proyecto huerto escolar...

Nuevas formas de agricultura que captan CO2 1

CULTIVO DE CHLORELLA SOROKINIANA EN CULTIVO DE CHLORELLA SOROKINIANA EN CULTIVO DE CHLORELLA SOROKINIANA EN CULTIVO DE CHLORELLA SOROKINIANA EN

EL HUERTO ESCOLAREL HUERTO ESCOLAREL HUERTO ESCOLAREL HUERTO ESCOLAR

PROYECTO DE INVESTIGACIÓN “NUEVAS FORMAS DE AGRICULTURA QUE CAPTAN CO2 “

IES PUNTA DEL VERDE SEVILLA


Agradecimientos El equipo “Los investigadores verdes” formado por el alumnado de 2ºESO participante en este proyecto y la

profesora coordinadora agradecen a toda la comunidad educativa del IES Punta del Verde su implicación e

interés en el desarrollo del proyecto, facilitándonos la ejecución del mismo.

A su vez, a D. Manuel González, de Biovan I+D+i, por proporcionarnos todo lo necesario para el mismo así

como por su inestimable guía estos meses.

Y finalmente, a todo el que en algún momento nos han preguntado ¿Cómo van esas algas?


ÌNDICE Objetivo el proyecto

1. Introducción

2. Características de las microalgas. 2.1. Antecedentes históricos 2.2. ¿Por qué hay tanto interés en las microalgas?

3. Materiales

3.1. Preparación del medio de cultivo. 3.2. Crecimiento algal. 3.3. Recuento de microalgas.

4. Análisis nutricional

5. Resultados y discusión

5.1. Medida del pH 5.2. Recuento de algas.

6. Efecto invernadero.

7. Conclusión


ÍNDICE DE FIGURAS Fig I: Chlorella sorokiniana al microscopio.

Fig II: Biorreactor

Fig III: Medio de cultivo

Fig IV: Biorreactor cilíndrico

Fig V: Reactor cilíndrico con bomba difusora de oxígeno

Fig VI: Dispositivo para la toma de muestras

Fig VII: Alumno tomando muestra 1

Fig VII: Kit para la medición de pH

Fig XIX: Alumno midiendo pH

Fig X: Microscopio y cámara de Neubauer

Fig XI: Alumnado trabajando en el laboratorio escolar

Fig XII: Colocación de la muestra en la cámara Neubauer

Fig XIII: Alumnado realizando el contaje algal.

Fig XIV: Evolución del cultivo por su adaptación a las condiciones ambientales

Fig XV: Alumna realizando el contaje algal.

Fig XVI: Alumnado plantando limoneros


OBJETIVO DEL PROYECTO EDUCATIVO

El presente proyecto describe la puesta en marcha de un fotobiorreactor a escala de laboratorio para el

cultivo de microalgas.

Se procederá al cultivo Chlorella sorokiniana en el huerto escolar del centro, donde se ubicará el

fotobiorreactor.

Con ello se pretende que el alumnado reconozca a las microalgas, como seres vivos que se

encuentran en la naturaleza prácticamente en cualquier ambiente debido a su elevada biodiversidad y a la

versatilidad fisiológica.

Se pretende además que el alumnado de secundaria adquiera y desarrolle inquietud e interés en la

ciencia así como en la aplicación tecnológica que ésta tiene. Es por ello que en el presente proyecto se

adquieren conocimientos sobre las tecnologías relacionadas con los procedimientos de producción

ecosostenible.

De este modo el alumno adquiera las competencias relacionadas con energías renovables, nuevas

tecnologías, agricultura sostenible, nuevas fuentes de alimentación y producción ecosostenible.

Asimismo, a lo largo del desarrollo del mismo, se ha ido desarrollando una tarea de concienciación

medioambiental, tanto en el equipo participante como en el resto de la comunidad educativa, contribuyendo

de una forma activa a la reducción de los gases CO2 que están íntimamente relacionados con el aumento del

efecto invernadero en la Tierra.


