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Bestimmung von Moxifloxacin-Gewebespiegeln
bei vakuumversiegelten Wunden
Plastisch- und Handchirurgische Klinik der
Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg
Direktor: Prof. Dr. Dr. h.c. R. E. Horch
Der Medizinischen Fakultät der Medizinischen Fakultät
der Friedrich-Alexander-Universität
Erlangen-Nürnberg
zur
Erlangung des Doktorgrades Dr. med.
vorgelegt von
Matthias Jost
aus Lahr
Als Dissertation genehmigt von der
Medizinischen Fakultät der Friedrich-Alexander-Universität
Erlangen-Nürnberg
Vorsitzender des Promotionsorgans: Prof. Dr. Dr. h.c. J. Schüttler
Gutacher: Prof. Dr. Dr. h.c. R.E. Horch
Gutachter: Prof. Dr. I.A. Harsch
Tag der mündlichen Prüfung: 22. April 2015
Inhaltsverzeichnis
1 Zusammenfassung und Summary .................................................... 1
1.1 Zusammenfassung ............................................................................... 1
1.2 Summary .............................................................................................. 3
2 Einleitung ............................................................................................ 5
2.1 Die Rolle der Fluorchinolone innerhalb der Antibiotika ......................... 6
2.1.1 Wirkung von Fluorchinolonen ............................................................... 7
2.1.2 Moxifloxacin .......................................................................................... 8
2.1.3 Resistenzentwicklung ........................................................................... 8
2.1.4 Nebenwirkungen ................................................................................... 9
2.2 Die topisch negative Drucktherapie .................................................... 10
2.2.1 Indikationen und Kontraindikationen ................................................... 10
2.2.2 Das Prinzip der topisch negativen Drucktherapie ............................... 12
2.2.3 Effekte der topisch negativen Drucktherapie auf die Wundheilung ..... 13
2.2.4 Kosten-Nutzen-Relation der topisch negativen Drucktherapie ........... 13
3 Ziele der Studie ................................................................................. 15
4 Material und Methoden ..................................................................... 16
4.1 Studienablauf ...................................................................................... 16
4.2 Gewinnung von Plasma, Wundsekret und Gewebe ........................... 17
4.3 Bestimmung der Moxifloxacinkonzentrationen mittels High-
Performance-Liquid-Chromatographie (HPLC) ................................... 18
4.3.1 Substanzen und Lösungen ................................................................. 18
4.3.2 Analyse von Plasma, Wundsekret und Gewebe ................................. 19
4.4 Pharmakokinetische Berechnung und statistische Auswertung .......... 20
5 Ergebnisse und Beobachtungen ..................................................... 21
5.1 Verträglichkeit ..................................................................................... 21
5.2 Demographische Daten der Patienten ................................................ 21
5.3 Ergebnisse der Wundabstriche ........................................................... 23
5.4 Konzentrationen von Moxifloxacin in Plasma und Wundsekret .......... 26
5.4.1 Abnahmeunregelmäßigkeiten und schwankende Patientenzahlen zu
verschiedenen Abnahmezeitpunkten .................................................. 26
5.4.2 Messwerte der Plasmaspiegel im Verlauf der Studie ......................... 27
5.4.3 Messwerte der Wundsekretspiegel im Verlauf der Studie .................. 28
5.4.4 Wundsekret- und Plasmakonzentrationen von Moxifloxacin im
Vergleich ............................................................................................. 29
5.5 Korrelation zwischen der Plasma- und Sekretkonzentration von
Moxifloxacin zu den unterschiedlichen Abnahmezeitpunkten ............. 31
5.5.1 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 1h .............................. 31
5.5.2 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 12h ............................ 32
5.5.3 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 24h ............................ 32
5.5.4 Korrelation 120h nach mehrfacher Applikation (Steady State Wert) ... 33
5.6 Konzentrationen von Moxifloxacin an Tag 5 (1h, 3h, 6h, 9h nach
Moxifloxacin-Gabe) ............................................................................. 34
5.7 Konzentrationen von Moxifloxacin im Wundgewebe .......................... 34
6 Diskussion ........................................................................................ 36
6.1 Beurteilung der Wundabstriche .......................................................... 36
6.2 Beurteilung der Gewebekonzentrationen ............................................ 38
6.3 Beurteilung der Wundsekretkonzentrationen ...................................... 39
7 Literaturverzeichnis .......................................................................... 41
8 Abkürzungsverzeichnis ................................................................... 48
9 Anhang .............................................................................................. 51
9.1 Quelldaten .......................................................................................... 51
9.2 Plasmakonzentrations-Zeit-Kurven ..................................................... 53
10 Danksagung ...................................................................................... 57
1
1 Zusammenfassung und Summary
1.1 Zusammenfassung
Hintergrund und Ziele
Von einem Großteil der zu behandelnden chronischen Wunden muss man an-
nehmen, dass sie per se kontaminiert sind und deshalb trotz des optimierten
Wundmilieus unter der topisch negativen Drucktherapie (TNP) die Gefahr der
Infektion mit Bakterien besteht. Dies macht eine adjuvante Antibiotikatherapie
erforderlich. Moxifloxacin (MXF) scheint hierfür aufgrund des breiten Wirkspekt-
rums und der guten Gewebepenetration ein geeignetes Antibiotikum zu sein.
Dabei stellt sich die Frage, wie die Wundsekretkonzentration von MXF, gewon-
nen über eine Vakuumpumpe, mit dem Plasmaspiegel korreliert. Ferner soll das
Keimspektrum der erforderlichen Wundabstriche bzgl. Resistenzen auf MXF
ausgewertet werden.
Methoden
Nach Einwilligung wurden 21 Patienten mit TNP-Therapie zur Behandlung
chronischer Wunden, und Antibiotikatherapie mit MXF eingeschlossen. 400mg
MXF wurde über 60 Minuten intravenös appliziert. Von 18 Patienten (Median,
Spannweite: 51, 21-70 Jahre; 75, 60-98 kg; 170, 160-180 cm) wurde Plasma
und Wundsekret an Tag 1, vor und 1-3, 9-13 und 24-30 Stunden nach MXF-
Applikation gewonnen. An Tag 5 der Behandlung wurden Gewebeproben
(Wundrand, -grund) von 11 Patienten 1-9 Stunden nach MXF Applikation ge-
wonnen. Die Konzentration von MXF wurde aus den Proben mittels einer High
Performance Liquid Chromatographie (HPLC) mit fluometrischer Detektion be-
stimmt. Die pharmakokinetische Auswertung erfolgte Anhand eines Ein-
Kompartiment-Modells. Als Methode für die Regressionsanalyse wurde die ein-
fach lineare Regression verwendet.
Ergebnisse und Beobachtungen
Eine Korrelation innerhalb des 5%-Signifikanzniveaus der MXF-Spiegel des
Wundsekretes (gewonnen aus der TNP-Therapie) und des Plasmas ließ sich
nach 12 Stunden und im Steady State der Wirkstoffkonzentrationen an Tag 5
der Behandlung nachweisen. Die kurz nach der Applikation gewonnen Werte
zeigten eine hohe Spannbreite. Diesbezüglich konnte keine signifikante Korrela-
2
tion gezeigt werden.
Ein Konzentrationsverhältnis von Gewebe-Plasma stellt sich nach einigen
Stunden bei 1,4 ein. Ein Konzentrationsunterschied von Wundrand und Wund-
grund konnte nicht festgestellt werden.
Es waren insgesamt 6% der Wundabstriche mit Pseudomonas aeruginosa be-
siedelt. Gegenüber MXF waren bis zu 58% S. aureus-Stämme sensibel
Praktische Schlussfolgerungen
Der MXF-Plasmaspiegel ist möglicherweise ein signifikanter Prädiktor für die
Konzentration von MXF in der interstitiellen Flüssigkeit. Die Methode könnte
eine Alternative zur Mikrodialyse sein. Aufgrund der hohen Resistenzrate gege-
nüber MXF sollte dieses nur nach einem erfolgten Wundabstrich mit entspre-
chender Resistenztestung appliziert werden.
3
1.2 Summary
Background
The majority of treated chronic wounds has to be considered infected and there-
fore requires adjuvant antibiotic treatment. Moxifloxacin (MXF) seems due to
the broad spectrum of activity and good tissue penetration to be an appropriate
antibiotic. Topical Negative Pressure (TNP) therapy is a convenient and ethical
approach to obtain interstitial fluid under clinical conditions. The aim of the study
was to investigate the pharmacokinetics and tissue penetration of MXF in pa-
tients treated with TNP because of chronic wounds or pressure sore ulcers. In
addition wound swabs were evaluated respective resistant strains.
Study Design and Methods
After given informed consent, 21 Patients under TNP treatment receiving anti-
microbial chemotherapy with MXF were enrolled in the study. Indications in-
cluded treatment of chronic wounds or pressure sore ulcers. The patients re-
ceived MXF 400 mg intravenously over 1 hour. In 18 patients (median, range:
51, 21-70 years; 75, 60-98 kg; 170, 160-180 cm) plasma and TNP wound exu-
date (WE) was sampled on day 1, before and 1-3, 9-13 and 24-30 hours after
drug administration. Specimens of wound tissue (margin, granulation) were
sampled in 11 patients on day 5 of therapy 1-9 h after MXF administration. MXF
was determined in plasma, exudate and tissue homogenate by HPLC with
fluorimetric detection. The pharmacokinetic parameters were determined apply-
ing a one-compart model. As a method for the regression analysis, the simple
linear regression was used.
Results
A correlation within the 5% significance level of MXF in wound exudate (ob-
tained by TNP therapy) to plasma MXF could be shown after 12 h and at steady
state (day 5). The concentrations in wound exudate showed a wide range, es-
pecially shortly after infusion. Concerning this matter no significance could be
shown.
The concentrations in tissue homogenate were mostly 140% or higher com-
pared to the concomitant plasma concentrations. A difference in concentration
of wound margin or granulation could not be found.
4
6% of wound swabs were colonized with Pseudomonas aeruginosa. 58% S.
aureus strains were sensitive to MXF.
Conclusions
The mean concentration of MXF in plasma could be indicative for the concen-
trations interstitial fluid. Obtaining wound fluid by TNP therapy could be an al-
ternative to microdialysis which is an invasive sampling method for interstitial
fluid. MXF should be only applied after evaluated wound swabs.
5
2 Einleitung
Die topisch negative Druck (TNP) Therapie ist ein Verfahren zur Behandlung
von problematischen, größtenteils chronischen Wunden mit Haut- und Weich-
teildefekten. Die temporäre Deckung von akuten Gewebedefekten vor einer
definitiven rekonstruktiven Versorgung sowie die Konditionierung von chroni-
schen Wunden werden durch die Vakuumversiegelung sicher und effizient ge-
währleistet. In der Plastisch- und Handchirurgischen Klinik der Friedrich-
Alexander-Universität Erlangen ist die Vakuumtherapie ein etabliertes Verfah-
ren, mit dem langjährige Erfahrungen bestehen [50, 56].
Da ein großer Anteil der Wunden, die mit der TNP-Therapie behandelt werden,
bakteriell infiziert ist, ist eine adjuvante antibiotische Chemotherapie mitunter
erforderlich [3]. Trotz des optimierten Wundmilieus unter der Vakuumversiege-
lung [1] besteht bei Problemwunden die Gefahr der Infektion mit verschiedenen
Bakterien wie zum Beispiel Proteus, Staphylokokken, Enterokokken, Pseudo-
monaden und anderen [10, 42]. Dabei spielt die Ätiologie der Wunde bezüglich
der Kontamination mit verschiedenen Mikroorganismen eine entscheidende
Rolle.
Häufig wird nach Anlegen der Vakuumversiegelung mit einer empirischen anti-
biotischen Therapie begonnen, bevor das Ergebnis der Abstrichuntersuchung
ggf. mit einem Antibiogramm vorliegt. Eine adäquate adjuvante antibiotische
Therapie sollte daher mit einer Substanz erfolgen, die aufgrund des vielfältigen
Keimspektrums der Wunden ein breites Wirkspektrum besitzt. Ein günstiges
Nebenwirkungsprofil bei hoher Gewebegängigkeit und ggf. hoher Bioverfügbar-
keit nach oraler Gabe sind weitere wünschenswerte Eigenschaften. Moxifloxa-
cin, ein Fluorchinolon der 4. Generation, erfüllt die oben genannten Anforderun-
gen [28, 34, 41], jedoch besteht gegenüber Pseudomonaden v.a. durch die Bil-
dung von Resistenzen keine ausreichende Aktivität [13, 38, 63].
