num5 universite nangui 030818 152246 1

Université Nangul Abrogoua

<Rjpu6lique tfe Côte tf'Iwire Vnùm-<Discipline-'I'ravail

!Ministère tfe f'E.nseignement Supérieur et

tfe fa 'RJ(:lierclie Scientifique UNIVERSITE NANGUI AIIIIOGOUA

UFR des Sciences et Technologies des Aliments

Année Universitaire 2013-2014

Numéro d'ordre

Soutenue publiquement

le 23/11/2014

Mémoire présenté pour l'obtention du Diplôme de

Master 2 des Sciences et Technologies des Aliments

de l'Université Nangui Abrogoua pécialité : Microbiologie et Biologie moléculaire

par

TAPE Joëlle Stéphanie

THEME

ETUDE COMPARATIVE DE DEUX TYPES

DE FERMENTS TRADITIONNELS UTILISES

DANS LA TRANSFORMATION DU MANIOC

EN "ATTIEKE" ET "PLACALI"

JURY

Président : Pr Djè Marcellin

Encadreur : Dr GUEm Tagro Simplice, Maître de Conférences

Membre : Pr Tano Kablan

Membre : Dr Toka Marie

Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" el ''placa/i

DEDICACE

Comme toute œuvre humaine est avant tout celle de Dieu, je lève mon regard vers Celui qui

est, qui était et qui vient, Jésus Christ, mon Seigneur et mon Dieu.

Je dédie ce mémoire :

A mon père TAPE Bayére Jean-Paul qui n'a cessé de faire face à mes besoins jusqu'à ce jour.

A ma mère OMPREON Yassié Germaine pour ses prières et ses conseils

Merci Papa et Maman, je vous aime beaucoup.

A mes sœurs TAPE Edwige, TAPE Mireille, TAPE Danielle, TAPE Larissa, TAPE Alida,

TAPE Geoffroy et TAPE Hermine, qui m'ont beaucoup aidée et soutenue.

A mon grand frère TAPE Djolo Marius

A mon fiancé V AHOURI Guetai Sylvain qui est toujours là dans le meilleur et le pire

A mes parrains, Y API Djomo Hyacinthe et DJEKOU Abraham

A mes cousins et cousines, TAPE Gérard, TAPE Sébastien, TAPE Josiane, GUEHI Edoccie,

et GUEÏ Bénédicte,

A mes oncles TAPE Sylvain, SEREKO Hamed, DRE Zico, GBA Y A Pierre

A mon ami et sœur LOGNON Yayi Lydie, pour ses précieux conseils.

AMretMme BE

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire

Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et "placali

REMERCIEMENTS

La mise en œuvre de ce travail a vu la participation de nombreuses personnes que je tiens à

remercier sincèrement :

Professeur TANO Yao, Président de l'Université Nangui Abrogoua;

Docteur BONFOH Bassirou, Directeur Général du Centre Suisse de

Recherches Scientifiques en Côte d'Tvoire (CSRS), l'institution qui m'a recrutée pour

ce travail;

Docteur ANGNIMAN Ackab Pierre, Directeur Exécutif du Fonds

Interprofessionnel pour la Recherche et le Conseil Agricole (FIRCA), institution ayant

financé ce projet de Recherche ·

Professeur KOUAME Patrice, Doyen de L'UFR-STA qui a accepté mon

inscription en Master dans son UFR;

Docteur GUEIB Tagro Simplice. Maître de conférences. Directeur de ce

mémoire pour sa disponibilité, ses encouragements, ses conseils et sa rigueur dans le

travail, qui n'a ménagé aucun effort pour lire et amender ce manuscrit·

Monsieur YOBOUET Bassa Antoine, superviseur principal du projet qui a fait

grandir en moi le goût de la recherche scientifique et qui a accepté de m'accorder un

temps précieux lors de la rédaction de ce mémoire;

Madame KONAN Georgette, Enseignant chercheur à la faculté de Biosciences

de l'Université Félix Houphouët Boigny et responsable du groupe de recherche

Technologie, Nutrition et Qualité des aliments au CSRS ·

Monsieur KONE Bognan Valentin, Doctorant en sociologie·

Les agents du CSRS, en particulier Monsieur TOURE Sadikou, Monsieur YEO

Fougnigué et Madame IRIE Liliane pour leur collaboration;

AHOUA Rémi, COULIBAL Y Hermann, GONDO Ulrich et YAO Konan pour

leur bonne humeur qui n'a jamais fait défaut au sein du laboratoire·

l'ensemble des Enseignants de l'Université Nangui Abrogoua qui ont participé

à ma formation particulièrement Professeur DJE MarcelJin, Docteurs DADIE Adjéi

KOUSSEMON Marina, Nevry Rose, TOK.A Marie et Monsieur TAPE Thierry ;

tous mes condisciples de la promotion Master Il de Microbiologie et Biologie

Moléculaire de l'UFR-STA de l'année 2012-2013, en particulier YAPO Elysée, ACHl

Patricia, SANHOUN Aimé Roland.

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire Il


RESUME

L' attiéké et le placali sont les aliments de manioc fermenté très consommés en Côte d'Ivoire.

Le processus de préparation commence par la production de levain traditionnel appelé

"mangnan" qui constitue la principale source de microorganismes. Les microorganismes sont

responsables des phénomènes physico-chimiques et biochimiques bénéfiques du point de vue

organoleptique observés au cours de la fermentation. Ainsi, cette étude s'est intéressée à la

comparaison de deux types de "mangnan" utilisés dans la transformation du manioc.

L'objectif général est d'évaluer et comparer les caractéristiques physico-chimiques et

microbiologiques d'un "mangnan" frais à celles d'un "mangnari" cuit à l'eau en vue de

mettre au point un ferment de type starters permettant d'aboutir à de l'attiéké et du placali

standards. Pour cela, 108 échantillons de ferments de manioc dont 72 ferments de manioc

cuits à l'eau prélevés auprès des productrices à Abidjan et à Dabou et 36 ferments de manioc

frais collectés à Bonoua. Les résultats obtenus montrent que tous les ferments étudiés ont un

pH acide avec en moyenne une valeur de 5,4 pour les ferments cuits à l'eau et de 5,7 pour les

ferments frais. Le pH des ferments augmente en fonction de la durée de production. L'acidité

titrable obtenue dans les ferments cuit à l'eau est plus élevée que celle obtenue dans les

ferments frais. Leurs taux de matières sèche représentant en moyenne 40% de la masse du

ferment connaissent une faible diminution au cours de la production. D'un point de vue

microbiologique, la microflore des ferments de manioc est importante et diversifiée. Les

germes les plus fréquemment rencontrés sont par ordre d'importance les bactéries lactiques,

les Bacillus spp., les levures, les coliformes totaux. les coliformes thennotolérants et enfin les

moisissures. Cependant, les ferments de manioc cuits à l'eau sont plus favorables à la

croissance microbienne que les ferments frais. Aussi, le développement de divers

microorganismes ne dépend pas du mode de production du ferment alors qu'il semble

fortement lié à la durée de production quel que soit le type de ferment.

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire UI


TABLE DES MATIERES

DEDICACE .

REMERCIEMENTS...................................................................................... u

RESUME ··························································· Lli

TABLE DES MATIERES....................................................................................................... iv

LISTE DES TABLEAUX ······ VIL!

LISTE DESFIGURES..... .. .. . .. . ix

LISTE DES ABREVIATIONS ET SIGLES........................................................... x

l"NTRODUCTlON.................................................. 1

1- REVUE BIBLIOGRAPIDQUE...................................... 2

1-GENEAALITES................................................................................ 2

1-l- Origine et botanique du manioc......................................................... 2

1-2- Production et utilisation des tubercules............................................. 2

1-2-1- Culture et production du manioc............................................. 2

1-2-2- Utilisation en alimentation humaine.......................................... 2

1-2-3- Produits dérivés du manioc en Côte d'Ivoire.............................. 3

1-3- Composition chimique et nutritionnel du manioc................................. 4

l-4- Toxicité du manioc.................................................................... 4

2-FERMENTSDEMANIOC...................................................................... 5

2-1- Procédés de préparation de ferment du manioc................................... 5

2-1-1- FennentAcijoukrou.............................................................. 6

2-1-2- Ferment Allacijan..................................... .. 6

2-1-3- Ferment Ebrié......................................... . . . . . . . . .. . . . . . . . . 6

2-2- Microorganismes du ferment traditionnel de manioc............................ 6

2-2-1- Germes Aérobies Mésophiles (GAM).. .. . 7

2-2-2- Bacillus spp..................... .. .. . . . . .. . . . . .. . . . . .. . .. . .. . .. . . . . .. . .. . . 7

2-2-3- Bactéries lactiques.......................................................... 7

2-2-4- Levures.......................................................................... 8

2-2-5- Moisissures.................................................................. 8

2-2-6- Coliformes............................................ 8

Il- MATERIEL ET METHODES....................................................................... 10

1- MATERIEL..................................................................................... I 0

1-1- Matériel biologique..................................................................... 10

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire iv

Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et ''placali

2- METHODES .

2-1- EchantiUonnage .

2-1-1- Site d'étude .

2-1-2- Prélèvement des échantillons .

2-2- Caractéristique physico-chimique des ferments traditionnels .

2-2-1- Détermination du taux de matière sèche .

2-2-2- Détermination du pH et de l'acidité titrable des ferments .

2-3- Inventaire et dénombrement des microorganismes de la flore principale du

ferment. .

2-3-1- Préparation de l'unité d'analyse, de la solution mère et des dilutions

décimales .

2-3-2- Germes aérobies rnésophiles (Nonne AFNOR NF V08-05 l) .

2-3-3- Bacillus spp (AFNOR NF V08-023 : 2004) .

2-3-4 Bactéries lactiques (NF ISO 15214) .

2-3-5- Levures et moisissures (Norme NF ISO 661 I ) .

2-3-6- Colifonnes (Norme AFNOR, NF ISO 08-50 ; 08-60) .

2-4- Expression des résultats (AFNOR, 1987, Norme T90-400) .

2-5- Identification présomptive des microorganismes d'intérêt... .

2-5-1- Purification des isolats .

2-5-2- Détermination des caractères morphologiques .

2-5-2-1- Coloration au bleu de méthylène .

2-5-2-2- Détermination du type de Gram .

2-5-2-3- Détermination de la mobilité des bactéries .

