Anhang

A-1

Abkürzungsliste

ANOVA Varianzanalyse

AO Acridin-Orange (Fluoreszenz-Farbstoff, AppliChem, Darmstadt)

BSA Bovine Serum Albumin (Serva, Heidelberg)

C Kohlenstoff

CLPP „Community Level Physiological Profile“, metabolisches Potenzial einer Mikroorganismen-Gesellschaft

dd doppelt destilliert

DFA „Discriminant Function Analysis“, Diskriminanzanalyse

DTT Dithiotheitol (Biomol, Ilvesheim)

EtOH Ethanol

FG Frischgewicht (Material mit Papiertuch abgetupft)

GLM „Generalized Linear Modell“, Varianzanalyse für ungleich replizierte Behandlungen

GUS β-Glucoronidase (Reportergen)

MANOVA Multivariate Varianzanalyse

MPN “Most Problable Number”

MU Methyl-Umbelliferon (Fluka, Buchs, Schweiz)

MUG 4-Methylumbelliferyl-b-D-glucuronid, GUS-Substrat (Fluka, Buchs, CH)

N Stickstoff

NB “Nutrient Broth”, siehe Rezepturen

NMAS “Neff´s Modified Amoebae Salinae”, siehe Rezepturen

OD Optische Dichte bei 590 nm

P Phosphor

PGPR “Plant Growth Promoting Rhizobacteria”, Wuchsfördernde Bakterien

PhAR “Photosynthetic active radiation”, Photosynthetisch wirksame Strahlung im Bereich von 400- 700 nm Wellenlänge (µmol/m2*s)

PMSF Polymethylsulfonylfluorid (AppliChem, Darmstadt)

PVP Polyvinylpyrrolidin (Merck, Darmstadt)

SD Standardabweichung

SDS Natriumdodecylsulfat (AppliChem, Darmstadt)

TG Trockengewicht (gemessen nach 3 d bei 70°C)

X-Gluc 5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-glucuronid, GUS-Substrat (Molecular Probes, Leiden, Niederlande)

Anhang

A-2

Rezepturen Gelistet nach der Reihenfolge im Text. M = Makronährstoffe; m = Mikronährstoffe

NB (Bakterien & Amöben) “Nutrient Broth” (Sigma-Aldrich, München);

verwendete Konzentration 1/10NB = 0,8 g/l

NMAS (Bakterien & Amöben) “Neff´s Modified Amoebae Salinae” (nach Page 1976)

4,8 mg NaCl

0,16 mg MgSO4*7H2O

0,24 mg CaCl2*6H2O

5,68 mg Na2HPO4

5,44 mg KH2PO4

ad. 1000 ml H2Odest

Hoagland´s No. 2 Basal Salt

Mixture (Aeroponisches

System, Kap. 3)

nach Hoagland & Arnon (1938)

120,38 mg MgSO4

303,3 mg KNO3

328,2 mg Ca(NO3)2

57,515 mg (NH4)H2PO4

2,66 mg NaFeEDTA

0,905 mg MnCl2*4H2O

0,11 mg ZnSO4*7H2O

0,93 mg H3BO3

0,04 mg CuSO4*5H2O

ad. 1000 ml H2Odest

Murashige & Skoog-

Nährmedium (Agarsysteme,

Kap. 4)

nach Murashige & Skoog (1962)

332,16 mg CaCl2

0,025 mg CoCl2*6H2O

0,025 mg CuSO4*5H2O

27,8 mg FeSO4. 7H2O

6,2 mg H3BO3

170 mg KH2PO4

0,83 mg KI

1.900 mg KNO3

Anhang

A-3

370 mg MgSO4*7H2O

16,9 mg MnSO4*H2O

37,3 mg Na2*EDTA

0,25 mg Na2MoO4.2H2O

1.650 mg NH4NO3

8,6 mg ZnSO4*7H2O

100 mg i-Inositol

0,4 mg Thiamine*HCl

ad. 1000 ml H2Odest

Hybridisations-Puffer (FISH,

Kap. 4)

