tom 52, 2003 numer 4 (261) strony 399–412kosmos.icm.edu.pl/pdf/2003/399.pdf · programowana...

JOANNA LEŚNIEWSKAZakład Botaniki

Instytut Biologii

Uniwersytet w Białymstoku

ul. Świerkowa 20B, 15-950 Białystok

e-mail: [email protected]

TAPETUM PYLNIKOWE W ASPEKCIE PROGRAMOWANEJ ŚMIERCI KOMÓRKI

WPROWADZENIE

Programowana śmierć komórkowa (ang.programmed cell death, PCD) tapetum pylni-kowego jest spektakularnym przykładem natu-ralnej eliminacji tkanki roślinnej w normalnymrozwoju organu związanego z reprodukcją. Za-mieranie tapetum w dojrzewającym pylnikuroślin wyższych było znane botanikom od daw-na i w piśmiennictwie embriologicznym okre-ślane jako degeneracja. Nieuchronność i po-wszechność tego procesu, zachodzącego wbezpośrednim sąsiedztwie prawidłowo rozwi-jającego się pyłku, wskazywały na genetyczniezakodowany mechanizm sterujący śmiercią ta-petum. Odkrycie apoptozy — morfologicznegoscenariusza PCD w komórkach zwierzęcych(KERR i współaut. 1972), które początkowo niewzbudziło wielkiego zainteresowania środo-wiska naukowego, zapoczątkowało nowy kie-runek w badaniach biologicznych nad śmier-cią komórek. Prawdziwa eksplozja badań nadprzebiegiem PCD nastąpiła w minionej deka-dzie, głównie dzięki rozwojowi nowoczesnychtechnik molekularnych. Eksperymenty prowa-dzone nad apoptozą komórek zwierzęcych iludzkich (znacznie bardziej zaawansowane zewzględu na znaczenie tych badań dla medycy-ny) i równoczesne poszukiwania odpowiedni-ka tego zjawiska w świecie roślin, potwierdziłyuniwersalny charakter PCD jako ewolucyjnieutrwalonego procesu autodestrukcji komórekwe wszystkich organizmach eukariotycznych,ale wskazały też na różnice w jego mechani-

zmie i regulacji u zwierząt i roślin (GREENBERG1996; HAVEL i DURZAN 1996, 1999; JACKOWSKI1997; DANON i współaut. 2000; HOEBERICHTS iWOLTERING 2002). Komórki roślinne cechujepewna odmienność i znacznie większa różno-rodność morfotypów śmierci w porównaniu zmodelem apoptozy, co wynika ze specyfiki ichbudowy i ostatecznego przeznaczenia (BEERS1997).

Degenerację tapetum pylnikowego uznanoniejako a priori za przejaw śmierci programowa-nej jeszcze przed wykazaniem w tej tkance mo-lekularnych znaczników PCD (BEDINGER 1992,GOLDBERG i współaut. 1993, LEŚNIEWSKA 1996,CHARZYŃSKA 1997). O precyzyjnie realizowa-nym autonomicznym programie śmierci kom-órek tapetum świadczyły wcześniejsze badaniaultrastrukturalne. Także pierwsze wyniki uzys-kane na roślinach transgenicznych wskazywałyjednoznacznie, że zarówno opóźnienie, jak i prz-yśpieszenie śmierci tapetum w stosunku do nor-my rozwojowej danego gatunku powodujemęską sterylność. Badania dojrzewających pyl-ników wskazują na działanie wielorakiego sys-temu proteolitycznego, zaangażowanego w na-turalną degradację tkanek (BEERS 1997, WANG iwspółaut. 2001) oraz typowego dla innych formprogramowanej śmierci internukleosomalnegocięcia DNA (WANG i współaut. 1999). Mechan-izmy inicjujące programowaną śmierć tapetumoraz warunkujące jej realizację pozostają do-tychczas nieznane.

Tom 52, 2003

Numer 4 (261)

Strony 399–412

Prace nad strukturalnymi i molekularnymiprzejawami programowanej śmierci tapetumna poziomie komórkowym podjęto przed kil-ku laty w zespole prof. Marii Charzyńskiej wZakładzie Anatomii i Cytologii Roślin UW. Ukilku gatunków roślin wykazano postępującąw czasie internukleosomalną degradację jądro-wego DNA, uznawaną za uniwersalny wyznacz-nik PCD (LEŚNIEWSKA i współaut. 1997, 2000;SIKORA 1998; LEŚNIEWSKA 1999), skorelowaną

ze zmianami strukturalnymi jąder i pozajądro-wych organelli/przedziałów komórkowych,które ostatecznie prowadzą do wytworzeniaokrywy pyłkowej. Ostatnio wykazano także(LEŚNIEWSKA i współaut. 2003), że w czasieprogramowanej śmierci tapetum pylnikowegodochodzi do spadku potencjału transbłonowe-go mitochondriów.

CZYM JEST TAPETUM PYLNIKOWE

Tapetum (gr. tapes = dywan, warstwa wy-ściełająca) jest najbardziej wewnętrzną, soma-tyczną tkanką każdego woreczka pyłkowego(mikrosporangium) w pylniku roślin nasien-nych, która otacza w formie kapsuły męskiemejocyty (Ryc. 1) i powstające z nich mikro-spory rozwijające się w ziarna pyłku. Komórkitapetum wykazują szczególne cechy cytolo-giczne: (a) wcześnie stają się poliploidalne (izwykle dwujądrowe); (b) tracą plazmodesmy zprzyległymi tkankami (mejocytami i warstwąpośrednią); (c) rozpuszczają własną ścianę ko-mórkową, (d) przez resztę życia pozostają wformie spolaryzowanych, sekrecyjnie aktyw-nych protoplastów, które zamierają przedotwarciem się kwiatu. W zależności od typu ta-petum jego protoplasty zachowują do czasurozpadu swoją indywidualność i pierwotnepołożenie na obrzeżach komory pylnika (tape-tum sekrecyjne, parietalne) (patrz Ryc. 4 A, B,C) albo przyjmują postać amebowatą, wnikajądo wnętrza pylnika, zlewają w formę komór-czaka (Ryc. 2) i w takiej postaci degenerują pookresie aktywności (tapetum ameboidalne,plazmodium).

Relacje między tapetum pełniącym wyspe-cjalizowane funkcje wydzielnicze a komórka-mi męskiej linii płciowej przejawiają się ichścisłą synchronizacją rozwojową, potwier-dzoną także w doświadczeniach z roślinamitransgenicznymi (WORRALL i współaut. 1992).Tapetum zapewnia pyłkowi ochronę i dostar-cza niezbędnych substancji odżywczych, wy-dziela enzymy degradujące ścianę tetrad,uczestniczy w budowie egzyny i innych specy-ficznych struktur w pylniku. Produkty rozpadutapetum przeniesione na powierzchnię sporo-dermy (ściana pyłku złożona z egzyny i intyny)tworzą specyficzną okrywę pyłkową (ang. pol-len coat), ułatwiającą zapylenie i rozpoznaniezgodnego pyłku na znamieniu słupka

(BHANDARI 1984, PACINI i współaut. 1985,PACINI 1990).

Zidentyfikowano liczne geny jądrowe prze-jawiające specyficzną ekspresję w tapetum, za-leżnie od jego stadium rozwojowego (KOLTU-NOW i współaut. 1990, SCHRAUWEN i współaut.1996, FERREIRA i współaut. 1997). Są wśród nichgeny kodujące oleozyny, kalazę, enzymy włączo-ne w biosyntezę lipidów czy flawonoidów, jed-nak rola wielu produktów tapetalnych genówpozostaje niejasna. Wiadomo, że zakłócenia

400 JOANNA LEŚNIEWSKA

Ryc. 1. Młody pylnik Ornithogalum virens naprzekroju poprzecznym (A) i podłużnym (B).