1. Introducción

En la actualidad la búsqueda de nuevas fuentes de alimentación y la mejora de las existentes es un

objetivo del sector agroalimentario, ya que la necesidad de alimentos es una de las principales

preocupaciones de la FAO (http://www.fao.org/docrep/004/y3557s/y3557s08.htm).

El cultivo de algas ha sido objeto de estudio durante las últimas décadas debido al interés suscitado tanto

por su capacidad para combatir el efecto invernadero (eliminar el CO2 de corrientes gaseosas industriales)

como para la obtención de productos de valor añadido (nutrición, farmacia, química fina, etc.) y, principalmen-

te, como fuente alternativa a los combustibles fósiles tradicionales (producción de biodiesel, biometano, biohi-

drógeno y bioetanol).

2. Características de las microalgas

Las microalgas son organismos unicelulares microscópicos capaces de convertir la energía solar en

energía química mediante la fotosíntesis.

Se encuentran en la mayoría de hábitats del planeta, aunque la mayor parte se encuentra en medios acuáti-

cos, tanto océanos como ríos. Se estima que el 60% de la fotosíntesis total de nuestro planeta es realizada

por las microalgas.

Además, contienen un gran número de compuestos bioactivos que pueden ser aprovechados para

distintos usos comerciales. La eficiencia fotosintética de las microalgas es mayor que la de las plantas

superiores, lo que las hace muy interesantes para la producción de compuestos de alto valor añadido (Shay

EG, 1993). Las microlgas son productoras de un gran número de metabolitos de interés en la industria

alimentaria, como proteínas, lípidos, carbohidratos, carotenoides, vitaminas y otros con aplicaciones como

aditivos alimentarios, en alimentos biosaludables y nutraceuticos (Priyadarshani I. and Rath B., 2012).

Chlorella: clorofícea clorococal especialmente conocida por su capacidad de eliminar nutrientes del agua. Se

desarrolla por tanto en medios ricos en nutrientes. Es conocida por ser una de las microalgas de más rápido

crecimiento. Es esférica y su diámetro oscila normalmente entre las 2 y 10 µm. Contiene clorofila a y b.


Fig I: Chlorella sorokiniana al microscopio.

2.1 Antecedentes históricos

Los primeros usos descritos datan de hace más de 2000 años en China, con el uso de Nostoc durante los

períodos de hambruna. También era consumida por los aztecas y por los nativos del Chad como fuentes de

vitaminas y proteínas.

Sin embargo, su gran desarrollo se produce a partir de mediados del siglo pasado. Se comienza a pensar

en las microalgas como solución parcial a los problemas de carencias proteínicas del mundo debido al

elevado contenido en proteína bruta de las mismas, hasta el 50% (Fisher Jr. & Burlew, 1953; Milner, 1953).

Las primeras referencias sobre cultivos puros de microalgas datan de 1890 (Beijerinck, 1890), cuando se

consiguió aislar y definir el microalga Chlorella vulgaris. A principios del siglo XX Otto Warburg (1883-1970)

comienza a emplear cultivos de microalgas para el estudio de la fotosíntesis (Nickelsen, 2007; Grobbelaar,

2010). Durante la Segunda Guerra Mundial se llevó a cabo la producción de microalgas para generar biomasa

lipídica que pudiera utilizarse como proteína (Harder & Von Witsch, 1942).

Durante los años 50 del pasado siglo se llevaron a cabo importantes trabajos en aras de la producción a

gran escala. En 1953 se comenzó a experimentar el cultivo a gran escala al aire libre y en invernadero en la

ciudad de Essen, al oeste de Alemania (Gummert, et al., 1953) aprovechando las grandes cantidades de CO2

producidas en la industria de la zona.

2.2 ¿Por qué hay tanto interés en las microalgas?

Actualmente existen numerosas aplicaciones de las microalgas en la industria agroalimentaria, tanto de

consumo humano como en piensos, gracias a su composición que les dota de propiedades nutritivas

excepcionales.