180 µl NaCl 5M

20 µl Tris (HCl) pH 8 1M

1 µl SDS 10%

200 µl para-Formaldehyd 4%

600 µl ddH2O

Wasch-Puffer (FISH, Kap. 4) 2150 µl NaCl 5M

1000 µl Tris (HCl) pH 8 1M

50 µl SDS 10%

500 µl EDTA 0,5M

ad. 50 ml ddH2O

modifiziertes Strullu-Romand-

Medium (VA-Mykorrhiza,

Kap. 5)

nach Declerck et al. (1998)

739 mg MgSO4*7H2O

76 mg KNO3

65 mg KCl

4,1 mg KH2PO4

359 mg Ca(NO3)2*4H2O

8 mg NaFeEDTA

2,45 mg MnSO4*4H2O

0,29 mg ZnSO4*7H2O

1,86 mg H3BO3

0,24 mg CuSO4*5H2O

0,035 mg (NH4)Mo7O24*4H2O

0,0024 mg Na2MoO4*2H2O

Anhang

A-4

0,9 mg Ca-Panthotenat

0,0009 mg Biotin

0,9 mg Pyridoxin

1 mg Thiamin

0,4 mg Cyanocobalamin

1 mg Nicotinsäure

10000 mg Sucrose

3000 mg Gel Gro (ICN, Cost Mesa, USA)

ad. 1000 ml H2Odest

pH 5,5

Inkubationslösung

(histochemischer GUS-

Nachweis, Kap. 6)

Stammlösungen:

X-Gluc: 20mM in Dimethylformalid gelöst (10,44

mg/ml)

Phosphat-Puffer: 1,31 g Na2HPO4 x 2H2O

1,73 g NaH2PO4 x 2H2O

ad. 25 ml H2Obidest, pH 7

K-Ferrocyanid (II) in H2Obidest (21,12 mg/10 ml), pH 7

K-Ferricyanid (III) in H2Obidest (16,46 mg/10 ml), pH 7

EDTA in H2Obidest (93,16 mg/10 ml), pH 7

Inkubationslösung:

610 µl H2Obidest

100 µl Phosphat-Puffer

100 µl K-Ferrocyanid (II)

100 µl K-Ferricyanid (III)

40 µl EDTA

50 µl X-Gluc

Assay-Puffer (fluorometrischer

GUS-Nachweis, Kap. 6)

Stammlösungen:

DTT in H2Obidest (1,54 g/10 ml)

SDS in H2Obidest (1g/ 10 ml)

PMSF in Isopropanol (17,42 mg/1ml)

Phosphat-Puffer: 1,31 g Na2HPO4 x 2H2O

1,73 g NaH2PO4 x 2H2O

ad. 25 ml H2Obidest, pH 7

Anhang

A-5

EDTA in H2Obidest (93,16 mg/10 ml), pH 7

Extraktionspuffer:

86,5 µl H2Obidest

10,0 µl Phosphat-Puffer

0,4 µl EDTA

1,0 µl DTT

1,0 µl SDS

1,0 µl TritonX-100 (Sigma-Aldrich, München)

0,1 µl PMSF

1,5 g PVP

Assay-Puffer:

MUG 8,13 mg/ 20 ml Extraktionspuffer

Eichgerade für

fluorometrischen GUS-

Nachweis (Kap. 6)

Stammlösung 1mM MU

Nullwert: Stopp-Puffer (siehe unten)

Konzentrationen von 20-8000 µmol in Stopp-Puffer

Gesamtproteingehalt,

Bestimmung (Kap. 6)

nach Popov (1975)

BSA-Stammlösung:

BSA in H2Obidest (0,5 mg/ml)

Färbelösung:

Amidoschwarz 10 B (Sigma-Aldrich, München) (0,13

g in 1 ml 100% Essigsäure und 9 ml 100% Methanol),

gefiltert

Waschlösungen:

Acid I 10 ml 100% Essigsäure ad. 100 ml 100%

Methanol

Acid II 10 ml 100% Essigsäure ad. 100 ml 99,8%

Ethanol

Gebrauchslösung:

0,5 ml Färbelösung + 24,4 ml Acid I

Stop-Puffer (fluorometrischer

GUS-Nachweis, Kap. 6)

Na2CO3 (2,12 g/100 ml)

Anhang

A-6

Tabellenverzeichnis Tab. 1: Ergebnisse einer einfaktoriellen ANOVA zum Einfluss von Amöben auf Parameter

des Wurzelsystems von L. perenne im ersten aeroponischen Versuch 39

Tab. 2: Ergebnisse einer zweifaktoriellen ANOVA zum Einfluss der blockweisen Aufstellung und von Amöben auf die Wurzellänge, die Anzahl der Wurzelspitzen und die Wurzelverzweigung von O. sativa und L. perenne im zweiten aeroponischen Versuch

40

Tab. 3: Ergebnisse der DFA zum Einfluss der Pflanzenart und von Amöben auf das mikrobielle Muster der Substratnutzung von 31 Kohlenstoffquellen

41

Tab. 4: Ergebnisse der DFA zum Einfluss der Pflanzenart (O. sativa/ L. perenne) und von Amöben auf das mikrobielle Muster der Substratnutzung der Kohlenstoffquellen Äpfelsäure, D-Xylose, L-Asparagin, 4-Hydroxy-benzoesäure und L-Threonin

42

Tab. 5: Ergebnisse von zweifaktoriellen Varianzanalysen zum Einfluss von Pflanzenart und Amöben auf die Substratnutzung verschiedener Kohlenstoffquellen auf Basis der maximalen Steigungswerte oder der Zeit zum Erreichen der maximalen Steigung

43

Tab. 6: Ausgewählte Vertreter der Proteobakterien nach Subgruppen und Funktion in der

Rhizosphäre. 48

Tab. 7: Ergebnisse einer einfaktoriellen ANOVA für den Einfluss von Amöben auf die Wurzellänge, Anzahl der Wurzelspitzen und Wurzelverzweigung von L. perenne in Agarsystemen

54

Tab. 8: Ergebnisse einer einfaktoriellen ANOVA für den Einfluss von Amöben auf die Wurzellänge, Anzahl der Wurzelspitzen und Wurzelverzweigung von O. sativa in Agarsystemen

54

Tab. 9: Ergebnisse einer dreifaktoriellen ANOVA zum Einfluss der Pflanzenart, von Mykorrhiza und Amöben auf Gesamt-, Spross- und Wurzelbiomasse bzw. auf das Spross/Wurzel-Verhältnis von P. lanceolata und L. perenne in Monokulturen

67

Tab. 10: Ergebnisse einer zweifaktoriellen ANOVA zum Einfluss von Mykorrhiza und Amöben auf Gesamt-, Spross- und Wurzelbiomasse von P. lanceolata und L. perenne im Konkurrenzversuch und auf das Spross/Wurzel-Verhältnis

68

Tab. 11: Ergebnisse einer dreifaktoriellen ANOVA zum Einfluss der Pflanzenart, von Mykorrhiza und Amöben auf die Wurzellänge, Anzahl der Wurzelspitzen und die Verzweigung von P. lanceolata und L. perenne in Monokulturen

70

Tab. 12: Ergebnisse einer vierfaktoriellen ANOVA für den Einfluss von Amöben und Mykorrhiza bzw. der zusätzlichen Zugabe von Stickstoff und Phosphor auf den maximalen Anstieg der mikrobiellen Respiration in der assimilativen Phase nach C-Substratinduktion im Konkurrenzversuch

