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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

INSTITUTO SUPERIOR DE INVESTIGACIÓN

Y POSGRADO

Estudio histológico comparativo entre xenoinjerto e

hidroxiapatita sintética en defectos óseos inducidos en

cobayos.

Trabajo de Titulación previo a la obtención del Título de

Especialista en Implantología Oral.

Od. Morales Segovia Paola Alexandra

Tutor: Dr. Mario Francisco Muñoz Mera

Quito, 2016

ii

DEDICATORIA

A Juan, Janeth y Julio….

iii

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a mi querida Universidad que me acogió durante mi vida estudiantil de

pregrado y posgrado, a mis maestros quienes impartieron sus conocimientos sin

egoísmos, especialmente al Dr. Kléber Vallejo; a mi Tutor Dr. Mario Muñoz, quien ha

sido una guía acertada para la elaboración de este estudio y a mis amigos quienes de una

u otra forma colaboraron para concluir este trabajo.

vi

HOJA DE APROBACIÓN DEL TRIBUNAL

Quito, 6 de julio 2016

ESTUDIO HISTOLÓGICO COMPARATIVO ENTRE XENOINJERTO E

HIDROXIAPATITA SINTÉTICA EN DEFECTOS ÓSEOS INDUCIDOS EN

COBAYOS

Autora: Od. Paola Alexandra Morales Segovia

Tutor: Dr. Mario Francisco Muñoz Mera

Los abajo firmantes miembros del Jurado Calificador APROBAMOS la tesis

titulada: Estudio histológico comparativo entre xenoinjerto e hidroxiapatita sintética en

defectos óseos inducidos en cobayos, que se desarrolló en el área del conocimiento de la

especialidad de Implantología Oral, cuya AUTORA es la Odontóloga Paola Morales

Segovia.

DR. KLÉBER VALLEJO

PRESIDENTE DEL JURADO CALIFICADOR. DOCENTE DEL INSTITUTO

SUPERIOR DE POSGRADO ODONTOLOGIA

DRA. MARIELE BALSECA MIEMBRO DEL JURADO CALIFICADOR. DOCENTE DEL INSTITUTO

SUPERIOR DE POSGRADO ODONTOLOGÍA

DR. JUAN BENENAULA

MIEMBRO DEL JURADO CALIFICADOR. DOCENTE DEL INSTITUTO

SUPERIOR DE POSGRADO ODONTOLOGÍA

vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS

DEDICATORIA ............................................................................................................... ii

AGRADECIMIENTOS ................................................................................................... iii

HOJA DE APROBACIÓN DEL TRIBUNAL ................................................................ vi

ÍNDICE DE CONTENIDOS .......................................................................................... vii

ÍNDICE DE ANEXOS ..................................................................................................... x

ÍNDICE DE TABLAS ..................................................................................................... xi

ÍNDICE DE GRÁFICOS ............................................................................................... xii

ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................. xiii

RESUMEN EJECUTIVO ............................................................................................. xiv

CAPÍTULO I .................................................................................................................... 1

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA .......................................................... 1

1.1. Introducción ....................................................................................................... 1

1.2. Justificación ....................................................................................................... 2

1.3. Objetivos ............................................................................................................ 3

1.3.1. General ............................................................................................................... 3

1.3.2. Específicos ......................................................................................................... 3

CAPITULO II ................................................................................................................... 4

2. MARCO TEÓRICO .......................................................................................... 4

2.1. Biología Ósea ..................................................................................................... 4

2.1.1. Organización macroscópica del tejido óseo ....................................................... 4

2.1.2. Histología Ósea .................................................................................................. 5

2.2. Regeneración Ósea ............................................................................................ 9

2.2.1. Principios bilógicos para la regeneración ósea ................................................ 11

2.2.2. Incorporación de los injertos ............................................................................ 12

2.2.3. Tipos de injertos ............................................................................................... 13

2.3. Materiales usados en la experimentación ........................................................ 20

2.4. Estructura y regeneración ósea en pequeños animales.- cobayos .................... 20

2.5. Definición de términos básicos ........................................................................ 22

2.6. Hipótesis .......................................................................................................... 23

2.6.1. Hipótesis nula .................................................................................................. 23

2.6.2. Hipótesis alternativa ........................................................................................ 23

2.7. Conceptualización de las variables .................................................................. 24

viii

2.7.1. Dependiente ..................................................................................................... 24

2.7.2. Independientes ................................................................................................. 24

CAPÍTULO III ............................................................................................................... 25

3. METODOLOGÍA ............................................................................................ 25

3.1. Nivel de investigación ..................................................................................... 25

3.2. Tipo y diseño de la investigación .................................................................... 25

3.2.1. Criterios de inclusión ....................................................................................... 25

3.2.2. Criterios de exclusión ...................................................................................... 26

3.3. Método de la investigación .............................................................................. 26

3.4. Operacionalización de las variables ................................................................. 26

3.5. Población y Muestra ........................................................................................ 32

3.5.1. Población ......................................................................................................... 32

3.5.2. Muestra ............................................................................................................ 32

3.6. Técnicas e instrumentos de recolección de la información ............................. 32

3.6.1. Anestesia .......................................................................................................... 33

3.6.2. Cirugía ............................................................................................................. 33

3.6.3. Cuidado Postquirúrgico ................................................................................... 36

3.6.4. Eutanasia .......................................................................................................... 37

3.6.5. Toma de muestras de las tibias ........................................................................ 37

3.6.6. Obtención de las muestras para evaluación microscópica ............................... 38

3.7. Técnicas de procesamiento y análisis de la información ................................. 40

3.8. Aspectos Éticos ................................................................................................ 40

CAPÍTULO IV. .............................................................................................................. 42

4. RESULTADOS ............................................................................................... 42

4.1. Estudio Histológico .......................................................................................... 42

4.1.1. Análisis Cualitativo .......................................................................................... 42

4.2. Análisis Estadístico .......................................................................................... 48

4.2.1. Análisis Cuantitativo ........................................................................................ 48

4.3. Discusión ......................................................................................................... 53

CAPÍTULO V ................................................................................................................ 56

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .............................................. 56

5.1. Conclusiones .................................................................................................... 56

5.2. Recomendaciones ............................................................................................ 56

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................ 57

ix

ANEXOS ........................................................................................................................ 64

Anexo No. 1. Informe Veterinario................................................................................. 65

Anexo No. 2. Informe Histopatológico .......................................................................... 67

x

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo No. 1 Informe Veterinario. ................................................................................. 64

Anexo No. 2 Informe Histopatológico. .......................................................................... 67

xi

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla No.1. Sustitutos óseos como material de injerto .............................................. 14

Tabla No.2. Propiedades de cada tipo de injerto en relación con los principios

biológicos de regeneración .............................................................................................. 19

Tabla No.3. Conceptualización de variables.............................................................. 24

Tabla No.4. Operacionalización de las variables .................................................................. 27

Tabla No.5. Base de datos ......................................................................................... 48

Tabla No.6. Estadísticos descriptivos de la regeneración porcentual ........................ 49

Tabla No.7. Valor medio del porcentaje de regeneración por grupo ......................... 50

Tabla No.8. Prueba de Kruskal Wallis....................................................................... 52

Tabla No.9. ...................................................................................................................... 52

xii

ÍNDICE DE GRÁFICOS

Gráfico No.1. Diagrama de caja y bigotes para la regeneración ósea porcentual .... 49

Gráfico No.2. Valor medio del porcentaje de regeneración por grupo .................... 50

xiii

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura No. 1. a) Incisión lineal 1 cm., b) Hueso subyacente, c) Fresa

quirúrgica No. 6 ................................................................................. 33

Figura No. 2. Defecto inducido ................................................................................ 34

Figura No. 3. Colocación de injerto óseo bovino ..................................................... 35

Figura No. 4. a) Siendo colocada en el defecto, b) Adaptada en el defecto. ............ 35

Figura No. 5. Sutura con vicryl 5 ceros .................................................................... 36

Figura No. 6. Animales colocados en jaulahjs separadas inmediatamente

después de la cirugía .......................................................................... 37

Figura No. 7. a) Huesos con defectos donde no se colocó ningún biomaterial,

b) Huesos donde se colocó xenoinjerto de origen bovino, c)

Huesos donde se colocó hidroxiapatita sintética ................................ 38

Figura No. 8. a) Molde con cortes de hueso ¨Testigo¨, b) Molde con cortes de

hueso ¨Bovino¨, c) Molde con cortes de hueso ¨Sintético¨ ............... 39

Figura No. 9. a) Placa con cortes de hueso ¨Testigo¨, b) Placa con cortes de

hueso ¨Bovino¨, c) Placa con cortes de hueso ¨Sintético¨ ................. 40

Figura No. 10. Microscopia Testigo1 ......................................................................... 42

Figura No. 11. Microscopia Testigo 2 ........................................................................ 43



Figura No. 14. Microscopia Bovino 1 ........................................................................ 44





Figura No. 19. Microscopia Sintético 1 ...................................................................... 47





xiv

RESUMEN EJECUTIVO

La experimentación con variedad de biomateriales usados para la reconstrucción de

tejidos, para el reemplazo y regeneración de estructuras destruidas, nos ha permitido

beneficiarnos en el campo odontológico-quirúrgico. El objetivo de esta investigación es

estudiar la regeneración ósea tras la colocación de xenoinjerto y de hidroxiapatita

sintética en defectos óseos creados en tibias de cobayos. En cuanto a materiales y

métodos, se seleccionaron 15 cobayos adultos de 1.2 kg de peso para ser intervenidos y

se indujo un defecto de 2 mm de diámetro; se formaron tres grupos: grupo ¨Testigo¨,

grupo ¨Bovino¨ y grupo ¨Sintético¨ siendo de relleno con coágulo sanguíneo,

xenoinjerto bovino e hidroxiapatita sintética respectivamente. Se realizó el sacrificio

con eutanasia a las 4 semanas y posteriormente se procesó y analizó láminas

histológicas con tinción de hematoxilina y eosina. Se valoró cualitativamente cada placa

histológica y estadísticamente mediante el programa SPSS 22 y las prueba de Kruskal

Wallis. Como resultado, se observó que todos los defectos mostraron patrones

regulares de regeneración ósea; los grupos rellenos con coágulo mostraron formación

ósea mayor que los grupos rellenos con biomateriales, no se presentaron procesos

inflamatorios, el grupo ¨Sintético¨ donde se colocó hidroxiapatita fue el segundo con

mejores características regenerativas, concluyendo que en defectos pequeños, no

críticos, el coágulo y su correcto mantenimiento son importantes y suficientes para una

correcta regeneración y que el tamaño grande de partículas sugiere el enlentecimiento

del proceso debido a la reabsorción que debe realizarse, con la consiguiente aposición

ósea.

PALABRAS CLAVE: REGENERACIÓN, BIOMATERIALES, XENOINJERTO,

HIDROXIAPATITA SINTÉTICA, COÁGULO SANGUÍNEO.

xv

A COMPARATIVE HISTOLOGICAL STUDY BETWEEN XENOGRAFT AND

SYNTHETIC HYDROXYAPATITE IN BONE DEFECTS INDUCED IN

GUINEA PIGS

Author: MORALES, SEGOVIA Paola Alexandra, Od.

Tutor: MUNOZ, MERA Mario Francisco, Dr.

ABSTRACT

Experiment with a variety of biomaterials used for tissues reconstruction, for the

replacement and regeneration of damaged structures, has allowed us to benefit in the

dental-surgical field. The objetive of this research is to study the bone regeneration after

the xenograft and synthetic hydroxyapatite placement in bone defects created in guinea

pigs’ shinbone. Materials and Methods: 15 adult guinea pigs 1.2 kg in weight were

selected to be operated, and a defect 2 mm in diameter was induced; three groups were

formed: ¨Control¨ group, ¨Bovine¨ group and ¨Synthetic¨ group stuffed them with blood

cot, bovine xenograft and synthetic hydroxyapatite respectively. The slaughter was

performed with euthanasia at 4 weeks and later histological slide was valued

qualitatively and statistically using SPSS 22 program and Kruskal Wallis test. Results:

It was observed that all defects showed regular patterns of bone regeneration; the groups

stuffed with clots demostrated bpne formation greater that those groups stuffed with

biomaterials, processes inflammatory did not appear the ¨Synthetic¨ group were placed

hydroxyapatite was the second with best regenerative features. Conclusions: the

¨Control¨ group presented a regeneration percentage between 90% and 100%, in the

¨Bovine¨ group it was observed a regeneration of 40% and in the ¨Synthetic¨ group the

regeneration was 70%, demonstrating that in small defects the clot its correct care are

important and sufficient for a correct regeneration.

KEY WORDS: REGENERATION, BIOMATERIALS, XENOGRAFT, SYNTHETIC

HYDROXYAPATITE, BLOOD CLOT.

I hereby certify that the above is a faithful translation of the original document in Spanish.

Mgs. Victoria M. Carrillo C. PROFESORA DE INGLÉS. Reg. No. 100-13-1230296

1

CAPÍTULO I

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

1.1. Introducción

Según Dahlin y cols (1990), la “Regeneración Ósea” cumple con el objetivo de

aumentar o regenerar deficiencias del hueso alveolar, para realizar este procedimiento se

podrían utilizar diferentes materiales dependiendo del tamaño (Misch & Dietsh, 1993) y

localización del defecto (Guarinos J. , 1995), no existiendo estudios en nuestro país que

certifiquen la efectividad de estos materiales, siendo necesario compararlos con la

regeneración obtenida espontáneamente.

Como mencionan Hammerle & Karring (1998), dichos materiales deberían ser

biocompatibles, es decir, no producir reacciones inmunológicas en sus receptores

además deberían ser de fácil manejo (Nasr, Aichelmann-Reidy, & Yukna, 1999) y

reabsorberse progresivamente (Hammerle & Karring, 1998).

