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GIZY ANDRIAMANANTENA Alma
FACTEURS DE RISQUE LIES A L’INFECTION AU PLASMODIUM VIVAX
CHEZ LES SUJETS DUFFY NEGATIF A AMPASIPOTSY
TSIROANOMANDIDY
Thèse pour l’obtention du Diplôme d’Etat de Docteur en Médecine
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DE MEDECINE
Année : 2016 N :8913
FACTEURS DE RISQUE LIES AU PLASMODIUM VIVAX CHEZ LES SUJETS DUFFY NEGATIF A AMPASIPOTSY TSIROANOMANDIDY
THESE
Présentée et soutenue publiquement le 24 juin 2016
à Antananarivo
Par
Monsieur GIZY ANDRIAMANANTENA Alma
Né le 28 Aout 1988 à Manakara
Pour obtenir le grade de
DOCTEUR EN MEDECINE (Diplôme d’Etat)
Directeur de Thèse : Professeur RAKOTOMANGA Jean de Dieu Marie
MEMBRES DU JURY
Président : Professeur RAKOTOMANGA Jean de Dieu Marie
Juges : Professeur ANDRIANASOLO LazasoaRadonirina
ProfesseurRAKOTONIRINA El-C Julio
Rapporteur : Docteur RATSIMBASOA Claude Arsène
DEDICACES ET REMERCIEMENTS
A Dieu Eternel !
« Seigneur je Te remercie de tout mon cœur et mon esprit pour tout ce que Tu as fait et
fera pour moi notamment pour l’aboutissement de cette étude, laquelle est une étape
importante dans mon existence».
A mon Père,
«Merci beaucoup pour tout Papa : Tu as été toujours là pour moi et sans toi je n’aurais
jamais pu finir mes études. Etant un grand scientifique, tu m’as toujours guidé sur le
bon chemin ».
A la mémoire de ma Mère,
«De longue date tu es partie pour un monde meilleur, mais pour moi tu as toujours été
présente et a veillé sur moi : Je t’aime Maman».
A mes deux frères et ma petite sœur
«Vous pourrez toujours compter sur mon soutien : Je vous souhaite le meilleur».
A tous les membres de ma famille, petits et grands
«Merci pour tout, je vous dédie cet humble travail »
A tous mes collègues de promotion et amis.
« Pour cette décennie partagée agréablement »
A NOTRE MAITRE PRESIDENT ET DIRECTEUR DE THESE
Monsieur le Docteur RAKOTOMANGA Jean de Dieu Marie
Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherches en Santé
Publique à la Faculté de Médecine d’Antananarivo,
Directeur Général de l’Institut National de Santé Publique et Communautaire
(INSPC)
« Cher Maître, je Vous remercie infiniment d’avoir accepté de diriger ma thèse,
laquelle n’aura pas eu lieu sans votre aval. Malgré l’importance des responsabilités qui
Vous incombent, Vous m’avez toujours accordé du temps et réservé un meilleur
accueil».
A NOS MAITRES ET HONORABLES JUGES DE THESE
Monsieur le Docteur ANDRIANASOLO RadonirinaLazasoa
Professeur d’Enseignement Supérieur et de Recherches en Maladies Infectieuses à
la Faculté de Médecine d’Antananarivo.
Monsieur le Docteur RAKOTONIRINA El-C Julio
Professeur d’Enseignement Supérieur et de Recherches en Santé Publique –
Epidémiologie à la Faculté de Médecine d’Antananarivo.
« Chers Maîtres, je Vous présente les résultats de mes recherches tout en vous
témoignant mon profond respect et ma totale reconnaissance. »
A NOTRE MAITRE ET RAPPORTEUR DE THESE
Monsieur le Docteur RATSIMBASOA Claude Arsène
• Maître de conférences à la Faculté de Médecine d’Antananarivo
• Directeur de Recherches (HDR)
• Docteur en Epidémiologie-Santé publique
« Vos encouragements, votre amabilité, votre gentillesse en sus de votre grande qualité
scientifique, méritent toute admiration : Mes respects cher Maître. »
A NOTRE MAITRE ET DOYEN DE LA FACULTE DE
MEDECINED’ANTANANARIVO
Monsieur le Professeur SAMISON Luc Hervé
« En témoignage de ma sincère et profond respect. »
A TOUS NOS MAITRES ET PROFESSEURS DE LA FACULTE DEMEDECINE
ET AUX MEDECINS DES HOPITAUX
« En guise de reconnaissance et de remerciements pour l’enseignementqu’ils nous ont
donné. »
A TOUS CEUX QUI NOUS ONT AIDES A L’ELABORATION DE
CETRAVAIL, EN PARTICULIER Madame le Docteur Rosalind
HOWESChercheur à l’University of Oxford & Case Western Reserve University.
Étude financée par un don du National Institutes of Health (NIH), USA, de Case
Western Reserve University (financement numéro: R01 AI097366) (PI :Professeur
Peter Zimmerman).
« Sans Vous et votre équipe, mon étude n'aura pas eu lieu, je ne Vous remercierai
jamais assez».
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS :
Ala : Alanine
Asp : Asparagine
ADN : Acide désoxyribo Nucléique
Age < : Age inférieur à
ACT : Artesimin-based combination therapy
API : Annual Parasite Incidence
Duffy- : Duffy négatif
Duffy+: Duffy positif
DBP : Duffy Biding protein
GPS : Global Positioning System
G6PD : Glucose-6-Phosphate Déshydrogenase
MID : Moustiquaire Imprégné D’insécticide
OMS : Organisation Mondiale de la santé
Pv : Plasmodim vivax
Pf : Plasmodium falciparum
PNLP : Programme National de Lutte Contre le Paludisme
PvDBP: Plasmodimvivax Duffy Binding Protein
PvRBP : Plasmodimvivax Reticulocyte Binding Protein
PCR : Polymerase Chain Reaction
TDR : Test de Diagnostic Rapide
VIH : Virus d’Immuno-Défiscience Humain
WHO: World Health Organisation
<5ans : Inférieur à 5ans
>18 ans : Supérieur à 18 ans
<37,5°C: Inférieur à 37,5degré Celsius
>37,5°C: Inférieur à 37,5degré Celsius
1
SOMMAIRE INTRODUCTION ............................................................................................................ 6
I. RAPPELS .................................................................................................................. 7
1. Historique ..................................................................................................................... 7
2. Epidémiologie .............................................................................................................. 8
3. Cycle parasitaire: ......................................................................................................... 10
4. Physiopathologie de l’infection par Pv ...................................................................... 13
5. Facteurs de risque ........................................................................................................ 13
6. Signes cliniques ........................................................................................................... 14
7. Complications spécifiques à Pv .................................................................................. 16
8. Diagnostic de Pv: ........................................................................................................ 19
9. Traitement de l’accès palustre simple à Pv : ............................................................... 20
II. METHODES ET RESULTATS : ............................................................................ 24
METHODES : ................................................................................................................. 24
1. Méthode de la sélection : ............................................................................................ 24
1.1. Lieu d’étude : .................................................................................................... 24
1.2. Type, période et durée de l’étude...................................................................... 26
1.3. Population d’étude -Critères d’inclusion - Critères de non inclusion: ............ 26
1.4. Mode d’échantillonnage – Taille de l’échantillon : .......................................... 28
1.5. Variables étudiés : ............................................................................................. 28
1.6. Mode de collectes des données : ....................................................................... 31
1.7. Présentation des données : ................................................................................ 32
1.8. Méthodes statistiques utilisées: ......................................................................... 38
1.9. Biais de l’étude: ................................................................................................ 38
2. Moyens : ...................................................................................................................... 38
2.1. Humains: ........................................................................................................... 38
2.2. Matériels : ......................................................................................................... 38
2.3. Technique de diagnostic : ................................................................................. 39
RESULTATS .................................................................................................................. 40
1. Etude descriptive ........................................................................................................ 40
1.1. Etude descriptive des variables socio-épidémiologiques .................................. 40
1.2. Etude des variables anamnestiques : ................................................................. 42
1.3. Etude des variables cliniques : .......................................................................... 43
1.4. Paramètres paracliniques : ................................................................................ 44
2
2. Etude analytique .......................................................................................................... 45
2.1. Etude analytique des variables socio épidémiologiques ................................... 45
2.1.1. Age: ....................................................................................................................... 45
2.2. Etude analytique des variables anamnestiques ................................................. 47
2.3. Etude analytique des variables cliniques .......................................................... 49
2.4. Paramètres paracliniques : ................................................................................ 49
III. DISCUSSION: ......................................................................................................... 52
1. Variables socio-épidémiologiques .............................................................................. 52
1.1. Incidence : ......................................................................................................... 52
1.2. Age : .................................................................................................................. 52
1.3. Etude du genre : ................................................................................................ 52
1.4. Etude des secteurs: ............................................................................................ 53
1.5. Etude des villages : ........................................................................................... 53
1.6. Etude de l’ethnie ............................................................................................... 53
2. Variables anamnestiques : ........................................................................................... 53
2.1. Etude de l’année d’arrivée ................................................................................ 53
2.2. Etude de l’utilisation de MID ........................................................................... 55
2.3. Etude de l’existence de fièvre 24h avant le dépistage ...................................... 55
3. Variables paracliniques : ............................................................................................. 55
3.1. Etude du résultat du TDR ................................................................................. 55
3.2. Etude du résultat de la microscopie .................................................................. 55
3.3. Etude de l’association avec d’autres espèces : .................................................. 56
4 Portées et limites de l’étude : ....................................................................................... 56
4.1. Portées :............................................................................................................. 56
4.2. Limites : ............................................................................................................ 56
5. Suggestions ................................................................................................................. 56
• Pour les habitants et la communauté : ........................................................................ 56
� Pour le diagnostic de Pv, il faut plus de normes et de moyens pour valider les compétences des microscopistes afin de réduire les erreurs. ................................... 57
� Ne pas se fier à la fièvre tierce dans le diagnostic de Pv. ................................. 57
CONCLUSION ............................................................................................................... 58
3
LISTE DES TABLEAUX
Tableau I:Présentation de l’effectif de la population de dépistage par village. ............. 32
Tableau II: Présentation de la population de dépistage selon l(es)’ethnie(s)
prédominante(s) par village............................................................................................. 33
Tableau III: Présentation de la population de dépistage selon leur année d’arrivée ..... 34
Tableau IV: Présentation de la population de dépistage selon l’utilisation de MID à la
veille du dépistage. .......................................................................................................... 35
Tableau V: Présentation de la population de dépistage selon les résultats des TDR..... 36
Tableau VI : Présentation de la population de dépistage selon les résultats de la
microscopie par village. .................................................................................................. 37
Tableau VII : Age des sujets infectés par Pv ................................................................. 40
Tableau VIII : Genre des sujets infectés par Pv ............................................................ 40
Tableau IX : Secteurs des sujets infectés par Pv ........................................................... 41
Tableau X : Villages d’habitation des sujets infectés par Pv ......................................... 41
Tableau XI: Ethnie des sujets infectés par Pv ............................................................... 42
Tableau XII :Année d’arrivéedes sujets infectés par Pv................................................. 42
Tableau XIII :Utilisation de MID par les sujets infectés par Pv .................................... 42
Tableau XIV: Existence de fièvre dans les 24h avant le dépistage,chez les sujets
infectés par Pv. ................................................................................................................ 43
Tableau XV: Existence de fièvre au moment du dépistage, chez les sujets infectés par
Pv. ................................................................................................................................... 43
Tableau XVI: Résultats de TDRdes sujets infectés par Pv ........................................... 44
Tableau XVII :Résultats de la microscopie des sujets infectés par Pv. .......................... 44
Tableau XVIII: Association de l’espèce Pv avec d’autres espèces plasmodiales ......... 44
Tableau XIX: Répartition du Paludisme à Pv selon l’âge. ............................................ 45
Tableau XX:Répartition du Paludisme à Pv selon le genre. .......................................... 45
Tableau XXI:Répartition du Paludisme à Pv selon les secteurs. ................................... 46
Tableau XXII: Répartition du Paludisme à Pv selon les villages d’habitation. ............ 46
Tableau XXIII : Répartition du Paludisme à Pv selon l’ethnie. ..................................... 47
Tableau XXIV: Répartition du Paludisme à Pv selon l’année d’arrivée ....................... 47
Tableau XXV: Répartition du Paludisme à Pv selon l’utilisation de MID .................... 48
4
Tableau XXVI: Répartition du Paludisme à Pv selon l’existence de fièvre 24h avant le
dépistage. ......................................................................................................................... 48
Tableau XXVII : Répartition du Paludisme à Pv selon l’existence de fièvre au moment
du dépistage. .................................................................................................................... 49
Tableau XXVIII: Répartition du Paludisme à Pv selon le résultat du TDR. ................ 49
Tableau XXIX: Répartition du Paludisme à Pv et le résultat de la microscopie ........... 50
Tableau XXX: Répartition du Paludisme à Pv et l’association avec d’autres espèces.. 50
Tableau XXXI: Récapitulatif des résultats .................................................................... 51
5
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Distribution de fréquence des infections à Pv et des cas cliniques identifiés
chez les malgaches de groupe sanguin Duffy-positif et Duffy-négatif négatifs. .............. 9
Figure 2: Cycle parasitaire du Plasmodium vivax ......................................................... 12
Figure 3 : Actions des antipaludiques sur le cycle de Pv. .............................................. 23
Figure 4 : Cartographie d’Ampasipotsy. (Source : ASA (2013)) .................................. 25
6
INTRODUCTION
Le Plasmodium vivax(Pv)se définit comme étant une des cinq espèces
plasmodiales existant au monde [1].Globalement, Plasmodium falciparum(Pf) est
responsable de la majorité dupaludismefébrile simple ainsi que le paludisme grave et
mortel. L’espèce Pf a donc éclipsé l'importance de Pvsur le plan clinique et en termes de
santé publique [2,3]. Malgré cela, Pvest une cause majeure de morbidité et de mortalité,
représentant presque la moitié de tous les cas de paludisme enzones endémiques[4].Il
représente l'espèceplasmodialela plus répandue géographiquement au monde.
