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Übungen zur Wasser- und Lebensmittelqualität

JULI 2019

Verhalten im Labor

• Rauch-, Ess- und Trinkverbot

• Äußerste Sauberkeit und Ordnung im Raum und am

Arbeitsplatz

• Nach Beendigung der Arbeit Hände desinfizieren

• Schutzkleidung (weißer Arbeitsmantel)

• Arbeitsfläche nach Beendigung der Arbeit desinfizieren

• Nicht mit dem Mund pipettieren.

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• Bunsenbrenner nicht unbeaufsichtigt lassen (nur bei Bedarf

anzünden). Bei Gasgeruch sofort Gaszufuhr abdrehen.

• Lange Haare nicht offen tragen (Haare zusammenbinden!

Kontaminations- und Verletzungsgefahr)

• Sachgemäße Entsorgung der kontaminierten Gegenstände

ENTSORGUNG !

OBJEKTTRÄGER/AMPULLEN

(Agarplatten, Plastikpipette, Handschuhe) KEIN GLAS

Papier

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DRIGALSKISPATEL

ÖSEVERDÜNNUNGSMEDIUM

PASTEUR PIPETTE

TUPFER

BAKTERIOLOGISCHE WASSERUNTERSUCHUNG

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WASSERUNTERSUCHUNG

1.1. Qualitative Untersuchung auf das Vorhandensein von coliformen Bakterien und E.

coli in einer Probenmenge von 100 ml Wasser: Ansatz eines Presence-Absence-Tests mit

Readycult Coliforms

1.2. Qualitative Untersuchung auf das Vorhandensein von Enterokokken in einer

Probenmenge von 100 ml Wasser: Ansatz eines Presence-Absence-Tests mit Readycult

Coliforms

1.3. Quantitative Untersuchung auf das Vorhandensein von E.coli and Coliformen

Bakterien in einer Probenmenge von 100 ml Wasser (Membranfiltration) mit CC Agar

1.4.Quantitative Untersuchung auf das Vorhandensein von Enterokokken in einer

Probenmenge von 100 ml Wasser (Membranfiltration) mit Kanamycin-Äsculin-Azid-Agar

1.5.Quantitative Untersuchung auf das Vorhandensein von P. aeruginosa in einer Probenmenge

von 100 ml Wasser (Membranfiltration) mit PSM-Agar

Qualitative Methode

Presence-Absence-Test

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Presence-Absence mit Readycult Coliforms

• Ein Blister von Readycult in 100 ml Wasserprobe geben, 37°C/1d

• Beurteilung von Blaufärbung und Fluoreszenz: wenn positiv, weitere Bestätigung

• ↓

• CCA, frakt. Ausstrich, 37°C/1d

• blaue - violette Kolonien: E. coli, Indol-positiv, Cytochromoxidase-negativ → API

10E

• rosa - rote Kolonien:coliforme Bakterien, Cytochromoxidase-negativ → API 10E

• Angabe der Ergebnisse:

• Coliforme Bakterien/100 ml (nachweisbar/nicht nachweisbar) ......................

• E. coli/100 ml (nachweisbar/nicht nachweisbar) ............................................

1. ÖSE

Der Primärstrich wird durch Sekundärstriche verdünnt, diese

wieder durch Tertiärstriche.

2. ÖSE

3. ÖSE

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Readycult

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Presence-Absence mit Readycult Enterokokken

• Ein Blister von Readycult in 100 ml Wasserprobe geben, 44°C/1d

• Beurteilung von Blaufärbung: wenn positiv, Frakt. Ausstrich auf KANA

• ↓

• Schwarze Kolonien weisen auf die Enterokokken hin, weitere Bestätigung mit Katalase-Test

• Kanamycin-Äsculin-Azid-Agar: Kanamycin und Azid hemmen die Begleitflora, Äsculin wird von Enterokokken (ß-Glucosidase) zu Äsculetin hydrolysiert, welches mit Fe3+ einen schwarzen Komplex bildet.

• Readycult Enterokokken: 5-Bromo-4-Chloro-3-Indolyl-ß-D-Glucopyranosid wird durch das Enzym ß-D-Glucosidase abgespalten. Der Farbumschlag der Bouillon nach blau weisen auf die Enterokokken hin.