6
2.1 Die Rolle der Fluorchinolone innerhalb der Antibiotika
Antibiotika können auf verschiedene Arten Bakterien angreifen. Ziele sind hier-
bei Proteinsynthese, RNS-Synthese, Folsäurestoffwechsel, Zellwand und die
DNS. Letzteres ist Angriffspunkt der Fluorchinolone.
1962 wurden die ersten Chinolone (Nalidixinsäure) eingeführt und seitdem sind
zahlreiche strukturelle Veränderungen an der chemischen Struktur vorgenom-
men worden [47]. Zunächst wurde die R6-Position mit einem Fluor modifiziert
was die Aktivität verstärkte; Veränderungen an der R7-Position sind mit der
gram-positiven Aktivität assoziiert [7] (s. Abb. 1).
Abb. 1 Entwicklung der Fluorchinolone [7]
7
Gleichzeitig wurde damit auch der inzwischen gebräuchliche Name einer neuen
Antibiotikaklasse geschaffen und ist mittlerweile bei der vierten Generation die-
ser Substanzgruppe angelangt. Zwischen den einzelnen Generationen gibt es
ganz erhebliche Unterschiede in der Anwendung und im Wirkspektrum (s. Tab.
1).
Tab. 1 Einteilung der Fluorochinolone (modifiziert nach Lüllmann et al. [37])
Gruppe Beispiele Anwendungsbereich
I Norfloxacin Gramnegative Bakterien
Nur Harnwegsinfektionen
II Ofloxacin
Ciprofloxacin
Enocacin
Gramnegative und auch einige
grampositive Bakterien
Viele Infektionskrankheiten, Harn-
wegsinfektionen, Milzbrand
III Levofloxacin Verbreitertes Spektrum im grampo-
sitiven Bereich
IV Moxifloxacin Wirksam gegen Pneumokokken,
atypischen Erregern wie Chlamy-
dien, Legionellen, Mykoplasmen,
Anaerobier
Atemwegsinfektionen, intraabdomi-
nelle Infektionen
2.1.1 Wirkung von Fluorchinolonen
Fluorchinolone interagieren mit zwei Enzymen der DNS-Synthese, der DNS-
Gyrase (Topoisomerase II) und der Topoisomerase IV, welche beide zwingend
für die Replikation der DNS des Bakteriums notwendig sind. Die DNS-Gyrase
ist ein tetrameres Enzym (bestehend aus jeweils zwei GyrA und zwei GyrB Un-
tereinheiten), welches negative Superhelices in die DNS einführen kann. Dieser
Vorgang ist wichtig für die Initiation der Replikation und erlaubt Initiationsfakto-
ren die Bindung an die DNS [7, 20, 29]. Durch das Interagieren der Gyrase-
hemmer mit der DNS-Gyrase kommt es zu einem raschen Zusammenbruch des
Stoffwechels des Bakteriums, welches die bakterizide Wirkung erklärt. Die To-
8
poisomerase IV hat eine ähnliche Struktur wie die DNS-Gyrase, ist jedoch für
die Trennung der beiden neusynthetisierten DNS-Stränge verantwortlich, was
die Trennung in zwei Tochterzellen am Ende der Replikation erlaubt [62].
2.1.2 Moxifloxacin
Moxifloxacin ist ein modernes enantiomerenreines 8-Methoxy-Fluorochinolon
mit breitem Wirkspektrum und hoher Aktivität gegen gramnegative, grampositi-
ve und „atypische“ Erreger sowie gegen Anaerobier (s. Abb. 2).
N
F
O
OMeNH
H
H
O
OH
Abb. 2 Chemische Struktur von Moxifloxacin
Moxifloxacin wird nahezu vollständig nach oraler Gabe resorbiert, die absolute
Bioverfügbarkeit beträgt 90 %. Es wird nur mäßig (ca. 40 %) an Plasmaeiweiße
gebunden und diffundiert schnell in das Gewebe. Es wird teilweise zu Phase-II-
Metaboliten im Körper abgebaut und hauptsächlich biliär in die Faeces eli-
miniert [30]. Auf Grund der Plasmahalbwertszeit von ca. 12 h genügt die einmal
tägliche Gabe. Moxifloxacin ist für die Therapie von Infektionen der Atemwege
und der Haut/Weichteile zugelassen (Fachinformation Avalox® 400 mg, Bayer
Vital GmbH, Leverkusen).
2.1.3 Resistenzentwicklung
Mit der immer häufigeren Verschreibung von Antibiotika in den letzten Jahr-
zehnten ist das Problem der Resistenzentwicklung zunehmend größer gewor-
den [12]. Die geschätzten Kosten zur Behandlung von Infektionen, verursacht
durch resistente Keime, bewegen sich in den USA bei mehreren Milliarden Dol-
lar und sind damit eine erhebliche Belastung für das Gesundheitssystems [48].
Gerade im Bereich der Fluorchinolone wurde ein deutlicher Zusammenhang
zwischen der Resistenzentwicklung und der Häufigkeit der Anwendung berich-
tet [11, 60]. Ferner werden Antibiotika, je nach Krankenhaus, zu einem signifi-
kanten Anteil (20-60%) inadäquat angewendet [52].
Während die erste Generation der Fluorchinolone (z.B. Nalidixinsaäure, Cino-
xacin) wie o.g. ein sehr enges Wirkspektrum (Harnwegstherapeutika) hat und
9
damit auch nur gezielt eingesetzt wurde, sind die nachfolgenden fluorierten Ge-
nerationen (v.a. Ciprofloxacin und Ofloxacin) aufgrund ihres Wirkspektrums,
ihrer Potenz, aber auch wegen der günstigen oralen Bioverfügbarkeit und
Halbwertszeit sehr viel häufiger verschrieben worden. Sie gehören zu den am
meisten verordneten Antibiotika in der Human- und Veterinärmedizin[19, 39].
Die Resistenz gegen Fluorchinolone entsteht hauptsächlich durch zwei Mecha-
nismen, welche durch chromosomale Mutationen induziert werden. Hierbei
spielt die verminderte Empfindlichkeit der Zielenzyme (DNS-Gyrase, Topoiso-
merase IV) eine wichtige Rolle. Veränderungen der DNS-Gyrase finden sich
v.a. bei gram-negativen Bakterien (z.B. E.coli) und können die GyrA und GyrB
Untereinheiten betreffen. Topoisomerase IV-Mutationen sind hauptsächlich bei
gram-positiven Keimen (z.B. Staphylococus aureus, Streptococcus pneumo-
niae) untersucht worden. Mutationen können die DNS-Gyrase und die Topo-
isomerase alleine oder auch zusammen betreffen, bei letzerem entwickelt sich
eine stärkere Resistenz. Auch die Verringerung der Permeabilität durch die
Zellmembran bzw. Expression von energieabhängigen Efflux-Pumpen, welche
aktiv die entsprechende Substanz aus der Zelle herauspumpen können sind
mögliche Ursachen einer Resistenz. Bei Überexpression solcher Pumpen kann
es zu einer Multi-Resistenz gegenüber mehrere Antibiotika kommen [7, 20-21].
Neuere Fluorchinolone sind durch die Resistenzmechanismen weniger in ihrer
Wirkung beeinträchtigt, da sie eine Aktivität gegen die DNS-Gyrase und die To-
poisomerase IV besitzen [7]. Es gibt aber seit 1999 zunehmend Berichte über
Zunahmen der Resistenzen von Keimen (z.B. Streptococcus pneumoniae, Sal-
monellen) gegenüber der 4. Generation von Fluorchinolonen [11, 60].
Deshalb sollten Fluorchinolone nur eingesetzt werden, wenn man einen ein-
deutigen therapeutischen Vorteil gegenüber anderen Antibiotikaklassen hat
[19]. Ein Grundsatz der für alle Antibiotika gelten sollte.
2.1.4 Nebenwirkungen
Nebenwirkungen der Fluorchinolone können sich, wie bei den meisten Antibioti-
ka sehr vielfältig präsentieren. Das besondere an dieser Medikamentenklasse
ist jedoch, dass die strukturellen Veränderungen der Fluorchinolone, nicht nur
mit ihren Wirkungen sondern auch direkt mit ihren Nebenwirkungen verknüpft
10
sind [14].
Vor allem Moxifloxacin ist in den letzten Jahren besonders durch Rote-Hand-
Briefe negativ aufgefallen. In diesen wurde 2008 bezüglich der oralen Applikati-
on vor fulminanter Hepatitis, Stevens-Johnson-Syndrom, toxisch epidermaler
Nekrolyse und 2009 vor QT-Verlängerungen im Ekg, vor allem bei älteren
Frauen gewarnt (Arzneimittelkommission der deutschen Ärzteschaft, Berlin).
Außerdem wurde häufig über Sehnenentzündungen als ungewöhnliche uner-
wünschte Arzneimittelwirkung (UAW) der Fluorchinolone berichtet, die bis hin
zu einer damit assoziierten Achillessehnenruptur führen kann [54-55, 61].
Im Vergleich zu anderen Fluorchinolonen treten bei Moxifloxacin unerwünschte
Nebenwirkungen nicht häufiger auf [53]. Insgesamt sollten alle Fluorchinolone,
v.a. bei älteren Patienten mit hepatischen und kardiovaskulären Grunderkran-
kungen nur mit Vorsicht gegeben werden [25].
2.2 Die topisch negative Drucktherapie
2.2.1 Indikationen und Kontraindikationen
Seit fast zwei Jahrzehnten wird die topisch negative Drucktherapie in Deutsch-
land zur Behandlung von Wunden im Krankenhaus eingesetzt und ist, wie ein-
gangs erwähnt, zu einem etablierten Verfahren geworden [1-2, 4, 23, 32]. Der
Erfolg dieser Therapieform zeigt sich auch durch die Fülle von Indikationen (s.
Tab. 2).
Tab. 2 Indikationen für die Anwendung der topisch negativen Drucktherapie als Methode der Wahl (modifiziert nach Horch et al. [22])
Bei tiefen, schlecht heilenden, stark sezernierenden und stark kontami-
nierten Wunden
Ulcus cruris venosum und Ulcus cruris mixtum
Ulcus diabeticorum zur Induktion der Angiogenese vor Hauttransplanta-
tion
Größerflächige oder größervolumige Wunden (z.B. Dekubitalulkus, infi-
zierte Wunde)
11
Nach chirurgischem Debridement vor definitiver plastisch-chirurgischer
Defektdeckung/-sanierung
Zur Konditionierung bradytropher Wundflächen nach chirurgischem
Debridement und wenn möglich operativer Sanierung des venösen Ge-
fäßleidens bzw. angioplastischer Verfahren zur Vorbereitung der Spalt-
hauttransplantation
Konditionierende und schützende Verbandstechnik bei großflächiger
Dermatitis artefacta
Temporärer Verschluss von Fasziotomiewunden
Größerflächige Verletzungen von Weichteilen, bei denen eine Primär-
naht sich verbietet oder nicht mehr möglich ist
Wunden nach vorherigem chirurgischem Debridement bis zur definitiven
Deckung (selbst wenn der Knochen nicht mehr von Weichteilen bedeckt
ist)
Abszessdrainage bei Sekundärinfekten nach Lappenplastiken (in selte-
nen Fällen) zum Zweck der kontinuierlichen Wunddrainage und zum Er-
halt eines Maximums an vaskularisiertem Verschiebelappen, Vorraus-
setzung: vorausgegangenes chirurgisches Debridement
Kontinuierlicher Bauchdeckenverschluss bei abdomen apertum (Spezi-
alverband mit Schutzfolie)
Präfabrikation von individuell konstruierten Lappenplastiken
Elimination von Toxinen bei Insektenstichen oder von Chemotherapeuti-
ka nach Paravasaten
Ödemreduktion und Perfusionssteigerung in der Behandlung von
zweitgradigen Verbrennungen
12
Relative Kontraindikationen sind eine Therapie mit Antikoagulanzien und eine
Störung der Hämostase. Absolute Kontraindikationen sind ein maligner Pro-
zess, Fisteln zu anderen Hohlräumen oder Organen und nekrotisches Gewebe
in der Wunde [4].
