafo

• Marcador

• Cámara fotográfica

• Pen drive

• Computadora

• Impresora

28

• Fotocopiador

3.8. Análisis estadístico:

Los resúmenes de variables cualitativas se han presentado en forma de

proporciones.

La relación entre las variables se la realizó por medio de la prueba de Chi

cuadrado.

3.9. Recursos humanos

Tutor: MVZ. Roberto Coello Peralta, MSc.

Egresado: Kevin Andrés Ruíz Peñafiel.

Colaborador: Dr. Galo Martínez Cepeda, MSc.

Tecnico del laboratorio: Dr. Nelson Cabrera Solís, MSc.

29

IV. RESULTADOS

4.1. Determinar la presencia de hemotrópicos en ovinos del cantón

Colimes, mediante frotis sanguíneos, utilizando dos técnicas

de tinción de, Giensa y DiffQuick.

Durante el estudio, se recolecto un total de 100 muestras sanguíneas de

las cuales se obtuvieron 200 frotis sanguíneos; por lo consiguiente, se

evaluaron 100 animales de 3 rebaños ubicados en fincas diferentes del

cantón Colimes de la provincia del Guayas. Del total de muestras

procesadas por los dos métodos, 5 animales fueron positivo para

parásitos hemotrópicos correspondiente a dos rebaños estudiados,

resultando una prevalencia del 5%.

Figura 2. Muestras a Hemoparasitos, elaborado por el autor.

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Positicos a Hemoparásitos Negativos a Hemoparásitos

Porcentaje de Muestras a Hemoparásitos

30

Las 5 muestras positivas correspondieron a las siguientes codificaciones:

KRP-035; KRP-039; KRP-047; KRP-073 y KRP-075.

Durante el estudio se determinó: Trypanosoma spp en 2 casos (2%),

Babesia spp en 1 caso (1%) y Anaplasma marginale en 4 casos (4%).

4.2 Comparar las dos técnicas de tinción de Giemsa y DiffQuick

De las 100 muestras obtenida, el 5% de casos dieron positivos por las

técnica de Diff Quick y por la técnica de Giemsa se determinaron 4 casos

la comparación entre las dos técnicas

La Muestra KRP-035, resultó negativa por la tinción de Giensa y positiva a

Tripanosoma spp. por la técnica de Diff Quick.

Respecto a la muestra KRP-039, resultó positivo para Tripanosoma spp. y

Anaplasma marginale, por ambas técnicas.

En el caso de la muestra KRP-047, resultó positiva por ambas técnicas

para Babesia spp y Anaplasma marginale.

En relación, a la muestra KRP-073, resultó positiva para Anaplasma

marginale, por las técnicas de Giemsa y Diff Quick.

Finalmente, la muestra KRP-075, resultó positiva también para

Anaplasma marginale, por ambas técnicas mencionadas.

Por otro lado, de los 5 casos positivos a hemoparásitos detectado en la

sangre de los ovinos estudiados, todos fueron determinados por Diff

Quick (100%).

Respecto a los hemoparásitos detectados por la técnica de Giemsa, solo

se detectaron en 4 animales (80%).

31

Tabla 4. Muestras Positivas y tipo de hemoparásitos determinados durante el estudio.

Muestra positiva Técnica de

Giemsa

Técnica de Diff

Quick

Hemoparásitos

determinados

KRP-035 Negativo Positivos Tripanosoma spp

KRP-039 Positivo Positivo Tripanosoma spp

y Anaplasma

marginale

KRP-047 Positivo Positivo Babesia spp y

Anaplasma

marginale

KRP-073 Positivo Positivo Anaplasma

marginale

KRP-075 Positivo Positivo Anaplasma

marginale

Información adaptada del trabajo de laboratorio, elaborado por el autor.

Figura 2. Tipo de Hemoparásitos elaborado por el autor.

32

Coinfección de hemoparásitos en muestras estudiadas

Se determinó coinfección hemoparasitaria de Tripanosoma spp. y

Anaplasma marginale en la muestra KRP-039.