Quantitative Methode

Membranfiltration

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Quantitative Untersuchung einer Wasserprobe (Membranfilterverfahren)

Das Membranfilterverfahren ist eine Methode zur mechanischen Anreicherung von

Mikroorganismen aus einer beliebigen Menge eines filtrierbaren Untersuchungsmaterials. Dies

erlaubt selbst bei minimalem Keimgehalt eine exakte Keimzahlbestimmung.

MEMBRANFILTERVERFAHREN

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Trichter mit Alkohol befeuchten/

Abflammen (nicht in dieser Übungen)

mit sterilem Wasser befeuchten

sterilen Filter entnehmen und auflegen

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Wasserprobe filtrieren

Filter ablösen und auf Agar legen

MEMBRANFILTRATION

E.COLI/COLIFORMEN

• je 100 ml Wasser werden durch Membranfilter (0,45 µm) filtriert

• ↓

• CCA, 37°C/1d

• ↓

• blau-violette Kolonien weisen auf die E. coli hin

• rote Kolonien weisen auf die Coliformen hin

• ↓

• Oxidase Test

• Angabe der Ergebnisse: Coliforme / E.coli ....................

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MEMBRANFILTRATION

ENTEROKOKKEN

• je 100 ml Wasser werden durch Membranfilter (0,45 µm) filtriert

↓

• Agar:Bile-Äsculin-Azid (KANA), 44°C/1d.

• Schwarze Kolonien die Katalase-negativ sind Enterokokken

• Angabe der Ergebnisse: Enterokokken pro 100 ml

Wasser:……………………………………

MEMBRANFILTRATION

PSEUDOMONAS AERUGINOSA

• je 100 ml Wasser werden durch Membranfilter (0,45 µm)

filtriert

↓

• Agar: PSM, 44°C/1d GRÜNE KOLONIEN

• Angabe der Ergebnisse:

• PSEUDOMONAS AERUGINOSA pro 100 ml Wasser:……………………………………

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MIKROBIOLOGISCHE UNTERSUCHUNG EINER

LEBENSMITTELPROBE

STOMACHER

VORTEXER

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DRIGALSKISPATEL

ÖSE

VERDÜNNUNGSMEDIUM

TUPFER

90 ml RV

90 ml Peptonwasser

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Verdünnungsreihe

• Verdünnungsreihen müssen angelegt werden, um bei der

späteren Kultivierung auswertbare Koloniezahlen auf dem

Agar zu erhalten. In der Praxis ist die dezimale Verdünnung

am gebräuchlichsten.

• Aus der zuvor hergestellten Verdünnungsreihe werden genau

abgemessene Mengen zur Anzüchtung von Mikroorganismen

verwendet. Üblicherweise werden Plattenguß- und

Oberflächenverfahren verwendet.

• Zum Anlegen einer Verdünnungsreihe wird die Originalprobe

(Verdünnungsstufe 0) 1:10 verdünnt (z.B. 10 g auf 100 ml mit

Verdünnungsflüssigkeit auffüllen, Verdünnungsstufe 1).

• Aus dieser Stufe wird 1 ml entnommen und zu 9 ml Verdünnungsflüssigkeit

pipettiert (Verdünnungsstufe 2). Nach dem Durchmischen auf dem

Vortexer werden weitere Dezimalverdünnungen angelegt.

• Für jede Verdünnungsstufe wird eine frische Pipette verwendet.

• Die Pipetten dürfen nicht in die Flüssigkeit der Verdünnungsstufen getaucht

werden.

• Benutzte Pipetten werden in einer Desinfektionslösung abgestellt.

Verdünnungsreihe

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Stufe 0 Stufe 1 Stufe 2 Stufe 3 Stufe 4 Stufe 5 Stufe 6

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• 1 ml einer Verdünnungsstufe wird mit einer sterilen Pipette

in eine leere, sterile Petrischale eingebracht.

• Dazu gibt man ca. 10-15 ml verflüssigten und ca. 40°C

warmen Agar (z. B. PCA). Diese beiden Lösungen werden

durch kreisende Bewegungen (in Form einer 8) verteilt.

• Die verschlossene Petrischale bleibt bis zum Erstarren des

Nährbodens stehen und wird anschließend mit dem Deckel

nach unten bebrütet.

Plattengussverfahren

• 0,1 ml einer Verdünnungsstufe wird mit einer sterilen

Pipette auf eine fertig gegossene Agarplatte

aufgebracht.

