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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE LA FAUNA HELMÍNTICA DE LAS TORTUGAS
GIGANTES (Chelonoidis sp.) DE LAS ISLAS GALÁPAGOS
Trabajo de Grado presentado como requisito para obtener el Título de
Médico Veterinario y Zootecnista
AUTORA
Andrea Eugenia Loyola Herrera
TUTOR
Dr. Francisco Patricio De La Cueva Jácome
Quito, Abril, 2014
ii
DEDICATORIA
A mis padres y a mi esposo, ya que gracias a su esfuerzo y apoyo ha
sido posible cumplir con este propósito y a mi hijo por ser mi más grande
motivación.
iii
AGRADECIMIENTO:
Agradezco al Parque Nacional Galápagos, por autorizar y financiar en gran
parte la realización de este proyecto, por prestar sus instalaciones, y por el
apoyo incondicional de los señores guardaparques en la colecta de
muestras en el campo.
De igual manera, agradezco a la Agencia de Regulación y Control de la
Bioseguridad y Cuarentena para Galápagos (ABG) por prestar sus
instalaciones y equipos para la realización de los análisis de laboratorio.
Sin dejar de mencionar a Galápagos Conservancy, que a través del Doctor
James Gibbs financió la compra de una centrifuga y algunos materiales de
laboratorio.
Agradezco también de manera especial a Washington Tapia por sus
sugerencias, así como también a Steve Blake, James Gibbs y Leandro
Patiño que me prestaron su ayuda en algunos temas.
También agradezco a Freddy Cabrera y Freddy Villamar por su ayuda
durante los muestreos que se realizaron en la isla Santa Cruz.
Por ultimo quiero agradecer a mi familia, sin su apoyo no hubiera sido
posible culminar esta etapa de mi vida.
iv
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, Andrea Eugenia Loyola Herrera en calidad de autora del trabajo de
investigación o tesis realizada sobre “DETERMINACIÓN DE LA FAUNA
HELMINTICA DE LAS TORTUGAS GIGANTES (Chelonoidis sp.) DE LAS ISLAS
GALÁPAGOS”, por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL
ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o de parte
de los que contiene esta obra, con fines estrictamente académicos o de
investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la
presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo
establecido en los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de
Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Quito, a los 24 días del mes de Marzo del 2014.
Andrea Eugenia Loyola Herrera
C.C. No. 2000070868
v
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR
En mi carácter de Tutor del Trabajo de Grado, presentado por las señorita:
Andrea Eugenia Loyola Herrera para optar por el Título o Grado de Médico
Veterinario y Zootecnista, cuyo título es “DETERMINACIÓN DE LA
FAUNA HELMINTICA DE LAS TORTUGAS GIGANTES (Chelonoidis sp.)
DE LAS ISLAS GALÁPAGOS.” Considero que dicho trabajo reúne los
requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación pública y
evaluación por parte del jurado examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 24 días del mes de Marzo del 2014.
Dr. Francisco Patricio De La Cueva Jácome
C.C. No.170797973-6
vi
vii
ÍNDICE DE CONTENIDO
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL .........................................................iii
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR ...................................................................... v
RESUMEN.............................................................................................................................. xii
ABSTRACT ........................................................................................................................... xiii
INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I ............................................................................................................................ 3
El PROBLEMA....................................................................................................................... 3
Planteamiento del Problema ................................................................................. 3
Formulación del Problema.................................................................................... 5
Objetivos ............................................................................................................... 5
General .............................................................................................................. 6
Específicos ........................................................................................................ 6
Justificación .......................................................................................................... 6
CAPITULO II ........................................................................................................................... 7
MARCO TEORICO ................................................................................................................ 7
Antecedentes de la Investigación .......................................................................... 7
Fundamentación teórica ...................................................................................... 13
Chelonoidis nigrita ........................................................................................... 13
Distribución: ................................................................................................. 13
Características morfológicas ........................................................................ 14
Consideraciones anatómicas y fisiológicas .................................................. 15
Alimentación ................................................................................................ 16
Manejo de las tortugas gigantes en cautiverio ................................................ 16
Actividades del centro de crianza de la Isla Santa Cruz ............................... 17
viii
Requerimientos térmicos y de hábitats ......................................................... 19
Reproducción .................................................................................................. 20
Incubación ....................................................................................................... 20
Cuidado de los recién nacidos ......................................................................... 21
Parásitos ............................................................................................................. 21
Tremátodos ..................................................................................................... 21
Céstodos ......................................................................................................... 23
Nemátodos: ..................................................................................................... 24
Hipótesis ............................................................................................................. 27
Caracterización de Variables ............................................................................... 28
Definición de Términos Básicos .......................................................................... 28
Fundamentación Legal ........................................................................................ 30
CAPITULO III ........................................................................................................................ 33
METODOLOGIA ................................................................................................................... 33
Determinación de métodos a utilizar ................................................................... 33
Diseño de la Investigación .................................................................................. 33
Sitios de muestreo .............................................................................................. 35
Población y muestra ............................................................................................ 37
Operacionalización de Variables ......................................................................... 38
Técnicas e instrumentos de recolección de datos ............................................... 38
Recolección de muestras fecales .................................................................... 38
Técnica Cualitativa de flotación con Sulfato de Zinc ........................................ 39
Técnica cuantitativa empleando la Cámara McMaster………….…………….….40
Validez y confiabilidad de los instrumentos ......................................................... 40
Técnicas de procesamiento y análisis de datos................................................... 41
CAPITULO IV ........................................................................................................................ 42
RESULTADOS ..................................................................................................................... 42
ix
Discusión de Resultados y Hallazgos de la Investigación ................................... 53
CAPITULO V ......................................................................................................................... 56
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................................................. 56
Conclusiones ...................................................................................................... 56
Recomendaciones .............................................................................................. 58
REFERENCIAS .................................................................................................................... 59
ANEXOS ................................................................................................................................ 66
ANEXOS
ANEXO A. Matriz de registro de toma de muestras ....................................................... 66
ANEXO B. Matriz para registro de laboratorio ................................................................ 66
ANEXO C. Registro de toma de muestras colectadas en la Reserva natural El
Chato, isla Santa Cruz, Galápagos, 2014. ....................................................................... 68
ANEXO D. Registro de muestras recolectadas en el Centro de Crianza “Fausto
Llerena”, isla Santa Cruz, Galápagos, 2014. ................................................................... 70
ANEXO E. Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de
tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas terrestres
de la isla Santa Cruz. ........................................................................................................... 72
ANEXO F. Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de
tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas terrestres
de la isla Santa Cruz. ........................................................................................................... 73
ANEXO G Toma de muestras fecales en Chelonoidis nigrita....................................... 74
ANEXO H. Técnica de Flotación con centrifugación ...................................................... 75
ANEXO I. Método Mcmaster modificado ........................................................................ 77
ANEXO J. Forma juvenil de ácaro encontrado en heces fecales de Chelonoidis
nigrita Santa Cruz, Galápagos, 2014. ............................................................................... 79
x
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla No.1 Reporte de parásitos gastrointestinales en tortugas terrestres. ............. 11
Tabla No.2 Operacionalización de Variables .................................................................. 38
Tabla No.3 Resultados de muestras fecales colectadas. ............................................ 42
Tabla No.4 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) de Chelonoidis nigrita en cautiverio y estado natural en la isla
Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t combinadas. ......................................... 42
Tabla No.5 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) según el sexo en Chelonoidis nigrita en estado silvestre de la isla
Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t student combinados. ........................... 43
Tabla No.6 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales)
según el sexo en las tortugas Chelonoidis nigrita en cautiverio de la isla Santa Cruz
y prueba de ji cuadrado y t student combinadas. ............................................................ 45
Tabla No.7 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales)
según la ubicación en las tortugas Chelonoidis nigrita en estado silvestre de la isla
Santa Cruz y prueba de ji cuadrado y t student combinadas........................................ 46
Tabla No.8 Resultados generales de medidas de tendencia central para carga
parasitaria en Santa Cruz, Galápagos 2014. ................................................................... 48
Tabla No.9 Diversidad de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) en
tortugas en cautiverio y tortugas silvestres. ..................................................................... 49
xi
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico No. 1. Distribución de las tortugas gigantes de las Islas Galápagos. ........... 14
Gráfico No. 2 Sitios de muestreo en El Chato, isla Santa Cruz, Galápagos. ........... 36
Gráfico No.3 Comparación de la prevalencia de parásitos entre individuos en
cautiverio y estado silvestre expresado en porcentaje................................................... 42
Grafico No. 4 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en estado
silvestre. ................................................................................................................................. 44
Gráfico No.5 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en cautiverio. 45
Gráfico No.6 Comparación de prevalencia entre individuos según la ubicación ..... 47
Gráfico No.7 Prevalencia de familias de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) en tortugas cautivas de la isla Santa Cruz, Galápagos 2014. ..... 49
Gráfico No.8 Prevalencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales)
en tortugas silvestres de la isla Santa Cruz, Galápagos 2014. .................................... 50
Gráfico No.9 Huevos de la Familia Strongylidae (huevo mas pequeño) encontrados
en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 (40x). ................. 51
Grafico No. 10 A. Huevo grande de la familia Strongylidae. B. Huevo grande de la
familia Strongylidae junto a un huevo más pequeño de la misma familia
encontrados en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ..... 52
Grafico No.11 Huevo de la Familia Oxyuridae (40 x) encontrado en las heces de
Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ......................................................... 52
Gráfico No.12 Huevo de la familia Ascaridae, encontrado en las heces de
Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ......................................................... 53
xii
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Determinación de la fauna helmíntica de las tortugas gigantes (Chelonoidis sp.) de las islas Galápagos.
Autora: Andrea Eugenia Loyola H Tutor: Dr. Francisco De la Cueva
Fecha: 24 de Marzo del 2014
RESUMEN
Conocer la fauna helmíntica (endoparásitos gastrointestinales) de las tortugas gigantes de las islas Galápagos, es necesario para tener una base con que comparar en caso de presentarse casos de mortalidad asociados a estos patógenos. El objetivo de este estudio fue, por medio de las técnicas de flotación y Mcmaster, identificar las estructuras parasitarias presentes, determinar la carga parasitaria de estas y hacer una comparación de estos parámetros entre individuos en estado silvestre y en cautiverio. Para esto se colectaron muestras fecales de 60 tortugas gigantes en estado silvestre y 50 muestras fecales de tortugas gigantes en cautiverio de la isla Santa Cruz del archipiélago de Galápagos. De las cuales, 107 tortugas (97,27%, n=110) resultaron positivas a estructuras parasitarias, identificándose 3 familias de nemátodos: Strongylidae, Oxyuridae y Ascaridae. Se contaron 327 huevos de nematos en cautiverio y 290 huevos en estado natural, con una media de 61 h.p.g (huevos por gramo de heces) en tortugas en cautiverio y una media de 51 h.p.g en tortugas en estado silvestre. Los datos obtenidos fueron procesados y analizados empleando técnicas estadísticas, encontrando diferencia no significativa entre animales en cautiverio y estado natural. Resultados que se aproximan a los de estudios en tortugas terrestres de otras especies. Los resultados de este estudio contribuyen a la conservación de las tortugas gigantes de las islas Galápagos, Ecuador.
Palabras clave: FAUNA HELMÍNTICA, TORTUGAS GIGANTES,
FLOTACIÓN, MCMASTER, CARGA PARASITARIA, NEMÁTODOS.
xiii
Determination of the helminth fauna of the giant tortoises (Chelonoidis sp.) in Galápagos Islands.
ABSTRACT
Knowing the helminth fauna (gastrointestinal parasites) of giant tortoises of the Galapagos Islands is necessary to compare casualties associated to such pathogens. The purpose of the current study was, through flotation techniques and Mcmaster, identify current parasite structures, determining the parasite burden in them and compare parameters among individuals in wild conditions and under captivity. Feces samples were collected for 60 giant tortoises in wild status and 50 feces samples of giant tortoises under captivity in Santa Cruz Island of Galápagos archipelago. 107 tortoises (97.27%, n=110) resulted positive to parasite structures, 3 families of nematodes were identified: Strongylidae, Oxyuridae and Ascaridae. 327 eggs were counted under captivity and 290 e.p.g (eggs per gram of feces) in natural habitat, with a median of 61 e.p.g in tortoises under captivity and a median of 51 e.p.g for tortoises in natural habitat. Data obtained were processed and analyzed by using statistical techniques, with no significant difference between animals under captivity and in natural habitat. Results are close to those obtained in other studies with tortoises of other species. Results in the current study contributed to the conservation to the giant tortoises living in Galapagos Islands, Ecuador.