Aunque actualmente la mayor parte de las aplicaciones de las microalgas se dirigen a la acuicultura, han

surgido nuevas aplicaciones sobre todo dirigidas a la obtención de moléculas de alto valor, como por ejemplo:

ácidos grasos poliinsaturados (PUFA) y pigmentos, que se están añadiendo en las composiciones de

alimentos infantiles como suplementos y colorantes naturales.

Las microalgas poseen varios atributos que les otorgan una ventaja técnica y comercial, podemos

destacar tres; Son un grupo de organismos genéticamente muy diverso que da lugar a gran número de

individuos con características bioquímicas y fisiológicas únicas; de modo que producen de forma natural

lipidos de gran interés, ácidos grasos, azúcares, compuestos bioactivos, etc.

Además, el cultivo de microalgas es capaz de fijar considerables cantidades de CO2, contribuyendo a

paliar el efecto invernadero y aportando importantes beneficios medioambientales con una tecnología limpia y

sostenible. Son además un recurso inagotable con muy elevada productividad, de hasta 50 veces superior a

la de cultivos agrícolas, pueden crecer en aguas residuales, dulces o saladas y no compiten con terrenos

cultivables para alimentación.

3. Materiales

En primer lugar se monta el dispositivo que consta de un reactor de plástico en el huerto escolar. Una de

las ventajas con las que cuenta este tipo de cultivo es que se asegura el monocultivo, es decir, no hay

contaminación por proliferación de otras especies, garantizándose un grado de pureza óptimo. También nos

garantiza una elevada productividad que el cultivo sea cerrado, requiriendo menos espacio que el cultivo

abierto.

Fig II Reactor de plástico


3.1. Preparación del medio de cultivo. Para la preparación se ha seguido un protocolo, que se detalla a continuación: PROTOCOLO ADAPTACION MEDIUM M-8a PARA Chlorella sorokiniana CCAP 211/8K (Mandalam, R.K., Palsson, B.,1998. Biotech and Bioengineering 59 (5): 605-611) Soluciones stock.- Macronutrientes: (100x) (1 l) Composición Concentración Stock (g/l) Concentracion Medio (g/l) Stock I (P-buffer) KH2PO4

Na2HPO4·2H2O 74 26

0.74 0.26

Stock II (Ca-Mg sales) MgSO4.7H2O CaCl2.2H2O

40 1.3

0.4 0.013

KNO3 - 3 Fe: (100x) (1 l) Composición Concentracion Stock (g/l) Concentracion Medio (g/l)

(g/l) Stock III (Fe) EDTA ferric sodium salt

Na2EDTA·2H2O 11.6 3.72

0.116 0.0372

Micronutrients: (100x) (1 l) Composición Concentracion Stock (g/l) Concentracion Medio (g/l)

(g/l) Stock IV (Trazas) H3BO3

MnCl2.4H2O ZnSO4.7H2O CuSO4·5H2O

0.0062 1.2980 0.3200 0.1830

6.18e-05 1.30e-02 3.20e-03 1.83e-03

Preparación de las soluciones Stock.-

Todas las soluciones están concentardas 100 veces (100x) y preparadas en botellas de 1L.

Las soluciones son etables durante varios meses, siempre que se almacenen en las condiciones adecuadas

La solución I debe almacenarse a 4ºC en oscuridad. Las soluciones II, III and IV pueden ser almacenadas a

temperatura ambiente, en oscuridad.

Preparación del medio.-

Considerando un volumen final de 1 litro y una concentración 0-10g p/v en el medio:

1. En 960ml de agua destilada añadir 10ml de Stock I (P)

2. Añadir Medio NPK comercial, van bien 5�: 5: 5 y 9 : 7: 5, siguiendo as dosis recomendadas por el

fabricante., Añadir 0,42g / por litro de NaHCO3 (5mM HCO3 - ) para evitar pérdidas de CO2 .


