BAB I

PENDAHULUAN

1.1 Latar Belakang

Al-Qur’an banyak menyebutkan tentang potensi tumbuh-tumbuhan untuk

dimanfaatkan oleh manusia. Sebagaimana yang telah dijelaskan dalam ayat 99

surat Al-An’am.

uθèδ uρ ü“ Ï% ©!$# tΑ t“Ρ r& zÏΒ Ï !$yϑ ¡¡9 $# [ !$tΒ $oΨ ô_t� ÷z r' sù ϵÎ/ |N$t7 tΡ Èe≅ ä. & ó x« $oΨ ô_t� ÷z r' sù çµ÷Ψ ÏΒ #Z� ÅØ yz ßlÌ� øƒ �Υ çµ÷Ψ ÏΒ

${6ym $Y6Å2# u� tI•Β zÏΒ uρ È≅ ÷‚Ζ9$# ÏΒ $yγÏèù= sÛ ×β# uθ÷Ζ Ï% ×πuŠ ÏΡ#yŠ ;M≈ ¨Ψ y_uρ ôÏiΒ 5>$oΨ ôã r& tβθçG ÷ƒ“9 $# uρ tβ$Β ”�9 $# uρ

$YγÎ6oK ô±ãΒ u� ö�xî uρ >µÎ7≈ t±tFãΒ 3 (#ÿρã� ÝàΡ $# 4’ n< Î) ÿÍν Ì� yϑ rO !#sŒ Î) t� yϑ øOr& ÿϵÏè÷Ζ tƒuρ 4 ¨βÎ) ’ Îû öΝ ä3Ï9≡sŒ ;M≈ tƒUψ 5Θ öθs) Ïj9 tβθãΖ ÏΒ ÷σ ãƒ

∩∪

”Dan Dialah yang menurunkan air hujan dari langit, lalu Kami tumbuhkan dengan air itu segala macam tumbuh-tumbuhan maka Kami keluarkan dari tumbuh-tumbuhan itu tanaman yang menghijau. Kami keluarkan dari tanaman yang menghijau itu butir yang banyak; dan dari mayang kurma mengurai tangkai-tangkai yang menjulai, dan kebun-kebun anggur, dan (Kami keluarkan pula) zaitun dan delima yang serupa dan yang tidak serupa. Perhatikanlah buahnya di waktu pohonnya berbuah dan (perhatikan pulalah) kematangannya. Sesungguhnya pada yang demikian itu ada tanda-tanda (kekuasaan Allah) bagi orang-orang yang beriman"(QS.Al-An’am/06: 99).

Dalam surat An-Nahl ayat 11, Allah Swt. juga menjelaskan mengenai

tumbuh-tumbuhan yang dapat dijadikan obat bagi manusia.

àM Î6/Ζ ãƒ /ä3s9 ϵÎ/ tíö‘ ¨“9 $# šχθçG ÷ƒ“9 $#uρ Ÿ≅‹Ï‚Ζ9 $# uρ |=≈ uΖ ôãF{ $# uρ ÏΒ uρ Èe≅à2 ÏN≡t� yϑ ¨V9$# 3 ¨βÎ) ’ Îû š�Ï9≡sŒ ZπtƒUψ

5Θ öθs) Ïj9 šχρã� ¤6 x+ tG tƒ ∩⊇⊇∪

“Dia menumbuhkan bagi kamu dengan air hujan itu tanam-tanaman; zaitun, korma, anggur dan segala macam buah-buahan. Sesungguhnya pada yang demikian itu benar-benar ada tanda (kekuasaan Allah) bagi kaum yang memikirkan” (QS. An-Nahl/16: 11).

Pada ayat di atas, Allah menjelaskan bahwa Dia yang telah menciptakan

tumbuh-tumbuhan dengan berbagai macam bentuk, warna, sifat khusus, rasa dan

bau. Tumbuh – tumbuhan tersebut dimanfaatkan untuk manusia dan hewan. Allah

menciptakan alam semesta beserta isinya tidak diciptakan dengan sia-sia akan

tetapi memiliki fungsi masing – masing (Rossidy, 2008).

Rasulullah saw. pernah bersabda dalam sebuah hadits Bukhari mengenai

khasiat dari jintan hitam (Al-Albani, 2008):

إ ״ ׃عن أ بي ھر ير ة ر ضي اهللا عنه أنه سمع ر سو ل اهللا صلی اهللا عليه و سلم يقول دا السو الحبة و ، ت المو׃ ◌ السام و. ״سام . ال، إ ن في الحبة السوداء شفاء من كل داء

. نيز شوال׃ ء “Dari Abu Hurairah RA bahwa dia mendengar Rasulullah bersabda,”Sesungguhnya biji hitam itu mengandung obat untuk segala penyakit, kecuali sam.” Sam adalah kematian dan biji hitam adalah syuniz”.

Biji Nigella sativa L., disebut black cumin di Eropa dan disebut jintan

hitam di Indonesia. Jintan hitam telah digunakan oleh para penduduk selama lebih

dari 3000 tahun dan dilaporkan sebagai obat dari segala macam penyakit.

Jintan hitam di pandang mampu mengobati segala penyakit. Hal tersebut

didasarkan pada sumber baik dari hadits shahih maupun berdasarkan penelitian-

penelitian ilmiah yang sudah dilakukan oleh banyak ilmuwan bidang kedokteran

di berbagai macam negara. Berdasarkan dari hasil-hasil penelitian ilmuwan

bidang kedokteran diantaranya menyimpulkan bahwa jintan hitam mengandung

lebih dari 100 komponen kimia alami yang sangat diperlukan tubuh. Berdasarkan

Study of Oil Black Seed on Humans oleh peneliti dari Amerika, jintan hitam

terbukti memiliki efek antihistamin, antioksidan, antibiotik, antimikroba dan

penghambat bronchitis (Hilman, 2005).

Saat ini ditemukan bahwa radikal bebas berperan dalam terjadinya

berbagai penyakit. Hal ini dikarenakan radikal bebas adalah spesi kimia yang

memiliki pasangan elektron bebas di kulit terluar sehingga sangat reaktif dan

mampu bereaksi dengan protein, lipid, karbohidrat, atau DNA. Reaksi antara

radikal bebas dan molekul itu berujung pada timbulnya suatu penyakit (Sofia,

2005).

Antioksidan sintetik seperti Butil Hidroksil Anisol (BHA), Butil Hidroksi

Toluen (BHT), dan Tert-Butil Hidroquinon (TBHQ) telah digunakan secara luas

sebagai penghambat oksidasi lipid. Meskipun demikian, antioksidan sintetik

bukan merupakan pilihan utama karena memiliki sifat toksik. Hal tersebut yang

menyebabkan banyaknya penelitian yang ingin lebih mengeksplorasi senyawa

antioksidan alami khususnya pada buah-buahan dan sayuran (Rababah et.al., 2004

dalam Rohman et.al., 2005), salah satunya adalah jintan hitam.

Senyawa utama yang terdapat dalam jintan hitam adalah thymoquinon

(TQ), dihidrothymoquinon (DTQ), thymol (THY) dan carvacrol yang bersifat non

polar. Senyawa-senyawa tersebut bersifat sebagai antioksidan. Pelarut-pelarut

yang biasa digunakan untuk mengekstrak senyawa-senyawa non polar tersebut

adalah n-heksana, kloroform, dan petroleum eter.

Penelitian Burits, et.al. (2000) menyebutkan bahwa jintan hitam, Nigella

sativa mengandung essential oil yang memiliki aktivitas sebagai antioksidan.

Hasil penentuan aktivitas antioksidan jintan hitam dengan menggunakan DPPH

(1,1-difenil-2-pikrilhidrazil) yang dimurnikan dengan KLT menunjukkan bahwa

kandungan thymoquinone, carvacrol, t-anethole dan 4-terpineol dapat

menghambat aktivitas radikal.

Studi penentuan asam lemak, α-tokoferol dan aktivitas antioksidan ekstrak

minyak Nigella sativa juga telah dilakukan oleh Al-Naqeeb, et.al. (2009) yaitu

dengan menggunakan berbagai variasi pelarut: n-heksana, petroleum eter dan

kloroform : methanol ( 2:1 ). Asam lemak dianalisis menggunakan GC dan α-

tokoferol dianalisis menggunakan HPLC, sedangkan penentuan aktivitas

antioksidan menggunakan metode FTC (Ferri Tiosianat) dan TBA (Thiobarbituric

Acid). Pengujian dengan menggunakan kedua metode tersebut menunjukkan

bahwa masing-masing ekstrak memiliki aktivitas antioksidan. Hasil pengujian

aktivitas antioksidan tidak memberikan perbedaan yang signifikan diantara kedua

metode.

Selain mengandung senyawa non polar, jintan hitam juga mengandung

senyawa polar. Senyawa polar yang terkandung dalam jintan hitam juga

berpotensi sebagai antioksidan. Namun, senyawa polar tersebut belum diteliti

secara mendetail sehingga belum diketahui golongan senyawa yang berperan

sebagai antioksidan.

Penelitian Thippeswamy dan Naidu (2005) membahas tentang potensi

antioksidan dari berbagai varietas cumin yang terdiri dari cumin (Cuminum

cyminum), black cumin (Nigella sativa) dan bitter cumin (Cuminum nigrum)

dengan menggunakan pelarut aquadest dan methanol 80%. Potensi antioksidan

ditentukan dengan metode DPPH, total fenol dan uji peroksidasi lipid. Hasil

pengujian menunjukkan bahwa ketiga jenis varietas cumin tersebut memiliki

potensi antioksidan. Bitter cumin memiliki potensi antioksidan tertinggi yang

diikuti dengan cumin dan black cumin.

Hendrik (2009) disebutkan bahwa ekstrak alkohol yang terkandung pada

jintan hitam dilaporkan dapat menghambat tingginya hidrogen peroksida pada

mikrosom sel hati mencit. Ekstrak jintan hitam dapat memberikan melindungi

tubuh dari kerusakan radikal bebas dibandingkan dengan senyawa antioksidan

sintetik.

Berdasarkan penelitian tersebut, diketahui bahwa ekstrak alkohol jintan

hitam yang memiliki sifat polar berpotensi sebagai antioksidan. Pemanfaatan

ekstrak polar dapat ditelaah lebih lanjut dengan pengujian aktivitas

antioksidannya dan identifikasi senyawa aktif yang terkandung di dalamnya.

1.2 Rumusan Masalah

Berdasarkan latar belakang di atas dapat dirumuskan permasalahan

sebagai berikut:

1. Bagaimana aktivitas antioksidan fraksi etanol dari jintan hitam (Nigella sativa,

L.) menggunakan metode DPPH, FTC dan TBA?

2. Apa saja kandungan golongan senyawa antioksidan dalam fraksi etanol dari

jintan hitam (Nigella sativa, L.)?

1.3 Tujuan

Adapun tujuan dilakukannya penelitian ini adalah

1. Mengetahui aktivitas antioksidan fraksi etanol dari jintan hitam (Nigella

sativa, L.) menggunakan metode DPPH, FTC dan TBA.

2. Mengetahui kandungan golongan senyawa antioksidan dalam fraksi etanol

jintan hitam (Nigella sativa, L.).

1.4 Batasan Masalah

1. Sampel yang digunakan adalah jintan hitam (Nigella sativa, L.) yang berasal

dari Pusat Penelitian Tanaman Materia Medika, kota Batu, Malang.

2. Fraksi etanol diperoleh dari hasil maserasi dan partisi.

3. Metode yang digunakan adalah DPPH, FTC dan TBA.

4. Uji fitokimia yang digunakan meliputi uji terpenoid, uji flavonoid, uji saponin,

uji tanin dan uji alkaloid.

1.5 Manfaat

Hasil penelitian ini diharapkan dapat memberikan manfaat diantaranya

adalah sebagai berikut:

a) Memberikan informasi kepada para saintis bahwa tidak hanya fraksi nonpolar

jintan hitam yang memiliki potensi sebagai antioksidan, tapi juga fraksi polar.

b) Memberikan informasi ilmiah kepada masyarakat mengenai pemanfaatan

jintan hitam sebagai antioksidan alami yang diperoleh dari fraksi etanol.

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Tanaman Jintan Hitam dalam Pespektif Islam

Kajian terhadap ayat – ayat Al-Qur’an yang berkaitan dengan ilmu

pengetahuan telah banyak dilakukan. Satu diantaranya menjelaskan khasiat

tumbuh – tumbuhan untuk mencegah atau mengobati berbagai jenis penyakit.

Pembuktian terhadap ayat - ayat tersebut pun telah banyak dilakukan dan hasilnya

sangatlah menakjubkan. Tak sedikit tumbuh – tumbuhan yang terbukti memiliki

potensi yang luar biasa. Eksplorasi yang lebih mendalam mulai dilakukan untuk

mendapatkan khasiat lain dari berbagai tumbuhan.

Dalam dunia tumbuh – tumbuhan terdapat berbagai jenis tumbuhan yang

berbeda – beda. Keragaman jenis tersebut menjadikan tumbuhan memiliki

berbagai potensi yang berbeda satu sama lain. Seperti yang dijelaskan pada ayat

dibawah ini.

uθèδ uρ ü“ Ï% ©!$# tΑ t“Ρ r& zÏΒ Ï !$yϑ ¡¡9 $# [ !$tΒ $oΨ ô_t� ÷z r' sù ϵÎ/ |N$t7 tΡ Èe≅ ä. & ó x« $oΨ ô_t� ÷z r' sù çµ÷Ψ ÏΒ #Z� ÅØ yz ßlÌ� øƒ �Υ çµ÷Ψ ÏΒ

${6ym $Y6Å2# u� tI•Β zÏΒ uρ È≅ ÷‚Ζ9$# ÏΒ $yγÏèù= sÛ ×β# uθ÷Ζ Ï% ×πuŠ ÏΡ#yŠ ;M≈ ¨Ψ y_uρ ôÏiΒ 5>$oΨ ôã r& tβθçG ÷ƒ“9 $# uρ tβ$Β ”�9 $# uρ

$YγÎ6oK ô±ãΒ u� ö�xî uρ >µÎ7≈ t±tFãΒ 3 (#ÿρã� ÝàΡ $# 4’ n< Î) ÿÍν Ì� yϑ rO !#sŒ Î) t� yϑ øOr& ÿϵÏè÷Ζ tƒuρ 4 ¨βÎ) ’ Îû öΝ ä3Ï9≡sŒ ;M≈ tƒUψ 5Θ öθs) Ïj9 tβθãΖ ÏΒ ÷σ ãƒ

∩∪

”Dan Dialah yang menurunkan air hujan dari langit, lalu Kami tumbuhkan dengan air itu segala macam tumbuh-tumbuhan maka Kami keluarkan dari tumbuh-tumbuhan itu tanaman yang menghijau. Kami keluarkan dari tanaman yang menghijau itu butir yang banyak; dan dari mayang korma mengurai tangkai-tangkai yang menjulai, dan kebun-kebun anggur, dan (Kami keluarkan

pula) zaitun dan delima yang serupa dan yang tidak serupa. Perhatikanlah buahnya di waktu pohonnya berbuah dan (perhatikan pulalah) kematangannya. Sesungguhnya pada yang demikian itu ada tanda-tanda (kekuasaan Allah) bagi orang-orang yang beriman"(QS.Al-An’am/06: 99).

Firman Allah SWT dalam surat Al-An’am ayat 99 yang artinya ...Kami

menumbuhkan darinya kebun-kebun kurma, zaitun dan delima, ada yang serupa

dan tidak serupa...menjelaskan bahwa Allah menciptakan beragam jenis buah.

Setiap jenis buah memiliki rasa dan harum tersendiri meskipun semuanya tumbuh

di tanah yang sama. Selain itu, buah-buahan dan sayur-sayuran juga merupakan

sumber-sumber vitamin dan nutrisi essensial yang melimpah. Allah SWT

menutup surat Al-An’am ayat 99 dengan firman-Nya ...sesungguhnya pada

demikian itu, terdapat tanda-tanda yang nyata bagi orang-orang yang beriman,..

karena orang-orang yang beriman itu hidup, bekerja, berfikir dan memahami

sehingga untuk mendapatkan bukti dari ayat tersebut yang dapat menunjukkan

kepada mereka kepada perbuatan mengesakan Allah SWT (Al-Jazairi, 2007).

Ayat di atas juga mengingatkan kepada kita tentang adanya tanda-tanda

kekuasaan Allah SWT dalam dunia tumbuh-tumbuhan yang memang penuh

dengan tanda-tanda yang menunjukkkan keagungan dan keperkasaan-Nya. Semua

jenis tumbuhan makan dan tumbuh dari sinar, karbon, hidrogen, nitrogen,

fosforus, sulfur, kalium, kalsium, magnesium, dan besi. Meskipun makanannya

sama, tanah menumbuhkan apel yang manis, colocynth yang pahit, kapas yang

lembut, kaktus yang berduri, gandum, barley, jeruk, kurma, anggur, buah ara,

zaitun dan delima. Demikianlah, dalam tanah yang sama, unsur makanan yang

sama, dan air yang sama, biji-biji yang sangat kecil itu menumbuhkan ribuan jenis

tumbuhan dan buah-buahan dengan aneka ragam bentuk, warna, bau, dan rasa

(Pasya, 2004).

Allah Swt. berfirman dalam surat Al-An’am ayat 141.

uθèδ uρ ü“ Ï%©!$# r' t±Σ r& ;M≈ ¨Ψ y_ ;M≈ x©ρá� ÷èΒ u� ö�xî uρ ;M≈ x©ρâ÷ ÷ê tΒ Ÿ≅÷‚Ζ9 $# uρ tíö‘ ¨“9 $# uρ $+ Î= tFøƒ èΧ …ã&é# à2é& šχθçG ÷ƒ“9 $# uρ

šχ$Β ”�9 $#uρ $\κ È:≈ t±tFãΒ u�ö� xî uρ 7µÎ7≈ t±tFãΒ 4 (#θè=à2 ÏΒ ÿÍν Ì� yϑ rO !# sŒ Î) t� yϑ øOr& (#θè?#u uρ … 絤) ym uΘ öθtƒ Íν ÏŠ$|Áym ( Ÿωuρ

(# þθèùÎ� ô£ è@ 4 … çµ‾Ρ Î) Ÿω �= Ït ä† šÏùÎ� ô£ ßϑ ø9 $# ∩⊇⊆⊇∪

“Dan dialah yang menjadikan kebun-kebun yang berjunjung dan yang tidak berjunjung, pohon korma, tanam-tanaman yang bermacam-macam buahnya, zaitun dan delima yang serupa (bentuk dan warnanya) dan tidak sama (rasanya). makanlah dari buahnya (yang bermacam-macam itu) bila dia berbuah, dan tunaikanlah haknya di hari memetik hasilnya (dengan disedekahkan kepada fakir miskin); dan janganlah kamu berlebih-lebihan. Sesungguhnya Allah tidak menyukai orang yang berlebih-lebihan”(QS. Al-An’am/06: 114).

Ayat ini menjelaskan bahwa hanya Allah SWT yang menciptakan pohon

kurma dalam keadaaan yang bermacam-macam ras, bentuk dan aromanya. Allah

SWT menciptakan buah-buahan seperti zaitun, dan delima dalam beberapa segi

yang lain seperti rasanya meskipun semua tumbuh diatas tanah yang sama dan

disiram dengan air yang sama (Shihab, 2001). ‘Aidh Al-Qarni (2008) menjelaskan

bahwa Allah SWT semata yang menciptakan kebun-kebun yang luas dan taman-

taman yang menghijau yang terdiri dari berbagai jenis pohon. Di antaranya ada

yang tumbuh tinggi menjulang seperti kurma, tanaman pertanian, zaitun dan

delima, namun di antaranya ada pula yang tidak tumbuh tinggi.

Jintan hitam (Nigella sativa, L.) merupakan tanaman tertua yang

digunakan sebagai pengobatan dalam sejarah manusia. Bahwa pada zaman nabi

ada istilah yang dikenal dengan Thibbun Nabawi, yang berarti pengobatan yang

dilakukan berdasarkan pada hadits-hadits nabi. Banyak sekali hadits-hadits yang

menyebutkan bahwa Nabi pada zamannya banyak menggunakan berbagai macam

tumbuhan sebagi pengobatan. Salah satu tanaman yang direkomendasikan adalah

biji habbatussauda’ atau yang kita kenal dengan biji jintan hitam (Nigella sativa

Linn.).

