rozdział 3...zwiększona liczba włosów anagenowych może pojawiać się w przypadku zapaleń...

Rozdział 3Badanie mikroskopowe włosa

27

Bezpośrednie badanie mikroskopowe włosów (trichoskopia) jest techni-ką diagnostyczną powszechnie stosowaną w dermatologii. Metoda ta jest prosta w wykonaniu i niedroga, możliwa do wykonania w niemal każdym zakładzie leczniczym dla zwierząt. Pomimo prostoty wykonania, tricho-skopia w wielu sytuacjach jest wystarczająca do postawienia ostateczne-go rozpoznania choroby. W przypadkach, gdzie nie ma zmian typowych, umożliwia stwierdzenie nieprawidłowości, które kierują uwagę na okre-ślone problemy dermatologiczne i ułatwiają wybór kolejnych testów do-datkowych. Jest niezastąpiona w rozpoznaniu grzybic powierzchownych (dermatofitoz), przydatna w dermatozach świądowych niektórych postaci dysplazji mieszków włosowych (zaburzeń cyklu wzrostu włosa), wyłysień hormonalnych, jak również w rozpoznawaniu niektórych chorób pasożyt-niczych (jak np. nużyca) (Carlotti, 1999; Griffin i wsp. 1993; Mueller, 2004; Scott i wsp. 2001).

Niezbędny sprzęt do wykonania badaniaDo wykonania badania wystarczy mikroskop o powiększeniu 10 x 10. W niektórych przypadkach wskazane jest obejrzenie włosa pod więk-szym powiększeniem, np. 200x lub 400x. Należy zaopatrzyć się ponad-to w szkiełka podstawowe, na których układa się badane włosy oraz szkiełka nakrywkowe. Badane włosy umieszczamy w chlorolaktofenolu, oleju mineralnym, 10-proc. (ewentualnie 20-proc.) KOH lub NaOH, 40-60-proc. DMSO (Kurnatowska i Kurnatowski, 2008). Wymienione powyżej odczynniki są niezbędne do przygotowania preparatu. Zdaniem autorów najlepiej w przygotowaniu preparatów sprawdza się chlorolak-tofenol, po zastosowaniu którego preparat jest dobrze prześwietlony, a odczynnik nie jest tak żrący jak KOH czy NaOH, dzięki czemu dłużej widoczne są np. pasożyty. W przypadku oglądania włosów z podejrze-

28

Metody diagnostyczne w dermatologii weterynaryjnej – przewodnik diagnostyczny

niem dermatofitozy, można zastosować 0,5-proc. Calcofluor, który wiąże się z chityną i powoduje fluorescencję. Do wykorzystania tego odczynni-ka niezbędne jest posiadanie mikroskopu fluorescencyjnego.

Pobranie materiału do badania i wykonanie preparatuMateriał do badania włosa może być pobrany kilkoma metodami. Wło-sy mogą zostać wyczesane przy pomocy grzebienia (co zostało omówione w rozdziale drugim) lub mechaniczne wyrwane na siłę. W przypadku, gdy badanie ma na celu określenie stosunku włosów anagenowych do telo-genowych lub ocenę korzenia włosa, kępkę włosów należy uchwycić jak najbliżej powierzchni skóry pęsetą lub kleszczykami hemostatycznymi Pe-ana. Wyrywanie włosów palcami nie spowoduje uszkodzeń struktury wło-sa, natomiast pozwala na stwierdzenie ich mechanicznych uszkodzeń np. w przypadku świądu. Wyrwanie palcami włosów anagenowych jest jednak trudne, by to ułatwić, można przygotować kleszczyki zabezpieczone gumo-wą nakładką, co zminimalizuje uszkodzenia wywołane uchwyceniem przez narzędzie, a umożliwi wyrwanie włosów we wszystkich fazach rozwojo-wych. Tak pobrany materiał przenosimy na szkiełko podstawowe, na któ-rym uprzednio nakrapiamy chlorolaktofenol lub 10-proc. KOH, ewentu-alnie olej mineralny. W miarę możliwości wszystkie włosy powinny być skierowane równolegle, co ułatwia ocenę poszczególnych jego elementów. Preparat następnie nakrywany jest szkiełkiem nakrywkowym i oglądany pod małym powiększeniem (10 x 10 lub 10 x 20). W przypadku podej-rzenia dermatofitozy i używania 10-proc. KOH wskazane jest, by przed oglądaniem preparatu poczekać ok. 30 minut, można również delikatnie podgrzać preparat (np. nad żarówką mikroskopu), co skróci czas do ok. 5-10 minut. Preparat będzie łatwiejszy do oceny, ponieważ dojdzie do roz-puszczenia kruszywa komórkowego (złuszczonych komórek warstwy rogo-wej). Zaleca się, by do badania mającego na celu ocenę faz rozwojowych włosów wyrwać znaczną ich liczbę (najlepiej około 100), co daje bardziej wiarygodne wyniki (Patel i Forsythe, 2008).