3. Ajustar el pH entre 6.1-6.3 y 6.7-6.8 utilizando unas cuantas gotas de NaOH 4 N o H2SO4 0,5N.

4. Rellenar la bolsa y añadir el medio y las soluciones stock

5. Autoclave por separado 10 mL/Lmedio de Stock II, III and IV .

6. En condiciones esteriles añadir 10ml de Stock IV (traas), Stock II (Ca-Mg) y Stock III (Fe)

Fig III. Medio de cultivo Para este sistema de cultivo cerrado nos hemos basado en un fotobiorrector cilíndrico, debido principalmente a sus características de transferencia de masa y calor y los bajos costes de operación (consumo energético).

Fig IV Biorreactor cilíndrico

Se introduce aire burbujeando por la parte inferior, para eso se ha hecho uso de una bombas y una piedra difusora de oxígeno, como se observa en la fotografía tomada.


Fig V: Reactor cilíndrico con bomba difusora de oxígeno 3.2 Crecimiento algal

Se observará el crecimiento de la microalga, valorando las siguientes variables para que dicho creci-miento sea óptimo: el pH, la temperatura, la disponibilidad y concentración de nutrientes, la intensidad y tipo de luz, Se tomarán muestras periódicas para poder ir valorando el pH y calcular la densidad de células por mililitro. La toma de muestras se ha facilitado de forma que el alumnado tenga acceso rápido y sencillo, mediante la colocación de una jeringuilla permanente, tal y como se muestra:

Fig VI. Dispositivo para la toma de muestras


Cada vez que se realice una toma de muestra, ésta será fijada por formaldehído y se guardarán en frío con el fin de preservar la muestra y poder medir los parámetros propuestos no de forma inmediata, sino según disponibilidad del laboratorio, alumnado y docentes. 3.3. Recuento de microalgas

El crecimiento se calculó mediante el recuento de células con un microscopio óptico binocular en

cámara de Neubauer.

El objetivo de contar algas no es solamente establecer la población (densidad) de células por mililitro

que hay en un recipiente, sino también determinar numéricamente el grado de división celular en un

determinado tiempo. Los resultados permiten estimar en cierto modo la situación de un cultivo y relacionarlo

con la curva de crecimiento de esa población algal.

El método empleado es sencillo. Implica el uso de un dispositivo que permita el contaje. De todos los

dispositivos conocidos el más usado en los laboratorios es el hemocitómetro.

Uso del hematocitómetro:

Colocamos el cubreobjeto bien limpio sobre los pilares de soporte de la cámara. Usando una pipeta

Pasteur que contiene la muestra de algas, en ángulo de 45 grados, deposite una gota en cada ranura del

hemocitómetro para llenar el espacio. Es conveniente esperar por tres minutos antes de proceder al contaje

en el microscopio,para dejar que las unidades algales se asienten debidamente. Usaremos objetivos de 10X

o 40X según cuál sea más claro y cómodo para proceder.

Se ha e mantener un orden en la secuencia del contaje para evitar errores de suma y como criterio no

consideraremos las células que están asentadas justo en medio de cualquier línea de los cuadros, sean de

las internas o de los laterales, aunque este criterio no se aplica cuando apenas es un 25% del cuerpo de la

célula el que esté topando la línea.

Si la concentración es baja se contarán los cuadrantes 1, 2, 3 y 4 como se muestra en la figura:


De lo contrario si la concentración celular es más alta se contará el área central y si es posible se contarán los 25 cuadros centrales. Pero dado un caso si la cantidad de células encontradas en los 25 cuadros es demasiada, se contaran 5 de los 25 cuadros aleatoriamente o se optara por contar los cuadros del extremo y el cuadro central como se muestra en el siguiente esquema:

Concentración celular: es la cantidad de células de determinada especie de microalga en un mililitro

de cultivo. Se hará utilizando la cámara de Neubauer. La fórmula a utilizar dependerá del lugar en la cámara de Neubauer que se emplee para contar.

