untersuchungen zum anaeroben abbauprozess ausgewählter … · 2015. 3. 31. ·...

Wissenschaftszentrum Weihenstephan für Ernährung, Landnutzung und Umwelt

Untersuchungen zum anaeroben Abbauprozess ausgewählter Abfallsubstrate mit Hilfe spezieller

Mikroorganismen und Enzyme

Nelson Caballero-Arzápalo

Vollständiger Abdruck der von der Fakultät Wissenschaftszentrum Weihenstephan

für Ernährung, Landnutzung und Umwelt der Technischen Universität München zur

Erlangung des akademischen Grades eines

Doktor-Ingenieurs

genehmigten Dissertation.

Vorsitzender: Univ.-Prof. Dr. H. Briesen

Prüfer der Dissertation: 1. Univ.-Prof. Dr. R. Meyer-Pittroff (i. R.)

2. Univ.-Prof. Dr. M. Faulstich(Technische Hochschule Clausthal)

Die Dissertation wurde am 10.09.2014 bei der Technischen Universität München

eingereicht und durch die Fakultät Wissenschaftszentrum Weihenstephan für

Ernährung, Landnutzung und Umwelt am 04.02.2015 angenommen.

Dem Herrn Jesus und meinen Eltern Alejandro Caballero González und

Nelly Arzápalo Coronado gewidmet

Inhaltsverzeichnis

1 Einführung und Problemstellung .......................................8

2 Stand von Wissenschaft und Technik .............................11

2.1 Grundlagen des anaeroben Abbauprozesses .............................................. 11

2.1.1 Einfluss von Prozessparametern ................................................................. 16

2.1.1.1 Einfluss der Temperatur ............................................................................... 17

2.1.1.2 Einfluss der Substratzusammensetzung ...................................................... 21

2.1.1.3 Einfluss der Verweilzeit und der Raumbelastung ......................................... 26

2.1.1.4 Einfluss des pH-Werts ................................................................................. 28

2.1.1.5 Einfluss der Durchmischung ........................................................................ 29

2.1.1.6 Einfluss hemmender und toxischer Substanzen .......................................... 30

2.1.2 Beteiligte obligat und fakultativ anaerobe Mikroorganismen ........................ 45

2.2 Anaerob-biologische Abbaubarkeit der organischen Substanz zur

Bestimmung des Biogaspotentials ............................................................... 47

2.3 Einfluss von Enzymen .................................................................................. 48

2.3.1 Grundlagen von enzymatischen Reaktionen ............................................... 48

2.3.2 Einfluss auf Kohlenhydrate .......................................................................... 58

2.3.3 Einfluss auf Proteine .................................................................................... 61

2.3.4 Einfluss auf Fette ......................................................................................... 62

2.3.5 Die Protease Papain .................................................................................... 65

2.3.6 Inhibitoren für Enzyme ................................................................................. 69

2.4 Bacillus Spezies ........................................................................................... 71

2.5 Mikroorganismen im Pansensaft .................................................................. 75

2.6 Ballaststoffgehalte in Fruchten ..................................................................... 79

2.7 Stand der Forschung im Bereich der Fermentation der verwendeten

Substrate ..................................................................................................... 83

3 Anlass der Forschung .......................................................90

4 Aufgabenstellung und Zielsetzung ..................................95

4.1 Allgemeine Zielsetzung ................................................................................ 95

4.2 Spezifische Zielsetzung ............................................................................... 95

5 Hypothesen ........................................................................96

5.1 Reaktoren im Kleinmaßstab ......................................................................... 96

5.2 Reaktoren im Großmaßstab ........................................................................ 97

6 Anwendungsbereich der Ergebnisse ..............................98

7 Verwendete Materialien und Methoden ...........................99

7.1 Allgemeines ................................................................................................. 99

7.2 Verwendete Materialien ............................................................................. 101

7.2.1 Eingesetzte Substrate ................................................................................ 101

7.2.2 Charakterisierung und Nährstoffzusammensetzung der Substrate ............ 103

7.2.3 Verwendete Bioadditive ............................................................................. 107

7.2.4 Verwendete Reaktoren .............................................................................. 110

7.2.4.1 Reaktoren im Kleinmaßstab (Durchstechflaschen) .................................... 110

7.2.4.2 Reaktoren im Großmaßstab ...................................................................... 110

7.3 Verwendete Methoden ............................................................................... 113

7.3.1 Verwendete Methoden bei den Reaktoren im Kleinmaßstab ..................... 113

7.3.1.1 Versuchsanordnung ................................................................................... 113

7.3.1.2 Erstellung der Mischproben in den Durchstechflaschen ............................ 114

7.3.2 Verwendete Methoden bei den Reaktoren im Großmaßstab ..................... 116

7.3.2.1 Versuchsanordnung ................................................................................... 116

7.3.2.2 Beschickungsweise und -grade ................................................................. 117

7.3.2.3 Probenahme .............................................................................................. 117

7.3.2.4 Feldparameter............................................................................................ 118

7.3.3 Verwendete analytische Methoden ............................................................ 118

7.3.4 Verwendete statistische Methoden ............................................................ 120

7.3.4.1 Parametrische Methoden ........................................................................... 121

7.3.4.2 Nichtparametrische Methoden ................................................................... 124

7.3.4.3 Allgemeines zu den Versuchen im Kleinmaßstab ...................................... 126

7.3.4.4 Allgemeines zu den Versuchen im Großmaßstab ...................................... 127

8 Ergebnisse und Diskussion ...........................................129

8.1 Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab ............................................... 129

8.1.1 Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat ....................... 129

8.1.1.1 Anorganische und organische Prozess- und Bewertungsparameter ......... 129

8.1.1.2 Abbauraten der oTS sowie Biogasmengen und -ausbeuten ...................... 133

8.1.1.3 Ergebnisse der statistischen Analysen der Biogasproduktion der

Vergärungsversuche von Papayaabfällen ohne und mit

Bioadditiveinfluss ....................................................................................... 144

8.1.1.4 Ergebnisse der mikrobiologischen Analysen ............................................. 148

8.1.2 Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat ..................... 151


8.1.2.2 Abbauraten der oTS sowie Biogasmengen und -ausbeuten ...................... 154


Vergärungsversuche von Bananenabfällen ohne und mit

Bioadditiveinfluss ....................................................................................... 163

8.1.2.4 Ergebnisse der mikrobiologischen Analysen ............................................. 168

8.2 Ergebnisse der Versuche im Großmaßstab ............................................... 170

8.2.1 Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat ....................... 171


8.2.1.2 Biogasmengen und –ausbeuten ................................................................ 177


Vergärungsversuche von Papayaabfällen mit Rumensaft ......................... 180

8.2.2 Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat ..................... 182


8.2.2.2 Biogasmengen und –ausbeuten ................................................................ 187


Vergärungsversuche von Bananenabfällen mit Rumensaft ....................... 190

9 Schlussfolgerungen und Empfehlungen ......................192

9.1 Schlussfolgerungen und Empfehlungen in Bezug auf die Prozess-,

Bewertungs- und Hygieneparameter ......................................................... 192

9.1.1 Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Versuchen im

Kleinmaßstab ............................................................................................. 192

9.1.1.1 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die

Prozess- und Bewertungsparameter .......................................................... 192


Hygieneparameter ..................................................................................... 193


Hypothesen ................................................................................................ 193

9.1.1.4 Spezifische Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den

Gärungsversuchen mit Papayaabfällen ..................................................... 193


Gärungsversuchen mit Bananenabfällen ................................................... 194

9.1.2 Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Versuchen im

Großmaßstab ............................................................................................. 195


Prozess- und Bewertungsparameter .......................................................... 195


statistischen Hypothesen ........................................................................... 196


Gärungsversuchen mit Papayaabfällen und Rumensaft ............................ 196


Gärungsversuchen mit Bananenabfällen und Rumensaft .......................... 197

9.2 Wirtschaftliche Aspekte in Bezug auf eine großtechnische Umsetzung

der Ergebnisse ........................................................................................... 198

10 Zusammenfassung ..........................................................200

11 Summary ..........................................................................205

12 Anhänge ...........................................................................209

12.1 Anhang A: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und

Papaya in Mexiko ....................................................................................... 209

12.2 Anhang B: Ergebnisse der Versuche im Mittelmaßstab ............................. 210

12.3 Anhang C: Weitere Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab ................ 212

12.3.1 Allgemeine Ergebnisse .............................................................................. 212

12.3.2 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat .......... 215

12.3.3 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat ........ 216

12.3.4 Ergebnisse der Versuche mit Zitrusmischungsabfällen (Grapefruit,

Orangen, Mandarinen, Limonen) als Substrat ........................................... 217

12.3.5 Ergebnisse der Versuche mit Geflügelbrutabfällen als Substrat ................ 224

12.3.6 Ergebnisse der Versuche mit Hühnermist als Substrat .............................. 231

12.3.7 Ergebnisse der Versuche mit Geflügelschlachtabwasser als Substrat ...... 238

12.3.8 Ergebnisse der Versuche mit Abwasser aus der Geflügelverpackungs-

anlage als Substrat .................................................................................... 242

12.4 Anhang D: Weitere Ergebnisse der Versuche im Großmaßstab ................ 247

12.4.1 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Papayas als Substrat ..................... 247

12.4.2 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Bananen als Substrat .................... 248

12.4.3 Ergebnisse der Versuche mit Zitrusmischungsabfällen als Substrat.......... 250

12.4.4 Ergebnisse der Versuche mit Abwasser aus der Geflügelverpackungs-

anlage als Substrat .................................................................................... 253

13 Literaturverzeichnis ........................................................256

14 Abbildungsverzeichnis ...................................................273

15 Tabellenverzeichnis ........................................................277

16 Veröffentlichungen und Kongressbeiträge ...................283

17 Danksagung .....................................................................285

Einführung und Problemstellung 8

1 Einführung und Problemstellung

Organische Abfälle aus den anthropogenen Aktivitäten von Landwirtschaft,

Viehhaltung, Industrie, Gewerbe und Haushalten stellen Kontaminationsquellen für

die Umwelt dar, wenn sie unbehandelt und falsch entsorgt werden. Wegen ihres

hohen Gehalts an organischen Stoffen sind sie eine Belastung in kommunalen

Deponien. In Entwicklungs- und Schwellenländern werden diese Abfälle oft an den

Stadträndern oder in der Nähe von Wasserressourcen unsachgemäß entsorgt.

Die o. g. Aktivitäten und die unsachgemäße Entsorgung der organischen Abfälle

verursachen sowohl Emissionen und damit Geruchsbelästigungen als auch

Sickerwässer, die eine potentielle Gefahr für das natürlichen Gleichgewicht

(chemische Elemente, Flora, Fauna etc.) von Boden und Grundwasser darstellen.

Die Viehhaltung ist z. B. die größte anthropogene Methanquelle mit Emissionen von

über 75 Millionen Tonnen pro Jahr. Sie verursacht direkt oder indirekt etwa 37 % des

weltweit von Menschen emittierten Methans (CH4). In Deutschland ist die

Landwirtschaft der zweitgrößte Methanemittent nach der Mineralölindustrie (1).

Vor allem die Emissionen von Methan und Kohlendioxid (CO2) werden für den

Treibhauseffekt und damit für die globale Klimaerwärmung verantwortlich gemacht

(2). CO2 trägt zu ca. 9–26 % (3) zum natürlichen und zu etwa 60 % (4) zum

anthropogenen Treibhauseffekt bei, während CH4 für ca. 4-9 % bzw. rund 20 %

verantwortlich gemacht wird. Für das Klima ist freies, unverbranntes CH4 im

Vergleich zu CO2 in der Atmosphäre sogar ca. 23-mal schädlicher für das Klima (5).

Auf der anderen Seite stellen organische Abfälle eine Energiequelle dar, da sie die

Energie der Sonneneinstrahlung direkt (bei pflanzlichem Material) oder indirekt (bei

tierischem Material) umgewandelt und in Form von Kohlenstoffverbindungen

gespeichert haben.

Außerdem ist der Weltenergiebedarf im Laufe der Jahre gestiegen. Dieser Bedarf

wird derzeit vor allem durch fossile Brennstoffe gedeckt. Dabei werden die bereits

bekannten Umweltverschmutzungen (in Luft, Wasser und Boden), welche ebenso

einen wichtigen Einfluss auf die Klimaveränderung haben, verstärkt.

Gemessen am weltweiten Energiebedarf liegt die statistische Reichweite der fossilen

Brennstoffe bei 42 Jahren für Erdöl, bei 63 Jahren für Erdgas und bei 169 Jahren für


Steinkohle (6). Aufgrund geringer eigener Reserven befinden sich die meisten

Länder in einer energetischen Abhängigkeit von einigen wenigen ressourcenreichen

Ländern.

Eine effiziente und umweltschonende Behandlung und Verwertung organischer

Abfälle sollte daher für den aktiven Umweltschutz eine unabdingbare Aufgabe für alle

Länder sein. Zur Vermeidung einer weiteren Klimaerwärmung bedarf es ausgefeilter,

kostengünstiger und praxistauglicher Methoden zur Reduzierung von Klimagasen.

Andererseits sollten aufgrund der gegenwärtigen und zukünftigen energetischen

Situationen alternative Energiequellen weiter entwickelt und gefördert werden.

Auch im Hinblick auf die Wahrung des natürlichen Gleichgewichtes des Bodens und

des Grundwassers müssen potentielle Gefährdungen schon von Anfang an

vermieden werden.

Die Verwendung und Verwertung von organischen Abfällen als Energieträger würde

einen doppelten Beitrag dazu leisten. Sowohl zur Reduzierung der Kontaminationen

und ihrer Folgen als auch zur Sicherung der zukünftigen Energieversorgung.

Die anaerobe Fermentation wird als eine vielversprechende Alternative zur Nutzung

organischer Stoffe gesehen, bevor sie verbrannt oder kompostiert werden (7), (8).

Der wesentliche Vorteil dieses Prozesses besteht in der Herstellung von Biogas, das

durch Verbrennung zur Wärmeerzeugung und vor allem zur effektiven

Stromerzeugung genutzt werden kann (9), (10), (11). Die anaerobe Fermentation

kann bei unterschiedlichen Temperaturen gefahren werden. Ein Vorteil des Betriebes

bei thermophilen Temperaturen ist die verstärkte Zerstörung von pathogenen

Organismen (12).

Der anaerobe Abbauprozess erfordert aber noch weitere interdisziplinäre

Grundlagenforschung sowie substratspezifische und anwendungsorientierte

Forschung. Denn verschiedene Prozessabläufe sind noch nicht exakt untersucht

worden und beinhalten daher mögliche Verbesserungspotentiale.

Die anaerobe Fermentation von Obst- und Gemüseabfällen und die Vorteile der

thermophilen Temperaturen zur Zerstörung von Krankheitserregern sind bislang

hauptsächlich getrennt untersucht worden. Beide Aspekte wurden bisher noch nicht

in Kombination untersucht, auch kam selten ein anderers Inokulumsmedium als


Faulschlamm zum Einsatz. Zudem beziehen sich viele Fermentationsstudien nur auf

das Verhältnis Biogas- oder Methanausbeute zu der im anaeroben Reaktor

zugegebenen Menge an Trockensubstanz (TS) oder organischer Trockensubstanz

(oTS). Sehr wenige Arbeiten berücksichtigen, in wie weit eine bestimmte

Raumbelastung (kg oTS/(m3 • d)) noch Biogas produzieren kann. Außerdem werden

meist nur Raumbelastungen zwischen 1 bis 5 kg oTS/(m3 • d) betrachtet. Die

Raumbelastung variiert jedoch auch in Abhängigkeit des zu vergärenden Substrats.

Darum ist es wichtig, je nach Substratart die maximal zu verwendende oder

zulässige organische Raumbelastung zu kennen, um Reaktorüberlastungen zu

vermeiden sowie Fütterungsfrequenzen zu definieren, um die erzeugte Biogasmenge

und -qualität zu optimieren.

In der vorliegenden Dissertation wurden mit der genannten Zielsetzung

wissenschaftliche Untersuchungen zum thermophilen anaeroben Abbauprozess

ausgewählter organischer Abfälle aus der Obst-, und Geflügelindustrie in zwei

verschiedenen Maßstäben und unter Verwendung von verschiedenen

Raumbelastungen mit Hilfe spezieller Mikroorganismen und Enzyme als Bioadditive

durchgeführt und analysiert.

Stand von Wissenschaft und Technik 11

2 Stand von Wissenschaft und Technik

2.1 Grundlagen des anaeroben Abbauprozesses

Beim anaeroben Abbauprozess werden unter Ausschluss von Sauerstoff organische

Stoffe durch mikrobiologische Aktivität abgebaut (13). Im Gegensatz zum aeroben

Abbau gewinnen die am anaeroben Abbau beteiligten Organismen nur wenig

Energie. Eine Selbsterwärmung ist wegen des geringen Energieumsatzes kaum

möglich (14).

Organische Stoffe wie Kohlenhydrate, Eiweiße oder Fette werden dadurch erst bis zu

organischen noch energiereichen Zwischenprodukten wie Säuren und Alkohole

abgebaut. Um einen vollständigen Abbau dieser Stoffe zu erreichen, muss man ihre

möglichst vollständige Umsetzung zu Biogas anstreben (15). Im Kapitel 2.3 werden

die Eigenschaften von Kohlenhydraten, Eiweißen und Fetten ausführlicher

behandelt.

Biogas besteht im Wesentlichen aus Methan CH4 und Kohlendioxid CO2. Der

Energiegehalt des Gases wird hauptsächlich durch den Methananteil bestimmt. Das

Gas wird in der Regel zur Wärme- und/oder Stromerzeugung genutzt. Die Gärreste

des anaeroben Abbaus sind noch nährstoffreich und können anderen Organismen

als Nahrungsquelle dienen (z. B. als Pflanzendünger in der Landwirtschaft) (2).

Wie Abb. 2.1 zeigt, läuft der Prozess nach heutigen wissenschaftlichen

Erkenntnissen in vier aufeinanderfolgenden Abbauphasen ab (14), bei denen das

abbaubare Ausgangsmaterial (Polymere: Kohlenhydrate, Eiweiße und Fette)

fortlaufend zu kleineren Einheiten von jeweils verschiedenen Gruppen von

Mikroorganismen umgewandelt wird. Diese Organismen verwerten jeweils die

Produkte der vorangegangenen Schritte (13). Daher sind prinzipiell die Organismen,

die weiter hinten in der Abbaukette der anaeroben Biozönose liegen, von dem

Eingangssubstrat unabhängig (15).

Die Anwesenheit der verschiedenen Mikroorganismen ist zum Teil vom

abzubauenden Substrat abhängig. Handelt es sich um Rohschlamm oder Abwasser,

werden mit dem Substrat bei der Inbetriebnahme und jeder Substrateinbringung die


Bakterien der ersten und zweiten Phase in großer Zahl mit eingebracht. Die

Organismen der dritten und vierten Phase (wie bei der anaeroben Behandlung

organischer Abfälle) fehlen dagegen und müssen bei der Inbetriebnahme durch

„Animpfen“ mit anaerob behandeltem Substrat eingemischt werden (15).

Abb. 2.1: Phasen der Biogasentstehung (13), (14)

Acidogenese (Versäuerung) Acidogene Bakterien

Hydrolyse

Acetogene und Syntrophe Bakterien

Homoacetogene

Monomere

Organische Polymere (Kohlendydrate, Eiweiß, Fette)

Flüchtige Fettsäure,

Alkohole

Methanogene Archaea

Acetotrophe Hydrogenotrophe

Essigsäure (Acetat) H2, C1

Acetogenese

Methanogenese

CH4, CO2

H2, C1

Zweiphasiges Verfahren: Räumliche Trennung von Vorversäuerung und Methanbildung

Einphasiges Verfahren: Gesamte Prozesskette in einem Behälter

Hydrolytische Bakterien Enzyme


1. Phase: Hydrolyse

In dieser Phase werden durch Enzyme die hochmolekularen, zumeist ungelösten

Polymere biochemisch unter Anlagerung von Wasser in niedermolekulare

Verbindungen gespalten. Die Enzyme können entweder von Mikroorganismen

abgesondert oder gezielt dem Prozess zugefügt werden. Diejenigen der

Mikroorgnismen werden ebenso als Exoenzyme bezeichnet, weil sie ihre Aktivität

außerhalb der Bakterien durchführen. Sie werden entweder völlig ins Medium

ausgeschieden oder haften an den Zelloberflächen der hydrolytischen Bakterien

dieser Phase (16). Tab. 2.1 zeigt die wesentlichen Stoffwechselprozesse der

Hydrolyse.

Ob ein bestimmtes Substrat einer anaeroben Behandlung zugänglich ist,

entscheiden in erster Linie die hydrolysierenden Bakterien (15).

Bei pflanzlichem vergärenden Material, in dem viele Gerüstsubstanzen wie Cellulose,

Hemicellulose und Lignin vorhanden sind, ist die Hydrolyse der

geschwindigkeitsbestimmende Schritt (17). Handelt es sich um z. B. ein fetthaltiges

Substrat, dann sind die geschwindigkeitslimitierenden Schritte die Hydrolyse und

Versäuerung. Denn erst dann, wenn die fermentativen Bakterien die Polymere in für

die nachfolgenden Bakteriengattungen angreifbare Substanzen zersetzt haben, kann

ein vollständiger Abbau bis zu CO2 und CH4 stattfinden (15).

Das Abwasser einer Zucker- oder einer Stärkefabrik ist hingegen leicht zu

hydrolysieren und zu versäuren. In diesen Fällen wird i. d. R. nicht die Hydrolyse der

geschwindigkeitslimitierende Schritt sein, sondern die Methanbildung (15).

Tab. 2.1: Stoffumsetzungen in der Hydrolyse und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (18), (14)

Substrate Beispiele

Mikroorganismen Produkte

Kohlenhydrate Proteine Fette

Clostridium sp. Bacillus sp. Pseudomonas sp.

Monosacharide Aminosäuren Kurzkettige Peptide Langkettige Fettsäuren Glyzerin

Allerdings verläuft der Prozess nur dann optimal, wenn die Abbaugeschwindigkeiten

in allen Stufen gleich groß sind. Würde sich die Hydrolyse verlangsamen, so würde

das Nährstoffangebot für die weiteren Phasen durch das Angebot der


Zwischenprodukte limitiert werden, d. h. die Methanproduktion würde sich ohne

Veränderung des Prozessablaufes verringern. Wenn sich dagegen die zweite und

dritte Phase verlangsamen, reichern sich die Zwischenprodukte aus der Hydrolyse

an, d. h. im Biogas nimmt der CO2-Anteil zu (> 30 Vol.-%), im Substrat steigt die

Säurekonzentration, der pH-Wert sinkt unter 7,0 ab, und der Fermenter schlägt in die

säure Gärung um (15).

2. Phase: Acidogenese (Versäuerungsphase)

In dieser Phase werden von verschiedenen fakultativ und obligat anaeroben

Bakterien die in Tab. 2.2 gezeigten Produkte aus den Zwischenprodukten der

Hydrolyse gebildet. Hiervon sind für die Methanogenen jedoch nur Essigsäure,

Wasserstoff H2, und CO2 direkt nutzbar.

Tab. 2.2: Stoffumsetzungen in der Acidogenese und Beispiele beteiligter Bakterien (18), (19), (20)

Die Versäuerung (wie die Hydrolyse) wird von einer großen Gruppe verschiedener

fakultativer Anaerobier durchgeführt. Diese Phasen weisen daher große Toleranz

gegenüber Milieuschwankungen (Temperatur, pH, toxische Stoffe) auf (15).

3. Phase: Acetogenese

Um möglichst viel Methan zu gewinnen, müssen die in der zweiten Phase gebildeten

niedermolekularen organischen Säuren und Alkohole vor allem in Essigsäure bzw. in

deren gelöstes Salz (Acetat) sowie in Wasserstoff und Kohlendioxid umgewandelt

werden (siehe Tab. 2.3).

Es handelt sich bei dieser Stufe, welche von den acetogenen Bakterien (obligat

Protonen reduzierende Bakterien) ausgeführt wird, um den thermodynamisch

aufwändigsten Schritt des Gesamtabbaus.

Substrate Beispiele


Monosaccharide Aminosäuren Kurzkettige Peptide Langkettige Fettsäuren Glyzerin

Clostridium sp. Bacteroides sp. Butyrivibrio sp.

Niedermolekulare flüchtige, Fettsäuren (Acetat, Propionat, Butyrat), Aldehyde, Alkohole, Ketone, Ammoniak, Kohlendioxid, Wasserstoff


Tab. 2.3: Stoffumsetzungen der Acetogenese und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (18), (21), (22)

Substrate Beispiele


flüchtige Fettsäuren (Propionat, Butyrat) Aldehyde Alkohole Ketone

Clostridium sp. Eubacterium sp.

Essigsäure, Acetat, Kohlendioxid, Wasserstoff

Unter Normalbedingungen (20 ⁰C, pH = 7, alle Substratkonzentrationen = 1 Mol/l)

verbrauchen diese Reaktionen Energie, d. h. sie können von den Bakterien gar nicht

durchgeführt werden, da diese ja selbst Energie zum Wachstum brauchen (16).

Die acetogenen (wie die methanogenen) Bakterien sind empfindliche Spezialisten,

auf deren Ansprüche die Verhältnisse im Reaktor abgestimmt werden müssen. Beide

Gruppen haben eine sehr geringe Wachstumsgeschwindigkeit (15).

Der in dieser Phase produzierte Wasserstoff lässt den Wasserstoffpartialdruck

ansteigen. Dieser hemmt als „Abfallprodukt“ der Acetogenese den Stoffwechsel der

acetogenen Bakterien. Während der Methanogenese wird Wasserstoff zur

Methanbildung verbraucht, so dass diese beiden Prozesse voneinander abhängig

sind und nebeneinander in einer Art Symbiose der beteiligten Organismengruppen

ablaufen (19).

4. Phase: Methanogenese

In der letzten Phase des anaeroben Abbaus werden durch die methanogenen

Bakterien Essigsäure und Acetat zu CH4 und CO2 umgewandelt (ca. 70 Vol.-% der

Methanogenese). Es ist bisher nur eine geringe Anzahl acetatverwertender

Methanbakterien bekannt (z. B. Methanosarcina barkeri, Methanobakterium

söhngenii, Methanobakterium thermoautotrophicum). Sie wachsen auf Acetat mit

einer Generationszeit von mindestens 100 Stunden sehr langsam, wobei sich CO2

als essentiell für das Wachstum erwiesen hat. Wenn ein energiereicheres Substrat

von Methanosarcina barkeri verwertet werden kann, wie z. B. Methanol oder

Methylamine, liegt die Generationszeit niedriger (40 h) (15).

Zusätzlich (ca. 27-30 Mass.-% der Methanogenese) werden das CO2 und H2, die in

der Acidogenese gebildet worden sind, zu Methan und Wasser (CO2 + 4H2 -> CH4 +

2H2O) durch hydrogenotrophe Mikroorganismen - wie z. B. Methanobacterium


bryantii, (19) - umgewandelt (siehe Tab. 2.4). Diese Umwandlung wird als reduktive

energetisch efektivere Methanbildung bezeichnet (15).

Tab. 2.4: Stoffumsetzungen in der Methanogenese und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (17), (22)

Substrate Beispiele


Acetat Wasserstoff Kohlendioxid

Methanosarcina sp. Methanosaeta sp. Methanobacterium sp.

Methan Kohlendioxid

Die methanogenen Bakterien sind Substratspezialisten, die nur sehr wenige

Verbindungen umzusetzen vermögen. Molekularer Wasserstoff kann jedoch als

universelles Substrat Methanogener angesehen werden, und CO2 kann als C-Quelle

und terminaler Elektronenakzeptor dienen. Die Methanogenen benötigen H2 als

Elektronendonator und sind auch gegenüber höheren H2-Konzentrationen nicht

empfindlich.

Die Methanbakterien haben unterschiedliche Ansprüche (23), wie z. B.:

- mindestens 50 Mass.-% Wassergehalt

- streng anaerobe Bedingungen

- Lichtabschluss. Licht ist für sie zwar nicht tödlich, hemmt aber den Prozess.

2.1.1 Einfluss von Prozessparametern

Der größte Teil der im Anwendungsbereich verwendeten Biogasfermenter besteht

aus einem einstufigen, semikontinuierlich betriebenen System. Dabei wird dem

Fermenter in bestimmten Zeitabständen (z. B. einmal täglich) Frischsubstrat

zugeführt und gleichzeitig eine identische Menge vergorenen Substrats abgezogen

bzw. aus dem Fermenter verdrängt. Mit diesem Substrat werden aber auch im selben

Maße Bakterien aus dem Fermenter entfernt. Damit das System im Gleichgewicht

verbleibt, muss dafür gesorgt sein, dass die Zunahme der Bakterien durch das

Wachstum (Wachstumrate = µ) die Verluste duch den Abzug (Verdünnungsrate = D)

kompensiert, d. h. beide Größen müssen einander gleich sein (D = µ). Die

Wachstumrate ist bei einem kontinuierlichen System keine Konstante, sondern hängt

von der Substratkonzentration ab (16).


In einem solchen System können verschiedene Prozessgrößen beschrieben werden,

die den Abbauprozess und damit auch die Biogasproduktion beeinflussen. Im

Folgenden werden die wesentlichen Prozessparameter behandelt.

2.1.1.1 Einfluss der Temperatur

Grundsätzlich laufen chemische Reaktionen umso schneller ab, je höher die

Reaktionstemperatur ist. Die Reaktionsgeschwindigkeit chemischer Umsetzprozesse

steigt mit zunehmender Temperatur stark an. Diese Abhängigkeit gilt jedoch nur

bedingt für die biologischen Abbau- und Umsetzungsvorgänge, da ihre

Geschwindigkeit in hohem Maße ebenso durch Enzyme beinflusst wird (16), welche

abgesondert oder zugegeben werden können. Der Unterschied gegenüber

anorganischen chemischen Reaktionen besteht darin, dass der

Reaktionsgeschwindigkeit Grenzen durch die Temperaturempfindlichkeit dieser

Enzyme sowie der Bakterien gesetzt werden. Manche Enzyme werden bereits bei

Temperaturen von 40 bis 50 ⁰C irreversibel geschädigt. Nur wenige Enzyme sind bei

Temperaturen oberhalb von 60 ⁰C beständig (wie z. B. Papain). Die Zunahme der

Temperatur bewirkt also zunächst eine Steigerung der Umsatzrate, die jedoch nach

dem Überschreiten eines Maximums infolge der beginnenden temperaturbedingten

Inaktivierung der Enzyme wieder abnimmt (siehe Abb. 2.2 a) (16).

Bei den Bakterien ist die Lage des optimalen Temperaturbereiches

organismenspezifisch und kann je nach Organismenart unter 20 ⁰C bis über 80 ⁰C

betragen.

In der Literatur werden die Bakterien nach ihren unterschiedlichen

temperaturabhängigen Aktivitätsoptima in drei Gruppen eingeteilt. Diese drei

Gruppen entsprechen den nachfolgenden Temperaturbereichen (16), (24), (23), (21):

- psychrophiler Temperaturbereich (< 20 ⁰C)

- mesophiler Temperaturbereich (20-45 ⁰C)

- thermophiler Temperaturbereich (> 45 ⁰C)


Abb. 2.2: Abhängigkeit der relativen Methanproduktion von der Temperatur, a) bei Faulschlamm (16), b) bei verschiedenen Reinkulturen methanogener Bakterien (25)

Der größte Teil der Boden- und Wasserbakterien ist mesophil. Thermophile Bakterien

finden erst oberhalb von 45 ⁰C ihre optimale Temperatur vor, während die

psychrophilen Bakterien Temperaturen von unterhalb 20 ⁰C bevorzugen.

Die Methangärung findet in allen drei o. g. Temperaturbereichen statt, wobei

wiederum der Großteil aller bekannten Methanbakterien ihr Temperaturoptimum im

mesophilen Bereicht hat (16).

Der Einfluss der Temperatur auf die Aktivität der versäuernden Bakterien wurde

bisher wenig untersucht. Praktische Erfahrungen haben jedoch gezeigt, dass diese

Bakterien unempfindlich und flexibel auf die Umgebungstemperatur reagieren. Bei

einem zweistufigen Versuch zeigten sie in der Versäuerungsstufe zwei ausgeprägte

Temperaturoptima, zum einen im mesophilen Bereich bei 35 ⁰C und zum anderen im

thermophilen Bereich bei 48-55 ⁰C (26). Für den Betrieb zweistufiger Anlagen mit der

Hydrolyse und Versäuerung vorwiegend in der ersten Stufe sind jedoch weitere

Untersuchungen bezüglich der Temperaturoptima der versäuernden Bakterien

notwendig (24).

Im Vergleich zu versäuernden Bakterien sind Methanbakterien bedeutend

temperaturempfindlicher. Der Großteil aller bekannten Methanbakterien hat ihr

Temperaturoptimum im mesophilen Bereicht (16). Sie erreichen ihre maximale

Stoffwechselaktivität bei Temperaturen von 30 bis 40 ⁰C. Es wurden jedoch schon


thermophile und hochthermophile Methanbildner (z. B. Methanobakterium

thermoautotrophicum) mit Optimaltemperaturen jeweils zwischen 50-55 ⁰C und 65-

75 ⁰C isoliert (siehe Abb. 2.2 b), (27), (16).

Bei steigender Temperatur nimmt die Temperaturempfindlichkeit (besonders der

Methanbakterien) gegenüber Temperaturschwankungen zu, vor allem, wenn diese

kurzfristig auftreten und die Temperatur sinkt. Während im mesophilen Bereich

tägliche Schwankungen von 2-3 K um den Mittelwert noch verkraftet werden, sollten

sie im thermophilen Bereich nicht größer als 1 K sein (23).

Nach van Velsen (1981) ist der Cellulose- und Hemicelluloseabbau bei thermophilen

Temperaturen höher als bei mesophilen und psychrophilen Temperaturen. Nach

Schluz (1996) sind bei höheren Temperaturen die Abbaugeschwindigkeit und die

Gasproduktion höher, und die erforderliche Abbauzeit im Reaktor ist kürzer, wodurch

sich kleinere Reaktoren realisieren lassen. Allerdings ist der Methangehalt im Biogas

etwas niedriger. Nach Baserga (1984) sinkt der Methangehalt des Biogases mit

zunehmender Gärtemperatur aufgrund der sich verändernden CO2-Löslichkeit im

Substrat. In seinen Versuchen wurde z. B. bei 24 ⁰C ein um 5-8 Vol.-% höherer

Methangehalt gemessen als bei 36 ⁰C.

Obwohl im thermophilen Temperaturbereich ein schnellerer und zum Teil vermehrter

Stoffabbau stattfindet, werden die meisten Biogasanlagen bis auf wenige

Ausnahmen im mesophilen Temperaturbereich betrieben. Der Grund hierfür liegt

u. a. im erhöhten Prozessenergiebedarf thermophiler Anlagen (16), dessen Einfluss

auf die Nettoenergieausbeute und die Gesamtwirtschaftlichkeit der Anlagen negativ

sein könnte. Tab. 2.5 zeigt die Unterschiede zwischen mesophilem und

thermophilem Temperaturbereich.

Zusammenfassend kann gefolgert werden, dass für Praxisanlagen Gärtemperaturen

von 30 bis 32 ⁰C ausreichend sind, um in den Bereich maximaler Gasausbeuten zu

kommen, sofern die Verweilzeit mindestens 20 Tage beträgt. In welchem Bereich

hingegen die Optimaltemperatur bezüglich einer maximalen Nettoenergieausbeute

oder der Gesamtwirtschaftlichkeit einer Anlage liegt, hängt noch von einer Anzahl


weiterer Parameter wie z. B. den Gasverwertungsmöglichkeiten, den

Substrateigenschaften oder den baulichen Gegebenheiten ab und muss für jede

Einzelanlage an Ort und Stelle eruiert werden (16).

Tab. 2.5: Vergleich zwischen dem anaeroben Abbau im mesophilen und thermophilen Temperaturbereich (2), (16), (21), (23), (28)

Mesophiler Temperaturbereich Thermophiler Temperaturbereich

Vorteile:

- höhere Prozessstabilität auch bei

Temperaturschwankungen

- geringerer Prozessenergiebedarf zur

Substraterwärmung

- große Vielfalt an methanbildenden Bakterienarten,

dadurch Mischpopulation mit stabilerem Abbau (auch

im Falle eines Absterbens einzelner

Bakterienstämme)

- höherer Stoffumsatz (auch höherer Cellulose- und

Hemicelluloseabbau)

- geringere Verweilzeit des Substrats im Fermenter:

3-10 Tage. Nach Aschman et al. (2007): 15-20 Tage

- kleinere Reaktorvolumina

- höhere Gasproduktion

- Entseuchung, d. h. zuverlässige Abtötung von

Krankheitserregern bei entsprechender

Prozessführung (wichtig für die spätere Nutzung des

ausgefaulten Substrats als Dünger für die

Landwirtschaft). Die bei der mesophilen Fahrweise

notwendige kostenintensive und aufwändige

Pasteurisierung entfällt.

- bessere Stabilisierung des Substrats (Substrat wird

als stabil bezeichnet, wenn es nicht mehr durch

weiteren mikrobiellen Abbau zersetzt werden kann.

Für die Praxis ist eine relative Stabilisierung

ausreichend, d. h. dass keine üblen Gerüche mehr

freigesetzt werden)

- Sterilisation von Pflanzensamen (außer Tomate).

(wichtig für die spätere Nutzung des ausgefaulten

Substrats als Dünger)

Nachteile:

- geringerer Stoffumsatz

- höhere Verweilzeit des Substrats im Fermenter (20-

25 Tage)

- größere Reaktorvolumina

- geringere Gasproduktion

- Bedenklichkeit der Hygiene des vergorenen Substrats

- kostenintensive und aufwändige Pasteurisierung des

vergorenen Substrats bei geplanter

landwirtschaftlicher Nutzung

- geringere Stabilisierung des Substrats

- geringere Sterilisation von Pflanzensamen

- verminderte Prozessstabilität (höhere

Empfindlichkeit gegenüber Temperatur- und

Belastungsschwankungen, erhöhte Gefahr einer

Ammoniakhemmung)

- vermehrter Aufwand zur Anlagenüberwachung

- höherer Prozessenergiebedarf zur

Substraterwärmung (Nettoenergieproduktion kann

trotz des Vorteils der Volumenreduktion des

Reaktors ungenügend sein und somit keine

wirtschaftlichen Vorteile bringen)

- kleinere Vielfalt an methanbildenden Bakterienarten

- geringerer Methangehalt im Biogas


2.1.1.2 Einfluss der Substratzusammensetzung

Für die Biogasproduktion ist die Zusammensetzung des Substrats die maßgebende

Ausgangsgröße, da diese einerseits die Aufrechterhaltung der Lebensfunktionen und

andererseits den Aufbau neuer Zellsubstanz der Organismen (Entwicklung der

Biozönose) beeinflusst.

Die wesentlichen organischen Substratinhaltstoffe, die die Organismen brauchen,

lassen sich in Kohlenhydrate, Fette und Proteine unterteilen. Sie sind in erster Linie

als Ausgangsstoffe für die Gasproduktion anzusehen (24).

Neben den organischen Stoffen ist auch eine Vielzahl anorganischer Substanzen

(Stickstoff, Phosphor, Calcium, Natrium, Kalium) für die Lebewesen erforderlich.

Darüberhinaus ist noch ein ausgewogenes Angebot an Spurenelementen von

Bedeutung (24), (siehe Seite 21).

Der Bedarf an Nährstoffen für die anaeroben Mikroorganismen ist deutlich geringer

als bei den aeroben Bakterien, da sehr viel weniger Biomasse (bezogen auf die

abgebaute organische Substanz) beim anaeroben Prozess gebildet wird. Die

Wachstumsgeschwindigkeit der anaeroben Bakterien ist ebenso gering (14), (15).

Die anaeroben Bakterien benötigen z. B. wesentlich weniger Kohlenstoff als die

aeroben Bakterien. Beim anaeroben Abbau werden nur 1-5 Mass.-% des

Kohlenstoffes für den Aufbau von Biomasse, aber 90-95 Mass.-% zu Biogas

umgesetzt. Etwa 5 Mass.-%. verbleiben im ausgefaulten Substrat (29).

Die Substratzusammensetzung ist unmittelbar mit der Zusammensetzung der

entstehenden Stoffwechselprodukte verknüpft (24). So werden z. B. die

Mengenanteile der Hauptstoffwechselprodukte des vollständigen anaeroben

Umsatzes (CH4, CO2) vom Ausgangssubstrat maßgeblich beeinflusst. Die Bildung

von Biogas lässt sich rein theoretisch mit folgender Formel für beliebige organische

Stoffe berechnen (30):

CaHbOcNdSe + (4a – b - 2c + 3d + 2e) H2O = 1/8 (4a + b - 2c - 3d - 2e) CH4 +

1/8 (4a – b + 2c + 3d + 2e) CO2 +

dNH3 + eH2S

Für die wesentlichen organischen Stoffgruppen ergeben sich demnach die in Tab.

2.6 dargestellten Biogaszusammensetzungen.


Fette weisen den höchsten und Eiweiße den niedrigsten Methananteil auf. Eiweiße

bilden zudem die Quelle für die Produktion der Biogasbestandteile Stickstoff und

Schwefelwasserstoff, der dem Biogas den fauligen Geruch und die korrosive

Wirkung gibt.

Bezogen auf die Masse der Ausgangssubstanz und unter Standardbedingungen von

Druck und Temperatur liefern Fette das höchste spezifische Biogasvolumen (1200-

1250 l/kg), während Kohlenhydrate 790-800 l/kg und Eiweiße etwa 700 l/kg

spezifisches Gasvolumen produzieren (24), (21).

Tab. 2.6: Theoretische Biogaszusammensetzung beim Abbau der wesentlichen organischen Stoffe (16)

CH4 (Vol.-%) CO2 ( Vol.-%) NH3 (Vol.-%) H2S (Vol.-%)

Kohlenhydrate (Glucose) 50 50

Eiweiße (Durchschnitt) 38 38 18 6

Fette (Tripalmitin) 71 29

Stickstoffgehalt

Stickstoff stellt einen essentiellen lebensnotwendigen Stoff (unter anderen wie

Kohlenstoff, Phosphor, Spurenelemente etc.) bei der Abwasserreinigung und

Schlammbehandlung dar. Die abbauende Bakterienpopulation wird unter

entsprechend optimierten Randbedingungen (z. B. Temperatur, pH-Wert etc.) einen

maximalen Stoffumsatz anstreben, bis zu einem Defizit der lebensnotwendigen

Nährstoffe. Der Bedarf an Stickstoff für die anaeroben Mikroorganismen ist geringer

als bei den aeroben Bakterien (siehe Seite 20). Daher werden geringere Mengen

Stickstoff beim anaeroben Prozess eliminiert. Allerdings führt eine derartige

Limitierung lebensnotwendiger Stoffe im abbauenden Substrat zum Abbruch der

Stoffwechselaktivität. Bei stickstoffreichen Schlämmen sind dementsprechend hoch

die Abflußwerte für Stickstoff bei Anaerobanlagen (24). Andererseits könnte ein

Überschuss an Stickstoff zur höheren Ammonifikation (organisch N, NH2+ → NH4

+)

führen, was hemmend auf den anaeroben Prozess wirken kann (siehe Seite 33).


Phosphorgehalt

Phosphor ist ein Schlüsselelement für lebende Organismen. In der Natur kommt

Phosphor ausschließlich in gebundener Form als Phosphat (PO43−) vor. Die

Bakterien im Reaktor benötigen Phosphat für den Stoffwechsel des anaeroben

Abbaus. In der Praxis muss bei zu geringem Phosphorgehalt eine Zudosierung von

Phosphor in Form von z. B. verdünnter Phosphorsäure erfolgen, um optimale

Milieubedingungen für die anaeroben Mikroorganismen einzustellen (24).

Verhältnis von Kohlenstoff, Stickstoff und Phosphor

Das Mindestnährstoffverhältnis für die anaerob belebte Biomasse berücksichtigt den

Summenparameter des chemischen Sauerstoffbedarfs (CSB) als Maß für den

Kohlenstoffanteil (bzw. den organischen Anteil der Substratinhaltsstoffe) sowie den

Gehalt an gesamtem Stickstoff und Phosphor (als anorganische Anteile der

Substratinhaltsstoffe). Nach Mudrack und Kunst (1991) beträgt dieses Verhältnis für

den Abbau von Kohlenhydraten:

CSB:N:P ca. 300:5:1

für den Abbau von Lipiden und Proteinen:

CSB:N:P etwa 800:5:1

Nach Weiland (2001) zit. nach Aschmann (2007) sollte das C:N:P:S-Verhältnis bei

600:15:5:1 (d. h. 120:3:1:0,2) liegen, um die Bakterien ausreichend mit Nährstoffen

zu versorgen.

Die o. g. Verhältnisse verdeutlichen, dass beim anaeroben Kohlenstoffabbau nur

geringe Mengen Stickstoff und Phosphor eliminiert werden (24). Der Nährstoffgehalt

und damit die Düngewirkung des ausgefaulten Biosubstrats ist somit sehr hoch (2).

Schwefel ist für den Aufbau der Bakterienzellen ebenfalls ein essentieller

Mineralstoff. Nach Mudrack und Kunst (1991) sollte der Schwefelbedarf dem des

Phosphors entsprechen. Schwefelquellen können proteinhaltige Substrate,

Schwefelsäure aus der Reinigung von Edelstahlbehältern und Sulfate, z. B. aus der

Schwefelung von Kartoffeln vor der Verarbeitung, sein.


Da der Schwefel von den Methanbakterien nur in reduzierter Form aufgenommen

werden kann, ergibt sich eine optimale Schwefelkonzentration von ca. 10 mg/l

gelöstem Schwefelwasserstoff (H2S) (15).

Substrate wie kommunale Schlämme und Abwässer verfügen meist über eine sehr

ausgewogene, für die Bakterien günstige Nährstoffzusammensetzung. Fehlen

hingegen (wie häufig bei Industrieabwässern) einige dieser Nährstoffe im Prozess

oder kommt es während des zunehmenden Abbaus zu einem Mangel, ist eine

Zugabe (z. B. über häusliches Abwasser, spezielle Nährstoffe wie Methanol als C-

Quelle oder Stickstoff- oder Phosphorsalze) von Mangelsubstanzen nötig, sonst kann

es zu einer Verlangsamung oder sogar der vollständigen Hemmung der Biosynthese

kommen (24).

Spurenelemente

Spurenelemente sind Nährstoffe, die in Spuren wirken und für den normalen Ablauf

von Lebensvorgängen unentbehrlich sind. Zu den wichstigsten Spurenelementen

zählen Chrom, Mangan, Eisen, Kobalt, Kupfer, Zink, Selen, Molybdän, Jod, Nickel,

Arsen und Fluor (24).

Nach Mudrack und Kunst (1991) sind als essentielle Elemente sowohl für

methanbildende Mischbiozönosen als auch für hydrolytische, acidogene und

acetogene Bakterien Nickel, Kobalt, Molybdän, Eisen, Selen und Wolfram

nachgewiesen worden. Bei einzelnen Gattungen der acetogenen Bakterien sind

darüberhinaus Zink, Kupfer und Mangan notwendig. Während Nickel für das

Wachstum anderer Bakterien allgemein nicht erforderlich ist, ist es ein essentieller

Bestandteil aller Methanbakterien, da es für die Synthese der Zellkomponenten Co-

Faktor F430 und der Enzyme Hydrogenase und Kohlenmonoxid-Hydrogenase einen

notwendigen Baustein darstellt (1 g Zellsubstanz enthält durchschnittlich 10 μg

Nickel) (15). In der Praxis ist es häufig ein Mangelfaktor, so dass die Dosierung von

Nickel zu einer Verbesseung der Methanogenese führt. Das Wachstum von

Methanbakterien ist weiterhin von Kobalt, Molybdän und Wolfram abhängig. Für

Methanosarcina barkeri wurde z. B. ein optimales Wachstum bei 0,06 mg/l Kobalt

und 0,05 mg/l Molybdän ermittelt (15). Wolfram sowie Selen sind jedoch nur für

wenige Methanbakteriengattungen als essentiell nachgewiesen worden. Für Eisen

wurde eine stimulierende Wirkung bei den Methanbakterien beobachtet (15).


In der Regel begrenzt ein Mangel an Spurenelementen bei den methanogenen

Bakterien die Abbaugeschwindigkeit des Gesamtprozesses (15). Am ehesten wird es

zum Mangel insbesondere von Kobalt und Nickel kommen (24). Die optimalen

Konzentrationen der wichtigsten Spurenelemente sind in Tab. 2.7 aufgeführt.

Tab. 2.7: Optimale Konzentrationen gelöster Spurenelemente im Anaerobreaktor (31), (32)

Feststoffgehalt

Der Feststoffgehalt (auch als Trockensubstanzgehalt, Trockenmassenkonzentration,

Substratkonzentration, Trockensubstanzkonzentration, Schlammgehalt und

Schlammtrockensubstanz bezeichnet) ist die in einem bestimmten Volumen

enthaltene Trockenmasse. Der Trockensubstanzgehalt (TS) wird z. B. in g/l

gemessen.

Nach Inden (1977) und Kapp (1984) zit. nach Dauber (1993) ist bis zu einem

Feststoffgehalt von 10 Mass.-% kein signifikanter Einfluss des Feststoffgehalts auf

den Verlauf des anaeroben Prozesses zu verzeichnen.

Nach Kleemann und Meliß (1993) liegt der optimale Trockensubstanzgehalt des

Substrats im Bereich von 3 bis 10 Mass.-%. Dieser Wert kann durch Zugabe von

Wasser (z. B. bei Fruchtabfällen) oder durch Eindickung (z. B. bei Klärschlamm)

eingestellt werden.

Nach Van Velsen (1981), Baserga (1983) und Wellinger et al. (1991) ist die

Grenzbelastbarkeit bei der Substratkonzentration unterschiedlich. Während in

einigen Versuchen schon bei TS-Gehalten von 10 Mass.-% eine totale Hemmung,

d. h. ein Umkippen des Prozesses beobachtet wurde, zeigen die Ergebnisse anderer

Untersuchungen sowie Erfahrungswerte aus Praxisanlagen, dass durchaus mit

höheren Feststoffgehalten gefahren werden kann, ohne Probleme mit dem

Gärprozess zu bekommen. Die Gründe hierfür sind in der Substratzusammensetzung

zu suchen. So sollte z. B. die obere Grenze der TS-Belastung herabgesetzt werden,

wenn das Substrat einen hohen Eiweißgehalt hat und daraus eine erhöhte

Ammoniakkonzentration resultiert (16).

Element Eisen (Fe)

Nickel (Ni)

Kobalt (Co)

Molybdän (Mo)

Selen (Se)

Chrom (Cr)

Mangan (Mn)

Blei (Pb)

Konzentration (mg/l)

1-10 0,005-0,5 0,003-0,06 0,005-0,05 0,008 0,005-50 0,005-50 0,02-200


Andererseits nehmen mit steigendem Feststoffgehalt Probleme beim hydraulischen

Transport des Substrats in Leitungen und bei der Durchmischung des Reaktors zu

(schlechtere Pumpfähigkeit des Substrats, ungenügende Versorgung der Bakterien

mit abbaufähigem Substrat aufgrund nicht ausreichender Durchmischung etc.) (24).

Der Feststoffgehalt setzt sich aus anorganischen und organischen Bestandteilen

zusammen. Der anorganisch-mineralische Anteil muß zunächst als nicht nutzbare

Masse angesehen werden, kann jedoch je nach Größe und Form von den Bakterien

als Siedlungsfläche angenommen werden, was u. a. zur Bildung von Pellets und

Granulat führt (24).

Der organische Anteil (auch als organische Trockensubstanz, organischer

Trockensubstanzgehalt, organische Substratkonzentration, organische Substanz

bezeichnet) wird üblicherweise als oTS bezeichnet und als Bemessungsgröße für

Anaerobreaktoren in Form der organischen Raumbelastung verwendet. Nachteil

dieser Bemessungsgröße ist, dass mit diesem Parameter keine Aussage zur

Abbaubarkeit der organischen Stoffe und der wirklichen Substratversorgung der

Bakterien gemacht wird. Die oTS wird ebenso als Bezugsgröße für die produzierte

Gasmenge verwendet (24). Üblicherweise wird die Gasproduktion als spezifische

Gasmenge oder Gasausbeute mit Bezug auf die zugeführte oTS angegeben [m3

Biogas/kg oTSzu].

Über die oTS wird in der Biogastechnik die potentiell nutzbare Energie eines

Substrats definiert. Die Menge des zugeführten Substrats basiert üblicherweise auf

dessen spezifischer oTS. Ist die im Substrat enthaltene Konzentration an organischer

Substanz zu gering, dann wird der Reaktorbehälter zu groß, was hohe spezifische

Anlagenkosten zur Folge hat. Bei höherer Konzentration ist die gesamte

Gasausbeute größer, aber es besteht die Gefahr, dass infolge einer Überlastung mit

vergärbaren Stoffen eine Hemmung durch eine zu große Menge bestimmter

Zwischenprodukte eintritt (21).

2.1.1.3 Einfluss der Verweilzeit und der Raumbelastung

Die hydraulische Verweilzeit ist als die mittlere Aufenthaltszeit des Substrats im

Fermenter definiert. Sie ergibt sich aus dem Fermentervolumen V (m3) und der

Substratzulaufrate Vs (m3/d) durch die Beziehung (16):

Verweilzeit Z = V/Vs, (d)


Die optimale Verweilzeit hängt stark von der Temperatur ab. Für mesophile Bakterien

(30 ⁰C) beträgt die optimale Verweilzeit 20 bis 25 Tage, während thermophile

Bakterien eine geringere Verweilzeit von nur 3 bis 10 Tagen benötigen (21).

Die Substratkonzentration (TS oder oTS) und die Verweilzeit des Substrats im

Fermenter sind neben der Substratzusammensetzung und der Temperatur die

beiden weiteren wesentlichen Prozessgrößen, welche die Gasproduktion und damit

die Wirtschaftlichkeit einer Anlage beeinflussen: Hohe Substratkonzentrationen

erhöhen die Ausbeute an nutzbarem Gas. Zudem reduziert sich das erforderliche

Reaktorvolumen (16).

Als Raumbelastung bezeichnet man die pro Volumeneinheit des Fermenters täglich

zugeführte Substratmenge. Sie berechnet sich nach folgender Formel (16):

Raumbelastung = S = TS oder oTS in kg/m3

Wie aus dieser Formel ersichtlich ist, wird die Raumbelastung einerseits durch die TS

oder oTS und andererseits durch die Verweilzeit bestimmt. Eine Belastungserhöhung

findet also nicht nur statt, wenn das Substrat konzentrierter anfällt (höherer TS-

Gehalt), sondern auch dann, wenn die Verweilzeit verkürzt wird. In beiden Fällen

wird dem Fermenter bzw. den Bakterien mehr Substrat pro Zeiteinheit zugeführt.

Allerdings kann die Raumbelastung nicht beliebig erhöht werden, da mit

zunehmender Konzentration des Substrats die Toxizitätsgrenze verschiedener

Hemmstoffe erreicht und dadurch das Wachstum der Bakterien erheblich gestört

werden kann.

Die kinetischen Prozessgrößen eines Biogasfermenters wie spezifische Gasmenge,

Raumbelastung und Verweilzeit sind gekoppelt. Mit zunehmender TS oder oTS

nimmt die Raumbelastung zu, wobei bei der spezifischen Gasmenge eine

Ertragseinbuße festzustellen ist (16).

Um eine Optimierung des Faulprozesses im Hinblick auf eine möglichst hohe Netto-

energieausbeute durchführen zu können, ist es demzufolge notwendig zu wissen,

wie sich die Substratkonzentration und die Verweilzeit auf den Prozess auswirken

und wo ihre unteren und oberen Grenzen liegen (16).

d)(kg/m Z

S

V

SVs 3


Bei mesophilen Temperaturen fällt bei Unterschreitung der Mindestverweilzeiten die

Gasproduktion schnell und kann die kritische Grenze (ca. 10 Tage) bezüglich der

Prozessstabilität erreichen. Nach Roediger et al. (1990) sinkt der Abbaugrad bei

Verweilzeiten unter 10 Tagen stark ab. Die Gaszusammensetzung bleibt jedoch über

einen weiten Verweilzeitbereich (z. B. 10 bis 30 Tage bei Vergärung von

Rindermastgülle) konstant (16).

Wie bei der Verweilzeit sind auch der Substratkonzentration untere (Energiebilanz)

und obere Grenzen (Überlastung/Hemmung des Prozesses) gesetzt. Nach Wellinger

et al. (1991) nimmt die spezifische Gasmenge mit zunehmendem

Trockensubstanzgehalt ab, und zwar umso stärker, je kürzer die Verweilzeit gewählt

wird. Eine Verweilzeitreduktion wirkt sich umso gravierender auf die Raumbelastung

aus, je höher die Substratkonzentration (TS oder oTS) ist. Ganz allgemein wird mit

zunehmender Raumbelastung eine Abnahme der spezifischen Gasausbeute

beobachtet, was entweder auf die Verweilzeitverkürzung (Erhöhung der

Raumbelastung durch Verweilzeitreduktion) oder auf gewisse Hemmprozesse wie

z. B. Amoniakhemmung (Erhöhung der Raumbelastung durch Substratkonzentration)

zurückgeführt werden kann (16).

2.1.1.4 Einfluss des pH-Werts

Für das optimale Wachstum von Mikroorganismen ist ein für sie spezifischer pH-Wert

notwendig.

Während für die meisten säurebildenden Bakterien (hydrolytische, fermentative und

acetogene Bakterien) das Optimum im schwach sauren Bereich liegt, zeigt der

größte Teil der methanogenen Bakterien ein Aktivitätsoptimum bei pH-Werten

zwischen 6,5 und 8,0 (16). Der Acetatabbau wird bei pH-Werten unter 6,5 deutlich

gehemmt. Bei pH-Werten über 8,0 werden die Methanbakterien geschädigt (33).

Laut Stadlbauer (1982) sind pH-Werte unter 6,2 toxisch für Methanbakterien.

Nach Mudrack & Kunst (1991) sollte für die Methanbakterien ein engerer Bereich von

pH-Werten zwischen 6,8 und 7,2 eingehalten werden, wenn eine ungehemmte

Methanbildung erfolgen soll. Für die versäuernden Bakterien ist hingegen eher ein

saurer pH-Wert günstig. Bei bestimmten Substraten (z. B. Gelatine) ist sogar ein pH-


Wert von 5,3 bis 6,3 nötig, da ab einem pH-Wert von 7,0 die Versäuerung gehemmt

wird.

Nach Schulz (1996) und Aschmann et al. (2007) sollte der pH-Wert des

Gärprozesses im schwach alkalischen Bereich um 7,5 liegen, während nach

Kleemann & Meliß (1993) eine optimale Gasausbeute in einem pH-Bereich von 6,5

bis 7,2 erreicht wird.

Bedingt durch die hohe Pufferkapazität des Substrats kann der pH-Wert allerdings

erst spät auf Störungen reagieren. Die Pufferkapazität ist ein Mass für die Menge

Saüre oder Base, die ein Puffer abfangen kann, so dass der pH-Wert auch bei

Zugabe oder durch die Produktion saurer oder basich reagierender Stoffe über einen

weiten Bereich stabil bleibt. In einem gepufferten System werden die bei der Zugabe

von Säuren oder Basen entstehenden Hydronium(H3O+)- oder Hydroxid(OH-)-Ionen

abgefangen und neutralisiert, so dass keine wesentlichen pH-Verschiebungen

entstehen. Daher ist der pH-Wert ein ungeeigneter Parameter für die Kontrolle bzw.

für das frühzeitige Erkennen von Störungen des anaeroben Prozesses (16).

Die bei einer Überlastung oder sonstigen Störung des Prozesses auftretende

Zunahme der flüchtigen Fettsäuren wirkt sich erst bei sehr hohen Konzentrationen

auf den pH-Wert aus, da das Puffersystem die sauer reagierenden Fettsäuren (bzw.

H3O+-Ionen) abfängt. Die Pufferkapazität (auch Säurekapazität) wird beim

Faulwasser hauptsächlich durch den Gehalt an Ammoniumionen und die mol-gleiche

Menge Hydrogencarbonationen bestimmt (33).

Nach Aschmann et al. (2007) soll die Alkalinität als Maß für die Pufferkapazität

zwischen 1500 und 5000 mg CaCO3 liegen.

Nach Roediger et al. (1990) ist der pH-Wert als Beurteilungskriterium für den Prozess

ungeeignet, sofern er zwischen 6,9 bis 7,5 liegt. Dann ist er im Wesentlichen nur ein

Maß für die Ammoniumkonzentration.

2.1.1.5 Einfluss der Durchmischung

Um die aktive Biomasse kontinuierlich mit ausreichend abbaufähigem Material zu

versorgen und um die Stoffwechselprodukte der Organismen abzutransportieren,

bedarf es einer guten Durchmischung des Reaktors. Tab. 2.8 zeigt die

Gegensätzlichkeiten bezüglich der Anforderungen an die Durchmischung.


Bei zu geringer Durchmischung kann das produzierte Faulgas eine Gashülle um die

Zelle bilden und damit deren weitere Substrataufnahme verhindern. Man spricht

dann von der sog. Diffusionslimitierung (24). Doch auch eine zu starke

Durchmischung wirkt negativ auf den Abbauprozess. Die Symbiose der

wasserstoffbildenden acetogenen Bakterien und der wasserstoffverbrauchenden

methanogenen Organismen sollte nicht gestört werden. Eine zu intensive

Durchmischung stört die Bakteriensymbiose (die Organismen werden getrennt), was

zu einer Abnahme der Methanbildung führt (15). Daher muss zwischen dem Maß der

notwendigen Durchmischungsenergie und dem Durchmischungssystem ein

Kompromiss gefunden werden, der den Anforderungen der anaeroben Biozönose

weitestgehend gerecht wird (14).

Tab. 2.8: Gegensätzlichkeiten bezüglich der Durchmischung von Anaerobreaktoren (34), (23)

voll durchmischter Reaktor (starke Durchmischung)

schwach bzw. diskontinuierlich durchmischter Reaktor

(schwache, schonende Durchmischung)

Vorteile:

- Stofftransport ist optimal (Vermischen des frischen

Substrats mit dem bereits faulenden, um eine

Impfung des frischen Substrats mit aktiven Bakterien

zu gewährleisten, Abtransport des Faulgases)

- homogene Situation im Reaktor (Temperatur,

Trockenmassekonzentration, Substratverteilung, pH-

Wert)

- Vermeiden oder Zerstören von Schwimmdecken und

Sinkschichten

- Verbesserung des Stoffwechsels der Bakterien durch

das Austreiben von Gasblasen und Heranführen

frischer Nährstoffe

- Reduzierung der Scherkraftbelastung auf die

Bakterien

- geringer Energieaufwand

- Reduzierung der Trockenmassekonzentration im

Reaktorabfluss

Nachteile:

- hohe Scherkraftbelastung der Methanbakterien

- hoher Energiebedarf

- hohe Trockenmassekonzentration im Reaktorablauf,

Belastung der externen Trenneinrichtung

- Gefahr der Bildung von Schwimm- und Sinkschichten

(insbesondere bei Abwässern aus

Massentierhaltungen)

- Gefahr von Kurzschlussströmungen und Totzonen

- Stofftransport ist nicht optimal

2.1.1.6 Einfluss hemmender und toxischer Substanzen

Einige Substanzen im Substrat können negative Auswirkungen auf den anaeroben

Abbauprozess haben. Die hemmende oder gar toxische Wirkung auf die

Mikroorganismen hängt dabei im Wesentlichen von deren Konzentration ab. Aber


auch der pH-Wert und die Temperatur im Prozess beeinflussen die negativen

Auswirkungen (24).

Hierfür empfindlich sind vor allem methanogene Bakterien, die jedoch die

wichtigsten Organismen im anaeroben Prozess sind. Ihr geringes Wachstum, die

hohe Substratspezifität und die relativ hohe Anfälligkeit gegen Umweltstress machen

häufig die Methanogenese zur prozesskritischen Phase. Daher sind Kenntnisse über

die Wirkung von hemmenden Substanzen, besonders bei Methanbakterien, von

entscheidender Bedeutung für einen optimalen Verlauf der anaeroben Gärung (35).

Eine Festlegung strikter Grenzwerte ist schwierig, da sowohl chemische Prozesse

toxische Stoffe binden können als auch eine gewisse Adaptation der

Mikroorganismen an die Milieubedingungen möglich ist (28).

Sauerstoff

Fakultativ anaerobe Mikroorganismen wachsen sowohl in Gegenwart als auch in

Abwesenheit von Sauerstoff. Zu dieser Bakteriengruppe zählt z. B. ein Großteil der

versäuernden Bakterien. Für obligat anaerobe Bakterien, wie z. B. die

Methanbakterien, ist die Anwesenheit von Sauerstoff toxisch. Anstelle des

Sauerstoffs dienen den Anaerobiern z. B. Nitrat, Sulfat oder Carbonat als

Wasserstoffakzeptoren. Der Kontakt mit Sauerstoff kann durch entsprechende

konstruktive und betriebstechnische Maßnahmen ausgeschlossen werden (24).

Allerdings weist der anaerobe Prozess eine gewisse Toleranz gegenüber kleinen

Mengen an Sauerstoff auf. Bis zu 50 Mass.-% der am Gesamtprozess beteiligten

Bakterien sind aerob bzw. fakultativ anaerob und verbrauchen somit den mit dem

Substrat eingebrachten Sauerstoff innerhalb kürzester Zeit, ohne dass für das

Gesamtsystem ein Schaden entstehen würde (16). Die Abwesenheit von Sauerstoff

ist nicht unbedingt entscheidend für das Wachstum von Anaerobiern. Viel wichtiger

ist das sogenannte Redoxpotential, das ein Maß für die Tendenz ist, von chemischen

Verbindungen oder Elementen Elektronen abzugeben oder aufzunehmen. Anaerobe

Bakterien können aber nur bei einem tiefen Redoxpotential wachsen. So braucht es

für den Abbau von flüchtigen Fettsäuren weniger als -100 mV (36), für die Produktion

von CH4 weniger als -330 mV (37). Über Redoxmessungen im Methanreaktor kann

man Störungen frühzeitig erkennen (38). Durch ein Ansteigen des Säuregehaltes fällt


der pH-Wert bzw. steigt der Wasserstoffpartialdruck, und das Redoxpotential

verändert sich (15).

Schwefel

Wie oben beschrieben ist Schwefel für den Aufbau der Bakterienbiomasse

lebensnotwendig, kann aber zur Hemmung der Fermentation bei höheren

Konzentrationen führen. Der Schwefelgehalt im anaeroben Prozess sollte ungefähr

dem des Phosphors entsprechen. Da die Methanbakterien den Schwefel nur in

reduzierter Form aufnehmen, ergibt sich eine optimale Konzentration von ca. 10 mg/l

gelöster Schwefelwasserstoff (H2S) im Substrat (15). Höhere Konzentrationen

können im Prozess hemmend oder toxisch wirken.

Schwefelwasserstoff entsteht bei der Vergärung auf zwei verschiedene Arten.

Erstens durch den Abbau eiweißhaltiger Stoffe, d. h. der schwefelhaltigen

Aminosäuren Cystein und Methionin, und zweitens durch Reduktion anorganischer

Schwefelverbindungen (16).

Bei der Reduktion konkurrieren infolge erhöhter Sulfatkonzentrationen

sulfatreduzierende Bakterien (Desulfurikanten) mit Methanbakterien. Tritt anstelle

eines Methanbakteriums ein anderer H2-verbrauchender Partnerorganismus in die

Symbiose aus acetogenen und methanogenen Bakterien ein, stehen den

Methanbakterien weniger Nahrungsstoffe zur Verfügung, was mit einem Rückgang

der Methanbildung verbunden ist. Desulfurikanten sind zudem gegenüber den

Methanbakterien energetisch begünstigt, so dass die Desulfurikation bevorzugt vor

der Methanisierung erfolgt (24). Die Reduktion hat einen Doppeleffekt: Einerseits

bewirkt der Nährstoffentzug durch Desulfurikanten eine Verminderung der

Methanbildung. Andererseits wirkt gleichzeitig eine erhöhte Konzentration an

entstandenem H2S toxisch auf die Methanbakterien.

Das entstehende H2S wird zum Teil mit dem entstehenden Biogas frei. Es kann auch

wasserlöslich (undissoziiert und toxisch) in der Flüssigkeit verbleiben oder dissoziiert

als schwache Säure zerfallen, wobei Hydrogensulfid und Sulfidionen entstehen (2).

Die Toxizität wird auch durch die undissoziierte Form des H2S bestimmt, da mit

ansteigendem undissoziierten Anteil die Giftigkeit zunimmt (24). Das chemische

Gleichgewicht zwischen der undissoziierten und der dissoziierten Form

H2S ← → HS- + H+


ist vom pH-Wert abhängig. Bei einem pH-Wert von 6,0 liegen über 90 Mass.-% des

Gesamtsulfides als H2S vor (weniger als 10 Mass.-% als HS-), bei pH 7,0 ca. 50

Mass.-% (ca. 50 Mass.-% als HS-) und bei pH 8,0 weniger als 10 Mass.-% als H2S

(über 90 Mass.-% als HS-) (24).

Nach Wellinger et al. (1991) sind H2S-Gehalte über 3 mMol/l bzw.

Sulfidkonzentrationen über 100 mg/l kritisch, was etwa einem H2S-Anteil im Biogas

von 1 Vol.-% entspricht.

Nach Scholwin et al. (2009) wirken Schwefelverbindungen wie H2S ab 50 mg/l, S2 ab

100 mg/l und Na2S ab 160 mg/l hemmend. Adaptierte Populationen von

Mikroorganismen können jedoch bis zu 600 mg/l Na2S und 1000 mg/l H2S ertragen.

Die Konzentrationsgrenze der Sulfid-Anion S2 enthaltenden Verbindungen stimmt

mit derjenigen von Wellinger et al. (1991) überein. Ebenfalls hemmend können

ThiolBrücken wirken, wobei die Hemmschwellen je nach Substanz unteschiedlich

sein können. Darüber hinaus kann eine (Sulfid)Fällung in Anwesenheit von gewissen

Metallionen erfolgen.

Zusätzlich besteht die Gefahr, dass wichtige Spurenelemente (Ni, Co, Mo, Fe) als

schwerlösliche Metallsulfide gefällt werden und damit den Mikroorganismen fehlen.

Probleme mit zu hohen H2S–Konzentrationen können bei der Vergärung von

Schweine- und Hühnerexkremente auftreten (16).

Wie der Hemmechanismus wirkt, ist nicht genau bekannt, doch können die oben

beschriebenen Wirkungen, wie folgt zusammengefasst werden (16):

- Höhere H2S -Konzentrationen wirken toxisch für Methanbakterien.

- Die Fällung wichtiger Spurenelemente (Ni, Co, Mo, Fe) als schwerlösliche

Metallsufide führen zu einem Mangel an diesen Elementen.

- Die Sulfatreduktion (Desulfurikation) bildet eine Konzurrenzreaktion zur

Methanbildung

Der beste Betriebsparamenter zur Überwachung der H2S-Toxizität ist der H2S-Gehalt

des Biogases. Treten erhöhte Werte auf, können folgende geeignete Maßnahmen

getroffen werden:

- Erhöhung des pH-Werts im Reaktor

- Zugabe von Eisensalzen zur H2S-Fällung als Eisensulfid

- Verringerung der Raumbelastung zur Steigerung der CSB-Abbauleistung

- Verdünnung mit sulfatfreiem bzw. sulfatarmem Wasser oder Abwasser (39).


Oganische Säuren

Organische Säuren gelangen entweder mit dem Substrat in den Anaerobreaktor oder

werden durch die Abbauprozesse im Reaktor gebildet. Im Stoffwechsel der

Methangärung treten die kurzkettigen Fettsäuren (C1 bis C6: Ameisen-, Essig-

Propion-, Butter, Valerian- und Capronsäure) als wichtige Stoffwechselprodukte auf

(16). Die Konzentrationen und Arten der Fettsäuren wurden als Indikatoren von

Stabilität und Aktivität bereits weitgehend untersucht (40).

Man spricht von einem stabil verlaufenden Prozess, wenn sich Säureangebot und

-abbau im Gleichgewicht befinden. Die Stabilität wird durch die Aktivität der

Methanbakterien eingestellt (24). Bei einem Überangebot an Säuren geht daher

automatisch die Methanbildung zurück, da die Abbaukapazität der Methanbakterien

überschritten wird. Dadurch steigt die Konzentration der flüchtigen organischen

Säuren, was wiederum hemmend auf den Stoffwechsel der Essigsäure abbauenden

Methanbakterien wirkt (39).

Der undissoziierte Anteil der Säuren (d. h. ihre Carboxygruppe –COOH) wirkt

vornehmlich hemmend oder toxisch. Der prozentuelle Anteil der undissoziierten

Säuren an den Gesamtsäuren ist vom pH-Wert abhängig. Je niedriger der pH-Wert

ist, desto höher ist der prozentuelle Anteil der undissoziierten Säuren (39). Nach

Roediger et al. (1990) ist aber nicht zu unterscheiden, ob bei niedrigem pH-Wert die

Protonenkonzentration oder die Konzentration der undissoziierten organischen

Säuren die Methanbakterien beeinträchtigt. Nach Kroiss (1986) liegen bei

mesophilen Temperaturen und pH-Werten von über 7,0 im Substrat über 99 Vol.-%

der organischen Säuren dissoziiert und unter 1 Vol.-% undissoziiert vor.

Ein niedriger Gehalt der Säuren bedeutet, dass der Abbau der Säuren durch die

Methanbakterien gut Schritt mit deren Erzeugung hält (33).

Nach Roediger et al. (1990) kann man als Schwellenwert eine Konzentration der

Säuren im Gärrest von kleiner 500 mg HAcäq/l (gemessen als Essigsäureäquivalent)

ansehen, der bei einem gut intensivierten Prozess üblicherweise bereits bei

Verweilzeiten von 10 Tagen und mesophilen Temperaturen unterschritten wird. Man

muss aber berücksichtigen, dass bei höheren Feststoffgehalten im Substrat auch

etwas höhere Säuregehalte vorkommen können, ohne dass dies eine schlechtere

Vergärung bedeutet.


Nach Aschmann et al. (2007) soll die Konzentration einzelner flüchtiger Fettsäuren

im Bereich von 600-1500 mg/l liegen. Welliger et al. (1991) berichteten, dass im

oberen Bereich der Belastbarkeit sich die Säurewerte im Fermenter denen der

Frischgülle angleichen, wobei die Konzentration der flüchtigen Säuren rund 3000 bis

10000 mg/l beträgt. Sie berichteten ebenso, dass bei einem stabilen anaeroben

Prozess die Säuren praktisch vollständig umgesetzt werden, so dass ihre Summe im

ausgegorenen Material weniger als 1000 mg/l beträgt. Nach Scholwin et al. (2009)

können verzweigte Fettsäuren schon ab 50 mg/l (Iso-Buttersäure) hemmend wirken.

Bei längerkettigen Fettsäuren (C12 bzw. C18) wurde eine hemmende Wirkung bereits

ab 1,2 mM beobachtet.

Das plötzliche Absinken der Gasproduktion und der Anstieg der Säurekonzentration

(vor allem Propionat bzw. Propionsäure) sind früh ansprechende Indikatoren, welche

den Beginn eines instabilen Gärverlaufes anzeigen. Kritisch wird die Gärung, sobald

sich Propionsäure anhäuft. Parallel dazu ist in den meisten Fällen bereits ein

Rückgang der Gasproduktion zu beobachten. Zudem kann infolge der vermehrten

Produktion oberflächenaktiver Fettsäuren eine zum Teil intensive

Schaumentwicklung auftreten (16). Wellinger et al. (1991) haben ebenso berichtet,

dass der Zusammenbruch des Prozesses durch einen hohen Säuregehalt (ab etwa

15.000 mg/l) gekennzeichnet und mit einem steigenden CO2-Anteil im Biogas bei

sinkender Gasproduktion und fallendem pH-Wert verbunden ist.

Obwohl weitere Studien (40), (41) zeigen, dass Essigsaüre mit mehr als 73 Vol.-%

des produzierten Methans die Hauptquelle der Methanproduktion ist und damit sie

eine wesentliche Leistung hat, kann sie nach Zhou et al. (2011) bei hohen

Konzentrationen einen Inhibitor der Methanproduktion darstellen. Sie fanden ebenso,

dass der Hemmefekt bei sinkendem Inokulum/Substrat-Verhältnis zunimmt und die

Erhöhung der Essigsäurekonzentration dabei auf den Kohlenhydratgehalt des

Substrates zurückgeführt werden kann. Zusätzlich behaupteten Mizuno et al. (1981)

zit. nach Zhou et al. (2011), dass eine steigende Kohlenhydratkonzentration deutlich

die produzierte Menge an Wasserstoff und Acetat erhöht.

Mawson et al. (1991) zit. nach Zhou et al. (2011) stellten fest, dass höhere Mengen

von 17 mM (1020,88 mg/l) Essigsäure die Methanproduktion inhibieren.


Folgende Maßnahmen wurden von Kroiss (1986) vorgeschlagen, um einer bereits

vorhandenen oder sich ankündigenden Hemmung der Methanbildung durch eine

erhöhte Saurekonzentration entgegenzuwirken:

- Rücknahme der CSB-Belastung (Säurebelastung) des Reaktors

- Erhöhung des pH-Wertes durch Zugabe von Neutralisationsmittel (Ca(OH)2,

Na2CO3, NaOH)

- Zugabe von Verdünnungswasser zur Verringerung der Säurekonzentration.

Nitrat- und Ammoniumstickstoff und Ammoniak

Nitratreiche Substrate können wegen des gebundenen Sauerstoffs zur Hemmung

der Methanbildung führen. Aus diesem Grund ist zunächst die Abspaltung des im

Nitrat gebundenen Sauerstoffs erforderlich (z. B. durch Denitrifikation) oder eine

zweistufige Betriebsführung einzusetzen, da damit die Mengen des gebundenen

Sauerstoffs direkt in der ersten Stufe verbraucht werden und somit die Methanstufe

nicht negativ beeinflusst wird. Eine Hemmung der hydrolysierenden bzw.

versäuernden Bakterien der ersten Stufe ist nicht anzunehmen (24).

Ammoniumion (NH4+) (auch als Ammonium bezeichnet) und freies Ammoniak (NH3)

sind die zwei Hauptformen von anorganischen Ammoniak-Stickstoff in wässriger

Lösung (42). Der Ammonium-Stickstoff (NH4+-N) ist ein sehr häufiges metabolisches

Endprodukt der anaeroben Vergärung von proteinhaltigen Substraten (wie z. B.