2-5-3- Détermination des caractères biochimiques .

2-5-3-1- Mise en évidence de la catalase .

2-5-3-2- Mise en évidence du cytochrome oxydase C .

2-5-4- Identification de Escherichia coti .

2-5-4-1- Mise en évidence d'uréase et d'indole .

2-5-4-2- Mise en évidence de La fermentation du glucose, du lactose, de

la production de gaz et de sulfure d'hydrogène .

2-5-4-3- Mise en évidence de la lysine décarboxylase et de la lysine

désaminase .

2-5-4-4- Mise en évidence de l'utilisation du citrate comme seule source 17

10

10

10

11

11

11

12

12

12

13

13

13

13

14

14

14

14

15

15

15

15

15

16

16

16

16

16

17

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire V

Etude comparative de de1L.'C types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "atüeke" et "placali

de carbone .

2-5-4-5- Confirmation de la fermentation du lactose par les bactéries .

2-6- Analyses statistiques des données .

ID- RESULTATS ET DISCUSSIONS .

1- RESULTATS .

1-1- Caractéristique physico-chimique et microbiologique des ferments .

1-1-1- Paramètres pbysico-ch.imiques .

1 -1-2- Microflore épiphyte .

1-2- Caractéristique physico-chimique et microbiologique des ferments de

manioc en fonction du mode de production .

1-2-1- Paramètres physico-chimiques .

1-2-2- Microflore épiphyte .

1-3- Caractéristique physico-chimiques et microbiologique des ferments de

manioc en fonction de la durée de production .

1-3-1- Ferments de manioc cuit à l'eau .

1-3-1-1- Paramètres physico-chimiques .

1-3-1-2- Microflore épiphyte .

1-3-2- Ferments de manioc frais .

1-3-2-1- Paramètres physico-chimiques .

1-3-2-2- Microflore épiphyte .

1-4- Caractéristique physico-chimique et microbiologique des ferments de

manioc en fonction de la variété du manioc .

1-4-1- Ferments de manioc cuit à l'eau............................................................ 26

17

18

19

19

19

19

19

20

20

21

22

22

22

23

24

24

25

26

1-4-1-1- Paramètres pbysico-chjmiques...................................................... 26

1-4-1-2- Microflore épiphyte....................................................................... 27

1-4-2- Ferments de manioc frais....................................................................... 27

1-4-2-1- Paramètres physico-chimiques...................................................... 27

1-4-2-2- Microflore épiphyte....................................................................... 28

2- DISCUSSION............................................................................................................ 29

CONCLUSION ET PERSPECTIVES..................................................................................... 33

REFERENCES BIBLIOGRAPIDQUES................... .. 34

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire vi

Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" el "placali

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Composition chimique des racines tubéreuses de manioc épluchées........ 4

Tableau Il : Paramètres physico-chimiques moyens des ferments de manioc

couramment utilisés dans la transformation du manioc............................ 19

Tableau m: Charges moyennes en microorganismes des ferments utilisées lors de la

production d'attiéké et de placa/i............................................................ 20

Tableau IV: Paramètres physico-chimiques des différents ferments en fonction du

mode de production....................................................................... 21

Tableau V: Paramètres physico-chimiques des ferments de manioc cuit à l'eau en

fonction de la durée de production........................................................... 23

Tableau VI : Paramètres physico-chimiques des ferments de manioc frais en

fonction de la durée de production......................................................... 25

Tableau VII : Paramètres physico-chimiques des ferments en fonction de la variété

de manioc utilisé..................................................................................... 26

Tableau VIII : Paramètres physico-chimiques des ferments en fonction de la variété

de manioc utilisé.................................................................................... 28

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire vu


LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Diagramme des fabrication de 1 'allie/œ et du placali selon Kouassi et al., (2008)3 3

Figure 2 : Structure des glycosides cyanogenes du manioc (Codex alimentarius commission,

1988).......................................................................................... 5

Figure 3 : Echantillons de ferments traditionnels à base de manioc (A) cuit à l'eau, (B) frais

utilisés dans la fabrication de l'alliéké et duplacali................................................. 10

Figure 4 : Dénombrement et diversité de la microflore épiphyte des ferments en fonction du

mode de production.......................................................................... 22

Figure 5 : Dénombrement et diversité de la microflore épiphyte des ferments cuit a l'eau en

fonction du temps mis pour la production................................................ 24

Figure 6 : Dénombrement et diversite de la microflore epiphyte des ferments de manioc frais

en fonction du temps mis pour la production............................................. 25

Figure 7 : Dénombrement et diversite des microorganismes de la microflore epiphyte des

ferments de manioc cuit a l'eau en fonction de la variete de manioc................ 27

Figure 8: Dénombrement et diversite des microorganismes de la microflore epiphyte des

ferments de manioc frais en fonction de la variete de manioc......................... 28

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire Vlll


LISTE DES SIGLES ET ABRE VIA TI ONS

AFNOR

BACILspp

COLTHER

COL TOT

CSRS

EMB

EPT

GAM

B2S

HCN

KOH

LAB

LDA

LDC

MRS

NaOH

ONPG

PCA

TSA

UFC/g

VRBL

Association Française de normalisation

Bacillus spp

Colifonnes thennotolérants

Colifonnes totaux

Centre Suisse de recherche scientifique en Côte d'Ivoire

Eosine Méthylène Blue

Eau Peptonnée Tamponnée

Germes Aérobies Mésophiles

Sulfure d'hydrogène

Hydrocyanic acid (Acide Cyanhydrique)

Hydroxyde de Potassium

Bactéries Lactiques

Lysine Désaminase

Lysine Décarboxylase

Man Rogosa Sharp

Hydroxide de Sodium

Orto Nitro Phényl Galactoside

Plate Count Agar

Tryptone Soja Agar

Unité Formant Colonie par grammes

Violet Red Bile Lactose

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire lX

Elude comparative de dewc types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "allie/ce" et "placali

L'attiéké et le placa/i, aliments de manioc fermenté sont en Côte d'Ivoire considérés comme

aliments de base des populations lagunaires (Adjoukrou, Alladjan et Ebrié) et de subsistance

en période de soudure pour les populations ruraJes des autres régions, (Kakou, 2000 ; Amani

et al., 2003). Aujourd'hui, la production et la consommation de ces mets locaux se sont

généralisées sur tout le territoire ivoirien et dans les pays frontaliers ainsi qu'en Occident

(Sotomey et al., 2001 ; Coulin et al., 2006 ; Akely et al., 2007). De ce fait, leur production

est passée du cadre des ménages à des unités mécanisées (Sotomey et al., 2001 ; Coulin et

al., 2006).

Afin de satisfaire la demande sans cesse croissante et améliorer la qualité sanitaire et

organoleptique de ces deux produits, la maîtrise de leur production par la modernisation du

matériel de base a été entreprise (Assanvo et al., 2000 ; Coulin et al., 2006 ; Kastner, 2008 ;

Akely, 2010). MaJgré ces efforts, la production de ces aJiments repose encore sur le savoir

faire empirique des productrices hérité de la tradition locaJe (Aboua et al., 1989 ; Mosso et

al., 1996). Ce qui entraîne l'obtention de produits de qualité variable. A ce jour, il n'existe pas

de ferment standardisé, tenant compte de la proportion et de la diversité des microorganismes

de la microflore épiphyte du ferment traditionnel utilisé. En effet, des travaux antérieurs des

auteurs (Amoa-Awua et Jakobsen, 1996 ; Coulin et al., 2006 ; Kastner, 2008)ont montré

que l'étape importante de ce long processus de transformation est la fermentation assurée par

l'ajout du ferment, communément et locaJement appelé "mangnan". Ce ferment est obtenu

grâce à une fermentation spontanée du manioc (Amoa-Awua et Jakobsen, 1996). Ce ferment

traditionnel constitue la plus importante source de microorganismes responsables des

phénomènes physico-chimiques et biochimiques bénéfiques pendant la fermentation du

manioc (Assaovo et al., 2006). Mais, cette fermentation peut conduire à des produits de

quaJité organoleptique, microbiologique et sanitaire indésirable (Raimbault, 1995). Afin de

mieux contrôler la fermentation de la pâte de manioc et de standardiser la production de

l'attiéké et le placali, la mise en place d'un ferment standard constitue un impératif. Mais en

amont, il importe de connaître les caractéristiques physico-chimiques et microbiologiques des

ferments traditionnels couramment utilisés sur la base desquelles l'on pourrait œuvrer pour

l'obtention d'un ferment contrôlé et composé de microorganismes de type starter. Cette étude

a pour objectif principal d'évaluer et comparer les caractéristiques physico-chimiques et

microbiologiques de deux types de ferments en vue de mettre au point un ferment de type

starters permettant d'aboutir à de l'attiéké et du placali standards. De façon spécifique, il

s'agit d'étudier la variation du pH, de l'acidité titrable, du taux de matière sèche et des

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 1


charges microbiennes des ferments en fonction de, (i) du mode de production, (ii) de ]a durée

de fermentation et (iii) la variété du manioc utilisée.



1-GENERALITES

1-1- Origine et botanique du manioc

Originaire del' Amérique du Sud (Kouassi et al., 2008), le manioc est une plante arbustive de

la famille des Eupborbiaceae. li existe plusieurs espèces de manioc dont la plus répandue est

Manihot escu/enta Crantz généralement appelé manioc comestible (Djouldé, 2004)

1-2- Production et utilisation des racines de manioc

1-2-1- Culture et production du manioc

La multiplication du manioc se fait par bouturage. (CebaUos et al., 2006). En Côte d'Ivoire,

le manioc est cultivé dans presque toutes les régions et constitue à la fois une culture de

subsistance et de rente pour les producteurs (Kouassi et al., 2008). Les variétés de manioc

sont réparties en deux groupes : Les variétés douces et les variétés amères. Les variétés

douces renfermant des glucosides cyanogénétiques en quantité moindre peuvent être

consommées sans traitements préalables. Les variétés amères subissent obligatoirement une

fermentation avant consommation (Toka et Goakri, 2003).

Le manioc est produit dans les pays tropicaux et subtropicaux d'Amérique, d'Afrique et

d'Asie. La production annuelle de manioc en Afrique était de 157,987 millions de tonnes en

2013. En Côte d'Ivoire, le manioc occupe le deuxième rang au niveau des cultures vivrières

après l'igname avec une production annuelle de 2,5 millions de tonnes en 2013 (FAO, 2014).