En 1976,Miller et al.ont montré que Pvrepose entièrement sur l’antigène Duffy
pour envahir les globules rouges. Ceci explique pourquoi Pvest presque absent en
Afrique centrale et de l’Ouest où plus de 90% de la population est de groupe sanguin
Duffy négatif [5].
Cependant, depuis 2006 plusieurs rapports ont noté l’existence de Pvchez les
sujets Duffy négatifsdans plusieurs pays comme Madagascar [4], le Brésil [6],la
Mauritanie [7],la Guinée Equatoriale et l’Angola [8].
Ainsi, Madagascar représente un des pays où ce phénomène inhabituel a été le
plus démontré, cependant les facteurs de risque liés à ce phénomène sont encore
malconnuset méritent d’être approfondis [1].
L’objectif de la présente étude estdonc d’identifier les facteurs derisque liés à
l’infection àPv chez les sujets Duffy négatifs àAmpasipotsy–Tsiroanomandidy.
Notre étude comporte trois parties :
• La première partie concerne les rappelssur le Pv.
• La deuxième partie est consacrée aux méthodes ainsi que les résultats de l’étude.
• La troisième partie est réservée à la discussion.
7
I. RAPPELS
1. Historique
- La malariothérapie utilisée à partir des années 1920 jusqu’aux années 1960 pour traiter
les patients atteints de neurosyphilis montrent que les sujets afro-américains
semblent naturellement résistants aux infections à Pv [9].
- Avant 1950, les expériences consistent à inoculer le Pvpar piqûre d'anophèles infectées
à deux groupes de sujets, l’un d’origine africaine et l’autre d’origine caucasienne.
Cent pour cent des sujets caucasiens étaient infectés et une proportion très
importante des sujets d’origine africaine s'avérait réfractaire aux inoculations
répétées de sporozoites de Pv[10].
- Dans les années 50, YOUNG et al.ont conclu que les Afro-Américains présentent une
"résistance naturelle" à toutes les souches de Pvquelle qu'en soit l'origine [11].
- BRAY conclut son expérience par ces mots : «Il est évident que les Libériens, quel
que soit leur âge, sont hautement résistants à l'infection par Pv, comme on pouvait
s'y attendre. Ce facteur de résistance est certainement la principale cause expliquant
l'absence ou la rareté de Pvau Libéria » [12].
- Après la découverte de l’antigène Duffy, MILLER et al.montre de façon concluante
que la résistance à l’infection par Pvs’explique par l’absence de cet antigène au
niveau des globules rouges [13].
- Par la suite, CAVASINI et al.rapportait deux cas d’infection à Pvchez des sujets Duffy
négatifs vivant au Brésil dans la région amazonienne. La présence de deux souches
différentes était confirmée par PCR en utilisant des amorces ciblant la
Pvcircumsporozoitesprotein [6].
- Dans une étude rétrospective de 312 cas de paludisme àPv, identifiés par microscopie
ou par PCR dans quatre régions du Brésil, les chercheurs identifient deux(02) sujets
Duffy négatifs [6].
8
- Plus récemment, MENDES et al.rapporte que 9 sur 97 individus en Angola et 7 sur
898 individus en Guinée équatoriale présentaient des infections sanguines à Pv[8].
- En 2010,MENARD et al.démontre que l’antigène Duffy semble non indispensable
dans le processus de l’infection àPvet qu’une autre voie (encore inconnue) permettrait à
ce dernier de pénétrer dans les réticulocytes. Ils pensent à une duplication génomique du
Pv [5].Les preuves apportées par cette étude ontbouleverséla connaissance sur le Pvchez
les sujets Duffy négatifs. Ces preuves démontrentles risques d’infections
symptomatiques et asymptomatiquespar Pvavecplusieursméthodes de
diagnosticmoléculaire et microscopique montrant les parasites à l’intérieur des globules
rouges.
- En 2013, David SERRE, chercheur à l’Institut de médecine génomique à la clinique
de Cleveland, révèle des mutations génétiques de Pv jamais observées. Ces cas
s’observent en Corée du Nord, en Mauritanie et au Brésil. Si ces résultats se confirment
avec des études ultérieures, ils laisseront craindre une situation plus complexe dans le
contrôle et l’élimination du paludisme en général [14].
2. Epidémiologie
LePv est l’espèceplasmodiale la plus étendue géographiquement. Chaque année,
il y a entre 70 et 390 millions d’accès cliniques à Pv[4].Ceci s’explique par sa capacité à
se transmettre à des températures basses 16°C, il peut ainsi se développer aussibien à
travers les zones tempérées queles zones tropicales [15].Cependant en Afrique tropicale,
Centrale et de l’Ouest,Pv a été, depuis longtemps, considéré comme extrêmement rare,
voiretotalement absent [16].
Pour ce qui est de Madagascar et dans la région de Tsiroanomandidy, une étude
en 2010 a conclu à une fréquence de 27,8% de paludisme à Pv chez les sujets de groupe
sanguin Duffy négatif (voir figure 1).
9
Figure 1 : Distribution de fréquence des infections à Pv et des cas cliniques identifiés
chez les malgaches de groupe sanguin Duffy-positif et Duffy-négatif négatifs.
(10.1073/pnas.0912496107 PNASMarch 30, 2010 vol. 107 no. 135967-5971)
10
• Le groupe sanguin Duffy négatif et Pv en Afrique
Il est frappant de constater que les mêmes populations dans le Centre et l'Ouest
de l’Afrique où la transmission de P. vivax semblait être si mystérieusement absente
sont caractérisés par l'absence de l'antigène Duffy à la surface de leurs érythrocytes
[17,18]. Ce groupe '' Duffy négatif ''est extrêmement rare en dehors d’Afrique, mais
atteint une fréquence de 95 à 100% dans l'Ouest et le Centre de l’Afrique [17,18].
• La preuve de la présence de Pvchez une grande partie despopulationsDuffy
négatives en Afrique centrale et en Afrique de l'Ouest
Plusieurs preuves indiquent que P. vivax est, en effet, endémique chez certaines
populations africaines de groupe Duffy négatif. Plusieursenquêtes menées au sein des
populations locales dans le Centre et l'Ouest de l’Afrique ont mis en évidence la
présence de P. vivax[5-8][19-22].
3. Cycle parasitaire:
Pv a des caractéristiques biologiques uniques quile distinguent des autres
espèces(voir figure n°2).Les caractéristiques les plus évidents qui distinguentPv de Pf
sont :
- Le développement des hypnozoïtesen dormance dans le foie qui causent des
infections répétées dans le sang d’où rechutes,
- L’apparition précoce des gamétocytes dans le sang périphérique avant l'apparition
des symptômes cliniques
- Uneatteinte prédilective desréticulocytes par les mérozoïtes qui donne une anémie
plus sévère.
- Toutes les formes de stade sanguin de l’espèce P. vivaxsont trouvées dans la
circulation périphérique comme la plupart des espèces plasmodiales et leur
déformabilité accrue pourrait en quelque sorte aider leur passage en toute sécurité
dans la rate
- L’absencedes saillies denses aux électrons et la présence de nombreuses vésicules
complexes le long de la surface des globules rouges infectés.
11
Lessporozoïtes injectés par la piqûre d'anophèles migrent vers le foie en quelques
minuteset envahissent les hépatocytes. Ils se développentpar une division active soit en
schizonte soit enhypnozoïteen dormance.L'activation des hypnozoïtespeut avoir lieu des
semaines, des mois, voire des années plus tard. Le déclenchement de l'activation de
hypnozoïtesn’est pas encorecompris, le stress semble jouer un rôle [23].
12
Figure 2:Cycle parasitaire duPlasmodium vivax
(Ivo MUELLER et al. Key gaps in the knowledge of Plasmodium vivax, a neglected
human malaria parasite. The Lancet infectious diseases [En ligne]. 2009 Septembre
[Consulté le 08/05/2015]; 9(9): [11 pages]. Consultable à l’URL:
http://www.thelancet.com/infection).
13
4. Physiopathologie de l’infection par Pv
Une série d’expériences in vitro ont permis de démontrer que la
glycoprotéineDuffy constitue bien le récepteur de Pvà la surface des
réticulocytes.Pvn’envahit pas les érythrocytes Fy (ab-) et que cette invasion met en jeu
le déterminant Fy6 [24].Deux types de molécules semblent nécessaires pour
l’envahissement des réticulocytes. La premièreest la PvRBP, qui s’exprime à la surface
du mérozoïte et se lie à un récepteur pas encore parfaitement connu de la surface des
réticulocytes. Le second intervenant est la PvDBP, qui se lie à l'antigèneDuffy et codée
par un gène à copie unique dans le génome dePv [25].
