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“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL

MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”

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“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS

DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL


AUTORA:

Lorena Elizabeth Bermeo Castillo

DIRECTOR:

José Antonio Perales Vargas Machuca Ph.D

Cádiz – España

2011



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AGRADECIMIENTO

Mi especial agradecimiento por el apoyo brindado:

Primeramente a Dios, por regalarnos el don de la inteligencia y la sabiduría para enfrentar los

obstáculos presentados durante esta etapa.

A mis queridos padres y hermanos por el cariño, confianza y apoyo brindado en todo

momento, pero sobre todo por estar cada uno a su manera, respaldándome para alcanzar mis

objetivos.

A la Secretaria de Educación Superior Ciencia y Tecnología del Ecuador por haber confiado

en mi potencial y haberme apoyado con la beca que me ha dado la posibilidad de seguirme

preparando profesionalmente.

A la Universidad de Cádiz, coordinadores y profesores del Máster en Gestión Integral del

Agua, quienes nos han permitido formarnos en el ámbito profesional para adquirir las

competencias que nos permitan contribuir al desarrollo y mejoramiento de la gestión integral

del agua.

A la Universidad Técnica Particular de Loja por el apoyo brindado para cristalizar esta meta

profesional.

Al Doctor José Antonio Perales, por su don de gente y por haber confiado en mí,

proporcionándome su orientación para la exitosa culminación de esta tesis. Al grupo de

investigación de Tecnología del Medio Ambiente por su valioso apoyo.

A todos mis amigos y personas cuyo afecto y cariño han sido un respaldo y apoyo durante esta

importante etapa de estudios.

LORENA E. BERMEO CASTILLO



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DEDICATORIA

De manera especial a mis queridos padres Braulio

y América, por su inmensurable apoyo; a mis

Hermanos, mis Abuelitos, a mi novio, ya que sin

su apoyo y cariño no se habría podido cristalizar

esta etapa tan significativa para mi vida. A todos y

cada uno de ustedes mi gratitud y mi amor

infinito.

LORENA E. BERMEO CASTILLO



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ÍNDICE

Pág.

1. INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES 1

1.1. Biocombustibles a partir de microalgas 3

1.2. Tratamiento de aguas residuales con microalgas 5

1.3. Microalgas 7

1.4. Producción de la biomasa de microalgas 8

1.4.1. Fotobiorreactores 9

1.4.2. Estanques Raceway 10

1.5. Técnicas de recuperación de biomasa 11

1.5.1. Filtración y flotación 12

1.5.2. Coagulación-Floculación 12

1.5.3. Sedimentación por gravedad 13

1.5.4. Centrifugación 13

2. OBJETIVOS 15

2.1. Objetivo general 15

2.2. Objetivos específicos 15

3. MATERIALES Y MÉTODOS 16

3.1. Cepa de microalgas 16

3.1.1. Descripción de las especies 16

3.2. Medio de cultivo 18

3.2.1. Lugar de procedencia de la muestra 18

3.2.2. Características del agua residual 19

3.3. Condiciones de cultivo 19

3.4. Ensayo de centrifugabilidad 21

3.5. Métodos analíticos 23

3.5.1. Medición de la biomasa y pH del cultivo 23

3.5.2. Análisis de nutrientes 24

3.5.3. Análisis de Demanda química de oxígeno DQO 26

3.5.4. Otros análisis 26

3.6. Metodología para análisis de resultados 27



v

Pág.

3.6.1. Productividad 27

3.6.2. Equipos 28

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 30

4.1. Cinética de crecimiento de las microalgas 30

4.2. Eliminación de nutrientes del agua residual por las microalgas 35

4.3. La centrifugación como método de separación de la biomasa de microalgas 38

5. CONCLUSIONES 43

6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 44

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Contenido de aceite de algunas microalgas 4

Tabla 2. Características del agua residual 19

Tabla 3. Ecuación para cambio de absorbancia a mg/l de biomasa 23

Tabla 4. Equipos utilizados en el experimento 28

Tabla 5. Registro de biomasa durante el crecimiento de las microalgas 30

Tabla 6. Los parámetros cinéticos de crecimiento del modelo de Verhulst 32

Tabla 7. Datos de la curva de crecimiento de las microalgas modelizada mediante

STATISTICA 32

Tabla 8. pH de los cultivos 34

Tabla 9. Concentración inicial de nutrientes en los fotobiorreactores 35

Tabla 10. Concentración final de nutrientes en los cultivos en fase estacionaria 35

Tabla 11. Porcentaje de eliminación de N y P 36

Tabla 12. Eficiencia de separación de la biomasa de las microalgas 38

Tabla 13. Tiempo óptimo con más de 90% captura 41

Tabla 14. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos 42



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ÍNDICE DE FIGURAS

Pág.

Figura 1. Fotobiorreactores tubulares verticales 10

Figura 2. Sistemas abiertos Raceway 11

Figura 3. Chlorella vulgaris 17

Figura 4. Chlorella sorokiniana 17

Figura 5. Botryococcus braunii 17

Figura 6. Neochloris oleabundans 17

Figura 7. Scenedesmus oblicuus 18

Figura 8. Proceso de inoculación e inicialización del cultivo en los fotobiorreactores 20

Figura 9. a) Inicialización del cultivo; b) crecimiento de las microalgas 20

Figura 10. Preparación de los cultivos para separación biomasa 22

Figura 11. Montaje para ensayo de centrifugabilidad 22

Figura 12. Etapa de centrifugación, a). Antes del ensayo; b). Biomasa concentrada y

sobrenadante 22

Figura 13. Control de pH y Absorbancia en los cultivos de microalgas 24

Figura 14. Recta de calibración de nitritos 25

Figura 15. Recta de calibración de nitrato 25

Figura 16. Recta de calibración de amonio 25

Figura 17. Recta de calibración de fosfatos 25

Figura 18. Recta de calibración de la DQO 26

Figura 19. Curva de crecimiento de los cultivos de microalgas con datos

experimentales preliminares 31

Figura 20. Evolución de la biomasa 33

Figura 21. Gráfica de productividad de las microalgas 34

Figura 22. Porcentaje de eliminación de PPO4 en los fotobiorreactores 37

Figura 23. Porcentaje de eliminación de N en los fotobiorreactores 37

Figura 24. Eficiencia separación Neochloris oleoabundans 40

Figura 25. Eficiencia separación Botryococcus braunii 40

Figura 26. Eficiencia separación Scenedesmus oblicuus 40

Figura 27. Eficiencia separación Chlorella sorokiniana 40

Figura 28. Eficiencia separación Chlorella vulgaris 41

Figura 29. Eficiencia separación Bloom 41

Figura 30. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos 42



1

1. INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES

El deterioro del medio ambiente hoy en día no es una novedad. La contaminación de los

suelos, el agua y el aire, explotación desmedida de los recursos no renovables, son unos de

los pocos, pero preocupantes problemas que han propiciado un aumento del cambio

climático. El efecto invernadero provocado por las emisiones de gases como el dióxido de

carbono que se producen por la combustión de los combustibles fósiles es otro de los factores

que están produciendo graves consecuencias para la naturaleza.

Cuando hablamos de los combustibles fósiles, surge la incertidumbre sobre la sostenibilidad

del uso actual, ante la posible escasez del recurso en el futuro. Por lo tanto, los nuevos retos

consisten en buscar fuentes de energía limpia, alternativas y sostenibles que lleven de la

mano a impactos positivos para el medio ambiente y a la economía de la sociedad.

Actualmente, los biocombustibles en los que se ha invertido más esfuerzo son el etanol a

partir de caña de azúcar y del maíz y el biodiesel a partir de aceite de soja, canola, girasol,

palma de aceite. Sin embargo, la sostenibilidad de la producción de estos biocombustibles se

ha visto fuertemente cuestionada, principalmente porque la gran demanda de ellos requiere la

conversión del uso del bosques o áreas naturales en superficies agrícolas o incluso el uso de

superficies actualmente utilizadas para producción de alimentos (Majer et al., 2009). Las

investigaciones en este campo han llegado a determinar que los biocombustibles de tercera

generación obtenidos a partir las microalgas son considerados como una opción viable y una

fuente prometedora de energía debido a su alto potencial.

Pero además del uso que se les da a las microalgas como materia prima para generar

biocombustibles y otros productos químicos, productos farmacéuticos y aditivos alimentarios.

Las microalgas se presentan como una alternativa para la biorremediación de los medios

acuáticos ocasionados por problemas de eutrofización que sufren los medios acuáticos por la

descarga de las aguas residuales ricas en compuestos orgánicos y sustancias químicas

inorgánicas como fosfatos y nitratos. Las microalgas utilizan el agua residual como alimento

para potenciar su crecimiento. La ventaja es que mientras que las microalgas eliminan el



2

exceso de nutrientes en las aguas residuales, al mismo tiempo acumulan biomasa con elevado

valor, como materia prima para la producción de energía a un mejor costo.