1-2-2- Utilisation en alimentation humaine

n Afrique de l'Ouest, la racine de manioc tend à remplacer le blé dans la fabrication de

nombreux produits alimentaires tels que le pain et le gâteau (DjouJdé, 2004). Plusieurs

produits dérivés du manioc sont commercialisés, parmi lesquels le gari, ïattiëké, la pâte de

placali, les cossettes, l'amidon, le tapioca, le fufu, la farine brute, le bâton de manioc

ï'attoukpou, etc. (Trèche et Massamba, 1995; Louembé et al., 1998; Assanvo et al.,

2006).

1-2-3-Produits dérivés du manioc en Côte d'Ivoire

Quelques produits locaux consommés en Côte d' Ivoire et leurs différents procédés de

fabrication sont présentés de façon suivante:



Préparation du ferment

Réception des racines Tubercules

Lavage Cuisson

Déchets Epluchage-Parage-Découpage Epluchage

Lavage Ensachage

Huile de palme décolorée Broyage

à la température

Fermentation

Jus (acide cyanhydrique et autres composés)

Pressage/Essorage

Emottage Pâte de placa/i

Granulation

Séchage au soleil

Emballage(sac de jute, sachets plastiques)

Déchets (fibres) Vannage

Cuisson à la vapeur d'eau

attiéké

Emballages (paniers sachets plastiques)

Figure 1: Diagramme des fabrication de ï'ottiéké et duplacali (Kouassi et al., 2008 modifié)



1-3- Composition chimique et nutritionnelle du manioc

Le manioc a une forte teneur en calories: 125 à 140 KcaJ pour 100 g frais et pelé (Bokanga,

2001). Les racines du manioc contiennenl 30 à 40% de matière sèche où l'amidon est

prédominant (tableau 1). L'amidon du manioc contient 83% d'amylopectinc et l 7%

d'amylase (Rawel et Kroll, 2003).EUes contiennent environ 35 mg de vitamine C pour 100 g

de produit frais (Kazinguvu, 2004).

Tableau I: Composition chimique des racines tubéreuses de manioc épluchées

Constituants Racines épluchées

Matières totales (%)

Matières sèches (%)

Eau

Amidon

Sucrose

Glucose

Fructose

Protéines

Matières grasses

Eléments minéraux

Fibre diététique

Résidu

66,2

27,5

1,0

0,4

0,3

0,4

0,2

0,8

1,5

1, 7

81,5

3,0

1,1

0,8

1,3

0,6

2,5

4,3

4,9

Cyanide HCN (ppm) 150-300 300-600

Source: Bradbury et HoUoway (1988).

1-4- Toxicité du manioc

La racine de manioc frais contient de l'acide cyanhydrique qui est une substance toxique.

L'acide cyanhydrique se trouve sous forme de composés chimiques qui peuvent être des

glycosides cyanogènes pour la plupart (Djouldé, 2004). Ces composés cyanogènes libèrentpar

hydrolyse un sucre, une cétone et de l'acide cyanhydrique (Djouldé, 2004). Les deux

composés cyanogènes identifiés dans le manioc sont la linamarine et la lautostraline (Figure

2). L'acide cyanhydrique est à l'origine de goitres et du ralentissement de la croissance chez

l'enfant. Ce composé toxique est facilement éliminé par la cuisson et la fermentation

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie el. Biologie moléculaire 5

Etude compara/ive de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et "placali

(Djouldé, 2004). Selon Codex Alimeotarus Commission, (1988) la dose létale d'acide

cyanhydrique pour un homme adulte est de 50 à 60 mg/kg.

CH,OH l CH3 0°''ctt,

ÔH I OH

LINAMAR1NE LOTAUSTRALINE

Figure 2 Structure des glycosides cyanogènes du manioc (Codex Alimentarius

Commission, 1988)

2- FERMENTS DE MANIOC

En Côte d'Ivoire, la fermentation du manioc pour la production de ïauiékë et du placali

nécessite l'apport de ferment traditionnel (Toka, 1998) appelé communément « mangnan ». U est obtenu grâce à une fermentation spontanée de racines de manioc. Le ferment est très

important car il permet de réduire la durée de fermentation de la pâte de manioc (Toka,

2008). li renferme des microorganismes qui participent à l'amélioration des qualités

organoleptiques (la texture, le goût, la couleur, l'arôme) des produits fermentés.

2-1- Procédés de préparation de ferment du manioc

Plusieurs types de ferments existent selon le mode de cuisson et selon les différents groupes

ethniques producteurs (Kouadio et al., 1991). Ce sont les ferments Adjoukrou, A/ladjan,

Ebrié.

2-1-1- F ennent Adjoukrou

Pour la préparation de ce ferment, la racine fraîche de manioc est épluchée. lavée. cuite à

l'eau. égouttée et refroidie. Ensuite cette racine est enveloppée dans un sac en jute.

L'ensemble est mis à fermenter pendant 2 à 3 jours dans un endroit chaud de la cuisine. Cette

méthode de préparation est aussi rencontrée chez les peuples Ebrié et A lladjan (Kouadio et

al., 1991).



2-1-2- FermentA/ladjan

Le ferment Alladjan est obtenu à partir de la racine non épluchée et partiellement cuite à la

braise. Après refroidissement, la racine est épluchée puis enveloppée dans un sac en jute. Le

tout est mis à fermenter dans un endroit chaud de la cuisine pendant 2 à 3 jours au maximum.

Cette méthode de préparation du « mangnan » est aussi rencontrée chez le peuple Baoulé

(Kouadio et al., 1991).

2-1-3- Ferment Ebrié

Le ferment Ebrié est préparé à partir de la racine fraîche de manioc non épluchée qui est découpée, lavée et partiellement cuite à l'eau. Après refroidissement. la racine ainsi traitée est

enveloppée dans un sac en jute. Le tout est fermenté dans un endroit chaud de la cuisine

pendant 2 à 3 jours au maximum. Cette méthode de préparation du ferment traditionnel est

pratiquée aussi par les Abouré (Kouadio et al., 1991).

2-2- Microorganismes du ferment traditionnel de manioc

Le ferment de manioc renferme une grande diversité de microorganismes (Assanvo et al.,

2006) parmi lesquels les germes aérobies mésophiles (GAM), les Bacillus spp, les bactéries

lactiques, les levures et les moisissures. Souvent, les microorganismes indicateurs de

contamination fécale et/ou environnementale peuvent se retrouver dans le ferment

traditionnel.

2-2-1- Germes Aérobies Mésophiles (GAM)

Les GAM constituent la flore microbienne globale présente dans un aliment ou sur une

surface au moment de l'analyse microbiologique. li s'agit de bactéries, de levures et de

moisissures qui se développent en présence d'air à température moyenne de 30°C. Bien que

pour la plupart des espèces bactériennes ne soient pas dangereuses pour la santé, leur

détection traduit une insuffisance de traitement thermique ou les mauvaises conditions

d'hygiène. Si elles sont en nombre élevé, elles peuvent affecter la qualité marchande des

denrées alimentaires voire la qualité sanitaire. Leur dénombrement permet d'apprécier la

pollution microbienne de l'échantillon analysé et d'envisager sa conservation (Guiraud,

1998).



2-2-2- Bacillus spp

Le genre Bacillus appartient à la famille des Bacillaceae. I1 comprend des bactéries

ubiquistes, hôtes normaJes du sol où elles peuvent persister longtemps grâce à leurs spores. Ce

sont des gros bacilles Gram positif qui poussent en 24 heures sur des milieux ordinaires. Les

Bacillus sont aérobies ou aéro-anaérobies facultatives. Leur pH optima] de croissance est

proche de la neutralité (Droboiewski, 1993). Ainsi le genre Bacillus est caractérisé par

catalase +. oxydase-/+. Les Baci/lus ont pour rôle majeur la dégradation tissulaire du manioc

(Amoa-Awua et Jakobseo, 1996). Ils sont également capables de dégrader les composés

cyanogènes. Les Bacillus spp permettent le ramollissement de la pâte de manioc. (Djouldé,

2004).

2-2-3- Bactéries lactiques

Les bactéries lactiques sont des bactéries Gram positif qui réunissent plusieurs genres

caractérisés par Jeurs capacités ferrnentaires des glucides en produisant de l'acide lactique

(Bourgeois et Larpent, 1996 ; Assanvo, 2006). Elles peuvent avoir un métabolisme soit

homofermentaire ou hétérofermentaire (Vandame et al., 1996). Les bactéries lactiques ont

diverses morphologies : des bacilles, des coccis et des cocobacilles. Elles sont généraJement

immobiles, asporulées, ne possédant pas de catalase, et sont dépourvues de cytochrome

oxydase (Holzapfel et al., 2001 ; Gevers, 2002). Elles sont aéro-anaérobies faJcutatives ou

microaéropbiles. Pour se développer, elles ont besoin de sources de carbone organique. Dans

le ferment, les bactéries lactiques permettent d'améliorer les caractéristiques organoleptiques

des aliments fermentés par la formation de précurseurs d'arômes tels. l'acétoïne

)'acétaldéhyde, Je diacétyle, les peptides (Djouldé, 2004). Aussi, les bactéries lactiques

améliorent également la qualité nutritionnelle des aJiments fermentés par la détoxification et

l'élimination des composés cyanogènes du manioc (Yao, 2009).

2-2-4- Levures

Les levures sont des champignons unicellulaires pour tout ou partie de leur cycle végétatif.

Certaines sont connues pour leurs potentialités fermentaires vis à vis de l'amidon de manioc

(Chuzel, 1990). Les levures utilisent préférentiellement les sucres fermentescibles du

tubercule du manioc notamment Les di-, tri-, ou polysaccharides après hydrolyse. Westby et

Twiddy (1992) utilisant des souches de Saccharomyces cerevisiae comme levain, ont indiqué



des résultats significatifs concernant l'abaissement considérable du taux de glucosides

cyanogènes et de résidus cyanés dans ]a farine de céréales notamment ]a farine de Sorgho

(Esser et Nout, 1989). Les levures produisent également des composés aromatiques

responsables du manioc fermenté (Amoa-Awua et Jakobsen, 1996).