Gülle, angesiedelter Klärschlamm, Abwasser aus der Kartoffelstärkeindustrie, usw.)

und besitzt eine relativ hohe potentielle Toxizität für methanogene Bakterien (35). Er

wird entweder in g NH4+-N/l oder in mM (1 g NH4

+-N/l = 71,4 mM NH4+-N) gemessen.

Das freie Ammoniak wird durch den Abbau stickstoffhaltiger Verbindungen, vor allem

von Proteinen und Harnstoff, freigesetzt und dient den Bakterien als Stickstoffquelle

(16). Bei der Analyse wird üblicherweise die Summe, NH4+ plus NH3, als

Gesamtammonium oder Gesamtammonium-Sticktoff (auch als Gesamtammoniak

oder Gesamtammoniak-Stickstoff bezeichnet) in g N/l or mmol N/l (auch in mM N)

bestimmt (43), (44), (45).

Hohe Ammoniumkonzentrationen im Substrat können erhebliche Toxizitätsprobleme

beim anaeroben Abbauprozess verursachen (24). Von den vier


Mikroorganismenarten der vier Phasen des anaeroben Prozesses sind die

Methanbakterien diejenigen, die am wenigsten tolerant gegenüber dem

Gesamtammonium-Stickstoff sind (46). Bezüglich der Methanbakterienarten liegen

widersprüchliche Informationen über die Empfindlicheit der acetotrophenen (Acetat

und Essigsäure verbrauchende Bakterien) und der hydrogenotrophenen (Wasserstoff

verbrauchende Bakterien) Methanogenen vor. Während einige Autoren (35), (47),

(48), (49) auf Basis des Vergleiches von Methanproduktion und Wachstumrate

darauf hingewiesen haben, dass die hemmende Wirkung im Allgemeinen stärker für

die Acetotrophen als für die Hydrogenotrophen ist, haben andere Autoren (50), (51)

einen relativ höheren Widerstand zum Gesamtammoniak-Stickstoff von den Acetat

verbrauchenden als von den Wasserstoff verbrauchenden Methanogenen

beobachtet.

In Abhängigkeit von pH-Wert und Temperatur kann Ammonium und das damit in

Gleichgewicht stehende Ammoniak zu einem wesentlichen Hemmfaktor für die

methanogenen Mikroorganismen werden (2). Die versäuernden Mikroorganismen

werden in ihren Abbaureaktionen hingegen (wie beim Sauerstoff und Nitrat) kaum

beeinträchtigt (52).

Mit Wasser bildet Ammoniak das von Temperatur und pH-Wert o. g. abhängige

Gleichgewicht (16). Für die Hemmwirkung ist vornehmlich der undissoziierte (un-

ionisierte) Anteil, also das nicht in Ionen zerfallene freie Ammoniak, verantwortlich.

Das chemische Gleichgewicht

NH4+ ← → NH3 + H+

ist (wie beim H2S und bei den organischen Säuren) stark vom pH-Wert abhängig

(24). Eine Erhöhung von pH-Wert und/oder Temperatur verschiebt das Gleichgewicht

zugunsten des freien Ammoniaks (16).

Da mit zunehmender Ammoniumkonzentration der pH-Wert steigt, wirkt sich dies

zunächst stabilisierend auf den Anaerobprozess aus. Bei einem weiteren Anstieg der

Ammoniumkonzentration nimmt, in Verbindung mit der daran gekoppelten pH-Wert-

Anhebung, die Toxizitätsgefahr von Ammoniak durch den absoluten und den

prozentualen NH3-Anstieg verstärkt zu. Die Folge ist eine Hemmung der Essigsäure

abbauenden Methanbakterien und eine Zunahme der Säurekonzentration. Nach

einer ersten Erhöhung aufgrund der Ammoniumzunahme sinkt dann der pH-Wert

wieder. Das NH4+/NH3-Verhältnis verändert sich zugunsten des dissoziierten NH4

+-N


Anteils. Das bedeutet, dass eine kurzfristige Toxizität des Ammoniaks durch

selbständige Regulation wieder normalisiert wird (24).

Nach Koster (1986) kann ein hoher pH-Wert, der toxische Konzentrationen des un-

ionisierten freien Ammoniaks während des Anpassungszeitraums der Bakterien

verursacht, zu einer verringerten maximalen spezifischen methanogenen Aktivität der

adaptierten Biomasse führen, was eine Anhäufung von Fettsäuren und eine

Absenkung des pH-Wertes verursachen kann (pH-Wert < 6 ist fatal für die

Methanbakterien). Ein niedriger pH-Wert während des Anpassungszeitraums führt

auch zu einem verzögerten Abbau von Propionsäure, wahrscheinlich aufgrund der

Hemmung der Wasserstoff verbrauchenden methanogenen Bakterien durch

undissoziierte flüchtige Fettsäuren, aber dieser führt nicht zu einer verminderten

maximalen spezifischen methanogenen Aktivität in adaptierter Biomasse.

Die Wechselwirkung zwischen freiem NH3, Fettsäuren und pH-Wert kann zu einem

"inhibited steady state" führen, einem Zustand, in dem der Prozess stabil ist, aber mit

einer geringeren Methanausbeute (47), (53).

Die verschiedenen Parameter, die zu einer Hemmung durch Gesamtammoniak-

Stickstoff im anaeroben Prozess führen können, können dann wie folgt

zusammengefasst werden: Gesamtammoniak-Sticksoffkonzentration, pH-Wert,

Temperatur, Adaptation der Bakterien, Anwesenheit von anderen Ionen und nach

Zhou et al. (2011) kann das Inokulum/Substrat-Verhältnis auch ein Einflussfaktor

sein.

Ein breites und teilweise widersprüchliches Intervall von hemmenden

Gesamtammoniak-Konzentrationen ist in der Literatur berichtet worden (54), (55),

(45), (50), (56), (57), (43), (47), (58), (46), (49), (59), (60), (61). Allerdings wird die

inhibitorische Gesamtammoniakkonzentration, die 50 % Reduktion der

Methanproduktion verursacht, im Intervall von 1,7 bis 14,0 g N/l zusammengefasst.

Der signifikante Unterschied ist auf die Unterschiede in den verwendeten Substraten

und Inokula, Umgebungsbedingungen (Temperatur und pH-Wert) und Adaptation der

Methanogenen zurückzuführen (54), (56), (58).

McCarty (1964) zit. nach Hashimoto (1983) berichtete, dass die Hemmung bei einer

Gesamtammoniak-Stickstoffkonzentration (NH4+ plus NH3) zwischen 1,5 und

3,0 g N/l beim pH-Wert über 7,4 bis 7,6 und die Toxizität bei Konzentrationen über


3,0 g N/l eintreten. Nach Hashimoto (1986) begann eine Hemmung bei einer

Gesamtammoniak-Stickstoffkonzentration von etwa 2,5 g N/l für thermophile und

mesophile Fermentationen, die nicht an hohen Gesamtammoniakkonzentrationen

zuvor adaptiert worden waren und bei etwa 4 g N/l für thermophile Fermentationen,

die an Gesamtammoniakkonzentrationen zwischen 1,4 und 3,3 g N/l zuvor

angepasst worden waren. Beginnend bei einer Gesamtammoniakonzentration von

ungefähr 700 mg N/l verringerte sich nach Koster und Lettinga (1984) die maximale

spezifische Aktivität von Methanbakterien bei zunehmender

Ammoniakkonzentrationen. Nach diesen Autoren und nach Van Velsen (1981) hört

die Methanogenese bei nicht adaptiertem methanogenen Bakterienschlamm auf,

wenn die Gesamtammoniak-Konzentration auf etwa 1,7-2,0 mg N/l angehoben

wurde. In weiteren Vergärungsversuchen mit Kartoffelsaft mit granulärem Schlamm

beobachteten Koster und Lettinga (1988), dass die adaptierte Methanogenese noch

bei 11,8-16 g Gesamtammoniak-Stickstoff pro Liter laufen konnte. Ab 16 g/l wurde

dann die Methanogenese Null. Beim Rückgang der Konzentration des

Gesamtammoniaks konnten diese Autoren aufgrund eines guten Verhältnisses

zwischen der Gesamtammoniakkonzentration und der methanogenen Aktivität noch

bestätigen, dass die Toxizität des Gesamtammoniaks reversibel ist.

Bei abnehmendem Inokulum/Substrat-Verhältnis wurden von Zhou et al. (2011)

höhere Gesamtammoniakkonzentrationen festgestellt. Diese Tatsache war

vorhersehbar, da es allgemein bekannt ist, dass einige organische

Stickstoffverbindungen (hauptsächlich Eiweiß und Harnstoff) zu Gesamtammoniak

bei der anaeroben Vergärung umgewandelt werden.

Nach Kroiss (1986) sowie Koster und Lettinga (1983), beide Referenze zit. nach

Dauber (1993), wurden zulässige NH4+-N-Konzentrationen in Abhängigkeit von pH-

Wert und Temperatur festgestellt. Bei konstanter Temperatur und abnehmendem pH-

Wert sowie bei konstantem pH-Wert und abnehmender Temperatur nehmen die

Grenzen der kritischen NH4+-N-Konzentrationen im anaeroben Prozess zu. Bei einer

Temperatur von 38 ⁰C liegt z. B. die untere Konzentrationsgrenze ohne Hemmung

bei ca. 0,5 g NH4+-N /l, wenn der pH-Wert 8,0 beträgt, und die obere Grenze bei ca. 4

g NH4+-N/l, wenn der pH-Wert 7,0 beträgt. Bei einer niedrigen Temperatur (30 ⁰C)

liegt aber die untere Grenze ohne Hemmung bei ca. 1 g NH4+-N/l, wenn der pH-Wert


8,0 beträgt, und die obere Grenze bei ca. 6 g NH4+-N/l, wenn der pH-Wert 7,0

beträgt.

Durch einen Versuch bei 30±1 ⁰C mit methanogenem Schlamm hat Koster (1986)

beobachtet, dass bei zunehmendem Ammonium-Stickstoff die Methanogenese bei

1,9-2 g NH4+-N/l fast auf Nulll abgefallen war und nach der Adaptation der

Methanbakterien die Methanstufe erneut und sogar bei noch höheren NH4+-N-

Konzentrationen aktiv war. Eine kinetische Analyse der Methanproduktion während

des Anpassungsprozesses der Methanbakterien zeigte, dass die Anpassung das

Ergebnis einer metabolischen Veränderung der bereits vorhandenen methanogenen

Bakterien anstatt des Wachstums neuer Bakterien war.

Nach Scholwin et al. (2009) sind NH4+-N-Konzentrationen zwischen 2,7 und 10,0 g/l

hemmend. Adaptierte Methanogene können aber bei relativ niedrigem pH-Wert bis

zu 30 g/l ertragen.

Nach den Versuchen von Hendriksen und Ahring (1991) begann eine Hemmung von

verschiedenen thermophilen H2-verbrauchenden Methanbakterien ab 3,0-4,0 g

NH4+-N/l (214-286 mM), und die Methanogenese sank bei 6,0 g NH4

+-N/l (428 mM)

auf 50 %. Des Weiteren waren bei fast 9,0 g NH4+-N/l (643 mM) alle verwendeten H2-

verbrauchenden Methanbakterien sehr instabil oder ganz gehemmt.

Kroeker et al. (1979) und De Baere et al. (1984) beobachteten, dass freies

Ammoniak (anstatt des Ammoniumions) die Hauptursache für die Hemmung der

Methanogenese zu sein scheint, da es frei membran-permeabel ist. Das hydrophobe

Ammoniakmolekül kann passiv in die Zelle diffundieren und dadurch Protonen-

Unausgeglichenheit und/oder Kaliummangel verursachen. Van Velsen (1981) sowie

Stevens und Schulte (1979) zit. nach Hashimoto (1983) haben ebenso die niedrigere

Gasproduktion auf die Hemmung durch freien Ammoniak zurückgeführt. Koster und

Koomen (1988) haben danach bestätigt, dass NH3 ein stärkerer Inhibitor als NH4+ ist.

Da die freie Ammoniakkonzentration zunimmt, wenn Temperatur und pH-Wert

zunehmen, wird dann erwartet, dass mehr freies Ammoniak bei höheren

Temperaturen vorliegen würde. Van Velsen (1981) hat bei einer

Gesamtammoniakkonzentration von 3,5 g N/l und einem pH-Wert von 8 eine freie

Ammoniakkonzentration von 0,97 g N/l (28 Mass.-%) bei 55 ⁰C im Vergleich zu


0,26 g N/l (7,43 Mass.-%) bei 35 ⁰C beobachtet. Daher ist er zu der Aussage

gekommen, dass die Hemmwirkung von Gesamtammoniak-Stickstoff erheblich

größer unter thermophilen als unter mesophilen Temperaturen ist.

Nach Angelidaki und Ahring (1994) führt eine erhöhte Prozesstemperatur im

Allgemeinen zu einem positiven Effekt auf die Stoffwechselrate der Bakterien, aber

andererseits zu einer höheren Konzentration an freiem Ammoniak, was bei hohen

Gesamtammoniakkonzentrationen einen negativen Effekt auf den Prozess haben

kann. Aus der Erhöhung der Ammoniak-Hemmung mit der Temperatur würden in der

Regel höhere Fettsäurenkonzentrationen bei thermophilen als bei mesophilen

Vergärungstemperaturen folgen. Zeeman et al. (1985) hatten ebenso höhere

Fettsäurenkonzentrationen bei thermophilen Vergärungstemperaturen im Vergleich

zu den mesophilen beobachtet. Bei ihren Versuchen beobachteten sie, dass höhere

Gesamtammoniakkonzentrationen eine Reduktion der maximalen tolerierbaren

Temperatur zur Folge hatten. Niedrige Prozessleistung wurde beobachtet, wenn aus

der Kombination Temperatur-Gesamtammoniak eine berechnete Konzentration von

ionisiertem freien Ammoniak höher als ca. 0,7 g N/l bei einer Verweilzeit von 15

Tagen erfolgte. Wenn die Gesamtammoniakbelastung noch hoch war, führte eine

Absenkung der Temperatur unter 55 ⁰C zu einer Zunahme der Biogasausbeute und

einer besseren Prozessstabilität, welche durch eine Absenkung der Konzentration

von flüchtigen Fettsäuren im Abfluss gekennzeichnet wurde.

McCarty und McKinney (1961) berichteten, dass eine Gesamtammoniaktoxizität bei

freiem Ammoniakkonzentration von 150 mg/l auftritt. Nach Van Velsen (1981) muss

ab einer NH3/NH4+ Gesamtkonzentration von ca. 3000 mg/l mit einer beginnenden

Hemmung gerechnet werden. Durch gute Adaptation ist es jedoch möglich, eine

Bakterienflora zu erhalten, die selbst bei Ammoniakkonzentrationen von 5000 mg/l

zufriedenstellend arbeitet. Allerdings wird es nach Liu und Sung (2002) zit. nach

Chen (2008) allgemein angenommen, dass Ammoniak-Konzentrationen unter 200

mg/l positiv für den anaeroben Prozess sind, da Stickstoff ein wichtiger Nährstoff für

die anaeroben Mikroorganismen ist. Nach Scholwin et al. (2009) ist auch Ammoniak

ab150 mg/l hemmend.

Nach Wellinger et al. (1991) kommen als Gegenmaßnahmen bei einer Hemmung

eine Verdünnung des Substrats sowie eine Senkung von Temperatur und pH-Wert in

Frage.


McCarty und McKinney (1961) sowie weitere Autoren (55), (43) haben bestätigt,

dass bestimmte Ionen wie Ca2+, Na+ und Mg2+ sich antagonistisch zur

Gesamtammoniakhemmung erwiesen haben. Das ist ein Phänomen, bei dem die

Toxizität eines Ions durch die Gegenwart von anderem(n) Ion(en) verringert wird.

Nach Krylova et al. (1997) kann das Kaliumion K+ auch antagonistisch zur

Gesammoniakhemmung wirken. Bei ihren Versuchen haben sie auch beobachtet,

dass die Hemmung mit mehr als 50 g/l NH4+Cl (13 g NH4

+-N) irreversibel war, da

diese mit weiterer Zugabe von Phosphorit (darin K+, Ca2+ und Mg2+) nicht eliminiert

werden konnte (59). Andere Autoren (62) haben Zeolith (darin verschiedene

Mineralien) gegen die Ammoniakhemmung verwendet. Der Zeolith wirkte in

gewissem Maße der hemmenden Wirkung von Ammoniak entgegen. Nach Scholwin

et al. (2009) kann Ammonium je nach Organismen eine Wechselwirkung mit Ca2+

oder Na+ haben.

Schwermetalle

Schwermetalle wirken nicht grundsätzlich toxisch, sondern können in geringen

Konzentrationen auch als wichtige Nährstoffe stimulierend auf die

Mikroorganismenaktivität einwirken. Die Grenzen zwischen Stimulation, Hemmung

und Toxizität sind je nach Metallart und –konzentration sowie den chemischen und

physikalischen Milieubedingungen (pH-Wert und Redoxpotential) stark differierend.

Je nach Herkunft schwanken die Konzentrationen in den Ausgangssubstraten. Auch

Schlämme aus der Behandlung von industriellen und gewerblichen Abwässern

können mit verschiedenen Schwermetallen belastet sein (24).

Bei organischen Abfällen kommen diese aufgrund externer Einflüsse wie

Medikamente, Antibiotika, Nahrungsmittel usw. vor. In Tab. 2.9 sind, soweit Daten

vorliegen, die Gehalte an Schwermetallen in verschiedenen Ausgangssubstraten

zusammengefasst (13).

Sterritt und Lester (1990) zeigten, dass sich Schwermetalle in toxischen

Konzentrationen anreichern können, da sie im Gegensatz zu vielen anderen

toxischen Substanzen biologisch nicht abbaubar sind.

Nach Valle und Ulner (1972) ist die toxische Wirkung durch eine Störung der

Enzymfunktion und –struktur gekennzeichnet. Diese entstehen durch die Bindung

der Metalle mit Thiolen und anderen Gruppen von Proteinmolekülen oder durch


Ersetzen der natürlich vorkommenden Metalle in den prothetischen Gruppen des

Enzyms. Nach Zayed und Winter (2000) wird allgemein angenommen, dass

Acidogene widerstandsfähiger gegen Schwermetalltoxizität sind als Methanogene.

Tab. 2.9: Schwermetallgehalte in Ausgangssubstraten (mg/kg TM) (13)

1) Untersuchungen BDF-Programm, 1999 Bayer. Landesanstalt für Landwirtschaft (5 %, 95 % Fraktilen) (Müller, 2005) 2) Untersuchungen Güllemonitoring Forschungsprojekt LfL – TUM LS Tierhygiene „Überprüfung und Neubewertung von Wirtschaftsdüngern“

(Daten in „( )“ 5 %, 95 % Fraktilen) (Müller, 2006) +) Ergebnisse bezogen auf 30 % oTS

Die wesentlichen Faktoren, die die Schwermetallhemmung kontrollieren, sind nach

Chen et al. (2008) die chemische Form der Schwermetalle, ihre Konzentration und

die antagonistischen oder synergistischen Effekte zwischen diesen.

Bezogen auf die chemische Form können die Schwermetalle aufgrund der

Komplexität der anaeroben Vergärung in viele chemisch-physikalische Prozesse

Ausgangssubstrat Cadmium (Cd) Chrom (Cr) Kupfer (Cu) Quecksilber (Hg) Nickel (Ni) Blei (Pb) Zink (Zn)

Landwirtschaftliche

Einsatzsubstrate

Rindergülle 0,3-0,5 8 38 6 7 230

Rindergülle (n = 35) 1) 0,1-0,4 3-8 25-80 0,005-0,005 3-8 8-16 139-608

Schweinegülle (n = 25) 1) 0,1-0,5 5-18 136-766 0,005-0,01 6-17 13-22 497-1.802

Schweinegülle Mast (n = 132) 2) 0,4 (0,2- 0,6) 12 (4-27) 337 (156- 709) 0,03 (0,01-0,05) 13 (7-22) 3,3 (2-6) 1124 (486-2000)

Schweinegülle Zucht (n = 115) 2) 0,4 (0,2-0,7) 12 (4-23) 517 (84-1178) 0,03 (0.01-0,06) 12 (5-24) 4,7 (2-9) 1390 (313-2543)

Hühnergülle 0,2-0,3 <1-7,7 48-78 7-9 6-8,4 330-450

Rindermist 0,4 20 39 10 7 213

Schweinemist 0,4 11 740 13 - 1,2

Hühnermist +) 1,6 26,9 992,0 0,2 38,1 11,1 1.756,3

Kartoffelkraut - - 11,5 - - 78

Rübenblatt 0,2 <1 10 5 0,5 28

Getreidestroh 0,2 - 4-8 - 18 20-80

Maisstroh 0,1-0,4 - 7-22 - 6-33 30-70

Reststoffe aus der Industrie

Apfeltrester 0,3 1,6 7,8 - - 3,4 6,7

Obsttrester 0,11 0,06,12 7,8-30 0,06 3-21 0,7-3 25-30

Rebentrester 0,03-0,5 5 150 0,01 2,5 - 58-75

Biertreber 0,2 0,5 34,2 0,04 2,5 0,4 88

Traubenkernmehl 0,03 6,3 52,2 - 3,4 1,8 16,9

Filtrationskieselgur (Bier) 0,3-0,5 7,4-16 2,8-4,9 0,02 5-16,4 0,1-3,4 27-28

Gemüseabfälle 0,3-0,8 1-18,5 4,4-15 0,007 2,2-7,8 1,0-4,3 17-41

Ölsaatenschrot 0,1-0,3 0,5-2 5,-44 0,005 0,8-6 0,3-1 42-99

Rapsschrot 0,09 0,6 5,3 - 5,0 0,9 65,7

Rizinusschrot 0,05-0,2 1,1-2,5 15-26 0,02 1,3-5,5 1-1,5 48-116

Vinasse 0,3 1,22 2,4 0,02 5,5 2,2 22

Einsatzstoffe nach der

Nebenprodukte-VO

Blutmehl 0,1 4 28,3 - 0,2 2,5 36

Panseninhalt (unbehandelt) 2 33 5-99 - 20 20 71-321

Panseninhalt (n = 2) <0,2 2,0-3,2 14 0,02-0,03 1,5-1,6 <1-1,2 83

Speisereste, Großküchen (n = 10) 0,04-0,1 0,5-19 3,7-23 0,03 0,4-7,8 1,2-2,6 27-120

Speiseabfälle (n = 2) <0,2 1,7-2,5 8,7-9,8 0,02-0,09 <1-1,2 <1,3-2,6 47-48

Kommunale und gewerbliche

Reststoffe

Bioabfall 0,3-0,6 7-25 14-21 - 5,5-10 - 88-105

Bioabfall (n = 10) <1-0,4 10-36 16-92 0,7-0,12 6-17 13-91 81-269

Grünschnitt 0,7-2,1 4-9 10-20 - 1-9 70 8

Grünguthäcksel 0,2 (0,1-0,3) 8 (3-18) 10 (16-18) 0,03 (0,01-0,07) 4 (1-10) 9,6 (3,5-27) 54 (36-92)

Flotatschlamm - 39-80 - - - - 281-380

Fettabscheiderinhalt 0,03-0,5 2,3-30 4,8-70 0,02-0,6 0,7-40,5 1,5-27,8 26-155


einbezogen werden, wie z. B. die Fällung als Sulfid (außer Cr), als Carbonat oder als

Hydroxide (63); Sorption an festen Fraktionen (entweder an der Biomasse oder an

einem inerten Partikelmaterial) (64) und Bildung von Komplexen in einer Lösung mit

Zwischenprodukten oder mit aus der Fermentation anderen produzierten

Verbindungen (65), (66), (67), (68).

In der Fachliteratur sind sehr unterschiedliche Angaben über die schädlichen

Konzentrationen von Schwermetallen auf den anaeroben Abbauprozess zu finden. In

Tab. 2.10 sind Angaben verschiedener Autoren zusammengefasst.

Tab. 2.10: Schädliche Konzentrationen von Schwermetallen

Die große Variationsbreite der berichteten Konzentrationen (von bis zu mehreren

hundert mg/l) sowohl zur Hemmung als auch zur relativen Toxizität der

Schwermetalle werden nicht nur durch die Milieubedingungen, sondern auch durch

die Unterschiede in den Substraten und Bakteriengattungen erklärt (63), (65), (69),

(70), (71), (72).

Die relative Empfindlichkeit der Acidogenese und der Methanogenese gegenüber

Schwermetallen hängt von der betreffenden Säure (Produktion bzw. Abbau) ab. Bei

der Essigsäuresynthese gilt z. B. Cu > Zn > Cr > Cd > Pb > Ni mit Cu als das am

toxischsten und Ni als das am wenigsten toxische Schwermetall für Essigsäure

produzierende Organismen. Hingegen gilt bei der Produktion von n-Buttersäure Cu >

Zn > Cr > Cd > Ni > Pb mit Cu als das am toxischsten und Pb als das am wenigsten

toxische Schwermetall für n-Buttersäure produzierenden Organismen (73). Beim

Abbau von Fettsäuren in der Methanogenese gilt beim Essigsäure- und n-

Buttersäureabbau z. B. Cd > Cu > Cr > Zn > Pb > Ni und beim Propionsäureabbau

Cd > Cu > = Zn = Cr > Pb > Ni (74).

Schwermetall Hemmung1

Toxizität1

Hemmung2

Toxizität2

Hemmung3

Toxizität3

Kupfer (Cu) 150-250 300 40-250 170-300 40-250 170-300

Cadmium (Cd) - - 150-600 - - 20-600

Zink (Zn) ca. 150 250 250-400 250-600 150-400 250-600

Nickel (Ni) 100-300 500 10-300 130-500 10-300 30-1000

Blei (Pb) - - 340 340 300-340 340

Chrom III (Cr) 100-300 500 120-300 260-500 120-300 200-500

Chrom VI (Cr) ca. 100 200 100-110 200-220 100-110 200-420

Konzentrationen in mg/l

1Nach Köhler (1966), 2Nach Scherber und Steiner (1982), 3Nach Konzeli-Katsiri (1986); alle Referenzen zit. nach Dauber (1993)


Die Störung des anaeroben Abbauprozesses durch überhöhte Metallkonzentrationen

äußert sich durch einen Rückgang der Gasproduktion. Mit der Inaktivierung bzw.

Vergiftung der Methanbakterien geht ein Anstieg der Konzentration an flüchtigen

organischen Säuren einher, was wiederum zu einer pH-Wert-Absenkung führt (24).

Die Schwermetalle können eine synergistische bzw. antagonistische Wirkung auf die

anaerobe Gärung haben. Nach Lin (1992, 1993) bilden viele Schwermetalle

synergistiche Mischungen wie Cr-Cd, Cr-Pb, Cr-Cd-Pb und Zn-Cu-Ni, während nur

wenige eine antagonistische Wirkung haben. Nach Babich und Stotzky (1983) wirkt

Ni synergistisch in den Mischungen Ni-Cu, Ni-Mo-Co und Ni-Hg und antagonistisch in

Ni-Cd, Ni-Zn. Ahring und Westermann (1985) bestätigten, dass Ni die Toxizität von

Cd und Cu verringert.

Weitere wesentliche Methoden zur Minderung der Schwermetalltoxizität sind Fällung,

Sorption und Chelatisierung durch organische und anorganische Liganden (75).

Sulfid ist in letzten Jahren der wichtigste Stoff zur Fällung von Schwermetallen

geworden (42). Nach Anderson et al. (1983) zit. nach Chen et al. (2008) sollten

allerdings Sulfide mit Vorsicht verwendet werden, da überschüssige Mengen

wiederum ein wichtiger Hemmstoff für Methanogene sein können. Ähnlich kann die

Sorption von Schwermetallen an Aktivkohle, Kaolin, Bentonit, Kieselgur und

Abfallstoffen wie Kompost und Abfall aus Cellulosefleisch ebenfalls die Hemmung

vermindern (76).

2.1.2 Beteiligte obligat und fakultativ anaerobe Mikroorganismen

Am anaeroben Abbauprozess sind drei unterschiedliche Bakteriengruppen beteiliegt.

In Tab. 2.11 sind diese nach den verschiedenen Abbaustufen zusammengefasst.

Der erste Abbauschritt wird von hydrolytischen Bakterien durchgeführt. Sie bilden

eine Mischkultur aus vorwiegend obligat, aber auch fakultativ anaeroben Bakterien.

Es können Konzentrationen von bis zu 108-109 Bakterien/ml (bei kommunalem

Faulschlamm) vorliegen (77). Zu diesen gehören Kohlenhydrat abbauende Bakterien

(cellulolytische, hemicellulolytische, pectinolytische und aminolytische), Eiweiß

abbauende Bakterien (proteolytische), Fett abbauende Bakterien (lipolytische) sowie

Bakterien, die in der Lage sind, Enzyme zum Aufschluss schwer abbaubarer Stoffe

zu synthetisieren und damit den Abbau dieser Stoffe zu ermöglichen.


Tab. 2.11: Unterteilung der Bakteriengruppen (14), (78), (79)

Zu den acetogenen Bakterien gehören sowohl obligat (wie Synthrophobacter wolii)

als auch fakultativ anaerobe (wie Desulfovibrio) acetogene Organismen. Diese sind

H2-Produzenten und können nur in Symbiose mit Methanbakterien (H2-Verbraucher)

leben. Alle bisher bekannten acetogenen Spezies haben eine sehr lange

Generationszeit (z. B. bei Buttersäure-Verwerter 84 h) (14).

Die methanogenen Bakterien vollziehen den letzten Stoffwechselschritt von Acetat,

H2 und CO2 zu CH4. Sie wurden in drei Ordnungsgruppen und vier Familien

GENUS SPEZIES GENUS SPEZIES GENUS SPEZIES

Acetobacterium A. woodii

Cillobacterium C. cellulosolvens Acetohalobium A. arabaticum

Clostridium C. thermocellum Bacillus Bacillus sp. Methanobacterium M. fomicicum*

C. loch headii Bacteroides B. ruminocola M. bryantii

Butyrivibrio B. fibrisolvens* Clostridium C. acetium Methanothermobacter M. thermoautotrophicus (M. thermoformicicum)

Bacteroides (Fibrobacter) B. succinogenes* Desulfotomaculum Desulfotomaculum sp. Methanobrevibacter M. ruminantium*

Eubacterium E. cellulosolvens* Desulfhovibrio Desulfhovibrio sp. M. arboriphilus

Ruminococcus R. albus* Lactobacillus L. vitulinus (Zuckerfermentierer)* M. smithii

R. flavefaciens (auch Glucoseabbau)* L. ruminus (Zuckerfermentierer)* Methanosphaera M. stadtmanae

Haloincula H. saccharolytica

Butyrivibrio B. fibrisolvens* Megasphaera M. elsdenii (Amoniakhersteller)*

Bacteroides B. ruminicola* Moorella M. glycinii Methanococcus M. vannielii

Lachnospira L. multiparus Propionibacterium Propionibacterium sp. M. voltae

Ruminococcus Ruminococcus sp.* Selenomonas S. ruminantium* M. maripaludis

S. lactilytica

Butyrivibrio B. fibrisolvens* Synthrophobacter S. wolonii (Propionsäureabbau)

Bacteroides B. ruminicola* Treponema T. briyantii (Zuckerfermentierer)* Methanoculleus M. thermophilus

Lachnospira L. multiparus* Veillonella V. gazogenes M. marisnigri

Streptococcus S. bovis* V. alacalescens Methanomicrobium M. mobile*

Succinivibrio S. dextrinosolvens* Methanogenium M. cariaci

Treponema Treponema sp.*

Methanospirillum M. hungatei

Clostridium C. butyricum

C. aminophilum

Bacillus Bacillus sp. Methanosarcina M. barkeri*

Bacteriodes B. ruminicola (Amoniakhersteller)* M. thermophila

B. amylophilus*

Butyrivibrio B. fibrisolvens Methanosaeta M. concilii (Methanothrix soehngenii)

Lachnospira L. multiparus M. harundinacea

Mikrococcus Mikrococcus sp. M. thermophila

Pseudomonas Pseudomonas sp.

Prevotella P. ruminicola

Ruminobacter R. amylophilus*

Streptococcus S. bovis*

Succinivibrio S. dextrinosolvens*

Succinomonas S. amylolytica

Clostridium C. sporogenes

C. sticklandii*

Bacillus B. licheniformis

Bacteroides B. amylophilus*

B. ruminicola (Amoniakhersteller)*

Butyvibrio B. fibrisolvens*

Bifidobacterium Bifidobacterium sp.

Eubacterium rumiantium E. ruminantium*

Peptococcus P. anaerobus,

Prevotell P. ruminicola*

Ruminobacter R. amylophilus*

Staphylococcus Staphylococcus sp.

Streptococcus S. bovis*

Wolinella W. succinogenes*

Anaerovibrio A. lypolitica*

Alcaligenes Alcaligenes sp.

Bacillus Bacillus sp.

Butiryvibrio Butiryvibrio sp.*

Micrococcus Micrococcus sp.

Pseudomonas Pseudomonas

Selemonas S. ruminantium (Vitamin- u. Amoniakhersteller)*

Clostridium C. butyricum

C. pasteurianum

Citrobacter C. freundii

Micrococcus

Aerobacter

Alcaligenes

Flavobacterium

Pseudomonas

* Bakterien in Pansensaft

MethanbakterienFermentative und acetogene BakterienHydrolytische Bakterien

von schwer abbaubaren Stoffen

Ordnung: Methanobacteriales

Ordnung: Methanococcales

Ordnung: Methanosarcinales

Ordnung: Methanomicrobiales

Lipolytische

Proteolytische

Familie: Methanosarcinaceae

Familie: Methanosaetaceae

Familie: Methanococcaceae

Familie: Methanomicrobiaceae

Familie: Methanospirillaceae

Familie: Methanobacteriaceae

Cellulolytische (Cellulose- u. Stärkeabbau)

Hemicellulolytische (Hemicelluloseabbau)

Pectinolytische (Pectinabbau)

Amylolytische (Stärkeabbau)


gegliedert. Sie sind morphologisch sehr unterschiedlich (Stäbchen, Kokken, Spirillen

und Sarcinen) und zählen (in Reinkultur) zu den sauerstoffempfindlichsten Keimen,

die bisher bekannt sind. Zum Wachstum wird ein sehr niedriges Redoxpotential von

mindestens -330 mV benötigt. Sie können in Gemeinschaften (Biozönosen) in Form

von Pellets oder Flocken (stäbchen- oder kokkenförmige Methanbakterien) in

anaeroben Schlämmen leben. Verschiedene Monokulturen (wie Methanosarcinen)

sowie stäbchen- und fadenförmig freischwebende Methanbakterien variieren ebenso

je nach Schlammart (14).

2.2 Anaerob-biologische Abbaubarkeit der organischen Substanz zur Bestimmung des Biogaspotentials

Die biologische Abbaubarkeit bezeichnet die Eigenschaft eines Stoffes, in eine

einfachere chemische Struktur durch mikrobiellen Abbau umgesetzt zu werden (80).

Die anaerobe Behandlung organischer Abfälle wird häufig in Frage gestellt, da viele

Inhaltsstoffe nicht oder nur schwer biologisch abbaubar sind. Einige Abfälle können

Stoffe enthalten, die toxisch für Methanbakterien und weitere Mikroorganismen

wirken.

In der Vergangenheit war es schwierig, die Ursachen von Prozesstörungen aufgrund

der Komplexität der anaerob zu behandelnden Stoffe zu identifizieren. Andere

Schwierigkeiten verursachen auch die Bestimmung einer Vielzahl potentieller

Inhibitoren sowie die bislang unbekannten Wechselwirkungen zwischen den

Inhibitoren, anderen Substratbestandteilen und den Methanbakterien. Darüber

hinaus war es schwer zu unterscheinden, welche Betriebsstörungen durch toxische

Stoffe oder durch technische Bemessungs- oder Betriebsfehler verursacht wurden.

Die anaerobe Abbaubarkeit eines Stoffes zur Überprüfung seiner

Umweltverträglichkeit ist ebenfalls wichtig, weil die meisten hergestellten

Chemikalien zu anoxischen Lebensräumen gelangen. In einigen Fällen verbleiben

sie dort für einen längeren Zeitraum. Dabei kann es sich um Sedimente, anaerobe

Abfallbehandlungssysteme, Gastrointestinaltrakte, schlecht entwässerte oder

überflutete Böden oder Deponien oder Grundwasserquellen handeln (81).

Es gibt verschiede Methoden zur Evaluierung der biologischen Abbaubarkeit. Dazu

hat die Organisation für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung (OECD)

unterschiedliche Methoden standardisiert. Nach ihrem Evaluierungsprinzip sollte die


biologische Abbaubarkeit eines Stoffes durch drei aufeinander folgende Prüftests

ermittelt werden, d. h. ein Test zur Bestimmung der leichten Abbaubarkeit und je

nach Ergebnis, ein weiterer Test zu Bestimmung der inhärenten Abbaubarkeit und

abschließend ein Test zur Simulation der Abbaubarkeit (82).

Gemäß OECD ist der Test zur Evaluierung der anaeroben Bioabbaubarkeit ein

Simulationstest, bei dem das Ausmaß und die Geschwindigkeit des biologischen

Stoffabbaus durch die Quantifizierung des Drucks des produzierten Biogases (im

Wesentlichem CO2 und CH4) berechnet werden. Als Kontrolle sollten biologisch leicht

abbaubare Referenzsubstanzen verwendet werden.

Owen et al. (1979) erstellten die erste Beschreibung einer solchen Prüfmethode auf

Basis früherer Methoden zur Gasmessung in Inkubationsflaschen.

Die Messung der Überschussgasmenge (CH4 + CO2) nach der Zugabe einer

Prüfsubstanz zum anaeroben Inokulum, das in gasdichten Flaschen inkubiert wurde,

lag der Methode zugrunde.

Das Gasvolumen wird durch die Verschiebung des Kolbens einer Glasspritze, deren

Nadel in die Flasche eingelegt wurde, gemessen. Anschließend wurde diese

Methode verbessert mit dem Ziel, ein einfaches Protokoll zu erstellen, so dass sie

von der „American Society for Testing Materials (ASTM)“ als Standardmethode

etabliert werden konnte. Die Verwendung eines Druckwandlers, um den Gasdruck zu

messen, wurde später eingeführt. 50 mg Kohlenstoff pro Liter als chemische

Testkonzentration und 10 Vol.-% Faulschlamm als Inokulum wurden ebenso

empfohlen (81).

In der zweiten Phase der vorliegenden Forschungsarbeit wurde die von Owen et al.

(1979) eingeführte Standardmethode zur Evaluierung des anaeroben Abbaus und

des Biogaspotentials der verwendeten organischen Stoffe eingesetzt (mit

Durchstechflaschen von 125 ml).

2.3 Einfluss von Enzymen

2.3.1 Grundlagen von enzymatischen Reaktionen

Enzyme sind Proteine, die eine chemische Reaktion katalysieren. D. h. sie

ermöglichen, dass die Reaktion schneller und unter günstigeren Bedingungen abläuft


(83), (84). Die Geschwindigkeit einer entsprechenden enzymkatalysierten Reaktion

kann etwa um 10 Größenordnungen (1010) größer sein als die einer nicht

enzymkatalysierten Reaktion. Die Steigerung der Geschwindigkeit um den Faktor

1010 verkürzt die Halbwertzeit einer Reaktion von 300 Jahren auf eine Sekunde (14).

Die Reaktionsgeschwindigkeit kann sogar um einen Faktor von 1017 erhöht werden.

Die unkatalysierte Decarboxylierung von Orotidin 5'-Monophosphat hat z. B. eine

Halbwertszeit von 78 Mio. Jahren. Allerdings, wenn das Enzym Orotidin 5'-Phosphat-

Decarboxylase (ein äußerst leistungsfähiges Enzym) hinzugefügt wird, dauert der

gleiche Prozess nur ca. 25 Millisekunden (85).

Aus lebenden Zellen hat man bisher über 2.000 Enzyme isolieren können. Für den

Abbau eines Stoffes ist das Zusammenwirken vieler Enzyme notwendig.

Bisher isolierte und identifizierte Enzyme enthalten meistens Protein (84). Enzyme

sind ihrem chemischen Aufbau nach Proteine und ihrer Funktion nach spezifische

biochemische Katalysatoren. Sie haben eine dreidimensionale Struktur, welche mit

ihrer katalytischen Wirkung unmittelbar verknüpft ist (14).

Einflussfaktoren auf die enzymatische Reaktionsgeschwindigkeit

Die Substanz, an der ein Enzym arbeitet, ist ein Substrat, und das Ergebnis dieser

Reaktion ist das Produkt. Die Enzymgeschwindigkeit ist von den

Lösungseigenschaften und der Substratkonzentration abhängig. Versuche haben

gezeigt, dass die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion direkt proportional

zu der Konzentration der Enzyme ist. Mit anderen Worten, je höher das

Enzymmolekül/Substratsmolekül-Verhältnis ist, umso höher ist die

Wahrscheinlichkeit eines Kontaktes zwischen den beiden Molekülen (84).

Bei konstanter Enzymmenge steigt die Reaktionsgeschwindigkeit direkt proportional

zur Substratkonzentration, bis sie sich bei einer Maximalgeschwindigkeit stabilisiert.

Bei diesem Wert verläuft die Kombination zwischen den Enzym- und

Substratmolekülen in kürzest möglicher Zeit (84).

Auch nimmt die Geschwindigkeit einer Reaktion mit steigender Temperatur zu.

Allerdings führt bei enzymatischen Reaktionen eine Temperaturerhöhung über ein

spezifisches Maximum hinaus zu einer Abnahme der Reaktionsgeschwindigkeit


wegen thermischer Denaturierung der Enzyme. Jedes Enzym hat einen spezifischen

optimalen Temperaturbereich (84).

Wie bei der Temperatur hat die Reaktionsgeschwindigkeit ein Maximum bei einem

optimalen pH-Wert. Nimmt der pH-Wert im Vergleich zum Optimum zu oder ab, sinkt

die Geschwindigkeit (84).

Mechanismus der Enzyme

Die katalytische Wirkung von Enzymen besteht aus zwei Vorgängen, zum einen die

Fixierung am Substrat und zum anderen die Aktivierung des Substratabbaus (84).

Obwohl die Stoffwechselprozesse energielieferende, exergone (Freisetzung von

Energie nicht in Form von Wärme oder Licht, sondern in Form von Arbeit) Prozesse

sind, laufen sie bei Zimmertemperatur nicht spontan ab. Bevor die Reaktion startet,

muss den Reaktionspartnern eine bestimmte Energie als Impuls zugeführt werden

(14). Diese so genannte Aktivierungsenergie kann durch einen katalytischen Agent

oder ein Enzym zugeführt werden (84). Diese Energie wird durch Enzyme

herabgesetzt (siehe Abb. 2.3), so dass die Reaktionen dann schon bei Temperaturen

um 20 ⁰C ablaufen können, obwohl, von den chemischen Gegebenheiten her

betrachtet, die Reaktionstemperaturen erheblich höher liegen müssten.

Abb. 2.3: Wirkungsweise eines Enzyms (86)

Dadurch treten in der lebenden Zelle keine unverträglichen Temperaturen auf (14).

Die Enzyme verbinden sich mit den Substraten und bilden einen Komplex. Damit

werden die Substrate schneller aufgespalten als ohne Enzym (84).


Die Abb. 2.4 zeigt die schematische Darstellung einer enzymatischen Reaktion. Das

Substrat S wird am aktiven Zentrum des Enzyms gebunden und geht eine lockere

Verbindung mit dem Enzym ein, den sogenannten Enzym-Substrat-Komplex. Dieser

Komplex zerfällt während der weiteren Reaktion in die Produkte und das Enzym.

Abb. 2.4: Schematischer Aufbau und Funktion eines substratspezifischen Enzyms (E = Enzym, S = Substrat ) (14).

Der Enzym-Substrat-Komplex kann schematisch durch ein Positionierungsmodell

dargestellt werden (siehe Abb. 2.5).

Nach diesem Modell sind die Aminosäurereste eines zu spaltenden Substrats als P1,

P2, P3, P4... Pn in der Richtung des N-Terminals von der Spaltstelle und als P1', P2',

P3', P4'... Pm in der Richtung des C-Terminals bezeichnet.

Abb. 2.5: Schematische Darstellung eines Enzym-Substrat-Komplexes Komplexes (245)


Eigenschaften der Enzyme

Die Enzyme haben wie alle Katalysatoren folgende Eigenschaften:

- Sie wirken in geringen Konzentrationen.

- Sie gehen aus der Reaktion unverändert und unverbraucht hervor.

- Sie haben keinen Einfluss auf die Lage des Reaktionsgleichgewichtes, sondern

beschleunigen lediglich dessen Einstellung (14).

- Ihre Molekülstruktur ist komplex. Das Molekül liegt dreidimensional gefaltet vor,

so dass eine taschenartige Vertiefung entsteht, in der sich das aktive Zentrum

des Moleküls befindet.

- Sie sind reaktions- und substratspezifisch. Die Reaktion zwischen Enzym und

Substrat ist mit dem Schlüssel-Schloss-Prinzip vergleichbar. Nur ein ganz

bestimmtes Substrat passt in das aktive Zentrum des Enzyms. Für die Spezifität

ist ihre Strukturgeometrie verantwortlich (siehe Abb. 2.4).

- Sie können nach Induktion synthetisiert werden (Substrat- bzw. Enzym-

Induktion). Verschiedene Enzyme werden von der Zelle erst synthetisiert, wenn

das abzubauende Substrat angeboten wird.

Typen, Formen und Zustände der Enzyme

Anabolische Enzyme: Enzyme, die an aufbauenden Stoffwechselprozesse

arbeiten. Dabei wird Energieeinsatz notwendig.

Katabolische Enzyme: Enzyme, die an abbauenden Stoffwechselprozesse

arbeiten. Dabei wird Energie freigesetzt.

Proenzyme (auch Zyimogen): Inaktive Enzymvorstufen, d. h. Enzyme, die bei ihrer

Synthese inaktiv sind. Durch den Verlust des Molekülteils, der ihre katalytische

Tätigkeit blockiert, werden sie aktiviert (84).

Isoenzyme (auch Isozym): Formen eines Enzyms, die aus verschiedenen Genen

enstehen und sich in der Aminosäuresequenz unterscheiden, aber die gleiche

chemische Reaktion katalysieren.

Allozyme: Enzyme aus verschiedenen Allelen des gleichen Gens.

Apoenzyme: Proteinbestandteil eines Enzyms, das sich mit einem Coenzym

verbindet, um ein aktives Enzym zu bilden.

Coenzyme: Coenzyme sind im Gegensatz zu Enzymen keine Proteine, sondern

niedermolekulare organische Moleküle, deren katalytische Eigenschaften die

http://de.wikipedia.org/wiki/Enzym

http://de.wikipedia.org/wiki/Niedermolekular

http://de.wikipedia.org/wiki/Organik

http://de.wikipedia.org/wiki/Molek%C3%BCl

http://de.wikipedia.org/wiki/Katalysator


Reaktion zwischen Enzym und Substrat ermöglichen (87). Sie sind mit den Enzymen

mehr oder weniger fest verbunden und dienen zur Aufnahme und Weitergabe von

Bruchstücken der Substrate, z. B. von Wasserstoff, Carboxyl- und Aminogruppen

(14). Coenzyme sind stabil gegenüber höherer Temperatur. Sie können aber vom

Apoenzym durch thermische Trennung abgespaltet werden (84). Coenzyme können

von vielen Organismen nicht synthetisiert werden, sie müssen mit der Nahrung in

Form von Vitaminen aufgenommen werden (14).

Induzierbare Enzyme: Enzyme, deren Synthese durch die Anwesenheit einer

Substanz (Induktor) gestartet wird.

Multifunktionelle Enzyme: Enzyme, die verschiedene Reaktionen katalysieren

können.

Holoenzyme: Enzyme, die alle ihre Bestandteile, einschließlich der Coenzyme und

alle seine Untereinheiten besitzen.

Allosterische Enzyme: Enzyme, die zwei Bindungsstellen besitzen, eine (aktives

Zentrum) für das Substrat, die andere (allosterisches Zentrum) für Moleküle

(Effektoren: Aktivatoren und Inhibitoren). Sie ändern ihre Struktur bei der Bindung

eines allosterischen Effektors (siehe Abb. 2.6).

Abb. 2.6: Allosterische Reaktionen eines Enzyms (88)

Aktivatoren

Substanzen, z. B. anorganische Salze oder Ionen, die die Enzymaktivitäten einiger

Enzyme erhöhen. Die bekanntesten Aktivatoren sind: Eisen-, Kupfer-, Mangan-,

Magnesium-, Kobalt- und Zinkionen.

Allosteric

inhibitor

Allosteric

binding site

http://de.wikipedia.org/wiki/Substrat_(Biochemie)


Im Prinzip kann ein Enzym mit spezifischen Ionen arbeiten, in Sonderfällen können

jedoch einige Ionen, ohne Störung der enzymatischen Tätigkeit, durch andere ersetzt

werden (84).

Amylasen benötigen z. B. Chloridionen und einige Dehydrogenasen Magnesium-,

Zink- oder Manganionen als Aktivatoren. Die Aktivität dieser Enzyme und damit die

Geschwindigkeit der Enzymreaktion nehmen mit steigender Konzentration der

Aktivatoren solange zu, bis die optimale Konzentration enzymaktivierender Ionen

erreicht ist. Eine weitere Erhöhung der Konzentration führt zu keiner weiteren

Erhöhung der Aktivität (14).

Verlauf und Geschwindigkeit einer enzymkatalysierten Reaktion

Die Grundlage für die Beschreibung des Verlaufes einer enzymkatalysierten

Reaktion ist die Theorie von Michaelis und Menten. Danach reagiert zuerst das

Substrat (S) mit dem Enzym (E) zum Enzym-Substrat-Komplex (ES), wobei sich

zwischen den Reaktionspartnern ein Gleichgewicht einstellt. Im nächsten Schritt

zerfällt der ES-Komplex in das Enzym und das Produkt (P).

Die Geschwindigkeit der Gesamtreaktion (k3) wird demnach durch die Konzentration

des ES-Komplexes bestimmt. Da der erste Schritt dem Massenwirkungsgesetz folgt,

(E)•(S)/(ES) = Km

ist die Konzentration des (ES)-Komplexes bei konstanter Enzymkonzentration (E)

von der Substratkonzentration (S) direkt abhängig. Daraus leitet sich die Michaelis-

Menten-Beziehung

v = vmax (S/(Km + S))

direkt ab, wobei die Konstante Km die drei Reaktionsgeschwindigkeiten k1, k2 und k3

zusammenfasst. Km ist keine absolute Konstante, sondern von pH, Temperatur u. ä.

abhängig. Misst man die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion und trägt

diese gegen die Substratkonzentration auf, so ergibt sich die in Abb. 2.7 dargestellte

Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit von der Substratkonzentration.

E + S ← → ES → E + P

k1

k2

k3


Abb. 2.7: Graphische Darstellung der Michaelis-Menten-Beziehung (14).

Man erhält eine Kurve, die sich asymptotisch einer Parallelen zur x-Achse, nämlich

der maximalen Reaktionsgeschwindigkeit (vmax) nähert. Die Substratkonzentration

bei halbmaximaler Reaktionsgeschwindigkeit (1/2 vmax) wurde als Maß für die

Enzymaktivität definiert. Der Km-Wert (Michaelis-Menten-Konstante) gibt jene

Substratkonzentration S (in mol/l) an, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit 1/2 vmax

ist oder bei der 50 % der aktiven Zentren des Enzyms vom Substrat belegt sind (89).

Ein kleiner Wert der Michaelis-Menten-Konstante bedeutet, dass bereits bei geringer

Substratkonzentration eine hohe Aktivität erreicht wird. Hohe Km-Werte weisen auf

geringe Enzymaktivitäten hin.

Gliederung der Enzyme

Enzyme werden häufig nach dem von ihnen katalysierten Stoffwechselschritt

benannt. Die Bezeichnungen tragen die Endung „-ase", z. B. spaltet „Amylase"

Stärke in Zucker (z. B. in einer Mälzerei) oder die „Urease" Harnstoff in CO2 und

Ammoniak. Das Nomenklaturkomitee der „International Union of Biochemistry and

Molecular Biology“ hat das „Enzym Commission Number“ (die EC-Nummern) als

Klassifikationssystem für Enzyme empfohlen. Damit werden die Enzyme nach ihren

chemischen Reaktionen, die sie katalysieren, aufgegliedert (90). Jedes Enzym wird

durch die Buchstaben „EC“ und eine Folge von vier Zahlen beschrieben. Die erste

Ziffer klassifiziert den Mechanismus:

- EC 1 Oxidoreduktasen - EC 2 Transferasen - EC 3 Hydrolasen - EC 4 Lyasen - EC 5 Isomerasen - EC 6 Ligasen.

http://en.wikipedia.org/wiki/Oxidoreductase

http://en.wikipedia.org/wiki/Transferase

http://en.wikipedia.org/wiki/Hydrolase

http://en.wikipedia.org/wiki/Lyase

http://en.wikipedia.org/wiki/Isomerase

http://en.wikipedia.org/wiki/Ligase


Oxidoreduktasen (EC 1) katalysieren Redoxvorgänge, wie sie z. B. in der

Atmungskette zur Energiegewinnung ablaufen. Die meisten Enzyme sind als

Dehydrogenasen bezeichnet (14), (91).

Transferasen (EC 2) katalysieren die Übertragung ganzer funktionalen Gruppen

(z. B. Amino-, Carboxyl-, Phosphatgruppen) von einem Substrat auf ein anderes

(14), (92) (z. B. Transesterasen, Transamidasen etc.). Viele Transferasen brauchen

für diese Reaktion ein Coenzym. Diese Enzyme oder ihre Coenzyme werden

kovalentweise von einem Teil der Substratmoleküle ersetzt (91).

Hydrolasen (EC 3) katalysieren die Hydrolyse von mehreren chemischen Bindungen,

d. h. die hydrolytische Trennung der Bindungen C-O, C-N, C-C, P-O und anderen

einfachen Bindungen (durch Wasserzugabe) (92). Hydrolasen katalysieren

Reaktionen folgender Art:

A–B + H2O A–OH + B–H

Die Hydrolasen greifen Glykosid-, Peptid- und Esterbindungen an. Bekannte

Hydrolasen sind: Esterasen (Fettspaltung), Proteasen (Eiweißspaltung) und

Amylasen (Verzuckern von Stärke) (14). Sie sind eine Sonderform der Transferasen,

der das Wasser als Rezeptor der transferienten Gruppe dient (91).

Da diese Enzyme die wichtigsten bei der Hydrolyse eines anaeroben Prozesses

sind, werden diese im Folgenden eingehender betrachtet:

Nach dem „Enzym Commission Number“ (1992) können Hydrolasen, basierend auf

den chemischen Bindungen, an denen sie angreifen, weiter in verschiedenen

Unterklassen unterteilt werden:

- EC 3.1: Esterases - Acting on ester bonds

- 3.1.1 Carboxylic-ester hydrolases – Acting on ester bonds at a

carboxilic group

- 3.1.2 Thioesterases – Acting on ester bonds at thiol group

- 3.1.3-8, 11, 13-16, 21-27, 30-31 (Nucleases, Phosphodiesterases,

Lipase, Phosphatase)

http://en.wikipedia.org/wiki/Category:EC_3.1

http://en.wikipedia.org/wiki/Ester

http://en.wikipedia.org/wiki/Nuclease

http://en.wikipedia.org/wiki/Phosphodiesterase

http://en.wikipedia.org/wiki/Lipase

http://en.wikipedia.org/wiki/Phosphatase


- EC 3.2: Glycosylases - Acting on sugars (DNA glycosylases, glycoside

hydrolase)

- EC 3.2.1: Glycosidases, i.e. enzymes hydrolysing O- and S-glycosyl

compounds

- EC 3.2.1.1-4, 10, 20, 21, 23, 33, 43: Glucosidases

- EC 3.2.2: Hydrolysing N-Glycosyl Compounds

- EC 3.3: Etherases – Acting on ether bonds

- EC 3.4: Peptidases – Acting on peptide bonds (proteases/peptidases)

- 3.4.1-4 (deleted sub-classes), 11-19 (aminopeptidases, dipeptidases,

omega peptidases etc.)

- 3.4.21 Serine endopeptidases

- 3.4.22 Cysteine endopeptidases (3.4.22.2 Papain)

- 3.4.23-25, 99 (Aspartic endopeptidases, Threonine endopeptidases

etc.)

- EC 3.5: Acting on carbon-nitrogen bonds, other than peptide bonds

- EC 3.6: Acting on acid anhydrides (acid anhydride hydrolases, including

helicases and GTPase)

- EC 3.7: Acting on carbon-carbon bonds

- EC 3.8: Acting on halide bonds

- EC 3.9: Acting on phosphorus-nitrogen bonds

- EC 3.10: Acting on sulfur-nitrogen bonds

- EC 3.11: Acting on carbon-phosphorus bonds

- EC 3.12: Acting on sulfur-sulfur bonds

- EC 3.13: Acting on carbon-sulfur bonds

Lyasen (EC 4) spalten verschiedene Bindungen durch andere Prozesse als

Hydrolyse und Oxidation zur Bildung von „Ringen“ oder Doppelbindungen (91), (92).

In umgekehrter Richtung katalysiert eine Lyase die Anlagerung eines Substrats zu

einer Doppelbindung eines zweiten Substrats (91). Beispiele für Lyasen sind

Carboxylasen, Aldehydlyasen und Hydrolyasen.

Isomerasen (EC 5) katalysieren isomerische Umlagerungen von Gruppen innerhalb

von Molekülen. Sie verändern ihre atomare Struktur, aber nicht ihre atomare

Zusammensetzung. Beispiele davon sind Cis-Trans-Isomerasen (Umlagerung von


http://en.wikipedia.org/wiki/DNA_glycosylase

http://en.wikipedia.org/wiki/Glycoside_hydrolase

http://en.wikipedia.org/wiki/Glycoside_hydrolase

http://www.chem.qmul.ac.uk/iubmb/enzyme/EC3/2/1/




http://en.wikipedia.org/wiki/Ether


http://en.wikipedia.org/wiki/Peptide_bond

http://en.wikipedia.org/wiki/Protease


http://en.wikipedia.org/wiki/Carbon-nitrogen_bond


http://en.wikipedia.org/wiki/Acid_anhydride

http://en.wikipedia.org/wiki/Acid_anhydride_hydrolases

http://en.wikipedia.org/wiki/Helicase

http://en.wikipedia.org/wiki/GTPase


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http://en.wikipedia.org/wiki/Halide

http://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Category:EC_3.9&action=edit&redlink=1



http://en.wikipedia.org/wiki/Organophosphate

http://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Category:EC_3.12&action=edit&redlink=1


http://en.wikipedia.org/wiki/Organosulfur_compounds


cis- in trans-Stellung), Epymerasen, Racemasen, intramolekulare Oxidoreduktasen,

Intramolekulare Transferasen etc. (91), (14), (92).

Ligasen (EC 6) bewirken eine kovalente Verbindung zweier Moleküle mit Hilfe der in

Form von Triphosphatnukleosiden gespeicherten Energie, z. B. von ATP (14), (91).

Beim anaeroben Abbau werden die wesentlichen organischen Stoffe durch

verschiedene Enzyme gespalten und unter Mitwirkung weiterer Enzyme der

Bakterienzelle verfügbar gemacht. Kohlenhydrate (Polysaccharide) werden z. B.

durch Amylasen oder Cellulasen in niedermolekulare Verbindungen wie Disaccharide

(Cellobiose, Maltose) und Monosaccharide (Glucose, Fructose) gespalten und unter

Mitwirkung weiterer Enzyme (die sogenannten Permeasen) durch die Zellmembran in

die Bakterienzelle aufgenommen. Der Abbau der Proteine verläuft ähnlich wie die

Hydrolyse der Kohlenhydrate. Die hydrolytische Spaltung der Proteine durch

Proteasen ist nur wenigen Bakterien möglich. Fette sind dem anaeroben Abbau am

schwersten zugänglich. Durch Lipasen werden die Fette zunächst in Glyzerin und

Fettsäuren gespalten. Fettsäuren, insbesondere längerkettige Fettsäuren müssen

Zug um Zug weiter gespalten werden, bis sie zu CH4, CO2 und anorganischen

Endprodukten abgebaut sind (24). Im Folgenden werden etwas näher die Einflüsse

der Enzyme auf die drei wesentlichen organischen Stoffe beschrieben.

2.3.2 Einfluss auf Kohlenhydrate

Kohlenhydrate sind organische Moleküle, die meist aus Kohlenstoff, Wasserstoff und

weniger aus Sauerstoff über kovalente Bindungen verknüpft sind. Der Name stammt

aus der chemischen Nomenklatur des neunzehnten Jahrhunderts, als die ersten

isolierten Substanzen der empirischen Formel Cn(H2O)n, (n ≥ 3) entsprachen. Das

H:O Atomverhältnis ist 2:1 wie bei Wasser. Obwohl später bemerkt wurde, dass

andere Substanzen mit gleichen chemischen Eigenschaften (Polysaccharide ohne

Wasser) nicht mit dieser Formel übereinstimmten, wurde dieser Name beibehalten.

Man unterscheidet drei Gruppen von Kohlenhydraten: Monosaccaride (1 Molekül)

Oligosaccharide (2-20 Moleküle) und Polysaccharide (> 20 Moleküle) (91). Allerdings

variiert bei den verschiedenen Autoren die Länge eines Kohlenhydrats zur

Eingliederug zu den Oligo- oder Polysacchariden. Die mehrmolekularen Saccharide


sind über sogenannte Glykosidbindung verknüpft, die ebenso kovalent sind. Die

Bindung erfolgt zwischen den Hydroxylgruppen (OH) zweier Moleküle unter

Wasserabspaltung (Dehydratation). Dabei handelt es sich um den Verlust von einem

Wasserstoffatom des einen und einer Hydroxylgruppe des anderen Moleküls mit der

daraus folgenden Bildung von einem Molekül H2O (siehe Abb. 2.8). Diese Bindungen

können sich zwischen allen Hydroxylgruppen zweier Monosacchride ausbilden.

Abb. 2.8: O-Glykosidbindung der Kohlenhydrate (Maltose: Glucose-O-Glucose) (93)

Dissaccharide (2 Moleküle) sind die häufigsten Oligosaccharide (91). Die

bekanntesten Polysaccharide sind Cellulose (1-4 ß-glykosidisch verknüpft) und

Stärke (hauptsächlich 1-4 α-glykosidisch verknüpft). Sie finden als Gerüstbausteine

bzw. Speicherform für Glucose Anwendung. „1-4 α-glycosidisch“ weist auf eine

Bindung zwischen zwei α-D-Glucosen hin, die zwischen dem C1 des einen und dem

C4 des anderen Moleküls ausgebildet wurde. Hierbei bildet sich eine Etherbindung

unter Wasserabspaltung aus.

Die Glykosidbindungen von Kohlenhydraten können ebenso wie Peptid- oder

Esterbindungen von Proteinen und Fetten unter anderem durch enzymatische

Katalyse hydrolysiert werden. Enzyme helfen dabei, die Polymere in die

Monosaccharide (Glucose, Fructose und Galactose) zu spalten. Glucose ist die

Hauptenergiequelle für viele Tiere mit Ausnahme der Wiederkäuer. Komplex gebaute

Kohlenhydrate wie z. B. Stärke und Cellulose werden jedoch in mehreren

Spaltvorgängen meist in Glucose umgesetzt.

Die hier katalytisch aktiven Enzyme sind die Glykosidasen (auch als Glykosiden oder

Glykosidhydrolasen bezeichnet). Sie sind eine Untergruppe der

Hydrolasen/Glykosylasen. In der Regel spalten sie glykosidische O- und S-


Bindungen, entweder an den α- oder β-glykosidischen Bindungen (nicht aber an

beiden) zur Aufteilung in kleinere Zucker. Zusammen mit Glykosyltransferasen bilden

Glykosidasen die größte katalytische Enzymgruppe für Synthese und Spaltung der

glykosidischen Bindungen (siehe Abb. 2.9):

Abb. 2.9: Mechanismus einer Hydrolase (94)

Glykosidasen sind sehr häufige Enzyme mit Funktionen in verschiedenen Bereichen:

- in der Natur (einschließlich Abbau von Biomasse wie Cellulose und Hemicellulose)

- in antibakteriellen Abwehrstrategien (z. B. Lysozyme)

- in Pathogenese-Mechanismen (z. B. virale Neuraminidase)

- in normal zellulärer Funktion (z. B. „Trimming“ von Mannosidasen beteiligt in N-

linked-Glycoprotein-Biosynthese).

Eine weitere Untergruppe der Glykosidasen sind die Glucosidasen, die die

Abspaltung von einzelnen Glucosylresten aus verschiedenen Glycokonjugaten

einschließlich α- oder ß-vernetzter Polymere von Glucose katalysieren. α-

Glucosidasen sind Enzyme für den Abbau von komplexen Kohlenhydraten wie

Stärke und Glycogen (95). Diese Enzyme sind unter der EC Nummer 3.2.1

gegliedert. Verschiedene Quellen schließen unterschiedliche Mitglieder in diese

Klasse ein (siehe Tab. 2.12).

Tab. 2.12: Glucosidasen (96)

Name EC Description

α-Amylase EC 3.2.1.1 is a digestive enzyme in mammals

ß-Amylase EC 3.2.1.2 is a plant enzyme to break down starch

γ-Amylase EC 3.2.1.3 is a digestive enzyme

Cellulase # EC 3.2.1.4 breaks down cellulose from plant material

Sucrase-isomaltase EC 3.2.1.10 -

Acid α-glucosidase # EC 3.2.1.20 is associated with Glycogen storage disease type II

Beta-glucosidase # EC 3.2.1.21 - is associated with gaucher's disease

Lactase EC 3.2.1.23 one member of the ß-galactosidase family, breaks down milk sugars, and its absence in Adulthood causes lactose intolerance

Debranching enzyme # EC 3.2.1.33 -

Pullulanase EC 3.2.1.41 has been used as a detergent

Members marked with a "#" are considered by MeSH to be glucosidases

Cellulasen sind Enzyme (Hydrolasen/Glykosidasen/Glucosidasen), die in der Lage

sind, Cellulose in ihren Grundbaustein ß-Glucose aufzuspalten. Sie werden nur von

http://en.wikipedia.org/wiki/Amylase#.CE.B1-Amylase

http://en.wikipedia.org/wiki/EC_number

http://www.expasy.org/cgi-bin/nicezyme.pl?3.2.1.1

http://en.wikipedia.org/wiki/Digestion

http://en.wikipedia.org/wiki/Mammal




http://en.wikipedia.org/wiki/Plant

http://en.wikipedia.org/wiki/Starch




http://en.wikipedia.org/wiki/Cellulase



http://en.wikipedia.org/wiki/Cellulose

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http://en.wikipedia.org/wiki/Glycogen_storage_disease_type_II

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http://en.wikipedia.org/wiki/Beta-galactosidase

http://en.wikipedia.org/wiki/Milk

http://en.wikipedia.org/wiki/Adult

http://en.wikipedia.org/wiki/Lactose_intolerance

http://en.wikipedia.org/wiki/Glycogen_debranching_enzyme



http://en.wikipedia.org/wiki/Pullulanase



http://en.wikipedia.org/wiki/Detergent

http://en.wikipedia.org/wiki/Medical_Subject_Headings

http://de.wikipedia.org/wiki/Cellulose

http://de.wikipedia.org/wiki/Glucose


einem kleinen Teil der Pflanzen abbauenden Organismen, u. a. bestimmten

Einzellern (speziellen Bakterien und Flagellaten) sowie von Holz abbauenden

Organismen (vor allem von Pilzen) gebildet. Bakterien, z. B. aus dem Magen von

Wiederkäuern und Termiten, können Cellulase produzieren. Darüber hinaus können

weder die meisten Tiere noch der Mensch Cellulase in ihrem Körper bilden. Daher

sind sie nicht in der Lage, einen Großteil der in den Pflanzen enthalten Energie

auszunutzen. Bisher konnten nur bei steril gehaltenen Silberfischchen

Celluloseabbau (97) und bei einer in Käfern lebenden Fadenwurmart sogar

entsprechende Gene (98) nachgewiesen werden.

2.3.3 Einfluss auf Proteine

Proteine sind Peptide aus 100 bis 1000 Aminosäuren, die miteinander über die

sogenannten Peptidbindungen verknüpft sind. Die Ausbildung einer Peptidbindung

erfolgt enzymkatalytisch zwischen einer Carboxylgruppe und einer Aminogruppe aus

zwei Aminosäuren unter Wasserabspaltung (siehe Abb. 2.10).

Abb. 2.10: Peptidbindung der Proteine (99)

Die Spaltung der Peptidbindung und damit der Abbau des Proteins erfolgt durch

Hydrolyse unter Wassereinlagerung. Die diese Reaktion katalysierenden Enzyme

werden als Proteasen oder Peptidasen bezeichnet. Man unterscheidet zwischen

Exopeptidasen, die endständige Aminosäuren von der Polypeptidkette entfernen,

und Endopeptidasen, die in der Lage sind, Peptidbindungen auch inmitten der

Polypeptidkette zu hydrolysieren.

Die hydrolytische Spaltung der Proteine durch Proteasen können nur wenige

Bakterien. Die so gebildeten kurzkettigen Peptide und Aminosäuren werden durch

Permeasen der Zelle verfügbar gemacht (24).

Jede Art von Protein wird um seine konstituierenden Aminosäuren in verschiedenen

Geschwindigkeiten abgebaut. Niedrige Temperaturen senken die

http://de.wikipedia.org/wiki/Einzeller

http://de.wikipedia.org/wiki/Bakterie

http://de.wikipedia.org/wiki/Flagellaten

http://de.wikipedia.org/wiki/Pilze

http://de.wikipedia.org/wiki/Sterilisation

http://de.wikipedia.org/wiki/Silberfischchen

http://de.wikipedia.org/wiki/Fadenwurm


Reaktionsgeschwindigkeit auf ein Minimum ab, da sie die Aktivität der Proteasen

vermindern (91).

Enzyme mit ähnlichen Funktionen haben oft sehr unterschiedliche Strukturen. Eine

wichtige Ähnlichkeit liegt in ihren aktiven Zentren. Proteasen benutzen

unterschiedliche Aminosäurereste (Serin, Cystein, Aspartyl usw.) als Nucleophil in

ihrem aktiven Zentrum, so entstehen die Serin-Proteasen (z. B. Chymotrypsyn,

Trypsin oder Subtilisin), Cystein-Proteasen (z. B. Papain) und Aspartyl-Proteasen

(z. B. Pepsin) (89).

Enzyme können die Proteine selektiv an spezifischen Kettenstellen der

Peptidbindungen in ihre Aminosäuren aufspalten. Trypsin katalysiert z. B. die

Hydrolyse der Peptidbindungen am sogeannten „C-Terminal“ (Carbonylgruppe) von

Aminosäuren, die eine positiv geladene R-Gruppe (Lysin- und Argynin-Reste) haben.

Eine Protease aus Staphylococcus aureus-V8 katalysiert die Hydrolyse der

Peptidbindungen ebenfalls am „C-Terminal“ von Aminosäuren, die aber eine negativ

geladene R-Gruppe (Glutamat- und Aspartat-Reste) haben (91). Das Enzym

Chymotrypsin ist weniger spezifisch als die anderen und katalysiert die Auftrennung

der Peptidbindungen am „C-Terminal“ mit aromatischen seitlichen Aminosäuren wie

Tyrosin, Tryptophan, Phenylalanin (89).

2.3.4 Einfluss auf Fette

Lipide (Fette) bestehen haupsächlich aus Kohlenstoff, Wasserstoff und wenig

Sauerstoff. Einige Arten enthalten auch Stickstoff und Phosphor. Bei ihrer

vollständigen Oxidation wird doppelt so viel Energie freigesetzt wie bei der von

Kohlenhydraten und Proteinen (84). Allerdings sind Lipide im Gegensatz zu

Proteinen und Kohlenhydraten hoch polymorph und schwer strukturell zu definieren.

Eher operativ werden sie als organische Verbindungen, die in biologischen

Systemen zu finden und in Wasser gar nicht oder nur wenig löslich sind, definiert.

Lipide können hydrophoben (unpolaren) oder amphipathischen (mit unpolaren und

polaren Substituenten) Charakter haben (91). Lipide werden unter Veresterung

(Esterbildung) aufgebaut. Diese ist eine Gleichgewichts- und Kondensationsreaktion,

bei der ein Alkohol oder Phenol mit einer Säure zu einem Ester reagiert. Die Säure

kann eine organische Carbonsäure (z. B. Essigsäure, Benzoesäure, Zitronensäure)

oder eine anorganische Säure (z. B. Schwefelsäure, Salpetersäure, Phosphorsäure)

http://de.wikipedia.org/wiki/Gleichgewichtsreaktion

http://de.wikipedia.org/wiki/Kondensationsreaktion

http://de.wikipedia.org/wiki/Alkohole

http://de.wikipedia.org/wiki/Phenole

http://de.wikipedia.org/wiki/S%C3%A4uren

http://de.wikipedia.org/wiki/Ester

http://de.wikipedia.org/wiki/Carbons%C3%A4uren

http://de.wikipedia.org/wiki/Essigs%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Benzoes%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Zitronens%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Schwefels%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Salpeters%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Phosphors%C3%A4ure


sein. Die Reaktion kann in Gegenwart einer starken Säure als Katalysator (meist

konzentrierte Schwefelsäure) stattfinden. Dabei kommt es zu einer Additionsreaktion

mit anschließender Eliminierungsreaktion (100). Die Reaktionsgleichung der

Veresterung einer Carbonsäure kann so wie in Abb. 2.11 dargestellt werden.

Abb. 2.11: Veresterung einer Carbonsäure (101)

Ein Lipidmolekül besteht aus einem Glyzerin-Alkohol mit drei organischen

Fettsäuren, die eine Kette von 4 bis 24 Kohlenstoffatomen haben (84), (102).

Kurzkettige Fettsäuren sind wasserlöslich (hydrophil), langkettige hingegen nicht

(hydrophob) (84). Abb. 2.12 zeigt die Veresterung eines Alkohols mit Fettsäuren

unter Wasserabspaltung bei der Fettsynthese. Ein wesentlicher Unterschied

zwischen Eiweißen und Lipiden besteht darin, dass jedes Lipid nur aus der

Verbindung von Glycerin mit drei Fettsäuren besteht, aber diese nicht zu Ketten

verbunden sind. Daher wird jedes Lipid bei entsprechend hoher Temperatur flüssig,

während dies bei Eiweißen oder Kohlenhydraten nicht möglich ist (102).

Abb. 2.12: Fettsynthese durch Veresterung (103)

Je nach Aggregatzustand des Fettes bei Raumtemperatur unterscheidet man feste

Fette, halbfeste Fette und fette Öle. Der unterschiedliche Aggregatzustand ist in

erster Linie durch die Länge der C-Ketten der organischen Säuren bedingt. Je länger

der aliphatische Rest ist, desto fester wird das Fett. Zudem nehmen Einfluss auf die

Konsistenz des Fettes auch Doppelbindungen zwischen C-Atomen (siehe Abb. 2.13)

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Datei:Veresterung_1.svg&filetimestamp=20091215182931

http://de.wikipedia.org/wiki/Katalysator

http://de.wikipedia.org/wiki/Schwefels%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Additionsreaktion

http://de.wikipedia.org/wiki/Eliminierungsreaktion


in der Kette (ungesättigte Fettsäuren). Je mehr ungesättigte Fettsäuren vorhanden

sind, desto weicher ist das Fett, da sich zunehmend schwache nicht-kovalente

Wechselwirkungen zwischen den Säureresten ausbilden können und der mögliche

kristalline Charakter verloren geht.

Abb. 2.13: Beispiel eines ungesättigten Fettes (103)

Lipide können allgemein in die folgenden Stoffklassen unterteilt werden:

1.) Nicht hydrolysierbare Lipide

- Kohlenwasserstoffe (Alkane, Carotinoide)

- Alkohole (langkettige Alkanole C10 und höher, Sterole)

- Carbonsäuren (C10 und höher)

2.) Einfache Ester

- Fette (Fettsäuren + Glycerol)

- Wachse (Fettsäure + Alkanol)

- Sterolester (Fettsäure + Cholesterol)

3.) Phospholipide

- Phosphatidsäuren (Fettsäure + Glycerol + Phosphat)

- Phosphatide (Fettsäure + Glycerol+ Phosphat+ Aminoalkohol)

4.) Glycolipide

- Cerebroside (Fettsäure +Sphingosin + Zucker)

- Ganglioside (Fettsäure + Sphingosin + Zucker + Neuraminsäure)

Die Esterbindungen der Lipide lassen sich durch Säuren, alkalische Reagenzien

oder Enzyme hydrolysieren. Diese Rückreaktion wird als Esterhydrolyse bezeichnet.

Dadurch werden das Glyzerin und die Fettsäuren freigesetzt (84).

Die alkalische Esterhydrolyse hat einen anderen Reaktionsmechanismus. Aus

historischen Gründen wird sie als Verseifung bezeichnet, da sie zu Seifebildung

http://de.wikipedia.org/wiki/Reaktionsmechanismus


führt. Seifen besitzen einen hydrophilen (lipophoben) und einen hydrophoben

(lipophilen) Teil und können somit als Emulgatoren wirken.

Die enzymatische Hydrolyse wird durch Lipasen, eine Untergruppe der

Hydrolasen/Esterasen, durchgeführt. Esterasen sind Enzyme, die in der Lage sind,

Ester hydrolytisch in einen Alkohol und eine Säure aufzuspalten. Lipasen sind

Enzyme, die die Hydrolyse oder den Aufbau von Lipiden katalysieren (104). Sie

kommen in den meisten Tieren, Pflanzen und Mikroorganismen als zelluläre oder

extrazelluläre Proteine vor und gehören zur Familie der Serin-Hydrolasen (105). Sie

haben für ihre spezifischen Reaktionen ein Reaktionsgleichgewicht, das vom

Wassergehalt des Gesamtsystems abhängig ist (106). Lipasen bevorzugen

wasserunlösliche Substrate, sind aber durchaus in der Lage, Triglyceride aus

kurzkettigen Fettsäuren umzusetzen (107).

Um den Lipasen optimale Bedingungen zu bieten, sollten die Lipide wie bei der

menschlichen Verdauung zerlegt, falls große Teile vorhanden sind, und emulgiert

werden (z. B. mit Wasser oder Säure). Dadurch bilden sich kleine Fetttröpchen, an

denen die Lipasen angreifen können. Einige Lipasen arbeiten mit anderen

Substanzen zusammen. Die Pankreaslipase arbeitet z. B. in Anwesenheit von

Colipase (aus Pro-Colipase durch Einwirkung von Trypsinen entstanden) und

Calciumionen. Dabei werden vom Triacylglycerid ein bis zwei Fettsäuremoleküle

schrittweise getrennt, so dass schließlich zwei Fettsäuren und ein 2-

Monoacylglycerid entstehen. Die zweite wichtige, im Dünndarm arbeitende Lipase ist

die Gallensalz-aktivierte Lipase, die auch Triglyceride, vor allem aber

Cholesterinester spaltet.