Sebagaimana Hadits yang diriwayatkan oleh Imam Muslim dan Ibnu

Majah berikut (Al-Albani, 2008):

ن أ بي ھر ير ة ر ضي اهللا عنه أنه سمع ر سو ل اهللا صلی اهللا عليه و ◌ عام . ال، إ إ ن في الحبة السوداء شفاء من كل داء ״ ׃سلم يقول السام و. ״س

. نيز شوال׃ ء دا السو الحبة و ، ت المو׃ ◌ “Dari Abu Hurairah RA bahwa dia mendengar Rasulullah bersabda,”Sesungguhnya biji hitam itu mengandung obat untuk segala penyakit, kecuali sam.” Sam adalah kematian dan biji hitam adalah syuniz”.

Khasiat jintan hitam juga dijelaskan dalam Hadits berikut (Al-Albani, 2006):

سفيان ثنا حد׃ قا. ، حد ثنا ابن أبي عمر و سعيد بن عبد الر حمن المخزومي عليكم ׃قا ل ، أ ن النبي ، عن أ بي ھر ير ة ، عن أ بي سلمة ، الزھري عن ،

المو ׃و السا م . إ . السا م، فإ ن فيھا شفاء من كل داء ، بھذه الحبة السو داء . ت

" Ibnu Abu Umar dan Sa’id bin Abdurrahman Al Makhzumi menceritakan kepada kami, keduanya berkata, Sufyan menceritakan kepada kami, dari Zuhri, dari Abu Salamah, dari Abu Hurairah, bahwa Nabi SAW bersabda, “Makanlah habbatussauda’ ini. Sesungguhnya ia mengandung obat dari berbagai (jenis) penyakit, kecuali kematian.”

Hadits di atas menjelaskan bahwa jintan hitam merupakan obat herbal

yang dapat menyembuh berbagai macam penyakit. Saat ini, banyak penelitian

yang telah membuktikan keampuhan dari jintan hitam. Salah satunya adalah jintan

hitam sebagai antioksidan. Antioksidan merupakan suatu senyawa yang dapat

menghambat kerja radikal bebas. Radikal bebas sendiri merupakan suatu senyawa

yang dapat menyebabkan berbagai penyakit degeneratif. Penggunaan jintan hitam

dapat menghambat kerja dari radikal bebas yang membahayakan kesehatan tubuh.

2.2 Jintan Hitam (Nigella sativa, L.) dalam Perspektif Sains

Tanaman jintan hitam (Nigella sativa, L.) adalah termasuk tanaman

familia Ranunculaceae. Jintan hitam tumbuh liar sampai pada ketinggian 1100

meter dari permukaan laut. Biji jintan hitam berbentuk kerucut berwarna

kehitaman yang dihasilkan oleh tanaman berbatang lembut berbunga kuning.

Jintan hitam beraroma yang sangat menyengat dan rasanya pahit, memiliki tinggi

30-35 cm, yang bercabang dan melingkar pada bagian atasnya, berambut memiliki

bunga-bunga berwarna putih kebiruan dan dipenuhi juga dengan dedaunan (daun

pada bagian bawah lebih kecil daripada bagian atasnya) (Savitri, 2008).

Klasifikasi tanaman jintan hitam (Nigella sativa, L.) adalah sebagai

berikut (Savitri, 2008):

Kingdom : Plantae Divisi : Magnoliophyta Kelas : Magnoliopsida Ordo : Ranunculales Famili : Ranunculaceae Genus : Nigella Spesies : Nigella sativa Linn

Gambar 2.1 Jintan Hitam (Nigella sativa, L.)

2.2.1 Khasiat dan Kegunaan

Biji jintan hitam pada umumnya digunakan pada pengobatan tradisional,

seperti diuretik, antihipertensi, memperbaiki proses pencernaan, antidiare,

stimulan nafsu makan, analgesik, antibakteri dan digunakan untuk penyakit kulit.

Jinten hitam juga telah dilakukan studi untuk aktivitas biologi dan

memperlihatkan untuk antidiabetes, antikanker, imunomodulator, antimikroba,

anti-inflamasi, spasmolitik, bronchodilatot, hepatoprotektif, pelindung ginjal, dan

antioksidan. (Gillani, et.al., 2004). Jurnal lain menyebutkan bahwa jintan hitam

juga dapat berfungsi sebagai immune stimulant, antihistamin, hypoglycemic,

choleretic, dan antipiretik (Al-Ali, et.al., 2008).

Berdasarkan penelitian Zaher, et.al. (2008), mengenai observasi efek

biologi dari jintan hitam (Nigella sativa) dan teh hijau (Camellia sinensis)

menyatakan bahwa jintan hitam berpotensi sebagai antiviral, antikanker, anti-

angiogenic dan antioksidan. Pengujian aktivitas antioksidan dengan menggunakan

metode DPPH, penangkapan radikal NO (nitric oxide) dan uji peroksidasi lipid.

Hasilnya menunjukkan bahwa jintan hitam dan teh hijau berpotensi sebagai

antioksidan.

Musa, et.al. (2004) menyatakan bahwa ekstrak etanol jintan hitam

berpotensi sebagai antitumor. Selain itu, jintan hitam dapat digunakan sebagai

antimalaria menurut penelitian Abdulelah, et.al. (2007). Penelitian Ali, et.al.

(2007), melaporkan bahwa jintan hitam memiliki potensi sebagai antimikotik dan

antimikroba. Jintan hitam sebagai antimikroba juga dilakukan oleh Arici, et.al.

(2005).

2.2.2 Komponen Kimia Jintan Hitam

Komposisi kimia dalam jintan hitam antara lain asam amino (leucine,

valine, lysine, threonine, phenylalanine, isoleucine, histidine, methionine,

glutamic, acid, arginine, aspartic acid, glycine, proline, serine, alanine, tryrosine,

cystine), mineral (K, P, Na, Fe, Zn, Ca, Mg, Mn dan Co), asam lemak (myristic,

myristoleic, palmitic, palmitoleic, stearic, oleic, limoleic, arachidic, linolenic,

eicosadienoic, lignoceric, asam lemak jenuh dan asam lemak tak jenuh) (Al-

Jassir, 1992). Biji jintan hitam mengandung thymoquinone (TQ),

hydrothymoquinone, plythymoquinone, nigellicine, nigellidine, nigellimine-N-

oxide, thymol, carvacrol dan alpha-hedrin (Al-Ali, et.al, 2008). Kandungan jintan

hitam yang lain adalah dithymoquinone, thymohydroquinone, oxy-coumarin, 6-

methoxy coumarin dan 7-hidroxy-coumarin, steryl-glucoside dan tannins

(Randhawa, 2008). Selain itu, jintan hitam juga mengandung gula reduksi,

alkaloid, asam organik, saponin, resin, melanthin. Melanthigin, abu, air,

terpenoids, alpipatic alcohol, unsaturated α-β-hidroxy ketone, sterol, and ester

(Gilani, et.al., 2004).

Biji jintan hitam mengandung karbohidrat, protein dan lemak cukup besar

berdasarkan penelitian Sultan, et.al. (2009). Penelitian tersebut melaporkan bahwa

jintan hitam mengandung mineral utama yaitu potassium, kalsium, fosfor dan

magnesium, selain itu juga mengandung sodium, besi, mangan, seng dan tembaga.

Jintan hitam mengandung fixed oil dengan polyunsaturated fatty acid sebesar

60,17±1,53%, asam lemak jenuh sebesar 16,64±0,91% dan monosaturated fatty

acid sebesar 22,47±0,59%. Kandungan karotenoid dan tokoferol sebesar

450,66±16,21 mg/kg dalam minyak, sedangkan kandungan thymoquinone

201,31±13,17 mg/kg dalam biji. Sebagai pembanding, dianalisis pula essential oil

dan diketahui bahwa jintan hitam mengandung thymoquinone,

dihydrotymoquinone, p-cymene, carvacrol, α-thujene, thymol, α-pinene, β-pinene

dan t-anethole sebagai komposisi utamanya. Selanjutnya, pengujian aktivitas

antioksidan dilakukan secara in vitro menggunakan metode peroksidasi lipid dan

DPPH. Penghambatan radikal bebas pada fixed oil dan essential oil dengan

metode peroksidasi lipid yaitu sebesar 25,62% dan 92,56%, sedangkan

penghambatan radikal bebas dengan metode DPPH yaitu 32,32% dan 80,25%.

Hasil tersebut mengindikasikan bahwa fixed dan essential oil pada jintan hitam

mengandung banyak senyawa fitokimia dan memiliki kemampuan untuk melawan

berbagai penyakit hyperglycemia dan hypercholesterolemia.

Penelitian lain yang membahas mengenai komposisi jintan hitam

dilakukan oleh Nickavar, et.al. (2005). Nickavar meneliti komposisi kimia fixed

dan volatile oil pada jintan hitam (Nigella sativa, L.) dari Iran. Penentuan

komposisi kimia tersebut menggunakan instrumen GC-MS. Hasil analisis

menunjukkan bahwa dalam jintan hitam mengandung 8 senyawa fixed oil (99,5%)

dan 32 senyawa volatile oil (86,7%) yang telah diidentifikasi. Kandungan asam

lemak pada fixed oil antara lain asam linoleat (55,6%), asam oleat (23,4%) dan

asam palmitat (12,5%). Senyawa utama volatile oil yaitu trans-anethole (38,3%),

p-cymene (14,8%), limonene (4,3%) dan carvone (4,0%).

M.Burits et.al., (2000), dalam penelitiannya mengektrak jintan hitam

menggunakan pelarut – pelarut non polar, seperti petroleum eter (PE) dan n-

heksana. Hasil penentuan aktivitas antioksidan jintan hitam dengan menggunakan

DPPH (1,1-difenil-2-pikrilhidrazil) yang dimurnikan dengan KLT menunjukkan

bahwa kandungan thymoquinone, carvacrol, t-anethole dan 4-terpineol dapat

menghambat aktivitas radikal. Adapun nilai EC50 yang dihasilkan dari beberapa

senyawa, disajikan pada Tabel 2.1 berikut:

Tabel 2.1 Nilai EC50 senyawa dalam ekstrak non polar jintan hitam No. Senyawa EC50 1 Essential oil 460,0 2 Thymoquinone 211,0 3 Carvacrole 28,8

Sumber: M.Burits dan F.Bucar (2000).

2.3 Ekstraksi Jintan Hitam

Ekstraksi adalah proses pemisahan satu atau lebih komponen dari suatu

campuran homogen menggunakan pelarut cair atau solven sebagai separating

agent, dimana antara 2 pelarut tersebut tidak saling campur (Nur, et.al., 1989) .

Prinsip dasar dari ekstraksi yaitu pemisahan berdasarkan perbedaan kelarutan.

Tujuan dari ekstraksi yaitu untuk menarik komponen kimia yang terdapat dalam

sampel (Dinda, 2008). Dalam ilmu kimia terdapat berbagai macam ekstraksi.

Adapun dalam penelitian ini hanya digunakan dua jenis ekstraksi yaitu ekstraksi

maserasi dan ekstraksi cair – cair (partisi).

2.3.1 Ekstraksi Maserasi

Secara umum ekstrak senyawa metabolit sekunder dari seluruh bagian

tumbuhan seperti bunga, buah, daun, kulit batang dan akar dengan proses

maserasi menggunakan pelarut organik polar (Leny, 2006).

Maserasi merupakan proses perendaman sampel dalam pelarut organik

yang digunakan pada temperatur ruangan. Penekanan utama pada maserasi adalah

tersedianya waktu kontak yang cukup antara pelarut dan jaringan yang akan

diekstraksi (Guether, 1987). Proses ini sangat mengguntungkan dalam isolasi

bahan alam karena dalam perendaman sampel tumbuhan akan terjadi pemecahan

dinding dan membran sel akibat perbedaan tekanan antara di dalam dan diluar sel

sehingga metabolit sekunder yang ada dalam sitoplasma akan terlarut dalam

pelarut organik dan ekstraksi senyawa akan sempurna karena dapat diatur lama

perendaman yang dilakukan. Pemilihan pelarut untuk proses maserasi akan

memberikan efektifitas yang tinggi dengan memperhatikan kelarutan bahan alam

dalam pelarut tersebut (Leny, 2006).

Faktor-faktor yang mempengaruhi ekstraksi adalah:

1. Ukuran Bahan

Bahan yang akan diekstrak sebaiknya memiliki luas permukaan yang besar

untuk mempermudah kontak antara bahan dengan pelarut sehingga ekstraksi

berlansung dengan baik (Hukmah, 2007). Kehalusan bubuk yang sesuai akan

menghasilkan ekstraksi yang sempurna dalam waktu yang singkat (Guether,

1987).

2. Lama dan Suhu Ekstraksi

Ekstraksi akan berlangsung cepat dilakukan pada suhu yang tinggi, tetapi

hal ini dapat mengakibatkan beberapa komponen yang yang terdapat dalam

rempah-rempah akan mengalami kerusakan (Hijaz, 2009). Ekstraksi yang baik

dilakukan pada kisaran suhu 20 ºC sampai 80 ºC tetapi suhu yang digunakan harus

di bawah titik didih pelarut yang digunakan. Semakin lama waktu ekstraksi,

kesempatan untuk bersentuhan semakin besar sehingga hasil ekstraksi semakin

bertambah banyak (Hukmah, 2007).

3. Jenis dan Konsentrasi Pelarut

Menurut Hukmah (2007), ada dua pertimbangan dalam memilih jenis

pelarut yaitu pelarut harus mempunyai daya larut yang tinggi, pelarut tidak

berbahaya dan beracun. Pelarut yang paling aman adalah etanol.

2.3.2 Ekstraksi Cair – Cair (Partisi)

Ada berbagai jenis metode pemisahan, ekstraksi pelarut atau disebut juga

ekstraksi cair – cair merupakan metode pemisahan yang paling baik dan populer.

Alasan utamanya adalah pemisahan ini dapat dilakukan dengan baik dalam skala

mikro maupun makro. Selain itu, alat yang digunakan tergolong sederhana

(Khopkar, 2003).

Ekstraksi cair-cair merupakan pemisahan komponen kimia di antara 2 fase

pelarut (dalam hal ini pelarut organik dan air) yang tidak saling bercampur,

dimana sebagian komponen larut pada fase pertama dan sebagian larut pada fase

kedua. Selanjutnya, kedua fase yang mengandung zat terdispersi dilakukan

pengocokan beberapa kali dan didiamkan hingga terjadi pemisahan secara

sempurna serta terbentuk 2 lapisan fase cair. Senyawa kimia akan terpisah ke

dalam kedua fase tersebut sesuai dengan tingkat kepolarannya dengan

perbandingan konsentrasi yang tetap (Dinda, 2008).

Ektraksi cair-cair dilakukan untuk mendapatkan suatu senyawa dalam

campuran berfase cair dengan pelarut lain yang fasenya cair (Veloso, 2008).

Prinsip metode ini didasarkan pada distribusi zat terlarut dengan perbandingan

tertentu antara dua pelarut yang tidak saling bercampur, seperti benzena dan

kloroform (Khopkar, 2003). Alat yang digunakan adalah corong pisah.

Adapun faktor-faktor yang perlu diperhatikan dalam pemilihan jenis

pelarut yang sesuai adalah sebagai berikut (Shofyan, 2010):

1) Harga konstanta distribusi tinggi untuk gugus yang bersangkutan dan

konstanta distribusi rendah untuk gugus pengotor lainnya.

2) Kelarutan pelarut organik rendah dalam air

3) Viskositas kecil dan tidak membentuk emulsi dengan air.

4) Tidak mudah terbakar dan tidak bersifat racun.

5) Mudah melepas kembali gugus yang terlarut didalamnya untuk keperluan

analisis lebih lanjut.

Kesempurnaan ekstraksi tergantung pada banyaknya ekstraksi yang

dilakukan. Hasil yang baik diperoleh apabila jumlah ekstraksi yang dilakukan

berulang – ulang dengan penambahan jumlah pelarut sedikit demi sedikit

(Khopkar, 2003).

2.4 Radikal Bebas

Radikal bebas adalah atom atau molekul apa saja yang memiliki satu atau

lebih atom tak berpasangan. Karena jumlah elektron ganjil, maka tidak semua

elektron dapat berpasangan. Meskipun suatu radikal tidak bermuatan positif atau

negatif, spesi semacam ini sangat reaktif karena adanya elektron yang tidak

berpasangan. Suatu radikal bebas dijumpai sebagai zat antara yang tak dapat

diisolasi usia pendek, sangat reaktif dan berenergi tinggi (Fessenden dan

Fessenden, 1997).

Untuk mencapai kestabilan atom atau molekul, radikal bebas akan bereaksi

dengan molekul disekitarnya untuk memperoleh pasangan elektron. Reaksi ini

akan berlangsung terus-menerus dalam tubuh dan bila tidak dapat dihentikan akan

menimbulkan berbagai penyakit seperti kanker, jantung , katarak, penuaan dini,

serta penyakit degeneratif lainnya (Anayani, et.al, 2003).

Terdapat dua macam radikal bebas yaitu ROS (Reactive Oxygen Species)

dan RNS (Reactive Nitrogen Species). Beberapa jenis radikal bebas yang

termasuk dalam ROS (Reactive Oxygen Species) adalah radikal superoksida (O2●-

), radikal hidroksil (●OH), radikal peroksil (ROO●), radikal singlet oksigen (1O2)

dan hidrogen peroksida (H2O2). Sedangkan radikal yang termasuk dalam RNS

antara lain nitrit oksida (NO●), peroksi nitrit (ONOO-), peroxynitrous acid

(ONOOH), dan nitrogen dioksida (NO2) (Susilowati, 2008).

2.5 Senyawa Antioksidan

Antioksidan merupakan senyawa pemberi elektron (elektron donor) atau

reduktan. Senyawa antioksidan memiliki berat molekul kecil, tetapi mampu

menginaktivasi berkembangnya reaksi oksidasi dengan cara mencegah

terbentuknya radikal. Antioksidan juga merupakan senyawa yang dapat

menghambat reaksi oksidasi, dengan mengikat radikal bebas dan molekul yang

sangat reaktif (Winarsi, 2007). Menurut Best (2006), antioksidan adalah molekul

yang menetralkan radikal bebas dengan cara menerima atau memberikan elektron

untuk mengeliminasi kondisi tidak berpasangan. Ini berarti antioksidan menjadi

radikal pada proses netralisasi molekul radikal bebas. Tetapi radikal bebas

antioksidan lebih tidak reaktif dari pada radikal bebas yang akan dinetralisasi.

Radikal bebas antioksidan ini dapat menetralkan oleh antioksidan lain dan atau

dengan mekanisme lain yang menghentikan radikal.

Menurut Gordon (1990), antioksidan mempunyai dua fungsi menurut

mekanisme kerjanya adalah sebagai berikut:

Pertama, fungsi utama antioksidan yaitu sebagai pemberi atom hidrogen.

Antioksidan (AH) yang memiliki fungsi tersebut disebut juga sebagai antioksidan

primer. Senyawa ini dapat memberikan atom hidrogen secara cepat ke radikal

lipid (R●, ROO●) atau mengubahnya ke bentuk lebih stabil, sementara hasil reaksi

radikal antioksidan (A●) tersebut memiliki keadaan lebih stabil dibanding dengan

radikal lipid.

Kedua, fungsi kedua antioksidan merupakan antioksidan sekunder, yaitu

berfungsi untuk memperlambat laju autooksidasi dengan berbagai mekanisme

pemutusan rantai oksidasi di luar mekanisme pemutusan rantai autooksidasi

melalui pengubahan radikal lipida ke bentuk yang lebih stabil.

Pada konsentrasi rendah penambahan antioksidan (AH) primer pada lipid

dapat menghambat atau mencegah reaksi autooksidasi lemak dan minyak.