74

Tab. 13: Ergebnisse einer zweifaktoriellen ANOVA zum Einfluss von Amöben und Transformante bzw. Ökotyp auf Wurzellänge, Anzahl der Wurzelspitzen und Verzweigung von A. thaliana im ersten Versuch

87

Anhang

A-7

Tab. 14: Ergebnisse einer zweifaktoriellen ANOVA zum Einfluss der Behandlung mit NPA und Amöben auf die Wurzellänge, die Anzahl der Wurzelspitzen und die Verzweigung der Transformanten DR5 im zweiten Versuch

88

Tab. 15: Ergebnisse von zweifaktoriellen Varianzanalysen zum Einfluss der Behandlung mit NPA (NPA) und Amöben (AMO) auf die als Farbintensität und GUS-Aktivität gemessene Expression von DR5::GUS und ARR5::GUS im zweiten Versuch

91

Abbildungsverzeichnis Abb. 1: Modell des “Microbial loop” nach Clarholm (1985) 4

Abb. 2: Modell der „Hormonal interactions“ nach Bonkowski & Brandt (2002) 6

Abb. 3: Aufbau einer primären Wurzel 7

Abb. 4: Gliederung der durchgeführten Versuche nach Untersuchungszielen und Substratkomplexität

12

Abb. 5: Aufbau eines aeroponischen Systems 28

Abb. 6: Einfluss von Amöben auf den täglichen Längenzuwachs der längsten Wurzel in cm bei O. sativa und L. perenne im ersten aeroponischen Versuch

37

Abb. 7: Einfluss von Amöben auf die Spross-Biomasse von O. sativa und L. perenne im zweiten aeroponischen Versuch

38

Abb. 8: Einfluss von Amöben auf die Anzahl und die Gesamtlänge von Haupt- und Seitenwurzeln von L. perenne im ersten aeroponischen Versuch

39

Abb. 9: Einfluss von Amöben auf die Wurzel-Gesamtlänge und die Anzahl an Wurzelspitzen von O. sativa und L. perenne im zweiten aeroponischen Versuch

40

Abb. 10: Einfluss der Pflanzenart und von Amöben auf die Diskriminanzanalyse des Musters der Substratnutzung von 31 C-Quellen von mikrobiellen Rhizoplanen-Gesellschaften

41

Abb. 11: Einfluss der Pflanzenart und von Amöben auf die Diskriminanzanalyse des Musters der Substratnutzung von fünf Substraten von mikrobiellen Rhizoplanen-Gesellschaften

42

Abb. 12: Einfluss von Amöben auf Wurzel-Gesamtlänge und Anzahl an Wurzelspitzen von L. perenne in Agarsystemen

53

Abb. 13: Einfluss von Amöben auf Anzahl und mittlere Länge von Primärwurzeln von O. sativa in Agarsystemen

55

Abb. 14: Einfluss von Amöben auf die Initiation von Primordien und die Streckung von Primordien zu Lateralwurzeln bei O. sativa in Agarsystemen

55

Abb. 15: Einfluss von Amöben auf die Verteilung von Lateralwurzeln von O. sativa nach Längenklassen in Agarsystemen

56

Anhang

A-8

Abb. 16: Einfluss von Amöben auf die Verteilung der Bakterienzellen nach Volumenklassen

57

Abb. 17: Einfluss von Amöben auf die Dichte von Eubakterien und α-Proteobakterien bzw. auf die Dichte von β-, γ-Proteobakterien und der Nitrospira-Gruppe in der Rhizosphäre von O. sativa

57

Abb. 18: Einfluss von Mykorrhiza und Amöben auf die Spross- und Wurzelbiomasse von P. lanceolata und L. perenne in Monokulturen

68

Abb. 19 Einfluss von Amöben und Mykorrhiza auf die Sprossbiomasse von P. lanceolata (linke Balken) und L. perenne (rechte Balken) und deren gemeinsame Wurzelbiomasse im Konkurrenzversuch