Y también se comprobó coinfección hemoparasitaria en la muestra KRP-

047, entre Babesia spp y Anaplasma marginale.

Tabla 5. Coinfección de hemoparasitos determinados durante el estudio.

Muestra

positiva

Técnica de

Giemsa

Técnica de Diff

Quick

Coinfección de

Hemoparásitos

KRP-039 Positivo Positivo Tripanosoma

spp y

Anaplasma

marginale

KRP-047 Positivo Positivo Babesia spp y

Anaplasma

marginale

Información adaptada del trabajo de laboratorio, elaborado por el autor.

Figura 3 Tipo de Hemoparásitos elaborado por el autor.

Coifeccion de hemoparásitos

33

Se determinó coinfección hemoparasitaria de Tripanosoma spp. y

Anaplasma marginale en la muestra KRP-039.

Y también se comprobó coinfección hemoparasitaria en la muestra KRP-

047, entre Babesia spp y Anaplasma marginale

Relación entre casos positivos y síntomas

Los animales que resultaron positivos, respecto a síntomas, se

determinaron que estos, durante el tiempo de estudio, no presentaron

alguna sintomatología de hemoparasitosis.

Relación entre casos positivos y estado corporal

Para este análisis se utilizó, los siguientes parámetros clínicos:

Estado 1 = Animal con muy bajo peso.

Estado 2 = Animal con bajo peso.

Estado 3 = Animal en buenas condiciones.

Estado 4 = Animal gordo.

Estado 5 = Animal Obeso. ( Romero, O, 2015)

Relación entre casos positivos y temperatura

El parámetro clínico en los ovinos estudiados, se determinó bajo la

siguiente temperatura: Tomado de (Mendoza A., 2010)

Tabla 6. Casos positivos y temperatura

Temperatura Interpretación

Más de 40°C Fiebre-pirexia (hipertermia)

39-40°C Normal

37-39°C Hipotermia moderada

Menos de 37°C Hipotermia severa

Información adaptada de Mendoza A 2010, elaborada por el autor.

Todos los animales positivos a hemoparásitos presentaron temperatura

normal de 39°C.

34

Relación entre casos positivos y estado de conjuntivas

Para medir los parámetros clínicos del estado de conjuntivas de los

ovinos estudiados, se siguió los procedimientos de (Mendoza A., 2010) ,

el mismo, que clasifica en los siguientes estados:

Estado 1 = Optimo Normal.

Estado 2 = Aceptable normal.

Estado 3 = Punto intermedio.

Estado 4 = Peligroso.

Estado 5 = Fatal

En el presente estudio, los animales positivos presentaron estado de

conjuntiva 1 (Normal).

Tabla 7. Relación entre casos positivos y síntomas, estado corporal, temperatura y estado de conjuntiva.

Casos Positivos

Síntomas Estado Corporal

Temperatura Estado de Conjuntiva

KRP-035 NO 3 39.0 Normal





Información adaptada del trabajo de campo, elaborada por el autor.

Se utilizo la prueba de chip cuadrado para buscar asociación de las

variables, como síntomas, estado corporal, temperatura y estados de

conjuntivas. Con la presencia de parásitos hemotrópicos, obteniendo

como resultado que no existe asociación en ninguna de las variables.

35

V. DISCUSIÓN

En este trabajo realizado en el cantón Colimes provincia de Guayas, de

100 muestras sanguíneas de borregos investigados, se determinó el 5%

de prevalencia de hemoparásitos, identificándose por primera vez la

presencia de estos en el Ecuador, pero es importante destacar que existe

escasa información en el continente americano sobre hemoparasitosis en

borregos.