2.2.2 Das Prinzip der topisch negativen Drucktherapie
Das Funktionsprinzip dieser Therapie besteht darin, dass die Sogwirkung einer
Drainage über einem offenporigen, dem Wundrand angepassten Schwamm auf
die gesamte Wunde übertragen wird. Die Wunde wird mit einer dünnen transpa-
renten Klebefolie luftdicht verschlossen und über ein Verbindungsstück (trac-
pad) mit dem Ableitungsschlauch an eine Vakuumpumpe verbunden (s. Abb. 3,
Abb. 4). Daraus ergibt sich der ebenfalls gebräuchliche Name Vakuumtherapie.
Das Material und die Technik erlauben verschiedene Modifikationen der topisch
negativen Drucktherapie. Hauptsächliche Einflussmöglichkeiten sind Sog-
Modus (intermittierend oder kontinuierlich), Sogstärke, Schwammmaterial und
Applikation von Medikamenten. Der angelegte Verband kann zwischen 2 und 7
Tagen in der Wunde verbleiben, danach sollte i.d.R. ein erneuter Verbands-
wechsel oder die endgültige Deckung des Defektes erfolgen [59].
Abb. 3 Schema eines vakuumversiegelten Verbandes
13
Abb. 4 Klinisches Bild einer temporären TNP-Behandlung am Unterschenkel links distal prätibial
2.2.3 Effekte der topisch negativen Drucktherapie auf die Wundheilung
Zahlreiche Publikationen sind bezüglich der topisch negativen Drucktherapie
auf die Wundheilung veröffentlicht worden, dabei haben sich v.a. folgende Ef-
fekte herauskristallisiert:
Es kommt zu einem Anstieg der lokalen funktionellen Perfusion im sub-
kutanen Gewebe und Muskel [1].
Die Perfusion im Wundgrund und Wundrand nimmt zu [64].
Granulationsgewebe wird angeregt und neugebildet [1, 49].
Ein kontinuierlicher Abtransport von Wundsekret innerhalb eines ge-
schlossenen Systems findet statt [49].
Abhängig von der Lokalisation kommt es zur Verkleinerung der Wundflä-
che [49].
Eine Gefäßneubildung durch gesteigerte Expression der proangiogeneti-
schen Wachstumsfaktoren (fibroblast growth factor 2, vascular endothe-
lial growth factor) im Wundsekret ist nachweisbar [27].
2.2.4 Kosten-Nutzen-Relation der topisch negativen Drucktherapie
Durch die o.g. Effekte hat sich herausgestellt, dass die topisch negative Druck-
therapie im Vergleich zur konventionellen Wundbehandlung auch gesundheits-
ökonomische Vorteile bietet [24]. V.a. Wunden von Patienten mit diabetischer
14
und/oder kardiovaskulärer Grunderkrankung haben eine signifikant verkürzte
Behandlungszeit [8],et wodurch der Kostennachteil der höheren Krankenhaus-
tagekosten mehr als kompensiert wird und viele Studien auch eine Kosteners-
parnis postulieren [5, 8, 43-44, 46]. Je nach Untersuchungsgegenstand
schwanken die Kosteneinsparungen etwa zwischen 300 und 19000 € [43]. Die
Kosten-Wirksamkeit wird beispielsweise in Tab. 3 dargestellt.
Tab. 3 Kostenvergleich zwischen konventioneller Wundbehandlung und topisch negative Druck-therapie von 43 Patienten mit Druckgeschwüren mit durchschnittlich 22,2 cm² Größe (modifiziert nach Neubauer, Philbecket et al. [43, 46])
Kriterien Topisch
negative Druckthera-
pie
Konventionelle
Methode
Wundheilungsrate (cm² pro Tag) 0,23 0,09
Tage bis zur Heilung 97 247
Materialkosten pro Tag in $ 107,46 10,00
Pflegekosten ($ 85 pro Besuch) 42,50 85,00
Gesamtkosten pro Tag in $ 149,96 95,00
Gesamte Heilungskosten in $ 14,546,00 23,465,00
15
3 Ziele der Studie
Es soll überprüft werden, ob Moxifloxacin ein geeignetes Medikament zur adju-
vanten Therapie von sekundär kontaminierten Wunden ist.
Dabei sollen folgende Fragestellungen genauer untersucht werden:
Wie häufig gibt es Resistenzen bzgl. Moxifloxacin und wie häufig sind die
Wunden mit Pseudomonas aeruginosa besiedelt? Dieser Punkt der Fra-
gestellung stellt sich, da es derzeit keine zuverlässigen retrospektiv ver-
fügbaren Daten in der Klinik für Plastische- und Handchirurgie des Uni-
versitätsklinikums Erlangen bzgl. vakuumversiegelt behandelten Wunden
gibt.
Korrelieren die Wundsekretkonzentrationen von Moxifloxacin bei der to-
pisch negativen Drucktherapie mit dem Plasmaspiegel zu bestimmten
Zeitpunkten?
Wie ist die Dynamik der Moxifloxacinkonzentration im Wundsekret in Be-
zug auf den Plasmaspiegel?
In welcher Konzentration reichert sich Moxifloxacin in Wundrand und
Wundgrund an.
16
4 Material und Methoden
4.1 Studienablauf
In die Studie wurden Patienten mit Haut-Weichteildefekten eingeschlossen, die
prospektiv eine Vakuumtherapie erhalten sollten. Die Ausschlusskriterien (s.
Tab. 4) wurden sorgfältig geprüft.
Tab. 4 Kritierien zum Ausschluss aus der Studie
Überempfindlichkeit gegen Fluorchinolone
Patientenalter unter 21 Jahren
Mikrobiologischer Nachweis oder klinischer Verdacht einer Pseudomo-
nas aeruginosa Infektion
Mikrobiologischer Nachweis eines gegen Moxifloxacin resistenten Kei-
mes
Vakuumassistierte Wundinstillationstherapie
Leber- und Nierenfunktionsstörung.
Schwere Herzerkrankungen (v.a. Herzrhythmusstörungen)
Kontraindikationen bzgl. der Vakuumtherapie
Alter, Begleiterkrankungen, Körpergröße, Körpergewicht sowie Routinelaborpa-
rameter wurden auf einem Dokumentationsbogen festgehalten. Vor Einschluss
in die Studie wurden den Patienten in einem Aufklärungsgespräch der Hinter-
grund der Studie sowie mögliche Risiken erläutert. Ein Einschluss in die Studie
erfolgte erst, nachdem der Aufklärungsbogen unterschrieben wurde. Die Teil-
nahme an der Studie erfolgte freiwillig. Bei allen Patienten wurde neben der
Anamneseerhebung und körperlichen Untersuchung eine Fotodokumentation
der Wunden vor und nach Applikation der Versiegelung vorgenommen. Zur Ver-
laufskontrolle wurden auch nach Abschluss der Antibiotikatherapie Fotodoku-
mentionen durchgeführt.
Im ersten Abschnitt wurden von den Wunden vor dem Anlegen der Vakuumver-
siegelung Wundabstriche entnommen und im Institut für Mikrobiologie und Hy-
giene des Universitätsklinikums Erlangen untersucht (Prof. Dr. med. C. Bogdan,
Wasserturmstr. 3/5, Erlangen). Wenn Resistenzen gegen Moxifloxacin vorhan-
17
den bzw. sich Pseudomonaden im Abstrich fanden, wurde der Patient aus der
Studie ausgeschlossen.
Nach Einschluss des Patienten wurde die adjuvante Antibiotikaprophylaxe mit
1x täglich 400 mg Moxifloxacin (Bayer AG, Wuppertal) i.v. über eine Stunde
appliziert. Es wurden ausschließlich die Konzentrations-Zeitverläufe von Moxi-
floxacin im Plasma, Wundsekret und Wundgewebe des Patienten bestimmt.
4.2 Gewinnung von Plasma, Wundsekret und Gewebe
Die Punktion des venösen Blutes wurde bei guten Venenverhältnissen vor-
zugsweise an der V. mediana cubiti durchgeführt. Ca. 2,6 mL Blut wurde mit
einer Lithium-Heparin SARSTEDT Monovette® (SARSTEDT AG & Co, Nüm-
brecht) gewonnen. Das Heparin, welches als Antikoagulanz zur Gewinnung von
Plasma dient, ist auf Kunstoffgranulat aufgebracht. Die Dosierung liegt im Be-
reich von 10-30 IE/mL Blut. Das gewonnene Plasma wurde nach Entnahme mit
4000 Umdrehungen/min für 20 min (Raumtemperatur) zentrifugiert (Megafuge
10 R, Heraeus Sepatech Gmbh, Osterode).
Ca. 1 mL Wundsekret wurde vorzugsweise aus dem ableitenden System der
Topisch-negativen-Druck-Anlage in ein Standard-Reaktionsgefäß entnommen.
Die Proben wurden zeitnah nach der Entnahme bei -20°C gelagert und bei
ununterbrochener Kühlkette in das Labor der Abteilung für Pharmakologie und
Toxikologie, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, Regensburg, (Prof.
Dr. Kees), gesendet.
Blut- und Wundsekretproben wurden jeweils vor Beginn der Infusion (Zeitpunkt
0 h), am Ende der einstündigen Infusion (Zeitpunkt 1h) und 12h sowie 24h nach
Beginn der Infusion gewonnen (s. Abb. 5).
Am 5. Tag wurde unmittelbar vor der Gabe von Moxifloxacin eine Blutprobe (=
24 h Wert der Kinetik nach der 4. Dosis) für die erste Spiegelbestimmung ent-
nommen. 1, 3, 6 und 9 Stunden nach Start der einstündigen Infusion von Moxi-
floxacin wurde der Vakuumverband entfernt. Nach Entnahme eines erneuten
Wundabstriches wurden soweit es möglich war:
ca. 0,1 g Granulationsgewebe vom Wundbett
ca. 0,1 g Gewebe vom Wundrand
ca. 1 mL Wundsekret
18
ca. 2.6 mL Blut
entnommen. Wundsekret und Granulationsgewebe wurden anschließend eben-
falls direkt nach der Entahme bei -20° C asserviert.
Abb. 5 Zeitlicher Ablauf der Probenentnahmen
4.3 Bestimmung der Moxifloxacinkonzentrationen mittels High-
Performance-Liquid-Chromatographie (HPLC)
Die Methode zur Bestimmung von Moxifloxacin mittels einer HPLC mit fluores-
zierender Erfassung wurde in vorausgegangen Publikationen [57-58] mehrfach
eingesetzt und ursprünglich 1988 in einer Studie, über die Penetration von Fle-
roxacin, einem Fluorchinolon der dritten Generation, in Prostatasekret und -
gewebe, angewandt [31]. Die Durchführung und ein Teil der komplexeren
pharmakologischen Berechnungen gelangen mit Hilfe von Prof. Dr. Kees (Toxi-
kologie, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, Regensburg).
4.3.1 Substanzen und Lösungen
Eingesetzte Substanzen waren das zu untersuchende Moxifloxacin (Bayer AG,
Leverkusen, Moxi-HCl [437.8] 11.0 mg Moxi-HCl = 10.0 mg Betain/Freie Säure,
Abb. 7) und Gatifloxacin (Grünenthal, Aachen, Abb. 6), ein Fluorchinolon der
dritten Generation, welches wegen seiner ähnlichen chemischen Struktur als
interner Standard (I.S.) verwendet wurde.
19
Als Stammlösung wurden 10,0 mg Substanz in einem 100 mL Messkolben in
0,01 M HCL gelöst. Die Lösungen sind mindestens 3 Monate stabil bei 4°C. Für
längere Zeit können sie auch bei -20°C gelagert werden (ca. 600 µL in Eppen-
dorf-Cup). Aufgetaute Lösungen durften nur einmal verwendet werden.
4.3.2 Analyse von Plasma, Wundsekret und Gewebe
Zu 100 µL 0.2% EDTA (pH 6-7) wurden 100 µL Plasma oder Sekret pipettiert
und mit 400 µL Methanol enteiweißt. Nach Zentrifugation wurden 400 µL Über-
stand in ein HPLC-Vial überführt und mit 400 µL 0.01 M HCl verdünnt.
Das Gewebe (ca. 0,1g) wurde mit flüssigem Stickstoff tiefgefroren und an-
schließend mit einem selbst angefertigtem Edelstahlmörser (Typ: Bessman Tis-
sue Pulverizer, Spectum Europe, Breda, Niederlande) pulverisiert und in der
zwanzigfachen Menge (w/v) in einer Mischung aus Wasser-Methanol-
Perchlorsäure homogenisiert und der Überstand nach Zentrifugation entspre-
chend dem Plasma analysiert. Als interner Standard (I.S.) wurde Gatifloxacin
mitgeführt.