69

Abb. 20: Einfluss von Amöben und Mykorrhiza auf den N-Gehalt im Spross von P. lanceolata und L. perenne in Monokulturen

70

Abb. 21: Einfluss von Amöben und Mykorrhiza auf die Gesamtwurzellänge von P. lanceolata und L. perenne in Monokulturen

71

Abb. 22: Einfluss von Amöben und Mykorrhiza auf die Gesamtwurzellänge von P. lanceolata und L. perenne im Konkurrenzversuch

72

Abb. 23: Einfluss von Amöben und Mykorrhiza auf die mikrobielle Basalatmung in der Rhizosphäre von L. perenne in Monokultur und der Mischkultur von P. lanceolata und L. perenne

73

Abb. 24: Einfluss von Amöben auf die Wurzel-Gesamtlänge und die Anzahl an Wurzelspitzen der Transformanten ARR5 und DR5 im ersten Versuch

87

Abb. 25: Einfluss von Amöben und NPA-Behandlung auf die Anzahl an Wurzelspitzen der Transformanten DR5 im zweiten Versuch

88

Abb. 26: Einfluss von Amöben auf die GUS-Expression der Cytokinin-sensitiven Transformante ARR5 und der Auxin-sensitiven Transformante DR5 im ersten Versuch

89

Abb. 27: Einfluss von Amöben und NPA-Behandlung auf die DR5::GUS-Expression in Wurzelspitzen von Keimlingen und Altpflanzen im zweiten Versuch

90

Abb. 28: Einfluss von Amöben und NPA-Behandlung auf die ARR5::GUS-Expression in Wurzelspitzen von Keimlingen und Expression bezüglich des Proteingehalts von Altpflanzen im zweiten Versuch

91

Abb. 29: Schema der Seitenwurzelbildung, Seitenwurzelstreckung und mögliche Zonen der Nährstoffaufnahme (3mm Radius) an einer typischen Hauptwurzel von O. sativa ohne und mit Amöben

97

Anhang

A-9

Bilder (in der Reihenfolge der beschriebenen Versuche)

Aeroponisches System

Bild 1: Aufbau mit Zentralbehältern und Wurzelkammern im ersten Versuch.

Bild 2: Reis-Keimlinge in präparierter Pipettenspitze mit Nährmedium (links) und bei der Inokulation (rechts).

Anhang

A-10

Aeroponisches System

Bild 3: Vernebeltes Medium in einer Wurzelkammer (links) und ein Reiskeimling mit eingeklebter Pipettenspitze während des Versuchs (rechts).

Bild 4: Reispflanzen der Kontrolle (links) und der Amöbenbehandlung (rechts) mit unterschiedlichem Wurzelwachstum.

Anhang

A-11

Bild 5: Fluoreszenz-in-situ-Hybridisation (FISH) von Eubakterien (blau) und α-Proteobakterien (rot/rosa) in der Rhizosphäre von Reis der Kontrollbehandlung (links) und der Amöbenbehandlung (rechts).

Bild 6: Fluoreszenz-in-situ-Hybridisation (FISH) von β-Proteobakterien (blau), γ-Proteobakterien (grün) und Bakterien der Nitrospira-Gruppe (rot) in der Rhizosphäre von Reis der Kontrollbehandlung (links) und der Amöbenbehandlung (rechts).

Anhang

A-12

Bodensysteme

Bild 8: Arabidopsis thaliana in Kulturflaschen während des ersten Versuchs zur Untersuchung des Einflusses von Amöben auf die Auxin- und Cytokinin-Aktivität in Wurzelspitzen. Bei der hier gezeigten Transformante ARR5 ist die Rosette schwach ausgeprägt.

Bild 7: Plantago lanceolata in Kulturflaschen am Ende des Versuches zur Untersuchung der Wechselwirkungen zwischen Protozoen und VA-Mykorrhiza. Die Aluminiumfolie verhindert die Algenbildung in den Gefäßen im Bereich des Bodens.