• Der Tropfen wird mit einem sterilen gebogenen Glasstab

(Drigalski-Spatel) gleichmäßig auf der Platte verteilt.

• Die Petrischale wird mit dem Deckel verschlossen.

• Erst wenn der Ausstrich getrocknet ist, wird die Schale

mit dem Deckel nach unten bebrütet.

Oberflächenspatelverfahren

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Plattengussverfahren

Oberflächenspatelverfahren

QUANTITATIVE UNTERSUCHUNG

HOMOGENISAT: 10 G PROBE MIT 90 ML GEPUFFERTER PEPTONLÖSUNG HOMOGENISIEREN= HH= VERDÜNNUNG 1:10 = STUFE –1,VERDÜNNUNGSREIHE: -1, -2, -3, -4, -5

B. cereus: Oberflächenspatelverfahren, BC Stufen: -1, -2, -3, -4, -5E. coli, Coliforme: Oberflächenspatelverfahren, CCA, Stufen: -1, -2, -3, -4, -5Enterokokken: Oberflächenspatelverfahren, KANA Stufen: -1, -2, -3, -4, -5Hefen und Schimmelpilze: Oberflächenspatelverfahren,YGC Stufen: -1, -2, -3, -4, -5Staphylococcus aureus: Oberflächenspatelverfahren, BP Stufen: -1, -2, -3, -4, -5

YGC-Agar: Chloramphenicol unterdrückt die bakterielle Begleitflora.Baird-Parker-Agar: Tellurit und Lithiumchlorid hemmen die Begleitflora. Eigelb wird durch Lipolyse und Proteolyse abgebaut (Bildung eines Doppelhofes),Tellurit wird zu Tellur reduziert, es kommt zur Schwarzfärbung.Verdächtige Kolonien werden durch positiven Katalase-Test und durch positiven Koagulase-Test(Latex-Agglutinationstest) bestätigt.

Ergebnis:B. Cereus /g...................................................... Coliforme/g .....................................................E. coli/g............................................................ Hefen/Schimmelpilze/g....................................Enterokokken/g............................................... Staphylococcus aureus/g.................................

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PERSONAL-, UND BETRIEBSHYGIENE

3.1. BESTIMMUNG DER KEIMZAHL VON OBERFLÄCHEN

• Verschiedene Oberflächen (Arbeitsplatz, Sterilbank, etc.)

werden mittels Rodac-Platten oder Eintauchobjektträger

abgeklatscht.

• Inkubation: 37°C/1d

• Auszählen der KBE/ml: ..........................................

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3.2. LUFT

• IMPAKTION-VERFAHREN:

• Die zu untersuchende Luft wird mittels eines Zentrifugalsammlers angesaugt und durch einen Spalt auf einen im Inneren des Gerätes befindlichen Nährbodenstreifen aufgeschleudert. Luftkeimsammler, Abscheidevolumen 40 l/min

• Nährbodenstreifen in den Zentrifugalsammler einlegen• ↓• Zentrifugalsammler 1 min betreiben• ↓• Nährbodenstreifen entnehmen und inkubieren: 37°C, 1d• ↓• Ergebnis: KBE/m3 = KBE x 1000:40 =...........................

3.3. ANLEGEN EINES ANTIBIOGRAMMS

0,1 ml einer Keimsuspension auf einer Agarplatte gleichmäßig mit einem Glasspatel verteilen und trocknen lassen. Mittels eines Dispensers werden die Antibiotikablättchen auf die Agaroberfläche aufgebracht. Inkubation: 37°C, 1 d

↓

Auswertung:

Antibiotikaresistenz →ungehindertes Bakterienwachstum

Hemmung des Bakterienwachstums →Hemmhofbildung

Antibiotikum: +/-1...................................... .................... 2...................................... ....................3...................................... .................... 4...................................... ....................5...................................... .................... 6...................................... ....................

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3.4. BESTIMMUNG DER

KEIMZAHL IN FLÜSSIGKEITEN

• Eintauchverfahren : Schnellverfahren zur orientierenden Abschätzung von

Keimgehalten in Flüssigkeiten, geeignet für die Betriebskontrolle, AIPC-Slides

(Agar Immersion Plating and Contact-Slides), erfasste Probenmenge ist 1 ml

• Einheit öffnen, Objekträger in die Probe tauchen, Überschuß

abtropfen lassen, Objekträger im Behälter inkubieren: 2 d/37°C,

Auszählen der KBE

• Ergebnis: Anzahl E. coli/ml ......................