Keywords: HELMINTH FAUNA, GIANT TORTOISES, FLOTATION, MCMASTER, PARASITE BURDEN, NEMATODES.
1
INTRODUCCIÓN
El estudio de la presencia de parásitos gastrointestinales en reptiles y
especialmente en tortugas ha sido muy limitado, respecto a las tortugas
gigantes de Galápagos existe poca evidencia de estudios relacionados con
endoparásitos que afecten a esta especie, a pesar de la importancia que
representan para el mundo y el Ecuador, por ser consideradas las Islas
Galápagos como patrimonio natural de la humanidad.
El propósito de la presente investigación fue identificar los parásitos
helmintos presentes en las tortugas gigantes y la carga parasitaria de estos
en las mismas, tanto en individuos en estado silvestre como en cautiverio;
la determinación de estos parámetros proporciona información importante
para el mejor control del estado de salud de las tortugas.
Para el estudio se colectó muestras fecales de 60 tortugas silvestres y 50
muestras fecales de tortugas en cautiverio de la isla Santa Cruz, de edad
adulta. Las muestras fueron analizadas mediante el método de
concentración por flotación con Sulfato de Zinc para observar las
estructuras parasitarias presentes y la técnica Mcmaster para determinar la
carga parasitaria de estas.
Finalmente los resultados fueron analizados empleando técnicas
estadísticas, fundamentalmente Medidas de Tendencia Central y “t” student
Ji cuadrado combinados.
Mediante el análisis de resultados se compararon los distintos tratamientos
existentes en la investigación, y se determinó la fauna helmíntica
(endoparásitos gastrointestinales) y la carga parasitaria presente.
2
El trabajo presentado a continuación sigue una serie de pasos que
contempla información clara sobre el tema de estudio y la ejecución de la
investigación.
El Capítulo I, el problema, describe el tema de la investigación y la realidad a
investigar, identificando la situación real. Este capítulo también indica los
objetivos que se busca alcanzar y el porqué de la investigación, describiendo
este último aspecto dentro de la justificación.
El Capítulo II, marco teórico, contempla una breve descripción de los
antecedentes de la investigación, además de la fundamentación teórica y
legal del tema a investigar. Este capítulo también abarca las hipótesis de la
investigación, la caracterización de las variables y la definición de los
términos básicos.
El Capítulo III, metodología, detalla las técnicas y métodos que se
emplearon en el trabajo, así como el diseño de la investigación y la
operacionalización de las variables. Dentro de la metodología también se
muestran las técnicas e instrumentos de recolección y análisis de datos.
El Capítulo IV, resultados, abarca la presentación, análisis, interpretación y
discusión de los mismos. Este capítulo también contempla los hallazgos de la
investigación.
El Capítulo V, conclusiones y recomendaciones, describe el desenlace de la
investigación, considerando todo lo que se ultima de la misma y los aportes
que esta puede ofrecer a futuras investigación.
3
CAPÍTULO I
El PROBLEMA
Planteamiento del Problema
“Se sabe poco sobre la mayoría de parásitos de los réptiles, y para muchos,
no se tiene idea si estos parásitos son un patógeno (causa enfermedad) o
un simbionte benigno que no hace nada obvio al hospedador” (Mader, 2006,
p.343)
“Aunque se encuentra información sobre quelonios en literatura y folklore,
mucha de esta información tiende a ser anécdotas y solo infrecuentemente
han sido sujetas a revisión científica’’ (Mcarthur, Wilkinson & Meyer, 2004,
p.xvii)
Acerca de las tortugas gigantes de Galápagos existe poca evidencia de
estudios relacionados con endoparásitos que afecten a esta especie. “No se
tienen conocimientos de los nemátodos de las tortugas gigantes (y su fauna
de parásitos en general)” (Fournie, 2006, p.3), a pesar de la importancia que
representan para el mundo y el Ecuador, por ser consideradas las Islas
Galápagos como patrimonio natural de la humanidad.
En las islas Galápagos, a pesar de los esfuerzos de conservación que se han
realizado, las especies de tortugas gigantes que aún sobreviven continúan
en peligro. “Actualmente los animales introducidos y la caza que aún se
practica en algunos lugares son las más grandes amenazas para la
supervivencia de las tortugas” (Caccone, Gibbs, Ketmaieri, Suatoni, & Powell,
1999, p.13223). “Como en muchos otros ecosistemas insulares las
4
actividades humanas tienen un impacto negativo en los ecosistemas de las
Galápagos (Fournie, 2006, p.2).
Se han registrado 3 brotes de mortalidad en las tortugas Galápagos, estos
ocurrieron en la Isla Santa Cruz, en el sector conocido como El Chato
(Márquez, Wiedenfeld, Landázuri, y Chávez, 2007). No se pudo establecer
con claridad la causa de muerte de estos eventos, ya que “establecer la
causa de muerte en mamíferos silvestres es bastante difícil, pero es
relativamente sencillo comparado con el problema en reptiles, donde el
campo está en su infancia” (Butler, 1996, p. 290).
Jacobson (citado en Butler, 1996, p. 290), señala que “las enfermedades en
tortugas del desierto Gopher son probablemente las mejores entendidas
entre estos reptiles, pero incluso en estos casos todavía no entendemos la
dinámica”.
“Se sugirieron varios factores como los responsables de estos eventos, uno
de ellos la presencia de altas cantidades de nemátodos en los intestinos de
los animales muertos. Sin embargo, no se pudo probar la conexión entre
ambos hechos” (Butler, 1996, p. 290).
La mortalidad de estas 43 tortugas en Santa Cruz fue aparentemente el
resultado de una epidemia menor causada por una septicemia bacteriana de
Aeromonas hidrophila y Pseudomona sp. asociada con una parasitosis de
nemátodos por Atractis marquezi y Labiduris sp. (Márquez, ét al, 2007).
Por otro lado Pérez (citado en Chávarri, ét al, 2012, p.292) señala que “la
reintroducción de tortugas criadas en cautiverio no es conveniente debido a
que podrían ser un posible riesgo sanitario al introducir agentes patógenos
nuevos para los animales en estado natural y provocar un brote de
enfermedad”.
En el Centro de crianza de la isla Santa Cruz se mantienen poblaciones de
tortugas de diferentes islas. Los juveniles de 2-5 años de edad de todas las
5
poblaciones se ubican en el mismo corral durante la etapa de pre-adaptación
(Márquez, Cayot, & Rea, 1999) sin un correcto procedimiento de cuarentena
antes de su reintroducción a la isla de origen.
Por las situaciones mencionadas anteriormente es necesario tener mayor
conocimiento sobre el estado de salud de las tortugas gigantes de
Galápagos, particularmente en el tema de los parásitos que habitan su tracto
digestivo, ya que podrían estar vinculados con brotes de mortalidad que
ocurrieron anteriormente, pero que no se ha podido comprobar su conexión
debido a la falta de información base que sirva para hacer comparaciones.
Formulación del Problema
¿Existe presencia de fauna helmíntica en las tortugas gigantes del género
Chelonoidis sp., de las islas Galápagos mantenidas en cautiverio como en
aquellas que permanecen en la población silvestre en la Isla Santa Cruz?
Sistematización del Problema
¿Determinar si los individuos mantenidos en cautiverio presentan
mayor carga helmíntica?
¿Se puede descubrir la fauna helmíntica natural que presentan los
individuos de Chelonoidis sp. ?
Objetivos
6
General:
Determinar la fauna helmíntica presente en las Tortugas Gigantes
(Chelonoidis sp.) de la isla Santa Cruz mantenidas en cautiverio y aquellas
que permanecen en la población silvestre.
Específicos:
Identificar la fauna helmíntica natural que poseen los individuos de
Chelonoidis sp.
Determinar si los individuos de Chelonoisis sp. mantenidos en
cautiverio presentan mayor carga helmíntica con respecto a aquellos
que permanecen en la vida silvestre.
Justificación:
Las tortugas gigantes (Chelonoidis nigrita) son una especie endémica del
Ecuador (Islas Galápagos) y se encuentran incluidas en la lista roja de la
UICN (Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza y de los
recursos naturales) de reptiles del Ecuador, en la categoría de VU
(Vulnerable), ya que se considera que enfrenta un riesgo muy alto de
extinción en estado silvestre (Lista roja de los Reptiles del Ecuador, 2005).
Deem et al, 2001(citado en Carrera, 2012, p.5) mencionan que “cuando la
fauna silvestre se encuentra en peligro de extinción, entre otras acciones, es
de vital importancia realizar estudios que permitan comprender y evaluar su
estado de salud, a fin de tomar medidas prácticas para su conservación”.
7
CAPITULO II
MARCO TEÓRICO
Antecedentes de la Investigación
En una investigación realizada en 1942, se tomaron nemátodos del caecum
de tortugas terrestres de las Islas Galápagos. “Los parásitos encontrados
eran todos Oxyuridos, pertenecientes a 4 géneros (Thaparia,
Thachygonetria, Pseudoalaeuris) y seis especies, 5 de estas eran nuevas y
era necesario establecer un nuevo género para tres de estas” (Walton, 1942,
p 1).
Bursey y Flanagan (2002), describen a Atractis marquezi, “nemátodos que se
encontraron en gran cantidad en la superficie de la ingesta dentro del colon
de 2 tortugas encontradas muertas en la isla Santa Cruz. Estos nemátodos
se colectaron y mantuvieron en etanol al 70 %. Posteriormente se aclararon
en glicerol y fueron examinados bajo un microscopio”.
En un estudio más actual, realizado por Fournié (2006), en las heces de
tortugas gigantes se encontró huevos de 4 familias de nemátodos:
Strongylidae, Oxyuridae, Ascarididae y Trichuridae. Se hizo el conteo de
huevos de 5 poblaciones silvestres (2 poblaciones de Santa Cruz, 2
poblaciones de la Isla Isabela y la población de la Isla Pinzón) y 4
poblaciones en cautiverio. Se empleó el método de Mcmaster modificado
(MAFF, 1986) y solución salina saturada como solución de flotación. No fue
8
posible determinar el género y especie de los huevos de nemátodos
encontrados.
En otro estudio se emplearon técnicas moleculares para identificar los
endoparásitos presentes en las tortugas gigantes de Galápagos. Se
obtuvieron huevos y adultos de nemátodos a partir del método empleado en
el estudio anterior y se logró obtener secuencias de ADN a partir de los
adultos aislados. “El análisis de las secuencias obtenidas muestran
relaciones filogenéticas de los nemátodos parásitos de Galápagos con
nemátodos de peces encontrados previamente como Rondonia rondoni y
Thuttaedacnitis truttae de las familias Atractidae y Cucullanidae” (Vélez,
2008, p. 64).
De la misma forma en un estudio sobre la utilización de técnicas para la
identificación de agentes patógenos que afectan a reptiles de Galápagos, se
encontró también huevos de nemátodos pertenecientes a la familia
Strongilidae y Oxyuridae, empleando el método de frotis directo con solución
salina (Martínez, 2008).
Castañeda (2011), encontró la presencia de huevos de Paragonimus
peruvianus en las muestras fecales de Chelonoidis nigrita mantenidas en
cautividad en el Zoológico de Quito en Guayllabamba.
En tortugas terrestres de otras especies se han realizado algunos estudios.
En las tortugas Testudo hermanni, Testudo graeca y Testudo marginata que
habitan en Italia, se identificaron huevos de Oxyuridos y adultos de Alaeuris
numídica, Mehdiella microstoma, Mehdiella uncinata, Tachygonetria
longicollis, T.conica y T. palearticus; larvas y adultos de Atractis dactyluris y
huevos y adultos de Angusticaecum holopterum; mediante flotación,
Baerman y Mcmaster (Traversa et al., 2005).
En otro estudio en tortugas Testudo graeca del sureste de España,
empleando métodos similares se identificaron 16 especies de nemátodos con
9
ciclo de vida directo, incluyendo 15 especies pertenecientes a la familia de
Oxyuridos Pharyngodonidae y una especie de Ascarido identificada como
Angusticaecum holopterum. Pharingodonidae incluye Tachygonetria
longicollis, Ta. dentata, Ta. macrolaimus, Ta. conica, Ta. Robusta, Ta.
numidica, Ta. pusilla, Ta. setosa, Ta. seurati, Ta. palearticus y Ta. seurati,
Mehdiella microstoma, M. uncinata, M. stylosa, Thaparia thapari, y Alaeuris
numídica (Chavarri et al., 2012). También Roca (1999) obtuvo resultados
similares, aislando nematodos del género Alaeuris, Atractis, Mehdiella,
Tachygonetria y Thaparia de 17 tortugas Mora (Testudo graeca) que
murieron por causas desconocidas.
