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Doctor en Ciencias. Área: Biotecnología
Asesores:
Dr. Sergio Aguilar Espinosa Dra. Lucía Varela Fragoso
Coasesores:
Dra. Rocío Flores Bello Dr. Javier Farías Larios
Que para obtener el grado de
Ramón Zulueta Rodríguez
Presenta
Tecomán, Colima octubre de 2003
Universidad de Colima
EFICIENCIA DE MORFOESPECIES DE HONGOS FORMADORES DE
MICORRIZA ARBUSCULAR AISLADOS EN LA RIZOSFERA DE
Jacaratia mexicana A. DC. PARA PROMOVER LA
ABSORCIÓN DE FÓSFORO
Doctorado en Ciencias. Área: Biotecnología
Tesis
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad Veracruzana, por la confianza conferida durante el tiempo que me dediqué al posgrado. En especial al M.V.Z. José Siliceo Romero, quien durante su estancia en la Dirección General del Área Biológico-Agropecuaria siempre pugnó por la superación académica de los catedráticos universitarios, así como también el consecuente e invaluable apoyo manifestado por nuestro actual director, el Mtro. Ernesto Rodríguez Luna.
A todo el personal que labora en la Dirección General de Apoyo al Desarrollo
Académico de la Universidad Veracruzana, por tolerar y comprender mis frecuentes e inquietos bullicios. Mención exclusiva merece el Dr. Mario Miguel Ojeda Ramírez por sus elocuentes gestiones ante el Programa de Mejoramiento al Profesorado (PROMEP) y la Subsecretaría de Educación Superior e Investigación Científica (SESIC), así como las acertadas y profesionales exhortaciones que a menudo me ha hecho favor de transmitir.
A la Universidad de Colima y autoridades que laboran en la Facultad de Ciencias
Biológicas y Agropecuarias (FCBA), Campus Tecomán, por haberme permitido interactuar con todos los investigadores que participan dinámicamente en el Posgrado ahí ofrecido. Sobre todo la cordialidad en turno exteriorizada por parte de los directores de la FCBA, M.C. Arnoldo Michel Rosales e Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado, así como de los coordinadores del Posgrado Dr. Jaime Molina Ochoa y Dr. Sergio Aguilar Espinosa, incluida la loable atención de su Secretaria Administrativa, C.P. Evelia Facio Vieyra.
A la Dra. Ma. del Rocío Flores Bello y Dr. Sergio Aguilar Espinosa por ser quienes me
orientaron de manera precisa y perspicaz para nunca perder de vista el objetivo planteado ni el rumbo a seguir en las múltiples actividades de gabinete y campo que se realizaron durante el trabajo donde se evaluó el comportamiento de los hongos formadores de micorriza arbuscular y sus respectivas plantas huésped, amén de la palpable ética e integridad profesional mostrada al momento de verter sus consejos para la construcción de este documento. De manera singular destaco la ilustre, invaluable, competitiva e inequívoca contribución hecha por parte de mi director de tesis, la cual afortunadamente no se limitó solo al tema específico indagado.
A la Dra. Lucía Varela Fregoso por haber formado parte de mi comité tutorial (como
directora adjunta) y compartir su amistad, amplia experiencia y conocimientos relacionados con la investigación de la simbiosis micorrízica. No solo aprecio el tiempo dedicado a la conformación del rubro taxonómico que aquí se presenta, sino por las sabias e inteligentes opiniones y sugerencias que coadyuvaron para con su culminación. Ahora comprendo el porqué se reconoce su trayectoria científica allende nuestras fronteras.
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Académico asignado al Programa donde realicé mis estudios de posgrado: Dr. Javier Farías Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre, Dra. Ma. del Rocío Flores Bello, Dr. Sergio Aguilar Espinosa, M.C. Salvador Guzmán González y M.C. Arnoldo Michel Rosales, por las acertadas observaciones e indicaciones que de manera sustancial contribuyeron al enriquecimiento del formato y contenido de la versión final de este manuscrito. Asimismo hago patente mi perpetua gratitud y admiración por la inolvidable probidad e instruida colaboración que, cuando la requerí, nunca dudaron en brindarme mis respetables Dr. Oscar Rebolledo Domínguez y Dr. Roberto Lezama Gutiérrez.
A los Integrantes del Jurado de mi examen Pre-doctoral (Seminario de Avance): Dra.
Ma. del Rocío Flores Bello (Presidente), Dr. José Gerardo López Aguirre (Secretario), Dra. Lucía Varela Fregoso, Dr. Octavio Pérez Zamora y Dr. Javier Farías Larios (Vocales) por las atinadas recomendaciones que me permitieron dar cumplimiento a lo señalado en el reglamento General de Estudios de Posgrado de la Universidad de Colima para obtener el grado de Doctor en Ciencias (Área Biotecnología).
A la M.C. Dora Trejo Aguilar y M.C. Miguel Ángel Escalona Aguilar quienes con su alta
estima y clara percepción del fenómeno estudiado supieron guiarme por la senda documental y de eventos nacionales e internacionales más propicios para alcanzar las metas pretendidas al iniciar esta titánica labor. Estoy seguro que su desinteresada labor produjo al menos un nuevo e infinito horizonte donde parece ser viable ahondar en pro del apasionante mundo de la intrínseca simbiosis endomicorrízica de las áreas tropicales de México.
Al M.C. Juan Ruiz Ramírez por haberme asesorado lúcidamente y con absoluto
profesionalismo en el análisis estadístico e interpretación de la vasta información generada en la evaluación de todos mis bioensayos, así como también manifestarme su compañerismo, afecto y confianza.
Al respecto señalo el acercamiento y apertura total obtenida en el Laboratorio de
Investigación y Asesoría Estadística (LINAE) de la Universidad Veracruzana, orquestada con extraordinaria precisión por el Dr. Mario Miguel Ojeda Ramírez y la muy perspicaz Mtra. Lorena López Lozada. Ahí subrayo la estrecha interacción con Roony J. Quevedo, alumno de la Facultad de Estadística, quien continuamente asimiló la instrucción recibida de sus maestros para el arreglo adecuado de la información obtenida en mis experimentos, la cual se analizó con el paquete SAS 6.12 para Windows.
AGRADECIMIENTOS
Enfatizo la disponibilidad de Florideth Martínez Reyes, alumna de la Facultad de Estadística, y de la Mtra. Julia Aurora Montano Rivas (Facultad de Estadística e Informática de la Universidad Veracruzana, Zona Xalapa) por disipar mis dudas en la interpretación de los resultados presentados en las alternativas no paramétricas del ANOVA (paquete STATISTICA 6.0 para Windows).
A los siguientes Ingenieros Agrónomos (Facultad de Ciencias Agrícolas de la
Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) por ser partícipes en los resultados derivados de esta empresa: Liliana Lara Capistrán (en gabinete y laboratorio), Reyna Díaz (en campo y laboratorio), Roberto Chiquito Contreras y Luis Guillermo Hernández Montiel (en gabinete y campo), así como los Pasantes de Ingeniero Agrónomo Ma. del Carmen Barrientos Cepeda (en campo y laboratorio) y Juanita del Rayo Díaz (en campo). Sin embargo de entre todos ellos, mis amigos y colegas, sobresale la dedicación y la lealtad que en todo momento me confirieron Reyna y Ma. del Carmen.
Al Dr. Héctor López Moctezuma (Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad
Veracruzana, Campus Xalapa), con quién compartí y discutí momentos de incertidumbre y de culminación de mi investigación doctoral. Valoro sus apreciaciones y concepción del fenómeno estudiado, así como las conjeturas y recomendaciones que de manera sustancial fortalecieron al presente escrito.
A la Universidad Autónoma de Campeche (UACAM) y al Centro de Investigación
Científica de Yucatán, A.C. (CICY), por su insoslayable hospitalidad y asistencia durante mi estancia y recorridos de campo por aquellos bellos y paradisíacos parajes del sureste mexicano. Reconozco la cooperación recibida por el Biólogo Celso Gutiérrez Báez (UACAM) y los Técnicos José Luis Tapia Muñoz y Filogonio May Pat (CICY). En ambas instituciones recibí un trato muy cortés, y por ello extiendo mi congratulación al Dr. William J. Folan Higgins (UACAM), Dr. Germán Carnevali Fernández-Concha (CICY) y Dr. Roger Orellana Lanza (CICY).
Al Instituto de Ecología A.C. (I. de E.) de Xalapa, Veracruz, por condescender el uso de
sus Bancos de Información florísticos, cartográficos y bibliográficos, demostrando así que el cúmulo de materiales impresos y electrónicos ahí concentrados son de índole universal. En dicha institución trasciende el imponderable contacto logrado con: Srita. Rosalinda Ramírez Chan, Dra. Margarita Soto Esparza, Bióloga Magda Gómez Columna, Dra. Lilly Gama y Bióloga Ma. Elena Abreo (Departamento de Investigación y Diagnóstico Regional [BIOCLIMAS]), Dr. Francisco Gera Lorea Hernández (Curador del herbario IE-XAL); M.C. Gonzalo Castillo Campos (Departamento de Sistemática Vegetal); M.C. Felisa Herrador de la Paz, Biólogo Delfino Hernández Lagunes y al C. Rafael Colorado (Biblioteca).
AGRADECIMIENTOS
A la M.C. Ariadna Escalante Rebolledo y Q.F.B. Teresita de Jesús May Mora
(Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) no solo por la atinada determinación y caracterización física y química de los suelos colectados en los parajes donde Jacaratia mexicana A. DC. aún vegeta, sino por su especial entusiasmo en discurrir sobre el particular fenómeno biótico y abiótico ocurrido en cada uno de los sitios de estudio.
Finalmente expreso mi reconocimiento a quienes de alguna forma contribuyeron e
influyeron benigna y significativamente en el logro de mi capacitación y docta formación. Entre ellas me refiero a las personalidades siguientes:
• Dr. Ronald Ferrera-Cerrato, M.C. Alejandro Alarcón e Ing. Agr. Gabriela
Sánchez Viveros del Colegio de Postgraduados, Montecillo, Estado de México, México.
• Dr. Arturo Estrada-Torres de la Universidad Autónoma de Tlaxcala, Tlaxcala, México.
• Dr. Christopher Walker del Biological Research and Imaging Laboratory, Bournemouth University, United Kingdom (U.K.).
• Dr Christian Plenchette (Directeur de Recherche) del Institut National de la Recherche Agronomique [INRA] Dijon, France.
• Dr. Salvador Paredes Rincón, Ing. Agr. Daniel Utrera López y Q.A. Gonzalo Contreras Herrera del Instituto Tecnológico Agropecuario número 18 de Úrsulo Galván, Veracruz, México.
• Q.A. Jesús Guerrero López (Laboratorio de Análisis Químico), M.C. Doris Guadalupe Rocha Castillo, (Laboratorio de Suelos), e Ing. Civil Agustín Muñoz Ceballos (Laboratorio de Cartografía [LACART]) de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa, Xalapa, Veracruz, México.
• Dra. María del Pilar Ortega Larrocea de la Universidad Nacional Autónoma de México, México, D.F.
• Dr. Ángel Trigos Landa, Dr. Mauricio Luna Rodríguez, L.I. Carlos Díaz Cortés , Q.F.B. Lissete Valenzuela Fabris y Q.F.B. Patricia Alfonseca Arámburo del Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa, S.C. [LATEX], Xalapa, Veracruz, México.
DEDICATORIA
A Daniela y Mariana, por el tiempo y momentos que no tuvimos la oportunidad de compartir, mas en definitiva me sirvieron para descubrir la profusa adoración y el significado que tienen en mi vida. Ahora entiendo que, hoy y siempre, ustedes han sido y serán mi razón de vivir.
A Minerva, por ser la mujer que Dios me mandó para hacer de mi un ser cuyos
propósitos primordiales obedezcan la cordura y la reflexión. Es para mí muy difícil expresar en estas líneas el papel que has desempeñado en mi vida y más aun lo que representas: Has vuelto a ocupar el pedestal que alguna vez guardé...para ti. Te reitero mi profunda admiración, reconocimiento, respeto y amor, el cual también ahora sé que no era de nadie más, sino tuyo.
A mis padres, Sr. José Ramón Zulueta Castillo y O. Gloria Rodríguez Villegas, por
haber inculcado en mi sus incontables principios de pensamiento y conducta donde impera la honestidad, la lealtad y el buen discernir. Los venero con toda mi alma y corazón, y me siento muy orgulloso de que su esencia y presencia forme parte de mí.
In memoriam
A mis apreciados abuelos
Sr. José Rodríguez Fano Sra. Ana Villegas Ochoa
A mis inolvidables tíos
Dr. José Rodríguez Villegas
Dr. Juan Flores Villalobos Sra. Consuelo Rodríguez Villegas
Ing. Ricardo Rodríguez Villegas
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ÍNDICE
Página ÍNDICE DE CUADROS .................................................................................................. v ÍNDICE DE FIGURAS................................................................................................... vii ANEXOS ..................................................................................................................... ix RESUMEN.................................................................................................................... x ABSTRACT.................................................................................................................. xi 1. INTRODUCCIÓN................................................................................................... 1 2. REVISIÓN DE LITERATURA ................................................................................ 5 2.1. Importancia económica y ecológica de la Selva Baja Caducifolia.......................... 5 2.1.1. Composición florística de la Selva Baja Caducifolia .......................................... 7 2.1.1.1. Aspectos relevantes de Jacaratia mexicana A. DC.: Un árbol típico de la Selva Baja Caducifolia en México...................................................... 10 2.1.1.1.1. Ecología y distribución .......................................................................... 11 2.1.1.1.2. Descripción de la planta........................................................................ 12 2.1.1.1.3. Posición taxonómica ............................................................................. 15 2.1.1.1.4. Usos tradicionales, actuales y potenciales ............................................. 16 2.1.1.1.5. Estatus actual....................................................................................... 18 2.2. Diversidad de los hongos formadores de micorriza arbuscular en los ecosistemas terrestres ...................................................................................... 19 2.3. Función de los hongos formadores de micorriza arbuscular en las comunidades vegetales ..................................................................................... 21 2.3.1. Trascendencia de los estudios ecológicos en una asociación endomicorrízica ............................................................................................ 25 2.3.1.1. Relación entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y las especies forestales ................................................................................... 27 2.3.1.2. Interactividad entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y las plantas tropicales ..................................................................................... 28 2.3.1.3. Importancia ecológica de los hongos formadores de micorriza arbuscular en el trópico seco ..................................................................................... 30 2.4. Los hongos formadores de micorriza arbuscular en la familia Caricaceae........... 32 2.4.1. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con Carica papaya .......................................................................................................... 33 2.4.2. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con Jacaratia mexicana....................................................................................................... 36 2.5. Capacidad infectiva de los hongos formadores de micorriza arbuscular.............. 36 2.5.1. Efecto de la colonización de los hongos formadores de micorriza arbuscular en el crecimiento y desarrollo de las plantas ................................................. 37 2.5.2. Plantas micotróficas y no micotróficas........................................................... 38 2.5.3. Diversidad y dominancia de especies de hongos formadores de micorriza arbuscular en áreas no perturbadas .............................................................. 40
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ÍNDICE
Página 2.6. Elección y obtención de un inóculo esporal de hongos formadores de micorriza arbuscular.......................................................................................... 41 2.7. Eficiencia de la simbiosis................................................................................... 44 2.7.1. Factores inherentes a la planta hospedera .................................................... 46 2.7.2. Factores inherentes al endófito ..................................................................... 47 2.7.3. Influencia de los factores ambientales........................................................... 48 2.7.3.1. Clima y suelo............................................................................................ 48 2.8. Relación de la simbiosis con la actividad fotosintética de la planta..................... 50 3. MATERIALES Y MÉTODOS.................................................................................. 53 3.1. Determinación de micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana.......................... 53 3.1.1. Fase de campo ............................................................................................. 53 3.1.2. Fase de invernadero y laboratorio ................................................................. 54 3.2. Elección y descripción de las áreas de estudio................................................... 55 3.2.1. Sitio 1: Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) ................................ 56 3.2.1.1. Suelos ...................................................................................................... 57 3.2.1.2. Clima ........................................................................................................ 58 3.2.1.3. Vegetación ................................................................................................ 58 3.2.2. Sitio 2: Seybaplaya (Estado de Campeche, México) ...................................... 59 3.2.2.1. Suelos ....................................................................................................... 59 3.2.2.2. Clima ........................................................................................................ 61 3.2.2.3. Vegetación ................................................................................................ 61 3.2.3. Sitio 3: Buctzotz (Estado de Yucatán, México) ................................................ 61 3.2.3.1. Suelos ...................................................................................................... 61 3.2.3.2. Clima ........................................................................................................ 63 3.2.3.3. Vegetación ................................................................................................ 63 3.3. Muestreo de suelo ............................................................................................ 63 3.4. Propagación de esporas nativas en invernadero ................................................ 64 3.5. Separación y extracción de esporas en laboratorio ............................................ 66 3.5.1. Identificación de morfoespecies de hongos formadores de micorriza arbuscular .................................................................................................... 67 3.6. Propagación de morfoespecies.......................................................................... 67 3.6.1. Preparación del sustrato y las macetas trampa.............................................. 68 3.6.2. Propagación de las morfoespecies identificadas............................................. 69 3.6.3. Elección y obtención del inóculo.................................................................... 70 3.7. Ubicación del área experimental ....................................................................... 70 3.8. Establecimiento de los bioensayos .................................................................... 71 3.8.1. Bioensayo preliminar .................................................................................... 71 3.8.1.1. Variables medidas en el bioensayo preliminar ........................................... 75 3.8.1.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas .............................................. 75 3.8.1.1.2. Producción de biomasa y área foliar...................................................... 75
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ÍNDICE
Página 3.8.1.1.3. Colonización de las raíces ..................................................................... 75 3.8.2. Bioensayos de eficiencia ............................................................................... 76 3.8.2.1. Variables adicionales medidas en los bioensayos finales ........................... 78 3.8.2.1.1. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................. 78 3.8.2.1.2. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped ............. 79 3.8.2.1.3. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ..................................................... 79 4. RESULTADOS ......................................................................................................80 4.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana...................................................... 80 4.2. Identificación de morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular...... 82 4.3. Descripción de las morfoespecies...................................................................... 82 4.3.1. Glomus intraradices Schenck & Smith ........................................................... 84 4.3.2. Glomus constrictum Trappe .......................................................................... 85 4.3.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi ..................................................... 85 4.3.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider ...................................... 86 4.4. Morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular propagados en invernadero ................................................................................................ 88 4.5. Bioensayo preliminar: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número de esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie .......................................................................................................... 89 4.5.1. Crecimiento en altura y número de hojas...................................................... 89 4.5.2. Biomasa seca y área foliar ............................................................................ 89 4.5.3. Colonización micorrízica ................................................................................ 91 4.6. Bioensayos de eficiencia ................................................................................... 92 4.6.1. Bioensayo final 1: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta..................................................................... 92 4.6.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas.................................................. 92 4.6.1.2. Biomasa seca y área foliar ........................................................................ 93 4.6.1.3. Colonización micorrízica ............................................................................ 96 4.6.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................... 101 4.6.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea ................................................... 103 4.6.1.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ....................................................... 105 4.6.2. Bioensayo final 2: Respuesta de Jacaratia mexicana a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta................................................................... 106 4.6.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas................................................ 106 4.6.2.2. Biomasa seca y área foliar ...................................................................... 107 4.6.2.3. Colonización micorrízica .......................................................................... 110 4.6.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas ............................... 114 4.6.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea ................................................... 117
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ÍNDICE
Página 4.6.2.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica ....................................................... 119 5. DISCUSIÓN ....................................................................................................... 120 6. CONCLUSIONES................................................................................................ 155 7. BIBLIOGRAFÍA CITADA ................................................................................... 156 8. ANEXOS ............................................................................................................. 201
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ÍNDICE DE CUADROS
CUADROS Página Cuadro 1. Tipo de satisfactores que se han obtenido de plantas de la Selva Baja Caducifolia en México ................................................................................... 7 Cuadro 2. Tipos de clima donde se establece más de la mitad de la Selva Baja Caducifolia en México ................................................................................... 9 Cuadro 3. Tipo de satisfactores que se han obtenido de Jacaratia mexicana en México........................................................................................................ 17 Cuadro 4. Factores que favorecen la erosión genética en Jacaratia mexicana ............. 18 Cuadro 5. Caracterización física y química del suelo muestreado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) a la profundidad 0-20 cm ................ 58 Cuadro 6. Caracterización física y química del suelo muestreado en Seybaplaya (Estado de Campeche, México) a la profundidad 0-20 cm ............................ 60 Cuadro 7. Caracterización física y química del suelo muestreado en Buctzotz (Estado de Yucatán, México) a la profundidad 0-20 cm................................ 62 Cuadro 8. Caracterización física y química del del sustrato utilizado para la propagación de morfoespecies de Veracruz, Campeche y Yucatán en los cultivos trampa ................................................................................ 68 Cuadro 9. Descripción de los tratamientos evaluados en el bioensayo preliminar ........ 73 Cuadro 10. Descripción de los tratamientos evaluados en las dos plantas huésped: Carica papaya y Jacaratia mexicana............................................................ 77 Cuadro 11. Lista de taxa de hongos formadores de micorriza arbuscular encontrados en el suelo rizosférico de Jacaratia mexicana .............................................. 82 Cuadro 12. Criterio discrecional utilizado para elegir a los morfotipos propagados en cultivo monoespecífico........................................................................... 88 Cuadro 13. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya.................... 92 Cuadro 14. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya ......................... 93 Cuadro 15. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya ................. 94 Cuadro 16. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa radical seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya................ 94 Cuadro 17. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya................................... 95 Cuadro 18. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ...................................................... 97 Cuadro 19. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya....................................................... 101 Cuadro 20. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi.................................................103
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ÍNDICE DE CUADROS
CUADROS Página Cuadro 21. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento .............. 104 Cuadro 22. Eficiencia de la colonización (%) de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Carica papaya........................................ 105 Cuadro 23. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura y número de hojas de las plantas de Jacaratia mexicana inoculadas con 50 esporas de Glomus intraradices de distinta procedencia geográfica ................................................................................................ 106 Cuadro 24. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa seca aérea y radical de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana.. 108 Cuadro 25. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana ......................... 109 Cuadro 26. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi............................................ 110 Cuadro 27. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana ............................................... 115 Cuadro 28. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi ...................................... 117 Cuadro 29. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento ddi............. 118 Cuadro 30. Eficiencia de la colonización (%) de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Jacaratia mexicana .................................119
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ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURAS Página
Figura 1. Ubicación de los sitios de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico ............................................................................................ 56 Figura 2. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Veracruz, México ........... 57 Figura 3. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Campeche, México......... 60 Figura 4. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Yucatán, México......... 62 Figura 5. Secuencia de imágenes de las faenas de campo seguidas para la obtención de las muestras de suelo rizosférico de Jacaratia mexicana en los manchones de Selva Baja Caducifolia de Veracruz, Campeche y Yucatán, México........................................................................................... 64 Figura 6. Secuencia de imágenes del acondicionamiento del sitio y armado de la estructura donde se llevó a cabo el experimento.......................................... 72 Figura 7. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas en raíces de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 60 ddi....................................................................................... 80 Figuras 8 y 9. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas en raíces de plántulas de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 15 ddi ..................................................................... 81 Figura 10. Glomus sp. 1 proveniente del suelo rizosférico colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México)........................................................... 83 Figura 11. Glomus sp. 2 proveniente del suelo rizosférico colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México)........................................................... 83 Figura 12. Glomus intraradices................................................................................... 84 Figura 13. Glomus constrictum................................................................................... 85 Figura 14. Sclerocystis sinuosa................................................................................... 86 Figura 15. Entrophospora infrequens ......................................................................... 87 Figura 16. Crecimiento en altura de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 89 Figura 17. Biomasa aérea seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 90 Figura 18. Biomasa radical seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfo-- tipo procedente de Veracruz) ....................................................................... 90 Figura 19. Colonización de Carica papaya (técnica de McGonigle et al., 1990), 20 días de haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz) ............................. 91
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ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURAS Página
Figura 20. Crecimiento en altura de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45y 60 ddi...................................................................................... 93 Figura 21. Número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ....................................................................................... 94 Figura 22. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi .....................................................................................95 Figura 23. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi .................................................................................................... 96 Figura 24. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ....................................................................................................... 98 Figura 25. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30,45 y 60 ddi .............................................................................................. 99 Figura 26. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi ................................................................................................ 100 Figura 27. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 45 y 60 ddi en tres morfoespecies de Glomus intraradices asociadas con Carica papaya............ 101 Figura 28. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi......................................................................... 102 Figura 29. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi......................................................................... 102 Figura 30. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi............................................................................................. 103 Figura 31. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi........................................................................ 104 Figura 32. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento..................................................... 105 Figura 33. Crecimiento en altura de las plantas Testigo 1 y 2 e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.................................................... 107 Figura 34. Incrementos de altura registrados en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana en cada evaluación (15, 30, 75 y 120 ddi) ................ 107 Figura 35. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi) ddi)......................................................... 108 Figura 36. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi) ddi) ........................................................................... 109 Figura 37. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ........................................................................................ 111 Figura 38. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi................................................................................. 112 Figura 39. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................................... 113
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ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURAS Página
Figura 40. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 75 y 120 ddi en tres morfoespecies de Glomus intraradices asociadas conJacaratia mexicana ..... 114 Figura 41. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................. 115 Figura 42. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................. 116 Figura 43. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi ................................................................................... 116 Figura 44. Cantidad de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi .......................... 117 Figura 45. Cantidad promedio de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento ............................................................................................... 118
ANEXOS
ANEXOS Página 1. Características macroscópicas y microscópicas de la madera de Jacaratia mexicana.............................................................................................................. 201 2. ¿Qué es la Biblioteca Virtual (Consorcio de Bibliotecas del Sureste)?........................ 202 3. Prueba para determinar la inmunidad intrínseca de las especies vegetales a la colonización micorrizógena (Método de Tester et al., 1987)........................ 204 4. Técnica de tinción de raíces (Método de Phillips y Hayman, 1970)........................ 205 5. Técnica para la cuantificación de una raíz endófita (Método de McGonigle et al., 1990) ......................................................................................................... 206 6. Técnica de tamizado húmedo y decantación para la separación de esporas del suelo (Gerdemann y Nicolson, 1963)............................................................... 207 7. Técnica para el establecimiento de cultivos-trampa a partir de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Brundrett et al., 1994,;1996) ............... 208 8. Técnica para la esterilización de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Bago et al., 2000 b) ......................................................... 209 9. Solución nutritiva de Hoagland............................................................................. 210 10. Especies de plantas asociadas con Glomus constrictum en Polonia ........................ 211
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RESUMEN La indiscriminada deforestación de selvas tropicales sugieren la imperiosa necesidad de reconocer detenidamente cuales son los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) que, hasta hoy en día, han coevolucionado y colonizado biotróficamente la raíz de cada componente vegetal, sobre todo si el hospedero en cuestión se encuentra al borde de la extinción, tal y como sucede con Jacaratia mexicana A. DC. Este estudio fue conducido para: 1) Determinar si dicha especie era micotrófica, 2) Propagar a los HMA presentes en el rizoplano, endorizosfera y ectorizosfera de este espécimen arbóreo en tres fragmentos de Selva Baja Caducifolia provenientes de Veracruz, Campeche y Yucatán, México, 3) Aislar e identificar a las morfoespecies de HMA de cada uno de los suelos rizosféricos recolectados, y 4) Evaluar la eficiencia de la morfoespecie de HMA más abundante y común de los tres sitios de muestreo, utilizando a Carica papaya y J. mexicana como plantas huésped. Tras comprobar que J. mexicana no era intrínsecamente inmune a la presencia del endófito, la toma de muestras en cada paraje se realizó en noviembre de 1999, y el incremento de la población de hongos MA fue factible mediante el establecimiento de cultivos-trampa. Se determinó la identidad taxonómica de las morfoespecies y promovió su adecuada propagación individual. Acto seguido, y previo a la experimentación final, un bioensayo reveló que 50 esporas desinfectadas en su superficie eran suficientes para valorar su eficiencia. Dicha aptitud se cuantificó sistemáticamente midiendo las variables siguientes: Crecimiento en altura, diámetro, número de hojas, producción de biomasa aérea y radical seca, área foliar, tasa de asimilación neta de CO2, transpiración de las hojas y porcentaje de colonización micorrízica. El comportamiento registrado entre los simbiontes mostró presencia de hifas y arbúsculos en ambos hospederos (C. papaya y J. mexicana) 15 días después de la inoculación (ddi), así como diferencia estadística de acuerdo a la prueba de Tukey (P ≤0.05) para número de hojas, área foliar y biomasa aérea seca (30 ddi) para el primero, mientras que para el segundo ésta fue evidente en la evaporación y conductancia estomatal a 75 ddi, justo antes de su manifiesta defoliación (120 ddi). Los resultados obtenidos indican que las distintas morfoespecies de hongos MA evaluadas no difieren en su eficiencia. Palabras clave: México, Selva Baja Caducifolia, hongos formadores de micorriza arbuscular, eficiencia, Jacaratia mexicana, Carica papaya.
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ABSTRACT Global deforestation has several extremely important consequences, which are all ecological and environmental interrelated. However the indiscriminate removal of Mexican dry tropical forests suggest the imperious necessity to recognize the arbuscular mycorrhizal (AM) fungi forming mutualistic symbioses with the root systems of plant species that it comes from coevolution, mainly if the host is an endangered specie, such occur with Jacaratia mexicana A. DC. This study was carried out to: 1) Determine if this is a mycotrophic specie, 2) Propagate the AM fungal spores obtained from the rhizoplan, endorhizosphere and ectorhizosphere in three dry deciduous forest patches of Veracruz, Campeche and Yucatan, Mexico, 3) Isolate and identify the AM morphospecies in the rhizospheric zone of soil collected, and 4) Evaluate the effectiveness of the dominant and common morphotype in the three sampling places using Carica papaya and J. mexicana as host plants. After checking that J. mexicana was not intrinsically immune to the endophyte presence, the rhizosphere samples was carried out in each place in november 1999, and transferring to pot-cultures to obtain adequate rates of fungi population growth in culture. The taxonomic identity was determined and the individual morphospecies propagation was starting to assess fungal development. Later on, and previous to the final experimentation, a preliminary bioassay revealed that 50 spores disinfected in its surface were enough to value its effectiveness. This aptitude was quantified measuring the following variables systematically: Growth, number of leaves, shoot and root dry biomass, foliar area, net CO2 assimilation rate, transpiration and percentage colonization in the split-root system. The symbiont behavior registered showed hyphae and arbuscules in both hosts (C. papaya and J. mexicana) 15 days after the inoculation (dai), as well as difference statistic according to the Tukey test (P ≤0.05) for number of leaves, foliar area and shoot dry biomass (30 dai) for the first one, while for the second this was evident 75 dai in the evaporation and stomatal conductance, just enough defoliation starting (120 ddi). Our results provide information to asseverate that the different VAM morphospecies evaluated don't differ in its efficiency. Key words: México, Dry deciduous forest, arbuscular mycorrhiza fungi, effectiveness, Jacaratia mexicana, Carica papaya.
1
1. INTRODUCCIÓN En casi todos los ecosistemas naturales del mundo donde se desarrolla una
agrupación vegetal, la mayor parte de sus componentes se encuentran íntimamente
ligados con los hongos del suelo formadores de micorriza, a grado tal que más del
90% de las especies vegetales conocidas mantienen una estrecha interacción con
ellos (Tsimilli-Michael et al., 2000), de entre los que por su abundancia y
universalidad destacan son los micorrizógenos arbusculares (Hodge et al., 2000).
Este hecho, innegable por las recientes evidencias fósiles encontradas (Kenrick y
Crane, 1997; Redecker et al., 2000 a) y remontable al instante mismo cuando las
plantas primigenias iniciaron la invasión de la superficie terrestre (Pirozynski y
Malloch, 1975; Remy et al., 1994), ha sido y sigue siendo sumamente decisivo en su
evolución (Cabello, 1995).
No obstante, hoy en día su milenaria coexistencia en las áreas tropicales se encuentra
amenazada por la severa e indiscriminada deforestación que el hombre infiere a las
selvas en todo el mundo (NASA, 1998; Geist y Lambin, 2002), devastación estimada
por la FAO en 14.2 millones de hectáreas anuales para el periodo 1990-2000 (FAO,
2001), sin que hasta ahora sean suficientes los conocimientos aportados acerca de la
microbiota del suelo en general (Azcón-Aguilar y Barea, 1992; Galicia, 2002) o la
descripción de sus especies micorrizógenas en particular (Varela y Trejo, 2001), ni
cuan drásticos pueden llegar a ser las consecuencias directas o indirectas sobre la
biodiversidad vegetal y alto grado de endemismo de tan frágiles ecosistemas.
Por otro lado, y si bien es cierto que el funcionamiento de los biomas continentales a
menudo depende de los grupos de organismos que los conforman, también lo es el
hecho de que el grueso de los árboles del trópico presentan micorrizas (Janos, 1980
a), toda vez que la baja disponibilidad o inmovilidad de nutrimentos en los suelos de
esas regiones cálidas generalmente es notable.
2
Numerosas investigaciones realizadas hasta el momento han mostrado que los
hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) pueden ser determinantes en la
estructuración de una comunidad vegetal (Allen, 1996 a; St. John, 1998) al afectar
directa o indirectamente la capacidad de crecimiento y vigorosidad de las plantas
(Cabello, 1999; Hernández, 2000; Smith et al., 2000), de tal suerte que la
identificación y estudio de los distintos HMA´s presentes en un paraje dado es un
asunto de absoluta importancia bioecológica (Streitwolf-Engel et al., 1997; Helgason
et al., 1998), sobre todo por la habilidad que a menudo estos tienen para no solo
favorecer la absorción de nutrimentos, sino por la peculiar integración fisiológica y
promoción de respuestas metabólicas que redunda en pro de la adaptabilidad y
sobrevivencia de su hospedero donde los factores físicos son extremos y de
constante estrés ambiental (Bratek et al., 2002).
Sin embargo la respuesta de una planta a la colonización simultánea originada por
diferentes HMA o por una sola morfoespecie puede ser tan variada (Sylvia et al.,
1993 a), que inclusive en ocasiones su efecto individual puede llegar a ser más
benéfica cuando actúa sola (Gupta et al., 2002) que al hacerlo en consorcio (Gange,
1999).
Es precisamente en este tenor donde se requieren investigaciones enfocadas a
determinar si las diferencias fisiológicas entre los aislados se correlacionan con la
procedencia geográfica de los morfotipos (Daniels y Duff, 1978). Al respecto, Azcón-
Aguilar et al. (1986) y Howeler et al. (1987) sugieren conducir bioensayos en
invernadero con distintas plantas huésped para valorar las respuestas que se generan
tras su asocio con HMA nativos de morfología semejante (morfotipo o morfoespecie)
que, al provenir de un mismo tipo de vegetación pero de zonas geográficas distantes,
pueden diferir en su eficiencia. Lo denotado es aun más acertado y trascendente
cuando se trata de una morfoespecie que exhibe un número variado de hospederos
(Siqueira y Saggin-Júnior, 2001).