Existen algunas especies de microalgas como Chlorella, Scenedesmus, Phormidium,

Botryococcus, Chlamydomonas, Neochloris oleoabundans y Spirulina para el tratamiento de

aguas residuales domésticas que se ha demostrado que son eficientes y se puede considerar

como un método prometedor (Olguín 2003, Chinnasamy et al, 2010, Liling 2011). Las

investigaciones realizadas por Chinnasamy et al, (2010) demostraron que un 15 grupo de

algas nativas mostraron más de un 96% de eliminación de nutrientes en aguas residuales

tratadas y la producción de Biomasa potencial y contenido de lípidos iban de 9.2-17.8

toneladas por año y 6.82% respectivamente.

Sin embargo, un obstáculo y un reto importante para la producción de biocombustibles y

coproductos a partir de las microalgas es su costo relativamente alto de producción, lo que se

espera que sea superada por la evolución de la tecnología. Como ocurre con muchos

procesos microbianos para la producción de bioactivos, la recuperación secundaria de los

productos de algas puede ser sustancialmente más cara que el cultivo de las algas. Por tanto,

las investigaciones actuales centran su atención en buscar el proceso más eficaz y sostenible

de cosechado de la biomasa de microalgas para asegurar que se puedan procesar grandes

volúmenes a un costo que no supere la producción de combustibles a partir de los

hidrocarburos.

En este estudio, se cultivo cinco especies de microalgas en agua residual de salida del

pretratamiento de la Depuradora del Torno de Chiclana de la Frontera en fotobiorreactores a

escala de laboratorio, y se ha controlado el crecimiento y la capacidad de eliminación de

Nitrógeno y Fósforo de cada una de estas especies. Las especies estudiadas son: Chlorella

vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chlorella

sorokiniana y un Bloom. Este estudio principalmente se centra en investigar la eficiencia de

la técnica de centrifugación para la separación de la biomasa y determinar la máxima

eficiencia frente al tiempo que alcanza cada una de las especies. De esta forma se logra



3

establecer cuál es la especie de microalga que se desarrolla mejor en agua residual y cuál es

la que mediante la técnica de centrifugación presenta mejores resultados como método de

separación de biomasa.

1.1. Biocombustibles a partir de microalgas

Durante los últimos 50 años, se han desarrollado numerosas investigaciones sobre microalgas

y la forma en que pueden ser utilizadas en una variedad de procesos y para la obtención de

productos importantes. Mata en el 2010 indica que el primer cultivo de microalgas a gran

escala se realizó en Japón por Nihon Chlorella en la década de los sesenta. Aumentando el

interés por el uso y aprovechamiento de las microalgas como energía renovables en 1970

durante la crisis del petróleo (Spalaore et al., 2006).

En USA a partir de 1978 se realizaron programas de investigación dedicados a los

combustibles alternativos renovables, incluido el biodiesel a partir de microalgas. Se estudió

la bioquímica y la fisiología de la producción de lípidos en las microalgas oleaginosas,

concluyendo que el uso de microalgas para la producción de biodiesel a bajo costo es

técnicamente factible, pero se dejo claro que todavía se necesita de estudios a largo plazo para

alcanzar altas productividades.

Los altos precios del petróleo crudo, empatado con los deseos de reducir la contaminación por

emisiones de gases de efecto invernadero han creado que en la actualidad exista especial

interés por la producción de biodiesel a partir de microalgas por parte de la empresa privada y

en los centros de investigación a nivel mundial, buscando optimizar: la productividad, las

mejores especies y los procesos de cultivo y cosechabilidad.

Los biocombustibles de primera generación, han sido extraídos principalmente de plantas

oleaginosas como el aceite de colza, el aceite crudo de palma, higuerilla, caña de azúcar,

remolacha azucarera, y el maíz, así como los aceites vegetales y grasas animales utilizando la

tecnología convencional. Pero en el caso particular del biodiesel la discusión se centra en los



4

impactos negativos generados sobre los bosques y la biodiversidad, por las grandes

extensiones de terreno que se necesitan para su producción; además, satisfacer la demanda.

Contrariamente a esto las microalgas contribuyen con un proceso económico en la generación

de los biocombustibles de tercera generación, porque contribuyen a cuidar el medio ambiente

y tienen múltiples ventajas sobre los biocombustibles de primera generación. Las microalgas

parecen ser la única fuente de biodiesel que tiene el potencial completo

desplazar el diesel fósil (Chisti, 2007).

Una alta productividad de biocombustibles depende de la tasa de crecimiento de algas y el

contenido de aceite de la biomasa de microalgas. Por lo tanto, se desean especies de

microalgas fotosintéticas que generen el más alto contenido de aceite. En la tabla 1 se presenta

el contenido de aceite de algunas microalgas para el análisis de las especies.

Tabla1. Contenido de aceite de algunas microalgas

Fuente: Biotechnology Advances, Chisti (2007).

En la actualidad los retos para la producción de biocombustibles a partir de microalgas radican

en mejorar la productividad de los lípidos que contiene la biomasa de las microalgas, ya que

este factor determina el costo del proceso de cultivo, mientras que la concentración de la

biomasa y el contenido celular de los lípidos, afectan significativamente el costo de los



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procesos de extracción y transformación. Por lo tanto, un proceso ideal debería permitir la

producción de lípidos a la más alta productividad celular, con el contenido más alto posible en

las células (Li et al., 2008).

Loera et al. (2010), manifiesta que los retos en el desarrollo de procesos para la producción de

biodiesel con microalgas consisten en:

Seleccionar las mejores cepas, en términos de máximo contenido de lípidos y máxima

productividad, mejor perfil de lípidos y adaptabilidad al tipo de agua a utilizar y a las

condiciones ambientales.

Establecer estrategias de cultivo adecuadas que permitan lograr la máxima

productividad de lípidos y de biomasa.

Seleccionar el tipo de reactor más adecuado o una combinación de ellos, para máxima

producción de biomasa al mínimo costo.

Lograr abatir los costos de cosecha, y una extracción de lípidos y su conversión a

biodiesel, mediante estrategias de mínimo costo.

1.2. Tratamiento de aguas residuales con microalgas

Como resultado del incremento de la agricultura, la industria y la población, aumenta el

volumen de desechos líquidos sin tratamiento vertidos a los ríos, arroyos, lagos y océanos, lo

cual provoca un gran deterioro ambiental en la flora y en la fauna y también para el hombre.

El tratamiento de aguas residuales es una prioridad importante para garantizar la

descontaminación ambiental y la salud pública.

La legislación Europea especifica que las aguas residuales deben recibir un tratamiento

adecuado previo a su descarga (91/2711/CEE, 1991). También se especifica los requisitos para

los vertidos procedentes de instalaciones de tratamiento de aguas residuales urbanas realizados



6

a medios acuáticos en zonas sensibles propensas a eutrofización, en las mismas que los límites

permisibles son de 2 mg/L y 15 mg/L para fósforo total y nitrógeno total respectivamente.

A través de los años se han desarrollado números procesos de tratamientos tanto físico,

químicos y biológicos para remover toda clase de contaminantes del agua residual, dentro de

los cuales se encuentra la eliminación y control de nutrientes, con el fin de tener un efluente

adecuado para su disposición final y la reutilización.

Los Procesos de tratamiento biológico son considerados los más ecológicos y los de menor

costo para tratar aguas residuales (Rawat et al., 2011). Estos procesos utilizan

microorganismos para descomponer las sustancias químicas, orgánicas, grasas, nutrientes

presentes en los residuos municipales. Dentro de estos microorganismos se encuentran las

microalgas, las mismas que han sido valoradas a través de los años como una alternativa eficaz

de tratamiento especialmente para nitrógeno y fósforo. La ventaja de usar microalgas para

depuración de aguas residuales es que mientras estos microorganismos se encargan de

eliminar el exceso de nutrientes y de liberar O2 en el ejercicio de la fotosíntesis, que garantiza

la biodegradación de los compuestos orgánicos, habrá abundante producción de biomasa

debido a los componentes esenciales que contienen las aguas residuales para el rápido

crecimiento de las microalgas.

Microalgas tales como Chorella, Scenedesmus, Botryococcus, Spirulina, Phormidium han sido

usadas para el tratamiento de aguas residuales provenientes de plantas de tratamientos

convencionales, aguas residuales industriales y residuos animales debido a su particular

tolerancia de las condiciones de los efluentes residuales y su alta eficiencia (Pittman et al,

2011).

Desde el punto de vista técnico, el cultivo de microalgas presenta algunas desventajas,

principalmente en el tratamiento de grandes volúmenes de agua residual, debido al frecuente

colapso del cultivo y a los cambios estacionales (Richmond, 2004). Así también, una de las

mayores limitantes en el sistema, es el cosechado o separación de biomasa desde el efluente

tratado. Se debe tomar en consideración que un proceso exitoso consiste en la separación



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eficiente de la biomasa de algas para la disposición final y reutilización del agua residual

tratada.

1.3. Microalgas

Falkowki en 1997 manifestó que las algas son reconocidas como una de las más antiguas

formas de vida. Las algas son plantas primitivas, es decir, que carecen de raíces, tallos y

hojas. Por otro lado la microalgas oleaginosas son microorganismos unicelulares fotosintéticos

que se desarrollan en medios acuáticos de agua dulce o agua de mar, con requerimientos

simples de crecimiento tales como luz, CO2, N, P y K, y otros oligoelementos de menor

importancia como B, Cu, Mn, Zn, Mo, Co, V y Se (Li et al., 2008). Las microalgas producen

lípidos, proteínas y carbohidratos en cantidades grandes en periodos de tiempos cortos. Son

capaces de fijar CO2 y liberar O2 a la atmósfera y representa los microorganismos que mayor

velocidad de crecimiento tienen.