T — tapetum sekrecyjne, M — męskie mejocyty.Pow. 200x

funkcji genów tej tkanki, powstałe w warun-kach naturalnych lub spowodowane technika-mi inżynierii genetycznej (MARIANI i współaut.1990, KAPOOR i współaut. 2002), prowadzą doprzedwczesnej lub opóźnionej śmierci tape-tum, co w konsekwencji wywołuje męską steryl-

ność. Żywotny pyłek, zdolny do wytworzeniałagiewki pyłkowej może powstać tylko w wyni-ku niezakłóconej ekspresji zarówno własnegogenomu haploidalnego, jak i genomu sporofitumacierzystego.

Przytoczone wyżej fakty świadczą o tym, żenie tylko właściwe różnicowanie, ale także nie-przypadkowa, zachodząca w odpowiednimczasie śmierć tapetum pylnikowego zapewniawytworzenie prawidłowych ziaren pyłku prze-noszących męskie gamety lub ich komórkę ma-cierzystą, a więc warunkuje męską płodnośćroślin.

Śmierć tapetum ma jeszcze jeden aspekt.Dokonując się w fazie dojrzewania pylnika, wkoordynacji z zamieraniem komórek warstwypośredniej, tkanek tworzących przegrody (sep-ta) oddzielające sąsiadujące woreczki pyłkoweoraz komórek wokół stomium (predystynowa-

nego miejsca do tworzenia szczeliny przezktórą wydostanie się pyłek), realizuje genetycz-ny program pękania pylnika i rozpraszania doj-rzałego pyłku (GOLDBERG i współaut. 1993),(Ryc. 3).

Pylnik roślin nasiennych jest organem, wktórym kilka tkanek podlega programowanejśmierci według indywidualnego scenariusza.Najwcześniej, jeszcze na etapie zawiązka pylni-ka, proces PCD obejmuje różnicujące się ele-menty przewodzące ksylemu w wiązce wasku-larnej.

JAK DŁUGO ŻYJE TAPETUM I KIEDY ZAMIERA

Czas istnienia tapetum w pylniku jest ściśleskorelowany z długością rozwoju męskiego ga-metofitu u danego gatunku. U okrytonasien-nych trwa od kilku dni do kilku tygodni, a u na-gonasiennych z zimującymi mikrosporangiaminawet powyżej 6 miesięcy (PACINI 1990). Ta-petum zamiera stopniowo, ale stosunkowoszybko, jeszcze w zamkniętym pąku kwiato-wym. W tygodniowym przedziale życia tejtkanki u śniedka Ornithogalum virens (bada-nia własne i współpracowników) zmiany stuk-

turalne trwają 1–2 dni, a rozpad komórek na-stępuje na kilka dni przed antezą (otwarciemsię kwiatu). Są gatunki, gdzie tapetum możeutrzymywać się jeszcze na dzień przed otwar-ciem pylników, jednak w momencie wypylaniapyłku tapetum jako tkanka już nie istnieje. Za-chowane są tylko jej pozostałości na po-wierzchni pyłku oraz pewne struktury wytwo-rzone wcześniej przez żywą tkankę.

Długość trwania i przebieg naturalnej de-gradacji tapetum są cechami gatunkowymi

Tapetum pylnikowe w aspekcie programowanej śmierci komórki 401

Ryc. 2. Rozwój tapetum typu plazmodium w pylniku słonecznika, Helianthus annuus.

A. Komórki tapetum (T) na peryferiach komory pylnika — stadium tworzenia tetrad (tm). B. Inwazja protopla-stów tapetum (T) do komory pylnika — stadium młodej mikrospory (m). C. Fuzja protoplastów tapetum (T) i two-rzenie plazmodium — stadium późnej mikrospory (m). Pow. 420x

(PARKINSON i PACINI 1995). Pomimo indywidu-alnych różnic w zakresie tempa przemian i cy-tomorfologii komórek, zmiany strukturalne to-warzyszące degeneracji protoplastów tapetumsekrecyjnego w ogólnym zarysie obejmują: ob-kurczanie się komórek i jąder komórkowych,kondensację chromatyny, degradację plasty-

dów i gromadzenie w nich lipidowych plasto-globul, odkładanie lipidów w cytoplazmie, roz-pad cystern ER i pozostałych organelli i osta-tecznie zanik ciągłości błony plazmatycznej,powodujący uwolnienie produktów degrada-cji protoplastu do komory pylnika. Zamieranietapetum ameboidalnego, w przeciwieństwiedo sekrecyjnego, jest poprzedzone wzrostemwakuolizacji protoplastu, ale destrukcja orga-nelli przebiega podobnie i prowadzi do wy-tworzenia składników okrywy pyłkowej.

Stan zachowania struktur komórkowych wmomencie dezintegracji plazmalemmy tape-tum rzadko pozwala na ich identyfikację. Zwy-kle cała zawartość komórek jest zmodyfikowa-na i przekształcona w bezstrukturalną masę zdużą zawartością lipidów, obfitych zwłaszcza uroślin owadopylnych; u wiatropylnych tkankatapetalna zanika prawie bez śladu (PACINI1990).

Degeneracja tapetum, utożsamiana z doj-rzewaniem lub starzeniem tkanki, jest proce-sem metabolicznym, którego początkowe

oznaki nie są jednoznacznie interpretowane.Zwraca się uwagę na skurcz komórek (PAPINI iwspółaut. 1999, LEŚNIEWSKA 1999, SUZUKI iwspółuat. 2001) lub na zmiany w strukturachcytoplazmatycznych (MURGIA i współaut.1991). Pierwsze zmiany strukturalne w proto-plastach tapetum zaczynają się najczęściej w fa-

zie młodych, wakuolizujących się mikrospor, arozpad komórek, zależnie od gatunku, możenastapić jeszcze przed podziałem różni-cującym mikrospor albo w różnych fazach doj-rzewania pyłku.

Sugeruje się, że rodzaj techniki utrwalaniamateriału wpływa znacząco na stan zachow-ania tkanek, a stosowane najczęściej utrwal-acze chemiczne (aldehyd glutarowy i czterot-lenek osmu) mogą dawać błędną ocenę dez-organizacji komórek w okresie wcześniejszymniż faktyczny. Po użyciu takich technik jakutrwalanie po zamrożeniu (ang. freeze-fixationand substitution) (HESSE i HESSE 1993, HESS iHESSE 1994) czy modyfikacji chemicznegoutrwalania przez dodanie cyjanku żelazowo-potasowego (WEBER 1992, SANTOS i współaut.2003) tapetum wykazuje niezmienioną mor-fologię przez znacznie dłuższy czas. Jednak każ-dy ze sposobów utrwalania daje nieco inny ob-raz, zachowując pewne struktury lepiej innegorzej. Metoda freeze-fixation nie powodujeprzemieszczeń lipidów i utrzymuje specy-


Ryc. 3. Zmiany w budowie pylnika wywołane procesem PCD (schemat).

Przekrój poprzeczny przez: A — młody pylnik, B — dojrzały, pęknięty pylnik. Tkanki zdeterminowane do PCD zo-stały oznaczone.

ficzną strukturę białek (niszczoną utrwalacz-ami chemicznymi), umożliwiając ich imm-unodetekcję (ROSS i współaut. 2000), ale ma-triks organelli komórkowych i sok pylnikowysą widoczne jako obszary silnie osmofilne, wprzeciwieństwie do cytoplazmy. Bez względuna stosowaną technikę utrwalania pewne

zmiany w tapetum mają charakter nieodwraca-lny (skurcz komórek, kondensacja chromat-yny, odkładanie lipidów) i świadczą o post-ępującej degradacji tkanki.