3
En virtud de que hasta el momento las evaluaciones de la eficiencia de las especies
de HMA nativos de los suelos tropicales son muy escasas (Gavito y Varela, 1995), y
que el reconocimiento de la habilidad de las mismas para llevar a cabo una exitosa
colonización en un sitio en particular es de gran interés (Lodge et al., 1996 a) y uno
de los primeros pasos sugeridos hacia el entendimiento del papel que esta simbiosis
tiene sobre todo en el desempeño, preservación y mantenimiento de las plantas
amenazadas (Barroetavena et al., 1998). El propósito primordial de este estudio fue
determinar la eficiencia de los morfotipos de HMA cuya presencia fuese discernible y
manifiesta en los suelos rizosféricos recolectados en diversos parajes relícticos de la
Selva Baja Caducifolia del Golfo de México donde aun vegeta Jacaratia mexicana A.
DC., la cual es una especie arbórea filogenéticamente relacionada con Carica papaya
L. (Badillo, 1971; Aradhya et al., 1999; Olson, 2002) y típica de las selvas secas del
país que en la actualidad se encuentra en inminente peligro de extinción.
Así, y tras la premisa de que los ecosistemas tienen grupos de HMA con funciones
específicas, y que la desaparición de un hospedante puede llegar a ocasionar efectos
notables e inconcebibles sobre la microbiota rizosférica, se planteó cuantificar su
aptitud simbiótica con dos plantas tropicales de la familia Caricaceae (papaya [C.
papaya] y bonete [J. mexicana]) en términos de: 1) El conteo porcentual simple de
colonización en sus raíces, 2) La promoción de algunas variables de crecimiento, 3)
La producción de biomasa seca y de área foliar, y 4) La asimilación neta de CO2 y
transpiración de las hojas.
Hipótesis Para el desarrollo del presente trabajo se planteó la siguiente hipótesis: Las especies
de hongos formadores de micorriza arbuscular aisladas en la rizosfera de J. mexicana
4
en tres comunidades vegetales similares son semejantes en su morfología, pero
distintas en su eficiencia para promover la absorción de fósforo.
Objetivos Por esta razón se trazaron como objetivos:
1. Determinar si J. mexicana es micotrófica
2. Aislar e identificar a las morfoespecies de hongos formadores de micorriza
arbuscular (HMA) presentes en las muestras de rizosfera de J. mexicana
recolectadas en la Selva Baja Caducifolia de los Estados de Veracruz,
Campeche y Yucatán (México)
3. Propagar y comparar la eficiencia de la morfoespecie de HMA más abundante
y común de los tres sitios de muestreo en dos plantas huésped: C. papaya y J.
mexicana.
5
2. REVISIÓN DE LITERATURA 2.1. Importancia económica y ecológica de la Selva Baja Caducifolia Los bosques tropicales estacionalmente secos tienen una distribución global amplia
(Trejo y Dirzo, 2000) y son ecosistemas que se desarrollan naturalmente en Australia,
India, Africa y América (Archibold, 1995).
Aunque cubren alrededor del 42% de las zonas intertropicales (Murphy y Lugo, 1995;
Pennington et al., 2000) donde los factores ambientales primarios se relacionan con
los periodos de abastecimiento de agua y sequedad (Gerhardt , 1996; Eamus, 1999)
y las particulares características físicas y químicas de los sustratos sobre los que
descansan (Cintrón y Lugo, 1990; Murphy y Lugo, 1990), su incesable perturbación1
los ha convertido en pequeños enclaves que prosperan de manera aislada (Janzen,
1986) o bien en zonas explícitamente conservadas pero muy poco perceptibles cuyo
riesgo de deterioro y destrucción es alto (Mooney et al., 1995).
De hecho la alarmante tasa de deforestación2 e indiscriminado cambio de uso del
suelo se consideran la principal fuerza de disturbio que determina la fragmentación y
el destino final de estos ecosistemas (Gillespie, 1999; Beltrán y González, 2000).
Entre las dinámicas de conversión Toledo et al., (1993), Ceballos y García (1995) y
Maass (1995) matizan las destinadas para actividades agrícolas y de ganadería.
En Latinoamérica Sabogal (1992) y Trejo (1995) reportaron a la Selva Baja
Caducifolia (SBC, también denominada Bosque Tropical Caducifolio) como el tipo de
comunidad vegetal más extensa que ocupaba inmensas superficies desde el norte de
1 Basada en múltiples aspectos de índole social, económico, político y hasta ecológico (Maass, 1995) 2 En comparación con los demás ecosistemas terrestres de nuestro país, la SBC presenta una de las tasas más altas de deforestación anual (Masera et al., 1992 a) estimada en 2.02% (Masera et al., 1992 b; 1997).
6
Panamá hasta el noroeste de México (Martínez-Yrízar et al., 2000), siendo en este
último donde su presencia llegaba a constituir el porcentaje más alto de la vegetación
tropical (Trejo, 1998), la cual Masera et al., (1992 c) estimaban en alrededor del
8.3% de nuestro territorio, y de los que solo 3.7% aún permanecen intactos (Trejo y
Dirzo, 2000).
De acuerdo con las conclusiones vertidas por Pennington y Sarukhán (1998), la SBC
se puede considerar como el límite térmico e hídrico de los tipos de vegetación de las
zonas cálido-húmedas mexicanas, cuyo crecimiento y desarrollo es preponderante en
la sombra de montaña de las costas del Pacífico debido a los vientos procedentes del
noroeste y este (Murphy y Lugo, 1995). Son comunidades adaptadas a zonas con
promedios de temperaturas anuales superiores a 20°C y precipitaciones anuales de
1,200 mm como máximo (del orden de 800 mm), con una temporada seca que dura
hasta 7 u 8 meses y es muy severa (Pennington y Sarukhán, 1998).
En tales circunstancias Lott et al., (1987) y Flores y Gerez (1994) aprecian que dichas
selvas tienden a ser florísticamente más ricas que otros bosques neotropicales
similares en virtud de que una proporción de sus elementos proviene de linajes
africanos, asiáticos y caribeños actualmente extintos en sus lugares de origen, amén
de que en ellas -refiriéndose especialmente a las carpetas boscosas que aún se
encuentran en el suroeste de México- coinciden tanto la diversidad de especies como
el número de endemismos que de inmediato las convierten en áreas prioritarias para
su conservación (Gentry, 1995).
Pese a la afirmación de que de este tipo de vegetación en realidad existe un interés
bastante limitado en cuanto a las especies arbóreas maderables que son solicitadas
para su aprovechamiento industrial3 (Pennington y Sarukhán, 1968; 1998), cabe
destacar que de entre los productos provenientes del bosque seco comercializados en
los mercados regionales, nacionales e/o internacionales, estudios recientes sugieren 3 Conzattia multiflora y Amphipterygum adstringens (Bye, 1995).
7
que por lo menos 50 son las especies demandadas para satisfacer necesidades
alimentarias, medicinales, condimenticias y de madera para la obtención de leña
(dendroenergía), así como para la construcción y la realización de actividades más
que nada artesanales (ebanistería) (Bye, 1995).
Al respecto, Guízar y Cedillo (1996) aseveran que a las especies silvestres del trópico
seco mexicano se les da al menos uno de los usos consignados en el Cuadro 1, de las
que por lo menos citan a 116 especies sin tomar en cuenta su posible utilización para
la satisfacción de más de una necesidad.
Cuadro 1. Tipo de satisfactores que se han obtenido de plantas de la Selva Baja Caducifolia en México.
Usos conferidos a la flora útil del trópico seco mexicano
Materias básicas para el hombre Alimento, fibras y maderas [ebanistería, construcción y combustible]
Materias accesorias Especias y perfumes, estimulantes, medicinas [flores, hojas, frutos, corteza, raíz], ceremoniales, venenos, taninos y pigmentos
Materias primas industriales Aceites secantes y jabones
Materias forrajeras Diversas especies de la familia Poaceae (Gramineae), Fabaceae (Leguminosae) y AcanthaceaeŦ
Plantas perjudiciales al hombre [tóxicas] Algunas especies de la familia Papaveraceae y Anacardiaceae
Plantas ornamentales Especímenes de la familia Apocynaceae y Bombacaceae
Fuente: Guízar y Cedillo, 1996. ŦLa organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997). 2.1.1. Composición florística de la Selva Baja Caducifolia En opinión de Killeen et al., (1998), las sorprendentes respuestas adaptativas que las
especies vegetales de la SBC han desarrollado en tan particular tipo de hábitat para
soportar la severa escasez de agua que le caracteriza, no son fruto de la casualidad,
8
sino de un proceso evolutivo de varios miles de años que ha permitido a las más
aptas colonizar aquellas regiones donde la sequía estacional por lo general es larga y
pronunciada4 (Balvanera et al., 2000).
Del mismo modo, los mencionados autores denotan que la importancia de las selvas
secas no solo radica en su extensión, sino también por el número de especies de
plantas que albergan, de las cuales en México una elevada proporción (70% [Trejo,
1998]) son de distribución endémica (Rzedowski, 1991 a, b). Las áreas donde aflora
la SBC son esencialmente cálidas y subhúmedas (70% [Trejo, 1999]) (Cuadro 2),
siendo las condiciones de temperatura y humedad determinantes al definir la
presencia o ausencia de una especie en un sitio o hábitat dado (Dunson y Travis, 1991).
Por otra parte, y aunque son muy variables los sustratos geológicos de los que se
derivan los parajes donde dichas formaciones vegetales se establecen, estas son
frecuentes de localizar en terrenos de ladera bastante someros, con textura arenosa
o arcillosa y fuerte drenaje superficial (Pennington y Sarukhán, 1998), que muestran
una franca preferencia por los suelos poco profundos, calcáreos y pedregosos de
zonas cerriles que presentan laderas escarpadas de alta pendiente (Rzedowski,
1998). Los más representativos son los regosoles y los litosoles que sostienen entre
el 23 y 30% de estas comunidades caducifolias, respectivamente (Trejo, 1998).
Bajo tales circunstancias, y considerando que las demás características edáficas
(como naturaleza de la roca madre –ígnea, metamórfica o sedimentaria marina-, pH
–de ácido a ligeramente alcalino- y contenido de materia orgánica) del vasto territorio
nacional pueden influir en la conformación geográfico-espacial y biodiversidad local
de sus diferentes estratos herbáceos, arbustivos y arbóreos (Rzedowski, 1998),
4 Para Pennington et al., (2000), la distribución de la selva baja caducifolia en los neotrópicos sobre todo obedece a las fluctuaciones climáticas que prevalecieron durante el Cuaternario.
9
Trejo (1998) reporta a 76 familias5 como las más representativas de las selvas bajas
caducifolias de México de entre las que por el aporte de especies neotropicales a su
composición florística se hallan Fabaceae (Leguminosae) (159), Euphorbiaceae (85),
Cactaceae (56), Asteraceae (Compositae) (49) y Burseraceae (48) en 17.0, 9.3, 6.1,
5.3 y 5.2%, respectivamente.
Cuadro 2. Tipos de clima donde se establece más de la mitad de la Selva Baja Caducifolia en México.
Superficie ocupada (%)
Tipo de clima Descripción
37.5 Cálido subhúmedo (Aw0)
El más seco de los subhúmedos, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T menor que 43.2. El porcentaje de lluvia invernal está comprendido entre 5 y 10.2 respecto a la total anual. La temperatura media anual entre 18 y 22 °C
14.8 Clima semiárido cálido (BS1)
El menos seco de los semiáridos BS, con régimen de lluvias de verano y P/T mayor de 22.9. Por el total de precipitación anual el clima BS es intermedio entre los climas muy áridos (BW) y los húmedos (A y C). La temperatura del mes más caliente superior a 18 °C
10.8 Clima cálido subúmedo (Aw1 y Aw2)
El primero intermedio entre Aw0 y Aw2, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T entre 43.2 y 55.3, y porcentaje de lluvia invernal entre 5 y 10.2 respecto a la total anual. El segundo el más húmedo de los subúmedos, con régimen de lluvias de verano y cociente P/T mayor de 55.3, y porcentaje de lluvia invernal entre 5 y 10.2 respecto a la total anual
10.3 Clima semicálido subhúmedo [A(C) w0]
Subgrupo semicálido proveniente del grupo climático A, el más seco de los subhúmedos con cociente P/T menor de 43.2. La temperatura media anual entre 18 y 22 °C y la media mensual del mes más frío es superior a 18 °C
Fuente: Los datos (de tipos de clima y valor porcentual) fueron tomados de Trejo (1998; 1999), y su descripción de García (1987), Zulueta (1993) y Soto et al., (1999).
5 La organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997).
10
De la misma forma Trejo (1998) da a conocer que los árboles de la familia Fabaceae
(Leguminosae) y Burseraceae predominan, y comparten sus espacios con los
arbustos de Euphorbiaceae, Fabaceae (Leguminosae) y Asteraceae (Compositae), y
las lianas y trepadoras de Bignoniaceae, Asclepiadaceae y Convolvulaceae, donde
Bursera y Acacia son los géneros mejor representados con 48 y 21 especies,
respectivamente.
2.1.1.1. Aspectos relevantes de Jacaratia mexicana A. DC.: Un árbol típico de la Selva Baja Caducifolia en México Pese a la insistencia de Dirzo y García (1992) en considerar que los ecosistemas y sus
recursos pueden –y deberían- conceptualizarse desde una perspectiva estrictamente
económica “...como un capital ecológico para poderlos ubicar en la lógica de la
producción y del consumo...”, la SBC es una de las asociaciones vegetales que hasta el
momento ha sido poco estudiada, a pesar de que sus rasgos bioecológicos (clima-suelo-
vegetación) pueden proporcionar una creciente e incalculable cantidad de materiales
que día a día nuestra sociedad reclama.
En este sentido cabe destacar las múltiples e innumerables cualidades utilitarias que
se le confieren al bonete (Jacaratia mexicana A. DC.), el cual es un componente
arbóreo típico de la SBC que debido a la acelerada destrucción de su hábitat (Soriano
et al., 1975; Nieves, 1995) e imperceptible regeneración natural restringen su ámbito
de distribución (Solares, 1991) y por ello se encuentra al borde de la extinción.
Si bien la desaparición de las especies surgidas en el planeta se considera un proceso
natural (NRC, 1995; CNR, 2000), una de las medidas directas de las que depende la
renovabilidad de J. mexicana es la inmediata conservación de sus parajes con el
propósito de que la diversidad biológica prevaleciente en los fragmentos de selva baja
que aún se mantienen sin actividad antrópica en este país garanticen el sustento y
bienestar de las generaciones actuales y futuras.
11
2.1.1.1.1. Ecología y distribución J. mexicana (Caricaceae) es una especie arbórea nativa del neotrópico (Caballero,
1992) y originaria de México (Rzedowski y Equihua, 1987; López y Xolalpa-Molina,
1997) considerada como un componente particular y distintivo de la SBC que puede
estar presente en Selva Mediana Subperennifolia y Subcaducifolia (perturbadas)
(Barrera, 1981) y/o formar parte de las asociaciones transicionales, en los puntos de
contacto de la vegetación templada y tropical de SBC, y del bosque de coníferas y
encino (INE/CONABIO, 1995). Para Pennington y Sarukhán (1968; 1998), la SBC
constituye el límite vegetacional térmico e hídrico de los tipos de vegetación de las
zonas cálido húmedas.
En cuanto a la distribución geográfica, esta formación es particularmente
característica de la vertiente del Pacífico mexicano, pudiéndose encontrar en el
extremo sur de Baja California y desde el sur de Sonora y suroeste de Chihuahua
hasta Chiapas, así como en el Istmo de Tehuantepec y gran parte de la Depresión
Central de Chiapas; mientras que en la vertiente del Atlántico se localizan tres
manchones aislados (Rzedowski, 1998):
1) En el sur de Tamaulipas, sureste de San Luis Potosí, extremo norte de Veracruz y
noreste de Querétaro.
2) En el centro de Veracruz (entre Nautla, Alvarado, Xalapa y Tierra Blanca,
incluyendo las inmediaciones del puerto de Veracruz).
3) En la parte norte de la Península de Yucatán, donde ocupa la mayor parte del
estado de Yucatán y una fracción de Campeche.
También se reporta para la cuenca del Balsas, Morelos y Puebla (Pennington y
Sarukhán, 1998), además de numerosos y casi imperceptibles enclaves que se
12
intercalan en la zona de matorrales xerófilos localizados en Hidalgo, Querétaro,
Guanajuato y San Luis Potosí (Rzedowski, 1998).
2.1.1.1.2. Descripción de la planta El bonete (J. mexicana) es un árbol cuyo aspecto parece hacerle provenir de una
época remota de la cual no logró evolucionar (Rojas, 1999), descrito por Pennington
y Sarukhán (1998) de la manera siguiente:
Forma. Árbol monopódico hasta de 15 m de altura, tronco cónico cilíndrico y diámetro
a la altura del pecho (dap) capaz de llegar a 1 m, con pocas ramas ascendentes u
horizontales, frecuentemente en verticilos de 3 ó 4 y copa relativamente pequeña y
poco densa. En árboles jóvenes, el tronco da la impresión de ser un poste enterrado
en el suelo, ya que el diámetro varía tenuemente en su base donde aparecen de vez
en cuando ligeras proyecciones aplanadas, tubulares y angulares conocidas como
contrafuertes.
Corteza. Externa lisa, de color gris plomizo, que en ocasiones se desprende en
pequeñas escamas rectangulares cerca de la base del tronco, con anillos horizontales
cada 10 a 20 cm. Interna de color crema, fibrosa, con expansiones considerables de
parénquima, sin exudado. El grosor total de la corteza puede ser de 1.5 a 2 cm.
Barajas-Morales y León (1989) reportan la presencia de cuantiosas lenticelas de 2 a
3 mm de color gris claro brillante o café claro o parduzco, a veces organizadas en
hileras longitudinales o dispersas, con 8 a 10 mm de espesor total.
Madera. De color blanco cremoso, con un alto contenido de agua, esponjosa y
blanda, con rayos grandes y bandas gruesas de parénquima paratraqueal. Las
características anatómicas descritas en detalle por Barajas-Morales y León (1989)
son:
13
Características macroscópicas. Recién cortada se aprecia como un tejido blanquecino
exageradamente frágil y acuoso que al secarse prácticamente desaparece, no
existiendo la madera como tal. La cualificación asignada por los citados autores
basándose en su color, olor y sabor, lustre, textura, grano, dureza, veteado o figura y
anillos de crecimiento se anota en el Anexo 1.
Características microscópicas. En este caso fueron definidos:
a) Los vasos, con porosidad difusa, poros circulares, solitarios y en grupos radiales de
2 y 3, muy escasos, 2/mm² y algo grandes con diámetro tangencial de 230 µm en
promedio. Sus elementos (de vaso) son cortos con longitud promedio de 254 µm
(188-329 µm), platina de perforación simple y transversal, puntuaciones
intervasculares opuestas o alternas, muy grandes, con promedio de 18 µm de
diámetro y algunas muy alargadas de hasta 75 µm, formando un retículo.
b) El parénquima axial, como el elemento más profuso de todo el tallo, se distingue
como paratraqueal vasicéntrico y apotraqueal en bandas uniseriadas debido al menor
tamaño de sus células; con series de 2 a 3 células.
c) El parénquima radial, donde los radios son poco frecuentes, 2/mm, homogéneos,
multiseriados de 10 o más series, formados de células procumbentes. Son muy altos,
con altura promedio de 3,330 µm y difíciles de distinguir en la cara tangencial debido
a que se confunden con el parénquima axial.
Como en este caso no se presentan fibras, se considera como el motivo principal al
que se debe la fragilidad del tallo. Pese a ello, su ausencia en el xilema secundario
parece ser compensada por gran cantidad de paquetes de fibras en la corteza que,
aparte de su grosor, seguramente contribuye a la función de sostén del tronco6
(Anexo 1).
6En este caso, los habitantes de una determinada comunidad rural conciben la altura de esta especie (hasta 10 ó 15 m) porque su tallo, no maderable, es rollizo.
14
Ramas jóvenes. Gruesas, lisas, gris plomizo, con lenticelas pálidas y grandes cicatrices
dejadas por las hojas caídas; al cortarse, las ramas producen un exudado pegajoso de
color crema.
Hojas. Yemas desnudas, pequeñas, glabras, estipulas ausentes. Hojas dispuestas en
espiral y aglomeradas en las puntas de las ramas, digitado-compuestas, de 20 a 30 cm
de largo incluyendo el pecíolo, compuestas de 4-6 folíolos, de 5 x 3 a 14 x 6 cm,
elípticosa u obovados, con el margen entero u ondulado, ápice acuminado, base
atenuada, verde claro en el haz, verde pálido opaco en el envés; glabras, con escasas
y pequeñas glándulas estipitadas en los nervios en el envés; pecíolos de 4 a 15 cm de
largo, glabros, ligeramente pulvinados en la base; pecíolulos de 1 a 2 cm de largo,
glabros, a veces con una pequeña glándula entre la base de cada peciólulo en el
envés. Los árboles de esta especie pierden sus hojas en la época seca.
Flores: Especie dioica; flores masculinas en panículas glabras de hasta 10 cm de
largo, aglomeradas en las puntas de las ramitas; las femeninas solitarias, flores
fragantes, pedicelos de las flores masculinas de 2 mm de largo, pedicelos de las
flores femeninas de 2.5 cm de largo, gruesos; flores masculinas de ca. 1.5 cm de
diámetro, actinomorfas; sépalos 5, ca. 0.5 mm de largo, ovados, con pelos diminutos;
pétalos de color verde en la cara exterior, verde cremosos pálido en la interior,
contortos, 5, ca. 7 mm de largo, oblongos, recorvados, unidos en la parte inferior en
un tubo de 1 a 1.2 cm de largo; estambres 10, de color amarillo pálido, insertos en 2
series en el cuello de la corola; ovario rudimentario; flores femeninas con pétalos
libres, gruesos, de color verde pálido, de 3 a 3.5 cm de largo y de hasta 4.5 cm en
flores más viejas, estambres ausentes; ovario súpero, verde, hinchado, de hasta 2 cm
de largo, formado de 5 carpelos unidos, cada carpelo con muchos óvulos; estilo
grueso, de hasta 5 mm de largo, con 5 estigmas de color verde pálido, ca. 1 cm de
largo, torcidos en espiral. Florece de noviembre a febrero, época en la que entran en
escena sus polinizadores: los insectos (Bullock, 1994).
15
Frutos. Baya carnosa, péndula, de hasta 15 x 7 cm, de color verde, ápice agudo, base
truncada, con 5 ángulos o alas laterales; al cortarse producen abundante exudado
cremoso pegajoso, y maduran de enero a abril7. Por lo grande y abombados que son
hacia abajo, y las costillas delgadas que forman hacia arriba, lo hacen semejar a un
bonete8 (Rojas, 1999), término del cual procede el nombre vernáculo del árbol. En
cuanto a las semillas, Moreno (1980) indica que son numerosas y ovoides, de 6 a 7 mm
de largo por 4 a 5 mm de ancho (en estado seco), con la esclarotesta moreno clara y
lisa.
Los conteos realizados durante los primeros cuatro años de esta investigación,
permiten inferir que cada fruto llega a producir en promedio 500 semillas, las cuales
muestran una viabilidad muy alta, cercana al 98%, aún después de seis meses de
haber sido separadas de la pulpa y sarcotesta, oreadas en sombra, y mantenidas en
oscuridad a 20°C. 2.1.1.1.3. Posición taxonómica De acuerdo con el Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio, 1997), la jerarquía
taxonómica de esta especie es la siguiente:
Reino Plantae
Filo Magnoliophyta
Clase Magnoliopsida (Dicotiledónea)
Orden Violales
Familia Caricaceae
Género Jacaratia
Especie J. mexicana
Autor A. DC. (abreviación de su nombre)
Sinonimias: Carica mexicana (A. DC.) L.O. Williams, Leucopremna mexicana (A. DC.) Standl. y Pileus mexicanus (A. DC.) I.M. Johnst.) (Moreno, 1980; Missouri Botanical Garden, 2002). 7Periodo que al menos para las áreas de la vertiente del Atlántico recorridas más bien coincide con el indicado por Díaz-Luna y Lomelí-Sención (1997): Diciembre a julio. 8Prenda de varias hechuras y comúnmente de cuatro picos que era usada en la antigüedad por eclesiásticos, colegiados y graduados para cubrir y abrigar su cabeza.
16
2.1.1.1.4. Usos tradicionales, actuales y potenciales A pesar de la notable importancia utilitaria que estas selvas del trópico pueden tener
en cuanto a la apropiación de su flora regional se refiere (Cuadro 1), parece que
hasta el momento solo han logrado llamar la atención del hombre el henequén
(Agave fourcroydes Lem.), por la calidad textil de sus fibras y empleo rutinario en la
medicina tradicional), el linaloe (Bursera aloexylon [Schiede] Engl., por su madera
aromática muy justipreciada en artesanías, así como por la esencia que posee y
emplea para la fabricación de perfumes) y el cuachalalate (Amphipterygium
adstringens Schiede ex Schltdl), por las cualidades medicinales de su corteza y raíces,
y las comestibles del pedicelo alado de sus frutos (Rzedowski y Equihua, 1987; SARH,
1994).
Sin embargo y a pesar de que este bosque guarda sorprendentes secretos que poco
a poco se podrían ir descubriendo, como es el caso del tepescohuite (Mimosa
tenuiflora [Willd.] Poir.) de amplio uso medicinal (SARH, 1994) y alto potencial
forrajero (Barbosa, 1995), la acelerada desaparición e irreparable afectación que las
selvas secas sufren en la nación es indiscutiblemente lamentable.
Con relación a J. mexicana, y a pesar de que es una planta cuyo uso se reporta como
restringido, históricamente se le ha mencionado como medicinal (López y Xolalpa-
Molina, 1997), y no fue sino a partir de los inicios de la Colonización Española en
México (siglos XVI-XVII) que adquiere cierto estatus económicamente importante
junto con Guazuma ulmifolia, Psidium guajava, Pouteria sapota, Ehretia tinifolia,
Acrocomia mexicana, Annona sisalana, A. purpurea, A. reticulata, A. squamosa y
Byrsonima crassifolia, entre otras (Caballero, 1992). En el Cuadro 3 se consignan
algunas de las formas peculiares de uso que el hombre ha dado, y sigue procurando,
a esta caricácea.
17
Cuadro 3. Tipo de satisfactores que se han obtenido de Jacaratia mexicana en México.
Usos tradicionales
• Alimentarioa, c, i, j, l, o, p, r: El fruto tierno se utiliza como verdura (caldos y guisos), y cuando está en sazón se le asam para consumir de temporada. Las semillas de un fruto maduro se pueden saborear tostadask. La baya se utiliza para hacer dulces y conservasb. El tallo rayado, reducido a polvo y mezclado con la masa de maíz servía para el disfrute cotidiano y bienestar de los antiguos mayasn. Las tortillas así preparadas eran consideradas como un alimento con mayor aporte nutritivoh y, sin combinar, J. mexicana es un buen sustituto de la gramínea para preparar la masa y hacer las tortillasq. No obstante, es una costumbre que al parecer ha caído en desusoñ. En el México prehispánico las hojas eran utilizadas por los tlahuicas (en Guerrero) y los olmecas (en Oaxaca) para envolver la carne de los animales cazados y, con esto, conseguían ablandarlasg. Actualmente, el abundante látex que esta especie produce se sigue usando en la cocina para suavizar las carnese.
• Forrajerod: Las hojas, tallos y frutos son consumidos por equinos, bovinos y porcinosc, así como por los animales criados en el solar.
• Combustible: Para leñar. • Medicinalc: Los frutos se emplean como remedio casero en casos de estreñimiento, dolor
de cabeza y afecciones en los ojos producidas por las cataratasf (opacidad del cristalino o de sus membranas). Para el tratamiento de fuegos en la boca y afecciones de la piel que se relacionan con varios padecimientos dérmicos, donde está implicada una erupción cutánea; popularmente se le emplea en el trato de tlacotes, nacidos, granos enterrados y salpullido, entre otros, cuyas causas pueden ser picaduras de insectos, alimentos en mal estado, aireo o enfriamientos. Se reportan propiedades antihelmínticas en el látex de J. mexicana, por la mexicaína contenidab (o sea, como agente que expulsa o destruye los gusanos intestinales, ya sean áscaris, oxiuros o tenias), y se le administra como remedio para la dispepsia.
• Esta planta es protegida en huertos familiaresm y en parajes naturales donde los frutos recolectados son para autoconsumo, o bien se les vende en los mercados locales y regionales.
Usos potenciales
Farmacéutico-industriales: En virtud de que el fruto y las hojas contienen látex con gran actividad proteolítica (proteasa aislada llamada mexicaína), superior a la de la papaína de Carica papaya, sus proteinasas pueden ser utilizadas en la industria alimentaria, cervecera y textil, entre otrasg. Fuente: Modificada y adaptada de Zulueta et al., (1998). En el presente estudio se añadieron los siguientes autores: aRamírez (1991), bGallardo et al., (1992), cFlores y Acosta (1998), dAvendaño y Sánchez (1999), eRojas (1999), fFlores et al., (1997), gCortés y Briones (1991), hDIF (1992), iLópez y Xolalpa-Molina (1997), jVázquez y Cuevas (1995), kPennington y Sarukhán (1998), lBenavides (1995), mHerrera (1994), nMoreno (1980), ñDíaz-Luna y Lomelí Sención (1997), oSouza (1935), pSouza (1945), qBarrera et al., (1977), y rCastillo-Campos et al., (1997).
18
2.1.1.1.5. Estatus actual Nieves (1995) considera a J. mexicana un espécimen vulnerable a la desaparición
debido precisamente a la elevada tasa anualizada de devastación de su hábitat, así
como a su casi nula reproducción natural.
En el Cuadro 4 se apuntan algunos factores a los que se atribuye mantener a esta
especie al borde de la extinción. Con relación al primero de los puntos asentados
Bullock (1981) asevera que la fecundidad en J. mexicana no depende tanto de su
tamaño, sino más bien de su éxito en la polinización y acumulación de nutrimentos.
Cuadro 4. Factores que favorecen la erosión genética en Jacaratia mexicana. • J. mexicana necesita varias polinizaciones para lograr la producción máxima de
semillas, lo cual frecuentemente no sucede (Nieves, 1995). Al respecto Mack (1997) afirma que si hay una baja densidad de individuos dioicos en un fragmento de selva, como a menudo ocurre con esta especie, hay una probabilidad alta que la polinización no se lleve a cabo.
• Meave y Kellman (1994) han sugerido que la fragmentación puede tener un efecto nocivo en las plantas dioicas (J. mexicana tiene flores imperfectas. O sea, flores masculinas y femeninas en diferentes individuos), separación de sexos al parecer desventajosa en hábitats aislados.
• Ampliación de la frontera agrícola y ciclos agrícolas de uso intensivo que directa o indirectamente se convierten en factores de deterioro y destrucción de los ecosistemas tropicales.
• Disturbios antropogénicos tales como obtención de leña, fuego y apertura de áreas destinadas para la ganadería (Murphy y Lugo, 1986; Trejo y Dirzo, 2000).
De la misma forma Baker (1976) considera que la actividad de insectos pequeños
como vectores (p. ej. mosquitos, moscas y trips) suele ser mejor para una flor
pistilada, a diferencia del daño que a sus estructuras femeninas florales pudieren
llegarle a inferir otros de porte mayor como serían las abejas y las mariposas.
Además, las observaciones hechas durante la recolección de frutos de J. mexicana
(1998-2001) en diversos parajes de SBC localizados en el estado de Veracruz
19
consienten la formación de conjeturas relacionadas con el impacto real que la
herbivoría pudiese tener durante la fase inicial de establecimiento de sus plántulas en
general, así como en la particular sobrevivencia de las mismas en estadios
posteriores.
2.2. Diversidad de los hongos formadores de micorriza arbuscular en los
ecosistemas terrestres A pesar de que la compatibilidad mostrada entre las plantas y los HMA a través del
tiempo encuentra fuertes evidencias evolutivas que la convierten en un fenómeno
interactivo de índole ancestral (Pirozynski y Malloch, 1975; Koske et al., 1985;
Pankow et al., 1991 a; Gianinazzi-Pearson, 1996) que se remonta a más de 400
millones de años (Remy et al., 1994; Dodd et al., 1996; Parniske, 2000; Redecker et
al., 2000 b; Franken y Requena, 2001) y fue utilizado como un instrumento eficaz
para poblar la superficie terrestre (Fitter, 1985; Simon et al., 1993; Selosse y Le
Tacon, 1998; St. John, 2000; Heckman et al., 2001; Redecker, 2002), aún hace falta
precisar el papel de estas asociaciones en los diversos ecosistemas que conforman el
planeta.
Basándose en estudios realizados sobre la filogenia e historia evolutivo-interactiva de
los HMA9 con las plantas primigenias, Kenrick y Crane (1997) y Redecker et al., (2000
a; 2000 b) deducen que los hongos micorrizógenos ancestrales -que probablemente
pertenecieron al género Glomus (Simon et al., 1993)- aparecieron hace unos 480 a
460 millones de años, en el período Ordovícico de la Era Paleozoica inferior10, junto
9 Denominación que Walker (1992) y St. John (2000) asumen más apropiada de utilizar en atención a que las vesículas no son estructuras universales en las colonizaciones formadas por los hongos Glomales, pero que a veces sigue siendo referida en la literatura como vesículo-arbuscular (Fitter y Moyersoen, 1996). 10 Aunque todavía son de suma importancia los fósiles encontrados por Stubblefield et al., (1987) en los estratos Triásicos de la Antártica (Era Mesozoica) porque muestran a los arbúsculos perfectamente estructurados y organizados, tal y como ahora se conocen.
20
con las plantas vasculares más viejas que se establecieron sobre la superficie
terrestre: las Psilophytales (Butler, 1939).
Si este binomio ha evolucionado desde entonces para formar una valiosa simbiosis
(Fries et al., 1997; Barker et al., 1998) que por lo general es positiva (Lewis, 1973) y
se le considera cosmopolita (Abbott y Gazey, 1994; Jackson y Taylor, 1996), resulta
pertinente asentar que los patrones de diversidad en todos los niveles
organizacionales evocan un equilibrio paulatino y coevolución de los micobiontes y su
pareja vegetal que les confiere una alta probabilidad de sobrevivir a través del tiempo
geológico y del espacio (Morton et al., 1995; Barker et al., 2002).
Si bien en la actualidad se estima que existen cerca de 150 especies de HMA
descritas en todo el mundo (Walker, 1992), muy poca es la información relacionada
con su riqueza y abundancia en la mayor parte de los ecosistemas naturales
(Brundrett y Abbott, 1995). Sin embargo evidencias obtenidas a partir de estudios
morfológicos de las esporas permiten inferir la posibilidad de encontrar entre 5 y 20
especies diferentes en una determinada comunidad (Sanders et al., 1996).
En México la diversidad taxonómica de los HMA ha sido pobremente estudiada, y por
ello únicamente se conocen 44 especies de hongos registrados más que nada de
sistemas agrícolas (establecidos en 11 estados de nuestro territorio nacional), de las
cuales solo siete de ellas han sido citadas de ambientes naturales (Varela y Trejo,
2001).
Asimismo las mencionadas autoras apuntan que en la SBC se ha reportado Glomus
gerdemanii Rose, Daniels & Trappe G. glomerulatum Sieverding y G. magnicaule Hall
para Jalisco, y G. intraradices Schenck & Smith para Jalisco y Tlaxcala. Por tal motivo,
y sobre todo porque los ecosistemas del trópico seco están siendo transformados de
manera alarmante, urge se intensifique la exploración taxonómica de sus HMA.