Ocena mikroskopowa włosaOcenę włosa wykonujemy, oglądając kolejno korzeń, łodygę i jego wierz-chołek.

KorzeńOcena tego elementu włosa ma na celu przede wszystkim określenie jego fazy rozwojowej. Włosy w poszczególnych fazach wzrostu różnią się od sie-bie kształtem korzenia. W fazie anagenu korzeń jest zaokrąglony, w fa-zie telogenu natomiast jest zaostrzony, o wyglądzie grotu strzały, czasem

29

Rozdział 3. Badanie mikroskopowe włosa

o mniej równej powierzchni, wyglądający jak pędzel malarski. Określenie wzajemnych proporcji pomiędzy włosami anagenowymi a telegenowy-mi może przynieść istotne korzyści diagnostyczne dotyczące aktywności mieszka włosowego. U zwierząt zdrowych po wyrwaniu włosów w prepa-racie widoczne są włosy we wszystkich jego fazach rozwojowych. Stosu-nek włosów anagenowych do telogenowych jest zmienny i zależny np. od: wieku, rasy oraz klimatu i pory roku (w tym długości dnia świetlnego). U psów, u których występuje długa faza wzrostu włosa, jak pudle, w bada-niu można stwierdzić duża liczbę włosów w fazie anagenu (Hnilica i wsp., 2016). Badania potwierdzają, że w okresach o wyższej temperaturze do-chodzi do zwiększenia liczby włosów telogenowych w badaniu trichosko-powym (Favarato i Conceição, 2008). Trudno jest dokładnie podać, jakie powinny być prawidłowe proporcje pomiędzy włosami w poszczególnych fazach rozwojowych. Okolicą ciała, która wykazuje najmniejszą zmienność osobniczą we wzajemnych proporcjach włosów w różnych fazach rozwojo-wych, jest okolica łopatki i to miejsce jest polecane do oceny wzajemnych proporcji włosów w poszczególnych fazach rozwojowych (Diaz i wsp., 2004). Interpretując proporcje włosów anagenowych do telogenowych, należy uwzględnić to, że u zdrowego zwierzęcia nie powinna mieć miejsca sytuacja, w której wszystkie włosy znajdują się w jednej fazie rozwojowej. Zwiększenie liczby włosów w fazie telogenu spotykane jest w przypadku takich problemów jak wypadanie włosów w fazie telogenu, rozwijające się krótko po poddaniu zwierzęcia silnemu stresowi i u takich zwierząt w badaniu mikroskopowym wszystkie włosy mogą znajdować się w fazie telogenu, oraz u zwierząt z chorobami o podłożu: hormonalnym, metabo-licznym lub niedoborowym (Scott i wsp., 2001; Jubbt i Graydon, 2007). Zwiększona liczba włosów anagenowych może pojawiać się w przypadku zapaleń mieszka włosowego (niezależnie od jego przyczyny), w przebiegu których dochodzi do osłabienia połączenia pomiędzy korzeniem włosa a jego brodawką, i takie włosy są łatwiejsze do wyrwania.