Las principales ventajas de las microalgas mencionadas por Campbell, Chisti, Huntley, Li et

al., Khan et al., (citadas en Gouveia, 2011) son:

Las microalgas tienen mayor rendimiento de crecimiento y producción de biomasa por

hectárea, aproximadamente 3.8% frente a un 0.5% que producen los cultivos

energéticos convencionales a partir de plantas terrestres como caña de azúcar, palma,

maíz, etc. Requiere de 1.5 a 3.2 millones de hectáreas para satisfacer el 50% de las

demandas de energéticos de transportación en U.S.A. (Chisti, 2007).

Tienen una mayor capacidad de captar el CO2. Por ejemplo, por cada 100 ton de

microalgas producidas, se consumen 183 toneladas de CO2 (Chisti, 2007).

Son capaces de crecer en un medio líquido marino, o en aguas residuales, con lo que se

reduce el consumo de agua dulce para su producción.



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Se utiliza para la biorremediación de aguas residuales municipales e industriales para

el tratamiento de nitrógeno y fósforo.

La producción de biomasa no es estacional y puede ser cosechada por lotes casi todo el

año.

Las microalgas pueden ser cultivadas sin el uso de fertilizantes y pesticidas, lo cual

resulta en menos residuos y menos contaminación de la biomasa.

Las microalgas además de su utilidad como bioremediadores de aguas residuales

producen biomasa con un valor añadido generando coproductos o subproductos (por

ejemplo, proteínas, polisacáridos, pigmentos, los biopolímeros, alimentos para

animales, fertilizantes, etc.), además de ser una fuente de energía en la generación de

biocombustibles (combustible para aviones, gasolina de aviación, biodiesel, gasolina y

bioetanol).

Las microalgas están muy relacionadas con el desarrollo biotecnológico, debido a algunas de

sus características que las convierten en la fuente más prometedora de producción de

biocombustibles por encima de la mayoría de cultivos energéticos tradicionales. De hecho, ya

son muchas las personas que lo han corroborado, tanto científicos e investigadores con

muchos años de indagación en el tema.

1.4. Producción de la biomasa de microalgas

Cristi en 2007 expresó que la producción de biomasa de microalgas es generalmente más cara

que el crecimiento de los cultivos. La producción de biomasa de microalgas puede llevarse a

cabo en reactores cerrados, en estanques abiertos y canales con biomasa en suspensión y en

cultivos inmovilizados. Siendo los fotobiorreactores tubulares (sistemas cerrados) los únicos

métodos para la producción de microalgas a gran escala (Chisti, 2007).



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Para el crecimiento de las algas se requiere de luz, dióxido de carbono, agua y compuestos

inorgánicos. La temperatura ideal debe mantenerse entre los 20°C a 30°C. Para minimizar los

gastos en la producción de biodiesel se debe utilizar en lo posible la luz del sol disponible

gratuitamente, a pesar de las variaciones estacionales. Y es muy importante, que una

producción a gran escala de biomasa sea en continuo, ya que en este método de operación, el

medio de cultivo fresco se alimenta a una velocidad constante y esta misma cantidad de caldo

se retira de forma continua (Molina Grima, 2003); aprovechando la máxima cantidad de

biomasa que se podría perder por las noches debido a la respiración y el nivel de luz bajo.

Las características del crecimiento y la composición de las microalgas

Se sabe que dependen en gran medida de las condiciones de cultivo Chojnacka Márquez y

Rocha (citado en Chen, 2011). Hay cuatro grandes tipos de condiciones de cultivo de

microalgas: fotoautróficos, heterótrofos, mixotróficos y fotoheterotróficos. Los sistemas de

cultivo fotoautróficos cuando se usa la luz solar como fuente de energía y el carbono

inorgánico para formar energía a través de la fotosíntesis. Los cultivos en condiciones

heterotróficas significa que ciertas especies de microalgas pueden crecer en presencia de

carbono orgánico (como la glucosa, acetato, glicerol, fructosa,

sacarosa, lactosa, galactosa) y bajo condiciones de oscuridad (Liang

et al., 2009). En los cultivo de microalgas mixotróficos las microalgas son

capaces de vivir en cualquiera de las condiciones fototróficas o heterótricas. Por otro lado, los

cultivos fotoheterotróficos necesitan la luz y compuestos orgánicos como fuente de carbono.

1.4.1. Fotobiorreactores

Richmond en 2004 manifiesta que un Fotobiorreactor (PBR) es un sistema de cultivo para

microbios, algas o células de plantas. Para el caso de cultivo de las microalgas lo

definiremos como un sistema cerrado. Para este tipo de sistemas la luz no incide

directamente sobre la superficie del cultivo, pero tiene que pasar a través de las paredes

transparentes del reactor para llegar a las células cultivadas. Estos sistemas no permiten o

limitan el fuerte intercambio de gases y contaminantes (polvo, microorganismos, hongos,



10

etc), ofrecen protección contra la lluvia, lo que los hace ideales para la mayoría de especies

de microalgas que no se pueden mantener expuestos por demasiado tiempo al aire libre

porque sufren el riesgo de ser dominados por otras especies.

Existen tipos diferentes tipos de fotobiorreactores dentro de los cuales se encuentran los

tubulares ubicados verticalmente u horizontalmente, según sea el espacio de terreno

disponible y se diseñan según el fin para el que vayan a ser utilizados. Así también existen

diseños de placa plana.

1.4.2. Estanques Raceway

Los estanques raceway son sistemas de cultivo abiertos, son de forma elipsoidal con una

separación central que permite formar canales de poca profundidad en forma de circuito

cerrado; se mantiene en agitación mediante paletas giratorias y dependiendo del factor

económico cuentan con mecanismos para suministrar CO2 y nutrientes.

Estos sistemas abiertos son relativamente de bajo costo de construcción, de operación y

producción de biomasa, pero a su vez este costo se ve influenciado por las características

del suelo donde se implantará. Sin embargo, las desventajas son las siguientes: requieren

grandes extensiones de terreno, pérdidas de agua por evaporación en climas calientes y

secos y pérdida de CO2 por difusión a la atmósfera, contaminación con otras algas y/o por

Fig.1 Fotobiorreactores tubulares verticales



11

organismos, baja concentración celular, no todas las especies de microalgas se adaptan a

esta condición de cultivo.

Una manera de evitar algunas de las principales desventajas del uso de las lagunas abiertas

y de los fotobiorreactores, es optar por un cultivo que integra ambos sistemas, el sistema de

cultivo híbrido (Schenk et al., 2008).

1.5. Técnicas de recuperación de biomasa

Hay una amplia gama de métodos de cosecha que puede ser empleado para la recuperación de

biomasa de microalgas como la centrifugación, floculación, la sedimentación por gravedad y

filtración, o cualquier combinación de estos (Molina Grima, 2003). Se debe tomar en

consideración que la recuperación de la biomasa puede ser un importante problema debido al

pequeño tamaño (30 mm de diámetro) de las células de las algas y por tanto, se encuentran

diluidas en el agua. Por lo que se requiere manejar grandes volúmenes para recuperar un

porcentaje deseable de biomasa, lo cual contribuye al costo final de producción. Así también,

otro factor importante que influye es la energía, que sigue siendo una de las principales

limitantes, porque representa entre un 20% al 30% del costo final de producción (Gouveia,

2011).

Fig.2 Sistemas abiertos Raceway



12

A través de los años se ha demostrado que no existe un proceso universal para los métodos de

cosecha de la biomasa. Este tema sigue siendo un área activa de investigación, buscando

desarrollar una recolección apropiada y económica para todas las especies de microalgas, ya

que cada una tiene sus características particulares de densidad, tamaño, y la calidad de la

biomasa. El desafío consiste en concentrar las células de microalgas para que el caldo no sea

tan diluido.

1.5.1. Filtración y flotación

Los procesos de filtración para recuperación de microalgas se utilizan para especies de

microalgas de un tamaño mayor a 70 mm. Este método opera bajo presión o succión. Para

la recuperación de las células de algas menores a 30 mm se puede aplicar el principio de la

microfiltración y ultrafiltración con membranas, siempre y cuando los volúmenes de caldo

sean bajos de aproximadamente 2 m3/día o menores.

La flotación se basa en la captura de las células de las microalgas a través de la dispersión

de micro-burbujas de aire, lo cual lo hace más rentable que la floculación porque no se

utilizan productos químicos. A pesar de que este método es simple, existe evidencia muy

limitada de su uso como método de separación de la biomasa.

1.5.2. Coagulación-Floculación

Este proceso consiste en añadir al caldo determinados productos químicos conocidos como

floculantes con el objeto de favorecer la formación de partículas más grandes (Stokes) que

llevaran a una rápida sedimentación. Estos productos químicos coagulan las algas sin

afectar a su composición y la toxicidad del producto.