Les micronèmes assurent sa sécrétion, vers la surface des mérozoïtes au moment de
l’invasion [26]. Le domaine de liaison de PvDBP,riche en cystéine, se nomme domaine
II (PvDBP II) [27].La PvDBP se fixe sur une région s’étendant des acides aminés Ala8
à Asp42 de la région extracellulaire de la glycoprotéineDuffy [28]: Les résidus Q 19 et
W 26[29], qui coïncident avec le site reconnu par l’anticorps monoclonal anti-Fy6.La
sulfatation de la Tyr41 de la glycoprotéine Duffy augmente l'affinité de la liaison avec la
PvDBPII d’un facteur 1000[30].Protéine immunogène, la PvDBP représente une cible
des réponses immunes et induit la production d’anticorps associés à la protection contre
les infections à Pv[31]. Les résidus polymorphes de la PvDBP se regroupent
essentiellement à la surface de la protéine à l’opposé de la zone de fixation avec
l’antigène Duffy. Cette hétérogénéité spatiale peut résulter de l’exposition de «dernière
minute» de la PvDBP II lors de l'exocytose des micronèmes. Le site de liaison au
récepteur Duffy s’engage rapidement et est soumis à des contraintes fonctionnelles très
fortes, contrairement aux résidus de la face opposée, plus facilement accessibles aux
anticorps et à la pression immune [1].
5. Facteurs de risque
• Jeunes Enfants
L’infestation par Pvsurvient généralement à un âge plus jeune par rapport à Pf
[31-34]. Les enfants de moins de 5 ans sont les plus à risque d'anémie sévèrepar Pv [31-
38]. Le risque dans la première année de vie est particulièrement important. En
14
Indonésie, plus de nourrissons de moins de 1 an sont hospitalisés pour le paludisme à
Pvque pour le paludisme à Pf[31,37]. Le risque pour les nourrissons commence in utero
[39], etaugmente dans la période néonatale [36, 37, 40,41].
• Malnutrition
En Inde, en 2010, la malnutrition était présente dans 69% des cas de paludisme à
Pv graves chez les enfants et75% des décès lié au Pv[32].
• L'infection à VIH
Le rôle de l'infection à VIH sur le risque de complication du Pv est mal connu
actuellement.
• Les autres co-morbidités
Plusieursco-morbidités infectieuses et non infectieuses, aiguës et chroniques,
peuvent être des facteurs contributifs à l’aggravation de l'infection à Pv [42-44]. Les
effets hémodynamiques de la réponse systémique inflammatoire à Pv et l'anémie sont
susceptibles de contribuer à une décompensation de maladie aiguë et chronique avec des
conséquences potentiellement mortelles [41]. Dans une série d'autopsie à Manaus, 76%
des décès attribués auPvavaient des co-morbidités aiguës et chroniques concomitantes,
y compris la pneumonie, le VIH, la cirrhose décompensée, l'emphysème, le diabète,
hémorragique, AVC ou une insuffisance cardiaque congestive [43].
6. Signes cliniques
• Phases de pré-incubation et d’incubation
En 1949,Kitchena examiné la période de pré-incubation(le délai entre l'infection et
la première apparition de parasites dans le sang périphérique) et la période d’incubation
(délai entre l'infection à la première fièvre>37,8 ° C).En zones tropicales, les périodes
de pré-incubation et d’incubation duraient respectivement 12,2 et 13,4 jours[45],
contrairement aux souches de Pvdans les zones tempérées ,où ces périodes sont plus
longues, entre 254 et 360 jours[46-49].Lors d’une primo-infection à Pv d'une personne
non-immune, la fièvre apparait à des densités parasitaires faibles soit deux [50] à trois
jours [45] avant la détection des parasites dans le sang périphérique. Pv a un seuil
15
pyrogène faible (La densité de parasite nécessaire pour provoquer une fièvre) par
rapport à Pf.
• Symptômes et signes cliniques de Pv
♦ Fièvre
Une phase prodromique de un ou plusieurs jours précèdent la fièvre, incluant des
maux de tête, anorexie, malaises, des myalgies et / ou dessymptômes gastro-intestinaux
[51]. Une faible fièvre prodromique sans symptômes paroxystiques peut également
survenir. KITCHEN a décrit que cette phase prodromique est suivie d'une fièvre
rémittente (fièvre continueavec des exacerbations quotidiennes), puis une fièvre
intermittente[51].Les observations chez les hôtes non immuns indiquent que la «fièvre
tierce» estsouvent un abus de langage, KITCHEN affirme que : «il convient de
souligner ...que l'intermittence de la fièvre est invariablement quotidienne »(une foispar
jour) plutôt que tierce (tous les deux jours) et ceci même chez les personnes
antérieurement infectées [51].Cette fièvre correspond à la rupture des globules rouges
infectés par lesschizontes (Golgi, 1886, 1889).Parfois il existe un «stade froid» avec
desfrissons [45].Une sensation fraîche précède à des frissonset des tremblements
musculaires intenses, puis des claquements de dents et parfois des secousses violentes.
La durée moyenne de ce stade était de 50 à 55 min [45]. La température monte avant la
fin du stade froid, atteignant généralementson pic entre 1 à 3 h après, et peut aller
jusqu’à 41,5°C [51]. La défervescence est accompagnée de transpiration et de fatigue.
La primo-infection chez les adultes entraîne des fièvres persistantespendant au moins 3
à 4 semaines [45].Chez les adultes déjà exposées, les symptômes prodromiques sont
souvent absents, avec une apparition brutale de fièvreintermittente [51].Le seuil
pyrogène est souvent plus élevévoire apyrexie [51]
♦ Autres symptômes et signes
Des maux de tête, de l'anorexie, des vomissements, des myalgies, des douleurs
abdominales et de la diarrhée se produisentgénéralement pendant l’infection à
Pv[45].Des agitations et délires peuvent se produire au moment du pic fébrile [51].Lors
de la primo infection chez les adultes, la rate estgénéralement non palpable jusqu'à la fin
de la première semaine des symptômes et atteint rarement l'ombilic si non traitée [45].
Cependant, aucun signe ni symptôme clinique ne permet de différencier de manière
16
fiable lePv du Pf[52].La toux (habituellement non-productive), se produit dans
environla moitié du paludisme à Pv [53,54]. Une tachypnée peut se produire devant une
forte fièvre, une anémie et / ou une pathologie pulmonaire associée [45].
♦ La malnutrition et le déficit pondéral
Dans l'ère pré-antibiotique, le Pv non traité a été associé à des fièvres chroniques
débilitantes rémittentes, une perte de poids, une cachexie, une hypoprotéinémie et un
œdème chez les adultes et les enfants [45,55]. Dans l'ère antipaludique, le paludisme à
Pv a également été clairementassocié à la malnutrition dans la petite enfance [56].Une
étude longitudinale péruvienne a récemment montré qu’un seul épisode depaludisme à
Pvpeut entrainer un retard de développement staturo-pondéralpersistant pendant au
moins 6 mois [57].
♦ Performance scolaire
Les résultats de Sri Lanka ont montré que le paludisme aigu à Pv ou à Pf ont
abouti à une médiane de 5,4 jours d'absentéisme scolaire par épisode [58]. En outre, le
paludisme aigu a été associé à une altération importante de la performance cognitive,
persistantau moins 2 semaines après l'épisode fébrile. Les effets étaient cumulatifs, avec
des attaques répétées de paludisme, ayant un impact négatif plus important sur le
rendement scolaire [59].
7. Complications spécifiquesà Pv
• Chez les adultes
Les signes de gravité de Pv sont similaires à ceux fixés par l’OMS
(WorldHealthOrganization, 2010).Cependant des rapports suggèrent d'ajouter la rupture
de la rate aux critères de gravité.de Pv[36,43].
♦ L'anémie sévère
L’anémie, surtout chez les sujets de bas âge, est parmi les manifestations les plus
fréquentes de l'infection grave à Pv[31,36, 37, 41, 54, 60,61]. Même chez les adultes,
l'anémie sévère peut être une manifestation de Pvgrave.
17
♦ Lésion pulmonaire aiguë et une détresse respiratoire [62].
♦ Coma et autres complications neurologiques
De 1921 à 2011, plus de 100 cas de mono-infectionsà Pvchez les adultes et les
enfants sont associés à un coma [63-82].Parfois ce coma a été associée un purpura
thrombocytopénique [64,83] ou une dysfonction multiviscérale [65,84]. Un syndrome
neurologique post-paludique avec tremblements etmyoclonie a également été
rapporté[64].D’autres complications neurologiques plus rares ontétésignalées ,entre
autres, la diplégie faciale, à la fois pendant [85]et après[86]la phase fébrile , la
polyneuropathie[87], l'encéphalomyélite aiguë disséminée [88]et la neuropathie optique
ischémique antérieure [89]et des hémorragies rétiniennes sans complication sur le
système nerveux central[90,91].
♦ Lésion rénaleaiguë
Elle a été rapportée dans un grand nombre de séries d’infection à
Pv[35,63,84][92-97].Dans la plupart des cas,elle est souvent associée à une dysfonction
multiviscérale et un état de choc[63,84,92,93,95],ce quireprésente un facteur de risque
pour une issue fatale[95].Des biopsies rénales chez quatre patients montre une nécrose
corticale dans trois cas et une nécrose tubulaire aiguë dans l'autre cas [95].
♦ Choc et dysfonction multiviscérale
Le choc a été associé à l'infection à Pvchez les adultes dans plusieurs pays
comme l'Inde, le Brésil, la Malaisie et la Corée [35,63,84,98,99], le plus souvent
accompagné d'une défaillance multiviscérale[35,63,84,98]ou de sepsis sévère.
♦ Co-infection bactérienne et la bactériémie
Le risque de bactériémie associée à Pv n'a pas été étudié systématiquement. Une
grande culture de sang et une étude microscopique prospective du paludismeà Kolkata,
en Inde ont montré que 2 des 90 cas de paludisme (2,2%) (97% des cas étaient
desPv)étaient positifs à Salmonella, une Salmonella typhiet une Salmonella non
typhique [100]. En Malaisie, cinq des 43patients hospitalisés pour paludisme à Pv ont
eu une bactériémie à Streptococcus pneumoniae[99].
18
♦ Rupture de la rate et de l'infarctus
Dans une revue systématique sur une période de 50 ans (1958-2008), 55 cas de
paludismesont associés à la rupture splénique et Pv représente environ la moitié de tous
les cas [101]. En 2012, au Brésil, chez 17 patients décédés de Pv, trois patients (18%)
ont eu une rupture de la rate [42].L’infarctus splénique dans le paludisme à Pv,
estsusceptible d'être sous-diagnostiqué et sous-déclarée [102,103]. et il est trouvé sur
l'histopathologie dans moins de 2% des ruptures spléniques [101].
♦ Thrombocytopénie
Bien qu’elle ne soit pas uncritère de paludisme grave, lathrombocytopéniese voit
dans 24-94% des patients atteints de paludisme à Pv[35,63,84,92,104,105]. Parfois des
épistaxis graves sont associées à la thrombocytopénie, nécessitant du sang et des
transfusions de plaquettes [84].
♦ Autres complications
La jaunisse est courante, survenant dans 36 à 57% des adultes atteintes de
l’infestation à Pv sévère[35,63,84,92]. UneCholécystite alithiasiquea été décrite chez les
adultes [106].En 1940 des patients infectés par Pvse plaignaient de douleur abdominale
basse aiguë imitant l'appendicite [51]. Une autre complication rarement signaléeest la
rhabdomyolyse [107].
• Chez les enfants
La plupart de manifestations graves observées chez les enfants atteints de
paludisme àPf, ontégalement été signalés chez des enfants atteints de Pv.
• Pendant la grossesse
♦ Effets sur la mère
Contrairement à Pf, Pvn’est pas souvent associée à des complicationschez les
femmes enceintes [108-112] et dans une grande sériede la frontière birmano-
thaïlandaise, aucun décès maternels à Pvn’a été signalé sur une période de 25 ans [112].