TAPETUM JAKO TKANKA MODELOWA DO BADANIA PCD U ROŚLIN

Tapetum pylnikowe z wielu względów jestdobrą tkanką modelową do badania natural-nego procesu programowanej śmierci w orga-nie roślinnym. Możliwa jest analiza ciągłości

jej rozwoju od momentu uformowania w pyl-niku do zupełnego zniszczenia i przekształce-nia w okrywę pyłkową. Wszystkie komórki ta-petum w pojedynczym mikrosporangium, w


Ryc. 4. A, B, C. Tapetum sekrecyjne w trzech wybranych stadiach rozwoju na przekroju poprzecznympylnika Ornithogalum virens; *komora pylnika.

A. Komórki tapetum (T) w czasie hydrolizy ściany, przed degradacją protoplastu — stadium tetrad (tm). B. Pro-toplasty tapetum (T) w czasie degradacji — stadium późnej mikrospory (m). C. Rozpad protoplastów tapetum (T)— wczesne stadium 2-komórkowego pyłku (zp). Pow. 370x. A1, B1, C1. Wyizolowane z pylnika 2-jądrowe protop-lasty tapetum ze stadiów A, B, C; DNA po reakcji z DAPI (mikroskop fluorescencyjny). A1. Jądra tapetum kulistelub owalne, bez kondensacji chromatyny (strzałki); B1. Jądra tapetum płatowate i obkurczone, widoczna kon-densacja chromatyny w peryferycznej części jąder (strzałki); C1. Nieregularne jądra tapetum z silnie skondens-owaną chromatyną (strzałki). Pow. 600x. A2, B2, C2. Wynik testu kometkowego dla DNA tapetum ze stadiów A, B,C. DNA po reakcji z DAPI (mikroskop fluorescencyjny). Położenie elektrod (- katoda, + anoda) na Ryc. A2 i B2 jakna Ryc. C2; A2. Brak kometki, nie pocięte DNA wypełnia jądro tapetum; B2. Kometka z DNA pociętego podczasPCD, widoczne przewężenie (strzałka) między głową i ogonem, powyżej fragment jądra innej komórki pylnika;C2. Zaawansowana fragmentacja DNA w jądrze tapetum, migracja większości pociętego DNA do anody (+).

całym pylniku i w danym okółku pylników wkwiecie cyklicznym cechuje wysoka synchro-niczność rozwojowa, co ułatwia pobieranieodpowiednich próbek materiału. Wysoka ko-relacja rozwoju tapetum i komórek męskiej li-nii płciowej pozwala identyfikować każdyetap rozwoju tapetum na podstawie fazy róż-nicowania pyłku, także na poziomie ultra-strukturalnym.

Istotnym problemem w badaniach tapetumpozostaje znalezienie skutecznej metody szyb-kiego wyodrębnienia z pylnika czystej frakcjijego nieuszkodzonych, żywych protoplastów.Nie ma też dotąd możliwości badania rozwoju

tej żywej tkanki poza organem ani bezpośred-nio w pylniku.

Prace modelowe nad PCD u roślin prowadzisię często w warunkach sztucznych, np. w ho-dowlach komórkowych, jak w przypadku ksylo-genezy u cynii (Zinnia elegans), jednakże zna-czenie uzyskiwanych tą drogą wyników dla pro-cesów zachodzących w ontogenezie rośliny niejest do końca jasne. Badanie naturalnej śmiercitkanki położonej wewnątrz organu i pozo-stającej pod wpływem kompleksu nie zawszemożliwych do zdefiniowania bodźców jest owiele trudniejsze, niż posługiwanie sie układemeksperymentalnym.

JAK PRZEBIEGA PCD W TAPETUM

Z definicji PCD wynika, że programowanaśmierć komórkowa jest genetycznie kontrolo-wanym procesem autodestrukcji komórek, in-dukowanym bodźcami endo- bądź egzogenny-mi, obejmującym charakterystyczne zmianymorfologiczne i biochemiczne, wymagającymzaangażowania przez komórkę jej własnegoaparatu molekularnego. W apoptozie komó-rek zwierzęcych wyodrębniono umownietrzy etapy: (1) fazę indukcji — kumulowaniabodźców skłaniających komórkę do samouni-cestwienia, (2) fazę wykonawczą — włączeniamolekularnych narzędzi programu śmierci,

oraz (3) fazę degradacji, czyli zniszczenia ko-mórki.

Można przypuszczać, że podobne etapy wy-stępują także w procesie PCD u roślin, pomimoże realizowane są w inny sposób. W tapetumpylnikowym stosunkowo najlepiej poznanajest faza strukturalnego zniszczenia i dlategobędzie omówiona szerzej. Badania molekular-nego podłoża zmian w tej tkance są mało za-awansowane, ale najmniej wiadomo o sy-gnałach stymulujących wybiórczo tapetum iinne tkanki młodego pylnika do wejścia na dro-gę wcześniejszej śmierci.

DEGRADACJA STRUKTURALNA TAPETUM

Degradacja struktur komórkowych jestuważana za wizualny, końcowy etap PCD, ale wprzypadku tapetum pewne elementy morfolo-giczne jego komórek są redukowane stopnio-wo w ciągu życia tkanki. Utrata części plazmo-desm i rozpuszczenie własnych ścian zachodziz dużym wyprzedzeniem w stosunku do zmianw protoplaście i trudno rozstrzygnąć, czy są toprzejawy różnicowania czy oznaki programo-wanej śmierci. Młode komórki tapetum tracąplazmodesmy z tkankami sąsiednimi z począt-kiem mejozy, ale zachowują je w obrębiewłasnej tkanki, co sprzyja synchronizacji jejrozwoju. Nie wiadomo jakie znaczenie dla lo-sów tapetum ma wczesna izolacja jego sympla-stu (protoplastów połączonych plazmodesma-mi) od pozostałych tkanek pylnika, ale w przy-padku apoptozy u zwierząt zanik połączeń (in-nego typu niż plazmodesmy) z komórkami

przyległymi jest wystarczającym sygnałem dosamunicestwienia komórek.

Z kolei hydroliza ścian komórek tapetum,która zależnie od gatunku następuje w trakciemikrosporogenezy, bądź po jej zakończeniu, ipoprzedza najbardziej aktywny okres metabo-liczny tapetum, nie wydaje się być etapemstopniowego niszczenia komórek, ale istotnymprzejawem ich różnicowania. Brak ściany po-zwala na szybsze przenikanie wydzielin z tape-tum do komory pylnika, a sposób kontaktowa-nia się komórek zmienia się zasadniczo po roz-padzie tetrad i zaniku kalozy izolującej mikro-spory. Wymiana substancji między tapetum akomórkami linii postmejotycznej dokonuje sięza pośrednictwem soku pylnikowego lub bez-pośrednio poprzez tapetalną plazmalemmę,stykającą się ze sporodermą mikrospor/ziarenpyłku.


Degradacja protoplastu tapetum następujepo okresie największej jego aktywności wy-dzielniczej i ma na celu przekształcenie struk-tur komórkowych w materiały użyteczne dlapyłku. W licznych opisach rozwoju tapetumczęsto brakuje szczegółowych informacji oprzebiegu destrukcji organelli, poprzedzającejrozpad tkanki. Może to wynikać z szybkościprzemian i trudności dobrego utrwalenia dege-nerujących protoplastów.

Demontaż komórek tapetum przebiega wsposób uporządkowany i wykazujący następ-

stwo zmian, bez powrotu do stadiów wcze-śniejszych. Hipoteza o występowaniu w tape-tum cykli aktywności sekrecyjnej, którymmogą towarzyszyć oznaki starzenia (posze-rzone ER, liczne pęcherzyki, krople lipidóww cytoplazmie), na przemian z fazami odróż-nicowania komórek (ROWLEY 1993), nie znaj-duje szerszego potwierdzenia poza nieliczny-mi przypadkami analizowanymi przez jej au-tora.