2.3.5 Die Protease Papain

Papain ist ein Enzym, das natürlich in relativ hoher Konzentration im Milchsaft der

noch grünlichen Schalen und den Kernen der Papaya (Carica papaya) vorkommt und

daraus gewonnen wird. Es ist unentbehrlich für die Pflanze bei der Abwehr von

Schädlingen (108). Das Enzym wird auch als Papaya Proteinase-I bezeichnet und

kann auch in der „Mountain Papaya“ (Vasconcellea cundinamarcensis, Synomyme:

Carica candamarcensis, Carica cestriflora, pubescens) gefunden werden (109). Der

Milchsaft einer grünen Papaya-Frucht beinhaltet eine Mischung aus Cystein-

http://de.wikipedia.org/wiki/Pankreaslipase

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Colipase&action=edit&redlink=1

http://de.wikipedia.org/wiki/Gallensalz-aktivierte_Lipase

http://de.wikipedia.org/wiki/Cholesterinester


http://de.wikipedia.org/wiki/Papaya


Endopeptidasen (wie das Papain), Chymopapain A und B, Papaya-Endopeptidase III

und IV sowie Omega-Endopeptidase (110).

Papain hat eine breite eiweißspaltende Wirkung (109) und wird daher als Protease

bezeichnet. Es katalysiert die Hydrolyse von Proteinen mit breiter Spezifität für die

Peptidbindungen. Diese können sich auch inmitten einer Polypeptidkette befinden.

Darum wird dieses Enzym als Endopeptidase bezeichnet. Das hat aber Präferenz für

Aminosäuren mit einer großen hydrophoben Seitenkette an der Position P2 und für

Arginin sowie Lysin an der Position P1 des Positionierungsmodells eines Substrats

(siehe Tab. 2.13). Es akzeptiert nicht Valin an der Position P1´ (111) und bevorzugt

Bindungen mit dem Carbonyl-Ende von α-NH2-substituiertem Arginin und Lysin, und

in geringerem Maße, Histidin, Glycin, Glutamin und Tyrosin (112).

Papain wirkt auch als Esterase, Thioesterase, Transesterase und Transamidase.

Raffiniertes Papain ist fast vollständig in Wasser löslich, aber unlöslich in den

meisten organischen Lösemitteln. Je nach Beschaffenheit des Substrats zeigt

raffiniertes Papain eine maximale Aktivität bei pH-Werten von 4,0 bis 7,0. Papain ist

unter sauren Bedingungen instabil. Bei pH-Werten unter 2,8 erfolgt eine rasche und

irreversible Inaktivierung auch bei Raumtemperatur (112). Papain ist ein relativ

hitzebeständiges Enzym mit einem optimalen Temperaturbereich zwischen 60 und

70 °C (109).

Tab. 2.13: Bevorzugte Spaltung des Papains (113)

P6 P5 P4 P3 P2 P1 ↓ P1′ P2′ P3′ P4′

Xaa Xaa Xaa Xaa hydrophobic Arg ↓ not Val Xaa Xaa Xaa

Xaa Xaa Xaa Xaa hydrophobic Lys ↓ not Val Xaa Xaa Xaa

Xaa = any amino acid residue hydrophobic = Alanine (Ala), Valine (Val) Leucine (Leu), Isoleucine (Ile), Phenylalanine (Phe), Tryptophan (Trp), Tyrosine (Tyr) ↓ = cleavage site

Papain findet häufig Verwendung in (114):

- Diätindustrie (wegen seiner verdauungsfördernden Wirkung)

--Lebensmittelindustrie (als Zartmacher für Fleisch, zur Verhinderung oder Klärung

der Trübung von Getränken)

- Kosmetikindustrie (als Reinigungsmittel)

--Medizin (zur Heilung wegen entzündungshemmender Fähigkeit, zur Spaltung von

Antikörpern in Fab-Fragmente.


--Textilindustrie (als Hilfsmittel bei der Herstellung von Wolle und Seide zur

Verhinderung des Verfilzens und Schrumpfens)

--Biotechnologie (häufig verwendet in Zellisolationsverfahren und in der

Zellserologie).

In seinem aktiven Zentrum hat Papain unter anderem Aminosäurereste von Cystein

als Nucleophil und wird daher in die Gruppe der Cystein-Proteasen (EC 3.4.22)

eingegliedert. Papain wurde in großem Umfang seit mehr als 130 Jahren von

verschiedenen Autoren untersucht (115), (116), (110), (117).

Es ist die bekannteste Cystein-Protease, die 1879 aus der Papaya-Frucht isoliert

wurde. Es war auch die erste Protease, für die eine kristallographische Struktur

nachgewissen wurde (117).

Die Moleküle des Papains bestehen aus einer Polypeptidkette aus 212 Aminosäuren

mit drei internen Disulfidbrücken und einer Sulfhydryl(Thiol-)gruppe im aktiven

Zentrum. Darum wird es auch als Sulfhydryl- oder Thiolprotease bezeichnet (118).

Papain hat eine Molekularmasse von 23,4 kDa und ist ein relativ basisches Protein

mit einem isoelektrischen Punkt (IEP oder pI) von 8,75 (117). Darunter versteht man

den pH-Wert, bei dem das Protein gleich negativ wie positiv geladen ist.

Papain hat eine dreidimensionale Struktur (siehe Abb. 2.14), welche durch die o. g.

Disulfidbrücken gefaltet ist. Dadurch werden zwei Domänen gleicher Größe mit dem

aktiven Zentrum in dem Spalt zwischen den Domänen gebildet (118), (119).

Abb. 2.14: Papain 3D-Struktur (120)

Die enzymatische Aktivität von Papain wird durch die sich im aktiven Zentrum

befindende katalytische Dyade durchgeführt, die aus Amisäurenresten aus Cystein

an der Position 25 (Cys25) und Histidin an der Position 159 (His159) gebildet wird

(117). Obwohl diese Aminosäurenreste in der Kette weit auseinander liegen,

http://www.chem.qmul.ac.uk/iubmb/enzyme/EC3/4/22/2.html


kommen sie durch die Faltstruktur und die Brücken in gegenseitige Nähe. Die

gemeinsame Arbeit der Aminosäuren im aktiven Zentrum ermöglicht die einzigartigen

Funktionen des Papains (119).

Abb. 2.15 zeigt den Mechanismus, durch den Papain Peptidbindungen aufbricht.

Dieser kann in vier Schritte unterteilt werden: Substratbindung, S-Acylation,

Hydrolyse und Deacylation. Eine Deprotonierung von Cys25 durch His159 findet dabei

statt (109). Diese Aminosäurenreste bilden im pH-Bereich von 3,5 bis 8,0 ein

Ionenpaar (117), (119). Asparaginreste an der Position 175 (Asn175) helfen der

Orientierung des Imidazoliumrings (Salz des Imidazols) der His159 im katalytischen

Spalt (117), dass damit die o. g. Deprotonierung erfolgt.

Abb. 2.15: Enzymatischer Mechanismus der Protein-Hydrolyse durch eine Cystein-Protease (117)

Die aktive Thiolgruppe (-SH) des Papains muss in reduzierter Form zur katalischen

Wirkung vorliegen. Die Bildung eines kovalenten Zwischenfragments (die Hälfte

eines Enzyms S-Acyl) stellt einen grundlegenden Schritt bei der Hydrolyse der

Peptidspaltung dar. Dieses Zwischenfragment wird über einen nucleophilen Angriff

der Thiolgruppe der Cys25 auf die Carbonylgruppe (-CO) der hydrolysierten Amid-

(Ester-)bindung gebildet. Dadurch wird das Fragment C-Terminal der Peptide frei und

das Zwischenfragment gebildet. Im nächsten Schritt reagiert dann ein

Wassermolekül mit dem Zwischenfragment. Dadurch wird das Fragment N-Terminal

R´NH2


der Peptide frei. Das regenerierte, freie Cysteinprotease-Molekül kann dann einen

neuen Katalysezyklus beginnen (121).

2.3.6 Inhibitoren für Enzyme

Als Inhibitoren werden Substanzen bezeichnet, die die Enzymtätigkeit hemmen

können. Abb. 2.16 zeigt die schematische Darstellung einer enzymatischen Reaktion

mit inhibiertem aktiven Zentrum. Das aktive Zentrum ist durch einen Inhibitor (I)

verändert, so dass das Substrat (S) nicht gebunden werden kann.

Abb. 2.16: Hemmung eines substratspezifischen Enzyms durch einen Inhibitor (E = Enzym, S = Substrat, I = Inhibitor) (14).

Es gibt folgende Arten der Hemmung von Enzymaktivitäten:

- Metabolischer Antagonismus: Hemmung aufgrund der Ähnlichkeit in der Inhibitor-

und Substratstruktur. Das Enzym bindet sich mit einem anderen Substrat, dessen

Struktur, Größe und Funktionsgruppenbeziehungen identisch mit denen des

originalen Substrats sind (84). Hier können zwei Hemmungsarten unterschieden

werden:

- Kompetitive Hemmung: Substrat und Inhibitor konkurrieren um den Platz am

aktiven Zentrum (14). Die Hemmung kann beherrscht werden, wenn das

Verhältnis Substrat zu Inhibitor (S/I-Verhältnis) zunimmt (84). D. h. durch die

Erhöhung der Substratkonzentration kann sie wieder rückgängig gemacht

werden (14). Dabei handelt es sich in der Regel um reversible Hemmungen. Je

höher dabei die Konzentration des Inhibitors ist, desto mehr Enzymmoleküle

werden blockiert.

- Nicht kompetitive Hemmung: Hemmung, die unempfindlich gegenüber der

Zunahme des S/I-Verhältnisses bzw. der Substratkonzentration ist.


- Endprodukthemmung: Das Endprodukt wirkt ab bestimmten Konzentrationen als

Inhibitor auf einen der Anfangsschritte der Reaktionskette (84).

- Katabolit-Repression (Diauxie): Die Bildung eines Enzyms zum Abbau eines

Substrats wird durch das Angebot eines anderen Substrats gehemmt. Das Substrat

unterdrückt die Enzymbildung.

Neben diesen Arten der Hemmung durch einen Inhibitor kann das Enzym an sich

funktionsunfähig werden:

- Denaturierung: Zerstörung der gesamten Enzymstruktur mit einem völlig

irreversiblen Verlust der Enzymaktivität, z. B. durch hohe Temperaturen (Kochen)

oder starke pH-Wert-Schwankungen.

- Ausflockung: Hemmung eines Enzyms, wenn es nur teilweise z. B. durch

geringere pH-Wert-Änderungen ausgeflockt wird.

Papain kann durch verschiedene Inhibitoren in seiner Aktivität eingeschränkt werden.

Diese können unterschiedlicher Herkunft sein. Einige stammen aus mikrobiellen

Quellen oder aus Protisten. Inhibitoren für Papain können ebenso in menschlichem

Serum (116) und Plasma vorkommen oder werden in der Papayapflanze selbst

durch mechanische Beschädigungen, Insekten oder Mikroorganismen induziert

(110).

So kann Papain z. B. durch die folgenden Verbindungen gehemmt werden (114),

(122):

- Antipain dihydrochlorid aus mikrobieller Quelle

- Cystamindihydrochlorid (Konzentration 98 %)

- Chymostatin mikrobiell

- Cystatin aus lyophilisiertem Pulver Hühnereiweiß

- 3,4-Dichloroisocoumarin

- E-64

- Ebselen

- Gly-Gly-Tyr-Arg ≥ 97 % (HPLC)

- Leupeptin Trifluoracetatsalz ≥ 90 % (HPLC), mikrobiell

- α2-Makroglobulin aus lyophilisiertem Pulver menschliches Plasmas ≥ 98 % (SDS-PAGE)

- Hg2+ und andere Schwermetalle

- Sulfhydryl Bindemittel


- Carbonylreagentien

- Alkylierungsmittel.

Antipain wurde in mehreren Actinomycetenstämmen entdeckt und isoliert (123). Viele

Arten der Actinomyceten kommen im Boden vor und sind unschädlich für Tiere und

Pflanzen, während einige wichtige Pathogene und viele andere Quellen von

Antibiotika sind (124). Actinomyceten sind Gram-positive Bakterien. Die meisten

wachsen aerob, jedoch sind einige in der Lage, auch anaerob und unter

thermophilen Bedingungen zu wachsen. Außerdem gehen Actinomyceten teilweise

symbiotische Lebensgemeinschaften mit Pflanzen ein und sind ein Teil der

Bodenmikroflora. Einige von ihnen verursachen den typisch "muffigen" Erdgeruch.

Sie gehören zu den „Zersetzern“ vieler organischer Verbindungen, z. B. Cellulose,

Lignin und Chitin (125).

Auch die Mikroorganismen aus der Familie der Trypanosomen (T. cruzi) haben

Cysteinproteaseinhibitoren (126). Hierbei handelt es sich um parasitäre Organismen,

die über Insekten als Zwischenwirte auch Wirbeltiere befallen können (127) und

somit eventuell in Hühnerabfall und Hühnermist vorhanden sein könnten.

2.4 Bacillus Spezies

Da der Einfluss spezieller Bacillus Spezies auf den anaeroben Abbauprozess einer

der Hauptgegenstände der vorliegenden Doktorarbeit ist, wird im Folgenden dieses

Thema ausführlicher behandelt:

Das Genus Bacillus besteht aus Gram-positiv obligat aeroben oder fakultativ

anaeroben Bakterien. Sie sind in der Natur allgegenwärtig, meist vorkommend in

Böden, Seen und Flüssen. Sie reagieren positiv auf den Enzym-Katalase-Test (128)

und können frei lebende oder pathogene Spezies sein. Unter stressigen

Milieubedingungen gehen sie in eine Überdauerungsform (sogenannte Endosporen)

über und können so ruhend einen längeren Zeitraum überleben. Diese

Eigenschaften definierten ursprünglich diese Gattung. Allerdings sind viele davon in

andere Gattungen untergegliedert worden (129).

Bacillus Spezies können in acidophilen, alkaliphilen, halophilen, psychrophilen,

mesophilen und thermophilen Milieubedingungen leben. Das bedeutet, dass ihr

Wachstum und ihr Stoffwechsel in einem breiten Spektrum von pH-Werten und


Temperaturen stattfinden können. Einige Arten sind in der Lage, eine Vielzahl von

Kohlenstoffquellen wie Methanol, Cellulose und Chitin abzubauen (130). Sie sind

Chemoorganotrophe mit einem respiratorischen oder fermentativen Stoffwechsel

(131). Viele Bacillus Spezies sind in der Lage, große Mengen an Enzymen zu

sekretieren.

Bacillus subtilis (auch „Gras bacillus oder Heubazillus“) ist ein Gram-positives und

Katalase-positives stabförmiges, begeißeltes Bakterium und eines der am besten

verstandenen Prokaryonten in der Molekular- und Zellbiologie. Es hat die Fähigkeit,

eine robuste schützende Endospore zu bilden, so dass der Organismus extreme

Umgebungsbedingungen toleriert. Abb. 2.17 zeigt B. subtilis in der Gramfärbung. Die

ovalen nicht gefärbten Strukturen sind die Sporen. Es ist aufgrund seiner

hervorragenden genetischen Struktur und Größe in allen möglichen Aspekten

untersucht worden und ist ein Modell zur Differenzierung der Gen/Protein-Regulation

und des Zellzyklus in Bakterien (132).

Abb. 2.17: Bacillus subtilis in der Gramfärbung (133)

B. subtilis ist ubiquitär verbreitet und kann aus Böden (insbesondere Komposterde),

Wasser und Luft isoliert werden. Seine natürlichen Standorte sind aber die oberen

Schichten des Bodens. Dort ist es aufgrund häufig wechselnder

Umgebungsbedingungen fast ständig Stress- und Hungersituationen ausgesetzt, an

die es sich entsprechend anpassen muss. Die Generationszeit beträgt bei optimalem

Nährstoffangebot, optimaler Sauerstoffversorgung und einer optimalen

Wachstumstemperatur von 40 ⁰C ca. 26 Minuten. B. subtilis war historisch als obligat

http://de.wikipedia.org/wiki/Ubiquist


aerob klassifiziert worden. Weitere Forschung hat gezeigt, dass es unter anaeroben

Bedingungen wachsen kann (134).

B. subtilis ernährt sich chemoorganoheterotroph, d. h. es nutzt von anderen

Lebewesen erzeugte Nährstoffe, um Energie und körpereigene Substanz zu

generieren. Es besitzt ein großes Arsenal an Glukan- (polymer verkettete Zucker)

und Protein-abbauenden Enzymen, die bei Bedarf aus der Zelle exportiert werden.

Forschungsergebnisse zeigten, dass das Bakterium Polysaccharide (z. B. komplexe

Kohlenhydrate wie Arabinogalactan aus Pflanzen) und unverdauliche

Oligosaccharide (z. B. Stachyose und Raffinose aus Gemüse und Getreide) abbauen

kann (135). Es kann auch durch extrazelluläre Amylasen Stärke hydrolysieren (136).

Als Kohlenstoff- und Energiequelle wird bevorzugt Traubenzucker (Glucose) genutzt.

Bei ausreichender Konzentration verhindert Glucose die Aktivierung von Genen. Bei

Glucoseabwesenheit können auch andere Zucker oder kohlenstoffhaltige Substrate

genutzt werden (Katabolitrepression).

Zur Energiegewinnung dient Sauerstoff als bevorzugter terminaler

Elektronenakzeptor (Zellatmung). Auch hierbei wird die Nutzung alternativer

kommender Substrate (z. B. Stickstoff) bei Sauerstoffzutritt unterdrückt. Unter

anaeroben Bedingungen können die Zellen bei Glucose- und Nitratanwesenheit noch

genug Energie für langsames Wachstum erzeugen. Sind keine als

Elektronenakzeptor nutzbaren Substrate verfügbar, dann ist B. subtilis in der Lage,

auch ausschließlich durch Gärungsstoffwechsel unter Erzeugung von Milchsäure,

Ethanol, Acetoin und 2,3-Butandiol zu überleben.

Widrigen Umweltbedingungen versucht sich B. subtilis durch aktive Fortbewegung

mit Hilfe seiner Geißel zu entziehen. Ferner kann sich B. subtilis über die sogenannte

generelle Stressantwort als vegetativ aktive Zelle mit Schwankungen von

Umweltfaktoren auseinandersetzen. In letzter Konsequenz kann B. subtilis durch ein

atypisches Zellteilungsprogramm Sporen bilden, die lange Perioden überdauern

sowie hohe Temperaturen überleben können. Eine weitere Eigenschaft ist die

Ausbildung der Fähigkeit, extrazelluläre (Fremd-)DNA aufzunehmen und diese zur

Erweiterung des eigenen Genoms zu integrieren oder sie zur Ernährung zu nutzen.

B. subtilis wird nicht als humanpathogen betrachtet, kann aber Lebensmittel

kontaminieren. Lebensmittelvergiftungen werden selten durch B. subtilis verursacht.

http://de.wikipedia.org/wiki/Stoff-_und_Energiewechsel#.C3.9Cbersicht

http://de.wikipedia.org/wiki/Glukan

http://de.wikipedia.org/wiki/Protein


http://de.wikipedia.org/wiki/Glukose

http://de.wikipedia.org/wiki/Katabolitrepression

http://de.wikipedia.org/wiki/Zellatmung

http://de.wikipedia.org/wiki/Milchs%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Ethanol

http://de.wikipedia.org/wiki/Acetoin

http://de.wikipedia.org/wiki/2,3-Butandiol


Aufgrund der hohen Hitzeresistenz der B. subtilis-Sporen werden diese auch als

Indikator bei thermischen Sterilisationsprozessen in Pharmazie, Medizin und

Lebensmittelindustrie eingesetzt.

In der Landwirtschaft dient der B. subtilis Stamm QST713 als biologisches Fungizid

für Samen von z. B. Baumwolle, Gemüse, Erdnüssen und Sojabohnen. Es besiedelt

während der Keimung das Wurzelsystem und beugt so Verpilzungen durch

Konkurrenz vor. Des Weiteren produzieren die Bakterien einige flüchtige organische

Verbindungen (VOC), welche fungizid wirken. Besonders unter Glucoseanwesenheit

ist die Produktion der fungiziden VOC sehr hoch. Aufgrund seiner Fähigkeit zur

Sekretion extrazellulärer Enzyme wird B. subtilis insbesondere für die Herstellung

von Waschmittelenzymen (z. B. Subtilisin), außerdem auch für die Synthese von

Riboflavin (Vitamin B2) und des Antibiotikums Bacitracin biotechnologisch genutzt.

Bacillus licheniformis (siehe Abb. 2.18 a) ist ein Bakterium, das im Allgemeinen im

Boden und auf den Vogelfedern zu finden ist. Es ist ein Gram-positives, thermophiles

Bakterium. Sein optimales Wachstum (max. 109 Zellen/ml) liegt bei etwa 50 ⁰C und

geschieht innerhalb von 5 Tagen (137). Allerdings kann es bei viel höheren

Temperaturen überleben. Die optimale Temperatur für die Enzym-Sekretion beträgt

37 ⁰C. Es kann entweder in Form von Sporen vorliegen, um rauen Milieubedingungen

zu widerstehen, oder in einem vegetativen Zustand, wenn die Bedingungen gut sind.

Abb. 2.18: Bacillus Spezies, a) B. licheniformis (138), b) B. Polymyxa (139)

B. licheniformis wird in Fermentationen verwendet, um große Mengen von

Exoenzymen wie Proteasen oder Amylasen wie auch das Antibiotikum Bacitracin zu

erzeugen (138). Es synthetisiert eine Protease, die bei hohen pH-Werten (9-10)

bestehen kann. Diese ist ein gewünschter Bestandteil in Waschmittel, da sie

proteinhaltigen Schmutz in der Kleidung entfernen kann, und ebenso aufgrund ihrer

a) b)

http://de.wikipedia.org/wiki/Fungizid

http://de.wikipedia.org/wiki/Subtilisin

http://de.wikipedia.org/wiki/Riboflavin

http://de.wikipedia.org/wiki/Bacitracin


Fähigkeit, Schrumpfung und Entfärbung bei niedrigen Temperaturen zu vermeiden.

Sehr große Mengen von Proteasen werden als Additive zu Waschmitteln benötigt

(138). Es wurde auch die Fähigkeit von B. licheniformis, Federn für

landwirtschaftliche Zwecke abzubauen, untersucht. Federn enthalten hohe Mengen

an unverdaulichen Proteinen (Federkeratin). Es wird vermutet, dass das Federkeratin

durch Fermentation mit B. licheniformis abgebaut werden kann (137) und

Federabfälle so zur Produktion von Federmehl als Viehfutter genutzt werden können.

B. licheniformis wird üblicherweise mit Lebensmittelverderb und -vergiftung in

Verbindung gebracht. Durch Kontamination mit diesem Bakterium wird Brot klebrig

und faserig (140). Es kann ebenso Gastroenteritis (über Lebensmittel) sowie

Ophthalmitis (Entzündung des Auges) verursachen (141).

Bacillus polymyxa (siehe Abb. 2.18 b) ist als Gram-positives fakultativ anaerobes

chemoorganotrophes Bakterium weitgehend im Boden vorhanden (142). Es eine der

ältesten Spezies der Gattung Bacillus und ein landwirtschaftlich, industriell und

medizinisch wichtiger Organismus (143). Z. B. Bredermann (1909), Grau und Wilson,

(1962) und Kalisninskaya, (1968) (zitiert nach Nakamura, 1987) haben

nachgewissen, dass B. polymyxa ein Stickstoff fixierendes Bakterium ist. B.

polymyxa fixiert Stickstoff langsam und assimiliert Ammonium in Glutaminsäure

hauptsächlich durch den Glutamat-Dehydrogenase-Weg ohne Energieaufwand

(144). Es ist in Böden, Wasser, Milch, Kot und verwesendem Gemüse zu finden

(145). Es kann durch die Fermentation von Glucose, Lactose und Glycerin Gas

erzeugen (136), (143). Nach Nakamura (1987) synthetisieren Stämme von B.

pollymyxa Polymyxin-Antibiotikum, β-Amylase und 2,3-Butandiol und sind als Gas

bildende Organismen wichtig für den Rotteprozess von Jute.

2.5 Mikroorganismen im Pansensaft

Pansensaft ist die im Pansen vorhandene Flüssigphase mit ihren festen

Schwebeteilchen und Mikroorganismen. Die Gesamtheit der im Pansen

vorkommenden Mikroorganismen wird als Pansenflora und -fauna bezeichnet. Es

handelt sich um Bakterien, Protozoen, Pilze, Archaen und Viren. Sie machen etwa 4

Vol.-% des Pansensafts aus. Bakterien und Protozoen sind die Mehrheit der

Mikroorganismen, sie machen 40-60 Mass.-% der gesamten mikrobiellen Substanz


aus. Die Temperatur im (lebendem) Pansen liegt im Bereich von 39-41 ⁰C und der

pH-Wert zwischen 5,5 und 7,0, was sehr nah am Optimum vieler Enzymsysteme

ist (78).

Die im Pansen vorkommenden Mikroorganismen hydrolysieren durch mikrobielle

Enzyme nicht-strukturelle Kohlenhydrate (Stärke, Zucker und Pektin), strukturelle

Kohlenhydrate (Hemicellulose und Cellulose) und stickstoffhaltige Verbindungen

(Proteine, Peptide und Aminosäuren).

Die o. g. Kohlenhydrate werden zu Monosacchariden oder Disacchariden durch

mikrobielle Enzyme abgebaut und so in die Mikroben transportiert werden. Dort

können sie zu mikrobieller Biomasse umgebaut, zu den flüchtigen Fettsäuren (FFS)

Acetat, Propionat, Butyrat, Lactat oder Valerat fermentiert oder durch Glycolyse oder

andere biochemische Wege zu anderen verzweigten FFS zur Energiegewinnung

umgesetzt werden.

Proteine werden zu Peptiden und Aminosäuren durch mikrobielle Enzyme

hydrolysiert und in erster Linie zum Aufbau von Zellbiomasse verwendet. Peptide,

Aminosäuren, Ammonium und andere Stickstoffquellen, ursprünglich vorhanden im

Tierfutter, können mit wenig bis gar keiner Hydrolyse direkt durch Mikroben

verwendet werden. Nicht-Aminosäure-Stickstoff wird für die Synthese von

mikrobiellen Aminosäuren verwendet. Bei Stickstoffüberschuss für das mikrobielle

Wachstum können auch Proteine und seine Derivate zur Energieerzeugung

fermentiert werden. Dadurch wird Ammonium freigesetzt.

Lipide, Lignin, Mineralstoffe und Vitamine spielen beim Stoffwechselprozess der

Mikroorganismen im Pansen eine weniger wichtige Rolle als Kohlenhydrate und

Eiweiß. Lipide werden teilweise hydrolysiert und hydriert, während Glycerin, falls in

den Lipiden vorhanden, fermentiert wird. Ansonsten sind Lipide im Pansen inert.

Hohe Konzentrationen an Lipiden, insbesondere ungesättigten Lipiden, können für

Mikroorganismen giftig sein oder die Gäraktivität unterdrücken. Lignin, eine

phenolische Verbindung aus verschiedenen Monomerbausteinen, ist resistent

gegenüber Verdauung und kann durch Pilze löslich gemacht werden.

http://de.wikipedia.org/wiki/Kohlenhydrate


Mineralien werden von den Mikroben aufgenommen und sind für das

Mikrobenwachstum notwendig. Mikroben synthetisieren viele Vitamine (wie

Cyanocobalamin) oft in großen Mengen, so dass sie evtl. Vitaminmangel in der

Nahrung des Wiederkäuers ausgleichen können.

Im Pansen sind etwa 1010 bis 1011 Bakterien/ml vorhanden, die überwiegend an den

Oberflächen der Nahrungspartikel und des Pansenepithels anhaften. Sie bestehen

aus ca. 250 verschiedenen Arten (78), unter anderem Ruminococcus ssp.,

Lactobacillus ssp., Clostridium ssp. und Bacteroides ssp. In Tab. 2.14 sind die im

Rumensaft vorkommenden Bakterien, gegliedert nach abzubauender Substratart,

gesondert gekennzeichnet. Eine Auflistung der beteiligten Ruminococcus Spezies

zeigt die Tab. 2.14. Ruminococcus flavefaciens und Ruminococcus albus, sowie das

(gattungsfremde) Gram-negative Bakterium Fibrobacter (Bacteroides) succinogenes

sind die wichtigsten Bakterien für die Auflösung von Cellulose. Dazu wird das von

Mikroorganismen produzierte Enzym Cellulase verwendet. Die Cellulase des

Fibrobacters ist ein periplasmatisches Enzym, das heißt, es sitzt im Periplasma

zwischen den beiden äußeren Zellmembranen. Das Fibrobacter ist somit

gezwungen, sich an die Celullosefibrillen zu heften.

Tab. 2.14: Ruminoccus sp. (78)

R. albus R. hydrogenotrophicus

R. bromii R. lactaris

R. callidus R. luti

R. flavefaciens R. obeum

R. gauvreauii R. productus

R. gnavus R. schinkii

R. hansenii R. torques

Die Ruminococcus Spezies hingegen setzen die Cellulase als Exoenzym im

Pansensaft frei. Das Polysaccharid Cellulose wird dadurch in einzelne Glucose-

Moleküle aufgespalten. Die Glucose wird durch die Bakterien wieder aufgenommen

und durch Fermentation (Gärung) als Energiequelle nutzbar gemacht. Die

ausgeschiedenen Gärungsnebenprodukte wiederum werden vom Tier als

Energiequelle genutzt. Dabei handelt es sich hauptsächlich um Carbonsäuren wie

Essigsäure (Acetat) und Ameisensäure (Formiat). Weitere Endprodukte der

http://de.wikipedia.org/wiki/Ruminococcus

http://de.wikipedia.org/wiki/Milchs%C3%A4urebakterien

http://de.wikipedia.org/wiki/Clostridien

http://de.wikipedia.org/wiki/Bacteroides

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Fibrobacter_succinogenes&action=edit&redlink=1

http://de.wikipedia.org/wiki/Cellulase

http://de.wikipedia.org/wiki/Periplasma

http://de.wikipedia.org/wiki/Fibrille

http://de.wikipedia.org/wiki/Fermentation

http://de.wikipedia.org/wiki/Carbons%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Essigs%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Formiat


Fermentation sind Kohlendioxid, Wasserstoff und Wasser. Fibrobacter erzeugt bei

der Fermentation zusätzlich Bernsteinsäure (Succinat).

Hemicellulosen unterscheiden sich von Cellulose dadurch, dass Hemicellulosen

Pentosen, Hexosen und meist Uronsäure enthalten. Hemicellulosen sind

Hauptbestandteile der Zellwand von Pflanzen. Organismen, die in der Lage sind,

Cellulose zu hydrolysieren, können auch Hemicellulosen verwenden. Allerdings

können einige Hemicellulose abbauenden Organismen keine Cellulose

hydrolysieren. Dazu gehören unter anderen Butyrivibrio fibrisolvens, Lachnospira

multiparus und Bacteroides ruminícola (siehe Tab. 2.11) (78).

Alle cellulolytischen Bakterien sind auch in der Lage, Stärke zu verstoffwechseln,

wohingegen einige amylolytischen Mikroorganismen Cellulose nicht verwenden

können. Wichtige amylolytische Spezies sind Bacteroides amylophilus, Succinomona

amylolítica, Butyrividrio fibrisolvens, Bacteroides Lachnospira multíparus und

ruminícola (siehe Tab. 2.11) (78).

Neben den beschriebenen Abbauprozessen sind Bakterien auch an der

Aufrechterhaltung des Pansenmilieus beteiligt. Die am Epithel haftenden Sauerstoff

verzehrenden Bakterien halten das anaerobe Milieu aufrecht. Das negative

Redoxpotential von −250 bis −300 mV sorgt dafür, dass der Abbau der

Kohlenhydrate nur bis zu den kurzkettigen Fettsäuren und nicht vollständig zu

Kohlendioxid und Wasser erfolgt. Die im Pansensaft befindlichen Archaee bilden aus

Kohlendioxid und Wasserstoff Methan und senken somit den Wasserstoffpartialdruck

im Pansen, was eine übermäßige Bildung von Ethanol und Milchsäure verhindert.

Die Protozoen bilden etwa die Hälfte der Biomasse der Pansenflora und setzen sich

vor allem aus Wimpertierchen (105 bis 108 Organismen/ml, vor allem Vertreter der

Isotrichidae und Ophryoscolecidae) und in geringerem Maß aus Geißeltierchen (103

bis 104 Organismen/ml) zusammen. Einige davon sind Bakteriophagen

(Bakterienfresser). Obwohl Protozoen für die Pansenfunktion nicht unerlässlich sind,

hat ihre Präsenz Einfluss auf die stattfindenden Prozesse. Sie sind in geringem

Umfang (ca. 10 Mass.-%) am Kohlenhydratabbau (besonders Stärke und Zucker)

und Eiweißabbau beteiligt. Sie können die leicht abbaubaren Kohlenhydrate

aufnehmen und verhindern so deren zu schnellen Abbau und damit eine

Pansenazidose infolge zu hoher Konzentrationen an organischen Säuren. Außerdem

http://de.wikipedia.org/wiki/Kohlendioxid

http://de.wikipedia.org/wiki/Wasserstoff

http://de.wikipedia.org/wiki/Bernsteins%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Redoxpotential

http://de.wikipedia.org/wiki/Fetts%C3%A4uren

http://de.wikipedia.org/wiki/Kohlendioxid

http://de.wikipedia.org/wiki/Wasserstoff

http://de.wikipedia.org/wiki/Methan

http://de.wikipedia.org/wiki/Partialdruck

http://de.wikipedia.org/wiki/Ethanol

http://de.wikipedia.org/wiki/Milchs%C3%A4ure

http://de.wikipedia.org/wiki/Wimpertierchen

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Isotrichidae&action=edit&redlink=1

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Ophryoscolecidae&action=edit&redlink=1

http://de.wikipedia.org/wiki/Flagellaten

http://de.wikipedia.org/wiki/Pansenazidose


können die Protozoen schädliche Futterbestandteile (toxische Pflanzeninhaltsstoffe

und Schwermetalle) abbauen oder binden. Darüber hinaus nehmen die Protozoen

Bakterien auf und regulieren damit deren Population. Sie können aber auch für eine

ineffiziente Stickstoffnutzung verantwortlich sein. Die Effizienz der Stickstoffnutzung

kann durch ein Entfernen der Protozoen aus dem Pansen, der sogenannten

Defaunierung, gesteigert werden. Weiterhin begünstigen die Protozoen die

Methanbildung, indem sie als Wirt für Methanbildner dienen, die auf der Oberfläche

von Protozoen siedeln (146).

Pilze machen nur 5-10 Mass.-% der Mikroben im Pansen aus und fehlen bei

Fütterungen, die arm an Fasern sind. Ihr Vorkommen gilt ebenfalls als nicht

zwingend erforderlich. Trotz ihrer geringen Zahl besetzen die Pilze eine wichtige

Nische, weil sie einige Esterbindungen zwischen Lignin und Hemicellulosen oder

Cellulose hydrolysieren und somit helfen, Nahrungsbestandteile aufzubrechen. Sie

verwerten in geringem Ausmaß lösliche Kohlenhydrate und Proteine und sind auch

zur Bildung langkettiger Fettsäuren fähig.

Archaea, ca. 3 Mass.-% aller Mikroben im Pansen, sind meist autotrophe

Methanogene, die Methan durch anaerobe Atmung produzieren. Der Großteil des

Wasserstoffs, der von Bakterien, Protozoen und Pilzen produziert wird, wird von

diesen Methanogenen verwendet, um Kohlendioxid zu Methan zu reduzieren. Die

Aufrechterhaltung des niedrigen Wasserstoffpartialdrucks durch Methanogene ist

unerlässlich für die ordnungsgemäße Funktion des Pansens.

Viren sind in unbekannter Anzahl vorhanden und tragen zu keiner Gärung- oder

Atmungsaktivität bei. Allerdings lysieren sie Mikroben, und die so freigesetzen

Inhaltsstoffe werden wiederum von anderen Mikroben (sog. mikrobielles Recycling)

assimiliert oder vergoren. Jedoch ist das Recycling durch die Bakterien räuberischen

Aktivitäten der Protozoen quantitativ wichtiger.

2.6 Ballaststoffgehalte in Fruchten

Ballaststoffe sind weitgehend unverdauliche Nahrungsbestandteile, meist

Polysaccharide, also Kohlenhydrate, die vorwiegend in pflanzlichen Lebensmitteln

vorkommen. Sie bestehen aus organischen Verbindungen (Polysaccharide,


Oligosaccharide, Lignin und ähnliche Substanzen), welche im Wasser entweder

löslich (wie Pektin, Inulin, Gummi und Fructoligosaccharide) (147) oder unlöslich (wie

Cellulose, Hemicellulose, Lignin und resistente Stärke) sind. Nach Marlett (1992)

beträgt die lösliche Faserfraktion von Früchten im Durchschnitt 13 bis 20 Mass.-%

der Ballaststoffe. Der Cellulosegehalt liegt in etwa bei ≤ 33 Mass.-% der Ballaststoffe,

während der von Hemicellulosen bei 25 bis 35 Mass.-% und der von Pektin zwischen

15 und 30 Mass.-% des Ballaststoffgehalts liegt.

Da die faserhaltigen Ballaststoffe üblicherweise biologisch schwer abbaubar und

damit schwer zu vergären sind, werden im Folgenden die wesentlichen Ballaststoffe

näher beschrieben.

Cellulose

Cellulose (C6H10O5)n≥200 ist ein komplexes nicht verzweigtes Polymer

(Polysaccharid). Sie ist der grundlegende strukturelle Bestandteil von pflanzlichen

Zellwänden (siehe Abb. 2.19). Bei Einjahrespflanzen macht sie etwa 25 bis 35

Mass.-% und bei Bäumen etwa 40 bis 50 Mass.-% der Zellwand aus. Insgesamt liegt

ihr Anteil bei etwa 33 Mass.-% aller pflanzlichen Stoffe (bei Baumwolle und Holz

jedoch jeweils 90 und 50 Mass.-%) (148).

Abb. 2.19: Aufbau der Zellwand einer Pflanzenzelle (149)

Cellulosen sind die häufigsten aller natürlich vorkommenden organischen

Verbindungen und auch die häufigsten Polysacchride. Marlett (1992) hat ebenso

einen maximalen Cellulosegehalt von etwa 33 Mass.-% der Ballaststoffe in

ausgewählten Früchten festgestellt. Wie in Kapitel 2.3.2 beschrieben, können


Cellulosen durch Cellulase, die nicht in allen Organismen (auch nicht beim

Menschen) gebildet werden kann, abgebaut werden. Daher sind sie für den

Menschen unverdaulich, aber ein Futtermittel für pflanzenfressende Wiederkäuer

(z. B. Kühe, Pferde etc.), da diese das Futter lange genug für die Verdauung durch

cellulasebildende Mikroorganismen im Verdauungstrakt behalten (148). Nach Slavin

et al. (1981) und Joshi und Agte (1995) können Celullosen hingegen bis zu einem

gewissenen Grad vom Menschen verdaut werden.

Cellulosen bestehen aus einer linearen Kette von mehreren hundert bis mehr als

10000 β-D-Glucose-Molekülen (β-1,4-O-glykosidische Bindung) bzw. Cellobiose-

Einheiten (zwei Glucosen). Die Cellulosemoleküle lagern sich zu höheren Strukturen

zusammen, die als reißfeste Fasern in Pflanzen häufig eine Festigkeitsfunktion

haben. Cellulosen sind in üblichen Lösungsmitteln unlöslich und zeigen deutliche

Eigenschaften der Absorption. Mit konzentrierten Säuren (z. B. Phosphorsäure,

Schwefelsäure oder anderen Mineralsäuren) können die Cellulosen bei erhöhter

Temperatur (100-120 ⁰C (150) bzw. 170-240 ⁰C (151)) zu Glucose abgebaut werden,

indem die glykosidischen Bindungen aufgespaltet werden. Da Cellulosen eine große

Anzahl von Hydroxylgruppen enthalten, reagieren sie mit Säuren zu Estern und mit

Alkoholen zu Ethern (152).

Hemicellulose

Hemicellulose ist ein komplexes, verzweigtes Polymer (Polysaccharide), das aus

verschiedenen Monosacchariden besteht. Häufig vertreten sind Pentosen (Zucker

mit 5 Kohlenstoffatomen), Xylosen und Arabinosen. Es finden sich auch Hexosen

(Zucker mit 6 Kohlenstoffatomen) wie Glucose, Mannose und Galactose (153).

Ebenso findet sich sehr häufig D-Mannose in den Hemicellulosen (154). Zusammen

mit Cellulosen und Lignin sind Hemicellulosen Hauptbestandteile der pflanzlichen

Zellwände, deren Matrix aus fibrillären, teilweise kristallinen Cellulosen besteht

(siehe Abb. 2.19). Bei Verholzung ist diese Matrix zusätzlich von dem Makromolekül

Lignin durchdrungen und bildet so Lignocellulose. Die Hemicellulosen bilden somit

einen Teil der Stütz- und Gerüstsubstanz von Zellwänden und machen 1/4 bis 1/3

der Pflanzenmasse aus (153). Die Monosaccharide der Hemicellulosen sind über β-

1,4-glykosidische Bindungen verknüpft (155).

Im Gegensatz zu Cellulosen bestehen Hemicellulosen aus kürzeren Ketten mit 500

bis 3000 Zuckereinheiten. Hemicellulosen lassen sich durch Alkalibehandlung oder


kurzzeitige Extraktion mit verdünnter, heißer Mineralsäure lösen. Dadurch werden

einfache Zucker gebildet (154).

Lignin

Lignin ist ein komplexes, phenolisches Makromolekül und ein festes, hoch

verzweigtes, zur Gruppe der Phenylpropanoide gehörendes Polymer (kein

Polysaccharid), das durch eine irreversible Entfernung von Wasser aus Zuckern

gebildet wird. Es wird in die pflanzliche Zellwand eingelagert, bewirkt dort eine

Verholzung der Zelle und steigert so die Festigkeit der Zellwand, was einen

verbesserten Schutz gegen Angriffe von Mikroorganismen bietet. Nach den

Cellulosen ist es die häufigste in Pflanzen vorkommende organische Verbindung

(156).

Etwa 20 bis 30 Mass.-% der Trockenmasse verholzter Pflanzen bestehen aus Lignin.

In Früchten findet es sich meist in den Kernen und Samen. Lignin hat als

Stützmaterial und verhärtetes Polymer eine Reihe von wichtigen Aufgaben für die

Pflanze. Es ist wesentlich für die Festigkeit von pflanzlichem Gewebe, wobei es vor

allem für die Druckfestigkeit von zentraler Bedeutung ist, während die eingelagerten

Cellulosefasern die Zugfestigkeit gewährleisten. Es handelt sich also um eine

Durchdringung von reißfesten, biegsamen Fasern (Cellulosen) mit einem dichten und

starren Polymer als Füllmaterial (Lignin) (157).

Aufgrund seiner wenigen polaren Gruppen ist Lignin hydrophob und somit unlöslich

in Säuren, aber löslich in starken Alkalien wie Natriumhydroxid. Abgesehen von

wenigen Tieren, wie Wiederkäuern, kann Lignin weder verdaut, noch im

Verdaungssystem absorbiert bzw. durch die Darmflora angegriffen werden (156).

Die exakte Struktur von Lignin ist nicht bekannt, da es schwer aus den Pflanzen zu

extrahieren ist und an Cellulosen und anderen Polysacchariden der Zellwand

kovalent gebunden ist. Im Gegensatz zu Cellulosen, Stärke oder Gummi, scheinen

jedoch die Lignineinheiten nicht in Serien verknüpft zu sein (156).

Pektin

Pektin ist eine komplexe Mischung aus sauren und neutralen, hoch verzweigten

Polymeren (ein Polysaccharid). Nach Sriamornsak (2003) ist die Zusammensetzung

und Struktur von Pektin noch nicht vollständig verstanden. Es ist im Wesentlichen ein


lineares Polysaccharid und enthält zwischen einigen hundert bis etwa 1000

Saccharideinheiten in einer kettenartigen Konfiguration.

Es wird angenommen, dass es hauptsächlich aus D-Galacturonsäure-Einheiten ( ≥

65 Mass.-%) besteht (158), (159) und die Ketten mittels α-1,4 glykosidischer

Bindungen verknüpft sind. In Gegenwart von Wasser und in Abhängigkeit von

Molekulargröße und Veresterungsgrad bildet Pektin Gele.

Pektin kommt in allen höheren Landpflanzen vor. Es findet sich in allen festeren

Bestandteilen, z. B. in den Stängeln, Blüten, Blättern etc. (160). Es ist in den

Zellmittelllamellen (siehe Abb. 2.19) und den primären Zellwänden enthalten. Dort

bestimmt es die Porosität der Zellwände und übernimmt eine festigende und Wasser

regulierende Funktion.

Pektin ist im Pflanzenreich als Begleitstoff der Cellulosen weit verbreitet (161). Die

Pektinzusammensetzung ist nicht nur von Pflanze zu Pflanze unterschiedlich,

sondern hängt ebenso von Typ und Alter des Pflanzengewebes ab. Besonders

pektinreich sind Pflanzenteile mit relativ zähen/harten Bestandteilen, wie z. B.

Zitrusfrüchte oder Fruchtstände von Sonnenblumen. Pektinarm hingegen sind

weiche Früchte, z. B. Erdbeeren.

2.7 Stand der Forschung im Bereich der Fermentation der verwendeten Substrate

Für die anaerobe Vergärung lassen sich verschiedene organische Substrate,

darunter auch Reststoffe, Rückstände bzw. organische Abfälle aus antropogenen

Aktivitäten verwenden.

Handelt es sich um die sogenannte Trockenvergärung (TS 15-35 Mass.-%) oder

Nassvergärung (TS < 15 Mass.-%), konzentrieren sich die Forschungstätigkeiten

zum einen auf das Monitoring der laufenden Anlagen und damit auf die Optimierung

der Prozessführung, zum anderen werden Möglichkeiten gesucht, welche weiteren

organischen Substrate verwendet werden können und wie aus den zugegebenen

Substraten die Biogasproduktion gesteigert werden kann. Dies kann z. B. durch die

Zugabe von Enzymen sowie durch verschiedene Möglichkeiten der

Substratvorbereitung oder deren Zusammensetzung geschehen.

Die Herstellung von effizienten Enzymmischungen mit Hilfe von Pilzen wurde von

Hölker (2007) untersucht. Pilze passen ihre extrazellularen Enzyme an das zur


Verfügung stehende Substrat an und produzieren so genau die Enzyme, die sie z. B.

zum Abbau von langen Zuckerketten benötigen. Geeignete Pilze werden mit dem zu

vergärenden Substrat in Kontakt gebracht und nach ausreichender Anpassungszeit

(etwa 24 h) mit dem Substrat in den Fermenter gegeben. Dort spalten die Enzyme

die organische Masse und machen diese für die Methanbakterien leichter verfügbar.

Im Labor konnte damit die Biogasausbeute um 30-50 % gesteigert werden.

Feste Abfälle aus Obst- und Gemüse sind organische Stoffe und daher stellen eine

potenzielle Energiequelle dar, wenn sie in Methan umgewandelt werden. Sie sind

eine erneuerbare Energiequelle mit einer ausgeglichenen CO2-Bilanz (162). Sie

bestehen üblicherweise aus 8-18 Mass.-% Gesamtfeststoffgehalt, wovon 86-92

Mass.-% organische Trockensubstanz sind, d. h. 6,9-16,6 Mass.-% organische

Trockensubstanz des Gesamtgewichtes. Die organische Fraktion enthält 75 Mass.-%

biologisch leicht abbaubarer Stoffe (Zucker und Hemicellulosen), 9 Mass.-%

Cellulose und 5 Mass.-% Lignin (163). Die Obst- und Gemüsseabfälle werden seit

mehreren Jahren in der anaeroben Fermentation als Substrat oder Co-Substrat unter

verschiedenen Betriebsbedingungen mit verschiedenen Bioreaktortypen untersucht

(77), (10), (7), (162).

Die Umwandlungsrate der organischen Substanzen in Biogas liegt derzeit bei etwa

70-95 Mass.-%. Mit einem zweistufigen System, das aus einem

Verflüssigungsreaktor bei thermophilen Temperaturen und einem anaeroben Filter

bei mesophilen Temperaturen bestand, wurden z. B. über 95 Mass.-% der

organischen Trockensubstanz in Biogas bei einer volumetrischen Rate von 5,65 g

oTS/(l • d) umgewandelt. Dabei wurde eine durchschnittliche Methanausbeute von

etwa 420 l/kg oTS erreicht (163).

Die anaerobe Fermentation von Bananenabfällen ist vielfach unter verschiedenen

Bedingungen untersucht worden (164), (162), (165), (166), (167), (168). So wurde in

Batchfermenentationsversuchen mit Bananenabfällen und Kokosfasermark eine

Reduktion sowohl der TS als auch der oTS bei Bananenabfällen um 25,3 Mass.-%

bzw. 39,6 Mass.-% und bei Kokosfasermark um 13,6 Mass.-% bzw. 21,6 Mass.-%

erreicht. Die erzeugte Biogasmenge war sehr gering und lag bei 9,22 bzw.

1,69 ml/g TS und der durchschnittliche Methangehalt bei 72 Vol.-% bzw. 80 Vol.-%

(166). Eine andere Fermentation von Bananenschalen aus verschiedenen


Bananensorten unter anaeroben mesophilen Bedingungen erbrachte einen

Methanertrag von 0,243 bis 0,322 l/g oTS und eine Kinetik (Konstante der

Methanproduktionsrate) von 0,071 bis 0,122 /d (162). In anderen Versuchen mit

Papayaabfällen wurde eine Reduktion der oTS um ca. 20 Mass.-% erreicht (169).

Die Rückstände der Nahrungsmittelindustrie eignen sich zum Teil sehr gut für eine

Biogaserzeugung. Dazu gehören unter anderem auch Schlachthofabfälle (21).

Allerdings muss bei einem Umgang mit organischen Abfällen sehr auf die Hygiene

geachtet werden. Popova und Bolotina (1962) zit. nach Buhr und Andrews (1977)

behaupteten, dass die Hygienequalität des Faulschlamms der wesentlichste Vorteil

des thermophilen Verfahrens ist. Buhr und Andrews (1977) ihrerseits berichteten,

dass die erhöhte Abtötungsrate von pathogenen Organismen ein Vorteil der

anaeroben Vergärung bei thermophilen Temperaturen ist und was von besonderer

Bedeutung im Hinblick auf die Landentsorgung des Faulschlamms ist.

Die bei der anaeroben Fermentation verwendeten Bakterien sind empfindlich

hinsichtlich der Substratart und -zusammensetzung. Wie in Kap. 2.1 beschrieben und

wie Maya-Altamira et al. (2008) postulierten, existieren spezifische Bakterienarten,

die sich gegenseitig in ihren Aktivitäten beeinflussen. Nach Hashimoto (1989) sollte

bei der Biokonversion von komplexen organischen Substraten, wie Biomassen in

Methan, ausreichendes Inokulum vorhanden sein, damit sichergestellt ist, dass der

anaerobe Prozess abgeschlossen werden kann.

Nach Liu et al. (2009) ist die Inokulumsgröße in der Fermentationsmischung ein

wichtiger Faktor, der direkt die Menge an produziertem Methan beeinflusst. Sind die

im Inokulum vorhandenen Mikroorganismen höher oder geringer als die benötigten

Mengen, kann die Methanproduktion verringert oder sogar gestoppt werden. In der

Literatur sind Inokulumsgrößen von 2 % (170) bis 67 % (171) des

Fermenterfüllvolumens eingesetzt worden.

Nach Raposo et al. (2006) sind unter den Faktoren, die ebenfalls die

Reproduzierbarkeit eines zur Bestimmung der anaeroben Biodegradabilität

durchzuführenden Tests verletzen können, die Berechnung des Inokulums als

Prozentsatz des Fermenterfüllvolumens (ohne Betrachtung der methanogenen


Aktivität) und die geringen Substratkonzentrationen. Bei Versuchen im Kleinmaßstab

kann dies insgesamt eine Substratmasse von 0,2 bis 0,4 g trockenes Material

bedeuten. Bei heterogenem Material sind solche Teilprobemengen kaum

reproduzierbar. Allerdings kann dieses Problem mit einer erhöhten Replikatanzahl

(>2) reduziert werden.

Nach letzten Erkenntnissen (172), (173), (174), (175) ist es jedoch exakter, die

Inokulumsgröße durch das Inokulum/Substrat-Verhältnis (auch als

Substrat/Inokulum-Verhältnis gekennzeichnet) bezogen auf die jeweilige Masse des

oTS-Gehalts zu ermitteln. Allerdings, wie Raposo et al. (2006) zeigten, ist die

Bestimmung der spezifischen methanogenen Aktivität des Inokulums ein zusätzlicher

aussagekräftiger Faktor.

Zusammenfassend ist der Einfluss des Inokulum/Substrat-Verhältnisses auf die

Biogas- und Methanausbeuten im Wesentlichen von der Substrat- bzw. der

Inokulumsart und -aktivität abhängig. Das kann ein Grund für die unterschiedlichen,

optimalen, oTS-bezogenen Inokulum/Substrat-Verhältnisse sein, die in der Literatur

(172), (173), (174), (175) zu finden sind. Das Verhältnis, das Owen et al. (1979) als

Standard vorschlugen, betrug etwa 1,0 wohingegen Chynoweth et al. (1993)

feststellten, dass eine Erhöhung des Verhältnisses für einige Arten von Substraten

nötig ist.

Hashimoto (1989) studierte den Effekt des oTS-bezogenen Inokulum/Substrat-

Verhältnisses auf die Batch-Fermentation von gemahlenem Weizenstroh bei

mesophilen Temperaturen (35 ± 1 ⁰C) mit vergorener Rindergülle verschieder oTS-

Konzentrationen als Inokulum. Bei allen oTS-Konzentrationen der Rindergülle wurde

beobachtet, dass ab einem Inokulum/Substrat-Verhältnis über 0,25 sich die

Methanausbeute erhöhte. Außerdem konnte gezeigt werden, dass die gasbezogene

Leistungsfähigkeit bei ähnlichen Inokulum/Substrat-Verhältnissen bei Rindergülle mit

höheren oTS-Konzentrationen noch anstieg. Die Methanausbeuten lagen zwischen

300 und 330 ml CH4/g oTSzu. Ausbeuten von 313 ml CH4/g oTSzu wurden z. B. bei

den oTS-Konzentrationen der Rindergülle von 9,3, 10,2 und 10,3 g/l mit den

Inokulum/Substrat-Verhältnissen von jeweils 3,27, 1,38 und 1,21 gewonnen.

Tong et al. (1990) untersuchten neben anderen Stoffen das Gärverhalten von sieben

lignocellulosehaltigen Materialien (Maisstroh, Napier Gras, holziges Gras, Altzeitung,


Weißtannenholz und Weizenstroh) bei mesophilen Temperaturen (35 ⁰C) mit

vergorenem Faulschlamm (Primär- und Belebtschlamm einer kommunalen

Kläranlage) als Inokulum. Die tägliche Methanausbeute der sieben Substrate

erreichte die höchsten Werte zwischen dem 2. und dem 8. Tag und sank danach

deutlich. Abgesehen von Altzeitung und Weißtannenholz, bei denen eine maximale

Methanausbeute von jeweils 92 bzw. 42 ml CH4/g oTSzu erreicht wurde, bewegte

sich die maximale Methanausbeute zwischen 288 und 360 ml CH4/g oTSzu. Das oTS-

bezogene Inokulum/Substrat-Verhältnis von allen Versuchen war ca. 0,67.

Chynoweth et al. (1993) zeigten, dass die maximale oTS-Abbaurate verschiedener

Substrate wie z. B. mariner, krautiger, holziger Substrate und kommunaler Abfälle mit

Rumensaft oder vergorenem Faulschlamm (Primärschlamm einer Kläranlage) als

Inokulum bei einem Inokulum/Substrat-Verhältnis von 2 erzielt wurde.

Gunaseelan (1995) untersuchte die Vergärung von Parthenium bei Raumtemperatur

(26 ± 2 ⁰C), d. h. im untereren Bereich der mesophilen Temperaturen. Als Inokulum

wurde ausgefaulte Rindergülle aus einem laufenden Fermenter verwendet. Zwei

Experimente wurden mit zwei verschiedenen oTS-Konzentrationen der gleichen

Inokulumsart durchgeführt. Bei jeder oTS-Konzentration wurden unterschiedliche

Mengen an Substrat eingesetzt, so dass in jedem Experiment verschiedene

Inokulum/Substrat-Verhältnisse untersucht wurden. In beiden Experimenten wurde

beobachtet, dass mit zunehmendem oTS-bezogenem Inokulum/Substrat-Verhältnis

die Biogasproduktionsrate sich beschleunigte und die Methanausbeute anstieg. Die

maximalen Methanausbeuten schwankten zwischen 100 und 150 ml CH4/g oTS. Bei

der kleinen oTS-Konzentration des Inokulums waren Verhältnisse < 1,7 hemmend,

während bei den höhen oTS-Konzentrationen des Inokulums die Hemmwirkung bei

Verhältnissen < 2,4 stattfand. Bei beiden oTS-Konzentrationen wurde jedoch die

gleiche maximale Methanausbeute erreicht. Bei den Versuchen mit der niedrigen

oTS-Konzentration wurde die maximale Methanausbeute bei einem

Inokulum/Substrat-Verhältnis von 6,87 und bei den Versuchen mit der höheren oTS-

Konzentration bei einem höheren Verhältnis von 7,88 erreicht. Dies kann auf eine

geringere methanogene Aktivität des im zweiten Experiment verwendeten Inokulums

zurückgeführt werden.


Silva Lopes et al. (2004) verwendeten Rumensaft als Inokulum mit massen-

bezogenen Inokulum/Substrat-Verhältnissen von 0,17, 0,11 und 0,05, um die

Fermentation der organischen Fraktion des Hausmülls bei mesophilen Temperaturen

(30 ⁰C) zu studieren. Die gewonnenen Ergebnisse zeigen, dass die verwendete

Menge an Inokulum die Leistung des Prozesses wesentlich beeinflußte, d. h. die

Biogasausbeute erhöhte sich mit ansteigendem Inokulum/Substrat-Verhältnis. Die

maximalen Methanausbeuten lagen bei jeweils 550, 510 und 230 ml/g oTS.

Raposo et al. (2006) untersuchten das biochemische Methanpotential von grob

geschnittenem Futtermais bei mesophilen Temperaturen (35 ⁰C). Als Inokulum

wurde anaerober Faulschlamm einer kommunalen Kläranlage mit oTS-bezogenen

Inokulum/Substrat-Verhältnissen von 1,0, 1,5, 2,0, und 3,0 verwendet. Die

maximalen Biogas- und Methanausbeuten von jeweils ca. 398 ml/g oTS und ca.

233 ml/g oTS wurden mit dem Verhältnis 1 erreicht.

Liu et al. (2009) studierten den Effekt des oTS-bezogenen Inokulum/Substrat-

Verhältnisses auf die Biogasausbeute von Speise- und Grünabfällen und einer 50-

50% oTS-bezogenen Mischung von beiden Abfällen sowohl bei mesophilen (35 ±

2 ⁰C) als auch bei thermophilen (50 ± 2 ⁰C) Temperaturen mit jeweils mesophilen

und thermophilem Faulschlamm einer kommunalen Kläranlage. Die

Inokulum/Substrat-Verhältnisse 0,63, 0,32, 0,25 und 0,20 wurden bei thermophilen

Temperaturen untersucht, während nur das Verhältnis 0,32 bei mesophilen

Temperaturen untersucht wurde. Bei den thermophilen Temperaturbereichen mit den

drei Substratarten erhöhten sich die Biogas- und Methanausbeuten mit

zunehmendem Inokulum/Substrat-Verhältnis mit den jeweiligen maximalen Biogas-

und Methanausbeuten und oTS-Abbauraten beim maximalen verwendeten

Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,63. Bei den Speiseäbfallen betrugen die

maximalen Biogas- und Methanausbeuten jeweils 778 ml/g oTS und 550 ml CH4/g

oTS, bei den Grünabfällen jeweils 631 ml/g oTS und 357 ml CH4/g oTS und bei der

50-50% oTS-bezogenen Mischung von beiden Abfällen jeweils 716 ml/g oTS und

430 ml CH4/g oTS. Bei mesophilen Temperaturen waren die Biogas- und

Methanausbeuten der drei Substratarten mit dem eingesetzten Inokulum/Substrat-


Verhältnis von 0,32 in ca. 30-50 Vol.-% niedriger als die von ihren homologen bei

thermophilen Temperaturen.

Zhou et al. (2011) beobachteten bei der Vergärung von Abfällen aus der

Soyabohnenverarbeitung bei mesophilen Temperaturen (36 ⁰C) mit anaerobem

Faulschlamm einer kommulalen Kläranlage, dass die Biogas- und Methanausbeute

mit zunehmendem oTS-bezogenem Inokulum/Substrat-Verhältnis bis auf ein

Maximum am sechsten Tag bei einem Verhältnis von 1,67 anstiegen und danach bei

den Verhältnissen 2,0, 2,5, 3,3, 5,0 und 10,0 ein abnehmendes Verhalten aufwiesen.

Die maximalen Methanausbeuten bewegten sich zwischen 478 bis 495 ml/g oTS.

Außerdem stellte er fest, dass Verhältnisse kleiner als 1,0 eine starke Reduktion der

Biogas- und Methanausbeuten und der Produktionsraten sowie der oTS-Abbaugrade

(< 28 %) verursachen.

Anlass der Forschung 90

3 Anlass der Forschung

Zweckmäßigkeit

In Mexiko, wie in anderen tropischen und subtropischen Ländern Lateinamerikas,

fallen im Bereich der Landwirtschaft vor und nach der Ernte wegen verschiedener

Faktoren große Mengen an Obst- und Gemüseabfällen an. Viel davon stammt von

Früchten wie Papayas, Bananen, Zitrusfrüchten, Zuckerrohr, Kokos etc., die auf

großen Landflächen angebaut werden. Aufgrund der großen Mengen bietet sich die

Nutzung dieser Abfälle durch anaerobe Fermentation an.

Bei Bananen, Papayas und Zitrusfrüchten kommt es jedes Jahr zu Beschädigungen

während der verschiedenen Anbau- bzw. Vermarktungs- und Verarbeitungsschritte.

Die wesentlichen Einflussfaktoren sind extreme klimatische Bedingungen,

Pflanzenkrankheiten, Plagen (z. B. Heuschrecken) bzw. Schädlinge,

Kontaminationen durch Schädlingsbekämpfungsmittel und patogene

Mikroorganismen wie Salmonella. Entsprechend gehen zum Teil große

Produktmengen verloren, und es entstehen Millionen Tonnen pro Jahr an

kommerziell nicht nutzbaren Produkten, von denen derzeit noch ein Großteil

ungenutzt entsorgt wird.

Nach Orozco-Santos (1991) gehen in Mexiko allein etwa. 1-1,5 Mio. Tonnen/Jahr an

Bananen nur durch Plagen verloren. Ählich ist die Situation bei Papayas. So wurden

2009 in Yucatán/Mexiko 800 ha Papayaplantagen durch Dürre, extrem hohe

Temperaturen und Plagen zerstört (176).

Nach dem mexikanischen Bundesministerium für Landwirtschaft, Viehzucht,

ländliche Entwicklung, Fischerei und Ernährung (SAGARPA), (2012) und dem

mexikanischen Nationalen Institut für Forstwirtschaft, Landwirtschaft und Viehzucht

(INIFAP), (2014) gehen in Mexiko und speziell im Bundesland Yucatan jährlich vor

der Ernte unterschiedliche Produktmengen und nach der Ernte ca. 30 Mass.-% der

Produktion verloren (siehe Tab. 12.1 und Tab. 12.2 des Anhangs A). Bei Papayas,

Bananen und Zitrusfrüchten betrugen die landesweiten Verluste im Jahr 2012 jeweils

ca. 0,3, 0,7 und 2 Mio. Tonnen (im Wert von ca. 57, 103 und 227 Mio. Euro) und im

Bundesland Yucatán jeweils ca. 10000, 300 und 100000 Tonnen (im Wert von ca.

1,2, 0,1 und 7 Mio. Euro).


Neben dem wirtschaftlichen Verlust geht mit der Entsorgung des organischen

Materials eine potentielle Energiequelle verloren.

Außerdem treten durch die Zersetzung der beschädigten Früchte Sickerwässer,

Gerüche und Insekten auf, welche die Umwelt (Boden, Grundwasser und Luft)

belasten und auf die Gesundheit des Menschen negative Auswirkungen haben

können.

Die direkte Verwendung dieser Abfälle als Dünger in der Landwirtschaft bzw. zur

Fütterung von Tieren (z. B. Schweinen) kann zu verschiedenen Problemen, wie z. B.

Überdüngung der Landflächen, Ausbreitung von Pflanzenkrankheiten bzw.

Übertragung von patogenen Mikroorganismen (wie Salmonella bei Papayas) führen.

Ähnlich sieht es bei Abfällen aus den verschiedenen Phasen der Geflügelproduktion

aus. Diese fallen über das Jahr hinweg relativ konstant an und nehmen jährlich durch

den steigenden Geflügelkonsum noch zu. Allein werden in der Verpackungsanlage

einer Geflügelverarbeitungsfirma (Bachoco, S. A., 2014) z. B. derzeit ca. 500 m3/Jahr

fettiges und zum Teil dickeres Abwasser aus der Schwimmschicht der Kläranlage

entfernt und zum großen Teil ohne weitere Behandlung entsorgt.

Alle diese organischen Abfälle verursachen, wie bereits erwähnt, Kontaminationen.

Ein zusätzliches Problem bei der energetischen Verwertung von organischen

Abfällen stellt die teils geringe Verfügbarkeit von Inokulum aus Faulschlamm, das

hauptsächlich zum Anfahren eines anaeroben Fermentationsprozesses verwendet

wird, in vielen Ländern dar. Die Verdauung von Wiederkäuern wurde als ein sehr

hoch entwickeltes, natürliches, Cellulose abbauendes System mit einer Vielzahl von

anaeroben und fakultativ anaeroben Mikroorganismen in einem mesophilen Milieu

erkannt (177). Da ein gezielter Anwendungsbereich des anaeroben Prozesses der

ländliche Raum ist, wo üblicherweise Viehhaltung in großem Umfang betrieben wird,

könnte der Panseninhalt bzw. Pansensaft bei einem Mangel an Faulschlamm eine

gute Möglichkeit zur Gewinnung von Inokulumsmaterial oder Grundsubstrat

darstellen.

Um neben dem Problem der Entsorgung organischer Abfälle auch das der in Kap. 1

erwähnten Energieversorgung aktiv angehen zu können, muss nach kombinierten

Verfahren gesucht werden, die sowohl den Umweltschutz berücksichtigen als auch

wirtschaftlichen wie energetischen Nutzen bieten. Denn fehlende finanzielle


Ressourcen verhindern zumeist den Umweltschutz. Wenn dieser jedoch mit

Energiegewinnung einhergeht, kann ein längerfristiges Umdenken erfolgen. Die

Kombination von anaerobem Abbau organischer Substanzen und der damit

verbundenen Biogasgewinnung z. B. zur Stromerzeugung ist ein möglicher

Lösungsansatz.

Die vorliegende Dissertation zielt darauf ab, einen Beitrag bei der Suche nach einer

nachhaltigen Lösung für das mit mehrfachen Auswirkungen gebundene Problem der

o. g. Abfälle durch ihre Verwertung als Rohstoff zur Biogaserzeugung sowie dadurch

für das Problem der Energieversorgung mittels einer erneubaren Energiequelle zu

leisten. Darüber hinaus soll damit die Arbeit dazu beitragen, natürliche Kreisläufe

wieder zu schließen.

Soziale Relevanz

Die betrachteten organischen Abfälle werden durch einzelne Produzenten erzeugt,

während ihre Auswirkungen die Umwelt und damit die gesamte Gesellschaft

betreffen. Eine mögliche Verwertung dieser Abfälle zur Energiegewinnung würde

nicht nur der Gesellschaft durch die damit erwartete Verringerung der

Verschmutzungsproblematik und ihrer Folgen zugute kommen, sondern würde

ebenso die Produzenten durch den Einsatz des Biogases zur eigenen Strom- und

Wärmeerzeugung unterstützen.

Die Ergebnisse dieser Forschungsarbeit liefern keine absolute Lösung für dieses

Problem. Wie oben erwähnt, wird es angsetrebt, einen Beitrag in dieser Hinsicht zu

leisten. Ähnliche Verhältnisse, insbesondere bezüglich der Wetter-, Substrat- und

Konsumbedingungen, können auch in andereren Regionen der Welt gefunden

werden. Daher könnte die soziale Projektierung der in Mexiko aktuell und zukünftig

gewonnenen Ergebnisse im diesen Bereich auch in die anderen Regionen verbreitet

werden.

Praktische Bedeutung und Implikationen

Vor allem in Entwicklungsländern besteht sowohl großer Bedarf an

Umweltschutzmaßnahmen als auch im Bereich der regenerativen


Energiegewinnung. Der Standort im Süden Mexikos ist für diese Forschungsarbeit

insofern interessant, als hier über das Jahr hinweg annähernd konstant hohe

Temperaturen vorherrschen. Da die Biogasproduktion konstante Temperaturen in

den Reaktoren erfordert, herrschen daher ideale Bedingungen, um große Mengen an

Prozessenergie besonders bei thermophilen Temperaturen (zur Erwärmung der

Biogasreaktoren) einzusparen.

Die gewonnenen Erkenntnisse dieser Forschungsarbeit könnten auch wichtige

Anwendungen bei anderen praktischen Problemen wie bei der Verwertung

organischer Abfälle aus der Produktion von Avocados, Ananas etc. finden.

Theoretischer Wert

Mehrere Studien wurden bereits über die anaerobe Vergärung von organischen

Abfällen aus der Landwirtschaft und Geflügelproduktion durchgeführt (178), (164),

(162), (165).

Dabei sind überwiegend mesophile Temperaturbedingungen zugrunde gelegt.

Ebenso sind einige Hefen und Pilze im anaeroben Prozess zur Beschleunigung der

Hydrolyse eingesetzt worden.

Allerdings ist noch nicht bekannt, in wie weit sich weitere organische Stoffe, die noch

nicht zur Biogaserzeugung eingesetzt wurden (wie z. B. die Abfälle aus

Papayafrüchten und einer Mischung von Zitrusfrüchten), vergären lassen. Auch im

Hinblick auf die Optimierung sind bis heute die mikrobiologischen Prozesse des

anaeroben Abbaus in Biogasreaktoren und vor allem der Einfluss von katalytischen

Substanzen noch nicht ausreichend erforscht und dokumentiert worden.

Bei der Ausnutzung der Vorteile der thermophilen Temperatur (Keimelimination) im

anaeroben Prozess gibt es noch offene Fragen, z. B. wie die evtl. mit Keimen

kontaminierten organischen Abfälle aus Papaya, Bananen, Zitrusfrüchten und aus

der Gefügelproduktion abgebaut und in Biogas umgewandelt werden und wie gut die

Protease Papain und eine Mischung von Mikroorganismen aus drei Bacillus Spezien

im Prozess reagieren. Im Rahmen der vorliegenden Forschungsarbeit wurden daher

diese Einflüsse auf den Abbauprozess und die Biogasausbeute untersucht.


Eine der Variablen in der anaeroben Fermentation ist die organische Raumbelastung

gemessen als kg oTS/(m3 • d) oder kg CSB/(m3 • d). Die Verwendung einer höheren

Raumbelastung bedeutet nicht unbedingt eine höhere Biogasqualität und –quantität.

Die optimale organische Raumbelastung hängt hauptsächlich von den

Substrateigenschaften ab und entspricht nicht zwangsläufig der maximalen bzw.

minimalen Raumbelastung, die eingesetzt werden kann.

Bei einer Vielzahl von Substraten, die in der Praxis oder in anderen

Forschungsarbeiten eingesetzt wurden, sollte man das Verhalten der abhängigen

Variable Biogasproduktion unter verschiedenen Betriebsbedingungen kennen.

Ebenso bei einer bestimmten Betriebsbedingung sollte man wissen, welche

Eigenschaften der unabhängigen Variablen (z. B. die organische Raumbelastung)

die Ergebnisse der abhängigen Variable maximieren (Biogasproduktion). Diese

Erkenntnisse bilden die Basis für die in den entsprechenden Kapiteln dargestellten

Empfehlungen zu weiteren Studien in dem Bereich.

Methodologische Verwendbarkeit

In dieser Studie wurden bei der Phase des Kleinmaßstabes etablierte

Standardmethoden mit einigen Modifikationen verwendet. So wurde z. B. ein

Vakuum im Kopfraum erzeugt und anschließend eine Mischung aus CO2 und N2,

zugegeben, um den Unterdruck auf das Medium durch das erstellte Vakuum zu

brechen und anaerobe Bedingungen einzustellen.

Die Ergebnisse helfen, die Beziehungen zwischen den abhängigen und

unabhängigen Variablen (z. B. organische Raumbelastung) zu verstehen.

Im Rahmen dieser Arbeit wurden die in den zwei Maßstäben eingesetzten Reaktoren

entworfen und gebaut. Obwohl sich die Reaktoren in manchen Aspekten nicht als

optimal erwiesen haben, können sie als Basis für Empfehlungen zukünftiger

Instrumente für weitere Studien zu diesem Thema dienen.

Ebenso soll diese Forschung einen Beitrag leisten zu einer Idee oder einer Option

zur Fermentation neuer Substrate bzw. zur Optimierung des Prozesses.

Aufgabenstellung und Zielsetzung 95

4 Aufgabenstellung und Zielsetzung

4.1 Allgemeine Zielsetzung

Ziel dieser Arbeit ist es, den anaeroben Abbauprozess ausgewählter Abfallsubstrate

aus der Landwirtschaft und der Geflügelindustrie mit Hilfe spezieller

Mikroorganismen und Enzyme bei thermophilen Temperaturen zu evaluieren.

4.2 Spezifische Zielsetzung

Die Evaluierung des o. g. Abbauprozesses wurde in zwei verschiedenen

Versuchsmaßstäben durchgeführt. Dafür wurden Reaktoren im Kleinmaßstab zur

Evaluierung der anaeroben Bioabbaubarkeit und im Großmaßstab zur Evaluierung

des allgemeinen anaeroben Prozesses ausgewählter Abfallsubstrate verwendet. Im

Folgenden werden die entsprechenden spezifischen Zielsetzungen dieser

Versuchsmaßstäbe behandelt.

4.2.1 Reaktoren im Kleinmaßstab (Durchstechflaschen)

1. Entwurf und Aufbau der Reaktoren

2. Evaluierung des potentiellen anaeroben Abbauprozesses ausgewählter

Abfallsubstrate (aus Papayas, Bananen und Zitrusfrüchten) und aus den

verschiedenen Bereichen der Geflügelfleischproduktion (Brutanlage, Geflügelfarm,

Schlachthof und Verpackungsbetrieb)

2.1 Untersuchung des Einflusses verschiedener Bioadditive (Rumensaft, drei

Bacillus-Spezies, Papain) und verschiedener Kombinationen zwischen ihnen

auf den Anaerobprozess bei jedem Abfallsubstrat

2.2 Bestimmung der maximalen Biogasmenge, des oTS-Abbaugrades und der

Biogasausbeuten bei jeder Mischprobe

4.2.2 Reaktoren im Großmaßstab

1. Entwurf, Konstruktion und Aufbau der Reaktoren

2. Evaluierung des anaeroben Abbauprozesses ausgewählter Abfallsubstrate (aus

Papayas, Bananen und Zitrusfrüchten) und aus dem Verpackungsbereich der

Geflügelindustrie mit Hilfe von Rumensaft

3. Bestimmung der maximalen Biogasmenge, des oTS-Abbaugrades und der

Biogasausbeuten bei jedem Abfallsubstrat

Hypothesen 96

5 Hypothesen

5.1 Reaktoren im Kleinmaßstab

Zur Aufstellung der Hypothesen dieses Versuchsmaßstabs wurden folgende

Variablen bei jedem Abfallsubstrat verwendet:

Raumbelastung

Bioadditiv

Biogasmenge

Die Variable Raumbelastung bezieht sich auf die drei verwendeten organischen

Raumbelastung (3, 6 und 9 g oTS/l).

Zur Vereinfachung der statistischen Auswertung werden unter der Variable Bioadditiv

sowohl die Mischproben mit Einzelverwendung (P, B, R) und mit

Kombiniertverwendung (PB, PR und PBR) der Bioadditive als auch die Mischprobe

ohne Bioadditiv (KTL) verstanden.

Die Variable Biogasmenge bezieht sich auf die mittlere erzeugte Biogasmenge der

drei Ansätze jeder ergebende Mischprobe.

Den Hypothesen liegen zwei statistische Modelle zugrunde. Ein erstes Modell zum

Vergleich der mittleren erzeugten Biogasmengen aller Mischproben (bei jedem

Abfallsubstrat) und ein zweites Modell zum Vergleich der mittleren erzeugten

Biogasmengen aller Mischproben (bei jeder Raumbelastung). Daraus und nach der

statistischen Theorie sind die folgenden Hypothesen entstanden, wobei jeweils H0

die Hypothese „null“ und H1 die Hyphothese „alternativ“ ist und die Indizes a, b, c, d

die Hypothesen unterscheiden:

Bei jedem Abfallsubstrat

H0-a : Die Biogasmenge ist bei allen Bioadditiven gleich

H1-a : Die Biogasmenge ist bei mindestens einem Bioadditiv verschieden

H0-b : Die Biogasmenge ist bei allen Raumbelastungen gleich

H1-b : Die Biogasmenge ist bei mindestens einer Raumbelastung verschieden

Hypothesen 97

H0-c : Die Biogasmenge ist bei allen Interaktionen (die wechselseitige Beeinflussung

von jedem Bioadditiv mit jeder Raumbelastung) gleich

H1-c : Die Biogasmenge ist bei mindestens einer Interaktion verschieden

Bei jeder Raumbelastung:

H0-d : Die Biogasmenge ist bei allen Abfallsubstraten gleich

H1-d : Die Biogasmenge ist bei mindestens einem Abfallsubstrat verschieden

5.2 Reaktoren im Großmaßstab

Die einbezoge Variable zur Aufstellung der Hypothesen dieses Versuchsmaßstabs

war bei jedem Substrat die Biogasmenge, die bei den eingesetzten

Raumbelastungen erzeugt wurde.