Las variables que afectan al proceso se encuentran el tipo de floculante, la dosis aplicada, el

pH del medio, el tiempo de agitación, y la especie de microalga. Los floculantes pueden ser



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de origen orgánico o inorgánico tales como: sulfato de aluminio, cloruro férrico, sulfato

férrico, y Polielectrólito.

En la mayoría las investigaciones realizadas hasta el momento los parámetros utilizados en

la prueba de jarras (Jar test) convencionales se han utilizado para evaluar la eficiencia de la

coagulación-floculación de los coagulantes en el tratamiento de las aguas superficiales y

aguas sintéticas. En todos los estudios los parámetros físicos como el gradiente de

velocidad lenta y el tiempo de mezcla, el gradiente de velocidad rápida y el tiempo de

mezclado se fijan de acuerdo a los valores estándar de la prueba de jarras para la

coagulación con sales de aluminio. Otros estudios que aborden la interacción entre los

parámetros físicos que afectan a la coagulación, como la turbidez, tipo de mezcla de

coagulante, tiempo de mezcla, la geometría de contenedores no han sido muy estudiados

(Giddde et al., 2008).

1.5.3. Sedimentación por gravedad

La sedimentación se aplica para separar microalgas en el agua y aguas residuales. La

densidad y el tamaño de las algas influyen en la decantación de los sólidos de microalgas.

La sedimentación tiene la desventaja de ser un método muy lento (0.1 a 2.6 m/h) (Choi et

al., 2006) y en ambientes de temperaturas altas la biomasa puede sufrir descomposición.

1.5.4. Centrifugación

La centrifugación es un método por el cual se separan sólidos de líquidos de diferente

densidad mediante una fuerza rotativa, la cual se imprime a la mezcla con una fuerza mayor

a la de la gravedad, provocando la sedimentación de los sólidos o de las partículas de

mayor densidad, para luego separar el sobrenadante por drenaje. Molina en 2003 realizó

pruebas de laboratorio utilizando una centrifuga y demostró que de 10 a 20 g de biomasa

se pudieron recuperar en un tiempo de 2 a 5 minutos. Sin embargo Knuckey et al. (2006) y

Molina (2003) concuerdan en que este es un método caro por la alta demanda de energía,

http://es.wikipedia.org/wiki/Mezcla

http://es.wikipedia.org/wiki/Fuerza

http://es.wikipedia.org/wiki/Gravedad



14

aproximadamente de 3.000 kW/ton (Benemann y Oswald, 1996). Además, el procesamiento

de una gran cantidad de cultura a través de la centrifugación es lento y costoso (Grima et al,

2003).

El uso de la centrifugación no es un concepto nuevo ya que el proceso es muy

utilizado en la industria alimentaria y para la recolección de algas (Golueke et al, 1965).

Durante los últimos años se observado demanda en los procesos de separación de alta

eficiencia para sólido-líquido aplicados a la bioingeniería y biotecnología (Egmont, 2010;

Molina Grima, 2003). En el campo de las microalgas, una de las etapas más costosas y

difíciles es la separación, ya que el volumen de las partículas o el gradiente de densidad

entre ellas y el líquido son pequeños. En estos casos, la centrifugación comparada con

otras técnicas es eficiente, al presentar un alto potencial de aclarar y muy buenos

rendimientos (Egmont, 2010).



15

2. OBJETIVOS

2.1. OBJETIVO GENERAL

Estudiar el cosechado de cultivos de microalgas en agua residual de la ciudad de Chiclana

de la Frontera mediante técnicas de centrifugado.

2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1. Cultivar cinco especies de microalgas y un Bloom en agua residual en

fotobiorreactores y controlar la cinética de crecimiento diariamente.

2. Determinar la máxima productividad de crecimiento de las microalgas en el agua

residual.

3. Separar la biomasa de microalgas del agua residual aplicando ensayo de

centrifugación a escala de laboratorio, para cinco tiempos diferentes y cinco

velocidades de giro diferentes.

4. Determinar el 90% eficacia frente al tiempo de centrifugado y la velocidad de giro del

equipo centrífugo, de las cinco especies de microalgas y el Bloom.

5. Determinar el porcentaje de eliminación de nutrientes (N, nitratos, nitritos, P) en el

agua residual diferentes especies de microalgas.



16

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Cepa de microalgas

En la realización de este trabajo se han utilizado las siguientes especies de microalgas:

Chlorella vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,

Chorella sorokiniana, obtenidas de la colección de microalgas del Departamento de Tecnología

del Medio Ambiente de la Universidad de Cádiz. Además también se ha cultivado un Bloom

que creció espontáneamente en el cultivo.

3.1.1. Descripción de las especies

Las cinco especies de microlgas estudiadas en esta investigación pertenecen al grupo de las

algas verdes fotosintéticas, son unicelulares y han sido utilizadas en las investigaciones

para probar su efectividad en el tratamiento de aguas residuales y la obtención de una

biomasa de alta calidad.

Scenedesmus suele ser una colonia plana cenobial de 4, 8 o 16 células dispuestas de forma

lineal, las células son de forma cilíndrica y tienen un terminal con espinas cortas y

mechones de pelos quitinosos o cerdas para captar nutrientes y disponer de suficiente luz

(Graham, 2000). Existen más de 100 especies de esta alga caracterizándose por el número

de células, el arreglo de las células. La microalga Scenedesmus oblicuus crece en medios

ligeramente ácidos y se sabe que crece en los Lagos de México lo que la hace disponible.

Botryococcus braunii consisten en colonias de mucílago de forma ovalada o esférica,

contiene numerosos glóbulos de lípidos (Graham, 2000). Este lípido, y su producción han

sido objeto de las investigaciones porque constituye una de las especies más aptas para la

generación de biocombustibles. Esta especie crece en lagos oligotróficos templados o

tropicales, estuarios, estanques. Además el Botryococcus braunii se caracteriza por su

capacidad de producir grandes cantidades de hidrocarburos que se encuentran en los

lípidos, es decir, compuestos muy reducidos que contienen solamente carbono e hidrógeno



17

como elementos, que se acumulan en sus paredes exteriores lo que hace fácil su

recuperación.

Chlorella es un género de alga verde unicelular, sus células tienen forma esférica y miden

de 2 a 10 μm de diámetro, no poseen flagelo. Es una especie de microalga que se reproduce

rápidamente a través de la fotosíntesis en medios autotróficos, heterotróficos y

mixotróficos. La Chlorella vulgaris es una de las especies más estudiadas e investigadas

como un recurso para reemplazar los combustibles fósiles y para alimento.

Fig.3 Chlorella vulgaris

Fig.4 Chlorella sorokiniana

Fig.5 Botryococcus braunii

Fig.6 Neochloris oleabundans

http://es.wikipedia.org/wiki/Metro#SI_prefijos_del_metro



18

Neochloris oleabundans es una especie de microalga verde que pertenece a la clase

Chlorophycea y Chlorococcacea. Se desarrolla en agua dulce. Debido a su alto contenido

en lípidos, se ha considerado como un organismo candidato para cosméticos y la

producción de biocombustibles.

Un Bloom de microalgas es un incremento rápido o acumulación de la población de algas

en un sistema acuático. Los Bloom de microalgas pueden ocurrir tanto en medioambientes

de agua dulce como en sistemas marinos o en cultivos cerrados por un exceso de nutrientes

particularmente fosforo y nitrógeno. En general, en un Bloom solo participa una o un

número limitado de especies de fitoplancton. Si bien no existe un valor límite oficial, en

general se considera que las algas se encuentran en un Bloom cuando su concentración es

del orden de cientos a miles de células por mililitro, dependiendo de la virulencia del brote.

3.2. Medio de cultivo

3.2.1. Lugar de procedencia de la muestra

La zona de recolección del agua residual fue la Depuradora del Torno ubicada en la ciudad

de Chiclana de la Frontera. La ciudad está ubicada a 20 kilómetros de la capital de la

provincia, Cádiz, al norte la ciudad hace frontera con los municipios de San Fernando y

Puerto Real. A 2011 cuenta con una población superior a 81000 habitantes. Su extensión

Fig.7 Scenedesmus oblicuus

http://es.wikipedia.org/wiki/Alga

http://es.wikipedia.org/wiki/Fitoplancton

http://es.wikipedia.org/wiki/C%C3%A1diz

http://es.wikipedia.org/wiki/San_Fernando_%28C%C3%A1diz%29

http://es.wikipedia.org/wiki/Puerto_Real



19

superficial es de 205.45 km². La temperatura media ronda los 13 °C, las máximas no llegan

a los 25 °C (en el mes de agosto) y las mínimas se sitúan en torno a los 5 °C (en enero).

Esta zona es turística principalmente en la época de verano donde su población se duplica.

3.2.2. Características del agua residual

Las características del agua residual se muestran en la Tabla 2. El agua residual ha sido

filtrada por una malla de 0.45 micrómetros para la determinación de su composición. A esta

agua residual no se le añadió ninguna fuente adicional de nutrientes.