Kolejną informacją, jaką uzyskuje się z badania korzenia włosa, jest obecność odlewów mieszków włosowych. Odlewy te, powstające ze złusz-czonego naskórka oraz komórek zapalnych, łoju, obecne są wokół korze-nia włosa. Ich stwierdzenie jest charakterystyczne dla zapalenia mieszków włosowych. Ich obecność nie przesądza o przyczynie zapalenia, ponieważ odlewy obecne mogą być zarówno w przypadkach bakteryjnego, grzybi-czego, jak i pasożytniczego zapalenia mieszka włosowego. Występowanie odlewów mieszków włosowych oraz pokrycie trzonu włosów przez złogi jest również typowe dla zapalenia gruczołów łojowych (sebaceus adenitis). Złogi te, zwykle brązowej barwy, złożone są z łoju i złuszczonego naskór-ka i tworzą tzw. mankiety łojowe (Scott i wsp., 2001; Szczepanik, 2007;

30


Vercelli i wsp., 2004). Mankiety łojowe, jak również odlewy mieszków włosowych, mogą być widoczne ponadto w przypadkach innych chorób przebiegających z łojotokiem (jak np. dermatoza reaktywna na podawanie witaminy A czy wszystkie przypadki łojotoków wtórnych) (Curtis, 2001).

Badanie korzenia włosa pozwala rozpoznać niektóre przypadki nużycy. Wówczas do korzenia, a niekiedy również do trzonu włosa, przyczepione są postacie dorosłe (lub postacie rozwojowe) i jaja pasożyta (Curtis, 2001; Sivajothi i wsp., 2015; Saridomichelakis i wsp., 2007). Nużeńce są widocz-ne w badaniu trichoskopowym zwykle w przypadkach nużycy uogólnio-nej lub z ropnym powikłaniem, ale w niektórych postaciach miejscowej nużycy mogą być także obecne (Saridomichelakis i wsp., 2004). Metodę tę w rozpoznawaniu nużycy należy zastosować w przypadku, gdy wyko-nanie zeskrobiny byłoby trudne, przykładowo gdy zmiany lokalizują się w okolicy powiek. Wielu autorów uważa, że podstawowym sposobem roz-poznania nużycy jest badanie zeskrobiny, więc o ile pasożyt jest widoczny w badaniu włosa, to wystarcza to do rozpoznania, jeśli natomiast nie jest obecny, a objawy kliniczne wskazują na nużycę, należy wykonać zeskrobi-nę. Zeskrobina głęboka jest czulsza w rozpoznawaniu nużycy w porówna-niu do badania mikroskopowego włosa. Trichoskopia nie jest stosowane w monitorowaniu leczenia, gdzie używane jest badanie zeskrobiny (omó-wionej w rozdziale piątym) (Saridomichelakis i wsp., 2007).

W korzeniu włosa mogą być obecne ponadto elementy dermatofitów, jak zarodniki lub strzępki. Ponieważ dermatofity wymagają do wzrostu ke-ratyny, są one częściej obecne we włosach anangenowych, które są atako-wane w związku z tym, że w nich dochodzi do aktywnego tworzenia tego białka (Curtis, 2001).

TrzonPo obejrzeniu korzenia włosa oceniany jest jego trzon w celu stwierdzenia występowania uszkodzenia kory lub rdzenia (pojawiające się u zwierząt, u których występuje świąd, i w przypadku dermatofitoz).

Badanie tej części włosa jest jedną z najważniejszych metod w rozpo-znawaniu zakażenia wywołanego przez dermatofity (Moriello, 2001; Scott i wsp., 2001). W przypadku zakażenia widoczne są zarodniki (artroko-nidia) grzybów otaczające włos. We wnętrzu włosa mogą być natomiast widoczne strzępki dermatofitów. Dermatofity występujące u zwierząt charakteryzują się tworzeniem zarodników na zewnątrz włosa (wzrost natomiast odbywa się wewnątrz), podczas gdy niektóre dermatofity wy-stępujące u człowieka wytwarzają zarodniki wewnątrz włosa (Moriello, 2001). W przypadku zakażenia wywołanego przez dermatofity z rodzaju Trichophyton z reguły dochodzi do znacznego zniszczenia struktury włosa,