Según Anitua (2000), el injerto autógeno sería el que tiene mejores propiedades de

regeneración sin embargo, su grado de reabsorción en el lugar receptor sería mayor

(Wang, Kiyonobu, & Neiva, 2004) y su cantidad de recolección estaría limitada (Weiss,

2005), siendo estas características un inconveniente para la aplicación en todos los casos

de regeneración ósea en Implantología y Cirugía Bucal.

Es por esto que se plantea el uso de diversos materiales entre ellos los

“Xenoinjertos” que son, según McAllister y Haghighat (2007) materiales obtenidos de

especies animales, también tenemos en el mercado materiales aloplásticos como la

hidroxiapatita sintética, cuyas características serían similares a la matriz inorgánica del

hueso, (Perloff y Posner 1958) (Adell, 1990), ésta forma una matriz que sería el soporte

para la formación de nuevo hueso (Jarcho, 1981).

En vista de la falta de estudios comparativos entre estos materiales de sustitución

ósea en el país, se ha decidido analizar mediante microscopia óptica el xenoinjerto

GenMix® (Baumer) y la hidroxiapatita sintética reabsorbible (Bionnovation), con lo

2

cual se pretende comprobar la eficacia de estos tipos de sustitutos óseos y sus cambios

microscópicos a las 4 semanas luego de su incorporación en los defectos realizados en

la tibias de cobayos.

1.2. Justificación

Según Bostrom MP y Seigerman DA (2005), los injertos autólogos se consideran el

estándar de oro para regeneración ósea, debido a su origen biológico y sus capacidades

“osteogénicas”, sin embargo, la recolección de injertos autólogos con frecuencia

requiere una cirugía adicional (Anitua, 2000) y el acceso a los sitios donantes puede ser

complicado; estos hechos han impulsado la búsqueda de materiales alternativos

(McAllister & Haghighat, 2007).

La demanda de injertos óseos artificiales es cada vez mayor, debido a su suministro

ilimitado, fácil almacenamiento y esterilidad (Kauschke, 2006). El éxito de la

reparación de defectos óseos con biomateriales sería dependiente de la vascularización

suficiente en el sitio de implantación (Lynch, Genco, & Marx, 1999), lo que

compromete al cirujano a la elección del material de acuerdo a cada caso en particular,

teniendo variedad de posibilidades (Infante-Cossío, 2007).

Para seleccionar el adecuado biomaterial se deberían considerar y comprobar las

características regenerativas de los sustitutos óseos (Fellah, 2008), es fundamental

conocer los procesos biológicos normales que cada material desencadena durante la

regeneración ósea, además de sus características físicas y mecánicas (Tortolini & Rubio,

2012). El tener en cuenta estas características nos garantizará el manejo adecuado de los

materiales para lograr incremento del volumen óseo y la posterior inserción de los

implantes (Pérez, 2007).

Por todo lo expuesto, se pretende comparar dos sustitutos óseos, un material

aloplástico, la hidroxiapatita y xenoinjerto de origen bovino.

Al realizar estudios experimentales sobre Regeneración ósea en la Universidad

Central del Ecuador, el aporte sería considerable académicamente, y beneficioso

también para los profesionales involucrados en Cirugía e Implantología Oral.

3

1.3. Objetivos

1.3.1. General

- Evaluar mediante un estudio histológico comparativo la regeneración ósea

utilizando xenoinjerto e hidroxiapatita sintética en defectos óseos inducidos en

cobayos.

1.3.2. Específicos

- Comparar el porcentaje de regeneración ósea al usar xenoinjerto e hidroxiapatita

sintética, tomando como referencia la regeneración espontánea en defectos sin

relleno óseo.

- Analizar la necesidad o no del uso de biomateriales en defectos pequeños.

4

CAPITULO II

2. MARCO TEÓRICO

2.1. Biología Ósea

El hueso es un tejido de sostén altamente especializado y caracterizado por su

rigidez y dureza (Stevens & Lowe, 2007), a pesar de esta dureza posee cierta

elasticidad (Geneser, 2003), es considerado un tejido conjuntivo especializado de

importancia por su matriz orgánica mineralizada (Giannobile, Ríos, & Lang, 2011).

Sus funciones principales son: proporcionar sostén mecánico y protección de

órganos, permitir la locomoción, función hematopoyética a través de la médula ósea y

ser reservorio metabólico de sales minerales.

2.1.1. Organización macroscópica del tejido óseo

La estructura del tejido óseo, su arquitectura y la disposición de sus componentes

está asociada a su función ¨la forma sigue a la función¨ (Wolff, 1892). El tejido óseo se

organiza en los huesos de dos formas diferentes: el tejido óseo esponjoso o hueso

trabecular y el tejido óseo compacto o hueso cortical.

El hueso esponjoso o trabecular posee fibras colágenas desordenadas y es

mecánicamente débil (Stevens & Lowe, 2007), está conformado por finas hojas que se

cruzan en todas las direcciones, formando así un reticulado esponjoso cuyos espacios

huecos están ocupados por médula ósea (Geneser, 2003). La unidad base de este tipo de

tejido es la osteona trabecular con forma de disco plano, las osteonas son más anchas en

la dirección de la carga ofreciendo de esta manera mayor resistencia a la compresión

(Guadilla Yasmina, 2010).

El hueso compacto o cortical tiene una alineación paralela del colágeno formando

láminas y es mecánicamente fuerte (Stevens & Lowe, 2007), a simple vista forma una

masa compacta sin espacios visibles. Se estructura en conductos de Havers recubiertos

5

de laminillas dispuestas concéntricamente donde encontramos los osteocitos

(Fernández-Tresguerres, 2006).

Los huesos están rodeados por una capa de tejido conectivo denso denominada

periostio (Geneser, 2003), éste está inervado por terminaciones nerviosas nociceptivas y

posee vascularización. El periostio está formado por una capa externa fibrosa y una capa

interna de recambio, la primera contiene fibroblastos y se encuentra en contacto con

músculos y otros tejidos blandos (Guadilla Yasmina, 2010), mientras que la capa de

recambio contiene células osteogénicas que se transforman en osteoblastos (De la Cruz,

2014), encontrándose ésta en íntimo contacto con el hueso.

El endostio cubre el espacio medular y los espacios de la sustancia esponjosa

(Geneser, 2003).

2.1.2. Histología Ósea

El hueso es un tejido conectivo mineralizado de composición heterogénea muy

vascularizado e inervado (Fernández-Tresguerres, 2006). En él podemos encontrar

diferentes componentes: la matriz orgánica donde encontramos colágeno, la matriz

inorgánica, formada por cristales de fosfato y calcio y el componente celular que

constituye el 2% de la materia orgánica del hueso y está formado por células

osteogénicas, osteoblastos, osteocitos y osteoclastos (Pérez Llamas, Garaulet Aza, &

Gil Hernández, 2010). El 70 % en peso es mineral, del 5 al 8% es agua y el resto

correspondería a la fase orgánica, el 98% de la fase orgánica es colágeno tipo I y

algunas proteínas no colágenas, lo que formará la matriz ósea; las células formarán el

2% restante (Einhorn, 1994).

La matriz ósea extracelular está formada por un componente orgánico y un

componente mineral o inorgánico. Está formada también de un entretejido de fibras

colágenas donde se encuentran pequeños cristales de hidroxiapatita carbonatada,

carbohidratos y lípidos (Guadilla Yasmina, 2010), es responsable de las propiedades

biomecánicas del hueso y está mineralizada en su mayor parte.

6

La matriz orgánica se conformará por las fibras de colágeno incluidas en una

sustancia fundamental, la dureza y la resistencia a la compresión se deben al contenido

de sales inorgánicas.

La sustancia fundamental está formada por proteoglucanos, en especial

condroitinsulfato y menores cantidades de hialuronano, a más de moléculas que

intervendrían en procesos de calcificación como la osteocalcina o BGP que es la

proteína no colágena que más abunda en el tejido óseo adulto (Geneser, 2003).

La osteocalcina es producida por los osteoblastos, se modifica por la vitamina K, lo

que la relaciona con los factores de coagulación, se estimula por hormonas

osteoporóticas, vitamina D3 activa y paratiroidea, las dos relacionadas con la activación

osteoclástica (Sodeck & Mckee, 2000).

Una proteína adhesiva llamada osteonectina, también es secretada por los

osteoblastos, ésta se adhiere a las superficies de las células y a los componentes de la

matriz especialmente a la hidroxiapatita (Geneser, 2003). Los osteoblastos también

secretan osteopontina, con propiedades parecidas.

Las fibras colágenas se componen especialmente por colágeno de tipo I en un 95%

(Geneser, 2003), igual que el tejido conectivo. Pero se encuentran más tipos de

colágeno, tipo V en menos del 5% y tipos III y XII en menos del 1% (Guadilla

Yasmina, 2010).

La estructura básica de los tejidos conectivos está formada por haces de colágeno

tipo I.

El colágeno tipo III se entrecruza con las fibras de tipo I para unir el periostio con el

hueso (Fibras de Sharpey) y en los maxilares se insertan desde el ligamento periodontal

en el hueso laminar uniéndose al alvéolo para dar estabilidad a la unión con el diente


El colágeno tipo XII está tiene que ver con el esfuerzo mecánico y la alineación de

las fibras (Sodeck & Mckee, 2000). Los tipos I, V y XII se expresan por los

7

osteoblastos, el tipo III y en bajo porcentaje el tipo XII son producido por los

fibroblastos en la formación del ligamanto periodontal (Guadilla Yasmina, 2010).

El componente inorgánico o sales minerales representan en el adulto alrededor del

75% del peso seco (Geneser, 2003). Cerca del 95% corresponden a cristales de fosfato

de calcio, impregnados por impurezas que representarían el restante 5% (Guadilla

Yasmina, 2010), estos cristales son similares a los del mineral hidroxiapatita, con forma

de varas delgadas, dispuestos en paralelo en estrecha relación con las fibras de

colágeno.

Además del fosfato de calcio se encontrarán iones diferentes como magnesio,

potasio, sodio, carbonato y citrato (Geneser, 2003).

La parte de la matriz ósea que no está mineralizada se llama osteoide y es una trama

proteica sobre la cual se fijan las sales de calcio (Nieto, 2011), constituyendo menos del

1% del volumen óseo.

En cuanto a las células óseas podemos encontrar 5 tipos: las células

osteoprogenitoras, los osteoblastos, los osteocitos, las células de recubrimiento óseo y

los osteoclastos.

Las células osteoprogenitoras aparecen en el mesénquima fetal cerca de los centros

de osificación, en el endostio y en la cara profunda del periostio después del parto y

durante toda la vida (Geneser, 2003), forman una población de células madre que

posteriormente se diferenciarán a células más especializadas (Stevens & Lowe, 2007),

osteoblastos y osteocitos.

Los osteoblastos son las células formadoras de hueso, se encargan de segregar y

luego mineralizar paquetes de matriz ósea (Riancho Moral & González Masías, 2004),

expresan una enzima característica la fosfatasa alcalina (ALP) la cual permite la

mineralización.

Cuando están activos, son células cúbicas o poligonales, su citoplasma es basófilo

debido a la abundancia de retículo endoplásmico rugoso, lo que refleja su función de

8

sintetizar y secretar proteínas. Cuando terminan la producción de osteoide regresan a su

estado inactivo, haciéndose planos y fusiformes y uniéndose de manera firme a la

superficie ósea inactiva (Stevens & Lowe, 2007).

Entre sus funciones están: ¨1. - sintetizan las proteínas colágenas y no colágenas de

la matriz orgánica del hueso, 2.- dirigen la disposición de las fibrillas de la matriz

extracelular, 3.- contribuyen a la mineralización de la sustancia osteoide, gracias a la

fosfatasa alcalina, 4.- median la reabsorción llevada a cabo por los osteoclastos a través

de la síntesis de citoquinas específicas y 5.- sintetizan factores de crecimiento¨

(Fernández-Tresguerres, 2006).

Los osteoblastos, o sus precursores, expresan receptores para muchas hormonas,

incluyendo la parathormona (PTH), la 1,25-dihidroxivitamina D, las hormonas sexuales

y los glucocorticoides (Riancho Moral & González Masías, 2004).

Los osteocitos son células estrelladas que corresponderían a algunos osteoblastos

¨encerrados¨ en lagunas del hueso, rodeados de matriz ósea mineralizante (Stevens &

Lowe, 2007), permanecen en contacto con otras células del hueso mediante finas

prolongaciones citoplasmáticas (Giannobile, Ríos, & Lang, 2011).

Tienen una organización tal, que proporcionan un área de contacto muy grande entre

las células y la parte no celular del tejido óseo, esta disposición permite que participen

en la regulación de la homeostasis del calcio en la sangre (Giannobile, Ríos, & Lang,

2011) y que intervengan en la respuesta del hueso a estímulos de tipo mecánico,

actuando como mecano-receptores que se comunican con los osteoblastos y osteoclastos

presentes en las superficies óseas (Riancho Moral & González Masías, 2004).

Las células de recubrimiento óseo o también llamadas osteocitos de superficie,

provienen de osteoblastos que han terminado la formación de hueso y recubren las

superficies óseas tanto externas como internas donde no hay actividad osteoblástica ni

osteoclástica (Geneser, 2003).

Los osteoclastos son células grandes y multinucleadas, ricas en mitocondrias y

vacuolas. Contienen fosfatasa ácida tartrato resistente (TRAP), que permite la

9

desfosforilación de las proteínas, cuya actividad es aprovechada para su identificación,

tanto in vivo como in vitro, además tienen receptores para calcitonina (Fernández-

Tresguerres, 2006).

Se ubican en cavidades de la superficie del hueso llamadas lagunas de Howship y en

la superficie que se orienta hacia el tejido óseo reabsorbido por los osteoclastos se

distingue un rayado radial irregular, el ¨borde fruncido¨(Geneser, 2003).