Folgendes HPLC-System wurde verwendet: Prominence Serie (Pumpe LC
20AT, AS SIL-20AC HT, Steuerbox CBM-20A, Integrationssoftware LCSoluti-
on), Säulenofen CTO-10AS VP, Fluoreszenzdetektor RF10AXL (Shimadzu,
Duisburg).
Das Injektionsvolumen waren 5-10 µL. Die Trennung erfolgte an einer analyti-
schen HPLC-Säule (i.D. 150x4.6 mm), gefüllt mit Synergi Polar RP 4 µm (Phe-
nomenex, Aschaffenburg), die Detektion erfolgte fluorimetrisch bei Ex/Em
N
NH
N
O
F
OMe
OH
O
CH3
Abb. 6 Gatifloxacin
N N
O
F
NH
OMe
OH
O
Abb. 7 Moxifloxacin
20
298/504 nm. Das Eluent wurde gemischt aus 800 ml Wasser, 1600 mg Tetrabu-
tylammonium-Hydrogensulfat, 800 µl 85% o-Phosphorsäure (pH = 3,0 mit 10 M
NaOH) und 200 ml Acetonitril. Bei einer Säulentemperatur von 40°C und einem
Fluss von 1,0 mL/min eluierte Gatifloxacin (I.S.) bei ca. 4,0 min und Moxifloxa-
cin bei ca. 4,8 min.
Die vom Integrator gelieferten Messwerte wurden in eine Excel-Tabelle über-
tragen und nach der Methode des Internen Standards ausgewertet. Zur Erken-
nung von Übertragungsfehlern wurden Peakhöhen und Peakflächen ausgewer-
tet und miteinander verglichen.
Die Bestimmungsgrenze der Methode in Serum oder Plasma war 10 ng/mL, in
Gewebe <50 ng/g. Bei jeder Analyse wurden dotierte Proben in Plasma oder
Gewebe als Kontrollen in Doppelbestimmung mitgeführt. Inter- und Intra-Assay-
Variation (CVinter, CVintra) sowie die Abweichung vom Sollwert (Bias) waren bes-
ser als 5 %.
4.4 Pharmakokinetische Berechnung und statistische Auswertung
Die Ergebnisse wurden mit Excel 2007 (Microsoft Corporation One, Microsoft
Way, Redmond, WA 98052-6399, USA) dokumentiert. Die pharmakokinetische
Berechnung erfolgte mit Phoenix WinNonlin 6.1 (Pharsight - A Certara Compa-
ny, 1699 South Hanley Road, St. Louis, MO 63144, USA). Die pharmakokineti-
schen Parameter im Plasma wurden nicht-kompartimentell und kompartimentell
berechnet. Die Ergebnisse wurden deskriptiv dargestellt mit Mittelwert/Median
und Streumaßen wie Standardabweichung oder Quantilen (2,5%, 25%, 75%
und 97,5%). Die statistische Auswertung der Korrelationsanalyse erfolgte mit
dem Programmpaket SPSS Version 18 (SPSS Inc, IBM Corporation, Route
100, Somers, NY 10589, USA). P<0,05 wurde als signifikant betrachtet. Als Me-
thode für die Korrelationsanalyse wurde die einfach lineare Regression verwen-
det.
21
5 Ergebnisse und Beobachtungen
5.1 Verträglichkeit
Im Allgemeinen wurde die Studienmedikation gut vertragen. Ein bereits einge-
schlossener Patient wurde aufgrund einer akuten Verschlechterung des Allge-
meinzustandes aus der Studie genommen. In 5 Fällen wurde Moxifloxacin vor-
zeitig abgesetzt: bei 3 Patienten wegen einer UAW (Leberenzymerhöhung, al-
lergische Reaktion) auf Moxifloxacin, bei 2 Patienten ergab sich in einem erneu-
ten Abstrich eine neu aufgetretene Keimresistenz auf Moxifloxacin. 15 Patien-
ten beendeten die Studie protokollgemäß.
5.2 Demographische Daten der Patienten
Von 53 in Frage kommenden Patienten wurden 21 eingeschlossen. Die Daten
der 5 Fälle mit vorzeitiger Absetzung von Moxifloxacin gingen in die Statistik
und Auswertung mit ein. Der erste Patient wurde als Pilotpatient gewertet.
Insgesamt wurden die Daten von 18 Patienten in der Studie ausgewertet. Die
demographischen Daten sind in Tab. 5 dargestellt.
22
Tab. 5 Demographische Daten des Patientenkollektives
Patienten-Nr.
Sex Alter Gewicht Größe BMI
m/w a kg cm kg/m2
2 w 70 98 165 36
3 m 54 60 174 19,8
5 w 70 75 162 28,6
6 w 53 75 174 24,8
7 m 38 85 170 29,4
8 w 52 75 160 29,3
10 m 40 70 178 22,1
11 w 48 75 165 27,5
12 m 49 93 178 29,4
13 m 21 70 180 21,6
14 w 48 81 175 26,4
15 w 51 70 174 23,1
16 w 69 75 167 26,9
17 w 65 69 170 23,9
18 m 33 89 176 28,7
19 w 67 65 166 23,6
20 m 31 70 169 24,5
21 w 50 74 170 25,6
N 18 18 18 18
MW 50,5 76,1 170,7 26,2
SD 14,2 9,8 5,8 3,8
RSD 36 24 11 69
Median 51 75 170 26
Min 21 60 160 19,8
Max 70 98 180 36
23
5.3 Ergebnisse der Wundabstriche
Von 46 Patienten wurden vor endgültigem Einschluss in die Studie Wundabstri-
che gewonnen und eine Kultur, ggf. Mikroskopie und eine Resistenzbestim-
mung auf Moxifloxacin vom mikrobiologischen Labor angefordert. Resistenz-
nachweise führten zum automatischen Studienauschluss.
12 Abstriche wurden nicht auf Moxifloxacin getestet. Gründe hierfür waren (An-
zahl in Klammer):
Kein Wachstum einer Bakterienkultur (9).
Nachweis von nichthämolysierenden Streptokokken (S. agalacticae), bei
welchen wegen der guten Empfindlichkeit auf diverse Antibiotika routi-
nemäßig keine Resistenzbestimmung durchgeführt wird (2).
Falls Pseudomonaden bekannt waren, so war dies ein automatischer
Ausschlussgrund, und es wurde nicht immer die Resistenz auf Moxiflo-
xacin überprüft (1).
Am häufigsten wurden koagulasenegative Staphylokokken (S. epidermidis)
(24%), Staphylokokkus aureus (22%), Corynebacterium species (9%), β-
hämolysierende Streptokokken (S. agalacticae) (9%) und Pseudomonas aeru-
ginosa (6%) nachgewiesen (s. Abb. 8).
Die Resistenzbestimmung wird im Einzelnen in Tab. 6 dargestellt.
24
Abb. 8 Prozentuale Ergebnisse des Keimspektrums der Wundabstriche
25
Tab. 6 Ergebnisse der Resistenzbestimmung bzgl. Moxifloxacin
Keim Sensibel
Resistent
Inter-mediär
Nicht getestet
Summe
Acinetobacter baumanii
1
1
Actinomyces odontolyticus 1
1
aerobe Sporenbildner 1
1
Bacillus cereus 1
1
Korynebakterium species 4 1
5
Dermabacter hominis
1
1
Enterobacter clocae 1
1
2
Escherichia coli 1
1
Flavobacterium odoratum 1
1
koagulasenegative Stapylokokken (z.B. S.epidermidis) 5 6 2
13
Methicillin-resistenter Staphylokokkus aureus
1
1
Neisseria weaveri 1
1
nicht hämolysierende Streptokokken
2 2
Pseudomonas aeruginosa 1
2 3
Staphylokokkus aureus 7 5
12
Streptokokkus intermedius 1
1
α-hämolysierende Streptokokken 1
1
β-hämolysierende Streptokokken Gruppe B (S.agalacticae) 5
5
Summe 31 15 3 4 53
26
In Tab. 7 wird das Resistenzverhalten der drei am häufigsten getesteten Bakte-
rien dargestellt. Auffällig ist v.a. die hohe Resistenz von Staphylokokkus aureus
gegen das Antibiotikum.
Tab. 7 Prozentuales Ergebnis des Resistenzverhaltens der Keime gegenüber Moxifloxacin
Keim sensibel intermediär resistent
koagulasenegative Kokken (S. epidermidis)
39% 15% 46%
Staphylokokkus aureus
58% 42%
Korynebakterium species
80% 20%
5.4 Konzentrationen von Moxifloxacin in Plasma und Wundsekret
Es wurden insgesamt 222 Proben (107 Plasma, 91 Sekret, 11 Granulationsge-
wege, 13 Wundrand) im Zeitraum von Mai 2008 bis März 2010 analysiert, 210
Proben wurden in die Auswertung einbezogen. Die Einzeldaten sind im Anhang
aufgeführt.
5.4.1 Abnahmeunregelmäßigkeiten und schwankende Patientenzahlen zu
verschiedenen Abnahmezeitpunkten
Nach den ersten Auswertungen der Ergebnisse zeigten sich Abnahmeunregel-
mäßigkeiten. Die 24h-Werte der Moxifloxacinkonzentrationen waren in 5 von 9
Fällen höher als der 12h-Wert. Es hatte sich herausgestellt, dass trotz Koordi-
nation mit der Station das Antibiotikum weiterhin im gewohnten Rhythmus um
ca. 5:30 Uhr appliziert worden ist, und somit der vermeintliche 24h-Wert de fac-
to ein ca. 2-6h Wert nach Applikation des Antibiotikums war. In 5 Fällen war
dies eindeutig nachvollziehbar, weshalb Plasma- und entsprechende Sekret-
werte nicht berücksichtigt wurden.
Weiterhin lassen sich z. T. große Schwankungen der Patientenzahlen bei den
verschiedenen Abnahmezeitpunkten feststellen. V.a. die 0h- und die an Tag 5
1h/3h/6h/9h Sekretproben sind vergleichsweise bei nur wenigen Patienten ab-
genommen worden. Initial (0h-Wert) hatten die Patienten häufig noch keine Va-
kuumtherapie und gegen Ende (Tag5 1h/3h/6h/9h-Wert) war oft der Defekt be-
reits beispielsweise mit einer Spalthaut gedeckt. In beiden Situationen konnte
27
somit kein Sekret gewonnen werden.
5.4.2 Messwerte der Plasmaspiegel im Verlauf der Studie
Im Verlauf wurde eine Maximalkonzentration nach einstündiger Infusion ge-
messen, welche im Mittel 3,07 mg/L betrug. Die Minimalkonzentration nach ei-
ner Stunde war bei jedem Patienten höher als die Maximalkonzentration nach
12h. Im weiteren Verlauf kam es zu einem Abfall nach 24h auf etwa 0,43 mg/L
im Mittel. Nach 120h war im Mittel ein leichter Anstieg auf 0,47 mg/L zu ver-
zeichnen. Die größte Streuung und damit Varianz war nach einstündiger Infusi-
on zu beobachten.
Aufgrund der klinischen Durchführung konnte die Gewinnung der Proben nicht
immer exakt zu den festgelegten Zeitpunkten eingehalten werden. Die zeitliche
Streuung bewirkte auch eine Streuung der Ergebnisse, welche konnte zum Teil
mittels einer kompartimentellen Analyse für den 1h Plasma-Wert (s. Abb. 9)
korrigiert werden konnte.
Median
25%-75%
o. Ausreisser Min.-Max
Ausreisser
0h 1h 12h 24h 120h
-1
0
1
2
3
4
5
6
C P
lasm
a (
mg/L
)
Abb. 9 Boxplot für die Plasmakonzentrationen von Moxifloxacin im Verlauf der Studie
28
Etwas größere Schwankungen der Werte sind nach einstündiger Infusion von
Moxifloxacin zu beobachten. Dies spiegelt sich auch in der größeren Varianz
der entsprechenden Werte wieder (s. Tab. 8).