32


natomiast w przypadku zakażenia Microsporum najczęściej struktura włosa jest zachowana. Zarodniki są również „luźniej” związane z włosem i czę-sto mogą być w oglądanym preparacie nieprzyczepione do włosa. Nie jest to cecha obecna w każdym przypadku. W zakażeniach wywołanych przez M. canis możliwe jest znaczne zniszczenie struktury włosów, a strzępki i za-rodniki widoczne są wewnątrz niego (Draghici, 2006). Badanie w kierun-ku dermatofitów wymaga zwiększenia kontrastu w mikroskopie poprzez zmniejszenie szczeliny w przesłonie. Włosy z podejrzeniem dermatofitoz oglądamy pod powiększeniem 10 x 10 lub większym (200x lub 400x) (Curtis, 2001). Wykonując badanie w kierunku dermatofitów, można uła-twić dostrzeżenie zarodników poprzez dodanie do preparatu atramentu lub czarnego tuszu. Barwniki te nie wybarwiają zarodników, ale powo-dują, że na ciemnym tle stają się one lepiej widoczne. Jeśli nie dostrzeże się struktur dermatofitów w sytuacjach, w którym choroba (na podstawie zaobserwowanych objawów klinicznych) wydaje się być prawdopodobna, należy wykonać badanie hodowlane, (trichoskopia nie jest w 100% czuła). Czułość metody oceniana jest na 50 do 70%. Przed wykonaniem badania hodowlanego można uprzednio zbadać zeskrobinę, której czułość w przy-padku rozpoznawania dermatofitoz jest nieznacznie większa (ok. 80%) (badanie omówione w rozdziale piątym) (Colombo i wsp., 2010).

Dzięki badaniu włosa można rozpoznać liczne choroby pasożytnicze. Do trzonu włosa mogą być przyczepione jaja pasożytów takich jak wszy czy wszoły oraz jaja Cheyletiella spp., a w przypadku gryzoni − Myobia musculi, Myocoptes musculinus, Chirodiscoides caviae, Gliricola porcelli, Le-poracarus gibbus (Scott i wsp., 2001). Wyżej wymienione pasożyty również mogą być widoczne pomiędzy włosami (zarówno dorosłe, jak i ich postacie rozwojowe).

Badanie trzonu włosa jest ponadto pomocne w rozpoznawaniu chorób o podłożu genetycznym, w których dochodzi do dysplazji mieszków wło-sowych zależnych od pigmentu. Do tego typu chorób (ang. color-linked follicular dysplasia) należą wyłysienia odbarwiające kolor sierści lub też dysplazja mieszków włosów czarnych (niekiedy zaliczana jest tu również dysplazja mieszków włosowych wyżłów weimarskich). Wprawdzie w tego typu przypadkach za rozstrzygające uznawane jest badanie histopatologicz-ne, to w pewnych sytuacjach zmiany we włosie są na tyle typowe, by umoż-liwić postawienie rozpoznania. U takich zwierząt typowymi zmianami są bardzo duże ziarna melaniny (makromelanosomy), dochodzi również do deformacji kory i rdzenia oraz pęknięć włosa (Favarato i Conceição, 2008; Ghubash i Rosenkrantz, 2006; Roperto i wsp., 1995; Scott i wsp., 2001; Shimizu i wsp., 2004; Szczepanik, 2007; Perego i wsp., 2009; Kim i wsp., 2005). W przypadku dysplazji mieszków włosowych u wyżłów we-

33


imarskich, oprócz złogów melaniny, włos ma nieregularne brzegi. U psów o niebieskim lub płowym umaszczeniu ziarnistości melaniny w trzonie włosów występują naturalnie i nie świadczą o zaburzeniach dysplastycz-nych (Laffort-Dassot i wsp., 2002).

Kolejną nieprawidłowością dotyczącą łodygi włosa jest trichomalacja (ang. medullary trichomalacia). W jej przypadku liczne włosy są podłużnie pęknięte w części środkowej, a ich rdzeń jest odbarwiony i zwakuolizowa-ny. Zaburzenie to występuje głównie u owczarków niemieckich i ma pod-łoże genetyczne. U tej rasy dochodzi do samoistnego cofania się zmian (Scott i wsp., 2001; Tieghi i wsp., 2003). Trichomalacja obserwowana była również u innych ras psów oraz w pojedynczych przypadkach u kotów. Sugeruje się, że jest ona wynikiem innych chorób metabolicznych (Mil-ler, 2004). W takich przypadkach po znalezieniu i wyleczeniu choroby pierwotnej dochodzi do cofnięcia się zmian. Autorzy zauważyli podobne zmiany we włosie u kotów w przypadku intensywnego wylizywania, obser-wowane nieprawidłowości miały więc charakter pourazowy.