♦ Effets sur le fœtus et le nouveau-né
19
L’infection à Pvpendant la grossesse entraîne une diminution du poids de
naissance (Médiane 108 g) [108-110]. Un seul épisode d’infection à Pv dans le premier
trimestreaugmente le risque de fausse couche à 2,7 fois chez les sujets
asymptomatiqueset 4 fois chez les sujets symptomatiques [111].Pvcontribueà
unemortalité infantile importante [112]. (cf. Page 7)
♦ Le paludismeà Pvcongénital
Pvpeut être congénital [39][112 -117]par infection transplacentaire in utero
[39,110]ou lors de l'accouchement. En 2011, une étude a révélé que le Pvcongénitalse
voit dans 1,6 pour 1000 naissances vivantes [39].
8. Diagnostic de Pv:
• Diagnostic clinique
Le diagnostic clinique de paludisme à Pv est difficile parce que les signes et
symptômessont non spécifiques et peuvent également se voir avec de nombreuses
maladies fébriles systémiques courantes, telles que la méningite, la pneumonie ou la
gastro-entérite. La splénomégalie, l’anémie, la leucopénieet la thrombocytopénie sont
fréquents, mais non spécifiques. Lediagnostic différentiel devrait inclure la fièvre
typhoïde (en particulier dans le sud de l'Asie centrale), les maladies infectieuses comme
la mononucléose, la rickettsiose, la grippe, la bactériémie et les arboviroses [118]. La
périodicitéde la fièvre, classiquement décrite comme 48 h de paroxysme, est un mauvais
prédicteur du diagnosticpuisque la plupart des patients, en particulier les non-immuns,
présentent 24 h de paroxysme. Une multitude d'algorithmes cliniques ont été évalués
pour une utilisationdans les zones pauvres en ressources, où le diagnostic microscopique
du paludisme peut être limité. Ces efforts visent à réduire la prescription inappropriée
d’antipaludiques, etla résistance aux antipaludiques[118,119].Cependant ces
algorithmes dediagnostiques cliniques sont généralement limités au paludisme à Pfet
sont spécifiques au site [120-122].En plus, ils ne fontpas réduire le gaspillage de
médicaments [120]. Puisqu’unalgorithme universellement fiable pour le diagnostic
clinique n’est pas établi, le diagnostic de laboratoire demeure un élément essentiel du
diagnostic.
• Diagnostic microscopique
20
Le diagnostic de paludisme à Pv doit être établi par examen microscopique de
lagoutte épaissecolorée au Giemsaet du frottis mince. Malheureusement, la qualité du
diagnostic microscopique du paludisme est très variable en raison du manque de normes
ou de moyens pour valider la compétence desmicroscopistes. Laméthodologiede la
préparation et la coloration des lames, lescompétences des microscopistes et la qualité
des microscopes contribuent tous au risque d'erreur de diagnostic. Même dans les mains
de microscopistes experts, les résultats peuvent varier de manière significative en
fonction de l'espèce, la densité parasitaireet la méthode de dénombrement [123-125]. A
Madagascar le problème majeur estl’accessibilité aux microscopes.
• Diagnostic moléculaire
Depuis déjà deux décennies, le diagnostic de paludisme à Pvest basé sur la PCR.
La méthode la plus courante utilise la PCR avec amplification de la séquence du gène
de l'ARNr ADN polymérase [126]. Cependant, cette technique nécessite des ressources
et une expertise, qui ne sont généralement pas disponibles dans les pays en
développement où les besoins de diagnostic sont les plus importants. Le développement
de la methodeLoop-mediatedisothermalAmplification (LAMP) qui ne nécessite pas
l'utilisation d'unthermocycleur, a facilité le diagnostic moléculaire du paludismedans les
pays à faibles ressources où le coût, la précision, la facilité d'exécution et le temps sont
considérés.
• Test de diagnostic rapide
À Madagascar le TDR-Palu est plus accessible que la microscopie. Presque tous
les diagnostics de paludisme sont basés sur le TDR et il peut distinguer le paludisme à
Pf du paludisme non àPf, permettant d’établir un diagnostic précoce lorsque les
capacités de diagnostic microscopiques ne sont pas disponibles. Il y a actuellement plus
de 200 types de TDR disponibles sur le marché mondial (WorldHealthOrganization,
2012).La performance du TDR pour le diagnostic de Pv est beaucoup plus faible, sa
sensibilité est de 69% [2].
9. Traitement de l’accès palustre simple à Pv :
Les objectifs de la chimiothérapie antipaludique sont de réduire dans l'immédiat
le risque pour l'hôte, éradiquer la parasitémie asexuée périphérique, prévenir l’infection
21
récurrente et interrompre le cycle de transmission. Aucun médicament n’a la capacité de
réaliser tous ces objectifs. La chimiothérapie de Pv est donccomplexe et exige une
stratégie ciblant une variété d'éléments clés spécifiquesdu cycle de vie de Pv(voir figure
2)
• Chloroquine
La chloroquine a été le traitement de choix pour Pv depuis presque70 ans.Contre
les souches sensibles de Pv, la chloroquine produit uneréponseclinique et
parasitologiquetrès rapide, habituellement dans les 48 h. La chloroquine est à la fois
schizonticide etgamétocytocide [127].Bien que la chloroquine ait dominé le traitement
antipaludique de Pvdepuis plus d'un demi-siècle, cette position est menacée par
l'émergence et lapropagation des souches résistantes à la chloroquine [128]
• Traitement non-chloroquinique de Pv
Presque tous les médicaments antipaludiques ayant une activité contre Pf
démontrent activité intrinsèque sur les stades asexués de Pv[127,129,130]. Les essais
cliniques de la méfloquine[131], l'atovaquone + proguanil[132], l'halofantrine[133]
,Pipéraquine,l'artésunate[134,135] et la pyronaridine [136] montrent que ces agents
antipaludiquesprésentent une bonne efficacité contre le Pv.
• ACT
Dans les régions où l’efficacitéde la chloroquinecontre Pv est en baisse,
l'Organisation mondiale de la Santé (OMS)recommandent l’ACT avec
laprimaquinecomme une alternative appropriée (Organisation mondiale de la Santé,
2010).
• Traitement des étapes exo-érythrocytaires de Pv (hépatique)
L’éradication des hypnozoites (Pv dormants dans le foie)est un grand défi pour
la gestion clinique de l’infection à Pv. Cettedifficulté a des impacts sur le succès du
contrôle du Pv[137,138]. Les hypnozoïtes sont résistants à la plupart des schizontocides
sanguins, y compris ceux qui présentent une activité contre les schizontesdu stade
hépatique,tel que l'atovaquone + proguanil. Les médicaments antipaludiques 8-
aminoquinoléine exercent une activité sur l’hypnozoite à des concentrations
22
nanomolaires mais seulement la Primaquineestautorisée [139], la Tafénoquine est en
développement cliniqueetla Bulaquine a été abandondée[140,141]. L'Organisation
mondiale de la santé recommande la Primaquine à une dose de 0,25 à 0,5 mg par kgpar
jour pendant 14jours.Une contrainte importante sur le déploiement mondial de celle-
ciestson potentiel à provoquer une hémolyse chez les patients avec un déficit de
Glucose-6-Phosphate Déshydrogénase(G6PD), qui, généralement, se produit dans 2 à
15% (et jusqu'à 40%) des patients dans les zones endémiques [142]. Les personnes qui
ont moins de 10% de l'activité de l'enzyme peuvent êtreà risque important d’hémolyse
[143].Les directives actuelles de l'OMS recommandent aux patients ayant plus de 10%
de l’activité résiduelle enzymatique en G6PD (OMS classe III ou IV G6PDd variante),
une fois par semainela Primaquine à la dose de 0,75 mg par kg pendant 8 semaines pour
réduire le risque d'hémolyse [144,145].
23
• Traitement des formes graves et compliquées de Pv:
Les complications les plus fréquentes de Pvsont l'anémie sévère et le syndrome
de détresse respiratoire aiguë. Moins fréquemment, le paludisme cérébral, l'insuffisance
rénale, le choc, etcoagulopathie ont également été signalés. Lepaludisme grave à Pv a
été géré avec succèsavec divers traitements, y compris la quinine orale ou intraveineuse,
l’artésunate intraveineuse, la chloroquine, la quinidine, la quinine et la doxycycline, la
méfloquine,et l'artéméther et de chloroquine[146].Le paludismeà Pv grave devrait
êtregéré de façon similaire au paludisme à Pf grave.
Figure 3 :Actions des antipaludiques sur le cycle dePv.
(JK BAIRD et al.Diagnosis and Treatment of Plasmodium vivax Malaria. Advances in
Parasitology. 2012; 80(4): 203-57).
24
II. METHODES ET RESULTATS :
METHODES :
1. Méthode de la sélection :
1.1. Lieu d’étude :
L’étude se déroule à Ampasipotsy –Tsiroanomandidy. Cette zone se divise en deux (02)
régions sentinelles (secteurs) : Nord et Sud, qui à leur tour se subdivisent en plusieurs
villages :
Au Nord, il y a 6 villages :
o ANTSAHAMIVOATRA
o TSARAHASINA
o AMBOHIMASIMPITSANGANA
o AMBALAMANAKASINA
o MORAFENO
o AMBOHIMIARANTSOA
Au Sud, il y a 10 villages :
o AMBOHIMIRAKITRA
o KAMBANTSOA
o AMBOHIJANAHARY
o AMBOASARY
o ANTSAHABE
o AMBOHITRANTENAINA
o AMBOHIMANARINA
o VOHITSARA
o MANANTENASOA
o IBAKO
Figure 4 : Cartographie
25
Cartographie d’Ampasipotsy. (Source : ASA (2013))
26
1.2. Type, période et durée de l’étude
Il s’agit d’une étude« Cas-Témoins » des sujets infectés par Pv. Notre étude s’est
déroulée durant les deux dernières semaines du mois deMars 2014.
� Les « Cas » sont définis par deux critères : les sujets infectés par Pv et
ayant un groupe sanguinDuffy négatif
� Les « Témoins » sont définis par deux critères : les sujets infectés par Pv
et ayant un groupe sanguin Duffypositif
1.3.Population d’étude -Critères d’inclusion - Critères de non inclusion:
1.3.1. Population d’étude
La population d’étude est représentée par les sujets infectés par le Pvaussi bien de
groupe sanguin Duffy négatifs que positifs.
1.3.2. Pour la population « Cas »
1.3.2.1.Critères d’inclusion :
Pour être inclus dans la population « Cas », le sujet doit remplir les quatre (04) critères
suivants :
� Critère 1 : Le sujet est de groupe sanguin Duffy négatif (sachant que pour
déterminer le groupe sanguin Duffy, on a utilisé la méthode PCR)
� Critère 2 :Le résultat du PCR est positif au Pv :
� Infection isolée : Le résultat du PCR montre que le sujet est
infecté par le Pv seulement.
OU
� Infection mixte : Le résultat du PCR relate que le sujet est infecté
par plusieurs espèces dont l’une est représentée par le Pv. Par
exemple : PvPfPm,ici le sujet est infecté à la fois par trois espèces
plasmodiales différentes, le Plasmodium vivax, lePlasmodium
faciparum et le Plasmodium malariae.
� Critère 3 :Habite dans un des villages sus mentionnés, c'est-à-dire soit dans le
secteur Nord, soit dans le secteur Sud (cf. page 19).
27
� Critère 4 :Présent le jour du dépistage et ayant fait partie des 1086 sujets dépistés
par l’équipe descendue sur terrain.
1.3.2.2.Critères de non inclusion :
Le sujet n’est pas inclus de la population « cas »le sujet répondre, si l’un des quatre
critères sus cités n’est pas remplis, c'est-à-dire :
� Pour le Critère 1 : Le sujet est de : groupe sanguin Duffy positif ou de groupe
sanguin inconnu ou dont le résultat est en attente (sachant que pour déterminer le
groupe sanguin Duffy, on a utilisé la méthode PCR)
� Pour le Critère 2 : Le résultat du PCR est négatif au Pv,c'est-à-dire :
� Le sujet est infecté par une ou plusieurs espèces autres que
l’espèce, par exemple « Pf », ici le sujet est infecté par l’espèce
Plasmodium falciparum uniquement.