Tabla2. Características del agua residual

PARÁMETROS ARU FILTRADA (mg/L)

PPO4 (mg/L) 6.991

NNO2 (mg/L) 0.037

NNH4 (mg/L) 59.001

NNO3 (mg/L) 0.411

DQO (mg/LO2) 14.906

Chiclana de la Frontera cuenta con dos estaciones depuradoras, una de ellas en el casco

urbano (El Torno) que inició su actividad en el año 1986, y la segunda en la zona de la

costa (La Barrosa), puesta en marcha en 1991. Estos dos centros de depuración tienen una

capacidad de tratamiento diario de más de 25.000 metros cúbicos de caudal.

La muestra de agua residual para el presente estudio fue tomada de la salida del

pretratamiento de la depuradora de El Torno.

3.3. Condiciones de cultivo

Las microalgas fueron cultivadas a nivel de laboratorio, en seis fotobiorreactores tipo pyrex de

2 litros esterilizados en autoclave a 120 °C. El procedimiento de inoculación consistió en llenar

los fotobiorreactores con 2 L de agua residual sin filtrar y añadirles: al primer reactor 200 ml

del inóculo de Chlorella vulgaris, y así sucesivamente de cada una de las especies

Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chorella sorokiniana

http://es.wikipedia.org/wiki/Temperatura

http://es.wikipedia.org/wiki/Agosto

http://es.wikipedia.org/wiki/Enero



20

en el respectivo reactor; el sexto reactor solo contuvo agua residual para que allí se desarrolle

alguna especie de microalga. Seguidamente, se homogenizo cada uno de los reactores y se los

llevo a la cámara de cultivo con control de temperatura, luminosidad y fotoperiodo para darle

las condiciones necesarias para el crecimiento de las microalgas. La agitación en los reactores

se logra por burbujeo mediante una bomba de aire, a razón de 1 vvm. Las condiciones de

cultivo fueron a 20 ± 0.2 °C y y fotoperiodo 14:10 (luz:oscuridad).

Fig. 9 a) Inicialización del cultivo; b) crecimiento de las microalgas

a) b)

Fig. 8 Proceso de inoculación e inicialización del cultivo en los fotobiorreactores



21

3.4. Ensayo de centrifugabilidad

Una vez que los cultivos de las microalgas alcanzaron la fase estacionaria de su crecimiento se

procedió a preparar el cultivo para separar la biomasa del agua residual por el método de

centrifugación, utilizando un protocolo de centrifugabilidad, validado por el laboratorio del

departamento de tecnología del medio ambiente.

El procedimiento utilizado fue el siguiente:

1. Igualamos por dilución la concentración de sólidos en suspensión de todos los cultivos

de las diferentes especies de microalgas a la más baja; para este caso todos los cultivos

se igualaron a una concentración de 0.6 g/L.

2. Tomamos 10 ml de muestra de cada reactor y medimos la biomasa en suspensión inicial

(Absi) por densidad óptica a 680 nm.

3. Se prepararon 25 tubos por cada cultivo de microalgas, llenos con 10 ml de muestra.

4. Se reproduce la etapa de centrifugación en una centrifuga analógica de velocidad

máxima de 4000 r.p.m. y temporizador de 0 - 30 min. La primera experiencia se realiza

a 1000 r.p.m. durante 2 minutos.

5. Seguidamente medimos la absorbancia del sobrenadante (Abs1000/2), por densidad óptica.

6. Calculamos la eficacia del proceso con: Eficacia = 100*(1- (Abs1000/2/Absi)).

7. Además, este protocolo se repite con cuatro velocidades de giro: 1500 r.p.m., 2500

r.p.m., 3500 r.p.m., y la máxima velocidad de giro del aparato; para cada velocidad de

giro se emplean cuatro tiempos de centrifugado: 3 min, 4 min, 5 min, 6 min. Este

procedimiento se realiza por cada cultivo de microalgas.

8. Los resultados obtenidos se representan gráficamente para cada especie de microalgas;

eficacia frente a tiempo de centrifugado para cada velocidad de giro. Se debe considerar

que las gráficas deben alcanzar más del 90% de captura.



22

9. Finalmente representamos los valores de tiempo (eje x) y velocidad de giro (eje y) que

dieron un 90% de eficacia para cada especie de microalga.

Fig. 11 Montaje para ensayo de centrifugabilidad Fig.10 Preparación de los cultivos para

separación biomasa

Fig. 12 Etapa de centrifugación, a). Antes del ensayo; b).

biomasa concentrada y sobrenadante.

a

)

b



23

3.5. Métodos analíticos

Se determino al inicio y al final del cultivo la temperatura, luminosidad, concentración de

nutrientes (nitratos, nitritos, amonio, y fosfatos) y DQO. Los análisis se han realizado: en agua

residual filtrada, en agua residual más microalgas después de la inoculación, en agua residual

más microalgas al finalizar su etapa de crecimiento.

3.5.1. Medición de la biomasa y pH del cultivo

El crecimiento de las microalgas fue supervisado diariamente midiendo la concentración de

la biomasa por densidad óptica a 680 nm en un espectrofotómetro (GENESYS 10 UV,

Thermo Scientific) como se muestra en la Fig. 13. La absorbancia obtenida fue transformada

a sólidos totales en suspensión SS en g/L que representan la concentración de biomasa en

los cultivos. Para encontrar la biomasa de SS se han utilizando rectas de calibrado donde se

correlaciona la concentración de la biomasa medida espectrofotométricamente con las

mediciones de biomasa gravimétrico; elaboradas para cada especie de microalga cultivada

en agua residual y que han sido otorgadas por el laboratorio de tecnología del medio

ambiente de experiencias similares.

Las ecuaciones de las rectas de calibrado son las siguientes:

Tabla 3. Ecuación para cambio de absorbancia a mg/l de biomasa.

ESPECIE DE MICROALGA ECUACIÓN R2

Chlorella vulgaris 1211.1

0254.0Abs)l/mg(Biomasa 680

0.999

Chlorella sorokiniana 8183.1

144.0Abs)l/mg(Biomasa 680 0.987

Botryococcus braunii 8802.0


0.990

Neochloris oleoabundans 6965.1

0078.0Abs)l/mg(Biomasa 680 0.978

Scenedesmus oblicuus 9136.0


0.984

Bloom 96.1


0.993



24

De la misma forma, se controlo el pH de los cultivos diariamente. Para la medición de este

parámetro se utilizo un pH-metro Crison GLF 21, como se presenta en la Fig. 13.

Tanto el control de la biomasa y el pH se efectuó hasta que los cultivos alcanzaron la fase

estacionaria de crecimiento.

3.5.2. Análisis de nutrientes

Los ensayos para determinar los nitritos NO2-, el amonio NH4

+, el nitrato NO3

-, fosfato

PPO4, se realizaron por método de espectrofotometría utilizando el espectrofotómetro

GENESYS 10 UV a diferentes longitudes de onda dependiendo del parámetro.

Nitrito NO2- se determinó siguiendo el procedimiento basado en las normas EPA 354.1,

APHA 4500-NO2-

B y DIN EN 26 777 D10, para aguas residuales.

Nitrato NO3- se obtuvo por el método especificado en Standard Methods de 1995. Los

iones de nitrato en una concentración de ácido sulfúrico reaccionan con un derivado del

ácido benzoico para formar un compuesto nitro rojo que se determina fotométricamente.

Fosfato PPO4, se determinó siguiendo el procedimiento basado en las normas EPA 365.2+3,

APHA 4500-PE, y DIN EN ISO 6878. Este método sirve para determinar ortofosfatos,

Fig. 13 Control de pH y Absorbancia en los cultivos de microalgas



25

mediante la reacción de los iones de ortofosfato con iones de molibdato formando acido

molibdofosfórico que toma una colación azul al adicionarle acido ascórbico.

Amonio NH4+

se analizó usando el procedimiento especificado en las normas EPA 350.1,

APHA 4500-NH3D, ISO 7150/1, y DIN 38406 E5.

Con los resultados obtenidos se elaboraron las rectas de calibrado para cada uno de los

parámetros, las mismas que nos permitieron encontrar la concentración del nitrato, nitritos,

amonio y fosfatos en miligramos litro de cada muestra.

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

0.000 0.050 0.100 0.150 0.200 0.250 0.300 0.350 0.400 0.450 0.500

Nitritos (NO2-)

Conc. (mg N-NO2/L)

Ab

s 5

25

y=2,726x-0,00117

R2= 0.997

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.000 1.000 2.000 3.000 4.000 5.000 6.000 7.000 8.000

Nitratos (NO3)

Conc. (mg N-NO3/L)

Ab

s 5

25

y=0,0927x-0,00111

R2= 0.996

Fig. 14 Recta de calibración de nitritos Fig. 15 Recta de calibración de nitratos

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

0.000 0.100 0.200 0.300 0.400 0.500 0.600 0.700 0.800 0.900 1.000 1.100 1.200

Amonio (NH4)

Conc. (mg N-NH4/L)

Ab

s 6

90

y=0,7899x-0,0304

R2= 0.989

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

0.000 0.200 0.400 0.600 0.800 1.000 1.200 1.400 1.600 1.800 2.000

Fosfatos (PPO4)

Conc. (mg N-PPO4/L)

Ab

s 8

80

y=0,7076x-0,0057

R2= 0.999

Fig. 16 Recta de calibración para amonio Fig. 17 Recta de calibración para fosfatos



26

3.5.3. Análisis de Demanda química de oxígeno DQO

El procedimiento para determinar la DQO se basa en las normas: EPA 410.4, Standard

methods D 5220, y ISO 15705. El método consiste en oxidar la muestra de agua con una

solución sulfúrica caliente de dicromato de potasio, con sulfato de plata como catalizador. El

cloruro es enmascarado con sulfato de mercurio. La concentración de iones verdes Cr3+

se

determina fotométricamente. Para este ensayo se utiliza un termoreactor en donde se

produce la digestión de las muestras por 2 horas a 120 °C, así también, un espectrofotómetro

para determinar los mg/L de DQO.