Węzełkowaty rozszczep włosa (trichorrhexis nodosa) jest nieprawidło-wością występującą w przypadku uszkodzenia włosa wywołanego stosowa-niem różnego typu leków lub nadmierną ekspozycją na czynniki fizyczne, jak na przykład światło ultrafioletowe. Stwierdzany jest on również u ko-tów w przypadku stosowania szamponów przeciwpchelnych. W takich przypadkach na łodydze włosa pojawia się pogrubiałe miejsce otoczone licznymi „włóknami” pochodzącymi z warstwy korowej włosa. W miejscu występowania tego typu zmian włos jest bardzo podatny na urazy i łatwo ulega pęknięciu (Scott i wsp., 2001). Niektóre przypadki tej choroby mają również uwarunkowania genetyczne lub wywołane są rożnego typu zabu-rzeniami niedoborowymi (Curtis, 2001).

Innym zaburzeniem, prawdopodobnie tła genetycznego, prowadzącym do nieprawidłowości w łodydze włosa, jest występowanie włosów skręco-nych określanym jako pili torti. Włos jest wówczas skręcony wzdłuż swojej osi zwykłe o 180°, rzadziej o 90°. U psów przyczyny nie są do końca ja-sne, wiadomo, że u ludzi zaburzenie ma podłoże genetyczne i występu-je u osób spokrewnionych (często wraz ze objawami neurologicznymi). Poza przyczynami genetycznymi do tego typu zaburzeń dochodzi również w przypadku zapalenia mieszka włosowego (Scott i wsp., 2001). Zaburze-nie to spotykane jest zarówno u psów, jak i kotów. Autorzy obserwowali pili torti również w przypadku dysplazji mieszków włosów czarnych, gdzie związane było prawdopodobnie ze zmianami dotyczących mieszka włoso-wego (Szczepanik, 2007).

34


WierzchołekW przypadku zwierząt ze świądem na skutek urazów mechanicznych zmienia się kształt wierzchołka włosa, który u zwierząt zdrowych jest szpi-czasty. W przypadku świądu włosy są połamane, a ich wierzchołki są po-strzępione i mają wygląd miotełki (Guaguere i Prelaud, 1999). Obecność zmian w wierzchołku włosa ma szczególne znaczenie u kotów, u których nadmierne zachowania pielęgnacyjne często uchodzą uwadze właściciela zwierzęcia. Można mieć wówczas wątpliwość, czy do utraty włosa doszło na skutek nadmiernego wylizywania (świąd, dermatozy psychogenne), czy też z innych przyczyn (na przykład zaburzeń hormonalnych, dysplazji mieszków włosowych). Stwierdzenie typowych zmian w wierzchołku wło-sa, związanych z jego uszkodzeniem, potwierdza, że u zwierzęcia występują świąd lub też nadmierne zachowania pielęgnacyjne, związane z zaburzenia-mi na tle behawioralnym (Virga, 2004).

Kolejną przyczyną nieprawidłowości w wierzchołku włosa są choroby genetyczne, jak występujący u golden retrieverów rozszczep podłużny wło-sów – trichoptilosis. W tej chorobie wierzchołek włosa rozwarstwiony jest na liczne ostre zakończenia (Miller, 2004; Scott, 1998). Ponadto objaw ten stwierdzany był u psów po zastosowaniu różnego typu leków miejscowych lub szamponów (Scott i wsp., 2001). Niewielka ilość włosów może wyka-zywać takie zmiany również u zdrowych zwierząt (Miller, 2004).

Badanie włosaz zastosowaniem mikroskopu elektronowegoMikroskop elektronowy w ocenie włosów zwierząt stosowany jest od kil-kunastu lat (Teerink, 1991). Włosy można oceniać z zastosowaniem za-równo mikroskopu świetlnego (co zostało omówione powyżej), jak i mi-kroskopu elektronowego. Metoda ta nie jest zbyt popularna w związku z wysokimi kosztami jej wykonania i jak dotychczas nie znalazła szerszego zastosowania w weterynarii. Do oceny włosa stosuje się kilka metod mi-kroskopowych, w tym skaningowy mikroskop elektronowy (SEM) i kon-fokalną laserową mikroskopię skaningową (CLSM) (Kirkbride i Tridico, 2010). Badania te umożliwiły między innymi wskazanie cech różniących włosy u różnych gatunków ssaków, a nawet u poszczególnych ras psów. Takie badanie umożliwia więc identyfikację gatunku ssaka, a nawet rasy psa na podstawie odnalezionego włosa, co ma zastosowanie w medycynie sądowej (Farag i wsp., 2015; Tumiłowicz i wsp., 2018). Podobne bada-nia dotyczące oceny różnic pomiędzy cechami włosów zostały wykonane u różnych ras królików (Broeck i wsp., 2001).