OU
� Le sujet n’est pas infecté par le paludisme, c'est-à-dire par aucune
des quatre espèces plasmodiales.
OU
� Le résultat est encore en attente.
� Pour le Critère 3 : Le sujet habite dans le secteur Centre (rappelons que le
secteur centre ne fait pas partie de la présente étude)
� Pour le Critère 4 : Le sujet peut habiter dans le secteur Nord ou Sud, mais a été
absent le jour du dépistage, et donc n’ayant pas fait partie des 1086 sujets
dépistés.
1.3.3. Pour la population « Témoins» :
1.3.3.1.Critères d’inclusion :
Pour la population « Témoins », le sujet doit remplir les quatre (04) critères suivants :
� Critère 1 : La personne est de groupe sanguin Duffy positif
� Répond aux Critères 2, 3, 4 de la population « Cas »
28
1.3.2.2.Critères de non inclusion :
La personne ne fait pas partie de la population « Témoins », si l’un des quatre critères
sus cités est absent :
� Pour le Critère 1 : Le sujet est de groupe sanguin Duffy négatif ou de groupe
sanguin inconnu ou dont le résultat est en attente
� Pour les critères 2, 3, 4, les conditions sont identiques que les critères de non
inclusion de la population « Cas ».
1.4. Mode d’échantillonnage – Taille de l’échantillon :
L’échantillonnage est dicté par les critères sus-cités. Au départ ,1086 sujets ont
été dépistés. Eneffet, ces sujets sont des sans-abris de la capitale (Antananarivo) qui ont
bénéficié d’une aide (maison et terrain) de la part de l’association Ankohonana
Sambatra Arenina(ASA). Parmi eux, deux cent treize (213) sujets sont atteints de
Paludisme dont 117 à Pv (isolés ou mixtes) parmi lesquels 40 sont Duffy – et 77 Duffy+.
Pour le dépistage du paludisme, on a utilisé trois moyens diagnostics différents,
à savoir le TDR, la microscopie et le PCR. Pour l’identification de l’espèce plasmodiale
et la recherche de l’antigène Duffy, on a utilisé la méthode PCR.
1.5. Variables étudiés :
1.5.1. Variables socio-épidémiologiques:
� Age :
L’âge des sujets infectés par Pv a été étudié et regroupé en 3 catégories :
• Moins de 5 ans
• Entre 5 ans et 18 ans (18 ans compris)
• Plus de 18 ans
� Genre:
Comme le variable précédent, le genre des sujets infectés par Pv est étudié :
• Masculin
• Féminin
29
� Secteurs :
Ils indiquent la situation géographique des sujets infectés par Pv et chaque secteur est
composé de plusieurs villages (cf.page 18).Cette localisation géographique est rendue
possible par l’utilisation de GPS :
• Nord
• Sud
� Villages d’habitation :
Ce sont les villages où vivent les sujets infectés par Pv. (cf page 18)
� Ethnie :
C’est un profil socio-épidémiologique important à Madagascar. Les sujets infectés par
Pv peuvent appartenir à l’une de ces ethnies :
• Antaimoro
• Antaisaka
• Betsileo
• Merina
• Sihanaka
Parmi les 18 éthnies existantes à Madagascar, ce sont les 5 retrouvées lors de la présente
étude.
1.5.2. Variablesanamnestiques :
Les variables anamnestiques sont des données recueillies à l’interrogatoire des patients
c'est-à-dire sans preuve physique mais uniquement basés sur les dires du patients.
� Année d’arrivée :
C’est l’année à laquelle les sujets ont été installés par l’ASA aux villages. Elle a été
classée en 04 catégories :
• Avant 2004
• 2004 à 2008
• 2009 à 2010
• 2011 à 2014
30
� MID :
C’est un variable indiquant l’utilisation ou non de Moustiquaire imprégné
d’insecticidepar les sujets infectés par Pv.
� Fièvre dans les 24 heures :
C’est l’existence ou non de fièvre 24 heures avant le dépistage chez les sujets infectés
par Pv. La fièvre est a été affirmée par un interrogatoire.
1.5.3. Variables cliniques :
� Température :
Contrairement au précédent variable, elle indique la température, en degré Celsius, au
moment du dépistage (par le thermomètre) et peut être catégorisé en 02 :
• Moins de 37,5°C (apyrétique)
• Supérieur ou égale à 37,5°C (subfébrile et fébrile)
1.5.4. Variables paracliniques :
� TDR :
C’est le résultat du test de diagnostic rapide de Paludisme chez les sujets infectés par
Pv. Les TDR permettent d'obtenir dans un délai bref le diagnostic du paludisme. Ce test
est basé sur le principe d' «immunochromatographie» (cf. Annexe).
� Microcopie :
La goutte épaisse est l’examen au microscope d’une goutte de sang qui a séché
sur la lame sans étalement. Son épaisseur augmente les chances de trouver les parasites
cherchés, mais elle est plus longue à obtenir. Sécher immédiatement le frottis, par
agitation à l'air. Les colorants utilisés sont le colorant Giemsa ou Coloration de May-
Grünwald Giemsa. (cf. Annexe).
� PCR :
La méthode exacte de PCR utilisée est le: "Ligase Detection Reaction-Fluorescent
Microsphere Assay" (LDR-FMA). Le laboratoire de référence où ont été réalisés ces
tests a été le laboratoire du Professeur Peter Zimmerman, THE CENTER FOR
GLOBAL HEALTH & DISEASES, CASE WESTERN RESERVE UNIVERSITY (cf.
Annexe).
31
1.6. Mode de collectes des données :
Avant l’étude, les patients doivent remplir une fiche de consentement éclairée
(annexe).Les médecins expliquent aux patients qu’ils sont libres dans leur choix et ne
seront pas indemnisés. Ensuite, ils remplissent les fiches d’observations (annexe) de
chaque patient avant de faire le dépistage proprement dit. Notons que seuls le TDR et la
goutte épaisse –frottis mince sont réalisés sur place, le reste se fait soit au PNLP
Androhibe (microscopie) soit à l’extérieur de Madagascar (PCR) plus précisément à la
Case Western University& Oxford en Californie
32
1.7. Présentation des données :
Ici, nous allons présenter les donnéesrecueillies à partir desquelles a été faite la sélection
de la population d’étude.
Tableau I:Présentation de l’effectif de la population de dépistage par village.
VILLAGES EFFECTIFS DES VILLAGEOIS PAR VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA 68
TSARAHASINA 102
AMBOHIMASIMPITSANGANANA 104
AMBALAMANAKASINA 79
MORAFENO 68
AMBOHIMIARANTSOA 76
AMBOHIMIRAKITRA 42
KAMBANTSOA 210
AMBOHIJANAHARY 81
ANTSAHABE 21
AMBOHITRANTENAINA 88
AMBOHIMANARINA 89
VOHITSARA 48
MANANTENASOA 56
IBAKO
TOTAL
142
1274
33
Tableau II: Présentation de la population de dépistage selon l(es)’ethnie(s)
prédominante(s) par village.
VILLAGES ETHNIES PREDOMINANTES DANS
CHAQUE VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA BETSILEO - MERINA
TSARAHASINA MERINA - BETSILEO
AMBOHIMASIMPITSANGANANA MERINA - BETSILEO
AMBALAMANAKASINA MERINA - BETSILEO
MORAFENO MERINA - BETSILEO - ANTAISAKA
AMBOHIMIARANTSOA BETSILEO
AMBOHIMIRAKITRA BETSILEO - MERINA
KAMBANTSOA MERINA - BETSILEO
AMBOHIJANAHARY MERINA - ANTAIMORO - ANTANDROY
ANTSAHABE MERINA
AMBOHITRANTENAINA MERINA
AMBOHIMANARINA MERINA
VOHITSARA MERINA - BETSILEO
MANANTENASOA MERINA - BETSILEO
IBAKO MERINA - BETSILEO
34
Tableau III: Présentation de la population de dépistage selon leur année d’arrivée
VILLAGES ANCIENNETE DE LA MAJORITE DES VILLAGEOIS DANS CHAQUE VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA 2 à 5 ANS
TSARAHASINA 2 à 5 ANS
AMBOHIMASIMPITSANGANANA 0 à 2 ANS
AMBALAMANAKASINA 0 à 2 ANS
MORAFENO PLUS DE 10 ANS
AMBOHIMIARANTSOA PLUS DE 10 ANS
AMBOHIMIRAKITRA PLUS DE 10 ANS
KAMBANTSOA 5 à 10 ANS - PLUS DE 10 ANS
AMBOHIJANAHARY 0 à 2 ANS - 2 à 5 ANS - 5 à 10 ANS - PLUS DE 10 ANS
ANTSAHABE 5 à 10 ANS - PLUS DE 10 ANS
AMBOHITRANTENAINA 5 à 10 ANS
AMBOHIMANARINA 5 à 10 ANS
VOHITSARA 5 à 10 ANS
MANANTENASOA 5 à 10 ANS
IBAKO 5 à 10 ANS - PLUS DE 10 ANS
35
Tableau IV: Présentation de la population de dépistage selon l’utilisation de MID à la
veille du dépistage.
VILLAGES UTILISATION DE MID PAR LA MAJORITE DES
VILLAGEOIS DANS CHAQUE VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA NON
TSARAHASINA OUI
AMBOHIMASIMPITSANGANANA OUI/NON
AMBALAMANAKASINA NON/OUI
MORAFENO NON/OUI
AMBOHIMIARANTSOA NON
AMBOHIMIRAKITRA OUI
KAMBANTSOA NON
AMBOHIJANAHARY OUI
ANTSAHABE OUI/NON
AMBOHITRANTENAINA OUI/NON
AMBOHIMANARINA OUI
VOHITSARA NON
MANANTENASOA OUI
IBAKO OUI
36
Tableau V: Présentation de la population de dépistage selon les résultats des TDR
VILLAGES RESULTAT DU TDR-PALU CHEZ LA MAJORITE
DES VILLAGEOIS DANS CHAQUE VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA NEGATIF
TSARAHASINA NEGATIF
AMBOHIMASIMPITSANGANANA NEGATIF
AMBALAMANAKASINA NEGATIF
MORAFENO NEGATIF
AMBOHIMIARANTSOA NEGATIF
AMBOHIMIRAKITRA NEGATIF
KAMBANTSOA NEGATIF
AMBOHIJANAHARY NEGATIF
ANTSAHABE NEGATIF
AMBOHITRANTENAINA NEGATIF
AMBOHIMANARINA NEGATIF
VOHITSARA NEGATIF
MANANTENASOA NEGATIF
IBAKO NEGATIF
37
Tableau VI : Présentation de la population de dépistage selon les résultats de la
microscopie par village.
VILLAGES RESULTATS DE LA MICROSCOPIE CHEZ LA
MAJORITE DES VILLAGEOIS DANS CHAQUE
VILLAGE
ANTSAHAMIVOATRA NEGATIF
TSARAHASINA NEGATIF
AMBOHIMASIMPITSANGANANA NEGATIF
AMBALAMANAKASINA NEGATIF
MORAFENO NEGATIF
AMBOHIMIARANTSOA NEGATIF
AMBOHIMIRAKITRA NEGATIF
KAMBANTSOA NEGATIF
AMBOHIJANAHARY NEGATIF
ANTSAHABE NEGATIF
AMBOHITRANTENAINA NEGATIF
AMBOHIMANARINA NEGATIF
VOHITSARA NEGATIF
MANANTENASOA NEGATIF
IBAKO NEGATIF
38
1.8.Méthodes statistiques utilisées:
Les saisies ont été faites sur Excel et analysées par le logiciel STATA 13. La
fréquence a été montrée par pourcentage. Pour comparer les CAS et les TEMOINS,
nous avons calculé l’Odds ratio (OR). L’analyse se poursuit par le calcul de l’intervalle
de confiance, si cette dernière passe par 1, il n’y a pas de corrélation statistiquement
significative entre le paludisme à Pv et le paramètre étudié.