Anhang

A-13

GUS-Expression in den Wurzelspitzen

Bild 9: Transparente Boxen mit gaspermeabler Membran, wie sie im zweiten Versuch mit Arabidopsis thaliana (im Bild zu einem frühen Versuchszeitpunkt) und im Konkurrenzversuch zwischen Lolium perenne und Plantago lanceolata eingesetzt wurden.

Bild 10: GUS-Expression in den Wurzelspitzen der Auxin-sensitiven Transformante DR5 (links) und der Cytokinin-sensitiven Transformante ARR5. Die Rahmen stellen den Messbereich dar, in dem die Farbintensität der Wurzelspitze und des Hintergrundes gemessen wurde. Für DR5-Wurzelspitzen wurden quadratische Messbereiche und für ARR5-Wurzelspitzen rechteckige Messbereiche mit einem Kantenverhältnis von 2:1 ausgewählt, da sich die Bereiche der GUS-Aktivitäten räumlich unterschieden.

Publikationsliste

Teile der vorliegenden Arbeit sowie weiterer Projekte während meiner

Promotionszeit wurden wie folgt publiziert bzw. auf Tagungen präsentiert:

BONKOWSKI M, KREUZER K, SCHEU S (2001) Biodiversity of protozoa in the

rhizosphere of plants: effects on activity, performance and diversity of

microorganisms and on plant growth. Poster, Tagung “Biodiversity and Global

Change” (BIOLOG) des BMBF, Bonn.

KREUZER K, SCHEU S, BONKOWSKI M (2002) Interaktionen von

Mikroorganismen, Protozoen und Pflanzen: Wirkungen auf Wurzelarchitektur

und das Wachstum von Weidelgras (Lolium perenne) und Reis (Oryza sativa).

Vortrag, Tagung der DGB, AG Bodenbiologie, München-Neuherberg.

BONKOWSKI M, KREUZER K, SCHEU S (2003) Biodiversity of protozoa in the

rhizosphere of plants: effects on activity, performance and diversity of

microorganisms and on plant growth. Poster, Symposium “Sustainable use and

conservation of biological diversity” des BMBF, Berlin.

KREUZER K, KERN CH, HERDLER S, SCHEU S, BONKOWSKI M (2004) Protozoan

effects on root architecture of rice (Oryza sativa). Poster, Tagung der

Deutschen Gesellschaft für Protozoologie, Innsbruck.

HENKES, G, KREUZER K, SCHEU S, BONKOWSKI M (2004) Combined effects of

protozoa and VA-mycorrhiza on growth of wheat (Triticum aestivum L.).

Poster, Tagung der Deutschen Gesellschaft für Protozoologie, Innsbruck.

Lebenslauf

Persönliche Daten Knut Kreuzer

Geboren am 06.05.1971 in Darmstadt Verheiratet seit 07.06.2002 Ein Sohn (1), eine Tochter (0)

Studium

1991-1994 Grundstudium der Biologie an der TU Darmstadt

1994-2001 Hauptstudium der Biologie an der TU Darmstadt

Fächerkombination der Diplomprüfungen: Botanik, Ökologie, Phytomedizin, Landschaftsarchitektur. Thema der Diplomarbeit: „Einfluss von Lumbriciden, Collembolen und der Verteilung von Streu auf die Konkurrenz zwischen Lolium perenne (Poaceae) und Trifolium repens (Fabaceae)“. Gesamtnote: „sehr gut“

2001-2004 Promotion im Fachbereich Biologie der TU Darmstadt, Institut für Zoologie. Thema: „Einfluss von Bodenamöben (Acanthamoeba castellanii Neff) auf das Wachstum von Pflanzen und die bakterielle Rhizosphärengesellschaft

Tätigkeiten

1999-2000 Studentische Hilfskraft bei der IBACON GmbH, Roßdorf: Entwicklung und Betreuung von Testsystemen für Nutzarthopoden