Tab. 8 Deskriptive Statistik zur Plasmakonzentration (in mg/L) im Verlauf der Studie
Plasma n= Median Mittelwert Minimum Maximum Varianz Standard-abweichung
0h 17 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
1h 18 2,93 3,07 1,89 5,17 0,81 0,90
12h 18 1,13 1,14 0,33 1,81 0,21 0,45
24h 14 0,42 0,43 0,08 0,95 0,07 0,26
120h 12 0,36 0,47 0,13 1,28 0,09 0,31
5.4.3 Messwerte der Wundsekretspiegel im Verlauf der Studie
Die Mittelwerte der Wundsekretspiegel haben einen ähnlichen Verlauf wie die
der Plasmaspiegel (s. Abb. 10). Zu Beobachten ist der Spitzenspiegel nach
Ende der einstündigen Infusion, im Verlauf der Tiefpunkt (0,26 µg/mL) beim
24h-Wert und nach multiplen Applikationen ein etwas höherer (0,46 µg/mL)
Steady State Wert bei 120h.
Auffällig sind Streuungen nach der Applikation des Antibiotikums zum 1h-Wert.
Diese Varianz nimmt im weiteren Verlauf deutlich ab, so dass sich ein einheitli-
cheres Bild ergibt (s. Tab. 9).
Median
25%-75%
o. Ausreisser Min.-Max
0h 1h 12h 24h 120h
-1
0
1
2
3
4
5
C S
ekre
t (µ
g/m
L)
Abb. 10 Boxplot für die Wundsekretkonzentrationen von Moxifloxacin im Verlauf der Studie
29
Tab. 9 Deskriptive Statistik der Wundsekretkonzentrationen (in µg/mL) im Verlauf der Studie
Sekret n= Median Mittelwert Minimum Maximum Varianz Standard-abweichung
0h 8 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
1h 16 1,88 1,92 0,00 4,55 2,62 1,62
12h 17 0,77 0,80 0,19 1,51 0,17 0,41
24h 13 0,15 0,26 0,09 0,54 0,03 0,17
120h 9 0,35 0,42 0,13 0,96 0,08 0,29
5.4.4 Wundsekret- und Plasmakonzentrationen von Moxifloxacin im
Vergleich
In Abb. 11 sind die Plasmakonzentration-Zeit-Kurve (Median, 95% Streube-
reich) sowie die im Wundsekret gemessenen Konzentrationen dargestellt. Für
eine Berechnung des Konzentrations-Zeit-Verlaufs im Sekret streuten die
Messwerte zu stark, sodass in der Grafik die Einzelwerte eingetragen wurden.
Abb. 11 Konzentrationen von Moxifloxacin (Median, 2.5%- und 97.5%-Quantil) und Wundsekret (Kreise) bei 18 Patienten nach intravenöser Infusion von Moxifloxacin (400 mg über 1 h)
Die Maximalkonzentrationen im Plasma am Ende der einstündigen Infusion be-
trugen im Median 3 mg/L. Nach 24h sind sie auf etwa 0,5 mg/L abgefallen. Die
30
Konzentrationen im Wundsekret streuten breit, insbesondere zum ersten Mess-
zeitpunkt bis 2h nach Infusionsende. Zu den späteren Messzeitpunkten lagen
die individuellen Konzentrationen mehrheitlich um den Median im 95%-Bereich
(0,025 und 0,975 Quantil), in dem 95% der Messwerte lagen. Dies deutet dar-
auf hin, dass bei den individuellen Patienten die Penetration in das Wundsekret
unterschiedlich schnell verlief. Möglicherweise penetrierte Moxifloxacin schnel-
ler in Wunden mit hoher Sekretionsrate im Vergleich zu eher „trockenen“ Wun-
den. Das Verhältnis Plasma zu Sekret näherte sich im Laufe der Messzeit an,
wie die kürzeren Balken der Standardabweichung (s. Abb. 12) verdeutlichen. Es
betrug nach 12h im Mittel 0,8.
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
0 6 12 18 24 30
t (h)
Qu
otie
ntS
ekre
t/S
eru
m
Abb. 12 Quotient der Wundsekret-Plasma-Konzentrationen von Moxifloxacin bei 18 Patienten unter der Behandlung mit einem Vakuumverband nach einstündiger intravenöser Infusion von 400 mg Moxifloxacin. Die Kreise sind die Einzeldaten, die Striche geben die Mittelwerte und die Standardabweichung zu den jeweiligen Zeitpunkten an. Dazu wurden die Einzeldaten der Ziel-gruppen 1-1,5 h (n=8), 1,8-3,0h (n=7), 8,6-13,8h (n=19) und 24,0-30,2h (n=14) zusammen-gefasst und medianer Zeitpunkt in die Grafik aufgenommen
Wie die absoluten Werte streuten auch die Sekret-Plasma-Quotienten sehr
stark - insbesondere kurz nach der Infusion (s. Abb. 12). Nach 2h schien sich
aber bereits ein Gleichgewicht eingestellt zu haben bei einem Sekret-Plasma-
Quotienten um 0,7. Dieser änderte sich bis 24h kaum. Es zeigten sich aller-
dings geringere Streuungen zu den Zeitpunkten 12h und 24h.
Pla
sm
a-S
ekre
t Q
uotie
nt
31
5.5 Korrelation zwischen der Plasma- und Sekretkonzentration von
Moxifloxacin zu den unterschiedlichen Abnahmezeitpunkten
Die Korrelation zwischen Plasma und Sekret wurde mittels einer einfachen
linearen Regression analysiert. Prädiktor hierbei ist die Plasmakonzentration
von Moxifloxacin. Die abhängige Variable ist der dazugehörige Sekretspiegel
des Antibiotikums. Eine Analyse der Korrelation zwischen Plasma- und
Sekretkonzentration wurde von den 1h-, 12h-, 24h- und 120h- (Steady State)
vorgenommen. Gewählt wurde ein Konfidenzintervall von 95% (α=0,05).
Mittels Scatterplot werden die Ergebnisse grafisch dargestellt. Die Regressions-
bänder repräsentieren das 95%-Konfidenzintervall.
5.5.1 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 1h
Nach einstündiger Infusion von Moxifloxacin ließ sich statistisch mit einem p-
Wert von 0,32 keine Signifikanz nachweisen. In Abb. 13 ist keine Korrelation
erkennbar, über die Hälfte der Punkte liegt außerhalb der Regressionsbänder.
Mit einem r² nahe bei Null (0,004) wird ebenfalls angezeigt, dass es keinen li-
nearen Zusammenhang zwischen abhängigen und unabhängigen Variablen
gibt.
Plasma (1h) : Sekret (1h) r2 = 0,07; r² korr.=0,004; r = 0,27; p = 0,32
y = 0,5167 + 0,4719*x
1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 4,5 5,0 5,5
C Plasma (mg/L)
-1
0
1
2
3
4
5
C S
ekre
t (µg/m
L)
Abb. 13 Scatterplot mit Regressionsbänder (95%-Konfidenzintervall) nach 1h
32
5.5.2 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 12h
Für die Korrelation der 12h-Werte lässt sich ein p-Wert von 0,0015 ermitteln.
Die Signifikanz ist grafisch in Abb. 14 erkennbar. Die Mehrzahl der Punkte liegt
innerhalb der Regressionsbänder. Das korrigierte Bestimmheitsmaß r² liegt bei
0,47.
Plasma (12h) :Sekret (12h) r2 = 0,50; r² korr.=0,47; r = 0,71; p = 0,0015
y = 0,0924 + 0,6205*x
0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0
C Plasma (mg/L)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
C S
ekre
t (µg/m
L)
Abb. 14 Scatterplot mit Regressionsbänder (95%-Konfidenzintervall) nach 12h
5.5.3 Korrelation zwischen Plasma und Sekret nach 24h
Nach 24h lässt sich ein p-Wert von 0,09 ermitteln womit das vorgegebene Sig-
nifikanzniveau von 5% verfehlt wird. Grafisch lässt sich jedoch ein Trend erken-
nen (s. Abb. 15). Das korrigierte Bestimmtheitsmaß r² liegt bei 0,17.
33
Plasma (24h) :Sekret (24h) r2 = 0,24; r² korr.=0,17; r = 0,49; p = 0,09
y = 0,1244 + 0,3245*x
0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0
C Plasma (mg/L)
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
C S
ekre
t (µg/m
L)
Abb. 15 Scatterplot mit Regressionsbänder (95%-Konfidenzintervall) nach 24h
5.5.4 Korrelation 120h nach mehrfacher Applikation (Steady State Wert)
Grafisch ist in Abb. 16 eine Korrelation, welche sich statistisch mit einem p-Wert
von 0.001 bestätigt, ersichtlich; r² liegt bei 0.59.
Plasma (120h) :Sekret (120h) : r2 = 0,64; r² korr.=0,59; r = 0,80; p = 0,001
y = 0,0812 + 0,6696*x
0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4
C Plasma (mg/L)
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
C S
ekre
t (µg/m
L)
Abb. 16 Scatterplot mit Regressionsbänder (95%-Konfidenzintervall) nach 120h (Steady State Wert)
34
5.6 Konzentrationen von Moxifloxacin an Tag 5 (1h, 3h, 6h, 9h nach Mo-
xifloxacin-Gabe)
Die Probengewinnung an Tag 5 war aufgrund klinischer Widrigkeiten (z.B. vor-
zeitige Entlassung) problematisch, was zu einer geringen Anzahl an Proben
führte. Die Werte wurden 1h, 3h, 6h und 12h nach Moxifloxacingabe ermittelt
und zeigten ähnlich wie die Werte nach einstündiger Infusion starke Streuun-
gen, weshalb auf eine Auswertung verzichtet wurde. Sie sind in den Rohdaten
im Anhang aufgeführt.
5.7 Konzentrationen von Moxifloxacin im Wundgewebe
Bei 11 Patienten wurde im Rahmen der Wundreinigung an Therapietag 5 Ge-
webe vom Wundrand oder Wundgrund (Granulationsgewebe) gewonnen. Ein
Unterschied der Konzentrationen zwischen Wundgrund und Wundrand war
nicht zu erkennen, weshalb die Werte gepoolt wurden und bei zwei Messungen
der Mittelwert gebildet wurde. In nachstehender Abbildung sind die gefundenen
Gewebekonzentrationen (A) und die Quotienten zur korrespondierenden Plas-
makonzentration (B) dargestellt (s. Abb. 17).
A B
Abb. 17 Konzentrationen von Moxifloxacin im Wundgewebe (Wundrand und Wundgrund) bei 11 Patienten unter mehrtägiger Behandlung mit 400 mg Moxifloxacin i.v. A=Gewebekonzentrationen B=Quotient Gewebe/Plasma
35
Wie die Konzentrationen im Wundsekret streuten auch die Gewebekonzentra-
tionen beträchtlich. Der Abfall mit der Zeit analog dem Plasma war allerdings
erkennbar. Im Mittel war der Gewebe-Plasma-Quotient bis 3 Stunden höher als
nach 6-9 Stunden. Es fielen drei Messwerte mit einem Quotienten von 2,5-5
auf, alle anderen 8 Proben zeigten einen konstanten Quotenten um 1,4. Es
scheint unwahrscheinlich, dass die Penetration in das Gewebe mit der Zeit ab-
nimmt, eher sind die o.g. anfänglichen Werte falsch hoch zu werten. Der Gewe-
be-Plasma-Quotient von 1,4 repräsentiert somit möglicherweise eher die Penet-
rationsrate von Moxifloxacin in das Wundgewebe. Bei 4 Patienten wurde im
Rahmen der Wundreinigung auch Wundsekret gewonnen, bei einem Patienten
nach drei Stunden (Sekretkonzentration 1,02 mg/L; Gewebe-Plasma-Quotient
0,40) und bei drei Patienten nach 6-9 Stunden (mittlere Sekretkonzentration
0.97, Bereich 0,52-1,58 mg/L; Gewebe-Plasma-Quotient 0,35, Bereich 0,23-
0,55). Der Sekret-Plasma-Quotient war niedriger als der Mittelwert an Tag 1 der
Therapie. Es scheint, als verringerte sich die Penetrationsrate mit dem Abheilen
und Austrocknen der Wunde.
36
6 Diskussion
6.1 Beurteilung der Wundabstriche
Die in den Wundabstrichen getesteten Keime wiesen insgesamt eine überra-
schend hohe Resistenz gegenüber Moxifloxacin auf. Berücksichtigt man, dass
die zwei am häufigsten getesteten Keime (s.Tab. 6), Staphylokokkus epidermi-
dis und Staphylokokkus aureus nur zu 30% und 60% auf Moxifloxacin sensibel
sind, wird dieses Problem noch deutlicher.