Penambahan tersebut dapat menghalangi reaksi oksidasi pada tahap inisiasi

maupun propagasi (Gambar 2.2). Radikal-radikal antioksidan (A●) yang terbentuk

pada reaksi tersebut relatif stabil dan tidak mempunyai cukup energi untuk dapat

bereaksi dengan molekul lipid lain membentuk radikal lipid baru (Gordon, 1990

dalam Trilaksani, 2003).

Inisiasi : R● + AH RH + A●

Radikal lipid

Propagasi : ROO● + AH ROOH + A●

Gambar 2.2 Reaksi penghambatan antioksidan primer terhadap radikal lipid (Gordon, 1990).

Interaksi antara radikal-radikal antioksidan dapat membentuk produk non

radikal (Hamilton, 1983). Menurut Gordon (1990) laju oksidasi dipengaruhi oleh

konsentrasi antioksidan yang ditambahkan. Pada konsentrasi tinggi, aktivitas

antioksidan grup fenolik sering lenyap sehingga terjadi perubahan sifat yang

semula antioksidan menjadi prooksidan. Pengaruh jumlah konsentrasi pada laju

oksidasi tergantung pada struktur antioksidan, kondisi dan sampel yang diuji.

AH + O2 A• + HOO•

AH + ROOH RO + H2O + A•

Gambar 2.3 Antioksidan bertindak sebagai prooksidan pada konsentrasi tinggi (Gordon, 1990).

Pada umumnya, antioksidan mengandung struktur inti yang sama yaitu

mengandung cincin benzena tidak jenuh disertai gugus hidroksil atau gugus

amino. Antioksidan digolongkan atas fenol, amin dan amino-fenol (Cahyadi,

2006).

Antioksidan dapat berperan sebagai inhibitor atau pemecah peroksida.

Pada umumnya antioksidan dapat menghentikan rantai reaksi oksidasi dengan

berbagai cara adalah sebagai berikut: (1) dengan memberikan elektron pada

radikal peroksi, (2) dengan memberikan atom hidrogen pada radikal peroksi, (3)

dengan adisi pada radikal peroksi sebelum atau sesudah terjadi oksidasi parsial,

(4) dengan metode lain yang belum diketahui dan memungkinkan yang berkaitan

dengan radikal hidrokarbon bukannya radikal peroksi (Cahyadi, 2006).

Fungsi antioksidan digunakan untuk melindungi komponen-komponen

makanan yang bersifat tidak jenuh (mempunyai ikatan rangkap), terutama lemak

dan minyak. Meskipun demikian antioksidan dapat pula digunakan untuk

melindungi komponen-komponen lain seperti vitamin dan pigmen, yang juga

banyak mengandung ikatan rangkap di dalam strukturnya. Antioksidan efektif

dapat mengurangi ketengikan oksidatif dan polimerisasi tetapi tidak

mempengaruhi hidrolisis. Penggunaan antioksidan secara berlebihan

menyebabkan lemah otot, mual-mual, pusing, dan kehilangan kesadaran,

sedangkan penggunaan dosis rendah secara terus-menerus menyebabkan tumor,

kandung kemih, kanker sekitar lambung dan kanker paru-paru (Cahyadi, 2006).

2.5.1 Mekanisme Kerja Antioksidan

Berdasarkan mekanisme kerjanya, antioksidan digolongkan menjadi tiga

kelompok, yaitu antioksidan primer, sekunder, dan tersier (Winarsi, 2007).

a. Antioksidan Primer

Antioksidan primer meliputi enzim superoksida dismutase (SOD), katalase,

dan glutation peroksidase (GSH-Px). Antioksidan primer disebut juga antioksidan

enzimatis. Suatu senyawa dikatakan sebagai antioksidan primer, apabila dapat

mendonorkan atom hidrogen secara cepat kepada senyawa radikal, kemudian

senyawa radikal yang terbentuk segera berubah menjadi senyawa yang lebih stabil

sedangkan radikal antioksidan (A●) yang terbentuk memiliki keadaan lebih stabil

dibandingkan dengan radikal semula. Belleville-Nabert menyebutkan bahwa

antioksidan primer bekerja dengan cara mencegah pembentukan senyawa radikal

bebas baru, atau mengubah radikal bebas yang telah terbentuk menjadi molekul

yang kurang reaktif.

Sebagai antioksidan, enzim-enzim tersebut menghambat pembentukan

radikal bebas, dengan memutuskan reaksi berantai (polimerisasi), kemudian

mengubahnya menjadi bentuk yang lebih stabil. Antioksidan kelompok ini disebut

juga chain-breaking-antioxidant.

b. Antioksidan Sekunder

Antioksidan sekunder disebut juga antioksidan eksogenus atau non-

enzimatis. Antioksidan dalam kelompok ini juga disebut sistem pertahanan

preventif. Dalam sistem pertahanan ini, terbentuknya senyawa oksigen reaktif

dihambat dengan cara penangkapan oksigen dan mengubah hidroperoksida

menjadi spesies non radikal, pengkelatan metal, menyerap sinar ultraviolet dan

mendeaktivasi oksigen singlet. Antioksidan non-enzimatis dapat berupa non-

nutrisi dan komponen nutrisi dari sayuran dan buah-buahan. Kerja sistem

antioksidan ini yaitu dengan memotong reaksi oksidasi berantai dari radikal bebas

atau dengan cara menangkapnya. Akibatnya, radikal bebas tidak akan bereaksi

dengan komponen seluler.

c. Antioksidan Tersier

Kelompok antioksidan tersier meliputi sistem enzim DNA-repair dan

metionin sulfoksida reduktase. Enzim-enzim ini berfungsi dalam perbaikan

biomolekuler yang rusak akibat reaktivitas radikal bebas.

2.5.2 Klasifikasi Antioksidan

Antioksidan sangat bermanfaat bagi kesehatan dan berperan penting untuk

mempertahankan mutu produk pangan. Berbagai kerusakan seperti ketengikan,

perubahan nilai gizi, perubahan warna dan aroma, serta kerusakan fisik lain pada

produk. Berdasarkan sumbernya antioksidan dibagi dalam dua kelompok, yaitu

antioksidan sintetik dan antioksidan alami (Trilaksani, 2003).

� Antioksidan Alami

Antioksidan alami merupakan antioksidan yang diperoleh dari hasil

ekstrak bahan alami. Antioksidan alami dalam makanan dapat berasal dari (a)

senyawa antioksidan yang sudah ada dari satu atau dua komponen makanan, (b)

senyawa antioksidan yang terbentuk dari reaksi-reaksi selama pengolahan, (c)

senyawa antioksidan yang diisolasi dari sumber alami dan ditambahkan ke

makanan sebagai tambahan pangan (Pratt, 1992).

Salah satu antioksidan alami adalah vitamin C (L-asam askorbat). Asam

askorbat bersifat tidak stabil, mudah mengalami kerusakan bila terkena cahaya

dan suhu tinggi. Selain sebagai senyawa antioksidan, asam askorbat juga dapat

bersifat prooksidan (Cahyadi, 2006).

Asam askorbat pada keadaan murni berbentuk kristal putih dengan berat

molekul 176,13 dan rumus molekul C6H8O6 (Winarsi, 2007). Selain itu, juga tidak

berbau dan mencair pada suhu 190 ºC – 192 ºC. Asam askorbat berbentuk kristal

stabil di udara bertahun-tahun, tetapi dalam bentuk larutan mudah teroksidasi dan

ketidakstabilannya meningkat dengan kenaikan pH larutan (Cahyadi, 2004). Asam

askorbat mudah teroksidasi secara reversibel membentuk asam dehidro-L-

askorbat dan kehilangan 2 atom hidrogen.

Adapun struktur kimia asam askorbat adalah sebagai berikut (Cahyadi,

2006):

OHC C

C C

O

HC OH

CH2OH

HO OH Gambar 2.4 Struktur kimia asam askorbat

Antioksidan asam askorbat mampu bereaksi dengan radikal bebas,

kemudian mengubahnya menjadi radikal askorbil. Senyawa radikal terakhir ini

akan segera berubah menjadi askorbat dan dehidroaskorbat. Asam askorbat dapat

bereaksi dengan oksigen teraktivasi, seperti anion superoksida dan radikal

hidroksil. Pada konsentrasi rendah, asam askorbat dapat bereaksi dengan radikal

hidroksil menjadi askorbil yang sedikit reaktif, sementara pada kadar tinggi, asam

ini tidak akan bereaksi (Winarsi, 2007).

� Antioksidan Sintetik

Antioksidan sintetik merupakan antioksidan yang diperoleh dari hasil

sintesis kimia. Beberapa contoh antioksidan sintetik antara lain BHA, BHT. PG

(Propil Galat), dan TBHQ dapat meningkatkan terjadinya karsinogenesis

(Amarowicz et.al., 2000 dalam Rohman et.al., 2005).

BHT merupakan salah satu antioksidan sintetik yang mempunyai rumus

kimia C15H24O, berat molekul 220,36 dan memiliki titik lebur 69 ºC – 70 ºC .

Trilaksani (2004), antioksidan sintetik BHT akan memberi efek sinergis bila

dimanfaatkan bersama BHA, berbentuk kristal padat putih dan digunakan secara

luas karena relatif murah.

Adapun struktur kimia dari BHT adalah sebagai berikut (Cahyadi, 2006):

OH

C(CH3)3(H3C)3C

CH3 Gambar 2.5 Struktur kimia BHT

Senyawa fenolat pada BHT berfungsi sebagai sumber hidrogen dari

gugus OH dalam posisi orto atau para yang dapat menghentikan reaksi berantai

yang terjadi dalam autooksidasi. Reaksi berantai dari autooksidasi dimulai saat

terbentuknya radikal bebas. Antioksidan dari tipe fenolik menyuplai atom H

untuk bereaksi dengan radikal bebas sewaktu terbentuk pertama kali dan

memutuskan reaksi berantai yang terjadi sebelum produk akhir terbentuk.

Senyawa yang terbentuk pada struktur anti fenolik setelah pelepasan dari H

adalah stabil tidak berbau dan tidak berbahaya dalam jumlah yang tidak terlalu

banyak (Bennion, 1980).

2.6 Pengujian Aktivitas Antioksidan

Berbagai metode pengujian aktivitas antioksidan secara in vitro bertujuan

untuk mengetahui aktivitas suatu senyawa antioksidan dalam menghambat radikal

bebas. Beberapa metode yang digunakan untuk menghambat radikal bebas antara

lain sebagai berikut:

2.6.1 Metode DPPH (1,1-difenil-2-pikrilhidrazil)

Penangkapan radikal bebas (radical scavenger) merupakan mekanisme

utama antioksidan bereaksi dalam makanan. Salah satu cara untuk menguji

aktivitas suatu senyawa sebagai zat antioksidan adalah mereaksikannya dengan

reagen DPPH secara spektrofotometri. Metode DPPH tidak spesifik untuk

komponen antioksidan tertentu, tetapi untuk semua senyawa antioksidan dalam

sampel. Pengukuran kapasitas total antioksidan dapat membantu memahami sifat

fungsional suatu makanan. Metode DPPH dipilih karena sederhana, mudah, cepat

dan peka serta hanya memerlukan sedikit sampel (Prakash, 2001).

Metode DPPH digunakan secara luas untuk menguji kemampuan senyawa

yang berperan sebagai pendonor elektron atau hidrogen. Metode DPPH

merupakan metode yang dapat mengukur aktivitas antioksidan baik dalam pelarut

polar maupun nonpolar. Beberapa metode lain terbatas mengukur komponen yang

terlarut dalam pelarut yang digunakan dalam analisis. Metode DPPH mengukur

semua komponen antioksidan baik yang larut dalam lemak maupun dalam air

(Prakash, 2001).

Radikal bebas DPPH yang memiliki elektron tidak berpasangan

memberikan warna ungu dan menghasilkan absorbansi maksimum pada panjang

gelombang 517 nm. Warna akan berubah menjadi kuning saat elektron

berpasangan. Pengurangan intensitas warna yang terjadi berhubungan dengan

jumlah elektron DPPH yang menangkap atom hidrogen. Pengurangan intensitas

warna mengindikasikan peningkatan kemampuan antioksidan untuk menangkap

radikal bebas. Dengan kata lain, aktivitas antioksidan diperoleh dengan

menghitung jumlah pengurangan intensitas warna ungu DPPH yang sebanding

dengan pengurangan konsentrasi larutan DPPH melalui pengukuran absorbansi

larutan uji (Prakash, 2001).

Antioksidan bereaksi dengan DPPH akan menghasilkan bentuk tereduksi

1,1-difenil-2-pikrilhidrazin dan radikal antioksidan (Prakash, 2001). Adanya

senyawa yang bereaksi sebagai antiradikal akan mereduksi radikal DPPH,

sebagaimana reaksi berikut.

N N NO2

O2N

O2N

+ AH N NO2

O2N

O2N

HN + A

DPPH antioksidan DPPH-H radikal antioksidan

Gambar 2.6 Reaksi DPPH dengan Antioksidan (Molyneux, 2003)

Aktivitas antioksidan dapat dinyatakan dengan satuan % aktivitas. Nilai ini

diperoleh dengan rumus (Molyneux, 2003):

% Aktivitas Antioksidan = x

100%..(2.1)

Nilai 0% berarti sampel tidak mempunyai aktivitas antioksidan, sedangkan

nilai 100% berarti pengujian aktivitas antioksidan perlu dilanjutkan dengan

pengenceran sampel untuk mengetahui batas konsentrasi aktivitasnya. Suatu

bahan dapat dikatakan aktif sebagai antioksidan bila presentase aktivitas

antioksidan lebih atau sama dengan 50% (Parwata, et.al., 2009).

Absorbansi kontrol yang digunakan dalam prosedur DPPH ini adalah

absorbansi DPPH sebelum ditambahkan sampel. Kontrol digunakan untuk

mengkonfirmasi kestabilan sistem pengukuran. Nilai absorbansi kontrol dapat

berkurang dari hari ke hari dikarenakan kehilangan aktivitasnya saat dalam stok

larutan DPPH, tetapi nilai absorbansi kontrol tetap dapat memberikan batasan

untuk pengukuran saat itu. Kontrol juga berfungsi menjaga kekonstanan total

konsentrasi DPPH dalam serangkaian pengukuran (Molyneux, 2008).

Dalam metode DPPH terdapat parameter EC50. Parameter EC50 merupakan

parameter yang menunjukkan konsentrasi ekstrak uji yang mampu menangkap

radikal bebas sebanyak 50% yang diperoleh melalui persamaan regresi. Semakin

kecil EC50 suatu senyawa uji maka senyawa tersebut semakin efektif sebagai

penangkal radikal bebas (Rohman, et.al, 2005).

2.6.2 Metode FTC (Ferri Tiosianat)

Metode FTC merupakan metode yang digunakan untuk mengetahui

aktivitas antioksidan suatu senyawa dengan mengukur kandungan peroksidanya.

Asam linoleat merupakan asam lemak tak jenuh dengan 2 buah ikatan rangkap

yang mudah mengalami oksidasi membentuk peroksida (Wulandari, 2009).

Radikal bebas terbentuk karena oksidasi asam linoleat dalam kondisi buffer yang

dapat diukur bilangan peroksidanya dengan pereaksi FeCl2 dan NH4SCN.

Peningkatan bilangan peroksidasi pada metode ini dinyatakan sebagai jumlah

senyawa yang dapat mengoksidasi Fe2+ menjadi Fe3+ seperti yang dinyatakan

dalam persamaan reaksi berikut (Wahyudi, 2006):

RO + Fe2+ → RO - + Fe3+

Gambar 2.7 Reaksi oksidasi Fe2+ menjadi Fe3+

Selanjutnya Fe3+ bereaksi dengan ion SCN dengan membentuk senyawa

kompleks feri tiosianat (Fe(SCN)3) berwarna merah yang diukur pada panjang

gelombang 500 nm. Warna yang dihasilkan dari reaksi antara Fe3+ dengan ion

SCN menunjukkan adanya peroksida. Semakin intens warna merahnya

menunjukkan semakin banyak peroksida yang terbentuk (Wulandari, 2009).

Daya penghambatan terhadap oksidasi asam linoleat dengan cara

menghitung selisih antara absorbansi sampel dengan absorbansi asam linoleat.

Hasilnya kemudian dibagi nilai absorbansi asam linoleat dikalikan 100%

(Rohdiana, et.al., 2006).

2.6.3 Metode TBA (Thiobarbituric Acid)

Metode TBA digunakan untuk mengetahui tingkat peroksidasi lipid. Pada

pH rendah dan suhu tinggi (100 °C), ikatan malondialdehid–TBA akan berubah

menjadi kompleks MDA-TBA berwarna merah muda yang dapat diukur pada

panjang gelombang 532 nm (Naphade, et.al., 2009).

Senyawa 3 karbon malondialdehid (MDA) adalah produk dekomposisi

utama karbonil pada proses autooksidasi dari lipid tak jenuh. Deteksi

spektrofotometer dari senyawa kompleks MDA-TBA telah digunakan secara luas

pada oksidasi makanan dan jaringan biologi. Prinsip dasar dari metode ini adalah

reaksi yang terjadi antara 1 molekul MDA dengan 2 molekul TBA sehingga

menghasilkan senyawa kompleks MDA-TBA berwarna merah muda, yang dapat

diukur dengan spektrofotometer (Tokur, et.al., 2006).

HN

HN O

O

S

+

O O

H H

OH

S OH

N

N

N

SH

OH

HON

2

Asam Tiobarbiturat MalondialdehidMDA-TBA

(Berwarna merah jambu) Gambar 2.8 Reaksi Pembentukan Kompleks MDA-TBA (Tokur, et.al., 2006)

2.7 Spektrofotometer UV-Vis

Spektrofotometer UV-Vis merupakan salah satu jenis spektroskopi yang

sering digunakan dalam analisis kimia dan biologi. Spektrofotometer ini

didasarkan pada interaksi antara materi dengan radiasi elektromagnetik. Apabila

seberkas radiasi (cahaya) dikenakan pada cuplikan (larutan sampel), maka

sebagian dari cahaya diserap oleh molekul – molekul sesuai dengan struktur dari

molekul. Setiap senyawa dalam sampel memiliki tingkatan tenaga yang spesifik.

Bila cahaya mempunyai perbedaan energi antara tingkatan dasar dan tingkatan

tereksitasi yang mengenai cuplikan, maka elektron – elektron pada tingkatan dasar

akan dieksitasi ke tingkatan tereksitasi, dan sebagian energi cahaya yang sesuai

diserap dengan panjang gelombang ini. Elektron yang tereksitasikan melepaskan

tenaga melalui proses radiasi panas dan akan kembali pada tingkatan dasar lagi.

Perbedaan energi antara tingkat dasar dengan tingkat tereksitasi yang spesifik

untuk tiap – tiap bahan/senyawa menyebabkan frekuensi yang diserap juga

berbeda – beda (Sastrohamidjojo, 2001).

Sinar radiasi UV-Vis adalah panjang gelombang antara 180 – 380 nm

untuk UV dan panjang gelombang 380 – 780 nm untuk visible (Hayati, 2007).

Cahaya yang dapat dilihat oleh manusia disebut cahaya tampak/visibel. Biasanya

cahaya terlihat merupakan campuran dari cahaya yang mempunyai berbagai

panjang gelombang dari 400 nm hingga 750 nm, seperti pada Tabel 2.2.

Tabel 2.2 Warna dan Warna Komplementer (Sastrohamidjojo, 2007) Panjang gelombang

(nm) Warna Warna Komplementer

400 – 435 Violet (ungu) Hijau kekuningan 450 – 480 Biru Kuning 480 – 490 Biru kehijauan Jingga 490 – 500 Hijau kebiruan Merah 500 – 560 Hijau Ungu kemerahan 560 – 580 Hijau kekuningan Ungu 580 – 595 Jingga Biru kehijauan 595 – 610 Merah Hijau kebiruan 610 – 750 Ungu kemerahan Hijau

Instrumen yang digunakan untuk mempelajari serapan atau emisi radiasi

elektromagnetik sebagai fungsi dari panjang gelombang disebut spektrometer atau

spektrofotometer.