Una vez se adhieren a la superficie del hueso segregan hidrogeniones que disuelven

la fase mineral de la matriz y enzimas proteolíticas como la catepsina K, que degradan

el colágeno (Riancho Moral & González Masías, 2004).

Las células progenitoras de osteoclastos provienen de la familia monocito-

macrófago, originándose de la célula madre de los granulocitos y macrófagos de la

médula ósea (Guadilla Yasmina, 2010).

2.2. Regeneración Ósea

Cuando el organismo sufre una agresión, la cual se traduce en pérdida de sustancia,

se da un proceso de restauración del tejido afectado, se forma entonces un coágulo

sanguíneo que posteriormente se convertirá en tejido fibroso que rellenará el sitio

afectado, sin embargo, el tejido creado no mantiene ni su función, ni su estructura

inicial, hablando así de cicatrización (Felzani, 2005) o reparación (Bowen, Carmona,

& Dorgan, 2006).

Cuando se crea un tejido similar al original, no habiendo diferencias con el tejido

que lo circunda, estaríamos frente a un proceso de restauración denominado

regeneración (Rubin & Farber, 1988), estos mecanismos serán mediados por una serie

de señales químicas, responsables de la migración de células especializadas (Felzani,

2005) que se encargarán de la recuperación de los tejidos afectados.

La mayoría de los tejidos muestran una capacidad de regeneración limitada, y

¨curan¨ mediante la formación de cicatrices, el hueso, en cambio, sufre constantemente

10

un proceso de regeneración y remodelado (Navarro, 2008), (Fernández-Tresguerres,

2006).

La recuperación espontánea del hueso sin utilizar materiales de injerto (mediante la

organización del coágulo de sangre) es un proceso lento que puede tardar hasta doce

meses, pero con un aumento grande de la densidad ósea a los seis meses (Rebolledo,

Jarris, Higgins, & Molinares, 2011).

La formación de hueso nuevo empieza aproximadamente después de 6 días de un

procedimiento quirúrgico, formándose al día 14 un sinnúmero de trabéculas óseas que

reflejan maduración de la matriz orgánica es lo que se conoce como callo óseo

(Rebolledo, Jarris, Higgins, & Molinares, 2011).

Posterior a esto, inicia la formación de un tejido fibroso, llamado membrana

limitante, para otorgarle densidad mayor y generar hueso cortical. La reparación

completa se logra a las dieciséis semanas, sin embargo el hueso cortical sigue

remodelándose durante toda la vida.

Según Rebolledo y cols (2011) este proceso de remodelado en el hueso cortical sería

llevado a cabo por los osteoclastos que forman un túnel que se repoblará por

osteoblastos. A esta unidad funcional que constituyen ambas células se le denomina

cono de corte que actúa en la matriz ósea como un ¨taladro¨ acompañado por los vasos

que crecen conforme avanza su actividad erosiva. A cierta distancia del frente de

erosión se alinean los osteoblastos, bordeando las paredes erosionadas de la matriz, que

se disponen de forma progresiva para cerrar el túnel creado por los osteoblastos; pero

sin llegar a obliterarlo. El resultado final de todo este proceso será un conducto de

Havers, el cual constituye hueso nuevo.

En el caso específicamente odontológico, la pérdida de la dentición natural causa la

disminución del estímulo físico del hueso alveolar que se traduce en una reabsorción

ósea irreversible, crónica y acumulativa (Raspall, 2002), estando indicado entonces un

aumento óseo especialmente en las zonas estéticas (Misch C. E., 2009). El hueso es

dinámico, está en constante formación y reabsorción, el proceso de remodelado en

11

condiciones normales, permite la renovación de un 5-15 % del hueso total al año

(Davies & Hosseini, 2000).

Como menciona Dahlin y cols. (1990) la “Regeneración Ósea Guiada” fue aplicada

por primera vez en cirugía bucal en defectos óseos postextracción, esta terapia tendría

como finalidad aumentar o regenerar deficiencias del proceso alveolar, para ello, se

podrían utilizar diferentes biomateriales dependiendo del tamaño (Misch & Dietsh,

1993) , localización y tipo de defecto (Guarinos, 1995).

A principios de los años 90´s fueron tratados varios defectos verticales en

mandíbulas atróficas por medio de membranas no reabsorbibles con refuerzo de titanio

en conjunto con implantes oseointegrados, de esta manera fueron aplicados los

conceptos básicos de ¨Regeneración Ósea Guiada¨ (Nappe & Baltodano, 2013).

Como menciona Bowen (2006) existen tres aspectos importantes en los cuales se

basa la regeneración ósea: ¨existencia de células componentes, presencia de matriz

celular insoluble, moléculas reguladoras de la función celular¨, considerándose también

en el tejido óseo factores locales mecánicos, ya que la actividad física es esencial para el

desarrollo óseo y también factores vasculares porque la presencia de oxígeno es

fundamental para la restauración completa y la ausencia de tejido fibroso (Fernández-

Tresguerres Hernéndez-Gil, 2006).

2.2.1. Principios bilógicos para la regeneración ósea

Según Giannoudis, Dinopoulos y Tsiridis (2005), los mecanismos biológicos para

que se dé la “regeneración ósea” incluirían tres procesos: la osteogénesis,

osteoconducción y osteoinducción (Bostrom MP, Seigerman DA., 2005), constituyendo

el principio básico de la terapéutica regenerativa (Spetor, 19 99). El porcentaje con

el que ocurren estos mecanismos biológicos depende de las condiciones del receptor y

del injerto seleccionado (Mazzonetto, 2011).

Como hace mención Spetor (1999), la osteogénesis se produciría cuando los

osteoblastos o células precursoras de osteoblastos se trasplantan junto con el material de

injerto hacia el defecto, donde proporcionarían centros de formación ósea. La cantidad

12

de células trasplantadas son directamente proporcionales con el volumen óseo final

(Mazzonetto, 2011).

La osteoconducción se desencadenaría porque el material no vital sirve como

andamio para el crecimiento de células precursoras de osteoblastos, que posteriormente

se distribuirán dentro del defecto (Giannoudis PV, Dinopoulos H, Tsiridis E., 2005).

Este proceso suele continuarse con la reabsorción progresiva del material injertado


La osteoinducción implicaría la formación de nuevo hueso por la diferenciación

local de las células madres mesenquimales en células formadoras de hueso (Bostrom

MP, Seigerman DA., 2005), esto gracias a la presencia de un factor de crecimiento óseo,

la proteína ósea morofogenética (BMP) que induce este tipo de células (Mazzonetto,

2011).

2.2.2. Incorporación de los injertos

El periostio, endostio y células pluripotenciales circulantes dan origen a los células

osteogénicas (osteoblastos), importantes en la regeneración del hueso y encargadas del

depósito de osteoide que posteriormente se mineralizará. Por otro lado los osteoclastos

se originan de los precursores celulares monocitos, su función es reabsorber hueso

necrótico participando así en la remodelación (Felzani, 2005).

En una forma más bien didáctica, se podría dividir el proceso de incorporación de un

injerto óseo en las siguientes etapas:

Fase de la organización del coágulo: Se produce en las primeras 24 a 48 horas. Los

espacios trabeculares y periostales se llenan de sangre extravasada produciendo un

aumento de la tensión en la zona, se produce una elevación del periostio, estimulando

así su capacidad formadora (Felzani, 2005). Después de la reposición de colgajos la

zona injertada estará envuelta por un coágulo sanguíneo (Mazzonetto, 2011).

Fase inflamatoria: Se extiende hasta el décimo día de posoperatorio, notándose una

gran proliferación vascular alrededor del injerto (Felzani, 2005).

13

Fase de revascularización: Los nuevos vasos penetran en el injerto, llenándolo con

células potencialmente osteogénicas (Mazzonetto, 2011).

Fase de neoformación ósea: Algunas porciones de injerto serán reabsorbidas por

células osteoclásticas (Mazzonetto, 2011). Los osteoblastos vivos, fundamentalmente de

la región trabecular, formarán un producto osteoide, el efecto osteógeno decrece luego

de cuatro semanas. Al reabsorberse el hueso se pueden liberar proteínas para la

formación ósea por el proceso osteoinductivo, éste comienza aproximadamente al cabo

de seis semanas y puede extenderse por seis meses (Monzón Trujillo, 2014).

2.2.3. Tipos de injertos

Según Fariña y cols. (2008), los injertos óseos son el segundo procedimiento de

trasplante más frecuente, sólo por detrás de la transfusión de sangre. El material ideal

para ser aplicado como sustituto óseo ha sido blanco de investigación durante mucho

tiempo, a lo largo de los 10 últimos años un sinnúmero de sustitutos óseos han sido

usados, beneficiándose de sus propiedades, médicos que tienen como objetivo el

aumento y la reconstrucción de los defectos óseos (Al Ruhaimi, 2001).

Como lo menciona Mazzonetto (2011) el sustituto óseo ideal debería presentar las

siguientes características: ¨compatibilidad biológica, evitar la colonización por

patógenos, osteogénico, osteoconductor, osteoinductor, composición semejante al

hueso, ser reabsorbible, fuente de calcio y fósforo, favorecer el crecimiento celular a

través de microporos, fácil manipulación y disponibilidad, alta confiabilidad y baja

antigenicidad¨.

Dentro de la variedad de injertos: artificiales, homoinjertos, de origen animal; el

injerto autólogo presentaría las mejores características, siendo considerado el "estándar

de oro" en la terapia de regeneración ósea (Burg KJ, Porter S, Kellam JF.,2000). Su

uso reduce el riesgo de transmisión de enfermedades infecciosas y cumple con todos los

principios biológicos regenerativos: osteogénesis, osteoconducción y osteoinducción

(Bostrom MP, Seigerman DA., 2005).

14

En la siguiente tabla encontraremos una lista de los sustitutos óseos utilizados como

material de injerto.

Tabla No.1. Sustitutos óseos como material de injerto

TIPOS VENTAJAS DESVENTAJAS

AUTÓGENOS Intrabucales: mentón, mandíbula (rama, cuerpo, proceso coronoides), tuberosidad, espina nasal, área cigomática del maxilar superior. Extrabucales: cresta ilíaca, bóveda craneal o tibia.

Hueso del paciente Osteogénico, osteoconductor y osteoinductor. Ausencia de respuesta inmune y de riesgos de transmisión de enfermedades.

Se requiere área donante, tiempo mayor de cirugía. Necesidad de hospitalización y anestesia general en grandes reconstrucciones.

HOMOGÉNEOS Hueso humano congelado desmineralizado y deshidratado (DFDB) Matriz ósea deshidratada y congelada Hueso fresco congelado Hueso irradiado

Disponibilidad Osteoinductor y osteoconductor Evita área donante Aceptación biológica

Costo Riesgo teórico de transmisión de enfermedades Baja aceptación por el paciente Incapacidad de formar hueso de calidad en grandes defectos.

HETEROGÉNEOS Matriz ósea bovina desmineralizada

Disponibilidad Evita área donantes Sólo osteoconductor Aceptación biológica

Costo Previsibilidad cuetionable Utilizado para aumentar el volumen del injerto

ALOPLÁSTICOS Cerámica, vidrios bioactivos, polímeros, sulfato de calcio, hidroxiapatita, etc.

Disponibilidad Sólo osteoconductor Evita área donante Aceptación biológica

Costo Previsibilidad cuestionable Utilizado para aumentar el volumen del injerto

FACTORES DE CRECIMIENTO

PRP Aglutinador del injerto Indicado para quemados y tratamiento de necrosis por bifosfonatos Aceptación biológica

Costos (centrífuga y preparación) Se necesita recolectar sangre del paciente Gran controversia en la literatura

BMP Formación de hueso nuevo por transformación de células mesenquimatosas indiferenciadas Aunsencia de área donante

Costo extremadamente alto Necesidad de más investigaciones.

Fuente: Mazzonetto (2011)

Elaborado por: P. Morales, 2016

Cabe recalcar que el hueso autógeno es el único material de injerto que forma tejido

óseo de manera directa gracias a células del hueso trabecular trasplantado, es por ello

que debe ser mencionado, este tipo de injerto aporta también al crecimiento óseo con

15

varios factores de crecimiento (p. ej., BMP), los cuales son liberados al medio durante

la incorporación del injerto y forman hueso por inducción (Misch C. E., 2009).

Como las principales desventajas del uso de hueso autólogo, podrían citarse, según

Pollock (2008) y Lane (1999): lenta recuperación postoperatoria en el paciente,

morbilidad en la zona donante que incluso sería mayor que en el área de recepción,

además su grado de reabsorción mayor (Wang, Kiyonobu, & Neiva, 2004) y su cantidad

de recolección limitada (Weiss, 2005).

Para evitar los efectos negativos antes mencionados se han fabricado diversos

materiales, los cuales deberían ser “biocompatibles” y no producir reacciones

inmunológicas en los sitios receptores (Hammerle & Karring, 1998), además deberían

ser de fácil manejo (Nasr, Aichelmann-Reidy, & Yukna, 1999), reabsorbidos

progresivamente, formando así nuevo tejido óseo (Hammerle & Karring, 1998).

A su vez, como menciona Busenlechner (2008) el injerto de hueso sintético

idealizado sería aquel que contenga factores de crecimiento para estimular a las células

osteoprogenitoras y moléculas de señalización, debería ser un material osteoconductivo

que promueva un entorno favorable para la función celular (Rodrigues, 2003) . El éxito

de la regeneración ósea guiada depende de la creación y mantenimiento de espacio por

el material, que permita la migración celular (Triplett, Schow, & Fields, 2010) .

Hoy en día, muchos sustitutos óseos y “biomateriales” (Vacanti & Bonassar, 1999)

se utilizan ampliamente en la práctica clínica como complemento o en reemplazo del

hueso autólogo (Cárdenas, 2008), entendiéndose en concepto, como materiales no

vivos, usados como dispositivos biomédicos dirigidos a interactuar con el sistema

biológico (Hollinger, Buck, & Bruder, 1999).