La prevalencia determinada del 5%, se encuentra entre los parámetros de

prevalencia de hemoparásitos descritos por Al-Khalifa. Et al. (2009) donde

describe una prevalencia entre el 4,8 al 5.4% aplicando la técnica de

Giemsa, así como, por encima de la descrita por Sebele T et al (2015), del

6,3% descrita en Etiopía por los mismos métodos de diagnósticos

aplicados (Giensa y Diff-Quick), además Sitotaw T (2014) y

colaboradores describen con ambas técnicas el 1,8% de hemoparásitos

también en este último país.

Así mismo, durante el estudio se determinó: Babesia en 1 caso (1%),

Anaplasma marginale en 4 casos (4%) y Trypanosoma spp en 2 casos

(2%)

Al-Khalifa. Et al. 2009, en una investigación realizada en borregos de

Arabia Saudita, describe, Anaplasma ovis en un 2% y babesia spp. en un

4%.

Sebele T. et al. 2015, describe en Etiopía la presencia Anaplasma ovis en

un 2,1%, Anaplasma marginale en 1,6%, Anaplasma central en 0,3%,

Babesia ovis en 9% y Tripanosoma spp en un 1,6%.

En Nigeria Adejinmi J. y colaboradores (2004) determinaron 1,9% de

prevalencia para Babesia spp. y 12,2% para Anaplasma spp.

Por otro lado, en América del Sur, las especies que causan

tripanosomiasis animales son Trypanosoma cruzi, T. equiperdum,

T. evansi y T. vivax. Así mismo, las infecciones causadas por T. vivax y

T. evansi se ubican entre las principales entidades nosológicas de importa

ncia económica en América (Tomassi M. 2018).

36

Dávila y Silva (2000), consideran a T. evansi en Sudamérica como una

enfermedad de los caballos, mientras que T. vivax es un parásito virulento

del ganado, pero (Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A., 2018)

determinó en Paraguay, Tripanosoma spp en un ovino, aunque,

Desquesnes et al. (2013) afirman que T. evansi se observó en Paraguay

en 1847, mientras que T. vivax se describió en la cercana región del

Pantanal de Brasil.

Por otra parte, estudios epidemiológicos en Venezuela, señalan

seroprevalencias variables para T. vivax, que oscilan desde 9.75% hasta

62.3%. (Mora B., Castro K., 2015)

Así mismo, en la escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad

Nacional Autónoma de Nicaragua, se identificó por primera vez un 37%

de Trypanosoma spp, en muestras de sangre de rebaños de ovejas con la

técnica de tinción de Giemsa. (Mora B., Castro K., 2015)

En relación a Tripanosomiasis en borregos determinados en el presente

estudio, se determinó en un 2%, pero Hasan. (2012) determinó el 3,3% en

borregos de Iraq; Daniel A. et al (1994) determinó al norte de Nigeria el

7,4% y Ng'ayo M. et al. (2005) determinó en Kenia el 18,9%.

Además, es importante mencionar, que todos los animales positivos a

hemoparásitos fueron asintomáticos, a diferencia de los reportados por

Tomassi M. et al (2018) donde se reporta los siguiente sintomatología: las

mucosas bucal y conjuntival pálidas, equimosis en la región inguinal y

mala implantación de la lana, secreción nasal bilateral serosa escasa,

disnea respiratoria, el pulso disminuido, dificultad para abrir la boca y

presencia de sangre en el recto, a la palpación del abdomen a nivel

mesogastrio se percibió una estructura de forma redondeada de

aproximadamente 15 cm de diámetro, móvil de consistencia firme y

contracciones tónicas de los miembros.

Ikede & Losos (1975) describen que las infecciones por tripanosomas en

las ovejas se caracterizan por anemia progresiva, pérdida de masa,

edema, linfadenopatía, agrandamiento del bazo, lesiones neurológicas y

oculares.

Presumiblemente, la no presencia de signos y síntomas de enfermedad

sería por el estado patente del hospedador infestado.

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Ng%27ayo%20MO%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=16018802

37

Finalmente, este estudio acepta la hipótesis planteada en la que describe

que, en sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes se encuentra

la presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje, influenciado

por las características climáticas que favorecen a la presencia de los

vectores.