2-2-5- Moisissures

Généralement hétérotrophes, les moisissures sont des organismes plurice11ulaires appartenant

à la classe des mycètes. La plupart d'entre elles supportent bien les teneurs élevées en sel et

surtout en sucre. Habituellement, elles se développent à une température optimale comprise

entre 20 et 25 °C et leur pH optirnaJ de croissance se situe généralement entre 4 et 6. Les

moisissures ont une activité cellulosique au cours de la fermentation du manioc (Amoa-Awua

et Jakobsen, 1996). Elles sont responsables de la couleur sombre du produit fini (Esser et

Nout, 1989). Les espèces comme Aspergillus sydowi et Fusariumesquiseti produisent la

linamarase responsable de l'hydrolyse des glucosides cyanogènes (Oyewole et Odunfa

(1992). Outre leur rôle dans la détoxication, les moisissures interviendraient également dans

l'amélioration des qualités organoleptiques.

2-2-6- Coliformes

Les colifonnes sont des microorganismes appartenant à la famille des entérobactéries. Ils sont

Gram-, mobiles ou immobiles, oxydase -, asporulés. Ils fermentent le glucose avec ou sans

production de gaz et sont aéra-anaérobies facultatifs. Ils regroupent les genres, Escherichia,

Salmonella, Enterobacter, Klebsiella, Proteus. Selon leur température optimale de croissance

ils sont classés en 2 groupes : les colifermes totaux et les coliformes fécaux ou

thermotolérants. Les coliformes totaux sont utilisés comme indicateurs de la qualité

microbiologique des aliments parce qu'ils peuvent être indirectement associés à une pollution

d'origine fécale. Ce sont desbactéries possédant une û-galactosidase qui catalyse l'hydrolyse

du lactose à 30°C (Edberg et al., 2000).

Quant aux coliformes fécaux ou thermotolérants, ils constituent un sous-groupe des

coliformes totaux et sont capables de fermenter le lactose à une température de 44°C.

L'espèce la plus fréquemment associée à ce groupe est Escherichia coli et dans une moindre

mesure, certaines espèces des genres Citrobacter, Enterobacter et Klebsiel/a (Elmuod et al.,

1999; Edberg et al., 2000). E. coli représente toutefois 80 à 90% des coliformes

thermotolérants détectés dans l'aliment (Barthe et al., 1998; Edberg et al., 2000).


Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke'' et "placali

1-MATERIEL

1-1- Matériel biologique

Le matériel biologique estconstitué de deux types de ferments traditionnels de manioc utilisés

dans la transformation du manioc. Il s'agit du ferment de manioc cuit à l'eau et du ferment de

manioc frais obtenu après 2 ou 3 jours de fermentation.

le ferment de manioc cuit à l'eau : la racine est épluchée, découpée en morceau ou

non, lavée, cuite à l'eau dans une marmite pendant 5-10 minutes. Après cuisson, les racines

sont refroidies puis emballées dans des sacs de jute dits "sac-fermenteur" ou dans un sachet.

Enfin elles ont été déposées dans un endroit sec à l'abri de la lumière pour une fermentation

spontanée pendant 2-3 jours (figure 3A).

le ferment de manioc frais : la racine est découpée en gros morceaux, emballés dans

des sacs de jute dits sac-fermenteur ou dans un sachet et déposés dans un endroit sec à l'abri

de la lumière pour une fermentation spontanée pendant 2-4 jours (figure 3B).

(A) (B)

Figure 3 : Echantillons de ferments traditionnels à base de manioc (A) cuit à l'eau, (B) frais

utilisés dans la fabrication de I' attiéké et du placali.

2-METHODES

2-1- Echantillonnage

2-1-1- Sites d'étude

Cette étude s'est déroulée à Abidjan, à Dabou et à Bonoua. Abidjan est la capitale économique de la Côte d'Ivoire et la ville de Dabou est située à 49 km à l'Ouest d'Abidjan.

Ces deux localités sont reconnues comme grande zone de production d'alliéké. La ville de



Bonoua est située à l'Est à 59 km d'Abidjan, grande zone de production du placali. Une

enquête de prospection a été menée dans ces trois localités suscitées en juin 2013 afin de

déterminer les zones de production et les marchés de vente de ferments traditionnels. À la suite de cette enquête, six sites ont été sélectionnées dans chaque ville. Ces sites ont été

sélectionnés en fonction de leur importance dans la production ou dans la vente du ferment

de leur accessibilité et del'accord des productrices et des vendeuses de ferments a participé à l'étude. Au total, six villages ont été sélectionnées à Abidjan, ensuite six vilJages à Dabou

enfin trois villages et trois marchés de vente à Bonoua.

2-1-2- Sélection des productrices et des vendeuses de ferments traditionnels

Dans Les villages sélectionnés, trois productrices ont été sélectionnées au hasard parmi

celles qui ont donné leur consentement. Aussi sur les marchés sélectionnés. trois vendeuses

qui vendent régulièrement du ferment ont été incluses dans l'étude parmi celles qui ont donné

leur consentement: soit 36 productrices sélectionnées dont 18 à Abidjan et lest 8 autres à

Dabou. Neuf productrices et neuf vendeuses ont été sélectionnées à Bonoua. Au total 45 productrices et 9 vendeuses ont été choisies pour cette étude.

2-1-3- Taille de l'échantillon

Chez chaque productrice d'Abidjan et de Dabou, deux échantillons d'environ 500g de

ferment de manioc cuit à l'eau nettoyé ont été prélevés. Egalement deux échantillons

d'environ 500g de ferment de manioc frais non nettoyé ont été prélevés chez chacune des

productrices et vendeuses de Bonoua. Ces deux échantillons d'une part de ferment de manioc

cuit à l'eau et d'autre part de ferment de manioc frais sont respectivement de deux jours et de

trois jours. Soit un total de 108 échantillons de ferments dont 72 ferments de manioc cuit à

l'eau et 36 ferments de manioc frais.

2-1-4- Prélèvement des échantillons

Des prélèvements de ferments ont été effectués chaque semaine. Les échantillons ont

été prélevés de façon aseptique dans un sachet Stomacher de novembre 2013 à février 2014.

Ils ont été ensuite conservés immédiatement dans des glacières contenant de la glace

concassée à+ 4°C et transportés au laboratoire de microbiologie du centre suisse de recherche

scientifique (CSRS) pour être analysés dans les 2 heures. Au cours des prélèvements, le type

de ferment, la variété de manioc utilisé, le temps mis (jour) pour l'obtention du ferment sont

notés sur la fiche de prélèvement (annexe 1). Les différents types de ferments prélevés sont

résumés dans un tableau (annexe 2).

Mémoire de Master- Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 11

Etude comparai ive de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et "placali

2-2- Caractéristique physico-chimique des ferments traditionnels

2-2-1- Détermination du taux de matière sèche

Le taux de matières sèches des 108 échantillons de ferments a été déterminée par dessiccation

de 10 g de ferment issu de manioc frais ou cuit à l'eau dans une étuve isotherme à 105±5°C

jusqu'à une masse constante (Kimaryoet al., 2000). La différence de masse avant et après

séchage a été utilisée pour la mesure du taux de matière sèche qui a été calculé selon la

formule ci-après :

(1) ms=m« Tms=--- X 100 ms+me

Tms = Taux de matières sèches (%)

mo = masse vide du creuset m 1 = masse totale de l'échantillon frais + creuset

m2 = masse totale de l'échantillon sec+ creuset

2-2-2- Détermination du pH et de l'acidité titrable des ferments

Pour déterminer le pH, 10 g de ferment issu de manioc frais ou cuit à l'eau prélevés à

différents endroits de l'échantillon ont été broyés à l'aide d'un Stomacher (Colworth 400

Angleterre) dans 90 ml d'eau distillée stérile. Le broyat a été filtré puis 10 ml du filtrat ont été

utilisés pour la mesure du pH en y plongeant l'électrode d'un pH-mètre (MicroprocessorpH

Meter, pH 211, HANNA, Roumanie). La valeur du pH a été directement lue sur l'écran du

pH-mètre. Ce filtrat a été utilisé pour déterminer l'acidité titrable du ferment selon la méthode

décrite par Amoa-Awua et al., (1996). Un volume de 10 ml du filtrat a été titré avec une

solution de NaOH (Chern-Lab, Zedelgem, Belgique) de O,lN jusqu'au viragedu mélange en

présence de la phénolphtaléine à l % utilisé comme indicateur coloré. L'acidité titrable a été

exprimée en pourcentage d'acide lactique par gramme de ferment selon la formule (2) .

(2) '¾ . . V x 9,008x 10-3

o d'acide lactique------- x 100 M.ms

Où

V (ml)= Volume de NaOH 0,1 N

9.008 x 10-3 = titre de l'acide lactique (g) M (g) = masse de l'échantillon humide

ms(%)= teneur en matière sèche de l'échantillon humide



2-3- Inventaire et dénombrement des microorganismes de la flore principale du

ferment

2-3-1- Préparation de l'unité d'analyse, de la suspension mère et des dilutions

décimales

L'unité d'analyse a été constituée par des portions prélevées à différents endroits de

l'échantillon (500 g de ferment). Une dilution au 1 o= du ferment a été préparée en ajoutant de façon aseptique 10 g de l'unité d'analyse à 90 ml d'EPT. L'ensemble a été homogénéisé au

Stomacher (Colworth 400, Angleterre) et la suspension obtenue a été laissée se décanter. Un

volume de 10 ml du surnageant a été recueilli dans un tube à essai et a constitué la solution

mère de dilution 10-1• Des dilutions décimales successives ont été préparées.

2-3-2- Gennes aérobies mésophiles (Nonne AFNOR NF V08-051)

L'ensemencement a été fait par incorporation dans la masse en double couche d'un volume de

l ml de chacune des dilutions retenues (10-4 à 10-8). L'inoculum a été recouvert d'une couche

de 12-15 ml de gélose PCA (Himedia, Inde). Après solidification, une seconde couche (4-5

ml) de gélose PCA a été coulée. Les boîtes de Petri ont été incubées à l'étuve (Labcon,

Canada) à 30°C pendant 24-72 heures.

2-3-3-Bacil/us spp (AFNOR NF V08-023 : 2004).

L'ensemencement a été réalisé par étalement de 0,1 ml de chaque dilution (10-3 à 10-6) à la surface d'une boîte pré-coulée de TSA (Scharlau, Espagne). Les boîtes de Petri ont été

ensemencées et incubées à 30°C pendant 18-24 h. Les colonies caractéristiques de Bacillus

spp sont grosses crémeuses, translucides briHantes, gluantes et dentelées, sèches à bords

réguliers ou non. Les boîtes contenant entre 30 à 300 colonies ont été dénombrées.