Como menciona Misch (2009), la disponibilidad ósea no siempre sería favorable

para la colocación de implantes dentales es por eso que en casos determinados se debe

colocar de manera simultánea o previamente “biomateriales” de regeneración

(Busenlechner, 2008) que aumentarían el hueso necesario o corregirían defectos óseos

para realizar rehabilitaciones adecuadas, funcionales y estéticas (Gatti, Chiapasco, &

Casentini, 2009).

16

2.2.3.1. Regeneración producida espontáneamente

Se ha demostrado que al experimentar usando varios tipos de biomateriales e incluso

hueso autólogo, en pequeños defectos y como relleno de cavidades óseas, se encontrará

hueso de aspecto necrótico, remodelándose y con partículas óseas rodeadas de fibrosis,

iniciándose dicho proceso con la reabsorción de las partículas óseas injertadas; mientras

que al regenerarse espontáneamente sin ningún tipo de material colocado en el defecto

es notorio un aspecto sano, siendo este proceso espontáneo un proceso continuo de

deposición de hueso a partir de los factores endógenos del coágulo (Ochandiano

Caicoya, 2007).

2.2.3.2. Xenoinjertos

Son materiales obtenidos de especies animales (McAllister & Haghighat, 2007),

como los corales de arrecifes marinos que están constituidos principalmente por

carbonato de calcio CaCO3 (Bartee, 1998) y mediante procesamiento térmico se

obtendrá hidroxiapatita (Allegrini, 2008) de origen animal.

Es posible obtenerlos también de otras especies como: bovina, porcina o equina, co-

múnmente se obtienen en partículas muy pequeñas que se procesan de diferentes formas

(Rebolledo, Jarris, Higgins, & Molinares, 2011).

Se ha comprobado que el hueso mineral desproteinizado de origen bovino ofrece

grandes ventajas en zonas de alta demanda estética, ya que sirve como ¨apoyo¨ para el

tejido blando (Tortoini & Rubio, 2012).

Según menciona Boyne (1997) este “xenoinjerto” o “hueso heterólogo” por lo

general de origen bovino estaría conformado por cristales de carbonato de apatita,

exento de calcio y de componentes orgánicos mediante un meticuloso proceso de

extracción. La matriz ósea inorgánica presenta una estructura química similar a la del

hueso humano (Santoro, Maiorana, & De Luca, 1996) . La penetración de nuevo hueso

en la estructura del injerto se produciría por la red porosa al interno de los cristales,

ofreciendo una amplia superficie para ser colonizada por el hueso receptor, dando lugar

17

a un nuevo tejido óseo de densidad mayor, con respecto a la densidad obtenida con

otro tipo de biomateriales (Santoro & Maiorana, 1997).

Histológicamente, al retirar implantes en los senos maxilares injertados con

xenoinjerto bovino, en animales y humanos se ha encontrado contacto íntimo entre el

hueso neoformado y las partículas de injerto (Valentini & Abensur, 1997) con aposición

de osteoblastos y osteoclastos (Hass, Donath, Födinger, & Watzek, 1998), lo cual es

indicativo de que la formación de nuevo hueso se ve acompañada de la reabsorción del

material de relleno (Valentini P, 2000). Sus características fueron similares a la matriz

inorgánica del hueso (Perloff y Posner 1958) (Adell, 1990), según Colin y cols. (1987)

la matriz inorgánica estaría compuesta por un "70%" de hidroxiapatita (HAP), fosfato

cálcico y carbonatos.

2.2.3.3. Hidroxiapatita

La hidroxiapatita ha presentado propiedades de "biocompatibilidad" por encontrarse

de forma natural en huesos, dientes y tendones (Li y cols. 1992). Dicho material, tiene

un porcentaje de calcio-fosfato igual al mineral óseo y un módulo de elasticidad muy

parecido, esta forma mineral constituye el componente inorgánico principal del sistema

esquelético, siendo éste el argumento más fuerte que justifica su uso aun cuando se

reconocen diferencias físicas y químicas entre la hidroxiapatita autógena y la cerámica


La matriz que forma la hidroxiapatita, sería el soporte para la conformación de

nuevo hueso (Jarcho, 1981), siendo considerada un material osteoconductor que

promueve el crecimiento alrededor por medio de la formación de trabéculas de hueso

esponjoso con células osteógenas indicadoras de una activa formación ósea. Dicho

material no provocaría reacciones inmunes (Brendel, Engel, & Russel, 1992)

dependiendo de su pureza y sus características estructurales (Arita, 1995).

En el área de la odontología, la hidroxiapatita se ha utilizado en casos de enfermedad

periodontal, en cavidades quísticas, traumatismos bucomáxilofaciales y conservación de

rebordes alveolares después de una extracción dental (Legeros, 1998).

18

Como afirma Abeynaike y cols. (2011) las conchas de mejillones podrían ser una fuente

fundamental para la obtención de hidroxiapatita, representando una fuente de calcio

(Ian M., Alex D., 2013).

En cuanto a la síntesis de hidroxiapatita, según Parks & Lakes (1992) se debería

controlar en el momento de su obtención detalles como: composición, presencia de

impurezas, tamaño tanto de los cristales como de su partícula, así también para ser

aplicada sería de vital importancia que siga procesos de esterilización como: calor seco,

calor húmedo e irradiación gamma (Ramírez P. 2008), estos procedimientos deberían

ser muy cuidadosos ya que si la hidroxiapatita es expuesta en exceso perdería sus

propiedades tanto físicas como químicas (Saidu, 2004).

Tomando en cuenta que la velocidad de reabsorción excede la de sustitución en los

injertos óseos autólogos, algunos autores están usando la hidroxiapatita con la intención

de establecerla como material ¨ideal¨, ya que en lugar de producirse reabsorción y

sustitución se produce proliferación penetrante del tejido neoformado en el interior del

material. La baja velocidad de reabsorción de la hidroxiapatita podría darle resistencia

contra la actividad osteoclástica tumoral (Finlay, 2006).

Sin embargo, se requieren muchos más estudios encaminados a especificar el

mecanismo de acción de este material sobre la regeneración tisular, el tipo, cantidad y

calidad ósea obtenidas y así poder comparar con otras terapias regenerativas,

permitiendo al tratante elegir de acuerdo a las características de cada terapia disponible

(Pereira & Oliva, 2014).

La hidoxiapatita sería también resistente a la infección, además de a la reabsorción,

parece relacionarse con la presencia de iones hidroxilo que confieren al medio un pH

básico, lo que le otorga características bactericidas. En la clínica se ha constatado que

dicho material es capaz de ¨soportar¨ la infección sin daño de sus propiedades y de su

conformación estructural (Finlay, 2006) (Babot & Pastorino, 2009).

Mucho se ha hablado sobre el inconveniente que representa la exfoliación de

partículas de hidroxiapatita, la exfoliación de algunas de estas partículas se explicaría

porque quedarían ocultas en la sangre de los tejidos blandos circundantes, no se ha

19

demostrado la migración del material, más bien el tejido conectivo rodea rápidamente el

material y se forma hueso dentro de las porosidades, formándose un andamio entre ella

y el hueso que se denomina ¨apatita biológica¨ (Quintana, González, & Quintana, 2010).

La velocidad de reabsorción de los injertos dependerá de ciertas condiciones como:

pH del medio, porosidad del material, el tamaño y la cristalización, por lo tanto el hueso

y los distintos materiales de injerto se reabsorben a velocidades distintas. Como norma

general la reabsorción mediada en condiciones de pH bajo, es rápida en todos los

materiales de injerto. Los cristales de hidroxiapatita óseos y también de esmalte, se

disolverán en calcio y fósforo a un pH menor o igual de 5,5 840 (Misch C. E., 2009).

Es así, que es indispensable conocer la capacidad regenerativa de los injertos óseos

que se comercializan en nuestro medio mediante un estudio microscópico de las

muestras, en este caso específico analizaremos hueso autólogo, hidroxiapatita y

xenoinjerto de origen bovino.

Tabla No.2. Propiedades de cada tipo de injerto en relación con los principios

biológicos de regeneración

TIPO DE

INJERTO

OSTEOCONDUCCIÓN

OSTEOINDUCCIÓN

OSTEOGÉNESIS

Autógeno Sí Sí Sí

Homogéneo Sí Sí No

Heterogéneo Sí No No

Aloplástico Sí No No

Fuente: Guadilla Yasmina (2010)


20

2.3. Materiales usados en la experimentación

Es muy común la utilización de hueso particulado como injerto, este tipo de injerto

consiste en múltiples partículas de diferentes tamaños de hueso cortical, esponjoso o

ambos; su origen también es variado, pudiendo ser autógeno, homogéneo, heterogéneo

o aloplástico (Olate, Duque de Miranda, & De Oliveira, 2011).

En esta experimentación se usarán:

- Injerto óseo bovino (Gen Mix de Baumer), injerto de hueso bovino compuesto,

obtenido de una porción inorgánica medular, orgánica cortical y un aglutinante

natural, compuesto de colágeno óseo desnaturalizado. Presentaciones: 0.75 cc,

1.5 cc. Peso aproximado: 0.5 cc = 0.5 g y 1.5 cc = 1.0 g. Tamaño de las

partículas: 0.25 mm a 1.0 mm (Baumer, 2010).

- Hidroxiapatita sintética (Bionnovation Biomedical) que se produce a partir de

reacciones en sistemas acuosos por precipitación, una de esas reacciones

consiste en adición por goteo de hidróxido de calcio Ca (OH)2 y ácido fosfórico

H3PO4, lo que resulta en partículas redondeadas y radiopacas en varios tamaños.

Granulación de 0.05 a 0.1 mm (Bionnovation-Biomedical, 2014).

2.4. Estructura y regeneración ósea en pequeños animales.- cobayos

El cuy o cobayo (Cavia porcellus) es un mamífero roedor originario de la zona

andina del Perú, Ecuador, Colombia y Bolivia, los países andinos manejan una

población más o menos estable de 35 millones de cuyes aproximadamente. La

distribución de la población de cuyes en Perú y Ecuador se encuentra en casi la

totalidad del territorio, por su capacidad de adaptación a variadas condiciones

climáticas, los cobayos pueden encontrase desde la costa hasta alturas 4,500 metros

sobre el nivel del mar y en zonas tanto frías como cálidas (INIAP).

El peso del esqueleto del cuy oscila entre 60 y 80 gramos (Trujillo Bravo, 1994).

21

El miembro posterior del cuy donde se realizará la experimentación presenta en su

estructura al fémur, que se articula por arriba con el coxal e inferiormente con la tibia,

peroné y rótula.

El muslo lo forma el fémur.

La pierna comprende 3 huesos: la tibia el peroné y la rótula. La tibia es un hueso

largo que se articula por su extremidad proximal con el fémur y en su extremidad distal

con los huesos del tarso. Presenta los siguientes accidentes:

Extremidad proximal: dos superficies articulares que reciben la cabeza del fémur.

Espina de la tibia

Tuberosidad de la tibia

Extremidad distal: superficie articular para el hueso tarso-tibial.

Maléolos, uno lateral y otro medial.

El pie comprende: el tarso, metatarso y dedos con; cuartilla, corona y tejuelo

(Trujillo Bravo, 1994).

Según Buser (2012) la cicatrización de cavidades óseas con diámetros de 0,1 a 1,0

mm en tibias de conejos, animales muy parecidos a los cobayos, se inicia después de

unos cuantos días, reflejando dependencia del tamaño.

Las cavidades de 0,2 mm se llenan concéntricamente con hueso laminar, en

cavidades más grandes primero se forma un entramado de hueso amorfo y después se

deposita hueso laminar en los espacios intertrabeculares recién formados que poseen un

diámetro de 150 a 200 um.

Al igual que en el crecimiento aposicional, la tasa de depósito de la matriz del hueso

laminar se limita a un par de micras al día, mientras que el hueso amorfo repara

rápidamente los defectos más grandes.

22

Después de 4 semanas los defectos pequeños y los grandes están rellenos de hueso

compacto, sin embargo existe un umbral para este rápido puenteo por el hueso amorfo,

este umbral se sitúa en alrededor de 1 mm para las cavidades de hueso cortical en este

tipo de animales.

2.5. Definición de términos básicos

Aloplástico.- Material fabricado sintéticamente, se lo encuentra en variadas formas,

tamaños y texturas, las respuestas biológicas óseas dependerán de las técnicas de

fabricación, la cristalinidad, porosidad y grado de reabsorción.

Biocompatibilidad.- Capacidad de un biomaterial para desempeñar la función

deseada de acuerdo con el tratamiento médico, sin provocar ningún efecto indeseable

local o sistémico en el beneficiario de la terapia, pero al mismo tiempo generando la

mejor respuesta celular o del tejido en esa situación específica; asimismo puede

optimizar el desempeño clínico de dicha terapia.

Biomateriales.- Materiales diseñados para actuar con sistemas biológicos con el fin

de evaluar, tratar, aumentar o reemplazar algún tejido, órgano o función del cuerpo.

Cicatrización.- Proceso de restauración del tejido afectado, donde el coágulo se

convertirá en tejido fibroso que rellenará el sitio afectado, sin embargo, el tejido creado

no mantiene ni la estructura ni la función inicial.

Hidroxiapatita sintética.- Material de injerto que produce a partir de reacciones en

sistemas acuosos por precipitación, lo que resulta en partículas redondeadas y

radiopacas en varios tamaños.

Osteoblastos.- Células responsables de la formación y organización de la matriz

extracelular del hueso y de su posterior mineralización, además liberan algunos factores

que probablemente son mediadores de la reacción ósea.

Osteoconductor.- Biomaterial que sirve como andamio para el crecimiento de

células precursoras de osteoblastos que posteriormente se distribuirán dentro del

23

defecto, este proceso suele continuarse con la reabsorción progresiva del material

injertado.