1.9. Biais de l’étude:
• Biais de réponses : Pour certains paramètres, les résultatsne sont pas fiables car
basés uniquement sur les dires du patient, il n’y a pas de preuves objectivables. Par
exemple, pour l’utilisation de MID, la personne peut dire « oui, j’utilise de MID »,
mais on ne peut pas le prouver. Il en est de même pour l’existence de fièvre 24
heures avant le dépistage, l’investigué peut dire « non je n’ai pas eu de fièvre hier »
mais on n’a pas de preuve sur la température.
• Biais d’interprétation : L’interprétation de la microscopie est très relative car elle
est « opérateur dépendant ».
2. Moyens :
2.1. Humains:
Le bon déroulement du dépistage est assuré par un personnel composé de:
� médecins dont, des biologistes, et des médecins diplômés d’état généralistes
(nationaux et étrangers).
� paramédicaux : techniciens de laboratoire
� personnels administratifs.
� informaticiens et statisticiens responsables des bases de données
� agents d’appui
2.2. Matériels :
� GPS : pour la localisation des sites d’études
� Fiche d’observation (annexe)
� Fiche de consentement (annexe)
� Médicaments antipaludiques : ACT, Quinine pur traiter les cas positifs de
paludisme
39
2.3. Technique de diagnostic :
� TDR
� Microscopie,lamelles, lames, colorants
� PCR-confettis (à l’extérieur de Madagascar)
40
RESULTATS
Compte tenu des différents critères requis, nous avons retenus 117 sujets infectés par
l’espèce Pv, dont quarante (40) sujets « Cas » et soixante-dix-sept (77) sujets
« Témoins ». Ainsi la fréquence de l’infection à Pv par rapport à la population générale
de la région est de 9,18% (117 cas d’infections à Pv sur les 1274 sujets dépistés).
1. Etude descriptive
Cette partie descriptive nous permet juste d’avoir une vision globale sur résultats des
différents paramètres, ainsi les détails sur les « Cas » et les « Témoins » seront relatés
dans la partie analytique.
1.1. Etude descriptive des variables socio-épidémiologiques
1.1.1. L’âge
Tableau VII : Age des sujets infectés par Pv
Age n %
<5ans 21 17,95
5-18ans 51 43,59
>18ans 45 38,46
Total 117 100
Près de la moitié des sujets infectés par Pv ont entre 5 et 18ans.
1.1.2. Genre
Tableau VIII : Genre des sujets infectés par Pv
Genre n %
Féminin 57 48,72
Masculin 60 51,28
Total 117 100
41
Les sujets infectés par Pv sont presque repartis également selon le genre, on note
cependant une légère prédominance masculine avec un sex ratio égal à 1,01
1.1.3. Secteurs
Tableau IX : Secteurs des sujets infectés par Pv
Secteurs n %
Nord 70 59,83
Sud 47 40,17
Total 117 100
Trois Pv sur 5 se trouvent dans le secteur Nord.
1.1.4. Villages d’habitation
Tableau X : Villages d’habitation des sujets infectés par Pv
Villages d’habitation n %
Ambalamanakasina 22 18,22
Amboasary 5 4,27
Ambohijanahary 7 5,98
Ambohimanarina 3 2,56
Ambohimasimpitsanganana 9 7,69
Ambohimiarantsoa 2 1,71
Antshamivoatra 3 2,56
Ibako 12 10,26
Kambantsoa 18 15,38
Manantenasoa 1 0,85
Morafeno 2 1,71
Tsarahasina 32 27,35
Vohitsara 1 0,85
Total 117 100
Au moins une (01) personne sur quatre(04) infectée par Pv habite dans le village de
Tsarahasina.
42
1.1.5. Ethnie Tableau XI: Ethnie des sujets infectés par Pv
Ethnie n %
Antaimoro 1 0,85
Antaisaka 1 0,85
Betsileo 22 18,8
Merina 92 78,63
Sihanaka 1 0,85
Total 117 100
Près de quatre (04) personnes sur cinq (05) appartiennent à l’ethnie Merina.
1.2. Etude des variables anamnestiques :
1.2.1. Année d’arrivée
Tableau XII :Année d’arrivéedes sujets infectés par Pv
Année d’arrivée n %
Avant 2004 29 24,79
2004-2008 16 13,68
2009-2010 32 27,35
2011-2014 40 34,19
Total 117 100
Au moins une (01) personne sur trois (03) est arrivée entre 2011 et 2014.
1.2.2. Etude de l’utilisation de MID
Tableau XIII :Utilisation de MID par les sujets infectés par Pv
MID n %
N’utilise pas 52 44,44
Utilise 65 55,56
Total 117 100
Plus de la moitié des sujets infectés par Pv utilisent de MID.
43
1.2.3. Etude de l’existence de fièvre dans les 24h avant le dépistage.
Tableau XIV: Existence de fièvre dans les 24h avant le dépistage,chez les sujets
infectés par Pv.
Fièvre dans les 24h n %
Non 116 99,15
Oui 1 0,85
Total 117 100
La quasi-totalité des sujets infectés par Pv n’ont pas eu de fièvre 24h avant le dépistage.
1.3. Etude des variables cliniques :
Tableau XV: Existence de fièvre au moment du dépistage, chez les sujets infectés par
Pv.
Température n %
<37,5 67 57,26
>37,5 50 42,74
Total 117 100
Près de trois(03) personnes infectées sur cinq (05) n’ont pas de fièvre.
44
1.4. Paramètres paracliniques :
1.4.1. TDR :
Tableau XVI: Résultats de TDRdes sujets infectés par Pv
TDR n %
Négatif 109 93,16
Positif 8 6,84
Total 117 100
La quasi-totalité des sujets infectés par Pv diagnostiqués par la PCR ont un résultat de
TDR négatif.
1.4.2. Microscopie :
Tableau XVII :Résultats de la microscopie des sujets infectés par Pv.
Microscopie n %
Négatif 112 95,73
Positif 5 4,27
Total 117 100
La quasi-totalité des sujets infectés par Pv ont un résultat de microscopie négative.
1.4.3. PCR:
Tableau XVIII: Association de l’espèce Pv avec d’autres espèces plasmodiales
Association plasmodiale n %
PfPv 20 17,09
PfPvPo 2 1,71
Pv 87 74,36
PvPm 7 5,98
PvPo 1 0,85
Total 117 100
Près de Trois-quarts (3/4) des infections par Pv sont isolées.
45
2. Etude analytique
2.1. Etude analytique des variables socio épidémiologiques
2.1.1. Age:
Tableau XIX: Répartition du Paludisme à Pv selon l’âge.
Age Cas Témoins
n % n %
< 5ans 7 17,5 14 18,18 OR=0,95
5 à 18ans 19 47,5 32 41,56 Ic= [0,35-2,58]
> 18 ans 14 35 31 40,26
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et l’âge.
2.1.2. Genre
Tableau XX:Répartition du Paludisme à Pv selon le genre.
Genre Cas Témoins
n % n %
Masculin 19 47,5 41 53,25 OR=0,79
Féminin 21 52,5 36 46,75 Ic= [0,37-1,7]
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre la survenue du paludisme à Pv et
l’âge.
46
2.1.3. Secteurs
Tableau XXI:Répartition du Paludisme à Pv selon les secteurs.
Secteurs Cas Témoins
n % n %
Nord 29 72,5 41 53,25 OR=2,31
Ic= [1,01-5,28] Sud 11 27,5 36 46,75
Total 40 100 77 100
Il existe une corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et les
secteurs.
2.1.4. Villages d’habitation :
Tableau XXII: Répartition du Paludisme à Pv selon les villages d’habitation.
Villages Cas Témoins
n % n %
Ambalamanakasina 5 12,5 17 22,08
Amboasary 1 2,5 4 5,19
Ambohijanahary 3 7,5 4 5,19 OR= 0,17
Ambohimanarina 1 2,5 2 2,6 Ic= [0,17-1,47]
Ambohimasimpitsanganana 5 12,5 4 5,19
Ambohimiarantsoa 2 5 0 0
Antsahamivoatra 0 0 3 3,9
Ibako 2 5 10 12,99
Kambantsoa 4 10 14 18,18
Manantenasoa 0 0 1 1,3
Morafeno 1 2,5 1 1,3
Tsarahasina 16 40 16 20,78
Vohitsara 0 0 1 1,3
Total 40 100 77 100
47
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et les villages
d’habitation.
2.1.5. Ethnie
TableauXXIII :Répartition du Paludisme à Pv selon l’ethnie.
Ethnie Cas Témoins
n % n %
Antaimoro 1 2,5 0 0
Antaisaka 1 2.5 0 0
Betsileo 10 25 12 15,58 OR= 0
Merina 28 70 64 83,12
Sihanaka 0 0 1 1,3
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et l’éthnie.
2.2. Etude analytique des variables anamnestiques
2.2.1. Année d’arrivée
Tableau XXIV: Répartition du Paludisme à Pv selon l’année d’arrivée
Année
d’arrivée
Cas Témoins
n % n %
Avant 2004 9 22,5 20 25,97
OR=0,83
Ic=[0,34-2,84]
2004-2009 3 7,5 13 16,88
2009-2011 13 32,5 19 24,68
2011-2014 15 37,5 25 32,47
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et l’année
d’arrivée.
48
2.2.2. MID à la veille du dépistage
Tableau XXV: Répartition du Paludisme à Pv selon l’utilisation de MID
MID la veille Cas Témoins
n % n %
N’utilise pas 15 37,5 37 48,05 OR= 0,65
Utilise 25 62,5 40 51,95 Ic=[0,3- 1,42]
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et l’utilisation de
MID à la veille du dépistage.
2.2.3. Fièvre 24h avant le dépistage
Tableau XXVI: Répartition du Paludisme à Pv selon l’existence de fièvre 24h avant le
dépistage.
Fièvre dans
les 24 h
Cas Témoins
n % n %
Non 39 97,5 77 100 OR = 0
Oui 1 2,5 0 0
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre la survenue du paludisme à Pv et
l’existence de fièvre 24h avant le dépistage.
49
2.3. Etude analytique des variables cliniques
Température au moment du dépistage
Tableau XXVII : Répartition du Paludisme à Pv selon l’existence de fièvre au moment
du dépistage.
Température Cas Témoins
n % n %
<37,50c 25 62,5 42 54,55 OR = 1,39
Ic= [0,64-3,04] >37,50c 15 37,5 35 45,45
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre la survenue du paludisme à Pv et la
température.
2.4. Paramètres paracliniques :
2.4.1. TDR
Tableau XXVIII: Répartition du Paludisme à Pv selon le résultat du TDR.
TDR Cas Témoins
n % n %
Négatif 38 95 71 92,21 OR=1,61
Ic= [0,31-8,37] Positif 2 5 6 7,79
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre la survenue du paludisme à Pv et le
résultat du TDR.
50
2.4.2.Microscopie
Tableau XXIX: Répartition du Paludisme à Pv et le résultat de la microscopie
Microscopie Cas Témoins
n % n %
Négatif 39 97,5 73 94,81 OR = 2,14
Ic= [0,23-19,81] Positif 1 2,5 4 5,19
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv et la
microscopie.