#cel/ml= C x 10000

Dónde: C es el promedio de células contadas

#cel/ml = Ct x 10000

Dónde: Ct corresponde a las células totales en los 25 cuadros centrales

#cel/ml = Cc x 25 x 10000 Dónde: Cc será el promedio de los 5 cuadros contados

El 25 corresponderá a los cuatros centrales


4. Análisis nutricional Las microalgas son de elevado poder nutricional. La producción a escala industrial de algas para usos no

energéticos comenzó en los años sesenta en Japón con el cultivo de Chlorella para aditivo en alimentación.

Este consumo se extendió a países como los EEUU, India, Israel o Australia. El consumo de microalgas para

alimentación está sin embargo restringido a unas pocas especies debido a la estricta regulación en materia de

alimentos.

El mercado está dominado por Chlorella, Dunaliella y Spirulina en forma de comprimidos o en polvo.

Las microalgas son una fuente importante de ácidos grasos poliinsaturados, esenciales para el ser hu-

mano por, entre otras cosas, reducir el riesgo de enfermedades cardiovasculares. Estos ácidos grasos suelen

obtenerse a partir de aceites del pescado.

Las microalgas se cultivan también para alimentación animal como suplementos que mejoran la respues-

ta inmunológica o fertilidad, controlan el peso o el estado de las pieles de los animales.

Para verificar lo anteriormente descrito, se ha realizado un análisis nutricional a nuestra microalga, y se ha obtenido que La composición de Chlorella sorokiniana por cada 100 gr de Chlorella.

Agua 2,7% Acidos grasos insaturados 225,0 mg

Proteinas 60,0% Saturados 50,0 mg

Lípidos 11,0% Acidos nucléicos (ARN/ADN)

30,0 %

Fibras 2,6% Clorofila 3,6 gr

Hidratos de carbono 20,0% Xantofila 425,0 mg

Energía, en Kcal. 13,0/3 gr Inositol 89,0 mg


Vitaminas y minerales Aminoácidos

Hierro 225,0 mg Arginina 3,60 gr

Calcio 341,0 mg Lisina 3,46 gr

Potasio 885,0 mg Histidina 1,26 gr

Magnesio 373,0 mg Fenilalanina 3,03 gr

Zinc 4,1 mg Tirosina 2,22 gr

Manganeso 5,7 mg Leucina 5,08 gr

Selenio 7,0 µg Isoleucina 2,39 gr

Betacaroteno 86,8 mg Metionina 1,41 gr

Caroteno 124,0 mg Valina 3,75 gr

Vitamina B1 1,9 mg Alanina 4,65 gr


Vitamina B2 4,6 mg Glicina 3,35 gr

Vitamina B3 20,0 mg Prolina 2,61 gr

Vitamina B6 1,4 mg Ácido glútamico 5,93 gr

Vitamina B12 0,6 mg Serina 2,15 gr

Ácido fólico 1,2 mg Treonina 2,63 gr

Vitamina C 59,0 mg Acido aspártico 5,08 gr

Vitamina E 5,7 mg Triptófano 1,35 gr

Cisteina 0,69 gr

Ortinina 0,06gr


5. Resultados y discusión Se realizaron toma de las muestras de forma periódica. Se parte de una toma 0, el día del montaje.

Fig VII. Alumno tomando muestra 1

5.1. Medida del pH.

Al no disponer de pHmetro en el laboratorio escolar, se utilizaron para la realización de las mediciones las tiras de colores.

Fig VIII. Kit para la medición de pH


Para el alumnado de 2º ESO que está realizando el proyecto, los conceptos de ácido y base eran

totalmente novedosos. Por lo que tuvieron que realizar una búsqueda bibliográfica de dichos conceptos y una posterior puesta en común con la profesora para poder abordar esta fase del proyecto con mayor facilidad.