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3.5. HYRISE TEST STRIP

• Die HYRISE repräsentiert eine Methode zur Oberprüfung der

allgemeinen Sauberkeit von Oberflächen.

• Der Test zeigt die Sauberkeit von Oberflächen an, indem er

organische Verunreinigungen in Form von

Produktrückständen nachweist, die nach unzureichender

Reinigung der Oberflächen zurückbleiben.

• Verunreinigungen können zu ungewolltem Wachstum von

Mikroorganismen führen.

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3.5. HYRISE TEST STRIP

• Messergebnisse mit dem HYRISE können schon früh vor

möglichen Verunreinigungen auf spezifischen Oberflächen

warnen und erlauben sofortige Korrekturmaßnahmen, z. B.

das Beseitigen der Lebensmittel- und Getränkerückstände.

• Auf sichtbar sauberen Oberflächen kann der Test die

Anwesenheit solcher Produktrückstände entdecken, die für

das Auge unsichtbar sind. Er kann deshalb die versteckte

Gefahr für mikrobielles Wachstum anzeigen.

HY-RISE

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Colour Result

‘The 3-drop strip test’

Wet and Wipe Chemistry

CLEAN DIRTY

BACTERIA

FOOD

Before cleaning

DIRTY

After cleaning

CLEAN

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§Einen Tropfen Reagenz A

§Einen Tropfen Reagenz B

(Substratlösung, gelbe Schraubkappe)

§Einen Tropfen Reagenz C (Enzymlösung,

blaue Schraubkappe)

§Gelbe Farbe der Testzone zeigt einen

sauberen Zustand an (Test bestanden).

§Rosa/purpur bis blauviolette Verfärbung

der Testzone zeigt einen schmutzigen

Zustand an (Test nicht bestanden).

Biochemische Tests

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Plasmakoagulase

• Dieses von S. aureus gebildete Exo-Enzym führt zur Verklumpung von

Plasma. Die Mechanismen sind denen der physiologischen

Blutgerinnung ähnlich, aber nicht ident.

• Die pathogenetische Bedeutung der Koagulase liegt in der Bildung

eines Fibrinschutzwalles um die in das Gewebe eingedrungenen

Staphylokokken.

• Dieser Fibrinschutzwall kann später, nach entsprechender

Vermehrung, durch das von Staphylokokkenzellen gebildete

Fibrinolysin wieder aufgelöst werden.

Plasmakoagulase

• Die durch ungestörte Vermehrung ihrer Zellzahl und damit

auch ihrer pathogenen Potenz verstärkten Staphylokokken

können sich dann in die Umgebung ausbreiten.

• Anwendung: Differenzierung von S. aureus und Koagulase-

negativen Staphylokokken

• S. aureus: Verklumpung, S. epidermidis: keine Verklumpung

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Katalase

• Die Eigenschaft eines Keimes, eine 3%ige

Wasserstoffperoxidlösung mittels Katalase in Wasser und

Sauerstoff (Gasbläschen) abzubauen, ist ein wichtiges

Differenzierungsmerkmal in der Bakteriendiagnostik.

• Die Katalaseaktivität einer Kultur läßt sich einfach prüfen,

indem man sie direkt oder nach Übertragung einer kleinen

Menge Koloniemasse auf einen Objektträger mit 3%iger

H2O2-Lösung übergießt.

Katalase

• Aufsteigende Gasblasen (02) zeigen die Anwesenheit

des Enzyms an. Die Katalase ist ein

Atmungskettenenzym und wird in der

Routinediagnostik vorwiegend zur Differenzierung von

Staphylokokken und Streptokokken verwendet.

• Staphylokokken: Katalase-positiv (Schaumbildung)

• Streptokokken: Katalase-negativ

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• Man erhält eine relativ scharf begrenzte Hämolysezoneum die Kolonien, die Erythrozyten sind aufgelöst, und der Blutfarbstoff ist abgebaut, sodaß eine klare Zone im sonst undurchsichtigen Blutagar entsteht (ß-Hämolyse).

Hämolyse

• Um die Kolonien findet man grüne Höfe von

unterschiedlicher Farbintensität, in deren Bereich der

Blutfarbstoff aufgelöst ist, während die

Erythrozytenmembran weitgehend erhalten bleibt (α-

Hämolyse).