35


Opisano szereg cech histologicznych włosów uważanych za najbardziej charakterystyczne. Są to: struktura rdzenia, kształt przekroju włosów, wzór łusek naskórka, ich granice i odległość między granicami oraz liczba łusek na określonej powierzchni włosa. Istotne są również wzajemne proporcje rdzenia do całego włosa i do jego kory oraz kory do całego włosa (Dziur-dzik, 1973; Beco, 1996; Farag i wsp., 2015).

Jak nadmieniono, w przypadku psów udało się zdefiniować pewne za-sadnicze podobieństwa i różnice między rasami dotyczące struktury włosa (Tumiłowicz i wsp., 2018). Na ryc. 27-33 przedstawiono zdjęcia włosów ze skaningowego mikroskopu elektronowego obrazujące różnice pomiędzy poszczególnymi rasami psów. Ocena włosa z zastosowaniem mikroskopii elektronowej znalazła również zastosowanie w rozpoznawaniu niektórych chorób jak dysplazja mieszków włosów czarnych. Badań z omawianego za-kresu jest jednak jak dotychczas niewiele (Shimizu i wsp., 2004).

Piśmiennictwo1. Beco L., Fontaine J., Gross T.L. et al.: Colour dilution alopecia in seven Dachshunds: a clinical study

and the hereditary, microscopical and ultrastructural aspect of the disease. „Vet Dermatol”, 1996, 7, 91-97.

2. Van den Broeck W., Mortier P., Simoens P.: Scanning electron microscopic study of different hair types in various breeds of rabbits. „Folia Morphol.”, 2001, 60, 33, 40.

3. Carlotti D.N.: Bensignor Dermatophytosis due to Microsporum persicolor (13 cases) or Microsporum gypseum (20 cases) in dogs. „Vet. Dermatol.”, 1999, 10, 17.

4. Colombo S., Cornegliani L., Beccati M., Albanese F.: Comparison of two sampling methods for mi-croscopic examination of hair shafts in feline and canine dermatophytosis. „Veterinaria (Cremona)”, 2010, 24, 27-33.

5. Colominas L.: Morphometric variability of Roman dogs in Hispania Tarraconensis: the case study of the Vila de Madrid Necropolis. „Int J Oseoarcheol”, 2016, 26, 897-905.

6. Curtis C.: Diagnostic Techniques and Sample Collection. „Clinical Techniques in Small Animal Practice”, 2001, 16, 199-206.

7. Diaz S.F., Torres S.M.F., Dunstan R.W., Jessen C.R.: The effect of body region on the canine hair cycle as defined by unit area trichogram. „Vet. Dermatol.”, 2004, 15, 225.

8. Draghici A.K.: Aspects concerning the diagnosis by direct microscopic examination of the samples in cats. „Scientia Parasitologica”, 2006, 3-4, 85-91.

9. Dziurdzik B.: Key to the identification of hairs of mammals from Poland. „Acta Zool Cracov”, 1973, 4, 73-92.

10. Farag M.R., Ghoniem M.H., Hadeed A., Dhama K.: Forensic Identification of some Wild Animal Hair using Light and Scanning Electron Microscopy. „Adv. Anim. Vet. Sc.”, 2015, 3, 559-565.

11. Favarato E.S., Conceição L.G.: Hair cycle in dogs with different hair types in a tropical region of Bra-zil. „Vet. Dermatol.”, 2008, 19, 15-20.

12. Ghubash R., Rosenkrantz W.: Colour mutant alopecia in a Bernese mountain dog: a case report. „Vet. Dermatol.”, 2006, 17, 208.

13. Griffin C.E., Kwochka K.W., MacDonald J.M.: Current Veterinary Dermatology Mosby Year Book. St. Louis 1993.

14. Guaguere E., Prelaud P.: Apractial guide to feline dermatology. Merial, 1999.

36


15. Hnilica K.A., Paterson A.P.: Small Animal Dermatology: A Color Atlas and Therapeutic. Guide Elsevier, 2016.

16. Jubbt F., Graydon R.J.: Telogen defluxion associated with hypersensitivity causing alopecia in a horse. „Austral Vet J”, 2007, 85, 56-58.