Den Hypothesen liegt dadurch nur ein statistisches Modell zum Vergleich der

erzeugten Biogasmengen bei den verschiedenen verwendeten Raumbelastungen

jedes Abfallsubstrats zugrunde. Daraus sind die folgenden Hypothesen entstanden:

H0-e : Die Biogasmenge ist bei allen Raumbelastungen gleich

H1-e : Die Biogasmenge ist bei mindestens einer Raumbelastung verschieden

http://dict.leo.org/esde?lp=esde&lang=es&searchLoc=0&searchLocRelinked=1&search=wechselseitige&trestr=0x401

http://dict.leo.org/esde?lp=esde&lang=es&searchLoc=0&searchLocRelinked=1&search=Beeinflussung&trestr=0x401

Anwendungsbereich der Ergebnisse 98

6 Anwendungsbereich der Ergebnisse

Wie bereits erwähnt, zielt diese Forschungsarbeit darauf ab, einen Beitrag bei der

Suche nach einer Lösung für die Probleme der Entsorgung organischer Abfälle und

dessen Folgen sowie damit für die Probleme der jetzigen und zukünftigen

Energieversorgung zu leisten.

Die Arbeit soll das mögliche Potential bisher wenig beachteter Abfallsubstrate zur

Biogasherstellung verdeutlichen. Dabei sind insbesonderere Fruchtabfälle aus

Pflanzen, die in tropischen, subtropischen oder trockenheißen Gebieten gedeihen

und angebaut werden, von Interesse.

Die Biogasgewinnung unter Verwendung regional häufig vorkommender und bislang

weitgehend ungenutzter Biosubstrate soll mit Hilfe kostengünstiger und

praxistauglicher Verfahren leicht anwendbar und umsetzbar sein. Dadurch soll

zudem die Umwelt geschont und gleichzeitig die Lebensqualität durch bessere oder

günstigere Energieversorgung verbessert werden. Denn Motor für die Entwicklung

eines Landes sind Energie und gesunde Umwelt- und Lebensbedingungen.

Die erhaltenen Ergebnisse beider Versuchsmaßstäbe liefern Erkenntnisse, die

behilflich und anwendbar sein können für die Region sowie für Regionen mit

ähnlichen Verhältnissen (besonders bezüglich der Wetter-, Abfallsubstrat- und

Konsumbedingungen). Sie sind Grunderkenntnisse, die auf andere Maßstäbe

übertragen werden oder als Basis für weitere zukünftige Studien zur anaeroben

Fermentation anderer organischer Abfallsubstrate aus der Landwirtschaft dienen

können. Fachlich bezogen können sie in den Bereichen der Abfallbeseitigung,

Energieversorgung, Düngerherstellung sowie der Biogastechnik, Biotechnologie,

Biochemie eine Anwendung finden.

Verwendete Materialien und Methoden 99

7 Verwendete Materialien und Methoden

7.1 Allgemeines

Abb. 7.1 zeigt die Versuchsplanung. Diese bezieht sich auf drei Versuchsphasen in

drei verschiedenen Maßstäben: Klein-, Mittel- und Großmaßstab im Verhältnis

1:100:200. In der ersten Phase wurden zu Test- und Abschätzungszwecken die

Gärversuche im Mittelmaßstab in Plexiglasreaktoren durchgeführt. In der zweiten

Phase wurden die Versuche im Kleinmaßstab in Durchstechflaschen zur Evaluierung

der anaeroben Abbaubarkeit der organischen Abfälle angesetzt. In der dritten Phase

wurden Edelstahlreaktoren im Großmaßstab zur Untersuchung der anaeroben

Fermentation ausgewählter Abfälle verwendet.

Die erste Versuchsphase fand im Umweltlabor des Lehrstuhls für Energie- und

Umwelttechnik der Lebensmittelindustrie der TU München statt, während die zweite

und dritte Phase an der Facultad de Ingeniería (FI) der Autonomen Universität

Yucatán (UADY) in Mérida, Mexiko, durchgeführt wurden.

Während jeder Versuchsphase wurden Mischproben, die aus zwei oder mehr

Materialien erstellt wurden, vergoren. Als Hauptmaterialien wurden verschiedene

Substrate unterschiedlicher Herkunft verwendet. Die Substrate wurden entweder

durch Stichproben an den jeweiligen Entstehungsorten beschafft oder als Mischung

aus den bei einer Anlage gleichzeitig entstehenden Abfällen in einem definierten

Mischungsverhältnis erstellt. Die jeweiligen Trockensubstanzgehalte der zu

vergärenden Mischproben wurden mit destilliertem Wasser eingestellt.

Abb. 7.1 stellt ebenso die verschiedenen Analysen und Messungen dar, die vor,

während und nach den Versuchen durchgeführt wurden.

Da die erste Phase nur zu Test- und Abschätzungszwecken diente, werden die

Daten im Anhang behandelt. Im Folgenden werden nur die Materialien und

Methoden der zweiten und dritten Versuchsphase beschrieben.


1 2 3 n

1 2 3 n=12

2. Phase: Batchversuche im

Kleinmaßstab in Durchstechflaschen

von 125 ml

Monitoring von Temperatur

und Biogasmenge

Physikalisch-

chemische

Analysen (TS, oTS,

CSB, N, P) von

entnommenen

Proben

Substrate:

1) Papayaabfälle

2) Bananenabfälle

3) Zitrusmischung (Grapefruit, Orangen, Mandarinen, Limonen)

4) Geflügelbrutabfälle

5) Hühnermist

6) Geflügelschlachtabwasser

7) Abwasser aus Geflügelverpackungen

1. Phase: Versuche zu Test- und

Abschätzungszwecken Reaktorentwurf und -herstellung

Monitoring von Temperatur und Biogasmengeeinige physikalisch-chemische und chromatographische Analysen1 2 3 n

3. Phase: Versuche im Großmaßstab in

Reaktoren von 25 Litern Legende:

TS: Trockensubstanzgehalt

oTS: organischerTrockensubstanzgehalt

CSB: chemischerSauerstoffbedarf

N: Gesamtstickstoff

P: Gesamtphosphor

Physikalisch-chemische Analyse (TS, oTS, CSB, N, P)

und mikrobiologische Analyse von gemischten Proben

Charakterisierung von Einzelsubstraten

durch physikalisch-chemische Analysen

(TS, oTS, CSB, N, P) und einige

bromatologische Analysen

Monitoring von Temperatur, Biogasmenge, pH und Redox

Substrate:

1) Papayaabfälle

2) Bananenabfälle


Physikalisch-chemische Analyse (TS, oTS, CSB, N, P)

und mikrobiologische Analyse von gemischten Proben

Reaktorentwurf und -herstellung

Reaktorentwurf und -herstellung

Substrate:

1) Papayaabfälle

2) Bananenabfälle


4) Abwasser aus Geflügelverpackungen

Abb. 7.1: Versuchsplanung


7.2 Verwendete Materialien

7.2.1 Eingesetzte Substrate

Als Substrate für die jeweiligen Fermentationen der o. g. Versuchsphasen wurden

Stichproben von folgenden Früchten und Abfällen der Geflügelproduktion verwendet:

1) Papayas


3) Bananen

4) Geflügelbrutabfälle

5) Hühnermist

6) Geflügelschlachtabwasser (mit geringen Anteilen von Federn und Hühnermist)

7) Abwasser aus einer Geflügelverpackungsanlage

Mit Ausnahme der Substrate 4 bis 6, die nur in den Versuchen im Kleinmaßstab

(zweite Phase) verwendet wurden, wurden alle weiteren Substrate sowohl in den

Versuchen im Kleinmaßstab (zweite Phase) als auch in den im Großmaßstab (dritte

Phase) eingesetzt. Die Stichproben der verwendeten Früchtsorten (Substrate 1 bis 3)

wurden nach Bedarf in einem Großmarkt für Obst und Gemüse (Central de abastos

de Mérida) besorgt. Der Zustand schwankte von reif bis überreif. Die Früchte wurden

mit den Schalen in Stücke von 2 bis 5 mm zerkleinert und bei 4 oC für wenige Tage

bis zu ihrer Verwendung gelagert. Bei Zitrusfrüchten (Substrat 2) wurde eine

Mischung aus Grapefruit, Orangen, Mandarinen, Limonen zubereitet. Die Menge

jeder Frucht wurde nach gleichem oTS-Gehalt berechnet.

Die Stichproben der Substrate 4 bis 7 wurden der Produktionskette einer

Geflügelverarbeitungsfirma (Bachoco S. A. de C. V.) entnommen.

Bei Geflügelbrutabfällen wurden sowohl Stichproben von den Brutrückständen als

auch vom Abwasser, das zur Reinigung der Inkubationskörbe dient, aus der

Brutanlage der Firma genommen. In den Brutrückständen waren hauptsächlich nicht

ausgebrütete Eir sowie Eierschalen vorhanden. Zur Erstellung des zu

untersuchenden Substrats wurden hier die Rückstände maschinell mit einem

Haushaltsgerät (Hackmaschine) in Stücke mit einem Durchmesser < 5 mm

zerkleinert. Nach der Charakterisierung (Bestimmung wesentlicher Parameter wie


TS- und oTS-Gehalt) des Abwassers und der Rückstände wurden die zu

untersuchenden oTS-Konzentrationen der Geflügelbrutabfälle mit bestimmten

Abwassermengen eingestellt.

Die Stichprobe des Hühnermists wurde in einer repräsentativen Geflügelfarm des

o. g. Unternehmens gewonnen. Der Gehalt an geringen Mengen an Federn und

Holzwolle in der Stichprobe war ersichtlich.

Beim Geflügelschlachtabwasser wurden Stichproben aus verschiedenen Bereichen

der Schlachtanlage desselben Unternehmens genommen. Beim Schlachtprozess

entstehen üblicherweise Abwasser, Federn und Hühnermist. Ins Abwasser gelangen

organische Rückstände (Hühnerkörperteile und Blut). Federn werden zur Verwertung

getrennt erfasst, während der Hauptteil des Hühnermists als Sonderabfall entsorgt

wird. Allerdings entstehen Rückstände davon, die in den Abfall gelangen.

Als Abwasserstichproben wurden Proben von der schwimmenden, fetthaltigen

halbfesten Schaumschicht, die sich an der Oberfläche des Fettabscheiders der

Kläranlage bildet, gewonnen. Stichproben der Rückstände von Federn und

Hühnermist wurden aus den Abfallcontainern genommen.

Zur Erstellung des zu untersuchenden Substrats wurde dann die halbfeste

Abwasserstichprobe mit einer entsprechenden Menge an Federn und Hühnermist

gemischt. Die zu untersuchenden oTS-Gehalte des gemischten Substrats wurden

dann mit destilliertem Wasser eingestellt.

Beim Abwasser aus einer Geflügelverpackungsanlage wurden Stichproben aus der

Kläranlage der Verpackungsanlage gleicher Firma genommen. Die Proben wurden

ebenso von der schwimmenden, fetthaltigen halbfesten Schaumschicht, die sich an

der Oberfläche des Abwassers der Kläranlage bildet, gewonnen. Die zu

untersuchenden oTS-Gehalte dieses Substrats wurden mit destilliertem Wasser

eingestellt.

Während die Stichprobe des Hühnermists im ürsprunglichen Zustand bei

Raumtemperatur bis zu ihrer Verwendung aufbewahrt wurde, wurden die Proben der

anderen Substrate der Geflügelproduktion bei 4 oC für wenige Tage bis zu ihrem

Einsatz gelagert.


7.2.2 Charakterisierung und Nährstoffzusammensetzung der Substrate

Die verwendeten Substrate wurden in frischen Zuständen zur Bestimmung ihrer

Haupteigenschaften charakterisiert. Bei der Charakterisieung wurden insbesondere

pH-Wert, TS, oTS, CSB, N und NH3-N ermittelt. Der Tab. 7.1 sind die Ergebnisse

davon zu entnehmen.

Tab. 7.1: Eigensachften der frischen Substrate

Abgesehen von Geflügelbrutabfällen, Geflügelbrutabwasser, Hünermist und

Rumensaft weisen alle Frischsubstrate pH-Werte im sauren Bereich auf.

Bei den Fruchtsubstraten zeigt Papaya die niedrigsten Werte von TS, oTS und CSB,

während Bananen und Grapefruit bei allen Parametern und Mandarinen nur beim

Gesamtstickstoff die höchsten Werte aufweisen.

Außer Geflügelbrutabwasser haben alle anderen Substrate der Geflügelproduktion

höhere Werte in allen ermittelten Parametern als die andereren verwendeten

Substrate (Papayas, Bananen, Grapefruit etc.). So sind z. B. die oTS-Gehalte der

Geflügelbrutabfälle und des Hühnermists im Vergleich mit denen der Fruchtsubstrate

und des Rumensaftes deutlich höher. Zugleich weisen Geflügelbrutabfälle und

Hühnermist höhere TS-Gehalte als die anderen Substrate der Geflügelproduktion

auf. Der niedrigere organische Anteil der Geflügelbrutabfälle im Vergleich zu denen

der anderen Substrate der Geflügelproduktion (außer Geflügelmist) kann auf den

Gehalt an Eierschalen zurückgeführt werden. Federn weisen den höchsten Gehalt an

TS oTS NH3-N

pH g/kg % g/kg % mg/kg % mg/kg % mg/kg

Papayas 3,97 88,28 8,83 80,80 8,08 96.456,21 9,65 1.458,67 0,15 N. D.

Bananen 4,59 209,45 20,94 189,00 18,90 314.239,41 31,42 1.918,08 0,19 N. D.

Grapefruit 3,24 162,08 16,21 154,75 15,47 330.337,89 33,03 1.761,48 0,18 N. D.

Orangen 3,43 150,33 15,03 143,77 14,38 263.408,05 26,34 1.737,21 0,17 N. D.

Mandarinen 3,64 145,05 14,50 138,52 13,85 243.130,19 24,31 2.345,99 0,23 86,91

Limonen 2,75 136,44 13,64 130,36 13,04 155.009,58 15,50 1.482,53 0,15 110,33

Zitrusmischung 3,20 148,47 14,85 116,70 14,18 247.971,43 24,80 1.831,80 0,18 98,62

Geflügelbrutabfälle (gemahlt) 7,00 720,45 72,05 170,19 17,02

Geflügelbrutabwasser 7,78 0,99 0,10 0,32 0,03 28,56 0,00

Hühnermist 7,26 720,75 72,08 594,61 59,46 395.003,63 39,50 27.618,51 2,76 6.256,20

Geflügelschlachtschaum 5,00 524,92 52,49 510,71 51,07 1.785.381,79 178,54 2.209,28 0,22 N. D.

Federn (gemahlt) 5,75 556,04 55,60 541,99 54,20 547.535,82 54,75 75.323,88 7,53 2.488,61

Geflügelmist (beim Schlachten) 4,99 159,84 15,98 144,36 14,44 237.362,19 23,74 6.607,72 0,66 2.149,23

Abwasser aus Geflügelverpackungen 4,54 291,33 29,13 574,12 28,41 1.871.185,10 187,12 2.371,93 0,24 N. D.

Rumensaft (pur) 50,98 5,10 41,38 4,14 43.685,78 4,37 1.196,71 0,12 588,00

Rumensaft (gesiebt) 26,90 2,69 12,94 1,77 32.616,67 3,26 745,54 0,07 359,33

Rumensaft (gedruckt aus Panseninhalt) 7,09 36,86 3,69 25,94 2,59N. D.: Nicht detektiert

CSB NSubstrat


CSB und Gesamtstickstoff auf. Wie in Kap. 2.4 beschrieben, enthalten Feder hohe

Mengen an Proteinen (137), welche aus Aminosäuren (dabei Stickstoff haltige

Aminogruppen) aufgebaut sind. Das kann der Grund für den hohen Stickstoffgehalt

sein. Bei der Charakterisierung konnten dazu auch einige Eigenschaften des Bio-

Additivs Rumensaft mit ermittelt werden. Der TS- und oTS-Gehalt des puren

Rumensaftes liegt jeweils bei 5,10 und 4,14 Mass.-%. Nach der Siebung verringerte

der TS-Gehalt um 47,25 % auf 2,7 Mass.-% und oTS-Gehalt um 57,25 % auf 1,77

Mass.-%.

Bezüglich der Nährstoffgehalte ist nach dem „National Nutrient Database for

Standard Reference of the United States Department of Agriculture (USDA)“, (2011)

die Nährstoffzusammensetzung der verwendeten Früchte in Tab. 7.2

zusammengestellt.

Tab. 7.2: Nährstoffzusammensetzung der Substrate nach USDA (179)

Papaya Bananen Grapefruit Orangen Mandarinen Limonen Zitrusmischung

Carica

Papaya

Musa

acuminata Citrus paradisi

Citrus

sinensis

Citrus

reticulata

Citrus

limon

Refuse 38

% (Schale

und

Samen)

Refuse 36 %

(Schale)

Refuse 50 %

(Schale, Hülse,

Samen und

Membran)

Refuse 1 %

(Samen)

Refuse 26 %

(Schale und

Samen)

Refuse 2 %

(Samen)(Durchschnitt)

Hauptbestandteile

Wasser g 88,06 74,91 90,89 82,30 85,17 85,59 85,99

Energie kcal 43,00 89,00 32,00 63,00 53,00 37,28 46,32

Energie kJ 179,00 371,00 134,00 262,00 223,00 155,96 193,74

Proteine g 0,47 1,09 0,63 1,30 0,81 1,28 1,01

Fette g 0,26 0,33 0,10 0,30 0,31 0,30 0,25

Kohlenhydrate g 10,82 22,84 8,08 15,50 13,34 12,39 12,33

Ballaststoffe g 1,70 2,60 1,10 4,50 1,80 6,39 3,45

Gesamtsucker g 7,82 12,23 6,98 10,58 3,27 5,21

Saccharose g 0,00 2,39 6,05

Glucose (Dextrose) g 4,09 4,98 2,13

Fruktose g 3,73 4,85 2,40

Laktose g 0,00 0,00 0,00

Maltose g 0,00 0,01 0,00

Galaktose g 0,00 0,00 0,00

Stärke g 0,00 5,38 0,00

Asche g 0,39 0,82 0,31 0,60 0,38 0,44 0,43

MineralienKalzium, Ca mg 20,00 5,00 12,00 70,00 37,00 74,08 48,27

Eisen, Fe mg 0,25 0,26 0,09 0,80 0,15 0,68 0,43

Magnesium, Mg mg 21,00 27,00 8,00 14,00 12,00 10,99 11,25

Phosphor, P mg 10,00 22,00 8,00 22,00 20,00 13,88 15,97

Kalium, K mg 182,00 358,00 139,00 196,00 166,00 145,14 161,54

Natrium, Na mg 8,00 1,00 0,00 2,00 2,00 3,76 1,94

Zink, Zn mg 0,08 0,15 0,07 0,11 0,07 0,14 0,10

Kupfer, Cu mg 0,05 0,08 0,05 0,06 0,04 0,06 0,05

Mangan, Mn mg 0,04 0,27 0,01 0,04 0,02 0,02

Selen, Se µg 0,60 1,00 0,30 0,70 0,10 0,53 0,41

Fluorid, F µg 2,20 1,00

*Nährwerte und Gewichte sind von essbaren Anteilen

Substrate*

Nährstoff (in 100 g) Einheit


Bei allen Früchten liegt der Proteingehalt im Bereich von 0,47 bis 1,30 Mass.-%.

Fette machen mit Werten zwischen 0,1 und 0,33 Mass.-% den geringsten Anteil aus,

während der Kohlenhydratgehalt im Bereich von ca. 8 bis 23 Mass.-% liegt. Wie

Marlett (1992) nachgewiesen hat, liegt der Ballaststoffgehalt der essbaren Fraktion

frischer Früchte zwischen 1 und 3 Mass.-%.

Die genannten Standardwerte der Nährstoffzusammensetzung sollen hier aber der

Orientierung dienen, da sie sich meistens auf Früchte ohne Schale bzw. Samen

beziehen und bei den in dieser Arbeit durchgeführten Gärversuchen alle Fruchtteile

vergärt wurden.

Wie in Tab. 7.2 bei Orangen und Limonen gezeigt wird, erhöhen Schalen und Samen

hauptsächlich den Gehalt an Ballaststoffen. Sie bestehen aus organischen

Verbindungen (Polysaccharide, Oligosaccharide, Lignin und ähnliche Substanzen),

welche im Wasser entweder löslich (wie Pektin, Inulin, Gummi und

Fructoligosaccharide) (147) oder unlöslich (wie Cellulose, Hemicellulose, Lignin und

resistente Stärke) sind. Nach Marlett (1992) beträgt die lösliche Faserfraktion von

Früchten im Durchschnitt 13 bis 20 Mass.-% der Ballaststoffe. Der Cellulosegehalt

liegt in etwa bei ≤ 33 Mass.-% der Ballaststoffe, während der von Hemicellulosen bei

25 bis 35 Mass.-% und der von Pektin zwischen 15 und 30 Mass.-% des

Ballaststoffgehalts liegt.

Gemäß USDA (2011) beträgt der Gehalt an Ballaststoffen in frischen Orangen mit

Schale ca. 4,5 Mass.-% (siehe Tab. 7.2) und ohne Schale 2,4 Mass.-%. In Orangen-

und Limonenschalen aber beträgt der Ballaststoffgehalt etwa 10,6 Mass.-%.

Nach Ross et al. (1985) ist der Pektingehalt in Orangen höher als in anderen

Früchten (Apfel, Pfirsich und Erdbeere). Nach Eisenbrand und Schreier (2006)

beträgt der Pektingehalt in frischen Orangen zwischen 0,5 und 3,5 Mass.-% und in

Zitrusschalen (aus Orangen und Zitronen) 30 Mass.-%. Nach May (1990) liegt der

Pektingehalt in Zitrusschalen etwa 20-30 Mass.- %.

In der industriellen Produktion wird Pektin hauptsächlich aus Zitrusfrüchten, in erster

Linie aus Zitronenschalen unter sauren Bedingungen bei pH-Werten zwischen 1,3

bis 3,0 und einer erhöhten Temperatur von 60-100 ⁰C extrahiert (160), (180).

Im Hinblick auf den Gehalt an Proteinen, Fetten und Kohlenhydraten wurden einige

spezifische verwendete Substrate mittels der in Tab. 7.7 aufgeführten Laboranalyse

charakterisiert. Die Ergebnisse sind in Tab. 7.3 dargestellt. Bei Zitrusmischung


ähneln Proteine und Fette die jeweiligen durchschnittlichen theoretischen Werte von

USDA (2011), während der Kohlenhydratgehalt sich vom jeweiligen

durchschnittlichen theoretischen USDA-Wert unterscheidet (siehe Tab. 7.2). Dies

kann auf die gegenseitigen Einflüsse der verschiedenen Inhaltsstoffen der

gemischten Zitrusfrüchte zurückgeführt werden.

Tab. 7.3: Gehalt an Proteine, Fette und Kohlenhydrate spezifischer Substrate

Wie im Kap. 7.2.1 erwähnt, handelte es sich bei dem Abwasser aus der

Geflügelverpackungsanlage um ein fetthaltiges Material aus der schwimmenden

Schaumschicht der Kläranlage der Geflügelverarbeitungsfirma. Durch die

Laboranalyse konnte der hohe Gehalt an Fett in diesem Substrat bestätigt werden,

während Kohlenhydrate wie beim Rumensaft, nicht gefunden wurden. Dieser

Rumensaft war das Bioadditiv, das in den Reaktoren im Großmaßstab verwendet

wurde. Wie in Kap. 7.2.3 beschrieben wird, wurde der Rumensaft aufgrund des

größeren benötigten Volumens aus den Panseninhalten mehrerer, frisch

geschlachteter Rinder durch manuelles Auspressen und Sieben gewonnen, was die

faserigen Anteile zurückhielte. Die Abwesenheit von Kohlenhydraten in diesem

Substrat kann in der Zurückhaltung dieser Anteile liegen.

Bei Hühnermist liegen in der Literatur einige durchschnittliche

Nährstoffzusammensetzungen vor, die, obwohl sie nicht vollständig den gleichen

Verhältnissen (Nahrung, Zuchtart etc.) entsprechen, als Orientierungswerte

betrachtet werden können. Nach Damarys (2010) sind im Hühnermist 17,4 Mass.-%

an Proteinen, 1,3 Mass.-% an Fetten und 15,2 Mass.-% an Kohlenhydraten

vorhanden.

Bei den anderen verwendeten Abfallsubstrate aus der Hühnerproduktion wie

Geflügelbrutabfällen und Geflügelschlachtabwasser kann man sich ein Bild von den

vorhandenen Nährstoffe und deren Konzentrationen machen, wenn man sich die

Nährstoffe von rohem Hühnerfleisch betrachtet, weil diese durch den

Nährstoff (%) ZitrusmischungAbwasser aus der

Geflügelverpackungsanlage

Rumensaft

(gedruckt aus

Panseninhalt)

Proteine 1,02 3,67 0,38

Fette 0,68 27,15 0,09

Kohlenhydrate 3,86 Nicht gefunden Nicht gefunden


Produktionsprozess in die Abfälle bzw. Abwässer gelangen. Nach Honikel (1994)

beträgt z. B. der Eiweißgehalt im Hähnchenfleisch etwa 20,6 Mass.-% und der

Fettgehalt ca. 3,1 Mass.-%. Nach Seuß-Baum (1998) ist der Gehalt an

Kohlenhydraten im Fleisch sehr gering (0,2 Mass.-%). Man kann demzufolge

erwarten, dass höhere Mengen an Eiweiß in den Geflügelbrutabfällen sowie im

Geflügelschlachtabwasser und Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage zu

finden sind. Allerdings kann der Gehalt an Fett bei den letzten zwei Substraten noch

höher liegen, da die Stichproben, wie oben beschrieben, jeweils im Fettabscheider

und in der schwimmenden, fetthaltigen Schaumschicht der Kläranlage genommen

wurden.

Zudem hat das Fleisch auch als Lieferant von Spurenelementen insbesondere von

Zink und Eisen eine große Bedeutung. Im Geflügelfleisch sind beispielweise ca. 2 mg

Eisen bzw. Zink/100 g Muskelfleisch enthalten (181), (182).

7.2.3 Verwendete Bioadditive

Gemäß der Zusammensetzungen augewählter Substrate, der wesentlichen

Prozessbedingungen (Anaerobmilieu und thermophiler Temperaturbereich) sowie

der wesentlichen Abbauprozesse jeder Anaerobphase wurden die verwendeten

Bioadditive zweckorientiert ausgewählt. Bei der Auswahl wurde angestrebt, dass

jedes Bioadditiv möglichst viele Wechselwirkungen mit mehreren Bestandteilen

(Proteine, Kohlenhydrate, Fette, Ballaststoffe etc.) der verwendeten Substrate in den

spezifischen Phasen des Anaerobprozesses aufweist. Allerdings sollte es sich nicht

um universelle Bioadditive handeln. Es sollte aber untersucht werden, ob sich die

kombinierte Wirkung der Bioadditive vorteilhaft (verstärkend) oder schädlich für den

Anaerobprozess herausstellt.

Entsprechend wurden die drei Hauptbioadditive Papain (P), Bacillus (B), Rumensaft

(R) sowie ihre Kombinationen PB, PR, BR und PBR als Bioadditive verwendet. Sie

wurden mit Ausnahme des Rumensafts für die Versuche der zweiten Phase im

Kleinmaßstab in den Durchstechflaschen ausgewählt. Rumensaft wurde ebenso in

den Versuchen im Großmaßstab der dritten Phase in den Reaktoren eingesetzt, da

er eine entscheidende Rolle bei der Biogaserzeugung in der zweiten Phase spielte,

wie im Kapitel 8 (Ergebnisse und Diskussion) behandelt wird. Die in den Kapiteln

2.3.5, 2.4 und 2.5 beschriebenen Eigenschaften der Hauptbioadditive sind in Tab.

7.4 zusammengefasst.


Tab. 7.4: Zusammenfassung der allgemeinen Eigenschaften der verwendeten Bioadditive

Bioadditiv Eigenschaften Arbeitsbedingungen

Temperatur pH-Wert

Papain

- hauptsächlich als Cystein-Endopeptidase (EC 3.4.22): katalysiert die Hydrolyse der Peptidbindungen (109)

Wirkung auch als (112): - Esterase: katalysiert die Hydrolyse der Esterbindungen - Thioesterase (EC 3.1.2): katalysiert die Hydrolyse der Esterbindungen

an der Thiolgruppe

- Transesterase: katalysiert den Transfer einer Estergruppe von einem Molekül zu einem anderen

- Transamidase (EC 2.6.1): katalysiert den Transfer einer Amidgruppe von einem Molekül zu einem anderen

- relativ hitzebeständig

- optimaler Temperaturbereich:

60-70 ⁰C (112)

- 4,0-7,0 (maximale Wirkung) (112)

- < 2,8 (instabil und irreversible Inaktivierung) (112)

- 2,8 (kritisch) (112)

Bacillus subtilis

- aerobes und fakultativ anaerobes Bakterium (134)

- besitzt großes Arsenal an Glukan- und Proteinabbauenden Enzymen zum Abbau komplexer Polysaccharide und unverdaulicher Oligosaccharide von pflanzlichem Material (135)

- kann weder Glucose noch Lactose fermentieren (136). Es kann Glucose nur unter Anwesenheit von Nitrat als Elektronenakzeptor fermentieren (183)

- kann durch extrazelluläre Amylasen Stärke hydrolysieren (136)

- 40 ⁰C (optimales

Wachstum) (134)

- hitzeresistent (> 45

⁰C)

- saure und alkalische Bedingungen

Bacillus licheniformis

- Aerobes und fakultativ anaerobes Bakterium (183)

- kann Exoenzymen wie Proteasen oder Amylasen erzeugen (138)

- Abbau von unverdaulichen Federproteinen (Keratin) (137)

- kann Zucker in Abwesenheit von exogenen Elektronenakzeptor fermentieren (183)

- einige Stämme (NCIB 6346) können eine saure Fermentation von Glucose mit oder ohne Nitratanwesenheit zur Acetatproduktion durchführen. Dabei wird Ammonium und molekularer Stickstoff (durch sein Nitritreduktase-Enzym) produziert (183)

- > 45 ⁰C

- 50 ⁰C (optimales

Wachstum) (137)

- überlebt bei noch höheren Temperaturen

- saure und alkalische Bedingungen

Bacillus polymyxa

- aerobes und fakultativ anaerobes Bakterium (183)

- synthetisiert das Enzym β-Amylase (143)

- fixiert Stickstoff (184), (185), (186): Reduziert Nitrat zu Nitrit (143)

- assimiliert Ammonium (144)

- kann Casein, Pektin, Stärke (durch extrazelluläre Amylasen (136)) und Xylan (Bestanteil der Hemicellulose) hydrolysieren (143)

- produziert Gas (143). kann Glucose, Lactose, Glycerin fermentieren (136), (143)

- 25-35 ⁰C - saure

Bedingungen

Rumensaft

- anaerobe Bakterien (ca. 50 Mass.-% der Biomasse der Pansenflora) aller Phasen des Anaerobprozesses (1010 bis 1011 Bakterien/ml); wichtigste celluloseauflösende Bakterien: Ruminococcus flavefaciens, Ruminococcus albus und Fibrobacter succinogenes

wichtige hemicelluloseabbauende Bakterien: Butyrivibrio fibrisolvens, Lachnospira multiparus und Bacteroides ruminícola

wichtige amylolytische Bakterien: Bacteroides amylophilus, Succinomona amylolítica, Butyrividrio fibrisolvens, Bacteroides Lachnospira multíparus und ruminícola

- Protozoen (ca. 40-50 Mass.-% der Biomasse) Wimperntierchen (105-108/ml) und Geißeltierchen (103-104/ml) bauen Eiweiße und leicht abbaubare Kohlenhydrate ab und verhindern so Azidoze wegen zu hoher Menge an organischen Säuren; können toxische Pflanzeninhaltsstoffe und Schwermetalle abbauen oder binden; regulieren die Bakterienpopulation

- Pilze (ca. 5-10 Mass.-% der Biomasse) verwerten in geringem Ausmaß lösliche Kohlenhydrate und Proteine und bilden langkettige Fettsäuren; hydrolysieren Esterbindungen zwischen Lignin und Hemicellulosen oder Cellulosen; lösen Lignin auf

- Archaea (3 % Mass.-% der Biomasse) bilden CH4 aus CO2 und H2 und verhindern eine übermäßige Bildung von Ethanol und Milchsäure

- Viren (Anzahl unbekannt) regulieren auch die Bakterienpopulation (mikrobielles Recycling)

- 39-41 ⁰C - 5,5-7,0


Die Erstellung bzw. Gewinnung der Bioadditive wird im Folgenden beschrieben:

Bei dem verwendeten Papain handelte es sich um eine im Labor hergestellte

Grundlösung von kommerziellem Papain und destilliertem Wasser mit einer

Konzentration von 200 mg/l, bei Bacillus um eine Grundlösung vom Bacillus-Pulver

WA3 der Firma „AliBio S.A. de C.V.“ und destilliertem Wasser mit einer Konzentration

von 10 mg/l. Im Bacillus-Pulver waren Bacillus licheniformis, Bacillus polimyxa und

Bacillus subtilis enthalten.

Der Rumensaft für die Versuche im Kleinmaßstab wurde direkt von einer Kuh des

Viehhofs der Fakultät für Veterinärmedizin der UADY durch eine auf ihren Bauch

mehrere Jahre zuvor angepasste Fistel übernommen (siehe Abb. 7.2).

Die Kuh wurde nur mit frischem Gras und Wasser und nicht später als acht Stunden

vor den Probenahmen gefüttert.

Abb. 7.2: Gewinnung der Rumensaftproben

Die Probe des Rumensafts wurde in einem sterilisierten Kunstoffcontainer

gesammelt und ins Labor der FI-UADY transportiert. Anschließend wurde der Saft

durch ein Haussieb abgetropft, um Fasern und Feststoffe zu entfernen, und in einem

Inkubatorschrank bei ca. 35-37 ⁰C bis zu seinem Einsatz aufbewahrt.

Der Rumensaft für die Versuche im Großmaßstab in den Reaktoren wurde aufgrund

des größeren benötigten Volumens aus den Panseninhalten mehrerer, im

Schlachthof der o. g. Fakultät frisch geschlachteter gesunder Rinder durch manuelles

Auspressen und Sieben gewonnen. Für seinen Transport ins Labor der FI-UADY

wurden sterilisierte Kunstoffcontainer verwendet. Anschließend wurde er in

spezifisch berechneten Mengen frisch und direkt in die Reaktoren als Impfmaterial

beim Anfahrprozess eingebracht.


7.2.4 Verwendete Reaktoren

7.2.4.1 Reaktoren im Kleinmaßstab (Durchstechflaschen)

Als Fermenter im Kleinmaßstab kamen Durchstechflaschen mit einem Volumen von

125 ml zum Einsatz. Zu ihrer Abdichtung wurden ein Septum und ein Aluminiumring

eingesetzt. Zur Biogasentnahme und -Messung wurden sterilisierte Glasspritzen mit

5 ml (BD Yale, Dickinson Ind. Quirúrgicas, Brasil) mit Hilfe eines „in stopper“ am

Septum (siehe Abb. 7.3) verwendet. Dieses Hilfsmittel sollte die Anzahl der

Injektionen zur Biogasentnahme optimieren. Zur Abdichtung wurde Epoxidharz mit

Zugabe eines Härters eingesetzt. Um die Temperaturbedingungen und die

Durchmischung einzustellen, wurde ein Schüttelinkubator (Hersteller New Brunswick

Scientific Co. Inc., Edison, N.J. USA) verwendet, wo die Flaschen plaziert wurden.

Abb. 7.3: Inkubation der Reaktoren im Schüttelinkubator

7.2.4.2 Reaktoren im Großmaßstab

Für die Versuchsphase im Großmaßstab wurden Stahlblechreaktoren mit einem

Volumen von 25 l bei thermophiler Temperatur (55 ⁰C) und einer mechanischen

kontinuierlichen Durchmischung von 30 1/min verwendet.

Bei den Stahlblechreaktoren handelte es sich um 15 Reaktoren, die im Rahmen

dieser Forschungsarbeit entworfen, konstruiert und gebaut wurden. Jeder Reaktor

wurde mit einem Durchmesser von 30 cm und einer Höhe von 70 cm mit drei Füßen

konzipiert (siehe Abb. 7.4 a und b). Die oberen 30 cm wurden zylinderförmig und die

unteren 20 cm konisch ausgebildet und mit einem Absperrhahn versehen, um die

spätere Schlammentnahme zu erleichtern. Auf dem Deckelblech wurden jeweils vier


Kupferrohrbügel als Heizelemente (Innendurchmesser 10 mm) angeordnet, die bis in

den konischen Bereich des Reaktors reichten. Im Rahmen dieser Studie wurde

jedoch nur einer der vier Bügel als Heizelement genutzt. Dieser beinhaltete ein

elektrisches Heizelement. Die anderen drei wurden für den späteren Anschluss von

Heißwasserleitungen geplant, so dass jeder Reaktor auch z. B. mit über

Solarkollektoren erwärmtem Wasser im weiteren Verlauf der Forschungstätigkeiten

beheizt werden könnte.

Des Weiteren befinden sich auf dem Deckelblech jeweils ein verschließbarer

Einfüllstutzen (Durchmesser 5 cm) zur Substratbeschickung, ein Gasauslassstutzen

und ein Rührwerksmotor mit Propellergestänge und zwei Flügeln im Innenraum des

Reaktors (siehe Abb. 7.4 a).

Abb. 7.4: a) Schematischer Aufbau des Reaktors, b) Foto des gebauten Reaktors

Die Temperatur der Reaktoren wurde über einen Temperatursensor im zentralen

Reaktor gemessen. Temperatur und Rührwerksgeschwindigkeit wurden von zwei

zentralen Kontrollschränken, bestückt mit Thermostaten und Stromtransformatoren,

gesteuert. Die Messung und Sammlung des Biogases in jedem Reaktor erfolgte

jeweils über einen Gaszähler und einen mit Aluminium beschichteten Gasbeutel

(siehe Abb. 7.5 a). Die Gasentnahme erfolgte über einen Auslassstutzen, an dem der

a) b) a) b)

Kuferrohr für Heißwasserleitung

Schlammauslasshahn


Gaszähler angebracht wurde. Dabei strömte das erzeugte Biogas in ein

Plexiglasgefäß, das mit einer Flüssigkeit (Silikonöl) gefüllt war, und hob dort einen

Schwimmer an. Der Schwimmer löste nach einer definierten Hubstrecke (das hier auf

ein Gasvolumen von 50 ml kalibriert wurde) einen Kontakt aus und drehte so das

Zählwerk um eins weiter. Die Anzahl der Kontakte, die auf der Anzeige

wiedergegeben wurde, multipliziert mit 50 ml, ergab das erzeugte Biogasvolumen.

Zum Schutz des Gaszählers und seiner Elektrik vor der Witterung wurde er in einer

wasserdichten Kunststoffbox direkt neben dem Reaktor untergebracht (siehe Abb.

7.5 b und c). Die Gaszähler stammten von der TU München.

Um die elektrischen Installationen auf dem Deckelblech jedes Reaktors gegen die

Witterung, d. h. Regenfälle und Morgentau, zu schützen, wurden Zinkblechwannen

als leicht abnehmbare „Deckel“ auf die Reaktoren aufgesetzt (siehe Abb. 7.9).

Abb. 7.5: a) Gaszähler und -beutel, b) Reaktor mit Gaszählerbox, c) Gaszähler im Gaszählerbox

b)

c) a)


7.3 Verwendete Methoden

7.3.1 Verwendete Methoden bei den Reaktoren im Kleinmaßstab

Wie in Kapitel 7.2.3 beschrieben, bestand das Untersuchungsziel dieses

Versuchsaufbaues darin, einen einstufigen Vergärungsprozeß durch verschiedene

Sonderfaktoren (Bioadditive) phasenspezifisch zu beeinflussen. So sollten das

Enzym Papain und die drei Bacillus Spezies hauptsächlich die Hydrolyse

beeinflussen. Die Mikroorganismen des Rumensaftes sollten aufgrund ihrer

vielfältigen Fähigkeiten alle vier Phasen des Prozesses beeinflussen (siehe Abb.

7.6).

Abb. 7.6: Einflussbereiche der geplanten Maßnahmen

7.3.1.1 Versuchsanordnung

Eine Übersicht der Anordnung der Gärversuche der zweiten Phase stellt Abb. 7.7

dar. Es handelte sich um Batchversuche in o. g. Durchstechflaschen von 125 ml bei

thermophilen Temperaturen (55 ⁰C). Es wurden drei Ansätze pro Mischprobe

gefahren, um den experimentellen Fehler zu reduzieren, die Zuverlässigkeit zu

erhöhen und repräsentative Ergebnisse zu erhalten.

In jeder Flasche wurden 100 ml für das zu vergärende Substrat und 25 ml als

„Headspace“ für das Biogas vorgesehen. Es wurden drei verschiedene

Raumbelastungen (3, 6 und 9 g oTS/l) in den Flaschen untersucht.

Acetogenese Hydrolyse Acidogenese Methanogenese

Enzym (Papain)

Mikroorganismen (Bacillus Spezies)

Mikroorganismen vom Rumensaft

Kohlenhydrate

Proteine

Fette

Zucker

Aminosäuren

Kohlensäure

und Alkohole

Wasserstoff Kohlendioxid und Ammonium

Wasserstoff Essigsäure und

Kohlendioxid

Methan Kohlendioxid

Fettsäuren


Abb. 7.7: Zweite Phase: Batchversuche im Kleinmaßstab in Durchstechflaschen von 125 ml

7.3.1.2 Erstellung der Mischproben in den Durchstechflaschen

Bei der in Kap. 7.2.2 erwähnten Charakterisierung wurde der oTS-Gehalt jedes

Substrats ermittelt. Die eingesetzten Frischsubstratmengen, die zur Einstellung der in

100 ml Füllvolumen untersuchten Raumbelastungen verwendet wurden, wurden

anhand der oTS-Gehalte der Substrate errechnet und werden in Tab. 7.5 dargestellt.

Die Erstellung der Mischproben erfolgte, wie Tab. 7.6 zeigt. Die

Frischsubstratmengen wurden in die Flaschen gefüllt und mit destilliertem Wasser

zuerst auf 80 ml verdünnt. Die übrigen 20 ml wurden für die einzelnen oder

kombinierten Bioadditive bzw. nur für destilliertes Wasser (bei den Blindproben, KTL)

verwendet. Jeweils 6,67 ml wurden von einem, zwei oder drei der Hauptbioadditive

zu den verdünnten Substraten in jeder Flasche zugegeben.

Anschließend wurden je nach Versuchsandordnung (Zugabe von einem oder zwei

Bioadditiven) die Flaschen mit 13,34 ml bzw. 6,67 ml destilliertem Wasser aufgefüllt,

so dass das Füllvolumen 100 ml entsprach und damit die zu untersuchenden

Raumbelastungen jeweils eingestellt wurden. Zu den Blindproben wurde

dementsprechend lediglich 20 ml destilliertes Wasser zugegeben.

Geflügel-

brutabfälle

1

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7

8

Geflügel-

schlacht-

abwasser

Abwasser aus

Geflügel-

verpackungen

Legende

1= Blindprobe (Kontrolle) = KTL

2= S + Papain = P

3= S + Bacillus Spezies = B

4= S + Rumensaft = R

5= S + P + B = PB

6= S + P + R = PR

7= S + B + R = BR

8= S + P + B + R = PBR

1

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abfälle

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abfälleZitrusmischung Hühnermist

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6

7

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3 g

oT

S/l

6 g

oT

S/l

9 g

oT

S/l

Substrate (S):

2. Phase:

Batchversuche im

Kleinmaßstab in

Durchstechflaschen von

125 ml bei thermophilen

Temperaturen (55 ⁰ C)

in Dreifachbestimmung


Tab. 7.5: Zusammensetzung und Mengen der verwendeten Substrate

Tab. 7.6: Gäransätze (jeweils dreifache Versuchsdurchführung)

Sobald die Reaktoren mit einem Septum und einem Aluminiumring abgedichtet

waren, wurde im Kopfraum ein Vakuum mittels einer sterilisierten Spritze erzeugt.

Zur Sicherstellung der anaeroben Bedingungen wurde dann in jede Flasche ein

inertes Gas zudosiert, das aus CO2 und N2 im Verhältnis 30:70 (v:v)

zusammengestellt war. Der interne und externe Druck wurde durch eine sterilisierte

Glasspritze (BD Yale, Dickinson Ind. Quirúrgicas, Brasil) ausgeglichen, die ebenso

für die Biogassammlung verwendet wurde. Bei allen Versuchsflaschen wurde das

Biogas durch entprechende sterilisierte Glasspritzen täglich aufgefangen und

gemessen. Die jeweiligen Gärungen wurden beendet, sobald keine signifikante

Biogasproduktion mehr beobachtet wurde.

3,00 6,00 9,00

Papayaabfälle 3,7100 7,4300 11,1400

Bananenabfälle 1,5900 3,1700 4,7600

Grapefruit 0,4840 0,9680 1,4520

Orangen 0,5216 1,0432 1,5648

Mandarinen 0,5425 1,0850 1,6275

Limonen 0,5750 1,1500 1,7250

Abwasser 79,0391 77,6390 76,2390

Brutrückstände 1,6152 3,3806 5,1459

Hühnermist 0,5000 1,0100 1,5100

fetthaltiger halbfester Schaum 0,4552 0,9104 1,3656

Hühnergülle 0,0227 0,0454 0,0681

Feder 0,0091 0,0182 0,0273

Abwasser aus Geflügelverpackungen 0,5200 1,0500 1,5700

Zitrusmischung

Geflügelbrutabfälle

Geflügelschlachtabwasser

Frische Substratmenge (g)

ZusammensetzungSubstrat

Einzustellende Raumbelastungen (g oTS/l)

6,67 Vol.-% 6,67 Vol.-% 6,67 Vol.-%

1 H2O H2O H2O KTL

2 P H2O H2O P

3 H2O B H2O B

4 H2O H2O R R

5 P B H2O PB

6 P H2O R PR

7 H2O B R BR

8 P B R PBR

20 Vol.-% BioadditiveMischprobeBehandlung

(Akronym)80 Vol.-%

Su

bstr

at

Vergärungsvolumen 100 ml


7.3.2 Verwendete Methoden bei den Reaktoren im Großmaßstab

Dieser Teil der Forschungsarbeit fand auf dem Versuchsgelände der Facultad de

Ingeniería der UADY in Mérida, Mexiko, (siehe Abb. 7.8) statt. Beim Vesuchsgelände

handelt es sich um ein umzäuntes, ca. 20 x 20 m großes Grundstück mit

Stromanschluss (110 V, 220 V und Drehstrom) und fließendem Wasser. Zum Schutz

der elektrischen Einrichtungen vor Witterungseinflüssen steht eine zeltartige, mobile

Überdachung zur Verfügung.

Abb. 7.8: Versuchsgelände an der Facultad de Ingeniería der UADY

7.3.2.1 Versuchsanordnung

Abb. 7.9 stellt eine Übersicht der Anordnung der Reaktorenreihe der dritten Phase

dar. Diese Versuchsphase wurde mit 12 Reaktoren durchgeführt, die in 4 Serien

gegliedert waren. Aufgrund gleicher statistischer Prinzipien, wie diejenigen bei den

Versuchen im Kleinmaßstab (siehe 7.3.1.1), wurde jede Serie mit drei Ansätzen

(Triplikate) gefahren.

Die Serien wurden von 1 bis 4 und die Ansätze von A bis C durchnummeriert (siehe

Abb. 7.9). Über einen Temperatursensor, der sich im Behälter 3A befand, wurde die

Elektroheizung geregelt. Die auf 30 1/min eingestellten Rührwerke in den Reaktoren

waren bis auf eine Stunde pro Tag kontinuierlich in Betrieb. In den grauen

Kunststoffkisten neben den Reaktoren befanden sich die Gaszähler.

In den einzelnen Versuchsserien wurden verschiedene Substratarten und -mengen

untersucht, wobei Rumensaft als Mikroorganismenquelle diente. Dieses Bioadditiv

wurde ausgewählt, da es sich bei den Versuchen im Kleinmaßstab als


leistungsfähigeres bzw. biogasfördernderes Bioadditiv als die anderen Bioaddtive

erwiesen hatte.

Abb. 7.9: Dritte Phase: Reaktorenreihe (Schema und Foto der Versuchsanordnung)

7.3.2.2 Beschickungsweise und -grade

Bezüglich der Beschickung handelte es sich bei der anaeroben Vergärung aller

Abfallsubstrate um halbkontinuierliche Versuche mit unterschiedlichen

Beschickungsgraden und damit verbundenen unterschiedlichen Raumbelastungen in

verschiedenen Zeiträumen. Die Frischsubstratmengen, die den Reaktoren beschickt

wurden, orientierten sich an den oTS-Gehalten der einzelnen Substrate.

7.3.2.3 Probenahme

Zur Beurteilung und Kontrolle der in den Reaktoren stattfindenden anaeroben

Prozesse wurde regelmäßig (einmal pro Woche zur gleichen Uhrzeit) aus jedem

Reaktor eine Substratprobe durch den unteren Auslasshahn genommen. Dazu

wurden etwa 350 ml des Reaktorinhalts in Kunstoffgefäße abgefüllt. Um

repräsentative Daten zu erhalten, wurden die ersten abgefüllten 350 ml wieder in die

Reaktoren zurückgeführt und erst die nächsten 350 ml beprobt. Dadurch wurde

4A2A 3A1A

1B

1C

2B

2C

3B

3C

4B

4C

Legende

Serien:

1 = Zitrusmischung

2 = Papayaabfälle

3 = Bananenabfälle

4 = Abwasser aus

Geflügelverpackungen

A, B, C = Dreifachbestimmung

3. Phase:

Versuche im Großmaßstab in

Reaktoren mit 25 Litern bei

thermophilen Temperaturen (55 ⁰C)


gewährleistet, dass die Proben nicht nur das im konischen Reaktorboden

abgelagerte Material, sondern auch Substrat aus dem Reaktorkörper enthielten.

7.3.2.4 Feldparameter

Als Feldparameter werden die Parameter bezeichnet, die entweder direkt bei den

Reaktoren oder in den genommenen Proben noch auf dem Versuchsgelände

gemessen wurden. Diese Parameter waren Temperatur, Gasproduktion, pH-Wert

und Redoxpotential (ORP).

Temperatur und Gasproduktion wurden täglich gemessen. Die Temperatur wurde

automatisch über den o. g. Temperatursensor erfasst und mit einem

Quecksilberthermometer manuell kontrolliert. Dazu war in jedem Reaktor ein

Thermometer in einem der für den Anschluss von Heißwasserleitungen

vorgesehenen Kupferbügel eingelassen (siehe Kapitel 7.2.4.2). Um Ungenauigkeiten

bei der Temperaturmessung zu vermeiden, wurden die Bügel mit destilliertem

Wasser gefüllt. Durch dieses Monitoring wurden die Temperaturen festgehalten und

große Schwankungen vermieden.

Die tägliche Gasproduktion wurde über die im Kapitel 7.2.4.2 beschriebenen

Gaszähler abgelesen. Nach dem Ablesen wurden die Zähler wieder auf Null gestellt.

Der pH-Wert und das Redoxpotential wurden wöchentlich in den frischen Proben

gleich nach der Probennahme vor Ort mittels eines Multifunktionsgerätes („Hydrolab“

der Firma Hydrolab Corp., Texas, USA) gemessen. Dazu wurden die Messfühler des

Messgerätes in die Substratprobe getaucht. Nach exakt einer Minute wurden die

Werte von der digitalen Anzeige abgelesen und notiert.

7.3.3 Verwendete analytische Methoden

Die unterschiedlichen Proben beider Versuchsmaßstäbe wurden auf verschiedene

Parameter untersucht. Unter diesen Parametern waren der Trockensubstanzgehalt,

der organische Trockensubstanzgehalt, der chemische Sauerstoffbedarf, der

Gesamtstickstoff, der Gesamtphosphor sowie die Protein-, Fett-, Kohlenhydrat- und

Ballaststoffgehalte. Wie Tab. 7.7 zeigt, wurden die entsprechenden Analysen nach

verschiedenen Standardmethoden bzw. Normen aus Deutschland, USA und Mexiko

durchgeführt.


Tab. 7.7: Verwendete Methoden bei den Versuchen im Kleinmaßstab und Großmaßstab

Paramenter Methode 2. Phase

(Kleinmaßstab) 3. Phase

(Großmaßstab)

1) Trockensubstanzgehalt und organischer Trockensubstanzgehalt

2540 B / E: Solids dried at 105 ⁰C / 550 ⁰C (187) • •

2) Chemischer Sauerstoffbedarf

5220 D: Closed reflux, colorimetric method (187) • •

3) Gesamtstickstoff

3.1) Schnelltest 10208 TNT plus-828 (Hach-Lange Company) •

3.2) 4500-Norg (B): TKN Macro-Kjeldahl (187) •

4) Gesamtphosphor 4500-P, B(4), C: Acid colorimetric (187) • •

5) Gasproduktion in Batchversuchen

E 2170-01 (ASTM (188), 2001) und die Methode von Owen et al., (1979) •

6) Fettsäuren Gas-Chromatographie: Interner Standard (nach TUM)

•

7) Proteingehalt NMX-F-608-NORMEX-2002 (189) / NMX-Y-118-SCFI-2001 (190) •

8) Fettgehalt NMX-F-615-NORMEX-2004 (191) / NMX-Y-103-SCFI-2004 (192) •

9) Kohlenhydratgehalt NOM-086-SSA1-1994 (193) •

10) Ballaststoffgehalt NMX-Y-094-SCFI-2001 (194) •

Aufgrund nicht vorhandener Geräte sowie kostenaufwändiger Analyse wurde die

Bestimmung von Protein-, Fett-, Kohlenhydrat- und Ballaststoffgehalten nur zur

Charakterisierung spezieller Substrate (Zitrusmischung, Abwasser aus der

Geflügelverpackungsanlage und Rumensaft) lediglich einmalig bei einem

zertifizierten Labor durchgeführt. Bei den herkömmlichen Fruchtsubstraten (Papayas,

Bananen, Orangen, Grapefruit, Mandarinen und Limonen) wurden der Literatur die

o. g. Zusammensetzungen zur Orientierung entnommen (siehe Tab. 7.2).

Die erzeugten Biogasvolumina beider Versuchsmaßstäbe wurden stets nach den

Gesetzen von Boyle-Mariotte und Charles auf Normbedingungen von Temperatur

und Luftdruck gemäß DIN1343 wie folgt umgewandelt:

2

22

1

11

T

VP

T

VP

12

211

2

TP

TVPV

Darin sind: T1: Temperatur in K am Ort der Biogasproduktion

P1: Luftdruck in mm Hg am Ort der Biogasproduktion (= 756,21 mm Hg)

V1: Volumen des erzeugten Biogases

T2: 273 K


P2: Luftdruck in mm Hg auf Meereshöhe (= 760 mm Hg)

V2: korrigiertes Volumen des erzeugten Biogases

Daraus erfolgt: 273)(24,6760

273)(0V1756,21V 2

= 0,9128 V1

Nach der Umrechnung der erzeuten Bruttobiogasvolumina wurden sie zu weiteren

Ermittlungen verwendet.

Die Gaszusammensetzung der Gasproben aus den Reaktoren beider

Versuchsmaßstäbe konnte aufgrund technischer Probleme im Chromatograph

(Undichtigkeiten in der Säule und im Säulenzubehör) nicht ermittelt bzw. nicht genau

ermittelt werden, ebenso war die Bestimmung der Fettsäuren in den Proben des

Kleinmaßstäbs infolge elektrischer Probleme (hohe Spannung und Überhitzung im

Spannungsregler) nicht möglich.

Bei den Fettsäureanalysen des Großmaßstäbs wurde ein Gaschromatograph der Fa.

Perkin Elmer mit der Kapillarsäule HP-INNOWax, 30 m, 0,25 mm 0,25 µm und einem

Flammenionisationsdetektor (FID) verwendet, während bei den Gasanalysen zur

Bestimmung der Gaszusammensetung ein Gaschromatograph der Fa. Varian mit

einer „Packed” Säule Restek ShinCarbon ST 80/100, 2 m, 22 mm und einem FID

eingesetzt wurde.

Da die Versuche im Großmaßstab halbkontinuierlich durchgeführt wurden, können

ihre Ergebnisse nicht in 100 % mit denen der Versuche im Kleinmaßstab verglichen

werden, da diese als Batch-Versuche gefahren wurden. Das Gleiche gilt im Vergleich

zu anderen Batch-Versuchen anderer Autoren wie die von z. B. Hickey et al. (1989),

Kallaghan et al. (1999), Raposo et al. (2006), usw. sowie umgekehrt die Ergebnisse

des Kleinmaßstabs im Vergleich mit denen anderer Versuchsart. Allerdings werden

diese im Hinblick auf dieses Merkmal nur zur Orientierung und unabhängig von der

Versuchsart verglichen.

7.3.4 Verwendete statistische Methoden

Um signifikante Differenzen zwischen den Ergebnissen erzeuter Gesamtgasvolumina

(dabei zwischen den verwendeten unterschiedlichen Einflussfaktoren) zu bestimmen,


wurden die Ergebnisse beider Versuchsmaßstäbe auf verschiedene statistische

Methoden analysiert und verglichen.

Wie Tab. 7.8 zeigt wurden die Ergebnisse der Gasmessungen je nach Zutreffen

bestimmter statistischer Voraussetzungen bzw. Annahmen nach verschiedenen

Standardmethoden analysiert.

7.3.4.1 Parametrische Methoden

Die parametrischen Methoden (der parametrischen Statistik) leiten Aussagen über

eine unbekannte Population unter der Voraussetzung her, dass die Beobachtungen

aus einer Familie vorgegebener Wahrscheinlichkeitsverteilungen (oft: der

Normalverteilung) stammen, deren Elemente bis auf einen (endlich dimensionalen)

Parameter eindeutig bestimmt sind (195).

Wie Tab. 7.8 zeigt, wurde von den parametrischen Methoden bei den meisten

Versuchen im Kleinmaßstab die Varianzanalyse (ANOVA, von Englisch ANalysis Of

VAriance) verwendet. Als ANOVA bezeichnet man eine große Gruppe

datenanalytischer und strukturprüfender statistischer Verfahren. Ihnen gemeinsam

ist, dass sie Varianzen und Prüfgrößen berechnen, um Aufschlüsse über die hinter

den Daten steckenden Gesetzmäßigkeiten zu erlangen. Die Varianz einer

Zielvariable (univariate ANOVA) oder mehrerer Zielvariablen (multivariate ANOVA

d. h. MANOVA) wird dabei durch den Einfluss einer oder mehrerer Einflussvariablen

erklärt. Die Zielvariablen werden als abhängige Variablen und die Einflussvariablen

als Faktoren oder unabhängige Variablen bezeichnet. Die Faktoren können eine oder

mehrere Kategorien (Stufen) besitzen. Für die Darstellung der Effekte der Faktoren

benutzt man je nach Versuchsbedingung mehrere mathematische Modelle. Die

Anwendung verschiedener Formen der ANOVA ist jeweils an Voraussetzungen

gebunden, deren Vorliegen vor jeder Berechnung geprüft werden muss. Allgemein

gelten die Normalverteilung und die Varianzhomogenität (Homoskedastizität) der

Stichprobenvariablen. Zur Überprüfung liegen mehrere graphische sowie statistische

Verfahren vor, wobei die Residuen (Differenzen zwischen den beobachtenen Werten

und den durch das Modell berechneten Werten) auch hilfreich sind. Wenn diese

Voraussetzungen nicht erfüllt sind, bieten sich nichtparametrische Verfahren an

(196). Die hier für die Biogasergebnisse verwendete Methode war die univariate und


zweifaktorielle ANOVA mit festen Effekten der Faktoren, wobei der gemeinsame

Einfluss (Interaktion) der Faktoren mitberücksichtigt wurde. Als Zielvariable

(abhängige Variable) wurde bei jeder Analyse das Biogasvolumen festgelegt. Die

zweifaktorielle Varianzanalyse setzt zur Erklärung der Zielvariablen zwei Faktoren (A

und B) ein. In diesem Fall war der Faktor A ein Bioaaditiv, dessen acht

unterschiedlichen Arten eine gleiche Anzahl von Stufen bildeten, während als Faktor

B die Raumbelastung verwendet wurde, deren drei unterschiedliche Konzentrationen

(3, 6, und 9 g oTS/l) drei Faktorstufen bildeten. Das eingesetzte mathematische

Modell in Effekdarstellung lautet dann:

A)

Darin sind:

Xijk: Zielvariable; annahmegemäß in den Gruppen normalverteilt

I: Anzahl der Faktorstufen des ersten Faktors (A = 8)

J: Anzahl der Faktorstufen des zweiten Faktors (B = 3)

K: Anzahl der Beobachtungen pro Faktorstufe (K = 3, die Triplikate)

αi: Effekt der i-ten Faktorstufe des Faktors A

βj: Effekt der j-ten Faktorstufe des Faktors B

(αβ)ij: Interaktion (Wechselwirkung) der Faktoren auf der Faktorstufenkombination

(i,j). Die Interaktion beschreibt einen besonderen Effekt, der nur auftritt, wenn

die Faktorstufenkombination (i,j) vorliegt

εijk: Störvariablen, unabhängig und normalverteilt mit Erwartungswert = 0 und

gleichen Varianzen

Wenn die ANOVA ein signifikantes Ergebnis liefert, bedeutet dies, dass zumindest

eine Gruppe sich von den anderen Gruppen unterscheidet. Um den Zusammenhang

(„Pattern“) der Differenz der Mittelwerte zu analysieren, wird die ANOVA häufig durch

spezifische Vergleiche ergänzt, wobei der am häufigsten verwendete Vergleich der

Vergleich zweier Mittelwerte ist (die sog. „paarweisen Vergleiche") (197).


Tab. 7.8: Verwendete statistische Methoden zum Vergleich der Ergebnisse der Versuchen im Klein- und Großmaßstab

Vesuchsphasen Substrate

Parametrische Methoden Nichtparametrische Methoden

Unabhängige Stichproben

Abhängige Stichproben

Unabhängige Stichproben

Abhängige Stichproben

2. Phase (Kleinmaßstab)

- Papayaabfälle

- Bananenabfälle

- Zitrusmischung

- Geflügelbrutabfälle - Hühnermist

- Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion

Post-hoc Analysen: - Mehrfachvergleiche

und paarweise Vergleiche für die zwei Faktoren nach den Kontrastesten : LSD („Least Significant Difference“) SNK-Test („Student-Newman-Keuls-Test“) und Duncan-Test.

- Geflügel-schlachtabwasser

- Abwasser aus der Geflügelverpackungs-anlage

- Kruskal-Wallis-Test für die zwei Faktoren

3. Phase (Großmaßstab)

- Papayaabfälle - Bananenabfälle - Zitrusmischung - Abwasser aus der

Geflügelverpackungs-anlage

- Vorzeichentest

- Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test

Post-hoc Analyse

Als Post-hoc-Analyse wird eine multiple Vergleichstechnik bezeichent. Damit wird

eine Suche in den Daten nach „Patterns“ durchgeführt, die nicht a priori angegeben

wurden sondern erst nach Abschluss des Experimentes festgelegt werden.

Ansonsten würden diese „Patterns“ undetektiert bleiben. Post-Hoc-Tests erweitern

stark den betrachteten Bereich und die Fähigkeiten von Methoden, die bei

Sondierungsforschung angewandt werden können. Sie verstärken die Induktion

durch die Limitierung der Wahrscheinlichkeit, dass scheinbar signifikante Effekte

zwischen den Untergruppen der Population entdeckt werden, ohne daß diese

tatsächlich existieren (198).

Wie Tab. 7.8 zeigt, wurden der LSD-Test („Least Significant Difference“), der SNK-

Test („Student-Newman-Keuls-Test“) und der Duncan-Test als Post-hoc Tests

verwendet.


Der LSD-Test ist die von Fischer im Jahr 1935 entwickelte paarweise

Vergleichtechnik. Sie kann nur dann verwendet werden, wenn die Prüfgröße F von

ANOVA signifikant ist. Die Hauptidee des LSD-Tests ist es, die kleinste signifikante

Differenz (LSD) zwischen zwei beliebigen Mittelwerten zu berechnen und jede

Differenz größer als die LSD als signifikant zu stellen (197).

Der SNK-Test basiert auf einem schrittweisen oder Schicht-Ansatz zur

Signifikanzuntersuchung. Mittelwerte der Stichproben werden der Größe nach

angeordnet. Unterschiede zwischen den Schichten werden nach Signifikanzen bei

einem bestimmten α geprüft. Der SNK-Test erfordert gleiche Stichprobeanzahl (199).

Der Duncan Test ist eine Variante des SNK-Tests. Er verwendet zunehmende

Alphaebenen, um die kritischen Werte in jedem Schritt des SNK-Tests zu berechnen.

Er wird ebenso als eine Modifikation zur größeren „Power“ des SNK-Tests

bezeichnet. Der Ducan-Test ist besonders sicher gegen falsch-negative (Typ II)

Fehler auf Kosten, ein größeres Risiko von falsch-positiven (Typ I) Fehlern zu

haben (200).

7.3.4.2 Nichtparametrische Methoden

Die nichtparametrischen oder parameterfreien Methoden (der nichtparametrischen

Statistik) sind mathematische Prozeduren zum Testen statistischer Hypothesen.

Anders als parametrische Tests machen sie keine Annahmen über die

Wahrscheinlichkeitsverteilung der untersuchten Variablen und sind deswegen auch

anwendbar, wenn die bei vielen statistischen Aussagen notwendigen

Verteilungsvoraussetzungen nicht erfüllt sind (201). Diese Methoden sind robust,

besitzen aber eine geringere Teststärke (196).

Wie Tab. 7.8 zeigt, wurden von den nicht parametrischen Methoden bei den

Versuchen im Kleinmaßstab der Kruskal-Wallis-Test und im Großmaßstab der

Vorzeichentest sowie zur Bestätigung, der Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test

durgeführt.

Der Kruskal-Wallis-Test vergleicht die Lage von mehr als zwei Gruppen

unabhängiger Stichproben. So wird im Rahmen einer Varianzanalyse getestet, ob


unabhängige Stichproben (Gruppen oder Messreihen) hinsichtlich einer

ordinalskalierten Variable einer gemeinsamen Population entstammen. Der Test

dieser Hypothese basiert auf Rangplatzsummen (202). Als Prüfgröße des Kruskal-

Wallis-Tests wird ein sogenannter H-Wert berechnet (203).

Der Vorzeichentest ist ein Binomialtest (Rinne, H. (2003) und Voß, W. (2000) zit.

nach (204)). Mit seiner Hilfe lassen sich Verteilungshypothesen in Ein- und

Zweistichprobenproblemen testen. Der Vorzeichentest ist auch dann einsetzbar,

wenn ein ordinales Datenniveau vorliegt (Hartun, J Voß. (1991), Voß, W. (2000) zit.

nach (204)).

Der Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test vergleicht die Lage zweier abhängiger

Stichproben (bspw. Paarvergleiche). Er prüft anhand zweier gepaarter Stichproben

die Gleichheit der zentralen Tendenzen der zugrundeliegenden (verbundenen)

Grundgesamtheiten. Im Anwendungsbereich ergänzt er den Vorzeichentest, da er

nicht nur die Richtung (d. h. das Vorzeichen) der Differenzen, sondern auch die Höhe

der Differenzen zwischen zwei gepaarten Stichproben berücksichtigt (Botz, J. (2008)

zit. nach (205)). Nach Visauta (1997) zit. nach (206) ist er daher stärker als der

Vorzeichentest.

In dieser Arbeit wurden die statistischen Analyse sowohl mit der Software

Statgraphics Plus, Version 5.1, als auch mit der Software SPSS, Version 17,

durchgeführt.

Abb. 7.10 zeigt das Prozessschema, das bei den Versuchen zur statistischen

Analyse der Biogasergebnisse angewandt wurde. Wie oben beschrieben, ergeben

sich durch parametrische Methoden nach Erfüllung bestimmter Voraussetzungen in

aller Regel genauere und präzisere Schätzungen. Daher wurde als

Ausgangssituation versucht, die Rohdaten (ohne statistische Transformationen) der

Biogasmengen mit den parametrischen Methoden zu analysieren. Dabei sollten die

Unabhängigkeit der Messprobenreihen (auch Beobachtungen), die Normalverteilung

und die Gleichheit der Varianzen (auch Varianzhomogenität oder Homokedastizität)

als Voraussetzungen für den Vergleich der Mittelwerte erfüllt werden. Die

Unabhängigkeit der Beobachtungen kann man zwar bei entsprechend methodischer


Umsicht bei der Versuchsplanung annehmen, ob diese Annahme erfüllt ist, lässt sich

jedoch nicht statistich prüfen (207).

Die Mittelwerte wurden in beiden Versuchsmaßstäben mit den „gesunden“ Werten

(ohne signifikante Ausreißer) der jeweiligen Triplikate berechnet.

Abb. 7.10: Prozessschema zur Entscheidung der statistischen Analysen

7.3.4.3 Allgemeines zu den Versuchen im Kleinmaßstab

Da es sich bei den Versuchen im Kleinmaßstab um getrennte unabhängige

Batchversuche handelte, die daher von Anfang an jeweils nur eine bestimmte oTS-

Konzentration vom Substrat mit oder ohne Bioadditive und ohne Einfluss einer

Substratzugabe hatten, wurde damit die Voraussetzung der Unabhängigkeit der

Proben erfüllt. Die Normalverteilung, die Gleichheit der Varianzen sowie die

Identifizierung der Ausreißer (atypische Werte) wurden anhand der Residuen des

oben dargestellten ANOVA Models A überprüft. Die Residuen sind in der Regel die

Abweichungen zwischen den gemessenen und den durch das Modell angepassten

Werten. Die signifikanten Ausreißer wurden durch studentisierte Residuen

identifiziert. Nach der Software Statgraphics sollten nicht signifikante

Residuenausreißer im Bereich von - 3 bis + 3 liegen. Werte mit Residuen > abs(3)

wurden dann abgelehnt und nicht berücksichtigt. Wie die Abb. 7.10 weiter zeigt,

Parametrische

Methode?

ANOVA

Normalverteilungder Residuen?

Gleicheit der Varianzen?

Unabhängikeitder Messproben?

Transformationder

Zielvariable

Post-Hoc Analysen

Unabhängikeitder Messproben?

-Vorzeichentest

- Wilcoxon-

Vorzeichen-Rang-Test

Anzahl der

Messproben

AndereTeste (nichtnötig hier)


JaNein

Ja

Ja

Nein

Nein

Nein

Ja

Nein

Ja

≥ 3 = 2

SignifikanteAusreißer in

den Residuen?

Eliminierungder Ausreißer in den Daten

Nein

Ja

Modell A

verletzt?

1

1

SignifikanteAusreißer in den Daten?

Eliminierungder Ausreißer in den Daten

Start

Nein

Ja

Ja

Nein



wurde die Zielvariable transformiert, wenn die Voraussetzungen der ANOVA nicht

erfüllt waren.

In der Statistik bezieht sich eine Datentransformation auf die Anwendung einer

deterministischen mathematischen Funktion zu jedem Punkt in einem Datensatz,

d. h. jeder Datenpunkt zi ist mit dem transformierten Wert yi = f(zi) ersetzt, wobei f

eine Funktion ist. Transformationen werden in der Regel angewendet, damit die

Daten die Annahmen eines anzuwendenden statistischen Inferenzverfahrens

genauer zu erfüllen scheinen oder um die Interpretierbarkeit oder das Aussehen der

Grafiken zu verbessern (208).

Die logarithmische Funktion mit Box-Cox Optimierung war die für die

Biogasgesamtmengen der meisten Substrate eingesetzte Transformation, mit der die

Anforderungen der ANOVA am besten erfüllt wurden. Wurden dagegen diese

Anforderungen trotz der Ablehnung der Ausreißer und der Transformationen nicht

erfüllt, wurden nicht parametrische Methoden angewandt. Wie Tab. 7.8 darstellt, war

dies bei der Betrachtung der produzierten Biogasgesamtmengen der Substrate

Geflügelschlachtabwasser und Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage der

Fall.

7.3.4.4 Allgemeines zu den Versuchen im Großmaßstab

Bei den Versuchen im Kleinmaßstab wurde durch statistische Analysen nach

signifikanten Differenzen zwischen den produzierten Biogasgesamtmengen, die aus

der Verwendung verschiedener Bioadditive in einem Substrat resultierten, gesucht.

Im Gegensatz dazu wurden die o. g. Analysen bei den Versuchen im Großmaßstab

zur Identifikation signifikanter Differenzen zwischen den Biogasmengen als Folge der

bei einem Substrat unterschiedlichen zugeführten Substratmengen und damit

unterschiedlichen Raumbelastungen und eingesetzten Zuführrhythmen durchgeführt.

Ein Vergleich der erzeugten Biogasmengen der unterschiedlichen Substrate war für

die vorliegende Arbeit nicht relevant, da es sich nicht um die Suche nach dem

optimalen Substrat handelt, sondern nach einem bei jedem Substrat möglichst

optimalen Gärverfahren.

Wie in Kapitel 7.3.2.2 beschrieben, handelte es sich bei jedem dreifachen Versuch

um ein halbkontinuierliches Verfahren, dem wöchentlich oder nach einer bestimmten


Zeit und in Abhängigkeit der erzeugten Biogasmenge die gleiche oder ggf. eine neue

Substratmenge zugeführt wurde damit eine neue Raumbelastung erfolgte. Die so auf

die Biogasmengen sich ergebenden Einflüsse der eingesetzten Substratmengen und

damit der Raumbelastungen können bei jedem Substrat nicht im Einzelnen

betrachtet werden, weil am Ende des Versuches der Einfluss der letzten

verwendeten Substratmenge mit den Einflüssen der vorhergehenden eingesetzten

Substratmengen verbunden war. Somit konnte die bei parametrischen Methoden

etablierte Voraussetzung der Unabhängigkeit bei allen Teilversuchen, die bei

unterschiedlichen Raumbelastungen durchgeführt wurden, nicht gewährleistet bzw.

erfüllt werden. Deshalb wurden hier unterschiedliche nichtparametrische Methoden

verwendet, wie die Tab. 7.8 darstellt. Vor den entsprechenden Analysen wurden bei

den Ergebnissen der Biogasmengen die Ausreißer (atypische Werte) nach

bestimmten statistischen Verfahren identifiziert und bei den Analysen nicht

berücksichtigt.

Die Identifizierung der signifikanten Ausreißer wurde mit den Methoden der

standardisierten Schiefe („Skewness“) und der standisierten Wölbung (Kurtosis)

sowie nach Dixon Test durchgeführt. Gemäß dieser Verfahren soll bei nicht

signifikanten Ausreißern die Beziehung - 2 < standardisierte Schiefe und

standardisierte Wölbung > + 2 eingehalten werden. Der Dixon Test ist ein

Ausreißertest für normalverteilte Daten, der besonders einfach anzuwenden ist.

Dieser Test eignet sich hervorragend für kleinere Stichprobenumfänge (< 30 Proben)

(209) und wurde hier hauptsächlich zur Bestätigung verwendet.

Ergebnisse und Diskussion 129

8 Ergebnisse und Diskussion

Aufgrund des großen Umfangs der Versuchsergebnisse werden im Folgenden nur

die wesentlichen Ergebnisse der Versuche mit Papaya- und Bananenabfällen sowohl

aus den Versuchen im Kleinmaßstab als auch aus denen im Großmaßstab

behandelt. Weitere Ergebnisse dieser sowie weiterer Substrate sind im Anhang

aufgeführt.

8.1 Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab

Die Ergebnisse dieser Reaktoren entsprechen denen der Batchversuche, wobei acht

Varianten (drei Hauptbioadditive und ihre Kombinationen und eine Blindprobe als

Kontrolle ohne Bioadditiv) sowie drei Raumbelastungen (3, 6, 9 g oTS/l) getestet

wurden (siehe Kap. 7.2.3, 7.2.4.1 und 7.3.1). Wie in Kap. 7.3.1 beschrieben wurde,

wurden die Experimente bei thermophilen Temperaturen mit einer konstanten

Durchmischung von 30 1/min durchgeführt. Jeder Versuch wurde dreifach (Triplikate)

durchgeführt, bis keine signifikante Steigerung der Biogasproduktion mehr stattfand.

Dadurch entstanden je nach Substrat unterschiedliche Versuchsdauern.

8.1.1 Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat

8.1.1.1 Anorganische und organische Prozess- und Bewertungsparameter

Wie in Kap. 2.1.1.2 erwähnt, ist die Substratzusammensetzung die maßgebende

Ausgangsgröße für die Biogasproduktion. Die Zusammensetzung der entstehenden

Stoffwechselprodukte ist unmittelbar mit der Zusammensetzung des Substrats

verknüpft (24). Ebenso ist für die Mikroorganismen der Anteil an organischen und

anorganischen Stoffen sowie an Spurenelementen von wichtiger Bedeutung. Eine

Übersicht des Gehalts an organischen Stoffen wie Proteinen, Fetten und

Kohlenhydraten der verwendeten Papaya ist in Tab. 7.2 dargestellt. Kohlenhydrate

sind mit rund 11 Mass.-% nach Wasser ein Hauptbestandteil von Papaya. Der Gehalt

an Ballaststoffen (1,7 Mass.-%) ist höher als der an Protein (0,47 Mass.-%) und Fett

(0,26 Mass.-%). Der theoretische Feststoffgehalt (TS) liegt bei 12 Mass.-%. Im

Rahmen der Versuche wurde jedoch ein TS-Gehalt von 8,83 Mass.-% ermittelt (siehe

Tab. 7.1), was auf den höheren Wassergehalt (91,17 Mass.- %) der verwendeten

Papayas zurückzuführen ist. Wie in Kap. 2.1.1.2 beschrieben, sollte der TS-Gehalt


nach Inden (1977) und Kapp (1984) zit. nach Dauber (1993), sowie nach Kleemann

und Meliß (1993), bei einem Gehalt von 10 Mass.-% liegen. Dieser Wert kann durch

Zugabe von Wasser (21) oder Eindickung eingestellt werden. Wie Tab. 7.5 zeigt,

wurde die maximale Menge an frischer Papaya (bei 9 g oTS/l) von 11,14 g mit

8,83 % TS-Gehalt eingesetzt. Durch die mit destilliertem Wasser eingestellte

Raumbelastung wurde ein TS-Gehalt von ((0,01114 kg x 8,83 % / ρ = 1,028 kg/l) /

0,1 l Füllvolumen) x 100 = 0,96 % erreicht. Somit überschritten weder dieser TS-

Gehalt noch die TS-Gehalte der anderen Versuche mit geringeren Raumbelastungen

(3 und 6 g oTS /l) den Grenzwert von 10 Mass.-%.