Pada umumnya konfigurasi dasar dari spektrofotometer UV-Vis berupa

susunan peralatan adalah sebagai berikut:

Gambar 2.9 Bagan instrumen spektrofotometer UV-Vis

Adapun penjelasan dari komponen – komponen dari spektrofotometer

diatas adalah sebagai berikut:

a) Sumber radiasi, merupakan sumber listrik bertegangan tinggi atau oleh

pemanasan listrik yang dapat mengeksitasi benda hingga ke tingkat yang

tinggi.

b) Monokromator digunakan untuk mengubah radiasi polikromatik menjadi

monokromatik.

c) Wadah sampel.

d) Detektor merupakan salah satu bagian spektrifotometer UV-Vis yang penting.

Fungsinya yaitu mengubah signal radiasi yang diterima menjadi signal

elektronik.

e) Rekorder berfungsi mencatat hasil analisis dari detektor.

Sumber Radiasi

Monokromator Wadah Sampel

Detektor Rekorder

Prinsip penentuan spektofotometer UV-Vis merupakan aplikasi dari

Hukum Lambert-Bert. Hukum ini menyatakan bahwa intensitas yang diteruskan

oleh larutan zat penyerap berbanding lurus dengan tebal dan konsentrasi kuvet

(Rohman, 2007).

Kesalahan – kesalahan secara sistematik dalam penggunaan

spektrofotometer seringkali terjadi. Penyebab terjadinya terjadinya kesalahan

tersebut adalah (Tahir, 2008):

• Serapan oleh larutan. Kesalahan seperti ini dapat diatasi dengan

penggunaan blanko. Blanko adalah larutan yang berisi matrik selain

komponen yang dianalisis.

• Serapan oleh kuvet. Bahan yang biasanya digunakan dalam pembuatan

kuvet adalah kuarsa (silika) dan gelas. Kuvet dari bahan kuarsa

memberikan kualitas yang lebih baik dibandingkan dari bahan gelas.

Kesalahan ini dapat diatasi dengan penggunaan jenis, ukuran dan bahan

kuvet yang sama untuk tempat blanko dan sampel.

• Kesalahan fotometrik normal pada pengukuran absorbansi yang sangat

rendah atau sangat tinggi. Hal tersebut dapat diatasi dengan pengaturan

konsentrasi, sesuai dengan kisaran sensitivitas dari alat yang digunakan.

Kesalahan dalam penggunaan spektrofotometer UV-Vis dapat diatasi

dengan dilakukannya proses kalibrasi. Kalibrasi dilakukan dengan menggunakan

blanko, yaitu setting nilai absorbansi = 0 dan nilai transmitansi = 100%.

BAB III

METODE PENELITIAN

3.1 Pelaksanaan Penelitian

Penelitian ini dilaksanakan di Laboratorium Kimia Organik dan

Laboratorium Bioteknologi Universitas Islam Negeri (UIN) Maulana Malik

Ibrahim Malang pada bulan April – September 2010.

3.2 Alat dan Bahan Penelitian

3.2.1 Alat

Alat-alat yang digunakan dalam penelitian ini adalah blender, oven,

sentrifuge, neraca analitik (Metler AE250), seperangkat alat gelas, inkubator,

desikator, penyaring vakum buchner, seperangkat alat rotary evaporator vaccum,

seperangkat alat ekstraksi maserasi, spektrofotometer UV-Vis (Varian Cary 50)

dan shaker.

3.2.2 Bahan

Bahan utama yang digunakan dalam penelitian ini adalah biji jintan hitam

segar (Nigela saliva, L.) yang diperoleh dari Balai Penelitian Materia Medika kota

Batu, Malang.

Bahan kimia yang digunakan dalam penelitian ini terdiri dari etanol 95%,

kloroform p.a., serbuk magnesium, ammoniak p.a., reagen Mayer, reagen Wagner,

reagen Dragendroff, DPPH, aquades, asam askorbat 99%, BHT 99%, TBA (asam

tiobarbiturat), TCA (asam trikloroasetat), asam sulfat pekat, asam klorida p.a.,

buffer fosfat pH 7, asam linoleat 60%, ferri klorida, ferro klorida dan ammonium

tiosianat.

3.3 Tahapan Penelitian

Tahapan-tahapan dalam penelitian ini adalah:

1. Preparasi sampel

2. Sampel diekstraksi dengan metode maserasi dan ekstraksi cair - cair

3. Pembuatan larutan sampel

4. Uji Antioksidan dengan metode DPPH, FTC dan TBA dengan pembanding

asam askorbat dan BHT

5. Identifikasi golongan senyawa dengan uji fitokimia

6. Pemisahan dengan KLT

7. Analisis data

3.4 Pelaksanaan Penelitian

3.4.1 Preparasi Sampel

Tanaman jintan hitam diambil bijinya dan dibersihkan. Kemudian

dikeringkan menggunakan 2 cara. Cara pertama, pengeringan dilakukan secara

manual yaitu di bawah sinar matahari. Cara kedua, pengeringan dengan

menggunakan oven pada suhu 37°C. Setelah itu, dihaluskan menggunakan

blender sampai terbentuk serbuk. Hasil yang diperoleh disebut sebagai sampel

serbuk jintan hitam.

3.4.2 Ektraksi Tanaman Jintan Hitam

Proses pemisahan tanaman jintan hitam dari senyawa – senyawanya

dilakukan dengan menggunakan dua metode ekstraksi yaitu metode maserasi dan

ekstraksi cair – cair (partisi). Mula – mula sampel diekstraksi dengan

menggunakan metode maserasi. Sampel serbuk jintan hitam sebanyak 25 gram

kemudian dimaserasi menggunakan pelarut etanol p.a sebanyak 100 mL

menggunakan shaker dengan kecepatan 200 rpm selama 3 jam. Setelah itu,

disaring dengan menggunakan corong buchner vakum. Proses maserasi diulangi

kembali (tiap kali penggulangan menggunakan 100 mL etanol) dengan cara yang

sama hingga diperoleh filtrat yang tidak berwarna. Ekstrak yang diperoleh

disatukan, selanjutnya diuapkan menggunakan rotary evaporator vaccuum sampai

diperoleh ekstrak pekat.

Selanjutnya, ekstrak hasil pemekatan dilakukan ekstraksi kembali dengan

menggunakan ekstraksi cair – cair. Ekstrak pekat ditambah dengan kloroform p.a.

dengan perbandingan 1 : 1. Partisi dilakukan pengulangan sebanyak 2 kali. Hasil

ekstraksi dimasukkan ke dalam desikator untuk menguapkan pelarut yang masih

tersisa. Hasil yang diperoleh berupa ekstrak padat.

Selanjutnya dihitung nilai rendemen ekstrak yang dihasilkan (Khopkar,

2003):

% Rendemen = x 100% ……………………………….(3.1)

Ekstrak pekat yang diperoleh akan dilakukan uji fitokimia dan antioksidan

dengan metode DPPH, FTC dan TBA.

3.4.3 Pembuatan Larutan Sampel

Larutan sampel dibuat dari pengenceran ekstrak padat jintan hitam dengan

menggunakan aquades. Mula-mula, dibuat larutan stok 1500 ppm sebanyak 100

mL. Selanjutnya, larutan stok tersebut digunakan untuk membuat sampel dengan

berbagai konsentrasi yaitu 5, 50, 200, 400, 800, 1000 dan 1200 ppm. Variasi

konsentrasi sampel masing-masing dibuat sebanyak 25 mL.

3.4.4 Uji Antioksidan

3.4.4.1 Metode DPPH (1,1-difenil-2-pikrilhidrazil) (Hanani, 2005)

Sampel dengan berbagai konsentrasi diambil 2 mL, masing-masing

dimasukkan ke dalam tabung reaksi. Tiap-tiap tabung reaksi ditambahkan 500 µL

larutan DPPH 1 mM dalam etanol. Volume dicukupkan sampai 5,0 ml kemudian

diinkubasi pada suhu 37°C selama 30 menit, selanjutnya diukur serapannya pada

panjang gelombang pada 517 nm.

Aktivitas antioksidan dapat dinyatakan dengan satuan % aktivitas. Nilai ini

diperoleh dengan rumus (Molyneux, 2003):

% Aktivitas antioksidan x 100 %...................................(3.2)

Dimana: Ao = Absorbansi kontrol

Ac = Absorbansi sampel

Setelah didapatkan nilai % aktivitas antioksidannya, selanjutnya dihitung

nilai EC50 nya dengan menggunakan rumus persamaan regresi.

Kontrol dibuat dengan cara yang sama dengan sampel tetapi tidak

ditambahkan dengan ekstrak sampel. Sedangkan untuk pembanding dibuat dengan

cara yang sama tapi ekstrak diganti dengan asam askorbat dan BHT.

3.4.4.2 Metode FTC (Ferri Tiosianat)

Uji aktivitas antioksidan ekstrak jintan hitam dilakukan dengan

menggunakan metode Kikuzaki dan Nakatani (1993). Sebanyak 2 mL sampel

dengan variasi konsentrasi dimasukkan dalam tiap – tiap tabung reaksi dan

ditambah berturut 4,1 asam linoleat 2,5% dalam etanol, 8 mL buffer fosfat pH 7,

dan 3,9 mL aquades. Kemudian, diinkubasi pada temperatur 40 °C di ruang

gelap. Proses inkubasi dilakukan selama 6 jam dan dilakukan pengukuran

absorbansi jam ke-0, ke-2, ke-4 dan ke-6.

Proses pengukuran absorbansiLarutan uji sebanyak 1,5 mL

ditambah 5,5 mL etanol 75% dan 1,5 mL larutan ammonium tiosianat 30%.

Setelah 3 menit, larutan uji ditambah 1,5 mL FeCl2 0,02 M. Absorbansi diukur

pada panjang gelombang 500 nm.

Persentase penghambatan yang dilakukan oleh senyawa antioksidan dapat

dihitung menggunakan rumus pada persamaan 3.2 (Molyneux, 2003). Perhitungan

EC50 didasarkan pada nilai % aktivitas antioksidan dengan menggunakan

persamaan regresi. Sebagaimana metode DPPH, metode FTC tetap diperlukan

larutan kontrol dan pembanding. Pembuatan larutan kontrol sama halnya dengan

pembuatan larutan sampel tapi tidak dilakukan penambahan sampel dan larutan

pembanding dibuat seperti larutan sampel tapi diganti dengan asam askorbat dan

BHT.

3.4.4.3 Metode TBA (Thiobarbituric Acid) (Kunchandy, et.al., 1990)

Sampel pada hari terakhir metode FTC akan dijadikan sampel pada

metode TBA. Dua mililiter sampel ditambah 2 mL TCA 20% dan 2 mL TBA

0,67%. Larutan campuran tersebut dipanaskan dalam waterbath selama 10 menit.

Setelah itu, didinginkan pada suhu ruang dan selanjutnya disentrifugasi pada

kecepatan 3000 rpm selama 20 menit. Absorbansi diukur pada panjang

gelombang 532 nm. Pengujian dengan metode ini dilakukan pada jam terakhir

metode FTC.

Nilai aktivitas antioksidan dapat dihitung menggunakan rumus menurut

persamaan 3.2 (Molyneux, 2003). nilai EC50 dihitung dengan menggunakan

persamaan regresi berdasarkan hasil perhitungan % aktivitas antioksidan.

Pembuatan larutan kontrol dan pembanding dilakukan seperti pada metode DPPH

dan FTC.

3.4.5 Identifikasi Golongan Senyawa dengan Uji Fitokimia

3.4.5.1 Terpenoid

Satu mililiter ekstrak sampel ditambahkan 2 mL kloroform. Kemudian

ditambah dengan asam sulfat pekat. Apabila terbentuk warna coklat kemerahan

maka ekstrak sampel mengandung terpenoid (Ayoola, et.al., 2008).

3.4.5.2 Flavonoid

Larutan ekstrak sampel sebanyak 2 ml ditambah dengan sedikit serbuk

magnesium dan 2 mL HCl 2 N. Senyawa flavonoid akan menimbulkan warna

jingga sampai merah (Hayati, 2008).

3.4.5.3 Saponin

Sebanyak 2 mL ekstrak sampel dimasukkan tabung reaksi, ditambah 2 mL

asam klorida 1 M sambil dikocok-kocok selama 5 menit. Jika terbentuk busa yang

dapat bertahan selama 10 menit. Apabila hal tersebut terjadi maka ekstrak

tersebut mengandung saponin (Hayati, 2008).

3.4.5.4 Tanin

Satu mililiter ekstrak sampel ditambahkan beberapa tetes FeCl3 0,1% dan

diamati perubahan warna yang terjadi. Apabila mengandung senyawa tanin maka

akan menimbulkan warna hijau kebiruan (Hayati, 2008).

3.4.5.5 Alkaloid

Ekstrak sampel sebanyak 3 mL ditambah dengan kloroform dan NH3 lalu

disaring. Filtrat ditambah dengan H2SO4 untuk menetralkan lalu dikocok hingga

terbentuk dua lapisan. Lapisan asam yang tak berwarna diuji dengan reagen

Wagner, Mayer dan Dragendroff. Jika hasil pengujian dengan menggunkan reagen

Wagner, Mayer dan Dragendroff menghasilkan warna berturut-turut coklat, putih

dan jingga, maka ekstrak tersebut mengandung alkaloid (Hayati, 2008).

3.4.6 Pemisahan dengan KLT

Pemisahan ini dilakukan terhadap golongan senyawa yang memberikan

hasil positif dari uji fitokimia dengan uji reagen. Identifikasi dengan KLT

digunakan plat silika GF254 sebagai fase diam. Masing-masing plat dengan ukuran

1x10 cm2. Ekstrak jintan hitam ditotolkan pada jarak ± 1 cm dari tepi bawah plat

dengan pipa kapiler kemudian dikeringkan dan dielusi dengan masing-masing

fase gerak golongan senyawanya. Elusi dihentikan ketika fase gerak sampai pada

garis batas. Selanjutnya, plat diperiksa di bawah sinar UV pada panjang

gelombang 254 nm dan 366 nm untuk diamati spot yang dihasilkan. Larutan

pengembang yang digunakan uji fitokimia dengan KLT adalah sebagai berikut:

a) Golongan senyawa flavonoid: digunakan larutan pengembang butanol:asam

asetat glasila:air (4:1:5) dan diuapi dengan uap amoniak yang akan

menghasilkan warna biru kehijauan (Halimah, 2010).

b) Golongan senyawa tannin: digunakan larutan pengembang campuran asam

asetat glasial-air-HCl pekat (30:10:3). FeCl3 disemprotkan akan menghasilkan

warna lembayung, yang mengindikasikan adanya senyawa tannin (Harborne,

1987).

c) Golongan senyawa alkaloid: digunakan pengembang sebagai fase gerak

campuran kloroform-metanol (3:2) (Runadi, 2007). Selanjutnya, disemprot

dengan pereaksi Dragendroff untuk mendeteksi bercak berwarna coklat jingga

(Lutfillah, 2008).

3.4.7 Analisis Data

Analisis data pada penelitian ini dilakukan dengan menghitung % aktivitas

antioksidan yang diperoleh dari data absorbansi dari masing-masing ekstrak kasar

dan pembanding asam askorbat dan BHT pada konsentrasi 5, 50, 200, 400, 800,

1000 dan 1200 ppm. Setelah didapatkan data % aktivitas antioksidan pada

masing-masing konsentrasi sampel dan pembanding, kemudian dilakukan

perhitungan nilai EC50 dengan menggunakan persamaan regresi. Dibandingkan

nilai EC50 pada masing-masing sampel. Sampel yang mempunyai nilai EC50

terendah menunjukkan bahwa sampel tersebut memiliki kemampuan sebagai

antioksidan yang tinggi. Selanjutnya, membandingkan nilai EC50 pada masing-

masing sampel dengan pembanding untuk mengetahui keefektifan antioksidan

alami dengan antioksidan sintetik.

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

4.1 Preparasi Sampel

Sampel yang digunakan dalam penelitian ini adalah biji jintan hitam

(Nigella sativa, L.) kering. Proses pengeringan sampel dilakukan dengan cara

manual (dipanaskan dibawah sinar matahari) dan menggunakan oven.

Pengeringan secara manual telah dapat mengeringkan sampel, namun untuk

menghasilkan pengeringan yang maksimal dilakukan pengeringan kembali

dengan oven pada suhu 37 °C. Sampel dikeringkan pada temperatur yang tidak

terlalu tinggi karena dimungkinkan terdapat beberapa senyawa yang tidak tahan

panas sehingga mudah mengalami denaturasi. Adapun tujuan pengeringan adalah

untuk mempermudah penghalusan.

Sampel jintan hitam dihaluskan menggunakan blender yang bertujuan

untuk mendapatkan luas permukaan yang besar sehingga mempermudah interaksi

antara pelarut dengan sampel pada proses ekstraksi maserasi. Sampel yang

diperoleh berupa serbuk jintan hitam dengan bau yang khas.

4.2 Ekstraksi Jintan Hitam

Metode ekstraksi yang digunakan adalah metode maserasi. Metode ini

merupakan metode ekstraksi dingin yaitu proses pengekstrakan sampel dengan

beberapa kali pengocokan atau pengadukan pada temperatur ruang sehingga

senyawa – senyawa yang terkandung dalam sampel relatif lebih aman

dibandingkan dengan penggunaan ekstraksi panas. Menurut Guether (1990),

proses maserasi adalah proses perendaman sampel dalam pelarut organik dalam

temperatur kamar. Prinsip ekstraksi ini ditekankan pada interaksi yang cukup

antara pelarut dengan jaringan sampel yang akan diekstraksi. Proses ini sangat

menguntungkan dalam isolasi bahan alam karena selama proses perendaman

sampel akan terjadi proses pemecahan dinding dan membran sel akibat perbedaan

tekanan antara di dalam dan di luar selnya sehingga metabolit sekunder yang ada

dalam sitoplasma akan terlarut dalam pelarut organik dan senyawa akan

terekstraksi sempurna karena dapat diatur lama perendaman yang dilakukan

(Leny, 2006). Kelebihan ekstraksi maserasi adalah metode yang dilakukan

cenderung murah dan alat – alat yang digunakan tergolong sederhana.

Serbuk jintan hitam mengandung senyawa – senyawa metabolit sekunder,

dimana untuk dapat mengekstraknya diperlukan suatu proses ekstraksi. Proses

ekstraksi didasarkan pada kelarutan komponen terhadap komponen yang lain

dalam campuran. Kelarutan suatu komponen tergantung pada derajat

kepolarannya. Hukum “like dissolved like” menyatakan bahwa senyawa yang

bersifat polar hanya dapat larut dalam pelarut polar dan semipolar, dan sebaliknya.

Senyawa yang bersifat nonpolar hanya dapat larut dalam pelarut non polar dan

semipolar.

Pelarut yang digunakan adalah etanol p.a. yang memiliki kecenderungan

bersifat polar dengan tetapan dielektrikum 24,30. Penggunaan pelarut etanol

dimaksudkan untuk mengekstrak senyawa – senyawa yang bersifat polar dalam

sampel. Hal tersebut sesuai dengan tujuan dari penelitian ini yaitu untuk

mengekstrak senyawa polar dalam jintan hitam. Pemilihan etanol sebagai pelarut

juga didasarkan pada tingkat keamanan dan kemudahan saat penguapan. Selain

itu, etanol juga mempunyai kemampuan untuk menarik metabolit sekunder dalam

sampel.

Sebagaimana yang telah disebutkan diatas, prinsip maserasi adalah

interaksi antara pelarut dengan sampel. Perendaman dan pengadukan dilakukan

untuk membantu interaksi diantara keduanya. Sampel dimaserasi menggunakan

shaker dengan kecepatan 200 rpm selama 3 jam. Ekstraksi dilakukan secara

berulang hingga maserat (hasil maserasi) tidak berwarna (jernih). Perlakuan

tersebut bertujuan untuk mengekstrak seluruh senyawa metabolit sekunder yang

bersifat polar yang ada pada sampel.