Una investigación de las tortugas Motelo (Geochelone denticulata) realizada
en el Perú evidenció la presencia de nemátodos Atractis impura y
Angusticaecum brevispiculum, aparte de las especies de nematodos ya
antes registradas como son Labiduris gulosa, L. zschokkei, Sauricola sau-
ricola, Theleriana variabili y una especie desconocida de Angusticaecum sp.
Los nemátodos obtenidos fueron fijados en alcohol 70º, clarificados con
alcohol-fenol y observados en el microscopio (Salizar P & Sánchez L. 2007).
“Treinta y tres ejemplares de Tortuga Terrestre Argentina (C. chilensis), de
Mendoza (Argentina), fueron muestreadas para examen coproparasitológico
(Técnica de flotación simple con solución de azúcar, Sedimentación con
formo-éter y Sedimentación seriada rápida de Lumbreras). Veintitrés (69,7%)
animales fueron positivos a parásitos (Familias Pharyngodonidae y
Ascarididae)” (Pelichone, Deis, y Cuervo, 2010, p. 215).
“Entre septiembre de 1982 y enero de 1984, una colitis verminosa fue
diagnosticada post mortem en 8 tortugas Patas rojas (Geochelone
carbonaria) y tres tortugas leopardo (Geochelone pardalis) de la colección de
réptiles del Parque Zoológico Nacional de Washington (EUA).” (Rideout et al.,
10
1987, p. 103). “La etiología fue un nemátodo vivíparo del género Proatractis
de la Familia Atractidae” (Rideout et al., 1987, p. 103).
11
Endoparásito
NEMÁTODOS
Familia Género Hospedador Técnica Distribución Referencia
Oxyurida Pharyngodonidae Tachygonetria Testudo graeca Flotación, Mcmaster
España Chavarri et al., 2012
Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca
Flotación, Baerman, Mcmaster
Italia Traversa et al. 2005
Chelonoidis sp. Ecuador-Galápagos
Sociedad helmintológica de Washington, 1942
Testudo graeca Necropsia España Roca, 1999
Mehdiella Testudo graeca Flotación, Mcmaster
España Chavarri et al., 2012
Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca
Flotación, Baerman, Mcmaster
Italia Traversa et al., 2005
Testudo graeca Necropsia España Roca, 1999
Alaeuris Testudo graeca Flotación, Mcmaster
España Chavarri et al., 2012
Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca
Flotación, Baerman, Mcmaster
Italia Traversa et al., 2005
Testudo graeca Necropsia España Roca, 1999
Thaparia Testudo graeca Flotación, Mcmaster
España Chavarri et al., 2012
Chelonoidis sp. Ecuador-Galápagos
Sociedad helmintológica de Washington, 1942
Testudo graeca Necropsia España Roca, 1999
Pseudoalaeuris Chelonoidis sp. Ecuador-Galápagos
Sociedad helmintológica de
Tabla No. 1. Reporte de parásitos gastrointestinales en tortugas terrestres.
12
Fuente: investigación directa Elaboración: La autora
Washington, 1942
Labiduris Chelonoidis sp. Ecuador-Galápagos
Sociedad helmintológica de Washington, 1942
Geochelone denticulata
Perú Salizar P & Sánchez L. 2007
Sauricola Geochelone denticulata
Perú Salizar P & Sánchez L. 2007
Theleriana
Geochelone denticulata
Perú Salizar P & Sánchez L. 2007
Ascaridida Angusticaecum Testudo graeca Flotación, Mcmaster
España Chavarri et al., 2012
Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca
Flotación, Baerman, Mcmaster
Italia Traversa et al., 2005
Geochelone denticulata
Perú Salizar P & Sánchez L. 2007
Ascaridida Atractidae Atractis Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Geochelone nigrita
Flotación, Baerman, Mcmaster
Italia
Traversa et al., 2005
Geochelone denticulata
Perú Salizar P & Sánchez L. 2007
Geochelone nigrita Necropsia Ecuador- Galápagos
Bursey y Flanagan, 1987
Testudo graeca Necropsia España Roca, 1999
Atractidae Proatractis Geochelone carbonaria G. pardalis
Necropsia National Zoological Park
Rideout et al., 1987
Tabla No. 1 (continuación).
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Fundamentación teórica
Chelonoidis sp.
Según Caccone et al., (1999, p. 13223):
Las Tortugas gigantes existieron en casi todos los continentes excepto en Australia y Antártida, antes y durante el Pleistoceno. Actualmente solo las podemos encontrar en islas oceánicas remotas: las tortugas de Seychelles que están representadas por una única población sobreviviente en el atolón de Aldabra en el océano Índico y las tortugas Galápagos, que han sobrevivido poblaciones distintas en múltiples localidades.
En investigaciones recientes (Caccone, 1999; Poulakakis, 2008; Poulakakis,
2011) se menciona que existieron 15 poblaciones de tortugas gigantes de
Galápagos, de las cuales solo 10 están vivas actualmente, las restantes
fueron llevadas a la extinción por balleneros y bucaneros durante los siglos
17 a 19, que las utilizaron como fuente de carne fresca por su capacidad de
sobrevivir 6 meses sin agua y alimento.
Actualmente, se adopta la clasificación taxonómica de Van Denburgh, que
trata a todos los taxones descritos de tortugas Galápagos como especies
separadas.
Según estudios genéticos (Caccone et al., 1999) el pariente más cercano
vivo de las tortugas gigantes de Galápagos es la tortuga Chaco (Geochelone
chilensis).
Distribución:
Existen 10 poblaciones o especies de tortugas viables actualmente en las
islas Galápagos distribuidas en diferentes islas: Española (Chelonoidis
hoodensis), San Cristóbal (Chelonoidis chathamensis), Santiago (Chelonoidis
darwini), Santa Cruz (Chelonoidis nigrita), Pinzón (Chelonoidis ephippium) e
Isabela (Chelonoidis becki, C. microphyes, C.vandenburghi, C. guntheri y C.
vicina) que alberga 5 poblaciones distintas en cada uno de sus 5 volcanes:
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Wolf, Darwin, Alcedo, Sierra Negra y Cerro Azul respectivamente. “Las 5
restantes son consideradas extintas, incluyendo la tortuga de la isla Pinta
conocida como Solitario George” (Valle, 2004; citado en Coloma et al., 2007).
En la Isla Santa Cruz existen dos áreas de mayor concentración de tortugas,
la más abundante ocupa el área suroeste de la isla que comprende los
cerros El Chato, Cazuela, el Descanso, Gallina y sus alrededores (Pritchard,
1996; Torres, 2002). La otra área corresponde a la que está ubicada en los
alrededores del cerro Fatal, en el área sureste de la isla, este “es un grupo
remanente de tortugas que ha sido aislado de la población de la Reserva por
la presencia de fincas en el centro de la isla” (Torres, 2002, p.9).
Gráfico No. 1 Distribución de las tortugas gigantes del archipiélago de Galápagos.
Las islas sombreadas y no sombreadas indican la presencia de poblaciones de
tortugas existentes y extintas, respectivamente. Los nombres en cursiva indican las
denominaciones taxonómicas actuales. Pinta está representada por un solo macho
mantenido en cautiverio. †: Especies extintas. : Volcanes de Isabela.
Fuente: Poulakakis et al., 2008
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Características morfológicas:
Las tortugas de la población ubicada en la zona suroeste de la isla Santa
Cruz son “extremadamente grandes, las tortugas adultas pueden llegar a
pesar 275 kg, y tienen el caparazón en forma de domo” (Torres, 2002, p. 9).
“Tienen dimorfismo sexual, aunque las diferencias pueden no ser evidentes
en animales inmaduros. Los machos tienen la cola más larga y un orificio
cloacal más distal que las hembras y el plastrón de estos cóncavo” (Meredith
y Redrove, 2007, p. 297).
Consideraciones anatómicas y fisiológicas:
“Las tortugas tienen un ineficiente sistema digestivo, el alimento tarda tres
semanas en pasar a través de este y aun así la mayoría de especies de
plantas ingeridas se pueden identificar fácilmente en las defecaciones”
(Jackson, 1997, p.105).
“Su habilidad para sobrevivir sin agua por largos periodos se debe en gran
parte a que pueden transformar por metabolismo la grasa almacenada de
sus tejidos y conducirla a la producción de agua” (De Vries, 1984 (citado por
Jackson, 1997, p.105)
Según Jackson (1997, p. 106-108):
Las tortugas gigantes al igual que otros miembros de su orden, se caracterizan por tener un caparazón óseo que forma parte integral del esqueleto. Las placas óseas de la concha se fusionan con las costillas y otros huesos, para formar una estructura protectora rígida. Para compensar esta rigidez, las tortugas tienen el cuello largo y flexible que pueden esconder junto con las patas hasta quedar casi ocultos por el carapacho. Las patas tienen escamas duras que se transforman en efectiva coraza al ocultarlas. Los escudos (o escamas) tienen un crecimiento anual de bandas, pero no sirven para determinar la edad, porque las capas exteriores se desgastan con el trajín diario.
Las tortugas no tienen músculos (diafragma) que controlen el volumen de sus pulmones. La respiración es controlada por el volumen de la
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cavidad del cuerpo (cavidad celómica), que puede ser alterado por el movimiento de las patas y la cabeza.
Las tortugas gigantes pueden regular su temperatura dentro de límites bastante reducidos, al calentar o enfriar el carapacho en sus movimientos al sol o a la sombra.
Se sabe que las tortugas gigantes maduran sexualmente entre los 20 y 25 años de edad, ya que los primeros animales reintroducidos en la isla Española ya han anidado y producido crías.
Alimentación:
La tortuga gigante es un herbívoro oportunista con predilección por hierbas,
frutas y cactus (Cayot, 1987).
Las tortugas de la reserva de Santa Cruz comían más de 50 especies
vegetales diferentes. Algunas plantas eran más preferidas que otras como el
manzanillo (Hippomane mancinella) que es altamente venenoso para los
humanos, el guayabillo endémico (Psidium galapageium), la hierba de agua
(Azola microphylla) y el huaycundo (Tillandsia insularis). En las áreas más
secas los cladiolos caídos del cacto Opuntia y sus frutos son un importante
elemento en la dieta de las tortugas (Cayot, 1987; citado por Jackson, 1997,
p.105).
Manejo de las tortugas gigantes en cautiverio
Debido a las amenazas a las que aún están expuestas las tortugas
Galápagos, ha sido necesario ejecutar un programa de conservación para
lograr que las poblaciones de tortugas de las diferentes islas vuelvan a
recuperarse.
Este programa de conservación empezó en 1965, cuando huevos de tortuga
de la isla Pinzón fueron llevados a la Estación Científica Charles Darwin
(ECCD) para su incubación (Márquez et al., 1987), ya que al parecer la rata
negra (Rattus rattus), introducida en la isla a fines del siglo XIX, había estado
depredando todas las tortugas recién eclosionadas (Márquez et al., 1999).
17
Desde la creación del Parque Nacional Galápagos (PNG) en 1968, el
programa ha sido un esfuerzo co-operativo entre la ECCD y PNG.
Actualmente existen tres centros de crianza de tortugas terrestres, el Centro
de crianza principal ubicado en la Isla Santa cruz, el centro de crianza en
Puerto Villamil, isla Isabela para las tortugas de Isabela sur y el centro de
crianza de la isla San Cristóbal para las tortugas de esta isla.
En el centro de crianza “Fausto Llerena”, de la isla Santa Cruz, se continua
llevando a cabo la incubación y crianza de tortugas juveniles de la isla Santa
Cruz, Santiago, Pinzón y Española.
Además se mantienen individuos adultos de la Isla Española, Pinzón y los
conocidos como híbridos, ya que se aparearon individuos de poblaciones
diferentes.
En el caso de las tortugas de la isla Española, los últimos 14 individuos que
quedaron en la isla fueron transportados al centro de crianza de la isla Santa
Cruz, ya que en estado natural no podían llevar a cabo su reproducción
(Márquez et al., 1999).