Auffällig ist jedoch, dass die Resistenzen in dieser Studie wesentlich höher sind
als in vergleichbaren Publikationen: In einer multizentrische Studie war Sta-
phylokokkus aureus (gewonnen aus Sputum und bronchoalveolärer Lavage) zu
89,4% auf Moxifloxacin sensibel [26]. In einer mit Levofloxacin vergleichenden
In-Vitro-Studie war Moxifloxacin zu 99,9% gegenüber verschiedenen S. aureus
Stämmen bakterizid [35]. Auch Staphylokokkus epidermidis wies in einer Studie
über Konjunktivitis eine deutlich geringere Resistenz (14,2 %) als in unserern
Testungen auf [6]. Die weiteren Resistenzen der getesteten Keime in Bezug auf
Moxifloxacin sind aufgrund der geringen Fallzahl nicht sinnvoll zu vergleichen.
Mögliche Gründe für die Diskrepanzen hierfür könnten eine Verzerrung durch
die kleine Anzahl der getesteten Keime und die Tatsache sein, dass das Patien-
tenkollektiv hauptsächlich problematische chronische Wunden als Grundleiden
vorwies.
Falls der Verdacht eines Methicillin restistenten Staphylokokkus aureus (MRSA)
vorhanden ist, so sind Fluorchinolone aufgrund einer nahezu vollständigen Re-
sistenz in der Therapie nutzlos [26]. In unserer Studie war von den 53 ausge-
werteten Keimen einer ein MRSA, welcher resistent gegenüber Moxifloxacin
war. Für mögliche Folgestudien ist deshalb zu empfehlen, dass der Nachweis
von MRSA im Wundabstrich ebenfalls ein Ausschlusskriterium darstellt.
Pseudomonas aeruginosa ließ sich zum einen in knapp 6% aller Wunden im
Sceening nachweisen, zum anderen besteht die in der Einleitung erwähnte Re-
sistenzbildung, so dass es sich um einen relevanter Keim handelt.
Trotz der z.T. schwierigen Vergleichbarkeit der kleinen Fallzahl zeigen die Er-
gebnisse insgesamt, dass ein Wundabstrich mit Resistenztestung auf Moxiflo-
xacin zwingend notwendig ist. Eine kalkulierte Therapie von Problemwunden
mit Moxifloxacin hätte in dieser Studie von den 53 getesteten Patienten in etwa
37
einem Drittel der Fälle nicht zum Erfolg geführt. Eine deutlich größere Fallzahl
von Resistenztestungen bei chronischen Wunden ist zur genaueren Beurteilung
sinnvoll.
In den letzten Jahren hat sich v.a. in Bezug auf chronisch infizierte Wunden die
lokale Applikation von Spüllösungen/Antiseptika über ein Pumpensystem be-
währt (V.A.C. Instill®) [17]. Es konnte gezeigt werden, dass nach der topischen
Instillation beispielsweise von Polyhexanid (Lavasept®) zuvor in Gewebekultur
und Abstrich nachgewiesenen Problemkeime (z.B. Staphykokokkus epidermi-
dis) nicht mehr nachweisbar waren [33]. Durch das optimierte Wundmilieu
konnte eine reduzierte Verweildauer der behandelten Patienten erzielt werden
[18]. Wenn man die einleitend erwähnte Resistenzlage bzgl. Fluorchinolonen,
unsere Ergebnisse und die unerwünschte Arzneimittelwirkungen in Betracht
zieht, so scheint die o.g. topische Instillation von Desinfizienzien – bei lokaler
Infektion – eine sinnvolle Ergänzung zur systemischen Therapie zu sein.
Die Möglichkeiten der Instillation beschränken sich nicht nur auf antisepti-
sche/mikrobielle sondern auch auf wachstumsstimulierende Substanzen wie
z.B. Insulin [51], so dass zukünftig ähnliche Studien folgen dürften.
38
6.2 Beurteilung der Gewebekonzentrationen
Hinsichtlich der Gewebekonzentrationen deuten die Ergebnissse darauf hin,
dass sich Moxifloxacin mit 40% höherer Konzentration im Gewebe als im Plas-
ma anreichert. Ein Konzentrationsunterschied zwischen Wundrand und Wund-
grund konnte nicht festgestellt werden, weshalb die Proben gepoolt wurden. Die
im Vergleich zum Plasma größere Anreicherung von Moxifloxacin im Gewebe
wird auch in Studien, welche sich mit der Anreicherung des Antibiotikums in
Prostata-, Tonsillen- und Lungengewebe befassen, bestätigt [9, 16, 58]. Im
Prostatagewebe wurde eine ungefähr doppelt so hohe Konzentration von Moxi-
floxacin im Vergleich zum Serum gemessen [58]. Die Methodik war identisch zu
unserer Studie, so dass die Ergebnisse gut vergleichbar sind. Insgesamt zeigt
sich eine gute Penetration von Moxifloxacin ins Gewebe. An dieser Stelle muss
in unserer Studie auf methodische Schwierigkeiten hingewiesen werden. Die
Gewebestückchen waren zum Teil sehr klein (ca. 10 mg), so dass die Ge-
wichtsbestimmung z.T verhältnismäßig stark schwankte. Auch anhaftendes
Sekret (falsch niedrige Konzentrationen resultierend) oder Austrocknung des
Gewebes während der Lagerung im gefrorenem Zustand („Gefriertrocknung“,
falsch hohe Konzentrationen resultierend) kann zur Varianz der Messwerte bei-
getragen haben. Für die Asservierung des Gewebes konnte im Laufe der Studie
auf identische und vorgewogene Eppendorf-Reaktionsgefäße umgestellt wer-
den, dafür konnte das Problem der ungleich großen Gewebestückchen operati-
onsbedingt nicht beseitigt werden.
39
6.3 Beurteilung der Wundsekretkonzentrationen
Zahlreiche Studien haben sich bereits mit der Konzentration von Moxifloxacin in
verschiedenen Körpergeweben befasst [9, 16, 28, 34, 41, 45, 57-58]. Eine Stu-
die, welche die Konzentration des Antibiotikums im Wundsekret (gewonnen aus
der topisch negativen Drucktherapie) misst, wurde bislang noch nicht vorgelegt.
Es zeigt sich eine signifikante Korrelation der Wundsekretkonzentrationen zu
den Plasmakonzentrationen an den o.g. Abnahmezeitpunkten. Daraus lässt
sich schließen, dass die Konzentration von Moxifloxacin im Plasma ein mögli-
cher zuverlässiger Prädiktor für den Wundsekretspiegel sein könnte. Eine signi-
fikante Korrelation konnte zwischen den Konzentrationen im Sekret und im
Plasma am Ende der einstündigen Infusion nicht gezeigt werden. Es schien,
dass Moxifloxacin kurz nach Applikation nicht zuverlässig und vorhersehbar in
die interstitielle Flüssigkeit penetrierte.
Im Laufe der Studie wurde deutlich, dass die Eigenschaften der Wunde erheb-
liche Auswirkungen auf die Gewinnung des 1h-Wertes hatten. Es haben sich
mehrere Einflussmöglichkeiten dabei herauskristallisiert: In einigen Fällen war
die Wunde initial trocken, sodass nur sehr wenig oder kein Wundsekret gewon-
nen werden konnte. Die breite Streuung der Wundsekretkonzentrationen insbe-
sondere zum ersten Messzeitpunkt bis 2 Stunden nach Infusionsende war be-
sonders auffällig. Zu den späteren Messzeitpunkten lagen die individuellen
Konzentrationen mehrheitlich um den Median im 95%-Intervall (0,025 und 0,975
Quantil. Dies deutet darauf hin, dass bei den Patienten die Penetration in das
Wundsekret individuell unterschiedlich schnell verlief. Möglicherweise penetrier-
te Moxifloxacin schneller in Wunden mit hoher Sekretionsrate im Vergleich zu
eher „trockenen“ Wunden. In anderen Fällen blutete die Wunde nach, was zu
falsch hohen Konzentrationen führen kann. Ferner schien die Größe und Loka-
lisation der Wunde Einfluss auf die Sekretmenge zu haben. Möglicherweise
lassen sich somit einheitlichere Ergebnisse erzielen, wenn man die Einschluss-
kritierien für die Wunde genauer definiert.
Weiterhin konnte keine standardisierte Dauer der normalerweise für 1h ange-
setzten Applikation von Moxifloxacin mittels eines einfachen Infusionssystems
gewährleistet werden. Dies kann eine weitere Fehlerquelle darstellen und könn-
te ggf. durch Optimierung der Applikaton (Verwendung von Infusionspumpen
oder Tropfenzählern) beseitigt werden. Letztendlich hat dies allerdings für die
40
Korrelation (Plasma zu Sekret) keine Bedeutung, da ein niedriger Plasmaspie-
gel auch einen niedrigen Sekretspiegel nach sich ziehen sollte, wie die Ergeb-
nisse der einfachen linearen Regression nach 12h und 120h zeigen.
Die Ergebnisse zeigen im Mittel eine Ratio von 0,7 von Wundsekret zu Plasma.
Eine Studie [41], welche die Konzentration von Moxifloxacin in der interstitiellen
Flüssigkeit in peripherem Gewebe (Muskel, Subkutis) untersuchte, zeigt ähnli-
che Ergebnisse. Die Interstitium/Plasma-Relationen von AUCmuscle/AUCplasma
lagen bei 0,86 und AUCsubkutis/AUCplasma bei 0,81. Es wurde auch die Penetrati-
on von Moxifloxacin in gesundes und entzündetes subkutanes Gewebe beim
Gesunden und Diabetiker untersucht [28]. Für alle Testpersonen zeigte sich
eine AUCsubkutis/AUCplasma – Ratio im entzündeten Gewebe von 0,9. Sie ist somit
leicht höher als im gesunden Gewebe (0,79).
Grundlegend unterschiedlich zu unserer Studie war in o.g. Arbeiten die Metho-
de zur Probengewinnung. Hier kann ggf. die Ursache liegen, weshalb sich in
unserer Studie geringere Werte ergaben. Zur Probengewinnung wurde im Ge-
gensatz zur topisch negativen Drucktherapie die Mikrodialyse benutzt. Ein ex-
perimentell etabliertes Verfahren mit welchem mittels Mikrodialysekatheter mit
einer semipermeablen Membran am Ende des Katheters die interstitielle Flüs-
sigkeit in einem Gewebe gewonnen wird [15, 36, 40]. Da die gewonnen Ergeb-
nisse in etwa den Konzentrationen der interstitiellen Flüssigkeit entsprachen
stellt die Sekretgewinnung über die vakuumassistierte Therapie eine Alternative
zur im Vergleich aufwändigeren und klinisch nicht etablierten Mikrodialyse dar.
Eine diagnostische Anwendung von standardisierten Spiegelbestimmungen im
Wundsekret im Rahmen einer vakuumassistierten Therapie wäre somit denk-
bar. Der Vorteil ist, dass man mit der topisch negativen Drucktherapie bereits
ein im klinischen Alltag etabliertes Behandlungsverfahren hat, bei dem man ein
das Wundsekret als „Nebenprodukt“ für diagnostische Zwecke nutzen könnte.
Zudem hat man durch die Wunde bereits Zugang zum Gewebe, so dass im
Vergleich zur Mikrodialyse keine zusätzliche Invasivität besteht. Allerdings ist
man damit auf das Patientenkollektiv mit topisch negativer Drucktherapie be-
schränkt. Um diese Theorie zu stützen wäre z.B. eine direkte vergleichende
Folgestudie beider Methoden notwendig.
41
7 Literaturverzeichnis
1. Argenta, L.C.Morykwas, M.J., Vacuum-assisted closure: a new method
for wound control and treatment: clinical experience. Ann Plast Surg,
1997. 38(6): p. 563-76; discussion 577.
2. Argenta, L.C., Morykwas, M.J., Marks, M.W., DeFranzo, A.J., Molnar,
J.A.David, L.R., Vacuum-assisted closure: state of clinic art. Plast
Reconstr Surg, 2006. 117(7 Suppl): p. 127S-142S.