2.4.3. PCR
Tableau XXX: Répartition du Paludisme à Pv et l’association avec d’autres espèces
Association Cas Témoins
n % n %
PfPv 10 25 10 12,99
OR=0,71
Ic= [0,3-1,56]
PfPvPo 1 2,5 1 1,3
Pv 28 70 59 76,62
PvPm 1 2,5 6 7,79
PvPo 0 0 1 1,3
Total 40 100 77 100
Pas de corrélation statistiquement significative entre le paludisme à Pv etl’association
avec d’autres espèces.
51
Tableau XXXI: Récapitulatif des résultats
Variables Degré de
signification
OR Ic
Age Non significatif 0,95 [0,35-2,58]
Genre Non significatif 0,79 [0,37-1,7]
Secteurs Significatif 2,31 [1,01-5,28]
Villages Non significatif 0,17 [0,37-1,7]
Ethnie Non significatif 0
Année d’arrivée Non significatif 0,83 [0,34-2,84]
MID Non significatif 0,65 [0,3 - 1,42]
Fièvre 24h avant le
dépistage
Non significatif 0
Fièvre au moment du
dépistage
Non significatif 1,39 [0,64-3,04]
TDR Non significatif 1,61 [0,31-8,37]
Microscopie Non significatif 2,14 [0,23-19,81]
Association avec
d’autres espèces
Non significatif 0,71 [0,3-1,56]
52
III. DISCUSSION:
1. Variables socio-épidémiologiques
1.1. Incidence :
Notre étude montre que le paludisme à Pv à une prévalence de9,18%
àAmpasipotsy.
Une étude antérieure àTsiroanomandidy effectuée par Peter Zimmerman etal. en
2008, montre une prévalence du paludisme à Pvchez les sujets Duffy négatifs estimée à
27,8% [50].En Ethiopie, une étude visant à comparer l’incidence dePv et celle duPf
montre que la prévalence dePv est de 6,2% [147].En 2012, l’incidence du Pv à Anajas
va de 12,1% à 17,6% [148].
1.2. Age :
Dans sa partie descriptive, notre étude indique une prédominance de Pv dans la
tranche d’âge de 5 à 18 ans, estimée à 43,59%. La forte prévalence de Pv chez les sujets
jeunes pourrait s’expliquer par la faiblesse de l’immunité chez les enfants. En effet, lePv
confère une immunité progressive et plus rapide que Pf, c’est-à-dire que, plus le sujet
est exposés à Pv plus il sera protégé lors d’une prochaine infection. Ainsi les enfants
sont plus vulnérables à Pv. L’étude de l’âge chez les sujets Duffy - infectés par Pvà
Ampasipotsyest non significative.
En Ethiopie, en 2015, le Pv prédomine chez les enfants âgés de moins de 5ans
[147].En 2014, une étude dans le Sud de l’Ethiopie, visant à évaluer la performance de
la microscopie, indique une prédominance dePv dans la tranche d’âge de 5 à 14 ans
[149].
1.3. Etude du genre :
A Ampasipotsyl’infection par l’espèce Pvse voit légèrement plus chez les
hommes (51,23%), que chez les femmes. Notre étude ne peut pas prétendre que le genre
masculin représente un facteur de risque de paludisme à Pv car il est un non significatif.
A Madagascar le rôle du genre sur le Pv est encore mal connu jusqu’à présent.
En Ethiopie en 2014, on a trouvé quatre-vingt (91) cas de Pvchez les hommes
contre soixante-trois(63) chez les femmes [150].
53
1.4. Etude des secteurs:
La présente étude indique que 3 personnes sur 5 infectées par Pvhabitent dans le
secteur Nord d’Ampasipotsy.En outre, il existe unea corrélation statistiquement
significative du paludisme à Pv et le secteur. Cela peut être expliquée par une différence
d’ethnie Antaisaka, laquelle représenterait une ethnie. Ainsi une étude plus approfondie
sur les secteurs et l’ethnie s’impose.
1.5. Etude des villages :
Quatre(04) personnes sur (05) infectées par Pv se trouvent dans le village de
Tsarahasina. On pensait que le fait d’habiter dans un village donné constituerait un
facteur de risque ou de protection, à cause probablement de la différence d’âge des
villages, certains villages sont plus anciens et d’autres plus récents donc plus exposés
car moins d’immunité. L’étude statistique de ce paramètre est non significative.
1.6. Etude de l’ethnie
La description de ce paramètre montre que près de quatre (04) personnes sur
cinq(05)appartiennent à l’ethnie Merina.La population a un taux important de sujets
merina, ainsi, il est difficile d’affirmer que l’ethnie Merina est facteur de risque ,car il
peut juste s’agir d’une simple proportionnalité. L’analyse montre que la différence est
non significative. Ainsi, une étude plus approfondie s’impose pour évaluer le rôle de
l’ethnie merina.
2. Variables anamnestiques :
2.1. Etude de l’année d’arrivée
Au moins une personne infectée par Pvsur trois(03) est arrivée entre 2011 et
2014 et plus de la moitié des sujets sont arrivés en 2011 et 2012(moins de 05 ans).On
pensait que l’ancienneté de résidence est un facteur de protection, car, plus longtemps
les sujets seront exposés au Pv, plus il y a une acquisition d’une immuniténaturelle
Notre étude indique une forte importance des sujets dont la résidence est plus de 01 an
(0 à 5ans). Cependant celle-ci n’est pas significative.
54
Plusieurs études similaires peuvent être citées :
A la Nouvelle – Guinée, qui est fortement endémique à la fois à Pf et Pv [151],
Pv est la source importante de paludisme avant l’âge de 2ans [152].L’incidence de Pv, a
commencé à diminuer rapidement dès la deuxième année de vie alors que l’incidence de
Pf a continué d’augmenter jusqu’à la quatrième [153].
Des études longitudinales sur la frontière occidentale de la Thaïlande [150] [154-
156] ont montré que l’incidence de Pv a également diminué significativement plus vite
avec l’âge que Pf.
En 2008, Da Silva-Nunes et al. indique que le risque de Pv, au Brésil, a
commencé à diminuer après 5 à 6ans de résidence en zone endémique contre 8 à 9 ans
pour Pf[157]
Ce phénomène n’est pas récent, ilest bien connu dans les années 30, dans des
pays comme la Grèce [158-160].
En 1930, en Floride, une série d’expérience pour étudier le l’immunité à Pv,a été
réalisé[161] ainsi qu’à l’Etat du Caroline du Sud [162-165].Ces études expérimentales
ont été conçues pour étudier l’histoire naturelle des individus à qui,on a fait des
injections intraveineuses de Pv ou de sporozoites de moustiques. Les parasites ont été
détectés pour la première fois entre 11 à 12 jours de l’inoculation et environ 2 à 3 mois
après les symptômes ont disparu.Les sujets étaientexpérimentalementréinoculés, jusqu’à
deux-tiers des sujets étaient à l’abri de l’infection. Lors de la troisième inoculation,
presque 100% des individus étaient cliniquement immunisés.
55
2.2. Etude de l’utilisation de MID
Notre étude montre que plus de la moitié des sujets infectés par Pv utilisent de
MID. Ceci pourrait s’expliquer par une éventuelle résistance de Pv aux insecticides se
trouvant dans les moustiquaires ou une mauvaise utilisation. Contrairement à ce qu’on
pouvait imaginer l’utilisation de MID n’est pas un facteur protecteur contre lePv chez
les sujetsDuffy - car l’analyse du paramètre est non significative.
Une étude antérieure au Cote d’Ivoire en 2008 montre que 60% des populations
vivant dans des zones à risque de paludisme utilisent de MID [166].
2.3. Etude de l’existence de fièvre 24h avant le dépistage
L’étude de ce paramètre a pour objectif d’évaluer la cinétique de la fièvre. La quasi-
totalité des sujets sont apyretiques.Ceci pourrait avoir plusieurs explications:
o Phase de dormance hépatique des hypnozoites [23].
o Phase prodromique de Pv [46-49].
o Phase résolutived’une fièvre paroxystique [51].
L’analyse du paramètre est non significative.
3. Variables paracliniques :
3.1. Etude du résultat du TDR
La présente étude indique que la quasi-totalité des sujets infectés par Pv ont un
résultat de TDR négatif. Ceci pourrait trouver son explication dans le fait que la
sensibilité du TDR soit faible (69%). L’analyse statistique de ce paramètre est non
significative.
3.2. Etude du résultat de la microscopie
La quasi-totalité des sujets infectés par Pvont un résultat de microscopie
négative. Ceci pourrait s’expliquer par la faiblesse de densité parasitaire oupeut-être, de
lavariabilité de la qualité microscopique. Sur le plan analytique, le paramètre est on
significatif.
Une étude aux Royaumes – Unis,en 1994 par Milne et al.montre que seulement
63% des lames de frottis de Pv ont été détectéescorrectement[167].En 2006,Maguire et
56
al. explique que,28 microscopistes experts provenant de 13 pays ont examinés des
lames de Pvet seulement 86% sont correctement diagnostiqués dont 47% mixtes [168].
3.3. Etude de l’association avec d’autres espèces :
Sur le plan descriptif près de Trois-quarts des infections parPv sont isolées.
Aucune prédominance significative n’est notée. Ceci semble expliquer que la mutation
de Pvse réaliserait de façon indépendante des autres espèces plasmodiales qui lui sont
associées. Une étude plus approfondie s’impose.
4 Portées et limites de l’étude :
4.1. Portées :
� L’étude permetun gain de temps important pour les études ultérieures.
� Elle reste vérifiable, exploitable et renouvelable pour les scientifiques intéressés.
� L’analysese réalise sur logiciel statistique fiable : STATA 13.
� Elle met à jour nos connaissances sur lePv à Madagascar.
4.2. Limites :
� Elle ne permet pas d’obtenir une idée sur le plan national.
� L’échantillon d’étude est faible.
� Il n’y a pas de donnée clinique, ainsi on ne sait pas si cette haute prévalence du
résultat de Pv par PCR correspond à un fardeau clinique.
5. Suggestions
• Pour les habitants et la communauté :
� Porter des vêtements longs le soir, si possible imprégné d’insecticide.
� Mettre des répulsifs sur les parties découvertes.
� Utiliser des tortillons fumigènes.
� Installer des moustiquaires aux portes et aux fenêtres.
� et/ou dormir sous une moustiquaire imprégnée d’insecticide.
� On peut, si on dispose d’une climatisation, associer climatisation et insecticide.
� Contrôle des gîtes à moustiques et pulvérisation intra domiciliaire d’insecticide.
57
• Pour les chercheurs et cliniciens :
� Approfondir la différence significative au niveau des secteurs.
� Le développement de nouvelles molécules et surtout le développement de
combinaisons thérapeutiques reposant sur l’association d’un dérivé de l’artémisinine
avec une ou plusieurs autres molécules.
� La recherche d’un médicament .moins toxique que la Primaquine afin mieux
contrôlerPv.
� Invention de test de diagnostic rapide de la déficience en G6PD
� Synthèse d'enzyme G6PD in vitro.
� Jusqu’à présent, seul Tsiroanomandidy est la zone où cohabite, presque à proportion
égale, les sujets Duffy – et +, ce qui est important pour le développement de Pv chez
les sujets Duffy –. De nouvelles zones doivent être explorées à Madagascar pour
améliorer les études.
� Pour le diagnostic de Pv, il faut plus de normes et de moyens pour valider les
compétences des microscopistes afin de réduire les erreurs.
� Ne pas se fier à la fièvre tierce dans le diagnostic de Pv.
• Pour l’Etat :
� Sensibiliser l’utilisation généralisée de moustiquaires imprégnées dans toute la
population, prioritairement chez les plus exposés (enfants et femmes enceintes) et par
une prise en charge rapide et adaptée des accès palustres.
� Autoriser plus de recherches sur le Pv à Madagascar.