JAKĄ ROLĘ ODGRYWAJĄ WAKUOLE PODCZAS PCD TAPETUM ?

Przypuszcza się, że zanik integralności to-noplastu, poprzedzony wzrostem poziomu jo-nów wapnia w komórce może być powszech-nym zdarzeniem zapoczątkowującym fazę de-gradacji w większości przypadków PCD u roślin(JONES 2001). Rozpad tonoplastu prowadzi wtakiej sytuacji do autolizy składników komórkipod działaniem enzymów hydrolitycznychuwolnionych z wakuoli. Innym, wykorzysty-wanym przez rośliny sposobem eliminacjistruktur cytoplazmatycznych, jest ich odseparo-wanie i trawienie wewnątrz wakuol autofago-wych rozmaitego pochodzenia (JONES 2000).

Rola systemu wakuolarnego w degradowa-nym tapetum jest niejasna. Nieznany jest teżmechanizm jego zanikania. Nie odnotowano wtej tkance, u żadnego z badanych do tej pory ga-tunków, procesu podobnego do autolizy opisa-nej w różnicujących się naczyniach ksylemu(FUKUDA 1996, FUKUDA i współaut.1998). Mo-mentem krytycznym w procesie ksylogenezyjest rozpad wakuoli i pojawiające się w następ-stwie uwolnienia enzymów zmiany morfolo-giczne: pęcznienie i szybka degradacja organel-li, najpierw systemu endomembran (ER i apara-tu Golgiego), następnie otoczonych podwójnąbłoną mitochondriów, chloroplastów i jądra.Pierwszym symptomem degradacji jądra jest tu

pęcznienie otoczki jądrowej, a nie kondensacjachromatyny.

Nie wiadomo, czy i w jakim stopniu w pro-cesach litycznych protoplastu tapetum uczest-niczą enzymy wakuolarne. Istnieją doniesieniao wakuolach autofagowych w starzejącej siętkance tapetalnej u wielu gatunków, np. oliw-ki, Olea europaea (PACINI i CASADORO 1981),cykorii, Cichorium intybus (PACINI i KEIJZER1989), oplątwy, Tillandsia albida (PAPINI iwspółaut. 1999), sosny, Pinus sylvestris

(ROWLEY i współaut. 2000), ale nie ma pewno-ści, czy występują powszechnie. Nie stwierdzo-no ich podczas degradacji tapetum sekrecyjne-go Ornithogalum virens (LEŚNIEWSKA 1999). Utej rośliny zmiany wakuolarne pojawiają sięrównocześnie ze skurczem komórek ipoczątkiem kondensacji chromatyny, ale nie-synchronicznie w całej tkance i obejmują kolej-no: zagęszczenie soku komórkowego, zanika-nie wyrazistości tonoplastu, zmianę kształtuwakuol na nieregularny oraz ich bliski kontaktz systemem cystern ER przed ostatecznym zani-kiem. Nie wiadomo, jakie procesy (autolizy czynekrozy) zachodzą po rozpadzie komórek ta-petum w szczątkach jego cytoplazmy, gdyż niebadano do tej pory tego zagadnienia.

ZMIANY JĄDROWE W TAPETUM

Kondensacja chromatyny i internukleos-omalna fragmentacja jądrowego DNA(nDNA) są powszechnie akceptowane jakouniwersalne znaczniki PCD. Obie cechy zo-stały wykazane podczas degradacji tapetumpylnikowego.

KONDENSACJA CHROMATYNY

Kondensacja chromatyny w apoptozie, ina-czej niż podczas podziału komórki, wiąże się zfragmentacją jądrowego DNA (WIDŁAK 2002).W apoptotycznych jądrach komórek zwierzę-cych skondensowana chromatyna, początko-


wo położona marginalnie, z czasem wypełniacałe jądro, które kurczy się i ulega fragmentacji.

W tapetum pylnikowym kondensację chro-matyny poprzedza zmiana kształtu jądra napłatowaty i nieregularny, a jej rozmieszczenienie zawsze przypomina wzór typowy dla apop-tozy. Obserwowano skondensowaną chroma-tynę na obwodzie jądra (PAPINI i współaut.1999), albo w postaci kulistych agregatów roz-proszonych w całym jego obszarze (STEER1977) lub leżących bliżej otoczki, ale z dala oddużego jąderka, jak u Ornithogalum virens

(LEŚNIEWSKA 1999). U tej rośliny stwierdzonopostępującą kondensację chromatyny wraz zdeformacją jąder i całego protoplastu (Ryc. 4A1, B1, C1). U żadnego z badanych do tej porygatunków nie obserwowano fragmentacjijąder tapetum przed rozpadem protoplastów.

FRAGMENTACJA JĄDROWEGO DNA

Internukleosomalna fragmentacja jądrowe-go DNA (nDNA) zachodzi pod działaniem spe-cyficznych endonukleaz tnących DNA w regio-nach łączników na odcinki będące wielokrot-nością nukleosomów (n x ok. 200 par zasad,bp). Wstępnie materiał genetyczny może byćcięty na większe fragmenty o długości 50–300tys. bp. Specyficznie pocięte DNA można wy-kryć różnymi metodami.

„Drabinkę” DNA uzyskuje się na żelu agaro-zowym z DNA wyizolowanego z dużej liczbykomórek (co najmniej 106) i rozdzielonegodrogą elektroforezy na oligonukleosomalnefragmenty różniące się masą cząsteczkową. Nieuzyskano do tej pory drabinki z nDNA tape-tum, tylko z całkowitego DNA pylnika jęczmi-enia, Hordeum vulgare (WANG i współaut.1999). Wynik ten dał ogólną informację otoczącym się procesie PCD w dojrzewającympylniku, a równocześnie brak drabinki w pyl-niku już dojrzałym był oznaką zaniku degra-dowanych wcześniej tkanek.

Test kometkowy (ang. comet assay) służyjako szybka i czuła metoda wykrywania pęknięćpojedynczej i podwójnej nici DNA (zależnie odprocedury) w jądrach komórek zatopionych wagarozie (JAŁOSZYŃSKI i współaut. 1996). Pocię-te, ujemnie naładowane fragmenty cząsteczkinDNA migrują w polu elektrycznym w kierun-ku anody (+), dając obraz przypominający ko-metę, której kształt zależy od ilości i jakościuszkodzeń DNA. Dla procesu PCD charaktery-styczne są kometki z głową i ogonem. Głowy ko-

met znajdują się w miejscu pierwotnego położe-nia jąder na żelu, a ogony stanowią migrującepolianiony DNA uwolnione z głowy, tym więk-sze im bardziej zaawansowana jest fragmenta-cja. DNA komórek nekrotycznych pozostawianieregularną smugę (nekroza to przypadkowaśmierć komórki bez znaczników PCD).

Tapetum pylnikowe Ornithogalum virens

było tkanką, gdzie po raz pierwszy zastosowa-no test kometkowy (w wersji neutralnej) do ba-dania fizjologicznego procesu PCD u roślin ipo raz pierwszy wykazano w tapetum nie-przypadkową fragmentację dwuniciowegonDNA (LEŚNIEWSKA i współaut. 1997, 2000;LEŚNIEWSKA 1999). Ujawniono też korelacjępomiędzy stopniem zaawansowania cięciaDNA a postępującą kondensacją chromatyny(Ryc. 4 A1 i A2, B1 i B2, C1 i C2). W tapetum utytoniu, Nicotiana tabacum i Ornithogalum

virens (SIKORA 1998) alkaliczna wersja testukometkowego, rejestrująca równocześnie ci-ęcia pojedynczej i podwójnej nici nDNA, wy-kazała początek fragmentacji genomu w sta-dium wcześniejszym niż pęknięcia dwunic-iowe. Porównanie wyników testu kometkowa-ego z obrazem ultrastruktury jądra pozwoliłowyciągnąć wniosek, że jądra tapetum ze skon-densowaną chromatyną są morfologicznymodbiciem daleko posuniętej molekularnej de-gradacji DNA, a nie jej początkowym etapem(LEŚNIEWSKA 1999). Test kometkowy zastos-owano z powodzeniem w badaniach PCD ta-kże w innych tkankach roślinnych(LEŚNIEWSKA i współaut. 2000).