Fig XIX: Alumno midiendo pH Los resultados obtenidos se reflejan en el siguiente gráfico:

0

1

1

2

2

3

3

4

0 1 2 3 4 5

pH

pH

Gráfica I: Medidas de pH

5.2. Recuento de algas El crecimiento se calculó mediante el recuento de células con un microscopio óptico binocular en cámara de

Neubauer.


Este proceso de recuento algal también supuso un reto para el alumnado, sobre todo, en cuanto a

poder enfocar correctamente la cuadrícula de la cámara para visualizar el contenido de algas de la muestra.

Se realizaron varios intentos hasta conseguir la correcta utilización de la aparatología por parte de nuestro

alumnado.

Fig X: Microscopio y cámara de Neubauer

Aquí se puede observar al alumnado en fase de discusión sobre el manejo de la técnica:

Fig XI: Alumnado trabajando en el laboratorio escolar


Ya familiarizados, se disponen al recuento. Comienzan con la colocación de la muestra en la cámara:

Fig XII: Colocación de la muestra en la cámara Neubauer

Comenzando el recuento al microscopio:

Fig XIII: Alumnado realizando el contaje algal.


El resultado se recoge en el gráfico siguiente:

Se observa que el crecimiento algal no es deseado, claramente se visualiza un decrecimiento.

Esto se debe a circunstancias ambientales, sobre todo un brusco descenso de la temperatura, que han

provocado que el crecimiento se retrase. Sin embargo, transcurridos unos 7 días aproximadamente, el cultivo,

como consecuencia de la adaptación a la climatología, cambió significativamente de aspecto, observable a

simple vista:

Fig XIV: Evolución del cultivo por su adaptación a las condiciones ambientales

0 2 4 6

0

20

40

60

80

100

120

cel/ml*10000

cel/ml*10000


Tras discutir las diversas causas con el alumnado, se concluyó que, en primer lugar, el crecimiento se

ha retrasado como consecuencia de la climatología y por culpa de la aireación el cultivo se decantó.

Posteriormente, consiguió adaptarse a estas nuevas condiciones y ha evolucionado positivamente.

Por tanto, se continúa la toma de muestra con la consiguiente mediación del pH así como el contaje

algal.

Fig XV: Alumna realizando el contaje algal.

Gráfica del pH:

Se observa que el pH se mantiene en valores ácidos.

0 5 10

0

1

2

3

4

Ph

Ph


Gráfica del crecimiento algal

Se observa una mejora significativa de los resultados obtenidos, ya que como se ha indicado el cultivo ha

conseguido su propia adaptación al medio, y en consecuencia su crecimiento ha sido potente. Para ver su

evolución completa, observaremos el gráfico siguiente:

La gráfica ejemplifica muy claramente todo lo expuesto con anterioridad.

0 5 10

0

50

100

150

200

250

cel/ml*10000

cel/ml*10000

0 2 4 6 8 10

0

50

100

150

200

250

cel/ml*10000

cel/ml*10000


6. Efecto invernadero

El informe realizado por más de 2500 científicos de todo el mundo sobre el cambio climático no deja

dudas sobre la veracidad del mismo. Es un hecho probado, que la temperatura de la Tierra ha aumentado

0,6 ºC en los últimos 60 años.

Ante dicha situación, el equipo investigador se plantea la pregunta: ¿Cómo podemos contribuir a

disminuir el efecto invernadero?

Los sumideros de CO2 podrían ser una solución para contribuir a disminuir el efecto invernadero.

Ante ello, la revisión bibliográfica se centró en principio en la búsqueda del concepto. La definición más

sencilla encontrada es que es un sistema o proceso por el cual el dióxido de carbono es absorbido y retirado

de la atmósfera.

Los sumideros naturales absorben casi la mitad del CO2 producido por los humanos en los últimos 15

años (valores estimados según información IPCC Climate Change 2007).

El secuestro de carbono por la vegetación terrestre, se basa en el mecanismo de fotosíntesis por el

cual las plantas absorben y fijan el carbono atmosférico en sus estructuras.