2-3-4- Bactéries lactiques (norme NF ISO 15214)

L'ensemencement a été effectué par étalement sur gélose MRS (Scharlau, Espagne) d'un

volume de 0,1 ml de chacune des 4 dilutions retenues (10-3 à 10-6). Les boîtes de Petri ont été

introduites dans la jarre d'anaérobiose en présence d'un cierge allumé. Une fois, le cierge

éteint, la jarre a été scellé hermétiquement et incubée à 30°C pendant 24-48 h. Les colonies

petites ou moyennes, blanchâtres ou jaunâtres, lisses, bombées ou étalées à contour régulier et

isolées, caractéristiques présomptives de bactéries lactiques sont prises en compte.



2-3-5- Levures et moisissures (Norme NF ISO 6611)

Un volume de 0.1 ml de chacune des dilutions considérées (10-1 à 10-4) a été étalé sur la

gélose Sabouraud au chloramphénicol (Himedia, Inde). Les boîtes de Petri ont été incubées à

30°C pendant 24- 72 h. Les colonies caractéristiques des levures sont blanchâtres, lisses,

bombés et crémeuses à contour régulier avec une odeur de pain, d'un diamètre de 0,5 à 2 mm.

Les colonies filamenteuses caractéristiques de moisissures duveteuses blanches. humides

expansives et floconneuses ont été considérées.

2-3-3- Coliformes (Norme AFNOR. NF ISO 08-50 ; 08-60)

L'ensemencement a été fait par incorporation dans la masse en double couche d'un volume

d' 1ml des dilutions décimales (L0-3 à 10-6). Environ 12 ml de gélose VRBL (Scharlau,

Espagne) ont été ensuite coulés. Après solidification, une seconde couche est versée. Les

boites de Petri ont été incubées à 30°C pour les coliformes totaux et 44°C pour les E. coli

(coliformes thermotolérants) pendant 24 h. Les colonies caractéristiques des coliformes sont

de couleur roses à violacées, rondes avec un diamètre d'environ 0,5 mm et cernées d'un halo

de précipitation de sels biliaires.

2-4- Expression des résultats (AFNOR, 1987, Norme T90-400)

Le nombre Np de microorganismes de l'échantillon est calculé comme moyenne pondérée à

partir de deux dilutions successives selon l'expression (3) suivante:

(3) Np= I;C Vx(n1+0,lxm)xd

Où

Np : nombre présumé de colonies en UFC/ g de ferment.

L C: nombre des colonies comptées dans toutes les boîte

V: volume de l'échantillon ensemencé

n1 : nombre de boîtes de la toute première dilution par laquelle on a pu compter les colonies.

n2 : nombre de boîtes de la dilution qui précède la toute première dilution par laquelle on a pu

compter les colonies.

d : taux de dilution de la première dilution à laquelle les colonies ont pu être comptées.


E111de comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et "placali

2-5- Identification présomptive des microorganismes d'intérêt

2-5-1- Purification des isolats

Quatre colonies caractéristiques bien isolées de chaque bactérie d'intérêt ont été repiquées par

stries sur milieux spécifiques préalablement coulé en boîte de Petri. Les boîtes de Petri ont été

incubées pendant 24 h à la température de croissance spécifique de chaque microorganisme.

2-5-2- Détermination des caractères morphologiques

Le caractère morphologique a été fait par la coloration au bleu de méthylène (Fluka AG,

Suisse), par le test à l'hydroxyde de potassium (Chem-Lab, Belgique) et à la mobilité.

2-5-2-1- Coloration au bleu de méthylène

Un frottis a été réalisé à l'aide d'une goutte d'eau distillée stérile sur une lame porte-objet. Le

frottis séché a été fixé à l'alcool au-dessus de la flamme de bec Bunsen puis recouvert d'une

solution de bleu de méthylène. Après 1-2 minutes, le colorant a été versé puis le frottis a été

rincée à l'eau el séché à l'étuve à 45°C pendant 5 minutes. La morphologie. le mode de

regroupement et l'aspect des extrémités des cellules microbiennes a été déterminée par

observation du frottis au microscope optique à l'objectif x 100 en présence d'une goutte

d'huile à immersion.

2-5-2-2- Détermination du type de Gram

Le type de Gram a été déterminé par le test à l'hydroxyde de potassium qui est basé sur la lyse

de la paroi bactérienne des bactéries Gram négatif par une solution de KOH (Chem-Lab

Belgique) à 3%. Chez les bactéries Gram négatif, la lyse de la paroi libère l' ADN qui forme

une substance visqueuse au contact du KOH (Chem-Lab, Belgique) alors que celle des

bactéries Gram positif n'est pas détruite. Pour cela, une colonie âgée de 18-24 h a été

émulsionnée à l'aide d'une pipette dans deux gouttes de KOH à 3% pendant 15 à 30 secondes.

Lorsque la bactérie est Gram - (KOH +), il se forme un filament visqueux, bien visible. Pour

une bactérie Gram+ (KOH-), il ne se forme pas de filament visqueux (Edmund, 1995).

2-5-2-3- Détermination de la mobilité

A partir d'une colonie âgée de 18-24 h, un bouillon BCC a été ensemencé et incubé à 37°C pendant 3 h. Le type de mobilité a été observé à l'aide d'un microscope optique entre lame et

lamelle à partir d'un prélèvement de suspension de la culture.


Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation d11 manioc en "attieke" el "placali

2-5-3- Détermination des caractères biochimiques

2-5-3-1-Mise en évidence de la catalase

Pour ce faire. une goutte d'eau oxygénée a été déposée sur une lame propre dans laquelle est

immergée une fraction de colonie de la bactérie d'intérêt. L'apparition d'effervescence

signifie que la bactérie produit la catalase.

2-5-3-2- Mise en évidence du cytochrome oxydase C

Une fraction de colonie est prélevée à l'aide d'une pipette Pasteur stérile et déposée sur un

disque à oxydase (Himedia, Inde). Après 30 secondes, le développement d'une couleur bleu

signifie que la bactérie possède le cytochrome oxydase C.

Après l'identification des isolatsprésomptifs, le dénombrement moyen des germes a été

calculé selon la norme ISO 7218 (2007) ( 4).

(4) IN ! xN,I Où

N :dénombrement moyen de colonies expriméen UFC/g

b: nombre de colonies confirmées de microorganismes

A : nombre de colonies présumées de microorganismes testés

Np : nombre présumé de colonies en UFC/g

2-5-4- Identification de Escherichia coli.

Les colonies caractéristiques de coliformes thermotolérants sur VRBL à 44°C ont été

repiquées en double sur la gélose EMB (Himedia,Inde) puis incubées à 44°C pour la

recherche de E.coli. Les colonies présomptives ont été repiquées en double sur gélose PCA

pour purification.

2-5-4-1-Mise en évidence d'uréase et d'indole

Un tube à hémolyse contenant environ 1 ml du milieu urée-indole (Bio-Rad, France) a été

ensemencé à partir d'une colonie prélevée sur PCA (Himedia, Inde). Le tube a été incubé à 37°C pendant 24 heures. Le virage du milieu au rose traduit la présence d'uréase. La présence


1


d'indole a été révélée par l'apparition d'un anneau rouge après l'addition de 2 à 3 gouttes du

réactif de Kovacs (Himedia, Inde).

2-5-4-2- Mise en évidence de la fermentation du glucose, du lac/ose, de

la production de gaz el de sulfure d'hydrogène

Cette étude a été réalisée par l'ensemencement par piqûre centrale dans le culot et par stries à

la surface de la pente du milieu Kliger-Hajna d'une fraction de la colonie présomptive. Après

incubation à 3 7°C pendant 24 heures, le virage du culot et de la pente au jaune traduit la

fermentation du glucose et du lactose. La fermentation du glucose a été vérifiée dans le culot

et celle du lactose, sur la pente. Le décollement ou le soulèvement de la gélose traduit la

production de gaz et l'apparition d'une coloration noire, la production de sulfure d'hydrogène

(H2S) par la bactérie.

2-5-4-3- Mise en évidence de lalysine décarboxylase et de la lysine

désaminase

Le milieu Lysine-fer (CondaPronadisa, Espagne) a été coulé en culot et en pente dans les

tubes à essai. L'ensemencement a été effectué par piqûre centrale dans le culot et par stries à

la surface de la pente à partir du milieu Kligher-Hajna (Scharlau, Espagne) parallèlement

ensemencé. Après incubation à 37°C pendant 24 heures, l'absence de virage du culot traduit

que la bactérie possède une lysine décarboxylase (LOC) et le virage de la pente au rouge

montre que la bactérie possède une lysine désaminase (LDA).

2-5-4-4- Mise en évidence de l'utilisation du citrate comme seule

ource de carbone

Le milieu citrate de Simmons (Hi.media, Inde) a été coulé en pente dans les tubes à essai. Une

anse pleine de colonie a été triturée dans de l'eau distillée stérile, puis cette suspension a été

ensemencée par un trait longitudinal sur toute la pente de la gélose. Après incubation à 37°C

pendant 24 heures, l'utilisation du citrate comme seule source de carbone s'est traduit par

l'observation de colonies sur toute la longueur du trait longitudinal.

2-5-4-5- Confirmation de /a fermentation du lactose par les bactéries

La confirmation de la fermentation du lactose a été faite par le test à l'Ortho-nitro-phényl

galactoside (ONPG). Une suspension épaisse de bactéries prélevées obligatoirement sur la

pente du milieu Kliger-Hajna (Scharlau, Espagne) a été triturée dans 1 ml d'eau distillée


Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "allie/ce" et "placali

stérile contenu dans un tube à essai stérile. Une goutte de toluène a été ajoutée à la suspension

puis le disque imprégné d'ONPG (Himedia, Inde) y a été placé. Après incubation à 37°C

pendant 18-24 h, l'apparition d'une coloration jaune liée à l'hydrolyse de l'ONPG traduit que

la bactérie possède la B-galactosidase.

2-6- Analyses statistiques

Les données ont été saisies et analysées par le logiciel SPSS 20.0 (IBM Corporation, SPSS

Inc. Chicago, USA). Les moyennes géométriques ont été utilisées pour le calcul des charges

de chaque microorganisme.