La recta de calibrado para DQO es la siguiente:

.

3.5.4. Otros análisis

Se realizó el registro de la temperatura al inicio del cultivo en termómetro digital

incorporado a la cámara de cultivo. También se midió la luminosidad al inicio del

experimento usando un sensor de luz Apogee Modelo SQ-200 con la que se obtuvo 150

mmol/m2s.

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

0.16

0 100 200 300 400 500

DQO

Abs

585

Conc. (mg DQO/L)

y=2836,1x-9,2336

R2= 0.997

Fig. 18 Recta de calibrado para la DQO



27

3.6. Metodología para análisis de resultados

3.6.1. Productividad

El parámetro utilizado para comparar los diferentes cultivos de microalgas ha sido la

capacidad de producción del reactor, definida ésta como la cantidad de biomasa producida

por unidad de tiempo y volumen de reactor. Una forma de calcular esta máxima capacidad

de producción es mediante la siguiente expresión:

mmmax XP Donde:

Pmax: Máxima productividad específica alcanzada en un reactor (mg SS*L-1

*h-1

)

µm = máxima velocidad específica de crecimiento (h-1

)

Xm = Máxima concentración de biomasa alcanzada en la fase estacionaria (mg SS/L)

Para poder obtener los valores de µm y Xm se ha optado por ajustar mediante el método

Quasi-Newton de regresión no lineal los datos experimentales obtenidos en los diferentes

cultivos al modelo logístico de crecimiento poblacional propuesto por Pierre Verhulst (1845,

1847). Usando el programa STATISTICA (Statsoft, Inc. La versión 7.0., 2004).

El modelo de Verhulst se basa en el principio de la función logística o curva logística que

modeliza la función sigmoidea de crecimiento de una población biológica. El estadio inicial

de crecimiento es aproximadamente exponencial; al cabo de un tiempo, aparece la

competencia entre algunos miembros de la población por algún recurso crítico ("cuello de

botella") y la tasa de crecimiento disminuye; finalmente, en la madurez, el crecimiento se

detiene.

En este modelo, la velocidad de crecimiento de la biomasa viene dada por la siguiente

expresión:

mm

X

X1X

dt

dX Donde: X = Concentración de biomasa en un instante t (mg SS/L)

http://es.wikipedia.org/wiki/Funci%C3%B3n_sigmoidea



28

La integración de esta expresión considerando X0 como la concentración de biomasa X para

t=0, da lugar a la siguiente expresión de X en función del tiempo de tipo sigmoidal que

puede representar las fases de latencia, exponencial y estacionaria del proceso de

crecimiento de la población de microalgas en un reactor en discontinuo.

tm00m

tmm0

eXXX

eXXX

A partir del ajuste de los datos experimentales a esta expresión, es posible determinar los

parámetros necesarios para el cálculo de la productividad del reactor.

3.7. Equipos

Los equipos más importantes utilizados para el desarrollo adecuado del experimento,

pertenecen al laboratorio del departamento tecnología del medio ambiente y son los que se

presentan en la tabla 4.

Tabla 4. Equipos utilizados en el experimento

FOTO NOMBRE FUNCIÓN

AUTOCLAVE

Esterilizar los

reactores para

cultivos



29


CAMARA DE

CULTIVO

IBERCEX

Dar a los cultivos las

condiciones

necesarias para su

crecimiento:

temperatura de

20 ±0.2 °C y

fotoperiodo de 14:10

(luz:oscuridad)

ESPECTOFOMET

RO GENESYS 10

UV, Thermo

Scientific

Medir la absorbancia

de:

Biomasa diaria

en los cultivos

Nitritos,

nitratos,

amonio,

fosfatos y DQO

pH-metro CRISON

Medición del pH

diario en los cultivos



30


CENTRIFUGA

ANALÍTICA

NAHITA

MODELO 2650

Centrifuga los tubos

con muestras de

cultivos para separar

la biomasa, a

diferentes

velocidades de giro y

variando el tiempo.

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Cinética de crecimiento de las microalgas

El monitoreo diario de los cultivo de microalgas han reportado los datos experimentales de su

crecimiento, representada como la concentración de sólidos totales en suspensión SS en g/L

que se presentan en la tabla 5.

BIOMASA DE MICROALGAS EN SOLIDOS EN SUSPENCIÓN

t (h) Botryococcus

braunii

Neochloris

oleoabundans

Scenedesmus

oblicuus

Chlorella

sorokiniana Bloom

t (h)

Chlorella

vulgaris

SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS(g/L)

0 0.24 0.19 0.32 0.11 0.130 0 0.206

18.50 0.19 0.13 0.13 0.08 0.049 20 0.243

41.75 0.16 0.14 0.23 0.13 0.083 43.50 0.335

65.50 0.16 0.12 0.46 0.24 0.076 62.0 0.486

138.50 0.14 0.37 1.43 0.62 0.072 85.00 0.924

161.50 0.15 0.40 1.08 0.76 0.064

186.50 0.21 0.56 1.35 0.84 0.094

208.75 0.27 0.62 1.53 0.88 0.113

231.33 0.34 0.61 0.92 0.127

265.33 0.43

0.202

288.83 0.60 0.269

306.83 0.66 0.301

335.33 0.82 0.483

Tabla 5. Registro de biomasa durante el crecimiento de las microalgas



31

De la misma forma se ha representado en la fig. 19 la curva de crecimiento elaborada con los

datos experimentales de las seis microalgas, en ella se exhibe en todos los experimentos una

fase de latencia seguido por una fase de crecimiento exponencial. Se observa que los cultivos

de Chlorella vulgaris, Chlorella sorokiniana y Scenedesmus oblicuus, alcanzaron la fase de

ajuste en el medio residual en un tiempo promedio de 40 horas, indicando una rápida

adaptación. No así, para el caso de los cultivos de Neochloris oleoabundans que alcanzo su

fase de adaptación a las 65 horas. Los cultivos que tuvieron un fase de adaptación de más de

100 horas y baja concentración de biomasa fueron el Bloom y Botryococcus braunii, esto

puede deberse a que esta especie de microalgas necesita un mayor contenido de nutrientes para

su crecimiento.

De esta forma de acuerdo con los datos experimentales, este estudio demuestra que las

cultivos de Chlorella vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus

oblicuus, Chorella sorokiniana pueden crecer en agua residual que ha sido sometida

únicamente a procesos de pretratamiento como medio de cultivo, como se informó

anteriormente (de-Bashán et al. 2004, Wang and Lan. 2011).

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1.20

1.40

1.60

1.80

0 50 100 150 200 250 300 350

Conc

entr

ació

n d

e B

iom

asa

(g/

L)

Tiempo (h)

Botryococcus braunii Neochloris oleoabundans Scenedesmus oblicuus

Bloom Chlorella sorokiniana Chlorella vulgaris

Fig. 19 Curva de crecimiento de los cultivos de microalgas con datos experimentales preliminares



32

Los datos de crecimiento experimental modelados por Verhulst han sido utilizados como los

resultados para fines de discusión de resultados. Los valores previstos por el modelo se

presentan en la tabla 6 y su representación gráfica en la fig. 20. Únicamente, se ha logrado

obtener las curvas para los cultivos Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,

Chlorella sorokiniana que son los que alcanzaron su fase de crecimiento estacionario,

obteniendo así las variables de máxima velocidad específica de crecimiento μm y máxima

concentración de biomasa alcanzada en la fase estacionaria Xm, con los que se calculó de la

productividad en los fotobiorreactores, se presentan en la tabla 6.