17. Kim J.H., Kang K.I., Sohn H.J., Woo G.H., Jean Y.H., Hwang E.K.: Color-dilution alopecia in dogs. „J. Vet. Sci.”, 2005, 6, 259-261.

18. Kirkbride K.P., Tridico S.R.: The application of laser scanning confocal microscopy to the examination of hairs and textile fibers: An initial investigation. „Forensic Sci Int”, 2010, 195, 28-35.

19. Kurnatowska A., Kurnatowski P.: Metody diagnostyki laboratoryjnej stosowane w mikologii. The dia-gnostic methods applied in mycology. „Wiadomości Parazytologiczne”, 2008, 54, 177-185.

20. Laffort-Dassot C., Beco L., Carlotti D.N.: Follicular dysplasia in five Weimaraners. „Vet. Derma-tol.”, 2002, 13, 253-260.

21. Miller W.H.: Structural Follicular Dysplasias. Procedings of 29th World Congress of the World Small Animal Vetrinary Association, October 8th-9th 2004, Rhodes, Greece.

22. Moriello K.A.: Diagnostic Techniques for Dermatophytosis. „Clinical Techniques in Small Animal Practice”, 2001, 16, 219-224.

23. Mueller R.S.: Treatment protocols for demodicosis: an evidence-based review. „Vet. Dermatol.”, 2004, 15, 75.

24. Patel A., Forsythe P.: Small Animal Dermatology. Elsevier 2008.25. Perego R., Proverbio D., Roccabianca P., Spada E.: Color dilution alopecia in a blue Doberman

pinscher crossbreed. „Can Vet J.”, 2009, 50, 511-514.26. Roperto F., Rosario C., Restucci B., Vincensi M.R., Caprariis D., Vico G. Maiolino P.: Color

dilution alopecia (CDA) in ten yorkshire terriers. „Vet. Dermatol”, 1995, 6, 171-178.27. Saridomichelakis M.N., Koutinas A.F., Farmaki R., Leontides L.P.: 25 Sensitivity of deep skin scra-

pings, hair pluckings and exudate microscopy in the diagnosis of canine demodicosis. „Vet. Dermatol.”, 2004, 15, 48.

28. Saridomichelakis M.N., Koutinas A.F., Farmaki R., Leontides L.S., Kasabalis D.: Relative sensiti-vity of hair pluckings and exudate microscopy for the diagnosis of canine demodicosis. „Vet Dermatol.”, 2007, 18, 138-41.

29. Sivajothi S., Reddy B.S., Rayulu V.C.: Demodicosis caused by Demodex canis and Demodex cornei in dogs. „J Parasit Dis.”, 2015, 39, 673-676.

30. Scott D.W., Miller W.H., Griffin C.S.: Small Animal Dermatology. W.B. Saunders Company, Philadelphia 2001.

31. Scott D.W.: Rothistein Trichoptilosis in three golden retrivers. „Canine Pract.”, 23, 14, 1998.32. Shimizu A., Ishiko A., Murayama N., Nagata M.: Black hair follicular dysplasia in a dog: an ultra-

structural study using transmission electron microscopy. „Vet. Dermatol”, 2004, 15, 53.33. Szczepanik M.: Dermatologia w praktyce − studium przypadków. Elamed, Katowice 2007.34. Teerink B.J.: Hair of West European Mammals: atlas and identification key. „Cambridge University

Press”, 1991, 6-11, I 182-183.35. Tieghi C., Miller Jr W.H., Scott D.W., Pasquinelli G.: Medullary trichomalacia in 6 German she-

pherd dogs. „Can. Vet. J.”, 2003, 44, 132-136.36. Tumiłowicz P., Goliszewska A., Arct J., Pytkowska K., Szczepanik M.: Preliminary study of guard

hair morphology in four dog breeds. „Vet Dermatol.”, 2018, doi: 10.1111/vde.12656.37. Vercelli A., Cornegliani L., Tronca L.: Sebaceous adenitis in three related Hovawart dogs. „Vet.