Le test de Student a été utilisé pour comparer les moyennes de chaque paramètre

physicochimique et du nombre moyen de chaque microorganisme dans les ferments en

fonction du type de ferment, du temps de production et de la variété du manioc utilisé, Le

seuil de signification est a= 0,05. Alors, les différences statistiques avec une valeur de

probabilité inférieure à 0,05 (P<0,05) sont considérées comme significatives.

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie el Biologie molécuJaire 18

Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et ''placali

!-RESULTATS

1-1- Caractéristique physico-chimique et microbiologique des ferments

1 -1-1- Paramètres physico-chimiques

Les variables physico-chimiques des ferments sont présentés dans le tableau II. Le pH des ferments analysés varie de 3,7 à 6,9 avec un pH moyen autour de 5.5±0.8. L'acidité titrable

moyenne est de 0,4±0,2 % d'acide lactique. Les ferments ont un taux de matières sèches qui

varie de 33.2 à 51,5% avec une moyenne de 41,5±3,8%.

Tableau U : Paramètres physico-chimiques moyens des ferments de manioc couramment

utilisés dans la transformation du manioc

Paramètres physico-chimiques Minimum Valeur Maximum Interva1Je de

moyenne confiance

95%

pH 3,7 5,5±0,8 6,9 [5,3 - 5,7]

Acidité titrable (% d'acide 0,2 0,4±0,1 0,8 [0,4-0,5)

lactique)

Taux de matière sèche(%) 33,2 41,5±3,8 51,5 [ 40,6 - 42,5]

1-1-2- Microflore épiphyte

L'isolement et le dénombrement des microorganismes de tous les ferments analysés

ont montré que les ferments utilisés dans la préparation de l'attiéké et du p/acali sont très

chargés en germes aérobies mésopbiles (GAM) avec une population estimée à 8,5±3,8 log

ufc/g et sont colonisés par une diversité de microorganismes. Les principaux microorganismes

isolés sont les bactéries lactiques, les Bacillus spp., les levures, les moisissures, les coliformes

totaux et les colifonnes thermotolérants. Aucun E. coli n'a été détectée dans les ferments de

manioc. Les bactéries lactiques (7,7±3, 1 log ufc/g) et les Baci/lus spp. (7,4±2,8 log ufc/g)

constituent les microorganismes dominants. Les ferments contiennent dans une moindre

mesure levures (5,9±1,0 log ufc/g), de moisissures (4,5±0,3 log ufc/g), de coliformes totaux

(6,8±2,1 log ufc/g) et de coliformes thermotolérants (5,6±1,8 log ufc/g) (tableau ID).



Tableau m: Charges moyennes en microorganismes des ferments utilisées lors de la

production d 'ait iéké et de placa/ i

Microorganismes Charge moyenne

(log ufc/g)

Germes Aérobies Mésophiles

Bactéries lactiques

Bacillus spp

Levures

Moisissures

Colifonnes totaux

Coliformes tbermotolérants

8,5±3,8

7,7±3,1

7,4±2,8

5.9±1,0

4,5±0,3

6,8±2,1

5.6±1.8

1-2- Caractéristique physico-chimique et microbiologique des ferments de manioc

en fonction du mode de production

J-2-1- Paramètres physico-chimiques

Les propriétés physico-chimiques des différents ferments utilisés pour la production d' attiéké

et de placali sont consignées dans le tableau IV. Les pH moyens des ferments de manioc cuit

à l'eau et des ferments de manioc frais sont respectivement de 5,4±0.8 et de 5.7±0.7. L'acidité

titrable des ferments de manioc eu it à l'eau est de 0,5±0,2% d'acide lactique et de 0,3±0, 1 %

d'acide lactique dans les ferments de manioc frais. Aussi, les taux de matière sèche moyens

sont 41,3±3,8% et 41,9±3,9% respectivement pour les ferments de manioc cuit à l'eau et ceux

à base de manioc frais. Globalement le pH et le taux de matière sèche des ferments de manioc

cuit à l'eau sont plus bas que ceux des ferments de manioc frais alors que l'acidité titrable

évolue inversement. Cependant il n'y a pas de différence significative entre les paramètres

physico-chimiques des différents ferments (P>0,05) que de l'acidité titrable.

Mémoire de Master- Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 20


Tableau IV : Paramètres physico-chimiques des différents ferments en fonction du mode de

production

Type de ferment/ Mode de production

Ferment de manioc

cuit à l'eau

Ferment de manioc

frais

P-Valeur

pH

Acidité titrable (%

d'acide lactique)

Taux de matière

sèche(%)

5,4±0.8

0,5±0,2

5,7±0,7

0,3±0.1

0,3962

0,0106

41,3±3.8 41,9±3.9 0,9942

1-2-2- Microflore épiphyte

Les charges moyennes des microorganismes de la microflore épiphyte des ferments de

manioc en fonction du mode de production sont représentées dans la figure 4. Les charges en

GAM des ferments de manioc cuit à l'eau et des ferments de manioc frais sont respectivement 8.6±3.9 log ufc/g et 8±3,3 log ufc/g. Une charge moyenne en bactéries lactiques similaire

pour les deux types de ferments (7, 7 log ufc/g) a été enregistrée. Les charges en Baci/lus spp.

sont de 7,6±2,9 log ufc/g dans les ferments de manioc cuit à l'eau et de 6,8±2 log ufc/g dans

les ferments de manioc frais. Les levures et les moisissures sont les plus faiblement

représentées dans les deux types de ferments. Leurs charges respectives sont de 6,0±1,2 log

ufc/g et 4,6±0,6 log ufc/g dans les ferments de manioc cuit à l'eau et 5,5±0,9 log ufc/g et

4, 1±0,5 log ufc/g dans les ferments de manioc frais. Les coliformes totaux présentent des

populations plus faibles, 6,7±1,8 log ufc/g dans les ferments de manioc cuit à l'eau et 6,8±2.2

log ufc/g dans les ferments de manioc frais. L'analyse statistique montre que les charges

moyennes de chaque genre de microorganisme observée au niveau des ferments de manioc ne

sont pas significatives (P > 0,05) que le manioc soit cuit à l'eau ou frais.

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie et Biologie molécuJaire 21


14 11 Ferment de manioc 'ëD -- cuit à l'eau "'~ 12 •• ::s

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0 GAM LAB BACIL LEV MOIS C TOT C THER

spp

Microorganismes des ferments

Figure 4: Dénombrement et diversité de la microflore épiphyte des ferments en fonction du

mode de production

GAM : germes aérobies mésophiles ; LAB : bactéries lactiques ; BACIL spp : Bacillus spp ·

LEV : levures ; MOIS : moisissures ; C TOT : colifonnes totaux ; C THER : coliformes

thermotolérants


en fonction de la durée de production

1-3-1- Ferment issu de manioc cuit à l'eau

1-3-1-1- Paramètres physico-chimiques

Les paramètres physico-chimiques des ferments de manioc cuit à l'eau en fonction de la durée

de production sont présentés dans le tableau V. Le pH moyen des ferments de manioc cuit à

l'eau de deux jours et celui des ferments de trois jours sont respectivement de 5,5±0,7 et

5.4±0,8. L'acidité titrable en moyenne des ferments de manioc cuit à l'eau de 2 jours est de

0,4±0,2% d'acide lactique et de 0,5±0,2% d'acide lactique pour les ferments de 3 jours. Quant

à la matière sèche des ferments de manioc cuit à l'eau, leur taux est de 44,5±3,8% au bout de

deux jours et passe à 40,7±3,6% après 3 jours de fermentation. Globalement, le pH et le taux

de matière sèche sont plus élevés en début de la production mais diminue progressivement

sauf l'acidité titrable qui est croissante. Les valeurs des différents paramètres comparatifs des

deux durées de production de ferments ne sont pas significativement différentes (p >0,05).

Mémoire de Mas ter - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 22


Tableau V: Paramètres physico-chimiques des ferments de manioc cuit à l'eau en fonction

de la durée de production

Temps mis pour la production

Paramètres pbysico chimiques 2jours 3 jours P-Valeur

pH 5,5±0,7 5.4±0.8 0.965

Acidité titrable (% acide lactique) 0,4±0,2 0.5±0.2 0.764

Taux de matière sèche(%) 44,5±3,8 40,7±3,6 0,05694

1-3-1-2- Microflore épiphyte

Les GAM des ferments de manioc cuit à l'eau de deux jours et de trois jours sont

respectivement de 8,2±2,l log ufc/g et de 8,8±3,9 log ufc/g. Les bactéries lactiques ont une

charge de 6,7±1,8 log ufc/g et de 7,8±3,2 log ufc/g respectivement dans les ferments de

manioc cuit à l'eau deux jours et de trois jours. Les levures des ferments de deux et trois jours

sont estimées respectivement à 5,0±0, 7 log ufc/g et de 6,0±1,3 log ufc/g. Les Bacillus spp

sont respectivement de 8±3,4 log ufc/g et de 7,7±2,7 log ufc/g dans les ferments de manioc

cuit à l'eau de deux jours et de trois jours. Cependant les coliformes totaux et les coliformes

thermotolérants présentent des populations plus importantes dans les ferments de manioc de

deux jours mais connaissent une baisse dans les ferments de manioc de trois jours avec

respectivement 6,8±1,8 log ufc/g et de 5,7±2,2 log ufc/g qui baissent à 5,6±1,2 log ufc/g et

4.9±2,2 log ufc/g dans les ferments de manioc de trois jours (figure 5). Les analyses

statistiques ont montré que les microorganismes des ferments de manioc cuit à l'eau sont

certes variables mais ne présentent pas de différences significatives à P>0,05 en fonction de la

durée de fermentation.