1994-1999 Studentische Hilfskraft bei der GSI, Darmstadt-Wixhausen: Betreuung sensibler Messeinrichtungen

Betreuungstätigkeiten an der TU Darmstadt

1997 Limnisch-ökologisches Praktikum 2001 Marine-ökologisches Praktikum 2002-2003 Studienarbeit „Einfluss von Protozoen (Acanthamoeba

castellanii) und Mykorrhiza (Glomus intraradices) auf Wurzelanatomie, Wachstum und Nährstoffaufnahme von Reis (Oryza sativa)“

2002-2004 Forschungspraktikum und Diplomarbeit „Der Einfluss von Protozoen (Acanthamoeba castellanii) auf die Wurzelarchitektur und das Wachstum von Tabak (Nicotiana attenuata)“

2002-2004 Forschungspraktikum und Diplomarbeit: „Einfluss von Protozoen und Mykorrhiza auf das Wachstum von Weizen in einem Splitroot-Experiment“

Lebenslauf

98

Grundwehrdienst 1990-1991 Panzergrenadier-Lehrbataillon 353, Hammelburg Schulausbildung 1990 1982-1990

Abitur (Gesamtnote 2,0) Ludwig-Georgs-Gymnasium, Darmstadt

1978-1982 Rehbergschule, Roßdorf

Eidesstattliche Erklärung

Eidesstattliche Erklärung

Hiermit erkläre ich an Eides statt, dass ich die vorliegende Dissertation

selbständig und nur mit den angegebenen Hilfsmitteln angefertigt habe.

Ich habe noch keinen weiteren Promotionsversuch unternommen.

Die vorliegende Arbeit wurde unter Leitung von Prof. Dr. Stefan Scheu am

Institut für Zoologie des Fachbereichs Biologie der Technischen Universität

Darmstadt durchgeführt und von dem Bundesministerium für Bildung und

Forschung (BMBF) im Rahmen des Diversitätprogramms “Biodiversity and

Global Change” (BIOLOG) gefördert.

Danksagung

Danksagung Bei STEFAN SCHEU bedanke ich mich für die Bereitstellung des interessanten

Themas und eines Arbeitsplatzes, der mir den Freiraum zur Umsetzung unserer Ideen gab; für die wissenschaftlich gehaltvollen Diskussionen und den stets vorbildhaften Umgang, den ich als motivierend, sachlich wie herzlich kennen lernen durfte. Dem Ober-Rhizosphärologen MICHAEL BONKOWSKI danke ich für meine

Betreuung, die vielen Anregungen und die enge und intensive Zusammenarbeit trotz seiner limitierten verfügbaren Zeit. Ich bedaure sehr, die gemeinsame und aus meiner Sicht fruchtbare Zusammenarbeit zur Erforschung der Mechanismen in der Rhizosphäre nicht weiterführen zu können. Frau CORNELIA ULLRICH-EBERIUS gilt mein Dank für die interessierte Betreuung

bei den Fragestellungen der Phytohormone, die hierbei intensive Nutzung Ihres Labors und für die engagierte Übernahme des Ko-Referats. Frau FELICITAS PFEIFFER und Herrn HANS-PETER HARRES möchte ich im Voraus

für die Teilnahme an der Prüfungskommission und ihre konstruktive Kritik hierbei danken. Den Neuschwaben MICHAEL HEETHOFF und SVEN MARHAN danke ich herzlichst

für die beste Promotionszeit, die ich – u.a. durch Euch – je hatte; für die intensiven Dialoge wissenschaftlicher und „interdisziplinärer“ Themen sowohl auf dem europäischen Festland als auch auf vorgelagerten Eilanden; und für den gut getimten Exodus gen Schwabenland, um mir für die Diss hinderliche Ablenkungen zu ersparen (aus demselben Grund auch Danke an das SOMMERWETTER 2004 und die DEUTSCHE FUßBALL-NATIONALMANNSCHAFT). Wobei ich bei der AG wäre. Ich habe mich hier sehr wohl gefühlt. Wer auch