• γ-Hämolyse: Fehlende Veränderungen des Blutagars,

keine Hämolyse!

Hämolyse

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Cytochromoxidase-Test

• Oxidase test dient zur Abgrenzung der Enterobakterien

von anderen Gram-negativen Keimen wie z.B.

Pseudomonaden oder Aeromonaden.

• Der Nachweis von Cytochromoxidase erfolgt durch Auftropfen von

Oxidasereagenz (1%iges α-Naphthol und N,N,Dimethyl-p-

phenylendiammoniumdichlorid) auf die verdächtigen Kolonien.

• Oxidase-positive Kolonien färben sich etwa nach 30 Sekunden

dunkelblau (Indophenol-Blau), Oxidase-negative Kolonien bleiben

unverändert.

Cytochromoxidase-Test

• Mit dem Cytochrom-Oxidase-Test werden Bakterien erfaßt,

die Cytochrom c als Respirationsenzym enthalten.

• Der Farbstoff N, N-Dimethyl-p-phenylen-

diammoniumchlorid fungiert dabei als künstlicher

Elektronenakzeptor.

• In der reduzierten Form ist er farblos, bei Vorhandensein

von Cytochromoxidase und Luftsauerstoff, wird er oxidiert,

wobei sich ein blauer Indophenolkomplex bildet.

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Cytochromoxidase-Test

N

CH3 H3C

NH 2

+

N

CH 3 H3C

OH

N

O

Dimethyl-p- pheny lenediamin

e

alpha-Naphtol

------------->

Indophenol blue

+ 4H + 4e

n Bei Zusatz einer wäßrigen Lösung von oben genannten

Farbstoff und einer 1 %-igen alkoholischen Lösung von

α- -Naphtol zum Zellmaterial spielt sich folgende

Reaktion ab:

Cytochromoxidase-Test

positive Reaktion

negative Reaktion

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MUG TEST

• Das fluorogene Substrat MUG wird durch das Enzym

ß-D-Glucuronidase gespalten. Methylumbelliferon ist

als Spaltprodukt fluoreszenzoptisch nachweisbar.

• Eine blaue Fluoreszenz des Nährbodens weist auf die

Anwesenheit von Methylumbelliferon hin.

• Der E. coli-Nachweis ist erbracht, wenn Fluoreszenz

nachweisbar ist und der Indoltest positiv ausfällt.

Äsculinhydrolyse

• Enterokokken (D-Streptokokken) hydrolysieren das Glucosid

Äsculin (ß-Glucose-6,7-dihydroxycumarin) zu Glucose und

Äsculetin (6,7-dihydroxycumarin), welches mit Eisen(III)-

Ionen einen olivgrünen bis schwarzen Komplex bildet.

• ß-D-GLUCOSIDASE

• Äsculin ist unter UV-Bestrahlung bei 365 nm fluoreszierend,

das Endprodukt Äsculetin aber nicht.

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IDENTIFIZIERUNG VON MIKROORGANISMEN

API 10 ist ein miniaturisiertes System zur

Identifizierung von Enterobakterien und

anderen Gram-negativen Stäbchen mit Hilfe

von standardisierten biochemischen

Reaktionen.

§ Der API 10 Streifen besteht aus 10 Mikroröhrchen, in denen sich

verschiedene Substrate in dehydratisierter Form befinden.

§ Die Röhrchen werden mit der zu untersuchenden Bakteriensuspension

beimpft, welche die Substrate löst.

§ Die biochemischen Reaktionen können anhand von Farbumschlägen

abgelesen werden, die entweder spontan während der Inkubation oder

nach Zugabe von Reagenzien entstehen.

BUNTE REIHE

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Vorbereitung des Streifens:

• Eine Inkubationswanne mit Deckel bereitstellen und zur Herstellung einer feuchten Kammer 3 ml Wasser in die Wanne geben.

Vorbereitung des Streifens:

• Die Nummer der Untersuchungsprobe auf dem dafür vorgesehenen Teil der Inkubationswanne notieren.

• Den Streifen aus der Verpackung nehmen und in die Inkubationswanne legen.

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Keimsuspension

Ein Röhrchen mit 3 ml sterilem Aqua dest.

Die Bakterien im Suspensionsmedium sorgfältig homogenisieren.