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8 0 GAM LAB BACILspp LEV MOIS CTOT CTHER

Microorganismes du ferment cuit à l'eau

Figure 5 : Dénombrement et diversité de la microflore épiphyte des ferments cuit à l'eau en

fonction du temps mis pour la production

GAM: germes aérobies mésophiles ; LAB: bactéries lactiques; BACIL spp: Bacillus spp; LEV : levures ; MOIS : moisissures ; C TOT : colifonnes totaux : C TI-IER : coliformes

thermotolérants

1-3-2- Ferment issu de manioc frais


Le tableau VI présente les paramètres physico-chimiques des ferments de manioc frais en

fonction de la durée de production. Les pH des ferments de manioc de deux jours et des

ferments de manioc de trois jours sont respectivement 6,5±0,2 et 5,6±0,6. L'acidité titrable

moyenne est de 0,3±0,1 % d'acide lactique dans les ferments de manioc frais de deux jours et

de 0,4±0,l % d'acide lactique dans les ferments de manioc de trois jours. Par ailleurs, le taux

de matière sèche des ferments de manioc de deux jours est de 45,3±6% et de 41,2±3,2% pour

les ferments de manioc de trois jours. Le pH et le taux de matière sèche des ferments de

manioc frais sont plus élevés dans les ferments de manioc de deux jours que dans ceux de

trois jours, à l'exception de l'acidité titrablc qui est plus faible dans les ferments de manioc de

deux jours que ceux de trois jours de production. Les différences observées entre les

paramètres physico-chimiques des ferments de manioc frais de deux jours et de trois jours

sont significatives (p < 0,05).



Tableau VI : Paramètres physico-chimiques des ferments de manioc frais en fonction de la

durée de production

Paramètres physico-chimiques Durée de production

2jours 3 jours P-Valeur

pH

Acidité titrable(¾ acide lactique)

Taux de matière sèche (%)

6,5±0,2

0,2±0.1

45.3±6,0

5,6±0.6

0,4±0,1

41,2±3,2

0,00277

0,0357

0,03575


Dans les ferments de manioc frais, les GAM sont respectivement 7,5±2,8 log ufc/g et 8,1±3,4

log ufc/g dans ceux de deux jours et de trois jours. Les bactéries lactiques, initialement de

7.1±2.2 log ufc/g après deux jours sont passées à 7, 7±2,9 log ufc/g au troisième jour. 11 en est

de même pour la flore fongique qui présente des charges moins importantes dans les ferments

de manioc de deux jours et de trois jours. Les Baci/lus spp sont respectivement de 6,0±1,3 log

ufc/g et de 6,9±2, 1 log ufc/g dans les ferments de manioc frais de deux jours et de trois jours.

Par contre, les colifonnes baissent des ferments de manioc de deux jours aux ferments de

manioc de trois jours (Figure 6). Les charges microbiennes ferments de manioc frais sont

significativement différentes (p<0,05).

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•2jours

3jour

GAM LAB Bacil spp LEV MOIS CTOT CTHER

Microorganismes du ferment frais

Figure 6 : Dénombrement et diversité de la microflore épiphyte des ferments de manioc frais

en fonction du temps mis pour la production

GAM : germes aérobies mésopbiles ; LAB : bactéries lactiques ; BACIL spp : Bacillus spp ;



LEV : levures ; MOIS : moisissures : C TOT : colifonnes totaux ; C THER : coliformes

thermotolérants


en fonction de la variété du manioc

1-4-1- Ferment issu de manioc cuit à l'eau


Le tableau VIl présente les paramètres physico-chimiques des deux types ferments en

fonction de la variété du manioc. Dans les ferments de manioc cuit à l'eau, les pH moyens des

ferments de manioc à base de manioc doux et de manioc amère sont respectivement 5.4±1.1 et

5.3±0,7. L'acidité titrable est de 0,4±0,1% d'acide lactique pour les ferments produits à base

de variété douce et pour ceIDC à base de manioc amer, elle est de 0,5±0,2% d'acide lactique.

Aussi, Le taux de matière sèche est de 42,2±4,2% dans les ferments obtenus du manioc doux

et de 41,1±3,8% dans les ferments à base de variété amère. Il n'y a pas de différence

significative entre les paramètres physico-chimiques des ferments de manioc cuit à l'eau de

variété douce et ceux de variété amère (P>0,05).

Tableau VIl : Paramètres physico-chimiques des ferments en fonction de la variété de

manioc utilisé

Paramètres physicochimiques Variétés du manioc

Manioc doux Manioc amère P-Valeur

pH 5,4±1,1 5,3±0,7 0,9941

Acidité titrable (% acide lactique) 0,4±0,1 0,5±0,2 0,1534

Taux de matière sèche(%) 42,2±4,2 41,1±3,8 0,52)6

1-4-1-2-Microjlore épiphyte

Dans les ferments de manioc cuit à l'eau, les GAM, les bactéries lactiques, les Bacillus spp

les microorganismes fongiques dans les ferments obtenus à base de variété douce sont

respectivement de 7,4±2,7, 7,2±2,5, 7,6±3, 5,5±0,8 et de 3,3±1,3 log ufc/g tandis que pour

ceux à base de la variété amère ils sont respectivement de 8,7±4, 7,8±3,2, 6,9±2,L 6±1.3 et de

Mémoire de Master - Spécialité Microbiologie cl Biologie moléculaire 26


4,7±1,3 log ufc/g. (Figure 7). Toutefois ces variations observées entre ces diverses charges

microbiennes ne sont pas significativement différentes d'une variété à l'autre (P>0,05).

14

I I I

variété douce

variété amère

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GAM LAB BACILspp LEV MOIS CTOT CTHER

Microorganismes des ferments cuits à l'eau

Figure 7 : Dénombrement et diversité des microorganismes de la microflore épiphyte des

ferments de manioc cuit à l'eau en fonction de la variété de manioc

GAM : germes aérobies mésophiles ; LAB : bactéries lactiques ; BACTL spp : Baci/lus spp ·

LEV : levures ; MOIS : moisissures ; C TOT : coliformes totaux : C THER : coliformes

thermotolérants

1-4-2- Ferments de manioc frais


Dans les ferments de manioc frais. les pH moyen des ferments de manioc obtenu à partir de la

variété douce et de la variété amère sont respectivement 5,4±1,1 et 5,3±0,7. En ce qui

concerne l'acidité titrable, elle est de 0,3±0, 1 % d'acide lactique dans les ferments à base

manioc doux et de 0,4±0,2% d'acide lactique dans les ferments à base de manioc amer. Le

taux de matière sèche est de 42,6±3,5% dans les ferments de manioc de variété douce et de

38,8±4,8% dans les ferments à base de manioc amer. Les analyses statistiques. ont montré

qu'il n'y a pas de différence significative entre les paramètres physico-chimiques des

ferments de manioc cuit à l'eau de variété douce et ceux de variété amère (P>0,05).


Etude comparative de de1LY types de ferments lraditionne/s utilises dans la transformation du manioc en "attieke" et "placali

Tableau VIII : Paramètres physico-chimiques des ferments en fonction de la variété de

manioc utilisé

Paramètres pbysico chimiques Variétés du manioc

Manioc doux Manioc amère P-VaJeur

pH 5,9±1,2 5,2±0,5 0,429

Acidité titrable (% acide 0,3±0,1 0,4±0,1 0,2093

lactique)

Taux de matière sèche(%) 42,6±3,5 38,8±4,8 0.297


Dans les ferments de manioc frais, les microorganismes précédemment énumérés pour les

ferments à base de variété douce sont respectivement 7,0±2,2, 7,3±2,7, 7,0±2,3, 5,3±1,0 et de

4.3±0.5 log ufc/g tandis que dans les ferments à base de la variété amère ils sont

respectivement de 8,1±3,4, 7,7±2,9, 6,7±1,9, 5,5±0,9 et de 4,6±0,5 log ufc/g (Figure 8).

Toutefois ces variations observées entre ces diverses charges microbiennes ne sont pas

significativement différentes d'une variété à l'autre (P>0.05).

14

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I BACILspp LEV

variété douce

variété amère

I I I I

MOIS

I it rl1l

CTOT CTHER

Microorgauimes dans les ferments frais

Figure 8 : Dénombrement et diversité des microorganismes de la microflore épiphyte des

ferments de manioc frais en fonction de la variété de manioc



GAM : germes aérobies mésophiles ; LAB : bactéries lactiques ; BACIL spp : Bacillus spp ;

LEV : levures ; MOIS : moisissures ; C TOT : coliformes totaux ; C THER : colifonnes

thermotolérants



2- DISCUSSION

Au cours de cette étude, deux types de ferment ont été définis par le mode de production : le

ferment de manioc cuit à l'eau et le ferment de manioc frais utilisé pour la production

d' auiéké et du placali. La production du ferment est définie comme une fermentation

spontanée du manioc pendant 2 à 3 jours (Kouadio et al., 1991 ; Kouassi et al., 2008).

L'analyse de quelques caractéristiques physico-chimiques de ces deux types de ferment a

révélé une différence significative seulement au niveau de l'acidité titrable. En effet, l'acidité

titrable des ferments de manioc cuit à l'eau est plus élevée que celle des ferments de manioc

frais. Inversement. le pH des ferments des ferments de manioc cuit à l'eau est moins élevé que

celui des ferments de manioc frais. Ces résultats montrent une acidification plus importante

des ferments de manioc cuit à l'eau qui est la conséquence de la dégradation des sucres

présents dans le manioc en acides organiques par les bactéries (Meraz et al., 1992 ; Coulin et

a/.,2006). Cette dégradation est favorisée par la cuisson. En effet, la cuisson désorganise la

structure de l'amidon et le rend ainsi plus assimilable par les microorganismes. Ce qui

explique en partie le faible pH des ferments de manioc cuit à l'eau due probablement à la

production importante d'acides organiques dont les plus importants sont l'acide lactique et

l'acide acétique (Djéni, 2009) sous l'action fermentaire des microorganismes. Cependant les

ferments analysés ont un pH un peu plus acide. Ces résultats sont conformes à ceux de Coulin

etal., (2006) et Assanvo et al., (2002) obtenus au cours des études conduites sur la

caractérisation de la microflore de ïauiéké et du ferment de manioc utilisé pour la production

de ï auiéké Adjoukrou à Dabou (Côte d'Ivoire). L'acidification des ferments est moins

importante dans les ferments de deux jours que dans les ferments de trois jours. Ainsi. la

dégradation de l'amidon du manioc au cours de la production du ferment va entrainer une

baisse du taux de matière sèche qui est plus importante dans les ferments de manioc de trois

jours. Les substances présentes dans le manioc (amidon et sucres solubles) sont dégradées de

façon différente par les microorganismes de ces ferments et les différences de matières sèches

observées au niveau des ferments pourraient être non seulement dues à l'action microbienne

mais aussi à l'activité de la linamarase endogène (Djeni et al., 2008).