Maserat yang diperoleh disaring dengan menggunakan corong Buchner

vakum yang bertujuan untuk mempercepat penyaringan. Prinsip penyaringan

adalah pemisahan secara mekanis yang didasarkan pada ukuran sampel, dimana

partikel – partikel yang berukuran besar akan tertahan pada media filter.

Penggunaan corong Buchner vakum dilengkapi dengan pengaturan tekanan.

Perbedaan tekanan di dalam dan di luar filter flask yang diperbesar akan

memberikan tekanan dari pompa vaccum sehingga filrat dari maserat tersaring

lebih cepat, sedangkan residu tertahan di media filter pada corong Buchner. Hasil

penyaringan menghasilkan filtrat sebesar 346 mL yang berwarna kuning.

Filtrat hasil penyaringan dipekatkan menggunakan rotary evaporator

vaccum. Prinsip penggunaan rotary evaporator vaccum adalah pemekatan filtrat

dengan pengguapan pelarut pada tekanan rendah dan temperatur yang sesuai

dengan pelarutnya. Karena pelarut yang digunakan etanol maka temperatur diatur

sesuai dengan titik didih etanol yaitu 76 °C. Etanol pada sampel akan teruapkan

sehingga terbentuk uap etanol. Ketika uap etanol melewati kondensor akan

berubah kembali menjadi larutan dan tertampung pada receiving part dan ekstrak

jintan hitam terbentuk pada evaporation part. Pemekatan dihentikan ketika tidak

ada pelarut yang menetes pada receiving part dengan asumsi bahwa sudah tidak

ada pelarut yang terdapat pada sampel.

Ekstrak kasar yang dihasilkan membentuk dua lapisan, yaitu lapisan

bawah berwarna coklat dan lapisan atas berwarna hijau. Lapisan bawah diduga

merupakan ekstrak jintan hitam, sedangkan lapisan atas merupakan larutan

minyak yang ikut terekstrak. Kedua lapisan tersebut dipisahkan secara dekantasi

yaitu pemisahan yang didasarkan gaya gravitasi. Pemisahan tersebut memberikan

hasil yang tidak maksimal karena masih terdapat larutan minyak yang bercampur.

Untuk mengoptimalkan pemisahan maka dilakukan ekstraksi kembali

dengan menggunakan partisi. Prinsip ekstraksi ini didasarkan pada distribusi dua

pelarut (pelarut organik dan air) yang tidak saling campur, dimana sebagian

komponen larut pada fase pertama dan sebagian larut pada fase kedua (Dinda,

2008). Partisi dipilih karena mudah dilakukan dan alat yang digunakan tergolong

sederhana yaitu corong pisah. Pelarut yang digunakan adalah kloroform dengan

tujuan untuk melarutkan lautan minyak yang bersifat non polar yang masih

tertinggal dalam sampel.

Teknik pengerjaannya adalah dengan menambahkan pelarut pengekstraksi

yang tidak saling campur dengan pelarut semula dan selanjutnya dikocok hingga

terjadi kesetimbangan konsentrasi zat yang akan diekstraksi pada kedua lapisan,

dimana lapisan dengan berat jenis yang lebih ringan berada pada lapisan atas.

Pengocokan tersebut akan membentuk 2 lapisan yang kemudian, didiamkan dan

dipisahkan. Efisiensi ekstraksi tergantung pada banyaknya ekstraksi yang

dilakukan. Hasil yang baik diperoleh apabila jumlah ekstraksi yang dilakukan

berulang dengan penambahan jumlah pelarut sedikit demi sedikit (Khopkar,

2003).

Ekstrak kasar yang terbentuk mengandung lapisan minyak yang bersifat

non polar, oleh karena itu dilakukan ekstraksi kembali dengan pelarut kloroform

yang sama – sama bersifat non polar, sehingga lapisan minyak dapat terdistribusi

pada pelarut kloroform. Pada proses ekstraksi pelarut terbentuk dua lapisan yaitu

lapisan kloroform bertindak sebagai pelarut organik berada pada lapisan bawah,

sedangkan lapisan jintan hitam bertindak sebagai pelarut air berada pada lapisan

atas. Pemisahan antara kedua lapisan tersebut didasarkan pada perbedaan berat

jenis/densitas, dimana pelarut organik (kloroform) memiliki densitas 1,483 dan

pelarut air memiliki densitas 1. Densitas merupakan ukuran kepekatan atau

kemampatan suatu zat.

Lapisan yang akan digunakan adalah lapisan air yang mengandung ekstrak

jintan hitam. Ekstrak kasar yang diperoleh masih berupa larutan, hal tersebut

dimungkinkan masih ada pelarut yang tertinggal pada sampel sehingga perlu

dipekatkan ulang untuk menghilangkan sisa pelarut dengan menggunakan

desikator. Penggunaan desikator dapat mengeringkan sampel lebih cepat karena

adanya silika yang bersifat menyerap air. Hasil yang didapat berupa ekstraks

padat yang berwarna coklat, selanjutnya akan ditimbang untuk mengetahui

rendemen ekstrak yang telah dipekatkan dan didapatkan nilai rendemen sebesar

11,14%.

4.3 Uji Antioksidan

Uji antioksidan merupakan salah satu uji yang digunakan untuk mengukur

kemampuan suatu antioksidan dalam menghambat radikal bebas. Radikal bebas

adalah suatu atom atau molekul yang tidak stabil dan sangat reaktif karena

mengandung satu atau lebih elektron tidak berpasangan pada orbital terluarnya.

Untuk mencapai kestabilan atom atau molekul, radikal bebas akan bereaksi

dengan molekul disekitarnya untuk memperoleh pasangan elektron. Jika terbentuk

dalam tubuh, akan terjadi reaksi berantai dan menghasilkan radikal baru yang

jumlahnya terus bertambah sehingga dapat menimbulkan berbagai penyakit

degeneratif (Andayani, et.al., 2008). Radikal bebas ini dapat dinetralisir oleh

senyawa antioksidan. Senyawa ini mampu menghambat oksigen reaktif dan

radikal bebas lainnya.

Penentuan aktivitas antioksidan dapat dilakukan dengan berbagai metode.

Masing – masing metode memiliki mekanisme penghambatan radikal bebas yang

berbeda. Pada penelitian ini digunakan tiga metode pengukuran aktivitas

antioksidan yaitu terdiri dari DPPH, FTC dan TBA.

4.3.1 Uji Antioksidan dengan Metode DPPH

Salah satu metode yang banyak digunakan untuk menentukan aktivitas

antioksidan adalah metode DPPH. Metode ini adalah suatu metode kolometri

(didasarkan perubahan warna) yang cepat dan efektif untuk menentukan aktivitas

antioksidan. Selain itu, metode DPPH merupakan metode yang mudah,

memerlukan sedikit sampel dan murah serta tidak spesifik untuk sampel tertentu

sehingga dapat menghambat total radikal bebas.

DPPH adalah sebuah molekul yang mengandung senyawa radikal bebas

yang stabil. Radikal ini menerima sebuah elektron hidrogen untuk diubah menjadi

molekul diamagnetik (Modi, et.al., 2010). Radikal DPPH yang memiliki elektron

tidak berpasangan memberikan warna ungu dan menghasilkan absorbansi

maksimum pada panjang gelombang 517 nm. Warna akan berubah menjadi

kuning saat elektron berpasangan. Pengurangan intensitas warna yang terjadi

berhubungan dengan jumlah elektron DPPH yang menangkap atom hidrogen.

Pengurangan intensitas warna mengindikasikan peningkatan kemampuan

antioksidan untuk menangkap radikal bebas (Prakash, 2001).

Pengukuran aktivitas antioksidan dengan metode DPPH ditandai dengan

perubahan warna dari ungu menjadi kuning, setelah dan sebelum inkubasi. Proses

inkubasi pada penelitian ini dilakukan selama 30 menit. Tujuannya adalah untuk

mempercepat reaksi antara radikal DPPH dengan sampel yang bertindak sebagai

antioksidan. Perubahan warna ini terjadi pada ekstrak jintan hitam, asam askorbat

dan BHT, sebagaimana ditunjukkan pada Tabel 4.1 berikut.

Tabel 4.1 Perubahan Warna Ekstrak Jintan Hitam, Asam Askorbat dan BHT

No Sampel Inkubasi

Sebelum Sesudah 1 Ekstrak jintan hitam Ungu Ungu kemerahan 2 Asam askorbat Ungu kemerahan Kuning muda 3 BHT Kuning kemerahan Kuning muda

Perubahan warna yang terjadi pada metode DPPH dipengaruhi oleh

banyak sedikitnya atom yang didonorkan oleh antioksidan dan atom yang diterima

oleh radikal bebas. Semakin banyak atom H yang didonorkan maka warna akan

berubah dari ungu ke kuning hingga kuning muda. Pada Tabel 4.1, terlihat bahwa

ekstrak jintan hitam mengalami perubahan warna yang tidak signifikan yaitu dari

ungu menjadi ungu kemerahan. Perubahan tersebut mengindikasikan bahwa

ekstrak jintan hanya mampu mendonorkan atom H-nya dalam jumlah yang

sedikit. Lain halnya dengan asam askorbat dan BHT, yang mengalami perubahan

yang signifikan. Pada asam askorbat, mula – mula berwarna ungu kemerahan

kemudian berubah menjadi kuning muda. BHT juga berubah warna dari kuning

kemerahan menjadi kuning muda. Baik asam askorbat maupun BHT, keduanya

memiliki kemampuan mendonorkan atom H dalam jumlah yang banyak. Atom H

yang didonorkan oleh antioksidan dan yang diterima oleh radikal bebas sebanding

dengan warna yang dihasilkan.

Aktivitas antioksidan dan EC50 merupakan parameter yang digunakan

untuk mengukur potensi antioksidan dalam kerjanya. Aktivitas antioksidan

menunjukkan kemampuan suatu antioksidan dalam menghambat radikal bebas

(dalam bentuk %) sedangkan EC50 menunjukkan konsentrasi suatu antioksidan

dalam menghambat sebesar 50% dari radikal bebas. Pada penelitian ini didapat

data persentase aktivitas antioksidan ekstrak jintan hitam, asam askorbat dan BHT

sebagai berikut.

Tabel 4.2 Data Persentase Aktivitas Antioksidan Ekstrak Jintan Hitam, Asam

Askorbat dan BHT dengan Berbagai Konsentrasi

(x)Konsentrasi (ppm)

(y) Aktivitas Antioksidan (%) Ekstrak Polar Jintan Hitam

Asam Askorbat BHT

5 0,967 12,274 20,755 50 4,184 23,853 30,709 200 8,551 32,481 58,495 400 11,307 33,397 85,327 800 18,514 34,365 93,935 1000 21,608 33,172 94,920 1200 22,483 31,655 94,387

Tabel 4.2 menjelaskan bahwa semakin besar konsentrasi ekstrak polar

jintan hitam maka % aktivitas antioksidan juga semakin besar. Ekstrak jintan

hitam memberikan penghambatan terbesar pada konsentrasi 1200 ppm yaitu

sebesar 22,483 %. Asam askorbat dan BHT memiliki % antioksidan tertinggi pada

konsentrasi 800 ppm dan 1000 ppm yaitu sebesar 34,365% dan 94,920%, secara

berturut – turut.

Apabila Tabel 4.2 ditampilkan dalam bentuk grafik akan menghasilkan

Gambar 4.1 adalah sebagai berikut.

Gambar 4.1 Grafik aktivitas antioksidan dengan metode DPPH

Perbedaan persentase aktivitas antioksidan antara ekstrak jintan hitam

dengan asam askorbat yang tidak terlalu jauh menunjukkan bahwa ekstrak jintan

hitam memiliki kemampuan menghambat radikal bebas yang hampir sama dengan

asam askorbat. BHT memiliki % aktivitas yang paling tinggi, apabila

dibandingkan dengan ekstrak jintan hitam dan asam askorbat. BHT merupakan

antioksidan sintetik yang telah terbukti kemampuan dalam menghambat radikal

bebas dengan sangat baik jika dibandingkan dengan antioksidan alami.

Apabila % aktivitas antioksidan sampel sama atau mendekati nilai

aktivitas antioksidan pembanding maka dapat dikatakan bahwa sampel tersebut

berpotensi sebagai salah satu alternatif antioksidan. Data diatas menunjukkan

bahwa % aktivitas antioksidan asam askorbat dan BHT memberikan

penghambatan 1,5 kali dan 4 kali lebih besar dibandingkan dengan ekstrak jintan

hitam. Berdasarkan hasil pengukuran, diketahui nilai aktivitas antioksidan antara

ekstrak jintan hitam dengan asam askorbat memberikan perbedaan yang tidak

signifikan pada konsentrasi besar sehingga dapat disimpulkan bahwa ekstrak polar

jintan hitam dapat dijadikan antioksidan alami yang baik.

Parameter lain yang digunakan untuk mengetahui kemampuan antioksidan

dalam suatu sampel adalah EC50. Semakin kecil nilai EC50 maka semakin efektif

sampel tersebut sebagai antioksidan. Begitu sebaliknya, semakin besar nilai EC50

maka semakin tidak efektif sampel tersebut sebagai antioksidan. Ekstrak jintan

hitam, asam askorbat dan BHT memiliki nilai EC50 yang berbeda jauh (Tabel 4.3).

Nilai EC50 pada ekstrak jintan hitam sebesar 2743,59; asam askorbat sebesar 2685

dan BHT sebesar 213,79. Jintan hitam memiliki nilai EC50 yang paling besar

sehingga kurang efektif sebagai antioksidan kemudian diikuti oleh asam askorbat.

BHT memiliki nilai EC50 terkecil yang artinya efektif sebagai antioksidan.

Meskipun demikian, ekstrak jintan hitam tetap berpotensi sebagai antioksidan

alami.

Tabel 4.3 Nilai EC50 pada ektrak jintan hitam, asam askorbat dan BHT

No Sampel EC50

1 Ekstrak jintan hitam 2743,59 2 Asam askorbat 2685,00 3 BHT 213,79

Pada penelitian ini, jintan hitam diekstrak menggunakan pelarut etanol

yang bersifat polar sehingga diperoleh ekstrak yang bersifat polar pula. Hasil

pengukuran dari ekstrak polar jintan hitam diperoleh nilai EC50 sebesar 2743,59.

Sedangkan, jintan hitam yang diekstrak menggunakan pelarut non polar diperoleh

senyawa thymoquinone yang memberikan nilai EC50 sebesar 211 (Burits, et.al.,

2000). Nilai ini sangat berbeda jauh jika dibandingkan dengan nilai EC50 pada

ekstrak non polar. Walaupun demikian, ekstrak polar jintan hitam tetap dapat

dijadikan pilihan sebagai antioksidan .

Adapun reaksi yang terjadi antara senyawa antioksidan dengan radikal

DPPH adalah sebagai berikut:

N N NO2

O2N

O2N

+ AH N NO2

O2N

O2N

HN + A

(ungu) (ungu kemerahan)

DPPH antioksidan DPPH-H radikal antioksidan

Gambar 4.2 Reaksi antioksidan dengan DPPH (Molyneux, 2004)

Mekanisme penangkapan radikal DPPH oleh antioksidan cukup sederhana,

yaitu dengan mendonorkan atom H (Gambar 4.2) kepada radikal bebas.

Penangkapan atom H oleh radikal bebas menyebabkan perubahan warna pada

ekstrak jintan hitam yaitu dari ungu menjadi ungu kemerahan. Warna yang

dihasilkan mengindikasikan bahwa atom H yang dapat didonorkan oleh

antioksidan jumlahnya sedikit sehingga penghambatan antioksidan terhadap

radikal rendah. Senyawa – senyawa yang memungkinkan mendonorkan

elektronnya memiliki aktivitas penangkapan radikal yang kuat. Senyawa tersebut

adalah golongan senyawa fenol, flavonoid, tanin, senyawa yang memiliki banyak

gugus sulfida, dan alkaloid (Mun’im, et.al., 2008).

Pembanding yang digunakan dalam penelitian ini adalah asam askorbat

(L- asam askorbat) dan BHT, dimana larutan pembanding berfungsi untuk

mengetahui keefektifan suatu sampel dalam aktivitasnya.

Adapun mekanisme reaksi antara asam askorbat dengan radikal DPPH

adalah sebagai berikut:

N N

O2N

O2N

+

O

HO OH

HO

HOO

NO2

DPPH L- Asam Askorbat

N

O2N

O2N

NO2HN +

O

HO O

HO

OHO

DPPH-H Radikal L-Asam Askorbat

N N

O2N

O2N

NO2

DPPH

O

HO

HO

OHO

Radikal L-Asam Askorbat

+

O

N

O2N

O2N

NO2HN +

O

O O

HO

OHO

DPPH-H Radikal L-Askorbil

N

O2N

O2N

NO2HN +

O

O O

HO

OHO

DPPH-H Radikal L-Askorbil

N

O2N

O2N

NO2HN

DPPH-H

O

HO

OHO

Dehidro L-Asam Askorbat

+

O O

Gambar 4.3 Reaksi asam askorbat dengan DPPH (Nishizawa, 2005)

Asam askorbat mampu mereduksi radikal bebas DPPH dengan

mendonorkan 1 atom hidrogen sehingga menghasilkan produk radikal L-asam

askorbat. Radikal L-asam askorbat akan segera berubah menjadi radikal L-

askorbil dan dan dehidro L-asam askorbil. Radikal – radikal yang terbentuk

bersifat stabil. Hal tersebut disebabkan kemampuan radikal untuk menstabilkan

diri dengan cara beresonansi.

Berdasarkan mekanisme kerjanya asam askorbat termasuk dalam

antioksidan sekunder. Antioksidan ini berfungsi sebagai sistem pertahanan

preventif yaitu dengan cara memotong atau memutuskan reaksi oksidasi berantai

dari radikal bebas. Senyawa oksigen reaktif yang terbentuknya dihambat dengan

menangkap oksigen dan mengubahnya menjadi spesies non radikal. Asam

askorbat memberikan senyawa radikal nitrogen 2 atom H. Meskipun telah

mendonorkan atom H-nya, asam askorbat tetap stabil dengan mengubah dirinya

menjadi dehidro-L-Asam askorbat.

Adapun reaksi BHT (Butyl Hydroxyl Toluene) dengan radikal DPPH

adalah sebagai berikut:

N N NO2

O2N

O2N

CH3

OHC(CH3)3(H3C)3C

+

DPPH BHT

N NO2

O2N

O2N

DPPH-H

CH3

OC(CH3)3(H3C)3C

fenoksi radikal

HN +

(ungu) (kuning muda)

Gambar 4.4 Reaksi BHT dengan DPPH (Brand-William, 1995)

Reaksi BHT dengan radikal DPPH menghasilkan produk radikal fenoksi

dan DPPH-H. BHT merupakan senyawa aromatik yang mengandung gugus

hidroksil. Atom H pada gugus –OH didonorkan kepada radikal DPPH sehingga

terbentuk non radikal DPPH-H, sedangkan BHT membentuk radikal fenoksi yang

stabil. Kestabilan ini dikarenakan struktur dari radikal fenoksi. Radikal fenoksi

memiliki bentuk siklik dengan ikatan rangkap dan berikatan dengan atom C yang

substitusi sehingga dapat mendelokalisasikan elektronnya.

4.3.2 Uji Antioksidan dengan FTC

Metode FTC merupakan metode yang digunakan untuk mengukur

kandungan peroksida pada awal peroksidasi lipid yang diukur pada panjang

gelombang 500 nm. Asam linoleat merupakan asam lemak tak jenuh dengan 2

buah ikatan rangkap yang mudah mengalami oksidasi membentuk peroksida.

Oksidasi asam linoleat mengakibatkan terbentuknya radikal peroksida. Jumlah

peroksida yang terbentuk dapat diukur dengan pereaksi FeCl2 dan NH4SCN.

Asam linoleat adalah suatu asam lemak yang memiliki gugus fungsi –

COOH. Campuran asam linoleat dan etanol dalam larutan sampel akan

membentuk ester (minyak atau lemak) yang dilakukan secara sintetik dan

berfungsi sebagai sampel lipid.