� Renouveler régulièrement l’étude au moins tous les deux ans.
� Renforcer la collaboration avec les partenaires internationaux pour une étude au
niveau national dans plusieurs régions de Madagascar.
� Ne pas se focaliser uniquement sur Pf.
� Elargir l’échantillon d’étude.
58
CONCLUSION
La présente étude a permis de conclure qu’il existe une corrélation statistiquement
significative entre l’infection à Pv chez les sujets de groupe sanguin Duffy négatif et les
secteur. Cela pourrait s’expliquer par une différence d’ethnie dans les deux secteurs.
Ainsi une étude plus approfondie entre les secteurs et l’ethnie s’impose.
L’étude permet un gain de temps important pour les recherches ultérieures. Elle est
vérifiable, exploitable et renouvelable. L’analyse a été réalisée sur un logiciel statistique
fiable. En outre, elle a permis une mise à jour des connaissances sur l’infestation àPv à
Madagascar.
Cependant, cette recherche n’a pas permis de mesurer l’impact de l’infection au
niveau national car on a été limité dans l’espace.Il n’y a pas eu de donnée clinique, on
ne sait pas si cette haute prévalence de Pv correspond à un fardeau.
Pratiquement, les résultats permettront d’approfondir davantage l’impact de
l’infection à Pv à Madagascar. En effet, les données manquantes risquent de
bouleverserla finalité de notre étude. Cela encourage sa continuation pour en savoir
plus.
Dans ce sens, l’Etat malgache doit soutenir les recherches sur l’infestation à Pv. Il
doit faciliter les travaux des scientifiques nationaux et internationaux, tant sur le plan
matériel que financier.
Pour améliorer la fiabilité de l’étude, il faut que les scientifiques impliqués dans ce
type d’étude creusent beaucoup plus le côté clinique. Il faut apporter plus d’objectivité,
par exemple, quand on parle de l’existence de fièvre depuis vingt-quatre heures,
l’utilisation de thermomètre doit être obligatoire. Les chercheurs doivent éviter de se
limiter uniquement aux dires de l’investigué, il faut une preuve objectivable, par
exemple, pour l’utilisation de MID, il faut vérifier leur existence dans chaque ménage.
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ANNEXES
ID: HC / VILLAGE / HOUSEHOLD / PATIENT
FANEKENA AN-TSITRAPO
Fanaraha-maso ny tazomoka
(ASA, Martsa-Aogositra 2014)
Ny Sonia izay hataoko dia manamarika ny fandraisako anjara an-tsitrapo ny amin'ny fikarohana,
ary koa midika fa efa nazavaina tamiko avokoa ny momban'ny fizotran'ny fikarohana rehetra, ny
fahafahako mametraka fanontaniana momban'ny fikarohana, sy ny fanazavàna izay manampy ahy
amin'ny fanapahan-kevitra rehetra ataoko. Mahazo dika mitovy amin'ity fanekena voasonia ity
aho.
Ho an’ny lehibe:
Anarana:………….....………………………………………………………………...….……..……………
Sonia na lavitondro: Daty: ……………………….….
Ankizy/zaza, ray aman-dreny/mpiantoka ara-dalana dia tsy tokony hameno ny
mombamomba azy:
Anaran 'ny zaza: ………………………………………………………………………………...….
Anaran'ny ray aman-dreny I mpiantoka ara-dalana: .……………………….………………………
Mariho ny rohim-pihavananao: …………....……………………….………………………………
Sonia ray aman-dreny
I mpiantoka ara-dalana/ lavotondro: Daty: …………….….
Nampanao ny fanekena:
Anaran'ny nampanao ny fanekena: ……..……………………………………………...….……..…
Sonia: Daty: …………………….….
BARCODE Duffy-Vivax
Project
ID: HC / VILLAGE / HOUSEHOLD / PATIENT Date: ……..……... Time: ……...
Enrolment Questionnaire for Malaria Screening Study (Monday 17 - Thursday 27 March 2014)
Surname: ………………………………. First name: ………………………………….
Sex: M F Date of birth (or age): DD / MM / YYYY
Ethnicity: ……………………………….
Informed consent: (clinician initials)
Relocation date (to ASA region from Tana region): ……………………………………………
Regular movements to another village: Daily Once week Once per month Less (if possible to answer)
Was your house sprayed IRS last March 2013? Yes No
Does your house have an ITN? Yes No
Slept under ITN last night? Yes No
CLINICAL DATA
Height: …………..cm Weight: ………………..kg
History of fever in last 24 hours? Yes No
Temperature (no correction): ……………….ºC
Malaria medication in previous 14 days: Yes No If “Yes”, drug name: …………
IF FEBRILE: ALSO COMPLETE CLINICAL CASE QUESTIONNAIRE
RDT result: C Pan Pf
Treatment if RDT+: Yes Drug name: ……………………
CLINICIAN: I have checked all questionnaire fields are complete , RDT , bloodspots
and microscope slide have been performed and barcoded.
Study clinician initials: ………………………..…………Signature:
BARCODE Duffy-Vivax Project
RESULTAT DE TDR POSITIF à Pv ET AUX AUTRES ESPECES PLASMODIALES.
RESULTAT DE GE/FM à Pv
TECHNIQUE DE PCR PAR LDR-FMA
La technique de PCR par LDR-FMA dans le diagnostic des espèces plasmodiales humaines. (McNamara DT et al.Diagnosing infection levels of
four human malaria parasite species by a polymerase chain reaction/ligase detection reaction fluorescent microsphere-based assay. Pub Med [En
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http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16525099)
A. Réactifs
A gauche, on a les amorces Tag (ou étiquette fluorescente) qui sont des courtes séquences d’acides aminés marquées et combinées à
l’ADN de chaque espèce (F = P. falciparum; V = P. vivax; M = P. malariae; and O = P. ovale). Au milieu on a les séquences conservées
5' phosphorylée (P) et 3' biotinylée (B) et à droite il y a les sondes anti-Tag.
B. Etape 1 : Ligation de l’ADN de chaque espèce plasmodiale marquée par le Tag par les séquences conservées 3'biotinylées (B)
C. Etape 2 : Classification, marquage, hybridation par les sondes anti-Tag
D. Etape 3 : Marquage avec Streptavidine-R-Phycoerythrine (SA-PE)
VELIRANO
Eto anatrehan’Andriamanitra Andriananahary, eto anoloan’ireo mpampianatra
ahy, sy ireo mpiara-mianatra tamiko eto amin’ity toeram-pianarana ity ary eto
anoloan’ny sarin’i HIPPOCRATE.
Dia manome toky sy mianiana aho, fa hanaja lalandava ny fitsipika hitandrovana
ny voninahitra sy ny fahamarinana eoam-panatontosana ny raharaham-pitsaboana.
Hotsaboiko maimaimpoana ireo ory ary tsy hitaky saran’asa mihoatra noho ny
rariny aho, tsy hiray tetika maizina na oviana na oviana ary na amin’iza na amin’iza aho
mba hahazoana mizara ny karama mety ho azo.
Raha tafiditra an-tranon’olona aho dia tsy hahita izay zava-miseho ao ny
masoko, ka tanako ho ahysamy irery ireo tsiambaratelo haboraka amiko ary ny asako
tsy avelako hatao fitaovana hanatontosana zavatra mamoafady na hanamorana
famitankeloka.
Tsy ekeko ho efitra hanelanelanany adidiko amin’ny olona tsaboiko ny anton-
javatra ara-pinoana, ara-pirenena, ara-pirazanana, ara-pirehanaary ara-tsaranga.
Hajaiko tanteraka ny ain’olombelona na dia vao notorontoronina aza, ary tsy
hahazo mampiasa ny fahalalako ho enti-manohitra nylalàn’ny maha olona aho na dia
vozonana aza.
Manaja sy mankasitraka ireo mampianatra ahy aho ka hampita amin’ny taranany
ny fahaizana noraisiko tamin’izy ireo.
Ho toavin’ny mpiara-belona amiko anie aho raha mahatanteraka ny velirano
nataoko.
Ho rakotry ny henatra sy horabirabian’ireo mpitsabo namako kosa aho raha
mivadika amin’izany.
Name and First name :GIZY ANDRIMANANTENA Alma
Title of thesis: «RISK FACTORS FORTHE PLASMODIUM VIVAX INFECTION
INDUFFYNEGATIVESPEOPLE TO AMPASIPOTSY
TSIROANOMANDIDY».
Section : PUBLIC HEALTH
Number of pages : 53 Number of tables : 31
Number of figures : 04 Number of appendices : 05
Number ofbibliographicals references: 168
ABSTRACT
Introduction: The Duffy antigen is essential for infection of red blood cells by Pv. This
explains why this plasmodium species seems rare in Central Africa and
West where the most of the population is negative Duffy blood group.
However, for decades, Pv cases in Duffy negative people are reported in
several African countries including Madagascar.
Objectives: Identify risk factors for the Pv malaria infectionin Duffy negative people.
Methods: The study took place in Ampasipotsy -Tsiroanomandidy during the last two
weeks of March 2014. This was a "Case-Control" study ofpeople infected
byPv. Socio-epidemiological, anamnestic, clinical and laboratory parameters
were evaluated.
Results: Pv infection frequency was estimated at 9,18%. However, all parameters
studied have no significant value after statistical analysis.
Conclusion: The sector represents a statistically significant parameter and merits
further study.
Keywords: Case -controls, Duffy negative, not significant, Plasmodium vivax.
Thesissupervisor:Professor RAKOTOMANGA Jean de Dieu Marie
Reporter of Thesis :Doctor RATSIMBASOA Claude Arsène
Author’s Address :Lot III M 33E West - Ambohijanahary
Noms et Prénoms : GIZY ANDRIMANANTENA Alma
Titre de la thèse: «FACTEURS DE RISQUE LIES A L’INFECTION AU
PLASMODIUM VIVAXCHEZ LES SUJETS DUFFYNEGATIF A
AMPASIPOTSY TSIROANOMANDIDY».
Rubrique: SANTE PUBLIQUE
Nombre de pages : 53 Nombre de tableaux : 31
Nombre de figures : 04 Nombre d’annexes : 05
Nombre de références bibliographiques : 168
RESUME
Justifications:L’antigène Duffy est indispensable pour quePvpuisse envahir les
globules rouges. Cela explique pourquoi cetteespèceplasmodialesemble
très rare en Afrique centrale et de l’Ouest où la majorité de la
population est de groupe sanguin Duffy négatif.Or, depuis des décennies
des cas dePvchez les sujets Duffy négatifs sont rapportés dans plusieurs
pays africains y comprisMadagascar.
Objectifs:L’objectif de la présente étude est d’estimer la prévalence de l’infection à Pvà
Madagascar et de mettre exergue les facteurs de risque y relatifs.
Methodes:L’étude s’est déroulée à Ampasipotsy –Tsiroanomandidypendant les deux
dernières semaines du mois de Mars 2014.Il s’agissait d’une étude « Cas-
Témoins » des sujets infectés par Pv. Des paramètres socio-
épidémiologiques, anamnestiques, cliniques et paracliniques ont été évalués.
Résultats : La prévalence de l’infection à Pva été estimée à 9,18%. Cependant, tousles
paramètresétudiés n’ont pas de valeur significativeaprès analyse statistique.
Conclusion: Le secteur représente un paramètre statistiquement significatif et mérite
d’être approfondi.
Mots clés:Cas -Témoins, Duffy négatif, non significatif, plasmodium vivax.
Directeur de Thèse :Professeur RAKOTOMANGA Jean de Dieu Marie
Rapporteur de Thèse :Docteur RATSIMBASOA Claude Arsène
Adresse de l’auteur :Lot III M 33E Ouest - Ambohijanahary