21
En dicho tenor Morton et al., (1995) sugieren efectuar la identificación precisa de las
especies de HMA para definir su composición a escala regional o local, y Ohtonen et
al., (1997) consignan la imperiosa necesidad de conocer y describir la diversidad
biológica de los suelos, toda vez que las comunidades de macro y microorganismos
que los conforman son elementales en el funcionamiento de casi todos los
ecosistemas (van der Heijden et al., 1998 a). 2.3. Función de los hongos formadores de micorriza arbuscular en las
comunidades vegetales Aunque al parecer todavía se carece de una definición clara del término micorriza,
Fitter y Moyersoen (1996) y Slezack et al., (1999) se concretan a considerar que esta
es una interacción biotrófica ante todo sostenible, y no patogénica, entre un hongo y
una raíz.
Del mismo modo, se hacen estudios cada vez más minuciosos para esclarecer si bajo
condiciones apropiadas ocurre una asociación preferencial entre ciertos HMA y sus
hospederos (Sylvia, 1988; Sieverding, 1989; Peterson y Farquhar, 1994) donde la
unión se regule recíproca y herméticamente tanto a niveles estructurales como
fisiológicos (Ruiz-Lozano et al., 1995; Kapulnik et al., 1996).
Por el momento autores como Schüepp et al., (1994), Killing y Jacobsen (1998) y
Bidartondo et al., (2002) aseguran que dichos endosimbiontes son capaces de
asociarse con gran cantidad de plantas (entre 225,000 y 240,000 según Law y Lewis
[1983] y Bonfante y Perotto [1995]), situación que en la mayoría de los casos
representa su estado natural de crecimiento en un suelo donde las raíces no tienen la
plasticidad morfológica requerida para la absorción discreta de los nutrimentos
disponibles (Tibbett, 2000).
A pesar de que ciertas especies de HMA son eficaces al asociarse con un hospedero
en particular (St. John, 1996 a; del Val et al., 1999; Boucher et al., 1999). Autores
22
como Richardson et al., (2000) indican que de existir dicha cualidad hospedero-
preferencial muy pocas serían las plantas comprometidas en una relación micorrízica
donde sus socios fúngicos fuesen realmente específicos.
Si bien es cierto que ha progresado el conocimiento sobre algunos de los mecanismos
que regulan la acción recíproca entre ambos socios durante la simbiosis (Gianinazzi y
Gianinazzi-Pearson, 1994; Solaiman et al., 1999; Toro et al., 2000; Ruiz-Lozano y
Azcón, 2000), las evidencias disponibles son más que suficientes para concluir que a
pesar de la indiscutible complejidad del fenómeno y del alto costo energético que la
asociación representa para la planta, esta parece tener carácter mutualista en la
mayoría de las ocasiones (Lewis, 1973; Fitter, 1991; Chacón y Cuenca, 1993;
Harrison et al., 1999; Eom et al., 1999; Herre et al., 1999), pues en muchos de los
ecosistemas terrestres y en una amplia variedad de hábitats predominan las plantas
micotróficas (Brundrett, 1991; Brundrett y Abbott, 1991; St. John, 1996 b).
Para Fitter (1989, 1991), Gianinazzi-Pearson et al., (1994) y Hodge et al., (2000) los
hongos micorrizógenos más comunes en casi todas las zonas climáticas del mundo
son los arbusculares, opinión compartida por Lingua et al., (1999) al aseverar que
este tipo de micorriza se encuentra ampliamente reconocida en la colonización radical
de infinidad de plantas con las cuales forman una relación simbiótica tan íntima que,
al ser mantenida en la naturaleza por al menos 90% de sus componentes (Fontana,
1998; Perry et al., 1989; Bagyaraj, 1991; Lanfranco et al., 1997; Schachtman et al.,
1998; Sahai, 1999; Tsimilli-Michael et al., 2000; Diouf et al., 2003), es improbable
que no participen dentro de los procesos funcionales de una comunidad (Fitter, 1989;
St. John, 1998; 2000).
La literatura científico-especializada reporta que los efectos de esta asociación
mutualista en la fase de crecimiento vegetativo y reproductivo de las plantas son
múltiples (Stanley et al., 1993; Lu y Koide, 1994).
23
Así se ha concluido que el micelio hifal de los HMA no solo interviene en la agregación
de las partículas del suelo11 (Douds y Millner, 1999; St. John, 2000; Miller y Jastrow,
2000) y la funcionalidad de los ecosistemas terrestres (Sanders y Fitter, 1992 a; Ewel,
1987; Franken y Requena, 2001), sino también en la adquisición más apropiada de
agua y nutrimentos12 de algunos de sus componentes florísticos (Marschner y Dell,
1994; Klopatek 1995, Smith y Read, 1997; Lapointe y Molard, 1997; Dickson et al.,
1999 a).
La simbiosis puede llegar a conferir a las plantas tolerancia a la sequía13 (Safir et al.,
1971; Sylvia y Williams, 1992; Sylvia et al., 1993 b; Ruiz-Lozano et al., 1995; Cruz et
al., 2000) y a la salinidad (Bagyaraj y Varma, 1995; Ruiz-Lozano y Azcón, 2000),
protección contra herviboría (Janos, 1980 a; Pedersen y Sylvia, 1997; Gange y
Bower, 1997; Gange y Brown, 2001), iones tóxicos (Garbaye, 1991; Read, 1991;
Dugassa et al., 1996) y ataque de agentes patógenos del suelo (Trufem y Bononi,
1985; Caron et al., 1986; Nilsson et al., 1995; Torres-Barragán et al., 1996; Norman et al.,
1996; Sylvia, 1999; Elsen et al., 2001; Larsen y Bødker, 2001; Forge et al., 2001).
Del mismo modo se ha demostrado que al formarse la micorriza se reduce en un alto
grado el estrés ambiental que predispone a la planta a las enfermedades (Allen,
1982; Fitter, 1989; Azcón-Aguilar y Barea, 1997; Bratek et al., 2002), se modifica el
nivel endógeno de las fitohormonas relacionadas con el crecimiento vegetal (Hetrick,
1991; Hirsch et al., 1997; Solaiman e Hirata, 1997) y se adecua la capacidad
fotosintética del hospedero para satisfacer la demanda de carbono que existe al
11 Donde la glomalina que el sistema hifal produce une a las partículas minerales entre sí y a las raíces para mantener la estructura de los suelos (Wright y Upadhyaya, 1998; St. John, 1998; Rillig et al., 2001). De acuerdo con Tisdall (1994), una hifa micorrízica es virtualmente estabilizadora de microagregados cuando su diámetro es > 250 µm. 12 Más que nada los poco móviles (Gianinazzi-Pearson y Azcón-Aguilar, 1991; Guo et al., 1996; Ortas et al., 1996; Hinsinger, 2001; Ferrol et al., 2002) o de lenta difusión en los suelos (George et al., 1992). 13 La cual es inducida por la especial absorción de fósforo (P) que efectúan las plantas micorrizadas (Huang et al. 1985; Nelsen 1987).
24
asociarse con estos hongos (Kucey y Paul, 1982; Dighton y Mason, 1985; Graham et
al., 1991; Louche-Tessandier et al., 1999).
A pesar de lo asentado con antelación, Francis y Read (1995) y Franken y Requena
(2001) hacen notar que expertos en la biología de estos micobiontes reconocen la
presencia de circunstancias especiales donde no existen obvios beneficios para uno
de los socios, contexto que se ha observado cuando: 1) Las plantas se encuentran
demasiado colonizadas (Gange y Ayres, 1999)14, 2) La interacción ocurre en suelos
fértiles (Kiernan et al., 1983; Frey y Ellis, 1997) o cuando los niveles de P son altos
(Graham y Abbott, 2000; Sylvia et al., 2001; Parádi et al., 2002), 3) Los hongos micorrizógenos
reciben pocas retribuciones energéticas tras asociarse con raíces de plantas cloróticas
(Leake, 1994), o 4) El costo-beneficio de la simbiosis se haya desequilibrado, tal y
como ocurre en la mayoría de los suelos tóxicos (Enkhtuya et al., 2000).
Por ello Francis y Read (1995), Berta et al., (1995) y Feldmann et al., (1998) denotan
la conveniencia de detectar la influencia real o potencial de los HMA en la
morfogenesis y/o en las respuestas fisiológicas de las plantas.
En este tenor resulta conveniente recordar las observaciones de Lambert et al.,
(1980); las de George et al., (1994), Ravnskov y Jakobsen (1995), del Val et al.,
(1999), Rajan et al., (2000) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001); y las de Blanco y Salas
(1997) y Bethlenfalvay et al., (1999), ya que para los primeros la eficiencia neta del
provecho que las plantas logran obtener en una asociación con cierto tipo de HMA
depende de un conjunto particular de condiciones edáficas y ambientales; para los
segundos la eficiencia del micobionte puede variar de acuerdo con la interacción
entre ambos factores con un determinado huésped, y para los terceros la repuesta de
14 Esto en virtud de que algunos autores han propuesto que la relación entre el beneficio de la planta y la colonización de los HMA sigue una función curvilínea (Gange y Ayres, 1999), pero que de ninguna manera puede ser acogida como una regla (Hurst et al., 2002).
25
las plantas a los HMA puede ser influida por la micro y macrobiota del suelo con las
cuales interactúa el micelio de los endosimbiontes.
En consecuencia y sin contradecir que una simbiósis micorrizógena puede
conexionarse con los factores citados (Watkinson, 1998; Zangaro et al., 2000) o la
combinación de estos durante el desarrollo de las plantas (Grime et al., 1987),
Johnson et al., (1992 a) y Francis y Read (1995) consideran extraordinario que la
asociación conlleve algún efecto benéfico en las plantas que, tal y como se indicó
previamente, no puede calificarse como un hecho consumado (Francis y Read, 1994;
McGonigle y Miller, 2000).
Las evidencias hasta ahora conocidas sugieren que la biotrofía entre los hongos y las
plantas no solo influye sobre la capacidad nutricia (competitividad) de la hospedera
(Gange et al., 1990; Wilson y Hartnett, 1997; Maldonado-Mendoza y Harrison, 1999;
Freckleton y Watkinson, 2000; Sylvia et al., 2001) y la funcionalidad de los
ecosistemas (Molina et al., 1992; St. John, 1996 a), sino también incidir en la
diversidad biológica de la comunidad vegetal (Helgason et al., 1998; van der Heijden
et al., 1998 b; Eriksson, 2001; Bever, 2002).
La simbiosis micorrizógena establecida en ocasiones es tan estrecha e íntima que en
un momento dado pudiere ser referida en términos de especificidad ecológica o
compatibilidad funcional entre diferentes especies de plantas y HMA (Tommerup,
1988; McGonigle y Fitter, 1990; Read, 1998; Smith et al., 2000), o bien contrastar
con los reportes donde se asevera que más bien son las primeras las que determinan
la composición y actividad de los segundos (Johnson et al., 1992 b; Wardle et al., 1997).
2.3.1. Trascendencia de los estudios ecológicos en una asociación
endomicorrízica La importancia ecológica de la micorriza arbuscular está avalada más que nada por su
presencia en prácticamente todos los climas y suelos de la tierra, donde el
26
funcionamiento adecuado de cada ecosistema en gran medida depende de la
actividad microbiana que en ellos se verifica (Srivastava, 1992; St. John, 2000).
De esta manera no solo el ciclo biogeoquímico de los nutrimentos es propulsado por
los microorganismos, sino que además los componentes microbióticos del suelo
protagonizan diversas acciones que la mayor parte de las veces producen beneficios
para las plantas con las que se asocian (Höflich et al., 1994; Goverde et al., 2000).
La simbiosis mutualista establecida con los HMA del suelo usualmente involucra la
colonización biotrófica de una raíz de la cual, poco a poco y sin causar daño alguno a
la planta huésped, llegan a ser fisiológica y morfológicamente parte integrante,
(Carneiro et al., 1998; Rausch et al., 2001).
Así el micelio externo, desarrollado y funcionando a modo de sistema radical
complementario y altamente eficaz (Pfeffer et al., 1999), incrementa el volumen total
de suelo explorado (Bentivenga et al., 1997; Xavier y Germida, 1999) a tal grado que
se le considera como la parte metabólicamente más activa de absorción de las
plantas (Kling y Jakobsen, 1998). Sin embargo en reciprocidad el heterótrofo
requerirá de un intercambio permanente de señales (Gianinazzi-Pearson, 1996;
Vierheilig et al., 1998), del suministro continuado de nutrimentos y energía (Valentine
et al., 2001) y de un nicho ecológico protegido e ideal dentro de la raíz hospedera
para que el micobionte pueda desempeñar debidamente su función (Vierheilig et al.,
2000 a).
Para Pankow et al., (1991 a) la importancia ecológica de las micorrizas radica más
que nada en la función que las mismas deben tener en las etapas finales de una
sucesión al intervenir en el ciclaje de los nutrimentos y prevenir la pérdida de
recursos dentro de un ecosistema que, hasta antes de alcanzar su clímax, se
encuentra en vías de crear, controlar y estabilizar sus propias condiciones
microclimáticas y edáficas (Pankow et al., 1991 b).
27
Es precisamente dentro de las fases terminales de la sucesión donde la mayor parte
de los recursos disponibles en un ecosistema se han incorporado en la biomasa y, por
lo tanto, los recursos restantes serán usados principalmente para el mantenimiento y
la protección de las perturbaciones (Loreau et al., 2002).
De ahí la pertinencia en resaltar que el principal significado ecológico de la simbiosis
micorrízica radica en salvaguardar la dinámica funcional del ecosistema (Pankow et
al., 1991 b), papel que por su naturaleza interactiva (factores bióticos, abióticos,
tiempo y espacio) es compleja de valorar (Titus y Leps, 2000).
2.3.1.1. Relación entre los hongos formadores de micorriza arbuscular y
las especies forestales En cuanto a la adaptabilidad ambiental se refiere los HMA se caracterizan por su
amplia distribución y gran plasticidad para el uso de los recursos disponibles, de tal
forma que especies fúngicas similares pueden encontrarse en parajes donde el clima,
la vegetación y el tipo de suelo son distintos (Rosendahl y Sen, 1994; Sanders et al.,
1996). Asimismo es indudable que las asociaciones micorrízicas ahí presentes juegan
un papel crucial tanto en la nutrición mineral de las especies forestales, como en los
mecanismos de conservación de los elementos biogeoquímicos de los ecosistemas
(Redhead, 1980; Janos, 1983).
Por tal motivo no debe causar extrañeza que las plantas tiendan a mostrar una
variada gama de habilidades [o estrategias ecofisiológicas] que con frecuencia les
permiten asociarse con aquellos hongos de la rizósfera que de una u otra manera les
son útiles, y por esta razón se ha sugerido que la composición de una comunidad
vegetal puede hallarse estrechamente relacionada e influida por los hongos
micorrizógenos presentes en un ecosistema (Janos, 1980 a; Newsham et al., 1995 a),
los cuales en un momento dado pudieren llegar a mostrar una colonización
preferencial hacia un hospedero (Bever et al., 1996; Douds y Millner, 1999), y por
28
eso la magnitud en la cual este se beneficia depende de las especies fúngicas
involucradas en la simbiosis (Miller et al., 1987; Boerner, 1992; Hodge, 2000).
Así el efecto de la micorriza sobre la capacidad competitiva de una planta en las
distintas etapas cronosecuenciales de una sucesión puede ser determinante (Janos,
1980 b; Gange et al., 1993; Tisserant et al., 1998; Titus y del Moral, 1998).
2.3.1.2. Interactividad entre los hongos formadores de micorriza
arbuscular y las plantas tropicales De acuerdo con Janos (1980 b; 1983), Pritchett y Fisher (1987) y Zangaro et al.,
(2000), los HMA juegan un destacado papel en el proceso de sucesión natural de los
biomas tropicales al participar en el establecimiento de especies vegetales donde los
suelos presentan una fertilidad y disponibilidad de fósforo (P) bajas (Diop et al.,
1994; Newsham et al., 1995 b).
Aun cuando las condiciones ambientales y de compleja adaptabilidad son reinantes
en el trópico (Toledo, 1976; García, 1976) y la baja disponibilidad de nutrimentos en
sus suelos favorece el establecimiento de una simbiosis micorrizógena (Pritchett y
Fisher, 1987), el patrón para formar asociaciones especializadas con determinados
HMA podría considerarse las más de las veces raro (Molina et al., 1992; Cannell et al.,
1997; 1998).
De esta manera las especies de esas áreas boscosas que son susceptibles a la
colonización y dependen de la la formación de micorrizas para su crecimiento
adecuado mejoran el funcionamiento de su sistema radical (Barker et al., 1998;
Moyersoen et al., 2001; van der Heijden y Kuyper, 2001) y la habilidad para adquirir
sus nutrimentos (Janos, 1983).
Así la presencia de los HMA parece ser crucial para el incremento de la biomasa
(Howeler et al., 1987; Burgess et al., 1994; Toro et al., 1997; Munyanziza et al.,
29
1997) y el mantenimiento de los más altos índices de diversidad en bosques
tropicales no perturbados (Lodge et al., 1996 b), lo cual es una realidad apreciable en
todo el mundo (Malloch et al., 1980; Ortega, 2001).
Sin embargo las plantas que son micótrofas obligadas dependen del suministro de
productos derivados de la fotosíntesis (carbohidratos) para conservar una apropiada
simbiosis micorrízica (Lesica y Antibus, 1990; Rivas y Warner, 2000; Zangaro et al.,
2000), de tal modo que el costo energético de la mutualidad a menudo se convierte
en un requerimiento ineludible para la planta huésped (Brundrett, 2002).
Mas en opinión de Kitajima y Fenner (2000) y Hurst et al., (2002), hay veces que las
plántulas en la sombra dependen más de las bajas concentraciones de P en el suelo y
de su adecuado suministro para su sobrevivencia, en comparación con la irradiación
requerida para concretar su fotomorfogénesis (Aphalo y Lehto, 1997).
Janos (1980 a) afirma que mientras las especies arbóreas del nivel emergente y del
dosel de un bosque maduro tienden a ser obligadamente micotróficas15, muchas de
las especies vegetales pioneras y de las etapas sucesionales tempranas son
facultativamente micotróficas o no micorrízicas y, por lo tanto, su establecimiento es
más exitoso donde el disturbio fue suficiente para eliminar o reducir la presencia de
los HMA en el suelo (Francis y Read, 1995).
En dicho tenor Janos (1980 a; 1983) considera que las especies tropicales leñosas
fuertemente dependientes de los HMA con regularidad despliegan un formidable
sistema radical que aumenta al máximo sus probabilidades de hospedar al
micosimbionte y de esta manera sobrevivir. Por ello tal comportamiento casi siempre
estará concatenado con la etapa sucesional, la composición de especies vegetales y
15 Individuos cuya presencia depende de su interacción con los HMA, sin los cuales no es capaz de crecer (Janos, 1984). Además, se considera una condición natural que fortifica la dominación hegemónica de la(s) especie(s) (Hartnett y Wilson, 1999).
30
susceptibilidad de sus raíces a la colonización, así como el tipo de suelo donde se
encuentre establecida la vegetación (Johnson et al., 1992 b; Zangaro et al., 2000).
Con referencia al factor edáfico, Moyersoen (1993) opina que la variación horizontal y
vertical de sus propiedades delimita la distribución espacial de los HMA, de tal
manera que a juicio de Janos (1983), Allen (1996 a) y Moyersoen et al., (2001) en
una comunidad forestal del trópico podrán dominar los individuos preferencialmente
micotróficos o no micotróficos en función a la disponibilidad de propágulos nativos
(esporas y fragmentos de raíces colonizadas), así como al tipo de especímenes
vegetales dominantes en cada paraje y etapa seral (Brown, 1999).
Mas dicha disponibilidad no necesariamente se concatena con una alta diversidad de
hongos MA, tal y como lo demostró Janos (1975) al evaluar la importancia de la
micotrofía en 28 especies tropicales del noroeste de Costa Rica (Estación
Experimental La Selva) donde a pesar de reconocer la coexistencia de solo 4 especies
de hongos MA -en el inóculo de cacaotal usado- estos fueron capaces de interactuar
con 24 hospederas pertenecientes a 16 familias botánicas (Janos, 1980 a).
Lo denotado no se aparta mucho de los hallazgos de Carrillo et al., (2000) quienes en
sus recolecciones de suelo y rizósfera asociada a palmas tropicales de una zona
natural del estado de Quintana Roo, México, con marcada estacionalidad encontraron
seis especies de HMA en Bactris balanoidea (Acaulospora scrobiculata, Glomus
geosporum, Scutellospora sp., Gigaspora margarita, Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2),
dos en B. mexicana (Acaulospora scrobiculata, Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2) y dos en
Desmoncus quasillarius (Acaulospora scrobiculata yGlomus geosporum).
2.3.1.3. Importancia ecológica de los hongos formadores de micorriza
arbuscular en el trópico seco Junto al proceso evolutivo que las especies vegetales han debido sortear para tolerar
las contrastantes condiciones ambientales relacionadas con la desigual distribución de
31
la precipitación y reserva de humedad en los ecosistemas del trópico seco a lo largo
del año (Trejo, 1995; 1999; Gerhardt, 1996), destacan las estrategias de
sobrevivencia implementadas por los HMA.
La pronunciada estacionalidad climática16 y carencia de nutrimentos del suelo
prevaleciente en la SBC actúan como factores que limitan el crecimiento continuo de
este tipo de vegetación (Murphy y Lugo, 1986; Moyersoen, 1993; Campo et al., 1998;
Rincón et al., 1999) y restringen tanto su productividad primaria neta como el
establecimiento de las plántulas al inicio de la temporada de lluvias (Huante et al.,
1993; Pennington et al., 2000).
De la misma forma los factores de impacto mencionados influyen sobre la
dependencia micorrízica y el tipo de asociación simbiótica que pudiere predominar en
ese hábitat (Janos, 1983), donde el agua se torna en un firme controlador de la
proliferación radicular (Kavanagh y Kellman, 1992) y la eficiencia de los HMA (Allen y
Allen, 1986).
Además cuando un sitio es invadido por especies pioneras, en un momento dado
estas pueden ser no micorrízicas ya que debido a su transitoria estancia en el paraje
parecen prescindir de la asociación con cualquier tipo de HMA17, condición que
obviamente dependerá de la intensidad del disturbio (Francis y Read, 1995) y, con
seguridad, no es la misma cuando la masa arbolada ha iniciado su progresión hacia
una condición sucesional climáxica (Janos, 1983).
En sí la dinámica micorrízico-interactiva que les permite soportar la sequía y las altas
temperaturas fue descrita con bastante propiedad por Janos (1980 b) y recién
16 Periodos prolongados de sequía en los que el suelo puede no presentar agua de disponibilidad inmediata en sus capas superiores (≤ 200 cm) (Kavanagh y Kellman, 1992). 17 Donde la red hifal y senescente sistema radical micorrizado es primordial en suelos con poco disturbio (Jasper et al., 1989; Klironomos et al., 1993) pero insignificante cuando la actividad antrópica es intensa (McGee et al., 1997; Nehl et al.,1999).
32
confirmada por Huante et al., (1993) y Rincón et al., (1999) al concluir que los HMA
realmente son importantes para el crecimiento y desarrollo de las especies arbóreas
tropicales de la selva baja. Gerhardt (1996) destaca su participación en la adquisición
de humedad y nutrimentos durante la estación seca, los cuales son determinantes
para la supervivencia de las plántulas que se encuentran cobijadas bajo un dosel de
copas (Gerhardt, 1998), y Huante et al., (1993) enfatizan su desempeño en las
etapas serales tardías de la sucesión.
2.4. Los hongos formadores de micorriza arbuscular en la familia
Caricaceae La familia Caricaceae está distribuida en los trópicos de América y África (Olson,
2002). Comprende cuatro géneros y alrededor de 37 especies, de los cuales tres son
americanos (Jarilla, Carica y Jacaratia) y se encuentran representados en México por
8 especies (Díaz-Luna y Lomelí-Sención, 1997).
Aunque de las especies mexicanas solo los frutos de Carica cnidoscoloides Lorence &
R. Torres no son comestibles (Díaz-Luna y Lomelí-Sención, 1997), parece ser que en
la actualidad únicamente tienen importancia económica las bayas producidas por las
diferentes variedades hortícolas de Carica papaya L. (Samson, 1986) y/o por la
papaína industrializable que procede del secado del látex (Peres et al., 2000; CGCOF,
2000), si bien otros miembros de la familia son fuente tradicional de enzimas
proteolíticas (Tookey y Gentry, 1969; Soriano et al., 1975; Inei-Shizukawa et al.,
1976; Cortés y Briones, 1991; Glibota et al., 2000).
Al sobresalir el cultivo de C. papaya en nuestro país (ASERCA, 1999) y en la mayor
parte de las zonas tropicales del mundo donde el área para la producción potencial
aún es vasto (Morton, 1987), es obvio que el grueso de las indagaciones científicas y
biotecnológicas se han centrado en el estudio integral de su comportamiento
33
agronómico (Mortensen y Bullard, 1970), donde se incluyen aspectos relacionados
con la inoculación micorrízica.
Finalmente, y de entre la insuficiente información donde reportan la incidencia de
colonización endomicorrízica en especies arbóreas nativas del trópico estacional,
Zangaro et al., (2002) revelan la ausencia de estructuras micorrízicas en Jacaratia
spinosa (Aubl.) A. DC. (Caricaceae) en las etapas iniciales de la sucesión progresiva
dentro del área semidecídua del Parque Estadual Mata dos Godoy en Londina, Puerto
Rico, donde se le cataloga como un espécimen secundario tardío y climáxico.
2.4.1. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con
Carica papaya A principios de los 70´s existían muy pocas referencias acerca del efecto que los HMA
pudieran tener sobre el comportamiento del papayo (Carica papaya L.) en vivero y
campo (Wilhelm, 1973). En América tropical es considerada como una de las especies
nativas más importantes de su familia botánica (junto con C. pubescens Linne &
Koch) dado el aprecio que el hombre ha tenido por consumir su fruto (Ricker y Daly,
1998; Cruz et al., 2000).
El interés por estudiar el comportamiento de los endófitos en hospederos de zonas
tropicales fue posterior al emprendido en los países templados (Taylor et al., 1999), y
hasta el momento se ha reconocido que la micotrofía de innumerables especies
vegetales es muy común con los HMA (St. John, 1980; Carneiro et al., 1998; Siqueira
et al., 1998; Rajan et al., 2000; Siqueira y Saggin-Júnior, 2001).
Muchas de ellas son de importancia económica (Khasa et al., 1992), entre ellas la
papaya (Jaizme-Vega y Azcón, 1995).
34
De esta manera no solo se ve favorecido su crecimiento y desarrollo (Jaizme-Vega y
Azcón, 1995), sino también se incrementan enormemente sus posibilidades de
sobrevivencia bajo condiciones de estrés ambiental (Janos, 1980 a; Siqueira y
Saggin-Júnior, 1995). Sobre todo porque la capacidad del micelio formado en la
micorrización puede contravenir serios daños en las plantas cuando el agua del suelo
no puede ser absorbida por sus raíces, o bien esta no es de disponibilidad
inmediata (Janos, 1980 a; Wang, 1996; Cruz et al., 2000).
Por otro lado y aun cuando en las raíces de C. papaya se ha determinado la
existencia de aceites de mostaza estos no limitan que los HMA formen sus apresorios
y las colonicen, cosa que en la familia Brassicaceae no sucede debido a la aparente
liberación de mirosinasa (Tester et al., 1987), una enzima presente en al menos otras
15 familias más [Rodman, 1991 a; Rodman et al., 1998]) que se relaciona con
diversas actividades biológicas y de propiedades bioquímico-toxicológicas (sistema
mirosinasa-glucosinolato) aún debatibles hoy en día (Rodman, 1991 b; Bones y
Rossiter, 1996; Visvalingam et al., 1998; Bridges et al., 2002).
Entre las investigaciones realizadas para evaluar el comportamiento de la
endomicorriza arbuscular en el manejo agronómico de este frutal se citan las
siguientes:
Ramirez et al., (1975) indican que tras haber evaluado la respuesta del papayo a la
inoculación con HMA (Gigaspora calospora y Glomus macrocarpus) la asociación
simbiótica se estableció después de 28 días sin poderse apreciar diferencias de
crecimiento en altura a los 30, misma que tras 40 días después de la inoculación (ddi)
fue significativa en el suelo fertilizado con 10 mL semanales de la solución nutritiva
de Hoagland.
Un comportamiento similar reportan Lara et al., (1998) en papayo tipo Cera y
variedad Maradol roja a 40 días de haber realizado su respectiva inoculación con el
35
consorcio nativo RIN-1 y MTZ-1, respuesta que disminuyó hasta en 20 días el tiempo
necesario para ser trasplantables a campo.
Alarcón et al., (2002) apreciaron que el efecto de Glomus claroideum en el área foliar
de C. papaya cultivar (cv.) Maradol roja superó a la registrada en las plantas testigo,
favoreció la actividad enzimática de la fosfatasa ácida soluble y extractable en la raíz,
e incrementó 3.4 veces la población de Azospirillum brasilense cepa VS-7 (una
rizobacteria promotora del crecimiento vegetal) en la rizósfera.
Jaen y Ferrera-Cerrato (1989) ya habían hecho importantes observaciones en
ensayos efectuados con 19 cepas de HMA, y enfatizan que al inocular el cultivar (cv.)
tipo Cera con Glomus sp. Zac-19 y al tipo Solo con Glomus sp. Zac-6 la respuesta fue
como si se les hubiese fertilizado con 15-10-10 kg ha-1 de nitrógeno (N), P y potasio
(K).
Padma y Randasamy (1990) lograron cuantificar que las necesidades de P llegaron a
disminuir en alrededor del 75% de la dosis óptima recomendada para este cultivo,
cuando el fertilizante fosfatado se mezcló con un inóculo micorrízico formado por
Glomus mosseae, G. fasciculatum y Gigaspora margarita. Mohandas (1992) observó
una respuesta similar en invernadero al inocular plántulas de papayo (Carica papaya
cv. Coorg Honey Dew) con G. mosseae y G. fasciculatum.
Por otra parte Mamatha et al., (2002) concluyen que sus resultados de campo
demuestran que las plantas de papaya (Carica papaya L. var. Solo) responden a la
inoculación con hongos MA eficaces (p. ej. G. mosseae y G. caledonium con 140 y
1,736 propágulos infectivos/g, respectivamente) que la aplicación de fertilizante
fosforado puede reducirse un 50% sin reducir el rendimiento.
Tomando en cuenta que el papayo es un frutal cuya propagación en semillero y
estancia en vivero son prácticas culturales imprescindibles en el establecimiento de
36
una plantación comercial (Mortensen y Bullard, 1970; Samson, 1986), y que la mayor
viabilidad económica de la inoculación se presenta en plantas cultivables que
requieren de una fase en semillero y/o vivero (Blanco y Salas, 1997), el uso de la
simbiosis micorrízica se convierte en una alternativa muy viable18 (Martins et al.,
2000; Klingeman et al., 2002).
2.4.2. Relación de los hongos formadores de micorriza arbuscular con
Jacaratia mexicana Tras haber efectuado una búsqueda bibliográfica exhaustiva en la Biblioteca Virtual del
Instituto de Ecología A.C. (Xalapa, Veracruz, México), en la Unidad de Servicios
Bibliotecarios y de Información (USBI) de la Universidad Veracruzana (Xalapa,
Veracruz, México) y en el Sistema Bibliotecario de la Universidad Nacional Autónoma
de México (México, D.F.) donde se tiene la posibilidad de consultar las fuentes
especializadas de información impresas y vía Web (Red Mundial de Comunicación
Electrónica o World Wide Web) más completas y actualizadas del país19 donde pudiera
haberse reportado la presencia y el efecto de los HMA en J. mexicana, no se logró
encontrar ningún tipo de evidencia relacionada con este tópico dentro del periodo
comprendido entre 1980 y 2002 (mes de septiembre).
2.5. Capacidad infectiva de los hongos formadores de micorriza
arbuscular Abbott y Robson (1981 a) opinan que la capacidad infectiva de una especie
micorrizógena se refiere a la habilidad que cada una de ellas tiene para penetrar y
proliferar en las raíces bajo ciertas circunstantes ambientales y de vegetación, sin que
dicha cualidad necesariamente se relacione con su eficiencia (Evans y Miller, 1990;
18 Toda vez que los costos del biofertilizante son menores y la colonización de las raíces puede llegarse a mantener y desarrollar posteriormente en el cultivo (Blanco y Salas, 1997). 19 Anexo 2.
37
Sanders y Fitter, 1992 b; Wilson y Tommerup, 1992; Mason et al., 2000 a; Smith et
al., 2000), situación que por diversas razones puede llegar a variar incluso en
aislamientos individuales de un HMA dado (Sylvia et al., 1993 a; Braunberger et al.,
1996; Koide et al., 2000).
De ahí la posibilidad que no siempre son igualmente de infectivos en cualquier
especie de planta y, por ende, su interacción fisiológica y derivación funcional
ciertamente podrá variar en cada hospedero (Bâ et al., 2000; Huat et al., 2002),
condición al parecer incuestionable en el caso de aquellos micosimbiontes adaptados
a sobrevivir y colonizar plantas que crecen en suelos donde las condiciones no son
del todo las más adecuadas para que se formen este tipo de asociaciones (Cabello,
1995).
Así, la posibilidad de que las especies infectivas sean o no abundantes en las regiones
tropicales dependerá de una intrincada serie de interacciones donde inevitablemente
intervengan sus habilidades fisiológicas y competitivas (Gavito y Varela, 1995).
2.5.1. Efecto de la colonización de los hongos formadores de micorriza
arbuscular en el crecimiento y desarrollo de las plantas Si bien la existencia de una verdadera convivencia biológica mutualista entre los HMA
y las plantas todavía es debatible, sobre todo por la falta de evidencias
experimentales que comprueben al fenómeno en su totalidad (Fitter et al., 1999),
Dekkers y van der Werff (2001) afirman que si la colonización arbuscular (CA) es
considerada como un indicador de los beneficios de la micorriza hacia el hospedero, y
la colonización micorrízica arbuscular (CMA) como un indicador del costo invertido por
la planta en la producción de la biomasa fúngica (que en todo momento depende de
los carbohidratos proveídos por aquella [Nehl et al., 1999; Ravnskov et al., 1999]),
entonces la proporción CA/CMA puede ser una medida confiable donde se ve
38
reflejada la relación beneficio/costo, misma que al parecer en ambos convendría
fuese prolongada y equilibrada (Schwab et al., 1991; Louche-Tessandier et al., 1999).
En ciertas ocasiones se ha comprobado que bajo determinadas circunstancias los
micótrofos facultativos presentan una depresión en su crecimiento ocasionada por el
mayor gasto de carbono demandado por sus raíces (Peng et al., 1993) y el sistema
micelial (interno y externo) del hongo (Frey y Ellis, 1997). Condición que es mas bien
privativa de aquellas plantas sin un claro rasgo de dependencia micorrízica (Hetrick et
al., 1993).
Por otra parte Bagyaraj (1991) y Bidartondo et al., (2002) aseveran que los HMA son
capaces de formar conexiones hifales entre plantas de la misma y de diferentes
especies para transferir nutrimentos de una planta a otra, de tal manera que si los
enlaces existentes son numerosos entonces el funcionamiento de las micorrizas y el
desempeño de las plantas se manifiestan en el paraje (Fitter, 1991).
2.5.2. Plantas micotróficas y no micotróficas El fenómeno de la colonización micorrízica ha sido amplia y profundamente
investigado, toda vez que se pretende reconocer cuales son los factores o
mecanismos que determinan la susceptibilidad e intensidad de las relaciones
simbióticas en las plantas vasculares (Tester et al., 1987).