Actividades del centro de crianza de la Isla Santa Cruz
Según el manual operativo sobre la crianza de tortugas gigantes en
cautiverio (Márquez et al., 1999, p. 22) las actividades que se realizan en el
Centro de crianza son:
Actividades periódicas:
a) La hierba para la alimentación de las tortugas es trasladada desde la parte alta de la isla, tres veces a la semana, por la mañana.
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b) La limpieza de los corrales consiste en retirar los residuos de alimentos, el excremento y la basura que se encuentra en el recinto.
c) Se deber revisar los animales, juveniles y adultos en los días indicados para verificar su estado de salud; ver si comen normalmente o si han perdido las marcas de pintura. En caso de que un individuo este enfermo, se debe observar todos los días y tomar las acciones necesarias para curarlo.
d) Durante la época de calor hay que revisar (diciembre-abril), hay que revisar los juveniles de los corrales exteriores cada hora si es posible. Los animales en esta época están muy propensos a virarse cobre el carapacho y pueden morir más o menos a los 20 o 30 minutos de exposición solar directa.
e) En la época de apareamiento (noviembre a diciembre y enero a mayo) hay que revisar las tortugas de Española para verificar si todas las tortugas se están reproduciendo normalmente.
f) Se deben revisar diariamente las áreas de anidación durante toda la época de anidación (julio a noviembre) para encontrar el o los nidos e identificar las hembras que anidaron.
g) Dado que la vermicula se usa como sustrato para la incubación, es un material reutilizable, cada vez que se saque de las incubadoras se debe poner en el horno a secar por 24 horas a una temperatura de 200 °C, para volver a esterilizarla.
h) Hay que revisar los huevos de las incubadoras para detectar hongos.
Actividades estacionales
a) En junio se debe aumentar la tierra en los lugares de anidación, 15 a 20 días antes de que las hembras comiencen a anidar.
b) Revisar las áreas de anidación en el mes de junio para no tener nidos fuera de control.
c) Durante la temporada de eclosión (noviembre a marzo), se deben revisar diariamente los juveniles que están en proceso de eclosión en las incubadoras para ayudarlos en caso de dificultades.
d) Desde enero, hay que tener corrales disponibles para los juveniles que llegan del campo.
e) En la época de incubación, se debe controlar que la temperatura de las incubadoras sea siempre constante, ya que de esto depende el éxito de la eclosión.
f) Se debe cambiar la vermicula a los huevos después de cada mes de incubación, para mantener la humedad apropiada.
g) Se debe tomar las medidas y el peso de los animales juveniles para llevar un registro de su crecimiento en el centro de Crianza.
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h) Todos los años se debe hacer trampeo de ratas y poner cebo para las hormigas coloradas (Solenopsis geminata) en el jardín, con el fin de evitar que se introduzcan en los corrales y perjudiquen a los juveniles.
Requerimientos térmicos y de hábitats (Márquez et al., 1999, p.35-44):
Corrales para adultos
Los adultos viven en corrales de 20 x 54 m (7 a 15 animales por corral) con paredes de lava de aproximadamente 1,5 m de alto. Dentro de cada corral hay sustrato natural de lava y tierra, además de vegetación natural arbustiva que sirve a los animales como refugio y en ocasiones como alimento. También se han acondicionado áreas de anidación dentro de los corrales. Hay en cada corral una o dos piscinas para que las tortugas se refresquen; el agua debe ser renovada dos veces a la semana por que los animales la ensucian al permanecer por largos periodos dentro de la piscina y para evitar la presencia de infecciones a la piel que ya se han dado en algunos animales.
Corrales para recién nacidos
Actualmente todos los juveniles desde un mes de nacidos hasta los 1,5 a 2 años, crecen en corrales exteriores con sustrato de tierra y sol parcial para que se desarrollen bajo las mejores condiciones posibles. Los corrales tienen 3 x 2,5 m y una profundidad de 60 cm. La densidad óptima es de 15 a20 animales por corral. El piso contiene los siguientes materiales: en la base 15 cm de piedras; a continuación, 10 cm de granillo negro y por último, 15 cm de tierra proveniente de las zonas altas (parte alta) de la isla Santa Cruz. En la base del corral hay un tubo de drenaje para que en la temporada de lluvia no se inunde ni sea peligroso para los juveniles. Cada corral tiene una pequeña piscina de 23 x 25 cm para que los animales beban y entren a refrescarse; el agua debe ser renovada dos veces a la semana. Toda el área de los corrales tiene techo de tiras de madera espaciadas, para producir sombra parcial. Para que los juveniles se protejan del frio en las noches y del sol en el día, es necesario tener por lo menos tres refugios, que se forman de lava planchonada plana y bien puesta para evitar accidentes.
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Corrales de adaptación:
Después de 1,5 a 2 años de nacidos, los juveniles pasan a los corrales de adaptación, que son cerramientos más grandes (20 x 40 m) con vegetación natural y sustrato natural de lava, donde pueden moverse libremente, buscar refugio bajo los matorrales y alimentarse, no solo de la comida que se les da regularmente sino también de las plantas que existen dentro del corral. En estos corrales hay dos piscinas circulares, el agua de estas debe ser renovada tres veces por semana.
Reproducción
“El proceso de reproducción de las tortugas gigantes consta de: la época de
apareamiento (enero a mayo), la época de anidación (junio a noviembre) y el
periodo de incubación (junio hasta abril del año siguiente)” ( Marquez et al.,
1999, p. 57)
Incubación:
Actualmente se emplean incubadoras eléctricas de madera, que fueron
diseñadas en 1985 por Howard Snell (Márquez et al., 1999).
Es un armario grande de madera que contiene en el interior un segundo
armario, alrededor y dentro del cual el aire circula con un pequeño ventilador.
Un termostato controla el secador de pelo (Merlen, 1999).
“Se debe hacer un control estricto de la temperatura de las incubadoras
eléctricas por lo menos cuatro veces al día, para las temperaturas se
mantengan siempre constantes” (Márquez et al., 1999, p.71) ya que cambios
bruscos de temperatura pueden causar la muerte de los embriones. “El
tiempo de incubación varía de acuerdo a la temperatura. A temperatura de
26 y 27°C se demora la incubación hasta 175 días. En cambio en
temperaturas mayores de 29,5°C, el periodo de incubación es
aproximadamente de 110 hasta 125 días (Márquez et al., 1999, p.74).
21
Cuidado de los recién nacidos:
Según Márquez et al., (1999, p.83):
Al sacar las tortuguitas de las incubadoras se deben medir y marcar, de ahí en adelante pasan al sistema normal de medidas cada tres meses, para llevar el registro del crecimiento de los animales. Antes de la repatriación las tortugas se miden por última vez.
Los recién nacidos se colocan por 30 días en una caja oscura sin alimento
para que absorban y aprovechen la yema (Llerena com. pers., 2013).
Parásitos
“Los parásitos son animales que viven dentro o sobre otras especies de
animales (hospedador), obteniendo su alimento del hospedador, y usan el
hospedador como el ambiente en el que pasan parte o toda su vida” (Mader,
2006, p.343).
De acuerdo a Bowman (2011, p.1).
El costo del hospedador a la hora de mantener a sus parásitos puede ser trivial o, por el contrario, ser sustancial e incluso insostenible. Depende de la carga parasitaria, del tipo y el grado de agresión que ocasionen, y del estado inmunitario y nutricional del hospedador.
Helmintos
Los helmintos incluyen los Platelmintos (vermes planos, tremátodos y
céstodos), Nematelmintos o Nemátodos (vermes redondos), Acantocéfalos
(vermes de cabeza espinosa) y Anélidos (vermes segmentados) (Bowman,
2011; Cordero del Campillo et al., 1999).
Tremátodos
Se caracterizan por tener el cuerpo blando, aplanado dorsoventralmente, y
por ser hermafroditas (Bowman, 2011).
22
Según Bowman (2011, p.115):
La clase Trematoda contiene tres órdenes: Monogenea, Aspidogastrea y Digenea. Los Monogenea y la mayoría de los Aspidogastrea tienen un ciclo directo y son parásitos de animales acuáticos y anfibios; mientras que el orden Digenea se llama así porque sus miembros tienen un desarrollo indirecto.
Los últimos son comúnmente encontrados en todos los grupos de réptiles, y
algunos son extremadamente patógenos (Mader, 2006).
Según Mehlhorn et al. (1994) se han descrito numerosos trematodos
digenéticos, que se reconocen por sus huevos operculados, en diferentes
localizaciones en reptiles y anfibios, solo en raros casos parecen originar (en
caso de infestación extrema) síntomas clínicos peligrosos para la vida.
“Estos parásitos son generalmente considerados como no patógenos en
quelonios terrestres y de agua dulce” (Mitchell y Tully, 2009, p. 231).
Diagnóstico:
“Los huevos de tremátodos parásitos de los vertebrados suelen tener un
color entre dorado y marrón oscuro y un opérculo en un extremo. El tamaño
de los huevos puede variar de 20 a 200 um de longitud en su diámetro
mayor” (Bowman, 2011, p. 308). El diagnóstico microscópico se realiza
mediante técnicas de concentración por sedimentación, a través de la
identificación de los huevos en el sedimento fecal, que al ser densos no
flotan (Mehlhorn, et al., 1994).
De acuerdo a Bowman (2011, p. 308):
Los huevos de trematodos tienden a ser más densos y a no flotar en muchos medios de flotación más ligeros, y se rompen con frecuencia en la solución de sacarosa y aparecen como cubiertas vacías de color marrón que pueden estar colapsadas por un lado.
23
Céstodos
“Un céstodo adulto es esencialmente una cadena de segmentos (estróbilo)
independientes que maduran progresivamente, con un extremo capaz de
adherirse a la pared del intestino de hospedador mediante un órgano de
fijación o escólex” (Bowman, 2011, p. 131).
De los 14 órdenes, solo dos órdenes son de interés veterinario:
Pseudophyllidea y Cyclophyllidea (Bowman, 2011).
Todos los cestodos tienen ciclo de vida indirecto y los adultos residen en el
intestino delgado del hospedador definitivo. “Los réptiles pueden servir como
hospedador intermediario, encontrándose la fase larvaria en el tejido
subcutáneo. Los cestodos parasitan todos los grupos de reptiles, excepto los
cocodrilos” (Mader, 2006, p. 353).
“Las infecciones por céstodos parecen ser poco comunes en quelonios.
Ophiotaenia sp. se ha informado en quelonios de agua dulce, junto con
Glossocercus sp. y Bancroftiella sp. No hay efectos patógenos de cualquiera
de estas especies de cestodos que han sido reportados” (Mitchell y Tully,
2009, p. 231).
Sin embargo según Mehlhorn et al. (1994) sostiene que “la mayoría de las
veces se producen trastornos digestivos; una fuerte infestación puede
provocar un considerable adelgazamiento y, a consecuencia de ello, originar
una mayor propensión a infecciones por agentes de diferentes
procedencias”.
Diagnóstico:
Según Bowman (2011, p. 308).
24
Se pueden encontrar en las heces huevos o segmentos de cestodos. La larva que se desarrolla en el interior de estos huevos tiene 6 pequeños ganchos. Los huevos de algunos géneros pueden ser operculados y pueden confundirse inicialmente con los huevos de trematodos. Los huevos de cestodos son difíciles de evidenciar, la solución de sacarosa funciona bien con los huevos de tenias, pero no con muchos de los demás tipos de huevos que se pueden encontrar en las heces.
Nemátodos:
“Los nemátodos son gusanos tubulares que se conocen comúnmente como
gusanos redondos. Los nemátodos adultos residen en el tracto
gastrointestinal, pulmones, o la nasofaringe y existen libres en la cavidad
celómica de su huésped” (Mitchell y Tully, 2009, p. 232). “Pueden tener ciclo
de vida directo o indirecto, tienen sexos separados y sistemas digestivos
completos” (Mader, 2006, p. 354)
“Numerosos géneros de nemátodos parasitan como adultos, a veces con
gran número de individuos, en los tractos intestinales de reptiles y anfibios,
alcanzan longitudes de pocos milímetros hasta 30 cm” (Mehlhorn et al. 1994).
La mayoría de los nemátodos del tracto digestivo son ovíparos, otros
producen larvas L1 y otras producen embriones móviles (Mader, 2006;
Bowman, 2011). “En general, los huevos de nemátodos tienen un tamaño
que oscila entre los 30 y los 100 um de diámetro mayor” (Bowman, 2011, p.