Do wykrywania fragmentacji nDNA typo-wej dla PCD w jądrach komórek in situ (naskrawkach) często stosuje się tzw. technikęTUNEL, w której wykorzystuje się zdolność ter-minalnej transferazy do włączania nukleoty-dów bez matrycy na wolnych 3’-OH końcachpociętej nici DNA. Podając znakowane nukle-otydy można uwidocznić miejsca przyłączeniaich do nici. Pozytywny wynik reakcji TUNELuzyskano w tapetum i innych tkankach ścianypylnika u jęczmienia (Hordeum vulgare) pod-czas stadium późnej mikrospory (WANG iwspółaut. 1999), zarówno w pylnikach dojrze-wających w sposób naturalny, jak i po szoku hi-per-osmotycznym. Tą samą metodą wykryto wpylniku u sterylnego mutanta słonecznika (He-

lianthus annuus) wczesną fragmentacjęnDNA tylko w tapetum (stadium pachytenu) ifragmentację we wszystkich tkankach pylnikapodczas fazy tetrad (BALK i LEAVER 2001). U Or-


nithogalum virens (SIKORA 1998) reakcjaTUNEL dała pozytywny wynik w jądrach tape-tum już na etapie mejocytów, na długo przedstrukturalną degradacją protoplastów i kon-densacją chromatyny, a więc w fazie wcześniej-szej niż wskazywał na to test kometkowy. Wy-niki testu kometkowego i metody TUNEL po-kazują, że zmiany w chromatynie na poziomie

molekularnym pojawiają się dużo wcześniejprzed zmianami strukturalnymi.

Istnieją jednak doniesienia, że technika in

situ TUNEL może nie być w pełni specyficzna,gdyż nie odróżnia przypadkowo pociętegoDNA od fragmentacji na oligonukleosomalneodcinki (BALK i LEAVER 2001), stąd zaleca się,by była stosowana równolegle z inną metodą.

CZY MITOCHONDRIA UCZESTNICZĄ W PCD TAPETUM ?

Od pewnego czasu wskazuje się na mito-chondria jako ośrodek decyzyjny procesu pro-gramowanej śmierci komórki zarówno uzwierząt, jak i roślin (GRĄDZKA 2000, JONES2000). W apoptozie zwierzęcej zależnej od mi-tochondriów kluczowym zdarzeniem jestuwolnienie z mitochondrialnej przestrzenimiędzybłonowej do cytozolu specyficznychbiałek apoptogennych, w tym cytochromu c,aktywującego kaskadę kaspaz (proteaz cyste-inowych). Przypuszczalnie cytochrom c możebyć czynnikiem uruchamiającym proces śmier-ci także w komórce roślinnej, a jego migrację zmitochondriów warunkuje wzrost poziomuwapnia, stres tlenowy i otwarcie megakanałów(ang. permeability transition pore, PT pore)(JONES 2000).

Przy użyciu metody immunolokalizacji in

situ wykazano translokację cytochromu c docytoplazmy w tapetum pylnikowym słoneczni-ka (Helianthus annuus), w płodnych i steryl-nych liniach, w obu przypadkach przed poja-wieniem się cech morfologicznej degradacjitkanki (BALK i LEAVER 2001). W pylnikach ste-rylnych cytochrom c był uwalniany z mito-chondriów tapetum w okresie pachytenu i zo-stał uznany za hipotetyczny czynnikwywołujący przedwczesną programowanąśmierć tej tkanki, potwierdzoną w reakcjiTUNEL. Uderzające jest, że w cytoplazmie tape-tum normalnych pylników słonecznika cyto-chrom c wykryto w stadium tetrad (odpowied-nik Ryc. 2A), jeszcze przed właściwym dla tegogatunku różnicowaniem tkanki tapetalnej wformę plazmodium. Wyniki te rodzą wiele py-tań. Czy procesy różnicowania i degradacji ta-petum biegną równolegle? Jak wcześnie poja-wia się w tapetum sygnał śmierci i jakiej jest na-

tury? Czy cytochrom c jest rzeczywiście czynni-kiem spustowym PCD w tapetum i w jaki spo-sób aktywuje ten proces, skoro nie wykryto uroślin typowej dla apoptozy kasakady kaspaz ?Przypuszcza się, że uwolnienie cytochromu c

może generować letalny poziom reaktywnychform tlenu (ang. reactive oxigen species, ROS),a funkcje kaspaz spełniają u roślin inne prote-azy (patrz JONES 2000).

Nie ma pewności, czy uwalnianie cytochro-mu c podczas PCD tapetum i innych tkanek ro-ślinnych jest regułą. Nie wykazano jego obec-ności w cytoplazmie starzejących się płatków upetunii, ale pojawiał się w cytozolu komórekroślinych stymulowanych do PCD wysoką tem-peraturą, menadionem czy D-mannozą.

Podczas degradacji tapetum u niektórychgatunków obserwowano redukcję wewnętrz-nych błon mitochondrialnych (PACINI iwspółaut. 1986, PACINI i KEIJZER 1989). W sta-rzejącym się tapetum Ornithogalum virens

stwierdzono heterogeniczność populacji mito-chondriów, dotyczącą zarówno ich ultrastruk-tury, jak i stanu potencjału transbłonowego(praca w przygotowaniu). Zmiany strukturalneobejmowały deformację kształtu mitochon-driów, przejściowego powiększania się prze-strzeni perimitochondrialnej i stopniowegowzrostu osmofilności matriks w końcowej fa-zie degradacji. Niezmienione mitochondriautrzymywały się do końca w tapetum u rzod-kiewnika, Arabidopsis thaliana (FERREIRA iwspółaut. 1997), Pinus sylvestris (ROWLEY iwspółaut. 2000), Tillandsia albida i Lobivia

raushi (PAPINI i współaut. 1999), co sugeruje,że mogą być one niezbędnymi organellamipodczas aktywnego procesu PCD, wyma-gającego stałego dopływu energii.


ODKŁADANIE LIPIDÓW PODCZAS PCD TAPETUM

Szczególną cechą tapetum jest gromadze-nie lipidów, rozpoczęte w metabolicznie ak-tywnej tkance i kontynuowane podczas jej de-gradacji. Lipidy, które wejdą w skład okrywypyłkowej, odkładają się w plastydach i cytopla-zmie. W syntezie lipidów cytoplazmatycznychmoże uczestniczyć zarówno ER szorstkie,obecne przez cały okres aktywności tapetum,jak i kompleksy gładkich błon, pojawiające sięu niektórych gatunków wraz ze starzeniem siętkanki tapetalnej. Rosnąca liczba lipidowychplastoglobul jest oznaką degradacji plastydów iich przejścia w formę elajoplastów (CLÉMENT iPACINI 2001, LEŚNIEWSKA i CHARZYŃSKA 2000).

Ostatecznie dochodzi do fuzji plastoglobul z li-pidami cytoplazmatycznymi.

Przed rozpadem komórek tapetum zanikaER, podlegając wcześniej fragmentacji na pę-cherzyki. Zanika także aparat Golgiego, a cy-toplazma w miarę starzenia tapetum obkur-cza się i zagęszcza. Cały protoplast przecho-dzi głębokie zmiany, które mają na celu prze-kształcenie wszystkich jego elementów wużyteczne składniki soku pylnikowego i ma-teriały okrywy pyłkowej. Przerwanieciągłości błony plazmatycznej uwalnia pozo-stałości tapetalnych protoplastów pomiędzyziarna pyłku.