38

VI. CONCLUSIONES

• Se determinó la presencia de hemotrópicos en ovinos del cantón

Colimes, mediante frotis sanguíneos, utilizando dos técnicas de

tinción de, Giensa y Diff Quick, con un resultado del 5%.

• Se concluyó que, de los 100 casos estudiados, 5 casos dieron

positivos por la técnica de Diff Quick y por la técnica de Giemsa se

determinaron 4 casos.

• Se determinaron los siguientes hemoparásitos: Anaplasma

maginale, Babesia spp y Tripanosoma spp.

• Se determinó coinfección entre 2 hemoparásitos en muestras

obtenidas.

• No presentaron síntomas de enfermedad hemoparasitarias en los

animales estudiados.

• Todos los animales investigados poseían un buen estado corporal,

temperatura normal y buen estado de conjuntiva presumiblemente

por ser hospederos en estado prepatente de la enfermad.

• No existe relación entre las variables estudiadas de los hemoparásitos lo

cual se determinó por medio del chic cuadrado.

39

5. RECOMENDACIONES

• Realizar campañas de concientización a la población sobre las

enfermedades hemoparásitos.

• Realizar estudios con otros métodos de Diagnóstico como

Inmunofluorescencia, Microscopía Electrónica y PCR.

• Prevenir las enfermedades hemotrópicas mediante baños de

aspersión o de inmersión.

• Realizar estudios en otras zonas del Ecuador.

40

6. BIBLIOGRAFIA

Romero, O. (2015). Evaluación de la Condición Corporal y Edad de los ovinos.

Herramientas de Manejo Animal. Instituto de Investigaciones Agropecuarias,

Ministerio de Agricultur, Temuco – Chile.

Ahmed, J. &. (2017). Small ruminant babesiosis. . Recuperado el 04 de Mayo de 2017, de

Piro Vac: http://www.theileria.org/pirovac/babesiosis.htm.

Ávila Pulgarín, L. S., Acevedo Restrepo, A., Jurado Guevara, J. A., Polanco Echeverry, D.,

Velásquez Vélez, R., & Zapata Salas, R. (2013). Infección por hemoparásitos en

caprinos y ovinos de apriscos de cinco municipios del norte y nororiente de

Antioquia (Colombia). Obtenido de Scielo:

http://www.scielo.org.co/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1900-

96072013000100002

Bock, R. J. (2004). Babesiosis of cattle. En Parasitology (págs. 129 Suppl:S247-69).

Bravo García, S. (2012). Babesiosis bovina. Recuperado el 10 de Abril de 2017, .

Repositorio Institucional. Universidad de Cuenca:

http://dspace.ucuenca.edu.ec/bitstream/123456789/452/1/TESIS.pdf.

CFSPH. (2008). Babesiosis bovina. Recuperado el 27 de Abril de 2017, de The Center for

Food Security y Public health:

http://www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/es/babesiosis_bovina.pdf

Chochlakis D, I. I. (2010). Human Anaplasmosis and Anaplasma ovis Variant. Volumen

16, Numero 6, pp 1031-1032. doi: 10.3201 / eid1606.090175.

Córdoba. (2016). Anaplasmosis bovina: abordaje clínico y patológico de la enfermedad.

Corporación Universitaria Lasallista. Recuperado de:

http://repository.lasallista.edu.co/dspace/bitstream/10567/1739/1/Anaplasmos

is_bovina.pdf.

Corona B, M. R. (2004). Anaplasmosis bovina (bovine anaplasmosis). Revista Electrónica

de Veterinaria REDVET - ISSN 1695-7504, 27.

Corona González, B. O. (2014). Tendencia en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina.

Revista de Salud Animal version ISSN 0253-570 X, 36(2). Recuperado de

http://scielo.sld.cu/.

Corona González, B., Obregón, D., Alemán, Y., Pastor, A., VegaI, A, E., Díaz, A., &

Martínez, S. (2014). Tendencia en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina.