Dermatol.”, 2004, 15, 52-52.38. Virga V.: Behavioral dermatology. „Clinic Techniq Small Anim Pract”, 2004, doi:10.1053/j.

ctsap.2004.10.006.

37


Ryc. 1. Włos w fazie anagenu, widoczny również odlew mieszka włosowego

Ryc. 2. Włos w fazie telogenu o charakterystycznym ostrym zakończeniu

Ryc. 3. Włos z przypadku zapalenia gruczołów łojowych, widoczne „mankiety łojowe”

Ryc. 4. Nużeńce widoczne przy korzeniu i łodydze włosa

Ryc. 5. Nużyca u psa. Widoczne po-stacie dorosłe pasożyta i mankiety łojowe. Trichogram x1001

2 3

54

38


Ryc. 6. Nużyca uogólniona u psa. Widoczne dorosłe postacie Demodex canis i skupisko keratynowo-łojowe w okolicy korzenia włosa. Trichogram x100

Ryc. 7. Uszkodzenia wierzchołka i warstwy korowej włosa powstałe na skutek świądu

Ryc. 8. Trichomalacja

Ryc. 9. Pili torti u królika na włosie zatokowym. Przyczyną deformacji włosa była inwazja Leporacarus gibbus

7

6

8

9

39


Ryc. 10. Pili torti u psa z dysplazją mieszków włosowych

Ryc. 11. Duże ziarna melaniny (makromelanosomy) we włosie z przypadku dyspazji mieszków włosów czarnych

Ryc. 12. Pojedyncze skupisko melaniny w łodydze włosa u psa z wyłysieniem genetycznym. Trichogram x100

12

10 11

40


Ryc. 13. Nierównomierne rozłożenie barwnika w postaci skupisk u psa z wyłysieniem genetycznym. Trichogram x100

Ryc. 14. Zarodniki dermatofitów ułożone wzdłuż włosa z przypadku mikrosporozy u kota

Ryc. 15. Zarodniki dermatofitów ułożone wzdłuż włosa z przypadku trichophytozy u bydła

14

13

15

41


Ryc. 16. Włos z przypadku wyłysienia z odbarwieniem włosa, widoczne duże ziarna melaniny lokalizujące się w okoli-cy korzenia włosa

Ryc. 17. Jaja wszołów przyklejone do włosa (u szczura)

Ryc. 18. Zarodniki dermatofitów ułożone wzdłuż włos z przypadku trichophytozy u konia

Ryc. 19. Węzełkowaty rozszczep włosa (trichorrhexis nodosa) u kota

16 17

18

19

42


Ryc. 20. Wszoł koci Felicola subrostrata. Trichogram x100

Ryc. 21. Jajo Chyletiella spp. przyklejone do włosa

Ryc. 22. Gliricola porcelli na włosie kawii domowej

Ryc. 23. Wszoły u psa (Trichodectes canis)

20

21

23

22

43


Ryc. 24. Myobia musculi na włosie szczura

Ryc. 25. Leporacarus gibbus na włosie królika

Ryc. 26. Cheyletiella spp. na włosie szczeniaka

24

25 26

44


Ryc. 27. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego przekroju poprzecznego włosa yokshire terriera. Dla tej rasy typowy jest brak widocznego rdzenia (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 28. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego. Struktura rdzenia u różnych ras psów. Labrador retriever, rdzeń wielokomórkowy rzędowy (pow. 900x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 29. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego. Owczarek niemiecki, rdzeń wielokomórkowy drabinowy (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

45


Ryc. 30. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego. Jamnik, rdzeń wielokomórkowy izolowany (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 31. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego. Ob-raz z mikroskopu elektronowego skaningowego obrazujący różne typy ułożenia brzegów łusek kory włosa. Jamnik, zachodzące brzegi (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 32. Obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego. Owczarek niemiecki, bliskie brzegi (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 33. Obraz ze skaningowe-go mikroskopu elektronowego. Yorkshire terrier, odległe brzegi (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

Ryc. 34. Obraz ze skaningowe-go mikroskopu elektronowego. Labrador retriever, odległe brzegi (pow. 1000x). Zdjęcie dzięki uprzejmości Fundacji Dr Seidla

rozdział 3...zwiększona liczba włosów anagenowych może pojawiać się w przypadku zapaleń...

Documents