En cuanto a la serie de eventos de señalización que pueden llevarse a cabo para
formalizar una simbiosis micorrízica exitosa (Bago et al., 2000 a; Barker et al., 2002;
Giovannetti et al., 2003), resulta claro e innegable que una vez iniciada la
germinación de las esporas de resistencia en el suelo (Bolan y Abbott, 1983) el
primer paso notable debe ser la unión franca entre los dos organismos (Schwab y
Leonard, 1984; Bonfante y Perotto, 1992) que por lo general se inicia cuando una
39
hifa del hongo contacta a la raíz del hospedero y forma un apresorio que reconoce las
paredes celulares epidérmicas sin traspasar la superficie celular cortical o vascular
(Harrison, 1999) y culmina con la invaginación del plasmalema de la célula vegetal y
la formación de arbúsculos dentro de las raicillas de una planta huésped (Koide y
Schneider, 1992; Gianinazzi-Pearson et al., 1996; Varela, 2000; Versaw et al., 2002),
donde se asume que tiene lugar el intercambio bidireccional de nutrimentos entre
ambos socios (Dickson et al., 1999 a; Marsh y Schultze, 2001).
Los exudados radicales juegan un papel fundamental durante todo el ciclo de vida de
las plantas al actuar como reguladores de la función y crecimiento microbianos
(Bowen y Rovira, 1991; Hairiah et al., 2001), y poseer moléculas que controlan
directamente los procesos que refuerzan la captación y asimilación de nutrimentos en
la rizósfera (Bansal y Mukerji, 1994; Dakora y Phillips, 2002).
Aunque algunas exudaciones tienen la posibilidad de modificar las características del
pH rizosférico (Dakora y Phillips, 1996), de afectar el crecimiento de las hifas
(Tawaraya et al., 1996; Pinior et al., 1999) o de inducir la profusión de efectos
alelopático-negativos capaces de reducir el crecimiento de la raíz (al inhibir la
actividad metabólica en la zona meristemática) y la presencia de pelos absorbentes
(Francis y Read, 1995), parece ser que la composición química de la pared celular de
las raíces del hospedero es modificada por medios físicos o enzimáticos promovidos
por el hongo para alterar sus estereotipados procesos fisiológicos (Tester et al.,
1987), coadyuvar en desarrollo, ramificación y penetración de la hifa infectiva (Elias y
Safir, 1987; Harley, 1994; Buée et al., 2000; Nagahashi y Douds, 1999; 2000) y de
esta manera propiciar la endosimbiosis (Tawaraya et al., 1998; Parniske, 2000).
Generalmente las complejas y variadas secreciones radicales producidas promueven
el crecimiento de las plantas y el mantenimiento de la asociación mutualista con los
HMA (Schwab y Leonard, 1984; Garbaye, 1991; Siqueira et al., 1991; Vierheilig et al.,
1998).
40
En los últimos años los aspectos fisiológicos del paso y circulación de materiales
escenificado entre la planta y el hongo han sido objeto de cuantiosos estudios, y
actualmente se acepta que dicho suceso ocurre en el ámbito de la interfase
arbuscular (Ezawa et al., 2001; 2002) e implica procesos de transporte activo
dirigidos por la H+-ATPasa de la membrana plasmática de ambos simbiontes (Ferrol
et al., 2000; 2002).
Por otra parte, y si bien es cierto que en la evolución de los taxa parece haber
ocurrido la condición de no micotrofía, en realidad se trata de un fenómeno poco
frecuente en la naturaleza (Siqueira y Moreira, 1997; Barker et al., 1998).
Así, mientras Brundrett y Abbott (1991) aseguran que las plantas con estrategias
nutritivas especializadas son más bien no-micotróficas, Allen (1996 b), Cornelissen et
al., (2001) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001) puntualizan que la micotrofía/no
micotrofía de una especie vegetal es una expresión que se aplica en función a las
características intrínsecas que las mismas desplieguen en favor de su adaptación
ecológica.
2.5.3. Diversidad y dominancia de especies de hongos formadores de
micorriza arbuscular en áreas no perturbadas Los factores bióticos y abióticos que determinan la distribución, presencia y
predominio de los HMA en las distintos ecosistemas terrestres son múltiples (Allen,
1996 b), y su diversidad poblacional adquiere profundas implicaciones en el papel
que estos hongos tienen en cada una de las etapas cronosecuenciales de una
sucesión vegetal, la cual también es posible que influya sobre el reemplazo de las
comunidades fúngicas asociadas en este proceso (Bever et al., 2001).
En dicho contexto Eriksson (2001) hace notar que a menudo la dinámica poblacional
de los micosimbiontes se encuentra en extrema relación con los procesos
41
sucesionales locales, donde el reemplazo de los microorganismos y la composición
florística interna varía en sincronización con el espacio y el tiempo, a la par de las
modificaciones paulatinas que ocurren en el ambiente particular de cada ecosistema
(Gómez-Pompa y Vázquez-Yanes, 1985).
De este modo el gradual y continuo devenir de eventos determina la disponibilidad y
extensión de la red hifal que se considera de gran valía e instancia para el
establecimiento inicial, y subsecuente, de la vegetación (Read, 1994; van der Heijden
et al., 1998 b).
Si bien existen reportes donde se menciona a una determinada especie de HMA
(Glomus deserticola y G. constrictum [Blaszkowski, 1993], Scutellospora
dipurpurascens [Blaszkowski, 1994], G. macrocarpum y G. etunicatum [Aziz et al.,
1995]), se describen las condiciones particulares de los sitios donde estas se
desarrollan y por ser dominantes se espera que las mismas colonicen a las plantas en
primer lugar, de ninguna manera su alta frecuencia garantiza que también son las
más eficaces (Sieverding, 1989).
Respecto a la especificidad biótica o edáfica que los HMA pudieren llegar a tener
(apartado 2.3.), St. John (2000) resalta que por ser el pH del suelo el factor más
significativo para la selección natural de las especies fúngicas no resulta muy
cuestionable el porqué Glomus intraradices es un microsimbionte cuya presencia es
muy pertinaz en suelos cuyo pH oscila entre 6 y 9, del mismo modo que Glomus
etunicatum lo llega a ser en condiciones donde la cantidad de acidez del suelo es
mayor.
2.6. Elección y obtención de un inóculo esporal de hongos formadores de
micorriza arbuscular De entre las evidencias que en la literatura especializada se reportan como
indispensables para evaluar la eficiencia de los HMA destacan los siguientes:
42
Dado que en la actualidad existe un interés especial y creciente por el uso de los HMA
en los modernos sistemas de multiplicación de plantas donde pueden ser utilizados
(Davies et al., 2000), resulta de vital importancia reconocer que son varios los tipos
de estructuras fúngicas capaces de actuar como propágulos y, por esa razón, todas
ellas adquieren un valor extraordinario en la conformación de un inóculo micorrízico
(St. John, 1996 a).
Así, y desde un punto de vista de índole funcional (Ruiz-Lozano y Azcón, 2000), los
propágulos infectivos de los HMA básicamente incluyen a las esporas, a los
fragmentos de raíz colonizados20 y al micelio del hongo que sale de las raíces y
aumenta su superficie de absorción (Sylvia, 1990; Brundrett y Abbott, 1995; Cabello,
1997; Smith y Read, 1997).
Sin embargo en muchas ocasiones las primeras son consideradas como la principal
estructura fúngica infectiva de los HMA (Toro et al., 2000) por su capacidad de
involucrarse en la dispersión y supervivencia del hongo a largo plazo (Klironomos et
al., 1993), de permanecer “inalteradas” en el suelo por mucho tiempo21 (Hernández,
2000) y de restablecer un micelio funcional (Braunberger et al., 1996).
Además pueden ser fácilmente reconocidas y separadas del suelo (Daft, 1983) para la
posterior esterilización de su superficie (Sylvia, 1994).
En este sentido, y mientras Morton et al., (1993) recomiendan excluir partículas de
suelo, fragmentos de raíz o hifas que en un momento dado pudieren interferir en la
valoración de la capacidad infectiva de una especie micorrizógena, Aziz y Sylvia
(1991) y Khasa et al., (1992) aconsejan consumar el cuidadoso aislamiento de las
esporas presentes en un consorcio con la finalidad de comparar su habilidad
20 Propágulos cuya capacidad infectiva tiende a ser limitada en ausencia de vesículas (Biermann y Linderman, 1983). 21 En comparación al colapso que en 2 a 4 semanas ocurre a las hifas cuando no encuentran a una raíz hospedadora (Bolan y Abbott, 1983).
43
individual para coadyuvar con la absorción de nutrimentos e incremento en el
crecimiento de su planta huésped.
De la misma forma Sylvia (1998, 1999) acentúa la necesidad de hacer su desinfección
y aséptica manipulación (sin contaminación) con el fin de valorar y seleccionar
aquéllas cuyo desempeño sea exitoso por su comprobada habilidad para penetrar y
extenderse en las raíces (capacidad infectiva), así como de mejorar el crecimiento o
la tolerancia del hospedero al estrés (eficiencia).
Eom et al., (2000) comentan que una de las ventajas de propagar debidamente a las
estructuras esporales elegidas en cultivos-trampa radica en que las células
reproductoras extraídas serán de aquéllas especies que habían estado creciendo en la
asociación simbiótica promovida bajo manejo. De hecho Brundrett et al., (1994; 1999
a) y Morton et al., (1995) consideran que el uso de macetas de propagación es uno
de los medios actualmente disponibles para mantener y abastecer de material
apropiado y necesario para sinfín de propósitos de investigación y de aplicaciones
prácticas.
Para la separación, transferencia y formación de grupos discretos de esporas se
recomienda el uso de pipetas Pasteur con punta de apertura 0.2-0.5 mm y un
microscopio de disección, 1 a 2 días antes de la inoculación (Morton et al., 1993). Por
otro lado Schubert y Hayman (1986) y Swift (2002) estiman que los niveles de P
contenidos en un suelo donde se pretende conocer esencialmente la eficiencia de los
HMA deben mantenerse en alrededor de las 50 ppm, para lo cual insisten en la
imperiosa necesidad de realizar de manera anticipada un análisis del sustrato que
será utilizado en la evaluación.
Aunque Daft y Nicolson (1969) consideran suficiente la presencia de solo una espora
–viable o infectiva- para iniciar la colonización de las raíces nutricias, Sanders y Sheik
(1983) opinan que la íntima unión de los simbiontes en un suelo y hospedero dados
44
de alguna manera se encuentra relacionada con la cantidad de propágulos fúngicos
presentes en el sustrato, lo cual resalta el por qué es importante conocer la densidad
y capacidad infectiva de los inóculos.
2.7. Eficiencia de la simbiosis Para percatarse de la amplia acepción que existe al concebir la eficiencia de una
especie de HMA, parece ineludible admitir que los caracteres fundamentales de un
determinado beneficio en sí dependerán del poder funcional de las hifas para la
exploración de sitios ricos en nutrimentos que han quedado fuera del alcance del
sistema radical (O’keefe y Sylvia, 1991; Sylvia et al., 1993 b; Hamel, 1996; Reid,
1997; Clark et al., 1999; Rosewarne et al., 1999; Tibbett, 2000), seguida por su
translocación a la planta y posterior transferencia a través de la interfase apoplástica
planta-hongo (Jakobsen, 1997; Dickson et al., 1999 b).
Si bien entendido está que no hay ninguna sólida correspondencia entre el grado de
colonización y el beneficio potencial de un determinado hospedero (Hetrick et al.,
1992; Hernández et al., 2000), y que las variaciones en la respuesta simbiótica deben
valorarse exclusivamente en términos relacionados con el crecimiento de las plantas
(Abbott et al., 1994; St. John, 2000), parece factible concebir que el provecho
fisiológico derivado de las cualidades manifiestas entre ambos socios puede
traducirse de manera directa en un incremento de su capacidad para crecer y
desarrollarse con vigorosidad (Stanley et al., 1993; Smith et al., 2000; Hernández,
2000; Kiers et al., 2002).
No obstante en ocasiones el provecho se recibe progresiva e indirectamente a través
de diversas adaptaciones fisiológicas o morfológicas en los que se encuentra
involucrado el micosimbionte (George et al., 1992; Requena et al., 2002), entre los
que sobresale una colonización bien establecida y la producción de hifas externas
45
capaces de proveer activamente de P y otros macro y micronutrimentos a las
interfases simbióticas (Marschner y Dell, 1994; Clark y Zeto, 2000), o bien por el
mejoramiento paulatino de las condiciones naturales del suelo, efecto que de acuerdo
con St. John (2000) es aún más significativo.
De esta manera, y tratando de considerar que el significado práctico de la eficiencia
de los HMA bajo diferentes condiciones ambientales conlleva a un beneficio que
puede ser tangible a través de la absorción de nutrimentos (Smith et al., 1994;
Bagyaraj et al., 1988; Ravikumar et al., 1997; Ruiz-Lozano y Azcón, 2000) y del
crecimiento vegetal (Bowen y Rovira, 1991; Gavito y Varela, 1995; Ruiz-Lozano et al.,
1995; Green et al., 1999), parece ser que los rasgos de integración morfológica y de
compatibilidad funcional entre ambos organismos se tornan obvios al permitir que las
hifas de los micosimbiontes penetren y formen arbúsculos dentro de las raíces de las
plantas en algún momento del ciclo de colonización (Bagyaraj, 1991; Morton y
Bentivenga, 1994; Rajapakse y Miller, 1994).
De ahí que con frecuencia se estudie la eficiencia de un HMA en términos del
mejoramiento en el desarrollo de plantas, medida como producción de materia seca
(Plenchette et al., 198322; Ellis et al., 1985; Cabello, 1995) y, de esta manera, poder
cuantificar el carbono adicional fijado por ellas en sus tejidos (Tinker et al., 1994).
Kahiluoto y Vestberg (1997) ratifican esto al afirmar que para evaluar la eficiencia de
las distintas especies de hongos en una simbiosis es preciso conocer la diferencia del
peso seco (PS) (o la captación total de P) de las plantas micorrizadas (mic+) y no-
micorrizadas (mic-) expresada como el porcentaje de peso seco (o captación de P) de
las plantas de micorrizadas, o eficiencia micorrízica= (PSmic+ - PSmic-) x 100%/PSmic+.
Mas concebir que tales atributos son solo el resultado de la absorción intensificada de
un determinado macro o micronutrimento no se considera acertado, puesto que la 22 Término definido por estos autores como “dependencia micorrízica”.
46
modificación y/o adecuación de algunas de las propiedades químicas, físicas y
bióticas del suelo a menudo influyen en la respuesta de las plantas a la asociación
fúngica (Sylvia, 1990; Frey y Ellis, 1997) ya sea al propiciar una marcada supresión
de la microbiota micorrizosférica, o bien mediante la activación de mecanismos
sistémicos que impiden la colonización de una raíz (Vierheilig et al., 2000 b).
Es así que la habilidad intrínseca de los hongos capaces de formar micorriza
arbuscular puede variar en el tiempo y en el espacio, de tal manera que una estirpe
llega a ser tan efectiva o tan ineficiente de acuerdo con su origen (Coperman et al.,
1996), la planta hospedera (Ravnskov y Jakobsen, 1995; Hoeksema, 1999), el uso
que le den a los carbohidratos asignados (Abbott y Robson, 1985 a; Rajan et al.,
2000), y/o las condiciones ambientales (clima y suelo) que predominan en un sitio
dado (Sieverding, 1989; Harley, 1994; Requena et al., 1997). 2.7.1. Factores inherentes a la planta hospedera Aunque en la micorrización de las raíces participan los HMA y las plantas, estudios
recientes han dilucidado que la magnitud global de este proceso se encuentra
administrado primordialmente por estas últimas (Sylvia, 1988; Fitter y Merryweather,
1992; Barker et al., 1998; Harrison, 1999; Siqueira y Saggin-Júnior, 2001), de tal
manera que las plantas huésped son capaces de regular los patrones de abundancia
y esporulación de ciertas especies de HMA en la micorrizósfera (Eom et al., 2000; Troeh y
Loynachan, 2003) e influir en la producción secuencial de micelio fúngico (Fitter, 1989).
Autores como Johnson et al., (1991 b) y Sanginga et al., (1999) han corroborado que
algunos cultivos consiguen propender su actividad simbiótica con un determinado
HMA, de tal manera que los arreglos topológicos logran influir sobre la composición
de las comunidades fúngicas de una zona agrícola.
Asimismo del Val et al., (1999) denotan que dentro de las nuevas visiones aplicables
al concepto de especificidad se debe tomar en consideración la tasa de crecimiento
47
de las raíces, ya que esta parece ser crítica en la concurrencia y la propagación
natural de varias especies de HMA (Grundon, 1999).
2.7.2. Factores inherentes al endófito A menudo se considera como un hongo eficaz a aquel que tiende a producir el
beneficio más grande en cuanto al aumento en la adquisición de P se refiere, pero
con el mínimo costo -expresado como gasto de carbono- para el mantenimiento de
las micorrizas (Graham y Eissenstat, 1994; Ferrol et al., 2002).
Sin embargo, y con relación a la participación que los HMA´s pudiesen llegar a tener
en su formación (Douds et al., 1998), Gianinazzi-Pearson et al., (1996) y Siqueira y
Saggin-Júnior (2001) comentan que si las evidencias relacionadas con la especificidad
entre los simbiontes aún no son claras o contundentes, entonces la susceptibilidad de
una determinada especie vegetal a la colonización puede atribuirse más bien a las
características intrínsecas de los hospederos (genoma), y no a las del endófito.
Aunque en cierto modo dicha enunciación parece contraponerse a lo expresado por
Eom et al., (2000) al certificar que, cuando menos en múltiples experimentos de
laboratorio e invernadero, muchas especies de HMA pueden colonizar a cualquier
planta que es capaz de formar micorrizas. Lodge (2001) explica que si la preferencia
de hospedero existiese en la naturaleza esta pudiere ser distinta en los bosques
templados y en los tropicales debido a la diversidad arbórea, predominancia de
especies individuales y la densidad de cada una de ellas por unidad de superficie,
amén de encontrarse expuestas a una comunidad microbiana cambiante y muy
heterogénea (Chanway et al., 1991).
De todos modos el crecimiento de las especies vegetales en un ambiente
determinado estará supeditado tanto al contenido genómico de la planta como al del
48
hongo (Franquen y Requena, 2001). No obstante, el efecto de una determinada
morfoespecie de HMA puede variar y llegar a ser hasta más benéfica para una planta
cuando actúa sola (van der Heijden et al., 1998 a; Gupta et al., 2002), que al hacerlo
en compañía de otro componente formador de micorriza (Frank, 1996; Gange, 1999).
Y es justamente en este tenor donde resaltan reportes en el que detallan reacciones
indiferenciadas en el contenido proteínico del maracuyá23 (Passiflora edulis f.
Flavicarpa Deg.) colonizado por un solo tipo de HMA (Gigaspora albida o
Scutellospora heterogama) o en consorcio (mezcla de Gigaspora margarita, G. albida,
S. heterogama y Glomus clarum) (Santos et al., 2001), o bien acerca de la ingénita
diversidad funcional de las comunidades micorrizógenas expuesta por Pringle et al.,
(2000) y Bever et al., (2001).
2.7.3. Influencia de los factores ambientales La colonización de las plantas parece ocurrir como una respuesta a los múltiples
factores bióticos y abióticos existentes en la naturaleza, entre los que además del
filogenético destaca el ambiental (Miller et al., 1999). Así, y en virtud de los efectos
directos o indirectos que sobre los seres vivos puede llegar a ejercer, solamente se
les aborda para entender la relación que tanto el clima como el suelo tienen en la
interacción simbiótica acontecida entre los HMA y las plantas.
2.7.3.1. Clima y suelo Si bien el proceso de selección natural ha favorecido la formación y diseño de
atributos especializados de la simbiosis y simbiontes que son apropiados para una
serie particular de condiciones ambientales (Varela y Trejo, 2001; Hibbett, 2002), muchas
son las especies de HMA que parecen mostrar innúmeras respuestas a su entorno 23 Por lo que sería necesaria la purificación del extracto de la raíz para mostrar sus posibles alteraciones cuantitativas (Santos et al., 2001).
49
climático y edáfico (Abbott y Robson, 1991), lo cual de cierta manera revela que los
requisitos ambientales trascienden sus necesidades por un determinado hospedero
(Read, 1991), y el por qué su presencia no se encuentra circunscrita solo a los trópicos
(Sieverding, 1989) o a alguna otra zona de la biosfera en particular (Fitter, 1989).
Aun cuando son numerosas las especies de Glomales ubicuistas capaces de sobrevivir
y reproducirse en varios tipos de climas y suelos, es evidente que las plantas son
localmente capaces de influir en su distribución, y las propiedades físicas y químicas
del suelo de restringir o cambiar el tamaño y la composición de una comunidad de
HMA (Leyval et al., 1995; Varela y Trejo, 2001).
Sin embargo ello no es precepto universal (Diop et al., 1994). Al respecto Siqueira
(1986) advierte la presencia de varias especies de HMA en diversos parajes naturales
de acuerdo más que nada con las características químicas (pH) de los suelos
muestreados en la región de Minas Gerais (Brasil), corroboración hecha por Mosse y
Hepper (1975), Wood et al., (1989) y St. John (1996 a; 2000) al confirmar que la
presencia y actividad de algunos HMA efectivamente varían con las propiedades del
suelo, en particular de acuerdo con su pH, y por ello sugieren que los hongos
seleccionados deben ser apropiados para las condiciones químicas del suelo usado en
el invernadero y el que tienen los sitios donde se harán las plantaciones definitivas.
Entre tanto Day et al., (1987) reportan haber comprobado que aparte del pH, la
fertilidad, textura, humedad y contenido de materia orgánica del suelo afectan de
algún modo el crecimiento, distribución y sobrevivencia de los HMA, mientras que
Klironomos et al., (1993) demuestran que el pH del suelo y su contenido de materia
orgánica son reguladores importantes de la esporulación.
En el mismo tenor Benjamin et al., (1989) mencionan que un alto contenido de Ca y
Mg pueden ser variables que junto con el pH actúan sobre la representatividad
limitada de esporas de distintos hongos MA en un paraje dado.
50
Por ello Abbott et al., (1994) mencionan que la importancia del término eficiencia o
de los adjetivos similares usados para describir el impacto de los HMA en las plantas
(apartado 2.7.) deberá aplicarse más que nada a un determinado ambiente edáfico,
fuera del cual su contexto sería limitado o incierto, amén de que las relaciones
encontradas entre las características de un suelo y la calidad de la simbiosis no son
siempre consistentes (Mårtensson y Carlgren, 1994).
2.8. Relación de la simbiosis con la actividad fotosintética de la planta Considerando que en la naturaleza la simbiosis entre los HMA y las plantas es un
fenómeno de mutualidad muy frecuente y generalizada de todo ecosistema terrestre
donde estas tienen la oportunidad de extender sus raíces (Fontana, 1998; Ahn-Heum
et al., 1999; Richardson et al. 2000), parece evidente que la unión habitual existente
entre ambos seres vivos juega un papel trascendental en el ciclaje biogeoquímico que
ocurre en los suelos (sobre todo en los poco perturbados) donde la transferencia de
nutrimentos minerales y agua del microsimbionte hacia la planta demanda a cambio
sustratos energéticos y carbohidratos derivados de la fotosíntesis (Hernández, 2000;
Ferrol et al., 2002).
Diversos estudios relacionados con la simbiosis micorrízica reportan incrementos
tanto en la producción de biomasa como en la tasa fotosintética (Cintrón y Lugo,
1990; Lewis y Strain, 1996) atribuibles probablemente a la optimizada captación de
nutrimentos (Parádi et al., 2002; Huat et al., 2002).
Del mismo modo destaca el flujo directo o redistribución de una fracción significativa
de los fotoasimilados (carbono fijado) de la planta huésped hacia las raíces24 (Blanco
y Salas, 1997) para que, en concordancia de las condiciones ambientales reinantes y
la compatibilidad funcional establecida entre los socios, se mantenga la actividad de 24 Estimada de 4 al 20% en los sistemas radicales colonizados (Bago et al., 2000 a; Khaliq y Sander, 2000).
51
las estructuras micorrízicas formadas (Jakobsen y Rosendahl, 1990; Pearson y
Jakobsen, 1993; Ravnskov y Jakobsen, 1995; Watkins et al., 1996; Burleigh y
Bechmann, 2002).
Por ello, y no obstante en la actualidad se acepte en términos fisiológicos que un
descenso en la tasa de asimilación de CO2 por unidad de área foliar se relaciona con
los cambios ocurridos en la conductancia estomática (Jones, 1992), la cual indica
tanto el grado de apertura que tienen los estomas como la tasa de asimilación neta
de CO2 derivada de la fotosíntesis y el intercambio gaseoso (Lawlor y Cornic, 2002)25,
también lo es el hecho de que los efectos en el abastecimiento hídrico de los órganos
vegetales clorofílicos derivados de una asociación micorrízica no son perpetuamente
tan expresos ni contundentes (Green et al., 1998), tal y como a menudo sucede en la
absorción de P y el crecimiento de los hospederos (Carey et al., 1992; Augé, 2001).
Según Augé (2001) la hidratación de los tejidos y el intercambio de CO2 y O2 en las
hojas es una circunstancia sutil, transitoria y probablemente muy específica de cada
simbionte que de manera sustancial repercute en su habilidad competitiva y en su
sanidad.
Drüge y Schönbeck (1992) y Koch et al., (1997) refieren que el crecimiento en altura
de las plantas micorrizadas se debió a un incremento de su actividad fotosintética, de
tal manera que la elevada tasa de asimilación de CO2 registrada se relacionaba más
que nada con cambios en el nivel de endógenos de las hormonas vegetales
(especialmente citocininas) que intervienen de manera significativa en los
movimientos estomatales y, por ende, en la eficiencia del aparato fotosintético26 de la
mayor parte de las especies vegetales (Fort et al., 1998).
25 Proceso donde los valores negativos expresan actividad metabólica neta. 26 Ya que dichas sustancias hormonales son, junto con el ácido absícico transportado hasta las hojas, imprescindibles durante el intercambio gaseoso ocurrido en la fotosíntesis (Fort et al., 1998).
52
Mason et al., (2000 b) evaluaron la conductancia estomatal de Eucalyptus globulus
no micorrizada y micorrizada con cultivos puros de Laccaria fraterna 1 (ex E.
globulus, Tasmania), L. Fraterna 6 (ex E. globulus, Escocia) y Pisolithus tinctorius (ex
E. globulus, Tasmania), pareciéndoles convincente considerar que bajo condiciones
de estrés hídrico el hongo asociado suministra la suficiente cantidad de agua como
para permitir que los estomas permanezcan abiertos durante un periodo más
prolongado que, a final de cuentas, redunda en una fotosíntesis neta y área foliar
mayores.
Dicha aseveración es bastante coherente dada la amplificación del potencial que
adquiere la raíz colonizada por estos hongos para explorar un mayor volumen de
suelo en busca del preciado líquido (Marschner y Dell, 1994; Schachtman et al.,
1998; Ingham y Zarb, 1999; Fidelibus et al., 2001) cuya absorción mantiene la
turgencia de las hojas (Subramanian et al., 1996) y mejora significativamente la
conductancia estomática, la transpiración y el contenido de clorofila (Ruiz-Lozano et
al., 1995; Masri et al., 1998).
Estudios realizados con resonancia magnética nuclear y marcaje isotópico han
mostrado que el principal compuesto carbonado adquirido por el HMA en el ámbito
de la interfase simbiótica es la glucosa (Pfeffer et al., 1999), la cual es
posteriormente metabolizada en las hifas intrarradicales a compuestos típicamente
fúngicos (trealosa y glucógeno) y lípidos de reserva (Shachar-Hill et al., 1995; Bago
et al., 1998 b; 2002). Sin embargo Pfeffer et al., (1999) aseguran que a pesar de su
importancia aún no se conocen los mecanismos implicados en este proceso.
Mas por comparación homóloga con lo ocurrido en otras simbiosis mutualistas se cree
que este proceso pudiere implicar el eflujo pasivo de los carbohidratos desde el
fitosimbionte hacia el espacio interfacial existente entre ambos organismos, seguido
de su absorción activa por parte del micosimbionte (Jakobsen, 1999).
53
3. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1. Determinación de micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Para evaluar si J. mexicana era capaz de entablar una simbiosis mutualista con los
HMA se realizaron las actividades siguientes:
3.1.1. Fase de campo En esta fase se llevaron a cabo diversas acciones para contar con el suficiente
material radical que permitiese precisar si esta caricácea se asociaba o no con los
hongos micorrizógenos del suelo:
1) La recolección de raíces en enero, marzo, mayo y julio de 1999 de 3 individuos
silvestres maduros de J. mexicana que fueron marcados en su tronco en tres
distintos lugares localizados en la porción central del estado de Veracruz,
México: La Bandera (19° 27’ 50” de latitud norte y 96° 33’ 12” de longitud
oeste), Plan de La Higuera (19° 26' 30’’ de latitud norte y 96° 32' 16’’ de
longitud oeste) y Palo Gacho (19° 23' 56’’ de latitud norte y 96° 37' 53’’ de
longitud oeste).
2) Mediante la aplicación de riego por goteo (en julio de 1999) se indujo la
aparición de numerosas raicillas en 3 especimenes silvestres juveniles de J.
mexicana en La Bandera, las cuales fueron recolectadas para su valoración.
3) El traslado de tres plantas (tocones de J. mexicana con diámetro medio de 10
cm desinfectados con hipoclorito de sodio [cloro al 5% x 15 min]) de Plan de
La Higuera a un invernadero para procurar la formación de raicillas
adventicias.
54
4) La recolección de frutos de J. mexicana en Plan de La Higuera en la primera
semana de junio de 1999 para obtener semillas y realizar su propagación bajo
condiciones controladas de luz, temperatura y humedad.
3.1.2. Fase de invernadero y laboratorio En esta fase los materiales provenientes de Plan de La Higuera se colocaron dentro
de sus respectivos contenedores desinfectados previamente con hipoclorito de sodio
(cloro al 5% x 30 min) y preparados con un sustrato de suelo y arena 1:1 (v/v)
esterilizado con bromuro de metilo donde:
1) Mediante el uso de riego por aspersión los tocones de J. mexicana formaron
raicillas que fueron inoculadas con 10 g del consorcio micorrízico nativo MTZ-
127 cuyos propágulos eran 100% infectivos.
2) Se pusieron a germinar 50 semillas de J. mexicana tratadas con antelación en
su superficie con hipoclorito de sodio (cloro al 10% x 15 min [Duncan y
Howard, 2000; Zhu et al., 2000]) y se enjuagan con agua destilada estéril
durante 15 min antes de ser sembradas en contenedores especiales (de 48.5 x
35 x 13.5 cm de polietileno de alta densidad y con perforaciones de 3/8 en la
base para drenaje y aireación) que se mantuvieron en una estufa a 30°C y
humedad constante hasta la emergencia de la radícula.
Cuando las plántulas presentaron su primer par de hojas verdaderas en grupos de 9
se les trasplantó a macetas de 2 kg de capacidad que contenía un sustrato de suelo y
arena 1:1 (v/v) pasteurizado mediante vapor (2 días x 1 hora a 90°C [Brundrett et
al., 1994; 1996]) y aireado durante dos semanas para reducir cualquier tipo de 27 Aislado de suelos cultivados con papaya (Carica papaya) en Martínez de la Torre, Veracruz, México, donde se identificaron los siguientes HMA: Glomus mosseae, Glomus macrocarpum, Glomus geosporum, Glomus sp., Gigaspora sp. y Acaulospora sp. (D. Trejo y L. Lara, comunicación personal, junio de 1999).
55
fitotoxicidad derivada de su calentamiento (Rovira y Bowen, 1966), donde también se
les inoculó con 10 g del mencionado consorcio micorrízico. De esta manera y en
ambos casos se probó su inmunidad micorrizógena (Tester et al., 1987) (Anexo 3).
Finalmente, y para poder observar de manera apropiada la colonización de las raíces
en los segmentos que se preparaban cada cinco días, estas se tiñeron de acuerdo con
la técnica de Phillips y Hayman (1970) (Anexo 4), y el porcentaje de colonización
(presencia de hifas, arbúsculos y/o vesículas dentro de la raíz) se determinó a 200X
en un microscopio compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2 por el método de
McGonigle et al., (1990) (Anexo 5).
3.2. Elección y descripción de las áreas de estudio Los sitios en donde se recolectó el suelo rizosférico de J. mexicana fueron precisados
basándose en los datos de distribución que los colectores incluyeron en las etiquetas de
cada uno de los ejemplares botánicos depositados en los herbarios de las siguientes
instituciones:
• Centro de Investigaciones Científicas de Yucatán (CICY)
• Instituto Politécnico Nacional (ENCB)
• Universidad Autonóma de Campeche (UCAM)
• Universidad Nacional Autónoma de México (MEXU)
• Instituto de Ecología, A.C. (IE-XAL).
Dicha información se complementó con la existente en el Banco Computarizado de
Datos Florísticos del IE-XAL y de esta manera se lograron conocer las coordenadas
geográficas de los parajes donde J. mexicana se ha encontrado vegetando en la
vertiente del Golfo de México, las cuales se circunscribieron única y exclusivamente a
los estados de Veracruz, Campeche y Yucatán (Fig. 1).
56
Sitio 1
Sitio 3
Sitio 2
Figura 1. Ubicación de los sitios de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico.
Con el fin de conocer las características ecológicas y biológicas de cada uno de los
sitios elegidos por su condición de escasa o nula perturbación, la información
relacionada con su ubicación geográfica, tipos de suelo, clima y vegetación se recabó
primordialmente en las fuentes bibliográficas impresas y fuentes iconográficas no
proyectables consultadas en la Universidad Veracruzana (Laboratorio de Cartografía
de la Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus Xalapa), en el Instituto de Ecología,
A.C. (Departamento de Diagnóstico Regional, sede Xalapa), y en el Instituto Nacional
de Estadística, Geografía e Informática (Centro de Consulta Bibliográfica-Xalapa) sitas
en la ciudad de Xalapa, capital del Estado de Veracruz, México.
3.2.1. Sitio 1: Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) Plan de La Higuera es una pequeña comunidad perteneciente al municipio de Actopan,
Veracruz, México, situada en la provincia fisiográfica denominada Llanura Costera del
57
Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)
Golfo de México, específicamente en la subprovincia de la Llanura Costera Veracruzana
(INEGI, 1987 a) que ocupa una extensión de 27,001.17 km² (37.29% de la superficie
total estatal [INEGI, 2002]) y presenta una serie de montículos naturales en los que se
desarrolla un manchón de Selva Baja Caducifolia (SBC) entre los 160 y 220 msnm.
Ahí la recolección de muestras de la rizósfera de J. mexicana se llevó a cabo entre los
meridianos 96° 33' 42’’ y 96° 34' 17’’ de longitud oeste y entre los paralelos 19° 25' 50’’
y 19° 26' 16’’ de latitud norte (Fig. 2).
Figura 2. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en la Selva Baja Caducifolia de Veracruz, México (Adaptada de INEGI, 1988).
3.2.1.1. Suelos En la región los tipos de suelo dominantes son los vertisoles pélicos28, de clase textural
fina con predominio de arcillas y muy pedregosos (INEGI, 1998), seguidos de los
feozem háplicos y lúvicos (INEGI, 1993). En el caso particular del suelo colectado a una
28 Que en la nueva clasificación taxonómica de la World Referente Base (WRB) for Soil Resources ya no se considera como tal y, sobre todo por sus peculiares características, correspondería al denominado vertisol cálcico (Spaargaren, 1994).