Osteogénesis.- Principio biológico de la regeneración ósea que se produce cuando

los osteoblastos o células precursoras de osteoblastos se trasplantan junto con el

material de injerto hacia el defecto y proporcionarán centros de formación ósea.

Osteoinductor.- Biomaterial que promueve la formación de nuevo hueso por la

diferenciación de las células madres mesenquimales en osteoblastos esto gracias a la

presencia de un factor de crecimiento óseo, la proteína ósea morofogenética que induce

este tipo de células.

Regeneración ósea.- Proceso de restauración que resulta en la formación de tejido

óseo similar al preexistente, no habiendo diferencias con el tejido que lo circunda.

Xenoinjerto.- Injerto de origen natural proveniente de animales que contiene los

minerales naturales del hueso.

2.6. Hipótesis

Al obtener muestras con ostectomía de la tibia de 15 cobayos para el estudio

microscópico correspondiente a las 4 semanas, se comprobará que el xenoinjerto e

hidroxiapatita sintética ayudarán notablemente a la regeneración ósea en defectos óseos

inducidos en cobayos.

2.6.1. Hipótesis nula

El método utilizado no sería eficaz para detectar diferencias en la regeneración ósea

al aplicar cada material en los defectos.

2.6.2. Hipótesis alternativa

Los materiales ensayados alcanzarán un porcentaje de formación de hueso inferior a

la de hueso generado espontáneamente.

24

2.7. Conceptualización de las variables

2.7.1. Dependiente

Regeneración ósea.

2.7.2. Independientes

Cobayo 1, cobayo 2, cobayo 3, cobayo 4, cobayo 5, cobayo 6, cobayo 7, cobayo 8,

cobayo 9, cobayo 10, cobayo 11, cobayo 12, cobayo 14, cobayo 15, xenoinjerto e

hidroxiapatita.

Tabla No.3. Conceptualización de variables

VARIABLE DEFINICIÓN DIMENSIÓN TÉCNICAS E

INSTRUMENTOS

REGENERACIÓN

ÓSEA

La Regeneración

Ósea es un proceso

fisiológico, se

puede obtener

también por

procedimientos de

estimulación

encaminados a la

formación de

hueso nuevo en

áreas donde existen

deficiencias.

Cantidad de

Regeneración ósea en

defectos inducidos en

tibias de cobayos.

Microscopia óptica

XENOINJERTO DE

ORIGEN BOVINO

Material

osteoconductivo de

origen animal

La cantidad a emplear

dependerá del tamaño

del defecto inducido,

2mm.

Percepción visual

HIDROXIAPATITA Biomaterial

sintético cuyas

características son

similares a la

matriz inorgánica

del hueso

La cantidad a emplear

dependerá del tamaño

del defecto inducido, 2

mm.

Percepción visual


25

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA

3.1. Nivel de investigación

El nivel de investigación se definiría como: experimental, ya que se experimentará

con biomateriales aplicados en animales; longitudinal, porque estudiaremos al mismo

grupo de animales a lo largo de un período de tiempo y se manejarán datos estadísticos

y prospectivo, ya que es un estudio que comienza a realizarse en el presente, pero los

datos se analizan transcurrido un determinado tiempo, 4 semanas.

3.2. Tipo y diseño de la investigación

De acuerdo a la naturaleza de la investigación, reúne por su tipo, las características

de un estudio exploratorio, ya que vamos a analizar la regeneración ósea al incorporar

biomateriales y compararla con la regeneración ósea espontánea.

Explicativo, ya que se explica un fenómeno o situación concreta en este caso la

regeneración ósea, indicando sus rasgos más peculiares y diferenciando las

características que posee cada material usado.

Descriptivo, se establecerán relaciones causa-efecto, dando cuenta de hechos o

fenómenos producidos en determinadas condiciones, en este caso al incorporar

biomateriales a los defectos generados.

3.2.1. Criterios de inclusión

- Raza: Andina

- Sexo: Machos

- Peso: media 1.2 kg

- Edad: Adultos

- No presentarán ninguna enfermedad somática.

- Pertenecerán a un mismo lugar de crianza.

https://es.wikipedia.org/wiki/Estad%C3%ADsticos

26

- Integridad de herida post operatoria.

- No presentarán infecciones durante el proceso de experimentación.

3.2.2. Criterios de exclusión

- Animales con enfermedades sistémicas

- Infecciones postoperatorias

- Animales fallecidos.

3.3. Método de la investigación

La investigación será de tipo:

Analítico sintético, debido a que se describirán las fases de la regeneración ósea

para comprenderla como fenómeno fisiológico, y al emplear biomateriales

observaremos como actúa cada uno al ser incorporado y se harán comparaciones.

Inductivo deductivo, ya que vamos a observar el resultado de regeneración

espontánea y la diferencia al emplear biomateriales, para determinar si los materiales

osteoconductores empleados ayudan de alguna manera en la reducción del tiempo

clínico de regeneración ósea.

Sistemático, ya que se relacionarán hechos en este caso el uso de biomateriales y la

regeneración espontánea y se formulará una teoría a partir de la experimentación.

3.4. Operacionalización de las variables

Dependiente: Regeneración ósea.

Independientes: cobayo1, cobayo 2, cobayo 3, cobayo 4, cobayo 5, cobayo 6,

cobayo 7, cobayo 8, cobayo 9, cobayo, 10, cobayo 11, cobayo 12, cobayo 14, cobayo

15, xenoinjerto e hidroxiapatita sintética.

27

Tabla No.4. Operacionalización de las variables

VARIABLE DEFINICIÓN

INCLUSIÓN

EXCLUSIÓN

DIMENSIÓN

TÉCNICAS E

INSTRUMENTOS

CUANTITATIVO CARACTERÍSTICAS

REGENERACIÓN ÓSEA

REGEN.

ESPONTANEA

XENO

INJERTO

HIDROXIAPSINTETICA

COBAYO 1 Animal con

defecto inducido

regenerado a partir

de coágulo

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos

Sin enfermedades somáticas

Mismo lugar de crianza

Integridad de herida postoperatoria

No presentarán infecciones durante el

proceso de experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

espontánea a las

4 semanas.

Microscopia óptica

60% de regeneración

esperada.

Defecto óseo

imperceptible,

aparentemente regenerado

COBAYO 2 Animal con

defecto inducido

regenerado a partir

de coágulo

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos






Animales con

Enfermedades

Sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

espontánea a las

4 semanas.

Microscopia óptica 60% de regeneración

esperada.

Defecto óseo

imperceptible,


COBAYO 3 Animal con

defecto inducido

regenerado a partir

de coágulo

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos






Animales con

Enfermedades

Sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

espontánea a las

4 semanas.


esperada.

Defecto óseo

imperceptible,


28

COBAYO 4 Animal con

defecto inducido

regenerado a partir

de coágulo

Raza: Andina, Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos






Animales con

Enfermedades

Sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

espontánea a las

4 semanas.


esperada.

Defecto óseo

imperceptible,


COBAYO 5 Animal con

defecto inducido

regenerado a partir

de coágulo

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos






Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

espontánea a las

4 semanas.


esperada.

Defecto óseo

imperceptible,


COBAYO 6 Animal con

defecto

regenerado

con

xenoinjerto

bovino

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos






Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración

con xenoinjerto

de origen

bovino a las 4

semanas

Microscopía óptica 80% de regeneración

Xenoinjerto: se observan

partículas grandes aún no

integradas.

29

COBAYO

7

Animal

con

defecto

regenerad

o con

xenoinjert

o bovino

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos




No presentarán infecciones durante el proceso

de experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales

fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

xenoinjerto de

origen bovino a las

4 semanas

Microscopía

óptica

80% de

regeneración

Xenoinjerto: se

observan partículas

grandes aún no

integradas.

COBAYO

8

Animal

con defecto

regenerado

con

xenoinjerto

bovino

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos




No presentarán infecciones durante el proceso de

experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

xenoinjerto de

origen bovino a las 4

semanas

Microscopía

óptica

80% de

regeneración

Xenoinjerto: se


grandes aún no

integradas.

COBAYO

9

Animal

con defecto

regenerado

con

xenoinjerto

bovino

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

xenoinjerto de


semanas

Microscopía

óptica

80% de

regeneración

Xenoinjerto: se


grandes aún no

integradas.

30

COBAYO 10 Animal

con defecto

regenerado

con

xenoinjerto

bovino

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

xenoinjerto de


semanas

Microscopía

óptica

80% de

regeneración

Xenoinjerto: se


grandes aún no

integradas.

COBAYO 11 Animal con defecto

regenerado con

hidroxiapatita sintética

Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

hidroxiapatita

sintética a las 4

semanas

Microscopía

óptica

50% de

regeneración

Hidroxiapatita

sintética: se observan

partículas pequeñas

aún no integradas y

expulsadas del

defecto


regenerado con


Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

hidroxiapatita

sintética a las 4

semanas

Microscopía

óptica

50% de

regeneración

Hidroxiapatita




expulsadas del

defecto

31



regenerado con


Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

hidroxiapatita

sintética a las 4

semanas

Microscopía

óptica

50% de

regeneración

Hidroxiapatita




expulsadas del

defecto


regenerado con


Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

hidroxiapatita

sintética a las 4

semanas

Microscopía

óptica

50% de

regeneración

Hidroxiapatita




expulsadas del

defecto


regenerado con


Raza: Andina

Sexo: Macho

Peso: media 1,2 kg

Edad: Adultos





experimentación

Animales con

enfermedades

sistémicas

Infecciones

postoperatorias

Animales fallecidos

Porcentaje de

regeneración con

hidroxiapatita

sintética a las 4

semanas

Microscopía

óptica

50% de

regeneración

Hidroxiapatita




expulsadas del

defecto

32

3.5. Población y Muestra

3.5.1. Población

El estudio será realizado en cobayos criados en la granja de la Facultad de

Veterinaria de la Universidad Técnica de Cotopaxi ubicada al Sur de la ciudad de

Latacunga, sector Salache.

3.5.2. Muestra

15 cobayos machos adultos que cumplan con los criterios de inclusión de la

investigación conformarán el grupo de estudio.

3.6. Técnicas e instrumentos de recolección de la información

15 cobayos machos, raza andina, peso: 1.2 kg se mantuvieron

en el mismo lugar, en condiciones ambientales adecuadas: control de temperatura,

humedad, ventilación, luz (12 horas / día 12 horas la noche), el ruido, los olores y la

interacción social. Se mantuvieron en jaulas individuales que recibieron acceso a agua y

alimentos, adecuados para la especie en calidad y cantidad. Los animales fueron

mantenidos en la granja de la Facultad de Veterinaria de la Universidad Técnica de

Cotopaxi, al cuidado de profesionales con experiencia en el manejo de los animales.

Todos los procedimientos quirúrgicos se realizaron por el mismo cirujano, Dr.

Trajano Naranjo Santander el día 22 de marzo del 2016.

Se realizó un chequeo general a todos los animales, observando un aparente buen

estado de salud de los mismos, el peso promedio de los animales fue de 1,2 Kg, dato

que se utilizó para calcular la dosis de anestesia, medicamentos y eutanasia en todos los

animales.

33

3.6.1. Anestesia

Se utilizó el anestésico Ket-A-Xyl que contiene Ketamina, Xylacina y Atropina en

una dosis de 0,3 ml por animal, con lo que se obtuvo una anestesia quirúrgica que duró

45 minutos.

3.6.2. Cirugía

Se rasuró el campo de trabajo ubicado sobre la cresta tibial posterior izquierda en

todos los animales, se realizó el procedimiento de antisepsia con alcohol yodado, se

colocó un campo quirúrgico estéril y se hizo un corte longitudinal sobre la cresta tibial

de 1 cm. (Figura 1a) con hoja de biturí No. 10, se debridaron los músculos hasta poder

llegar al hueso subyacente (Figura 1b), se usó para ello un kit de disección quirúrgica y

finalmente se realizó un defecto óseo de alrededor de 2 mm , con una fresa quirúrgica

de carburo de tungsteno estéril, el diámetro de las fresas usadas fue del No. 6 (Figura

1c).

Inicio de la fase quirúrgica

Figura No. 1. a) Incisión lineal 1 cm., b) Hueso subyacente, c) Fresa quirúrgica

No. 6


Para realizar el defecto (Figura 2) se utilizó un motor NSK-AP en el que acoplamos

una pieza recta NSK con las mencionadas fresas de carburo de tungsteno No. 6. Para la

realización de estas cavidades, se estipuló una constante de 20N y velocidad de 800 rpm

irrigando solución salina con una jeringa dirigida a la fresa perforante.

34

Figura No. 2. Defecto inducido


El instrumental a utilizarse fue:

- Mango de bisturí con hoja No. 10

- Separadores metálicos de Minnesota y Farabeuf

- Curetas de cirugía y la de Molt de periodoncia marca ¨Medesy¨ No. 871/2-4

- Pinzas de campo quirúrgicas.

- Kit de disección quirúrgica.

- Los primeros 5 animales fueron el ¨GRUPO TESTIGO¨, los cuales se eligieron

aleatoriamente del grupo de animales sanos con peso de 1.2 kg de la Universidad

Técnica de Cotopaxi, donde solamente se indujo el defecto con abundante

irrigación de solución fisiológica estéril y se suturó.

- Los siguientes 5 animales fueron del ¨GRUPO BOVINO¨ elegidos

aleatoriamente, donde se colocó en el defecto injerto óseo bovino, Gen Mix de

Baumer de granulación de 0.25 a 1mm (Figura 3), previamente hidratado con

solución fisiológica estéril.

35

Figura No. 3. Colocación de injerto óseo bovino


- Los últimos 5 animales fueron del ¨GRUPO SINTÉTICO¨, donde se colocó en el

defecto hidroxiapatita sintética de Bionnovation Biomedical de granulación de

0.05 a 0.1 mm (Figura 4ay b) previamente hidratada con solución fisiológica

estéril.