En ce qui concerne la variété du manioc utilisée, elle n'indique pas d'influence significative

sur les paramètres physico-chimiques quel que soit le type de ferment considéré. Toutefois,

les variations observées entre les paramètres physico-chimiques sont faibles pour le pH et le

taux de matière sèche mais plus élevées pour l'acidité titrable dans les ferments à base de

Mémoire de Mastcr - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 30


manioc amère. Ces variations pourraient s'expliquer par la forte teneur en glycosides

cyanogènes dans les ferments de manioc de variété amère.

L'inventaire des microorganismes contenus dans les deux types de ferments étudiés a révélé

que les différents ferments analysés sont très chargés et possèdent une variété de

microorganismes dont les principaux sont des bactéries lactiques, les Bacillus spp, les levures,

les moisissures, les coliformes totaux et les coliformes thennotolérants. Ces résultats sont

similaires à ceux des autres produits fermentés ou starters traditionnels à base de manioc

obtenus par certains auteurs (Amoa-Awua et al., 1996; Assanvo et al., 2002; Coulin et al.,

2006 ; Djeni et al., 2008). Cette charge élevée montre un processus de dégradation ou

d'altération microbienne du manioc très avancé. Cela est justifié par le fait que le manioc en

fermentation contient un nombre très élevé de microorganismes responsables de la

fermentation (Bourgeois et Leveau, 1991) mais aussi parce que les conditions de production

des ferments (sac-fermenteur préparé à cet effet, entreposage dans des conditions de

température ambiante relativement chaude et à I' abri de la lumière, le pH) sont propices au

développement et à l'entretien d'une telle charge microbienne (Assanvo et al., 2002).

Les bactéries lactiques, les Bacillus spp, les levures et les moisissures sont les

microorganismes fermentaires (Amoa-Awua et al., 1996). Ils prennent une part active dans la

réalisation de la fermentation du manioc. Les bactéries lactiques et les Bacillus spp

représentent la flore majoritaire des ferments utilisés dans la fermentation du manioc.

Les Bacillus spp sont des bactéries ubiquistes, hôtes normales du sol dans lequel elles peuvent

persister très longtemps grâce à leurs spores. Leur présence sur le manioc est justifiée à cause

du substrat nutritif qui s'y trouve (Ferron, 1992) et leur capacité à sécréter une grande variété

d'enzymes de dépolymérisation. Le pH et la température du ferment sont propices au

développement des Bacillus spp dont l'optimum de croissance se trouve entre 28 et 35°C avec

un pH voisin de la neutralité (Le Minor et Veron, 1989; Kramer et Gilbert, 1989). Les

Bacillus spp jouent un rôle de premier plan car leur activité de dégradation aboutit à un milieu

favorable pour la poursuite du processus de fermentation par d'autres germes tels que les

bactéries lactiques. La capacité des Bacil/us spp à dégrader les tissus de l'amidon du manioc

contribuent ainsi à la détoxication du manioc en permettant un contact facile entre la

linamarase endogène et les glucosides cyanogènes. L'activité des Bacillus spp est complétée

par l'activité cellulosique des moisissures (Amoa-Awua et al., 1996). Tout ceci aboutit à la

libération, dans le milieu, des sucres (le lactose, le galactose, glucose, ribose, mannose) qui

représentent la matière première pour les bactéries lactiques et des autres germes. La cuisson



favorise la sélection des Bacillus spp à cause de la thermorésistance de leur spore. Ce qui

explique leur charge plus élevée dans les ferments de manioc cuit à l'eau.

Quant aux levures, eUes avaient été auparavant identifiées comme les seconds germes

prédominants impliqués dans la fermentation du manioc après les bactéries lactiques (Oyewole

et Oduofa, 1992). Leur importance au cours de la production des ferments de manioc n'est

pas surprenant en raison des teneurs en sucres notamment en amidon élevées du manioc.

Les colifonnes, généralement considérés comme germes témoins de contamination du

ferment confirment les résultats de Regez et Schmidt (1988). Leur présence est synonyme

d'un manque d'hygiène lors de sa préparation du ferment de manioc et les sacs de jute utilisés

comme fermenteur, les cartons et l'hygiène corporelle des productrices leur environnement et

la contamination par le sol pourraient en être l'origine (Assanvo et al., 2002). Cependant leur

charge diminue considérablement au troisième jour, temps nécessaire pour la production du

ferment à cause du pH du ferment qui devient plus acide (Desmazeaud, 1996 ; Assanvo et

al., 2002). En outre, la synthèse de l'acide lactique, des bactériocines, du peroxyde

d'hydrogène et d'autres produits antimicrobiens des bactéries lactiques pourrait avoir un effet

inhibiteur sur la croissance des coliformes (Klaenhammer, 1993). Cependant. certains

colifonnes du genre Klebsiella spp pourraient jouer un rôle dans la fermentation du manioc.

La cuisson gélatinise l'amidon contenue dans les racines de manioc qui devient plus digeste

donc plus assimilable par les microorganismes favorisant la multiplication plus rapide des

germes dans les ferments de manioc cuit â l'eau. Ainsi. dans les ferments de manioc cuit à

l'eau les optima de croissance des germes sont atteints après deux jours de fermentation

spontanée. Au troisième jour, le développement des germes se stabilise dans les ferments de

manioc cuit â l'eau â cause de la forte dégradation des tissus du manioc et de la présence

d'acide lactique et acétique limitant la croissance de certains germes. Dans le ferment de

manioc frais. les microorganismes prennent plus de temps à croître et doivent synthétiser des

enzymes adaptées aux substrats contenus dans le manioc afin de disposer de nutriments pour

leur croissance à cause des morceaux de manioc qui sont encore recouverts de la peau limitant

ainsi la surface de contact des glycosides cyanogènes.

L'ensemble des germes identifiés dans les ferments à base de manioc au cours de cette étude

avaient déjà été mis en évidence dans des travaux antérieurs comme ceux de Amoa-Awua et

al., (1996), montrant que la flore microbienne, se développant sur le ferment de manioc, ne

dépend pas du mode de production et donc du type de ferment dans le cas de notre étude.

Différents facteurs comme l'évolution du pH ou la présence de sucres fermentescibles,

favorisent certains microorganismes et inhibent d'autres. Par ailleurs, les différences



observées au niveau du ferment pourraient être attribuées aux conditions spécifiques de

préparation de chaque opératrice (niveau de souillure des sacs-fermenteurs, la microflore de

l'environnement, la température d'incubation du ferment, nombre de fois d'utilisation des

sacs) et de la microflore spécifique du site de production.



CONCLUSION

Nous retenons, au terme de cette étude, que tous les germes isolés dans le ferment de manioc,

avaient déjà été mis en évidence dans d'autres travaux antérieurs. La flore microbienne se

développant sur le ferment de manioc, ne dépend pas du mode de production donc du type de

ferment. Par ailleurs, les différences observées pourraient être due à l'effet de la productrice et

de son environnement. En considérant les paramètres physico-chimiques étudiés et les

principaux microorganismes isolés, les ferments de manioc cuit à l'eau et le ferment de

manioc frais en dépit de leur différence physique ne sont pas différents de par leur

caractéristique chimique et microbiologique. Chaque type de ferment peut par conséquent être

utilisé aussi bien pour la production d'attiéké et de placali. Aussi les deux types de ferments

peuvent valablement être utilisés pour servir de source de microorganismes de type starter en

vue de la mise en place de ferments typiques destinés à la production de produits fermentés à base de manioc tels que l'alliéké et de placali. Enfin, les résultats mettent en exergue

l'importance écologique des ferments. En effet, l'étude de biotopes comme les ferments

traditionnels utilisés dans la fermentation du manioc au cours de la production d' attiéké et de

placali constitue une alternative intéressante pour l'isolement de nouvelles souches

biotechnologiquement performantes.

PERSPECTIVES

Dans le but d'approfondir le présent travail il serait intéressant de déterminer l'activité et le

profil enzymatiques des isolats au cours de la fermentation du manioc.

Les microorganismes isolés des ferments jouant un rôle essentiel au cours de la fermentation

de la pâte de manioc pour la production de 1 'attiéké et du placa/i devront être identifiés par

des tests biochimiques et par une caractérisation moléculaire.

Les souches présentant les propriétés biochimiques et technologiques intéressantes seront

utilisées individuellement ou en association pour la mise au point d'un starter.


Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "allie/ce" et "placali

REFÉRENCES BIBLIOGRAPIDQUES Aboua F. (1989). A simple technique for production of dehydrated attiéké in rural area

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colonies obtenues à 30 degrés Celsius - Méthode de routine.

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Etude comparative de deux types de ferments traditionnels utilises dans la transformation du manioc e11 "attieke" et "placali

ANNEXE 1

Fiche de prélèvement

Date:

No Identification de Sites de Type/ nature de Durée des Usage du Variété du Nom des l'échantillon prélèvements ferments ferments ferment manioc utilisé productrices

1

2

3

4

5

6

7

8

9



ANNEXE2

Bilan des prélèvements effectués

Les différents types de ferments prélevés sont résumés dans le Tableau I. Au total l 08

échantillons de ferment ont été prélevés dont 72 (67%) ferments de manioc cuit à l'eau et 36

(33%) ferments de manioc frais. Soit 54 (50%) et 54 (50%) ferments respectivement de 2, 3

jours ont été prélevés.

Tableau I: Différents types de ferments analysés

LocaJités Sites Type de ferments analysés Total

Ferment de manioc Ferment de manioc

cuit à l'eau frais

Abidjan Abobodoumé 6 0 6

Azito 6 0 6

Brofodoumé 6 0 6

Abobo baoulé 6 0 6

Anonkoua-kouté 6 0 6

Adjamé-bingerville 6 0 6

Total 36 0 36

Bonoua Bonoua marché 0 6 6

Bonoua rond-point 0 6 6

Bonouagare 0 6 6

Adiabo 0 6 6

Yaou 0 6 6

Médina 0 6 6

Total 0 36 36

Dabou Armébé 6 0 6

Débrimou 6 0 6

Kpass 6 0 0

Yassap 6 0 0

Orbaff 6 0 0

Mémoire de Mastcr - Spécialité Microbiologie et Biologie moléculaire 42

Etude comparative de deux types de fermems traditionnels utilises dans la transformation du manioc en "attieke" el "placali

Bouboury 6 0 0

Total 36 0 36

Totaux(¾) 72 (67) 36 (33) 108


num5 universite nangui 030818 152246 1

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