303).
“Algunos son patogénicos, y algunos pueden ser beneficiosos. El efecto de la
mayoría de nemátodos es desconocido, y muchos podrían ser neutrales en
su influencia al hospedador. Los nemátodos son el grupo más diverso de
helmintos que infectan a los reptiles” (Mader, 2006, p. 354).
25
“En general, las especies carnívoras acuáticas son más comúnmente
parasitadas y tienen una variedad de tipos de parásitos metazoarios como
nemátodos, tremátodos, acantocephalos y sanguijuelas. Las tortugas
terrestres son típicamente afectadas solo por nematodos” (Mcarthur et al.,
2004, p. 169). “Las enormes cantidades de nemátodos encontradas en el
colón de las tortugas, parecen sugerir que los nemátodos han traspasado la
barrera del parasitismo para llegar a un comensalismo postparasítico” (Roca,
2011, p. 114).
“En las tortugas terrestres, principalmente del género Testudo, la fauna de
nemátodos puede alcanzar cifras enormes de hasta 300.000 especímenes”
(Forstner, 1960; Petter, 1966 citados por Roca, 1999). “El colon de las
tortugas terrestres ofrece a los nemátodos que allí habitan, un volumen
importante, con alimentación abundante (restos no digeridos de materia
vegetal) y desprovisto de depredadores” (Petter, 1966 citado por Roca,
1999).
Oxiuros
De acuerdo a Mitchell y Tully (2009, p.232):
Los oxiuros (orden Oxyurida) tienen un ciclo de vida directo. Estos nemátodos normalmente residen en el tracto gastrointestinal inferior, y los individuos afectados suelen ser asintomáticos.
Los organismos adultos son visibles a simple vista, y los huevos tienen una morfología variable. Los huevos son comúnmente asimétricos y no contienen una pared gruesa o superficie festoneada. El excesivo número de estos organismos en quelonios debilitados o en quelonios que residen en inadecuadas condiciones ambientales pueden requerir tratamiento médico.
La patogenicidad de los a veces numerosos vermes es escasa (Mehlhorn et
al. 1994).
26
Ascáridos:
De acuerdo a Mitchell y Tully (2009, p. 232):
Los géneros de parásitos gastrointestinales Sulcascaris spp. y Angusticaecum spp. se observan con frecuencia en las heces de quelonios. Los ascáridos pueden alcanzar 10 cm de longitud y normalmente habitan en el tracto gastrointestinal. Los huevos pueden ser visualizados a través del examen de lavados estomacales y flotación fecal. Los huevos son comúnmente de paredes gruesas y medida de 80 a 100 micras × 60 a 80 micras. Patología puede resultar de migración visceral de larvas o por medio de daño a la mucosa gastrointestinal por los adultos. Los signos clínicos pueden ser un resultado de la perforación intestinal o la migración visceral y difundida por infecciones bacterianas.
Espirúridos:
“Identificación de los mismos en las heces por sus huevos puestos casi
siempre embrionados, cuyas larvas eclosionan en un hospedador
intermediario (insectos, crustáceos). La patogenicidad es la mayoría de las
veces escasa” (Mehlhorn et al. 1994).
Estrongílidos:
“Identificación de los mismos en heces frescas por sus huevos de cascara
delgada, que contienen pocos blastómeros (4-16). La patogenicidad de estos
vermes largos, que succionan sangre en el tracto anterior del intestino
digestivo, puede ser muy alta en caso de infestación masiva” (Mehlhorn et al.
1994).
Rhabdítidos:
De acuerdo a Mehlhorn et al., (1994):
Identificación de las formas que viven en el intestino (género Strongiloides) en las heces por sus huevos de cascara delgada que
27
contienen una larva; otros géneros de este grupo viven en el pulmón o en la cavidad pleural o corporal. La patogenicidad puede llegar a ser extremadamente alta (con muerte) especialmente por acumulación durante la cría en terrarios
Trichúridos:
“Identificación de los vermes filiformes (género Capillaria) en las heces por
sus huevos que presentan típicos tapones polares. La patogenicidad es
relativamente escasa” (Mehlhorn et al. 1994).
Hipótesis
Primera hipótesis: Las tortugas gigantes del género Chelonoidis sp.
mantenidas en cautiverio, tienen una carga parasitaria mayor que los
individuos mantenidos en estado natural.
Ho se acepta
H1 no se acepta
Segunda hipótesis: Las tortugas gigantes del género Chelonoidis sp.
mantenidas en cautiverio, tienen diferente fauna helmíntica que los
individuos mantenidos en estado natural.
Ho se acepta
H1 no se acepta
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Caracterización de Variables
Variable Independiente: medio ambiente (cautiverio y estado natural).
Variable Dependiente: endoparásitos.
Definición de Términos Básicos
Cavidad celómica: Los quelonios poseen una sola cavidad conocida como
cavidad pleuroperitoneal o celómica. Esta está dividida por una membrana
horizontal pleuroperitoneal, el septum horizontal, el cual separa los pulmones
dorsalmente de las viceras ventralmente. No hay verdaderas cavidades
torácica o abdominal (Meredith y Redrobe, 2007).
Cloaca: Sección final del aparato digestivo de anfibios, reptiles, aves,
algunos peces y monotremas, en la cual, desembocan los conductos
genitales y urinarios y digestivos.
Digenéticos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma indirecta, es
decir, con 2 hospedadores intermediarios.
Endémico.- Son aquellas especies exclusivas de una determinada región,
siendo ausentes en el resto del mundo.
Escudos: La parte externa del caparazón está recubierta de escudos
córneos que se forman a partir de la epidermis y que equivalen a las
escamas de los demás reptiles. Aunque los escudos tengan un origen
epidérmico, están ricamente inervados y vascularizados, de forma que
sangran cuando se rompen (O’Malley, 2005).
29
Helmintos.- Nombre genérico dado a los gusanos parásitos del hombre y de
los animales que comprenden los platelmintos o gusanos planos y los
nematelmintos o gusanos redondos.
Heterógenos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma indirecta,
es decir, con más de 2 hospedadores intermediarios.
Hospedador definitivo.- Organismo en el cual el parásito realiza su fase
sexual de reproducción (Thrusfield, 1990).
Hospedador intermediario.- Organismo en el cual el parasito sufre algún
desarrollo, generalmente por reproducción asexual (Thrusfield, 1990).
Hospedador paraténico.- Aquel en que el agente es transferido
mecánicamente por ingestión del hospedador, sin sufrir un desarrollo
posterior (Thrusfield, 1990).
Monógenos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma directa. No
intervienen hospedadores intermediarios.
Nativo.- Son aquellas especies que habitan y se reproducen en
determinadas regiones, existiendo en otras partes del mundo.
Patógeno.- Cualquier microorganismo que produce enfermedad, como
bacterias, virus, hongos y parásitos.
Periodo de prepatencia: (Del latín prae, delante, y patere, ser evidente.)
Sinónimo: incubación parasitaria. Fase de una afección parasitaria que se
extiende desde la contaminación hasta la aparición de los parásitos en el
enfermo.
Plastrón: La parte superior del caparazón se denomina espaldar y la parte
inferior aplanada del caparazón de las tortugas recibe el nombre de peto o
plastrón (O’Malley, 2005).
30
Quelonios: El orden Chelonia (quelonios) engloba a los reptiles con
caparazón. El termino tortuga se emplea para designar especies terrestres,
marinas y acuáticas o semiacuáticas de agua dulce (O’Malley, 2005). Son los
reptiles más antiguos que se pueden ver actualmente, ya que aparecieron
hace más de 200 millones de años (Evans, 1986; citado por O’Malley, 2005).
Vermiculita: es un silicato inerte y estratificado que se expande
grandemente cuando se calienta, para llegar a formar una materia liviana y
celular que parece Styrofoam al tacto. Este material tiene varias ventajas, por
ejemplo, se puede limpiar y volver a usar; igualmente importante es el hecho
de que puede absorber agua y liberarla de manera predecible (Merlen,
1999).
Fundamentación Legal
Según el artículo 5 de la ley de biodiversidad (2011).- Le compete al
Ministerio del Ambiente en materia de investigación científica sobre vida
silvestre las siguientes funciones:
Proponer políticas y estrategias que fomenten la investigación de la vida
silvestre, definir prioridades nacionales de investigación de la vida silvestre,
sistematizar y difundir la información y el manejo de la base de datos sobre
proyectos de investigación de vida silvestre dentro del territorio nacional.
Organizar, normar y supervisar las investigaciones que sobre vida silvestre
se realicen dentro del territorio nacional. Promover la investigación sobre vida
silvestre en entidades públicas y privadas, especialmente en los Centros de
Educación Superior. Organizar y auspiciar cursos de capacitación a sus
funcionarios en el manejo de bases de datos sobre la vida silvestre con
entidades públicas y privadas, especialmente con Centros de Educación
Superior.
31
Art. 6.- Toda investigación científica relativa a la flora y fauna silvestre a
realizarse en el Patrimonio Nacional de Áreas Naturales por personas
naturales o jurídicas, nacionales o extranjeras, requiere de la autorización
emitida por el Distrito Regional correspondiente. Fuera del Patrimonio
Nacional de Áreas Naturales, no se requiere autorización de investigación,
salvo que el proyecto respectivo implique la recolección de especímenes o
muestras. (República del Ecuador, 2011)
Art. 7.- El Ministerio del Ambiente dará un tratamiento diferenciado,
facilitando o restringiendo las actividades planteadas en los proyectos de
investigación científica de flora o fauna silvestres, entre otros en relación con
los siguientes aspectos: el estado de conservación (estatus poblacional) de
la(s) especie(s) sujeto(s) de investigación. El nivel de manipulación
experimental o de otra índole sobre los individuos, las poblaciones o sus
hábitats o su potencial impacto directo e indirecto sobre ellos. La sensibilidad
ecológica y biológica de los organismos objeto de investigación y de los
hábitats naturales donde se llevará a cabo la investigación (República del
Ecuador, 2011).
Ley especial para la provincia de Galápagos
La Ley Especial para la Provincia de Galápagos de 1998, menciona que “el
Parque Nacional Galápagos fue declarado Patrimonio Natural de la
Humanidad e incluido en la lista de Reserva de Biósfera, por su singular valor
natural científico y educativo y que debe ser preservado a perpetuidad; por lo
tanto, el Estado Ecuatoriano, adquirió frente a las naciones del mundo el
compromiso ineludible e histórico de conservar el Archipiélago de Galápagos
para las presentes y futuras generaciones”. Además, “Que es política del
Estado ecuatoriano, proteger y conservar los ecosistemas terrestres y
marinos de la provincia de Galápagos, su excepcional diversidad biológica y
la integridad y funcionalidad de los particulares procesos ecológicos y
32
evolutivos para el beneficio de la humanidad, las poblaciones locales, la
ciencia y la educación”.
33
CAPITULO III
METODOLOGIA
Determinación de métodos a utilizar
Se utilizará el método analítico, puesto que se hace un análisis del tema y al
finalizar la investigación se obtendrá una conclusión específica que permitirá
obtener una visión global del trabajo. El método analítico es aquel que
descompone un todo en sus partes, el todo puede ser concreto o abstracto,
lo que permite descubrir las causas, la naturaleza y los efectos del objeto
efecto de nuestro estudio. (Andino, 1979).
Otro método que se utilizará dentro de la investigación es la observación,
esta consiste en observar atentamente un fenómeno, hecho o caso a
investigar, tomar información y registrarla para su posterior análisis. Permite
conocer la realidad mediante la sensopercepción directa de entes y
procesos.
En este estudio se emplea la observación directa del autor ya que se analiza
la presencia o ausencia de parásitos helmintos en las muestras obtenidas y
posteriormente se hará su identificación taxonómica.
Diseño de la Investigación
El trabajo de investigación es de tipo no experimental descriptivo porque a
pesar de influir sobre las variables, no tiene un control directo. Se encarga de
34
describir y consta de una sola observación. Según Sierra (1996), este diseño
no comprende ni diversidad de observaciones, ni de grupos, ni tampoco
variables experimentales. Quedan limitados a una sola observación de un
solo grupo en un solo momento del tiempo, sujetos en principio, a todas las
variables externas derivadas de la actuación del investigador, de su
presencia en el campo de la investigación, del escenario, de las vinculadas a
la memoria y de las parasitas, pero no a las ligadas al transcurso del tiempo.