Es ist bekannt, dass die Biogasmenge nicht nur von der TS- oder Raumbelastung,

sondern auch von der internen Nährstoffbilanz des vergärenden Substrats abhängt.

Beim Mindestnährstoffverhältnis für die anaerob belebte Biomasse wird der

organische Anteil bzw. der Kohlenstoffanteil als CSB und der anorganische Anteil als

Stickstoff und Phosphor bezeichnet. Für ein kohlenhydrathaltiges Substrat wie

Papaya sollte das Nährstoffverhältnis CSB:N:P, wie in Kapitel 2.1.1.2 beschrieben

wurde, im Bereich von 300:5:1 liegen (15). Nach Beendigung des Versuchs wurden

daher die jeweiligen Parameter CSB, N, P und die im Substrat verbleibende oTS-

Menge als diejenigen Parameter ermittelt, die die intern wichtigsten Bedingungen

bestimmten und auch in deren Abhängigkeit die Biogasmenge produziert wurde.

Aufgrund des großen Umfangs der Proben aller untersuchten Raumbelastungen

wurden nur die Mischproben der mittleren verwendeten Raumbelastung (6 g oTS/l)

nach der Vergärung zur Auswertung ausgewählt. Damit kann eine allgemeine

Übersicht sowohl der Verhältnisse beim Anfahren der Versuche dieser Mischproben

als auch beim Anfahren und nach der Vergärung der Mischproben weiterer

Raumbelastungen (3 und 9 g oTS/l) erstellt werden. In der Tab. 8.1 sind sowohl die

chemisch-physikalischen organischen und anorganischen Summenparameter, das

interne Nährstoffverhältnis, die verbleibende organische Substanz sowie ihr Abbau

als auch die erzeugte Biogasmenge jeder Mischprobe der Raumbelastung von

6 g oTS/l aufgeführt.

Die Mischproben hatten einen CSB von ca. 10.300 bis etwa 14.300 mg/l, einen

Gesamtstickstoff von ca. 130 bis 220 mg/l und einen Phosphorgehalt < 15 mg/l.

Das gewünschte Nährstoffverhältnis war am Ende der Versuche in allen

Mischproben der Papayaabfälle gegeben. Daher kann angenommen werden, dass


auch beim Anfahren dieser Versuche sowie beim Anfahren und nach der Vergärung

der Versuche mit Papayaafällen bei den anderen Raumbelastungen (3 und

9 g oTS/l) kein Mangel an diesen Nährstoffen bei der anaeroben Vergärung bestand.

Tab. 8.1: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditive (Mittelwerte)

Der im Vergleich zu Kohlenhydraten niedrige Gehalt an Proteinen in Papaya ergibt

sich durch einen niedrigen Gesamtstickstoff-Gehalt von ca. 1,5 g/kg in frischem

Substrat (siehe Tab. 7.1). Wäre der gesamte Stickstoffgehalt durch Ammonifikation

(Umwandlung in Ammoniak und Ammonium) rein theoretisch in nur NH4+-N

umgewandelt worden, betrüge der sich ergebende Ammoniumstickstoff jeweils

131,73 mg/l bzw. 222,67 mg/l bei der KTL und der Mischprobe mit dem höchsten

Stickstoffgehalt (PBR). Wie in Kap. 2.1.1.6 beschrieben wurde, hängt nach Kroiss

(1986) und Koster und Lettinga (1983) die Hemmschwelle der NH4+-N-Konzentration

vom pH-Wert und der Temperatur ab. Bei einem pH-Wert von 7,0 und einer

Temperatur von 38⁰ C liegt die Hemmschwelle bei einer NH4+-N-Konzentration von

ca. 4 g/l. Nach anderen Autoren (210), (43), (211) kann jedoch der Grenzwert zur

Hemmung der Methanbakterien ebenso in Abhängigkeit von pH-Wert und

Temperatur noch höher liegen. Nach Schlowin (2009) wirken

Ammoniumkonzentrationen zwischen 2,7 und 10,0 g/l hemmend. Aus diesen

Angaben kann gefolgert werden, dass bei der Vergärung von Papayaabfällen keine

Gefahr der Ammoniumhemmung bestand. Es könnte also die in einem Liter frischer

Papaya vorliegende Stickstoffkonzentration von 1,542 g/l (= 1,5 g/kg x ρ = 1,028 kg/l)

CSB N P

KTL 11.905,56 131,73 4,47 2.760,92 30,68 1,00 4,83 19,54 a

P 10.294,44 133,00 4,90 2.100,77 27,14 1,00 4,92 17,95 a

B 12.627,78 134,80 3,77 3.361,65 36,06 1,00 5,05 15,87 a

R 13.988,89 198,13 14,26 982,77 13,91 1,00 6,19 13,72 a

PB 11.683,33 142,33 5,63 2.074,18 25,30 1,00 5,77 5,49 b

PR 13.850,00 176,73 14,13 977,44 12,50 1,00 5,42 24,54 c

BR 14.322,22 138,60 13,87 1.033,49 10,01 1,00 5,16 28,07 c

PBR 14.238,89 222,67 13,28 1.074,39 16,79 1,00 5,47 23,86 a,c

a-c: Mittelwerte mit ungleichen hochgestellten Buchtaben sind nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

signifikant unterschiedlich mit 95 %-Konfidenz (α = 0,05 %)

Behandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)(mg/l) CSB : N : P

VerhältnisoTS (g/l)


vollständig in Ammonium umgewandelt werden, ohne dass dies zu einer Hemmung

führen würde.

Ebenso kann aufgrund des niedrigen Proteingehalts bei der Vergärung von Papaya

eine Schwefelhemmung ausgeschlossen werden.

Wie die Tab. 7.2 zeigt, sind verschiedene Mineralien in ausreichenden

Konzentrationen in Papaya vorhanden. Damit weist Papaya im Gegensatz zu

Industrieabwässern keine einseitige Zusammensetzung auf. Verschiedene dieser

Mineralien (Fe, Zn, Cu, Mn, und Se) zählen zu den in einem anaeroben Prozess

wichtigsten Spurenelementen, sowohl für den normalen Ablauf von

Lebensvorgängen als auch zum Aufbau von Zellsubstanz. Andere für den anaeroben

Prozess günstige Mineralien bzw. Schwermetalle (I, As, F, W, Mo, Co, Ni, Cr, Pb, Cd

und Hg) sind nach USDA (2011) in Papaya nicht vorhanden.

Andererseits zeigt Tab. 2.9 nach Lindenblatt et al. (2007) verschiedene

Konzentrationen von Schwermetallen, die in Ausgangssubstraten vorliegen können.

Wie bekannt ist, können die Spurenelemente je nach ihren Konzentrationen anstatt

günstig auch schädlich für den anaeroben Prozess wirken. Tab. 12.4 im Anhang B

fasst die für die eingesetzten Substratmengen aller Raumbelastungen

entsprechenden theoretisch nach USDA (2011) und Lindenblatt et al. (2007)

berechneten Konzentrationen an Spurenelementen und Schwermetallen zusammen

und vergleicht sie mit den jeweiligen günstigen und schädlichen Konzentrationen. Bei

den Vergärungsversuchen von Papayaabfällen lagen die berechneten

Spurenelementkonzentrationen von Mn, Zn und Cu im Bereich der jeweiligen für den

anaeroben Prozess günstigen Konzentrationen bzw. unter den jeweiligen

hemmenden Schwellenwerten, während die Konzentrationen anderer

Spurenelemente (Se und Fe - in Tab. 12.4 in grauen „Kästchen“ -) den

entprechenden günstigen Bereich unterschritten. Angesichts der Angaben von

Mudrack und Kunst (1991) kann angenomen werden, dass die Abwesenheit von Ni,

Co, Mo und W im Papayasubstrat sich negativ auf das Wachstum von

Methanbakterien und die Anwesenheit von Mn, Zn, und Cu hingegen sich günstig für

einzelne Gattungen der acetogenen Bakterien auswirkten. Allerdings, wie im

Folgenden näher behandelt wird, verdeutlichen die oTS-Abbauraten und

Biogasmengen bei den Mischproben mit Rumensaft, dass eine mikrobiologische

Aktivität vorlag. Basierend auf den theoretischen Schwermetallkonzentrationen im


Papayasubstrat muss keine schädliche Wirkung bei der Vergärung befürchtet

werden (siehe Tab. 12.4 im Anhang B).

8.1.1.2 Abbauraten der oTS sowie Biogasmengen und -ausbeuten

Hinsichtlich des oTS-Abbaus stellen Tab. 8.1 und Abb. 8.1 die Mittelwerte der

Versuchsergebnisse der Raumbelastung von 6 g oTS/l dar. Die Fehlerbalken wurden

durch die Standardabweichung um den Mittelwert bestimmt.

Man kann erkennen, dass die Bestandteile der organischen Trockensubstanz (Fette,

Proteine und Kohlenhydrate) unterschiedliches Abbauverhalten je nach verwendeten

Bioadditiven aufwiesen. Bei dieser Raumbelastung wurde die

Ausgangskonzentration der oTS beim Anfahren des Prozesses nur in den Proben mit

R durch den oTS-Gehalt des Rumensaftes leicht erhöht. Eine Maßnahme zum

Ausgleich des oTS-Gehalts hätte zu einer Ungleichheit der zuvergärenden

Grundsubstratmenge in den Proben geführt.

Abb. 8.1: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

Während der oTS-Abbau der Mischproben mit Einzelverwendung der Bioadditive (P,

B, R) im Vergleich zu dem der Kontrollversuche (KTL) geringer ausfiel, war bei den

Proben mit kombinierter Verwendung der Bioadditive (PB, PR, BR und PBR) sowohl

ein stärkerer als auch ein geringerer oTS-Abbau zu beobachten. Allerdings sind die

Unterschiede zwischen den oTS-Abbauraten der Proben KTL, P, B und R sowie

zwischen den Proben PR, BR und PBR nicht signifikant (α = 0,05 %) (siehe Tab.

8.1). Mit Ausnahme von PBR dagegen sind die Unterschiede bei den Abbauraten

beider o. g. Probengruppen untereinander sowie im Vergleich mit der von PB

signifikant unterschiedlich (siehe Tab. 8.1 bzw. Abb. 8.1 a). D. h. solange P und B

0

2

4

6

8

10

12

KTL P B R PB PR BR PBR

(ml)

b) Biogas

0

5

10

15

20

25

30

35


%

a) oTS-Abbau


oder beide nicht mit Rumensaft kombiniert sind, haben sie keinen positiven oder

keinen sichtbaren Einfluss auf die Biogasproduktion von Papayaabfällen, weil die

erzeugten und durch acetogene und methanogene Bakterien unverbrauchten

Zwischenprodukte (z. B. Zucker, Aminosäuren und organische Säuren) sich

ansammeln (212) und sie durch die Bestimmung des am Ende des Prozesses

resultierenden oTS-Gehalts mit erfasst werden. Erst wenn die Zwischenprodukte von

methanogenen Mikroorganismen, wie die in Rumensaft vorliegenden, verbraucht

werden, wird der von P und B beinflusste oTS-Abbau auf die Biogasproduktion

ersichtlich.

Die oTS-Abbauraten lagen zwischen 4 und 28 Mass.-%. Obwohl der oTS-Abbau in

den Proben KTL, P und B bei über 15 Mass.-% lag, war die Biogasproduktion

niedrigerer als diejenige der anderen Proben mit oTS-Abbau < 15 Mass.-% (siehe

Abb. 8.1 a und b und Tab. 8.1). Das bestätigt, dass die jeweiligen organischen

Substanzen nur bis zu bestimmten Zwischenprodukten umgewandelt wurden, ohne

weitere Umwandlung in Biogas. Rumenmikroorganismen hingegen verbessern die

Umsetzung der Zwischenprodukte bis hin zu Biogas, was durch die erhöhten

Biogasmengen (siehe Abb. 8.1 b) in den Proben mit Rumensaft verdeutlicht wird (R,

PR, BR, PBR). Außerdem zeigt die Differenz der produzierten Biogasmengen der

Proben PR, BR, PBR und der Probe R, dass die Verwendung von Papain und

Bacillus sp. einen positiven Einfluss auf die Leistung der Rumenmikroorganismen bei

der Vergärung von Papayaabfällen bei der Raumberlastung von 6 g oTS/l hat. D. h.

P und B ergänzen sich mit R im anaeroben Prozess.

Tab. 8.2 zeigt sowohl die Ausgangskonzentrationen der Materialien mit ihren

verwendeten Mengen als auch bei jeder Raumbelastung, die eingesetzten

Bioadditive, die eingesetzten Substrat- und Bioadditivmassen, die jeweiligen

massebezogenen Verhältnisse Bioadditiv zu dem sich ergebenden oTS-Gehalt des

Substrats, das oTS-bezogene Inokulum/Substrat-Verhältnis und die entsprechenden

erzeugten Biogasmengen und –ausbeuten. Bei den Bioadditiven Papain und Bacillus

sp. wurde bei der Berechnung der Bioadditiv/Substrat-Verhältnisse die Masse in g

der Bioadditive durch die Masse in g des bei jeder Raumbelastung ergebenden oTS-

Gehalts des Substrats dividiert, während beim Rumensaft der oTS-Gehalt der

eingesetzten Menge dieses Bioadditives durch den des Substrates dividiert wurde.


Wie Tab. 8.2 auch zeigt, wurde bei den verschiedenen Raumbelastungen die

akkumulierte Biogasmenge der Kontrolle (KTL) von der akkumulierten

Bruttobiogasmenge anderer Mischproben abgezogen, um den biogasbezogenen

Effekt jeder Bioadditivzugabe anhand der resultierenden Nettobiogasmenge zu

verdeutlichen. Die Biogasausbeuten wurden sowohl bezogen auf das zugeführte

Substrat als auch auf die jeweilige Bioadditivzugabe ermittelt. Zur Bestimmung der

substratabhängigen Biogasausbeuten wurden die akkumulierten

Bruttobiogasmengen durch die Massen der zugegebenen oTS-Gehalte des

Substrats dividiert. Zusätzlich wurden bei der Raumbelastung von 6 g oTS/l die durch

den oTS-Abbau erzeugten Biogasausbeuten mittels der Division der

Bruttobiogasmengen durch die jeweiligen Massen der im Prozess abgebauten oTS-

Gehalte berechnet.

Da sowohl Rumensaft als auch das Additiv Bacillus sp. Mikroorganismen in den

anaeroben Prozess einbrachten, bildeten sie bei den Mischproben, bei denen beide

angewandt wurden, das Inokulum des anaeroben Prozesses. Die gesamte Masse

des Inokulums wurde dann durch die Summe der eingebrachten Masse an Bacillus

sp. und des organischen Gehalts des Rumensafts berechnet. Bei jeder untersuchten

Raumbelastung wurde dann mit der jeweiligen Masse an Substrat ein oTS-

bezogenes Inokulum/Substrat-Verhältnis ermittelt. So ergaben sich die oTS-

bezogenen Inokulum/Substrat-Verhältnisse von rund 0,40, 0,20 und 0,10 (siehe Tab.

8.2). Diese Verhältnisse entsprechen in etwa denen von Silva Lopes et al. (2004)

und denen bei den Versuchen von Liu et al. (2009) bei thermophilen Temperaturen.

Volumenbezogen machten sie ca. 13 % des Fermenterfüllvolumens aus, was in dem

von Owen et al. (1975) und Hashimoto (1981) empfohlenen Bereich von 2 bis 67

Vol.-% liegt.


Tab. 8.2: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen

Einheit

mg/l

Bacillus sp. mg/l

Rumensaft g oTS/l

Papaya g oTS/kg Siehe Spalte Substrat

g g oTS S g g P/g oTS S g g B/g oTS S g oTS g oTS R/g oTS S Brutto2) Netto3) ml/g oTS Szu ml/g oTS Sab

Kontrolle (KTL) 3,71 0,30 n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. 0,32 1,07

Papain (P) 3,71 0,30 0,0013 0,0045 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,66 0,34 2,21 257,73 /g Pzu

Bacillus sp. (B) 3,71 0,30 n. a. n. a. 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 0,79 0,47 2,63 7024,79 /g Bzu

Rumensaft (R) 3,71 0,30 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,1177 0,3928 0,3928 6,36 6,04 21,20 51,27 /g oTS Rzu

PB 3,71 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 0,62 0,30 2,08 217,22 /(g P + g B)zu

PR 3,71 0,30 0,0013 0,0045 n. a. n. a. 0,1177 0,3928 0,3928 6,91 6,59 23,07 55,38 /(g P + g oTS R)zu

BR 3,71 0,30 n. a. n. a. 0,0001 0,0002 0,1177 0,3928 0,3930 5,78 5,46 19,29 46,37 /(g B + g oTS R)zu

PBR 3,71 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 0,1177 0,3928 0,3930 6,38 6,06 21,27 50,83 /(g P + g B + g oTS R)zu

Kontrolle (KTL) 7,43 0,60 n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. 0,71 1,18 6,19

Papain (P) 7,43 0,60 0,0013 0,0022 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,17 -0,54 0,28 1,57 -403,70 /g Pzu

Bacillus sp. (B) 7,43 0,60 n. a. n. a. 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,40 -0,31 0,66 4,88 -4698,40 /g Bzu

Rumensaft (R) 7,43 0,60 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,1177 0,1961 0,1961 5,33 4,62 8,87 54,61 39,23 /g oTS Rzu

PB 7,43 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 1,14 0,43 1,90 31,44 306,28 /(g P + g B)zu

PR 7,43 0,60 0,0013 0,0022 n. a. n. a. 0,1177 0,1961 0,1961 8,01 7,30 13,34 45,62 61,31 /(g P + g oTS R)zu

BR 7,43 0,60 n. a. n. a. 0,0001 0,0001 0,1177 0,1961 0,1962 9,38 8,67 15,63 46,66 73,63 /(g B + g oTS R)zu

PBR 7,43 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,1177 0,1961 0,1962 8,64 7,93 14,39 50,48 66,57 /(g P + g B + g oTS R)zu

Kontrolle (KTL) 11,14 0,90 n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. 0,15 0,17

Papain (P) 11,14 0,90 0,0013 0,0015 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,13 -0,02 0,14 -18,25 /g Pzu


Rumensaft (R) 11,14 0,90 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,1177 0,1308 0,1308 1,80 1,65 2,00 13,99 /g oTS Rzu

PB 11,14 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,73 0,58 0,81 412,71 /(g P + g B)zu



PBR 11,14 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,1177 0,1308 0,1309 1,16 1,01 1,29 8,49 /(g P + g B + g oTS R)zu

1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen, 2)Gesamtvolumen jeder Probe, 3)Differenz vom Gesamtvolumen jeder Probe und Gesamtvolumen der KTL, n. a.: nicht anwendbar

Szu: zugegebener Substrat, Sab: abgebauter Substrat, Bioadditivzu: zugegebenes Bioadditiv

verwendete

Menge (ml)Material Konzentration

Papain 200,00

Biogasausbeuten

10,00

17,65

80,80

Papain (P)

ml/g Bioadditivzu

Biogasmenge

mlInokulum

/Substrat

Substrat (S) Bacillus sp. (B) Rumensaft (R)

6,67

6,67

6,67

9,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

3,00

6,00


Wie Abb. 8.2 a darstellt, erhöhten sich die bei thermophilen Temperaturen

gewonnenen oTS-bezogenen Biogasausbeuten mit zunehmendem

Inokulum/Substrat-Verhältnis (bei abnehmender Raumbelastung). Abgesehen von

den Biogasausbeuten der Mischproben B und P bei den Raumbelastungen 6 und 9

g oTS/l, erreichten die Biogasausbeuten der anderen Versuche höhere Werte als

KTL. Sowohl das Maximum als auch die Zuwachsraten der Biogasausbeuten bei

allen Mischproben mit Rumensaft (R, PR, BR und PBR) waren deutlich höher als die

bei den anderen Mischproben.

Abb. 8.2: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 8.3 zeigt die bei jeder verwendeten Raumbelastung und jeder Behandlung

gewonnenen oTS-bezogenen Biogasausbeuten mit ihren prozentualen Differenzen in

Bezug auf die anderen Behandlungen. Damit kann bei jeder Raumbelastung und für

jede verwendete Behandlung ein möglicher Vorteil (positive Werte in Schwarz) oder

Nachteil (negative Werte in Rot) gegenüber den anderen Behandlungen erkannt

werden. Die Tabelle zeigt darüber hinaus, dass die Behandlungen (mit Ausnahme

von P und B) bei den Raumbelastungen 3 und 6 g oTS/l die Biogasausbeute im

Vergleich zu KTL um das bis zu 10-fache erhöhen. Wie Tab. 8.3 auch darstellt, war

der Anstieg der Biogasausbeuten höher als die von Hölker (2007) berichteten

0

10

20

30

40

50

60

70

80

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive

Inokulum/Substrat-Verhältnis(Raumbelastung g oTS/l)

b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Rumensaft (R)

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

5

10

15

20

25

ml

Bio

gas/g

oT

S


a) oTS-bezogene Biogasausbeuten

Kontrolle (KTL)

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R)

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)


30-50 Vol.-% bei Versuchen mit Enzymmischungen aus Pilzen. So erhöhte z. B. der

Einsatz von Papain mit Rumensaft (PR) bei der Raumbelastung von 3 g oTS/l

(Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,40) die Biogasausbeute um 1008,54 Vol.-% im

Vergleich zu PB und um 8,78 und 19,57 Vol.-% im Vergleich zu R bzw. BR, während

die Verwendung von Bacillus sp. mit Rumensaft (BR) bei gleicher Raumbelastung

einen Minderertrag von - 16,37 und - 9,31 Vol.-% gegenüber Papain mit Rumensaft

(PR) bzw. PBR aufwies (siehe Tab. 8.3).

Tab. 8.3: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen

Wie bei Liu et al. (2009) konnte bei den durchgeführten Versuchen beobachtet

werden, dass, mit Ausnahme von KTL, die höchsten oTS-bezogenen

Biogasausbeuten beim höchsten verwendeten Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,40

erzielt wurden. Dies konnte auch bei den Mischproben R, PR, BR und PBR

beobachtet werden (siehe Abb. 8.2 a). Aus diesen Ergebnissen kann geschlossen

bzw. bestätigt werden, dass nur in Kombination der Bioadditive mit Rumensaft diese

ihren positiven Einfluss erzielen können.

Die maximale Biogasausbeute betrug 23,07 ml/g oTSzu bei PR mit dem höchsten

eingesetzten Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40 und bei der niedrigsten

Raumbelastung von 3 g oTS/l (siehe Abb. 8.2 a). Es besteht ein quasi-linearer

Zusammenhang zwischen den Raumbelastungen bzw. den Inokulum/Substrat-

Verhältnissen und den Biogasausbeuten.

Biogasausbeute

ml/g oTS Szu KTL P B R PB PR BR PBR

Kontrolle (KTL) 1,07 - -51,83 -59,46 -94,97 -48,78 -95,38 -94,48 -94,99

Papain (P) 2,21 107,62 - -15,83 -89,56 6,34 -90,41 -88,53 -89,60

Bacillus sp. (B) 2,63 146,67 18,81 - -87,60 26,34 -88,60 -86,37 -87,64

Rumensaft (R) 21,20 1889,52 858,26 706,56 - 919,02 -8,07 9,92 -0,31

PB 2,08 95,24 -5,96 -20,85 -90,19 - -90,98 -89,21 -90,22

PR 23,07 2064,29 942,43 777,41 8,78 1008,54 - 19,57 8,45

BR 19,29 1710,00 771,79 633,78 -9,02 827,07 -16,37 - -9,31

PBR 21,27 1895,71 861,24 709,07 0,31 922,20 -7,79 10,26 -

Kontrolle (KTL) 1,18 - 316,07 79,23 -86,69 -37,70 -91,15 -92,44 -91,80

Papain (P) 0,28 -75,97 - -56,92 -96,80 -85,03 -97,87 -98,18 -98,03

Bacillus sp. (B) 0,66 -44,21 132,14 - -92,58 -65,24 -95,06 -95,78 -95,42

Rumensaft (R) 8,87 651,50 3026,79 1246,92 - 368,18 -33,49 -43,22 -38,35

PB 1,90 60,52 567,86 187,69 -78,64 - -85,79 -87,87 -86,83

PR 13,34 1029,83 4600,89 1925,00 50,34 603,88 - -14,64 -7,31

BR 15,63 1223,61 5407,14 2272,31 76,13 724,60 17,15 - 8,59

PBR 14,39 1118,88 4971,43 2084,62 62,19 659,36 7,88 -7,91 -

Kontrolle (KTL) 0,17 - 19,05 -57,98 -91,55 -79,17 -92,81 -95,61 -86,93

Papain (P) 0,14 -16,00 - -64,71 -92,90 -82,50 -93,96 -96,32 -89,02

Bacillus sp. (B) 0,40 138,00 183,33 - -79,88 -50,42 -82,88 -89,56 -68,89

Rumensaft (R) 2,00 1083,00 1308,33 397,06 - 146,46 -14,89 -48,11 54,64

PB 0,81 380,00 471,43 101,68 -59,43 - -65,47 -78,95 -37,25

PR 2,35 1290,00 1554,76 484,03 17,50 189,58 - -39,04 81,70

BR 3,85 2180,00 2614,29 857,98 92,73 375,00 64,03 - 198,04

PBR 1,29 665,00 810,71 221,43 -35,33 59,38 -44,96 -66,45 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

Behandlung

(Akronym)

1)Raum-

belastung

g oTS/l

3,00

6,00

9,00

Prozentualen Differenzen zwischen den Biogasausbeuten


Die mit steigendem Inokulum/Substrat-Verhältnis zunehmende Biogasausbeute

entspricht den Verhältnissen, die bereits von Hashimoto (1989), Silva Lopes et

al. (2004), Gunaseelan (1995) sowie von Zhou et al. (2011) bei mesophilen

Temperaruren beobachtet wurden. Ebenso stimmt das mit der von Hashimoto (1989)

beobachteten Tatsache überein, dass Inokulum zu Substrat-Verhältnisse < 0,25 die

Biogasausbeute reduzieren, was hier bei den Verhältnissen von ca. 0,20 und 0,10

der Fall war.

Die Reduktion der Biogasausbeute kann mit einer Verminderung des oTS-Abbaus

einhergehen, wie Zhou et al. (2011) bei Inokulum/Substrat-Verhältnissen < 1 und

oTS-Abbauraten < 28 Mass.-% beobachteten. Bei der hier eingesetzten

Raumbelastung von 6 g oTS/l mit einem Inokulum/Substrat-Verhältnis < 0,25 wurden

oTS-Abbauraten < 28 Mass.-% festgestellt (siehe Tab. 8.1). Ebenso können niedrige

Biogasausbeuten aus einer geringen methanogenen Aktivität resultieren, was

unterschiedliche Gründe haben kann. Wie oben beschrieben, wurden bei einer

Raumbelastung von 6 g oTS /l mit den Proben KTL, P und B trotzt höherer oTS-

Abbauraten geringere Biogasmengen und -ausbeuten erzielt. Daraus kann

geschlossen werden, dass entstehende Zwischenprodukte in den Mischproben nicht

weiter umgewandelt werden konnten. Aufgrund der höheren Raumbelastung und

damit eines Überangebotes an Substrat (bei gleichzeitig niedrigeren

Inokulum/Substrat-Verhältnissen) führte das zu einer Anhäufung von

Zwischenprodukten und somit einer Hemmung des Prozesses, da paralell ein

Mangel an weiterabbauenden Mikroorganismen bestand, die diese

Zwischenprodukte in Biogas hätten umwandeln können.

Den im Rahmen dieser Versuche gewonnenen niedrigen Biogasmengen aller

Raumbelastungen kann allerdings ebenso eine niedrige methanogene Aktivität

aufgrund einer geringen Anzahl an Methanbakterien (durch niedrige

Inokulum/Substrat-Verhältnisse) zu Grunde liegen. Dies kann auf die Siebung des

Rumensafts sowie eine nicht optimale Adaptation der Rumensaftbakterien an die

thermophilen Temperaturen zurückgeführt werden. Allerdings zeigen die

gewonnenen Biogasmengen der Versuche, bei denen nach der Vergärung bei 55 ⁰C

Rumenmikroorganismen wie z. B. Bacillus sp. identifiziert wurden, dass verschiedene

Mikroorganismen des Rumensaftes an thermophile Temperaturen adaptiert werden

können (siehe Anhang B Tab. 12.5). Dies zu ermitteln, war eine der Fragestellungen


der vorliegenden Arbeit, was gelungen ist und daher als möglich angenommen

werden kann.

Andererseits werden in der Anaerobtechnik die Gasausbeuten hauptsächlich

bezogen auf die zugeführte oTS ermittelt, ohne zu betrachten, dass beim anaeroben

Prozess häufig organische Rückstände > 10 Mass.-% entstehen, welche nicht in Gas

umgewandelt werden. Wäre die Gasausbeute in Bezug auf die im anaeroben

Prozess abgebaute oTS berechnet, wäre die Gasproduktion auf eine genauere Basis

gelegt. Daher wurden hier (siehe Tab. 8.2) zusätzlich die Biogasausbeuten bei der

Raumbelastung von 6 g oTS/l ebenso auf die abgebaute oTS berechnet.

Die bioadditiv-bezogene Biogasausbeute wurde bei jeder Raumbelastung und jeder

Bioadditivzugabe durch Division der jeweiligen akkumulierten Nettobiogasmenge

durch die verwendete Masse an Bioadditiven berechnet. Wie Tab. 8.2 zeigt, ist

auffällig, dass das Verhalten der Gärversuche ohne Rumensaft (P, B und PB) bei

allen Raumbelastungen und allen Inokulum/Substrat-Verhältnissen sowohl bei

Papayaabfällen als auch bei den anderen Substraten (siehe Kap. 8.2.2 und 1.1)

keine identifizierbare Verhaltensregel (Pattern) aufweist. Daher werden in Abb. 8.2 b

nur die bioadditiv-bezogenen Biogasausbeuten der Mischproben mit Rumensaft (R,

PR, BR und PBR) dargestellt. Abgesehen von der Versuchsreihe R stiegen die

bioadditiv-bezogenen Biogasausbeuten mit zunehmendem Inokulum/Substrat-

Verhältnis bis auf ein Maximum, um bei einer weiteren Steigerung des Verhältnisses

abzusinken. Dieses Verhalten deutet darauf hin, dass sich die enzymatischen

Aktivitätsraten von Papain und Bacillus sp. bei einem Inokulum/Substrat-Verhältnis

von 0,2 und einer Raumbelastung von 6 g oTS/l bei PR, PBR und BR mit den

Aktivitäten der Methanogen annähernd ausgleichen, wobei maximale

Biogasausbeuten von ca. 61, 67 und 74 ml/g Bioadditiv erreicht wurden (siehe Abb.

8.2 b). Danach waren beide Arten von Aktivitäten aufgrund niedrigerer methanogener

Aktivität (mit einer Anhäufung von Zwischenprodukten und Säuren) ungleich, was

einen Rückgang der Biogasausbeute dieser Mischproben (PR, PBR und BR)

verursachte. Bei der Versuchsreihe R kann jedoch kein Rückgang der

Biogasausbeute bei zunehmendem Inokulum/Substrat-Verhältnis beobachtet

werden, sondern lediglich eine Verringerung der Zuwachsrate der bioadditiv-

bezogene Biogasausbeute, wegen nicht proportionaler Biogasproduktion. Wie Abb.


8.2 a zeigt, ist bei R die zweite Zuwachsrate der oTS-bezogenen Biogasausbeute

höher als die erste.

Bei den Gasanalysen ergaben sich leider nicht konsistente und daher nicht

zuverlässige Werte aufgrund der in Kap. 7.3.3 genannten technischen Probleme im

dafür vorgesehenen zweiten Chromatograph (Undichtigkeiten in der Säule und im

Säulenzubehör) sowie aufgrund des manuellen Spritzens der Gasproben (mit evtl.

einhergehender Luftkontamination). Daher kann hier die Gaszusammensetzung nicht

dargestellt werden. Allerdings kann die ermittelte Gaszusammensetzung der

Vergärungsversuche von Papayasubstrat im Mittelmaßstab, welche im Umweltlabor

des Lehrstuhls für Energie- und Umwelttechnik der Lebensmittelindustrie der

TU München durchgeführt wurden, der Orientierung dienen. Wie Tab. 12.3 des

Anhangs A zeigt, ist der durchnittliche Gehalt an CH4 und CO2 45,25 bzw. 37,35 Vol.-

% und an H2 und H2S 537 bzw. 473 ppm.

Abb. 8.3 stellt die Gesamtmengen an Biogas aus den Vergärungsversuchen mit

Papayaabfällen bei den verschiedenen Raumbelastungen dar. Die Gesamtmengen

zeigen den Mittelwert der Triplikate. Die Fehlerbalken wurden durch die

Standardabweichung um den Mittelwert bestimmt.

Ein großer Unterschied lässt sich entsprechend zwischen den Mischproben mit

Rumensaft (R, PR, BR und PBR) und denen ohne Rumensaft (KTL, P, B, und PB)

erkennen. Die produzierten Biogasmengen waren höher bei den Mischproben mit

Rumensaft als bei den anderen ohne Rumensaft.

Die Versuche mit B und P bei verschiedenen Raumbelastungen führten jeweils zu

einer geringeren Biogasproduktion. Ebenso führte die Kombination beider Bioadditive

(PB) zu einer geringeren Biogasmenge.

Bezogen auf die Raumbelastung ist aus Abb. 8.3 auch ersichtlich, dass die

produzierten Biogasmengen der Vergärungsversuche mit 3 g oTS/l und den

Einzelbioadditiven R, B und P höher waren als die mit 6 bzw. 9 g oTS/l. Dabei führte

eine Raumbelastung von 9 g oTS/l zur geringsten Biogasproduktion.

Es ist ebenso zu beobachten, dass bei den kombinierten Bioadditiven (PB, PR, BR

und PBR) die produzierten Biogasmengen bei einer Raumbelastung von 6 g oTS/l

höher waren als bei 3 bzw. 9 g oTS/l. Dabei führten (außer bei PB) diejenigen

Versuche mit 9 g oTS/l zur geringsten Biogasproduktion. Aus diesen zwei


Beobachtungen kann gefolgert werden, dass die optimale Raumbelastung 6 g oTS/l

ist und Raumbelastungen über 6 g oTS/l den Abbauprozess überlasten, was eine

geringere Biogasproduktion zur Folge hat.

Abb. 8.3: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Papayaabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Zusammenfassend scheint die Verwendung von Papain und Bacillus sp. mit

Papayaabfällen keinen Einfluss auf die in diesen Abfällen natürlich vorkommenden

Mikroorganismen und somit auf den Prozess zu haben (vergl. KTL P, B und PB). Ein

offenbar positiver Einfluss wurde hingegen bei den Versuchen mit Rumensaft auf die

Mikroorganismen des Rumensaftes beobachtet (vergl. R mit PR, BR, und PBR bei 6

g oTS/l). Dieser Effekt war nicht deutlich bei einer höheren oTS-Konzentration im

Substrat (vergl. PR, BR und PBR bei 9 oTS/l). Das stimmt mit den Beobachtungen

von Toporek (1984) überein, dass die Reaktionsgeschwindigkeit bei konstanter

Enzymmenge direkt proportional zur Substratkonzentration steigt, bis sie sich bei

einer Maximalgeschwindigkeit stabilisiert. Bei diesem Wert verläuft die Kombination

zwischen den Enzym- und Substratmolekülen in kürzest möglicher Zeit (siehe Kapitel

2.3.1). Bei Bacillus sp. scheint dieser Effekt in der Hydrolyse durch die von den

Mikroorganismen ausgesonderten Enzyme stattzufinden.

Alle diese Unterschiede wurden nach der Signifikanzuntersuchung anschließend

statistisch analysiert (siehe unten).

0

2

4

6

8

10

12

3 g oTS/l 6 g oTS/l 9 g oTS/l

Gesam

tmen

ge

an

Bio

gas (

ml)

Blindprobe (KTL) Papain (P) Bacillus sp. (B) Rumensaft (R) PB PR BR PBR


In Abb. 8.4 wird die jeweilige akkumulierte Biogasproduktion aus den

Vergärungsversuchen bei allen verwendeten Raumbelastungen mit einzelnen oder

kombinierten Bioadditiven über der Zeit dargestellt. Es ist ersichtlich, dass stets die

akkumulierte Biogasproduktion mit Papayaabfällen bei thermophilen Temperaturen

ihren maximalen Wert am vierten Tag erreichte. Das stimmt mit der Aussage von

Kleemann und Meliß (1993) überein, dass thermophile Bakterien eine Faulzeit von

nur 3 bis 10 Tagen benötigen.

Auf den Bildern wird ausserdem deutlich, dass die akkumulierte Biogasproduktion bei

den Vergärungen mit R bei allen verwendeten Raumbelastungen höher war als bei

denen ohne Rumensaft und dass die Verwendung dieses Bioadditivs bei 6 g oTS/l

und teilweise bei 9 g oTS/l die Vergärungskurven in zwei Gruppen aufteilte (die

oberen mit und die unteren ohne R).

Die Methanbakterien sowie die weiteren anaeroben Bakterien wurden dem

anaeroben Prozess hauptsächlich über den Rumensaft zugeführt. Wie oben erwähnt,

stammte der Rumensaft aus dem Pansenmilieu einer Kuh, in dem mesophile

Temperaturen vorherrschen. Dennoch können hier auch die Biogasproduktion und

die Faulzeit als maßgebliche Zeichen zur Toleranz und Anpassung der Bakterien an

die thermophilen Temperaturen genommen werden.

Abb. 8.4: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Papayaabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Akkum

ulie

rte

Bio

gaspro

duktion (m

l)

PBR

PR

R BR

3 g oTS/l

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

PBR

PR

R

BR

9 g oTS/l

PB

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

R KTL P B

PB PR BR PBR

PBR

PR

R

BR

6 g oTS/l

PB

KTL

BP

Zeit (Tage)


8.1.1.3 Ergebnisse der statistischen Analysen der Biogasproduktion der Vergärungsversuche von Papayaabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Die Normalverteilung und die Gleichheit der Varianzen wurden als weitere

Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte verwendet und, wie oben

erwähnt, anhand der Residuen der ANOVA mit der o. g. logarithmischen

Transformation und der Box-Cox Optimierung der Zielvariable graphisch überprüft

(siehe Abb. 8.5).

Abb. 8.5: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Papayaabfällen: a) normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen

Zur Bestätigung der Normalverteilung zeigt Abb. 8.5 a, dass die Residuen sich zu

einer unter Verwendung der kleinsten (Fehler)Quadrate gerechneten oder

bestimmten Kurve annähern, während zur Bestätigung der Gleichheit der Varianzen

(siehe Abb. 8.5 b) zeigt, dass die Residuen als Differenzen zwischen den durch das

Modell A angepassten Werten (prognostizierte Werte) homogen zwischen ± 0,04

verteilt sind. Wurden alle Voraussetzungen der Varianzanalyse erfüllt, wurde die

Analyse mit α = 0,05 durchgeführt.

Tab. 8.4 stellt die Ergebnisse der zweifaktoriellen ANOVA dar. Dabei wurden, wie

oben beschrieben, sowohl der feste Einzeleffekt jedes Faktors (A und B) sowie der

kombinierte Effekt (A*B) beider Faktoren getestet.

Da die Wahrscheinlichkeit (auch Signifikanz oder „p-Value“ genannt) bei den drei

Effekten kleiner als 0,05 ist, haben diese Einzel- und Kombifaktoren einen

signifikanten Effekt auf die abhängige Variable auf dem 95 %-Konfidenzniveau. Mit

anderen Worten ist die Wahrscheinlichkeit gleicher Mittelwerte der produzierten

Biogasmengen aus der Vergärung der Papayaabfälle aller acht betrachteten

Mischproben (mit und ohne Bioadditive) so gering, dass bei diesem Substrat die

Nullhypothesen (H0-a, H0-b und H0-c), denen zufolge kein Unterschied zwischen den

Residuen (ml)

%

-0.037 -0.017 0.003 0.023 0.043

0.115

2050809599

99.9

a)

Prognostisierte Werte (ml)

Resid

uen (

ml) asimetría

curtosis

2.3 2.5 2.7 2.9 3.1 3.3

-0.039

-0.019

0.001

0.021

0.041

b)


Mittelwerten besteht (siehe Kapitel 5.1), zurückgewiesen werden kann. Dies bedeutet

jedoch nicht, dass sich alle Mittelwerte voneinander unterscheiden. Es kann

durchaus sein, dass mehrere Mittelwerte übereinstimmen und nur einer oder wenige

der Gruppenmittelwerte von dem einheitlichen Mittelwert abweichen.

Tab. 8.4: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Papayaabfällen

Um zu bestimmen, welche Mittelwerte sich von den anderen signifikant

unterscheiden, wurden anschließend mehrfachvergleichende Tests für jeden Faktor

und auf verschiedenen Konfidenzniveaus durchgeführt.

Tab. 8.5 zeigt die Ergebnisse dieser Tests mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD

(Least Significant Diffence) Kontrasttest ab dem 95 %-Konfidenzniveau. Die

Mischproben bzw. Gruppen, die sich als homogen erwiesen haben, sind in dieser

Tabelle jeweils mit einem bestimmten Zeichen markiert. So sind hier zwei

unterschiedliche homogene Gruppen mit entweder einem „X“ oder einem „•“

gekennzeichnet.

Tab. 8.5: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

A: Bioadditiv 2,67964 7 0,38281 644,95000 0,00000

B: Raumbelastung 0,63147 2 0,31574 531,95000 0,00000

Interaktion A*B 0,60379 14 0,60379 72,66000 0,00000

Residuen (Fehler) 0,02493 42 0,00059

Gesamt (korrigiert) 4,06291 65Abhängige Variable: Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ =

1,77054)

Quadratsumme

vom Typ III

Mittel der

QuadrateVariationsquelle Signifikanz

df (Freiheitsgrade)

F

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) 2,34437 0,00877 X X X X X X

Papain (P) 2,33681 0,00812 X X X X X X

Bacillus (B) 2,35725 0,00812 X X X X X X

Rumensaft (R) 2,69516 0,00812

PB 2,38940 0,00877 X X

PR 2,77468 0,00877 • • • •BR 2,81245 0,00877 • • • •PBR 2,74859 0,00938 •

Homogene Gruppen*

%-KonfidenzBioadditiv LS Mittelwert LS Sigma (σ)

* Mehrfachvergleiche Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit

Potenz λ = 1,77054). LS: „Least Significant"


Man kann beobachten, dass je höher das Konfidenzniveau ist, desto größer die

homogenen Gruppen sind. Bei einer 95 %-Konfidenz sind z. B. KTL, P und B

homogen, während bei einer 99 %-Konfidenz zusätzlich noch PB dieser Gruppe

angehört. PR, BR und PBR bildeten eine weitere homogene Gruppe, während R sich

als die einzige Mischprobegruppe zeigte, die auf allen Konfidenzniveaus nicht

homogen zu anderen war.

Die Details des LSD-Tests sind der Tab. 8.6 zu entnehmen. Dabei werden die

Ergebnisse der auf mögliche Mittelwertunterschiede der o. g. Konfidenzniveaus

durchgeführten paarweisen Untersuchungen dargestellt. Die Mittelwertunterschiede

zwischen den Paaren innerhalb jeder in Tab. 8.5 dargestellten homogenen Gruppe

wurden hier als nicht signifikant bestätigt und mit einem „•“ gekennzeichnet. So

wurde z. B. die Differenz zwischen dem Mittelwert von KTL und denen von P und B

auf allen Konfidenzniveaus als nicht signifikant bestätigt, da diese auf allen

Konfidenzniveaus zu derselben homogenen Gruppe gehörten. Bei einer 95 %-

Konfidenz (α = 0,05 %) gibt es ein 5 %-iges Risiko zu behaupten, dass sich die

Mittelwerte voneinander unterscheiden, während der wirkliche Unterschied gleich

Null ist.

Tab. 8.6: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,00709 • 0,02412 • 0,02534 • 0,02685 • 0,02891 • 0,03225 • 0,05138

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) -0,01214 • 0,02412 • 0,02534 • 0,02685 • 0,02891 • 0,03225 • 0,05138

Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,34866 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Blindprobe (KTL) - PB -0,04266 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 • 0,05332

Blindprobe (KTL) - PR -0,43286 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

Blindprobe (KTL) - BR -0,47351 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

Blindprobe (KTL) - PBR -0,40503 0,02591 0,02722 0,02884 0,03105 0,03464 0,05519

Papain (P) - Bacillus (B) -0,01924 • 0,02318 • 0,02434 • 0,02580 • 0,02778 • 0,03099 • 0,04937

Papain (P) - Rumensaft (R) -0,35576 0,02318 0,02434 0,02580 0,02778 0,03099 0,04937

Papain (P) - PB -0,04976 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 • 0,05138

Papain (P) - PR -0,43995 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Papain (P) - BR -0,48061 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Papain (P) - PBR -0,41212 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

Bacillus (B) - Rumensaft (R) -0,33652 0,02318 0,02434 0,02580 0,02778 0,03099 0,04937

Bacillus (B) - PB -0,03052 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 • 0,03225 • 0,05138

Bacillus (B) - PR -0,42072 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Bacillus (B) - BR -0,46137 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Bacillus (B) - PBR -0,39289 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

Rumensaft (R) - PB 0,30600 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Rumensaft (R) - PR -0,08419 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Rumensaft (R) - BR -0,12485 0,02412 0,02534 0,02685 0,02891 0,03225 0,05138

Rumensaft (R) - PBR -0,05637 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

PB - PR -0,39019 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

PB - BR -0,43085 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 0,05332

PB - PBR -0,36237 0,02591 0,02722 0,02884 0,03105 0,03464 0,05519

PR - BR -0,04066 0,02503 0,02629 0,02787 0,03000 0,03347 • 0,05332

PR - PBR 0,02783 0,02591 0,02722 • 0,02884 • 0,03105 • 0,03464 • 0,05519

BR - PBR 0,06848 0,02591 0,02722 0,02884 0,03105 0,03464 0,05519

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Vergleich* Differenz

%-Konfidenz

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

* Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,77054)

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t


Ähnlich wie beim Faktor Bioadditiv wurde der LSD-Test auch mit dem zweiten Faktor

Raumbelastung durchgeführt. Tab. 8.7 zeigt die Ergebnisse dieses Tests auf den

gleichen Konfidenzniveaus.

Tab. 8.7: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Die gelisteten Raumbelastungen vertreten jeweils den Mittelwert jeder Gruppe

gleicher Raumbelastung. Es wurde hier bei allen Konfidenzniveaus keine homogene

Gruppe identifiziert, d. h. die Differenzen zwischen den Mittelwerten der einzelnen

Gruppen können signifikant sein. Das wurde durch den nächsten paarweisen

Vergleichstest untersucht.

Die Details des LSD-Tests auf gleichen Konfidenzniveaus mit dem Faktor

Raumbelastung sind in der Tab. 8.8 dargestellt. Dabei werden die Ergebnisse

gezeigt, die aus Untersuchungen hervorgehen, die sich potentiell paarweise in ihren

Mittelwerten unterscheiden.

Tab. 8.8: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Keine Unterschiede wurden hier als nicht signifikant bestätigt, d. h. alle Differenzen

zwischen den Mittelwerten sind signifikant auf den o. g. Konfidenzniveaus. Also

produzierten die drei verwendeten Raumbelastungen signifikant unterschiedliche

Gesamtmengen an Biogas, so dass keine Evidenz vorliegt, um die Nullhypothese

(H0-b) anzunehmen.

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l 2,60628 0,00556

6 g oTS/l 2,65385 0,00497

9 g oTS/l 2,42617 0,00527


Potenz λ = 1,77054). LS: „Least Significant"

Homogene Gruppen*


keine

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,04888 0,01505 0,01581 0,01676 0,01804 0,02013 0,03206

3 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,17884 0,01547 0,01624 0,01722 0,01854 0,02068 0,03294

6 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,22772 0,01463 0,01537 0,01628 0,01753 0,01956 0,03116

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

DifferenzVergleich*

%-Konfidenz

+/-

Limite

* Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,77054)

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite


Die oben dargestellten Vergleichsergebnisse wurden sowohl mit dem SNK-Test als

auch mit dem Ducan Kontrasttest bestätigt (siehe Anhang B).

Unter Einbeziehung der Ergebnisse der Tab. 8.5 (Mehrfachvergleiche mit dem Faktor

Bioadditiv), der Tab. 8.6 (paarweise Vergleiche) und der Tab. 8.7

(Mehrfachvergleiche mit dem Faktor Raumbelastung) sowie denen der

Gesamtbiogasmengen aus Abb. 8.3, kann abgeleitet werden, dass die homogenen

Gruppen der Bioadditive drei verschiedene Biogasmengen bilden. Die homogene

Gruppe KTL, P, B und PB produzierte die geringste Biogasmenge, während R die

mittlere und die homogene Gruppe PR, BR und PBR die größte Menge an Biogas

produzierte. Die Mittelwertunterschiede innerhalb der Gruppen wurden als nicht

signifikant und diejenigen zwischen den Gruppen als signifikant bestätigt. Anhand

der Biogasmengen kann gefolgert werden, dass die homogene Gruppe mit der

höchsten Biogasmenge die vielversprechendste Gruppe für eine großtechnische

Umsetzung ist. Außerdem lässt sich erkennen bzw. bestätigen, dass Papain und

Bacillus sp. die Produktion von Biogas bei der Vergärung von Papayaabfällen erst

erhöhen, wenn jeder oder beide in Kombination mit Rumensaft eingesetzt werden

(PR, BR und PBR). Werden zusätzlich die Raumbelastungen mit einbezogen,

zwischen denen Unterschiede signifikant sind (keine homogene Gruppe), werden die

Mischproben mit PR, BR und PBR und 6 g oTS/l einen deutlich höheren

Biogasertrag bewirken (siehe Abb. 8.3).

8.1.1.4 Ergebnisse der mikrobiologischen Analysen

Die im Anhang B dargestellte Tab. 12.5 zeigt eine Übersicht der Gattungen der

Mikroorganismen, die vor und nach Versuchen bei der Raumbelastung von 6 g oTS/l

und allen verwendeten Substraten bestimmt wurden. Dabei werden zusätzlich die

nach der Vergärung identifizierten Gattungen des reinen Rumensafts gezeigt.

Aufgrund des großen Umfangs von Proben, der Vielfalt der zu findenden

Mikroorganismen und der damit verbundenen umfangreichen und aufwändigen

Arbeit wurden die biologischen Bestimmungen lediglich bis auf die Ebene der

Gattungen der fermentierenden und nicht fermentierenden Mikroorganismen

durchgeführt. Es ist praktisch unmöglich, die Substrate auf alle möglichen Spezies

hin zu analysieren. Daher wurden quantitative und spezifische biochemische

Analysen bis zur Speziesidentifizierung nicht durchgeführt. In den Papayaabfällen


wurden vor der Vergärung mehr als sieben verschiedene Gattungen an

Mikroorganismen identifiziert. Besondere Bakteirengattungen waren dabei gram-

positive Kokken und NFGNB (nicht fermentierende gram-negative Bakterien). Die

gram-positiven Kokken umfassen Gattungen aus zwei Familien, während die NFGNB

Gattungen aus mindestens 15 verschiedenen Familien bestehen. Die Eigenschaften

aller identifizierten Mikroorganismen sind der Tab. 12.6 des Anhangs B zu

entnehmen. Die überwiegenden Gattungen in den Rohsubstraten der Mischproben

waren Enterobacter, Bacillus und Pseudomonaden. Enterobacter kommen in fast

allen Lebensräumen einschließlich des menschlichen Darmes und des

Rinderpansens vor, viele davon sind Zersetzer und wachsen auf toter organischer

Substanz. Wie in Kap. 2.4 beschrieben, sind die Bacillus sp. in der Natur

allgegenwärtig und liegen nach Tab. 12.6 des Anhangs B ebenso im Rumensaft als

Teil der Pansenflora vor. Bei den hier mit der Gattung Bacillus durchgeführten

Versuchen wurden drei Spezies davon zu den jeweiligen Mischproben zugegeben.

Pseudomonaden sind ebenfalls ubiquitär, weil sie gegenüber einer Vielzahl von

physikalischen Bedingungen tolerant sind und einen sich an Umweltanforderungen

anpassenden Organismus haben. Diese Punkte sind Gründe für das häufigere

Vorkommen dieser drei Mikroorganismenarten. Einige Stämme dieser Bakterien

besonders der Pseudomonaden können sowohl bei Menschen als auch bei Pflanzen

und Tieren Erkrankungen verursachen. Obwohl einige der vor den Versuchen mit

Papayaabfällen identifizierten Gattungen relativ temperaturbeständig sind, wie z. B.

Enterobacter, Pseudomonaden und einige gram-positive Kokken (Streptokokken),

wurden alle gefundenen Gattungen mit Ausnahme von Bacillus sp. durch die

thermophile anaerobe Vergärung dieses Substrats eliminiert (siehe Tab. 12.5 des

Anhangs B).

Gemäß der vorliegenden Normen in der EU (Directive 86/278/ECC with Working

Document on Sludge 3rd Draft, ENV.E.3/LM, 2000), in Mexiko (NOM-004-

SEMARNAT-2002) und in den USA (EPA 40 CFR 503) wird Faulschlamm in zwei bis

drei Gruppen unterteilt. Die Kategorisierung hängt in der EU von der Art der

Schlammbehandlung mit Hygieneerwartungen bezogen auf zwei Indikatoren (E. Coli

und Salmonella sp.) ab. In Mexiko und den USA ist nach den neuen Kriterien die

Kategorisierung lediglich von der Konzentration biologischer Indikatoren abhängig.

Diese Indikatoren, die die sanitäre Qualität des Schlammes bestimmen, sind in


Mexiko Fäkalcoliforme, Salmonella sp. und Helmintheneier und in den USA

Fäkalkoliforme und Salmonella sp.

Obwohl in dieser Studie keine Analyse zur Quantifizierung der Mikroorganismen

durchgeführt wurde, konnte beobachtet werden, dass E. Coli, die in den Mischproben

anderer Substrate (Zitrusmischung und Hühnermist) vor der Vergärung identifiziert

wurde, durch den themophilen anaeroben Prozess eliminiert wurde. Salmonella sp.

wurde nicht in den Mischproben der Papayaabfälle sowie in keiner der anderen

Substrate gefunden. Fäkalcoliforme sind eine Untergruppe der coliformen Bakterien,

die die Gattungen Escherichia, Klebsiella, Enterobacter und Citrobacter umfassen

(213). Unter den Fäkalcoliformen befindet sich E. Coli (214), die die größte Spezies

der Fäkalcoliformen ist (215). Wie Tab. 12.6 in Anhang B zeigt, sind sie häufig im

unteren Darm von warmblütigen Organismen zu finden. Das ist die wesentliche

Eigenschaft der Fäkalcoliforme, damit sie sich von den anderen Gruppen

unterscheiden (215). Daher kommen E. Coli in den Fäkalien menschlicher und

tierischer Herkunft oft in großer Zahl, bis zu 109/g, vor (214) und bilden so einen

spezifischen Indikator für andere Pathogene, die ebenso in Fäkalien existieren

können (213). Ihre Anwesenheit ist somit eine effektive Bestätigung fäkaler

Kontamination (216).

Obwohl Fäkalcoliformen in dieser Arbeit nicht bestimmt wurden, kann aufgrund der

o. g. Gründe festgelegt werden, dass, wenn die termophile Vergärung die E. Coli als

spezifischer Indikator dieser Mikroorganismen eliminieren kann, kann von einer

vollständigen Elimination anderer Fäkalcoliforme ausgegangen werden. Gemäß der

UK-Enviroment Agency (EA), (2002) sind die Überlebenseigenschaften und die

Anfälligkeit für Desinfektion von E. Coli ähnlich denen vieler anderer bakterieller

Pathogene, besonders Salmonellen und Shigellen, die sich in temperiertem

Oberflächenwasser oder in behandeltem Wasser nicht vermehren können. Sind

Salmonellen und Shigellen im Substrat vorhanden, kann daher auch bei diesen

Organismen von einer vollständigen Beseitigung ausgegangen werden.

Helmintheneier werden als sehr widerstandsfähige Organismen angesehen, weil sie

mit Chlor, UV-Licht oder Ozon nicht (kostengüngstig) inaktiviert werden können. Sie

können in Nutzpflanzen für 1-2 Monate, im Boden, in frischem Wasser und Abwasser

für mehrere Monate und in Fäkalien, Düngern aus Ausscheidungen und Schlämmen

für mehrere Jahre überleben (217), (218), (219). Diese Resistenz ergibt sich aus der


Zusammensetzung der Eierschale. Diese besteht aus einer variablen Anzahl von

Lagen (3-4 je nach Spezies), die jede einen mechanischen Widerstand und Schutz

vor toxischen Verbindungen wie starken Säuren, Basen, Oxidations-, Reduktions-

und Waschmitteln sowie proteolytischen Substanzen darstellt. Um Helmintheneier zu

inaktivieren, wird empfohlen, entweder die Temperatur zu erhöhen (über 40 °C) oder

die Feuchtigkeit (unter 5 %, TS > 95 %) zu reduzieren oder beides für einen längeren

Zeitraum aufrecht zu erhalten (220). Aufgrund der hohen Temperatur des

thermophilen anaeroben Prozesses (55 °C) kann gefolgert werden, dass die evtl.

vorhandenen Helmitheneier im zu vergärenden Substrat inaktiviert werden. Daher

wurde in dieser Studie keine Quantifizierung von Helmintheneiern durchgeführt.

Von diesen Punkten kann ausgegangen werden, dass die anaerobe Vergärung von

Papayaabfällen in diesem Zusammenhang vielversprechend ist, da die

Hauptindikatororganismen bzw. Krankheitserreger im Rohsubstrat nicht gefunden

oder nach der thermophilen anaeroben Vergärung eliminiert wurden und das Gärgut

dadurch die höchste Kategorisierung aller o. g. Normen und Richtlinien erfüllte. Das

Gärgut ist aus seuchenhygienischer Sicht sicher und kann zur Bodenverbesserung

und in der Landwirtschaft ohne Risiko eingesetzt werden. Diese Ergebnisse

bestätigen die in Kap. 2.7 dargestellten Ergebnisse von Popova und Bolotina (1962)

über die Hygienequalität des Gärgutes als wesentlicher Vorteil des thermophilen

Verfahrens und die Berichte von Buhr und Andrews (1977) über die erhöhte

Abtötungsrate von pathogenen Organismen als bedeutender Vorteil dieses

Prozesses im Hinblick auf die Entsorgung des Gärgutes.

8.1.2 Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat


Eine Übersicht des Gehalts an organischen Stoffen wie Proteinen, Fetten und

Kohlenhydraten der verwendeten Bananen nach USDA (2011) ist in Tab. 7.2

dargestellt. Der im Vergleich zur Theorie niedrige TS-Gehalt von 20,94 Mass.-%

(siehe Tab. 7.1) kann auf den höheren Wassergehalt der verwendeten tropischen

Bananen zurückgeführt werden. Der in Kap. 2.1.1.2 für den anaeroben Prozess

beschriebene TS-Gehalt von bis zu 10 Mass.-% kann durch Zugabe von Wasser (21)

eingestellt werden. Wie Tab. 7.5 zeigt, wurde bei den Versuchen eine maximale

Menge an frischen Bananen (bei 9 g oTS/l) von 4,76 g mit 20,94 % TS-Gehalt

eingesetzt. Durch die mit destilliertem Wasser eingestellte Raumbelastung ist dann


ein TS-Gehalt von ((0,00476 kg x 20,94 % / ρ = 1,0712 kg/l) / 0,1 l Füllvolumen) x

100 = 0,93 % entstanden. Daher überschritten weder dieser noch die anderen zwei

resultierenden TS-Gehalte der kleineren Raumbelastungen (3 und 6 g oTS /l) den

Grenzwert von 10 Mass.-%.

Für ein kohlenhydrathaltiges Substrat wie Bananen sollte das Nährstoffverhältnis

CSB:N:P, wie in Kap. 2.1.1.2 beschrieben wurde, im Bereich von 300:5:1 liegen (15).

Nach Beendigung des Versuchs wurden daher die jeweiligen Paramenter CSB, N, P

und die im Substrat verbleibende oTS-Menge als diejenigen Parameter ermittelt, die

die intern wichtigsten Bedingungen bestimmten und in deren Abhängigkeit die

Biogasmenge auch produziert wurde. Aufgrund des großen Umfangs der Proben

aller untersuchten Raumbelastungen, wurden hier ebenso nur die Mischproben der

mittleren verwendeten Raumbelastung (6 g oTS/l) nach der Vergärung zur

Auswertung ausgewählt. Damit kann eine allgemeine Übersicht sowohl der

Verhältnisse beim Anfahren der Versuche mit diesen Mischproben als auch beim

Anfahren und nach der Vergärung der weiteren Raumbelastungen (3 und 9 g oTS/l)

erstellt werden. In der Tab. 8.9 sind sowohl die chemisch-physikalischen,

organischen und anorganischen Summenparameter, das interne Nährstoffverhältnis,

die verbleibende organische Substanz sowie ihr Abbau als auch die erzeugte

Biogasmenge jeder Mischprobe der ausgewählte Raumbelastung aufgeführt.

Tab. 8.9: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Bananenabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Die Mischproben wiesen einen CSB von ca. 9300 bis etwa 14200 mg/l, einen

Gesamtstickstoff von ca. 70 bis 150 mg/l und einen Phosphorgehalt < 12,5 mg/l auf.

CSB N P

KTL 9.683,33 74,60 4,13 2.369,71 18,24 1,00 4,81 19,77a

P 9.266,67 101,40 3,42 2.718,53 29,74 1,00 5,37 10,53b

B 9.294,44 70,87 3,32 2.855,64 21,84 1,00 5,16 14,04b

R 12.461,11 135,80 11,52 1.082,85 11,80 1,00 4,47 37,78c

PB 9.933,33 89,53 2,84 3.507,91 31,57 1,00 5,17 13,80b

PR 12.405,56 132,80 11,94 1.038,89 11,12 1,00 4,87 32,19c

BR 14.238,89 130,80 12,12 1.175,16 10,80 1,00 4,58 36,14c

PBR 13.933,33 151,60 12,22 1.145,91 12,44 1,00 5,15 28,32c



Verhältnis

CSB : N : P

Behandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)(mg/l)oTS (g/l)


Das gewünschte Nährstoffverhältnis war in allen Mischproben der Bananenabfälle

gegeben. Daraus kann angenommen werden, dass das jeweilige mittlere

Nährstoffverhältnis beim Anfahren dieses Versuches sowie beim Anfahren und nach

der Vergärung der weiteren Versuche mit Bananenabfällen mit den anderen

Raumbelastungen (3 und 9 g oTS/l) ebenso gegeben, d. h. ausgeglichen, war und

daher kein Mangel an diesen Nährstoffen bei der anaeroben Vergärung auftrat.

Der im Vergleich mit Kohlenhydraten kleine Gehalt an Proteinen der Banane bedingt

sich durch einen Gehalt an Gesamtstickstoff von ca. 1,9 g/kg im frischen (siehe Tab.

7.1) und < 155 mg/l im vergorenen Substrat.

Wäre der gesamte Stickstoffgehalt durch Ammonifikation (Umwandlung in Ammoniak

und Ammonium) rein theoretisch in nur NH4+-N umgewandelt worden, betrüge der

sich ergebende Ammoniumstickstoff jeweils 74,60 mg/l bzw. 151,60 mg/l bei der KTL

und der Mischprobe mit dem höchsten Stickstoffgehalt (PBR). Wie im Kap. 2.1.1.6

beschrieben wurde, liegt nach Kroiss (1986) sowie Koster und Lettinga (1983) die

NH4+-N-Hemmschwelle bei ca. 500 mg/l. Je nach pH-Wert und Temperatur gemäß

anderer Autoren (210), (43), (211) liegt die Mindestkonzentration zur Hemmung der

Methanbakterien noch höher. D. h. es bestand bei der Vergärung von

Bananenabfällen keine Gefahr der Ammoniumhemmung. Entsprechend könnte

sogar die in einem Liter frischer Banane vorliegende Stickstoffkonzentration von 2,04

g/l (= 1,9 g/kg x ρ = 1,0712 kg/l) komplett in Ammonium umgewandelt werden, ohne

dass dies zu einer Hemmung führte.

Aufgrund des ebenso niedrigen Gehalts an Proteinen konnte bei der Vergärung von

Bananen eine Schwefelhemmung ausgeschlossen werden.

Wie die Tab. 7.2 zeigt, sind verschiedene Mineralien in ausreichenden

Konzentrationen in Bananen vorhanden. Damit weist die Banane im Gegensatz zu

Industrieabwässern keine einseitige Zusammensetzung auf. Verschiedene von den

in Bananen enthaltenen Mineralien (Fe, Zn, Cu, Mn, Se, und F) zählen zu den in

einem anaeroben Prozess wichtigsten Spurenelementen, sowohl für den normalen

Ablauf von Lebensvorgängen als auch zum Aufbau von Zellsubstanz. Andere für den

anaeroben Prozess günstige Mineralien bzw. Schwermetalle (I, As, W, Mo, Co, Ni,

Cr, Pb, Cd und Hg) sind nach USDA (2011) in Bananen nicht vorhanden.

Tab. 12.4 im Anhang B fasst die für die eingesetzten Bananenmengen aller

Raumbelastungen entsprechenden theoretisch nach USDA (2011) und Lindenblatt et


al. (2007) berechneten Konzentrationen an Spurenelementen und Schwermetallen

zusammen und vergleicht sie mit den jeweiligen für den anaeroben Prozess

günstigen und schädlichen Konzentrationen. Bei Mn, Zn und Cu liegen die jeweiligen

berechneten Konzentrationen im Bereich der entsprechenden günstigen

Konzentration bzw. unter dem jeweiligen hemmenden Schwellenwert, während die

berechneten Konzentrationen anderer Spurenelemente (Se und Fe - in Tab. 12.4 in

grauen „Kästchen“ -) den entprechenden günstigen Bereich unterschritten.

Angesichts der Angaben von Mudrack und Kunst (1991) kann angenomen werden,

dass die Abwesenheit von Ni, Co, Mo und W im Bananensubstrat sich negativ auf

das Wachstum von Methanbakterien und die Anwesenheit von Mn, Zn, und Cu

hingegen sich günstig für einzelne Gattungen der acetogenen Bakterien auswirkten.

Allerdings, wie beim Papayasubstrat, verdeutlichen die oTS-Abbauraten und

Biogasmengen bei den Mischproben mit Rumensaft, dass eine mikrobiologische

Aktivität vorlag. Basierend auf den theoretischen Schwermetallkonzentrationen in

Bananen muss keine schädliche Wirkung bei der Vergärung befürchtet werden

(siehe Tab. 12.4 im Anhang B).

8.1.2.2 Abbauraten der oTS sowie Biogasmengen und -ausbeuten

Tab. 8.9 und Abb. 8.6 stellen die Mittelwerte der Versuchsergebnisse des oTS-

Abbaus der Raumbelastung von 6 g oTS/l dar. Bei dieser Raumbelastung wurde bei

den Bananenvergärungen die Ausgangskonzentration der oTS beim Anfahren des

Prozesses nur in den Proben mit R durch den oTS-Gehalt des Rumensaftes leicht

erhöht. Man kann erkennen, dass die Bestandteile der organischen Trockensubstanz

(Fette, Proteine und Kohlenhydrate) unterschiedliches Abbauverhalten je nach

verwendeten Bioadditiven aufwiesen.

Abgesehen von den Mischproben mit Papain und Bacillus sp. (P, B, PB) waren die

oTS-Abbauraten der anderen Mischproben im Vergleich zu der von der Kontrolle

(KTL) höher. Als gemeinsames Bioadditiv dieser Mischproben wurde der Rumensaft

(R) verwendet. Die Unterschiede zwischen den oTS-Reduktionen der Mischproben

P, B, PB sowie zwischen denen der Mischproben R, PR, BR, PBR sind nicht

signifikant (α = 0,05 %) (siehe Tab. 8.9). Dagegen sind die oTS-Reduktionen

zwischen beiden Gruppen sowie diese im Vergleich zu der von KTL signifikant

unterschiedlich (siehe hochgestellte Buchstaben in Tab. 8.9 und Fehlerbalken in

Abb. 8.6 a). Die Differenz kann auf den Einfluss des Rumensafts zurückgeführt


werden. D. h. solange P oder B oder beides nicht mit Rumensaft verwendet wurden,

haben sie bei der Vergärung von Bananenabfällen keinen positiven oder keinen

sichtbaren Einfluss auf die Biogasmenge, weil die dadurch erzeugten

Zwischenprodukte (dabei Zucker, Aminosäuren und organische Säuren), die

normalerweise von acetogenen und methanogenen Bakterien, wie in Pansen,

abgebaut werden, sich anhäufen (212) und sie am Ende des Prozesses bei der

Bestimmung des sich ergebenden oTS-Gehalts mit erfasst werden. Dagegen wurden

sie bei der Verwendung vom Rumensaft (R, PR, BR, PBR) weiterverbraucht. Der

Einfluss von P und B auf den oTS-Abbau wurde somit erkennbar (siehe Abb. 8.6 a).

Abb. 8.6: Abbau der oTS und erzeugte Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Bananenabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

Der oTS-Gehalt wurde maximal in ca. 38 Mass.-% (bei R) und minimal in ca. 11

Mass.-% (bei P) abgebaut. Obwohl die signifikanten oTS-Reduktionunterschiede

zwischen den o. g. Probengruppen sowie im Vergleich zu der von der KTL nicht so

groß waren, wiesen die jeweiligen Biogasproduktionen gleicher Probengruppen

deutliche Unterschiede auf (siehe Abb. 8.6 a und b). Die Biogasproduktionen der

Mischproben mit Rumensaft (R, PR, BR, PBR) waren höher als diejenigen der

anderen, wobei R die höchste Produktion aufwies. Damit wird auch hier bestätigt,

dass die beim oTS-Abbau produzierten organischen Substanzen bei den

Mischproben ohne Rumensaft nur bis zu bestimmenten Zwischenprodukten

umgewandelt wurden, ohne weitere Umwandlung in Biogas. Im Gegensatz dazu hat

die Anwesenheit von Rumenmikroorganismen in den Mischproben mit Rumensaft

nicht nur beim Abbau des in Bananefrucht enthaltenen Gehaltes an Ballaststoffe

geholfen, sondern durch die höheren Biogasmengen (siehe Abb. 8.6 b) verdeutlicht,

0

5

10

15

20

25

30

35


(ml)

b) Biogas

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45


%

a) oTS-Abbau


dass der Prozess bis zur letzten Phase geführt wurde, in der die Zwischenprodukte

bis zu Biogas umgewandelt wurden.

Obwohl Rumensaft die Verwendung von P und B verbesserte, kann dennoch aus

den Biogasdifferenzen zwischen R und PR, BR, PBR gefolgert werden, dass die

Verwendung von Papain und Bacillus sp. mit Bananenabfällen, im Gegensatz zu der

mit Papayaabfällen, keinen positiven Einfluss auf die Leistung der

Rumenmikroorganismen bewirkte. Weil diese Bioadditive sowohl bei

Einzelverwendung (P, B) als auch in Kombination (PB) oder bei Kombinationen mit

Rumensaft (PR, BR, PBR) die Biogasmengen und –ausbeuten im Vergleich zu

denen der Proben KTL bzw. R verringern (siehe Tab. 8.10 und Abb. 8.6 b), kann

man daraus ableiten, dass sie einen hemmenden Einfluss auf die Vergärung von

Bananenabfällen haben.

Tab. 8.10 zeigt sowohl die Ausgangskonzentrationen der verwendeten Materialien

bei den Versuchen mit Bananenabfällen mit ihren jeweiligen Mengen und

Raumbelastungen, die angewendeten Bioadditive, die eingesetzten Substrat- und

Bioadditivmassen, die jeweiligen massebezogenen Verhältnisse Bioadditiv zu dem

sich ergebenden oTS-Gehalt des Substrats, das oTS-bezogenen Inokulum/Substrat-

Verhältnis sowie die entsprechenden erzeugten Biogasmengen und –ausbeuten. Bei

der Bestimmung der jeweiligen Bioadditiv/Substrat-Verhältnisse sowie bei der

Bildung und Massenberechnung des Inokulums wurde hier genau gleich wie bei den

Versuchen mit Papayaabfällen verfahren (siehe Kap. 8.1.1.1). Für jede untersuchte

Raumbelastung wurde ein oTS-bezogenes Inokulum/Substrat-Verhältnis ermittelt. So

ergaben sich auch die oTS-bezogenen Inokulum/Substrat-Verhältnisse von rund

0,40, 0,20 und 0,10 (siehe Tab. 8.10). Diese Verhältnisse ähneln, wie bei den

Versuchen mit Papayaabfällen, denen von Silva Lopes et al. (2004) und denen bei

den Versuchen von Liu et al. (2009) bei thermophilen Temperaturen.

Volumenbezogen liegen sie mit ca. 13 % des Füllvolumens des Fermenters in dem

von Owen et al. (1975) und Hashimoto (1981) empfohlenen Bereich von 2 bis

67 Vol.-%. Zur Bewertung der Biogasproduktion wurde jedes der akkumulierten

Biogasvolumina (Brutto) nach den gleichen Gesetzen und Bedingungen wie bei den

Versuchen mit Papayaabfällen beschrieben, korrigiert und die Nettobiogasmenge in

gleicher Weise berechnet (Siehe Kap. 8.1.1.2). Tab. 8.10 zeigt die Biogasausbeuten

bezogen auf das zugeführte Substrat, auf die eingesetzten Bioadditive und den

abgebauten oTS-Gehalt.


Tab. 8.10: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen

Einheit

mg/l

Bacillus sp. mg/l

Rumensaft g oTS/l

Bananen g oTS/kg Siehe Spalte Substrat


KTL 1,59 0,30 n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. 5,17 17,21


Bacillus sp. (B) 1,59 0,30 n. a. n. a. 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 2,45 -2,73 8,14 -40871,51 /g Bzu

Rumensaft (R ) 1,59 0,30 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,1177 0,3918 0,3918 16,92 11,74 56,29 99,74 /g oTS Rzu

PB 1,59 0,30 0,0013 0,0044 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 1,29 -3,89 4,28 -2773,86 /(g P + g B)zu



PBR 1,59 0,30 0,0013 0,0044 0,0001 0,0002 0,1177 0,3918 0,3920 4,67 -0,50 15,55 -4,19 /(g P + g B + g oTS R)zu

KTL 3,17 0,60 n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. n. a. 7,01 11,71 59,20



Rumensaft (R ) 3,17 0,60 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,1177 0,1965 0,1965 29,50 22,49 49,24 108,93 190,99 /g oTS Rzu

PB 3,17 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 3,00 -4,01 5,01 39,16 -2862,92 /(g P + g B)zu



PBR 3,17 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,1177 0,1965 0,1966 9,70 2,69 16,19 48,19 22,57 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 4,76 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 1,73 -3,22 1,93 -2297,07 /(g P + g B)zu



PBR 4,76 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,1177 0,1309 0,1310 14,19 9,24 15,77 77,52 /(g P + g B + g oTS R)zu


Material Konzentrationverwendete

Menge (ml)

Papain 200,00

10,00

17,65

189,00

6,67

6,67

6,67

Substrat (S) Papain (P)

3,00


Bacillus sp. (B) Rumensaft (R )Biogasmenge

mlInokulum

/Substrat

6,00

9,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

Biogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu


Abb. 8.7 a stellt die oTS-bezogenen Biogasausbeuten der Vergärung von

Bananenabfällen dar. Abgesehen von der Biogasausbeute der Mischprobe PBR bei

einer Raumbelastung von 9 g oTS/l erreichten die anderen Mischproben mit

Rumensaft (R, PR, BR) bei allen Raumbelastungen höhere Werte als die KTL-Probe.

Außerdem wiesen die Biogasausbeuten bei ansteigendem Inokulum/Substrat-

Verhältnis (bei gleichzeitig abnehmender Raumbelastung) kein lineares Verhalten

auf. Außer der Biogasausbeute der Mischproben PR und BR nahmen die anderen

Biogasausbeuten zu, als das Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,10 auf 0,20 anstieg.

Beim höchsten Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,40 zeigten die Biogasausbeuten

unterschiedliches Verhalten auf. Während die Biogasausbeuten von PB und PBR

abnahmen, stiegen die der anderen Mischproben ohne Linearität weiter an.

Bemerkenswert ist die hohe Zunahme der Biogasausbeute der Mischprobe nur mit

Rumensaft. Ihre Zuwachsrate war wesentlich größer als die der anderen

Mischproben. Sie wies einen parabolischer Trend bei zunehmendem

Inokulum/Substrat-Verhältnis auf (bei gleichzeitig abnehmender Raumbelastung).

Abb. 8.7: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 8.11 stellt die verschiedenen Raumbelastungen und die bei den verschiedenen

Behandlungen gewonnenen oTS-bezogenen Biogasausbeuten gegenüber. Damit

-20

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

220

ml/g

Bio

ad

dit

ive



Rumensaft (R )

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

10

20

30

40

50

60

ml

Bio

gas/g

oT

S



KTL

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R )

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)


können für alle eingesetzten Raumbelastungen Vorteile (siehe positive Werte in

Schwarz) bzw. Nachteile (siehe negative Werte in Rot) jeder Behandlung gegenüber

der Anderen erkannt werden. Aus der Tabelle erschließt sich ebenso, dass im

Vergleich mit der KTL-Probe (abgesehen von PBR) bei einer Raumbelastung von 3

g oTS/ nur die Mischproben mit Rumensaft (R, PR, BR) einen positiven Einfluss

haben. Wie Tab. 8.11 auch zeigt, war der Anstieg der Biogasausbeuten auch hier

höher als um die von Hölker (2007) bei Versuchen mit Enzymmischungen von Pilzen

berichteten 30-50 Vol.-%. Die Verwendung von Rumensaft bei einer Raumbelastung

von 3 g oTS/l (Inokulum/Substrat-Verhältnis von 0,40) erhöhte z. B. die

Biogasausbeute um ca. 103 Prozent im Vergleich mit der von P und PB und um ca.

102 Prozent im Vergleich mit der der anderen Mischproben (B, PR, BR, PBR). Die

Einzelverwendung von Bacillus sp. und Papain hingegen führt bei allen

Raumbelastungen zu geringeren Biogasausbeuten im Vergleich zu den anderen

Mischproben.

Tab. 8.11: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen

Wie Liu et al. (2009) bei ihren Experimenten bei vergleichbaren Temperaturen

beobachteten, wurden außer bei den Versuchsreihen BR und PBR höhere

Biogasausbeuten beim höchsten verwendeten Inokulum/Substrat-Verhältnis (0,40)

erzielt. Aus den Abbildungen kann geschlossen werden, dass sich die

Einzelverwendung von R als positiv erwiesen hat.