immer das sein mag - alle zukünftigen Kolleginnen und Kollegen werden sich an Euch messen lassen müssen. Ich bedanke mich neben dem fachlichen Austausch für die teilweise stoische Bereitwilligkeit, sich auf Feiern an meinen Spielideen zu beteiligen, mich am Ententeich nicht ganz allein mit dem Feuer zu lassen und auch meine ausgeprägte Mittwochs-Neugier zu ertragen. Ich möchte mich darüber hinaus namentlich bei den „Jungs“ - ALEX, JENSI, dem MC, MICHAEL L., OLAF, STEPHAN und SWANTJE - für das ein oder andere nette Gespräch auch mal zwischen zwei Bierchen bedanken, im Speziellen AUNT LILI und MARK für die Hilfe bei der ein oder anderen fachspezifischen Frage und natürlich auch den „Hühnern“ vom Raum 08/15 - KATJA, SILKE und SUSANNE - für das ermöglichte Ausleben meiner Chauvinismen und die Reduzierung frauenspezifischer Gesprächsthemen in meiner Gegenwart. Fachlich bedanke ich mich bei „unseren“ Diplomanden CHRISTIANE, SEBASTIAN und last but not least GUNNAR (welcher nun die Entwicklung von Split-Root-Systemen einer schillernden Karriere als Off-Shore-Speedboat-Piloten vorzieht) für die mehr oder weniger erfolgreiche Zusammenarbeit, um mich gleichzeitig für die fehlende Unterstützung, sei es aus mangelnder fachlicher oder zeitlicher Kompetenz, zu entschuldigen. GABI, DORA und DIANA seien für die stets unterstützende Anwesenheit und dafür gedankt, in unserem Chaos die organisatorische Übersicht behalten zu wollen. „Spasiba” to our russian guys A.U. and A.T. for crucial discussions at any time before sunrise.

Danksagung

CHRISTOPH DICKLER danke ich für die Zusammenarbeit bei den Phytohormon-Versuchen und für das Verständnis meiner durch das enge Zeitbudget bedingte Wechsellaunigkeit und die dadurch belastete Freundschaft. Ich hoffe, dass Deine Promotion ebenfalls ein Happy End finden wird. Ich danke DIETRICH HERTEL (Georg-August-Universität Göttingen) für die

freundliche Einführung und intensive Nutzung von „winrhizo“. Thanks to MORIO IIJIMA (Nagoya University, Japan) for helpful advices according rice roots. JUSTYNA ADAMCYK und MICHAEL WAGNER (vormals TU München, jetzt Uni Wien) danke ich für die Zusammenarbeit bei der Bearbeitung der FISH-Proben. Herzlichen Dank an ANJA MEISTER, dass Sie mich in manch vertrackter

Situation unterstützt und damals den Kontakt zu Stefan hergestellt hat. Bei meinem Freundeskreis (der mich wahrscheinlich weniger vermisst haben

wird als ich ihn) bedanke ich mich für das Verständnis meiner Prioritätensetzung während der angespannten Experimental- und Schreibphase(n). Ich freue mich schon auf das nun bevorstehende Resozialisierungsprogramm. Auch meine Familie hat zuletzt weitgehend auf mich verzichten müssen – ich

danke herzlichst für Ihr Verständnis. Der alles entscheidende Faktor war hierbei die allumfassende Rücksichtnahme und Unterstützung meiner Frau KATHARINA, unseres Sohnes LASSE - und unserer zukünftigen Tochter MERRIT - mich völlig auf die Promotion konzentrieren zu können. Dies ist ein großer Vertrauens- und Liebesbeweis und ich hoffe, Euch meine Dankbarkeit zeigen zu können. IlEggd.