3. Armstrong, D.G., Lavery, L.A., Abu-Rumman, P., Espensen, E.H.,
Vazquez, J.R., Nixon, B.P.Boulton, A.J., Outcomes of subatmospheric
pressure dressing therapy on wounds of the diabetic foot. Ostomy
Wound Manage, 2002. 48(4): p. 64-8.
4. Avery, C., Pereira, J., Moody, A.Whitworth, I., Clinical experience with
the negative pressure wound dressing. Br J Oral Maxillofac Surg, 2000.
38(4): p. 343-5.
5. Baharestani, M.M., Negative pressure wound therapy: an examination of
cost-effectiveness. Ostomy Wound Manage, 2004. 50(11A Suppl): p.
29S-33S.
6. Betanzos-Cabrera, G., Juarez-Verdayes, M.A., Gonzalez-Gonzalez, G.,
Cancino-Diaz, M.E.Cancino-Diaz, J.C., Gatifloxacin, moxifloxacin, and
balofloxacin resistance due to mutations in the gyrA and parC genes of
Staphylococcus epidermidis strains isolated from patients with
endophthalmitis, corneal ulcers and conjunctivitis. Ophthalmic Res, 2009.
42(1): p. 43-8.
7. Blondeau, J.M., Fluoroquinolones: mechanism of action, classification,
and development of resistance. Surv Ophthalmol, 2004. 49 Suppl 2: p.
S73-8.
8. Braakenburg, A., Obdeijn, M.C., Feitz, R., van Rooij, I.A., van
Griethuysen, A.J.Klinkenbijl, J.H., The clinical efficacy and cost
effectiveness of the vacuum-assisted closure technique in the
management of acute and chronic wounds: a randomized controlled trial.
Plast Reconstr Surg, 2006. 118(2): p. 390-7; discussion 398-400.
9. Breilh, D., Jougon, J., Djabarouti, S., Gordien, J.B., Xuereb, F., Velly,
J.F., Arvis, P., Landreau, V.Saux, M.C., Diffusion of oral and intravenous
42
400 mg once-daily moxifloxacin into lung tissue at pharmacokinetic
steady-state. J Chemother, 2003. 15(6): p. 558-62.
10. Brook, I.Frazier, E.H., Aerobic and anaerobic microbiology of surgical-
site infection following spinal fusion. J Clin Microbiol, 1999. 37(3): p. 841-
3.
11. Chen, D.K., McGeer, A., de Azavedo, J.C.Low, D.E., Decreased
susceptibility of Streptococcus pneumoniae to fluoroquinolones in
Canada. Canadian Bacterial Surveillance Network. N Engl J Med, 1999.
341(4): p. 233-9.
12. Cohen, M.L., Epidemiology of drug resistance: implications for a post-
antimicrobial era. Science, 1992. 257(5073): p. 1050-5.
13. Dalhoff, A., Petersen, U.Endermann, R., In vitro activity of BAY 12-8039,
a new 8-methoxyquinolone. Chemotherapy, 1996. 42(6): p. 410-25.
14. Domagala, J.M., Structure-activity and structure-side-effect relationships
for the quinolone antibacterials. J Antimicrob Chemother, 1994. 33(4): p.
685-706.
15. Elmquist, W.F.Sawchuk, R.J., Application of microdialysis in
pharmacokinetic studies. Pharm Res, 1997. 14(3): p. 267-88.
16. Esposito, S., Noviello, S., D'Errico, G., Motta, G., Passali, D., Aimoni, C.,
Pilucchi, S., Fallani, S., Cassetta, M.I., Mazzei, T.Novelli, A.,
Concentration of moxifloxacin in plasma and tonsillar tissue after multiple
administration in adult patients. J Antimicrob Chemother, 2006. 57(4): p.
789-92.
17. Fleischmann, W., The history of the VAC Instill (R) therapy. Infection,
2009. 37: p. 4-4.
18. Gabriel, A., Shores, J., Heinrich, C., Baqai, W., Kalina, S., Sogioka,
N.Gupta, S., Negative pressure wound therapy with instillation: a pilot
study describing a new method for treating infected wounds. International
Wound Journal, 2008. 5(3): p. 399-413.
19. Hooper, D.C., Expanding uses of fluoroquinolones: opportunities and
challenges. Ann Intern Med, 1998. 129(11): p. 908-10.
20. Hooper, D.C., Mechanisms of fluoroquinolone resistance. Drug Resist
Updat, 1999. 2(1): p. 38-55.
43
21. Hooper, D.C., Mechanisms of action and resistance of older and newer
fluoroquinolones. Clin Infect Dis, 2000. 31 Suppl 2: p. S24-8.
22. Horch, R.E., Basics foundation and results of the vacuum therapy in the
reconstructive surgery. Zentralbl Chir, 2004. 129 Suppl 1: p. S2-5.
23. Horch, R.E., Changing paradigms in reconstructive surgery by vacuum
therapy?. Zentralbl Chir, 2006. 131 Suppl 1: p. S44-9.
24. Horch, R.E., Nord, D., Augustin, M., Germann, G., Leffler, M.Dragu, A.,
Economic aspects of surgical wound therapies. Chirurg, 2008. 79(6): p.
518-25.
25. Iannini, P.B., The safety profile of moxifloxacin and other
fluoroquinolones in special patient populations. Curr Med Res Opin,
2007. 23(6): p. 1403-13.
26. Jacobs, E., Dalhoff, A.Korfmann, G., Susceptibility patterns of bacterial
isolates from hospitalised patients with respiratory tract infections
(MOXIAKTIV Study). Int J Antimicrob Agents, 2009. 33(1): p. 52-7.
27. Jacobs, S., Simhaee, D.A., Marsano, A., Fomovsky, G.M., Niedt, G.Wu,
J.K., Efficacy and mechanisms of vacuum-assisted closure (VAC)
therapy in promoting wound healing: a rodent model. J Plast Reconstr
Aesthet Surg, 2008.
28. Joukhadar, C., Stass, H., Muller-Zellenberg, U., Lackner, E., Kovar, F.,
Minar, E.Muller, M., Penetration of moxifloxacin into healthy and inflamed
subcutaneous adipose tissues in humans. Antimicrob Agents
Chemother, 2003. 47(10): p. 3099-103.
29. Kampranis, S.C.Maxwell, A., Conversion of DNA gyrase into a
conventional type II topoisomerase. Proc Natl Acad Sci U S A, 1996.
93(25): p. 14416-21.
30. Keating, G.M.Scott, L.J., Moxifloxacin: a review of its use in the
management of bacterial infections. Drugs, 2004. 64(20): p. 2347-77.
31. Kees, F., Naber, K.G., Schumacher, H.Grobecker, H., Penetration of
fleroxacin into prostatic secretion and prostatic adenoma tissue.
Chemotherapy, 1988. 34(6): p. 437-43.
32. Lambert, K.V., Hayes, P.McCarthy, M., Vacuum assisted closure: a
review of development and current applications. Eur J Vasc Endovasc
Surg, 2005. 29(3): p. 219-26.
44
33. Leffler, M., Horch, R.E., Dragu, A.Kneser, U., Instillation therapy and
chronic osteomyelitis - preliminary results with the VAC Instill (R)
therapy. Infection, 2009. 37: p. 24-30.
34. Lipsky, B.A., Giordano, P., Choudhri, S.Song, J., Treating diabetic foot
infections with sequential intravenous to oral moxifloxacin compared with
piperacillin-tazobactam/amoxicillin-clavulanate. J Antimicrob Chemother,
2007. 60(2): p. 370-6.
35. Lister, P.D., Pharmacodynamics of moxifloxacin and levofloxacin against
Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis in an in vitro
pharmacodynamic model. Clin Infect Dis, 2001. 32 Suppl 1: p. S33-8.
36. Lonnroth, P., Jansson, P.A.Smith, U., A microdialysis method allowing
characterization of intercellular water space in humans. Am J Physiol,
1987. 253(2 Pt 1): p. E228-31.
37. Lüllmann, H., Mohr, K.Hein, L., Pharmakologie und Toxikologie:
Arzneimittelwirkungen verstehen - Medikamente gezielt einsetzen ; ein
Lehrbuch für Studierende der Medizin, der Pharmazie und der
Biowissenschaften ; eine Informationsquelle für Ärzte, Apotheker und
Gesundheitspolitiker ; 129 Tabellen. 16., vollst. überarb. Aufl. ed. 2006,
Stuttgart [u.a.]: Thieme. XVIII, 594 S.
38. MacGowan, A.P., Rogers, C.A., Holt, H.A.Bowker, K.E., Activities of
moxifloxacin against, and emergence of resistance in, Streptococcus
pneumoniae and Pseudomonas aeruginosa in an in vitro
pharmacokinetic model. Antimicrob Agents Chemother, 2003. 47(3): p.
1088-95.
39. Madurga, S., Sanchez-Cespedes, J., Belda, I., Vila, J.Giralt, E.,
Mechanism of binding of fluoroquinolones to the quinolone resistance-
determining region of DNA gyrase: towards an understanding of the
molecular basis of quinolone resistance. Chembiochem, 2008. 9(13): p.
2081-6.
40. Muller, M., Haag, O., Burgdorff, T., Georgopoulos, A., Weninger, W.,
Jansen, B., Stanek, G., Pehamberger, H., Agneter, E.Eichler, H.G.,
Characterization of peripheral-compartment kinetics of antibiotics by in
vivo microdialysis in humans. Antimicrob Agents Chemother, 1996.
40(12): p. 2703-9.
45
41. Muller, M., Stass, H., Brunner, M., Moller, J.G., Lackner, E.Eichler, H.G.,
Penetration of moxifloxacin into peripheral compartments in humans.
Antimicrob Agents Chemother, 1999. 43(10): p. 2345-9.
42. Nagoba, B.S., Deshmukh, S.R., Wadher, B.J.Pathan, A.B.,
Bacteriological analysis of burn sepsis. Indian J Med Sci, 1999. 53(5): p.
216-9.
43. Neubauer, G., V.a.C.(R) therapy: economic issues of the health care
market. Zentralbl Chir, 2004. 129 Suppl 1: p. S122-4.
44. Neubauer, G.Ujlaky, R., The cost-effectiveness of topical negative
pressure versus other wound-healing therapies. J Wound Care, 2003.
12(10): p. 392-3.
45. Perletti, G., Wagenlehner, F.M., Naber, K.G.Magri, V., Enhanced
distribution of fourth-generation fluoroquinolones in prostatic tissue. Int J
Antimicrob Agents, 2009. 33(3): p. 206-10.
46. Philbeck, T.E., Jr., Whittington, K.T., Millsap, M.H., Briones, R.B., Wight,
D.G.Schroeder, W.J., The clinical and cost effectiveness of externally
applied negative pressure wound therapy in the treatment of wounds in
home healthcare Medicare patients. Ostomy Wound Manage, 1999.
45(11): p. 41-50.
47. Saravolatz, L.D.Leggett, J., Gatifloxacin, gemifloxacin, and moxifloxacin:
the role of 3 newer fluoroquinolones. Clin Infect Dis, 2003. 37(9): p.
1210-5.
48. Scheld, W.M., Maintaining fluoroquinolone class efficacy: review of
influencing factors. Emerg Infect Dis, 2003. 9(1): p. 1-9.
49. Scherer, S.S., Pietramaggiori, G., Mathews, J.C., Prsa, M.J., Huang,
S.Orgill, D.P., The mechanism of action of the vacuum-assisted closure
device. Plast Reconstr Surg, 2008. 122(3): p. 786-97.
50. Schipper, J., Ridder, G.J., Maier, W.Horch, R.E., The preconditioning
and prelamination of pedicled and free microvascular anastomised flaps
with the technique of vacuum assisted closure. Laryngorhinootologie,
2003. 82(6): p. 421-7.
51. Scimeca, C.L., Bharara, M., Fisher, T.K., Kimbriel, H., Mills,
J.L.Armstrong, D.G., Novel use of insulin in continuous-instillation
46
negative pressure wound therapy as "wound chemotherapy". J Diabetes
Sci Technol, 2010. 4(4): p. 820-4.
52. Thomas, M., Govil, S., Moses, B.V.Joseph, A., Monitoring of antibiotic
use in a primary and tertiary care hospital. J Clin Epidemiol, 1996. 49(2):
p. 251-4.
53. Van Bambeke, F.Tulkens, P.M., Safety profile of the respiratory
fluoroquinolone moxifloxacin: comparison with other fluoroquinolones
and other antibacterial classes. Drug Saf, 2009. 32(5): p. 359-78.