Hidroxiapatita sintética

Figura No. 4. a) Siendo colocada en el defecto, b) Adaptada en el defecto.


Se realizó una sutura de puntos separados, con hilo reabsorbible 5/0, vicryl o

poliglactina 910, de la marca ¨Ethicon¨ (Figura 5).

36

Figura No. 5. Sutura con vicryl 5 ceros


En cuanto a la identificación de los animales, se colocaron cintas de colores

membretadas en cada una de sus jaulas individuales para evitar confundir los animales.

Se usaron tres colores:

Cinta membretada blanca: donde se escribió ¨TESTIGO¨

Cinta membretada verde: donde se escribió ¨BOVINO¨

Cinta membretada naranja: donde se escribió ¨SINTÉTICO¨

3.6.3. Cuidado Postquirúrgico

Se inyectó por 5 días el antibiótico Enrofloxacina 5 % a una dosis de10 mg/kg por 7

días y analgésico Ketoprofeno a una dosis de 0,2 mg/kg cada 24 horas por 4 días.

Los animales fueron mantenidos en las instalaciones de la veterinaria particular

Nova Dino Cia. Ltda. siendo un sitio adecuado y administrado por personal capacitado,

donde cada animal permaneció en jaulas separadas, evitando así posibles agresiones

entre ellos (Figura 6).

Se alimentó a los ejemplares durante 4 semanas, dos veces al día con balanceado

para cuyes o cobayos, hojas de maíz y agua a voluntad.

Se realizó la limpieza de la jaula dos veces al día.

37

Figura No. 6. Animales colocados en jaulas separadas inmediatamente después de

la cirugía


Uno de los animales, al que se indujo tan solo el defecto, sin colocar material de

injerto falleció a los 3 días de realizar el procedimiento quirúrgico, aparentemente por

infección provocada por mordiscos en la herida, dicho animal fue descartado

3.6.4. Eutanasia

Se anestesió a cada ejemplar empezando por los animales del grupo ¨Testigo¨,

seguidos por los del grupo ¨Bovino¨ y por último los del grupo ¨Sintético¨ nuevamente

con Ket-A-Xyl que contiene Ketamina, Xylacina y Atropina en una dosis de 0,3 ml por

animal, una vez anestesiados se inyectó Euthanex (que contiene en cada ml 390 mg de

pentobarbital sódico y 50 mg de difenilhidantoína sódica) 1 ml vía intracardiaca. Los

animales una vez sacrificados fueron colocados en sus mismas jaulas identificadas para,

de uno en uno, proceder a la toma de muestras. La eutanasia se aplicó 4 semanas

después de la cirugía, 19 de abril del 2016.

3.6.5. Toma de muestras de las tibias

El 19 de abril del 2016 se realizó una incisión en cada animal, ubicada en la cara

externa de la extremidad posterior izquierda a la altura del tercio proximal de la tibia, se

debridaron los músculos y se procedió a seccionar cada tibia en las zonas donde se

realizaron los defectos (Figura 7) con la ayuda de un disco de carborundum Dentorium

de la marca ¨Labordental¨ y el mismo motor eléctrico marca NSK a velocidad de 1000

rpm, torque 30 N con irrigación de solución fisiológica. La muestra se colocó en formol

al 10%, formalina, se identificó cada una y se envió al laboratorio.

38

Huesos seccionados

Figura No. 7. a) Huesos con defectos donde no se colocó ningún biomaterial, b)

Huesos donde se colocó xenoinjerto de origen bovino, c) Huesos donde se colocó



3.6.6. Obtención de las muestras para evaluación microscópica

Se envía a la anatomo-patóloga, Dra. Verónica Remache, segmentos de hueso que

miden 1x0.5cm. en frascos de orina estériles que contienen formalina y etiquetados

adecuadamente. Se mantuvieron en esta sustancia por 48 horas para la fijación de cada

muestra.

39

Se colocaron los segmentos en ácido clorhídrico con formaldehido para producir la

descalcificación del hueso por 5 días, se ubicaron los cortes en moldes de parafina, etapa

en la que los tejidos y la parafina forman un solo bloque con la consistencia adecuada

(Figura 8) para realizar cortes delgados y transparentes con la ayuda del micrótomo que

realizó cortes de 4 a 6 micras.

Bloques de parafina

Figura No. 8. a) Molde con cortes de hueso ¨Testigo¨, b) Molde con cortes de hueso

¨Bovino¨, c) Molde con cortes de hueso ¨Sintético¨


Se realizó la tinción hematoxilina-eosina que corresponde a la mezcla de estos dos

compuestos.

El método consiste en la aplicación de la tinción de hematoxilina que es catiónica o

básica, tiñendo estructuras ácidas (basófilas) en tonos de azul y púrpura y la aplicación

de eosina que tiñe estructuras básicas (acidófilas) en tonos de rosa, merced de su

naturaleza aniónica o ácida (García del Moral, 1993).

Se sumergieron los preparados histológicos en xilol con el fin de eliminar la parafina

excedente, posteriormente se usaron una serie de alcoholes (100°. 95° y 70°).

Se lavó en agua para eliminar el exceso de alcohol, se sumergió en hematoxilina por

10 minutos, se lavó en agua y se pasó por alcohol ácido de forma rápida, se lavó

nuevamente (García del Moral, 1993).

Se sumergió 30 segundos en eosina, se usaron nuevamente alcoholes en orden

creciente (70°, 95° y 100°).

http://es.wikipedia.org/wiki/Azul

http://es.wikipedia.org/wiki/P%C3%BArpura

http://es.wikipedia.org/wiki/Rosa

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Preparados_histol%C3%B3gicos&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Xilol

http://es.wikipedia.org/wiki/Hematoxilina

40

Por último se dejó 10 minutos en xilol y se realizó el montaje final (Figura 9).

Placas histológicas listas para el montaje al microscopio

Figura No. 9. a) Placa con cortes de hueso ¨Testigo¨, b) Placa con cortes de hueso

¨Bovino¨, c) Placa con cortes de hueso ¨Sintético¨


Se confeccionaron 14 láminas histológicas por cada sacrificio, con 2 a 3 cortes en

cada una.

Los cortes fueron examinados con microscopía óptica, Microscopio óptico Olympus

y cámara de la misma marca con aumento 10X.

3.7. Técnicas de procesamiento y análisis de la información

La información se presenta en forma descriptiva (cualitativa) y estadística

(cuantitativa).

Descriptiva al analizar los resultados anatomo-patológicos y estadística mediante el

programa SPSS 22 y las prueba de Kruskal Wallis y la U Mann Whitney.

3.8. Aspectos Éticos

El presente estudio es un aporte para mejorar las condiciones de vida y salud

humana, es por esto que justifica el uso de animales en la experimentación, además

41

dicha experimentación se realizó mediante procedimientos de sedación, anestesia y

analgesia para evitar el sufrimiento de los cobayos.

La cirugía se realizó bajo las más estrictas normas de asepsia en el quirófano de la

veterinaria Nova Dino Cia. Ltda., el cuidado general y alojamiento de los animales de

experimentación cumplió los siguientes requisitos:

- Se proporcionaron condiciones adecuadas de alojamiento, medio ambiente,

alimentación y bebida.

- Se cumplió estrictamente con la administración de medicación.

- Los animales no permanecieron estabulados varios a la vez. Se les facilitó

libertad de movimientos

- Se limitó al máximo cualquier restricción que les impida satisfacer sus

necesidades fisiológicas y etológicas.

- Un profesional competente supervisó el bienestar y el estado de salud de los

animales.

- Los medios en las instalaciones garantizaron que cualquier sufrimiento o defecto

del animal fuese subsanado rápidamente.

- Su sacrificio no fue doloroso.

42

CAPÍTULO IV.

4. RESULTADOS

4.1. Estudio Histológico

El análisis de los resultados se realizó tomando como base el informe de la

histopatóloga, esta información se presenta en forma descriptiva (cualitativa) y

estadística (cuantitativa).

4.1.1. Análisis Cualitativo

Macroscópico: Segmento de hueso de 1x0.5cm,

superficie externa lisa con presencia

de hoyuelo de 0,2cm en porción

media

Microscópico: Cortes muestran hueso compacto

uniforme, con osteocitos

conservados, presencia de

vascularización, rodeado por tejido

fibroconectivo denso (periostio).

Diagnóstico: Segmento de hueso de histología

usual regenerado.

% Regeneración 90 Figura No. 10. Microscopia

Testigo1. Elaborado por: V.

Remache, 2016

43




media

Microscópico: Los cortes muestran hueso

compacto y esponjoso, con

osteocitos conservados, presencia

de vascularización, rodeado por

tejido fibroconectivo denso

(periostio).


usual regenerado.


Testigo 2. Elaborado por: V.

Remache, 2016




media






(periostio).


usual regenerado.



Remache, 2016

44




media






(periostio)


usual regenerado.



Remache, 2016

Es preciso señalar que durante la fase experimental un cobayo del grupo testigo

murió por lo que fue excluido del estudio.




media


compacto uniforme, con osteocitos



fibroconectivo denso (periostio) con

algunos osteoblastos y cartílago

hialino con focos de osificación

endodondral; y médula ósea con

células de las 3 series

hematopoyéticas.

Diagnóstico: Segmento de hueso con zonas de

osificación endocondral


Bovino 1. Elaborado por: V.

Remache, 2016




media

45





fibroconectivo denso (periostio)con

presencia de osteoblastos y médula

ósea con células de las 3 series

hematopoyéticas.

Diagnóstico: Tejido óseo con focos de

regeneración



Remache, 2016




media





fibroconectivo denso (periostio)con



hematopoyéticas. Además se

observan fragmentos de músculo

estriado adheridos.


regeneración



Remache, 2016




media






46

presencia de osteoblastos


regeneración



Remache, 2016




media






presencia de osteoblastos, cartílago

hialino con focos de osificación

endocondral y médula ósea con

células de las 3 series

hematopoyéticas.


regeneración



Remache, 2016




media








hematopoyéticas.

Diagnóstico: Segmento de hueso: osificación

47

endocondral tejido óseo con focos

de regeneración.


Sintético 1. Elaborado por: V.

Remache, 2016




media



osteocitos conservados, presencia de



presencia de amplias áreas de

osteoblastos .

Diagnóstico: Tejido óseo con áreas de

regeneración



Remache, 2016




media






presencia de amplias áreas de

osteoblastos, cartílago hialino con

focos de osificación endocondral y

médula ósea con células de las 3

series hematopoyéticas

Diagnóstico: Osificación endocondral, tejido

óseo con áreas de regeneración.



Remache, 2016



48


media








regeneración.



Remache, 2016




media








regeneración.



Remache, 2016

4.2. Análisis Estadístico

4.2.1. Análisis Cuantitativo

Para el análisis cuantitativo se diseñó una base de datos en el programa SPSS 22.

Tabla No.5. Base de datos

Código Grupo %Regeneración Reacción

T1 Testigo 90 No

T2 Testigo 90 No

T3 Testigo 100 No

49

T4 Testigo 100 No

B1 Bovino 40 No

B2 Bovino 45 No

B3 Bovino 40 No

B4 Bovino 40 No

B5 Bovino 45 No

S1 Sintético 50 No

S2 Sintético 70 No

S3 Sintético 70 No

S4 Sintético 70 No

S5 Sintético 70 No

Elaborado por: C. Tuquerres, 2016

Se determinó la necesidad de emplear los estadísticos no paramétricos para la

comparación de los indicadores cuantitativos, en este caso el valor medio de la

regeneración porcentual.

Tabla No.6. Estadísticos descriptivos de la regeneración porcentual

GRUPO Mínimo Mediana Máximo

Desviación

estándar

Testigo 90,0 95,0 100,0 5,8

Bovino (Gen Mix de Baumer) 40,0 42,5 45,0 2,7

Sintético (Bionnovation Biomedical) 50,0 70,0 70,0 8,9

Total 40,0 70,0 100,0 22,7


En el grupo testigo, las cuatro muestras presentaron porcentaje de regeneración de

entre 90 y 100% (regeneración total), en el grupo en que se empleó relleno de bovino lo

típico fue una regeneración de 40% y en el grupo con relleno sintético fue del 70%, aun

cuando en un caso se presentó un nivel de apenas el 50%

Gráfico No.1. Diagrama de caja y bigotes para la regeneración ósea porcentual

50


Se observa homogeneidad dentro de los grupos, pero una importante variación en las

medidas centrales entre los tres grupos, con un valor mediano mayor para el grupo

testigo (95%) seguido por el del grupo sintético (70%) y el bovino (42,5%).

Tabla No.7. Valor medio del porcentaje de regeneración por grupo

GRUPO REGENERACIÓN

Testigo 95,0

Bovino (Gen Mix de Baumer) 42,0

Sintético (Bionnovation Biomedical) 66,0

Total 65,7


Gráfico No.2. Valor medio del porcentaje de regeneración por grupo

51


Al considerar el valor medio de regeneración se observó un valor del 95% para el

grupo testigo, 66% para el grupo en el que se empleó relleno sintético y 42% para el

grupo en el que se empleó relleno de bovino.

Testigo Bovino (Gen Mix deBaumer)

Sintético(Bionnovation

Biomedical)

95,0

42,0

66,0

52

Tabla No.8. Prueba de Kruskal Wallis

GRUPO N

Rango

promedi

o

Chi-

cuadrad

o

gl Significancia

(p)

REGENERACIÓN Testigo 4 12,50 12,021 2 ,002

Bovino

(Gen Mix

de Baumer)

5 3,00

Sintético

(Bionnovati

on

Biomedical)

5 8,00

Total 14


La prueba de Kruskal Wallis estimó una significancia p =0,02 que permitió inferir

que el porcentaje de regeneración difiere entre los tres grupos, por ello se decidió

realizar la prueba U Mann Whitney con el fin de valorar la significancia de la diferencia

entre pares.