Adapun reaksi yang terjadi adalah sebagai berikut:

CH3(CH2)4CH CHCH2CH CH(CH2)7COOH + C2H5OH

CH3(CH2)4CH CHCH2CH CH(CH2)7COOC2H5 + H2O

Asam linoleat Etanol

Lipid Air Gambar 4.5 Reaksi antara asam linoleat dan etanol untuk pembentukan lipid

(Jiun, 2007)

Radikal peroksida yang dihasilkan selama proses oksidasi diukur aktivitas

antioksidannya selama 6 jam. Pengukuran dilakukan pada jam ke- 0, 2, 4 dan 6.

Tujuan dari pengukuran pada tiap – tiap interval adalah untuk mengetahui titik

dimana proses oksidasi mulai terjadi.

Hasil pengukuran absorbansi pada masing – masing sampel dengan

menggunakan spektrofotometer UV-Vis, disajikan dalam grafik berikut.

(a) (b)

(c)

Gambar 4.6 Grafik absorbansi dengan metode FTC pada: (a) ekstrak jintan hitam, (b), (b) asam askorbat dan (c) BHT

Gambar 4.6 (a) menunjukkan bahwa ekstrak jintan memiliki absorbansi

tinggi dari jam ke-0, yang berarti proses oksidasi telah terjadi dari jam ke-0,

sebelum proses inkubasi. Apabila absorbansi kontrol dibandingkan dengan

ekstrak jintan, maka tidak ada perbedaan yang signifikan diantara keduanya,

dimana absorbansi kontrol dan absorbansi ekstrak jintan hitam saling tumpang

tindih. Absorbansi mengalami penurunan secara signifikan pada jam ke-4 hingga

pada jam ke-6, proses oksidasi sudah tidak terjadi. Asam askorbat pada Gambar

4.6 (b), memiliki absorbansi tertinggi juga pada jam ke-0, dimana pada jam

tersebut oksidasi telah berlangsung secara maksimal. Absorbansi kontrol dengan

absorbansi sampel memiliki sedikit terjadi perbedaan. Perbedaan tersebut

menunjukkan adanya proses penghambatan radikal peroksida oleh sampel.

Penurunan nilai absorbansi pada sampel terjadi secara bertahap tiap jam. Namun

pada jam ke-6, absorbansi sampel cukup tinggi, hal tersebut mengindikasikan

bahwa proses oksidasi masih terjadi. Pada Gambar 4.6 (c), tidak berbeda dengan

ekstrak jintan hitam dan asam askorbat, absorbansi BHT juga tinggi pada jam ke-

0, dimana absorbansi kontrol dengan absorbansi tidak berbeda secara signifikan.

Absorbansi BHT saling tumpah tindih dengan absorbansi kontrol. Pada jam ke-2,

penurunan oksidasi terjadi secara signifikan yang ditandai dengan turunnya nilai

absorbansi. Sedangkan untuk jam-jam berikutnya, proses oksidasi sudah tidak

terjadi. Hal tersebut diketahui dari nilai absorbansi yang konstan. Nilai absorbansi

menunjukkan jumlah peroksida selama proses oksidasi.

Metode FTC merupakan metode yang mengukur kandungan peroksida

pada awal proses oksidasi. Pada penelitian ini, awal proses oksidasi terjadi awal

pengukuran yaitu jam ke-0 maka nilai absorbansi yang digunakan juga pada jam

ke-0.

Aktivitas antioksidan sampel dengan metode FTC ditunjukkan dengan

kekuatannya dalam menghambat peroksidasi asam linoleat. Jumlah peroksida

yang terbentuk diukur secara tidak langsung dengan pembentukan kompleks

(Fe(SCN)3) yang berwarna merah. Mekanisme pembentukan peroksidasi lipid dan

pembentukan kompleks dapat dilihat pada Gambar 4.8 dan Gambar 4.9.

Nilai persentase aktivitas antioksidan yang digunakan adalah pada jam ke-

0, karena pada jam tersebut proses oksidasi terjadi secara maksimal. Hal tersebut

ditandai dengan tingginya nilai absorbansi dan aktivitas antioksidan pada sampel.

Nilai absorbansi dan aktivitas pada jam ke-2, ke-4 dan ke-6 mengalami penurunan

yang berarti menurunnya proses oksidasi yang ditunjukkan pada Lampiran 5.

Adapun nilai aktivitas antioksidan dengan menggunakan metode FTC pada

ekstrak polar jintan hitam, asam askorbat dan BHT, ditunjukkan Tabel 4.4.

Tabel 4.4 Data Persentase Aktivitas Antioksidan Ekstrak Polar Jintan Hitam,

Asam Askorbat dan BHT dengan Metode FTC pada Jam ke-0

(x)Konsentrasi (ppm)

(y) Aktivitas Antioksidan (%) Ekstrak Polar Jintan Hitam

Asam Askorbat BHT

5 14,848 -0,930 13,609 50 10,297 0,474 19,397 200 9,174 9,117 8,750 400 12,493 8,259 8,998 800 3,711 9,121 3,434 1000 1,533 6,126 22,149 1200 -14,006 7,678 7,324

Aktivitas antioksidan pada ekstrak jintan hitam, asam askorbat dan BHT

mengalami penurunan pada jam ke-6, sebagaimana ditampil dalam Tabel 4.5.

Tabel 4.5 Data Persentase Aktivitas Antioksidan Ekstrak Polar Jintan Hitam, Asam Askorbat dan BHT dengan Metode FTC pada Jam ke-6

(x)Konsentrasi (ppm)

(y) Aktivitas Antioksidan (%) Ekstrak Polar Jintan Hitam

Asam Askorbat BHT

5 2,631 1,010 -16,667 50 1,034 6,822 1,600 200 4,464 14,880 -0,638 400 3,061 18,330 -2,222 800 6,964 31,612 0,320 1000 -4,614 35,192 0,485 1200 -18.090 30,921 -0,313

EC50 merupakan salah satu parameter yang digunakan untuk mengetahui

kemampuan aktivitas antioksidan dalam menghambat suatu radikal bebas. Radikal

bebas yang dihambat pada metode ini adalah radikal peroksi. Nilai EC50 yang

semakin kecil mengindikasikan bahwa sampel semakin efektif dalam

menghambat radikal bebas dan berpotensi sebagai antioksidan yang baik. Nilai

EC50 diperoleh dari hasil perhitungan aktivitas antioksidan. Pada metode FTC,

nilai aktivitas antioksidan terdapat beberapa yang bernilai negatif sehingga nilai

EC50 pada masing – masing sampel tidak dapat ditentukan.

Asam linoleat yang bereaksi dengan etanol akan menghasilkan lipid.

Oksidasi lipid akan membentuk radikal peroksida. Oksidasi lipid terjadi melalui 3

tahapan yaitu inisiasi, propagasi dan terminasi. Pada asam linoleat, reaksi inisiasi

terjadi pada C11, membentuk radikal karbon. Atom H diambil dari asam linoleat

menghasilkan radikal bebas.

CH3(CH2)4CH CHCH2CH CH(CH2)7COOHAsam linoleat

CH3(CH2)4CH CHCH2C CH(CH2)7COOH

radikal karbon

+ H

Gambar 4.7 Reaksi inisiasi pada asam linoleat (Deman, 1997)

Pengambilan H terjadi pada atom C yang bersebelahan dengan ikatan

rangkap dua. Jika radikal bebas sudah terbentuk, radikal ini akan bereaksi dengan

O2 membentuk radikal peroksil dan selanjutnya dapat mengambil H dari molekul

tak jenuh yang lain untuk menghasilkan peroksil dan dan radikal bebas baru.

Reaksi terjadi secara terus – menerus atau disebut pula sebagai reaksi berantai

(Deman, 1997). Reaksi ini terdapat pada tahapan reaksi propagasi.

CH3(CH2)4CH CHCH2C CH(CH2)7COOH + O2

CH3(CH2)4CH CH

CH C

O O

CH2(CH2)7COOH + AH

radikal peroksil

CH3(CH2)4CH CH

CH C

O

CH2(CH2)7COOH

OH

+ A

hidroperoksida radikal antioksidan

radikal karbon

Gambar 4.8 Reaksi peroksidasi lipid pada asam linoleat (Winarsi, 2007)

Pada Gambar 4.8 terlihat bahwa struktur radikal karbon yang terbentuk

akan beresonansi dengan elektron yang tidak berpasangan di antara C9 dan C13.

Selanjutnya akan terjadi reaksi propagasi, yang ditunjukkan oleh struktur yang

akan bereaksi dengan O2. Radikal ini akan terus bereaksi membentuk radikal yang

lain. Pada C9 atau C13, radikal peroksil akan terbentuk. Radikal peroksil ini

memiliki 1 atom H yang berasal dari asam lemak yang terbentuk dari

hidroperoksida, dengan melepaskan radikal bebas lainnya. Reaksi terminasi

terjadi ketika radikal peroksil bereaksi dengan senyawa antioksidan. Produk yang

dihasilkan berupa hidroperoksida dan radikal antioksidan yang stabil (Poedjiadi,

2007 ). Hidroperoksida ini merupakan produk oksidasi primer yang bersifat tidak

stabil dan mudah terurai menjadi produk oksidasi sekunder.

Hidroperoksida selanjutnya akan bereaksi dengan FeCl2 dan NH4SCN

yang menghasilkan kompleks (Fe(SCN)3) berwarna merah. Semakin pekat warna

merah yang dihasilkan maka semakin tinggi absorbansinya. Adapun reaksi yang

terjadi adalah sebagai berikut.

CH3(CH2)4CH CH

CH C

O

CH2(CH2)7COOH

OHhidroperoksida

+ Fe2+

CH3(CH2)4CH CH

CH C CH2(CH2)7COOH

O

+ -OH + Fe3+

Fe3+ + -SCN3 Fe(SCN)3

merah Gambar 4.9 Reaksi pembentukan kompleks Fe(SCN)3 (Mun’im, et.al., 2008)

Adapun grafik aktivitas antioksidan pada ekstrak jintan hitam, asam

askorbat dan BHT secara keseluruhan ditampilkan sebagai berikut.

(a) (b)

(c)

Gambar 4.10 Grafik aktivitas antioksidan pada: (a) ekstrak jintan hitam, (b) asam askorbat dan (c) BHT

Gambar 4.10 di atas menunjukkan bahwa ekstrak jintan hitam

menghambat peroksida secara cepat, yang dibuktikan dengan tingginya nilai

aktivitas antioksidan pada jam ke-2. Sedangkan pada jam berikutnya yaitu jam ke-

4 dan jam ke-6, ekstrak jintan hitam mengalami penurunan nilai aktivitas, yang

berarti tidak ada lagi radikal yang dihambat oleh antioksidan. Berbeda dengan

jintan hitam, asam askorbat memiliki kemampuan penghambatan yang lambat.

Hal tersebut diketahui dari rendahnya nilai aktivitas antiioksidan pada awal

oksidasi dan aktivitasnya baru meningkat pada jam ke-4 dan jam ke-6. BHT

memiliki pola yang sama dengan ekstrak jintan hitam, dimana BHT bekerja secara

cepat pada awal oksidasi (jam ke-2). Pada jam ke-4 dan ke-6 aktivitas antioksidan

BHT menurun, yang artinya tidak ada lagi peroksida yang dihambat.

4.3.3 Uji Antioksidan dengan Metode TBA

Metode TBA digunakan untuk mengukur peroksidasi lipid secara in vitro

dari asam lemak jenuh seperti asam linoleat. Metode ini biasanya digunakan untuk

mengetahui produk sekunder pada proses oksidasi. Kelebihan dari metode TBA

adalah metode ini mudah dilakukan, proses analisis ringkas dan cepat, tetapi

kurang spesifik terhadap beberapa substrat yang dapat bereaksi dengan TBA,

misalnya aldehid.

Penghambatan peroksidasi lipid diukur dengan menggunakan metode

TBA. Metode ini merupakan konfirmasi lebih detail dari metode FTC, dimana

pada metode FTC, terjadi pengukuran radikal peroksi pada awal proses oksidasi

sedangkan pada metode TBA mengukur produk sekundernya. Produk sekunder

yang dihasilkan adalah melanolaldehid (MDA) yang bersifat tidak stabil dalam

waktu lama sehingga mudah berubah menjadi alkohol dan asam.

MDA merupakan salah satu produk sekunder yang terbentuk akibat

penguraian dari oksidasi lipid. Pada proses oksidasi lipid, atom H dihilangkan dan

atom karbon membentuk diena berkonjugat sehingga menghasilkan TBA-MDA

yang berwarna merah. Pengukuran nilai absorbansi dilakukan pada panjang

gelombang 532 nm.

(a) (b)

(c)

Gambar 4.11 Bagan aktivitas antioksidan dengan metode TBA pada: (a) ekstrak jintan hitam, (b) asam askorbat dan (c) BHT

Pengukuran aktivitas antioksidan pada ekstrak jintan hitam dan asam

askorbat dengan TBA memberikan nilai absorbansi dan % aktivitas antioksidan

lebih kecil dibandingkan dengan metode FTC. Hal ini mengindikasikan bahwa

jumlah peroksida yang dihasilkan pada awal proses oksidasi lebih besar dari

jumlah peroksida pada oksidasi jam ke-6. Sedangkan pengukuran aktivitas

antioksidan pada BHT dengan metode TBA memberikan nilai yang lebih besar

dibandingkan dengan FTC. Nilai aktivitas antioksidan yang rendah pada metode

ini dimungkinkan karena produk sekunder yang dihasilkan bersifat tidak stabil

dalam waktu yang lama sehingga mudah berubah menjadi alkohol dan asam. Hal

tersebut menyebabkan senyawa MDA tidak terdeteksi oleh pengukuran

spektrofotometer UV-Vis.

Hasil pengukuran aktivitas antioksidan pada ekstrak jintan hitam dan asam

askorbat yang tidak valid, dimungkinkan karena metode TBA membutuhkan

kontrol eksperimen yang ketat untuk mengukur penghambatan radikal bebas,

khususnya untuk tingkat % aktivitas antioksidan yang kecil. Hal tersebut

dibuktikan dengan banyaknya hasil pengukuran aktivitas antioksidan yang

bernilai negatif. Berbeda dengan keduanya, BHT memberikan penghambatan

yang baik. Pengukuran aktivitas antioksidan pada ekstrak jintan hitam, asam

askorbat memberikan hasil yang kurang baik. Hal ini disebabkan oleh beberapa

faktor, salah satunya kurangnya kontrol kondisi pada eksperimen.

Penentuan nilai EC50 pada metode ini digunakan untuk mengetahui

kemampuan sampel dalam menghambat 50 % dari aktivitas radikal bebas. Hasil

perhitungan EC50 pada sampel ekstrak jintan hitam, asam askorbat, dan BHT

memberikan nilai yang negatif sehingga nilai tersebut tidak dapat dipergunakan.

Pengukuran pada sampel menghasilkan warna kuning. Hal ini berbeda

dengan literatur yang menyebutkan bahwa reaksi antara TBA dengan MDA

(produk oksidasi lipid) akan menghasilkan kompeks berwarna merah. Tidak

terbentuknya warna merah pada ketiga sampel yaitu ekstrak jintan hitam, asam

askorbat dan BHT disebabkan tidak terbentuknya kompleks MDA. Menurut

Favier (1982), MDA tidak akan terbentuk dari oksidasi asam linoleat. Meskipun

kompleks TBA-MDA tidak terbentuk, kemampuan penghambatan sampel tetap

dapat dibaca oleh spektrofotometer UV-Vis. Hal tersebut dapat dilihat dari nilai

absorbansi yang dihasilkan. Nilai absorbansi dan % aktivitas antioksidan pada

metode TBA masih dapat terukur dimungkinkan karena terbentuknya senyawa

radikal lain yang berbeda dengan MDA.

Pada penelitian ini, digunakan 3 macam metode pengukuran aktivitas

antioksidan yang meliputi DPPH, FTC and TBA. Metode DPPH merupakan

metode yang dapat mengukur seluruh aktivitas radikal bebas secara total. Metode

FTC digunakan untuk mengukur jumlah peroksida pada awal proses oksidasi,

sedangkan metode TBA digunakan untuk mengukur produk sekunder proses

oksidasi.

Apabila dibandingkan dengan metode DPPH, metode FTC dan TBA

hanya mengukur sebagian kecil aktivitas radikal bebas, dimana pada metode FTC

mengukur jumlah peroksidanya saja, sedangkan metode TBA hanya mengukur

pada produk sekunder dari proses oksidasi. Selain itu, hasil pengukuran aktivitas

antioksidan dengan metode FTC dan TBA memberikan nilai yang kurang bagus.

Apabila dilihat nilai aktivitas antioksidan secara umum, hasil pengukuran

dengan FTC tidak mampu mengukur aktivitas antioksidan kurang dari 5%.

Penentuan nilai tersebut didasarakan pada Gambar 4.7 yang menampilkan grafik

aktivitas antioksidan pada masing – masing sampel dengan berbagai konsentrasi.

Pada grafik tersebut menggambarkan bahwa aktivitas antioksidan masing –

masing sampel mayoritas berada pada rentangan diatas 5%. Ekstrak jintan hitam

memiliki rentangan rata-rata 5% sampai 20% dan asam askorbat memiliki

rentangan rata – rata 5% hingga 35%, sedangkan, pada BHT memiliki rentangan

5% hingga 70%. Nilai rentangan diambil dari nilai tertinggi aktivitas antioksidan

sampel dengan nilai terendah aktivitas antioksidan yang banyak dihasilkan oleh

sampel. Berdasarkan rentangannya, masing – masing sampel memiliki nilai

rentangan pada batas bawah sebesar 5%. Ketika aktivitas antioksidan bernilai di

bawah 5%, maka nilai tersebut akan mengalami penyimpangan hingga bernilai

negatif.

Hasil pengukuran dengan TBA memiliki pola yang sama dengan FTC,

yaitu tidak mampu mengukur aktivitas antioksidan rendah yang kurang dari 5%.

Pada ekstrak jintan hitam memiliki rentangan rata – rata 5% hingga -20% dan

asam askorbat 5% hingga -5%. Kestabilan terlihat pada data hasil pengukuran

BHT dengan rentangan rata – rata 23% hingga 54%. Nilai aktivitas antioksidan

yang kurang dari 5% akan menimbulkan kekacauan data karena adanya nilai

negatif. Data pengukuran aktivitas antioksidan yang tidak bagus, salah satunya

disebabkan karena human error.

4.4 Identifikasi Golongan Senyawa dengan Uji Fitokimia

Uji fitokimia merupakan metode yang digunakan untuk mendeteksi

senyawa tumbuhan tingkat tinggi berdasarkan golongannya dan sebagai informasi

awal dalam mengetahui senyawa kimia yang mempunyai aktivitas biologi dari

suatu tanaman (Telyer, 1988). Jintan hitam mengandung berbagai jenis metabolit

sekunder, dimana masing – masing metabolit sekunder memiliki bioaktivitas yang

berbeda. Sampel diperkirakan mengandung metabolit sekunder yang memiliki

aktivitas sebagai antioksidan. Identifikasi pada sampel perlu dilakukan untuk

mengetahui golongan senyawa metabolit sekunder tersebut.

Pada penelitian ini, sampel yang digunakan adalah fraksi etanol jintan

hitam yang bersifat polar sehingga diduga golongan senyawa yang akan

teridentifikasi juga merupakan golongan senyawa polar. Uji fitokimia yang

dilakukan terdiri dari 5 golongan senyawa yang meliputi terpenoid, flavonoid,

saponin, tanin dan alkaloid. Adapun hasil identifikasi golongan senyawa yang

terdapat dalam fraksi polar jintan hitam pada Tabel 4.7.