58
profundidad de 0-20 cm en el área de estudio, en el Cuadro 5 se presentan sus
principales características físicas y químicas.
Cuadro 5. Caracterización física y química del suelo colectado en Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) a la profundidad 0-20 cm.
Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 54.5% arcilla, 18% limo y 27.5% arena Arcilloso pH en agua (relación 1:2) 6.26 Ligeramente ácido Carbono (%) 3.64 Bueno Materia orgánica (%) 9.5 Rico Nitrógeno (%) 0.475 Extremadamente rico Relación C/N 7.66 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 447.68 Bajo Calcio (ppm)Ŧ 14,288 Alto Magnesio (ppm)Ŧ 1,934.4 Alto Sodio (ppm)Ŧ 96.6 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.78 Bajo Capacidad de campo (%) 69.20 Muy alta Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas
de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.
3.2.1.2. Clima El tipo de clima predominante en algunas de las partes más bajas de la Llanura Costera
del Golfo (García, 1989), y particularmente en esta zona es cálido subhúmedo Aw0(w’)
(INEGI, 1987 b), el más seco de los subhúmedos, con régimen de lluvias de verano,
cociente P/T menor que 43.2 (García, 1987; Soto y García, 1989), y porcentaje de lluvia
mayor de 10.2 (INEGI, 1987 b) respecto a la total anual.
3.2.1.3. Vegetación En el relicto donde se realizó la recolección de materiales para este estudio se
identificaron los siguientes componentes del estrato arbóreo: Palo mulato (Bursera
59
simaruba), ceiba o pochota (Ceiba pentandra), bonete (Jacaratia mexicana), jícaro
(Crescentia cujete), cacalosúchil (Plumeria rubra), guaje (Leucaena leucocephala),
tepeguaje (Lysiloma acapulcencis), trompillo (Cordia dodecandra), cedro (Cedrela
odorata), primavera (Tabebuia chrysantha), cuajilote (Parmentiera aculeata), jabín
(Piscidia piscipula) y cocoíte (Gliricidia sepium), entre otros.
3.2.2. Sitio 2: Seybaplaya (Estado de Campeche, México) Seybaplaya es un pueblo de apenas 7,795 habitantes que pertenece al municipio de
Champotón, Campeche, México, y se localiza al sureste de la ciudad de Campeche, a
40 km de la carretera federal 180 que va rumbo a Champotón. Está situado en la
provincia fisiográfica denominada Península de Yucatán, específicamente en la
subprovincia Carso y Lomeríos de Campeche (INEGI, 1987 c).
Dicho municipio presenta pequeños lomeríos de norte a sur, no mayores de 300 m de
altura, en los cuales se conjugan una serie de factores ambientales que favorecen el
establecimiento y desarrollo de la SBC.
La recolección de muestras rizosféricas de J. mexicana se hizo en varios puntos
localizados entre 80 a 100 m de altitud, en un relicto que prácticamente entra en
contacto directo con el litoral. Sus ejes geográficos son 90° 40’ 58” - 90° 42’ 19” de
longitud oeste, y 19° 38’ 11” - 19° 39’ 36” de latitud norte (Fig. 3).
3.2.2.1. Suelos En esta región el suelo dominante son los litosoles, de clase textural media con
predominio de limos, seguidos de las rendzinas y de los luvisol crómicos (SPP, 1981;
INEGI, 1988). Las principales características físicas y químicas del suelo colectado en
el área de estudio a una profundidad de 0-20 cm se dan a conocer en el Cuadro 6.
60
Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)
Figura 3. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en
la Selva Baja Caducifolia de Campeche, México (Adaptada de INEGI, 1988).
Cuadro 6. Caracterización física y química del suelo colectado en Seybaplaya (Estado
de Campeche, México) a la profundidad 0-20 cm. Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 32% arcilla, 39% limo y 29% arena Franco arcilloso pH en agua (relación 1:2) 6.55 Ligeramente ácido Carbono (%) 3.81 Bueno Materia orgánica (%) 12.18 Extremadamente rico Nitrógeno (%) 0.609 Extremadamente rico Relación C/N 6.26 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 235.99 Muy bajo Calcio (ppm)Ŧ 15,718 Alto Magnesio (ppm)Ŧ 2,140.8 Alto Sodio (ppm)Ŧ 131.1 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.92 Bajo Capacidad de campo (%) 42.37 Alta Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de
la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.
61
3.2.2.2. Clima Por su ubicación en la zona intertropical, escasa altitud y relieve llano o ligeramente
ondulado, el tipo de clima predominante en esta zona es cálido subhúmedo Aw0(x’),
con régimen de lluvias de verano y porcentaje de lluvia invernal mayor de 10.2 (INEGI,
1988) respecto a la total anual. 3.2.2.3. Vegetación En este relicto de SBC se lograron identificar los siguientes componentes: Chaca
(Bursera simaruba), bonete (Jacaratia mexicana), cedro (Cedrela odorata), ramón
(Brosimum alicastrum), guaje (Leucaena leucocephala), pukté (Bucida buceras), jabín
(Piscidia piscipula), Diospyros anisandra, Acacia cornigera, Karwinskia humboldtiana y
Annona squamosa, entre otros. 3.2.3. Sitio 3: Buctzotz (Estado de Yucatán, México) La recolección de muestras rizosféricas de J. mexicana se llevó a cabo en un paraje del
litoral norte del estado de Yucatán, a 186 km del poblado de Buctzotz, nombre que
ostenta tanto el municipio como su división administrativa gubernamental.
El relicto de SBC elegido por sus atributos naturales se encontraba vegetando a muy
baja altitud (no más de 30 msnm), entre los meridianos 88° 33' 26’’ y 88° 39' 37’’ de
longitud oeste y entre los paralelos 21° 10' 22’’ y 21° 12' 32’’ de latitud norte (Fig. 4), a
105-107 km en dirección noreste de la ciudad capital, Mérida, dentro de la provincia
fisiográfica denominada Península de Yucatán, en la subprovincia Carso Yucateco
(INEGI, 1987 c).
3.2.3.1. Suelos En esta región domina la rendzina y los litosoles, de clase textural media y predominio
de limos, con fase física lítica y sin fase química (INEGI, 1988). El Cuadro 7 muestra la
62
Área de recolección de las muestras (Escala 1: 1 000 000)
caracterización física y química del suelo colectado en el área de estudio a una
profundidad de 0-20 cm.
Figura 4. Ubicación geográfica del área de recolección de ejemplares de herbario y de suelo rizosférico en
la Selva Baja Caducifolia de Yucatán, México (Adaptada de INEGI, 1988).
Cuadro 7. Caracterización física y química del suelo colectado en Buctzotz (Estado de Yucatán, México) a la profundidad 0-20 cm.
Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 12% arcilla, 52.5% limo y 35.5% arena Franco limoso pH en agua (relación 1:2) 6.28 Ligeramente ácido Materia orgánica (%) 15.23 Extremadamente rico Carbono (%) 3.65 Bueno Nitrógeno (%) 0.761 Extremadamente rico Relación C/N 4.8 Bajo Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 537.62 Bajo Calcio (ppm)Ŧ 8,640 Normal Magnesio (ppm)Ŧ 2,737.2 Muy alta Sodio (ppm)Ŧ 115.0 Normal Densidad aparente (g/cm3) 0.75 Baja Capacidad de campo (%) 72.48 Muy alta
Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). ND = No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.
63
3.2.3.2. Clima El tipo de clima predominante en esta zona corresponde a un cálido subhúmedo
Aw0(x’), con régimen de lluvias de verano y porcentaje de lluvia invernal mayor de 10.2
respecto a la total anual (INEGI, 1988 ).
3.2.3.3. Vegetación En este manchón de selva baja, que se desarrolla prácticamente en una región de
escaso relieve y con altitud próxima al nivel del mar, se reconocieron los siguientes
componentes: Chaca o huk’up (Bursera simaruba), bonete (Jacaratia mexicana),
pochota o ya’ax-ché (Ceiba aesculifolia), jabín (Piscidia piscipula), k’aantemo (Acacia
angustissima), chimay (Acacia pennatula), xbesiinik ché (Alvaradoa amorphoides),
k’aan chunuup (Thouinia paucidentata), nuum tsuutsuy (Acanthocereus pentagonus),
chaay (Cnidoscolus aconitifolius), tulipán de monte o taman ch’iich’ (Malvaviscus
arboreus), ya’axnik (Vitex gaumeri), be’eb (Pisonia aculeata), nikte’ (Plumeria obtusa)
y Aphelandra scabra, entre otros.
3.3. Muestreo de suelo En cada uno de los parajes descritos se tomaron muestras del material rizosférico de
J. mexicana (noviembre de 1999) y, mediante la adición sucesiva de submuestras
obtenidas a no más de 20 cm de profundidad (Fig. 5), se reunieron 30 kg de suelo
para iniciar la propagación de sus hongos micorrizógenos en invernadero.
Una vez hecha la mezcla y homogeneización de los suelos se les guardó en bolsas de
polietileno que, debidamente etiquetadas y selladas, se acomodaron en recipientes
portátiles especialmente diseñados para funcionar térmicamente (12°C) durante su
traslado a la ciudad de Xalapa (estado de Veracruz, México) para su propagación.
64
a) b)
g)
f)
c) d) e)
Figura 5. Secuencia de imágenes de las faenas de campo seguidas para la obtención de las muestras de suelo rizosférico de Jacaratia mexicana en los manchones de Selva Baja Caducifolia de Veracruz, Campeche y Yucatán, México. (a) A partir de un árbol selecto o árbol de referencia se identifican las raíces secundarias y terciarias (b, c, d, e), mismas que distantes de la zona de goteo hasta en 8 ó 10 m (f) sirvieron para ir almacenando el suelo que se encontraba por debajo de estas (aproximadamente a unos 5 ó 10 cm de profundidad), así como también el que prácticamente les rodeaba (g). (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).
Finalmente, y a tenor de lo sugerido por Flores-Bello et al., (2000), durante los
siguientes 10 días que precedieron a su utilización, las muestras de suelo rizosférico
se mantuvieron en refrigeración (a 10°C) con el objeto de romper la latencia de las
esporas allí contenidas.
3.4. Propagación de esporas nativas en invernadero Para incrementar la población de HMA recolectados en el campo, en el Laboratorio de
Organismos Benéficos (LOB) de la Facultad de Ciencias Agrícolas (FCA) de la
Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (estado de Veracruz, México) se montaron
diez macetas de propagación de cada una de las procedencias ya descritas, siguiendo
65
los protocolos sugeridos por Morton (1988; 1990 b) denominados comúnmente como
establecimiento de cultivos-trampa (Sieverding, 1991).
Para ello el sustrato preparado fue una mezcla 2:1 (v/v) de suelo rizosférico nativo
(de la SBC de Veracruz, Campeche y Yucatán) y arena de río pasteurizada mediante
vapor (2 días x 1 hora a 90°C [Brundrett et al., 1994; 1996]) y aireada durante dos
semanas para reducir cualquier tipo de fitotoxicidad derivada de su calentamiento
(Rovira y Bowen, 1966), el cual sirvió para sembrar y activar el proceso germinativo
de semillas de maíz (Zea mays L.), frijol (Phaseolus vulgaris L.), sorgo (Sorghum
bicolor [L.] Moench.), alfalfa (Medicago sativa L.), trébol (Trifolium sp.), avena
(Avena sativa L.) y bonete (Jacaratia mexicana A. D.C.) tratadas en su superficie, tal
y como se puntualizó en el apartado 3.1.2.
Por lo demás, y tras haberse manifestado un exitosa germinación (>98%), se
procedió a su trasplante en macetas de propagación de 2 kg de capacidad que se
habían llenado y desinfectado (cloro al 5% x 30 min) con los materiales arriba
mencionados.
Una vez terminada la etapa descrita, todas las macetas se vigilaron durante seis
meses en uno de los invernaderos que el LOB tiene dentro de las instalaciones de la
FCA. Se les colocó plástico en su superficie (calibre RN-400 pigmentado en color
negro, de larga duración y resistente a los rayos ultravioletas y oxidantes) para
reducir la evaporación y minimizar el riesgo de contaminación (Brundrett et al., 1996;
Dickson et al., 1999 a).
Para mantener el sustrato a capacidad de campo y evitar su desecación, se hicieron
riegos controlados con agua destilada cada tercer día. De este modo las raíces
tendrían oportunidad de penetrar y aprovechar el contenido de humedad y
nutrimentos para el buen desarrollo de las plántulas. Los cultivos-trampa fueron
mantenidos por seis meses.
66
3.5. Separación y extracción de esporas en laboratorio Transcurridos los seis meses se tomaron 30 porciones de suelo (50 g por muestra) de
las macetas trampa con un sacabocados limpio y esterilizado en autoclave (120°C x
30 min) para asegurar que las esporas de los HMA propagadas en el invernadero y
separadas, extraídas y determinadas en el laboratorio provenían única y
exclusivamente del sitio geográfico de donde se les había recolectado.
Así, las esporas fueron separadas del suelo mediante las técnicas de tamizado
húmedo y decantación (Gerdemann y Nicolson, 1963), y centrifugación en gradiente
de sacarosa (20/60%) (Daniels y Skipper, 1982) (Anexo 6).
Posteriormente, y con la intención de hacer las primeras indagaciones en microscopio
estereoscópico (Nikon SM5), se les vertió a una caja de Petri para formar grupos
discretos de acuerdo con características visualizables de tipificación morfológica
(Abbott y Robson, 1979; Talukdar, 1993; Guerrero, 1996) como tamaño, color,
sanidad y apariencia uniforme, tipo de hifa de sostén, y estructura de la pared
(Morton y Bentivenga, 1994; Varela, 2000; Kleikamp, 2002), entre otras, las cuales
son cruciales en los criterios que sirven de base para la clasificación e identificación
de los distintos morfotipos de esporas de HMA (Sanders et al., 1996).
Se hicieron preparaciones permanentes con 10 a 25 esporas colocadas por medio de
pipetas Pasteur en el extremo de un portaobjetos nuevo. El exceso de agua se
eliminó mediante jeringas de plástico estéril BD *Plastipak* ultra-finas (29G x 13 mm
[1/2”]). Antes de colocar el cubreobjetos se les aplicó una gota de alcohol polivinílico
lactoglicerol (PVLG) (Koske y Tessier, 1983) o bien PVLG mezclado 1:1 (v/v) con
reactivo de Melzer, para hacer una ligera presión capaz de romper la pared esporal y
permitir su adecuada y minuciosa observación bajo un microscopio microscopio
compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2.
67
3.5.1. Identificación de morfoespecies de hongos formadores de micorriza arbuscular
La identificación de las morfoespecies de HMA se hizo con un microscopio compuesto
Nikon modelo PFX Optiphot-2 y la ayuda del Manual de Schenck y Pérez (1990), la
literatura especializada, y la página y tabla de colores del INVAM (International
Culture Collection of Arbuscular & Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Fungi) (tcI)
disponibles en la Red Mundial.
Todas las preparaciones permanentes se depositaron en el Herbario de la Escuela
Nacional de Ciencias Biológicas (ENCB) del Instituto Politécnico Nacional (IPN).
3.6. Propagación de morfoespecies Con el fin de propagar solo a las morfoespecies cuyo predominio y abundancia fuese
manifiesto en los cultivos-trampa establecidos, el número de porciones de suelo
tomado y valorado de cada una de las procedencias geográficas en estudio se
incrementó a 50 (50 g por muestra).
Para verificar este hecho las esporas fueron separadas del suelo (Gerdemann y
Nicolson, 1963; Daniels y Skipper, 1982) y transferidas en cajas de Petri para realizar
su conteo sistemático bajo un microscopio estereoscópico (Carneiro et al., 1996;
Pringle y Bever, 2002).
Para continuar el proceso depurativo se establecieron nuevos cultivos-trampa única y
exclusivamente con las morfoespecies predominantes, donde la contaminación
externa prácticamente fue nula (Sieverding, 1991; Walker y Vestberg, 1994). Además
durante la manipulación de los materiales usados en el invernadero se evitaron
68
salpicaduras durante el riego, y las macetas siempre estuvieron separadas y a
distancia prudente (10 cm) (Morton et al., 1993) de acuerdo con su procedencia.
3.6.1. Preparación del sustrato y las macetas trampa El sustrato utilizado para la propagación de las morfoespecies de HMA en los cultivos
trampa fue, independientemente de su origen geográfico, una mezcla 2:1 (v/v de
suelo de la SBC de Veracruz y arena de río pasteurizados mediante vapor durante 2
días x 1 hora a 90°C [Brundrett et al., 1994; 1996]) aireada para reducir cualquier
tipo de fitotoxicidad derivada de su calentamiento (Rovira y Bowen, 1966). Sus
principales características físicas y químicas se denotan en el Cuadro 8.
Cuadro 8. Caracterización física y química del sustrato utilizado para la propagación de morfoespecies de Veracruz, Campeche y Yucatán en los cultivos trampa.
Determinación Valor referencial Designación Grupo textural 17% arcilla, 10% limo y 73% arena Franco arenosa pH en agua (relación 1:2) 7.8 Ligeramente alcalino Materia orgánica (%) 4.30 Medio Carbono (%) 2.58 Bueno Nitrógeno (%) NDt --- Relación C/N NDt --- Fósforo (ppm) ND Extremadamente bajo Potasio (ppm)Ŧ 208.8 Muy bajo Calcio (ppm)Ŧ 9,780 Normal Magnesio (ppm)Ŧ 348.0 Muy bajo Sodio (ppm) NDt --- Densidad aparente (g/cm3) NDt --- Capacidad de campo (%) NDt --- Fuente: Análisis realizado por personal del Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas
de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa (Veracruz, México), utilizando métodos estandarizados de análisis de suelo y las especificaciones del PROY-NOM-021-RECNAT-2000 (SEMARNAT, 2000). NDt= No determinado. ND= No detectado (Método Bray P1-KitsonMellon). ŦCorresponden a la fracción soluble más la fracción intercambiable.
Con dicho sustrato se llenaron cinco macetas de propagación de 2 kg de capacidad
por cada morfoespecie y procedencia, previamente desinfectadas con hipoclorito de
sodio (cloro al 5% x 30 min), en las cuales se depositaron semillas de maíz (Zea
69
mays L.), pasto orchard (Dactylis glomerata L.) y bonete (Jacaratia mexicana A. D.C.)
activadas natural y anticipadamente en su proceso germinativo, cuyo tratamiento y
manejo preemergente fueron denotados en el apartado 3.1.2.
3.6.2. Propagación de las morfoespecies identificadas Una vez precisada la identidad taxonómica de las morfoespecies de HMA se procedió
a la cuidadosa conformación de grupos discretos bajo un microscopio estereoscópico.
Además, y con el propósito de anular toda posible actividad biológica en su superficie
(Mosse, 1962; Ames et al., 1987; Bianciotto et al., 1996; Tawaraya et al., 1996;
Giovannetti et al., 1999; Bianciotto et al., 2000), en forma paralela a su aislamiento y
separación se les esterilizaba su contorno (Bago et al., 2000 b) (Anexo 7).
Al concatenar las sugerencias vertidas por Morton (1990 a) y de conformidad con las
indicaciones metodológicas propuestas por Brundrett et al., (1994; 1996) (Anexo 8),
las esporas tratadas se fueron depositando en un sustrato esterilizado donde se
pusieron a crecer sus plantas huésped.
Cuando las macetas quedaron listas para la propagación de las morfoespecies electas
se les llevó al invernadero del LOB con el fin de repetir el manejo descrito en el
apartado 3.4.
No obstante, en esta etapa se construyeron unas estructuras especiales de madera y
malla fabricada con monofilamentos de polietileno de alta densidad calibre 10 (15 x
28 milésimas de pulgada el claro entre hilos), tratados con absorbedor de luz
ultravioleta y antioxidante para resistir un mínimo de cuatro años expuestos a la
intemperie, los cuales están diseñados para evitar la entrada de insectos tan
70
pequeños como los áfidos (1 mm), sin impedir una iluminación y ventilación
adecuadas.
Así la puerta deslizable de cada una de ellas solo se abría cada tercer día para hacer
los riegos controlados con agua destilada para mantener el sustrato a capacidad de
campo adicionándose, a partir de los 60 días y hasta los 180, la solución nutritiva de
Hoagland menos fósforo (P)29 (Graham y Fardelmann, 1986; Al-Garni y Daft, 1990;
Graham et al., 1991), modificada en su fórmula original por Fernández y Johnson
(1986) al contener fierro (Fe) en forma de quelato (Anexo 9).
3.6.3. Elección y obtención del inóculo Con la finalidad de generar información sobre el comportamiento e interacción que
los grupos discretos de HMA elegidos pudieran presentar en la colonización
micorrizógena de las plantas huésped escogidas para realizar este estudio (papaya F1
[Carica papaya WP 171] y bonete [Jacaratia mexicana A. DC.])30, las esporas fueron
separadas de los cultivos-trampa después de seis meses (apartado 3.5.) y
esterilizadas en su superficie (Anexo 7) para valorar su potencial infectivo (Al-Garni y
Daft, 1990; Abbott y Robson, 1991) bajo las condiciones ambientales y de manejo
particulares en que se conducirían los bioensayos donde sería evaluada la eficiencia
simbiótica de cada morfotipo.
3.7. Ubicación del área experimental La investigación sobre la eficiencia de las morfoespecies de HMA se llevó a cabo
dentro del campo experimental “La Bandera” (perteneciente a la Facultad de Ciencias
Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa) que se encuentra ubicado
29 En este caso 250 mililitros (mL) mensuales. 30 Híbrido [Lote 377.034.284 F] de Western Seed Internacional B.V.® y de origen silvestre, respectivamente.
71
en el municipio de Actopan, Veracruz, a 10.6 km del camino pavimentado La Bocana
a Actopan (carretera federal 180 México-Veracruz, a 37.4 km de la ciudad de Xalapa)
y 0.1 km del entronque hacia Idolos.
El clima que prevalece en la zona es tropical subhúmedo Awo(w)(i’)gw” (Vázquez et
al., 1992) caracterizado por presentar un régimen de lluvias de verano, cociente P/T
menor de 43.2, poca oscilación térmica, marcha anual de temperatura tipo Ganges y
sequía intraestival (García, 1987), con temperatura media anual de 24.8°C y
precipitación pluvial cercana a los 900 mm al año (Zulueta, 1993). Los suelos
predominantes son cambisoles (húmicos, húmico-vérticos), feozems (calcáricos,
calcárico-vérticos) y leptosoles (líticos, réndzicos y mólicos) (Castañeda, 2000). 3.8. Establecimiento de los bioensayos Para alcanzar los objetivos pretendidos en este estudio la investigación se dividió en
dos etapas, en las cuales se trató de agregar mayor valía biológica a los bioensayos
al conducir las evaluaciones bajo un manejo y estricta asepsia controladas en una
estructura construida ex profeso a 19°27’34” de latitud norte, 96°34’11” longitud
oeste y 190 msnm (Fig. 6), donde las condiciones de luminosidad, temperatura y
humedad relativa son propias del trópico seco.
Los bioensayos implementados en cada etapa se describen a continuación:
3.8.1. Bioensayo preliminar Tal y como Graham y Abbott (2000) lo exteriorizan, este tipo de valoraciones son
trascendentes para verificar y calibrar el potencial de colonización radical de todo
hongo MA aislado.
Por ello el bioensayo preliminar efectuado fue precedido por la siembra de semillas
desinfectadas con hipoclorito de sodio (cloro al 10% x 15 min [Duncan y Howard,
72
a)
b)
c)
d)
2000; Zhu et al., 2000]) y enjuagadas con agua destilada estéril durante 15 min
antes de ser colocadas en cavidades de unicel reforzado (de 34.0 x 67.0 x 7.0 cm)
donde se activaría su proceso germinativo.
Figura 6. Secuencia de imágenes del acondicionamiento del sitio y armado de la estructura donde se
llevó a cabo el experimento: Se colocan varios polines de madera para dejar firme la malla metálica exterior y de esta manera evitar el ingreso de organismos y materiales no deseados que pudieren contaminar a los bioensayos (a). Se forra por dentro con malla antiáfidos (ver características en apartado 3.6.2.) (b). Panorámica del sitio donde se llevó a cabo el experimento (8.0 x 2.0 m en su interior) (c). Puerta de acceso para llevar a cabo el control de los bioensayos y la toma de datos (d). (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).
El día 4 de junio de 2001 se trasplantaron 70 plántulas de papaya F1, que poseían un
par de hojas verdaderas, a contenedores individuales convermex no. 16 (de 9.0 cm
de diámetro y 12.9 cm de alto) llenados hasta en 2 terceras partes de su capacidad
con 450 g del sustrato preparado con suelo de SBC de Veracruz y arena de río (1:1,
v/v) esterilizados con basamid (ingrediente activo dazomet [tetrahidro-3,5-dimetil-2H-
1,3,5-tiadizin-2-tiona]) (Thingstrup, 1998; Olsson et al., 1999; O’Neill y Mitchell,
1999) en dosis de 400 kg ha-1 (Rosenstein, 1998).
Así, y con la intención de discernir sobre cual sería el número de esporas y la
necesidad o no de desinfectar su superficie para anular toda posible actividad
73
biológica ajena a la interacción entre los simbiontes, se condujo un bioensayo
preliminar con un arreglo combinatorio simple y distribución de tratamientos
completamente al azar, donde el número de tratamientos dependió básicamente de
la combinación existente entre la cantidad de esporas (10, 50 ó 100) y el recibir o no
un trato previo en su superficie (Cuadro 9).
Cuadro 9. Descripción de los tratamientos evaluados en el bioensayo preliminar. Factor
Espora esterilizada en su
superficie
Número de esporas del morfotipo HMA‡
Tratamientos‡ ‡
No 0 T1 (Testigo)
No 10 T2 (10 eGise)
Si 10 T3 (10 eGie)
No 50 T4 (50 eGise)
Si 50 T5 (50 eGie)
No 100 T6 (100 eGise)
Si 100 T7 (100 eGie) ‡ En el bioensayo preliminar solo se evaluaron las esporas del morfotipo procedente de Veracruz. ‡ ‡En todos los tratamientos el contenido de P asimilable era de 4 ppm. Los códigos entre paréntesis indican la composición de cada uno de ellos donde 10, 50 y 100= número de esporas recibidas, eGise= esporas de Glomus intraradices sin esterilizar y eGie= esporas de Glomus intraradices esterilizadas.
Para evitar la contaminación de los grupos de esporas tipo formados de acuerdo con
los rasgos característicos previamente definidos y tratamiento asignado31 mediante el
uso de pipetas Pasteur con punta de apertura de 0.2-0.5 mm se fueron transfiriendo
de las cajas de Petri a su respectiva bolsa de plástico (de 11.0 x 7.0 cm que contenía
2 g de arena estéril como sustrato portador) dentro de una cabina de flujo laminar.
El total de tratamientos evaluados (7 con 10 repeticiones) permitió la toma de datos
en las 70 plantas de C. papaya WP 171 que durante el mes de junio de 2001 se
31 Ver en Anexo 7 el procedimiento para esterilizar la superficie de las esporas.
74
manejaron en el sitio experimental acondicionado (Fig. 6) donde se presentaron entre
28.0 y 30.2°C de temperatura y 49.1% de humedad relativa ambientales naturales
promedio.
En este caso las variables ponderadas en cada unidad experimental (1 planta) fueron
crecimiento en altura, número de hojas, producción de biomasa aérea seca32, área
foliar y porcentaje de colonización radical a los 5, 10, 15 y 20 días después de la
inoculación (ddi).
El efecto de los tratamientos sobre las primeras cuatro variables de respuesta se
examinaron aplicando el análisis de varianza (ANOVA) de SAS 6.12 para Windows y
para la comparación de medias de los tratamientos se usó la prueba de Tukey, ya
que a través de ella se puede hacer una comparación muy confiable para cualquier nivel
de significancia propuesto (Camacho y Camacho, 1992). En este caso del 5% (α= 0.05).
Dicha valoración se hizo mediante un diseño de dos vías de clasificación donde el
factor número de esporas y su esterilización se consideró como análogo del factor
bloques con el fin de separar el efecto que pudieran llegar a tener estas en la
respuesta emanada de cada tratamiento.
En vista de que la colonización de las raíces fue muy inconstante (incluso dentro de
un mismo tratamiento) y los datos no tuvieron una distribución normal ni
homogeneidad en las varianzas requeridas en un ANOVA (St. John y Koske, 1988;
Alvarez-Santiago et al., 1996), esta última variable se analizó mediante la prueba de
Kruskal-Wallis (α= 0.05) de STATISTICA 6.0 para Windows por ser considerada la
alternativa no paramétrica para una prueba F de análisis de varianza en un diseño
completamente aleatorizado (Gange et al., 1999; Díaz, 2001).
32 Base seca no recomendable de referir en el sistema radical de plántulas pequeñas, para efectuar un análisis más preciso de su colonización (Rajapakse y Miller, 1994).
75
3.8.1.1. Variables medidas en el bioensayo preliminar Cada cinco días se tomaban los datos de crecimiento en altura y número de hojas de
las plantas, su producción de biomasa y área foliar, y la colonización de las raíces de
la siguiente manera:
3.8.1.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas
La altura se midió con un escalímetro metálico A.W. Faber-Castell 853-HP-A (en cm)
partiendo de la base hasta el ángulo superior del domo apical (meristemo apical)
donde se forman los primeros primordios foliares. El número de hojas se obtuvo
mediante observación directa sin tomar en cuenta a las hojas cotiledonales.
3.8.1.1.2. Producción de biomasa y área foliar
El peso seco de la biomasa se determinó con una balanza digital modelo Precisa 125
ASC5 (Swiss Quality®, ISO 9001) cuando los tejidos vegetales mantenidos a 70°C en
una estufa Robertshaw (con doble termostato 50-300°C de Robertshaw Controls
Company®) alcanzaban peso constante. El área fotosintética total, expresada como
área foliar, se obtuvo con un medidor portátil CI-202, modelo SE410G (CID, Inc.®).
3.8.1.1.3. Colonización de las raíces Para evaluar la colonización de las raíces se tiñeron de acuerdo con la técnica de
Phillips y Hayman (1970) (Anexo 4), y el porcentaje de colonización radical se
determinó a 200X en un microscopio compuesto Nikon modelo PFX Optiphot-2 por el
método de McGonigle et al., (1990) (Anexo 5).
76
3.8.2. Bioensayos de eficiencia Con fundamento en las actividades realizadas y directrices marcadas en el bioensayo
preliminar descrito en el apartado 3.8.1., y después de haber inoculado a las plantas
huésped con la densidad de esporas de los morfotipos de HMA considerada como la
más apropiada para los contenedores individuales mencionados (en este caso 50 y
con su superficie estéril), las variables de respuesta se midieron en la periodicidad
que a continuación se denota: A los 15, 30, 45 y 60 ddi en el caso de C. papaya
(bioensayo final 1), y durante las etapas iniciales de crecimiento de J. mexicana, a los
15, 30, 75 y 120 ddi (bioensayo final 2).
Con ello se monitoreó la interacción ocurrida entre los simbiontes en ese preciso
momento, así como los porcentajes de colonización micorrízica alcanzados en cada
fecha (Abbott y Robson, 1985 b).
Para evaluar la eficiencia de las morfoespecies de HMA en los dos bioensayos finales,
los experimentos se condujeron con un arreglo simple y distribución de tratamientos
en bloques al azar, en donde el número de tratamientos dependió de la aplicación de
P (Bolan et al., 1984; Peng et al., 1993; Chacón y Cuenca, 1993; Johnson et al.,
1997; Cuenca et al., 1998), la procedencia geográfica del morfotipo, y la inoculación
con esporas de los HMA en densidad conocida (Al-Garni y Daft, 1990) y con su
superficie desinfectada (Cuadro 10).
Al mismo tiempo las esporas de cada morfotipo y procedencia utilizadas en ambos
bioensayos se manipularon de acuerdo con lo sugerido por Bago et al., (2000 b) para
evitar su contaminación, y por ello dentro de una cabina de flujo laminar se les fue
depositando en sus respectivas bolsas de plástico (de 11.0 x 7.0 cm con 2 g de
sustrato estéril) mediante el uso de pipetas Pasteur con punta de apertura de 0.2-
0.5 mm.
77
Cuadro 10. Descripción de los tratamientos evaluados en las dos plantas huésped: Carica papaya y Jacaratia mexicana.
Factor
Procedencia del morfotipo de las
esporas de los HMA
Número de esporas con su superficie estéril
Aplicación de P (50 ppm)‡
Tratamientos‡ ‡
Testigo 1 0 No T1 (Testigo 1)
Testigo 2 0 Si T2 (Testigo 2)
Veracruz 50 Si T3 (50 eGie V)
Campeche 50 Si T4 (50 eGie C)
Yucatán 50 Si T5 (50 eGie Y) ‡El aporte de P se determinó basándose en las recomendaciones de Schubert y Hayman (1986) y Swift (2002). En este caso a partir de una solución de 50 ppm de fosfato de calcio dibásico (CaHPO4), y se excluyó en T1 (Testigo 1). ‡ ‡Los códigos entre paréntesis indican la composición de cada uno de ellos donde 50= número de esporas recibidas, eGie= esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y las letras V, C y Y= su respectiva procedencia: Veracruz, Campeche y Yucatán.
El total de tratamientos y bloques evaluados entre octubre de 2001 y febrero de 2002
fueron 5 en cada caso, y los datos se tomaron en 100 plantas de C. papaya y de J.
mexicana en sus respectivos bioensayos. Las unidades experimentales (1 planta) se
agruparon en estratos perpendiculares al gradiente de luminosidad que prevalecía en
el sitio donde se llevó a cabo el experimento (entre 353.16 y 827.28 lx de las 8:00 a
las 13:00 horas) (fotómetro General Electric modelo 214). La temperatura y humedad
relativa ambientales promedio fueron 25.5°C y 50%, respectivamente.
En los dos bioensayos finales citados el efecto de los tratamientos sobre las primeras
cuatro variables de respuesta también se examinaron mediante un ANOVA de SAS
6.12 para Windows y la prueba de Tukey (α= 0.05) para la comparación de medias.
Su valoración se hizo mediante un diseño en bloques al azar y la combinación de las
fechas de muestreo.
Con relación al procedimiento empleado para comparar la distribución de las
estructuras formadas por el micosimbionte en las raíces de su socio fotosintético en
78
cada uno de los tratamientos inoculados se utilizó la prueba no paramétrica de
Friedman (α= 0.05) de STATISTICA 6.0 para Windows, por ser la alternativa más
viable para analizar las mediciones obtenidas en un diseño en bloques aleatorizados
(Díaz, 2001).
Finalmente y conforme llegaba cada uno de los días preestablecidos para secuenciar
el procesamiento de las muestras, en las plantas seleccionadas se determinaron las
variables de crecimiento en altura y número de hojas, producción de biomasa seca,
área foliar, asimilación neta de CO2, transpiración de las hojas y colonización de las
raíces de la siguiente manera:
3.8.2.1. Variables adicionales medidas en los bioensayos finales Como el crecimiento en altura, número de hojas, producción de biomasa aérea y
radical (peso seco), área foliar y colonización de las raíces se evaluaron conforme a lo
descrito en el bioensayo preliminar (apartado 3.8.1.1.), a continuación se hará
alusión a los aspectos metodológicos ahí no especificados. Por consiguiente se
incluyen únicamente los referentes a la asimilación neta de CO2, transpiración de las
hojas, acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped y la evaluación
de la eficiencia de la simbiosis micorrízica.