Trübung: milchig

Beimpfung des Streifens:

• Diese Suspension mit der Pasteur Pipette in die Mikroröhrchen pipettieren.

Becherchen

Röhrchen

Becherchen und Röhrchen füllen

Röhrchen füllen

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Beimpfen des API-Streifens

Paraffin

Beimpfung des Streifens:

• Bei CIT Becherchen und Röhrchen füllen.

• Für die anderen Reaktionen nur Röhrchen füllen.

• Die unterstrichenen Reaktionen LDC, ODC, H2Sund URE hoch mit Paraffinöl überschichten.

• Die Inkubationswanne schließen und bei 37°C/ 24 Stunden inkubieren.

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a) 1 Tropfen Oxidasereagenz auf die Bakterienkolonie geben. b) Bei positiver Reaktion tritt innerhalb von 1-2 Minuten eine dunkle blau-violette

Färbung auf. C) Die Oxidasereaktion auf dem Ergebnisblatt als 11. Test notieren.

•negative Reaktionpositive Reaktion

Die Oxidasereaktion nach folgender Methode prüfen:

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• ONPG: ß-Galactosidase spaltet o-Nitrophenyl-ß-D-Galactosid (ONPG)

und weist daher auf die Lactoseverwertungsfähigkeit hin. Es wird gelbes

o-Nitrophenol aus farblosem ONPG freigesetzt. Die Gelbverfärbung

weist auf die positive Reaktion hin.

• GLUCOSE und ARABINOSE: Der Verbrauch von Kohlenhydrat führt zur

Säurebildung und einem anschließenden pH-Rückgang. Der Indikator

Bromthymolblau schlägt von blau nach gelb um. Die Fermentation der

Kohlenhydrate setzt in dem am stärksten anaeroben Teil (Boden) des

Röhrchens ein. Diese Reaktionen werden deshalb im Röhrchen von

unten nach oben abgelesen.

• LDC: Lysindecarboxylase baut Lysin zu Cadaverin ab. Dieses Amin

bewirkt einen pH-Anstieg in dem säuregepufferten System und ein

Umschlagen des Indikators Phenolrot von gelb nach orange.

• ODC: Ornithindecarboxylase wandelt Ornithin in Putrescin (ein

basisches Amin) um. Dies bewirkt einen pH-Anstieg und ein

Umschlagen des Indikators Phenolrot von gelb nach rot.

• CIT: Der Citratverbrauch bewirkt einen pH-Anstieg und ein

Umschlagen des Indikators Bromthymolblau von grün nach blau. Die

Citratverwertung weist auf einen positiven Ablauf der Reaktion hin.

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• H2S: Hier werden Bakterien nachgewiesen, die Schwefelwasserstoff aus

Thiosulfatbilden können. Schwefelwasserstoff reagiert mit Eisensalzen unter

Bildung eines schwarzen Präzipitates, die Lösung im Mikroröhrchen wird schwarz.

• URE: Nachweis von Bakterien, die mit Hilfe der Urease Harnstoff in Kohlendioxid

und Ammoniak spalten können. Ammoniak bewirkt einen pH-Anstieg und ein

Umschlagen des Indikators Phenolrot von gelb nach rot. Jegliche Orange- oder

Rotfärbung weist auf den positiven Verlauf der Reaktion hin.

• TDA (Tryptophandesaminase) bildet aus Tryptophan Indolbrenztraubensäure, die

in Anwesenheit von Eisen-III-Chlorid einen bräunlich-roten Farbkomplex bildet.

Dies weist auf den positiven Reaktionsverlauf hin.

• IND: Der Abbau von Tryptophan führt zur Bildung von Indol. Indol und

Kovacs-Reagenz bilden einen gefärbten Komplex. Eine Rot- oder

Rosafärbung weist auf den positiven Verlauf der Reaktion hin. Die

Reaktion sollte innerhalb von 2 Minuten nach Zugabe des Reagenzes

abgelesen werden.

• NIT: Nitrite bilden mit Sulfanilsäure und N,N-Dimethyl-1-Naphthylamin

einen roten Komplex. Nach dem Ablesen der Glucose-Reaktion und

Kontrolle der Blasenbildung infolge der Nitratreduktion werden die

oben genannten Reagenzien zugesetzt. Bei positiver Reaktion tritt

Rotfärbung ein.