Pues bien, si es la fotosíntesis un mecanismo de absorción de dióxido de carbono, y las microalgas

cultivas realizan la fotosíntesis, el equipo investigador llegó a la conclusión que dichas microalgas son

sumideros naturales de dióxido de carbono.

Tras continuar con la revisión bibliográfica, el equipo investigador concluyó que las microalgas son un

efectivo y potente sumidero natural de carbono ya que 100 Tm de biomasa algal secuestran 170 Tm de CO2.

Esto nos llevó a plantearnos cómo contribuimos a aumentar el efecto invernadero al realizar una actividad tan

cotidiana como es la ida al IES desde nuestras casas y la vuelta. La mayoría del alumnado realiza este

trayecto en medios de transporte que emiten CO2 a la atmósfera. Por tanto, vamos a calcular el CO2 emitido

por cada uno de los/as alumnos/as que forman parte del equipo investigador y calcular si el cultivo de algas

que hemos preparado capturaría dicha emisión, tratando de disminuir nuestra contribución al efecto

invernadero.

Considerando los datos contenidos en la tabla del IDAE (Instituto para la diversificación y ahorro de la

energía) que se adjuntan a continuación, el alumnado realizó un cálculo aproximado sobre la cantidad de CO2

que emiten a la atmósfera en el trayecto de ida y vuelta al instituto durante el período de un año escolar:


Medio de transporte Kg CO2 emitido COCHE Cada 100 Km recorrido emiten 15 Kg de CO2 por

vehículo MOTO Cada 100 Km emite 3,5 Kg de CO2 por vehículo BUS Cada 100 Km emite 6,5 Kg de CO2 por vehículo TREN-METRO Cada 100 Km emite 3,5 Kg de CO2 por persona

Alumno 1: 165 Kg de CO2

Alumna 2: 105,3 Kg de CO2

Alumna 3: 170 Kg de CO2

Alumno 4: No emite CO2 ya utiliza la bicicleta para sus desplazamientos o viene a pie.

Total: 440,3 Kg de CO2

Por tanto, la producción algal en nuestra biorreactor captura la cantidad de CO2 emitida por el alumnado

participante en el proyecto.

7. Conclusión

La realización de este proyecto ha derivado en una campaña de sensibilización sobre la contribución al

aumento del efecto invernadero y las consecuencias medioambientales que de ello puede derivarse.

Es por ello, que el alumnado de 4º ESO se ha sumado a dicha iniciativa y han realizado igualmente una

actividad de concienciación realizando el cálculo de emisión de CO2 al utilizar los distintos tipos de transporte

para ir y volver al instituto. Este curso obtuvo la cantidad de 7500 Kg de CO2. Estudiando la captura de CO2

de las diferentes especies arbóreas (libro "Sumideros naturales de CO2" Editoral Pensamiento Global. 2007)

se ha deducido que hacen falta dos árboles frutales para compensar nuestras emisiones, los cuales han sido

ya plantados en el huerto escolar.

Fig XVI: Alumnado plantando limoneros


BIBLIOGRAFÍA 1. Agricultura mundial: hacia los años 2015/2030. Informe resumido ( 2002)

2. http://www.fao.org/docrep/004/y3557s/y3557s08.htm

3. Shay EG (1993) Diesel fuel from vegetable oils: Status and opportunities. Biomass Bioenergy

4: 227-242

4. Priyadarshani I. and Rath B. (2012) Commercial and industrial applications of micro algae J. Algal

Biomass Utln., 3 (4): 89–100

5. Priyadarshani I. and Rath B., 2012

6. Fisher Jr. & Burlew, 1953; Milner, 1953

7. Beijerinck, 1890,

8. Nickelsen, 2007; Grobbelaar, 2010

9. Harder & Von Witsch, 1942)

10. Gummert, et al., 1953

11. "Sumideros naturales de CO2" Editoral Pensamiento Global. 2007.

proyecto huerto escolar...

Documents