CZY POZOSTAŁOŚCI CYTOPLAZMY TAPETUM SĄ ODPOWIEDNIKIEM CIAŁEKAPOPTOTYCZNYCH ?

W momencie rozpadu tapetum do komorypylnika przemieszczają się masy lipidów izmienione, niewielkie fragmenty protoplastu.Brak błony komórkowej i zmiany w organel-lach odróżniają je zasadniczo od ciałek apopto-tycznych, charakterystycznych dla apoptozyzwierzęcej. Ciałka apoptotyczne zawierająfragmenty jądra i zagęszczonej cytoplazmy

oraz prawie niezmienione strukturalnie orga-nella, a obecność błony komórkowej z fosfaty-dyloseryną na powierzchni czyni takie struktu-ry rozpoznawalnymi przez wchłaniające je ma-krofagi. W organizmach roślinnych nie ma od-powiedników makrofagów ani zjawiska fago-cytozy, którą uniemożliwia obecność ścian ko-mórkowych.

CZY SKŁADNIKI OKRYWY PYŁKOWEJ SĄ TYLKO PRODUKTAMI ROZPADU TAPETUM?

Śmierć tapetum nie może być rozpatrywa-na w kategoriach usuwania zbędnej tkanki,która po spełnieniu funkcji sekrecyjnych wpylniku kończy swoje zadanie. Wiele produk-tów tapetalnego pochodzenia odegra swojąwłaściwą biologiczną rolę dopiero po zanikutapetum. Są wśród nich orbikule (ciała Ubi-scha) ułatwiające pyłkowi oderwanie się odściany pylnika i specjalne struktury łączące zesobą dojrzałe ziarna pyłku. Kluczowe znacze-nie dla męskiego gametofitu ma białkowo-lipi-dowa okrywa pyłkowa (Ryc. 5), która podnosiefektywność zapylania, chroni pyłek przed nie-korzystnymi warunkami środowiska, a przedewszystkim zapewnia mu sukces reprodukcyjnypodczas konkurencyjnego kiełkowania w tkan-kach słupka.

Dokładne analizy wykazały, że składnikiwarstwy powierzchniowej okrywy pyłkowej izawartość zagłębień egzyny u tego samego ga-tunku mogą się istotnie różnić. Wskazuje to nanieprzypadkowy sposób osadzania różnychfrakcji w określonym miejscu ściany ziarna


Ryc. 5. Powłoka pyłkowa (strzałki) na powierzch-ni i w zagłębieniach ściany ziaren pyłku (zp) Or-

nithogalum virens; e — egzyna, i — intyna. TEM.Pow. 7000x.

pyłku. Przypuszcza się, że pewne białka pocho-dzenia tapetalnego są deponowane wcześniejna egzynie i pełnią po rozpadzie tapetum rolękotwic dla lipidowych materiałów (PIFFANELLI iwspółaut. 1998). Nowe spojrzenie na interakcjemiędzy tapetum a dojrzewającym pyłkiem dałybadania okrywy pyłkowej u Brassicaceae(FERREIRA i współaut. 1997, PIFFANELLI iMURPHY 1998, PIFFANELLI i współaut. 1998). Urzepaku, Brassica napus, wykazano, żewchodzące w skład okrywy pyłkowej białka i li-pidy nie są biernie przeniesionymi składnikamirozpadu tapetum. Źródłem tych substancji sąpowstające w końcowej fazie różnicowania ta-petum tzw. tapetosomy, czyli ciała lipido-wo-białkowe o własnościach osmotycznych, nieograniczone elektronowogęstą błoną i posia-dające wewnątrz lipidowego obszaru oleozy-no-podobne białka tworzące regularną, heksa-gonalną sieć. Zdaniem badaczy tapetosomyprzechodzą transformację podczas rozpadu ta-petum i przenoszenia ich na powierzchnię

pyłku. Białka oleozyn są cięte przez endoprote-azy, co usuwa z nich N-terminalną domenę hy-drofobową (odpowiedzialną za utrzymywanieintegralności tapetosomów), a z C-terminalnejdomeny formowane są wysoce zasadowe poli-peptydy, w tym białka związane z samoniezgod-nością. Równoczesna modyfikacja lipidów spra-wia, że skład powłoki pyłku różni się od sub-stancji znajdujących się w żywych protopla-stach. Należy szczególnie podkreślić, że urucha-mianie enzymów tnących składniki tapetum naskładowe powłoki pyłkowej dokonuje się w fa-zie rozpadu tkanki tapetalnej, jako rezultat roz-wojowo regulowanej sekwencji przemianzwiązanych z działalnością tapetum. Nie wiado-mo czy występowanie tapetosomów ograniczasię tylko do rodziny Brassicaceae, gdzie zostałyopisane i czy podobnym transformacjom podle-gają tapetalne składniki podczs tworzenia okry-wy pyłkowej u innych gatunków.

JAK PRZEBIEGA INDUKCJA PCD W TAPETUM ?

Obecnie brak danych o sygnałach ini-cjujących PCD w tapetum pylnikowym, cho-ciaż można przypuszczać, że kontrolowany ge-netycznie proces naturalnej śmierci może byćregulowany hormonalnie. O losie tkanek ro-ślinnych decyduje zarówno ich położenie w or-ganie, jak i sygnały docierające z komóreksąsiednich.

Sugeruje się, że wskaźnikami wczesnej fazyPCD u roślin mogą być także arabinogalaktano-proteidy (ang. arabinogalactan proteins, AGPs).Rodzinie tych glikoprotein przypisuje się rolęspecyficznych znaczników powierzchni komó-rek, determinujących kierunek ich różnicowa-nia, ze śmiercią programowaną włącznie(SCHINDLER i współaut. 1995, GASPAR iwspółaut. 2001). Zmiany w AGPs błon lub ma-triks zewnątrzkomórkowej (ścianie komórko-wej) mogą być przyczyną zmian interakcji mię-dzykomórkowych i zainicjować wejście komó-rek na drogę programowanej śmierci. Zmiany w

składzie AGPs wykazano podczas rozwoju pyl-nika Brassica napus (PENNELL i współaut.1991). Obecność specyficznych glikoproteinwykazano przejściowo w błonie komórkowejtapetum i innych komórek pylnika, w kolejno-ści: tapetum, tetrady mikrospor, warstwa po-średnia, endotecjum. Pojawienie się specyficz-nych glikoprotein błonowych poprzedzałozmiany w ścianie tych komórek. Na podstawiepowyższych wyników BELL (1996) wysunął hi-potezę, że AGPs zanikające z powierzchni ko-mórek tapetum mogą ulegać fragmentacji, a ichcukrowe fragmenty działać jak sygnały prze-trwania, tłumiące ekspresję genów apoptotycz-nych w komorze pylnika. Tym, według Bell’a,można by tłumaczyć przeżywanie wszystkichpomejotycznych mikrospor w pylnikach na-siennych, w przeciwieństwie do megaspor, wwiększości genetycznie zdeterminowanych dozamierania i nie chronionych przez tkankę po-dobną do tapetum pylnikowego.