Revista de Salud Animal version ISSN 0253-570 X, 36(2). Recuperado de

http://scielo.sld.cu/scielo.php?pid=S0253570X2014000200001&script=sci_artte

t.

41

Desquesnes M, D. A.-H.-R. (2013). Trypanosoma evansi y Surra: una revisión y

perspectivas sobre la transmisión, epidemiología y control, impacto y aspectos

zoonóticos. . Biomed Res Int . doi: 321237.

Esmaeilnejad B, T. M. (2015). Determination of Prevalence and Risk Factors of Infection

with Babesia ovis in Small Ruminants from West Azerbaijan Province, I Iran by

Polymerase Chain Reaction. Edición 9, Numero 2. Pp 246–252. NCBI. Obtenido

de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4662796/

GAD. (2019). Gobierno Autónomo Descentralizado Municipal del cantón Colimes. (2019).

. Obtenido de http://www.gadcolimes.gob.ec/.

González B, Obregón II D, AlemánI Y, AlfonsoI P, VegaI E, DíazI A, Martínez S. (2014).

Tendencias en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina. Revista de salud animal.

vol.36 no.2. Recuperado de:

http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S.

Gonzatti, M., Gonzalez-Baradat, B., Aso, P., & Reyna-Bello, A. (2014). Trypanosoma

(Duttonella) vivax and Typanosomosis in Latin America: Secadera/ Huequera/

Cacho Hueco. En: Trypanosomes and Trypanosomiasis.

GONZATTI, M., GONZALEZ-BARADAT, B., ASO, P., & REYNA-BELLO, A. (2014).

Trypanosoma (Duttonella) vivax and Typanosomosis in Latin America: Secadera/

Huequera/ Cacho Hueco. En: Trypanosomes and Trypanosomiasis. .

Habibpour M., N. S. (2013). Study on prevalence of blood parasites of sheep and

detection of their vectors using methyl green pyronin in Varamin, Iran. European

Journal of Experimental Biology.

Ivami. (Noviembre de 2014). Babesiosis: detección molecular por PCR e identificación de

especie por secuenciación. Obtenido de Instituto Valenciano de Microbiología

(IVAMI):: 1. http://www.ivami.com/es/microbiologia-veterinaria-molecular/457-

babesiosis-i-babesia-bigemina-b-bovis-b-caballi-b-canis-canis-b-canis-vogeli-b-

canis-rossi-b-equi-b-felis-b-gibsoni-b-major-b-motasi-b-ovis-b-perroncitoi-b-

trautmanni

Interchemie. (2017) Veterinary Productos https://www.interchemie.com/

Kaufer A., E. J. (2017). The evolution of trypanosomatid taxonomy. Parasites & Vectors. .

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-017-2204-7 .

Laboratorios, V. M. (27 de Abril de 2017). Productos o servicios en exhibición. Obtenido

de de Corferias Bogotá. Centro Internacional de Negocios y Exposiciones::

http://servicios.corferias.com/stand_virtual/exhibicion.cfm?stand=33996

Lbacha, A; Alali, S; Zouagui, Z; Mamoun, L; Rhalem, A; Petit, E; Haddad, N; Gandoin, C;

Boulouis, HJ; Maillard, R. (2017). High Prevalence of Anaplasma spp. in Small

Ruminants in Morocco. . Pubmed. Volumen 64, Numero 1. DOI:

10.1111/tbed.12366.

42

Lopo, S., Carvalho, V., Volkart U., Santos F., Pereira, C., Zacarias, R., Dias, A.,. (2015).

Transplacental transmission of bovine tick-borne pathogens:Frequency,

coinfections and fatal neonatal anaplasmosis in a regionof enzootic stability in

the nort. brazil: Brazil. © Elsevier GmbH. Recuperado de

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26613663.

Mendoza A., B. A. (2010). Diagnóstico clínico del Ovino. . 1ra. Ed. Fundación Produce

Tabasco Ac. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco. México.