3.8.2.1.1. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Las proporciones de asimilación neta de CO2 (fotosíntesis y respiración) y de
transpiración (apertura estomática y evaporación) de las hojas se midieron in situ con
la unidad manual de luz del analizador de gas CO2/H2O TPS-1 (de PP Systems®). De
este modo se asegura un valor constante de energía (0-1,500 micromol/m/s) en la
cámara de hoja (PLC Universal) donde la función se efectúa bajo el principio de
79
sistema abierto basado en la diferencia que se da entre las concentraciones del aire
que entra (aire de referencia) y el que sale (aire del análisis).
3.8.2.1.2. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas huésped La cantidad de P (digestión vía seca) presente en los órganos aéreos de las plantas
huésped se midió por el método colorimétrico del ácido ascórbico sin ajustar pH,
determinándose en un espectrofotómetro UV/VIS Lambda 40 Perkin Elmer (Chapman
y Pratt, 1991; Alcántar et al., 1992).
Para el caso particular de este elemento nutricional, en cada bioensayo el análisis de
laboratorio se realizó a un total de 50 muestras de biomasa aérea de plantas de C.
papaya (bioensayo final 1) y de J. mexicana (bioensayo final 2) tomadas a los 30 y 60
ddi, y 30 y 120 ddi, respectivamente. Los datos obtenidos fueron examinados
aplicando el ANOVA de SAS 6.12 para Windows y estimando las diferencias entre los
tratamientos por medio de la prueba de Tukey con un nivel de significancia del 5%
(α= 0.05).
3.8.2.1.3. Eficiencia de la simbiosis micorrízica Con base en los argumentos expresados por Kahiluoto y Vestberg (1997), la
eficiencia de la simbiosis micorrízica (ESM) se determinó de la manera siguiente:
ESM = (PSmic+ - PSmic-) x 100%/PSmic+
donde:
PSmic+ = Peso Seco (o la captación total de P) de las plantas colonizadas y
PSmic-= Peso Seco (o la captación total de P) de las plantas no inoculadas
80
a) b)
b)
4. RESULTADOS 4.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Aunque en ninguna de las raíces recolectadas en campo se apreció la formación de
estructuras de hongos MA, en las plantas transferidas al invernadero e inoculadas con
el consorcio micorrízico MTZ-1 se constató su presencia a los 60 ddi (Fig. 7), lo cual
revela que J. mexicana no es una especie exenta de colonización por HMA bajo
circunstancias favorables.
Figura 7. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas a 40X en raíces de
Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 60 ddi. (a) Hifas y (b) Arbúsculos (área con tonos azules visiblemente más fuertes). (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez).
Por otro lado, las plántulas de J. mexicana emergidas de las semillas recolectadas en
Plan de La Higuera (Estado de Veracruz, México) y que fueron sometidas a la prueba
de inmunidad micorrizógena propuesta por Tester et al., (1987) revelaron su
capacidad de asociación con los HMA a partir de los 15 ddi (20% de colonización),
afinidad que a los 20 días fue de 80% y a los 25 de 100% (Figs. 8 y 9).
81
Figuras 8 y 9. Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular observadas a 100 y 40X,
respectivamente, en raíces de plántulas de Jacaratia mexicana inoculadas con el consorcio micorrízico MTZ-1 a los 15 ddi (20% de colonización). (a) Hifas, (b) Arbúsculos y (c) Vesículas. (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).
Figura 9
a)
a)
c)
b)
c)
b)
Figura 8
c)
a)
b)
c)
82
4.2. Identificación de morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular
En el Cuadro 11 se muestra la lista de morfotipos encontrados, así como su arreglo
taxonómico. Se identificaron seis morfoespecies que corresponden con tres de los
seis géneros reportados para el Orden Glomales, siendo Glomus el más ampliamente
representado con cuatro de ellas, mientras que Entrophospora y Sclerocystis33
solamente figuraron con una.
Cuadro 11. Lista de taxa de hongos formadores de micorriza arbuscular encontrados
en el suelo rizosférico de Jacaratia mexicana. Orden Glomales
Suborden Glomineae Familia Glomaceae Acaulosporaceae
Glomus intraradices Entrophospora infrequens Glomus constrictum
Glomus sp. 1 Glomus sp.2
Morfoespecies
Sclerocystis sinuosa Presencia de la morfoespecie‡
Morfoespecie/Localidad Veracruz Campeche Yucatán Glomus intraradices + + + Glomus constrictum - - +
Glomus sp. 1 + - - Glomus sp.2 + - -
Sclerocystis sinuosa + + + Entrophospora infrequens - - +
‡+= Presente, -= Ausente 4.3. Descripción de las morfoespecies En este apartado solo se hace referencia a aquellas morfoespecies cuyo número de
esporas propagadas o de inconfundibles características permitieron su descripción (p.
ej. Sclerocystis sinuosa y Entrophospora infrequens). 33Actualmente todas las especies que estaban incluidas en este género han sido transferidas a Glomus (Schüßler et al., 2001). Asimismo, y con base en los avances referidos a técnicas moleculares y su relación con características morfológicas de las esporas se han propuesto dos nuevas familias de Glomales (Archaeosporaceae y Paraglomaceae) con sus respectivos géneros: Archaeospora y Paraglomus (Morton y Redecker, 2001).
83
No definida
De las Glomaceae halladas en Veracruz no se consignan Glomus sp 1 (5.45%, Fig.
10) y Glomus sp. 2 (4.08%, Fig. 11) pero se les considera porque fueron encontradas
en el paraje muestreado (Cuadro 11). Además, la primera de ellas parece ser que
todavía no se ha descrito (Varela, L. comunicación personal, junio de 2000).
Figura 10. Glomus sp. 1 (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)
Figura 11. Glomus sp. 2 (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)
No definida
84
Los materiales esporales estudiados provenían de Plan de La Higuera (Estado de
Veracruz, México), Seybaplaya (Estado de Campeche, México) y Buctzotz (Estado de
Yucatán, México) (Cuadro 11), y los ejemplares de referencia se encuentran
depositados en el Herbario de la ENCB del IPN.
El diagnóstico taxonómico de las morfoespecies identificadas fue el siguiente: 4.3.1. Glomus intraradices Schenck & Smith (Fig. 12) • Esporas solitarias o formando agrupaciones laxas en el suelo o dentro de la raíz,
globosas a subglobosas, de color amarillo paja a amarillo, y en ocasiones con tintes
verdosos (0/0/10/0)tcI, (0/0/40/0)tcI a (20/40/100/0)tcI, de 82.5 -120 µm.
• Pared formada por tres capas. La capa 1 (C1) es evanescente, por lo que solo se
observa en esporas jóvenes. Dicha capa se tiñe de rosa (20/60/20/0)tcI a púrpura
(20/80/20/0)tcI con el reactivo de Melzer. La capa 2 (C2) es unitaria y hialina. La capa
3 (C3) es laminada, y se encuentra formada por varias subcapas que no se separan al
aplicar una presión ligera.
• Hifa de sostén recta, cilíndrica de 9-15 µm de grosor, subhialina a amarillo paja.
Figura 12. Glomus intraradices (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)
12 µm
ca.
85
4.3.2. Glomus constrictum Trappe (Fig. 13) • Esporas solitarias formadas en el suelo, globosas a subglobosas, de 180 a 300 µm,
de color café oscuro (60/80/100/10)tcI a negro brillosas.
• Pared de la espora formada por dos capas: La capa 1 (C1) unitaria, hialina, y la
capa 2 (C2) laminada, de color café oscuro.
• Hifa de sostén recta frecuentemente con una constricción por abajo del punto de
unión con la espora. La pared de la hifa amarillenta a café amarillento cerca de la
espora, volviéndose hialina conforme se aleja de ella.
Figura 13. Glomus constrictum (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez) 4.3.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi (Fig. 14) • Esporas formadas en el suelo en esporocarpos compactos de color café anaranjado
(0/60/100/10)tcI, globosas subglobosas a irregulares de 220 a 360 µm y con un
peridio grueso formado por hifas sinuosas.
37 µm
ca.
86
• Esporas clavadas a obovadas arregladas radialmente alrededor de un plexo central
de hifas.
• Pared de la espora formada por una sola capa laminada más gruesa en la base y en
ocasiones también en el ápice.
Figura 14. Sclerocystis sinuosa (Fotografía: Ramón Zulueta Rodríguez)
4.3.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider (Fig. 15) • Esporas solitarias en el suelo, globosas a subglobosas, de 117.5-185 X 115-182.5 µm,
de color café anaranjado claro a café anaranjado oscuro (0/40/80/0)tcI a
(0/60/100/10)tcI.
• Pared de la espora formada por cuatro capas:
⇒ La capa 1 (C1) es hialina, continua con la pared del sáculo, evanescente por lo que
desaparece al madurar la espora y desprenderse del sáculo. Esta capa se tiñe de
color rosa (0/60/20/0)tcI a púrpura (20/80/10/0)tcI con el reactivo de Melzer.
⇒ La capa dos (C2) es hialina, y frecuentemente evanescente.
45 µm
ca.
87
a b
c d
e f
54 x 53 µm
ca.
50 x 49 µm
ca.
Figura 15. Entrophospora infrequens. Apariencia de las esporas bajo un microscopio estereoscópico. Todas las capas se forman secuencialmente durante la diferenciación de la pared de la espora (a y b) Esporas jóvenes, (c y d) Esporas maduras, (e y f) Esporas con PVL + Melzer (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez).
⇒ La capa tres (C3) es amarillenta (0/20/60/0)tcI a café amarillenta (0/30/80/0)tcI con
proyecciones de 1.5 a 5.0 µm de alto y de 1.5 a 3.0 µm de ancho. Dichas
proyecciones presentan una depresión en el centro.
88
⇒ La capa cuatro (C4) hialina, membranosa, se separa de las otras capas al aplicar
una ligera presión a la pared.
• Hifa de sostén hialina que termina en un sáculo globoso, el cual llega a medir hasta
185 µm. La distancia entre el sáculo y la espora es de 12-14 µm.
4.4. Morfotipos de hongos formadores de micorriza arbuscular
propagados en invernadero Aun cuando Glomus intraradices y Sclerocystis sinuosa fueron los únicos morfotipos
comunes en los tres manchones de SBC donde se recogieron las muestras rizosféricas
de J. mexicana (Cuadro 11), la eminente dificultad existente para recolectar
esporocarpos de S. sinuosa donde las esporas no estén vacías y/o muertas (Walker,
C. comunicación personal, mayo de 2002), independientemente del tiempo requerido
para su exitosa propagación, prácticamente hicieron imposible su inclusión en este
estudio.
No obstante la cuantificación esporal de la primera confirmó que G. intraradices sería
la única morfoespecie elegible para su propagación en cultivo puro toda vez que, al
prevalecer de manera categórica en los cultivos-trampa establecidos (Cuadro 12),
cumplía cabalmente con el postulado precisado como necesario para proceder a la
valoración de su eficiencia.
Cuadro 12. Criterio discrecional utilizado para elegir a los morfotipos propagados en cultivo monoespecífico: Su prevalecimiento.
Presencia del morfotipo identificado (%)
Localidad Glomus intraradices Sclerocystis sinuosa
Veracruz 90.136 0.324
Campeche 71.911 28.088
Yucatán 97.246 0.419
89
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1
2
3
4
5
6
Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie
Tratamientos
Altu
ra (
cm) c
bc ab
a ab a
a
4.5. Bioensayo preliminar: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número de esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie
4.5.1. Crecimiento en altura y número de hojas Transcurridos 20 ddi la mejor altura correspondió a las plantas del tratamiento 100
eGise (Fig. 16), pero su comportamiento estadístico fue similar al obtenido en las
plantas de los tratamientos 50 eGise y 100 eGie. En cambio, la menor altura se
registró en las plantas testigo que no fueron inoculadas.
Figura 16. Crecimiento en altura de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la
evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
En cuanto al número de hojas se refiere, el ANOVA no estableció diferencia
significativa (P≤0.05) entre los tratamientos evaluados dado que Pr>F = 0.5442.
4.5.2. Biomasa seca y área foliar Las plantas del tratamiento 50 eGie fueron las que mostraron una mayor capacidad
para convertir la energía y los nutrimentos disponibles en biomasa seca aérea y
90
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00.0050.01
0.0150.02
0.0250.03
0.0350.04
0.0450.05
Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie
Tratamientos
Biom
asa
aére
a se
ca (
g)
b
ab ab
a
ab ab ab
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0.00520.00540.00560.0058
0.0060.00620.00640.00660.0068
0.007
Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie
Tratamientos
Biom
asa
radi
cal s
eca
(g)
a a
a
a
a
a a
radical (Figs. 17 y 18), si bien en la segunda variable no existió diferencia estadística
con el resto de los tratamientos evaluados (P≤0.05, Pr>F = 0.4947).
Figura 17. Biomasa aérea seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la
evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
Figura 18. Biomasa radical seca de las plantas de Carica papaya a 20 días de haberse iniciado la
evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
Por otra parte, en el área foliar de las plantas tampoco se detectó diferencia
significativa entre los tratamientos (P≤0.05) dado que Pr>F = 0.2129.
91
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1
2
3
4
5
6
Testigo 10 eGise 10 eGie 50 eGise 50 eGie 100 eGise 100 eGie
Tratamientos
Colo
niza
ción
(%
)
4.5.3. Colonización micorrízica La cuantificación de la colonización en las raíces de C. papaya cada 5 ddi permitió
establecer que la actividad entre los simbiontes comenzó a los 20 ddi, dinamismo que
no obstante haber tenido una intensidad de colonización mayor en las plantas de los
tratamientos 50 eGise (3.90%) y 50 eGie (3.0%), la eficiencia interactiva parece
haberse evidenciado más bien en este último, donde las plantas lograron la mayor
producción de biomasa seca aérea (0.043 g, Fig. 17) y radical (0.00665 g, Fig. 18).
En contraste los valores de colonización más bajos fueron hallados en las plantas
donde solo se habían utilizado 10 esporas para su inoculación (tratamiento 10 eGise
[1.0%] y 10 eGie [0.90%]), aunque sin diferencia estadística con las preparaciones
examinadas de los demás tratamientos (Kruskal-Wallis= 5.300, P= 0.5059) (Fig. 19).
Figura 19. Colonización de Carica papaya (técnica de McGonigle et al., 1990), 20 días después de
haberse iniciado la evaluación del potencial infectivo de Glomus intraradices (morfotipo procedente de Veracruz). Para cada tratamiento, las líneas verticales en cada columna son el error estándar (±).
De esta manera se logró discernir que el tratamiento 50 eGie era el más adecuado
para valorar posibles cambios morfológicos o fisiológicos que las plantas huésped
92
seleccionadas pudiesen mostrar tras su privativo asocio con cada una de las
morfoespecies cuya procedencia geográfica es distinta.
4.6. Bioensayos de eficiencia 4.6.1. Bioensayo final 1: Respuesta de Carica papaya a la inoculación con
50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta
4.6.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas El ANOVA estableció diferencias para la variable altura de las plantas a los 30 ddi
(P≤0.05) y a los 60 ddi (P≤0.01) (Cuadro 13).
Cuadro 13. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en altura en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).
Variable
Días después de la
inoculación
Pr>F
R2
C.V. (%)
F calculada
15 0.3528 0.35 11.06 1.19NS
30 0.0222 0.54 8.74 3.86*
45 0.5121 0.46 10.79 0.85NS
Altura
(cm)
60 0.0040 0.62 8.13 5.93**
NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).
Además al finalizar el experimento hubo contraste estadístico entre el testigo 1 y los
demás tratamientos evaluados (Fig. 20).
Para el caso del número de hojas, en el Cuadro 14 se indican los niveles de
significancia entre los tratamientos evaluados (ANOVA P≤0.05). A los 45 ddi las
plantas del testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superaban a las del testigo 1
en sus respectivos incrementos en el brote del follaje del 45.45, 45.45, 54.54 y
93
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��������������������������������������������������������������������������������������������������0
12345678
15 30 45 60Días después de la inoculación
Altu
ra (
cm)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
a
ba
aa a
b
a
ab ababaa
aa a
a
a
a
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��������������������������������������������������������������������������������������������������0
12345678
15 30 45 60Días después de la inoculación
Altu
ra (
cm)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
a
ba
aa a
b
a
ab ababaa
aa a
a
a
a
68.18%, de los cuales al finalizar el experimento (60 ddi) fue más evidente en el
último de los tratamientos señalados (50 eGie Y) al culminar con un aumento del
66.66% con respecto a las plantas sin inocular testigo 1 (Fig. 21).
Figura 20. Crecimiento en altura de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60
ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
Cuadro 14. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
15 0.0467 0.47 15.64 3.07*
30 0.0126 0.65 13.35 4.50*
45 0.0004 0.72 12.93 9.64**
Número de
hojas
60 0.0281 0.49 22.06 3.60* * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01) 4.6.1.2. Biomasa seca y área foliar El ANOVA marcó diferencias significativas entre los tratamientos a partir de los 30 ddi
(P≤0.05) para la biomasa aérea seca de las plantas (Cuadro 15), mientras que en la
biomasa seca radical no las hubo en ninguna de las fechas valoradas (Cuadro 16).
94
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0123456789
10
15 30 45 60Días después de la inoculación
Núm
ero
de h
ojas
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
a
a
a
b
a aa
aa
a ab
aa
abab
ab
ab
bb
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0123456789
10
15 30 45 60Días después de la inoculación
Núm
ero
de h
ojas
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
a
a
a
b
a aa
aa
a ab
aa
abab
ab
ab
bb
Figura 21. Número de hojas en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.
Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
Cuadro 15. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
15 0.8916 0.35 57.29 0.27NS
30 0.0365 0.57 23.43 3.33*
45 0.0099 0.56 24.18 4.78**
Biomasa
aérea seca
(g) 60 0.0006 0.71 22.39 8.69** NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).
Cuadro 16. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa radical seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
15 0.3397 0.35 37.42 1.22NS
30 0.2862 0.28 33.27 1.38NS
45 0.1680 0.43 32.38 1.85NS
Biomasa
radical seca
(g) 60 0.5110 0.18 42.74 0.86NS
NS= No significativo (P≤0.05).
95
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�����������������������������������������������������������������������������0
0.010.020.030.040.050.060.070.080.09
15 30 45 60Días después de la inoculación
Biom
asa
aére
a se
ca (
g)
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 e Gie Y
a
aa
ba
b
a
ab
abab
a
ab
ab
abc
bc
ca
ab
a
a
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0.010.020.030.040.050.060.070.080.09
15 30 45 60Días después de la inoculación
Biom
asa
aére
a se
ca (
g)
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 e Gie Y
a
aa
ba
b
a
ab
abab
a
ab
ab
abc
bc
ca
ab
a
a
De esta manera las diferencias estadísticas entre las plantas del tratamiento testigo 1
y los demás tratamientos se hizo evidente a partir de los 30 ddi, siendo las plantas
del tratamiento 50 eGie C las que lograron una mayor productividad neta (127.27%)
y las del tratamiento 50 eGie V la menor (39.39%) con respecto a las testigo 1 (Fig. 22).
Figura 22. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60
ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
El área foliar de las plantas exhibió un comportamiento similar al indicado para la
biomasa aérea seca, pudiéndose observar diferencias significativas (ANOVA, P≤0.05)
a partir de la segunda fecha de muestreo (Cuadro 17).
Cuadro 17. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
15 0.0578 0.47 25.92 2.86NS
30 0.0137 0.54 21.15 4.40*
45 0.0007 0.68 25.74 8.46**
Área foliar
(cm2)
60 0.0006 0.70 30.51 8.91**
NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).
96
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0
5
10
15
20
25
30
15 30 45 60Días después de la inoculación
Área
fol
iar (
cm²)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
a
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a
aa
a
ababab
ab
ab
b
bb
b
aa
abab
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0
5
10
15
20
25
30
15 30 45 60Días después de la inoculación
Área
fol
iar (
cm²)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
a
aa
a
aa
a
ababab
ab
ab
b
bb
b
aa
abab
El análisis estadístico indicó que a partir de los 30 ddi las plantas de los tratamientos
testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superaban a las testigo 1 en la formación
de superficie fotosintética que a los 60 ddi culminó con incrementos del 159.56,
133.90, 284.75 y 201.86%, respectivamente (Fig. 23).
Figura 23. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi. Para
cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
4.6.1.3. Colonización micorrízica La prueba de Friedman (α= 0.05) reveló diferencias entre los tratamientos inoculados
para las estructuras micorrízicas observadas en las raíces endófitas de C. papaya a
los 15, 30, 45 y 60 ddi (Cuadro 18).
Cabe resaltar que a partir de los 15 ddi se apreció que el micelio de las tres
morfoespecies endosimbióticas evaluadas había logrado colonizar las raíces (Fig. 24),
aumentando a partir de los 45 ddi, fecha en la que la producción de hifas fue siempre
menor en la morfoespecie de Veracruz respecto a la capacidad mostrada por las
morfoespecies de Yucatán y Campeche.
97
Cuadro 18. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas en Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi (Friedman, P≤0.05).
Estructuras de hongos MA
Días después de la
inoculación X2
0.05 P Diferencia
entre tratamientos
15 20.00 0.0005 Si 30 17.97 0.0012 Si 45 20.00 0.0005 Si
Hifas 60 18.98 0.0007 Si 15 20.00 0.0005 Si 30 19.32 0.0006 Si 45 20.00 0.0005 Si
Arbúsculos 60 19.82 0.0005 Si 15 ND ND ND 30 20.00 0.0005 Si 45 19.48 0.0006 Si
Vesículas 60 20.00 0.0005 Si
ND= No disponible por la ausencia total de estructuras en esa fecha
De esta manera, y mientras que el patrón de formación de arbúsculos dentro de las
células corticales de la planta huésped (Fig. 25) fue semejante al indicado para las
hifas (Fig. 24), la producción de vesículas en el parénquima cortical colonizado fue
mayor en la morfoespecie de Veracruz a los 30 y 60 ddi, en comparación con la
registrada para las otras dos morfoespecies mencionadas (Fig. 26).
Por otro lado en la Figura 27 se aprecia que la morfoespecie de Yucatán fue la
primera en formar arbúsculos en el interior de las células de la corteza media e
interna de su planta huésped a los 15 ddi (0.60%), y que a pesar de haber sido un
poco menor a los 30 ddi (3.33%) en relación con la morfoespecie de Veracruz (4.0%)
y Campeche (3.66%), en general se trató de una condición que prevaleció tanto a los
45 como a los 60 ddi.
Así la primera de las morfoespecies citadas produjo un 27.1 y 43.0% de hifas dentro
de las células corticales de su planta huésped (morfoespecie de Yucatán) en
comparación con estas últimas, las cuales solo alcanzaron a producir 14.1 y 33.7%
(morfoespecie de Veracruz) y 21.4 y 40.7% (morfoespecie de Campeche),
respectivamente.
98
Presencia de hifas (15 ddi)
Tratamientos
-0.2
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 0.66
X = 0.85 X = 1.00
Presencia de hifas 30 ddi
Tratamientos
-0.5
0.5
1.5
2.5
3.5
4.5
5.5
6.5
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 5.25
X = 4.50 X = 4.50
Presencia de hifas (45 ddi)
Tratamientos
-5
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 15.50
X = 25.50
X = 32.80
Presencia de hifas (60 ddi)
Tratamientos
-5
5
15
25
35
45
55
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 37.60
X = 47.50 X = 47.80
Figura 24. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.
99
Presencia de arbúsculos (15 ddi )
Tratamientos
-0.1
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 0.60
Presencia de arbúsculos (30 ddi)
Tratamientos
-0.5
0.5
1.5
2.5
3.5
4.5
5.5
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 4.00 X = 3.66 X = 3.33
Presencia de arbúsculos (45 ddi)
Tratamientos
-2
2
6
10
14
18
22
26
30
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 21.40
X = 14.10
X = 27.10
Presencia de arbúsculos (60 ddi)
Tratamientos
-5
5
15
25
35
45
55
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 43.00 X = 40.70
X = 33.70
Figura 25. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.
100
Presencia de vesículas (15 ddi)
Tratamientos
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
Presencia de vesículas (30 ddi)
Tratamientos
-0.2
0.2
0.6
1.0
1.4
1.8
2.2
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo25%-75%Valores de la mediana
X = 1.50
Presencia de vesículas (45 ddi)
Tratamientos
-0.05
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0.30
0.35
0.40
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
Presencia de vesículas (60 ddi)
Tratamientos
-0.4
0.2
0.8
1.4
2.0
2.6
3.2
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 0.80
X = 0.30 X = 0.30
X = 2.50
X = 0.90
Figura 26. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.
101
0
10
20
30
40
50
15 30 45 60
Días después de la inoculación
Form
ació
n de
arb
úscu
los
(%)
Morfoespecie de VeracruzMorfoespecie de CampecheMorfoespecie de Yucatán
Figura 27. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 45 y 60 ddi en tres morfoespecies de Glomus
intraradices asociadas con Carica papaya. 4.6.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Si bien el ANOVA no mostró diferencias significativas entre tratamientos (P≤0.05)
para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación medidas en
C. papaya a los 15, 30, 45 y 60 ddi (Cuadro 19), en la Figura 28 se muestran las
tendencias que pudieran atraer la atención desde un punto de vista fisiológico, toda
vez que las plantas inoculadas 50 eGie C, 50 eGie Y y 50 eGie V fueron las que
ostentaron la mayor asimilación neta de CO2 a los 60 ddi. Cuadro 19. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación
neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya (ANOVA, P≤0.05). Variable Días después de la
inoculación Pr>F R2 C.V.
(%) F
calculada 15 0.1730 0.45 102.52 1.83NS 30 0.1603 0.42 58.07 1.90NS 45 0.5098 0.26 68.00 0.86NS
Asimilación neta de CO2
(micromol CO2/m²/s) 60 0.4726 0.35 59.51 0.93NS 15 0.2181 0.62 31.18 1.62NS 30 0.2145 0.49 107.89 1.63NS 45 0.2004 0.58 45.40 1.69NS
Conductancia estomática
(milimol/m²/s) 60 0.8955 0.21 120.34 0.27NS 15 0.1653 0.56 29.85 1.87NS 30 0.2491 0.47 98.42 1.50NS 45 0.2382 0.57 43.85 1.54 NS
Evaporación
(milimol/m²/s) 60 0.9149 0.22 109.85 0.23 NS
NS= No significativo (P≤0.05).
102
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������������������
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������������������
������������������������������������������
������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������
-10
-9
-8
-7
-6
-5
-4
-3
-2
-1
0Días después de la inoculación
Asi
mila
ción
net
a de
CO
2
(mic
rom
ol C
O2/
m2 /s
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
30 45 6015
72.25%>Control 162.87%>Control 2
III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2
I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2
II)I)
II)
III)
���������������������
����������������������������
�������������������������������������������������
�������������������������������������������������
������������������
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������������������������������������������
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������������������
������������������������������������������
������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������
-10
-9
-8
-7
-6
-5
-4
-3
-2
-1
0Días después de la inoculación
Asi
mila
ción
net
a de
CO
2
(mic
rom
ol C
O2/
m2 /s
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
30 45 6015
72.25%>Control 162.87%>Control 2
III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2
I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2
II) 72.25%>Control 162.87%>Control 272.25%>Control 162.87%>Control 2
III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2III) 71.20%>Control 161.88%>Control 2
I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2I) 29.84%>Control 122.77%>Control 2
II)I)
II)
III)
������������������
��������������
������������������������
�����������������������������������
����������������������������������������������������������������������
������������������
��������������������������������������������������������
������������������
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��������������
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������������������������������������������������
������������������������������������
����������������������������������������������������������������������
������������������������������������
�����������������������������������������������������������������������������
������������������������
0
20
40
60
80
100
120
15 30 45 60
Días después de la inoculación
Cond
ucta
ncia
est
omát
ica
(mili
mol
/m2 /s
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
Figura 28. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y
60 ddi. La línea punteada y los porcentajes señalados indican la superioridad funcional de las plantas inoculadas con respecto a las no inoculadas al finalizar el experimento.
Con respecto a las plantas testigo 1 dicha superioridad fue de 72.25, 71.20 y 29.84%
y de 62.87, 61.88 y 22.77% en las plantas testigo 2, respectivamente (Fig. 28).
Del mismo modo las Figs. 29 y 30 atestiguan su valía en relación con el significado
que tanto la apertura y cierre de los estomas como la evaporación tienen en la
formación de materia seca en las plantas.
Figura 29. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi.
103
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���������������������
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����������������������������
�������������������������������������������������
��������������������������������������������������������
������������������������������������������������������
���������������������
00.5
11.5
22.5
33.5
15 30 45 60Días después de la inoculación
Evap
orac
ión
(mili
mol
/m2 /s
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
Figura 30. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 15, 30, 45 y 60 ddi. 4.6.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea El ANOVA estableció diferencias altamente significativas (P≤0.01) para las muestras
de biomasa aérea (hojas y tallo) de C. papaya a los 30 y 60 ddi (Cuadro 20), siendo
precisamente al final del experimento (60 ddi) donde el contenido de P en las plantas
inoculadas (50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y) fue mayor al de las plantas testigo 1 y
2 (Fig. 31).
Cuadro 20. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60 ddi (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
30 0.0059 0.77 3.00 6.24** Acumulación de P en la
biomasa aérea (ppm)
60 0.0001 0.99 2.85 302.40**
** Altamente significativo (P≤0.01).
A través de los análisis realizados a las muestras foliares se determinó que la
morfoespecie de Yucatán resultó ser la más hábil de todas para incrementar en
104
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2500
3000
3500
4000
4500
5000
30 60Días después de la inoculación
P en
bio
mas
a aé
rea
(ppm
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
ababab b
a
c
b
aaa
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���������������������������������������
������������������������������������������������
������������������������������������
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������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������
2500
3000
3500
4000
4500
5000
30 60Días después de la inoculación
P en
bio
mas
a aé
rea
(ppm
)
���������� Testigo 1
���������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
ababab b
a
c
b
aaa
ambas fechas la absorción de este nutrimento bajo las condiciones en las que se
condujo este experimento (Fig. 31).
Figura 31. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya a 30 y 60
ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
De igual forma el ANOVA (P≤0.05) mostró diferencia significativa entre las muestras
de C. papaya valoradas espectrofotométricamente (Cuadro 21).
Cuadro 21. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento (60 ddi) (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
Acumulación de P en la biomasa
aérea (ppm)
60 0.0001 0.99 2.94 186.83**
** Altamente significativo (P≤0.01)
En la Fig. 32 se aprecia que la superioridad de todas ellas fue patente al finalizar el
experimento respecto a las respuestas conseguidas durante el mismo periodo por las
plantas testigo.
105
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0500
100015002000250030003500400045005000
60Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)
Acu
mul
ació
n pr
omed
io d
e P
en la
bio
mas
a aé
rea
(ppm
)
�������� Testigo 1
�������� Testigo 2
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���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
bba
c c������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������������
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0500
100015002000250030003500400045005000
60Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)
Acu
mul
ació
n pr
omed
io d
e P
en la
bio
mas
a aé
rea
(ppm
)
�������� Testigo 1
�������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
bba
c c
Figura 32. P presente en la biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas de Carica papaya al finalizar el experimento (60 ddi). Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
4.6.1.6. Eficiencia de la micorrización La morfoespecie proveniente de Yucatán fue importante para la incorporación de P
en C. papaya a los 30 y 60 ddi, aunque en esta última no mostró diferencia
significativa con respecto a la actividad realizada por las otras dos morfoespecies de
hongos MA (Fig. 31).
Pese a ello, y después de considerar el proceso global de interrelación surgido entre
estos simbiontes durante todo el bioensayo (60 días), la morfoespecie de Yucatán fue
la mejor de todas (Cuadro 22).
Cuadro 22. Eficiencia de la micorrización (%)‡ de cada morfoespecie para la
incorporación de P en plantas de Carica papaya. Procedencia de la morfoespecie de
HMA
Testigo 1
Testigo 2
Testigo 1
Testigo 2
30 ddi 60 ddi 30 ddi 60 ddi A los 60 ddi Veracruz -3.33 0.0 40.4 34.0 23.37 20.7
Campeche -6.89 -3.44 40.4 34.0 22.36 19.73
Yucatán 3.125 6.25 42.8 36.7 27.1 24.69 ‡ Las estimaciones se presentan en relación con la absorción de P en las plantas de los tratamientos
testigo 1 y 2 a 30 y 60 ddi, así como al finalizar el experimento (60 ddi).
106
4.6.2. Bioensayo final 2: Respuesta de Jacaratia mexicana a la inoculación con 50 esporas de Glomus intraradices esterilizadas en su superficie, y de procedencia geográfica distinta
4.6.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas El ANOVA no estableció diferencia significativa entre los tratamientos para el
crecimiento en altura y número de hojas de J. mexicana (P≤0.05) a lo largo de los
120 días que duró el estudio (Cuadro 23).
Cuadro 23. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el crecimiento en
altura y número de hojas en las plantas de Jacaratia mexicana inoculadas con 50 esporas de Glomus intraradices de distinta procedencia geográfica (ANOVA, P≤0.05).
Variable
Días después de la
inoculación
Pr>F
R2
C.V. (%)
F calculada
15 0.1212 0.40 11.55 2.15NS
30 0.5364 0.36 16.76 0.81NS
75 0.3790 0.37 13.63 1.13NS
Altura
(cm)
120 0.0893 0.45 15.53 2.44NS
15 0.3343 0.33 20.09 1.24NS
30 0.1601 0.36 23.65 1.90NS
75 0.2087 0.36 121.08 1.66NS
Número de
hojas
120 ND ND ND ND
NS= No significativo (P≤0.05) ND= No disponible debido a la caída natural de las hojas
A partir de los 30 ddi, la altura de las plantas en los tratamientos testigo 2, 50 eGie V,
50 eGie C y 50 eGie Y siempre superó a la alcanzada en las testigo 1 (Fig. 33).
Asimismo a los 46 ddi la dimensión vertical de las plantas en los tratamientos
inoculados sobresalió por arriba de las testigo 2 (Fig. 33), despunte real que fue
observado en la altura de las plantas inoculadas a los 120 ddi (Figs. 33 y 34).
107
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6
8
10
15 30 75 120Días después de la inoculación
Alt
ura
(cm
)
����������������������������������Testigo 1����������������������������������Testigo 2
50 eGie V50 eGie C50 eGie Y
46 ddi������������������������������������������
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6
8
10
15 30 75 120Días después de la inoculación
Alt
ura
(cm
)
����������������������������������Testigo 1����������������������������������Testigo 2
50 eGie V50 eGie C50 eGie Y
46 ddi46 ddi
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������������������������������������
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�������������
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�������������
������������������������������������������������������������������������ �������������
�������������
��������������������������
00.5
11.5
22.5
33.5
4
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Tratamientos
Incr
emen
tos
de a
ltura
(cm
)en
Jac
arat
ia m
exic
ana
���������� 15 ddi
�������� 30 ddi
���������� 75 ddi
�������� 120 ddi
Figura 33. Crecimiento en altura de las plantas testigo 1 y 2 e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15,
30, 75 y 120 ddi.
Figura 34. Incrementos de altura registrados en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana
en cada evaluación (15, 30, 75 y 120 ddi). 4.6.2.2. Biomasa seca y área foliar En el Cuadro 24 se puede apreciar que el ANOVA solo marcó diferencias altamente
significativas entre los tratamientos a los 15 ddi (P≤0.05) para la biomasa aérea seca
de las plantas, mientras que no fue así para su biomasa radical seca.