Tabla 6. Los parámetros cinéticos de crecimiento del modelo de Verhulst

CULTIVOS

Neochloris

oleoabundans

Scenedesmus

oblicuus

Chlorella

sorokiniana

X0 (g SS/L) 0.101 0.050 0.061

Xm (gSS/L) 1.076 1.274 0.978

μm (h-1

) 0.011 0.043580 0.023958

R 0.9701 0.9214 0.998

Productividad (gSS/L día) 0.30 1.33 0.56

Tabla 7. Datos de la curva de crecimiento de las microalgas modelizada mediante STATISTICA

Neochloris

oleoabundans

(g/L)

Neochloris

oleoabundans

MODELIZADOS

(g/L)

Scenedesmus

oblicuus

(g/L)

Scenedesmus

oblicuus

MODELIZADOS

(g/L)

Chlorella

sorokiniana

(g/L)

Chlorella

sorokiniana

MODELIZADOS

(g/L)

0.191 0.101 0.316 0.050 0.115 0.061

0.127 0.123 0.130 0.107 0.079 0.092

0.144 0.155 0.231 0.257 0.128 0.149

0.119 0.196 0.461 0.530 0.237 0.236

0.369 0.367 1.433 1.204 0.623 0.632

0.403 0.434 1.077 1.248 0.761 0.744

0.562 0.511 1.346 1.265 0.838 0.834

0.618 0.580 1.532 1.271 0.879 0.888

0.605 0.649 - 1.273 0.921 0.923



33

Los valores más altos de productividad se obtuvieron para el cultivo de Scenedesmus oblicuus

y Chlorella sorokiniana siendo 1.33 g/L día y 0.56 g/L día como se muestra en la fig. 21. El

cultivo de Neochloris oleoabundans es el cultivo que más baja productividad ha presentado

con respecto a las dos especies anteriores con una valor de 0.3 g/L día debido a que tiene una

baja velocidad de crecimiento y baja concentración de biomasa. Por tanto, para este estudio, la

especie de microalga que ha tenido un rápido crecimiento y alta productividad es Scenedesmus

oblicuus, lo que la convierte en una buena opción para

tratamiento de aguas residuales urbanas, como lo han comprobado otros autores (Núñez 2001,

Ruiz-Marin 2008).

Fig. 20 Evolución de la biomasa. Los símbolos son datos experimentales. Las líneas solidas sin

símbolo son los datos modelados. La línea sólida con puntos son los cultivos que no han sido

modelados.

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1.20

1.40

1.60

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250

Co

ncen

tra

ció

n d

e

Bio

ma

sa

(

g/L

)

Tiempo (h)

Neochloris oleoabundans

Scenedesmus oblicuus

Chlorella sorokiniana

Neochloris O. Modelizada

Scenedesmus O. modelizada

Chlorella S. modelizada

Botryococcus braunii

Bloom

Chlorella vulgaris



34

Los valores de pH al inicio y al final del cultivo de las microalgas se presentan en la tabla 8, se

puede evidenciar que los valores al inicio del experimento no sobrepasan 7.6 y van

aumentando a medida que pasan los días hasta llegar a valores al finalizar de hasta 9.6. que

hacen al medio alcalino lo que ha potenciado el aumento el crecimiento y producción.

Los valores de pH alto cercanos a 9 puede conducir a la precipitación de fosfato en el medio

por la formación de fosfatos de calcio, por tanto es razonable la conclusión de que la

eliminación de fósforo se debe tanto a la absorción metabólica de las algas y a la precipitación

de fosfato según lo han manifestado algunos autores en otras investigaciones (Borowitzka,

1988; Larsdotter, 2006; Núñez, 2001).

Tabla 8. pH de los cultivos

Especie de microalga pHinicial pHfinal

Neochloris oleoabundans 7.58 8.70

Scenedesmus oblicuus 7.58 9.26

Botryococcus braunii 7.57 9.57

Chlorella sorokiniana 7.63 8.93

Bloom 7.58 7.90

Chlorella vulgaris 7.28 9.05

Fig. 21 Gráfica de productividad de las microalgas

0.30

1.33

0.56

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1.20

1.40

1.60

Neochloris oleoabundans Scenedesmus oblicuus Chlorella sorokiniana

Pro

du

ctiv

ida

d (

g/L

.día

)

Especie de microalga



35

4.2. Eliminación de nutrientes del agua residual por las microalgas

Mediante los análisis efectuados al inicio y al final de los experimentos se han determinado

amonio, nitritos, nitratos y fosfatos, los mismos que se presentan en la tabla 9 y tabla 10

respectivamente. Para este estudio no ha sido necesario seguir la evolución de estos

parámetros de forma diaria, ya que el objetivo general del estudio es otro. Sin embargo, se ha

logrado determinar que ha ocurrido con las concentraciones de estos nutrientes durante el

proceso.

Tabla 9. Concentración inicial de nutrientes en los fotobiorreactores

CULTIVO CONCENTRACIÓN (mg/L)

PPO4 NNO2 NNH4 NNO3 Ni

Neochloris oleoabundans 7.175 0.147 60.520 0.799 61.466

Scenedesmus oblicuus 6.624 0.240 52.924 0.659 53.823

Botryococcus braunii 7.133 0.239 55.393 0.454 56.086

Chlorella sorokiniana 7.175 0.199 55.678 0.465 56.342

Bloom 7.387 0.154 65.837 0.767 66.758

Chlorella vulgaris 5.804 0.080 56.532 0.605 57.217

Los valores en rojo sobrepasan la normativa para descarga a medios acuáticos en zonas

sensibles para N y P que son 15 mg/L y 2 mg/L respectivamente.

Tabla 10. Concentración final de nutrientes en los cultivos en fase estacionaria

CULTIVO CONCENTRACIÓN (mg/L)

PPO4 NNO2 NNH4 NNO3 Ni

Neochloris oleoabundans 0.206 22.078 0.046 5.923 28.047

Scenedesmus oblicuus 0.011 0.752 0.050 0.271 1.073

Botryococcus braunii 0.093 19.675 5.450 6.150 31.275

Chlorella sorokiniana 0.326 3.280 0.063 1.522 4.865

Bloom 1.729 31.879 0.060 7.444 39.383

Chlorella vulgaris 0.271 6.912 2.204 2.795 11.911

Los valores en rojo sobrepasan la normativa para descarga a medios acuáticos en zonas

sensibles N y P que son 15 mg/L y 2 mg/L respectivamente.

La concentración de fosfatos se ha eliminado en casi todos los cultivos con más del 95% de

eficiencia, indicándonos que las especies de microalgas han absorbido el fósforo del agua

residual para su crecimiento. El experimento que mayor eficiencia tiene es el que contenía



36

Scenedesmus oblicuus reduciendo el fósforo de 6.62 mg/L a 0.011 mg/L en 8.7 días. En el

caso del cultivo del Bloom solo se ha conseguido una disminución de 5.8 mg/L a 1.73 mg/L

que representa un 76.59% en 14 días. Se ha comprobado que la remoción de fósforo ha sido la

especificada en otros estudios para las diferentes especies de microalgas (Ruiz et al, 2011;

Wang & Lan, 2011; Boelee et al, 2011).

En el caso del nitrógeno de amonio NNH4 los resultados indican que ha sido consumido por

las microalgas en todos los cultivos, consiguiéndose una eliminación mayor al 90%. No así

para el caso de los nitritos y los nitratos en los cuales se ha producido un aumento en la

concentración en todos los cultivos a excepción del fotobiorreactor que contenía Scenedesmus

oblicuus en el que se ha producido una disminución de nitrato de 0.66 mg/L a 0.27 mg/L. El

aumento en la concentración de nitrito ha sido elevada en los cultivos de Neochloris

oleoabundans sugiere que la nitrificación parcial podría haber ocurrido, caso similar ha

ocurrido en los cultivos de Botrycoccus braunii y el Bloom. Por lo que se supone que en el

conjunto de fotobiorreactores el amonio y el fósforo han sido absorbidos por las microalgas,

durante todo el tiempo de cultivo.

Se ha considerado un balance de las diferentes formas de nitrógeno para hacer una estimación

del porcentaje de eliminación en cada uno de los cultivos, estos resultados se presentan en la

tabla 11 y en las fig. 22 y 23.

Tabla 11. Porcentaje de eliminación de N y P

Especie de microalga PPO4

(mg/L)

N

(mg/L)

Scenedesmus oblicuus 99.84 98.01

Botryococcus braunii 98.70 44.24

Neochloris oleoabundans 97.13 54.37

Chlorella sorokiniana 95.46 91.37

Chlorella vulgaris 95.33 79.18

Bloom 76.59 41.01



37

Con la especie de Scenedesmus oleoabundans se ha conseguido una alta eliminación de N de

98%, seguida del cultivo de Chlorella sorokiniana con 91.37% y Chlorella vulgaris con

79.18%. Con la especie que no se ha tenido resultados favorables ha sido con el Bloom y

Botrycoccus braunii.

También es importante mencionar que se ha conseguido cumplir con los rangos que indica la

normativa europea para descarga de vertidos tratados a los medios acuáticos. En el caso del

fósforo se ha conseguido valores bajo 1.7 mg/L. En el caso del N se ha conseguido buenos

resultados para los casos de los experimentos cultivados con Chlorella vulgaris, Chlorella

sorokiniana y Scenedesmus oblicuus. Para el caso de Neochloris oleoabundans, Bloom y

Botryococcus braunii se tiene valores mayores a 28 mg/L que superan los 15 mg/L permitidos,

esto puede deberse a la baja remoción de nitratos y nitritos y a las altas concentraciones de

amonio presentes en el medio de cultivo.

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

%

eli

min

ació

n

Cultivos

PPO4 (mg/L)

Fig. 22 Porcentaje de eliminación de PPO4 en

los fotobiorreactores durante el tiempo de cultivo.

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

%

eli

min

ació

n

Cultivos

N (mg/L)

Fig. 23 Porcentaje de eliminación de los

componentes de N en los fotobiorreactores

durante el tiempo de cultivo.