Finalmente al realizar las comparaciones entre pares los resultados se observan en la

siguiente tabla.

Tabla No.9.

(I) GRUPO

Diferencia

de medias

(I-J) Sig.

Testigo Bovino (Gen Mix de Baumer) 53 ,000

Sintético (Bionnovation Biomedical)

29 ,000

Bovino (Gen Mix de

Baumer)

Sintético (Bionnovation Biomedical)

-24 ,000


Se advierte que el testigo fue diferente a los grupos experimentales y que el grupo

sintético fue mejor que el grupo bovino por cuanto su diferencia fue significativa.

53

4.3. Discusión

La falta de predictibilidad en los procesos de regeneración ósea, hace necesaria la

utilización de materiales de injerto, es por esto que mediante este estudio se persigue

aportar datos que permitan valorar la eficacia de estos materiales, puntualmente de

xenoinjerto e hidroxiapatita sintética.

Se valoró la regeneración ósea a partir del coágulo sanguíneo y con la utilización de

los dos materiales de injerto mencionados anteriormente, en tibias de cobayos, tomando

en cuenta que este tipo de animales conjuntamente con los conejos son utilizados en el

35% de investigaciones médicas, ya que su metabolismo es más rápido que otros

animales y poseen una gran capacidad de reparación de tejidos, facilitando de esta

forma que la obtención de los resultados sea más corta (González Alconada, 2016).

Este modelo ha sido empleado en investigaciones internacionales reportando

resultados adecuados y reproducibles. Estas investigaciones han experimentado ya, con

el coágulo sanguíneo como grupo control o grupo testigo, en defectos de tamaño no

crítico y en la regeneración ósea del seno maxilar dando como resultado que dicho

coágulo sin ningún tipo de biomaterial como complemento produjo grandes resultados

regenerativos (De Oliveira, 2014).

Algunas características son importantes en cuanto al uso de xenoinjertos y de

materiales aloplásticos, como por ejemplo el tamaño de las partículas, es así que las

partículas grandes de xenoinjerto han dado como resultado un proceso de regeneración

ósea bastante lento (Klüppel, 2013).

En cuanto al uso de materiales aloplásticos como relleno se han encontrado

complicaciones por infección en el sitio operatorio (Kumar, 2013), sin embargo también

se define este material como un biomaterial seguro (De Oliveira, 2014).

Los biomateriales usados en esta experimentación permiten el crecimiento de nuevo

tejido entre sus partículas, a manera de un andamio, definiéndose claramente como

osteoconductores, no obstante su biodegradación ha sido calificada como impredecible,

54

siendo necesaria la combinación de estos materiales con injerto autólogo en busca de

mejorar sus propiedades (Fernández Sierra, 2014).

Según Chiapasco (2000) la regeneración con hueso autólogo o a su vez con

biomateriales sería más rápida y más completa, la convicción que al utilizar sustitutos

óseos se reforzaría biomecánicamente el maxilar y que posiblemente se acelera la

velocidad de la regeneración (Ochandiano Caicoya, 2007) ha sido ampliamente

cuestionada al tener en cuenta que alrededor del 95% de osteoblastos del injerto

autólogo mueren cuando están a más de 100 μ de distancia de un vaso sanguíneo,

además los injertos autólogos tanto como los sustitutos de hueso primeramente se

reabsorben antes de que exista aposición ósea en la zona, no existiendo así ninguna

ventaja biomecánica y retrasando el proceso regenerativo (Moy PK, 1993) (Mitchell,

1992).

Se han reportado aumento de complicaciones, tales como infecciones o exfoliación

de partículas en los casos donde se ha usado hidroxiapatita, observándose además

persistencia del material, encapsulación de gránulos por reabsorción incompleta

(Schepers, Ducheyne, & Barbier, 1993) (Ciani, Mangano, & Donzelli, 1992). De esta

forma ha sido necesaria una reintervención con el objetivo de eliminar el material

injertado (Horowitz I, 1989).

Al cortar los segmentos de hueso antes de enviarlos a Anatomo-patología, se pudo

observar la presencia de gránulos de xenoinjerto dentro del defecto y partículas de

hidroxiapatita en el área anexa al lugar del defecto, confirmando las aseveraciones de

los autores mencionados, mas no se encontraron procesos inflamatorios ni formación de

quistes asociados a los biomateriales, atribuyéndolo tal vez al tamaño de los defectos,

siendo posible que en procesos de regeneración complejos sí puedan presentarse

problemas de infección.

En el grupo testigo, las cuatro muestras presentaron porcentaje de regeneración de

entre 90 y 100% (regeneración total), en el grupo en que se empleó xenoinjerto bovino

lo típico fue una regeneración de 40% y en el grupo con hidroxiapatita sintética fue del

70%, aun cuando en un caso se presentó un nivel de apenas el 50%.

55

Se observa homogeneidad dentro de los grupos, pero una importante variación en las

medidas centrales entre los tres grupos, con un valor mediano mayor para el grupo

testigo (95%) seguido por el del grupo sintético (70%) y el bovino (42,5%).

Se advierte que el testigo fue diferente a los grupos experimentales y que el grupo

sintético fue mejor que el grupo bovino por cuanto su diferencia fue significativa.

De esta manera el estudio confirma que la regeneración espontánea en este tipo de

defectos, es un proceso efectivo donde se produce formación ósea a partir solamente de

los factores endógenos del coágulo, sin necesidad de biomateriales anexos.

La comparación entre los dos materiales osteoconductores dio como resultado una

mejor regeneración con hidroxiapatita, probablemente por el tamaño de partículas que

se usó en el estudio que eran más pequeñas que las de xenoinjerto.

56

CAPÍTULO V

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

- El grupo ¨Testigo¨ presentó un porcentaje de regeneración de entre el 90 y el

100%, calificándolo como una regeneración total. En el grupo ¨Bovino¨ se

observó una regeneración del 40%. En el grupo ¨Sintético¨ la regeneración fue

del 70%, aun cuando en un caso se encontró un porcentaje apenas de 50.

- El xenoinjerto bovino presentó resultados más bajos de regeneración debido

probablemente al tamaño de sus partículas 0.25 mm a 1.0 mm versus al tamaño

de partículas de la hidroxiapatita sintética 0.05 a 0.1 mm, mas las partículas de

xenoinjerto se encontraron muy bien acopladas dentro del defecto.

- La mejor forma de resolver este tipo de defectos es el cierre directo y esperar a

la regeneración espontánea del defecto, simplemente asegurándonos de que el

coágulo se estabilice de la mejor manera, evitando el colapso de la cavidad.

5.2. Recomendaciones

- En los defectos grandes que han perdido varias paredes se recomendaría usar

hueso autólogo o biomateriales, ya que en estos casos se perdería en gran parte

la capacidad de regeneración espontánea.

- Se recomienda el manejo de xenoinjerto o hidroxiapatita sintética siempre

analizando el tipo de defecto, por lo general donde se requiere ganancia de

volumen, y tomando en cuenta que biomateriales en solitario cumplen la función

no solo osteoconductiva sino que estabilizan el coágulo y mantienen el espacio

dando lugar a una adecuada osificación.

57

BIBLIOGRAFÍA

Abeynaike, A., Wang, L., Jones, M., & Patterson, D. (2011). Pyrolysed powdered

mussel shells for eutrophication control: effect of particle size and powder concentration

on the mechanism and extent of phosphate removal. Asia-Pacific Journal Engineering ,

231-243.

Adell, R. (1990). Reconstruction of severely resorbed edentulous maxillar using

osseointegrated fixtures in immediate autogenous bone grafts. Int J Oral Maxillofac

Implants , 233-246.

Al Ruhaimi, K. A. (2001). Bone Graft Substitutes. A Comparative Qualitative

Histologic Review of Current Osteoconductive Grafting Materials. The Internacional

Journal of Oral and Maxillofacial Implants , 105.

Allegrini, S. (2008). Soft tissue integration in the neck area of titanium implants-an

animal trial. J Physiol Pharmacol , 117-132.

Anitua, E. (2000). Un nuevo enfoque en la regeneración ósea. Plasma rico en

factores de crecimiento (Primera Edición ed.). España: Puesta al día Publicaiones SL.

Arita, I. (1995). Chemistry and sintering behaviour of thin hydroxyapatite ceramics

with controlled porosity. Biomaterials , 403-408.

Babot, E., & Pastorino, N. (2009). Análisis Histológico de la Regeneración ósea

inducida por una nueva Hidroxiapatita Biogénica. III Jornadas de jóvenes

Investigadores UNT , 12.

Bartee, B. (1998). Evaluation of new polytetrafluoroethylene-guided tissue

regeneration membrane in healing extraction sites. Compendium , 12-56.

Baumer. (2010). Catálogo. Recuperado el 10 de Febrero de 2016, de Biomateriales

en Odontología:

http://www.baumer.com.br/baumer/site/produto/index.php?acao=listar&cat=142&pagin

a=2&idioma=Portugues

Bionnovation-Biomedical. (21 de Mayo de 2014). Bionnovation Productios

Biomédicos LTDA. Recuperado el 10 de Febrero de 2016, de

http://www.bionnovation.com.br/downloads/bulas/hidroxiapatita/BulaHidroxiapatitaIN

Q023rev02CE-2013-08-12.pdf

Bodner, L. (1996). Effect of decalcified freeze-dried bone allograft on the healing of

the jaw defects after cyst enucleation. J Oral Maxillofac Surg , 54:1282-6.

58

Bostrom, M., & Seigerman, D. (2005). The clinical use of allografts, dsmineralized

bone matrices, synthetic bone graft substitutes and osteoinductive growth factors: a

survery study. HSS J , 9-18.

Bowen, A., Carmona, J., & Dorgan, J. (2006). Regeneración osea. Atlas Práctico de

Implantología Oral , 201-216.

Boyne, P. (1997). Osseous reconstruction of the maxilla and the mandible.

Quintessence , 13-20.

Brendel, T., Engel, & Russel. (1992). Hydroxyapatite Coatings by a Polymeric

Route. Mater Med , 175-179.

Busenlechner, D. (2008). Simulation in vivo comparison of bone substitutes in a

guided bone regeneration model. Biomaterials , 195-200.

Buser, D. (2012). 20 años de regeneración ósea en implantología oral. Barcelona:

Quintessence.

Cárdenas, G. (2008). Chitosan composite films. Biomedical applications. J Mater

Sci Mater Med , 397-405.

Ciani, A., Mangano, C., & Donzelli, R. (1992). Cinti radicolare della mandibola.

Dental Cadmos , 19-74.

Chiapasco M, R. A. (2000). Spontaneous bone regeneration after enucleation of

large mandibular cysts: A Radiographic Computed Analysis of 27 Consecutive Cases.

Oral Maxillofac Surg , 58:942-8.

Dahlin, C. y. (1990). Treatment of fenestration and dehiscence bone defects around

oral implants using the guided tissue regeneration technique: A prospective multicenter

study. Int J Oral Maxillofac Implants , 312-318.

Davies, J., & Hosseini, M. (2000). Histodinamics of endosseous would healing.

Bone Engineering , 1-14.

De la Cruz, X. (Octubre de 2014). Anatomía y Fisiología Humana I. Recuperado el

9 de Febrero de 2016, de https://mianatomia.wordpress.com/2014/11/19/estructura-y-

partes-de-los-huesos-huesos-largos/

De Oliveira, M. (2014). Reparación ósea utilizando sulfato de calcio en defectos

óseos de tibia de conejos. Int. J. Morphol. , 32(4):1472-1476.

Einhorn, T. (1994). Bone metabolism and metabolic bone disease. Orthop. Surg. ,

69-88.

Felzani, R. (2005). Cicatrización de los tejidos con interés en cirugía bucal: revisión

de la literatura. Acta Odontológica Venezolana 43 (3) , 310-318.

59

Fellah, B. (2008). Osteogenicity of biphasic calcium phosphate ceramics and bone

autograftin a goat model. Biomaterials , 177-188.

Fernández Sierra, L. (2014). Evaluación de la regeneración ósea in vivo de

cerámicas de HAp activadas con PRP y quitosano/rhBMP-2. Trabajo de Titulación .

Madrid, España: Universidad Complutense de Madrid.

Fernández-Tresguerres Hernéndez-Gil, I. (2006). Physiological bases of bone

regeneration II. The remodeling process. Med. oral patol. oral cir.bucal (Internet),

Madrid, v. 11, n. 2 , 151-157.

Fernández-Tresguerres, I. y. (2006). Bases fisiológicas de la regeneración ósea I.

Histología y fisiología del tejido óseo. Med. oral patol. oral cir.bucal v.11 n.1 , 47-51.

Finlay, C. (2006). Resultados del relleno de defectos óseos tumorales con

hidroxiapatita o injerto homólogo. Rev. Cubana Ortop. Traumatol.

García del Moral, R. (1993). Manual de laboratorio de anatomía patológica.

Iinteramericana Mac Graw Hill.

Gatti, C., Chiapasco, M., & Casentini, P. (2009). Manual Ilustrado de Implantología

Oral. Venezuela: Amolca.

Geneser, F. (2003). Histología. España: Panamericana.

Giannobile, W., Ríos, H., & Lang, N. (2011). El hueso como tejido. En J. Lindhe,

Periodontología clínica e implantología odontológica (págs. 86-95). España: Médica

Panamericana.

González Alconada, R. (2016). Regeneración ósea en un modelo de xenotrasplante

de células madre. Salamanca (España): Universidad Salamanca.

Guadilla Yasmina. (Junio de 2010). Estudio de los diferentes modelos de

regeneración ósea guiada previa a la colocación de implantes dentales oseointegrados.

, 49. Salamanca, España: Universidad de Salamanca.

Guarinos, J. (1995). La cresta alveolar atrófica en implantología oral. Rev.

Odontoestomatolo. 4 , 119-130.