Biogasausbeute


KTL 17,21 - 267,17 111,44 -69,42 301,89 -30,07 -39,89 10,68

Papain (P) 4,69 -72,76 - -42,41 -91,67 9,46 -80,95 -83,63 -69,86

Bacillus sp. (B) 8,14 -52,71 73,65 - -85,54 90,07 -66,93 -71,57 -47,66

Rumensaft (R ) 56,29 227,06 1100,86 591,54 - 1214,42 128,71 96,61 261,98

PB 4,28 -75,12 -8,64 -47,39 -92,39 - -82,60 -85,04 -72,46

PR 24,61 43,00 425,05 202,36 -56,28 474,70 - -14,04 58,27

BR 28,63 66,35 510,80 251,74 -49,14 568,56 16,33 - 84,11

PBR 15,55 -9,65 231,75 91,04 -72,37 263,12 -36,82 -45,69 -

KTL 11,71 - 204,49 53,67 -76,23 133,54 -43,04 -52,38 -27,72

Papain (P) 3,84 -67,16 - -49,53 -92,19 -23,30 -81,29 -84,36 -76,26

Bacillus sp. (B) 7,62 -34,92 98,15 - -84,53 51,98 -62,94 -69,01 -52,96

Rumensaft (R ) 49,24 320,65 1180,85 546,40 - 882,37 139,58 100,33 204,05

PB 5,01 -57,18 30,38 -34,20 -89,82 - -75,61 -79,61 -69,05

PR 20,55 75,57 434,61 169,80 -58,26 310,03 - -16,38 26,90

BR 24,58 109,98 539,37 222,67 -50,08 390,37 19,59 - 51,77

PBR 16,19 38,35 321,27 112,60 -67,11 223,10 -21,20 -34,11 -

KTL 5,50 - 525,96 583,82 -80,26 185,53 -76,44 -81,16 -65,10

Papain (P) 0,88 -84,02 - 9,24 -96,85 -54,39 -96,24 -96,99 -94,42

Bacillus sp. (B) 0,80 -85,38 -8,46 - -97,11 -58,25 -96,55 -97,24 -94,90

Rumensaft (R ) 27,88 406,48 3070,38 3363,45 - 1346,14 19,34 -4,56 76,77

PB 1,93 -64,98 119,23 139,50 -93,09 - -91,75 -93,40 -87,78

PR 23,36 324,39 2556,54 2802,10 -16,21 1111,75 - -20,03 48,12

BR 29,21 430,69 3221,92 3528,99 4,78 1415,26 25,05 - 85,22

PBR 15,77 186,51 1693,46 1859,24 -43,43 718,07 -32,49 -46,01 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00


Die maximale Biogasausbeute betrug 56,29 ml/g oTSzu und wurde bei R mit dem

höchsten eingesetzten Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40 und bei der

niedrigsten Raumbelastung von 3 g oTS/l erreicht.

Die Reduktion der Biogasausbeuten kann mit einer Verminderung des oTS-Abbaus

einhergehen. Zhou et al. (2011) beobachteten bei Verhältnissen < 1 oTS-Abbauraten

von < 28 Mass.-%. Bei der hier eingesetzten Raumbelastung von 6 g/l, bei einem

Inokulum/Substrat-Verhältnis < 0,25, wurden aber oTS-Abbauraten < 38 Mass.-%

festgestellt (siehe Tab. 8.9). Wie oben beschrieben wurde, können die niedrigen

Biogasausbeuten in einer geringen methanogenen Aktivität begründet liegen, was

unterschiedliche Ursachen haben kann.

Den bei den Versuchen gewonnenen niedrigen Biogasmengen der unterschiedlichen

Raumbelastungen kann auch eine niedrige methanogene Aktivität wegen einer

geringen Anzahl an Methanbakterien (aufgrund eines niedrigen Inokulum/Substrat-

Verhältnisses) zu Grunde liegen. Dies kann ebenso hier auf die Siebung des

Rumensafts oder auf eine nicht optimale Adaptation der Rumensaftbakterien an die

thermophilen Temperaturen zurückgeführt werden. Allerdings zeigen die durch

Bacillus sp. gewonnenen Biogasmengen (siehe Tab. 12.5), wie bei Papayaabfällen,

dass verschiedene Mikroorganismen des Rumensaftes an die thermophilen

Temperaturen angepasst werden konnten, was ebenso ein zu untersuchendes Ziel

der Arbeit war.

Die bioadditiv-bezogenen Biogasausbeuten wurden für jede Raumbelastung

bezogen auf die jeweilige Nettobiogasmenge berechnet. Tab. 8.10 zeigt, dass bei

den Gärversuchen ohne Rumensaft (P, B und PB) unabhängig von der

Raumbelastung und dem Inokulum/Substrat-Verhältnis bei allen Substraten (siehe

Kap. 8.2.2 und 1.1) keinen identifizierbaren „Pattern“ auftraten. Daher werden in Abb.

8.7 b nur die bioadditivbezogenen Biogasausbeuten der Mischproben mit Rumensaft

(R, PR, BR und PBR) betrachtet. Abgesehen von R nahmen die bioadditiv-

bezogenen Biogasausbeuten mit zunehmendem Inokulum/Substrat-Verhältnis ab.

Daraus kann gefolgert bzw. bestätigt werden, dass die enzymatische Aktivität von

Papain und Bacillus sp. sich bei allen Inokulum/Substrat-Verhältnissen hemmend für

die methanogene Aktivität auswirkte, während Rumensaft einen Ausgleich der

enzymatischen und methanogenen Aktivitäten bei einer Raumbelastung von


6 g oTS/l bewirkte, wobei das Maximum der bioadditiv-bezogenen Biogasausbeute

bei ca. 191 ml/g Bioadditiv lag. Danach war sie aufgrund niedrigerer methanogener

Aktivität (bei gleichzeitiger Anhäufung von Zwischenprodukten und Säuren) ungleich,

was einen Rückgang der Biogasausbeute verursachte. Die Produktionsraten der

oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Mischprobe R und allen Raumbelastungen

sind ebenso höher als die der anderen Mischproben (siehe Abb. 8.7 a).

Abb. 8.8 stellt die produzierte Gesamtmengen an Biogas aus den

Vergärungsversuchen mit Bananenabfällen bei allen Raumbelastungen dar. Die

Gesamtmengen zeigen den Mittelwert der Triplikate.

Ähnlich wie bei den Papayaabfällen waren die Biogasmengen höher, wenn

Rumensaft in den Mischproben verwendet wurde. Entsprechend ist ein großer

Unterschied zwischen den Mischproben mit R (Gruppen R, PR, BR und PRB) und

denen ohne R (Gruppen KTL, P, B und PB) zu beobachten.

Die Einzelverwendung von B und P bei den Vergärungen mit den verschiedenen

Raumbelastungen konnte die produzierten Biogasmengen kaum steigern. Ebenso

hat die Kombination PB nur wenig Biogas erzeugt.

Bezogen auf die Raumbelastung ist aus Abb. 8.8 auch ersichtlich, dass die

Biogasmengen der Vergärung mit 6 g oTS/l und den Einzelbioadditiven R, B und P

und ebenso mit PB höher als die ihrer Vergleichsgruppen mit 3 bzw. 9 g oTS/l waren.

Dabei erzeugten (außer PB) diejenigen mit 9 g oTS/l die geringsten Biogasmengen.

Es ist ebenso zu beobachten, dass die Biogasmengen von den Vergärungen mit

9 g oTS/l und den kombinierten Bioadditiven (PR, BR und PBR außer PB) höher als

von den Vergärungen mit 3 bzw. 6 g oTS/l waren. Dabei erzeugten diejenigen mit

6 g oTS/l die mittleren und die mit 3 g oTS/l die geringsten Biogasmengen.

Hier kann ebenso beobachtet werden, dass die Verwendung von Papain und Bacillus

sp. bei der Vergärung von Bananenabfällen eine hemmende Wirkung sowohl für die

in diesen Abfällen natürlich vorkommenden Mikroorganismen (vergl. KTL mit B und

P) als auch die Mikroorganismen des Rumensafts (vergl. R mit PR, BR, und PBR)

hat. Dieser Effekt ist umso stärker je niedriger die oTS-Konzentration des Substrats

ist (vergl. PR, BR und PBR). Wie in Kapitel 2.3.1 erwähnt wurde, ist nach Toporek

(1984) die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion direkt proportional zur

Konzentration der Enzyme, d. h. je höher das Enzymmolekül/Substratmolekül-

Verhältnis ist, umso höher ist die Wahrscheinlichkeit eines Kontaktes zwischen den


beiden Molekülen. Im Rahmen der Versuche mit Bananenabfällen wurde jedoch

sowohl für das Enzym Papain als auch für Bacillus sp. das Gegenteil beobachtet.

Alle diese Unterschiede wurden ebenso mit Hilfe von Signifikanzuntersuchungen

analysiert (siehe unten).

Abb. 8.8: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Bananenabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

In Abb. 8.9 wird jeweilig die über die Zeit akkumulierte Biogasproduktion aus den

Gärungsversuchen bei den verwendeten Raumbelastungen mit einzelnen oder

kombinierten Bioadditiven dargestellt. Es ist ersichtlich, dass die Biogasproduktion

von Bananenabfällen bei thermophilen Temperaturen rapide zunahm und bei allen

Mischproben sowie Raumbelastungen ihr Maximium am fünften Tag erreichte. Im

Vergleich zu den Versuchen mit Papayaabfällen war dieser Zeitraum um einen Tag

länger. Jedoch stimmen diese Ergebnisse mit der Aussage von Kleemann und Meliß

(1993) überein, dass thermophile Bakterien lediglich eine Faulzeit von 3 bis 10

Tagen benötigen.

Aus den drei Diagrammen in Abb. 8.9 wird deutlich, dass die akkumulierte

Biogasproduktion der Vergärung nur mit R, ebenso wie die Biogasproduktionen der

mit R kombinierten Additive bei allen verwendeten Raumbelastungen die höchste

war. Wie Tab. 7.2 vom Kapitel 7.2.1 zeigt, handelt es sich bei Bananen um ein

kohlenhydrathaltiges Material, in dem mehr Zucker und Stärke vorhanden sind. Darin

0

5

10

15

20

25

30

35

40


Gesam

tmen

ge

an

Bio

gas (

ml)



könnte auch der Grund der höheren Biogasproduktion im Vergleich zu den

Versuchen mit Papayaabfällen liegen.

Abb. 8.9: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Bananenabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Die steigende Biogasproduktion bei kürzerer Faulzeit könnte ebenso als

maßgebliches Zeichen zur Toleranz und Anpassung der Bakterien an die

thermophilen Temperaturen bei der Vergärung von Bananenabfällen genommen

werden.

8.1.2.3 Ergebnisse der statistischen Analysen der Biogasproduktion der Vergärungsversuche von Bananenabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Für die Überprüfung der Zielvariablen wurden ebenso die Normalverteilung und die

Gleichheit der Varianzen als Voraussetzungen für den Vergleich der

Biogasmittelwerte anhand der Residuen der ANOVA mit der o. g. logarithmischen

Transformation und der Box-Cox Optimierung eingesetzt, und diese wurden auch

erfüllt (siehe Abb. 8.10).

Zur Bestätigung der Normalverteilung zeigt Abb. 8.10 a, dass sich die Residuen einer

unter der Verwendung der kleinsten (Fehler)Quadrate gerechneten oder bestimmten

Kurve annähern. Gleichzeitig zeigt sich als Bestätigung der Gleichheit der Varianzen

Abb. 8.10 b, dass die Residuen als Differenzen zwischen den durch das Modell A

angepassten Werten (prognostizierte Werte) homogen zwischen 0,20 und – 0,20

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Akku

mu

liert

e B

iog

asp

rod

uktio

n (m

l)

PBR

PR

R

BR

3 g oTS/l

PB

KTL

B

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3 4 5 6 7 8 9

CTL P B R

PB PR BR PBR

PBR

PR

R

BR

6 g oTS/l

PB

KTL

B

P

Zeit (Tage)

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3 4 5 6 7 8 9

PBR

PR

R

BR

9 g oTS/l

PB

KTL


verteilt sind. Wurden alle Voraussetzungen der Varianzanalyse erfüllt, wurde die

Analyse mit α = 0,05 durchgeführt.

Abb. 8.10: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Bananenabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen

Tab. 8.12 stellt die Ergebnisse der zweifaktoriellen ANOVA dar. Dabei wurden, wie

oben beschrieben, sowohl der feste Einzeleffekt jedes Faktors (A und B) sowie der

kombinierte Effekt (A*B) der beiden Faktoren getestet. Da die Signifikanz bei den

drei Effekten kleiner als 0,05 ist, haben diese Einzel- und Kombifaktoren einen

signifikanten Effekt für die abhängige Variable auf dem 95 %-Konfidenzniveau. Mit

anderen Worten ist die Wahrscheinlichkeit gleicher Mittelwerte der Biogasmengen

aus der Vergärung mit Bananenabfällen in allen acht betrachteten Mischproben (mit

und ohne Bioadditive) so gering, dass bei diesem Substrat die Nullhypothesen (H0-a,

H0-b und H0-c), denen zufolge kein Unterschied zwischen den Mittelwerten besteht

(siehe Kapitel 5.1), zurückgewiesen werden kann. Dies bedeutet jedoch nicht, dass

sich alle Mittelwerte voneinander unterscheiden. Es kann durchaus sein, dass

mehrere Mittelwerte übereinstimmen und nur einer oder wenige der

Gruppenmittelwerte von dem einheitlichen Mittelwert abweichen.

Tab. 8.12: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Bananenabfällen

Residuen (ml)

%

-0.15 -0.05 0.05 0.15 0.25

0.115

2050809599

99.9

Prognostizierte Werte (ml)

Resid

uen (

ml)

2.3 2.6 2.9 3.2 3.5 3.8

-0.19

-0.09

0.01

0.11

0.21

a) b)

F Signifikanz

A: Bioadditiv 9,83311 7 1,40473 266,59000 0,00000

B: Raumbelastung 0,66246 2 0,33123 62,86000 0,00000

Interaktion A*B 1,03753 14 0,07411 14,06000 0,00000

Residuen (Fehler) 0,24239 46 0,00527

Gesamt (korrigiert) 11,58690 69

VariationsquelleQuadratsumme

vom Typ III

df (Freiheitsgrade)

mittlere

Quadratsumme

Abhängige Variable: Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz

λ = - 0,43443)


Um zu bestimmen, welche Mittelwerte sich von den anderen signifikant

unterscheiden, wurden dann mehrfachvergleichende Tests für jeden Faktor auf

verschiedenen Konfidenzniveaus durchgeführt.

Tab. 8.13 zeigt die Ergebnisse dieser Tests mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD

Kontrasttest ab dem 95 %-Konfidenzniveau. Die Mischproben bzw. Gruppen, die sich

als homogen erwiesen haben, sind in der Tabelle jeweils mit einem bestimmten

Zeichen markiert. So sind auch hier zwei unterschiedliche homogene Gruppen mit

jeweils einem „X“ und einem „•“ gekennzeichnet.

Tab. 8.13: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Man kann beobachten, dass je höher das Konfidenzniveau ist (dabei niedriger α),

desto mehr homogene Gruppen entstehen. Zwischen den 95 % und 98 %-

Konfidenzniveaus sind z. B. P, B, PB homogen und oberhalb des 99 %-

Konfidenzniveau wurden PR und BR als neue homogene Gruppe identifiziert. Alle

Mitglieder dieser Gruppen wurden mit Papain und Bacillus sp. angeimpft, die, wie

oben erwähnt, eine Hemmwirkung zu haben scheinen. KTL, R und PBR haben sich

auf allen Konfidenzniveaus als die von den anderen Gruppen unabhängige

Mischprobengruppen gezeigt.

Die Details des LSD-Tests sind der Tab. 8.14 zu entnehmen. Dabei werden die

Ergebnisse gezeigt, die aus Untersuchungen bei verschiedenen Konfidenzniveaus

hervorgehen und die sich potentiell paarweise in ihren Mittelwerten unterscheiden.

Die Mittelwertunterschiede zwischen den Paaren innerhalb jeder in Tab. 8.13

dargestellten homogenen Gruppe wurden hier als nicht signifikant bestätigt und mit

einem „•“ gekennzeichnet.

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) 2,78403 0,02614

Papain (P) 2,44975 0,02420 X X X X X X


Rumensaft (R) 3,55998 0,02420

PB 2,49663 0,02420 X X X X X X

PR 3,16909 0,02420 • •BR 3,27625 0,02614 • •PBR 2,97963 0,02420

Homogene Gruppen*

Bioadditiv LS Mittelwert LS Sigma (σ)


Potenz λ = -0,43443). LS: „Least Significant"

%-Konfidenz


So wird z. B. die Differenz zwischen dem Mittelwert von P und dem jeweiligen von

PB als nicht signifikant bestätigt, da diese bei allen Konfidenzniveaus zu derselben

homogenen Gruppe gehören. Bei 95 %-Konfidenz (α = 0,05 %) gibt es ein 5 %-iges

Risiko zu behaupten, dass die Paare der Mittelwerte sich voneinander

unterscheiden, wenn der wirkliche Unterschied gleich Null ist.

Tab. 8.14: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Ähnlich wie beim Faktor Bioadditiv wurde der LSD-Test mit dem zweiten Faktor

Raumbelastung durchgeführt. Tab. 8.15 zeigt die Ergebnisse dieses Tests auf den

gleichen Konfidenzniveaus mit der Raumbelastung als Faktor. Die gelisteten

Raumbelastungen vertreten jeweils den Mittelwert jeder Gruppe gleicher

Raumbelastungen. Es wurden hier bei allen Konfidenzniveaus nur eine homogene

Gruppe mit zwei Mitgliedern (6 und 9 goTS/l) identifiziert, d. h. die Differenzen in

dieser Gruppe können nicht signifikant und diejenigen mit der anderer Gruppe (3

oTS/l) signifikant sein. Das wurde durch den nächsten paarweisen Vergleichstest

untersucht.

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,38371 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,27878 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173


Blindprobe (KTL) - PB 0,32549 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173




Papain (P) - Bacillus (B) -0,10493 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 • 0,14578


Papain (P) - PB -0,05822 • 0,06888 • 0,07233 • 0,07663 • 0,08248 • 0,09195 • 0,14578

Papain (P) - PR -0,75120 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

Papain (P) - BR -0,84224 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173

Papain (P) - PBR -0,57890 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578


Bacillus (B) - PB 0,04671 • 0,06888 • 0,07233 • 0,07663 • 0,08248 • 0,09195 • 0,14578

Bacillus (B) - PR -0,64627 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

Bacillus (B) - BR -0,73731 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173

Bacillus (B) - PBR -0,47397 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

Rumensaft (R) - PB 1,00574 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

Rumensaft (R) - PR 0,31277 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

Rumensaft (R) - BR 0,22173 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173

Rumensaft (R) - PBR 0,48506 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

PB - PR -0,69298 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

PB - BR -0,78402 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173

PB - PBR -0,52068 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

PR - BR -0,09104 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 • 0,09570 • 0,15173

PR - PBR 0,17230 0,06888 0,07233 0,07663 0,08248 0,09195 0,14578

BR - PBR 0,26334 0,07169 0,07528 0,07976 0,08584 0,09570 0,15173* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = -0,43443)

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

%-Konfidenz


Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


Die Details des LSD-Tests bei gleichen Konfidenznieveaus mit dem Faktor

Raumbelastung sind in der Tab. 8.16 dargestellt. Dabei werden die Ergebnisse

gezeigt, die aus Untersuchungen bei verschiedenen Konfidenzniveaus hervorgehen

und die sich potentiell paarweise in ihren Mittelwerten unterscheiden.

Tab. 8.15: Mehrfachvergleiche: LSD-Kontrasttest nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Bananenabfällen

Die Unterschiede zwischen der homogenen Gruppe wurden hier als nicht signifikant

auf allen Konfidenzniveaus bestätigt, während sich die Unterschiede zwischen den

homogenen und den nicht homogenen Gruppen als signifikant erwiesen. Mit anderen

Worten produzierten die drei verwendeten Raumbelastungen signifikant

unterschiedliche Biogasgesamtmengen, so dass die Nullhypothese (H0-b)

zurückgewiesen werden kann.

Tab. 8.16: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Die oben dargestellten Vergleichsergebnisse wurden sowohl nach dem SNK-Test als

auch dem Ducan Kontrasttest bestätigt (siehe Anhang B).

Unter Einbeziehung der Ergebnisse der Tab. 8.13 (Mehrfachvergleiche mit dem

Faktor Bioadditiv), der Tab. 8.14 (paarweise Vergleiche) und der Tab. 8.15

(Mehrfachvergleiche mit dem Faktor Raumbelastung) mit denen der

Gesamtbiogasmengen aus Abb. 8.8, ergibt sich, dass die Biogasmengen innerhalb

der zwei homogenen Gruppen (P, B, PB bzw. PR und BR) keine signifikanten

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l 2,73988 0,01482

6 g oTS/l 2,95140 0,01482 X X X X X X

9 g oTS/l 2,92870 0,01572 X X X X X X

Bioadditiv LS Mittelwert LS Sigma (σ)Homogene Gruppen*

%-Konfidenz


Potenz λ = -0,43443). LS: „Least Significant"

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,21497 0,04218 0,04429 0,04693 0,05051 0,05631 0,08927

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,19297 0,04348 0,04565 0,04837 0,05206 0,05804 0,09202

6 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,02200 • 0,04348 • 0,04565 • 0,04837 • 0,05206 • 0,05804 • 0,09202

* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = -0,43443)

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


Unterschiede aufweisen. Hingegen weisen die Biogasmegen der nicht homogenen

Mischungen (KTL, R und PBR) sowie diese im Vergleich zu jeder Mischung der zwei

o. g. homogenen Gruppen signifikante Unterschiede auf, wobei hinsichtlich des

Biogasvolumens R die Vielversprechendste ist. Wird zusätzlich die Raumbelastung

betrachtet, liegen die Biogasmengen bei R mit 6 oder 9 g oTS/l am höchsten (siehe

Abb. 8.8), und zwischen diesen beiden gibt es keinen signifikanten Unterschied.

Aus den Biogasmengen kann man auch folgern und bestätigen, dass Papain und

Bacillus sp. bei der Vergärung von Bananenabfällen einen hemmenden Einfluss

haben, da beide die produzierten Biogasmengen verringerten (siehe Abb. 8.8), wenn

sie einzeln oder beide in Kombination mit Rumensaft eingesetzt wurden (PR, BR und

PBR). Obwohl die Bananenabfälle einen höheren Proteingehalt als Papayaabfälle

haben (siehe Tab. 7.2), war der negative Effekt von Papain umso stärker je niedriger

die Konzentration der Bananenabfälle war.

8.1.2.4 Ergebnisse der mikrobiologischen Analysen

Eine Übersicht der Gattungen der Mikroorganismen, die vor und nach den

Vergärungen der Bananenabfälle bei einer Raumbelastung von 6 g oTS/l und allen

Behandlungen bestimmt wurden, ist in Tab. 12.5 des Anhangs B dargestellt. Der

Grund der bis auf die Ebene der Gattungen durchgeführten Analyse wurden bei

Papayaabfällen in Kap. 8.1.1.4 dargestellt.

Wie Tab. 12.5 des Anhangs B zeigt, wurden bei Bananenabfällen mehr als sechs

verschiedene Gattungen vor der Vergärung identifiziert. Eine besondere

Bakteriengruppe waren dabei die NFGNB (nicht fermentierende Gram-negative

Bakterien), die Gattungen aus mindestens 15 verschiedenen Familien umfassen.

Ausführliche Eigenschaften aller identifizierten Mikroorganismen sind der Tab. 12.6

des Anhangs B zu entnehmen. Die überwiegenden Gattungen in den Rohsubstraten

der Mischproben waren Pseudomonaden, Klebsiella und Enterobacter.

Pseudomonaden und Klebsiella sind in der Natur allgegenwärtig, während

Enterobacter in vielen Lebensräumen einschließlich des menschlichen Darmes und

des Rinderpansens vorkommen. Das Besondere an diesen Mikroorganismen ist bei

Pseudomonaden Toleranz und Anpassungsfähigkeit an eine Vielzahl von

physikalischen Bedingungen, bei Klebsiella ihr Wachstum in Obst und Gemüse und

bei Enterobacter ihre Zersetzungsfähigkeit und das Wachstum auf toter organischer


Substanz. Daraus kann gefolgert werden, dass eine erhöhte Anzahl dieser drei

Mikroorganismenarten in den Bananenabfällen vorliegt. Außerdem kann die

Allgegenwärtigkeit der Bacillus sp. ein Grund für ihre Identifizierung vor der

Vergärung in der Mischprobe KTL der Bananenabfällen sein, obwohl keine Zugabe

dieser Mikroorganismen stattfand.

Wie Tab. 12.5 des Anhangs B zeigt, wurden die hier identifizierten

temperaturbeständigen Mikroorganismen (Enterobacter und Pseudomonaden) mit

Ausnahme von Enterobacter bei PBR durch die thermophile anaerobe Vergärung

von Bananenabfällen eliminiert. Die bei PBR nach der Vergärung identifizierten

Enterobacter sp. waren sehr resistente Spezies, allerdings lag auch die Aktivität des

anaeroben Prozesses bei PBR sehr niedrig (siehe Abb. 8.7 a und b), was ein

möglicher Grund für die unvollständige Abtötung der Enterobacter sein kann.

Wie in Kap. 8.1.1.4 bei Papayaabfällen beschrieben wurde, stellen die vorliegenden

Normen in der EU, Mexiko und USA eine Kategorisierung bezüglich der Qualität des

Faulschlammes im Hinblick auf seine Verwertung bzw. Entsorgung dar, wobei die

biologischen Kontaminationsindikatoren E. Coli, Salmonella sp. Fäkalcoliforme und

Hemintheneier einbezogen werden.

Wie Tab. 12.5 des Anhangs B zeigt, wurden E. Coli und Salmonella sp. vor und nach

den Vergärungen der Bananenabfälle nicht gefunden. In den Bananenabfällen wurde

E. Coli im Gegensatz zu anderen Substraten (Zitrusmischung und Hühnermist) vor

den Versuchen nicht gefunden. Sie wurden aber durch die themophile Vergärung

dieser Substrate eliminiert. E. Coli ist die zahlenmäßig größte Spezies der

Fäkalcoliformen und wird daher als spezifischer Indikator anderer Pathogene und

fäkaler Kontamination verwendet (213), (216). Obwohl die Bananenabfälle nicht auf

Fäkalcoliforme hin untersucht wurden, könnte aus der Elimination von E. Coli

gefolgert werden, dass wenn andere Fäkalcoliforme in den Bananenabfällen

vorhanden gewesen wären, sie ebenso abgetötet worden wären. Das gleiche kann

man bei Salmonelle und Shigellen folgern, da sie ähnliche Überlebenseigenschaften

und Anfälligkeiten für Desinfektion wie E. Coli haben, wie EA (2002) berichtete.

Helmintheneier werden, wie oben beschrieben, nach Jimenez-Cisneros (2008) bei

Temperaturen über 40 °C inaktiviert. Aufgrund der hohen Temperatur des

thermophilen anaeroben Vergärungsprozesses (55 °C) von Bananenabfällen kann


daraus geschlossen werden, dass die evtl. vorhandenen Helmitheneier durch die

thermophile Fermentation inaktiviert wurden. Daher war hier auch keine

Quantifizierung der Helmintheneier erforderlich.

Die Ergebnisse mit Bananenabfällen sind daher vielversprechend, da die

Hauptindikatororganismen bzw. Krankheitserreger im Rohsubstrat nicht gefunden

oder nach dem thermophilen Prozess eliminiert wurden und das Gärgut dadurch die

höchste Kategorisierung aller o. g. Normen und Richtlinien erfüllt. So erwies sich

auch die Wirksamkeit des thermophilen anaeroben Prozesses mit Bananenabfällen

als Substrat in der Eliminierung von Pathogenen und Krankheitserrergern. Das

Gärgut ist daher ebenfalls seuchenhygienisch sicher und kann als Bodenverbesserer

bzw. in der Landwirtschaft ohne Risiko eingesetzt werden. Wie bei Papayaabfällen

bestätigen diese Ergebnisse ebenso die im Kap. 2.7 dargestellten Berichte von

Popova und Bolotina (1962) und von Buhr und Andrews (1977).

8.2 Ergebnisse der Versuche im Großmaßstab

In Kap. 7.3.2 wurde die Ausführung dieser Versuche behandelt. Nach der jeweiligen

Anfahrphase und dem Erreichen eines „steady-state“, d. h. eines stabilen Zustandes,

der hier durch eine kontinuierliche Biogasproduktion und relativ konstante Werte der

Prozess- und Bewertungsparameter gekennzeichnet war, wurde eine 7-wöchige

Untersuchungsphase durchgeführt. Allerdings wurde bis zur zwölften Woche bei

allen untersuchten Abfallsubstraten zur Kenntnis des weiteren Verhaltens der

Biogasproduktion die Beschickung mit der letzten den Reaktoren gegebenen

Substratmenge (damit der letzten einhergehenden Raumbelastung) weiter

durchgeführt, außerdem wurden einige Feldparameter (Biogasmenge und

Temperatur) weiter gemessen.

Mit Ausnahme vom pH-Wert, dem Redoxpotential (ORP) und der Biogasmenge, die

direkt bei den Reaktoren erhoben wurden (siehe 7.3.2.4), wurden die im Folgenden

dargestellten Ergebnisse am beprobten Material gewonnen, das aus den Fermentern

entnommen wurde. Die Ergebnisse spiegeln daher im Wesentlichen die

Gärbedingungen in den Reaktoren wieder, in deren Abhängigkeit die jeweilige

Biogasmenge produziert wurde.


8.2.1 Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat

Wie in Kap. 8.1.1.2 beschrieben, wurde im Kleinmaßstab bei Batch-

Vergärungversuchen mit Papayaabfällen die maximale Biogasmenge am vierten Tag

erreicht. Allerdings lief die Biogasproduktion der Vergärung nur mit Rumensaft bis

zum neunten Tag (siehe Abb. 8.4), was mit der von Kleemann und Meliß (1993)

getroffenen Aussage übereinstimmt, dass die thermophilen Bakterien eine Faulzeit

von 3 bis 10 Tage benötigen. Da es sich im Großmaßstab um halbkontinuierliche

Versuche (mit halbkontinuierlicher Beschickung) handelte, wurde hier aus

praktischen Gründen eine Beschickung im Bereich von 3-9 Tagen, d. h. einmal pro

Woche, ausgewählt, woraus indirekt eine Verweilzeit des Papayasubstrats in den

Reaktoren von 7 Tagen entstand. Bei der jeweiligen Anfahrphase wurden den

Reaktoren aufgrund einer geringen Biogasproduktion zweimal mit Rumensaft mit

jeweils 3,04 und 7,99 g oTS/l als Inokulum beschickt. Die allgemeine

Zusammensetzung der verwendeten Papayas wurde in Kap. 8.1.1.1 diskutiert. Die

TS- und oTS-Gehalte dieser Papayas waren 6,58 bzw. 5,70 Mass.-%. Tab. 8.17

zeigt eine Übersicht der sich aus der Beschickung ergebenden Parameter. Da bei

den jeweiligen Versuchen im Kleinmaßstab, wobei die kleinste Raumbelastung

3 g oTS/l war, die Biogasausbeuten, die auf die oTS des zugegebenen Substrats

bezogen sind, einen abnehmenden Trend bei zunehmender Raumbelastung

aufwiesen (siehe Tab. 8.2), wurde hier mit einer kleineren Raumbelastung begonnen.

Daher wurden während des Versuchszeitraums zwei unterschiedlichen

Raumbelastungen, und zwar von rund 0,5 g oTS/l • Woche (0,06 g oTS/l • d) bzw.

1,6 g oTS/l • Woche (0,22 g oTS/l • d) untersucht. Diese Raumbelastungen

entsprachen den wöchentlichen Substratmengen von 149 g (8,5 g oTS) bzw. 526,7 g

(30,02 g oTS). Die niedrige Substratmenge wurde bis zur fünften Woche eingesetzt,

um Überlastungen zu vermeiden sowie eine allmähliche Adaptation der

Rumenmikroorganismen an die ungewöhnlichen Millieubedingungen zu ermöglichen.

Sobald ein niedriger bzw. abnehmender oTS-Gehalt (durch hohe oTS-Abbauraten) in

den Reaktoren beobachtet wurde, was auf eine höhere Aktivität bzw. Adaptation der

Mikroorganismen hindeutet, wurde dann ab der sechsten Woche die Raumbelastung

mit 1,6 g oTS/l • Woche (0,22 g oTS/l • d) auf das ca. 3,2-fache bzw. auf die

Substratmenge von 526,7 g (30,02 g oTS) erhöht.


Während der Vergärungszeit schwankten der wöchentlich durchnittliche oTS-Gehalt

des Gärmaterials zwischen 1,22 und 5,02 Mass.-% und der durchnittliche TS-Gehalt

zwischen 3,12 und 7,11 Mass.-%, was unter dem TS-Grenzwert von 10 Mass.-%

(24), (21) liegt. Die Differenzen zwischen den mittleren wöchentlichen oTS-Gehalten

sind auf die unterschiedlichen oTS-Abbaugrade zurückzuführen. In Abhängigkeit

davon bewegte sich zudem das oTS-bezogene Inokulum/Substrat-Verhältnis

zwischen ca. 4 und 14 und nahm bei steigendem oTS-Gehalt ab.

Tab. 8.17: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft


In Tab. 8.18 sind die Durchschnittswerte von den chemisch-physikalisch organischen

und anorganischen Summenparametern, von CSB:N:P-Mindestverhältinis, sowie von

den pH- und ORP-Werten und von oTS-Abbaugrad dargestellt.

Aus Kapazitätsgründen konnten nicht bei allen Versuchen alle Parameter

kontinuierlich analysiert werden. Das in einem kohlenhydrathaltigen Substrat

gewünschte Nährstoffverhältnis von 300:5:1 (15) war am Ende jeder Versuchswoche

in den Reaktoren mit Papayaabfällen gegeben. Daher kann angenommen werden,

dass auch zu Beginn jeder Woche kein Mangel an diesen Nährstoffen bei der

anaeroben Vergärung bestand.

Der niedrige Gehalt an Proteinen in Papaya wird durch den geringen

Gesamtstickstoffgehalt von ca. 1,5 g/kg in frischer Papaya (siehe Tab. 7.1) bedingt.

Der pure Rumensaft hingegen wies einen niedrigen Gesamtstickstoffgehalt von ca.

1,2 g/kg auf (siehe Tab. 7.1), was mit einem noch geringeren Proteinhalt von ca.

0,38 Mass.-% (siehe Tab. 7.3) im verwendeten Rumensaft einherging. Ein Teil des

Gesamtstickstoffgehaltes lag als Ammoniak-Stickstoff vor. Im Wochenmittel lag der

Gehalt an Ammoniak-Stickstoff zwischen ca. 541 und ca. 910 mg/l. Wie in Tab. 7.1

(g oTS/l•Woche) (g oTS/l•d)

1 149,00 8,49 0,43 0,06 5,02 4,36

2 149,00 8,49 0,43 0,06 2,58 8,01

3 149,00 8,49 0,44 0,06 3,85 5,17

4 149,00 8,49 0,44 0,06 3,47 5,50

5 149,00 8,49 0,45 0,06 1,22 14,01

6 526,70 30,02 1,56 0,22 3,32 4,42

7 526,70 30,02 1,56 0,22 3,16 4,03

Woche

Verhältnis

(I/S)

Beschickung Raumbelastung oTS-

Gehalt

(%)(g oTS/Woche)

Substrat

(g/Woche)


dargestellt, betrug die ursprüngliche NH3-N-Konzentration des puren Rumensaftes

590 mg/l, was über der von Liu und Sung (2002) für den anaeroben Prozess als

optimal ermittelten Amoniak-Konzentration von 200 mgl/l liegt. Aufgrund eines

stabilen anaeroben Prozesses im Rinderpansen kann als Grenzwert der

Ammoniakkonzentration ein Wert von 590 ml/l angenommen werden. Die über

diesem Wert ermittelten Amoniak-Stickstoff Konzentrationen können, wie Van Velsen

(1981) bei seinen Versuchen beobachtete, auf die verwendeten thermophilen

Temperaturen zurückgeführt werden.

Tab. 8.18: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft

Nach Angelidaki und Ahring (1994) führen Amoniakkonzentrationen über 700 mg/l zu

einer niedrigen Prozessleistung. Das führt zugleich zu einer Anhäufung von nicht

abgebauten Zwischenprodukten (u. a. flüchtige Fettsäuren). Die bei einer

Überlastung oder sonstigen Störung des Prozesses auftretende Zunahme an

flüchtigen Fettsäuren bewirkt nach Wellinger et al. (1991) bei hohen Konzentrationen

einen fallenden pH-Wert. Dies führt zu einer Kettenreaktion, da wie Rödiger et al.

(1990) berichteten, der von den Methanogenen durchgeführte Acetatabbau bei pH-

Werten < 6,5 deutlich gehemmt wird, was die Anhäufung von Zwischenprodukten mit

Acetat weiter fördert. Liegt der pH-Wert unter 6,2 ist das Milieu nach Stadlbauer

(1982) für Methanbakterien toxisch. Das führt zu einer weiteren Anhäufung von

Zwischenprodukten, besonders von Essigsäure und Acetat. Wie in Kap. 2.1.1.6

beschrieben, liegen Grenzwerte für die Konzentrationen einzelner flüchtiger

Fettsäure vor. Die Bildung von Methan geht bei einem Überangebot von Säuren (vor

allem an Essigsäure, Propionat bzw. Propionsäure und Iso-Buttersäure) zurück. Dies

führt zu einer weiteren Steigerung der Konzentrationen an Säuren. Die hohen

1 57846,30 1739,33 110,23 524,77 15,78 1,00 825,56 6,01 -182,33

2 89345,30 2694,67 124,21 719,30 21,69 1,00 905,84 5,85 -178,33 49,13

3 64668,50 1837,00 540,88 6,59 -143,33 -48,50

4 66505,86 2058,00 83,06 800,70 24,78 1,00 828,58 7,46 -176,33 10,17

5 74645,47 2205,00 776,79 7,14 -195,00 65,95

6 7,38 -208,33 -166,16

7 6,84

Woche Verhältnis NH3-N

(mg/l)pH

P

(mg/l) CSB : N : P

oTS

Abbau

(%)

CSB NORP


Säurekonzentrationen (auch bei nur Essigsäure) wirken hemmend auf den

Stoffwechsel der Essigsäure abbauenden Methanbakterien.

Bei den Versuchen mit Papayaabfälen wurde eine niedrige Prozessleistung bis zur

dritten Woche anhand niedriger pH-Werte, höherer ORP-Werte (siehe Tab. 8.18),

sowie hoher Konzentrationen an Essigsäure und niedriger Biogasmenge (siehe Abb.

8.11 und Abb. 8.12) erkannt. Die Acetat abbauenden Methanbakterien sollten

besonders in den ersten zwei Wochen gehemmt worden sein, weil der pH-Wert unter

6,2 lag und die Essigsäurekonzentration über dem nach Aschmann et al. (2007)

günstigen Bereich von 600-1500 mg/l lag. Abgesehen von Essigsäure und Iso-

Buttersäure lagen die organischen Säuren während der Versuchszeit bei den zwei

verwendeten Raumbelastungen in günstigen Konzentrationen, wobei die hohe

Raumbelastung der letzten zwei Wochen niedrigere Konzentrationen aufwies. Die

Konzentration an Essigsäure schwankte von der zweiten bis zur vierten Woche im

Bereich von 3300-4700 mg/l. Der Gehalt an Iso-Buttersäure lag bis zur dritten Woche

höher als der von Schlowin et al. (2009) genannte Schwellenwert der Hemmung von

50 mg/l. Buttersäure war nur in der zweiten Woche vorhanden, während Essigsäure,

Iso-Buttersäure und Iso-Valeriansäure ab der fünften bzw. vierten und sechsten

Woche nicht mehr detektiert wurden.

Abb. 8.11: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Papayaabfallen mit Rumensaft

Die Anhäufung der Säuren (vor allem Essigsäure) war bis zur dritten Woche mit pH-

Werten < 6,6 verbunden und ließ sich sogar in der dritten und der sechsten Woche

0

400

800

1200

1600

2000

2400

2800

3200

3600

4000

4400

4800

1 2 3 4 5 6 7

mg

/l

Zeit (Wochen)

EssigsäurePropionsäureIso-ButtersäureButtersäureIso-ValeriansäureValeriansäureM-ValeriansäureHexansäureÖnanthsäure

Beschickung: 1.-5. Woche = 1 Mal (0,44 g oTS/l • Woche)

6.-7. Woche = 1 Mal (1,56 g oTS/l • Woche)


durch „negative oTS-Abbaurate“ erkennen (siehe Tab. 8.18). D. h. die organische

Trockensubstanz wurde ebenso angehäuft.

Wie in Kap. 2.1.1.6 beschrieben, können anaerobe Bakterien an höhere

Stickstoffkonzentrationen adaptiert werden, und ebenso ist nach Koster und Lettinga

(1988) oder Dauber (1993) die Toxizität des Gesamtammoniaks reversibel. Nach

Velsen (1981) kann eine adaptierte Bakterienflora noch bei

Ammoniakkonzentrationen von 5000 mg/l arbeiten. Genau diese Adaption der

Biomasse konnte bei der ersten beschickten Substratmenge von 149 g ab der vierten

Woche beobachtet werden. Es ließen sich sowohl steigende pH-Werte in dem von

verschiedenen Autoren (16), (15), (21), (23) (siehe Kap. 2.1.1.4) genannten

günstigen Bereich von 6,5 bis 7,5 sowie abnehmende ORP-Werte, höhere

Biogasmengen und positive oTS-Abbauraten nachweisen. Auf dieser Basis wurde

dann in der sechsten Woche die Raumbelastung 1,6 g oTS/l • Woche erhöht, was zu

einer kurzen Überlastung der bereits an die erste Raumbelastung angepassten

Mikroorganismen und damit zu einer neuen Anhäufung von nicht abgebauten

organischen Zwischenprodukten und ebenso erneut zu einer Anhäufung der

organischen Substanz führte. Da sich im Laufe der nächsten Woche der oTS-Gehalt

wieder abgebaut wurde, kann die Anpassungsfähigkeit der Mikroorganismen

bestätigt werden. Aus diesen Ergebnissen kann gefolgert werden, dass bei der

Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft bei thermophilen Temperaturen das

Risiko einer Ammoniakhemmung auch bei niedrigen Raumbelastungen vorhanden

ist. Nach einiger Zeit jedoch findet eine Adaption der Bakterien statt, so dass die

Belastung sogar erhöht werden kann ohne weitere Störung der Prozessstabilität,

sondern mit einer zunehmenden Verbesserung des Prozesses.

Außerdem schwankte die Differenz zwischen dem Gesamtstickstoff und dem

Ammoniak-Stickstoff zwischen ca. 0,9 und 1,8 g N/l. Wäre die gesamte

Stickstoffdifferenz rein theoretisch in NH4+-N umgewandelt worden, würde der sich

ergebende Ammoniumstickstoff in gleichem Bereich liegen. In der Literatur (siehe

Kap. 2.1.1.6) ist die Hemmschwelle der NH4+-N-Konzentration von pH-Wert und

Temperatur abhängig. Nach Kroiss (1986) und Koster und Lettinga (1983) liegt sie

bei einem pH-Wert von 7,0 und einer Temperatur von 38 ⁰C bei einer NH4+-N-

Konzentration von ca. 4 g/l. Nach Schlowin (2009) wirken Ammonium-

konzentrationen zwischen 2,7 und 10,0 g/l hemmend. Anhand dieser Daten können

die Ergebnisse des Versuches im Kleinmaßstab bestätigt werden, dass unter diesen


Milieubedingungen bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft keine

Gefahr der Ammoniumhemmung vorliegt. Ebenso kann aufgrund der niedrigen

Proteingehalte der Papaya und des Rumensaftes bestätigt werden, dass bei der

Vergärung beider Materialien eine Schwefelhemmung ausgeschlossen werden kann.

Bezogen auf Spurenelemente und Schwermetalle haben sich die Papayaabfälle und

der Rumensaft bei der gemeinsamen Vergärung gegenseitig ergänzt bzw. verdünnt.

Wie in Kap. 8.1.1.1 behandelt wurde, weist Papaya verschiedene für den anaeroben

Prozess günstigen Mineralien (Fe, Zn, Cu, Mn und Se) auf. Einge davon liegen im

Bereich der günstigen Spurenelementekonzentrationen (Fe, Mn) vor. An anderen

mangelt es (Se), oder sie gehören zu denen (Zn, Cu), für die keine Angaben über die

Konzentrationen vorliegen. Andere für den anaeroben Prozess günstige Mineralien

bzw. Schwermetalle (I, As, W, Mo, Co, Ni, Cr, Pb, Cd und Hg) sind nach USDA

(2011) in Papaya nicht vorhanden.

Bei Abfällen aus Rinderpansen (Rindergülle, -mist und -panseninhalt) hingegen

liegen nach Tab. 2.9 die für den anaeroben Prozess relevanten Spurenelemente

bzw. Schwermetalle (Cd, Cr, Cu, Hg, Ni, Pb und Zn) in mehr oder weniger günstigen

Konzentrationen vor. Bei den Versuchen mit Rumensaft, wurden dem Prozess durch

die Beschickung mit Papayaabällen zusätzliche Mengen an Spurenelementen

zugegeben. Obwohl einige Spurenelemente bzw. Schwermetalle in beiden

Rohstoffen vorhanden sind (siehe Tab. 2.9 und Tab. 7.2), können die aus ihrer

Mischung resultierenden Schwermetallkonzentrationen aufgrund ihrer niedrigen

Ausgangskonzentration die nach Tab. 2.10 schädlichen Konzentrationen nicht

überschreiten. Nach Vergleich von Tab. 2.9 und Tab. 2.10 könnten nur Kupfer und

Zink bei Rindergülle und unbehandeltem Panseninhalt die entsprechenden

Grenzwerte überschreiten. Wie in Kap. 2.1.1.6 erwähnt, spielen dafür die den

Rindern gegebenen Nahrungsmittel, Medikamente und Antibiotika eine wichtige

Rolle. Wird jedoch Rumensaft wie hier, aus gesiebtem Panseninhalt gewonnen,

wobei die TS auf ca. 28 % reduziert wird, ist dann bei Kupfer und Zink eine

Überschreitung der Grenzwerte kaum möglich. Dies bestätigen die entsprechenden

Versuchsergebnisse des Kleinmaßstabes, dass bei der Vergärung von

Papayaabfällen zusammen mit Rumensaft keine Gefahr durch enthaltene

Schwermetalle besteht.


8.2.1.2 Biogasmengen und –ausbeuten

Abb. 8.12 zeigt die mittleren täglichen Biogasmengen der Gärversuche von

Papayaabfällen mit Rumensaft. Die durchschnittliche Biogasproduktion der ersten

fünf Wochen mit einer Raumbelastung von ca. 0,4 g oTS/(l • Woche) lag bei ca.

5,2 l/d; damit wurde eine berechnete tägliche spezifische Produktion von

0,3 l/(l • Reaktor) erzielt. Während der folgenden zwei Wochen wurde bei einer

Raumbelastung von ca. 1,6 g oTS/(l • Woche) eine durchschnittliche

Biogasproduktion von ca. 7,0 l/d mit einer berechneten spezifischen Produktion von

0,4 l l/(l • Reaktor) erzielt. Bei der o. g. 3,5-fachen Erhöhung von TS und oTS des

zugegebenen Substrates wies die tägliche Biogasmenge eine Zunahme von 34,6 %

auf, während die spezifische Biogasproduktion um 33,33% zunahm.

Abb. 8.12: Tägliche Biogasproduktion bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft

Hinsichtlich der Biogasausbeute wurden zusätzlich zu der gewöhnlich auf den oTS-

Gehalt des beschickten Substrats bezogenen Biogasausbeute weitere auf andere

Prozessparameter (oTS-Abbaumenge, zugegebener oTS-Gehalt des Rumensaftes

und gesamter oTS-Gehalt im Reaktor) bezogene Biogasausbeuten ermittelt. Dies

sollte nur dazu dienen, die entsprechende Leistung der aus diesen Parametern

resultierenden Einflüsse zu erkennen. In Tab. 12.51 des Anhangs C sind in relativen

Werten sowohl die Biogasmengen als auch die o. g. Biogasausbeuten dargestellt.

Wie in Kap. 8.1.1.2 erwähnt, könnte in der Biogastechnik die auf oTS-Abbaumengen

bezogene Biogasausbeute für die genaue Leistungsbestimmung des eingesetzten

Substrats verwendet werden.

Abb. 8.13 zeigt sowohl die wöchentliche mittlere Biogasmenge als auch die

Biogasausbeuten bezogen auf den oTS-Gehalt des zugeführten Substrats, auf den

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Bio

gas (

ml/

d)

Zeit (Wochen)


6.-12. Woche = 1 Mal (1,56 g oTS/l • Woche)


oTS-Gehalt des Rumensafts und auf den gesamten oTS-Gehalt im Reaktor. Mit

zunehmender Belastung der Reaktoren erhöhte sich die Biogasmenge, wobei die

niedrige eingesetzte Raumbelastung von ca. 0,5 g oTS/(l • Woche) eine niedrigere

Biogasmenge erzeugte als die höhere Raumbelastung von ca. 1,6 g oTS/(l • Woche).

Die maximale Biogasmenge der ersten fünf Wochen betrug 42,8 l während sie in den

nächsten zwei Wochen bei 49,2 l lag.

Bei ansteigender Reaktorenbelastung wiesen die auf den oTS-Gehalt des Substrats

bezogenen Biogasausbeuten unterschiedliches Verhalten auf. Die maximale

Biogasausbeute betrug in der fünften Woche bei einer Raumbelastung von ca.

0,5 g oTS/(l • Woche) bei einem maximalen oTS-Abbau von ca. 66 Mass.-% (siehe

Tab. 8.18) etwa 760 ml/g oTS. Diese Biogasausbeuten der zwei untersuchten

Raumbelastungen waren höher als die gewonnenen Biogasausbeuten bei den

Versuchen im Kleinmaßstab mit Papayaabfällen, die höchstens 21,2 ml/g oTS mit

einer oTS-Reduktion von ca. 28 Mass.-% erreichten. Caballero-Arzápalo et al. (2010)

berichteten eine oTS-Reduktion von ca. 20 Mass.-% bei der Kontrollprobe bei den

Versuchen im Kleinmaßstab mit Papayaabfällen. Der Unterschied kann auf den

Einfluss des hier eingesetzten höheren Inokulum/Substrat-Verhältnisses von über 4

zurückgeführt werden, wobei ein Inokulum/Substrat-Verhältnis von 14 der maximalen

Biogasausbeute entsprach. Obwohl Owen et al. (1979) ein Inokulum/Substrat-

Verhältnis von 1 als Standard empfahlen, stimmte der hier eingesetzte Bereich mit

dem Ergebnis von Chymoweeth et al. (1993) überein, dass eine Erhöhung des

Inokulum/Substrat-Verhältnisses für einige Arten von Substraten nötig ist. Auch Zhou

et al. (2011) zeigten dies bei Vergärungsversuchen von Bohnenabfällen mit

anaeroben Faulschlamm bei Inokulum/Substrat-Verhältnissen im Bereich von 0,33

bis 10. Die sich ergebenden höheren Inokulum/Substrat-Verhältnisse können auf

zwei Ursachen zurückgeführt werden. Erstens kann das ungewöhnliche Substrat nur

gering durch die Rumensaftmikroorganismen abgebaut werden, zweitens ist die

Überlebensfähigkeit bzw. die Aktivität der Mikroorganismen des verwendeten

Rumensafts bei thermophilen Temperaturen niedrig, so dass in beiden Fällen eine

höhere Inokulumsmenge nötig wird. Volumenbezogen machte das Inokulum anfangs

ca. 70 Vol.-% des Fermenterfüllvolumens aus, was bei etwa der oberen Grenze des

nach der Literatur (170), (171) gewöhnlich eingesetzten Bereiches von 2-67 Vol.-%

lag.


Abb. 8.13: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft

Die maximale Biogasausbeute von 760 ml/g oTS ist deutlich höher als die maximale

Biogasausbeute (bei der kleinsten Raumbelastung) des entsprechenden Versuches

mit Rumensaft im Kleinmaßstab (siehe Tab. 8.2) und ähnlich wie die gewonnene von

Guangqing et al. (2009) von 778 ml/g oTS bei thermophilen anaeroben

Gärversuchen von Speiseabfällen mit thermophilem anaerobem Faulschlamm als

Inokulum. Sie liegt jedoch höher als die Biogasausbeute aus ihren Versuchen bei

gleichen Temperaturen von Grünabfällen mit einer 1:1 Mischung aus Speise- und

Grünabfällen, welche bei 631 bzw. 716 ml/g oTS lagen. Die auf den oTS-Gehalt des

Substrates bezogenen Biogasausbeuten bei thermophilen Temperaturen sind ca. 80-

100 Vol.-% höher als die Biogasausbeuten des von Raposo et al. (2006)

durchgeführten Versuches mit Mais und Faulschlamm als Inokulum. Sie sind ebenso

höher als die Biogasausbeuten in anderen Versuchen von Guangqing et al. (2011)

mit Speiseabfällen, Grünabfällen und einer 1:1 Mischung aus Speise- und

Grünebfällen mit Faulschlamm, welche im Bereich von 300-430 ml/g oTS lagen.

Hinsichtlich des Abbaus der organischen Substanz und abgesehen von den

Zeiträumen ohne weitergehenden Abbau mit Anhäufungen von Zwischenprodukten,

schwankte der oTS-Abbau zwischen 6,8 und 66 Mass.-%, wie in Tab. 8.18

dargestellt ist. Der oTS-Abbau beim entsprechenden Versuch mit Rumensaft im

Kleinmaßstab lag im o. g. Bereich (siehe Tab. 8.1). Guangqing et al. (2009)

beobachtete bei thermophilen Temperaturen mit Faulschlamm als Inokulum

0

100

200

300

400

500

600

700

800

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

1 2 3 4 5 6 7

Bio

gasau

sb

eu

ten

(m

l/g

oT

S)

Bio

gasm

en

ge (m

l/W

och

e)

Zeit (Wochen)

mittlere Biogasmenge

Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des zugeführten SubstratsBiogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des RumensaftsBiogasausbeute bez. auf den gesamtenoTS-Gehalt im Reaktor


6.-7.Woche = 1 Mal (1,56 g oTS/l • Woche)


zunehmende oTS-Reduktionsraten bei zunehmenden oTS-bezogenen

Inokulum/Substrat-Verhältnissen. Bei Inokulum/Substrat-Verhältnissen von 0,2 bis

0,63 wurden oTS-Reduktionen im Bereich von 54,3 - 93,6 Mass.-% bei einer

Vergärung von Speiseabfällen, von 55,5 - 92,2 Mass.-% bei einer Vergärung von

Grünabfällen und von 60,2 - 90,8 Mass.-% bei einer Vergärung der 1:1 Mischung von

Speiseabfällen und Grünabfällen beobachtet. Die hier maximal erreichte oTS-

Reduktion liegt in den o. g. Bereichen. Zusätzlich zu den höheren Biogasausbeuten

bei thermophilen Temperaturen sind diese oTS-Reduktionsraten ebenso höher als

die bei mesophilen Temperaturen aus Vergärungsversuchen anderer Autoren (172),

(221), (175), welche normalerweise im Bereich von 11-60 Mass.-% liegen.

Wie in Abb. 8.13 ebenso dargestellt, stiegen die auf den oTS-Gehalt des zugeführten

Rumensafts bezogenen Biogasausbeuten und die auf den gesamten oTS-Gehalt im

Reaktor bezogenen Biogasausbeuten ähnlich leicht an, bei steigender Belastung der

Reaktoren. Außer der auf den gesamten oTS-Gehalt im Reaktor bezogenen

Biogasausbeute von ca 185 ml/g oTS der fünften Woche lagen die Werte zwischen

33 und 80 ml g/oTS, während die auf den oTS-Gehalt des zugeführten Rumensaftes

bezogenen Biogasausbeuten zwischen 39 und 65 ml g/oTS lagen und damit mit den

Werten der Versuche im Kleinmaßstab bei niedrigeren Raumbelastungen

übereinstimmen. Daraus kann ebenso gefolgert werden, dass die Leistung der

Rumensaftmikroorganismen etwa gleich ist, wenn die Raumbelastung nicht über

6 g oTS/l liegt.

8.2.1.3 Ergebnisse der statistischen Analysen der Biogasproduktion der Vergärungsversuche von Papayaabfällen mit Rumensaft

Wie in Kap. 7.3.4.4 beschrieben, wurden nichtparametrische Methoden bei den

Versuchen mit Papayaabfällen im Großmaßstab eingesetzt. Diese wurden zur

Bestimmung der evtl. signifikanten Differenzen zwischen den produzierten

wöchentlichen Biogasmengen aufgrund der unterschiedlichen verwendeten

Raumbelastungen als auch zur Überprüfung der jeweiligen Hypothesen (siehe Kap.

5.2) verwendet. Da hier zwei unterschiedliche Raumbelastungen (0,44 bzw.

1,56 g oTS/l • Woche) eingesetzt wurden, wurde bei der Nullhypothese

angenommen, dass die produzierten Biogasmengen beider Raumbelastungen

identischen abhängigen Verteilungen entstammen. Mit dem Vorzeichentest wurde


ein paarweiser Vergleich zweier abhängiger Verteilungen durchgeführt. Die

statistischen Ergebnisse, die in Tab. 8.19 dargestellt sind, wurden durch den

Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bestätigt bwz. ergänzt, da wie in 7.3.4.2

beschrieben, er im Vergleich zum Vorzeichentest zusätzlich die Größe der

Unterschiede und nicht nur das Vorzeichen der Differenzen berücksichtigt.

Wie Tab. 8.19 zeigt, ist die Wahrscheinlichkeit (0,375) (exakte Signifikanz 2-Seitig)

größer als 0,05. Daher haben die zwei Raumbelastungen keinen signifikanten

Unterschied auf die abhängige Variable (Biogasmenge) auf dem 95 %-

Konfidenzniveau verursacht. D. h. die Wahrscheinlichkeit gleicher Mittelwerte der

produzierten Biogasmengen aus der Vergärung der Papayaabfällen mit Rumensaft

bei beiden Raumbelastungen ist so groß, dass bei diesem Substrat die

Nullhypothese (H0-e), der zufolge kein Unterschied zwischen den Mittelwerten besteht

(siehe Kapitel 5.2), nicht zurückgewiesen werden kann.

Tab. 8.19: Vorzeichentest bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken

In Tab. 8.20 sind die statistischen Ergebnisse des Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Tests

aufgeführt. Dabei wird durch die asymptotische Signifikanz zweiseitiger Verteilungen

(P = 0,138 > 0,05) bestätigt, dass zwischen den Biogasmengengruppen beider

Raumbelastungen kein signifikanter Unterschied existiert.

Tab. 8.20: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken

Im Anhang C 12.4.1 sind zusätztlich die Frequenzen (Tab. 12.52) bzw. die Ränge

(Tab. 12.53) dieser zwei Methoden dargestellt.

Exakte Signifikanz (2-Seitig) 0,375a

Exakte Signifikanz (1-Seitig) 0,188

Punkt-Wahrscheinlichkeit 0,156

a. Binomialverteilung verw endet RB: Raumbelastung

Paarweise Vergleiche

RB 1 - RB 2

Z -1,483a

Asymptotische Signifikanz (2-Seitig) 0,138




a. Basierend auf positiven Rängen RB: Raumbelastung


RB 1 - RB 2


8.2.2 Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat

Bei den Batch-Gärungsversuchen im Kleinmaßstab mit Bananenabfällen wurde die

maximale akkumulierte Biogasmenge meist am fünften Tag erreicht (siehe 8.1.2.2

und Abb. 8.9 ). Die jeweilige Biogasproduktion der Vergärung nur mit Rumensaft lief

bis zum neunten Tag und bestätigt somit die von Kleemann und Meliß (1993)

getroffenen Aussagen (siehe Kap. 2.1.1.2). Wie bei der Vergärung von

Papayaabfällen, wurde bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft im

Großmaßstab eine Beschickung im Bereich von 3-9 Tagen, d. h. im Schnitt ein Mal

pro Woche, ausgewählt, woraus eine Verweilzeit des Bananensubstrats in den

Reaktoren von 7 Tagen entstand. Bei der jeweiligen Anfahrphase wurden die

Reaktoren auch hier aufgrund einer geringen Biogasproduktion zweimal mit

Rumensaft als Inokulum beschickt. Die allgemeine Zusammensetzung der

verwendeten Bananen wird in Kap. 8.1.2.1 dargestellt. Die TS- und oTS-Gehalte der

in diesem Versuch verwendeten Bananen betrugen 8,51 bzw. 7,49 Mass.-%. Tab.

8.21 zeigt eine Übersicht der sich aus der Beschickung ergebenden Parameter. Da

bei den jeweiligen Versuchen im Kleinmaßstaß, wobei die kleinste Raumbelastung

3 g oTS/l war, die Biogasausbeuten, die auf die oTS des zugegebenen Substrats

bezogen sind, einen abnehmenden Trend bei zunehmender Raumbelastung

aufwiesen (siehe Tab. 8.10), wurde hier, wie bei Papayaabfällen, mit einer kleineren

Raumbelastung begonnen. Die Reaktoren wurden in der ersten Woche einmal pro

Woche beschickt. Aufgrund einer unstabilen und täglich sinkenden Biogasproduktion

in der ersten Woche wurde die Beschickung in der zweiten Woche auf zweimal und

ab der dritten bis zur sechsten Woche auf dreimal erhöht. In der siebten Woche

wurde aufgrund der hohen Beschickungsmenge und, um eine Überlastung zu

verhindern, die Beschickungsfrequenz der Reaktoren auf einmal pro Woche

reduziert. Bei diesen Versuchen wurden daher zwei unterschiedliche

Substratmengen benötigt, und zwar von 100 g (7,49 g oTS) und ab der sechsten

Woche von 131,2 g (9,83 g oTS). Diese Substratmengen in Zusammenhang mit der

Beschickungsfrequenz erfolgten in fünf unterschiedlichen zu untersuchenden

Raumbelastungen (0,38, 0,77, 1,18, 1,59 und 0,54 g oTS/l • Woche).

Während der Vergärungszeit schwankte der wöchentliche durchnittliche oTS-Gehalt

des Gärmaterials zwischen 3,70 und 5,57 Mass.-%. Der durchnittliche TS-Gehalt lag

zwischen 5,07 und 7,53 Mass.-%. Damit wurde der TS-Grenzwert von 10 Mass.-%


(24), (21) nicht überschritten. Die Unterschiede zwischen den wöchentlichen

mittleren oTS-Gehalten sind auf die unterschiedlichen oTS-Abbaugrade

zurückzuführen. In Abhängigkeit davon bewegte sich ausserdem das oTS-bezogene

Inokulum/Substrat-Verhältnis zwischen 2,54 und 4,02 und nahm bei steigendem

oTS-Gehalt ab (bei sinkendem oTS-Abbau).

Tab. 8.21: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft


In Tab. 8.22 sind die Durchschnittswerte von den chemisch-physikalisch organischen

und anorganischen Summenparametern, von CSB:N:P-Mindestverhältnis, sowie von

den pH- und ORP-Werten und von oTS-Abbaugrad dargestellt. Wie bei den

Versuchen mit Papayaabfällen, konnten aus Kapazitätsgründen nicht kontinuierlich

alle Parameter analysiert werden. Das in einem kohlenhydrathaltigen Substrat

gewünschte Nährstoffverhältnis von 300:5:1 (15) war am Ende jeder Versuchswoche

gegeben. Daher kann angenommen werden, dass auch zu Beginn keiner der

beobachteten Wochen ein Mangel an diesen Nährstoffen bei der anaeroben

Vergärung bestand.

Der niedrige Proteingehalt in Bananen wird durch einen ebenso geringen

Gesamtstickstoffgehalt von ca. 1,9 g/kg in frischer Bananen (siehe Tab. 7.1) bedingt.

Der pure Rumensaft wies ebenso einen niedrigen Gesamtstickstoffgehalt von ca.

1,2 g/kg auf (siehe Tab. 7.1), was mit einem geringen Proteinhalt von ca. 0,38 Mass.-

% (siehe Tab. 7.3) im gesiebt verwendeten Rumensaft einherging. Dabei lag ein Teil

des Gesamtstickstoffgehaltes als Ammoniak-Stickstoff vor. Der wöchentliche

Ammoniak-Stickstoff bewegte sich zwischen ca. 403 und ca. 1335 mg/l. Diese

Ammoniak-Stickstoff Konzentrationen sind höher als die bei purem Rumensaft


1 100,00 7,49 0,38 0,05 5,44 3,64

2 200,00 14,98 0,77 0,11 4,75 3,97

3 300,00 22,47 1,17 0,17 4,32 4,02

4 300,00 22,47 1,18 0,17 4,34 3,70

5 300,00 22,47 1,20 0,17 5,57 2,72

6 393,60 29,48 1,59 0,23 3,70 3,70

7 131,20 9,83 0,54 0,08 5,23 2,54

oTS-

Gehalt

(%)Woche

Substrat

(g/Woche)

Beschickung Raumbelastung Verhältnis

(I/S)(g oTS/Woche)


gemessene Konzentration von 590 mg/l (siehe Tab. 7.1), weshalb angenommen

werden kann, dass dieser Wert dem eines stabilen anaeroben Pansenmilieus

entspricht. Die hohen Ammoniak-Stickstoff Konzentrationen können nach Van

Velsen (1981) auf die thermophilen Temperaturen zurückgeführt werden.

Konzentrationen über 700 mg/l führen nach Angelidaki und Ahring (1994) zu einer

niedrigen Prozessleistung, was eine Anhäufung von nicht abgebauten

Zwischenprodukten (u. a. flüchtige Fettsäuren) bedingt. Zugleich verursachen nach

Wellinger et al. (1991) die hohen Konzentrationen an flüchtigen Fettsäuren, die bei

einer Überlastung oder sonstigen Störung des Prozesses auftreten, einen fallenden

pH-Wert. Bei pH-Werten < 6,5 wird der durch Methanogene durchgeführte

Acetatabbau deutlich gehemmt (33).

Tab. 8.22: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft

Bei den Gärungsversuchen von Bananenabfällen traten in den ersten zwei Wochen

pH-Werte < 6,5 auf (siehe Tab. 8.22). Die bereits genannte Instabilität in der

täglichen Biogasproduktion der ersten zwei Gärungswochen kann auf die hohe

Konzentration von Ammoniak-Stickstoff sowie auf eine Anhäufung von

Zwischenprodukten (vor allem von Essigsäure und Iso-Buttersäure) zurückgeführt

werden (siehe Abb. 8.14). Theoretisch führte dies entsprechend zu einem niedrigen

Methangehalt, da nicht nur der Acetatabbau durch die pH-Werte < 6.5 gehemmt

wurde, sondern die niedrigen pH-Werte < 6,2 (222) sich negativ auf die

Methanbakterien ausgewirkt hatten. Wie Abb. 8.14 zeigt, führte das in den nächsten

Wochen zu einer weiteren Anhäufung von Zwischenprodukten, besonders von

Essigsäure.

Abgesehen von Essigsäure und Iso-Buttersäure lagen die Konzentrationen an

organischen Säuren während der Versuchszeit bei allen verwendeten

1 105444,79 2342,00 134,90 781,67 17,36 1,00 1228,34 6,02 -116,33

2 87770,35 1705,00 39,97 2195,97 42,66 1,00 725,00 5,84 -155,00 13,78

3 69918,12 1837,00 402,78 6,58 -155,00 11,09

4 90916,61 2352,00 99,92 909,91 23,54 1,00 1334,93 6,76 -151,00 1,63

5 87245,02 2065,00 609,92 6,47 -143,33 -26,16

6 6,95 -111,67 35,99

7 -40,90

pH P NH3-N

(mg/l)(mg/l)Woche Verhältnis

ORPCSB : N : P

oTS

Abbau

(%)

CSB N


Raumbelastungen im o. g. günstigen Bereich. Bis auf Propionsäure hatten alle

Konzentrationen in den letzten zwei Wochen einen abnehmenden Trend. Die

Essigsäurekonzentration lag über dem nach Aschmann et al. (2007) günstigen

Bereich von 600-1500 mg/l. Sie schwankte von der zweiten bis zur vierten Woche im

Bereich von 2700-3400 mg/l. Der Gehalt an Iso-Buttersäure lag bis zur dritten Woche

höher als der von Schlowin et al. (2009) berichteten Schwellenwert der Hemmung

von 50 mg/l. Allerdings zeigte die Iso-Buttersäure eine abnehmende Konzentration

mit zunehmender Belastung, so dass sie ab der vierten Woche nicht mehr detektiert

wurde. Die Konzentration von Buttersäure war nur in der zweiten Woche vorhanden,

während die der Iso-Valeriansäure ab der sechsten Woche nicht mehr detektiert

wurde.

Abb. 8.14: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft

Die Anhäufung der Säuren (vor allem Essigsäure) war nicht nur mit pH-Werten < 6,6

verbunden sondern ließ sich sogar in der fünften und der siebten Woche durch eine

negative oTS-Abbaurate erkennen (siehe Tab. 8.18).

Die Auswirkung einer potentiellen Instabilität kann man noch durch ORP-Werte im

Bereich von -112 bis -155 erkennen. Die Anhäufung der organischen

Zwischenprodukte kann durch sinkende oTS-Abbauraten bestätigt werden. Zeichen

einer Adaptation der anaeroben Bakterien an höheren

Gesamtammoniakkonzentrationen (54) bzw. einer Reversibilität der Toxizität, wie

Koster und Lettinga (1988) oder Dauber (1993) berichteten, ließ sich in der sechsten

0

400

800

1200

1600

2000

2400

2800

3200

3600

4000

4400

1 2 3 4 5 6 7

mg

/l

Zeit (Wochen)

Essigsäure

Propionsäure

Iso-Buttersäure

Buttersäure

Iso-Valeriansäure

Valeriansäure

M-Valeriansäure

Hexansäure

Önanthsäure

Beschickung: 1. Woche = 1 Mal (0,38 g oTS/l • Woche)2. Woche = 2 Mal (0,77 g oTS/l • Woche)

3.-5. Woche = 3 Mal (1,18 g oTS/l • Woche)6. Woche = 3 Mal (1,59 g oTS/l • Woche)7. Woche = 1 Mal (0,54 goTS/l • Woche)


Woche durch einen pH-Wert von ca. 7 und höhere oTS-Abbaurate sowie durch ein

relatives Gleichgewicht von Säureangebot und -abbau erkennen.

Aus diesen Punkten ist ersichtlich, dass bei der Vergärung von Bananenabfällen mit

Rumensaft bei thermophilen Temperaturen das Risiko einer Ammoniakhemmung

auch bei niedrigen Raumbelastungen vorhanden ist. Bei einer entsprechend langen

Gärdauer konnten sich die anaeroben Bakterien jedoch an die höheren

Ammoniakkonzentrationen adaptieren.

Die Differenz zwischen Gesamtstickstoff und Ammoniakstickstoff schwankte

zwischen ca. 1 und 1,5 g N/l. Wäre die gesamte Stickstoffdifferenz rein theoretisch in

Ammoniumstickstoff umgewandelt worden, würde sich der ergebende

Ammoniumstickstoff in gleichem Bereich bewegen. In der Literatur (siehe Kap.

2.1.1.6) wird die Hemmschwelle der Ammoniumstickstoffkonzentration abhängig von

pH-Wert und Temperatur mit 4 g/l (39) bzw. 2,7 bis 10 g/l (223) angegeben. Diese

Grenzwerte sowie die entsprechenden Versuchsergebnisse der Versuche im

Kleinmaßstab bestätigen, dass bei den vorherrschenden Milieubedingungen bei der

Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft keine Gefahr der

Ammoniumhemmung vorliegt. Ebenso kann hier aufgrund der niedrigen

Proteingehalte der Bananen und des Rumensaftes bestätigt werden, dass bei der

Vergärung beider Rohstoffe eine Schwefelhemmung ausgeschlossen werden kann.

Bezogen auf Spurenelemente und Schwermetalle haben sich Bananenabfälle und

Rumensaft in der Vergärungsmischung gegenseitig ergänzt bzw. verdünnt. Bananen

weisen verschiedene Mineralien (Fe, Zn, Cu, Mn, Se und F) auf, die für den

anaeroben Prozess als notwendige Spurenelemente betrachtet werden (siehe Tab.

7.2). Einige davon (Fe und Mn) liegen in Bananen im Bereich der jeweiligen

günstigen Konzentrationen (224), (32) vor. An anderen mangelt es (Se), während für

weitere (Zn, Cu und F) keine Konzentrationsangaben in der Literatur vorliegen.

Weitere für den anaeroben Prozess wichtige Spurenelemente (I, As, W, Mo, Co, Ni,

Cr und Pb) sowie schädliche Schwermetalle (Cd und Hg) sind in Bananen nach

USDA (2011) nicht enthalten. Wie in 8.2.1.1 erwähnt, sind in den Abfällen des

Rinderpansens (Rindergülle, -mist und -panseninhalt) ebenso relevante

Spurenelemente bzw. Schwermetalle (Cd, Cr, Cu, Hg, Ni, Pb und Zn) in günstigen

Konzentrationen vorhanden.


Bei den Gärungsversuchen von Bananenabfällen mit Rumensaft wurden dem

anaeroben Prozess durch die Beschickung mit Bananenabfällen kontinuierliche

Mengen an Spurenelementen zugegeben. Obwohl einige Spurenelemente bzw.

Schwermetalle sowohl in den Pansenabfällen als auch in Bananen vorhanden sind

(siehe Tab. 2.9 und Tab. 7.2), können die aus ihrer Mischung resultierenden

Schwermetallkonzentrationen aufgrund ihrer ursprünglich gemäßigten

Konzentrationen die nach Tab. 2.10 schädlichen Konzentrationen nicht

überschreiten. Pansenabfälle können hohe Konzentrationen an Kupfer und Zink

enthalten (siehe Tab. 2.9). Allerdings wurden bei dem gesiebt verwendeten

Rumensaft durch die Siebung ca. 28 Mass.-% der TS reduziert. Daher ist, wie bei

dem Vergärungsversuch von Papayaabfällen, die Überschreitung der schädlichen

Konzentrationen bei Kupfer und Zink (vergl. Tab. 2.9 und Tab. 2.10) kaum möglich.

Entsprechend können dadurch die Versuchsergebnisse der Versuche im

Kleinmaßstab bestätigt werden, nämlich dass bei der Vergärung von

Bananenabfällen mit Rumensaft keine schädliche Wirkung der enthaltenen

Schwermetalle zu befürchten ist.

8.2.2.2 Biogasmengen und –ausbeuten

Abb. 8.15 zeigt die mittleren täglichen Biogasmengen dieser Versuchsreihe. Obwohl

die Raumbelastung durch die Beschickungsfrequenz in den ersten fünf Wochen

zugenommen hat, zeigte die durchschnittliche Biogasproduktion besonders in der

ersten Woche ein instabiles Verhalten. Die tägliche Biogasproduktion (siehe Abb.

8.15) und die damit berechnete spezifische Biogasproduktion nahmen dabei von ca.

8 l/d bzw. 0,4 l/(l • Reaktor) (Raumbelastung von ca. 0,4 g oTS/(l • Woche)) auf

2,2 l/d bzw. 0,12 l/(l • Reaktor) (Raumbelastung von ca. 1,2 g oTS/(l • Woche)) ab.

Dieses Verhalten kann auf die bereits genannte Anhäufung von Zwischenprodukten

zurückgeführt werden. Die weiteren Biogasmessungen zeigten (Abb. 8.15), dass ab

der fünften Woche eine stabilere Biogasproduktion von ca. 2 l/d bzw.

0,11 l/(l • Reaktor) stattfand.


Abb. 8.15: Tägliche Biogasproduktion bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft

Wie bei den Versuchen von Papayaabfällen, wurden unterschiedliche, auf andere

Prozessparameter (oTS-Abbaumenge, zugegebener oTS-Gehalt des Rumensaftes

und gesamter oTS-Gehalt im Reaktor) bezogene Biogasausbeuten ermittelt. Abb.

8.16 zeigt sowohl die mittlere wöchentliche Biogasmenge als auch die

Biogasausbeuten, bezogen auf den oTS-Gehalt des zugeführten Substrats, auf den

oTS-Gehalt des Rumensaftes und auf den gesamten oTS-Gehalt im Reaktor. In Tab.

12.54 des Anhangs C sind in relativen Werten sowohl die Biogasmengen als auch

die o. g. Biogasausbeuten dargestellt.

Die gebildete wöchentliche Biogasmenge bzw. die auf den zugeführte oTS-Gehalt

bezogene Biogasausbeute verringerte sich mit zunehmender Raumbelastung der

Reaktoren in den ersten sechs Wochen von ca. 37 l bzw. ca.160 ml/g oTS auf ca. 12

l bzw. ca. 54 ml/g oTS. Die höchste Biogasmenge und die höchste Biogasausbeute

entstanden während einer instabilen Vergärungsphase. Wie oben beschrieben, wird

die Methanbildung dadurch gestört und damit der Methangehalt des Biogases gering.

Deshalb werden diese Biogasmenge und –ausbeute nicht als die optimalen Werte

angesehen. Obwohl ab der siebten Woche die Raumbelastung reduziert wurde,

blieben die Biogasmengen und -ausbeuten auf ihrem Niveau. Daraus kann gefolgert

werden, dass unter diesen Gärungsbedingungen (Temperatur und

Inokulum/Substrat-Verhältnis ) die Biogasproduktion der Bananenabfälle nicht höher

als 54 ml/g oTS liegen kann. Dabei ergab sich ein maximaler oTS-Abbau von ca. 36

Mass.-% (siehe Tab. 8.22).

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Bio

gas (

ml/

d)

Zeit (Wochen)

Beschickung: 1. Woche = 1 Mal (0,38 g oTS/l • Woche)2. Woche = 2 Mal (0,77 g oTS/l • Woche)

3.-5. Woche = 3 Mal (1,18 g oTS/l • Woche)6. Woche = 3 Mal (1,59 g oTS/l • Woche)

7.-12. Woche = 1 Mal (0,54 goTS/l • Woche)


Abb. 8.16: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft

Die auf den zugeführten oTS-Gehalt bezogene Biogasausbeute von ca. 54 ml/g oTS

liegt im Bereich von 28 und 56 ml/g oTS, in welchem auch die Biogasausbeuten der

Gärungsversuche von Bananenabfällen mit Rumensaft im Kleinmaßstab lagen (siehe

Tab. 8.10). Die hier erreichte maximale oTS-Abbaurate von ca. 36 Mass.-%

entspricht in etwa der des o. g. Gärungsversuches im Kleinmaßstab (ca. 38 Mass.-

%) (siehe Tab. 8.9). Wie Tab. 8.21 zeigt, lagen die Inokulum/Substrat-Verhältnisse im

Bereich von 2,50 bis 4,02. In der stabileren Phase der letzten Wochen lag es bei ca.