38

4.3. La centrifugación como método de separación de la biomasa de

microalgas

Se conoce ampliamente que uno de los cuellos de botella y retos a vencer más importante

respecto a la producción de biomasa microalgal y de metabolitos en particular, consiste en la

cosecha y extracción de los mismos. Incluso, en procesos de tratamiento de aguas con

microalgas, el costo de la cosecha determina la viabilidad económica de todo el proceso

(Olguín, 2003).

Los datos experimentales del ensayo de centrifugación, representados como la absorbancia del

sobrenadante han sido transformados a biomasa en sólidos en suspensión (g/L).

El cálculo de la eficacia de separación de las microalgas del caldo se presenta en la tabla 12.

Tabla 12. Eficiencia de separación de la biomasa de las microalgas

EFICACIA (%) - Neochloris oleoabundans

t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm

2 56.79 31.01 87.62 94.97 94.97

3 58.73 28.44 83.72 93.02 97.63

4 56.34 25.25 85.93 96.12 96.65

5 39.78 26.22 93.73 98.07 95.50

6 87.70 96.21 93.02 92.93 96.21

EFICACIA (%) - Chlorella sorokiniana


2 51.73 23.07 96.06 93.31 95.20

3 54.41 19.21 94.17 91.26 90.16

4 45.59 18.82 99.21 91.18 91.89

5 35.67 21.18 94.41 92.05 91.34

6 94.57 98.74 98.27 90.47 90.87

EFICACIA (%) - Scenedesmus oblicuus


2 96.89 91.07 94.12 92.95 91.67

3 98.91 83.62 95.19 92.63 91.46

4 95.61 81.59 93.48 92.20 91.35

5 97.85 70.09 96.46 91.35 91.78

6 94.33 93.27 97.42 92.10 92.31



39

EFICACIA (%) - Chlorella vulgaris


2 87.04 86.03 90.59 93.37 91.85

3 91.22 81.98 93.88 91.60 91.60

4 83.12 87.04 92.36 94.26 94.13

5 89.32 92.74 92.99 96.03 92.48

6 86.79 91.60 93.62 91.09 94.64

EFICACIA (%) - Bloom


2 98.13 95.84 96.84 99.71 97.42

3 97.77 96.66 99.41 97.95 98.89

4 97.42 97.89 98.89 99.41 99.82

5 97.72 96.60 99.41 99.94 98.83

6 97.36 97.66 99.59 98.89 99.71

El trabajo experimental se llevó a cabo para determinar la eficacia de la

recuperación, la comparación entre las especies usadas y una estimación del consumo de

energía que se produciría.

Los resultados de eficacia de separación de las células de la microalga Neochloris

oleoabundans y la fig. 25 muestran que se consigue un 90% de captura a partir de la

aplicación de una velocidad de giro de 2500 rpm durante 5 min. Para los experimentos con

menor velocidad de giro no se ha conseguido una buena separación de la biomasa.

En el caso de la especie de Chlorella sorokiniana tampoco se consiguió una alta eficiencia de

captura al aplicar bajas velocidades de giro de entre 1000 rpm y 1500 rpm. Como se muestra

en la fig. 27, se obtienen mejores resultados al aplicar 2500 rpm en un tiempo corto de 2 min

lo cual implicaría menor consumo energético que se aplica 1000 rpm durante 6 min donde

también se obtiene 90% de eficacia.

EFICACIA (%) - Botryococcus braunii


2 92.70 87.24 97.19 99.49 96.44

3 91.53 91.92 99.53 97.97 95.87

4 92.70 95.43 97.58 98.13 96.96

5 96.02 90.36 99.10 97.35 98.97

6 97.19 96.02 98.71 98.95 98.39



40

Con Chlorella vulgaris se ha conseguido separar la biomasa de microalgas del líquido residual

con una eficacia > 90% empleando un mínimo de 1500 rpm en 5 minutos o 2500 rpm en 2

min. Lo cual indica que no se requiere de grandes velocidades de giro ni de tiempos largos.

Fig. 24 Eficiencia separación Neochloris oleo.

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6

Efic

ien

cia

(

%)

t (min)

NEOCHLORIS OLE.

1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm

Fig. 25 Eficiencia separación Botrycoccus bra.

80

85

90

95

100

1 2 3 4 5 6

Eficien

cia (

%)

t (min)

BOTRYOCOCCUS BRAUNII


Fig. 26 Eficiencia separación Scenedesmus obli. Fig. 27 Eficiencia separación Chlorella sorok.

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6

Eficien

cia

(

%)

t (min)

SCENEDESMUS OBLICUUS


10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6

Eficien

cia

(

%)

t (min)

CHLORELLA SOROKINIANA




41

Con las especies de microalgas que se han obtenido excelentes resultados han sido con el

Bloom de microalgas, Scenedesmus oblicuus y Botrycoccus braunii. Se obtuvo una eficiencia

>90% de captura de las células al aplicar un mínimo de 1000 rpm en 2 min, lo cual representa

que estas especies tienen una buena velocidad de sedimentación al ser más densas. Además,

representa un mayor ahorro de energía y de costos al momento de aplicar la técnica de

centrifugación para separación de biomasa, considerando que este método es relativamente

más caro que otros según lo manifiesta Molina Grima en 2003.

En la tabla 13 se presenta un resumen de los tiempos óptimos con los que se alcanzo un 90%

de eficacia para las cinco velocidades de giro escogidas para estos experimentos, por especie

de microalgas.

Tabla 13. Tiempo óptimo con más de 90% captura

ESPECIE DE

MICROALGA

Tiempo óptimo con más de 90% captura


Neochloris oleoabundans 6 min 6 min 5 min 2 min 2 min

Chlorella sorokiniana 6 min 6 min 2 min 2 min 2 min

Scenedesmus oblicuus 2 min 2 min 2 min 2 min 2 min

Chlorella vulgaris 3 min 5 min 2 min 2 min 2 min

Bloom 2 min 2 min 2 min 2 min 2 min

Botryococcus braunii 2 min 3 min 2 min 2 min 2 min

Fig. 28 Eficiencia separación Chlorella vulgaris

80

90

100

1 2 3 4 5 6

Efic

ien

cia

(

%)

t (min)

CHLORELLA VULGARIS


Fig. 29 Eficiencia separación Bloom

85

90

95

100

1 2 3 4 5 6

Efic

ien

cia

(

%)

t (min)

BLOOM




42

Los valores de la tabla 13 nos sirven para establecer una relación entre la velocidad de giro y

el tiempo que se necesita para lograr la recolección de algas con la recuperación de más

del 90%. Esto nos dará una idea de la potencia que consume la centrifuga y la energía

consumida. De esta forma, se observa en la tabla 14 y en la fig. 30 que los resultados más

favorecedores son para el caso de las especies Scenedesmus oblicuus, Bloom, Botryococcus

braunii en los que se han obtenido una eficiencia mayor al 90% a una velocidad de revolución

baja en un tiempo corto de 2 min obteniendo un rpm*t de 2000, que representa una baja

potencia y bajo consumo de energía.

Para el caso de las especies Neochloris oleoabundans, Chlorella sorokiniana, comparados con

las demás especies son las que necesitan una mayor velocidad de giro recompensado con un

bajo tiempo de residencia, o viceversa.

Tabla 14. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos

ESPECIE DE MICROALGA rpm * t Neochloris oleoabundans 6000 9000 12500 7000 8000

Chlorella sorokiniana 6000 9000 5000 7000 8000

Scenedesmus oblicuus 2000 3000 5000 7000 8000

Chlorella vulgaris 3000 7500 5000 7000 8000

Bloom 2000 3000 5000 7000 8000

Botryococcus braunii 2000 4500 5000 7000 8000 Las celdas en naranja representan las mejores condiciones para cada especie.

Fig. 30 Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

rpm

*t

Especie de microalga



43

5. CONCLUSIONES

La especie que presentó un crecimiento más rápido fue Scenedesmus oblicuus

alcanzando la máxima productividad de 1.33 gSS/L día de entre todos los

experimentos.

Los efluentes de las plantas de tratamiento de aguas residuales de salida de

pretratamiento son adecuados como medio de cultivo de las especies Chlorella

Vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,

Chorella sorokiniana. Es indicada para que se desarrolle un Bloom de microalgas

siempre y cuando se enriquezca a este último con nutrientes que aseguren un mejor

crecimiento.

Un porcentaje de eliminación >90% de fósforo y amonio del agua residual se ha

conseguido cultivando las especies Chlorella Vulgaris, Botryococcus braunii,

Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chorella sorokiniana.

La tecnología del uso de microalgas para la eliminación de nutrientes de aguas

residuales podría convertirse en una potencial alternativa ante los tratamientos

biológicos convencionales, optimizando el consumo de energía que se consume en los

procesos de nitrificación.

La eficacia de separación celular de un caldo de microalgas aplicando la

centrifugación depende en gran medida de las especies que se utilice y generalmente

valores de tiempo entre dos a tres minutos y velocidades de giro de entre 1000 rpm a

2000 rpm son suficientes.

El método de Verhulst se ajusta muy bien para el análisis estadístico de datos de

crecimiento de microalgas, siempre y cuando los cultivos alcancen su fase estacionaria.



44

6. REFERENCIAS

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