54. van der Linden, P.D., Sturkenboom, M.C., Herings, R.M., Leufkens,
H.G.Stricker, B.H., Fluoroquinolones and risk of Achilles tendon
disorders: case-control study. BMJ, 2002. 324(7349): p. 1306-7.
55. van der Linden, P.D., van de Lei, J., Nab, H.W., Knol, A.Stricker, B.H.,
Achilles tendinitis associated with fluoroquinolones. Br J Clin Pharmacol,
1999. 48(3): p. 433-7.
56. von Gossler, C.M.Horch, R.E., Rapid aggressive soft-tissue necrosis
after beetle bite can be treated by radical necrectomy and vacuum
suction-assisted closure. J Cutan Med Surg, 2000. 4(4): p. 219-22.
57. Wagenlehner, F.M., Kees, F., Weidner, W., Wagenlehner, C.Naber,
K.G., Concentrations of moxifloxacin in plasma and urine, and
penetration into prostatic fluid and ejaculate, following single oral
administration of 400 mg to healthy volunteers. Int J Antimicrob Agents,
2008. 31(1): p. 21-6.
58. Wagenlehner, F.M., Lunz, J.C., Kees, F., Wieland, W.Naber, K.G.,
Serum and prostatic tissue concentrations of moxifloxacin in patients
undergoing transurethral resection of the prostate. J Chemother, 2006.
18(5): p. 485-9.
59. Willy, C., Bergenthal, G., Diefenbeck, M., Dill-Muller, D., Ditterich, D.,
Fleck, T., Fleischmann, W., Gerngross, H., Grimm, A., Hallberg, H.,
Heller, G., Horch, R.E., Kamolz, L.P., Karl, T., Kelm, J., Kurvin, L.,
Kutschka, I., Labler, L., Lange, W., Lübken, F.v., Mauckner, P., Meiners,
S., Othman, T., Panfil, E.M., Rexer, M., Richter, C., Schiestl, C.,
Schönborn, A., Schofer, M., Stein, T.v., Trautvetter, R., Vogt, P.,
Volkering, C., Winter, A., Ziegler, U.Zöch, G., Die Vakuumtherapie:
47
Grundlagen, Indikationen, Fallbeispiele, praktische Tipps. 1. ed, ed. C.
Willy. 2005, Ulm: Willy, C. xxi, 351 p. : ill.
60. Yamaguchi, K.Ohno, A., Investigation of the susceptibility trends in
Japan to fluoroquinolones and other antimicrobial agents in a nationwide
collection of clinical isolates: a longitudinal analysis from 1994 to 2002.
Diagn Microbiol Infect Dis, 2005. 52(2): p. 135-43.
61. Zabraniecki, L., Negrier, I., Vergne, P., Arnaud, M., Bonnet, C., Bertin,
P.Treves, R., Fluoroquinolone induced tendinopathy: report of 6 cases. J
Rheumatol, 1996. 23(3): p. 516-20.
62. Zechiedrich, E.L., Khodursky, A.B.Cozzarelli, N.R., Topoisomerase IV,
not gyrase, decatenates products of site-specific recombination in
Escherichia coli. Genes Dev, 1997. 11(19): p. 2580-92.
63. Zhang, L., Li, X.Z.Poole, K., Fluoroquinolone susceptibilities of efflux-
mediated multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa,
Stenotrophomonas maltophilia and Burkholderia cepacia. J Antimicrob
Chemother, 2001. 48(4): p. 549-52.
64. Zoch, G., V.A.C.-therapy and laser-induced fluorescence of indocyanine-
green (IC-view), an assessment of wound perfusion in diabetic foot
syndrome. Zentralbl Chir, 2004. 129 Suppl 1: p. S80-1.
48
8 Abkürzungsverzeichnis
AG Aktiengesellschaft
AUC area under the curve
BMI Body Mass Index
b.w. body weight
CL Clearance
DNS Desoxyribonukleinsäure
E.coli Escherichia coli
EDTA Ethylendiamintetraacetat
Ex/Em Extinkion/Emission
GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung
GyrA Gyrase A-Untereinheit
GyrB Gyrase B-Untereinheit
HPLC High-Performance-Liquid-Chromatographie
I. S. Interner Standard
i.d.R. in der Regel
i.v. intravenös
IE internationale Einheit
max Maximum
min Minimum
MW Mittelwert
MXF Moxifloxacin
pH potentia Hydrogenii
49
PU Polyurethan
PVA Polyvinylalkohol
Q25 0,25 Quantil
Q75 0,75 Quantil
R Range
RNS Ribonukleinsäure
RSD Relative Standard Deviation
S Serum
S. agalacticae Streptokokkus agalacticae
S. aureus Staphylokokkus aureus
S. epidermidis Staphylokokkus epidermidis
S. pneumoniae Streptokokkus pneumoniae
SD Standard Deviation
t1/2 Halbwertzszeit
TNP topical negative pressure – topisch negative Druck
Tab. Tabelle
trac therapeutic regulated acurate care
UAW unerwünschte Arzneimittelwirkung
USA United States of America
V. Vena
V Volumen
VAC vacuum assisted closure
Vgl. Vergleich
50
WS Wundsekret
51
9 Anhang
9.1 Quelldaten
Tab. 10 Quelldaten: Kein Zeiteintrag bedeutet: Die Probennahme erfolgte protokollgemäß oder ist nicht dokumentiert. In diesem Fall wurde die Zeit gemäß Protokoll verwendet
Pat./Probe t Plasma
Wund
Sekret
Wund
Grund
Wund
Rand Pat./Probe t Plasma
Wund
Sekret
Wund
Grund
Wund
Rand
h µg/mL µg/mL µg/g µg/g h µg/mL µg/mL µg/g µg/g
P 2.1.0h 0,000 0,000 P 13.1 0h 0,000
P 2.1.1h 2,684 4,549 P 13.1.1h 2,6 2,913 0,239
P 2.1.12h 1,814 1,284 P 13.1.12h 13,8 0,986 0,767
P 2.1.24h 1,897 1,329 P 13.1.24h 23,3 0,430 0,429
P 2.5.6h Appl 1,0 2,365 1,297 P 13.5.0h
P 2.5.6h InfE 1,0 2,289 16,42 6,08 P 13.5.1h 1,8 3,627 1,954
P 3.1.0 h 0,000 P 13.5.6h 6,3 2,057 0,987
P 3.1.1 h 2,468 0,213 P 14.1 0h 0,000
P 3.1.12 h 0,432 0,412 P 14.1.1h 2,8 3,217
P 3.1.24 h 1,192 0,445 P 14.1.12h 12,3 1,498 0,939
P 5.1.0 h 0,000 P 14.1.24h 24,3 0,749 0,400
P 5.1.1 h 3,908 P 14.5.0h 15,3 0,289 0,195
P 5.1.12 h 1,769 1,229 P 14.5.3h 3,0 0,145 0,108
P 5.1.24 h 0,808 0,541 P 15.1 0h 0 0,000
P 5.2 0,623 0,357 P 15.1.1h 2,9 2,322 1,869
P 5.6.0h 0,586 0,677 P 15.1.12h 8,6 0,830 0,890
P 5.6.1h 3,653 0,554 P 15.1.24h 24,5 0,119 0,135
P 6.1.0 h 0,000 0,223 P 15.5.0h 17,0 0,323 0,445
P 6.1.1 h 1,0 5,166 4,512 P 15.5.3h 3,0 1,794 1,178
P 6.1.12 h 11,5 1,662 1,305 P 16.1 0h 0,000
P 6.1.24 h 3,994 1,243 P 16.1.1h 2,2 1,893 3,337
P 7.1.0 h 0,000 0,000 P 16.1.12h 11,7 1,270 1,065
P 7.1.1 h 2,149 0,816 P 16.1.24h 30,2 0,427 0,126
P 7.1.12 h 0,330 0,567 P 16.5.0h
P 7.1.24 h 0,078 0,108 P 16.5.9h 12,0 1,721 2,535
P 7.5.12 h 0,666 0,868 P 17.1.0h 0,000 0,000
P 7.10.0 h 0,126 0,348 P 17.1.1h 1,5 3,256 0,052
P 7.10.3 h 1,682 5,17 P 17.1.12h 11,5 0,923 0,708
P 8.1.0h 0,000 0,000 P 17.1.24h 24,5 0,195 0,139
P 8.1.1h 3,815 0,000 P 17.5.0h
P 8.1.12h 0,998 0,190 P 18.1.0h 0,000
P 8.1.24h 3,268 0,283 P 18.1.1h 3,0 1,939 1,917
52
P 8.5.0h 0,257 0,130 P 18.1.12h 9,5 1,169 0,659
P 8.5.1h 3,313 6,66 2,33 P 18.1.24h 25,3 0,376 0,176
P 9.1 0h 0,000 P 18.5.0h 26,5 0,400 0,212
P 9.1.1h 1,313 0,374 P 18.5.1h 5,947 5,89 10,09
P 9.1.12h 0,140 0,209 P 18.5.6h 6,0 1,440 1,578
P 9.1.24h 0,734 0,497 P 19.1.0h 0,000
P 9.5.0h 0,354 0,439 P 19.1.1h 1,8 4,508 4,383
P 9.5.1h 0,061 0,123 7,76 6,70 P 19.1.12h 13,0 1,088 0,329
P 10.1 0h 0,000 0,000 P 19.1.24h 25,5 0,366 0,333
P 10.1.1h 2,2 2,682 3,177 P 19.5.0h 26,0 0,245
P 10.1.12h 12,3 1,307 1,223 P19.5.6h 6,0 2,224 0,518 3,06 3,19
P 10.1.24h 25,0 0,453 0,478 P 20.1.0h 0,000
P 10.5.0h 15,3 0,713 0,650 P 20.1.1h 1,3 2,946 1,909
P 10.5.1h 2,3 2,164 1,793 P 20.1.12h 13,3 1,022 0,822
P 11.1 0h P 20.1.24h 25,0 0,561 0,489
P 11.1.1h 2,0 3,455 0,969 P 20.5.0h 24,5 0,558
P 11.1.12h 12,3 1,786 1,509 P 20.5.3h 3,0 2,516 1,016 11,07 15,05
P 11.1.24h 23,3 0,946 0,149 P 21.1.0h 0,000
P 11.5.0h 20,0 1,278 0,960 P 21.1.1h 1,3 3,715
P 11.5.9h 10,0 2,246 1,669 P 21.1.12h 11,8 1,188 0,388
P 12.1 0h 0,000 P 21.1.24h 23,5 0,413 0,148
P 12.1.1h 1,2 2,277 1,890 P 21.5.0h 24,7 0,296 0,126
P 12.1.12h 12,5 0,488 0,233 P 21.5.9h 9,0 1,503 0,820 2,61 1,05
P 12.1.24h 24,5 0,137 0,089
P 12.5.0h 30,0 0,571 0,156
.
53
9.2 Plasmakonzentrations-Zeit-Kurven
Die Linien (Abb. 20) geben den Konzentrations-Zeitverlauf bei der Anpassung
der Messerte an ein Einkompartiment-Modell wieder, unter der Annahme einer
Infusionszeit von 1h mit konstanter Geschwindigkeit (sofern nicht anders doku-
mentiert)
54
55
56
Abb. 18 Plasmakonzentrations-Zeit-Kurven der einzelnen Patienten
57
10 Danksagung
Herrn Prof. Dr. med. Raymund E. Horch danke ich für die Möglichkeit der Ers-
tellung dieser Dissertation in der Plastisch- und Handchirurgische Klinik der
Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg.
Mein besonderer Dank geht an Fr. Dr. med. Marweh Schmitz und PD Dr. med.
Elias Polykandriotis für die Themenstellung und Planung der Arbeit. Beide ha-
ben mich bei der Einarbeitung und Durchführung der Arbeit sehr gut unterstützt.
Ich konnte mich jederzeit mit Fragen an sie wenden.
Ebenfalls besonderen Dank gebührt Prof. Dr. Frieder Kees von der Fakultät für
Chemie und Pharmazie der Universität Regensburg welcher für die Analyse der
Proben mittels HLPC verantwortlich war, mich von pharmakologischer Seite
unterstützte und stets sehr hilfsbereit war.
Abschließend möchte ich mich bei meiner Familie und Freunden für die lang-
jährige Unterstützung während meines Studiums danken.