3,0. Die Erhöhung des Verhältnisses ist nach Chymoweeth et al. (1993) für einige

Arten von Substraten nötig. Wäre in dieser Phase ein höheres Inokulum/Substrat-

Verhältnis eingesetzt worden, wären dementsprechend die Biogasmengen und –

ausbeuten (evtl. auch der Methangehalt) höher ausgefallen.

Die auf den zugeführten oTS-Gehalt bezogene Biogasausbeute von ca. 54 ml/g oTS

ist höher als die 9,22 ml/g TS von Deivanai et al. (1995) (der oTS-Gehalt bei Obst-

und Gemüseabfällen liegt bei 86 - 92 Mass.-% der TS (163)) bei mesophilen

anaeroben Gärungsversuchen von Bananenabfällen mit anaerobem Faulschlamm

als Inokulum. Der maximale oTS-Abbau von ca. 36 Mass.-% hingegen entspricht

dem von 39,6 Mass.-%. der o. g. Autoren.

Die auf den zugeführten oTS-Gehalt bezogene maximale Biogasausbeute ist

niedriger als die 778 ml/g oTS von Guangqing et al. (2009) bei thermophilen

anaeroben Gärungsversuchen von Speiseabfällen mit Faulschlamm als Inokulum.

Auch liegt sie niedriger als die Biogasausbeute bei den Versuchen der o. g. Autoren

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

40000

1 2 3 4 5 6 7

Bio

gasau

sb

eu

ten

(m

l/g

oT

S)

Bio

gasm

en

ge (

ml/W

och

e)

Zeit (Wochen)


Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt deszugeführten Substrats

Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt desRumensafts

Biogasausbeute bez. auf den gesamten oTS-Gehalt im Reaktor

Beschickung: 1. Woche = 1 Mal (0,38 g oTS/l • Woche) 2. Woche = 2 Mal (0,77 g oTS/l • Woche)

3.-5. Woche = 3 Mal (1,18 g oTS/l • Woche)6. Woche = 3 Mal (1,59 g oTS/l • Woche)7. Woche = 1 Mal (0,54 g oTS/l • Woche)


bei gleichen Temperaturen mit einer 1:1-Mischung von Speise- und Grünabfällen als

Substrat, welche bei 631 bzw. 716 ml/g oTS lagen. Sie liegt ebenso unter der von ca.

90 ml/g oTS von Raposo et al. (2006) bei Gärungsversuchen mit Mais und

Faulschlamm als Inokulum bei mesophilen Temperaturen und einem

Inokulum/Substrat-Verhältnis von 3.

Abgesehen von den Zeiträumen ohne deutlicher oTS-Abbau mit Anhäufungen von

Zwichenprodukten, schwankte der oTS-Abbau zwischen 1,7 und 36 Mass.-%, wie

Tab. 8.22 darstellt. Der maximale oTS-Abbau von ca. 36 Mass.-% erfolgte bei einer

Biogasausbeute von 53,67 ml/g oTS. Guangqing et al. (2009) beobachteten

ebenfalls, dass bei thermophilen Temperaturen mit Faulschlamm als Inokulum bei

einem steigenden Inokulum/Substrat-Verhältnis auch der oTS-Abbau ansteigt.

Wie Abb. 8.13 ebenso darstellt, sinken die anderen Biogasausbeuten (die auf den

oTS-Gehalt des zugeführten Rumensaftes bzw. die auf den gesamten oTS-Gehalt im

Reaktor bezogene Biogasausbeuten) ebenso wie die bereits beschriebene

Biogasmenge und -ausbeute, bei steigender Raumbelastung der Reaktoren. Sie

schwankten zwischen 15-44 ml g/oTS und sind niedriger als die auf den oTS-Gehalt

des Rumensaftes bezogenen Biogasausbeuten der Gärungsversuche von

Bananenabfällen mit Rumensaft im Kleinmaßstab bei allen verwendeten

Raumbelastungen.

8.2.2.3 Ergebnisse der statistischen Analysen der Biogasproduktion der Vergärungsversuche von Bananenabfällen mit Rumensaft

Bei den Versuchen mit Bananenabfällen wurden ebenfalls nichtparametrische

Methoden eingesetzt, wie sie in Kap. 7.3.4.4 beschrieben wurde. Die Bestimmung

der evtl. signifikanten Differenzen zwischen den Gruppen der produzierten

Biogasmengen aufgrund der fünf unterschiedlichen verwendeten Raumbelastungen

(0,38, 0,77, 1,18, 1,59 und 0,54 g oTS/(l • Woche)) sowie die Überprüfung der

jeweiligen Hypothesen (siehe Kap. 5.2) wurde durch den Vorzeichentest und den

Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test durchgeführt.

Es wurde bei der Nullhypothese angenommen, dass die Biogasmengengruppe aller

verwendeten Raumbelastungen fünf identischen abhängigen Verteilungen

entstammen. Die mit dem Vorzeichentest ermittelten statistischen Ergebnisse des


paarweisen Vergleiches dieser Verteilungen sind in Tab. 8.23 dargestellt. Die

Wahrscheinlichkeit (exakte Signifikanz 2-Seitig) ist bei allen Vergleichen größer als

0,05. Daher haben die fünf Raumbelastungen keinen signifikanten Unterschied auf

die abhängige Variable (Biogasmenge) auf dem 95 %-Konfidenzniveau verursacht.

Mit anderen Worten ist die Wahrscheinlichkeit gleicher Mittelwerte der produzierten

Biogasmengen aus der Vergärung der Bananenabfällen mit Rumensaft bei beiden

Raumbelastungen so groß, dass bei diesem Substrat die Nullhypothese (H0-e), der

zufolge kein Unterschied zwischen den Mittelwerten besteht (siehe Kapitel 5.2), nicht

zurückgewiesen werden kann.

Tab. 8.23: Vorzeichentest bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken

Die Teststatistiken des Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Tests sind in Tab. 8.24

dargestellt. Da diese Methode empfindlicher gegenüber der Größe der Stichprobe

(Anzahl der Messwochen je Raumbelastung) als der Vorzeichentest ist, konnten

dabei nur die Raumbelastungen drei und fünf (1,18 bzw. 0,54 g oTS/(l • Woche))

bestätigt werden. Die asymptotische Signifikanz zweiseitiger Verteilung (P =

1,000 > 0,05) bestätigt, dass zwischen den Biogasmengengruppen dieser zwei

Raumbelastungen kein signifikanter Unterschied besteht.

Tab. 8.24: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft Bananen: Teststatistiken

Im Anhang C 12.4.2 sind zusätzlich die Frequenzen (Tab. 12.55) bzw. die Ränge

(Tab. 12.56) dieser zwei Methoden dargestellt.

RB 1 - RB 2 RB 1 - RB 3 RB 1 - RB 4 RB 1 - RB 5 RB 2 - RB 3 RB 2 - RB 4 RB 2 - RB 5 RB 3 - RB 4 RB 3 - RB 5 RB 4 - RB 5


1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

1,000a

Exakte Signifikanz (1-Seitig) 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500

Punkt-Wahrscheinlichkeit 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,500 0,375 0,500


Z

Asymptotische Signifikanz (2-Seitig)

Exakte Signifikanz (2-Seitig)

Exakte Signifikanz (1-Seitig)

Punkt-Wahrscheinlichkeit


-0,000

a

1,000

1,000

0,625

0,250


RB 3 - RB 5

Schlussfolgerungen und Empfehlungen 192

9 Schlussfolgerungen und Empfehlungen

9.1 Schlussfolgerungen und Empfehlungen in Bezug auf die Prozess-, Bewertungs- und Hygieneparameter

Im Folgenden werden Schlussfolgerungen zu den anaeroben Gärversuchen von

Papaya- bzw. Bananenabfällen bei thermophilen Temperaturen im Klein- und

Großmaßstab gezogen:

9.1.1 Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Versuchen im Kleinmaßstab

9.1.1.1 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die Prozess- und Bewertungsparameter

1. Die Mindestverhältnisse der wesentlichen organischen (Kohlenhydrate, Fette und

Proteine) und anorganischen (Stickstoff und Phosphor) Nährstoffe, die die

anaerob belebte Biomasse braucht, die auch und als Ausgangsstoffe für die

Biogasproduktion anzusehen sind, waren in den Papaya- bzw. Bananenabfällen

gegeben. Weitere nach Dauber (1993) für die Mikroorganismen erforderlichen

anorganischen Substanzen wie Ca, Na und K sind ebenso in beiden Früchten in

ausreichenden Konzentrationen vorhanden. Hingegen sind nicht alle für den

anaeroben Prozess günstigen Spurenelemente in Papayas und Bananen

ausreichend vorhanden. Fe, Zn, Cu, Mn und Se liegen in beiden Früchten vor.

Banane enthält zusätzlich noch F, während andere Spurenelemente (I, As, W,

Mo, Co, Ni, Cr, Pb) nach USDA (2011) weder in Papaya noch in Banane

vorhanden sind. Bei den verwendeten Fruchtmengen unterschritten theoretisch

nur Se und Fe in beiden Fruchtsubstraten die günstigen Konzentrationen.

Dennoch wurde ein relativ stabiler anaerober Prozess erreicht.

Optimierungsmaßnahmen können denoch z. B. durch Zugabe von ergänzenden

Nährstofflösungen zur Verbesserung des Wachstums sowie der Aktivität der

Biomasse ergriffen werden.

2. Bei den anaeroben Vergärungen von Papaya- bzw. Bananenabfällen bestand

keine Gefahr der Ammoniumhemmung. Ebenso kann eine Schwefelhemmung

aufgrund des niedrigen Proteingehalts beider Obstsorten ausgeschlossen

werden. Basierend auf den theoretischen Schwermetallkonzentrationen in

Papaya und Banane ist zudem eine schädliche Wirkung bei den anaeroben


Vergärungen auszuschließen. Daher können diese Abfallsubstrate zur

Verdünnung von mit Ammonium hochbelasteten, proteinreichen sowie zum Teil

mit Schwermetallen belasteten Inokula bei der Vergärung dienen.

9.1.1.2 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die Hygieneparameter

1. Da die Hauptindikatororganismen bzw. Krankheitserreger (E. Coli, Salmonelle,

Shigelle und Helmitheneir) in den Rohsubstraten nicht gefunden bzw. im Prozess

abgetötet wurden und das Gärgut dadurch die höchste Kategorisierung der

Normen und Richtlinien der EU, Mexiko und USA erfüllte, kann gefolgert werden,

dass die thermophile anaerobe Vergärung von Papaya- bzw. Bananenabfällen

seuchenhygienisch vielversprechend ist und das Gärgut anschließend

unbedenklich als Kompost oder zur Bodenverbesserung verwertet werden kann.

9.1.1.3 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die Hypothesen

1. Bei der Vergärung von Papaya- bzw. Bananenabfällen ohne und mit den

verwendeten Bioadditiven haben das Bioadditiv, die Raumbelastung oder ihre

Interaktion einen signifikanten Einfluss auf die erzeugten Biogasmenge, so dass

der Unterschied zwischen den erzeugten Biogasmengen bei mindestens einem

Bioadditiv, einer Raumbelastung oder einer Interaktion signifikant ist.

2. Die zunehmende Biogasproduktion und ihre Dauer sind klare Zeichen einer

steigenden Toleranz und Anpassung der Rumenmikroorganismen an die

thermophilen Temperaturen. Dennoch ist ein Test zur Bestimmung der

methanogenen Aktivität des Inkolums beim geplanten Temperaturbereich vor

seiner Verwendung im anaeroben Abbauprozess empfehlenswert. Bei

thermophilen Temperaturen kann zur Optimierung ebenso die spezifische

mikrobiologische Identifizierung der thermophilen Methanogenen und ggf. die

Untersuchung ihrer substratbezogenen Leistung hilfreich sein.

9.1.1.4 Spezifische Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Gärungsversuchen mit Papayaabfällen

1. Solange Papain und Bacillus sp. oder beides bei der Vergärung von

Papayaabfällen nicht mit Rumensaft kombiniert wurden, wurde kein signifikanter

Einfluss auf die Biogasmenge beobachtet. Allerdings wiesen Papain und Bacillus


sp. nur bei einer oTS-Konzentration von 6 g oTS/l einen positiven signifikanten

Einfluss auf die Leistung der Rumenmikroorganismen auf. Bei niedrigeren bzw.

höheren oTS-Konzentrationen sollen daher andere Konzentrationen von Papain

bzw. Basillus sp. untersucht werden.

2. Bei der anaeroben Vergärung von Papayaabfällen erzeugten die Mischproben

mit Rumensaft (R, PR, BR und PBR) die höchsten Biogasmengen. Dabei wurde

bei einem Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,20 (Raumbelastung von

6 g oTS/l) und der Mischprobe BR die maximale akkumulierte Biogasmenge bei

dem maximalen oTS-Abbau erreicht. Die maximale Biogasausbeute von

23,1 ml/g oTS wurde aber bei einem Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40

(Raumbelastung von 3 g oTS/l) bei der Mischprobe PR erzielt. Papain erwies

damit sich effektiver als Bacillus sp. hinsichtlich der Leistungssteigerung der

Rumenmikroorganismen bzw. des Substrats. Da die Biogasausbeute ein

entscheidenderer Faktor ist als die produzierte Biogasmenge, kann die

Mischprobe PR mit der Raumbelastung von 3 g oTS/l als die vielversprechendste

Alternative für eine großtechnische Umsetzung betrachtet werden. Da zudem die

Biogasproduktion eine steigende Tendenz mit zunehmendem Inokulum/Substrat-

Verhältnis aufwies, könnten Verhältnisse über 0,40 zwecks einer höheren

Biogasausbeute effektiver sein. Wie oben beschrieben, soll jedoch dabei die

Konzentration von Papain bei Raumbelastungen < 6 g oTS/l optimiert werden.

9.1.1.5 Spezifische Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Gärungsversuchen mit Bananenabfällen

1. Papain und Bacillus sp. verringerten im Vergleich zu der Kontrolprobe (KTL) die

Biogasmengen und –ausbeuten bei den Mischproben sowohl bei einer

Einzelverwendung (P, B) als auch bei einer kombinierten Verwendung (PB).

Obwohl Rumensaft die Ergebnisse bei der Verwendung von Papain und Bacillus

sp. verbesserte, kann dennoch aus den sinkenden Biogasmengen und -

ausbeuten zwischen R und PR, BR bzw. PBR gefolgert werden, dass die

Verwendung dieser Bioadditive bei der Vergärung von Bananenabfällen, im

Gegensatz zu Papayaabfällen, einen negativen Einfluss auf die Leistung der

Rumenmikroorganismen hat. Dieser Effekt beider Bioaddtive war umso stärker,

je niedriger die oTS-Konzentration des Bananensubstrats war. Bei höheren oTS-

Konzentrationen wurde der negative Effekt „verdünnt“. Auffällig ist dieser


negative Trend besonders bei der Protease Papain trotz des höheren

Proteingehalts von Bananen als von Papaya.

Daher kann ableitet werden, dass Papain und Bacillus sp. einen hemmenden

Einfluss auf die Vergärung von Bananenabfällen haben.

2. Bei der anaeroben Vergärung von Bananenabfällen wiesen die Mischproben mit

Rumensaft die höchsten produzierten Biogasmengen auf. Dabei wurde bei

einem Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,20 (bei einer Raumbelastung von

6 g oTS/l) die maximale akkumulierte Biogasmenge bei dem maximalen oTS-

Abbaugrad erreicht. Die maximale Biogasausbeute von 56,29 ml/g oTS wurde

aber bei einem Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40 (bei einer

Raumbelastung von 3 g oTS/l) erzielt. Obwohl die höchsten Biogasmengen bei

den Raumbelastungen von 6 bzw. 9 g oTS/l entstanden, ist die Biogasausbeute

der entscheidende Faktor für eine großtechnische Umsetzung. Daher ist eine

Mischung mit Rumensaft bei einer Raumbelastung von 3 g oTS/l als sehr

geeignet für eine großtechnische Umsetzung anzusehen.

9.1.2 Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Versuchen im Großmaßstab

9.1.2.1 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die Prozess- und Bewertungsparameter

1. Im Bezug auf das Mindestverhältnis von CSB:N:P konnten bei der Vergärung von

Papaya- bzw. Bananenabfällen mit Rumensaft die jeweiligen Ergebnisse im

Kleinmaßstab bestätigt werden, nämlich dass das notwendige Verhältnis bei

allen verwendeten Raumbelastungen gegeben war. Wie bereits erwähnt, können

aufgrund des teilweisen Mangels an Spurenelementen ergänzende

Nährstofflösungen zur Optimierung des Wachstums und der Aktivität der

Biomasse dem Prozess zugegeben werden.

2. Die hohen Ammoniakkonzentrationen, die sich bei der Vergärung der

Abfallsubstrate mit Rumensaft ergaben, können nach Van Velsen (1981) auf die

thermophilen Temperaturen zurückgeführt werden.

3. Das Risiko einer Ammoniakhemmung war auch bei niedrigen Raumbelastungen

bei der Vergärung der Abfallsubstrate mit Rumensaft gegeben. Allerdings wurde

beobachtet, dass sich die anaeroben Bakterien an die hohen

Ammoniakkonzentrationen während der Zeit anpassten somit kein Risiko einer


Hemmung mehr bestand und die Belastung sogar erhöht werden konnte. Die

Anpassung war bei Papayaabfällen einfacher als bei Bananenabfällen.

4. Bei der Vergärung von Papaya- bzw. Bananenabfällen mit Rumensaft konnten

die entsprechenden Versuchsergebnisse des Kleinmaßstabes bestätigt werden,

dass keine Gefahr einer Ammonium-, Schwefel- und Schwermetallhemmung

vorliegt. Ebenso wurde so bestätigt, dass die Abfallsubstrate zur Verdünnung

von mit Ammonium hochbelasteten, proteinreichen sowie zum Teil mit

Schwermetallen belasteten Inokula bei der Vergärung verwendet werden

können.

5. Im Allgemeinen zeigten die Versuche im Großmaßstab, dass bei thermophilen

Temperatuen ein stabiler Gärprozess mit Rumensaft als Inokulum trotz einiger

Temperaturschwankungen erreicht werden kann. Bei Bananenabfällen bzw.

fetthaltigem Abfallsubtrat aus der Geflügelproduktion (Abwasser aus der

Geflügelverpackungsanlage) dauert es jedoch etwas länger, bis sich der Prozess

stabilisiert. Bei Bananenabfällen können besonders niedrige Raumbelastungen

dabei helfen. Die niedrige Biogasmengen und –ausbeuten bei fetthaltigem

Substrat lassen sich darauf zurückführen, dass Fett biologisch schwerer

abbaubar ist und außerdem die verwendeten Rumenmikroorganismen aus einem

Millieu mit mesophilen Temperaturen stammten. Die Anwendung von Papain

kann jedoch auch unter diesen Bedingungen die Biogasmenge und –ausbeute

wesentlich erhöhen (siehe Abb. 12.25 a und Abb. 12.27 des Anhangs C).

9.1.2.2 Allgemeine Schlussfolgerungen und Empfehlungen bezogen auf die statistischen Hypothesen

1. Bei der Vergärung von Papaya- und Bananenabfällen mit Rumensaft haben die

jeweils untersuchten Raumbelastungen keinen signifikanten Einfluss auf die

produzierte Biogasmenge. Daher kann abgeleitet werden, dass evtl.

Schwankungen der Beschickung mit Substrat im Bereich der untersuchten

Raumbelastungen keine signifikante Änderung des Ertrages nach sich ziehen.

9.1.2.3 Spezifische Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Gärungsversuchen mit Papayaabfällen und Rumensaft

1. Die maximale Biogasausbeute von ca. 760 ml/g oTS und die maximale oTS-

Abbaurate von ca. 66 Mass.-% bei der Vergärung von Papayaabfällen mit


Rumensaft waren wesentlich höher als die der jeweiligen Werte bei der

Vergärung im Kleinmaßstab (ca. 9 ml/g oTS bzw. ca. 14 Mass.-%). Der

Unterschied kann auf die sich im Großmaßstab ergebenden höheren

Inokulum/Substrat-Verhältnisse zurückgeführt werden. Die Versuche im

Kleinmaßstab haben gezeigt, dass ein positiv quasi-linearer Zusammenhang

zwischen den Inokulum/Substrat-Verhältnissen und den Biogasausbeuten

besteht. Bei den Versuchen im Großmaßstab zeigte sich der zunehmende bzw.

abnehmende Trend der Biogasausbeute als im Einklang mit der Zu- bzw.

Abnahme des Inokulum/Substrat-Verhältnisses und bestätigt damit die

Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab. Bei noch höheren Inokulum/Substrat

Verhältnissen könnten durchaus höhere Biogasausbeuten und oTS-Abbauraten

erzielt werden.

2. Bezogen auf die produzierte Biogasmenge konnte bestätigt werden, dass die

anaerobe thermophile Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft bei

halbkontinuierlicher Beschickung eine vielversprechende Alternative ist und für

eine großtechnische Umsetzung in Betracht gezogen werden kann.

9.1.2.4 Spezifische Schlussfolgerungen und Empfehlungen aus den Gärungsversuchen mit Bananenabfällen und Rumensaft

1. Geringe Anfangsbelastungen in einem instabilen Zustand aufgrund hoher

Konzentrationen von Zwischenprodukten, vor allem von Essigsäure und Iso-

Buttersäure, erzeugten schwankende Biogasmengen und -ausbeuten. Ein

stabiler Prozess wurde bei einer Raumbelastung von 1,18 g oTS/(l • Woche)

erreicht, wobei die maximale wöchentliche Biogasausbeute von ca. 54 ml/g oTS

bei einem maximalen oTS-Abbau von ca. 36 Mass.-% (Inokulum/Substrat-

Verhältnis 3,7) erreicht wurde. Die Werte für die maximale Biogasausbeute und

den maximalen oTS-Abbau entsprachen denen der jeweiligen Versuche nur mit

Rumensaft im Kleinmaßstab (49 ml/g oTS bzw. 38 Mass.-%), wobei mit

zunehmender Raumbelastung die Biogasausbeute eine parabolisch

abnehmende Tendenz aufwies (siehe Abb. 8.7 a). Die Anhäufung von

Zwischenprodukten bei den Versuchen im Großmaßstab kann ebenso darauf

zurückgeführt werden, dass bei thermophilen Temperaturen die Bananenabfälle

schneller zersetzt werden, als die Umwandlung der Zwischenprodukte in Biogas

geschieht, und somit sich die o. g. Tendenz der Biogasausbeute ergibt. Höhere


Inokulum/Substrat-Verhältnisse mit kleineren Raumbelastungen hingegen

können die Biogasausbeute verbessern.

2. Obwohl die anaerobe thermophile Vergärung mit Bananenabfällen und

Rumensaft biogasbezogen als eine der vielversprechenden Alternativen und als

Basis für eine großtechnische Umsetzung anzusehen ist, soll zwecks höherer

Biogasmengen und -ausbeuten noch weiter optimiert werden, ehe die

großtechnische Umsetzung in Frage kommt.

9.2 Wirtschaftliche Aspekte in Bezug auf eine großtechnische Umsetzung der Ergebnisse

Obwohl in der vorliegenden Arbeit hauptsächlich die Ergebnisse der Vergärung von

Papaya- bzw. von Bananenabfällen diskutiert werden, kann im Allgemeinen

folgendes abgeleitet werden:

1. Die Versuche im Klein- und Großmaßstab zeigten, dass alle verwendeten

Substrate bei thermophilen Temperaturen anaerob abbaubar sind (siehe Anhang

C und D).

2. Die dabei erzeugten Gasausbeuten lassen insbesondere bei Papaya- und

Zitrusmischabfällen (siehe Tab. 12.51 bzw. Tab. 12.59 des Anhangs D) einen

wesentlichen Beitrag zur Energiegewinnung im Bereich der Landwirtschaft

erwarten.

3. Unter Einbeziehung aller nach SAGARPA, 2012 und INIFAP, 2014 jährlich in

Mexiko anfallenden Papaya-, Banane- und Zitrusmischungsabfällen von jeweils

ca. 0,3, 0,7 und 2,2 Mio. Tonnen und im Bundesland Yucatán von ca. jeweils

10500, 300 und 99700 Tonnen wäre nach den durchgeführten Untersuchungen

eine Biogasproduktion in Mexiko von bis zu ca. jeweils 11,9, 2,9 und

115,6 Mio. m3/Jahr und im Bundesland Yucatán von bis zu ca. jeweils 454, 1,3

und 5300 Tausend m3/Jahr zu erzielen. Beim Abwasser der kleinen

Verpackungsanlage der Geflügelverarbeitungsfirma könnte bei einer fetthaltigen

Abwassermenge von ca. 500 m3/Jahr eine Biogasproduktion von bis zu ca.

18 Tausend m3/Jahr erzielt werden. Diese Produktion kann dennoch mit den o. g.

Optimierungsmaßnahmen erhöht werden (siehe Kap. 9.1.2.1, 5).

4. Unter Einbeziehung der erzeugten Biogasmengen und –ausbeuten aus den o. g.

jährlich anfallenden Abfallmengen und ihrer wirtschaftlichen Bedeutung (siehe

Tab. 12.2 des Anhangs A) kann gefolgert werden, dass eine großtechnische


Umsetzung wirtschaftlich sinnvoll wäre. So ließe sich z. B. mit den gesamten

anfallenden Papayaabfällen im Bundesland Yucatán (10500 Tonnen/Jahr mit

einem umgerechnetem Verlustwert in Euro von ca. 2 Mio. – der Inlandspreis in

Mexiko von frischen Papayas beträgt ca. 200 €/Tonne -) eine Biogasanlage mit

BHKW und einer elektrischen Leistung 500 kW ertragsfähig betreiben. Eine

solche Anlage hat nach der Bioenergie Service Agentur (2014) eine

Substratkapazität von ca. 12960 Tonnen/Jahr und Investitionskosten von

ca. 1,58 Mio. Euro.

5. Die vorliegende Arbeit zeigt, dass ein kombiniertes Verfahren, das sowohl den

Umweltschutz berücksichtigt als auch einen wirtschaftlichen wie energetischen

Nutzen bietet, zu längerfristigem Umdenken führen kann.

Zusammenfassung 200

10 Zusammenfassung

Tropische Früchte wie Papayas, Bananen oder Zitrusfrüchte werden in Mexiko oft

vor der Ernte während der unterschiedlichen Wachstumsphasen durch Plagen (wie

z. B. Heuschreckenplage) bzw. Schädlingen, Kontamination von

Schädlingsbekämpfungsmitteln, extreme Hochtemperaturen und Trockenperioden,

Pflanzenkrankheiten (wie Antracnosis) oder nach der Ernte durch mangelhafte

Produktbehandlung bei den Vermaktungsstufen oder auch durch patogene

Mikroorganismen wie Salmonella beschädigt. Demzufolge gehen jährlich große

Produktmengen verloren, die derzeit hauptsächlich ohne weitere Nutzung beseitigt

werden. Andererseits ist die Menge an Abfall aus den verschiedenen Phasen der

Geflügelproduktion über das Jahr hinweg relativ konstant und nimmt durch den

steigenden Geflügelkonsum zu. Große Teile davon, die nicht wiederverwertet werden

können, werden ohne Behandlung zu Abfallplätzen oder Mülldeponieen gebracht.

Alle diese organischen Abfälle verursachen bei großen Mengen unterschiedliche

Kontaminationsprobleme und stellen ein Gesundheitsrisiko sowohl für den Menschen

als auch für die Umwelt dar. Darüber hinaus bedeutet ihre Nichtverwertung ebenso

einen Verlust von wertvollen organischen Materialien, die als erneuerbare

Energiequelle verwendet werden können. Damit könnten ihre

Kontaminationsprobleme vermieden werden. Außerdem ist die Verfügbarkeit von

Faulschlamm als Inokulum an vielen Orten limitiert. Anstelle dessen könnten

alternative Inokulumsquellen wie frischer Rumensaft oder Panseninhalt verwendet

werden.

Ähnliche Probleme treten auch in anderen tropischen Produktionsländern auf. Eine

mögliche Lösung wäre entsprechend die anaerobe Vergärung der Abfälle mit einem

alternativen Inokulum. Allerdings sind die anaerobe Vergärung von Fruchtabfällen

und die Vorteile thermophiler Gärungstemperaturen zur Abtötung von Pathogenen

bislang hauptsächlich getrennt untersucht worden. Auch sind die Verwendung von

alternativen Inokuli anstelle von Faulschlamm sowie der Einfluss verschiedener

Bioadditive auf den Abbauprozess bisher kaum untersucht worden.

Ziel dieser Arbeit war daher die Untersuchung des anaeroben Abbauprozesses der

o. g. Abfälle bei thermophilen Temperaturen in zwei verschiedenen Chargengrößen:

Zusammenfassung 201

Im Kleinmaßstab wurde die thermophile anaerobe Abbaubarkeit (Vergärung) von

Papaya-, Bananen-, Zitrusmischungs- und Geflügelbrutabfällen sowie von

Hühnermist, Geflügelschlachtabwasser und Abwasser aus einer

Geflügelverpackungsanlage untersucht. Ein wesentliches Augenmerk lag dabei auf

dem Einfluss von Papain, drei verschiedenen Bacillus Spezies und Rumensaft als

Bioadditive in Einzel- und Kombiniertverwendung auf den Abbauprozess bei drei

unterschiedlichen Raumbelastungen und den damit einhergehenden

Inokulum/Substrat-Verhältnissen. Im Großmaßstab wurde bei den Versuchen zur

thermophilen anaeroben Vergärung von Papaya-, Bananen- und Zitrusmischabfällen

sowie Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage der Einfluss des Bioadditivs

Rumensaft sowie von unterschiedlichen Raumbelastungen auf den Gärungsprozess

untersucht.

Für beide Versuchsreihen wurden Stichproben der verschiedenen Obstsorten und

der Substrate aus der Geflügelproduktion in einem Großmarkt für Obst und Gemüse

bzw. in der Produktionskette einer Geflügelverarbeitungsfirma genommen. Beide

Orte der Probenahme befinden sich in Mérida, Mexiko. Die Fruchtproben waren in

einem reifen bis überreifen Zustand und wurden mit den Schalen in Stücke von 2 bis

5 mm zerkleinert. Beide Arten von Proben wurden bei 4 oC für wenige Tage bis zu

ihren Verwendungen gelagert.

Im Kleinmaßstab wurden Batchversuche in Durchstechflaschen von 125 ml bei

thermophilen Temperaturen (55 ⁰C) mit kontinuierlicher Durchmischung in Triplikaten

durchgeführt. Bei jedem Abfallsubstrat wurden drei verschiedene Raumbelastungen

(3, 6 und 9 g oTS/l) und die damit einhergehenden Inokulum/Substrat-Verhältnisse

(0,4, 0,2, 0,1) untersucht. Bei jeder Raumbelastung wurden die Bioadditive Papain

(P), Bacillus sp. (B), Rumensaft (R) und ihre Kombinationen PB, PR, BR und PBR

sowie eine Blindprobe zur Kontrolle analysiert. Aus dem Volumen jeder Flasche

wurden 80 ml für das zu vergärende Substrat, 20 ml für die einzelnen oder

kombinierten Bioadditive bzw. nur für destilliertes Wasser (bei der Blindprobe) und

25 ml als „Headspace“ für das Biogas verwendet. Bei den Gärungsversuchen wurde

eine standardisierte Methode mit kleinen Modifizierungen (ohne Nährstofflösung und

anderer Zusammensetzung des inerten Gases) eingesetzt.

Beim Großmaßstab fand jeweils ein selbst entworfener Reaktor aus Edelstahl mit

einem Volumen von 25 Liter Verwendung. Die Gärung wurde als einstufiger

Zusammenfassung 202

anaerober Abbauprozess bei thermophilen Temperaturen (55 ºC) mit

halbkontinuierlicher Beschickung und kontinuierlicher Durchmischung in Triplikaten

durchgeführt. Als Inokulum wurde frisch ausgepresster Rumensaft verwendet. Bei

jedem Abfallsubstrat wurden unterschiedliche Raumbelastungen und damit

unterschiedliche Inokulum/Substrat-Verhältnisse untersucht. Begonnen wurde mit

Raumbelastungen unter 1,5 g oTS/(l • Woche).

Bei beiden Maßstäben wurde ein Monitoring der anorganischen und organischen

Prozess- und Bewertungsparameter sowie der Biogasproduktion durchgeführt. Für

die Laboranalyse dieser Parameter wurden Standardmethoden verwendet.

Zur Bestimmung signifikanter Unterschiede zwischen den jeweils erzeugten

Biogasmengen der Abfallsubstrate wurden bei den Versuchen im Kleinmaßstab

statistische Analysen mit Hilfe der Software Statgraphics Plus Version 5.1

durchgeführt. Bei den Versuchen im Großmaßstab wurde zur statistischen Analyse

darüber hinaus noch die Software SPSS, Version 17, eingesetzt, um bei jedem

Abfallsubstrat signifikante Unterschiede zwischen den Biogasmengen, die bei den

verwendeten Raumbelastungen erzeugt wurden, zu bestimmen.

Aufgrund der Vielfalt der Ergebnisse und weil Papaya- und Bananenabfälle unter den

häufigsten Fruchtabfällen sind, werden in der vorliegenden Arbeit nur diese

Abfallsubstrate sowohl im Klein- als auch im Großmaßstab diskutiert und in den

nächsten Abschnitten zusammengefasst. Allerdings können dem Anhang die

Ergebnisse mit den weiteren Substraten entnommen werden.

Bei den Versuchen im Kleimaßstab bei der Vergärung sowohl von Papayaabfällen

als auch von Bananenabfällen war das Mindestnährstoffverhältnis für CSB:N:P in

Höhe von 300:5:1 gegeben. Es bestand keine Gefahr der Ammonium-, Schwefel-

oder Schwermetallhemmung. Aufgrund des Einflusses der Variablen Bioadditiv,

Raumbelastung oder ihrer Interaktion auf die produzierte Biogasmenge konnten

signifikante Unterschiede bei der Biogasproduktion identifiziert werden.

Bei der Vergärung von Papayaabfällen zeigten Papain und Bacillus sp. einen

positiven Einfluss auf den Prozess nur bei der Raumbelastung von 6 g oTS/l. Bei

einer Raumbelastung von 6 g oTS/l und der Mischung von Papayaabfällen mit

Bacillus sp. und Rumensaft (BR) wurde der maximale oTS-Abbau von ca. 28 Mass.-

% am vierten Versuchstag erreicht. Die maximale Biogasausbeute betrug 23,1 ml/g

oTS und wurde bei der Mischprobe mit Papain und Rumensaft (PR) bei dem

Zusammenfassung 203

höchsten eingesetzten Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40 erreicht. Die

anderen Mischproben mit Rumensaft wiesen ebenfalls hohe Biogasmengen auf.

Mischungen von Rumensaft mit Papain bzw. Bacillus sp. (PR, BR) und mit beiden

Bioadditiven (PBR) können bezogen auf die produzierte Biogasmenge als

vielversprechende Alternativen für eine großtechnische Umsetzung betrachtet

werden.

Bei der Vergärung von Bananenabfällen wiesen Papain und Bacillus sp. einen

hemmenden Einfluss auf die Leistung der Rumenmikroorganismen und den

Abbauprozess auf. Bei einer Raumbelastung von 6 g oTS/l und der Mischprobe mit

Rumensaft (R) lag am fünften Tag der maximale oTS-Abbau bei ca. 38 Mass.-%. Die

maximale Biogasausbeute betrug 56,29 ml/g oTS und wurde bei dem höchsten

eingesetzten Inokulum/Substrat-Verhältnis von ca. 0,40 erreicht. Die Mischprobe nur

mit Rumensaft wies o .g. Biogasausbeute auf und kann als eine vielversprechende

Alternative für eine großtechnische Umsetzung betrachtet werden.

Aufgrund der Gefahren durch Schädlinge und Pathogene bei zerlegten Früchten und

der evtl. Übertragung von Krankheiten wurden die Versuche zusätzlich durch eine

Untersuchung der Hygienesituation ergänzt. Die thermophilen anaeroben

Vergärungen von Papaya- bzw. Bananenabfällen zeigten sich seuchenhygienisch als

vielversprechend, weil die Hauptindikatororganismen bzw. Krankheitserreger der

Normen und Richtlinien der EU, Mexikos und der USA in den Rohsubstraten gar

nicht gefunden bzw. während des Prozesses eliminiert wurden. Somit erfüllte das

Gärgut die höchste Kategorisierung dieser Normen und Richtlinien, so dass dieses

als Kompost bzw. zur Bodenverbesserung verwertet werden kann.

Bei den Versuchen im Großmaßstab bei der Vergärung mit Rumensaft von

Papayaabfällen bzw. von Bananenabfällen war ebenso das o. g.

Mindestnährstoffverhältnis von CSB:N:P gegeben. Es lagen jedoch hohe

Ammoniakkonzentrationen vor, die eine potentielle Ammoniakhemmung bewirken

können, solange die Bakterien noch nicht an die entsprechenden Konzentrationen

adaptiert worden sind. Bei Ammonium, Schwefel und Schwermetallen wurden die

Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab bestätigt, dass keine Gefahr der

Hemmung vorliegt. Zwischen den produzierten Biogasmengen lag bei den

untersuchten Raumbelastungen der Abfallsubstrate kein signifikanter Unterschied

Zusammenfassung 204

vor. Die Raumbelastung hatte also unter den beschriebenen Versuchsbedingungen

keinen signifikanten Einfluss auf die produzierte Biogasmenge.

Bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft wurde eine maximale

Biogasausbeute von ca. 760 ml/g oTS bei einem maximalen oTS-Abbau von

ca. 66 Mass.-% erreicht, während bei der Vergärung von Bananenabfällen mit

Rumensaft eine maximale Biogasausbeute von ca. 54 ml/g oTS bei einem

gleichzeitigen maximalen oTS-Abbau von ca. 36 Mass.-% erreicht wurde. Es konnte

daher bestätigt werden, dass die anaeroben thermophilen Vergärungen mit

Rumensaft sowohl von Papayaabfällen als auch von Bananenabfällen bei einer

halbkontinuierlichen Beschickung vielversprechende Alternativen sind und sie als

Basis für eine großtechnische Umsetzung angewandt werden können.

Summary 205

11 Summary

Studies on the Anaerobic Degradation Process of Selected Waste Substrates Using Specific Micro-organisms and Enzymes

Tropical fruits such as papayas, bananas or citrus fruits in Mexico are often damaged

before harvest during the different growth phases by plagues (such as the locusts

plague) or pests, contamination by pesticides, extreme high temperatures and

droughts, plant diseases (such antracnosis) or after the harvest during the marketing

stages by defective product treatment or by pathogenic microorganisms such as

Salmonella. Consequently, large quantities of product get lost per year and currently

these are disposed of incorrectly without further use. On the other hand, the amount

of waste from the different phases of chicken production over the year is relatively

constant and increases every year according to chicken consumption. Large parts of

chicken waste that cannot be recycled are disposed of without treatment in waste

places or landfills.

All of these organic wastes, if in large quantities, create different contamination

problems and represent a risk for both humans and the environment. Additionally if

these organic wastes are not recycled, they represent a loss of valuable organic

materials that could be used as a renewable energy source and thus their

contamination problems could be avoided. Furthermore, the availability of inocula

from digested sludge is in places with limited anaerobic digestion applications

resulted in many difficulties. Instead of that, other alternatives of inoculum sources

such as fresh rumen fluid or cattle manure could be used.

Similar problems can be found in other tropical producing countries. One possible

solution would be to combine the anaerobic digestion of waste with an alternative

inoculum. However, the anaerobic digestion of fruit waste and the advantages of the

the thermophilic anaerobic digestion in the destruction of pathogens have been

researched separately for many years. Additionally, the use of alternative inocula

different than digested sludge or the effect on the anaerobic digestion process of

different bio-additives, have been up to now poorly studied.

The objective of this study was to investigate the anaerobic digestion process of the

above mentioned organic wastes by thermophilic temperatures in two scales:

Summary 206

A small-scale to study the thermophilic anaerobic bio-degradability (digestion) of

wastes from papaya, banana, citric mixed fruits and chicken incubator as well as of

chicken manure, wastewater from the chicken slaughterhouse and from chicken

packaging. An essential focus was on the influence of papain, three different bacillus

species and rumen fluid as bio-additives in single use or in combination with each

other, on the degradation process at three different loading rates and three

associated ratios of inoculum/substrate.

A large-scale to study the thermophilic anaerobic digestion of wastes from papaya,

banana and citrus mixed fruits and wastewater from chicken packaging under the

influence of different loading rates and of the bio-additive rumen fluid.

For both scales, the samples of fruits were collected in a large fruit and vegetable

market and those of the different stages of the chicken production, in the production

chain of a chicken processing company. Both sampling places are located in Mérida,

Mexico. The sampled fruits were in mature to overripe conditions. They were

chopped with shells into pieces of 2 to 5 mm. Both types of samples were stored at 4

⁰C for a few days before being used.

In the small-scale, batch experiments in vials of 125 ml at thermophilic temperatures

(55 ⁰C) with continuous mixing in triplicates were run. Three different loading rates (3,

6 and 9 g VS/l) and thus three associated ratios of inoculum/Substrat (0.4, 0.2, 0.1)

were studied in each waste substrate. By each loading rate the bio-additives papain

(P), Bacillus species (B), Rumen fluid (R) and their combinations, PB, PR, BR and

PBR and a blank as a control were studied. From the volume of each vial, 80 ml were

used for substrate, 20 ml for the single or combined bio-additives or only for distilled

water (in the blank test) and 25 ml as "headspace" for the biogas. A standardized

method was applied with small modifications in these digestions (without nutrient

solution and different composition of the inert gas).

In the large-scale, a self-designed reactor of 25 liters made of stainless steel was

used. A single-stage anaerobic digestion process at thermophilic temperatures (55

°C) with a semi-continuous feed and continuous mixing was run in triplicates. As the

inoculum, fresh squeeze rumen fluid was utilized. Different loading rates and thus

different associated ratios of inoculum/substrate were studied in each waste

substrate. It was started with loading rates less than 1.5 g VS/(l • week).

Summary 207

In both scales a monitoring of inorganic and organic process and control parameters

as well as of the biogas production were carried out. Standard methods for the

laboratory analysis of these parameters were used.

In the experiments in the small-scale, statistical analyzes assisted by the software

Statgraphics Plus version 5.1 were carried out to determine if in each waste

substrate there were significant differences among the biogas quantities generated

by each load, bio-additive and their interactions. In the experiments in the large-

scale, the statistical analyzes were carried out using additionally the software SPSS

version 17, to determine if in each waste substrate there were significant differences

among the biogas quantities produced by each load used.

Due to the large number of research results and because papaya and banana waste

under the major fruit wastes are, in the present work only those of these wastes in

both scales are discussed and summarized in the next paragraphs. However, further

results related to the others waste substrates can be found in the appendix.

In the small-scale, during the corresponding digestions of papaya and banana waste,

the minimum of the nutrient ratio COD:N:P was given in the amount of 300:5:1. No

risk existed for ammonium, sulfur and heavy metal inhibition. Due to the influence on

the biogas produced of the variables bio-additive, organic loading rate or their

interaction, significant differences among the biogas quantities were found.

In the digestion of papaya waste, papain and bacillus sp. showed a positive influence

on the process only at the loading rate of 6 g VS/l. At the loading rate of 6 g VS/l and

in the mixture of papaya waste with bacillus sp. and rumen fluid (BR), the VS-

reduction was about 28 % and was achieved on the fourth day. The maximum biogas

yield was 23.1 ml/g VS added and was obtained in the composite sample with papain

and rumen fluid (PR) at the highest ratio of inoculum/substrate of 0.40. The other

composite samples with rumen fluid also showed high amounts of biogas. Mixtures of

rumen fluid with papain or bacillus sp. (PR, BR) and with both bio-additives (PBR)

can be considered in relation to the amount of biogas produced as promising

alternatives for large-scale implementation.

In the digestion of banana waste, papain and bacillus sp. showed an inhibitory effect

on the performance of the rumen fluid micro-organisms and the digestion process.

At the loading rate of 6 g VS/l and the mixed sample of banana waste with rumen

fluid (R) the maximum VS-reduction was about 38 % and was achieved on the fifth

Summary 208

day. The maximum biogas yield was 56.29 ml/g VS added and was obtained at the

highest ratio of inoculum/substrate of 0.40. The mixed sample with rumen fluid

showed the above-mentioned maximum biogas yield and can be considered as one

of the promising alternatives for a large-scale implementation.

Due to the risk of pests and pathogens in the decomposed fruits and to possible

diseases transmission, these experiments were complemented with a study of the

hygiene situation. The thermophilic anaerobic digestions of papaya and banana

waste were hygienically promising, because the main indicator organisms or

pathogens of the standards of the EU, Mexico and USA were not found in the raw

substrates or were eliminated by the process. Thus, the digested material fulfilled the

highest categorization of these standards, so that it can be reused as compost or soil

improver.

In the large-scale, during the digestions with rumen fluid of papaya waste and

respectively of banana waste, the above-mentioned minimum of the nutrient ratio

COD:N:P was also given. However, there were high concentrations of ammonia,

which can cause a potential ammonia inhibition, while bacteria are not been adapted

to these concentrations. For ammonium, sulfur and heavy metals, the results of the

small scale were confirmed. That is, no risk existed for the inhibition in either case. In

each studied waste substrate, there were no significant differences among the biogas

quantities produced at the used loading rates. That means that the loading rate had

no significant effect on the biogas quantity under the described experimental

conditions. In the digestion of papaya waste with rumen fluid, the maximum biogas

yield was about 760 ml/g VS added, with a maximum VS-reduction of about 66 %. In

the digestion of banana waste with rumen fluid, the maximum biogas yield was about

54 ml/g VS added, with a simultaneous maximum VS-reduction of approximately

36 %. Therefore, could be confirmed that the anaerobic thermophilic digestions with

rumen fluid of papaya waste and respectivelly of banana waste with a semi-

continuous feeding are promising alternatives. Thus, they can be used as a basis for

full-scale implementation.

Anhänge 209

12 Anhänge

12.1 Anhang A: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und Papaya in Mexiko

Tab. 12.1: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und Papaya in Mexiko, Jahr 2012 nach SAGARPA, 2012 und INIFAP, 2014

Tab. 12.2: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und Papaya in Yucatán, Mexiko, Jahr 2012 nach SAGARPA, 2012 und INIFAP, 2014

Anbaufläche Erntefläche Differenzproduzierte

MengeLeistung Inlandspreis Produktionswert

(Ha) (Ha) (%) (Ton) (Ton/ha) (Euro/Ton) (Euro)Vorernte

(Ton)

ca. 30 %

Nachernte

(Ton)

Verlustwert

(Euro)

Orange 333.073,77 323.357,14 2,92 3.666.789,65 11,34 90,72 332.641.195,37 66.110,50 1.100.036,90 105.789.723,79

Zitrone 166.515,94 149.193,70 10,40 2.055.208,89 13,78 131,89 271.070.817,60 143.172,89 616.562,67 100.204.966,61

Zitrone (real) 4,5 4,5 0,00 33,45 7,43 223,32 7.470,08 0,00 10,04 2.241,02

Grape Fruit (Pomelo) 18.223,60 17.082,21 6,26 415.470,85 24,32 95,37 39.622.980,08 16.656,43 124.641,26 13.475.398,32

Mandarin 22.396,63 21.266,41 5,05 272.426,07 12,81 72,95 19.873.263,69 8.686,98 81.727,82 6.595.687,19

Limette 1.563,56 1.490,38 4,68 15.555,08 10,44 132,30 2.057.994,63 458,27 4.666,52 678.028,85

andere Zitrusfrüchte 222,07 180,52 18,71 847,65 4,70 115,46 97.872,45 117,06 254,30 42.878,02

Gesamtzitrusfrüchte 542.000,07 512.574,86 5,43 6.426.331,64 84,81 862,02 665.371.593,89 235.202,12 1.927.899,49 226.788.923,81

Banane 75.314,64 72.617,44 3,58 2.203.861,42 30,35 144,82 319.166.837,30 49.116,01 661.158,43 102.863.112,87

Papaya 16.254,35 14.226,85 12,47 712.917,40 50,11 205,74 146.672.421,49 60.958,82 213.875,22 56.543.119,05

Frucht

Verluste

Anbaufläche Erntefläche Differenzproduzierte

MengeLeistung Inlandspreis Produktionswert

(Ha) (Ha) (%) (Ton) (Ton/ha) (Euro/Ton) (Euro)Vorernte

(Ton)

ca. 30 %

Nachernte

(Ton)

Verlustwert

(Euro)

Orange 12.510,93 12.086,86 3,39 153.595,35 12,71 66,95 10.283.255,33 3.233,96 46.078,61 3.301.491,06

Zitrone 5.234,63 4.779,94 8,69 126.923,52 26,55 69,73 8.850.445,03 7.243,21 38.077,06 3.160.206,54

Grape Fruit (Pomelo) 442,36 428,57 3,12 7.323,74 17,09 148,47 1.087.322,64 141,40 2.197,12 347.190,21

Mandarin 659,33 622,33 5,61 7.269,05 11,68 114,72 833.925,81 259,30 2.180,72 279.924,91

Limette 8,29 6,61 20,27 72,15 10,92 244,09 17.610,89 11,01 21,65 7.970,02

andere Zitrusfrüchte 171,07 137,52 19,61 568,06 4,13 67,96 38.606,75 83,14 170,42 17.232,21

Gesamtzitrusfrüchte 19.026,61 18.061,83 5,07 295.751,87 83,08 711,92 21.111.166,45 10.972,01 88.725,56 7.114.014,95

Banane 211 208 1,42 1.045,95 5,03 313,73 328.145,88 9,05 313,79 101.284,27

Papaya 631,6 460,6 27,07 20.050,26 43,53 188,61 3.781.594,18 4.466,18 6.015,08 1.976.825,07

Frucht

Verluste

Anhänge 210

12.2 Anhang B: Ergebnisse der Versuche im Mittelmaßstab

Abb. 12.1: Foto der Reaktoren im Mittelmaßstab im Umweltlabor des Lehrstuhls für Energie-und Umwelttechnik der Lebensmittelindustrie der TU München

Abb. 12.2: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Faulschlamm

Abb. 12.3: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Faulschlamm

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77

mg

Fett

säu

re/l

ml

Bio

gas/d

Zeit (Tage)

Tägliches Biogas Essigsäure Propionsäure Iso-Buttersäure Buttersäure Iso-Valeriansäure

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

2000

0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77

mg

Fett

säu

re/l

ml

Bio

gas/d

Zeit (Tage)

Tägliches Biogas Essigsäure Propionsäure Iso-Buttersäure Iso-Valeriansäure

Anhänge 211

Abb. 12.4: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Faulschlamm

Abb. 12.5: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von der Kontrolle (Faulschlamm)

Tab. 12.3: Zusammensetzung zweier Stichproben des erzeugten Biogases der Vergärung von organischen Abfallsubstraten mit Faulschlamm

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77

mg

Fett

säu

re/l

ml

Bio

gas/d

Zeit (Tage)


0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77

mg

Fett

säu

re/l

ml

Bio

gas/d

Zeit (Tage)


Papayaabfälle 40,40 50,10 32,60 42,10 197,00 877,00 240,00 706,00

Durchschnittlich

Bananenabfälle 41,60 32,10 28,30 29,90 137,00 128,00 108,00 98,00

Durchschnittlich

Zitrusmischung 40,60 44,80 41,90 44,30 133,00 138,00 133,00 100,00

Durchschnittlich 42,70 43,10 135,50 116,50

45,25 37,35 537,00 473,00

36,85 29,10 132,50 103,00

CH4 CO2 H2 H2S

(%) (%) (ppm) (ppm)

Anhänge 212

12.3 Anhang C: Weitere Ergebnisse der Versuche im Kleinmaßstab

12.3.1 Allgemeine Ergebnisse

Tab. 12.4: Konzentrationen an Spurenelementen und Schwermetallen in den verwendeten Substraten (179), (225), (24)

Hemmung ab: (mg/l) 150 40 10 100 300 20

Bedarf (mg/l) 0,008 0,005-0,05 0,005-50 0,003-0,06 1-10 0,005-0,5 0,005-50 0,02-200

Papayas 3,7100 0,0002 - - - - - 0,0148 - 0,0928 0,0297 0,0167 - - - - -

Bananen 1,5900 0,0002 - - 0,0003 - - 0,0429 - 0,0413 0,0413 0,0124 - - - - -

Grapefruit 0,4840 0,0000 - - 0,0000 - - 0,0006 - 0,0044 0,0034 0,0023 - - - - -

Orangen 0,5216 0,0000 - - - - - 0,0000 - 0,0417 0,0057 0,0030 - - - - -

Mandarinen 0,5425 0,0000 - - - - - 0,0021 - 0,0081 0,0038 0,0023 - - - - -

Limonen 0,5750 0,0000 - - - - - 0,0009 - 0,0390 0,0083 0,0035 - - - - -

0,0001 0,0000 0,0036 0,0932 0,0212 0,0110

Hühnermist 0,5000 8,7815 4,9600 0,1905 0,1345 0,0555 0,0080 0,0010

Geflügelbrutabfälle Abwasser 79,0391

Brutrückstände 1,6152

fetthaltiger halbfester Schaum 0,4552 0,4120 0,1702 0,0938 0,0735 0,0667 0,0012 0,0014

Hühnergülle 0,0227 0,3987 0,2252 0,0086 0,0061 0,0025 0,0004 0,0000

Feder 0,0091

0,8106 0,3954 0,1024 0,0796 0,0692 0,0016 0,0015

0,5200

Papayas 7,4300 0,0004 - - - - - 0,0297 - 0,1858 0,0594 0,0334 - - - - -

Bananen 3,1700 0,0003 - - 0,0007 - - 0,0856 - 0,0824 0,0824 0,0247 - - - - -

Grapefruit 0,9680 0,0000 - - 0,0001 - - 0,0012 - 0,0087 0,0068 0,0045 - - - - -

Orangen 1,0432 0,0001 - - - - - 0,0000 - 0,0835 0,0115 0,0059 - - - - -

Mandarinen 1,0850 0,0000 - - - - - 0,0042 - 0,0163 0,0076 0,0046 - - - - -

Limonen 1,1500 0,0001 - - - - - 0,0018 - 0,0780 0,0166 0,0070 - - - - -

0,0002 0,0001 0,0072 0,1864 0,0424 0,0221

Hühnermist 1,0100 17,7386 10,0192 0,3848 0,2717 0,1121 0,0162 0,0020




Hühnergülle 0,0454 0,7974 0,4504 0,0173 0,0122 0,0050 0,0007 0,0001

Feder 0,0182

1,6213 0,7909 0,2048 0,1592 0,1384 0,0031 0,0029

1,0500

Papayas 11,1400 0,0007 - - - - - 0,0446 - 0,2785 0,0891 0,0501 - - - - -

Bananen 4,7600 0,0005 - - 0,0010 - - 0,1285 - 0,1238 0,1238 0,0371 - - - - -

Grapefruit 1,4520 0,0000 - - 0,0001 - - 0,0017 - 0,0131 0,0102 0,0068 - - - - -

Orangen 1,5648 0,0001 - - - - - 0,0000 - 0,1252 0,0172 0,0089 - - - - -

Mandarinen 1,6275 0,0000 - - - - - 0,0063 - 0,0244 0,0114 0,0068 - - - - -

Limonen 1,7250 0,0001 - - - - - 0,0027 - 0,1170 0,0249 0,0105 - - - - -

0,0003 0,0001 0,0108 0,2796 0,0637 0,0331

Hühnermist 1,5100 26,5201 14,9792 0,5753 0,4062 0,1676 0,0242 0,0030




Hühnergülle 0,0681 1,1960 0,6756 0,0259 0,0183 0,0076 0,0011 0,0001

Feder 0,0273

2,4319 1,1863 0,3073 0,2389 0,2076 0,0047 0,0044

1,5700

: Mangel

Substrat Zusamentsetzung

Verwen

dete

Menge

Arsen

(As)

Spurenelemente

Cadmium

(Cd)

Gesamt in Geflügelschlachtabwasser

Konzentration jedes Elements in den verwendeten Substratmengen (mg/l)

Eisen

(Fe)

Zink

(Zn)

Kupfer

(Cu)

Mangan

(Mn)

Selen

(Se)Jod (I)

Wolfram

(W)

Schwermetalle



Chrom

(Cr)

Quecksilber

(Hg)

Nickel

(Ni)

Raumbelastung

(g oTS/l)

Blei

(Pb)

6

9

Molybdän

(Mo)

Kobalt

(Co)


Gesamt in Zitrusmischung

Abwasser aus Geflügelverpackungen

Flourid

(F)






3

Zitrusmischung

Zitrusmischung

Zitrusmischung


Anhänge 213

Tab. 12.5: Mikroorganismen vor und nach den Versuchen bei allen Substraten und Behandlungen

SubstratBehandlung

(Akronym)Vor den Versuchen Nach den Versuchen

Kontrolle (KTL) Gram-positive Kokken

Papain (P) Enterobacter sp.

Bacillus sp. (B) Bacillus sp.

Rumensaft (R) Enterobacter sp., Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PB Enterobacter sp., Klebsiella sp., Bacillus sp. Bacillus sp.

PR Citrobacter sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

BR NFGNB, Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PBR Enterobacter sp., Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

Kontrolle (KTL) Bacillus sp., Pseudomonaden sp.

Papain (P) NFGNB, Klebsiella sp.

Bacillus sp. (B) Enterobacter sp., Bacillus sp., Pseudomonaden sp.

Rumensaft (R) Enterobacter sp., Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PB Klebsiella sp., Proteus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PR Enterobacter sp. Bacillus sp.*

BR Enterobacter sp., Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.*

PBR Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.*, Enterobacter sp.

Kontrolle (KTL) Pseudomonaden sp.

Papain (P) Klebsiella sp.

Bacillus sp. (B) Bacillus sp. sp. Bacillus sp.

Rumensaft (R) NFGNB, E. Coli. Bacillus sp.

PB Enterobacter sp., Klebsiella sp.

PR Enterobacter sp., Klebsiella sp. Bacillus sp.

BR Klebsiella sp., Bacillus sp. Bacillus sp.*

PBR Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.*

Kontrolle (KTL) Klebsiella sp. Bacillus sp.

Papain (P) Enterobacter sp., Klebsiella sp.

Bacillus sp. (B) Enterobacter sp., Bacillus sp. Bacillus sp.

Rumensaft (R) Enterobacter sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PB Klebsiella sp., Bacillus sp.

PR NFGNB, Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

BR NFGNB, Enterobacter sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

PBR Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.

Kontrolle (KTL) Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.*

Papain (P) Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Enterobacter sp.

Bacillus sp. (B) Citrobacter sp., Bacillus sp. Bacillus sp.

Rumensaft (R) Enterobacter sp., Pseudomonaden sp., Morganella sp. Bacillus sp.*

PB Bacillus sp., E. Coli Bacillus sp.

PR Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Enterokokken sp.

BR Enterobacter sp., Citrobacter sp., Bacillus sp. sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Enterokokken sp.

PBR Enterobacter sp., Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Enterokokken sp.

Kontrolle (KTL) Proteus sp., Pseudomonaden sp., Providencia sp.

Papain (P) Proteus sp., Providencia sp.

Bacillus sp. (B) NFGNB, Proteus sp., Bacillus sp. Bacillus sp., Enterobacter sp.

Rumensaft (R) Proteus sp., Providencia sp. Bacillus sp., Enterobacter sp.

PB Citrobacter sp., Bacillus sp., Providencia sp.

PR Enterobacter sp., Proteus sp. Bacillus sp., Enterobacter sp.

BR Proteus sp., Bacillus sp. Bacillus sp.*, Enterobacter sp., Enterokokken sp.

PBR Bacillus sp., Providencia sp. Bacillus sp.*, Enterobacter sp.

Kontrolle (KTL) Enterobacter sp.

Papain (P) Enterobacter sp.

Bacillus sp. (B) NFGNB, Enterobacter sp.

Rumensaft (R) Enterobacter sp., Pseudomonaden sp. Enterokokken sp., Pseudomonaden sp.

PB Klebsiella sp., Pseudomonaden sp.

PR NFGNB, Klebsiella sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp.*

BR Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Pseudomonaden sp.

PBR Enterobacter sp., Bacillus sp., Pseudomonaden sp. Bacillus sp., Enterokokken sp.

Rumensaft (1. Probe) Bacillus sp.*

Rumensaft (2. Probe) Bacillus sp., Enterobacter sp.

* Zwei Spezies

NFGNB: Nicht fermentierende Gram-negative Bakterien

Papayasabfälle

Zitrusmischung

Bananenabfälle

Geflügelbrutabfälle

Abwasser aus

Gefügelverpackungen


Hühnermist

Anhänge 214

Tab. 12.6: Eigenschaften der vor und nach den Versuchen identifizierten Mikroorganismen bei allen Substraten (225), (226), (227), (228), (229), (230)

Gattung Familie Menschen Pflanzen Tieren

EnterobacterEntero-

bacteriaceae • ••

(w einige

Stämme)

35-37 ⁰C (einige

bei 44,5 ⁰C)- - +

Stäbchen, die chemoorganotrophe sind, d. h. sie verwenden organische

Verbindungen als Energie- und C-Quelle. Sie haben respiratorischen und

fermentativen Stoffwechsel. Sie kommen in fast allen Lebensräumen

einschließlich des menschlichen Darmes vor. Viele sind Zersetzer und wachsen

auf toter organischer Substanz und auch in Gegenwart von Gallensäuren und

Reinigungsmittel

KlebsiellaEntero-

bacteriaceae • • • 37 ⁰C - - +

Chemoorganotrophe Stäbchen, die Stickstoff-Fixierer und in der Natur

allgegenwärtig sind und respiratorischen und fermentativen Stoffwechsel haben.

D-Glucose und andere Kohlenhydrate werden mit der Produktion von Säure und

Gas abgebaut, aber anaerogenic Stämme auftreten. Sie wachsen besonders in

menschlichen Fäkalien, Boden, Wasser, Getreide, Obst und Gemüse. Einige

Arten sind opportunistische Krankheitserreger

CitrobacterEntero-


chemoorganotrophe Stäbchen, die in der Natur allgegenwätig und in der Lage

sind Stickstoff zu fixieren und respiratorischen und fermentativen Stoffwechsel

haben. Sie fermentieren Lactose und reduzieren Nitraten und sind auch

diazotrophe, d. h. sie wachsen mit elementaren molekularem N2 als

Stickstoffquelle. D-Glucose und andere Kohlenhydrate werden mit der

Produktion von Säure und Gas abgebaut

NFGNB

mindestens

15

verschieden

e Familien

• • • • 5-42 ⁰C -

- (einige

Stämme)

+ (einige

Stämme)

+

Kokkoiden oder stäbchenförmigen, nicht sporenbildende Bakterien, die Glukose

oxidativ oder gar nicht abbauen und nicht zur Fermentation fähig sind. Die

Oxidase-positive können Nitrat reduzieren und die Oxidase-negative nicht

Pseudo-

monaden

Pseudo-

monadaceae ••

(einige

Stämme)

• (einige

Stämme)

• (einige

Stämme)

37 ⁰C (fähig zu

wachsen auch

bei 42 ⁰C)

- + +

Allengegenwärtige nicht sporenbildende Stäbchen, die O2 als

Elektronenakzeptor für ihren oxidativen Energiestoffwechsel brauchen. Zucker

werden dabei über den Entner-Doudoroff-Weg zur Energiegewinnung abgebaut.

Nitrat kann bei den meisten Arten als alternativer Elektronenakzeptor bei der

Atmung dienen (Nitratatmung). Aufgrund ihrer Porine-enthaltende Zellwand sind

sie tolerant gegenüber einer Vielzahl von physikalischen Bedingungen,

einschließlich Temperatur. Sie sind beständig gegenüber hohen

Konzentrationen von Salzen, Farbstoffen, schwachen Antiseptika und den

meisten häufig verwendeten Antibiotika. Sie haben einen an die Umwelt

anpassenden Stoffwechsel

E. ColiEntero-


Kurze, gerade nicht sporenbildende Stäbchen, die häufig im unteren Darm von

warmblütigen Organismen zu finden sind, als single oder paarweise auftreten

und schnell in Wasser, Boden und Planzen wachsen. Sie haben

respiratorischen und fermentativen Stoffwechsel. Unter anaeroben Bedingungen

brauchen sie Kohlenhydrate. Sie können Lactose und Glucose fermentieren

und Nitrat zu Nitrit reduzieren. Glucose wird zu Pyruvat fermentiert, das zu

Milchsäure, Essigsäure und Ameisensäure umgesetzt wird. Ein Teil der

letzteren wird durch Hydrogenlyase zu H2 und CO2 umgewandelt. Einige

Stämme produzieren kein Gas. Sie fassen apathogene, fakultativ pathogene

und obligat pathogene Stämme um

ProteusEntero-

bacteriaceae • ••

(einige

Stämme)

37 ⁰C - - +

Nicht verkapselte und nicht sporenbildende chemoorganotrophe Stäbchen, die

Teil der normalen Darmflora des Menschen sind und respiratorischen und

fermentativen Stoffwechsel haben aber keine Lactose fermentieren. Ein oder

mehrere Stämme fermentieren Glycerin, Maltose, Saccharose, Trehalose und D-

Xylose. D-Glucose und andere Kohlenhydrate werden mit der Produktion von

Säure und in der Regel Gas abgebaut

ProvidenciaEntero-



respiratorischen und fermentativen Stoffwechsel haben. Sie fermentieren keine

Lactose. Einige Arten fermentieren Glycerin, Maltose, Saccharose, Trehalose

und D-Xylose. D-Glucose und andere Kohlenhydrate werden mit der Produktion

von Säure abgebaut. Einige Stämme produzieren Gas

MorganellaEntero-



respiratorischen als auch fermentativen Stoffwechsel haben aber keine Lactose

fermentieren

Gram-

positive

Kokken: 1) Strepto-

coccus 2) Staphylo-

cocous

1) Strepto-

coccaceae 2) Staphylo-

coccaceae

• •1)>10-<45 ⁰C

2)30-37 ⁰C+ -

1)- 2)+

Die Kokken produzieren Säure ohne Gas aus der Glucose und wachsen bei 5

% NaCl. Streptococcus: Nicht sporenbildende, kugelförmige bis ellipsoide

Zellen, die paarweise oder in verschieden langen Ketten angeordnet sind. Sie

sind chemoorganotroph und fermentieren hauptsächlich Kohlenhydrate zu

Milchsäure und siedeln in und an Menschen und Säugetieren, können aber

auch schwere Erkrankungen verursachen. Staphylococcus: kugelförmige, in

Paaren oder in unregelmäßigen (weintraubenähnlichen) Haufen angeordnete,

nicht sporenbildende Bakterien. Sie sind chemoorganotroph und haben ein

oxydatives und fermentatives Energiestoffwechsel. Sie besiedeln als

Kommensalen und Krankheitserreger die Haut und Schleimhäute von Menschen

und warmblütigen Wirbeltieren und kommen auch in der Umwelt (Gewässer,

Luft, Lebensmittel) vor

Entero-

kokken (bis 1984 unter

Streptococcus

gegliedert)

Entero-

coccaceae •

• (einige

Stämme)

5-50 ⁰C (optimale

47,8 ⁰C. Einige

bis auf 60 ⁰C bei

einer bestimmten

Zeit)

+ - -

Nicht sporenbildende Kokken, die sowohl als singles Bakterium als auch in

Ketten auftreten. Sie produzieren Milchsäure und Bakteriozine, sind

Temperaturbeständig und haben hohe Resistenz gegen Antibiotika und spielen

in Lebensmitteln eine wichtige Rolle bei Fermentations- und

Reifungsprozessen. Einige Stämme (z. B. E. faecalis ) können Infektionen bei

Menschen auslösen. Ihre Temperaturbeständigkeit ist mit Membran-Struktur

verbunden und wird zu Lipid- und Fettsäuregehalt in Verbindung gebracht

Bacillus Bacillaceae • •• (nur

einige

Stämme)

• (nur

einige

Stämme)

• (nur

einige

Stämme)

Siehe Tab. 7.4 + - + Siehe Kap. 2.4 für weitere Details

Mikroorganismen

faku

ltati

v

an

aero

b

an

aero

b

aero

b Wachstums-

temperaturBemerkungen

Pathogenität bei

Gra

m

Oxid

ase

Kata

lase

Anhänge 215

12.3.2 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Papayaabfällen als Substrat

Tab. 12.7: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

Tab. 12.8: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor

Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,00709 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) -0,01214 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,34866

Blindprobe (KTL) - PB -0,04266 • •Blindprobe (KTL) - PR -0,43286

Blindprobe (KTL) - BR -0,47351

Blindprobe (KTL) - PBR -0,40503

Papain (P) - Bacillus (B) -0,01924 • • • • • • • • • • • •Papain (P) - Rumensaft (R) -0,35576

Papain (P) - PB -0,04976 • •Papain (P) - PR -0,43995

Papain (P) - BR -0,48061

Papain (P) - PBR -0,41212

Bacillus (B) - Rumensaft (R) -0,33652

Bacillus (B) - PB -0,03052 • • • •Bacillus (B) - PR -0,42072

Bacillus (B) - BR -0,46137

Bacillus (B) - PBR -0,39289

Rumensaft (R) - PB 0,30600

Rumensaft (R) - PR -0,08419

Rumensaft (R) - BR -0,12485

Rumensaft (R) - PBR -0,05637

PB - PR -0,39019

PB - BR -0,43085

PB - PBR -0,36237

PR - BR -0,04066 • •PR - PBR 0,02783 • • • • • •BR - PBR 0,06848

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Vergleich*

a) SNK Kontrasttest b) Ducan Kontrasttest

* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,77054)

Differenz

%-Konfidenz %-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,04888

3 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,17884

6 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,22772

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t



Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


b) Ducan Kontrasttesta) SNK Kontrasttest

Anhänge 216

12.3.3 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Bananenabfällen als Substrat Tab. 12.9: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor

Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

Tab. 12.10: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenafällen mit dem Faktor

Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,38371

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,27878

Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,68025

Blindprobe (KTL) - PB 0,32549

Blindprobe (KTL) - PR -0,36748



Papain (P) - Bacillus (B) -0,10493 • • •Papain (P) - Rumensaft (R) -1,06396

Papain (P) - PB -0,05822 • • • • • • • • • • • •Papain (P) - PR -0,75120

Papain (P) - BR -0,84224



Bacillus (B) - PB 0,04671 • • • • • • • • • • • •Bacillus (B) - PR -0,64627




Rumensaft (R) - PR 0,31277

Rumensaft (R) - BR 0,22173

Rumensaft (R) - PBR 0,48506

PB - PR -0,69298

PB - BR -0,78402

PB - PBR -0,52068

PR - BR -0,09104 • • • •PR - PBR 0,17230

BR - PBR 0,26334

%-Konfidenz




Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,21497

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,19297

6 g oTS/l - 9 g oTS/l 0,02200 • • • • • • • • • • • •

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


%-Konfidenz



Anhänge 217

12.3.4 Ergebnisse der Versuche mit Zitrusmischungsabfällen (Grapefruit, Orangen, Mandarinen, Limonen) als Substrat

Tab. 12.11: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der

Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Abb. 12.6: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

CSB N P

KTL 10.683,33 68,40 1,86 5.931,39 37,76 1,00 5,64 9,74a

P 10.544,44 107,40 1,56 6.802,04 69,04 1,00 5,57 7,24a

B 9.933,33 82,47 1,03 9.958,91 83,07 1,00 5,95 6,03a

R 11.975,00 115,50 13,44 890,95 8,60 1,00 5,32 25,83b

PB 10.433,33 89,87 1,33 7.835,55 67,48 1,00 5,41 3,43a

PR 12.475,00 130,60 12,84 976,91 10,23 1,00 4,41 38,57b

BR 11.100,00 123,60 11,76 944,01 10,51 1,00 4,63 35,43b

PBR 11.683,33 143,00 10,71 1.088,53 13,39 1,00 4,64 35,39b



oTS Abbau

(%)

Behandlung

(Akronym) (mg/l)oTS (g/l)

CSB : N : P

Verhältnis

0

5

10

15

20

25

30


(ml)

b) Biogas

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50


%

a) oTS-Abbau

Anhänge 218

Tab. 12.12: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen

Einheit

(mg/l) 6,67

Bacillus sp. (mg/l) 6,67

Rumensaft (g oTS/l) 6,67

Zitrusmischung (g oTS/kg) Siehe Spalte Substrat






PB 2,12 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 1,69 -0,37 5,69 -267,18 /(g P + g B)zu



PBR 2,12 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 0,1177 0,3953 0,3955 4,71 2,65 15,83 22,20 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 4,25 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 1,41 -0,63 2,36 46,47 -449,64 /(g P + g B)zu



PBR 4,25 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,1177 0,1976 0,1978 13,50 11,46 22,67 52,98 96,22 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 6,38 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 1,58 0,27 1,76 191,15 /(g P + g B)zu



PBR 6,38 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,1177 0,1315 0,1316 36,01 34,70 40,23 291,27 /(g P + g B + g oTS R)zu


3,00

6,00

9,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

Substrat (S) Papain (P) Bacillus sp. (B) Rumensaft (R )Biogasmenge

mlBiogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu

Inokulum

/Substrat


Menge (ml)

Papain 200,00

10,00

17,65

140,30


Anhänge 219

Abb. 12.7: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 12.13: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen

0

50

100

150

200

250

300

350

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive



Rumensaft (R )

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45m

l B

iog

as/g

oT

S



KTL

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R )

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

Biogasausbeute


KTL 6,95 - 28,79 104,20 -62,78 22,08 -64,40 -63,14 -56,11

Papain (P) 5,39 -22,35 - 58,56 -71,10 -5,21 -72,36 -71,38 -65,92

Bacillus sp. (B) 3,40 -51,03 -36,93 - -81,77 -40,22 -82,57 -81,95 -78,51

Rumensaft (R ) 18,66 168,68 246,02 448,65 - 228,01 -4,35 -0,98 17,91

PB 5,69 -18,09 5,49 67,27 -69,51 - -70,84 -69,81 -64,05

PR 19,51 180,88 261,74 473,57 4,54 242,91 - 3,52 23,27

BR 18,85 171,32 249,43 454,05 0,99 231,24 -3,40 - 19,07

PBR 15,83 127,87 193,47 365,32 -15,19 178,19 -18,87 -16,02 -

KTL 3,42 - 69,62 56,91 -79,57 44,71 -88,85 -81,76 -84,90

Papain (P) 2,02 -41,04 - -7,49 -87,95 -14,69 -93,43 -89,25 -91,10

Bacillus sp. (B) 2,18 -36,27 8,10 - -86,98 -7,78 -92,89 -88,38 -90,38

Rumensaft (R ) 16,75 389,40 730,13 667,92 - 608,21 -45,43 -10,74 -26,12

PB 2,36 -30,90 17,22 8,43 -85,88 - -92,29 -87,40 -89,57

PR 30,69 796,87 1421,27 1307,26 83,26 1197,84 - 63,58 35,40

BR 18,76 448,28 830,00 760,30 12,03 693,41 -38,87 - -17,23

PBR 22,67 562,39 1023,54 939,34 35,35 858,53 -26,14 20,81 -

KTL 1,46 - 11,95 -24,12 -95,77 -16,96 -96,12 -96,56 -96,36

Papain (P) 1,31 -10,67 - -32,22 -96,22 -25,82 -96,53 -96,93 -96,75

Bacillus sp. (B) 1,93 31,79 47,53 - -94,42 9,44 -94,89 -95,47 -95,20

Rumensaft (R ) 34,61 2262,41 2544,68 1692,61 - 1861,85 -8,33 -18,85 -13,98

PB 1,76 20,42 34,81 -8,63 -94,90 - -95,33 -95,86 -95,62

PR 37,75 2477,03 2784,94 1855,46 9,08 2040,08 - -11,48 -6,17

BR 42,65 2811,14 3158,96 2108,98 23,23 2317,53 12,96 - 6,00

PBR 40,23 2646,40 2974,55 1983,98 16,25 2180,73 6,57 -5,66 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00

Anhänge 220

Abb. 12.8: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Zitrusmischungsabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.9: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Zitrusmischungsabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50


Gesam

tmen

ge a

n B

iog

as (

ml)


0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1 2 3 4 5 6 7 8 9 101112131415161718192021

Akku

mu

liert

e B

iog

asp

rod

uktio

n (m

l)

3 g oTS/l

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1 2 3 4 5 6 7 8 9 101112131415161718192021

CTL P B R

PB PR BR PBR

PBRPR

RBR

6 g oTS/l

PB

KTL

Zeit (Tage)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

PBR

PR

R

BR

9 g oTS/l

PB

B

Anhänge 221

Abb. 12.10: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung b) Gleichheit der Varianzen

Tab. 12.14: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen

Tab. 12.15: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Residuen (ml)

%

-0.16 -0.06 0.04 0.14 0.24

0.115

2050809599

99.9


Resid

uen (

ml)

2.3 2.6 2.9 3.2 3.5 3.8 4.1

-0.18

-0.08

0.02

0.12

0.22

a) b)

A: Bioadditiv 8,86280 7 1,26611 215,73000 0,00000

B: Raumbelastung 1,51829 2 0,75914 129,35000 0,00000

Interaktion A*B 1,77487 14 0,12678 21,60000 0,00000

Residuen (Fehler) 0,24062 41 0,00587

Gesamt (korrigiert) 12,92320 64Abhängige Variable: Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz

λ = - 1,28348)

SignifikanzVariationsquelleQuadratsumme

vom Typ III

df (Freiheitsgrade)

mittlere

QuadratsummeF

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99


Papain (P) 2,43574 0,02554 X X X X X X


Rumensaft (R) 3,12871 0,02949 • • • • • •PB 2,45839 0,02758 X X X X X X

PR 3,27371 0,02758 • • • • • •BR 3,19820 0,02949 • • • • • •PBR 3,19170 0,02758 • • • • • •

Bioadditiv LS Mittelwert LS Sigma (σ)Homogene Gruppen*

%-Konfidenz

* Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung

mit Box-Cox mit Potenz λ = -1,28348). LS: „Least Significant"

Anhänge 222

Tab. 12.16: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.17: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,06058 • 0,07293 • 0,07660 • 0,08119 • 0,08742 • 0,09755 • 0,15562

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,05803 • 0,07293 • 0,07660 • 0,08119 • 0,08742 • 0,09755 • 0,15562


Blindprobe (KTL) - PB 0,02979 • 0,07591 • 0,07973 • 0,08451 • 0,09099 • 0,10153 • 0,16198




Papain (P) - Bacillus (B) -0,00255 • 0,07293 • 0,07660 • 0,08119 • 0,08742 • 0,09755 • 0,15562


Papain (P) - PB -0,03079 • 0,07591 • 0,07973 • 0,08451 • 0,09099 • 0,10153 • 0,16198