Miranda M., G. J. (2010). EVALUACIÓN EPIDEMIOLÓGICA DE LA TRIPANOSOMIASIS

BOVINA EN EL PANTANAL DE SAN MATÍAS. Facultad de Medicina Veterinaria y

Zootecnia, U.A.G.R.M. . Recuperado:

http://190.186.110.75/sistemabibliotecario/doc_tesis/MIRANDA%20N.

Mohammad Reza A., B. G. (2018). study of infection rate of blood parasites in sheep and

goats on Khodabandeh city: in spring and summer. Obtenido de

https://www.researchgate.net/publication/325683577_study_of_infection_rate

_of_blood_parasites_in_sheep_and_goats_on_Khodabandeh_city_in_spring_an

d_summer

Mora B., Castro K. (2015). Infección por Trypanosoma spp. en ovinos sintomáticos en el

Municipio de León, Nicaragua. Obtenido de Revista Científica de la UNAN-León.

Volumen 6, Numero 1. pp 1-10.: file:///C:/Users/WIN8/Downloads/98-254-1-

PB%20(4).pd

Mora B., Castro K. (2015). Infección por Trypanosoma spp. en ovinos sintomáticos en el

Municipio de León, Nicaragua. Revista Científica de la UNAN-León. Volumen 6,

Numero 1. pp 1-10. Recuperado de: file:///C:/Users/WIN8/Downloads/98-254-

1-PB%20(4).pdf.

Morilla González, A. (10 de Octubre de 2009). Inmunología de la Babesiosis. de

Universidad Autónoma de México. Obtenido de

http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/cienciavet/revistas/CVvol3/CVv3c09.pdf

Muñóz, T. (Diciembre de 2016). Babesiosis bovina (Babesia bovis y Babesia bigemina),

una enfermedad hematozoárica de importancia económica en el mundo.

Recuperado el 27 de 04 de 2017, de REVISTAS DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL

DE LOJA:

https://revistas.unl.edu.ec/index.php/biotecnologia/article/download/74/72

NCBI. (2018). Babesia Ovis. Taxonomy Browser.

OIE. (2008). Bovine Anasplasmosis. Manual de la OIE sobre animales terrestre, 2.4.

OIE. (2015). Anaplasmosis bovina. Manual Terrestre de la OIE 2015. Seccion 2.4. Capitulo

2.4.1. . Recuperado de:

http://www.oie.int/fileadmin/Home/esp/Health_standards/tahm/2.04.01_Anap

lasmosis_bovina.pdf .

43

Oñate Y., A. (2016). Determinación de la Prevalencia de Anaplasmosis, Babesiosis y

Tripanosomiasis en el hato lechero de la hacienda Jhomar, cantón Pedro Vicente

Maldonado, Enero y Febrero 2015. Tesis de Grado. Fac. Cienc. Sal. Universidad

de las. 1. Tesis de Grado. Fac. Cienc. Sal. Universidad de las Américas.

Rajasokkappan S., Selvaraju G. (2016). Prevalence of anaplasmosis in goats in

Ramanathapuram district of Tamil nadu. International Journal of Science,

Environment and Technology, . Vol. 5, No 2, 2016, 511 – 514.

Said B, B. H. (2018). Anaplasma spp. in North Africa: A review on molecular

epidemiology, associated risk factors and genetic characteristics. ELSEVIER.

Volumen 9, Número 3, pp 543-555. DOI: 10.1016 / j.ttbdis.2018.01.003 .

SENASA. (2015). MANUAL DE ANAPLASMOSIS Y BABESIOSIS. . Recuperado el 27 de Abril

de 2017, de Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA):

http://www.senasa.gov.ar/manual-de-anaplasmosis-y-babesiosis .

Shabana LL, N. M. (2018). Herramientas de diagnóstico de la anaplasmosis caprina y

ovina: un estudio comparativo directo. BMC Vet Res; 14 (1): 165.