Según Hernandez et al., 1998, el tipo de investigación no experimental es la
que se realiza sin manipular deliberadamente variables. Es decir, se trata de
investigación donde no hacemos variar intencionalmente las variables
independientes. Lo que hacemos en la investigación no experimental es
observar fenómenos tal y como se dan en su contexto natural, para después
analizarlos.
Además, utilizará la investigación documental, que según Sierra (1996) tiene
como objetivo central la búsqueda concreta, en las fuentes de
documentación y de las referencias bibliográficas correspondientes al tema
elegido.
Área de estudio
Archipiélago de Galápagos
Es un archipiélago de origen volcánico reciente localizado esencialmente en
la línea Ecuador de 600 a 700 millas (aproximadamente 1000 km).
Comprende trece islas grandes (de más de 10 kms2), seis islas pequeñas,
más de 40 islotes con nombres oficiales y otros pequeños roquerios e islotes
que no llevan nombre. El área terrestre total de las islas abarca
aproximadamente 8000 kms2 diseminados entre unos 45000 kms2 de mar
(Jackson, 1997).
35
Sitios de muestreo
La Investigación de campo se realizó en la Isla Santa Cruz, en las zonas de
mayor concentración de tortugas, esto es en la reserva natural el Chato
ubicado en la parroquia Santa Rosa, zona sureste de la isla.
Además se colectaron muestras de las tortugas de diferentes poblaciones
que se mantienen en el Centro de Crianza Fausto Llerena, ubicado en la isla
Santa Cruz también.
Por la dificultad para la obtención de las muestras de heces se trató de tomar
muestras de todas las tortugas que se presentaron y observando en los sitios
de mayor distribución.
36
Gráfico No. 2: Sitios de muestreo en El Chato, isla Santa Cruz, Galápagos Fuente: Investigación directa (Puntos GPS, programa Quantum.gis 1.8 Lisboa, 2014)
Elaboración: La autora
37
Población y muestra
En el presente trabajo, se empleó un estudio dirigido no probabilístico casual,
debido a que los elementos que conformaron la muestra fueron los más
accesibles debido a la dificultad de obtención de muestras en estos
individuos. Según Thrusfield (1990), este tipo de muestreo es aquel en que la
elección de la muestra queda en manos del investigador.
En la Isla Santa Cruz se colectaron 60 muestras en la Reserva Natural El
Chato, mientras que en el Centro de Crianza de la misma isla, se tomó
muestras de 50 individuos adultos de diferentes poblaciones.
38
Tabla N° 2: Operacionalización de Variables
Definición Categorización Indicadores Técnica
Variable dependiente: helmintos
Los Helmintos o gusanos forman un numeroso grupo de metazoarios parásitos y de vida libre. Para su estudio se dividen en Phylum Platyhelminthes o gusanos planos y Phylum Nemathelminthes o gusanos cilindroides (Quiroz, 2005).
Método Mcmaster
modificado
Huevos por
gramo de
heces
Ficha de
registro
Método de
concentración por
flotación
Estructuras
parasitarias
presentes
Ficha de
registro
Variable independiente: medio ambiente (cautiverio y estado
natural)
El cautiverio es un estado de privación de libertad de los animales
no domésticos. Estado natural es todo lo contrario, es cuando los
animales viven en su hábitat natural.
Cautiverio Privación de
libertad
Corrales
Estado natural Tortugas en
estado
silvestre
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
38
Técnicas e instrumentos de recolección de datos
Recolección de muestras fecales
La recolección de muestras fecales en la isla en estudio se recolectaron el
mes de enero y mediados de febrero del 2014.
Para la obtención de las muestras fecales fue necesario regirse al
comportamiento de las tortugas. El muestreo se realizó durante todo el día,
en la mañana de 8 am a 12 pm y en la tarde de 1pm a 4 pm, ya que por lo
general las tortugas empiezan a caminar en horas con poco sol y descansan
bajo sombra durante horas calurosas. Además, fue necesario tomar todas las
muestras frescas que se presentaron, debido a la dificultad en la obtención
de la misma.
La búsqueda de las tortugas se realizó con la ayuda de guarda parques del
Parque Nacional Galápagos. La identificación de las tortugas se llevó a cabo
mediante la lectura de su microchip incorporado en la extremidad posterior o
en su ausencia, se anotó la marca con herradura que presentan en la parte
posterior de su caparazón.
Se observó a las tortugas aproximadamente durante 10 minutos tratando en
lo posible que esta no note nuestra presencia, luego de este tiempo se buscó
la muestra fecal, que por lo general se encontró fresca junto al individuo.
Se tomó la muestra fecal con guantes de nitrilo, evitando tomar materiales
contaminantes como tierra o restos vegetales, para luego guardarla en el
mismo guante volteándolo sobre sí mismo y dentro de una funda Ziploc, para
evitar contaminación entre muestras.
Se anotó la ubicación (coordenadas) de las tortugas muestreadas empleando
un GPS marca Garmin, además de la edad, sexo e identificación de las de
las mismas.
39
Las muestras fecales se mantuvieron en un cooler hasta llegar al laboratorio,
donde se guardaron en refrigeración a 4 ° centigrados.
Para la recolección de muestras fecales en el Centro de Crianza Fausto
Llerena, se empleó la misma técnica, se observó a los individuos en sus
corrales esperando que estas defequen para colectar la muestra.
Cabe mencionar que se intentó la estimulación de la cloaca para la obtención
de la muestra, pero no fue posible obtener por esta vía la muestra requerida,
tanto en tortugas en cautiverio como en vida silvestre por falta de personal
indicado.
Técnica Cualitativa de flotación con Sulfato de Zinc
Las muestras fueron analizadas en el laboratorio de la Agencia de
Regulación y Control de la Bioseguridad y Cuarentena para Galápagos
(ABG).
Se hizo un examen macroscópico de las heces en busca de parásitos
adultos, después se pesó 2 gramos de la parte central de la muestra y se
colocó en un vaso plástico. A esto se le adiciona 10 ml de la solución de
flotación (331 gr. ZnSO4 más 1000 ml de agua) (Dryden et al., 2005) y se
mezcló hasta que los huevos se separen de los restos vegetales. Se pasó
esta mezcla atreves de un colador con agujeros de 1mm de tamaño a otro
vaso plástico, se pasó esta solución a un tubo de centrifuga ependorf de 15
ml y se centrifugó a 1500 rpm durante 5 minutos. Se retiró cuidadosamente
el tubo de la centrifuga y se colocó este en una gradilla, se llenó el tubo con
la misma solución de flotación hasta formar un menisco ligeramente positivo,
se colocó un cubreojetos de 22 x 22 mm y se dejó reposar durante 10
minutos. Después de transcurrido este tiempo se coloca cuidadosamente el
cubreobjetos en el portaobjetos y se observa este al microscopio con
aumento 10 X para localizar las formas parasitarias y 40 X para confirmar las
mismas.
40
Las formas parasitarias encontradas se fotografiaron y midieron
micrométricamente con la aplicación LAS EZ del microscopio Leica 7.0
utilizado para la investigación y se registraron en los formularios respectivos.
Finalmente, se identificaron las familias de los hallazgos, a partir de claves en
bibliografía como: Fournie, Mcarthur.
Técnica cuantitativa empleando la cámara Mcmaster
Se pesó 4,5 gramos de heces, esta cantidad se colocó en un vaso de
precipitación y se agregó 25 ml de solución saturada de sal (NaCl). Esto se
realizó con la finalidad de separar los huevos de la materia fecal.
Luego se pasó la mezcla atreves de un colador a otro vaso de precipitación y
se agregó 15.5 ml de la solución de flotación en el primer vaso de
precipitación para lavar las posibles formas parasitarias que quedaron y se
pasó atreves del colador al otro vaso de precipitación.
Con una pipeta plástica de Pasteur se mezcló delicadamente la suspensión
obtenida y se obtuvo una primera sub-muestra que se colocó
cuidadosamente en una de las celdas de la cámara Mcmaster.
Nuevamente se mezcló la solución y se obtuvo una segunda sub-muestra
que se puso en la segunda celda de la cámara Mcmaster. Se esperó 30
segundos y se observó al microscopio con objetivo 10 x.
Las formas parasitarias que se observó se registraron en la ficha elaborada
para el trabajo de laboratorio y finalmente se calculó el número de huevos
por gramo de heces multiplicando el número de huevos observados por 10
(Fournie, 2006).
Validez y confiabilidad de los instrumentos
La técnica de Mcmaster modificada empleada en esta investigación ya fue
utilizada en un estudio anterior. Esta técnica permite contar las formas
parasitarias existentes en un gramo de heces. Sabiendo que es una técnica
41
poco sensible, se complementa el estudio con la técnica de flotación con
centrifugación, para poder observar las formas parasitarias que se
presentaron con mayor aumento y poder identificar a que familia de parásitos
pertenece.
Los equipos necesarios para realizar el análisis coproparasitario fueron
equipos nuevos y en perfecto funcionamiento, de manera que se minimizan
factores externos a la investigación, que pudieron interferir con los
resultados.
Técnicas de procesamiento y análisis de datos
La información recolectada fue organizada y analizada empleando los
programas Microsoft Office Excel 2007.
Para el procesamiento y análisis de datos toda la información fue registrada
en una ficha, en la que se registraron los datos referentes a las diferentes
formas parasitarias que se presentaron. Esta ficha permitió recoger de forma
clara los datos de la investigación.
Dentro del procesamiento de datos se calcularon Medidas de Tendencia
Central, en las que se incluye, media ( ), mediana (md), moda (Md),
desviación estándar (S), error estándar (S ) y coeficiente de variación (CV).
Los datos se presentan en tablas y gráficos para lo cual se manejaron los
programas: Microsoft Office Excel 2007, Microsoft Office Word 2007.
42
CAPITULO IV
RESULTADOS
Tabla No.3 Resultados de muestras fecales colectadas.
Fecha Sitio Muestras fecales
06-ene-14 El Chato (descanso)
10
07-ene-14 Rancho Mariposa 21
15-ene-14 El Chato (Laguna) 17
21-ene-14 El chato (entrada) 12
29-ene-14 Centro de crianza 13
31-ene-14 Centro de crianza 8
04-feb-14 Centro de crianza 5
05-feb-14 Centro de crianza 8
Centro de crianza 15
Σ 110
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
Durante el periodo comprendido desde el mes de enero hasta mediados del
mes de febrero del año 2014, se recolectaron 110 muestras fecales en la Isla
Santa Cruz. De las cuales, 60 muestras se recolectaron en la zona conocida
como la Reserva Natural El Chato y fincas que limitan con esta área
protegida y otras 50 muestras se obtuvieron de individuos mantenidos en
cautiverio en el Centro de Crianza.
42
De las 110 muestras fecales analizadas mediante examen cualitativo
flotación y el examen cuantitativo de Mcmáster modificado, 107 (97.27 %)
resultaron positivas a la presencia de estructuras parasitarias, mientras que
las restantes 3 (2,72 %) resultaron negativas a estructuras parasitarias.
Tabla No.4 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) de Chelonoidis nigrita en cautiverio y estado natural en la
isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t combinadas. n: número de
individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-cuadrado y t student combinados.
Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz
Medio ambiente
Individuos parasitados
n positivos negativos % positivos % negativos x2 t
Silvestres 60 58 2 96,67 3,33 0,43
Cautiverio 50 49 1 98,00 2 (DNS)
Total 110 107 3 97,27 2,72
Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora
Gráfico No.3 Comparación de la prevalencia de parásitos entre individuos
en cautiverio y estado silvestre expresado en porcentaje
Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora
43
En las tortugas silvestres de la isla Santa Cruz, la prevalencia de parásitos
helmintos (endoparásitos gastrointestinales) fue de 96,77% (58/60) y en las
tortugas cautivas en el centro de crianza esta fue de 98% (49/50).
Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor calculado de ji-
cuadrado y “t” student combinados de 0,43 (p < 0,05). Este resultado refleja
que no existe diferencia significativa entre la presencia de parásitos en
tortugas en cautiverio y las que se encuentran en el medio natural, esto
indica que posiblemente el manejo o cuidado de las especies en cautiverio
no es el adecuado por cuanto la carga parasitaria debería ser menor.
Tabla No.5 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) según el sexo en Chelonoidis nigrita en estado silvestre
de la isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t student combinados.
n: número de individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-cuadrado y t student
combinados.
Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz
Individuos parasitados
n Positivos % positivos x2 t
Machos 36 35 97,22 0,311
Hembras 24 23 95,83 (DNS)
Total 60 58 96,66
Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora
44
Grafico No. 4 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en
estado silvestre.
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
Las hembras en estado silvestre presentaron una prevalencia de 95,83 %
(23/24), de manera similar los machos presentaron una prevalencia de
97,22% (35/36).
Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor de ji-cuadrado y “t”
student combinados de 0,311 (p<0,05), este resultado refleja que no existe
diferencia significativa entre machos y hembras en estado silvestre.
45
Tabla No.6 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) según el sexo en las tortugas Chelonoidis nigrita en
cautiverio de la isla Santa Cruz y prueba de ji cuadrado y t student
combinadas. n: número de individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-
cuadrado y t student combinados.
Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz
Individuos parasitados
n positivos % positivos x2 t
Machos 26 25 96,2 0,974 (DNS)
Hembras 24 24 100
Total 50 49 98 Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
Gráfico No.5 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en
cautiverio.
46
Las hembras en cautiverio presentaron una prevalencia de 100 % (24/24),
mientras que los machos presentaron una prevalencia de 96,2 % (25/26).
Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor de ji-cuadrado y “t”
student combinados de 0,974 (p<0,05), este resultado refleja que no existe
diferencia significativa entre machos y hembras en cautiverio.
Tabla No.7 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) según la ubicación en las tortugas Chelonoidis nigrita en
estado silvestre de la isla Santa Cruz y prueba de ji cuadrado y t student
combinadas. n: número de individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-
cuadrado y t student combinados.
Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz
Individuos parasitados
N % Positivos Negativos % positivos x2 t
El Chato 39 65 37 2 92,6 1,608 (DNS) Mariposa 21 35 21 0 100
Total 60 100 58 2 96,7
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
47
Gráfico No.6 Comparación de prevalencia entre individuos según la
ubicación.
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
La prevalencia de individuos parasitados en las zonas donde encontramos
tortugas en estado natural fue de100% (21/21) en el rancho Mariposa,
mientras que en la reserva El Chato fue de 92,59% (25/27).
Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor de ji-cuadrado y “t”
student combinados de 1,608 (p<0,05), este resultado refleja que no existe
diferencia significativa entre tortugas de la zona de El Chato y El rancho
Mariposa.
48
Carga parasitaria helmíntica del tracto gastrointestinal en tortugas en
estado silvestre y cautiverio
Tabla No.8 Resultados generales de medidas de tendencia central para
carga parasitaria en Santa Cruz, Galápagos 2014.
Cautiverio Silvestres
N de individuos 50 60
Huevos endoparásitos contados/total de muestras
327 290
Media 6,8 5,66
Mediana 5,5 3,24
Moda 1 0
Desviación estándar 6,16 6,34
Error estándar 0,87 0,81
Coeficiente de variación 97,20% 112%
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
La cantidad de huevos encontrados en las diferentes muestras indican que
no existe homogeneidad ya que esto depende exclusivamente de la carga
parasitaria de cada individuo, sin embargo cabe recalcar que esto no afecta a
la investigación ya que el estudio refiere a la presencia o no de parásitos.
49
Identificación de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales)
Tabla No.9 Diversidad de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) en tortugas en cautiverio y tortugas silvestres.
Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz
Silvestres Cautiverio
Familia n Positivas % n positivas %
Strongylidae 60 57 95 50 49 98
Oxyuridae 60 25 41,67 50 12 24
Ascaridae 60 3 5 50 0 0
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
Gráfico No.7 Prevalencia de familias de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) en tortugas cautivas de la isla Santa Cruz, Galápagos
2014.
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
50
Gráfico No.8 Prevalencia de parásitos helmintos (endoparásitos
gastrointestinales) en tortugas silvestres de la isla Santa Cruz, Galápagos
2014.
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
En el cuadro No. 8 y en las figuras No.7 y 8 se puede observar que tanto en
tortugas silvestres como en tortugas en cautiverio se encontrón solo
parásitos helmintos de la clase Nemátoda. En estado silvestre se observaron
estructuras parasitarias de tres familias de Nematodos y en cautiverio se
encontraron dos familias de nemátodos.
Tanto en cautiverio como en estado silvestre las estructuras parasitarias de
la familia Strongylidae fueron los más comúnmente observadas con una
prevalencia de 98% y 95% respectivamente, seguida por la familia Oxyuridae
con 41,67 % en estado silvestre y con 24% en cautiverio.
La Familia Ascaridae se observó en tortugas silvestres con una prevalencia
de 5%, mientras que en individuos en cautiverio no se evidenció esta familia
parasitaria.
Se encontraron huevos de la familia Strongylidae de dos tamaños diferentes,
un huevo más pequeño con una longitud de 39 a 40 µm y un ancho de 18 a
51
20 µm y un huevo de mayor tamaño, aproximadamente cuatro a cinco veces
más grande (Grafico No.10).
Gráfico No.9 Huevos de la Familia Strongylidae (huevo mas pequeño)
encontrados en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos,
2014 (40x).
Andrea Loyola Herrera (2014) Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014) Andrea Loyola Herrera (2014)
52
A B
Grafico No. 10 A. Huevo grande de la familia Strongylidae. B. Huevo grande
de la familia Strongylidae junto a un huevo más pequeño de la misma familia
encontrados en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos,
2014
Grafico No.11 Huevo de la Familia Oxyuridae (40 x) encontrado en las
heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014) Andrea Loyola Herrera (2014)
53
Gráfico No.12 Huevo de la familia Ascaridae, encontrado en las heces de
Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014.
Discusión de Resultados y Hallazgos de la Investigación
El presente estudio es uno de los pocos de su tipo que se ha realizado en las
tortugas gigantes de las islas Galápagos, por lo tanto es necesario realizar
comparaciones con trabajos sobre tortugas terrestres que se ha realizado en
otros países.
Las estructuras parasitarias que se pudieron observar por medio del examen
cualitativo de flotación y cuantitativo (técnica Mcmaster) permiten evidenciar
que las tortugas gigantes se encuentras infestadas. Sin embargo los
resultados obtenidos pueden no ser los correctos debido a que no existe una
técnica que permita observar todas los tipos de parásitos (Bowman, 2011),
además estas técnicas pueden presentar ciertos factores limitantes como lo
mencionan Greiner y Broussard (citados por Carrera, 2012) “La efectividad
del método depende de varias causas como: la intermitente eliminación de
Andrea Loyola Herrera (2014)
54
los huevos, periodo de prepatencia del ciclo de vida, presencia de parásitos
que producen baja cantidad de huevos, densidad de las formas parasitarias o
del medio utilizado, muestra fecal pequeña o descompuesta y tiempo del
procedimiento”. Por su parte Mitchell y Tully Jr. (2009) señalan que “los
parásitos se pueden eliminar de forma transitoria, muestras seriadas se
pueden requerir para determinar el estado verdadero de los quelonios”. En
este estudio debido a la dificultad de obtención de las muestras fecales solo
fue posible tomar una muestra por individuo. Tomando en cuenta los factores
limitantes de este estudio, los datos obtenidos de Chelonoidis nigrita
muestran un 97,27% de individuos infestados por nematodos, resultados que
se aproximan a los de Chavarri et al. (2012) que muestran un 94% de
individuos de Testudo Graeca infestados por nematodos.
De igual manera en estado natural se observó mayor diversidad de parásitos,
siendo más comúnmente observada la familia Strongylidae con un 95% en
estado silvestre y 98 % en cautiverio. Esto coincide con los resultados de
Fournie (2006) en los que la familia Strongylidae se encontró siempre en más
del 90 %. Sin embargo los resultados difieren con los de Traversa et al.,
(2005) y Chavarri et al., (2012), en los que la familia más frecuentemente
observada con un 94% fue la familia de Oxyuridos Pharingodoniade.
Mientras que la Familia Oxyuridae se encontró en un 41,17% en tortugas
gigantes (Chelonoidis nigrita) en estado silvestre y 24 % en cautiverio.
Individuos positivos a la familia Ascaridae solo se presentaron en un 5% en
estado silvestre, lo que se aproxima a los resultados de Fournie(2006) con
menos del 10% y Chavarri (2012) con 6% de animales positivos a la familia
Ascaridae.
Observando los resultados que las pruebas estadísticas han arrojado, se
evidencia que no existe diferencia entre individuos en cautiverio y estado
silvestre en los diferentes tratamientos. Al realizar el análisis “t” student Ji
cuadrado combinados, la prevalecía de estructuras parasitarias de tortugas
55
en cautiverio y en estado silvestre resultaron no presentar diferencia
estadística. Esto difiere con los resultados de Fournie (2006) que señala que
los huevos de nematodos fueron más abundantes en poblaciones silvestres
(n=343). Cabe mencionar que el presente estudio no abarca los centros de
Crianza de la isla Isabela y San Cristóbal, en los que no se encontró ninguna
estructura parasitaria en los estudios realizados por Fournie. En cautiverio
las tortugas no reciben ningún tratamiento antiparasitario ya que según
Márquez et al. (1999), lo que se intenta es mantener a las tortugas gigantes
en condiciones lo más parecidas a su hábitat natural.
Tampoco se observó diferencia significativa en la prevalencia de parásitos
entre hembras y machos tanto de cautiverio como en estado natural.
Thrusfield y Poulin (citados por Carrara, 2012) mencionan que “las
diferencias en la abundancia y riqueza de los parásitos y el sexo del
hospedador podrían deberse a factores morfológicos (tamaño relativo),
fisiológicos (diferencias en los niveles hormonales por stress,
inmunosupresión, condiciones reproductivas), factores etológicos
(comportamiento, interacciones sociales y alimentación) o determinantes
ocupacionales”.
De igual manera la prevalecía de parásitos no presentó diferencia
significativa entre individuos de diferentes zonas en estado natural, esto
puede deberse a la especificidad de huésped de los parásitos y a que las
tortugas gigantes son una especie fuertemente migratoria.
La carga parasitaria de las tortugas en estado silvestre fue ligeramente
mayor a la de las tortugas en cautiverio, esto se debe probablemente a que
en el hábitat natural de las tortugas presenta condiciones mucho más
favorables para los parásitos. Por medio del análisis cuantitativo se contaron
327 huevos de nematodos en cautiverio y 290 en estado natural, con una
media de 60,8 huevos por gramo en cautiverio y 50,6 en estado natural.
56
Dubina (citado por Chavarri, 2012) estimó hasta en 335000 el número de
nematodos en T. graeca saludable. Lo que sugiere que estos parásitos son
bien tolerados y tienen baja patogenicidad. Incluso según algunos autores
podrían ser beneficiosos para las tortugas ayudando a romper masas fecales
y prevenir el estreñimiento (Telford, 1971; citado en Chavarri, 2011),
regulación de la flora bacteriana en el ciego (Iverson, 1982; citado en
Chavarri, 2011) y haciendo aminoácidos libres disponibles para el
hospedador (Roca, 1999).
56
CAPITULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
Conclusiones
1. Chelonoidis nigrita en cautiverio y en estado silvestre presentaron
algún tipo de estructuras parasitarias, por lo que fueron positivos a
parásitos helmintos (endoparasitosis gastrointestinales). Tanto en
cautiverio como en estado natural los porcentajes de presencia de
parásitos fueron muy similares, lo que indica que las tortugas en
cautiverio no reciben un tratamiento adecuado para el control
parasitario, al igual que las tortugas que se encuentran en estado
natural. Se sugiere modificar esto, ya que la presencia cada vez mayor
de especies introducidas en el archipiélago de Galápagos, en algún
momento puede producir serias enfermedades parasitarias que
afecten a las tortugas gigantes que se encuentran en peligro de
extinción.
2. Se identificaron 3 familias de Nemátodos gastrointestinales tanto en
tortugas silvestres como en cautiverio: Strongylidae, Oxyuridae y
Ascaridae.
57
3. De las 3 familias de Nemátodos halladas en las tortugas en cautiverio
y estado silvestres, la familia Strongylidae fue la más frecuentemente
observada.
4. El sexo no tiene nada que ver con la incidencia de parásitos y su
carga en las tortugas, el factor preponderante es el medio ambiente y
la forma de alimentarse de las tortugas.