108
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������������������������������������������������������
��������������������������������������������������������
�������������������������������������������������������������������������������������������
�������������������������������������������������������������������������������������������
�����������������������������������������������������������������������������
00.020.040.060.08
0.10.120.140.160.18
15 30 75 120Días después de la inoculación
Biom
asa
aére
a se
ca (
g)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
aa
aa
ab
a
a
a
a
a
a
aa
a
b
ab
a
a
a��������������������������������������������������������
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��������������������������������������������������������
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������������������������������������
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�����������������������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������
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������������������������������������������������������������������
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����������������������������������������������������������������������
������������������������������������������������
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�����������������������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������
��������������������������������������������������������
�������������������������������������������������������������������������������������������
�������������������������������������������������������������������������������������������
�����������������������������������������������������������������������������
00.020.040.060.08
0.10.120.140.160.18
15 30 75 120Días después de la inoculación
Biom
asa
aére
a se
ca (
g)
���������� Testigo 1
�������� Testigo 2
�������� 50 eGie V
���������� 50 eGie C
���������� 50 eGie Y
a
aa
aa
ab
a
a
a
a
a
a
aa
a
b
ab
a
a
a
Cuadro 24. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la biomasa seca aérea y radical de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05).
Variable
Días después de la
inoculación
Pr>F
R2
C.V. (%)
F calculada
15 0.0058 0.65 22.56 5.44**
30 0.1382 0.42 21.62 2.03NS
75 0.4330 0.27 34.17 1.23NS
Biomasa
aérea seca
(g) 120 0.5554 0.17 33.38 0.78NS
15 0.6597 0.28 82.06 0.61NS
30 0.8942 0.16 41.29 0.27NS
75 0.9561 0.15 51.83 0.16NS
Biomasa
radical seca (g)
120 0.1776 0.39 44.83 1.80NS
NS= No significativo (P≤0.05) ** Altamente significativo (P≤0.01).
Ahora bien, la biomasa aérea seca de las plantas testigo 2 e inoculadas (50 eGie V,
50 eGie C y 50 eGie Y) siempre superó a la formada en las plantas del testigo 1
desde los 30 ddi hasta la finalización del experimento (Fig. 35).
Figura 35. Biomasa aérea seca de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y
120 ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
109
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������
�������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������
���������������������
�������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������
����������������������������
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������
���������������������
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������
������������������
0
10
20
30
40
50
60
70
80
15 30 75 120Días después de la inoculación
Áre
a fo
liar
(cm
²)
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
a
a a
aa a
a
a
a
a
a
a
aa a
a a a a a
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������
�������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������
���������������������
�������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������
����������������������������
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������
���������������������
���������������������������������������������������������������
������������������������������������������������������������������������������������
������������������
0
10
20
30
40
50
60
70
80
15 30 75 120Días después de la inoculación
Áre
a fo
liar
(cm
²)
�������� Testigo 1
���������� Testigo 2
���������� 50 eGie V
�������� 50 eGie C
�������� 50 eGie Y
a
a a
aa a
a
a
a
a
a
a
aa a
a a a a a
En cuanto al área foliar de las plantas de J. mexicana se refiere, y a pesar de que
resultó ser una variable más en la que tampoco se detectaron diferencias
significativas entre los tratamientos (P≤0.05) (Cuadro 25), cabe destacar la
defoliación total iniciada en las plantas del testigo 1 a los 75 ddi, fecha en la que
todas las demás aun poseían hojas fotosintéticamente activas las cuales cayeron a los
120 ddi (Fig. 36).
Cuadro 25. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para el área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05).
Días después de la inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
15 0.0874 0.43 22.74 2.46NS 30 0.0572 0.48 21.73 2.87NS 75 0.1174 0.45 94.42 2.18NS 120 ND ND ND ND
NS= No significativo (P≤0.05)…ND= No disponible debido a la caída natural de las hojas.
Figura 36. Área foliar de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.
Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
110
4.6.2.3. Colonización micorrízica La prueba de Friedman (α= 0.05) mostró diferencias entre los tratamientos
inoculados y sin inocular para las estructuras micorrízicas observadas en el sistema
radical de J. mexicana a los 15, 30, 75 y 120 ddi (Cuadro 26).
Cuadro 26. Diferencia entre tratamientos para las estructuras micorrízicas observadas
en Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi (Friedman, P≤0.05). Estructuras de
hongos MA Días después
de la inoculación
X20.05 P
Diferencia entre
tratamientos 15 19.32 0.0006 Si 30 20.00 0.0005 Si 75 20.00 0.0005 Si
Hifas 120 20.00 0.0005 Si 15 20.00 0.0005 Si 30 20.00 0.0005 Si 75 19.32 0.0006 Si
Arbúsculos 120 20.00 0.0005 Si 15 ND ND ND 30 ND ND ND 75 20.00 0.0005 Si
Vesículas 120 20.00 0.0005 Si
ND= No disponible, por ausencia total de estructuras. En este caso el micelio de las tres morfoespecies endosimbióticas evaluadas también
logró encontrar y penetrar a su raíz hospedadora desde los 15 ddi, fecha a partir de
la cual la producción de hifas fue constante y en la morfoespecie de Yucatán nunca
decreció, cosa que no sucedió con las de Veracruz y de Campeche donde se
detectaron disminuciones del orden de 11.97 y 33.82% a los 30 ddi, y de 1.79 y
50.30% a los 120 ddi, respectivamente (Fig. 37).
Por otro lado la acentuada formación de arbúsculos a los 75 ddi en las morfoespecies
de Veracruz y Campeche fue superada a los 120 ddi por la de Yucatán (Fig. 38).
Entre tanto la producción de vesículas ocurrida en los extremos de las hifas de la
morfoespecie de Veracruz prevaleció sobre las procedentes de Campeche y Yucatán a
los 75 y 120 ddi (Fig. 39).
111
Presencia de hifas (15 ddi)
Tratamientos
-0.5
0.5
1.5
2.5
3.5
4.5
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 1.42
X = 3.40
X = 3.80
Presencia de hifas (30 ddi)
Tratamientos
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valors de la mediana
X = 1.25 X = 2.25
X = 13.60
Presencia de hifas (75 ddi)
Tratamientos
-5
5
15
25
35
45
55
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valor de la mediana
X = 39.00
X = 46.30
X = 32.60
Presencia de hifas (120 ddi)
Tratamientos
-5
5
15
25
35
45
55
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 38.30
X = 23.00
X = 45.00
Figura 37. Porcentaje de hifas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y 120 ddi.
112
Presencia de arbúsculos (15 ddi)
Tratamientos
-0.5
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
3.5
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana X = 3.00
X = 0.20
Presencia de arbúsculos (30 ddi)
Tratamientos
-0.2
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
Presencia de arbúsculos (75 ddi)
Tratamientos
-5
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 29.50 X = 30.30
X = 20.00
Presencia de arbúsculos (120 ddi)
Tratamientos
-5
0
5
10
15
20
25
30
35
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 20.30 X = 17.50
X = 28.50
X = 1.30
X = 0.50
X = 0.25
Figura 38. Porcentaje de arbúsculos en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y
120 ddi.
113
Presencia de vesículas (15 ddi)
Tratamientos
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
Presencia de vesículas (30 ddi)
Tratamientos
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
Presencia de vesículas (75 ddi)
Tratamientos
-0.2
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 0.60 X = 0.80
X = 1.00
Presencia de vesículas (120 ddi)
Tratamientos
-2
4
10
16
22
28
Testigo 1 Testigo 2 50 eGie V 50 eGie C 50 eGie Y
Mínimo-Máximo
25%-75%
Valores de la mediana
X = 23.30
X = 1.50
Figura 39. Porcentaje de vesículas en plantas inoculadas de Jacaratia mexicana a los 15, 30, 75 y 120
ddi.
114
-505
101520253035
15 30 75 120
Días después de la inoculación
Form
ació
n de
arb
úscu
los
(%)
Morfoespecie de VeracruzMorfoespecie de CampecheMorfoespecie de Yucatán
Finalmente, y aunque la formación de arbúsculos en esta huésped arbórea ocurrió en
todas las plantas a los 30, 75 y 120 ddi, la relación establecida con la morfoespecie
de Yucatán fue incrementando e intensificándose paulatinamente hasta alcanzar un
28.5% a los 120 ddi, mientras que en la morfoespecie de Veracruz la interacción
decreció al 20.3% y en la de Campeche al 17.5% con referencia al 30.3 y 29.5% de
estructuras arbusculares que ambas ostentaban a los 75 ddi (Fig. 40).
Figura 40. Formación de arbúsculos registrada a 15, 30, 75 y 120 ddi en tres morfoespecies de Glomus
intraradices asociadas con Jacaratia mexicana. 4.6.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas Mientras que el ANOVA en ningún momento detectó diferencia significativa entre los
tratamientos (P≤0.05) para la asimilación neta de CO2 en J. mexicana, su
conductancia estomática y evaporación si la manifestaron a los 75 ddi (Cuadro 27).
Mas dicha actividad no fue posible de corroborar nuevamente en la cuarta fecha (120
ddi) debido al desprendimiento generalizado de sus hojas (Cuadro 27).
De cualquier modo algunas tendencias interesantes de discutir en el ámbito
fisiológico derivado de la interacción entre J. mexicana y los hongos MA evaluados
parece ser la mayor asimilación neta de CO2 registrada en las plantas inoculadas
respecto a las testigo 1 y 2 a partir de los 15 ddi y durante todo el experimento.
115
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���������������������
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������������������������
��������������
-20
-15
-10
-5
0
Días después de la inoculación
Asi
mila
ción
net
a de
CO
2
(mic
rom
ol C
O2/
m2 /s
)
�����Testigo 1
����Testigo 2
����50 eGie V
����50 eGie C
�����50 eGie Y
116.78%>Control 12.66%>Control 2
IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2
Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2
IIa)
0a) 113.75%>Control 1
146.66%>Control 128.64%>Control 2
IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2
Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2
IIb)
0b) 114%>Control 1
248%>Control 114.81%>Control 2
IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2
Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2
IIc)
0c) 216%>Control 1
30 75 12015
Ia
IIa
0aIIIa
Ib IIb IIIb0b Ic
IIc IIIc0c
������������������������������������
���������������������
�������������������������������������������������
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������������
������������������������������������������������������
������������������������
������������������
�������������������������������������������������
����������������������������
������������
������������������������������������������
������������������������
��������������
-20
-15
-10
-5
0
Días después de la inoculación
Asi
mila
ción
net
a de
CO
2
(mic
rom
ol C
O2/
m2 /s
)
�����Testigo 1
����Testigo 2
����50 eGie V
����50 eGie C
�����50 eGie Y
116.78%>Control 12.66%>Control 2
IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2
Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2
IIa)
0a) 113.75%>Control 1
146.66%>Control 128.64%>Control 2
IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2
Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2
IIb)
0b) 114%>Control 1
248%>Control 114.81%>Control 2
IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2
Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2
IIc)
0c) 216%>Control 1
116.78%>Control 12.66%>Control 2
IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2
Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2
IIa)
0a) 113.75%>Control 1
116.78%>Control 12.66%>Control 2
IIIa) 114.45%>Control 10.61%>Control 2
Ia) 142.42%>Control 125.20%>Control 2
IIa)
0a) 113.75%>Control 1
146.66%>Control 128.64%>Control 2
IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2
Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2
IIb)
0b) 114%>Control 1
146.66%>Control 128.64%>Control 2
IIIb) 145.33%>Control 127.48%>Control 2
Ib) 160%>Control 140.35%>Control 2
IIb)
0b) 114%>Control 1
248%>Control 114.81%>Control 2
IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2
Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2
IIc)
0c) 216%>Control 1
248%>Control 114.81%>Control 2
IIIc) 244%>Control 112.96%>Control 2
Ic) 436%>Control 1101.85%>Control 2
IIc)
0c) 216%>Control 1
30 75 12015
Ia
IIa
0aIIIa
Ib IIb IIIb0b Ic
IIc IIIc0c
Cuadro 27. Niveles de significancia en cada fecha de muestreo para la asimilación neta de CO2, conductancia estomática y evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana (ANOVA, P≤0.05). Variable Días después de
la inoculación Pr>F R2 C.V.
(%) F calculada
15 0.9795 0.32 91.06 0.10NS 30 0.8719 0.30 62.41 0.30NS 75 0.0837 0.44 118.84 2.50NS
Asimilación neta de CO2
(micromol CO2/m²/s) 120 ND ND ND ND 15 0.5817 0.26 56.56 0.73NS 30 0.4811 0.30 81.26 0.91NS 75 0.0231 0.57 116.89 3.81*
Conductancia estomática
(milimol/m²/s) 120 ND ND ND ND 15 0.4927 0.29 44.70 0.89NS 30 0.3655 0.32 61.01 1.16NS 75 0.0218 0.56 113.43 3.88*
Evaporación (milimol/m²/s)
120 ND ND ND ND NS= No significativo (P≤0.05) * Significativo (P≤0.05) ND= No disponible, por caída natural de las hojas
Mención especial merecen las plantas del tratamiento 3 (50 eGie V), cuyo
comportamiento en general denotó una actividad fotosintética sobresaliente (Fig. 41).
Figura 41. Asimilación neta de CO2 en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30,
75 y 120 ddi. La línea punteada y los porcentajes señalados indican la superioridad funcional de las plantas inoculadas (I, II y III, subíndices a, b y c) con respecto a las no inoculadas al finalizar el experimento, así como también la preponderancia de las plantas del tratamiento testigo 2 sobre las del testigo 1.
116
������������������������������
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Días después de la inoculación
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15 30 75 120Días después de la inoculación
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En positivo paralelismo con la apertura estomatal (Fig. 42) y la evaporación (Fig. 43).
Al mismo tiempo, el predominio funcional de las plantas testigo 2 sobre las testigo 1
fue marcado e incuestionable a los 15, 30 y 75 ddi (Fig. 41).
Figura 42. Conductancia estomática en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120 ddi.
Figura 43. Evaporación en las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 15, 30, 75 y 120
ddi.
117
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30 120Días después de la inoculación
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4.6.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea El ANOVA (P≤0.01) reveló diferencia altamente significativa para los valores de
biomasa aérea de J. mexicana a los 30 ddi y 120 ddi (Cuadro 28).
Cuadro 28. Acumulación de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
30 0.0001 0.98 2.86 210.00** Acumulación de P en la
biomasa aérea (ppm)
120 0.0001 0.97 4.10 108.32**
** Altamente significativo (P≤0.01).
Las plantas del tratamiento 4 (50 eGie C) incorporaron más P a los 30 y 120 ddi
(4,900 y 3,600 ppm, respectivamente) (Fig. 44). En la segunda evaluación solamente
se utilizó el tallo para su determinación analítica debido a la total ausencia de hojas
acaecida en todas las plantas para esa fecha (Cuadro 23 y apartado 4.6.2.2.).
Figura 44. Cantidad de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e inoculadas
de Jacaratia mexicana a 30 y 120 ddi. Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
118
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500100015002000250030003500400045005000
120Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)
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500100015002000250030003500400045005000
120Días después de la inoculación (Periodo total evaluado)
Acu
mul
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omed
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bio
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a aé
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(ppm
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bbc
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De igual manera el ANOVA confirmó la existencia de diferencia altamente significativa
de P en las muestras de J. mexicana medidas en el espectrofotómetro (Cuadro 29).
Cuadro 29. Acumulación promedio de P en la biomasa aérea de las plantas testigo e inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento (120 ddi) (ANOVA, P≤0.05).
Variable Días después de la
inoculación
Pr>F R2 C.V. (%)
F calculada
Acumulación de P en la
biomasa aérea (ppm)
120 0.0001 0.98 3.40 273.09**
** Altamente significativo (P≤0.01).
En la Fig. 45 se puede apreciar que la absorción de este elemento hasta los 120 ddi
fue superior en las plantas inoculadas con la morfoespecie procedente de Campeche,
mientras que las interactuantes con la morfoespecie de Yucatán fue la menos
eficiente, aun incluso por debajo del ocurrido en las plantas no inoculadas (testigo 1 y
2).
Figura 45. Cantidad promedio de P presente en las muestras de biomasa aérea de plantas testigo e
inoculadas de Jacaratia mexicana al finalizar el experimento (120 ddi). Para cada fecha, columnas con la misma letra son estadísticamente iguales entre sí (Tukey P≤0.05). Las líneas verticales son el error estándar (±).
119
4.6.2.6. Eficiencia de la micorrización En este caso la morfoespecie proveniente de Campeche promovió una mayor
absorción de P en J. mexicana a los 30 y 120 ddi, lo cual quedó de manifiesto al
considerar el periodo total en que ambos organismos mantuvieron su relación (120
días) (Cuadro 30 y Fig. 45).
Cuadro 30. Eficiencia de la micorrización (%)‡ de cada morfoespecie para la incorporación de P en plantas de Jacaratia mexicana.
Procedencia de la
morfoespecie de HMA
Testigo 1
Testigo 2
Testigo 1
Testigo 2
30 ddi 120 ddi 30 ddi 120 ddi A los 120 ddi
Veracruz -6.06 27.58 0 3.44 9.67 1.61
Campeche 28.57 41.6 32.65 22.22 34.11 28.23
Yucatán -16.66 8.69 -10 -21.73 -5.66 -15.09 ‡ Las estimaciones se presentan en relación con la absorción de este elemento en las plantas de los
tratamientos testigo 1 y 2 a 30 y 120 ddi, así como al finalizar el experimento (120 ddi).
120
5. DISCUSIÓN 5.1. Micotrofía en plantas de Jacaratia mexicana Sea cual fuere la función fisiológica y la importancia ecológica de una asociación
simbiótica, entre la comunidad científica parece estar claro que en la mayoría de los
bosques naturales de todo el mundo las raíces de sus componentes florísticos son
casi invariablemente micotróficas y por consecuencia, al ser éste un fenómeno
ancestral derivado de la simultánea evolución compartida con las plantas herbáceas y
leñosas de los distintos ecosistemas terrestres del planeta, los hongos micorrizógenos
son considerados prácticamente ubicuos.
Es por ello frecuentemente inferido que las micorrizas están constituidas, conforme a
toda probabilidad, por las especies más idóneas para iniciar su asocio en las
condiciones ambientales preponderantes de un hábitat dado, entre los que por lógica
deducción se incluyen los del trópico seco donde a juzgar por Murphy y Lugo (1986),
la vulnerabilidad es evidente durante sus procesos sucesionales.
De este modo, y aunque las floras tropicales albergan una formidable diversidad de
especies que se distribuyen en una amplia gama de microambientes y despliegan una
infinidad de respuestas a la variación en el ambiente físico (Reich y Borchert, 1988),
la competencia por un volumen del suelo explorado para la adquisición de agua y
posiblemente algún elemento nutricional tiene efectos decisivos en el desempeño de
las plántulas encargadas de la regeneración natural de las agrupaciones vegetales
donde la estacionalidad es bastante marcada (Gerhardt, 1996) y la actividad
metabólica muy eficiente (Marschner et al., 2002), puesto que en todo momento la
sequedad afecta indirectamente a los microorganismos en la rizosfera al promover el
crecimiento vertical de la raíz para aprovechar la humedad residual (Sharp y Davies,
1979; Liang et al., 1999) o al cambiar las propiedades de los exudados radicales
(Neumann y Römheld, 2001; Marschner et al., 2002).
121
Lo asentado restringe las posibilidades de que los hongos MA encuentren la
oportunidad para iniciar una endosimbiosis (Parniske, 2000), y por lo tanto el estrés
hídrico reduce la diversidad funcional microbiana (Deggens, 1998) que, en el caso
particular de los organismos fúngicos que nos atañe, conlleva a la formación de
estructuras de resistencia, como las esporas (Potts, 1994), hasta que las condiciones
llegan a ser propicias para germinar y formar la red miceliar que en un momento
dado será la encargada de colonizar no solo a las raíces de J. mexicana, sino también
a las de otras especies arbóreas, arbustivas y herbáceas con las que esta cohabita.
Si bien son contados los reportes donde se hace alusión a la micotrofía de las
especies vegetales en los trópicos, aún resulta más escasa la información en lo
tocante a las selvas deciduas con pronunciada estacionalidad climática de
Norteamérica (Huante et al., 1993) y prácticamente nula a lo menos si se trata de los
manchones de Selva Baja Caducifolia (SBC) que se localizan en la vertiente del
Atlántico mexicano.
Es exactamente aquí donde se cumple con el primero de los objetivos planteados al
poner de manifiesto que J. mexicana es capaz de asociarse con los hongos del suelo
formadores de micorriza arbuscular durante sus fases iniciales de desarrollo (15 a 120
días después de la aparición de sus hojas cotiledonales).
Por ende será indispensable que los factores bióticos y abióticos concurrentes en su
paraje se perfilen para que la relación espacio-temporal entre ambos organismos
acontezca, máxime si la presencia y dinamismo de la colonización depende de las
múltiples interacciones ecológicas ahí reinantes (Guerrero, 1996; Miller et al., 1999).
Aunque Huante et al., (1993) y Rincón et al., (1999) han confirmado en sendos
estudios que los HMA influyen en el crecimiento y desarrollo de las especies arbóreas
tropicales de la selva baja, cabe resaltar el hecho de que no obstante J. mexicana es
un espécimen micotrófico y sus semillas muestran una viabilidad excepcional
122
(apartado 2.1.1.1.2) no parecen ser estos los puntos medulares que, en términos
estrictamente naturales, la mantienen al borde de la extinción.
Así, y conforme a lo indicado por Grime (1982), la problemática dinámico-poblacional
de esta especie pudiere surgir a partir de las estrategias juveniles que implementan
para su establecimiento entre las que sinfín de funciones interrelacionadas ocurren
durante la obtención de nutrimentos, el mantenimiento, reemplazo y crecimiento de
raíces y brotes, y la supervivencia individualizada de cada una de ellas ante la misma
presión selectiva.
Por consiguiente resultaría demasiado aventurado teorizar en cuanto al efecto que
pudiere producirse entre los simbiontes. En especial al considerar ineludible la
necesidad de precisar de que modo la interacción de los micobiontes y los
descendientes juveniles, intermedios y maduros de esta especie arbórea logran
combinar sus estrategias para determinar cuales son los componentes fúngicos
idóneos de hospedar durante las diferentes etapas de su ciclo de vida.
5.2. Morfoespecies descritas Aun cuando el número de morfoespecies encontradas, identificadas y descritas en el
presente estudio fue bajo y concuerda con lo expresado por Janos (1980 b) y Tiwari
y Adholeya (2002) para los suelos tropicales, Hodge (2000) destaca cuán valioso
puede ser su papel ecológico en la dinámica del carbono y la translocación de los
nutrimentos in situ, sobre todo al tomar en cuenta su interactividad con otros
microorganismos del suelo (Bever, 2003).
Por ello un aspecto loable y meritorio de la investigación consumada radica en
reconocer la concurrencia de seis morfoespecies en la micorrizósfera de J. mexicana
(Cuadro 11) y que la mayor parte de las esporas fúngicas recuperadas de las tres
áreas de estudio pertenecen al género Glomus (Cuadro 11 y apartado 4.3).
123
La predominancia de dicho género coincide con los resultados obtenidos por
Anderson et al., (1984) en la Reserva Natural de la Pradera del Lago Goose cerca de
Morris, Illinois, y por Vestberg (1995) en diferentes regiones geográficas de Finlandia
y por Abu-Zeyad et al., (1999) en tres sitios arbolados de Australia. Asimismo
refuerzan la presuposición de Boddington y Dodd (1998) del por qué los
micorrizólogos acostumbran usar a las especies de Glomus en sus experimentos.
De esta manera se fortalece la aserción hecha por Gerdemann y Trappe (1974) de
que este es el más difundido de todos los Glomales en las praderas y bosques nativos
del mundo. Acepción que Talukdar y Germida (1993) extienden a infinidad de zonas
agrícolas donde su abundancia es extrema34.
Tanto Gerdemann y Trappe (1974) como Stahl y Christensen (1982) consideran que
estos son los hongos del suelo más comunes y por ello a menudo se les encuentra en
los cultivos-trampa, argumento que lo complementan su fácil mantenimiento y
reproducción sin demérito súbito de su potencial infectivo (Dodd y Thomson, 1994).
Lo anterior se concatena con los resultados de Anderson et al., (1984) y Vestberg
(1995) quienes en sus respectivos estudios identificaron que en los 32 sitios con
actividad micorrizógena funcional muestreados en la mencionada Reserva Natural y
en los aislamientos finlandeses el 99.9 y 87.1% de las esporas recuperadas eran
justamente del género Glomus, como con los valores de predominancia mostrados en
el Cuadro 12 para Veracruz y Yucatán.
En consecuencia lo expresado en cierta forma justifica y respalda que el criterio
discrecional utilizado para elegir a G. intraradices como el morfotipo idóneo para su
propagación en cultivo monoespecífico y evaluación en los ensayos de eficiencia fue
el adecuado.
34 Entre las que el impacto de la intensidad de uso del suelo se descartan ciertos agroecosistemas de Europa Central (Francia, Alemania y Suiza) (Oehl et al., 2003).
124
Por otra parte y mientras que en la micorrizósfera de J. mexicana únicamente Glomus
intraradices y Sclerocystis sinuosa fueron comunes en los tres sitios de muestreo,
Glomus sp. 1 y Glomus sp. 2 se circunscribieron para el mismo hospedero en el
paraje de Veracruz y lo propio ocurrió con Entrophospora infrequens y Glomus
constrictum de Yucatán.
Al respecto, y a sabiendas de que todavía hace falta ahondar acerca del papel de
estos endófitos arbusculares en la dinámica y homeostasia de los ecosistemas
tropicales (Johnson et al., 1992 b; Zangaro et al., 2000), la necesidad de comprender
y determinar si el mutualismo entre los hongos micorrizógenos y sus plantas huésped
tiene un efecto clave en el funcionamiento de un bosque seco tropical es imperiosa.
Lo enunciado pudiere transponerse para tratar de determinar si la variación entre las
morfoespecies aisladas es significativa y se correlaciona con la compatibilidad
funcional de una planta huésped (Johnson et al., 1991 a; Lodge y Cantrell, 1995). O
bien se trata de una especificidad ecológica propia y aún por discernir entre las
diferentes especies de plantas y hongos MA de los ecosistemas estudiados
(Tommerup, 1988; McGonigle y Fitter, 1990; Smith et al., 2000).
Aunque la posibilidad de que los hongos fuesen hospedero-específicos se conceptúa
remota en los ambientes tropicales, hipotetizar casos donde el carácter interactivo de
las relaciones que no se circunscriben al ámbito microbiológico produjesen
extinciones múltiples, o que la pérdida del organismo endófito asociado tuviese un
efecto serio en la supervivencia de una planta huésped son especulaciones que en un
momento dado, y en conformidad con lo apuntado por Cannon et al., (2000),
pudieran coadyuvar a priorizar la protección de áreas naturales y poblaciones
particulares de plantas cuyo peligro de extinción es evidente en todo el orbe.
Así y en virtud de que los materiales utilizados para el inventario e identificación de
las morfoespecies micorrizógenas referidas en este estudio se produjeron en macetas
125
de propagación con tres diferentes plantas trampa (apartado 3.6.1), de antemano se
asume que la diversidad es innegablemente perfectible. Especialmente si la
posibilidad de ocurrir un reflejo de la combinación de estrategias fenológicas o
reproductivas entre los hongos MA y sus hospedadoras existe (Bever et al., 1996;
Brundrett et al., 1999 b).
Entretanto se insta a encaminar acciones inmediatas para la realización de intensos
muestreos de rizosfera en las selvas bajas de México que por un lado no fuesen tan
dirigidos a una sola especie vegetal ni sus estructuras esporales puestas a propagar
solamente en cultivos-trampa, tal y como ocurrió en esta ocasión para cumplir con los
objetivos aquí trazados, y por el otro que abarcasen tanto la época seca como la
“húmeda” ya que con seguridad la sistematización propuesta ampliaría y
complementaría satisfactoriamente la información registrada.
No obstante el haber realizado las exploraciones en ecosistemas naturales del trópico
donde en este mismo instante se consignan como inexistentes (Varela y Trejo, 2001)
acrecienta el valor derivado del empeño esmerado para coadyuvar en el conocimiento
de la diversidad taxonómica de los hongos MA en México la cual es, en opinión de
Varela y Estrada-Torres (1997), posiblemente una de las más altas del mundo.
Con relación a lo denotado, a continuación se mencionan algunos datos que de
seguro sentarán las bases para subsecuentes indagaciones donde nuevamente se
aborde y contribuya a ampliar el insuficiente saber que aún se tiene de los
micosimbiontes y sus plantas huésped en la SBC de nuestro país en general, y de la
vertiente del Atlántico en particular.
5.2.1. Glomus intraradices Schenck & Smith Glomus intraradices fue descrita por Schenck & Smith en 1982, y consignada como
una de las especies más comunes en Florida.
126
Además la virtud que G. intraradices tiene para su asocio con especies como Carica
papaya, Lycopersicon esculentum, Apium graveolens var. dulce, Citrus sp., Arachis
glabrata, Stylosanthes sp., Zea mays, Phaseolus vulgaris, Fragraria chiloensis var.
ananassa, Daucus carota var. sativa, Solanum tuberosum, Hordeum vulgare, Avena
sativum y Triticum vulgare es realzada por Walker y Trappe (1993).
Algunas investigaciones recientes respaldan el hecho de que G. intraradices
ciertamente es prolífica pues sus esporas extrarradicales e intrarradiculares
(esterilizadas superficialmente con una solución de cloramina-T y estreptomicina,
sembradas en distintas diluciones de suelo:vermiculita + agar agua + ácido 2-(N-
monofolin) etano sulfónico (MES) poseen una gran capacidad germinativa
(Venedikian et al., 2002).
En nuestro país es inequívoca la persistencia de G. intraradices en matorrales
secundarios de Tlaxcala y SBC de Jalisco (Varela y Trejo, 2001), y por ello es la
primera vez que se le señala de parajes relícticos de selva decidua en los estados de
Veracruz, Campeche y Yucatán.
5.2.2. Glomus constrictum Trappe Esta especie fue descrita por Trappe (1977) con materiales recolectados en México
bajo Cocos nucifera, y posteriormente se hizo patente su habitual estancia en los
huertos de California del Sur (Nemec et al., 1981; Blaszkowski, 1989).
Menge et al., (1977) la catalogan un micosimbionte dominante en las raíces de
cítricos, y Miller et al., (1985) la han encontrado con regularidad en plantaciones de
manzano (Malus domestica) establecidas en varios Estados de la Unión Americana.
En Europa los primeros registros provienen de Polonia, donde se encontró en 49
(27.84%) de 176 muestras de suelo tomadas en plantas cultivadas y silvestres de 22
127
géneros y 25 especies pertenecientes a 10 familias botánicas35 (Blaszkowski, 1990), y
en nuestro país se ha particularizado de Hidalgo, Chiapas, Tabasco y Veracruz (Varela
y Trejo, 2001), pero no se le había mencionado para la SBC de Yucatán.
5.2.3. Sclerocystis sinuosa Gerdemann & Bakshi Sclerocystis sinuosa fue descrita en 1976 por Gerdemann y Bakshi, como resultado
del vasto estudio referido a las especies arbóreas de los bosques de la India que
mantienen contacto con las endomicorrizas nativas.
Dichos autores refieren que los esporocarpos se encontraron a lo largo del año en la
rizosfera y suelos de Agathis robusta, Cupressus torulosa, Podocarpus gracilior,
Acrocarpus fraxinifolius, Juniperus procera, Albizzia odoratissima, Cinnamomum
camphora, Diopyros peregrina, Fraxinus uhdei, Litsea glutinosa, Syzygium cumini,
Dalbergia sisoo, Tectona grandis, Taxodium mucronatum, Cryptomeria japonica y
Salix fragilis en los siguientes parajes indúes donde predominan las coníferas y los
rodales de madera dura: Dehra Dun, Nainital, Uttar Pradesh, Rajahmundry, Andhra
Pradesh, Godhra, Gujarat, Kulu y Sawra, Himachal Pradesh, Amarkantak y Bori, y
Madhya Pradesh.
En México S. sinuosa nada más se ha citado de Morelos y Tlaxcala (Varela y Trejo,
2001), y hasta ahora se le da a conocer de los ecosistemas naturales del trópico seco
de Veracruz, Campeche y Yucatán.
5.2.4. Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider Esta especie fue hallada en Nueva Zelanda (Hall, 1977) y posteriormente en la costa
central de California (Ames y Schneider, 1979). Estos últimos son quienes describen a
35 Anexo 10.
128
Entrophospora como nuevo género en la familia Endogonaceae, con E. infrequens
(Hall) Ames & Schneider como la especie tipo.
A la par Ames y Schneider (1979) dan a conocer que este endosimbionte se asocia
con álamos (Populus sp.) y cultivos de soya y maíz en Iowa, Illinois y Wisconsin
(EUA). También la han encontrado entre raíces de Macroptilium sp. en Florida
(Schenck y Smith, 1982), debajo de Bouteloua gracilis y Agropyron smithii en
Wyoming (Stahl y Christensen, 1982), y en pastos de praderas y trigo invernal
cultivado en Kansas (Hetrick y Bloom, 1983) y Agave spp. en las montañas de Santa
Catalina, Arizona (Bloss y Walker, 1987).
Los primeros registros para Europa provienen de suelos de Polonia recolectados en
sitios donde se desarrollan especies como Juniperus communis, Festuca rubra,
Sorghum sudanense, Trifolium repens, Rosa canina y un pasto no identificado
(Blaszkowski, 1989).
En México se le ha reportado exclusivamente de Tlaxcala (Varela y Trejo, 2001), sin
precisar si las muestras provienen de un sistema natural o manejado por el hombre.
Por ello, y al igual que lo sucedido con G. constrictum, es vez primera que se le
designa para la selva decidua del trópico seco de Yucatán.
5.3. Respuesta de Carica papaya a la inoculación con diferente número
de esporas de Glomus intraradices esterilizadas o no en su superficie
De entre las evidencias documentales consultadas para efectuar un bioensayo
preliminar donde sería posible elegir y obtener un inóculo esporal de hongos MA
adecuado para evaluar su eficiencia resaltan la acepción y los atributos denotados por
Sylvia (1998) (apartado 2.6) y las indicaciones de St. John (2000), así como los
129
argumentos de Mason et al., (2000 a) y de Smith et al., (2000) que la distinguen de
su innata cualidad infectiva.
Así y tras considerar que la colonización del sistema radical de una planta
seguramente depende de la dispersión estocástica de las esporas y de las eventuales
condiciones ocurrentes entre el hospedero, el suelo y el ambiente (Morton et al.,
1995; Mala, 2000), su abundancia a lo mejor no refleja la importancia funcional de un
determinado hongo MA en la simbiosis micorrizógena (Toro et al., 2000; Eom et al.,
2000). Sobre todo porque no siempre existe una relación clara entre el número de
esporas y la magnitud de colonización de una raíz en el campo (Ebbers et al., 1987;
Troeh y Loynachan, 2003).
Sin embargo Sylvia (1994), Feldmann et al., (1998) y St. John (2000) opinan que el
éxito de una inoculación obedece al contacto que el sistema radical creciente tiene
con las esporas introducidas en un sustrato y, en consecuencia y bajo este privativo
contexto, el inicio de la colonización de una raíz dependerá de la cantidad de esporas
ahí presentes.
Por otro lado y aunque el efecto de una densidad esporal depende, entre otros
factores, del hospedero (Cavalcante et al., 2002), una sola espora infectiva es capaz
de iniciar una asociación mutualista (Daft y Nicolson, 1969) o inóculos con gran
número de esporas viables promover niveles de colonización mayores (Burrows y
Pfleger, 2002).
En este sentido Al-Garni y Daft (1990) consideran que 4 esporas g-1 de suelo es una
concentración bastante alta, e Ingham (2003) estima que 1 a 5 esporas serían
suficientes para asegurar una colonización.