Guarinos, J. y. (1995). La cresta alveolar atrófica en Implantología Oral. Rev.

Odontoestomatol. , 119-130.

Hammerle, C., & Karring, T. (1998). Guided bone regeneration t oral implants sites.

Periodontology 2000. Implant Dentistry 17 , 151-175.

Hass, R., Donath, K., Födinger, M., & Watzek, G. (1998). Bovine hydroxylapatite

for maxillary sinus grafting. Comparative histomorphometric findings in sheep. Clin

Oral Impl Res , 107-116.

60

Hollinger, J., Buck, D., & Bruder, S. (1999). Biology of bone healing: Its impact on

clinical therapy. Quintessence , 17-54.

Horowitz I, B. L. (1989). Use of xenograft bone with aspirated bone marrow for

treatment of cystic defects of the jaws. Head Neck , 11:516-23.

Infante-Cossío. (2007). Relleno de cavidades óseas en cirugía maxilofacial con

materiales autólogos. Rev Esp Cir Oral y Maxilofac , 7-19.

INIAP. (s.f.). Producción de cuyes. Recuperado el 10 de Febrero de 2016, de

http://www.iniap.gob.ec/nsite/images/documentos/Manual_%20cuyes.pdf

Jarcho, M. (1981). Calcium phosphate ceramics as hard tissue prosthetics. Clin

Orthop , 259-278.

Kauschke, E. (2006). The in vitro viability and growth of fibroblasts cultured in the

presence of different bone grafting materials (nanobone and straumann bone ceramic).

Folia Morphol (Warsz) , 37-42.

Klüppel, L. (2013). Bone repair is influenced by different particle sizes of anorganic

bovine bone matrix: a histologic and radiographic study in vivo. J. Craniofac. Surg. ,

24(4):1074-7.

Kumar, C. Y. (2013). Calcium sulfate as bone graft substitute in the treatment of

osseous bone defects, a prospective study. J. Clin. Diagn. Res. , 7(12):2926-8.

Larrazába Morónl, C., Galán Gil, S., & Peñarrocha Diago, M. (2008). Revisión

bibliográfica de los artículos publicados de cirugía bucal en el año 2005. Rev. Esp. Cir

Oral y Maxilofac. 30 (4) , 225-245.

Lynch, S., Genco, R., & Marx, R. (1999). Tissue engineering: applications in

maxillofacial surgery and periodontics. Quintessence .

Mazzonetto, R. (2011). Reconstrucciones en Implantodoncia. Venezuela: Amolca.

McAllister, B., & Haghighat, K. (2007). Bone augmentation techniques. J

Periodontal. , 377-396.

Misch, C. E. (2009). Implantología Contemporánea. España: Elsevier.

Misch, C., & Dietsh, E. (1993). Bone grafting materials in implant dentistry.

Implant. Dent. 2 , 158-167.

Misch, C., & Dietsh, E. (1993). Bone grafting materials in implant dentistry. Implant

Dent 2 , 158-167.

Mitchell, R. (1992). An evaluation of bone healing in cavities in the jaws implanted

with a collagen matrix. Br J Oral Maxillofac Surg , 30:180-2.

61

Monzón Trujillo, D. y. (2014). Injertos óseos en implantología oral. Rev. Med.

Electrón. vol.36 no.4 , 449-461.

Moy PK, L. S. (1993). Maxillary sinus augmentation: histomorphometric analysis of

graft materials for maxillary sinus floor augmentation. J Oral Maxillofac Surg , 51:857-

62.

Nappe, C., & Baltodano, C. (2013). Regeneración ósea guiada para el aumento

vertical del reborde alveolar. Rev. Clin. Periodoncia Implantol. Rehabil. Oral Vol. 6(1);

38-41 , 39.

Nasr, H., Aichelmann-Reidy, M., & Yukna, R. (1999). Bone and bone substitutes.

Periodontol. 2000 , 74-86.

Navarro, C. (2008). Cirigía oral. Madrid: Arán.

Nieto, V. (30 de Diciembre de 2011). Osteoide. Recuperado el 9 de Febrero de

2016, de Portales médicos:

http://www.portalesmedicos.com/diccionario_medico/index.php/Osteoide

Ochandiano Caicoya, S. (2007). Relleno de cavidades óseas en cirugía maxilofacial

con materiales aloplásticos. Rev Esp Cir Oral y Maxilofacial , 31-32.

Olate, S., Duque de Miranda, H., & De Oliveira, F. F. (2011). Injertos particulados

en reconstrucciones óseas. En R. Mazzonetto, Reconstrucciones en Implantodoncia

(págs. 196-211). Venezuela: Amolca.

Parks, J., & Lakes, R. (1992). Biomaterials: an introduction. Plenum Press .

Pereira, Á., & Oliva, P. (2014). Eficacia de la Hidroxiapatita en la Cicatrización de

Injertos Óseos e Implantes Dentales: una Revisión Sistemática de la Literatura. Int. J.

Odontostomat. vol.8 no.3 , 425-432.

Pérez Llamas, F., Garaulet Aza, M., & Gil Hernández, Á. (2010). Calcio, fósforo,

magnesio y flúor: Metabolismo óseo y su regulación. En Á. Gil Hernández, Tratado de

nutrición (págs. 901-925). Madrid: Panamericana.

Pérez, O. (2007). Técnicas quirúrgicas complejas en el tratamiento con implantes

oseointegrados del maxilar superior. Un seguimiento clínico de 2 años. Av Periodon

Implantol , 25-34.

Pollock, R. (2008). Donor site morbidity following iliac crest bone harvesting for

cervical fusion: a comparison between minimally invasive and open techniques. Eur

Spine J , 84-852.

Quintana Díaz, J. C., González, R., & Quintana, M. (s.f.). Resultados de 15 anios.

62

Quintana, J., González, R., & Quintana, M. (2010). Resultado de 15 años empleando

la Hidroxiapatita CoralinaHAP-200 como implante óseo en cirugía maxilofacial.

CENIC. Ciencias Químicas .

Raspall, G. (2002). Patología del esqueleto óseo facial. En: Cirugia maxilo facial.

Patología quirúrgica de la cara boca y cuello. Madrid: Panamericana.

Rebolledo, M., Jarris, J., Higgins, E., & Molinares, L. (2011). Cicatrización y

regeneración ósea de los maxilares después de una quistectomía. Reporte de un caso y

revisión de la literatura. Univ. Odontol. 30 (65) , 71-78.

Riancho Moral, J., & González Masías, J. (2004). Manual práctico de osteoporosis y

enfermedades del metabolismo mineral. Madrid: Jarpyo Editores.

Rodrigues, C. (2003). Characterization of a bovine collagen-hydroxyapatite

composite scaffold for bone tissue engineering. Biomaterials , 87-97.

Rubin, E., & Farber, J. (1988). Pathology. Journal of Pathology , 363-364.

Saidu, M. (2004). Sterilisation effect study on granular hydroxyapatite (HA). Med J

Malaysia , 59, 85-86.

Santoro, F., & Maiorana, C. (1997). Impiego dei biomateriali in chirurgia

implantare. Socital Ing Tessut , 7.

Santoro, F., Maiorana, C., & De Luca, C. (1996). Chirurgia preprotesica maggiore:

riabilitazione mascellare superiore. Dental Cadmos Dossier , 11-31.

Schepers, E., Ducheyne, P., & Barbier, L. (1993). Bioactive glass particles of

narrow size range: a new material for the repair of bone defects. Implant Dent , 2:151-6.

Sodeck, J., & Mckee, M. (2000). Molecular and cellular biology of alveolar bone.

Periodontology 2000 , 99-126.

Stevens, A., & Lowe, J. (2007). Histología Humana. Madrid: Elsevier Mosby.

Tortoini, P., & Rubio, S. (2012). Different alternatives of bone grafts. Avances en

Periodoncia vol.24 no.3 , 133-138.

Tortolini, P., & Rubio, S. (2012). Diferentes alternativas de rellenos óseos. Avances

en Periodoncia-Volumen 24- No.3 , 134.

Tortolini, P., & Rubio, S. (2012). Diferentes alternativas de rellenos óseos. Periodon

Implantol , 133-138.

Triplett, R., Schow, S., & Fields, R. (2010). Bone Augmentation With and Without

Biodegradable and Nonbiodegradable Microporous Membranes. Oral Maxillofac Surg

Clin North Am. Philadelphia , 11-22.

Trujillo Bravo, R. (1994). Biología del cuy. Vol. 2. Riobamba: Pedagógica ¨Freire¨.

63

USAGOVERNMENT. (1996). U.S. GOVERNMENT PRINCIPLES FOR THE

UTILIZATION AND CARE OF VERTEBRATE ANIMALS USED IN TESTING,

RESEARCH AND TRAINING. Obtenido de U.S. GOVERNMENT PRINCIPLES FOR

THE UTILIZATION AND CARE OF VERTEBRATE ANIMALS USED IN

TESTING, RESEARCH AND TRAINING:

http://oacu.od.nih.gov/regs/USGovtPrncpl.htm

Vacanti, C., & Bonassar, L. (1999). An overview of tissue engineered bone. Clin

Orthop Relat Res , 75-81.

Valencia, C. (2010). Cicatrización: Proceso de raparación tisular. aproximaciones

terapéuticas. Investigaciones Andina No. 20 Vol. 12 , 85-98.

Valentini P, y. c. (2000). Injerto sinusal con mineral óseo poroso (Bio-Oss) para la

inserción de implantes: Estudio de 5 años en pacientes. Int Odont Res Perio.20 , 257-

265.

Valentini, P., & Abensur, D. (1997). Maxillary sinus floor elevation for implant

placement with bovine bone (Bio-Oss): A clinical study of 20 patients. Int J Periodont

Res Dent, 17. , 233-41.

Vargas, O. A. (2014). Regeneración y Cicatrización. Revista de Actualización

Clínica. Vol. 43 , 2256-2260.

Wang, H., Kiyonobu, K., & Neiva, R. (2004). Socket augmentation: rationale and

technique. Implant. Dent , 286-296.

Weiss, S. (2005). Systemic regulation of angiogenesis and matrix degradation in

bone regeneration-distraction osteogenesis compared to rigid fracture healing. Bone ,

781-790.

Wolff, J. (1892). Das Gesetz der Transformation der Knochen Berlin. Hirchwald .

64

ANEXOS

65

Anexo No. 1. Informe Veterinario

67

Anexo No. 2. Informe Histopatológico

68

INFORME DE HISTOPATOLOGÍA N° 2

Paciente: TESTIGO 2

Solicitante: Dra.Paola Morales

Fecha de recepción: 23 de abril del 2016

Histopatología de: HUESO.

R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:

Rotulado “Testigo”: Se recibe un segmento de hueso que mide 1x0.5cm,

superficie externa lisa con presencia de hoyuelo del 0,2cm en porción media.

MICROSCÓPICO:

Los cortes muestran hueso compacto y esponjoso, con osteocitos conservados,

presencia de vascularización, rodeado por tejido fibroconectivo denso

(periostio) y médula ósea con células de las 3 series hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- DE HISTOLOGÍA USUAL 100% REGENERADO

Quito, 05 de Mayo de 2016

Dra. Verónica Remache

ANÁTOMO-PATÓLOGA

69


Paciente: TESTIGO 3




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:




DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

70


Paciente: TESTIGO 4




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:

Los cortes muestran hueso compacto uniforme, con osteocitos conservados,



DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

71


Paciente: BOVINO 1




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:

Rotulado “Bovino”: Se recibe un segmento de hueso que mide 1x0.5cm,


MICROSCÓPICO:



(periostio) con algunos osteoblastos y catílago hialino con focos de osificación

endodondral; y médula ósea con células de las 3 series hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- OSIFICACIÓN ENDOCONDRAL

- PROCESO DE REGENERACIÓN 40%


72


Paciente: BOVINO 2




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:



(periostio)con presencia de osteoblastos y médula ósea con células de las 3

series hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- TEJIDO ÓSEO CON FOCOS DE REGENERACIÓN 40%



ANÁTOMO-PATÓLOGA

73


Paciente: BOVINO 3




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:



(periostio) con presencia de osteoblastos y médula ósea con células de las 3

series hematopoyéticas. Además se observan fragmentos de músculo estriado

adheridos.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

74


Paciente: BOVINO 4




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:





DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

75


Paciente: BOVINO 5




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:

Se recibe un segmento de hueso que mide 1x0.5cm, superficie externa lisa con

presencia de hoyuelo del 0,2cm en porción media.

MICROSCÓPICO:



(periostio) con presencia de osteoblastos, cartílago hialino con focos de

osificación endocondral y médula ósea con células de las 3 series

hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- OSIFICACIÓN ENDOCONDRAL.




ANÁTOMO-PATÓLOGA

76


Paciente: SINTÉTICO 1




R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:

Rotulado “Sintético”: Se recibe un segmento de hueso que mide 1x0.5cm,


MICROSCÓPICO:





DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

77






R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:



(periostio) con presencia de amplias áreas de osteoblastos y médula ósea con

células de las 3 series hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- TEJIDO ÓSEO CON ÁREAS DE REGENERACIÓN 70%



ANÁTOMO-PATÓLOGA

78






R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:



(periostio) con presencia de amplias áreas de osteoblastos, cartílago hialino con

focos de osificación endocondral y médula ósea con células de las 3 series

hematopoyéticas.

DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:

- OSIFICACIÓN ENDOCONDRAL.




ANÁTOMO-PATÓLOGA

79






R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:





DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:




ANÁTOMO-PATÓLOGA

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R E S U L T A D O S

MACROSCÓPICO:



MICROSCÓPICO:





DIAGNÓSTICO:

SEGMENTO DE HUESO:


NINGUNA MUESTRA PRESENTÓ SIGNOS DE INFLAMACIÓN.



ANÁTOMO-PATÓLOGA

universidad central del ecuador facultad de … · hidroxiapatita sintética en defectos óseos...

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