58
Recomendaciones
1. Es necesario mejorar la sensibilidad de la técnica diagnóstica para
los parásitos presentes en las tortugas Chelonoidis sp. Se
recomienda tomar muestras periódicas y preservarlas en medios
adecuados según su análisis: formol aldehído (estudios
cuantitativos) y alcohol (filogenéticos).
2. Es necesario se efectúen otros estudios para determinar a qué
género y especie pertenecen las estructuras parasitarias
observadas.
3. Se recomienda evaluar la presencia y cantidad de endoparásitos
gastrointestinales, realizando análisis coproparasitarios por lo
menos dos veces al año en tortugas en cautiverio y estado natural,
ya que la fauna endémica de Galápagos cada vez se halla más
expuesta a nuevos patógenos por la introducción de especies
exóticas y a las actividades humanas no controladas.
59
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65
Walton, A. (1942). Some Oxyurids of Galápagos tortoise. The
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66
ANEXO A.
Matriz de registro de toma de muestras
FICHA DE REGISTRO PARA LA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS FECALES DE TORTUGAS GIGANTES EN LA ISLA ESPAÑOLA
Fecha Ubicación Coordenadas Edad Sexo Identificación (pitt)
Identificación (hierro)
Observaciones
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
67
ANEXO B.
Matriz para registro de laboratorio
REGISTRO DE LABORATORIO PARA EL CONTEO DE FORMAS PARASITARIAS
PRESENTES EN TORTUGAS GIGANTES DE GALÁPAGOS
Fecha: Especie:
Responsable: Población:
Código de muestra:
Tipo de parásitos Hemicamara 1 Hemicamara 2 Observaciones Total h.p.g
Strongylidae
grande
Strongylidae
pequeño
Ascaridae
Trichuridae
Oxyuridae
Otros
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
68
ANEXO C.
Registro de toma de muestras colectadas en la Reserva natural El Chato, isla
Santa Cruz, Galápagos, 2014.
REGISTRO DE TOMA DE MUESTRAS DE TORTUGAS SILVESTRES
No. Fecha Ubicación Código
laboratorio marca Edad Sexo LC AC Observaciones
1 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 01 - A M 102,5 112 saludable
2 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 03 599 A M 151,3 155,4 saludable
3 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 04 - A H 97,5 111 hongos en caparazón
4 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 05 512 A M 156,3 171,5 hongos en caparazón
5 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 06 2343 SA H 61,6 66,5 hongos en caparazón
6 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 07 - A M 151,1 158,3 hongos en caparazón
7 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 08 - A M 140,5 159,5 saludable
8 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 09 - A M 133,8 153 hongos en caparazón
9 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 10 P110 A M 148 163,3 hongos en caparazón
10 06-ene-14 El Chato (descanso) SC 11 - A M 136,3 152,4 hongos en caparazón
11 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 12 - A M 144,8 161 hongos en caparazón
12 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 13 - A M 128,2 150,6 hongos en caparazón
13 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 14 - A M 148,5 167,5 hongos en caparazón
14 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 15 - A M 127,4 150,6 hongos en caparazón
15 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 16 - A M 146,6 163,4 hongos en caparazón
16 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 17 - A M 118 138,3 hongos en caparazón
17 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 18 - A M 138,6 151,4 hongos en caparazón
18 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 19 - A M 146,4 170 hongos en caparazón
19 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 20 976 A M 151,2 156,2 hongos en caparazón
20 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 21 360 A M 153,8 173,6 hongos en caparazón
21 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 22 - A M 118,5 134,3 hongos en caparazón
22 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 23 - A M 148,3 159,2 hongos en caparazón
23 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 24 - A M 151,2 164,6 hongos en caparazón
24 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 25 - A H 87,3 91,2 hongos en caparazón
25 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 26 - A M 136,6 153,4 hongos en caparazón
26 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 27 - A M 143,9 159,7 hongos en caparazón
27 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 28 1026 A H 104,8 118.7 saludable
28 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 29 - A M 117,6 124,3 hongos en caparazón
29 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 30 - A H 87,2 87,7 hongos en caparazón
30 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 32 2248 A H 83,3 91 hongos en caparazón
31 07-ene-14 Rancho Mariposa SC 33 - A H 93,3 97,1 hongos en caparazón
69
Cuadro No. (Continuación)
32 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 34 - A H 95,6 106,4 hongos en caparazón
33 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 35 - A H 78 87,2 hongos en caparazón
34 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 36 522 A H 102,8 115,4 saludable
35 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 37 2231 A H 98,6 111,2 hongos en caparazón
36 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 38 - A H 93 103,2 hongos en caparazón
37 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 40 - A M 125,7 133,7 hongos en caparazón
38 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 41 - A H 90 97,3 saludable
39 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 42 - A M 117,3 123 hongos en caparazón
40 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 43 2060 A H 87,4 94,4 hongos en caparazón
41 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 44 - A M 142,5 147 hongos en caparazón
42 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 45 - A H 96,6 111.9 saludable
43 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 46 - A H 87,4 94,7 hongos en caparazón
44 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 47 - SA H 68,5 74 saludable
45 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 48 - A M 122,3 137 hongos en caparazón
46 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 49 - A M 139 150 hongos en caparazón
47 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 50 2060 A M 141,3 157 hongos en caparazón
48 15-ene-14 El Chato (laguna) SC 51 - A M 156,4 170,5 hongos en caparazón
49 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 52 - A H 55,5 59,6 hongos en caparazón
50 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 53 - A H 55 59 hongos en caparazón
51 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 54 2230 A M 137,3 153,6 hongos en caparazón
52 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 55 - A H 91,6 100 hongos en caparazón
53 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 56 - A M 122,3 132,5 hongos en caparazón
54 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 57 - A M 133,3 149,2 hongos en caparazón
55 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 58 - A M 155,5 164,4 hongos en caparazón
56 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 59 - A H 72,8 75,3 hongos en caparazón
57 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 60 - A M 149 164,2 hongos en caparazón
58 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 61 - A H 91 103 hongos en caparazón
59 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 62 - A H 103,5 125,2 saludable
60 21-ene-14 El Chato (primicias) SC 63 - A H 58,9 66,6 saludable
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
70
ANEXO D.
Registro de muestras recolectadas en el Centro de Crianza “Fausto Llerena”,
Isla Santa Cruz, Galápagos, 2014.
REGISTRO DE TOMA DE MUESTRAS DE TORTUGAS EN CAUTIVERIO
No. Fecha Ubicación Código
laboratorio marca Edad Sexo
1 29-ene-14 Corral nuevo CC 01 9 A M
2 06-ene-14 Corral nuevo CC 02 - A M
3 06-ene-14 Corral nuevo CC 03 16 A M
4 06-ene-14 Corral cerro montura CC 04 - A H
5 06-ene-14 Corral Pinzón CC 05 2 A H
6 06-ene-14 Corral Pinzón CC 06 - A M
7 06-ene-14 Corral Pinzón CC 07 - A H
8 06-ene-14 Corral Pinzón CC 08 - A M
9 06-ene-14 Corral Pinzón CC 09 - A M
10 06-ene-14 Corral Pinzón CC 10 - A M
11 07-ene-14 Corral Pinzón CC 11 - A H
12 07-ene-14 Corral Pinzón CC 12 - A H
13 07-ene-14 Corral Pinzón CC 13 - A H
14 07-ene-14 Corral Floreana CC 14 47 A M
15 07-ene-14 Corral Floreana CC 15 42 A H
16 07-ene-14 Corral Floreana CC 16 43 A H
17 07-ene-14 - CC 17 - A H
18 07-ene-14 Corral Floreana CC 18 7 A H
19 07-ene-14 Corral Floreana CC 19 - A H
20 07-ene-14 Corral Híbridos CC 20 29 A M
21 07-ene-14 Corral Híbridos CC 21 19 A M
22 07-ene-14 Corral Híbridos CC 22 - A M
23 07-ene-14 Corral Híbridos CC 23 23 A M
24 07-ene-14 Corral Híbridos CC 24 29 A M
25 07-ene-14 Corral Híbridos CC 25 56 A M
26 07-ene-14 Corral Híbridos CC 26 - A M
27 07-ene-14 Corral Híbridos CC 27 - A M
28 07-ene-14 Corral Híbridos CC 28 - A M
29 07-ene-14 Corral Híbridos CC 29 63 A M
30 07-ene-14 Corral Híbridos CC 30 - A M
31 07-ene-14 Corral Híbridos CC 31 - A M
71
Cuadro No. (Continuación)
32 15-ene-14 Corral Híbridos CC 32 - A M
33 15-ene-14 Corral Híbridos CC 33 - A M
34 15-ene-14 Corral Híbridos CC 34 - A H
35 15-ene-14 Corral Híbridos CC 35 - A M
36 15-ene-14 Corral Española CC 36 - A M
37 15-ene-14 Corral Española CC 37 - A H
38 15-ene-14 Corral Española CC 38 - A H
39 15-ene-14 Corral Española CC 39 - A H
40 15-ene-14 Corral Española CC 40 - A H
41 15-ene-14 Corral Española CC 41 - A H
42 15-ene-14 Corral Española CC 42 - A M
43 15-ene-14 Corral Española CC 43 - A M
44 15-ene-14 Corral Española CC 44 - A H
45 15-ene-14 Corral Española CC 45 - A H
46 15-ene-14 Corral Española CC 46 - A H
47 15-ene-14 Corral Española CC 47 - A H
48 15-ene-14 Corral Española CC 48 - A H
49 21-ene-14 Corral Española CC 49 - A H
50 21-ene-14 Corral Española CC 50 - A H
Fuente: Investigación directa
Elaboración: La autora
72
ANEXO E.
Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de
tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas
terrestres de la Isla Santa Cruz.
i Xi fi fa Xi.fi di di 2 fi.di2 Fi.di
1 0 - 4 2 37 37 74 0 0 0 0
2 4 - 8 6 9 46 54 1 1 9 9
3 8 - 12 10 6 52 60 2 4 24 12
4 12 - 16 14 4 56 56 3 9 36 12
5 16 - 20 18 2 58 36 4 16 32 8
6 20 - 24 22 0 58 0 5 25 0 0
7 24 - 28 26 1 59 26 6 36 36 6
8 28 - 32 30 0 59 0 7 49 0 0
9 32 - 36 34 1 60 34 8 64 64 8
Σ 60 Σ 340 Σ 201 Σ 55
Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora
73
ANEXO F.
Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de
tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas
terrestres de la Isla Santa Cruz.
i Xi fi fa Xi. fi di di 2 fi .di2 fi.di
1 0 - 4 2 22 22 44 -1 1 22 -22
2 4 - 8 6 8 30 48 0 0 0 0
3 8 - 12 10 10 40 100 1 1 10 10
4 12 - 16 14 4 44 28 2 4 16 8
5 16 - 20 18 4 48 72 3 9 36 12
6 20 - 24 22 1 49 22 4 16 16 4
7 24 - 28 26 1 50 26 5 25 25 5
Σ50 Σ340 Σ125 Σ17
Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora
74
ANEXO G
Toma de muestras fecales en Chelonoidis nigrita
G-1Estimulación digital de la cloaca. G-2 Evacuación espontanea después
de estimulación digital. G-3 Muestra fresca en el suelo. G-4 Toma de muestra
en el mismo guante utilizado para estimulación de cloaca. G-6 Toma de la
ubicación de la tortuga con GPS.
G-1
G-2
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014)
75
G-3
G-4
G-5
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014)
(2014 ((20
Andrea Loyola Herrera (2014)
76
ANEXO H.
Técnica de Flotación con centrifugación
H-1 Muestra de heces. H-2 Peso de parte de la muestra que se va a utilizar.
H-3 Mezcla de heces con la solución de flotación. H-4 Reposo de la muestra
después de centrifugación. H-5 Observación al microscopio.
H-1
H-2
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014)
77
H-3 H-4
H-5
Andrea Loyola Herrera (2014)
Andrea Loyola Herrera (2014) Andrea Loyola Herrera (2014)
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ANEXO I
Técnica Mcmaster
I-1 Mezcla de heces con solución salina saturada. I-2 Paso de la solución
atreves de colador. I-3 Llenado de la cámara Mcmaster con pipeta de
Pasteur desechable. I-4 Cámara Mcmaster lista para observar al
microscopio.
I-1 I-2
I-3 I-4
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79
ANEXO J.
Forma juvenil de ácaro encontrado en heces fecales de Chelonoidis nigrita
Santa Cruz, Galápagos, 2014.
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