Papain (P) - PR -0,82330 0,07591 0,07973 0,08451 0,09099 0,10153 0,16198

Papain (P) - BR -0,76907 0,07878 0,08274 0,08770 0,09443 0,10537 0,16809

Papain (P) - PBR -0,76426 0,07591 0,07973 0,08451 0,09099 0,10153 0,16198


Bacillus (B) - PB -0,02825 • 0,07591 • 0,07973 • 0,08451 • 0,09099 • 0,10153 • 0,16198

Bacillus (B) - PR -0,82075 0,07591 0,07973 0,08451 0,09099 0,10153 0,16198

Bacillus (B) - BR -0,76652 0,07878 0,08274 0,08770 0,09443 0,10537 0,16809

Bacillus (B) - PBR -0,76171 0,07591 0,07973 0,08451 0,09099 0,10153 0,16198

Rumensaft (R) - PB 0,68571 0,08154 0,08565 0,09078 0,09774 0,10906 0,17399

Rumensaft (R) - PR -0,10680 0,08154 0,08565 0,09078 0,09774 • 0,10906 • 0,17399

Rumensaft (R) - BR -0,05257 • 0,08422 • 0,08845 • 0,09375 • 0,10095 • 0,11264 • 0,17970

Rumensaft (R) - PBR -0,04776 • 0,08154 • 0,08565 • 0,09078 • 0,09774 • 0,10906 • 0,17399

PB - PR -0,79251 0,07878 0,08274 0,08770 0,09443 0,10537 0,16809

PB - BR -0,73828 0,08154 0,08565 0,09078 0,09774 0,10906 0,17399

PB - PBR -0,73347 0,07878 0,08274 0,08770 0,09443 0,10537 0,16809

PR - BR 0,05423 • 0,08154 • 0,08565 • 0,09078 • 0,09774 • 0,10906 • 0,17399

PR - PBR 0,05904 • 0,07878 • 0,08274 • 0,08770 • 0,09443 • 0,10537 • 0,16809

BR - PBR 0,00481 • 0,08154 • 0,08565 • 0,09078 • 0,09774 • 0,10906 • 0,17399

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,05803 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,65592

Blindprobe (KTL) - PB 0,02979 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - PR -0,76272



Papain (P) - Bacillus (B) -0,00255 • • • • • • • • • • • •Papain (P) - Rumensaft (R) -0,71650


Papain (P) - BR -0,76907



Bacillus (B) - PB -0,02825 • • • • • • • • • • • •Bacillus (B) - PR -0,82075




Rumensaft (R) - PR -0,10680 • • • • • •Rumensaft (R) - BR -0,05257 • • • • • • • • • • • •Rumensaft (R) - PBR -0,04776 • • • • • • • • • • • •PB - PR -0,79251

PB - BR -0,73828

PB - PBR -0,73347

PR - BR 0,05423 • • • • • • • • • • • •PR - PBR 0,05904 • • • • • • • • • • • •BR - PBR 0,00481 • • • • • • • • • • • •




Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Anhänge 223

Tab. 12.18: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.19: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.20: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l 2,60358 0,01659

6 g oTS/l 2,75724 0,01704

9 g oTS/l 2,97521 0,01659keine

Homogene Gruppen*%-Konfidenz


mit Box-Cox mit Potenz λ = -1,28348). LS: „Least Significant"

Bioadditiv LS Mittelwert LS Sigma (σ)

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,16982 0,04802 0,05044 0,05346 0,05757 0,06423 0,102473 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,37669 0,04737 0,04976 0,05274 0,05678 0,06336 0,101086 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,20687 0,04802 0,05044 0,05346 0,05757 0,06423 0,10247

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

LimiteN

icht

sig

nifik

ant

* Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = -1,28348)


%-Konfidenz

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,16982

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,37669

6 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,20687

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

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sig

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kan

t

Nic

ht

sig

nifi

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t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t




Anhänge 224

12.3.5 Ergebnisse der Versuche mit Geflügelbrutabfällen als Substrat

Tab. 12.21: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Abb. 12.11: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Geflügelbrutabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

CSB N P

KTL 13.155,56 450,67 2,73 4.818,19 165,12 1,00 3,18 46,99a

P 12.738,89 687,73 1,48 8.586,50 463,56 1,00 5,37 10,53b

B 12.211,11 677,87 8,78 1.394,61 77,42 1,00 5,16 14,04b

R 15.738,89 601,87 13,57 1.162,05 44,38 1,00 4,30 36,35c

PB 13.225,00 1046,67 9,94 1.331,33 105,29 1,00 5,05 15,91b

PR 15.600,00 1425,56 17,62 901,82 82,57 1,00 4,14 38,70c

BR 15.794,44 699,73 20,98 802,73 35,62 1,00 4,58 32,13c

PBR 15.127,78 1438,89 11,87 1.283,73 122,11 1,00 4,19 37,95c



Behandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)

Verhältnis

CSB : N : P oTS (g/l)

(mg/l)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20


b) Biogas

ml

0

10

20

30

40

50

60


%

a) oTS-Abbau

Anhänge 225

Tab. 12.22: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen

Einheit

(mg/l) 6,67



Geflügelbrutabfälle (g oTS/kg) Siehe Spalte Substrat






PB 0,49 0,30 0,0013 0,0044 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 2,75 0,72 9,16 516,98 /(g P + g B)zu



PBR 0,49 0,30 0,0013 0,0044 0,0001 0,0002 0,0753 0,2513 0,2515 5,70 3,67 19,00 47,86 /(g P + g B + g oTS R)zu



Bacillus sp. (B) 3,38 0,60 n. a. n. a. 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 7,65 0,13 12,76 71,01 1915,85 /g Bzu


PB 3,38 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 9,03 1,50 15,05 96,00 1073,05 /(g P + g B)zu



PBR 3,38 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,0753 0,1256 0,1257 15,10 7,58 25,18 59,53 98,77 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 5,15 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 10,44 -4,66 11,60 -3329,93 /(g P + g B)zu



PBR 5,15 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,0753 0,0837 0,0838 23,47 8,37 26,09 109,02 /(g P + g B + g oTS R)zu


Rumensaft (R )Inokulum

/Substrat

Biogasmenge

mlBiogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu



Menge (ml)

Papain 200,00

10,00

11,29

286,89

3,00

6,00

9,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

Substrat (S) Papain (P) Bacillus sp. (B)

Anhänge 226

Abb. 12.12: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 12.23: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen

0

20

40

60

80

100

120

140

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive



Rumensaft (R )

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

5

10

15

20

25

30m

l B

iog

as/g

oT

S



KTL

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R )

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

Biogasausbeute


KTL 6,75 - 68,35 -23,56 -58,93 -26,36 -67,08 -69,20 -64,48

Papain (P) 4,01 -40,60 - -54,60 -75,60 -56,26 -80,45 -81,70 -78,90

Bacillus sp. (B) 8,83 30,83 120,25 - -46,26 -3,65 -56,93 -59,70 -53,53

Rumensaft (R ) 16,43 143,46 309,87 86,09 - 79,29 -19,85 -25,01 -13,51

PB 9,16 35,79 128,61 3,79 -44,22 - -55,30 -58,18 -51,76

PR 20,50 203,76 411,39 132,18 24,77 123,70 - -6,44 7,91

BR 21,91 224,66 446,58 148,16 33,35 139,09 6,88 - 15,33

PBR 19,00 181,50 373,92 115,17 15,63 107,31 -7,33 -13,29 -

KTL 12,54 - 8,23 -1,67 -53,56 -16,65 -36,13 -37,71 -50,18

Papain (P) 11,59 -7,60 - -9,15 -57,09 -22,99 -40,99 -42,44 -53,97

Bacillus sp. (B) 12,76 1,70 10,07 - -52,77 -15,23 -35,05 -36,65 -49,34

Rumensaft (R ) 27,01 115,33 133,04 111,73 - 79,47 37,53 34,13 7,27

PB 15,05 19,98 29,85 17,97 -44,28 - -23,37 -25,26 -40,23

PR 19,64 56,57 69,45 53,96 -27,29 30,50 - -2,47 -22,00

BR 20,14 60,53 73,74 57,85 -25,45 33,81 2,53 - -20,02

PBR 25,18 100,73 117,24 97,38 -6,78 67,31 28,20 25,04 -

KTL 16,79 - 44,50 9,60 -35,16 44,67 -19,29 -15,20 -35,64

Papain (P) 11,62 -30,80 - -24,15 -55,12 0,12 -44,15 -41,32 -55,46

Bacillus sp. (B) 15,32 -8,76 31,84 - -40,84 31,99 -26,37 -22,63 -41,28

Rumensaft (R ) 25,89 54,21 122,84 69,02 - 123,10 24,46 30,77 -0,75

PB 11,60 -30,88 -0,12 -24,24 -55,18 - -44,21 -41,38 -55,51

PR 20,80 23,91 79,05 35,81 -19,65 79,25 - 5,07 -20,25

BR 19,80 17,93 70,40 29,25 -23,53 70,60 -4,83 - -24,10

PBR 26,09 55,38 124,52 70,30 0,75 124,78 25,40 31,76 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00

Anhänge 227

Abb. 12.13: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelbrutabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.14: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelbrutabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.15: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung b) Gleichheit der Varianzen

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

26

28

30


Ges

amtm

enge

anB

ioga

s (m

l)


0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Akk

umul

iert

e B

ioga

spro

dukt

ion

(ml)

3 goTS/l

0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

CTL P B R

PB PR BR PBR

PBR

PR

R

BR

6 g oTS/l

PB

KTL

B

P

Zeit (Tage)

0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

PBR

PR

R

BR

9 g oTS/l

PB

KTL

B

P

Residuen (ml)

%

-0.15 -0.05 0.05 0.15 0.250.1

15

2050809599

99.9


Resid

uen (

ml)

2.3 2.6 2.9 3.2 3.5 3.8

-0.17-0.13-0.09-0.05-0.010.030.070.110.150.19

a) b)

Anhänge 228

Tab. 12.24: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen

Tab. 12.25: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

A: Bioadditiv 1,71575 7 0,24511 31,99000 0,00000

B: Raumbelastung 4,98541 2 2,49271 325,32000 0,00000

Interaktion A*B 0,24781 14 0,01770 2,31000 0,01800

Residuen (Fehler) 0,32948 43 0,00766

Gesamt (korrigiert) 7,13926 66Abhängige Variable: Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz

λ = 1,83894)


vom Typ III

df (Freiheitsgrade)

mittlere

QuadratsummeF Signifikanz

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99


Papain (P) 2,79477 0,02918 X X X X X X



PR 3,12913 0,02918 ∆ ∆ ∆ • • •BR 3,12999 0,02918 ∆ ∆ ∆ • • •PBR 3,22639 0,03152 • • • • • •

Homogene Gruppen*


* Für Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ =

1,83894). LS: „Least Significant"

Anhänge 229

Tab. 12.26: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,11072 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,00359 • 0,08989 • 0,09440 • 0,10004 • 0,10769 • 0,12012 • 0,19112


Blindprobe (KTL) - PB 0,03010 • 0,08989 • 0,09440 • 0,10004 • 0,10769 • 0,12012 • 0,19112




Papain (P) - Bacillus (B) -0,10713 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 • 0,11575 • 0,18417


Papain (P) - PB -0,08062 • 0,08662 • 0,09096 • 0,09640 • 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

Papain (P) - PR -0,33341 0,08322 0,08740 0,09262 0,09971 0,11121 0,17695

Papain (P) - BR -0,33430 0,08322 0,08740 0,09262 0,09971 0,11121 0,17695

Papain (P) - PBR -0,43629 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 0,11575 0,18417


Bacillus (B) - PB 0,02651 • 0,08989 • 0,09440 • 0,10004 • 0,10769 • 0,12012 • 0,19112

Bacillus (B) - PR -0,22628 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 0,11575 0,18417

Bacillus (B) - BR -0,22717 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 0,11575 0,18417

Bacillus (B) - PBR -0,32916 0,08989 0,09440 0,10004 0,10769 0,12012 0,19112

Rumensaft (R) - PB 0,35270 0,08989 0,09440 0,10004 0,10769 0,12012 0,19112

Rumensaft (R) - PR 0,09991 0,08662 0,09096 0,09640 • 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

Rumensaft (R) - BR 0,09901 0,08662 0,09096 0,09640 • 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

Rumensaft (R) - PBR -0,00298 • 0,08989 • 0,09440 • 0,10004 • 0,10769 • 0,12012 • 0,19112

PB - PR -0,25279 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 0,11575 0,18417

PB - BR -0,25368 0,08662 0,09096 0,09640 0,10378 0,11575 0,18417

PB - PBR -0,35567 0,08989 0,09440 0,10004 0,10769 0,12012 0,19112

PR - BR -0,00090 • 0,08322 • 0,08740 • 0,09262 • 0,09971 • 0,11121 • 0,17695

PR - PBR -0,10289 0,08662 0,09096 0,09640 • 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

BR - PBR -0,10199 0,08662 0,09096 0,09640 • 0,10378 • 0,11575 • 0,18417

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


Anhänge 230

Tab. 12.27: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

Tab. 12.28: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.29: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest


95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) 0,11072 • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) 0,00359 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,32260

Blindprobe (KTL) - PB 0,03010 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - PR -0,22269



Papain (P) - Bacillus (B) -0,10713 • • • • • • • • •Papain (P) - Rumensaft (R) -0,43332


Papain (P) - BR -0,33430



Bacillus (B) - PB 0,02651 • • • • • • • • • • • •Bacillus (B) - PR -0,22628




Rumensaft (R) - PR 0,09991 • • • • • • • • • •Rumensaft (R) - BR 0,09901 • • • • • • • • • •Rumensaft (R) - PBR -0,00298 • • • • • • • • • • • •PB - PR -0,25279

PB - BR -0,25368

PB - PBR -0,35567

PR - BR -0,00090 • • • • • • • • • • • •PR - PBR -0,10289 • • • • • • • • • •BR - PBR -0,10199 • • • • • • • • • •* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,83894)



Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l 2,65621 0,01787

6 g oTS/l 3,07125 0,01842

9 g oTS/l 3,32551 0,01998

LS Sigma (σ)Homogene Gruppen*

Bioadditiv LS Mittelwert

keine

%-Konfidenz


mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,83894). LS: „Least Significant"

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,40229 0,05175 0,05435 0,05760 0,06200 0,06916 0,11004

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,67271 0,05405 0,05677 0,06016 0,06476 0,07223 0,11493

6 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,27042 0,05480 0,05755 0,06099 0,06565 0,07323 0,11652

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


Anhänge 231

Tab. 12.30: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

12.3.6 Ergebnisse der Versuche mit Hühnermist als Substrat

Tab. 12.31: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Hühnermist mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Abb. 12.16: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Hühnermist mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,40229

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,67271

6 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,27042* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 1,83894)




Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

CSB N P

KTL 9.808,33 324,00 54,07 182,10 6,01 1,00 3,19 46,90a

P 12.461,11 357,87 41,98 296,92 8,52 1,00 3,26 45,69a,b

B 9.738,89 305,07 43,66 227,64 7,14 1,00 3,18 47,02a

R 13.488,89 377,60 31,51 428,65 11,99 1,00 3,95 40,71a,b,c

PB 11.461,11 381,87 34,43 336,03 11,29 1,00 3,50 41,66a,b,c

PR 14.933,33 416,27 38,76 426,56 11,89 1,00 4,14 37,83b,c

BR 13.738,89 444,27 55,15 250,32 8,08 1,00 4,18 37,29c

PBR 15.016,67 443,20 52,58 305,01 8,89 1,00 4,19 37,07c



CSB : N : P

VerhältnisBehandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)(mg/l)oTS (g/l)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45


B) Biogas

ml

0

10

20

30

40

50

60


%

a) oTS-Abbau

Anhänge 232

Tab. 12.32: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist

Einheit

(mg/l) 6,67



Hühnermist (g oTS/kg) Siehe Spalte Substrat






PB 0,50 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 2,62 -0,40 8,82 -288,90 /(g P + g B)zu



PBR 0,50 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 0,0659 0,2218 0,2220 8,47 5,45 28,50 80,87 /(g P + g B + g oTS R)zu


Papain (P) 1,01 0,60 0,0013 0,0022 n. a. n. a. n. a. n. a. 12,47 2,01 20,77 46,39 1503,60 /g Pzu



PB 1,01 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 14,85 4,39 24,73 60,05 3131,72 /(g P + g B)zu



PBR 1,01 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,0659 0,1098 0,1099 30,53 20,06 50,83 124,03 297,91 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 1,51 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 30,31 9,29 33,76 6630,54 /(g P + g B)zu



PBR 1,51 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,0659 0,0734 0,0735 45,02 24,00 50,14 356,34 /(g P + g B + g oTS R)zu



Biogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu


ml

3,00

6,00

9,00

Konzentrationverwendete

Menge (ml)

Papain 200,00

10,00

9,89

594,61

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

Inokulum

/Substrat

Material

Anhänge 233

Abb. 12.17: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 12.33: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist

0

100

200

300

400

500

600

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive



Rumensaft (R )

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

10

20

30

40

50

60

70

80m

l B

iog

as/g

oT

S



KTLPapain (P)Bacillus sp. (B)Rumensaft (R )PBPRBRPBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

Biogasausbeute


KTL 10,18 - 45,04 20,61 -80,03 15,43 -79,24 -84,78 -64,27

Papain (P) 7,02 -31,06 - -16,85 -86,23 -20,42 -85,69 -89,51 -75,37

Bacillus sp. (B) 8,44 -17,09 20,26 - -83,44 -4,29 -82,79 -87,38 -70,38

Rumensaft (R ) 50,98 400,70 626,24 503,88 - 477,96 3,92 -23,79 78,89

PB 8,82 -13,37 25,66 4,48 -82,70 - -82,02 -86,81 -69,05

PR 49,06 381,81 598,83 481,09 -3,77 456,15 - -26,66 72,14

BR 66,90 556,98 852,92 692,36 31,21 658,35 36,36 - 134,72

PBR 28,50 179,90 305,98 237,58 -44,10 223,09 -41,91 -57,40 -

KTL 17,43 - -16,08 -43,58 -66,84 -29,53 -69,60 -70,75 -65,71

Papain (P) 20,77 19,16 - -32,77 -60,49 -16,03 -63,78 -65,15 -59,14

Bacillus sp. (B) 30,89 77,25 48,75 - -41,22 24,91 -46,12 -48,16 -39,23

Rumensaft (R ) 52,56 201,58 153,08 70,14 - 112,52 -8,33 -11,79 3,40

PB 24,73 41,91 19,09 -19,94 -52,94 - -56,87 -58,49 -51,35

PR 57,34 228,99 176,08 85,60 9,09 131,83 - -3,77 12,80

BR 59,59 241,89 186,91 92,88 13,37 140,93 3,92 - 17,22

PBR 50,83 191,66 144,76 64,55 -3,29 105,53 -11,34 -14,69 -

KTL 23,41 - -13,84 37,16 -42,89 -30,64 -49,47 -60,24 -53,30

Papain (P) 27,17 16,07 - 59,20 -33,71 -19,50 -41,35 -53,86 -45,80

Bacillus sp. (B) 17,07 -27,10 -37,19 - -58,36 -49,44 -63,16 -71,02 -65,96

Rumensaft (R ) 40,99 75,09 50,85 140,16 - 21,44 -11,53 -30,39 -18,24

PB 33,76 44,18 24,22 97,77 -17,65 - -27,14 -42,68 -32,67

PR 46,33 97,90 70,51 171,45 13,03 37,26 - -21,32 -7,59

BR 58,89 151,53 116,71 245,01 43,66 74,45 27,10 - 17,45

PBR 50,14 114,16 84,51 193,75 22,31 48,53 8,21 -14,86 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00

Anhänge 234

Abb. 12.18: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Hühnermist ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.19: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Hühnermist ohne und mit Bioadditiveinfluss

0

10

20

30

40

50

60


Gesam

tmen

ge a

n B

iog

as (

ml)


0

10

20

30

40

50

60

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41

Akku

mu

liert

e B

iog

asp

rod

uktio

n (m

l)

3 g oTS/l

BR

PBR

PB

R

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41

CTL P B R

PB PR BR PBR

PBR

PR

R

BR

6 g oTS/l

PB

KTL

B

P

Zeit (Tage)

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5 7 9 11131517192123252729313335373941

PBR

PR

R

BR

9 g oTS/l

PB

KTL

B

P

Anhänge 235

Abb. 12.20: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der

Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Hühnermist: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen

Tab. 12.34: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Hühnermist

Tab. 12.35: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Residuen (ml)

%

-0.2 -0.1 0 0.1 0.20.1

15

2050809599

99.9


Resid

uen (

ml)

2.4 2.7 3 3.3 3.6 3.9 4.2 4.5

-0.2

-0.1

0

0.1

0.2

a) b)

A: Bioadditiv 6,43216 7 0,91888 80,65000 0,00000

B: Raumbelastung 9,16612 2 4,58306 402,23000 0,00000

Interaktion A*B 0,61442 14 0,04389 3,85000 0,00030

Residuen (Fehler) 0,48995 43 0,01139

Gesamt (korrigiert) 18,00210 66

Abhängige Variable: Biogasmenge (Transformationen: Log (Biogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz

λ = 2,03128)


vom Typ III

df (Freiheitsgrade)

mittlere

QuadratsummeF Signifikanz

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99


Papain (P) 3,12207 0,03843 X X X X X X



PR 3,72581 0,03558 • • • • • •BR 3,86967 0,03558 •PBR 3,63380 0,03558 • • • • • •

Bioadditiv LS Mittelwert

Homogene Gruppen*

%-KonfidenzLS Sigma (σ)



Anhänge 236

Tab. 12.36: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.37: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) -0,04509 • 0,11346 • 0,11915 • 0,12627 • 0,13594 • 0,15162 • 0,24124

Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) -0,02747 • 0,11346 • 0,11915 • 0,12627 • 0,13594 • 0,15162 • 0,24124


Blindprobe (KTL) - PB -0,14952 0,11346 0,11915 0,12627 0,13594 0,15162 0,24124




Papain (P) - Bacillus (B) 0,01762 • 0,10961 • 0,11511 • 0,12199 • 0,13133 • 0,14648 • 0,23306


Papain (P) - PB -0,10443 • 0,10961 • 0,11511 • 0,12199 • 0,13133 • 0,14648 • 0,23306

Papain (P) - PR -0,61584 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Papain (P) - BR -0,77914 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Papain (P) - PBR -0,51475 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458


Bacillus (B) - PB -0,12205 0,10961 0,11511 0,12199 • 0,13133 • 0,14648 • 0,23306

Bacillus (B) - PR -0,63346 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Bacillus (B) - BR -0,79676 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Bacillus (B) - PBR -0,53237 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Rumensaft (R) - PB 0,45415 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

Rumensaft (R) - PR -0,05726 • 0,10148 • 0,10657 • 0,11294 • 0,12158 • 0,13562 • 0,21577

Rumensaft (R) - BR -0,22055 0,10148 0,10657 0,11294 0,12158 0,13562 0,21577

Rumensaft (R) - PBR 0,04384 • 0,10148 • 0,10657 • 0,11294 • 0,12158 • 0,13562 • 0,21577

PB - PR -0,51141 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

PB - BR -0,67470 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

PB - PBR -0,41032 0,10562 0,11093 0,11755 0,12655 0,14115 0,22458

PR - BR -0,16330 0,10148 0,10657 0,11294 0,12158 0,13562 • 0,21577

PR - PBR 0,10109 • 0,10148 • 0,10657 • 0,11294 • 0,12158 • 0,13562 • 0,21577

BR - PBR 0,26439 0,10148 0,10657 0,11294 0,12158 0,13562 0,21577

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite


%-Konfidenz

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t

+/-

Limite

Nic

ht s

igni

fikan

t* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 2,03128)

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

Blindprobe (KTL) - Papain (P) -0,04509 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Bacillus (B) -0,02747 • • • • • • • • • • • •Blindprobe (KTL) - Rumensaft (R) -0,60367

Blindprobe (KTL) - PB -0,14952 • • • • • •Blindprobe (KTL) - PR -0,66093



Papain (P) - Bacillus (B) 0,01762 • • • • • • • • • • • •Papain (P) - Rumensaft (R) -0,55859


Papain (P) - BR -0,77914



Bacillus (B) - PB -0,12205 • • • • • • • • • •Bacillus (B) - PR -0,63346




Rumensaft (R) - PR -0,05726 • • • • • • • • • • • •Rumensaft (R) - BR -0,22055

Rumensaft (R) - PBR 0,04384 • • • • • • • • • • • •PB - PR -0,51141

PB - BR -0,67470

PB - PBR -0,41032

PR - BR -0,16330 • •PR - PBR 0,10109 • • • • • • • • • • • •BR - PBR 0,26439* Für Gesamtbiogasmenge (Transformationen: Log (Gesamtbiogasmenge + 10) und Optimierung mit Box-Cox mit Potenz λ = 2,03128)




Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

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igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

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t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

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igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Anhänge 237

Tab. 12.38: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.39: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest

Tab. 12.40: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest

95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l 2,91519 0,02179

6 g oTS/l 3,54217 0,02246

9 g oTS/l 3,80936 0,02436

keine

Homogene Gruppen*

%-KonfidenzLS Sigma (σ)Bioadditiv LS Mittelwert



95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,60198 0,06311 0,06627 0,07023 0,07561 0,08433 0,134183 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,89521 0,06591 0,06922 0,07336 0,07897 0,08808 0,140156 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,29323 0,06682 0,07018 0,07437 0,08006 0,08930 0,14208

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite


%-Konfidenz

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t

+/-

Limite

Nic

ht

sig

nifi

kan

t


95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99 95,00 96,00 97,00 98,00 99,00 99,99

3 g oTS/l - 6 g oTS/l -0,60198

3 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,89521

6 g oTS/l - 9 g oTS/l -0,29323





Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

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t

Nic

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igni

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t

Nic

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t

Nic

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igni

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Nic

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t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Nic

ht s

igni

fikan

t

Anhänge 238

12.3.7 Ergebnisse der Versuche mit Geflügelschlachtabwasser als Substrat

Tab. 12.41: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Abb. 12.21: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Geflügelschlachtabwasser mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

CSB N P

KTL 10.880,00 57,60 0,85 12.964,84 68,74 1,00 4,98 17,04a,b,c

P 12.146,67 76,13 1,04 11.579,95 73,05 1,00 5,28 12,02a,b

B 15.346,67 46,20 0,88 17.743,76 55,00 1,00 5,28 12,06a,b,c

R 18.102,22 72,80 5,99 3.021,60 12,15 1,00 4,92 27,13c

PB 17.368,89 76,00 1,28 13.352,82 60,16 1,00 5,58 7,04a

PR 18.124,44 98,47 9,10 2.009,64 10,93 1,00 5,40 24,75b,c

BR 10.013,33 63,80 8,98 1.133,96 7,18 1,00 4,95 26,76c

PBR 10.513,33 75,73 10,72 984,91 7,11 1,00 4,87 27,91b,c



VerhältnisBehandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)(mg/l)oTS (g/l)

CSB : N : P

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80


b) Biogas

ml

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45


%

a) oTS-Abbau

Anhänge 239

Tab. 12.42: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser

Einheit

Papain (mg/l) 6,67



Geflügelschlachtabwasser (g oTS/kg) Siehe Spalte Substrat





Rumensaft (R ) 0,49 0,30 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,0753 0,2515 0,2515 0,00 -0,11 0,00 -1,41 /g oTS Rzu

PB 0,49 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 0,30 0,20 1,02 141,19 /(g P + g B)zu


BR 0,49 0,30 n. a. n. a. 0,0001 0,0002 0,0753 0,2515 0,2517 0,00 -0,11 0,00 -1,41 /(g B + g oTS R)zu

PBR 0,49 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 0,0753 0,2515 0,2517 0,18 0,08 0,61 0,99 /(g P + g B + g oTS R)zu


Papain (P) 0,97 0,60 0,0013 0,0022 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 /g Pzu



PB 0,97 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,03 0,03 0,05 0,53 21,72 /(g P + g B)zu



PBR 0,97 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,0753 0,1258 0,1259 0,03 0,03 0,05 0,20 0,40 /(g P + g B + g oTS R)zu




Rumensaft (R ) 1,46 0,90 n. a. n. a. n. a. n. a. 0,0753 0,0838 0,0838 0,00 -0,08 0,00 -1,01 /g oTS Rzu

PB 1,46 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,00 -0,08 0,00 -54,30 /(g P + g B)zu


BR 1,46 0,90 n. a. n. a. 0,0001 0,0001 0,0753 0,0838 0,0839 0,02 -0,06 0,02 -0,81 /(g B + g oTS R)zu

PBR 1,46 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,0753 0,0838 0,0839 0,09 0,02 0,10 0,20 /(g P + g B + g oTS R)zu


Inokulum

/Substrat

Bacillus sp. (B) Rumensaft (R )Biogasmenge

mlBiogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu

Material

Substrat (S) Papain (P)


Konzentrationverwendete

Menge (ml)

200,00

10,00

11,29

615,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)

3,00

6,00

9,00

Anhänge 240

Abb. 12.22: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 12.43: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive



PR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4m

l B

iog

as/g

oT

S



KTL

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R )

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

Biogasausbeute


KTL 0,36 - 133,33 -65,00 -72,00 -41,67

Papain (P) 0,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Bacillus sp. (B) 0,15 -57,14 - -85,00 -88,00 -75,00

Rumensaft (R ) 0,00 -100,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PB 1,02 185,71 566,67 - -20,00 66,67

PR 1,27 257,14 733,33 25,00 - 108,33

BR 0,00 -100,00 -100,00 -100,00 -100,00 - -100,00

PBR 0,61 71,43 300,00 -40,00 -52,00 -

KTL 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Papain (P) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Bacillus sp. (B) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Rumensaft (R ) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

PB 0,05 - -95,45 0,00 0,00

PR 1,12 2100,00 - 2100,00 2100,00

BR 0,05 0,00 -95,45 - 0,00

PBR 0,05 0,00 -95,45 0,00 -

KTL 0,08 - -82,14 -58,33 400,00 -16,67

Papain (P) 0,47 460,00 - 133,33 2700,00 366,67

Bacillus sp. (B) 0,00 -100,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

Rumensaft (R ) 0,00 -100,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PB 0,00 -100,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PR 0,20 140,00 -57,14 - 1100,00 100,00

BR 0,02 -80,00 -96,43 -91,67 - -83,33

PBR 0,10 20,00 -78,57 -50,00 500,00 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00

Anhänge 241

Abb. 12.23: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von

Geflügelschlachtabwasser ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.24: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von

Geflügelschlachtabwasser ohne und mit Bioadditiveinfluss

Tab. 12.44: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Bioadditiv bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0


Gesam

tmen

ge a

n B

iog

as (

ml)


0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Akkum

ulie

rte B

iogaspro

duktion (m

l)

3 g oTS/l

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

1 2 3 4 5 6 7 8 9

9 g oTS/l

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

1 2 3 4 5 6 7 8 9

CTL P B R

PB PR BR PBR

6 g oTS/l

Zeit (Tage)

Blindprobe (KTL) Papain (P) Bacillus (B) Rumensaft (R) PB PR BR PBR

Chi-Quadrat 1,16667 2,00000 2,00000 0,00000 2,88889 1,74713 1,16667 1,80247

df (Freiheitsgrade) 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000

Asymptotische 0,55804 0,36788 0,36788 1,00000 0,23588 0,41746 0,55804 0,40607

Exakte Significanz 1,00000 1,00000 1,00000 1,00000 0,46429 0,49643 1,00000 0,48571

Punkt Varscheinlichkeit 0,75000 1,00000 1,00000 1,00000 0,42857 0,05357 0,75000 0,17143

a. Kruskal-Wallis Test

b. Gruppierungsvariable: Raumbelastung

Teststatistikena,b

Anhänge 242

Tab. 12.45: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser

12.3.8 Ergebnisse der Versuche mit Abwasser aus der Geflügelverpackungs-anlage als Substrat

Tab. 12.46: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte)

Abb. 12.25: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen

3 6 9

Chi-Quadrat 11,95876 13,50877 7,06698

df (Freiheitsgrade) 7,00000 7,00000 7,00000

Asymptotische 0,10192 0,06064 0,42194

Exakte Significanz 0,07263 0,05076 0,49074

Punkt Varscheinlichkeit 0,00044 0,02808 0,00749


Teststatistikena,b

Raumbelastung (g oTS/l)

b. Gruppierungsvariable: Bioadditiv

CSB N P

KTL 4.016,67 28,87 0,48 8.309,70 64,36 1,00 4,80 20,02

P 6.016,67 49,20 0,71 8.422,58 68,98 1,00 4,17 30,55

B 6.572,22 27,07 0,63 10.420,03 42,89 1,00 4,46 15,03

R 11.294,44 94,00 9,98 1.132,94 9,43 1,00 4,52 32,10

PB 8.905,56 71,13 1,02 8.775,42 69,84 1,00 5,29 11,90

PR 17.516,67 99,13 9,74 1.833,40 10,39 1,00 4,94 25,87

BR 9.877,78 87,27 10,29 962,26 8,52 1,00 4,55 31,75

PBR 15.058,33 61,07 11,00 1.415,10 5,64 1,00 4,76 28,56a-c

: Mittelwerte mit ungleichen hochgestellten Buchtaben sind nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest


CSB : N : P oTS (g/l)

(mg/l)

Behandlung

(Akronym)

oTS Abbau

(%)

Verhältnis

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50


b) Biogas

ml

0

5

10

15

20

25

30

35

40


%

a) oTS-Abbau

Anhänge 243

Tab. 12.47: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage

Einheit

Papain (mg/l) 6,67



Abwasser aus Geflügelverpackungen (g oTS/kg) Siehe Spalte Substrat






PB 0,52 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 n. a. n. a. 0,00 0,00 0,00 0,00 /(g P + g B)zu



PBR 0,52 0,30 0,0013 0,0045 0,0001 0,0002 0,0659 0,2209 0,2211 1,34 1,34 4,48 19,88 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 1,05 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,00 -0,18 0,00 0,00 -130,33 /(g P + g B)zu



PBR 1,05 0,60 0,0013 0,0022 0,0001 0,0001 0,0659 0,1094 0,1095 1,80 1,62 2,99 9,32 24,06 /(g P + g B + g oTS R)zu





PB 1,57 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 n. a. n. a. 0,00 0,00 0,00 0,00 /(g P + g B)zu



PBR 1,57 0,90 0,0013 0,0015 0,0001 0,0001 0,0659 0,0732 0,0732 1,55 1,55 1,72 23,04 /(g P + g B + g oTS R)zu


6,00

9,00

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Inokulum

/Substrat


mlBiogasausbeuten

ml/g Bioadditivzu


Menge (ml)

200,00

10,00

9,89

574,12

3,00


Behandlung

(Akronym)

Anhänge 244

Abb. 12.26: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten

Tab. 12.48: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage

0

5

10

15

20

25

30

35

40

ml

Bio

gas/g

Bio

ad

dit

ive



Rumensaft (R )

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

5m

l B

iog

as/g

oT

S

Inokulum/Substrat-Verhältinis(Raumbelastung g oTS/l)


KTL

Papain (P)

Bacillus sp. (B)

Rumensaft (R )

PB

PR

BR

PBR

0,10 0,20 0,40(9,00) (6,00) (3,00)

Biogasausbeute


KTL 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Papain (P) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Bacillus sp. (B) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Rumensaft (R ) 1,89 - -62,24 -5,13 -57,95

PB 0,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PR 4,99 164,86 - 151,28 11,36

BR 1,99 5,41 -60,20 - -55,68

PBR 4,48 137,84 -10,20 125,64 -

KTL 0,30 - -75,90 -91,77 -62,50 -89,87

Papain (P) 0,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Bacillus sp. (B) 0,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Rumensaft (R ) 1,26 315,00 - -65,84 55,63 -57,97

PB 0,00 -100,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PR 3,68 1115,00 192,77 - 355,63 23,04

BR 0,81 166,67 -35,74 -78,05 - -73,00

PBR 2,99 887,50 137,95 -18,72 270,31 -

KTL 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Papain (P) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Bacillus sp. (B) 0,00 - -100,00 -100,00 -100,00 -100,00

Rumensaft (R ) 0,86 - -69,61 -58,40 -50,00

PB 0,00 -100,00 - -100,00 -100,00 -100,00

PR 2,83 229,02 - 36,87 64,51

BR 2,07 140,39 -26,94 - 20,20

PBR 1,72 100,00 -39,21 -16,80 -1)in 100 ml Füllvolumen der Flaschen

1)Raum-

belastung

g oTS/l

Behandlung

(Akronym)


3,00

6,00

9,00

Anhänge 245

Abb. 12.27: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Abwasser aus der

Geflügelverpackungsanlage ohne und mit Bioadditiveinfluss

Abb. 12.28: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ohne und mit Bioadditiveinfluss

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

2,2

2,4

2,6

2,8

3,0

3,2

3,4


Gesam

tmen

ge a

n B

iog

as (

ml)


0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Akku

mu

liert

e B

iog

asp

rod

uktio

n (m

l)

3 g oTS/l

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

CTL P B R

PB PR BR PBR

6 g oTS/l

Zeit (Tage)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

9 g oTS/l

Anhänge 246

Tab. 12.49: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Bioadditiv bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanalge

Tab. 12.50:Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage

Blindprobe (KTL) Papain (P) Bacillus (B) Rumensaft (R) PB PR BR PBR

Chi-Quadrat 4,50000 0,00000 0,00000 2,40000 0,00000 7,26050 5,72754 1,86667

df (Freiheitsgrade) 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000 2,00000

Asymptotische 0,10540 1,00000 1,00000 0,30119 1,00000 0,02651 0,05705 0,39324

Exakte Significanz 0,25000 1,00000 1,00000 0,36071 1,00000 0,00357 0,06071 0,43929

Punkt Varscheinlichkeit 0,25000 1,00000 1,00000 0,02143 1,00000 0,00357 0,02857 0,05714

Teststatistikena,b


b. Gruppierungsvariable: Raumbelastung

3 6 9

Chi-Quadrat 21,34245 22,03222 21,62891

df (Freiheitsgrade) 7 7 7

Asymptotische 0,00330 0,00251 0,00294

Exakte Significanz 0,00000 0,00000 0,00000

Punkt Varscheinlichkeit 0,00000 0,00000 0,00000


b. Gruppierungsvariable: Bioadditiv

Teststatistikena,b

Raumbelastung (g oTS/l)

Anhänge 247

12.4 Anhang D: Weitere Ergebnisse der Versuche im Großmaßstab

12.4.1 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Papayas als Substrat

Tab. 12.51: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen

Tab. 12.52: Vorzeichen Test Vorzeichentest bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Frequenzen

Tab. 12.53: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Ränge

(ml/Woche) (l/l • d) (ml/g oTS Szu) (ml/g oTS Rzu) (ml/g oTSges)

1 33224,71 0,24 178,99 41,07 33,41

2 32015,29 0,23 319,38 39,88 63,33

3 31627,37 0,23 206,26 39,87 42,41

4 42831,58 0,32 300,36 54,57 64,28

5 42375,20 0,32 759,31 54,19 183,24

6 49620,28 0,37 283,30 64,11 78,25

7 48833,02 0,36 257,08 63,72 80,05

Wo

ch

eBiogasmenge Biogasausbeuten

Szu: zugeführtes Substrat, Rzu: zugeführter Rumensaft,

oTSges: gesamte organische Substanz

Anzahl

Negative Differenzena 4

Positive Differenzenb 1

Bindungenc 0

Total 5

a. RB 1 < RB 2 b. RB 1 > RB 2 c. RB 1 = RB 2

RB: Raumbelastung

Vergleich

RB 1 - RB 2

AnzahlMittlerer

Rang

Summe der

Ränge

Negative Ränge 4a 3,25 13,00

Positive Ränge 1b 2,00 2,00

Bindungen 0c

Total 5

a. RB 1 < RB 2 b. RB 1 > RB 2 c. RB 1 = RB 2 RB: Raumbelastung

RB 1 - RB 2

Vergleich

Anhänge 248

12.4.2 Weitere Ergebnisse der Versuche mit Bananen als Substrat

Tab. 12.54: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen

Tab. 12.55: Vorzeichentest bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Frequenzen


1 36792,11 0,26 158,87 43,63 34,23

2 22066,14 0,16 105,22 26,53 23,85

3 19715,76 0,14 96,41 24,00 23,74

4 12367,99 0,09 56,43 15,25 15,00

5 14649,91 0,11 49,96 18,37 14,04

6 11455,22 0,09 53,67 14,52 16,73

7 14855,28 0,11 48,69 19,14 15,53

Wo

che



BiogasausbeutenBiogasmenge



Bindungenc 0

Total 1

Negative Differenzend 0

Positive Differenzene 1

Bindungenf 0

Total 1

Negative Differenzeng 0

Positive Differenzenh 1

Bindungeni 0

Total 1

Negative Differenzenj 0

Positive Differenzenk 1

Bindungenl 0

Total 1

Negative Differenzenm 0

Positive Differenzenn 1

Bindungeno 0

Total 1

Negative Differenzenp 0

Positive Differenzenq 1

Bindungenr 0

Total 1

Negative Differenzens 0

Positive Differenzent 1

Bindungenu 0

Total 1

Negative Differenzenv 0

Positive Differenzenw 1

Bindungenx 0

Total 1

Negative Differenzeny 2

Positive Differenzenz 1

Bindungenaa 0

Total 3

Negative Differenzenab 1

Positive Differenzenac 0

Bindungenad 0

Total 1a. RB 1 < RB 2 k. RB 1 > RB 2 u. RB 1 = RB 2

b. RB 1 < RB 3 l. RB 1 > RB 3 v. RB 1 = RB 3

c. RB 1 < RB 4 m. RB 1 > RB 4 w. RB 1 = RB 4

d. RB 1 < RB 5 n. RB 1 > RB 5 x. RB 1 = RB 5

e. RB 2 < RB 3 o. RB 2 > RB 3 y. RB 2 = RB 3

f. RB 2 < RB 4 p. RB 2 > RB 4 z. RB 2 = RB 4

g. RB 2 < RB 5 q. RB 2 > RB 5 aa. RB 2 = RB 5

h. RB 3 < RB 4 r. RB 3 > RB 4 ab. RB 3 = RB 4

i. RB 3 < RB 5 s. RB 3 > RB 5 ac. RB 3 = RB 5

j. RB 4 < RB 5 t. RB 4 > RB 5 ad. RB 4 = RB 5

RB: Raumbelastung

Vergleich Anzahl

RB 1 - RB 5

RB 2 - RB 3

RB 2 - RB 4

RB 2 - RB 5

RB 3 - RB 4

RB 3 - RB 5

RB 4 - RB 5

RB 1 - RB 2

RB 1 - RB 3

RB 1 - RB 4

Anhänge 249

Tab. 12.56: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Ränge

Negative 0a 0,00 0,00


Bindungen 0c

Total 1

Negative 0d 0,00 0,00

Positive Ränge 1e 1,00 1,00

Bindungen 0f

Total 1

Negative 0g 0,00 0,00

Positive Ränge 1h 1,00 1,00

Bindungen 0i

Total 1

Negative 0j 0,00 0,00

Positive Ränge 1k 1,00 1,00

Bindungen 0l

Total 1

Negative 0m 0,00 0,00

Positive Ränge 1n 1,00 1,00

Bindungen 0o

Total 1

Negative 0p 0,00 0,00

Positive Ränge 1q 1,00 1,00

Bindungen 0r

Total 1

Negative 0s 0,00 0,00

Positive Ränge 1t 1,00 1,00

Bindungen 0u

Total 1

Negative 0v 0,00 0,00

Positive Ränge 1w 1,00 1,00

Bindungen 0x

Total 1

Negative 2y 1,50 3,00

Positive Ränge 1z 3,00 3,00

Bindungen 0aa

Total 3

Negative 1ab 1,00 1,00

Positive Ränge 0ac 0,00 0,00

Bindungen 0ad

Total 1a. RB 1 < RB 2 g. RB 1 < RB 4 m. RB 2 < RB 3 s. RB 2 < RB 5 y. RB 3 < RB 5

b. RB 1 > RB 2 h. RB 1 > RB 4 n. RB 2 > RB 3 t. RB 2 > RB 5 z. RB 3 > RB 5

c. RB 1 = RB 2 i. RB 1 = RB 4 o. RB 2 = RB 3 u. RB 2 = RB 5 aa. RB 3 = RB 5

d. RB 1 < RB 3 j. RB 1 < RB 5 p. RB 2 < RB 4 v. RB 3 < RB 4 ab. RB 4 < RB 5

e. RB 1 > RB 3 k. RB 1 > RB 5 q. RB 2 > RB 4 w. RB 3 > RB4 ac. RB 4 > RB 5

f. RB 1 = RB 3 l. RB 1 = RB 5 r. RB 2 = RB 4 x. RB 3 = RB 4 ad. RB 4 = RB 5

RB: Raumbelastung

AnzahlMittlerer

Rang

Summe der

RängeVergleich

RB 1 - RB 2

RB 1 - RB 3

RB 1 - RB 4

RB 1 - RB 5

RB 2 - RB 3

RB 2 - RB 4

RB 2 - RB 5

RB 3 - RB 4

RB 3 - RB 5

RB 4 - RB 5

Anhänge 250

12.4.3 Ergebnisse der Versuche mit Zitrusmischungsabfällen als Substrat

Tab. 12.57: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Zitrusmischungabfällen mit Rumensaft

Tab. 12.58: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Zitrusmischungabfällen mit Rumensaft

Abb. 12.29: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Zitrusmischung mit Rumensaft


1 84,00 7,91 0,40 0,06 2,79 4,98

2 84,00 7,91 0,41 0,06 3,00 4,30

3 84,00 7,91 0,41 0,06 2,49 4,80

4 84,00 7,91 0,42 0,06 2,34 4,75

5 84,00 7,91 0,42 0,06 1,23 8,00

6 318,70 30,02 1,61 0,23 2,98 2,76

7 318,70 30,02 1,62 0,23 3,06 2,30

BeschickungVerhältnis

(I/S)W

oche

Substrat

(g/Woche)

Raumbelastung oTS-

Gehalt

(%)(g oTS/Woche)

1 42621,78 1367,00 117,15 363,82 11,67 1,00 725,00 7,04 -170,67

2 94595,13 1455,00 107,64 878,79 13,52 1,00 603,76 7,22 -195,67 -6,84

3 43407,52 1396,50 414,29 7,89 -208,00 17,98

4 35795,57 1249,00 135,93 263,35 9,19 1,00 529,37 7,52 -197,67 7,46

5 58371,05 2100,00 552,38 7,77 -174,67 48,94

6 7,62 -124,33 -132,25

7 0,95

VerhältnispH ORP

oTS

Abbau

(%)(mg/l) CSB : N : P

Woche CSB N P NH3-N

(mg/l)

0

400

800

1200

1600

2000

2400

2800

3200

3600

4000

1 2 3 4 5 6 7

mg

/l

Zeit (Wochen)

EssigsäurePropionsäureIso-ButtersäureButtersäureIso-ValeriansäureValeriansäureM-ValeriansäureHexansäureÖnanthsäure

Beschickung: 1.-5. Woche = 1 Mal (0,41 g oTS/l • Woche)6.-7. Woche = 1 Mal (1,62 g oTS/l • Woche)

Anhänge 251

Abb. 12.30: Tägliche Biogasproduktion aus der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Rumensaft

Abb. 12.31: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Rumensaft

Tab. 12.59: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischung mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Bio

gas (

ml/

d)

Zeit (Wochen)


0

100

200

300

400

500

600

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

40000

1 2 3 4 5 6 7

Bio

gasau

sb

eu

ten

(m

l/g

oT

S)

Bio

gasm

en

ge (m

l/W

och

e)

Zeit (Wochen)


Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des zugeführten SubstratsBiogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des RumensaftsBiogasausbeute bez. auf den gesamtenoTS-Gehalt im Reaktor



1 21495,66 0,15 233,71 46,98 39,11

2 20833,90 0,15 199,65 46,40 35,64

3 25032,63 0,18 272,10 56,65 52,28

4 30395,13 0,23 331,71 69,84 68,62

5 30623,32 0,23 567,40 70,93 133,20

6 25055,45 0,19 163,10 59,16 45,23

7 33852,24 0,26 187,68 81,57 59,56

Wo

ch

e

Biogasmenge



Biogasausbeuten

Anhänge 252

Tab. 12.60: Vorzeichentest bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Teststatistiken

Tab. 12.61: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Teststatistiken

Tab. 12.62: Vorzeichentest bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Frequenzen

Tab. 12.63: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Ränge

Exakte Signifikanz (2-Seitig)a 0,063a



a. Binomialverteilung verw endet RB: Raumbelastung


RB 1 - RB 2

Z -2,023a






RB 1 - RB 2


Anzahl



Bindungenc 0

Total 5


Vergleich

RB 1 - RB 2

RB: Raumbelastung

AnzahlMittlerer

Rang

Summe der

Ränge


Positive Ränge 0b

0,00 0,00

Bindungen 0c

Total 5


Vergleich

RB 1 - RB 2

RB: Raumbelastung

Anhänge 253

12.4.4 Ergebnisse der Versuche mit Abwasser aus der Geflügelverpackungs-anlage als Substrat

Tab. 12.64: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft

Tab. 12.65: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft

Abb. 12.32: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanalge mit Rumensaft


1 100,00 27,33 1,38 0,20 5,92 5,44

2 300,00 81,99 4,21 0,60 2,91 6,32

3 300,00 81,99 4,26 0,61 3,90 3,70

4 300,00 81,99 4,32 0,62 4,20 2,91

5 300,00 81,99 4,38 0,63 1,67 5,41

6 329,40 90,03 4,87 0,70 2,22 3,51

7 109,80 30,01 1,64 0,23 2,01 3,73

(g oTS/Woche)Substrat

(g/Woche)

oTS-

Gehalt

(%)Woche Beschickung Raumbelastung Verhältnis

(I/S)

1 74295,78 2641,33 92,96 799,25 28,41 1,00 1046,95 6,30 -66,00

2 83570,48 2205,00 94,09 888,20 23,44 1,00 1329,17 6,35 -56,33 57,65

3 73417,87 2342,00 759,53 6,14 -42,00 -19,78

4 48394,66 2028,00 66,91 723,30 30,31 1,00 1035,72 6,67 -53,33 2,78

5 59421,01 2170,00 805,56 6,57 -36,00 70,58

6 6,64 -26,67 -4,64

7 16,35

pH ORP

oTS

Abbau

(%)

NH3-N

(mg/l)Woche

(mg/l) CSB : N : P

Verhältnis PCSB N

0

400

800

1200

1600

2000

2400

2800

3200

3600

4000

1 2 3 4 5 6 7

mg

/l

Zeit (Wochen)

Essigsäure

Propionsäure

Iso-Buttersäure

Buttersäure

Iso-Valeriansäure

Valeriansäure

M-Valeriansäure

Hexansäure

Önanthsäure

Beschickung: 1. Woche = 1 Mal (1,38 g oTS/l • Woche)2.-5. Woche = 3 Mal (4,29 g oTS/l • Woche)

6. Woche = 3 Mal (4,87 g oTS/l • Woche)7. Woche = 1 Mal (1,64 g oTS/l • Woche)

Anhänge 254

Abb. 12.33: Tägliche Biogasproduktion aus der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft

Abb. 12.34: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft

Tab. 12.66: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Bio

gas (

ml/

d)

Zeit (Wochen)


6. Woche = 3 Mal (4,87 g oTS/l • Woche)7.-12- Woche = 1 Mal (1,64 g oTS/l • Woche)

0

20

40

60

80

100

120

140

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

1 2 3 4 5 6 7

Bio

gasau

sb

eu

ten

(m

l/g

oT

S)

Bio

gasm

en

ge (m

l/W

och

e)

Zeit (Wochen)


Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des zugeführten Substrats

Biogasausbeute bez. auf den oTS-Gehalt des Rumensaftes

Biogasausbeute bez. auf den gesamtenoTS-Gehalt im Reaktor


6. Woche = 3 Mal (4,87 g oTS/l • Woche)7. Woche = 1 Mal (1,64 g oTS/l • Woche)

(ml/Woche) (l/l • d) (ml/g oTS Szu)(

m(ml/g oTS Rzu) (ml/g oTSges)

1 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

2 10405,54 0,08 66,97 10,60 18,32

3 3613,03 0,03 13,73 3,71 4,82

4 16155,97 0,12 48,58 16,72 20,24

5 22682,25 0,17 127,36 23,53 72,60

6 25192,36 0,19 91,96 26,24 61,32

7 14033,79 0,11 54,70 14,67 38,22

Biogasmenge



Wo

ch

e

Biogasausbeuten

Anhänge 255

Tab. 12.67: Vorzeichentest bei bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Teststatistiken

Tab. 12.68: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Teststatistiken

Tab. 12.69: Vorzeichentest bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Frequenzen

Tab. 12.70: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Ränge





RB 1 - RB 2


Z -0,135

a







RB 1 - RB 2

Anzahl



Bindungenc 0

Total 5


Vergleich

RB 1 - RB 2

RB: Raumbelastung

AnzahlMittlerer

Rang

Summe der

Ränge



Bindungen 0c

Total 5


Vergleich

RB 1 - RB 2

RB: Raumbelastung

Literaturverzeichnis 256

13 Literaturverzeichnis

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Abbildungsverzeichnis 273

14 Abbildungsverzeichnis

Abb. 2.1: Phasen der Biogasentstehung (13), (14) ...............................................................12

Abb. 2.2: Abhängigkeit der relativen Methanproduktion von der Temperatur, .......................18

Abb. 2.3: Wirkungsweise eines Enzyms (86) ........................................................................50

Abb. 2.4: Schematischer Aufbau und Funktion eines substratspezifischen Enzyms (E = Enzym, S = Substrat ) (14). ..................................................................................51

Abb. 2.5: Schematische Darstellung eines Enzym-Substrat-Komplexes Komplexes (245) .....................................................................................................................51

Abb. 2.6: Allosterische Reaktionen eines Enzyms (88) .........................................................53

Abb. 2.7: Graphische Darstellung der Michaelis-Menten-Beziehung (14). ............................55

Abb. 2.8: O-Glykosidbindung der Kohlenhydrate (Maltose: Glucose-O-Glucose) (93) ..........59

Abb. 2.9: Mechanismus einer Hydrolase (94) .......................................................................60

Abb. 2.10: Peptidbindung der Proteine (99) ..........................................................................61

Abb. 2.11: Veresterung einer Carbonsäure (101) .................................................................63

Abb. 2.12: Fettsynthese durch Veresterung (103) ................................................................63

Abb. 2.13: Beispiel eines ungesättigten Fettes (103) ............................................................64

Abb. 2.14: Papain 3D-Struktur (120) .....................................................................................67

Abb. 2.15: Enzymatischer Mechanismus der Protein-Hydrolyse durch eine Cystein-Protease (117) ...................................................................................................68

Abb. 2.16: Hemmung eines substratspezifischen Enzyms durch einen Inhibitor (E = Enzym, S = Substrat, I = Inhibitor) (14). .............................................................69

Abb. 2.17: Bacillus subtilis in der Gramfärbung (133) ...........................................................72

Abb. 2.18: Bacillus Spezies, a) B. licheniformis (138), b) B. Polymyxa (139) ........................74

Abb. 2.19: Aufbau der Zellwand einer Pflanzenzelle (149) ...................................................80

Abb. 7.1: Versuchsplanung ................................................................................................ 100

Abb. 7.2: Gewinnung der Rumensaftproben ....................................................................... 109

Abb. 7.3: Inkubation der Reaktoren im Schüttelinkubator ................................................... 110

Abb. 7.4: a) Schematischer Aufbau des Reaktors, b) Foto des gebauten Reaktors ............ 111

Abb. 7.5: a) Gaszähler und -beutel, b) Reaktor mit Gaszählerbox, c) Gaszähler im Gaszählerbox ..................................................................................................... 112

Abb. 7.6: Einflussbereiche der geplanten Maßnahmen....................................................... 113

Abb. 7.7: Zweite Phase: Batchversuche im Kleinmaßstab in Durchstechflaschen von 125 ml ................................................................................................................ 114

Abb. 7.8: Versuchsgelände an der Facultad de Ingeniería der UADY ................................. 116

Abb. 7.9: Dritte Phase: Reaktorenreihe (Schema und Foto der Versuchsanordnung) ........ 117

Abb. 7.10: Prozessschema zur Entscheidung der statistischen Analysen........................... 126

Abb. 8.1: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen ..................................................................................................... 133

Abb. 8.2: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ............................... 137


Abb. 8.3: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Papayaabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss .......................................................................... 142

Abb. 8.4: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Papayaabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ................................................. 143

Abb. 8.5: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Papayaabfällen: a) normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen ................................ 144

Abb. 8.6: Abbau der oTS und erzeugte Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Bananenabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen ..................................................................................................... 155

Abb. 8.7: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ............................... 158

Abb. 8.8: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Bananenabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ............................................... 162

Abb. 8.9: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Bananenabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ............................................... 163

Abb. 8.10: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Bananenabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen ............................. 164

Abb. 8.11: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Papayaabfallen mit Rumensaft ......................................................................... 174

Abb. 8.12: Tägliche Biogasproduktion bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 177

Abb. 8.13: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 179

Abb. 8.14: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft ...................................................................... 185

Abb. 8.15: Tägliche Biogasproduktion bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 188

Abb. 8.16: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 189

Abb. 12.1: Foto der Reaktoren im Mittelmaßstab im Umweltlabor des Lehrstuhls für Energie-und Umwelttechnik der Lebensmittelindustrie der TU München .......... 210

Abb. 12.2: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Faulschlamm .............................................................. 210

Abb. 12.3: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Faulschlamm ............................................................ 210

Abb. 12.4: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Faulschlamm ................................................ 211

Abb. 12.5: Tägliche Biogasproduktion und Fettsäurekonzentrationen bei der Vergärung von der Kontrolle (Faulschlamm) ...................................................................... 211

Abb. 12.6: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen .................................................................................................. 217

Abb. 12.7: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ............ 219


Abb. 12.8: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Zitrusmischungsabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ................................ 220

Abb. 12.9: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Zitrusmischungsabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ................................ 220

Abb. 12.10: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung b) Gleichheit der Varianzen ............... 221

Abb. 12.11: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Geflügelbrutabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen ............................................................................ 224

Abb. 12.12: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ........... 226

Abb. 12.13: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelbrutabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ....................................... 227

Abb. 12.14: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelbrutabfällen ohne und mit Bioadditiveinfluss ....................................... 227

Abb. 12.15: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung b) Gleichheit der Varianzen .............................. 227

Abb. 12.16: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Hühnermist mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen .................................................................................................. 231

Abb. 12.17: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ........................... 233

Abb. 12.18: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Hühnermist ohne und mit Bioadditiveinfluss ....................................................................... 234

Abb. 12.19: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Hühnermist ohne und mit Bioadditiveinfluss .................................................... 234

Abb. 12.20: Residuenbasierte Überprüfung der Voraussetzungen für den Vergleich der Biogasmittelwerte bei der Vergärung von Hühnermist: a) Normale Wahrscheinlichkeitsverteilung, b) Gleichheit der Varianzen ............................. 235

Abb. 12.21: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Geflügelschlachtabwasser mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen ............................................................................ 238

Abb. 12.22: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ... 240

Abb. 12.23: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelschlachtabwasser ohne und mit Bioadditiveinfluss ............................. 241

Abb. 12.24: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Geflügelschlachtabwasser ohne und mit Bioadditiveinfluss ............................. 241

Abb. 12.25: Abbau der oTS und erzeute Biogasmenge bei den Batch-Vergärungsversuchen von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen .................................................. 242

Abb. 12.26: Biogasausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage: a) oTS-bezogene Biogasausbeuten, b) Bioadditivbezogene Biogasausbeuten ......................................................... 244


Abb. 12.27: Gesamtmenge an Biogas beim anaeroben Abbauprozess von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ohne und mit Bioadditiveinfluss .............. 245

Abb. 12.28: Akkumulierte Biogasproduktion beim anaeroben Abbauprozess von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ohne und mit Bioadditiveinfluss ............................................................................................ 245

Abb. 12.29: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Zitrusmischung mit Rumensaft ........................................................................ 250

Abb. 12.30: Tägliche Biogasproduktion aus der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Rumensaft ................................................................................................. 251

Abb. 12.31: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit Rumensaft .......................................................... 251

Abb. 12.32: Konzentrationen an organischen Fettsäuren bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanalge mit Rumensaft ....................... 253

Abb. 12.33: Tägliche Biogasproduktion aus der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft .................................................... 254

Abb. 12.34: Biogasmenge und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft .................................................... 254

Tabellenverzeichnis 277

15 Tabellenverzeichnis

Tab. 2.1: Stoffumsetzungen in der Hydrolyse und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (18), (14) ............................................................................................................13

Tab. 2.2: Stoffumsetzungen in der Acidogenese und Beispiele beteiligter Bakterien (18), (19), (20) ............................................................................................................14

Tab. 2.3: Stoffumsetzungen der Acetogenese und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (18), (21), (22) ........................................................................15

Tab. 2.4: Stoffumsetzungen in der Methanogenese und Beispiele beteiligter Mikroorganismen (17), (22) ................................................................................16

Tab. 2.5: Vergleich zwischen dem anaeroben Abbau im mesophilen und thermophilen Temperaturbereich (2), (16), (21), (23), (28) .......................................................20

Tab. 2.6: Theoretische Biogaszusammensetzung beim Abbau der wesentlichen organischen Stoffe (16) ......................................................................................22

Tab. 2.7: Optimale Konzentrationen gelöster Spurenelemente im Anaerobreaktor (31), (32) ....................................................................................................................25

Tab. 2.8: Gegensätzlichkeiten bezüglich der Durchmischung von Anaerobreaktoren (34), (23) ............................................................................................................30

Tab. 2.9: Schwermetallgehalte in Ausgangssubstraten (mg/kg TM) (13) ..............................43

Tab. 2.10: Schädliche Konzentrationen von Schwermetallen ...............................................44

Tab. 2.11: Unterteilung der Bakteriengruppen (14), (78), (79) ..............................................46

Tab. 2.12: Glucosidasen (96) ...............................................................................................60

Tab. 2.13: Bevorzugte Spaltung des Papains (113) ..............................................................66

Tab. 2.14: Ruminoccus sp. (78) ............................................................................................77

Tab. 7.1: Eigensachften der frischen Substrate .................................................................. 103

Tab. 7.2: Nährstoffzusammensetzung der Substrate nach USDA (179) ............................. 104

Tab. 7.3: Gehalt an Proteine, Fette und Kohlenhydrate spezifischer Substrate .................. 106

Tab. 7.4: Zusammenfassung der allgemeinen Eigenschaften der verwendeten Bioadditive ....................................................................................................... 108

Tab. 7.5: Zusammensetzung und Mengen der verwendeten Substrate .............................. 115

Tab. 7.6: Gäransätze (jeweils dreifache Versuchsdurchführung) ........................................ 115

Tab. 7.7: Verwendete Methoden bei den Versuchen im Kleinmaßstab und Großmaßstab ................................................................................................... 119

Tab. 7.8: Verwendete statistische Methoden zum Vergleich der Ergebnisse der Versuchen im Klein- und Großmaßstab ........................................................... 123

Tab. 8.1: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Papayaabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditive (Mittelwerte)....................................... 131

Tab. 8.2: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen .......... 136

Tab. 8.3: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen ................................ 138

Tab. 8.4: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Papayaabfällen ............................................................ 145


Tab. 8.5: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ............... 145

Tab. 8.6: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ............... 146

Tab. 8.7: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...... 147

Tab. 8.8: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...... 147

Tab. 8.9: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Bananenabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ..................................... 152

Tab. 8.10: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen ........ 157

Tab. 8.11: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen .............................. 159

Tab. 8.12: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Bananenabfällen .......................................................... 164

Tab. 8.13: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ............... 165

Tab. 8.14: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest .... 166

Tab. 8.15: Mehrfachvergleiche: LSD-Kontrasttest nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Bananenabfällen ................................................................ 167

Tab. 8.16: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 167

Tab. 8.17: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft ......................................................................... 172

Tab. 8.18: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 173

Tab. 8.19: Vorzeichentest bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken .................................................................................................. 181

Tab. 8.20: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken ............................................................................... 181

Tab. 8.21: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft ...................................................................... 183

Tab. 8.22: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 184

Tab. 8.23: Vorzeichentest bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Teststatistiken .................................................................................................. 191

Tab. 8.24: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft Bananen: Teststatistiken ................................................................ 191

Tab. 12.1: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und Papaya in Mexiko, Jahr 2012 nach SAGARPA, 2012 und INIFAP, 2014........................................ 209


Tab. 12.2: Stand der Produktion von Zitrusfrüchten, Banane und Papaya in Yucatán, Mexiko, Jahr 2012 nach SAGARPA, 2012 und INIFAP, 2014 .......................... 209

Tab. 12.3: Zusammensetzung zweier Stichproben des erzeugten Biogases der Vergärung von organischen Abfallsubstraten mit Faulschlamm ....................... 211

Tab. 12.4: Konzentrationen an Spurenelementen und Schwermetallen in den verwendeten Substraten (179), (225), (24) ....................................................... 212

Tab. 12.5: Mikroorganismen vor und nach den Versuchen bei allen Substraten und Behandlungen .................................................................................................. 213

Tab. 12.6: Eigenschaften der vor und nach den Versuchen identifizierten Mikroorganismen bei allen Substraten (225), (226), (227), (228), (229), (230) ................................................................................................................ 214

Tab. 12.7: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ........................................................................ 215

Tab. 12.8: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Papayaabfällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest.................................................................... 215

Tab. 12.9: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest.................................................................... 216

Tab. 12.10: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Bananenafällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ............................................... 216

Tab. 12.11: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ............... 217

Tab. 12.12: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen ................................................................................... 218

Tab. 12.13: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen................... 219

Tab. 12.14: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen ............................................... 221

Tab. 12.15: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 221

Tab. 12.16: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 222

Tab. 12.17: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ............................................... 222

Tab. 12.18: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 223

Tab. 12.19: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 223


Tab. 12.20: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Zitrusmischungsabfällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ............................................... 223

Tab. 12.21: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ..................................... 224

Tab. 12.22: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen ......................................................................................... 225

Tab. 12.23: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen ......................... 226

Tab. 12.24: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen ..................................................... 228

Tab. 12.25: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest .... 228

Tab. 12.26: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest .... 229

Tab. 12.27: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest.................................................................... 230

Tab. 12.28: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 230

Tab. 12.29: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...................................................................................................... 230

Tab. 12.30: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Geflügelbrutabfällen mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ............................................... 231

Tab. 12.31: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Hühnermist mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ..................................... 231

Tab. 12.32: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist ....................................................................................................... 232

Tab. 12.33: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Hühnermist....................................... 233

Tab. 12.34: Zweifaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit festen Effekten und Interaktion bei der Vergärung von Hühnermist ................................................................... 235

Tab. 12.35: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ............... 235

Tab. 12.36: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ............... 236

Tab. 12.37: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Bioadditiv: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest ........................................................................ 236

Tab. 12.38: Mehrfachvergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...... 237


Tab. 12.39: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung nach dem LSD (Least Significant Difference) Kontrasttest ...... 237

Tab. 12.40: Paarweise Vergleiche bei der Vergärung von Hühnermist mit dem Faktor Raumbelastung: a) Nach dem SNK (Student-Newman-Keuls) Kontrasttest, b) Nach dem Duncan Kontrasttest.................................................................... 237

Tab. 12.41: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ............... 238

Tab. 12.42: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser ............................................................................... 239

Tab. 12.43: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser ............... 240

Tab. 12.44: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Bioadditiv bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser ............................................................................... 241

Tab. 12.45: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Geflügelschlachtabwasser ......................................................................... 242

Tab. 12.46: Chemisch-physikalische Parameter, Nährstoffverhältnis und oTS-Abbau nach der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit 6 g oTS/l bei thermophilen Temperaturen mit und ohne Bioadditiven (Mittelwerte) ..................................................................................................... 242

Tab. 12.47: Verwendete Materialmengen, Verhältnisse Bioadditive zu oTS des Substrats, Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ................................................................ 243

Tab. 12.48: Vergleich der prozentualen Differenzen zwischen den oTS-bezogenen Biogasausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ............................................................................. 244

Tab. 12.49: Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Bioadditiv bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanalge ................................................ 246

Tab. 12.50:Kruskal-Wallis Test nach dem Faktor Raumbelastung bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage ................................................ 246

Tab. 12.51: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen ........ 247

Tab. 12.52: Vorzeichen Test Vorzeichentest bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Frequenzen ................................................................................... 247

Tab. 12.53: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Papayaabfällen mit Rumensaft: Ränge ........................................................................................... 247

Tab. 12.54: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen ........ 248

Tab. 12.55: Vorzeichentest bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Frequenzen ...................................................................................................... 248

Tab. 12.56: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Bananenabfällen mit Rumensaft: Ränge ...................................................................................... 249

Tab. 12.57: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Zitrusmischungabfällen mit Rumensaft ............................................................. 250


Tab. 12.58: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Zitrusmischungabfällen mit Rumensaft ........................................................................................................ 250

Tab. 12.59: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Zitrusmischung mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen ........ 251

Tab. 12.60: Vorzeichentest bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Teststatistiken .................................................................................................. 252

Tab. 12.61: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Teststatistiken ......................................................................... 252

Tab. 12.62: Vorzeichentest bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Frequenzen ...................................................................................................... 252

Tab. 12.63: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärunung von Zitrusmischung mit Rumensaft: Ränge ...................................................................................... 252

Tab. 12.64: Beschickungsabhängige Parameter bei der anaeroben Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft ........................ 253

Tab. 12.65: Mittelwerte chemisch-physikalischer Parameter und des Nährstoffverhältnisses bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft ..................................................... 253

Tab. 12.66: Biogasmengen und -ausbeuten bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft bei verschieden Beschickungsgraden und Raumbelastungen ................................................... 254

Tab. 12.67: Vorzeichentest bei bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Teststatistiken ............................. 255

Tab. 12.68: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Teststatistiken ............................. 255

Tab. 12.69: Vorzeichentest bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Frequenzen ................................ 255

Tab. 12.70: Wilcoxon-Vorzeichen-Rang-Test bei der Vergärung von Abwasser aus der Geflügelverpackungsanlage mit Rumensaft: Ränge ......................................... 255

Veröffentlichungen und Kongressbeiträge 283

16 Veröffentlichungen und Kongressbeiträge

Nelson Caballero-Arzápalo, German Giacoman-Vallejo, Walther Stein, Stefan Birk. Removal of contaminants and pathogens from domestic wastewater using the vertical root zone method (RZM) with consumption plants”. 7th Biennial Symposium of the International of Environmental Biotechnology. Chicago, Ill. USA, June 18-21, 2004.

García Robles C. A., Hernández Ramos F., Tapia González F., Caballero Arzápalo N., Giacomán Vallejos G. Evaluación de la eficiencia de los procesos de eliminación de materia orgánica y nitrógeno de un humedal artificial con flujo subsuperficial horizontal a microescala para el tratamiento de agua residual. VI Congreso Internacional, XII Congreso Nacional de Ciencias Ambientales. Chihuahua. Chi. México, Junio 6.7 y 8 del 2007.

Rodriguez Alcocer D.J., Giacomán Vallejos G., Caballero Arzápalo N., García Sosa J. Determinación de parámetros integrales en la distribución del tiempo de residencia en un lecho empacado con flujo subsuperficial. VI Congreso Internacional, XII Congreso Nacional de Ciencias Ambientales. Chihuahua. Chi. México, Junio 6, 7 y 8 del 2007.

Ileana Cerón Palma, María Milagrosa Pérez Sánchez, Mirna López Pacheco, Carmen Ponce Caballero, Armando Sansores Cabrera, Nelson Caballero Arzápalo, Germán Giacoman Vallejos. Evaluación de la calidad ambiental en el interior de la vivienda económica en Mérida, Yucatán, México. XXXI Congreso Interamericano de Ingeniería Sanitaria y Ambiental AIDIS. Santiago, Chile, Octubre 12 – 15, 2008.

Mauricio Chi-Tec, Nelson Caballero-Arzápalo, Germán Giacoman Vallejos, Roger Méndez-Novelo, Carlos Quintal-Franco. Effect of temperature increments in septic tank efficiency. Third International Meeting on Environmental Biotechnology and Engineering. Illes Balears, Spain. September 21 th - 25th, 2008.

Cortes Esquivel. J. A., Giácoman Vallejos. G., Ponce Caballero. C., Caballero Arzápalo N. (2010). Evaluación de la remoción de metales pesados de aguas residuales porcícolas en un sistema de humedal horizontal con flujo subsuperficial. IX Congreso Internacional y XV Nacional de Ciencias Ambientales, Universidad de Quintana Roo - Academia Nacional de Ciencias Ambientales A.C. Chetumal Quintana Roo, México del 9-11 de junio de 2010.

Mena V., Méndez R., Castillo E. y Caballero N. Tratamiento de aguas porcinas mediante un reactor UASB. IX Congreso Internacional y XV Nacional de Ciencias Ambientales, Universidad de Quintana Roo - Academia Nacional de Ciencias Ambientales A.C. Chetumal Quintana Roo, México del 9-11 de junio de 2010.

Castillo B. E. R., Koh S. A. A., Méndez N. R. I., Caballero A. N. Tratamiento de aguas residuales de un rastro mediante un reactor UASB. IX Congreso Internacional y XV Nacional de Ciencias Ambientales, Universidad de Quintana Roo - Academia Nacional de Ciencias Ambientales A.C. Chetumal Quintana Roo, México del 9-11 de junio de 2010.

Veröffentlichungen und Kongressbeiträge 284

Nelson Caballero-Arzápalo, Carmen Ponce-Caballero, Cinthia C. Gamboa-Loira, Roland Meyer-Pittroff (2010) Biogas yield-organic load relationship model for predicting the anaerobic digestion of banana waste (musa sp.) influenced by papain and rumen. IBS 2010. 14th International Biotechnology Syposium and Exhibition. Biotechnology for the sustainability of human Society. 14-18 September 2010. Rimini – Italy.

Nelson Caballero-Arzápalo, Carmen Ponce-Caballero, Cinthia C. Gamboa-Loira, Roland Meyer-Pittroff (2010). Biogas potential from the anaerobic digestion of banana waste (Musa Sp.) using Different bio-additives. IBS 2010. 14th International Biotechnology Syposium and Exhibition. Biotechnology for the sustainability of human Society. 14-18 September 2010. Rimini – Italy.

N. Caballero-Arzápalo, C. C. Gamboa-Loira, R. Meyer-Pittroff. Biogas potential from the anaerobic digestion of papaya waste (Carica papaya) using different bio-additives. 12th World Congress on Anaerobic Digestion, Guadalajara, Mexico, October 31st – November 4th, 2010.

N. Caballero-Arzápalo, Gamboa-Loira, R. Meyer-Pittroff (2010). Biogas-organic load relationship model for predicting the anaerobic digestion of papaya waste (Carica papaya) influenced by bacillus species and rumen. 12th World Congress on Anaerobic Digestion, Guadalajara, Mexico, October 31st – November 4th , 2010.

Giácoman Vallejos G., Cortes Esquivel J.A., Ponce Caballero C., Caballero Arzápalo N. Remoción de metales pesados del agua residual porcícola por medio de humedales construidos de flujo subsuperficial horizontal. XXXII Congreso Interamericano de Ingeniería Sanitaria y Ambiental (AIDIS). Punta Cana, República Dominicana, 7-11 Noviembre, 2010.

Veröffenttlichungen in indizierten Fachzeitschriften

Nelson Caballero-Arzápalo, Carmen Ponce-Caballero, Cinthia C. Gamboa-Loira, Roland Meyer-Pittroff (2010). Biogas yield-organic load relationship model for predicting the anaerobic digestion of banana waste (musa sp.) influenced by papain and rumen. Journal of Biotechnology, Volume 150, Supplement 1, November 2010, Pages 261-262.

Nelson Caballero-Arzápalo, Carmen Ponce-Caballero, Cinthia C. Gamboa-Loira, Roland Meyer-Pittroff. Biogas potential from the anaerobic digestion of banana waste (Musa Sp) using different bio-additives. Journal of Biotechnology, Volume 150, Supplement 1, November 2010, Pages 168-169.

Danksagung 285

17 Danksagung

Die Durchführung der vorliegenden Arbeit wäre ohne den Beitrag von verschieden

Personen und Behörden nicht möglich gewesen. Deswegen möchte ich mich von

ganzem Herzen bedanken bei:

meinem Doktorvater Herrn Univ.-Prof. i. R. Dr.-Ing. Roland Meyer-Pittroff für die

Ermöglichung dieser Arbeit, für die Unterstützung, die gute Zusammenarbeit und

für den Glauben an meine Person und Fähigkeiten trotz der unterschiedlichen

Schwierigkeiten während und im Rahmen der Durchführung der Arbeit

den Herren Univ. Prof. Dr.-Ing. Heiko Briesen und Univ. Prof. Dr.-Ing. Martin

Faulstich für die Übernahme der Prüfungskommission

den „Fondos Mixtos (FOMIX): Gobierno del Estado de Yucatán-CONACYT“ für

die Finanzierung des Projektes FOMIX-YUC-2004-C03-46 in welchem Rahmen

die vorliegende Arbeit durchgeführt wurde

der „Secretaría de Educación Pública“ (SEP) der mexikanischen

Bundesregierung für das Stipendium PROMEP für die Mobilität

den Kollegen und Technikern vom Umweltlabor der „Facultad de Ingeniería“ der

„Universidad Autónoma de Yucatán“ (UADY) für ihre Unterstützung

der Geflügelverarbeitungsfirma „Bachoco S. A. de C. V.“ für die Ermöglichung

der Erhebung von Stichproben der Geflügelproduktion

dem Großmarkt für Obst und Gemüse „Central de Abastos de Mérida“ für die

Ermöglichung der Erhebung von Stichproben von Fruchtabfällen

dem „Centro de Investigación Regional Dr. Hideyo Noguchi“ der UADY für die

Unterstützung bei den mikrobiologischen Analysen

der technischen Hochschule „Instituto Tecnológico de Mérida“ für die

Ermöglichung der Arbeit in seinen biochemischen Laboratorien

Herrn Dr.-Ing. Ulich Buchhauser für seine Zeit, Mühe und fachliche Beratung

Herrn Dipl.-Ing. Gunther Pesta für die Unterstützung bei der Planung und

Organisierung von Verwaltungs- und Labortätigkeiten am Lehrstuhl für Energie

und Umwelttechnik der Lebensmittelindustrie der TUM

An allen Kollegen, Studenten und Freunden für ihre Unterstützung bzw.

Motivation

meiner Familie für ihre bedingungslose und wertvolle Unterstützung.

untersuchungen zum anaeroben abbauprozess ausgewählter … · 2015. 3. 31. ·...

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