Tabel 4.7 Hasil Identifikasi Golongan Senyawa Antioksidan Fraksi Polar Jintan

Hitam Golongan Senyawa Fraksi Polar Jintan Hitam

Terpenoid - Flavonoid + Saponin - Tanin + Alkaloid, meliputi:

� Reagen Mayer � Reagen Dragendorff � Reagen Wagner

-

++ ++

Keterangan: + = terkandung senyawa - = tidak terkandung senyawa

Tabel 4.7 menunjukkan keberadan golongan senyawa flavonoid, tanin dan

alkaloid di dalam sampel. Senyawa antioksidan alami dapat berasal dari senyawa -

senyawa fenol (flavonoid, tokoferol, dan asam fenolik), nitrogen (alkaloid,

turunan klorofil, asam amino dan amina ), atau karotenoid seperti asam askorbat

(Hudson, 1990). Zheng et.al. (2001) dan Cai et.al. (2003) menyebutkan bahwa

tumbuhan mengandung berbagai molekul penghambat radikal bebas diantaranya

vitamin, asam fenolik, lignin, tanin, flavonoid, alkaloid, betalain dan sebagainya,

dimana senyawa- senyawa tersebut memiliki aktivitas sebagai antioksidan.

Flavonoid dan tanin merupakan senyawa yang berfungsi sebagai

antioksidan karena senyawa tersebut termasuk senyawa – senyawa fenol, yaitu

senyawa dengan gugus –OH yang terikat pada karbon cincin aromatik, berfungsi

sebagai antioksidan yang efektif. Produk radikal bebas senyawa – senyawa ini

terstabilkan secara resonansi sehingga tidak bersifat reaktif dibandingkan dengan

kebanyakan radikal bebas lain (Fessenden dan Fessenden, 1994).

Penjelasan lebih lanjut dari masing – masing uji fitokimia di atas adalah

sebagai berikut.

4.3.1 Identifikasi Terpenoid

Sampel menunjukkan hasil negatif terhadap identifikasi terpenoid. Hal

tersebut ditandai dengan tidak terbentuknya warna coklat.

4.3.2 Identifikasi Flavonoid

Reaksi yang terjadi antara senyawa flavonoid dengan serbuk Mg dan HCl

menghasilkan warna merah, kuning atau jingga. Hasil identifikasi sampel

menunjukkan hasil yang positif yang ditunjukkan dengan terbentuknya warna

jingga. Adapun perkiraan reaksi yang terjadi adalah sebagai berikut.

HO O

O

OH

+ Mg2++ HCl

HO O

OH

OMgCl

H+HO O

OH

OH

+ produk lain

flavonoid jingga

Gambar 4.12 Perkiraan reaksi senyawa flavonoid

Reaksi yang terjadi antara ion Mg2+ dengan HCl pekat ini menghasil

senyawa berwarna merah dan jingga pada senyawa golongan flavonoid, seperti

flavonol, flavonon, flavononol dan xanton (Robinson, 1985). Ion Cl pada HCl

memiliki elektronegatifan yang tinggi. Elektronegatifan ini digunakan oleh Cl-

untuk berikatan dengan Mg2+ sehingga membentuk +MgCl. Senyawa golongan

flavonoid mengandung atom O yang memiliki 2 PEB pada orbital terluarnya

dengan ikatan rangkap. Adanya PEB pada orbital terluar membuat flavonoid

bersifat menarik proton. Flavonoid bereaksi dengan +MgCl dengan cara

memutuskan ikatan pi untuk membentuk ikatan yang baru. Reaksi inilah yang

menyebabkan terbentuknya warna jingga.

4.3.3 Identifikasi Saponin

Identifikasi saponin pada sampel memberikan hasil negatif. Hal tersebut

ditandai dengan tidak timbulnya buih pada sampel yang dapat bertahan selama 10

menit. Tidak terbentuknya buih menunjukkan tidak adanya glikosida yang

memiliki kemampuan untuk menghasilkan buih dalam air yang terhidrolisis

menjadi glukosa dan senyawa lainnya (Rusdi, 1990).

4.3.4 Identifikasi Tanin

Identifikasi senyawa tanin dilakukan dengan menambahkan FeCl2 0,01 M.

Hasil identifikasi menunjukkan bahwa sampel mengandung senyawa tanin.

Kesimpulan tersebut didasarkan pada terbentuknya warna hijau kehitaman yang

merupakan warna spesifik dari senyawa golongan tanin (Harborne, 1996).

FeCl2 + 3 O

OH

OH

HO

OH

tanin

Gambar 4.13 Perkiraan reaksi senyawa tanin (Halimah, 2009)

Pembentukan warna hijaukehitaman disebabkan karena adanya senyawa

kompleks yang terbentuk antara logam Fe dengan senyawa tanin. Senyawa

kompleks terbentuk karena adanya ikatan kovalen koordinasi antara ion atau atom

dengan atom non logam (Effendy, 2007). Logam Fe memiliki kecenderungan

untuk membentuk senyawa kompleks dengan mengikat 6 PEB (Pasangan

Elektron Bebas). Ion Fe3+ dalam pembentukan senyawa kompleks akan

terhibridisasi membentuk hibridisasi d2sp3 sehingga akan ditempati oleh 6 PEB

atom O dari senyawa tanin. Kestabilan dapat tercapai apabila energi tolakan

antara ligan pada 3 tanin rendah. Hal ini terjadi jika ketiga ligan tanin memiliki

posisi yang saling berjauhan (Effendy, 2007).

4.3.5 Identifikasi Alkaloid

Identifikasi fraksi polar jintan hitam dengan menggunakan tiga reagen

yang berbeda menunjukkan hasil yang berbeda. Reagen yang digunakan dalam

penelitian ini adalah reagen Mayer, reagen Wagner dan reagen Dragendroff.

Hasil identifikasi uji alkaloid dengan reagen mayer memberikan hasil

negatif. Hasil ini ditandai dengan tidak terbentuknya endapan berwarna putih.

Reagen mayer dibuat dengan mereaksikan antara HgCl2 dengan KI, reaksi

tersebut membentuk endapan merah HgI2. Apabila penambahan KI berlebih maka

akan terbentuk senyawa kalium tetraiodomerkurat(II) (Svehla, 1990).

Senyawa golongan alkaloid mengandung atom N yang mempunyai PEB

sehingga dapat digunakan untuk membentuk ikatan kovalen koordinasi dengan

ion logam (McMurry, 2004). Reaksi yang terjadi pada uji alkaloid dengan reagen

mayer diperkirakan terjadi antara atom N pada alkaloid dengan ion logam K+ dari

kalium tetraiodomerkurat(II). Dugaan reaksi yang terjadi pada alkaloid dengan

reagen mayer ditunjukkan pada Gambar 4.17 berikut (Marliana, et.al., 2005).

HgCl2 + KI HgI2 + 2KCl

HgI2 + 2KI K2[HgI4]

kalium tetraiodomerkurat(II)

N

+ K2[HgI4]

N

+

endapan kalium-alkaloid

K[HgI4]-

K+

Gambar 4.14 Perkiraan reaksi senyawa alkaloid dengan reagen Mayer

(Marliana, et.al.,2005)

Hasil positif golongan alkaloid dengan reagen Wagner ditandai dengan

terbentuknya endapan berwarna coklat. Endapan tersebut diduga senyawa

kompleks kalium-alkaloid. Pada pembuatan reagen wagner, I2 bereaksi dengan

atom I dari KI yang akan menghasilkan ion I3- yang berwarna coklat. Pada uji

dengan reagen Wagner, ion logam K+ akan membentuk ikatan kovalen koordinasi

dengan atom N yang terdapat pada senyawa alkaloid sehingga membentuk

kompleks kalium-alkaloid yang terendapkan. Reaksi yang terjadi pada uji alkaloid

dengan reagen Wagner ditunjukkan pada Gambar 4.18 berikut (Marliana, et.al.,

2005).

I2 + I- I3

-

coklat

N

+ KI + I2

NK+

endapan kalium-alkaloid

I3-+

Gambar 4.15 Perkiraan reaksi senyawa alkaloid dengan reagen Wagner

(Marliana, et.al., 2005)

Reagen lain yang digunakan untuk menganalisis kandungan golongan

alkaloid pada sampel adalah reagen dragendorff. Hasil positif alkaloid dengan

menggunakan reagen ini ditandai dengan terbentuknya endapan berwarna jingga.

Pada pembuatan reagen Dragendorff, Bi(NO)3.5H2O yang dilarutkan dalam HNO3

pekat agar tidak terjadi reaksi hidrolisis.

Terjadinya reaksi hidrolisis karena garam – garam bismut mudah

terhidrolisis dan membentuk BiO+, ditunjukkan pada reaksi berikut.

Bi3+ + H2O BiO+ + 2H+

Gambar 4.16 Reaksi hidrolisis bismut

Agar bismut tetap membentuk ion Bi3+ dalam larutan, maka larutan

tersebut ditambahkan larutan asam sehingga keseimbangan akan bergeser ke kiri.

Kemudian, ion Bi3+ yang berasal dari Bi(NO)3 bereaksi dengan KI sehingga

membentuk endapan hitam BiI3 yang pada reaksi berikutnya akan larut dalam KI

berlebih. Reaksi tersebut akan membentuk senyawa kompleks kalium

tetraiodobismutat (Svehla, 1990). Tidak berbeda dengan reagen – reagen yang

lain, pada reagen ini, atom N dari alkaloid digunakan untuk membentuk ikatan

kovalen koordinasi dengan ion logam K+. Adapun perkiraan reaksi tersebut

ditunjukkan pada Gambar 4.20 berikut (Marliana, et.al., 2005).

Bi(NO)3 + 3KI BiI3 + 3KNO3

coklat

BiI3 + KI K[BiI 4]

kalium tetraiodobismutat

N

+ K[BiI 4]

NK+

endapan kalium-alkaloid

+ [BiI 4]-

jingga

Gambar 4.17 Perkiraan reaksi senyawa alkaloid dengan reagen Dragendorff

(Marliana, et.al., 2005)

Kebanyakan senyawa golongan alkaloid dapat bereaksi dengan reagen –

reagen tersebut tanpa membedakan kelompok (Sastrohamidjojo, 1996). Reagen

yang memberikan hasil yang positif pada fraksi polar jintan hitam adalah reagen

Wagner dan Dragendorff. Hasil positif dari kedua reagen tersebut telah dapat

memberikan informasi bahwa sampel mengandung senyawa alkaloid.

4.5 Pemisahan dengan KLT

Golongan senyawa dalam sampel fraksi polar jintan hitam dianalisis

kandungan senyawanya dengan KLT. Kromatografi Lapis Tipis (KLT)

merupakan salah satu kromatografi cair yang paling sederhana yang didasarkan

pada adsorbsi yang melibatkan dua sifat fase yaitu fase diam dan fase gerak

(eluen) dengan komposisi berbagai pelarut. Fase diam yang digunakan dalam

penelitian ini adalah silika gel GF254. Silika gel ini terdiri atas gugus Si-O-Si dan

gugus silanol (Si-OH). Gugus silanol bersifat sedikit asam dan polar sehingga

mampu untuk membentuk ikatan hidrogen dengan senyawa sampel yang sedikit

polar hingga polar.

Penggunaan KLT analitik bertujuan untuk menentukan eluen terbaik

dalam memisahkan suatu golongan senyawa. Eluen yang baik adalah eluen yang

dapat memisahkan banyak senyawa yang ditandai dengan munculnya spot. Spot

yang terbentuk tidak berekor dan jarak antar spot terpisah jelas (Harborne, 1987).

Selanjutnya, spot dideteksi dengan pereaksi yang sesuai dengan golongan

senyawanya dan diamati dibawah lampu UV untuk menambah kepekaan hasil

deteksi.

Identifikasi golongan senyawa dengan uji fitokimia pada fraksi etanol

jintan hitam mengandung flavonoid, tannin dan alkaloid. Golongan senyawa

tersebut dipisahkan dengan KLT analitik.

Identifikasi golongan senyawa tanin digunakan eluen campuran asam

asetat glacial: air: HCl pekat (30:10:3) yang bersifat polar. Hasilnya menunjukkan

tidak adanya spot yang terdeteksi (Gambar 4.21a), hal tersebut karena eluen tidak

mampu memisahkan senyawa dalam sampel. Senyawa tanin memiliki gugus

hidroksil yang menyebabkannya bersifat polar. Tidak terpisahnya senyawa tanin

dimungkinkan karena tingkat kepolaran senyawa pada sampel sama dengan

tingkat kepolaran fase diam sehingga senyawa sampel lebih terdistribusi pada fase

diam. Sedangkan tingkat kepolaran senyawa sampel berbeda, dimana eluen

memiliki tingkat kepolaran yang lebih besar daripada sampel.

Gambar 4.18 Hasil KLT senyawa: (a) tannin, (b) flavonoid dan (c) alkaloid

Pada identifikasi golongan senyawa flavonoid menunjukkan 2 spot yang

terbentuk (Gambar 4.21b). Eluen yang digunakan untuk pemisahan senyawa

flavonoid yaitu campuran n-butanol : asam asetat : air (4:1:5). Senyawa flavonoid

memiliki sifat polar karena memiliki gugus hidroksil. Terbentuknya spot

(a)

(b)

(c)

2

1

1

2

mengindikasikan bahwa eluen memiliki kepolaran yang sama dengan senyawa

sampel sehingga senyawa sampel lebih terdistribusi pada fase gerak.

Golongan senyawa alkaloid dielusi dengan menggunakan campuran eluen

kloroform: metanol (3:2). Hasil identifikasi menunjukkan adanya 2 spot (Gambar

21c) yang diduga merupakan senyawa alkaloid. senyawa sampel lebih distribusi

pada eluen yang bersifat semipolar. Berdasarkan pemisahan yang terbentuk

diasumsikan pemisahan senyawanya sudah cukup baik akan tetapi adanya noda

yang besar dan memanjang mengindikasikan masih ada senyawa yang belum

terpisahkan secara sempurna.

4.6 Pemanfaatan Jintan Hitam dalam Pandangan Islam

Allah Swt. telah memberikan petunjuk kepada kita bahwa tumbuhan yang

dihamparkan di muka bumi memiliki banyak manfaat untuk kehidupan. Namun,

perlu dilakukan usaha lebih lanjut agar dapat mengoptimalkan segala ciptaan-Nya.

Ν s9uρr& (# ÷ρt� tƒ ’ n< Î) ÇÚö‘ F{ $# ö/ x. $oΨ ÷G u;/Ρ r& $pκ� Ïù ÏΒ Èe≅ ä. 8l÷ρy— AΟƒÍ� x. ∩∠∪

”Dan Apakah mereka tidak memperhatikan bumi, berapakah banyaknya Kami tumbuhkan di bumi itu pelbagai macam tumbuh-tumbuhan yang baik?” (QS. As-Syu’araa/26: 7).

Ayat diatas menjelaskan bahwa Allah Swt. telah menumbuhkan berbagai

macam tumbuhan yang baik untuk manusia agar manusia selalu bersyukur atas

segala nikmat dan memanfaatkan segala pemberian-Nya. Tumbuhan tidak hanya

digunakan sebagai sumber bahan pangan tapi dapat dijadikan sebagai obat dan

pemanfaatan tumbuhan sebagai obat telah dilakukan sejak dahulu.

Jintan hitam atau habbatussauda merupakan salah satu tanaman digunakan

sebagai obat sejak zaman Nabi. Pengobatan dengan jintan hitam termasuk salah

satu dari pengobatan Nabi (Thibbun Nabawiy). Thibbun Nabawiy menggunakan

habbatussauda sebagai salah satu penanganan berbagai macam penyakit dan

pemeliharaan kesehatan tubuh yang telah disunahkan oleh Nabi Muhammad

SAW. Thibbun Nabawiy telah dianjurkan oleh Nabi Muhammad untuk

menghindari terjadinya berbagai penyakit (Hendrik, 2009).

Allah Swt. memerintahkan manusia mengikut sunah Nabi, baik yang

berasal dari ucapan, perbuatan maupun ketetapannya. Sebagaimana dalam firman-

Nya,

…. !$tΒ uρ ãΝ ä39 s?#u ãΑθß™§�9 $# çνρä‹ ã‚sù $tΒ uρ öΝä39 pκ tΞ çµ÷Ψ tã (#θßγtFΡ $$sù 4 (#θà) ¨? $#uρ ©!$# ( ¨βÎ) ©! $# ߉ƒÏ‰ x© É>$s) Ïèø9$# ∩∠∪

“…apa yang diberikan Rasul kepadamu. Maka tinggalkanlah. dan bertakwalah kepada Allah. Sesungguhnya Allah amat keras hukumannya (Q.S Al Hasyr: 7).

Dalam sunah Nabi banyak menyebutkan pengobatan dengan

menggunakan habbatussauda. Habbatussauda adalah tumbuhan herbal yang

sangat besar manfaatnya bagi dunia kesehatan, bahkan jenis herbal yang

direkomendasikan Nabi secara langsung. Sebagaimana disebutkan dalam hadits

berikut (Al-Asqalani, et.al., 2008):

، ريقط فمرض فيال، رجبا ن◌ ب بلاا غنعم و ناجخر ׃ الق دعس نب دا لخ نعروصنم نعا وذخف ءداولسعليكم بھذه الحبة ا ׃ا نل لاقفق يتي عبا نابهداعف، ضيرموھو ةني دلمفقد منا ا

، انبا الجذي ھف تيز تارطقب هفنا ي ا فھاورطقامث، اھا وقحسا فاعبس وا ا خمسا ھنم نإ ׃ ل وقي ملس و هيلع ی اهللالص يبلنا تعما سھنا ي نتث دح ةشئوفيھذا الجا نب فإنعا

ت المو ׃ لاق؟ ما السام و ׃ تلق ٠السام. من ، إ كل داء نم ءافش ءوداالس ةبالح هذھ ”Dari Manshur, dari Khalid bin Sa’ad, dia berkata: Kami keluar dan bersama kami Ghalib bin Abjar, lalu dia menderita sakit di perjalanan. Kami pun datang ke Madinah sementara dia masih sakit. Lalu Ibnu Abi Atiq menjenguknya dan berkata kepada kami, “Hendaklah kamu menggunakan habbatussauda’, ambillah lima atau tujuh bulir lalu dihaluskan, setelah itu diteteskan di hidungnya beberapa tetes minyak di sisi ini dan di sisi ini. Sesungguhnya Aisyah RA menceritakan kepadaku bahwa dia mendengar Nabi SAW bersabda,” Sesungguhya habbatussauda’ adalah obat semua penyakit kecuali as-saam’. Aku berkata,’Apakah As-Saam itu?’ Beliau bersabda,’Kematian’.”

Hadits di atas menjelaskan bahwa habbatussauda merupakan obat dari

segala penyakit, kecuali kematian. Dengan kata lain, Nabi Saw. menganjurkan

manusia untuk menggunakan habbatussauda dalam menyembuhkan berbagai

penyakit.

Dalam tahun – tahun terakhir telah dilakukan banyak riset dan penelitian

ilmiah untuk memastikan dan membuktikan khasiat habbatussauda dalam

menyembuhkan berbagai jenis penyakit. Beberapa hasil studi yang sudah

dipublikasikan dan berkembang pesat di sebagian negara – negara di dunia, dan

masih akan terus berlanjut, diantaranya menyebutkan bahwa habbatussauda

memiliki efek farmakologis sebagai antioksidan.

Pada penelitian ini, habbatussauda diteliti efek farmakologisnya sebagai

antioksidan. Fraksi polar jintan hitam yang diekstrak dengan etanol menunjukkan

kemampuan dalam menghambat radikal bebas. Persentase aktivitas antioksidan

ektrak jintan hitam dengan menggunakan DPPH adalah sebesar 22,483% dengan

nilai EC50 sebesar 2743,59. Pengujian antioksidan juga dilakukan dengan

menggunakan metode FTC dan TBA.

Penelitian lain menyebutkan bahwa habbatussauda memiliki potensi yang

lain yaitu sebagai antiviral, antikanker, anti-angiogenic, antimikotik, antimikroba,

antimalaria, immune stimulant, antihistamin, hypoglycemic, choleretic, antipiretik

dan sebagainya. Habbatussauda mengandung lebih dari 100 komponen kimia

alami yang bermanfaat dan sangat diperlukan tubuh. Hal inilah yang menjadikan

habbatussauda memiliki berbagai macam khasiat.

Berdasarkan uraian diatas diketahui bahwa ayat – ayat yang terdapat

dalam Al-Qur’an maupun Hadits terbukti secara ilmiah. Al-qur’an dan Hadits

yang diturunkan 14 abad lalu telah berbicara mengenai pemanfaatan

habbatussauda sebagai tumbuhan herbal yang dapat mengobati berbagai penyakit.