SHAHZAD W, NOOR H, AHMAD M, MUNIR R, SHARIF M, HASSAN M, AHMAD N, AKBAR

G, y MEHMOOD F. (2013). Prevalence and Molecular Diagnosis of Babesia ovis

and Theileria ovis in Lohi Sheep at Livestock Experiment Station (LES),

Bahadurnagar, Okara, Pakistan. Obtenido de Edición 8, Numero 4. Páginas 570–

578. Iran J Parasitol.: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4266121/

Smith, B. (2010). Medicina interna de grandes animales. Barcelona, España: Elsevier.

Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;. (Septiembre de 2013). Producción

Ovina y Caprina. Obtenido de Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia

(SEOC): http://www.seoc.eu/docs/jornadas/28_jornadas_seoc.pdf

Svobodová, ,. M., Volf, P., & Votýpka, J. (2015). Trypanosomatids in ornithophilic

bloodsucking Diptera. Med. Vet. Entomol. 29(4): 444-447.

Tavares L. y Reina R. (2006). Estandarización de la técnica de PCR para el diagnóstico de

la anaplasmosis bovina y ovina. Scielo. 56 (4). Recuperado de:

http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci.

Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A. (2018). Clinical case report:

Trypanosomiasis in sheep. Compend. cienc. Vet; 8 (1): 39-42.

Varella D., Costa L., Moratelli R, Pereira M., Pires L., Reis Y, Martin S. Llewellyn, das

Chagas S., Rodrigues A., Jansen A. (2017). High Trypanosoma spp. diversity is

maintained by bats and triatomines in Espírito Santo state. Brazil. PLoS ONE.

Edición 12, numero 11. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0188412.

44

Weny G, O.-A. J. (2017). Prevalence and Risk Factors Associated with Hemoparasites in

Cattle and Goats at the Edge of Kibale National Park, Western Uganda. J

Parasitol. 103 (1): 69-74.

Zapata R. Cardona E., R. J. (2017). Tripanosomiasis bovina en ganadería lechera de

trópico alto: primer informe de Haematobia irritans como principal vector de T.

vivax y T. evansi en Colombia. Rev. Med. Vet. ISSN 0122-9354. 33 (1): 21-34.

45

7. ANEXOS ANEXO 1. OFICIO PARA LA AGENCIA REGULACIÓN Y CONTROL FITO ZOOSANITARIO

“AGROCALIDAD”

46

ANEXO 2. PESPUESTA AL OFICIO EMITIDO A LA AGENCION DE REGULACION Y CONTROL FITO Y ZOOSANITARIO

47

ANEXO 3. OFICIO DE EXONERACIÒN DE LAS PRUEBAS DIAGNOSTICAS

48

ANEXO 4. MAPA DEL CANTON COLIMES

49

ANEXO 5. HOJA DE REGISTRO DE TRABAJO DE CAMPO

55

ANEXO 6. RESULTADOS DEL DIAGNOSTICO A HEMOTROPICOS

61

ANEXO 7. FOTOS TOMADAS DIRANTE LA INVESTIGACIÓN

Foto de predios

Toma de muestra sanguínea

62

KR29

KR29

Revisión de las Mucosas Oculares

Toma de Temperatura

63

Reactivo DIFF QUICK

Reactivo GIEMSA

64

Tubo Vacutainer con muestras sanguíneas

Realizado de Frotis Sanguíneo

65

Realizado de Frotis Sanguíneo

Solución GIEMSA

66

Frotis teñidos con solución GIEMSA

67

Frotis teñidos con solución DIFF QUICK

68

Fijación de Frotis con alcohol metanol

69

Placas Fijadas

70

Observación de Placas

71

Babesia spp y Anaplasma

Babesia spp y Anaplasma

72

Anaplasma Marginales

Tripanosoma spp

tutor acadÉmico - repositorio.ug.edu.ecrepositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/39295/1/2019 ruíz...

Documents