PODSUMOWANIE

Nie ulega wątpliwości, że naturalnaśmierć tapetum jest procesem zaprogramo-wanym w ontogenezie pylnika, chociaż me-chanizmy jego regulacji są prawie zupełnienieznane. Nie wiadomo jakie bodźce inicjują

PCD tapetum, ani jaki czynnik spustowy i wjakich warunkach uruchamia molekularnąmaszynerię destrukcji. Potwierdzonym fak-tem jest nieprzypadkowa fragmentacja jądro-wego DNA. Najwięcej danych w literaturze


dotyczy strukturalnej degradacji tkanki, alewiele pytań pozostaje bez odpowiedzi. De-strukcja organelli przebiega w sposóbuporządkowany i wykluczający niekontrolo-waną autolizę, ale trudno na razie wskazaćuniwersalną sekwencję zmian w protopla-ście. Nieznany jest przebieg dewakuolizacjitapetum, nie wiadomo też w jakim stopniuzjawisko autofagii odgrywa rolę w degradacjitkanki. Należałoby wyjaśnić, czy w procesieproteolizy w komórkach tapetum są zaanga-żowane proteasomy (wielokatalityczne kom-pleksy proteinazowe).

Wyniki prac nad degradacją tapetum Orni-

thogalum virens i Helianthus annuus wska-zują, że molekularne mechanizmy śmierci zo-stają włączone w fazie pełnej aktywności ko-

mórek tapetum, kiedy morfologia wszystkichorganelli komórkowych, także jądra, nie wyka-zuje jeszcze oznak destrukcji.

Celem procesu różnicowania i programo-wanej śmierci komórek tapetum jest funkcjo-nowanie na rzecz rozwijających się ziarenpyłku i stopniowe przegrupowanie struktural-ne organelli, angażujące układy enzymatycznekomórki, niektóre uaktywniane już po zanikukomórkowej organizacji. Zmiany te decydują odalszej funkcji tapetum w postaci powłokipyłkowej, aktywnie oddziaływującej ze środo-wiskiem kiełkowania pyłku.

Serdecznie dziękuję Pani prof. Marii Cha-rzyńskiej za cenne uwagi.

ANTHER TAPETUM IN PROGRAMMED CELL DEATH

S u m m a r y

The death of the tapetum in normal anther devel-opment is an example of physiological programmedcell death (PCD) in floral organ of higher plants. Thissporophytic secretory tissue which surroundsmeiocytes/pollen grains, provides them with manysubstances necessary for development, e.g. nutrients,certain enzymes, precursors of the pollen exine andmaterials of pollen coat including the signalling mole-cules. Species specific program of tapetal cells differ-entiation and disintegration coincides precisely withdevelopmental program of the male postmeiotic cellline. Premature or delayed degradation of the tapetumresults in male sterility. The death of tapetum, coordi-nated with death of several different tissues, is indis-pensable in realization of anther dehiscenceprogramme and in release of mature pollen grains.

PCD of tapetum is genetically controlled, but itsmolecular mechanisms are poorly known with the ex-

ception of internucleosomal cleavage of nuclearDNA.

At the structural level, programmed death oftapetum is realized by sequential elimination of all thecellular structures (extracellular matrix = cell wall andprotoplast). The cell wall hydrolysis takes place longbefore disintegration of tapetal protoplast.

The morphotype of the anther in tapetum PCD isdifferent from apoptosis and autolysis. Cytomor-phological changes in tapetum include: generalshrinkage of the whole cells and nuclei, chromatincondensation (specially at the nucleus periphery),transformation of tapetal plastids into elaioplasts, ac-cumulation of lipids in cytoplasm, disruption ofendoplasmic reticulum and other organelles, andeventually the breakdown of the plasma membrane ac-companied by the the release of changed tapetal rem-nants, transformed, in turn, into pollen coat materials.

LITERATURA

BALK J., LEAVER C. J., 2001. The PET1-CMS mitochon-

drial mutation in sunflower is associated with

premature programmed cell death and cytochro-

me c release. Plant Cell 13, 1803–1818.BEERS E. P., 1997. Programmed cell death during plant

growth and development. Cell Death Differ. 4,649–661.

BEDINGER P., 1992. The remakable biology of pollen.Plant Cell 4, 879–887.

BELL P. R., 1996. Megaspore abortion: a consequence

of selective apoptosis? Int. J. Plant Sci. 157, 1–7.BHANDARI N. N., 1984. Microsporangium.[W:] Embryo-

logy of Angiosperms. JOHRI B. M. (red.) Springer,Berlin, Heidelberg, New York, Tokyo, 60–88.

CHARZYŃSKA M., 1997. Programmed cell death of the

anther tapetum – a requirement for the normal

development of male germ line in higher plants.

Acta Biol. Cracov. 39 (Suppl. 1) 1.CLÉMENT C., PACINI E., 2001. Anther plastids in Angio-

sperms. Bot. Rev. 67, 54–73.DANON A., DELORME V., MAILHAC N., GALLOIS P., 2000.

Plant programmed cell death: A common way to

die. Plant Pysiol. Biochem. 38, 647–655.FERREIRA M.A., DE ALMEIDA ENGLER J., MIGUENS F.C., VAN

MONTAGU M., ENGLER G., DE OLIVEIRA D. E., 1997.Oleosin gene expresion in Arabidopsis thaliana

tapetum coincides with accumulation of lipids in

plastids and cytoplasmic bodies. Plant Physiol.Biochem. 35, 729–739.

FUKUDA H., 1996. Xylogenesis: initiation, progression

and cell death. Ann. Rev. Plant Mol. Biol. 47,299–325.


FUKUDA H., WATANABE Y., KURIYAMA H., AOYAGI S.,SUGIYAMA M., YAMAMOTO R., DEMURA T., MINAMI A.,1998. Programming of cell death during xyloge-

nesis. J. Plant Res. 111, 253–256.GASPAR Y., JOHNSON K. L., MCKENNA J. A., BACIC A.,

SCHULTZ C. J., 2001. The complex structures of ara-

binogalactan- proteins and the journey towards

understending function. Plant Mol. Biol. 47,161–176.

GREENBERG J. T., 1996. Programmed cell death: A way

of life for plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93,12094–12097.

GOLDBERG R. B., BEALS T. P., SANDERS P. M., 1993. Anther

development: basic principles and practical appli-

cations. Plant Cell 5, 1217–1229.GRĄDZKA I., 2000. Apoptoza: decyzja należy do mito-

chondriów. Post. Bioch. 46, 2– 16.HAVEL L., DURZAN D. J., 1996. Apoptosis in plants. Bot.

Acta 109, 268–277.HAVEL L., DURZAN D. J., 1999. Programmed cell death in

plant development. Adv. Regul. Plant GrowthDevelop., 203–212.

HESS M.W., HESSE M., 1994. Ultrastructural observa-

tions on anther tapetum development of free-

ze-fixed Ledebouria socialis Roth (Hyacinthace-

ae). Planta 192, 421–430.HESSE M., HESS M. W., 1993. Recent trends in tapetum

research. A cytological and methodological

review. Plant Syst. Evol. (Suppl. 7), 127–145.HOEBERICHTS F. A., WOLTERING E. J., 2002. Multiple me-

diators of plant programmed cell death: interplay

of conserved cell death mechanisms and

plant-specific regulators. BioEssays 25, 47–57.JACKOWSKI G., 1997. Programowana śmierć komórko-

wa u roślin i zwierząt. Wszechświat 98, 216–219.JAŁOSZYŃSKI P., KUJAWSKI M., SZYFTER K., 1996. Elektrofo-

reza pojedynczych komórek (comet assay) – uży-

teczna technika badania uszkodzeń DNA. Post.Biol. Kom. 23, 339–354.