Kini, dunia sains telah mampu membuktikan kebenaran mukjizat ayat – ayat

secara rinci dan apa – apa yang ditetapkan dalam sunah nabi, serta relevansinya

dengan dunia pengetahuan modern (Muhammad, 2007).

Ayat demi ayat membuktikan kemukjizatan Al-Qur’an dan Hadits guna

meyakinkan dan menambah keimanan kita. Dikuatkan pula oleh studi dan

penelitian ilmiah yang menyatakan bahwa tidak mungkin semua itu ada tanpa

adanya kekuatan Allah Yang Maha Pencipta, lalu dibuktikan dengan kenabian dan

risalah Nabi Muhammad Saw.

BAB V

KESIMPULAN DAN SARAN

5.1 Kesimpulan

Berdasarkan hasil penelitian dan pembahasan, maka dapat disimpulkan

bahwa:

1. Pengukuran aktivitas antioksidan pada sampel digunakan 3 macam metode

yaitu DPPH, FTC dan TBA. Adapun nilai aktivitas antioksidan masing –

masing metode adalah sebagai berikut.

• Metode DPPH diperoleh aktivitas antioksidan sebesar 22,483% dengan

nilai EC50 2743,59.

• Metode FTC dan TBA memberikan nilai aktivitas antioksidan yang tidak

valid.

2. Hasil identifikasi kandungan golongan senyawa antioksidan menunjukkan

bahwa fraksi polar jintan hitam (Nigella sativa, L.) mengandung flavonoid,

tanin dan alkaloid.

5.2 Saran

Adapun saran dari penelitian ini sebagai berikut:

1. Pada penelitian ini, pengujian aktivitas antioksidan dengan menggunakan FTC

dan TBA kurang memberikan hasil yang bagus. Oleh karena itu, perlu

dilakukan pengujian aktivitas antioksidan fraksi polar jintan hitam dengan

menggunakan metode lain, seperti ORAC, FRAP, ABTS, dan sebagainya.

2. Pada pengukuran aktivitas antioksidan dengan metode FTC disarankan untuk

memperhatikan waktu inkubasi karena pada jam ke-0 sudah terjadi oksidasi

secara maksimal.

3. Perlu dilakukan pengujian fraksi polar jintan hitam dengan bioaktivitas yang

lain.

DAFTAR PUSTAKA Abdulelah, H.A.A. dan Zainal – Abidin, B.A.H. 2007. In vivo Anti-Malarial Test

of Nigella sativa (Black Seed) Different Extracts. American Journal of Pharmacology and Toxicology, Vol. 2 (2): 46-50. ISSN: 1557-4962.

Al-Albani, M.N. 2006. Shahih Sunan At-Tirmidzi. Terjemahan Fachrurazi.

Jakarta: Pustaka Azzam.

. 2008. Mukhtashar Shahih Muslim. Terjemahan Elly Lathifah. Jakarta: Gema Insani.

Al-Ali, A., Abdul, A.A., Mohammad, A.R., dan Nisar, A.S. 2008. Oral and

Intraperitoneal LD50 of Thymoquinone, An Active Principle of Nigella sativa, in Mice and Rats. Journal Ayub Medical College Abbottabad, Vol. 20 (2).

Al-Asqalani, I.H. dan Al-Imam Al-Hafizh. Fathul Baari Syarah Shahih Al

Bukhari. Terjemahan Amiruddin. Jakarta: Pustaka Azzam. Al-Jassir, M.S. 1992. Chemical Composition and Microflora of Black Cumin

(Nigella sativa, L.) seeds growing in Saudi Arabia. Department of Science and Technology. College of Agriculture and Food Sciences. King Faisal University, Vol. 45: 239-242.

Al-Jazairi, A.B. 2007. Tafsir Al-Qur’an Al-Aisar, Jilid II. Terjemahan M.Azhari

Hatim dan Abdurrahim Mukti. Jakarta: Darus Sunnah Press. Al-Naqeeb, G., Maznah, I. dan Adel, S.A. 2009. Fatty Acid Profile, α-Tocopherol

Content and Total Antioxidant Activity of oil Extracted from Nigella sativa Seeds. International Journal of Pharmachology. Vol 5 (4): 244-250.

Al-Qarni, A. 2008. Tafsir Muyasar, Jilid I. Terjemahan Tim Qisthi Press. Jakarta:

Qisthi Press.

. 2008. Tafsir Muyasar, Jilid III. Terjemahan Tim Qisthi Press. Jakarta: Qisthi Press.

Ali, O., Gamze, B., dan Tugba, A. 2007. Antimitotic and Antibacterial Effect of

The Nigella sativa L. Seed. Caryologia, Vol. 60 (3): 270-272. Arici, M., Osman, S. dan Umit, G. 2005. Antibacterial Effect of Turkish black

Cumin (Nigella sativa, L.) Oils. Grasas Y Aceites. Vol. 56 (4): 259-262.

Ayoola, G.A., H.A.B. Coker, S.A. Adesegun, A.A. Adepoju-Bello, K. Obaweya, E.C. Ezennia, dan T.O. Atangbayila. 2008. Phytochemical Screening and Antioxidant Activities of Some Selected Medicinal Plants Used for Malaria Therapy in Southwestern Nigeria. Tropical Journal of Pharmaceutical Research, Vol. 7 (3): 1019-1024.

Bennion. 1980. The Science of Food. John Willey & Sons. New York.

Best, B. 2006. General Antioxidant Actions. www.benbest.com /nutrceut/Antioxidant.html. Diakses tanggal 14 Maret 2009.

Burits, M dan F. Bucar. 2000. Antioxidant Activity of Nigella sativa Essential Oil.

Phytother Res, 14: 323-328. Cahyadi. W. 2006. Analisis dan Aspek Kesehatan Bahan Tambahan Makanan.

Jakarta: Penerbit Bumi Aksara. Cai, Y.Z., Sun M. dan Corke H. 2003. Antioxidant Activity of Betalains from

Plants of the Amaranthaceae. ournal Agriculture Food Chem. Vol. 51 (8). ISSN: 2288 - 2294.

Darmawan, A., Andini, S., Sofa, F. dan Nina, A. 2006. Uji Aktivitas Antioksidan dan

Toksisitas Ekstral Metanol Beberapa Jenis Benalu. Pusat Penelitian Kimia.

Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia Kawasan PUSPIPTEK Tangerang.

Jurnal Kimia Indonesia, Vol. 1 (I) : 1-4.

Dinda. 2008. Ekstraksi. http:www.mediafarma.com/ekstraksi. Diakses pada tanggal 16 Juni 2010.

Effendi. 2006. Teori VSEPR, Kepolaran dan Gaya Antarmolekul Edisi 2. Malang:

Bayu Media.

Favier, A.E. 1982. Biological Indicators of Oxidative Stress in Humans. Trace Elements and Free Radicals in Oxidative Disease. Champaign Illiois.

Fessenden dan Fessenden. 1997. Kimia Organik Edisi Ketiga. Diterjemahkan oleh

Alyosius Hadyana Pudjaatmaka. Jakarta: Erlangga. Halimah, N. 2010. Uji Fitokimia dan Uji Toksisitas Ekstrak Tanaman Anting-

Anting (Acalypha indica Linn) Terhadap Larva Udang (Artemia salina Leach). Skripsi Tidak Diterbitkan. Malang: Jurusan Kimia Universitas Islam Negeri Maulana Malik Ibrahim.

Gilani, A.H.,Qaiser, J. dan Muhammad, A.U.K. 2004. A Review of Medicinal and Pharmacological activities of Nigella sativa. Pakistan Journal of Biological Science, Vol. 7 (4): 441-451. ISSN: 1028-8880.

Guether, E. 1987. Minyak Atsiri. Jakarta: Universitas Jakarta. Guller, T., O.N. Ertas, M. Kizil, B. Dalkilic dan M. Ciftci. 2007. Effect of Dietary

Supplemental Black Cumin Seeds on Antioxidant Activity in Broilers. Medycyna Wet, Vol. 63 (9).

Hanani, E., Abdul, M. dan Ryany, S. 2005. Identifikasi Senyawa Antioksidan

Dalam spons Callyspongia sp Dari Kepulauan Seribu. Majalah Ilmu Kefarmasian, Vol. II (3) :127-133. ISSN: 1693-9883.

Harnita, A.N.I. 2009. Uji Penangkapan Radikal Hidroksil Oleh Fraksi Air dari

Ekstrak The Hitam dan Vitamin C Secara In Vitro Dengan Metode Deoksiribosa. Fakultas Farmasi Universitas Sanata Dharma Yogyakarta.

Harborne, J. 1996. Metode Fitokimia: Penuntun Cara Modern Menganalisis

Tumbuhan. Cetakan Kedua. Penerjemah: Padmawinata, K. dan I. Soediro. Bandung: Penerbit ITB.

Hayati, E.K. 2008. Diktat Petunjuk Praktikum Kimia Bahan Alam. Malang: UIN

Press. Hendrik. 2009. Habbatus Sauda’. Tibbun Nabawiy Untuk Mencegah dan

Mengobati Berbagai Penyakit. Solo: Pustaka Iltizam.

Hijaz, M.N. 2009. Uji Aktivitas Antioksidan Karaginan Dalam Alga Merah Jenis Euchema spinosum dan Gracillia verrucosa. Skripsi Tidak Diterbitkan. Malang: Jurusan Kimia Fakultas Sains dan Teknologi,UIN.

Hilman, I. 2005. Mengambil Hikmah dari Habbatussauda. Majalah Natural Edisi 01 Januari 2005, hal. 30.

Hudson, B.J.F. 1990. Food Antioxidant. London: Elsievier Applied Science. Hukmah, S. 2008. Aktivitas Antioksidan Katekin dari Teh Hijau (Camellia

Sinensis O.K. Var. Assamica (mast)) Hasil Ekstraksi Dengan Variasi Pelarut dan Suhu. Skripsi Tidak Diterbitkan. Malang: Jurusan Kimia Fakultas Sains dan Teknologi,UIN.

Jiun, L.T. 2007. Kajian Perbandingan Aktiviti Pengoksidaan Lipid Secara In-

Vitro bagi Ekstrak Mimosa pigra dan Aplikasi Esktrak Sebagai Antioksidan dalam Pemakanan Tilapia.

http://community.um.ac.id/showthread.php?72483-Ekstraksi-Pelarut. Universitas Sains Malaysia.

Khopkar, S.M. 2003. Konsep Dasar Kimia Analitik. Jakarta: UI Press. Kunchandy, E. dan Rao, M.N.A. 1990. Oxygen Radical Scavenging Activity of

Curcumin. International Journal. Pharm., Vol. 58: 237-240. Lenny, S. 2006. Senyawa Flavonoida, Fenil Propanoida dan Alkaloida. Sumut:

USU Respository. http://library.usu.ac.id/download/fmipa/06003488.pdf-senyawa. Tanggal akses 5 Mei 2010.

Lutfillah, M. 2008. Karakterisasi Senyawa Alkaloid Hasil Isolasi dari Kulit

Batang Angset (Spathoda campanulata Beauv) serta Uji Aktivitasnya Sebagai Antibakteri secara In-Vitro. Skripsi tidak diterbitkan. Jurusan Kimia FMIPA UNIBRAW. Malang.

Marliana, S.D., V. Suryanti dan Suyono. 2005. The Phytochemical Screenings an

Thin Layer Chromatography Analysis of Chemical Compounds in Ethanol Extract of Labu Siam (Sechium edule Jacq. Swartz.). Jurusan Biologi. Fakultas MIPA Universitas Negeri Surakarta. Jurnal Biofarmasi, Vol. 3 (1): 26-31. ISSN: 1693 – 2242.

Molyneux, P. 2003. The Use of The Stable Free Radical Diphenylpicryhydrazyl

(DPPH). For Estimating Antioxidant Activity. Songklanakarin J.Sci.Technol. 26 (2): 211-219.

Muhammad, M.H.M. 2007. Mukjizat Kedokteran Nabi. Berobat dengan Rempah

dan Buah – Buahan. Jakarta: Qultum Media.

Mulyono. 2006. Membuat Reagen Kimia di Laboratorium. Jakarta: Bumi Aksara. Mun’im, A., Negishi, O. Dan Ozawa, T. 2003. Antioxidative Compounds From

Crotalaria sessiliflora, Biosci. Biotechnol. Biochem, Vol. 67 (2); 410-414. Musa, D., Nihat, D., Hatice, G., Gulruh, U. Dan Muharrem, B. 2004. Antitumor

Activity of An Ethanol Extract of Nigella sativa Seeds. Biologia, Bratislava. Vol 59 (6): 735-740.

Naphade, S.S., S.S. Khadabadi, S.L. Deore, N.S. Jagtap dan S.P. Hadka. 2009.

Antioxidant Activity of Different Extract of Plant Tricholepis Gaberrima DC (Ateraceae). Goverment Collage of Pharmachy and Phytochemistry Deparment. International Journal of Pharmatech Research. Vol.1. No.3. ISSN: 0974-4304.

Nickavar, B., Faraz, M., Katayoun, J., dan Mohammad, A.R.A. 2003. Chemical Composition of Fixed and Volatile Oils of Nigella sativa L. from Iran. Department of Pharmacognosy. School of Pharmacy. Shaheed Beheshti University of Medical Science.

Parwata, I.M.O.A., Wiwik, S.R. dan Raditya, Y. 2009. Isolasi dan Uji Antiradikal

Bebas Minyak Atsiri Pada Daun Sirih (Piper betle, Linn) Secara Spektroskopi Ultra Violet-Tampak. Jurnal Kimia. Vol. 3 (1): 7-13. ISSN: 1907-9850.

Pasya, A.F. 2004. Dimensi Sains dan Al-Qur'an Menggali Ilmu Pengetahuan dari

Al-Qur'an. Solo: Penerbit Tiga Serangkai. Poedjiadi, A. 2007. Dasar – Dasar Biokimia. Jakata: UI Press. Prakash, A. Rieglhof, F., dan Miller E. 2001. Medallion Laboratories: Analytical

Progress. Antioxidant Activity. www.terranostrachocholate.com /file/Comparative_and_General _Antioxidant_information.pdf. Diakses tanggal 14 Maret 2009.

Pratt, D.E. 1992. Natural Antioxidant From Plant Material. Editor: M.T Huang,

C.T. Ho dan C.Y. Lee. Phenolic Compounds in Food and Their Effects on Health Human America Society. Washington DC.

Randhawa, M.A. 2008. Black Seed, Nigella Sativa, Deserves More Attention.

http://www.ayubmed.edu.pk/JAMC/past/20-2/Editorial.pdf. Journal Ayub Med Coll Abbottabad, Vol. 20 (2).

Robinson, T. 1995. Kandungan Organik Tumbuhan Tinggi. Bandung: ITB. Rohdiana, D. dan Tantan, W. 2006. Aktivitas Antioksidan Beberapa Klon Teh

Unggulan. Jurusan Teknologi Pangan Universitas Pasudan. Universitas Pasudan.

Rohman, A., Sugeng, R. dan Diah, U. 2005. Antioxidant Activities, Total Phenolic and Falvonoid Contents of Ethyl Acetate Extrct of Mengkudu (Morinda citrifolia, L.) Fruit and Its Fractions. Fakultas Farmasi. Universitas Gadjah Mada. Yogyakarta.

Rossidy, I. 2008. Fenomena Flora dan Fauna dalam Perspektif Al-Qur’an.

Malang: UIN Press. Runadi, D.2007. Isolasi dan Identifikasi Alkaloid dari Herba Komprey

(Symphytum officinale, L.). Fakultas Farmasi. Universitas Padjadjaran.Jatinagor.

Rusdi. 1990. Tetumbuhan Sebagai Sumber Bahan Obat. Padang: Pusat Penelitian Universitas Andalas.

Sastrohamidjojo, H. 2007. Kromatografi. Yogyakarta: Liberty. Savitri, E.S. 2008. Rahasia Tumbuhan Berkhasiat Obat Perspektif Islam. Malang:

UIN Press. Shihab, Q. 2002. Tafsir Al-Mishbah Pesan, Kesan, dan Keserasian Al-Qur'an,

Vol. 10. Jakarta: Penerbit Lentera Hati. Shofyan. 2010. Ekstraksi Pelarut.

http://community.um.ac.id/showthread.php?72483-Ekstraksi-Pelarut.

Diakses pada tanggal 3 Juli 2010.

Soeksmanto, A., Yatri, H. dan Partomuan, S. 2006. Kandungan Antioksidan Pada

Beberapa bagian Tanaman Mahkota Dewa, Phaleria macrocarpa (Scheff) Boerl. (Thymelaceae). Pusat Penelitian Bioteknologi. Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia. Fakultas Farmasi. Universitas Pancasila. Jakarta. Biodiversitas, Vol.8 (2) : 92-95. ISSN: 1412-033X.

Sofia, D. 2005. Antioksidan dan Radikal Bebas. http://www.chem-is-

try.org/artikel_kimia/berita/antioksidan_dan_radikal_bebas/. Diakses

tanggal 8 Juni 2009.

Sultan, M.T., Masood, S.B., Faqir, M.A., Amer, J., Saeed, A., dan Muhammad, N. 2009. Nutritional Profile of Indigenous Cultivar of Black Cumin Seeds and Antioxidant Potential of Its Fixed and Essential Oil. Pakistan Journal Botani, Vol. 41(3): 1321-1330.

Svehla. 1990. Buku Teks Analisis Anorganik Kualitatif Makro dan Semimikro.

Edisi Kelima. Penerjemah: Setiono, L. dan A.H. Pudjaatmaka. Jakarta: PT. Kalman Media Pusaka.

Trilaksani, W. 2003. Antioksidan Jenis, Sumber. Mekanisme Kerja dan Peran

Terhadap Kesehatan. http://fa.lib.itb.ac.id/go.php?id=jbptitbfa-gdl-s2-1992-marlina-63.ITB. Diakses tanggal 26 Oktober 2009.

Tahir, I. 2008. Arti Penting Kalibrasi pada Proses Pengukuran Analitik. Aplikasi

pada Penggunaan pHmeter dan Spektrofotometer UV-Vis. Laboratorium FMIPA Kimia Dasar UGM.

Tokur, B., Koray, K. dan Deniz A. 2006. Comparison of Two Thiobarbituric Acid

(TBA) Method for Monitoring Lipid Oxidation in Fish. Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, Vol. 23. Issue (3-4): 331-334. ISSN 1300 -1590.

Veloso, B. 2008. Pengenalan Alat Laboratorium. Laboratorium Kimia Dasar

FMIPA UGM. Diakses pada tanggal 16 Juni 2010. Wahyudi, A. 2006. Pengaruh Penambahan Kurkumin Dari Rimpang Temu Giring

Pada Aktivitas Antioksidan Asam Askorbat Dengan Metode FTC. Laboratorium Kimia Organik. Jurusan Kimia. Institut Teknologi Sepuluh Nopember. Kampus ITS Keputih. Surabaya. Akta Kimindo, Vol. 2 No. 1 Oktober 2006: 37 – 40.

Winarsi, H. 2007. Antioksidan Alami dan Radikal Bebas. Potensi dan Aplikasinya

Dalam Kesehatan. Yogyakarta: Kanisius. Wulandari, R.R. 2009. Uji Aktivitas Penangkapan Radikal Bebas DPPH Analog

Kurkumin Siklik dan N-Heterosiklik Monoketon. Skripsi Tidak Diterbitkan. Surakarta: Fakultas Farmasi Universitas Muhammadiyah Surakarta.

Zaher, K.S., W.M. Ahmed dan Sakina, N.Z. 2008. Observations on the Biological

Effects of Black Cumin Seed (Nigella sativa) dan Green Tea (Camellia sinensis). Global Veterinaria, Vol. 2 (4): 198-204. ISSN 1992-6197.

Zheng, W. dan Wang S.Y. 2001. Antoxidant Activity and Phenolic Compounds in

Selected Herbs. Journal Agriculture Food Chem. Vol 49 (11). ISSN: 5165 – 5170.