JONES A., 2000. Does the plant mitochondrion integra-

te cellular stress and regulate programmed cell de-

ath? Trends Plant Sci. 5, 225–230.JONES A., 2001. Programmed cell death in development

and defense. Plant Physiol. 125, 94–97.KAPOOR S., KOBAYASHI A., TAKATSUJI H., 2002. Silencing

of the tapetum-specific zinc finger gene TAZ1 cau-

ses premature degeneration of tapetum and pol-

len abortion in Petunia. Plant Cell 14, 2353–2367.KERR J. F., WYLLIE A. H., CURRIE A. R., 1972. Apoptosis: a

basic phenomenon with wide-ranging implica-

tions in tissue kinetics. Br. J. Cancer 26, 239–257.KOLTUNOW A. M., TRUETTNER J., COX K. H., WALLROTH M.,

GOLDBERG R. B., 1990. Different temporal and spa-

tial gene expression patterns occur during anther

development. Plant Cell 2, 1201–1224.LEŚNIEWSKA J., 1996. Ultrastructural aspects of nuclei

degeneration during programmed cell death of

tapetum in Ornithogalum virens. Folia Histoch.Cytobiol. 34 (Suppl. 2), 60.

LEŚNIEWSKA J., 1999. Differentiation and programmed

cell death of the secretory tapetum of Ornithoga-

lum virens. Rozprawa doktorska, UniwersytetWarszawski 1–91.

LEŚNIEWSKA J., GRĄDZKA I., SZUMIEL I., CHARZYŃSKA M.,1997. PCD-related DNA degradation in the nuclei

of anther tapetum identified by the comet assay.

XXII. Conference of Embryology. Kraków-Osie-czany

LEŚNIEWSKA J., CHARZYŃSKA M., 2000. Tapetal plastids in

Ornithogalum virens: from meristematic stage to

pollen coat. Acta Biol. Cracov. Series Bot. 42,141–149.

LEŚNIEWSKA J., SIMEONOVA E., SIKORA A., MOSTOWSKA A.,CHARZYŃSKA M., 2000. Application of the comet as-

say in studies of programmed cell death (PCD) in

plants. Acta Soc. Bot. Pol. 69, 101–107.LEŚNIEWSKA J., SIMEONOVA E., CHARZYŃSKA M., 2003. Sub-

cellular heterogeneity of mitochondrial mem-

brane potential in anther tapetum. IX Interanti-onal Conference on Plant Embryology. Brno1–3.09. 2003, Czech Republik.

MARIANI C., BEUCKELEER D., TRUETTNER J., LEEMANS J.,GOLDBERG R. G., 1990. Induction of male sterility

in plants by a chimaeric ribonuclease gene. Natu-re 347, 737–741.

MURGIA M., CHARZYŃSKA M., ROUGIER M., CRESTI M.,1991. Secretory tapetum of Brassica oleracea L.:

polarity and ultrastructural features. Sex. PlantReprod. 4, 28–35.

PACINI E., 1990. Tapetum and microspore function.

[W:] Microspores: evolution and ontogeny.

BLACKMORE S., KNOX R. B. (red.). Academic Press,San Diego, 213– 237.

PACINI E., BELLANI L.M., LOZZI R., 1986. Pollen, tapetum

and anther development in two cultivars of sweet

cherry (Prunus avium). Phytomorphology 36,197–210.

PACINI E., CASADORO G., 1981. Tapetum plastids of Olea

europaea L. Protoplasma 106, 289–296.PACINI E., FRANCHI G. G., HESSE M., 1985. The tapetum:

its form, function and possible phylogeny in Em-

bryophyta. Plant Syst. Evol. 149, 155–185.PACINI E., KEIJZER C. J., 1989. Ontogeny of intruding

non-periplasmodial tapetum in the wild chicory,

Cichorium intybus (Compositae). Plant Syst. Evol.167, 149–164.

PAPINI A., MOSTI S., BRIGHIGNA L., 1999. Program-

med-cell-death events during tapetum deve-

lopment of angiosperms. Protoplasma 207, 213–221.

PARKINSON B. M., PACINI E., 1995. A comparison of tape-

tal structure and function in pteridophytes and

angiosperms. Plant Syst. Evol. 198, 55–88.PENNELL R. I., JANNICHE L., KJELLBOM P., SCOFIELD G. N.,

PEART J. M., ROBERTS K., 1991. Developmental regu-

lation of a plasma membrane arabinogalactan

protein epitope in oilseed rape flowers. Plant Cell3, 1317–1326.

PIFFANELLI P, MURPHY D. J., 1998. Novel organelles and

targeting mechanisms in the anther tapetum.

Trends Plant Sci. 3, 250–253.PIFFANELLI P., ROSS J. H. E., MURPHY D. J., 1998. Biogene-

sis and function of the lipid structures of pollen

grains. Sex. Plant Reprod. 11, 65–80.ROSS J. H. E., MILANESI C., MURPHY D. J., CRESTI M., 2000.

Rapid-freeze fixation and substitution improves

tissue preservation of microspores and tapetum


in Brassica napus. Sex. Plant Reprod. 12,237–240.

ROWLEY J. R., 1993. Cycles of hyperactivity in tapetal

cells. Plant Syst. Evol. (Suppl. 7), 23–37.ROWLEY J. R., SKVARLA J. J., WALLES B., 2000. Microsporo-

genesis in Pinus sylvestris L.VIII. Tapetal and late

pollen grain development. Plant Syst. Evol. 225,201–224.

SANTOS R. P., MARIATH J. E. A., HESSE M., 2003. Pollenkitt

formation in Ilex paraguariensis A.St.Hil. (Aqu-

ifoliaceae). Plant Syst. Evol. 237, 185–198.SCHRAUWEN J. A. M., METTENMEYER T., CROES A. F.,

WULLEMS G. J., 1996. Tapetum-specific genes: what

role do they play in male gametophyte deve-

lopment? Acta Bot. Neerl. 45, 1–15.SCHINDLER T., BERGFELD R., SCHOPFER P., 1995. Arabino-

galactan proteins in maize coleoptiles: deve-

lopmental relationship to cell death during xylem

differentiation but not to extension growth.

Plant J. 7, 25–36.SIKORA A., 1998. Zmiany struktury DNA jądrowego

podczas różnicowania i programowanej śmierci

komórek roślinnych. Praca magisterska, Uniw-ersytet Warszawski.

STEER M. W., 1977. Differentiation of the tapetum in

Avena. II. The endoplasmic reticulum and Golgi

apparatus. J. Cell Sci. 28, 71–86.

SUZUKI K., TAKEDA H., TSUKAGUCHI T., EGAWA Y., 2001.Ultrastructural study on degeneration of tapetum

in anther of snap bean (Phaseolus vulgaris L.) un-

der heat stress. Sex. Plant Reprod. 13, 293–299.WANG M., HOEKSTRA S., VAN BERGEN S., LAMERS G. E. M.,

OPPEDIJK B. J., VAN DER HEIJDEN M. W., DE PRIESTER

W., SCHILPEROORT R. A., 1999. Apoptosis in develop-

ing anthers and the role of ABA in this process du-

ring androgenesis in Hordeum vulgare L. PlantMol. Biol. 39, 489–501.

WANG M., MAARASCHIN S. F., BERECKI G., BRUIN W., DUIJN

B., KORTHOUT H. A. A. J., 2001. Cell suicide in plants

by proteinase activity and PCD in developing an-

ther of barley. Proccedings of X. InternationalConference on Plant Embryology, Nitra (Słowac-ja), 121.

WEBER M., 1992. The formation of pollenkitt in Apium

nodiflorum (Apiaceae). Ann. Bot. 70, 573–577.WIDŁAK P., 2002. Mechanizmy fragmentacji DNA i

kondensacji chromatyny w komórkach ule-

gających apoptozie. Post. Biol. Kom. 27, 583–597.WORRALL D., HIRD D. L., HODGE R., PAUL W., DRAPER J.,

SCOTT R., 1992. Premature dissolution of the

microsporocyte callose wall causes male sterility

in transgenic tobacco. Plant Cell 4, 759–771.


tom 52, 2003 numer 4 (261) strony 399–412kosmos.icm.edu.pl/pdf/2003/399.pdf · programowana...

Documents