Con base a lo denotado a continuación se abordan y tratan de contextualizar las
variables medidas de este bioensayo:
130
5.3.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de papayo
Como era de esperarse, el crecimiento en altura en todas las plantas que recibieron
esporas superaron a las testigo a los 20 ddi (Figura 16), fecha en la que
probablemente la reciprocidad entre las plantas huésped y el hongo endófito se había
consumado.
En este sentido autores como Medina et al., (1988 a, b), Habte et al., (1987), Davies
et al., (1996) y Al-Karaki (1998) opinan que en muchas ocasiones y circunstancias el
establecimiento de una simbiosis micorrízica trae consigo una serie de cambios
fisiológicos y/o morfológicos en la planta hospedera que casi siempre las hace crecer
y responder con más éxito a las tensiones ambientales, en comparación con las
plantas no inoculadas.
Igualmente resultan valiosas las apreciaciones de Abbott y Robson (1985 a) al
asegurar que bajo circunstancias favorables Glomus intraradices consigue colonizar y
aumentar rápidamente la captación de P y Cu hacia su hospedero debido más que
nada a su acelerada producción de hifas extrarradicales.
Lo advertido concuerda con las declaraciones de Sylvia (1988; 1989), Cooperband et
al., (1994) y Cabello (1999) quienes estiman que el efecto inicial de la formación de
micorrizas se puede reflejar en el crecimiento del organismo hospedante, aunque hay
reportes donde la colonización redujo la altura. Principalmente si la disponibilidad de
P en el suelo es alta y los costos de la micotrofía exceden sus beneficios (Graham et
al., 1997; Johnson, 1998; Scullion et al., 1998), o bien su concentración en los
órganos de la planta es baja (Thomson et al., 1986).
En este caso los resultados obtenidos para la variable altura en cierto modo
concuerdan con los de Koomen et al., (1987) al concluir que los aislados nativos no
131
son necesariamente los más eficaces en cuanto a la respuesta micorrízica de
crecimiento se refiere, aun y cuando la evaluación se verifique en los suelos de su
origen.
Para Johnson et al., (1997), la ausencia de respuestas o disminuciones en el
crecimiento pueden sobrevenir dependiendo de las combinaciones y relaciones
individuales establecidas entre los simbiontes en el tiempo y en el espacio, donde las
condiciones de disponibilidad nutrimental, temperatura e intensidad de la luz hasta
cierto punto son determinantes.
En lo tocante al número de hojas, el análisis de varianza no logró establecer
diferencia significativa entre los tratamientos evaluados (P≤0.05) puesto que los
valores promedio obtenidos fueron de 5.5 para las plantas que no recibieron esporas
(testigo) y las que se inocularon con 10 y 50 esporas esterilizadas en su superficie.
Mas ello no dista mucho de los registrados en los tratamientos donde las esporas no
fueron acondicionadas y el resultado en las plantas de los tratamientos 10 eGise,
50 eGise y 100 eGise fue ligeramente superior al ya señalado (de 5.6, 5.7 y 5.7,
respectivamente).
Aun cuando en todos los documentos científicos consultados no se hace referencia al
número de hojas de las plantas huésped cuando se asocian con los hongos MA, bien
vale la pena resaltar que Janos (1980 a) tampoco halló significancia en cuanto al
promedio de hojas presentes en C. papaya después de cinco semanas de haber sido
inoculadas con raíces de cacao cortadas y esterilizadas.
Así, y pese a que ambos resultados no concuerdan con los de Smith et al., (2000) al
referir que las plantas de Medicago truncatula micorrizadas tuvieron cerca de 50%
más hojas que las plantas no inoculadas e indican que al asociarse con Scutellospora
calospora la variabilidad en el número de hojas fue menor que el mostrado con
132
Glomus caledonium, parece factible que ahondar en este particular aspecto pudiese
ser interesante en situaciones donde las plantas son urgidas de mecanismos alternos
y diversos que les permitan adaptarse a condiciones de sequía, entre las que
seguramente figura la reducción del área que se expone a la pérdida de agua por
transpiración (Davies et al., 1996).
5.3.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de papayo Si bien es cierto que la importancia de una simbiosis no puede inferirse solamente al
valorar aumentos de la biomasa en las plantas (Wilson y Hartnett, 1998), en la que
algunas veces incluso se manifiesta una depresión (Francis y Read, 1994), lo que si
parece irrefutable es que el carbono adicional fijado en una planta micorrizada se
convierte en materia seca (Bethlenfalvay et al., 1982; Tinker et al., 1994).
Por tal motivo es admisible la comparación de esta u otras medidas similares simples
de crecimiento entre las plantas inoculadas y su respectivo testigo (Harley, 1994).
En el caso que nos ocupa, las plantas del tratamiento 50 eGie fueron las que
mostraron una mayor capacidad para transformar la energía y las materias primas en
biomasa seca radical y aérea (Figs. 17 y 18).
Sin embargo en la primera de las variables citadas no existió diferencia estadística
entre los tratamientos evaluados, y en la segunda la separación de medias de Tukey
(P≤0.05) indicó que el mejor tratamiento para valorar la eficiencia de las distintas
morfoespecies seleccionadas en esta investigación fue el denominado 50 eGie (ver
descripción del tratamiento en el Cuadro 9).
Resultados similares expresan Scullion et al., (1998) quienes encontraron que
ordinariamente la colonización redujo la biomasa radical de los tréboles (Trifolium
repens L. cv. Menna). En contraste Aziz y Habte (1987) afirman que en función del
133
tiempo el peso seco de la biomasa aérea del caopí (Vigna unguiculata var. California
Black Eye) inoculado fue mayor que el de las no inoculadas.
De igual manera las plantas de Lotus corniculatus L. (Fabaceae) inoculadas lograron
incrementar su biomasa hasta 44 veces más en comparación con su testigo (Goverde
et al., 2000).
No obstante, y desde una perspectiva fundamentalmente ecológica, van der Heijden
et al., (1998 a, b) juzgan imprescindible conocer cual es el endófito que coloniza a
una determinada planta toda vez que su biomasa puede variar en función de las
morfoespecies de hongos MA que ocupan sus raíces.
En este bioensayo el área foliar de las plantas evaluadas no mostró diferencia
significativa entre los tratamientos (P≤0.05, Pr>F = 0.2129), lo cual posiblemente se
debió al poco tiempo transcurrido entre la inoculación y el inicio de la colonización
radical (20 días) e impidió se manifestasen cambios notorios en las plantas huésped.
Pero el haber registrado los valores más bajos para esta variable en las plantas
testigo (T1= 19.04 cm²) sugiere la existencia de algún mecanismo de respuesta
a la asociación con el micosimbionte, de entre los que sobresale la expansión
de la superficie fotosintética de las plantas huésped del tratamiento 50 eGie
(T5= 22.69 cm²).
La tendencia observada se apega a lo afirmado por Green et al., (1998), quienes
aseveran que la simbiosis micorrízica puede ocasionar cambios en algunos factores
foliares intrínsecos, entre los que justamente destaca el tamaño de las hojas en las
plantas huésped.
Así, y en este contexto, los registros de Amerian et al., (2001) confirman que el área
foliar de las plantas de maíz (Zea mays) inoculadas con Glomus mosseae y G.
134
intraradices definitivamente fue superior a la de las plantas no inoculadas (testigo),
aún bajo las condiciones de estrés moderado y severo a las que fueron sometidas
durante 98 días.
5.3.3. Colonización micorrízica en plantas de papayo La recolección de raíces permitió establecer que, al menos bajo las condiciones en las
que se llevaría a cabo este bioensayo, la colonización del morfotipo HMA en la planta
huésped elegida podría establecerse a partir de los 20 días después de la inoculación
con 50 propágulos fúngicos esterilizados en su superficie y colocados en su respectivo
contenedor donde el contacto con el sistema radical de los individuos trasplantados
sería factible (Cuadro 9 y Fig. 19).
Lo acontecido permitió discernir que el tratamiento 50 eGie sería el más adecuado
para valorar los posibles cambios morfológicos o fisiológicos que pudiesen mostrar C.
papaya y J. mexicana después de su asociación con las tres morfoespecies
seleccionadas.
No obstante el resultado obtenido parece no concordar con el de Sanders y Sheik
(1983) pues para ellos el inicio de la colonización está directamente relacionado con
la cantidad de propágulos fúngicos que se encuentran presentes en el suelo. Tal
apreciación de alguna manera es compartida por Nehl et al., (1999) al indicar que si
su densidad en el suelo es baja, entonces la micorrización es lenta.
Sin embargo ninguna ponderación derivada del presente bioensayo puede ser
concluyente dado que la intensidad de colonización porcentual de la morfoespecie de
G. intraradices, cuantificada en las raíces nutricias de C. papaya en cada uno de los
tratamientos evaluados fueron estadísticamente similares (Prueba de Kruskal-Wallis:
H= 5.300, P=0.5059).
135
Por lo pronto llama la atención detectar que una mayor capacidad infectiva del hongo
micorrizógeno no necesariamente se traduce en un dominio funcional, pues al
comparar el grado de colonización de las raíces en las plantas del tratamiento 50 eGise
(3.90%) con las del tratamiento 50 eGie (3.0%), la producción de biomasa seca
aérea y radical en las primeras fue menor (0.036 y 0.00579 g) respecto a la
almacenada en las segundas (0.043 y 0.00665 g) (Figs. 17 y 18).
Estos resultados coinciden con lo reportado por Hernández et al., (2000) quienes
precisan que Glomus mosseae fue capaz de promover pródigamente el crecimiento
de Vigna luteola sin importar que los porcentajes de colonización radical de
Scutellospora fulgida eran mayores.
Así que si el micelio extrarradical (o externo) comienza a desarrollarse profusamente
entonces el volumen de suelo explorado se incrementa, como lo consignan
Bentivenga et al., (1997), reciprocidad que muchas veces culmina en el desarrollo de
estructuras fúngicas específicas dentro de la raíz hospedera (Vierheilig et al., 2000 a),
lugar desde donde se espera que el micosimbionte realice su función.
Por esta razón el micelio formado podrá tener acceso a los nutrimentos del suelo que
no logran ser explorados por las raíces de una planta no inoculada (Bolan, 1991),
caso en el cual serían útiles de evaluar en investigaciones futuras la densidad,
distribución y actividad fisiológica del micelio (Hodge, 2000; Hart y Reader, 2002 a).
Ello puede ser de gran utilidad para determinar la eficiencia de un simbionte fúngico
en las fases tempranas del desarrollo de las plántulas, lo cual a juzgar por Green et
al., (1994) es importante de relacionar con el grado de colonización radical existente.
En consecuencia distinguir entre lo que se concibe como capacidad infectiva o
eficiencia es importante, ya que el primer término se refiere a la cantidad de
136
estructuras HMA que el hospedero presentan tras su colonización y el segundo a la
respuesta que tiene la planta a la colonización (Sylvia, 1998).
Lo predicho permite inferir que los hongos MA son capaces de diferir tanto en los
niveles de colonización de un sistema radical como en su impacto en la captación de
nutrimentos del suelo, las cuales son consideradas por Abbott y Robson (1981 b) sus
habilidades innatas.
5.4. Bioensayos de eficiencia en las plantas huésped Aunque ambas caricáceas fueron sensibles a la colonización endomicorrízica con las
tres morfoespecies de G. intraradices de procedencia geográfica distinta, los
tratamientos evaluados tanto en C. papaya como en J. mexicana mostraron una
igualdad estadística generalizada, lo cual concuerda con lo asentado por van der
Heijden et al., (2003) al no encontrar diferencia significativa en sus experimentos
donde valoraron tres taxa disímiles pertenecientes al mismo género (Glomus) pero
provinientes de una sola localidad geográfica de Suiza.
Mas lo apuntado es advertido por Hart y Klironomos (2002) y Hart y Reader (2002 b)
al indicar que la variación en el crecimiento parece ser mayor cuando se valoran
respuestas a nivel de género y no de aislados a nivel de morfoespecies.
Lo denotado probablemente se explica por la complementariedad de efectos y
estrategias que pueden existir entre hongos MA pertenecientes a distinto género
(Smith et al., 2000) la cual es una asepción que refuerza y armoniza con las
desigualdades apreciadas por Cooperband et al., (1994) al valorar el papel de los
hongos MA de plantaciones de cacao (donde dominan Acaulospora y Glomus) en tres
especies de la región tropical húmeda de Costa Rica: Erythrina berteroana, Paspalum
conjugatum y Homolepsis aturensis.
137
Mas numerosos estudios realizados con antelación habían demostrado que la
asociación entre distintas especies de hongos MA y plantas huésped eran capaces de
manifestar variaciones en su eficiencia (Cooperband et al., 1994), misma que en un
momento dado y en ciertas hospedadoras pudiere ser positiva, y menos significativas
o inclusive deletéreas en otras (Boerner, 1990; 1992; Perry et al., 1992; Tawaraya et
al., 1999).
5.4.1. Respuestas de Carica papaya 5.4.1.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de papayo Si bien para el crecimiento en la altura de las plantas el análisis estadístico estableció
diferencia significativa entre las testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y con
respecto al testigo 1 a partir de los 30 ddi (Cuadro 13), esta fue morfométricamente
visible hasta los 60, tal y como se indicó en el apartado 4.6.1.1. y se ilustró en la
Fig. 20.
Así, y de conformidad con las anotaciones puntualizadas en el apartado 5.3.1., era de
esperarse que las plantas del testigo 1 tuviesen un crecimiento en altura inferior al de
todas las demás (Fig. 20). Pues aparte de no haber contenido ningún inóculo esporal,
tampoco recibió el P adicionado a todos los demás tratamientos (testigo 2, 50 eGie V,
50 eGie C y 50 eGie Y) (Apartado 2.6 y Cuadro 10).
De esta manera, y después de que la aplicación de 0.100035 mg de fosfato de calcio
dibásico (CaHPO4) aportarían las 50 ppm de P que se deseaban en el sustrato de
cada uno de los contenedores donde se llevaría a cabo este bioensayo (contenedores
individuales convermex no. 16 con 450 g de sustrato [ver apartado 2.6]), el resultado
analítico de las muestras de laboratorio indicó que nada más estarían disponibles 13
ppm para las plantas debido a la peculiar inmovilización de P que caracteriza al suelo
utilizado para la preparación del sustrato (suelo nativo de SBC de Veracruz, con
138
trazas de material calcáreo), tal y como lo atestiguan los detallados análisis y
evaluación integral de sus características morfológicas, físicas, químicas y de fertilidad
de cada unidad y subunidad edáfica cartografiadas por Castañeda (2000).
No obstante, el nivel de fosfatos que quedó disponible en el suelo fue suficiente para
que las raíces de las plantas del testigo 2 buscasen la manera de procurarse la mayor
superficie de contacto posible con las fuentes del suelo donde pudiesen ser
absorbidos (Wild, 1992; Skene et al., 1996), suministro que en las plantas inoculadas
(50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y) se asume amplificaron las hifas extrarradicales de
los hongos MA al favorecer la biodisponibiliad del P intercambiable (Gianinazzi-
Pearson et al., 1981; Morel y Plenchette, 1994).
Tal actividad es atañida a las estructuras miceliares formadas en una colonización (Li
et al., 1991; Khan et al., 1995) que ha sido confirmada por varios autores, entre los
que figuran Hernández et al., (2000) al valorar la inoculación micorrízica en suelos
con una alta capacidad de fijación de P, nutrimento que con mucha frecuencia es el
menos móvil y disponible para ser aprovechado por las plantas, así como el principal
o incluso primer factor que limita su crecimiento (Jackson y Taylor, 1996; Hinsinger,
2001).
En sí, y desde el punto de vista de las peculiaridades indicadas, las plantas inoculadas
con las morfoespecies de hongos MA de Veracruz, Campeche y Yucatán despuntaron
de las del testigo 2 en incrementos en altura del 4.27, 5.41 y 3.13%,
respectivamente (Fig. 20).
Refiriéndose al número de hojas y las diferencias significativas que se presentaron a
partir de los 15 ddi (Cuadro 14) sobresale la superioridad entre las plantas del testigo
2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y con respecto a las del testigo 1. Supremacía
numérica que a los 45 ddi era evidente (>45% en todos los casos) y a los 60 ddi del
58.33, 62.50, 62.50 y 66.66%, respectivamente (Fig. 21).
139
Lo expuesto se convierte en un evento biológico que discrepa con los resultados de
Janos (1980 a) denotados en el apartado 5.3.1., los asemeja a los de Smith et al.,
(2000) y conmina a la realización de nuevas evaluaciones donde se determine con
precisión cuales son los factores que influyen en su disimilitud, aun cuando las
plantas se mantuvieron bajo condiciones controladas y a capacidad de campo. 5.4.1.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de papayo En cuanto a la biomasa aérea seca se refiere, la acumulada en las plantas del testigo
1 siempre fue inferior a la de los demás tratamientos (Fig. 22), lo cual se aviene
perfectamente a lo reportado por Bagayoko et al., (2000) en la interacción de caopí
(Vigna unguiculata), sorgo (Sorghum bicolor [L.] Moench) y mijo perla (Pennisetum
glaucum L.) con un aislado de Glomus mosseae bajo condiciones controladas y
disponibilidad de 10 ppm de P.
Por otro lado destacó la fijación de carbono en los tejidos de las plantas testigo 2 a
partir de los 15 ddi, misma que a los 60 ddi solo fue superada por el almacenamiento
de energía realizado en las plantas inoculadas con la morfoespecie de hongo MA de
Campeche (tratamiento 50 eGie C >20.96%), sin tomar en cuenta que las primeras
hayan producido mayor cantidad de biomasa radical seca (testigo 2 >21.42%, datos
no presentados) con respecto a la de estas últimas.
De esta forma dicho acontecimiento permite teorizar que el beneficio ciertamente
provino de las hifas producidas por dicha morfoespecie, y cuyo poder funcional y
absorbente fue definitivo para la apropiación más eficiente de agua y nutrimentos.
Con respecto al área foliar fue evidente que el incremento registrado en las plantas
de los testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y superó al de las testigo 1 a partir
de los 30 ddi. Asimismo que el área foliar de las plantas de C. papaya inoculadas con
la morfoespecie de hongo MA de Campeche fue la mayor de todas (Fig. 23), lo cual
140
directa e indiscutiblemente apoya la acotación revelada para la biomasa aérea seca
en este apartado.
5.4.1.3. Colonización micorrízica en plantas de papayo En este caso la detección de estructuras micorrízicas en las raíces de las plantas
inoculadas con las morfoespecies objeto de estudio fue positiva a partir de los 15 ddi
(Cuadro 18), aunque en esa fecha no se lograron observar vesículas en ninguna de
las preparaciones examinadas bajo un microscopio compuesto a 200X.
A partir de los 30 ddi la proliferación de hifas intrarradicales presentó un patrón
similar al de la formación de arbúsculos. Sin embargo a los 45 y 60 ddi la producción
de ambas estructuras fue excelsa en las morfoespecie de hongos MA de Campeche
(64.51 y 26.32% de hifas, y 51.77 y 20.77% de arbúsculos) y Yucatán (111.61 y
27.12 de hifas y 92.19 y 27.59 de arbúsculos) en comparación con la procedente de
Veracruz (Fig. 24 y 25).
Entre tanto, y al considerar a los arbúsculos como los mejores indicadores de la
intensidad del mutualismo (no sin controversia [Blee y Anderson, 1998; Bago, 2000])
por ser el sitio celular donde se lleva a cabo el intercambio bidireccional de
nutrimentos entre la planta y el hongo MA (Smith y Smith, 1990; Titus y Leps, 2000),
en verdad esta última fue la morfoespecie que en ambas fechas (45 y 60 ddi) los
produjo con mayor profusión (Fig. 27).
Por tal motivo era de esperarse que, tras haberles precedido una red hifal funcional y
un costo-beneficio equilibrados, fuesen precisamente estas las plantas más
beneficiadas en la interacción simbiótica.
En cambio si la reciprocidad no fuere compartida y se hubiese tornado más que nada
en un costo energético desmedido para el hospedero, con seguridad la presión de
141
selección se encargaría de reducir drástica e inmediatamente los niveles de
colonización en sus plantas huésped (Fitter, 1991; Fitter y Merryweather, 1992).
Así y sin objetar que la presencia de vesículas en las raíces de las plantas asociadas
con la morfoespecie de hongo MA de Veracruz no fue cuantiosa (entre 1.5 y 2.5%),
al menos superó a las otras dos morfoespecies asociadas con C. papaya a los 30 y 60
ddi (Fig. 26).
Mas discurrir si tras finalizar el experimento (60 ddi) tales hinchamientos (usualmente
terminales) de las hifas limitaron la acumulación de biomasa aérea (Figura 22) y
radical secas (<14.28%, <21.31% y <29.41% con respecto a las plantas de los
tratamientos 50 eGie C, 50eGie Y y testigo 2, pero >11.62% en comparación con las
testigo 1 [datos no presentados]) en sus hospedadoras, por ahora pudiere ser un
dislate.
La presunción que de momento se tiene es que las estructuras vesiculares operan en
el almacenaje de recursos (Johnson, 1993; Diouf et al., 2003) y son indicadoras de
consumo de carbono (Harrier, 2000), pese a que su funcionamiento y desempeño no
se han podido interpretar del todo debido a sus patrones de formación estacional en
campo (Fitter, 1991). Tal y como sucede con la diversidad funcional y fisiológica de
las demás estructuras fúngicas que se encuentran involucradas en la colonización
micorrízica dentro y a través de los ecosistemas (Allen et al., 1995).
5.4.1.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración en plantas de papayo Aunque la asimilación neta de CO2 y transpiración de las hojas no mostraron
diferencia significativa (ANOVA, P≤0.05), las tendencias registradas permiten inferir
que a los 60 ddi las plantas inoculadas con las distintas morfoespecies de hongos MA
asimilaron más CO2 en comparación con la síntesis de compuestos del carbono
ocurrida en las plantas de ambos testigos (Fig. 28). Propensión manifesta en las
142
morfoespecies de Campeche y Yucatán desde los 45 ddi, mas no en la de Veracruz
(Fig. 28).
Sin embargo dicha supremacía fotosintética (procedida de la regulación de sus
movimientos estomatales y la evaporación) lograron una transformación de materia
seca que durante todo el experimento superó solo a las plantas del testigo 1 y no a
las del testigo 2 (Fig. 22), las cuales fueron aventajadas por los efectos provenidos de
la morfoespecie de hongo MA de Campeche. Como oportunamente se indicó en el
apartado 5.4.2.
Lo ocurrido parece concordar con el reporte de Al-Karaki (1998) quien al comparar
plantas micorrizadas y no inoculadas descubrió que las asociadas con los HMA a
menudo eficientizan el uso de agua.
Por ese motivo, y sin ser los resultados obtenidos en este bioensayo una excepción,
al parecer todos los hongos MA evaluados fueron capaces de aumentar la habilidad
del sistema radical para absorber la humedad del suelo y, en correspondencia a la
apertura estomatal mantenida en las hojas, reforzar la producción de biomasa seca.
En sí la síntesis de materiales orgánicos aéreos fue más elocuente en las plantas
asociadas con la morfoespecie de Campeche (>20.96%, Fig. 22). Entre tanto las
diferencias encontradas en los tratamientos donde se evaluaron las morfoespecies de
Veracruz y Yucatán no trascendieron debido a la probable variabilidad en las
secuencias del gen ribosomal dable entre aislamientos de una misma morfoespecie
de distinto origen geográfico (Sanders et al., 1996). Condición que sin duda alguna
valdría la pena dilucidar más adelante.
5.4.1.5. Acumulación de P en la biomasa aérea de plantas de papayo El contenido de P en las plantas de C. papaya inoculadas superó al incorporado en las
plantas testigo a los 60 ddi (Figs. 31 y 32), lo cual coincide con las apreciaciones de
143
St. John (1996 b), Scullion et al., (1998), Aguilera-Gomez et al., (1999) y Sylvia
(1999) referentes a la eficiencia que los hongos MA ostentan para su absorción.
Del mismo modo Green et al., (1998) aseguran que la concentración de fosfatos en
las hojas de una planta micorrizada son parte de los cambios intrínsecos que los
micosimbiontes son capaces de producir a nivel foliar.
Los análisis de laboratorio determinaron que la morfoespecie de Yucatán fue la más
hábil de todas para incrementar la absorción de este nutrimento a los 30 y 60 ddi
(Fig. 31), resultado que de manera rotunda fortalece la presunción de que las
estructuras hifales y arbusculares favorecieron la incorporación y transferencia más
efectiva de P en las plantas huésped (Fig. 32).
Además se acrecentó la acumulación de materia seca radical (>27.08% que la
morfoespecie de Veracruz y >8.92% que la morfoespecie de Campeche), sin que ello
fuese necesariamente proporcional con la acumulación de biomasa aérea seca (Fig.
22).
Por este motivo, y basándose en las propuestas hechas por Boddington y Dodd
(1998) al comparar el desarrollo y actividad metabólica de las micorrizas formadas
por Acaulospora tuberculata (BEG41), Gigaspora rosea (BEG111) y Glomus manihots
(BEG112) en Pueraria phaseoloides L. (CIAT 9900) y Desmodium ovalifolium L. (IPB
13089), sería muy interesante puntualizar cuales son los mecanismos que controlan
la transferencia de los fosfatos hacia el hospedero.
5.4.1.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica De acuerdo con el concepto definitorio de Kahiluoto y Vestberg (1997) referente a la
virtud y facultad que los HMA pueden producir en pro o en contra de su planta
144
huésped, en esta ocasión la interacción fue positiva en todos los casos. Pero parece
incuestionable que la morfoespecie de hongo MA proveniente de Yucatán fue la más
eficaz de todas en virtud de la maximizada incorporación de P en las plantas huésped
durante todo el experimento (Figs. 31 y 32, Cuadro 22).
5.4.2. Respuestas de Jacaratia mexicana 5.4.2.1. Crecimiento en altura y número de hojas en plantas de bonete Aunque a los 120 ddi no hubo diferencia significativa entre los tratamientos para el
crecimiento en altura (ANOVA, P≤0.05), fue obvio que después de los 46 ddi esta
ciertamente fue mayor en las plantas de los tratamientos 50 eGie V, 50 eGie C y
50 eGie Y en comparación con las testigo 1 y 2 (Fig. 33). Así, al finalizar el
experimento (120 ddi) el incremento en la altura de las primeras (plantas inoculadas)
superó a la registrada en estas últimas (plantas no inoculadas) (Fig. 34).
De esta manera los resultados obtenidos para esta variable en la interacción de J.
mexicana con las morfoespecies evaluadas se avienen y ajustan con las acotaciones
mencionadas en el apartado 5.3.1. y los aspectos pormenorizados en el apartado
5.4.1.
Por esta razón era de esperarse que las plantas del testigo 1 tuviesen el menor
crecimiento en altura (Fig. 33). Ventaja que a partir de los 46 ddi se registró en las
plantas del testigo 2, las cuales fueron superadas a los 75 y 120 ddi en todas las
plantas inoculadas. Del orden de 2.33 y 19.06% en la morfoespecie de hongo MA de
Veracruz, de 3.27 y 5.11% en la de Campeche y de 3.03 y 5.81% en la de Yucatán,
respectivamente (Fig. 33).
En opinión de Wilson y Hartnett (1998) y Siqueira y Saggin-Júnior (2001) el registro
sistematizado de las plantas a la colonización con hongos MA aislados bajo
condiciones controladas es un valioso aporte donde no solo se determina la
145
importancia potencial de la simbiosis en la naturaleza, sino que también se convierte
en un meritorio primer paso encaminado hacia el entendimiento de la dinámica de los
ecosistemas terrestres y coyuntura propicia para el trópico seco mexicano donde al
menos J. mexicana es una especie típica que se encuentra en inminente peligro de
extinción.
Para el número de hojas no se encontró diferencia significativa entre los tratamientos
(ANOVA, P≤0.05) al finalizar el experimento (120 ddi). Y a lo sumo pudiere hacerse
hincapié en que a los 75 ddi las plantas del testigo 2, 50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y
aún poseían hojas, mientras que las del testigo 1 lucían totalmente defoliadas.
No obstante en la última fecha evaluada, las plantas de todos los tratamientos habían
perdido sus hojas a pesar de haber contado con humedad suficiente (capacidad de
campo) para realizar sus funciones vitales. Por lo tanto pudiere resultar muy
desacertado hacer conjeturas pues toda evidencia indica que J. mexicana es una
especie que se desprende de sus hojas durante la temporada seca, que se prolonga
hasta por 8 meses (octubre-mayo) en su hábitat natural.
De tal forma que sería indispensable indagar si solamente se trata de una estrategia
adaptativa que le permite aliviar el estrés hídrico, o bien se requiere determinar cuan
realmente es su dependencia hacia los HMA, y si los patrones fenológicos de esta
especie arbórea se encuentran relacionados con alguna de las funciones y/o cambios
en el balance fitohormonal que los hongos MA regulan en las plantas.
Ello pudiera complementar el trabajo realizado por Davies et al., (1996) en
laboratorio quienes demostraron que tal y como sucede en condiciones de campo, las
plantas que se asocian con hongos MA tienden a reforzar la abscisión de las hojas
para adaptarse a las condiciones de sequía, lo cual en definitiva le ayuda a mantener
un estado de hidratación potencialmente más favorable, amén de que se incrementa
el radio de acción de su raíz o el desarrollo de raíces laterales.
146
5.4.2.2. Biomasa seca y área foliar en plantas de bonete En relación con la biomasa aérea y radical seca solamente se determinó diferencia
significativa a los 15 ddi para la primera de las variables citadas (ANOVA, P≤0.05),
fecha donde las plantas del testigo 1 lograron acumular tal cantidad de materia
orgánica que logró superar a la de todas las demás (Fig. 35).
Circunstancia que si bien no tiene ninguna explicación argüible a una posible
heterogeneidad de las plántulas al momento de iniciar este bioensayo (toda vez que
los valores de altura [6.49 ±0.5 cm], diámetro [2.46 ±0.12 mm] y número de hojas
[0.99 ±0.02] fueron similares en todos los tratamientos), de modo alguno se vincula
con el área foliar que las plantas de ese tratamiento tuvieron en la fecha acotada
(Fig. 36) en la que solo fueron superadas por la superficie fotosintética desplegada en
las plantas del tratamiento 50 eGie Y (>8.41%).
A partir de los 30 ddi y hasta la finalización del experimento, en las plantas del testigo
1 los depósitos de energía fueron menores que los registrados en las plantas de los
tratamientos inoculados y en las del testigo 2 (Fig. 35), siendo precisamente en estas
últimas donde se concentró la mayor cantidad de biomasa aérea seca a los 120 ddi
(>36.04%).
En cuanto a las plantas inoculadas se refiere, la biomasa formada en las
interactuantes con la morfoespecie de hongo MA de Yucatán (>24.71%) superó a la
de Veracruz (>14.88%) y Campeche (>2.12%), secuencia que para la fecha indicada
coincidió con la biomasa radical seca acumulada en las plantas de los tratamientos
testigo 2 (>87.05%, la mayor) y 50 eGie C (>9.37%, la menor).
Al mismo tiempo y a pesar de que en los tratamientos 50 eGie V y 50 eGie Y el orden
de las ganancias en peso seco se invirtió (>39.06% y >17.10%), todos ellos fueron
preeminentes respecto a las plantas testigo 1.
147
Lo expresado hace suponer que las raíces procuraron una superficie mayor de
contacto con las fuentes de fosfato en el suelo y por ello la cabellera radicular
aumentó su volumen. Sin embargo el desarrollo de una elevada densidad de raíces
no fue suficiente para obtener un suministro adecuado de P hacia la planta, pese a
que su fuente de abastecimiento son también los fosfatos isotópicamente cambiables
del suelo (Morel y Plenchette, 1994) de tal manera que, al igual y como sucedió en
las plantas de C. papaya, las hifas de los hongos MA fueron valiosas para ampliar la
biodisponibiliad del P en las plantas de J. mexicana (Fig. 45).
Aun cuando la medición del sistema asimilatorio (área foliar) de una planta es una
variable que depende de la magnitud de las diferentes hojas para su cuantificación
(Goenaga y Singh, 1996), parece ser que su presencia en estas hospederas obedece
más a sus patrones fenológicos e interacción con las variaciones de humedad y
temperatura estacional que de las funciones y/o cambios en el balance fitohormonal
que los hongos MA pudiesen regular (ver comentarios plasmados en el apartado
5.5.1).
De esa manera el resultado obtenido solo marcó que las plantas del testigo 1 se
defoliaron antes que todas las demás (a los 75 ddi, Fig. 36), lo cual permite entender
que ello en cierto modo fue el resultado de una deficiente apropiación de recursos
que se tradujo en una biomasa aérea y radical secas que en comparación con la
acumulada en las plantas de los demás tratamientos fue menor a los 120 ddi (Fig.
35; <9.37%, <17.18%, <39.06% y <87.50% con respecto a las plantas de los
tratamientos 50 eGie C, 50eGie Y, 50eGie V y testigo 2 [datos no presentados]).
5.4.2.3. Colonización micorrízica en plantas de bonete Aunque las estructuras micorrízicas aparecieron en las raíces de todas las plantas de
los tratamientos inoculados (50 eGie V, 50 eGie C y 50 eGie Y), solamente a los 75 y
148
120 ddi hubo cierta similitud en los patrones de formación de hifas y arbúsculos en
las tres morfoespecies evaluadas (Figs. 37 y 38).
En cambio las vesículas se presentaron justamente en las dos fechas mencionadas y
sobre todo en proporción mayor dentro de las raíces colonizadas por la morfoespecie
de hongo MA de Veracruz a los 120 ddi (Fig. 39).
La opinión vertida por Titus y Leps (2000) sobre la intensidad del mutualismo
(apartado 5.4.3) y la de Smith et al., (2000) relativa al contenido de P y la promoción
del crecimiento en Medicago trunculata asociada con un aislado de Scutellospora
calospora no conviene del todo con la eficiencia de la morfoespecie de Yucatán para
la absorción de P en J. mexicana bajo las condiciones en las que se condujo este
experimento (Figs. 40, 44 y 45), a pesar de la progresiva producción de hifas
intrarradicales y arbúsculos mostrada durante todo el experimento (Fig. 38). Al
contrario, resultados similares a los aquí presentados son reportados por Dickson et
al., (1999 a, b) en Allium porrum y S. calospora.
De ahí se desprenden varias interrogantes que pudieren ser interesantes de abordar
para tratar de explicar las diferencias observadas en la respuesta de J. mexicana aún
bajo condiciones ambientales propias de su hábitat natural y asepsia total. Pues una
vez iniciada la colonización de una planta huésped es necesario reconocer que el
hongo micorrizógeno se mueve en dos ambientes contrastantes: El micelio interno
(MI) y el micelio externo (ME), relación ME/MI de gran importancia por cuanto es un
indicador de la actividad micorrízica (Guerrero, 1996).
En consecuencia el hongo MA tiene un componente interno y otro externo a la raíz
que parecen compartir características morfológicas y fisiológicas similares en las que
su simultánea acción frecuentemente complica su análisis. Las más de las veces
cuando se intenta progresar en el conocimiento y evaluación de los mecanismos y
149
causas que determinan la dualidad extra e intrarradical de las bases que rigen a la
simbiosis micorrizógena (Bago et al. 2000 c).
No obstante Bago et al., (1998 a) lograron describir en detalle el desarrollo de la fase
externa de la micorriza arbuscular, y señalan que si la simbiosis se establece con
éxito el hongo MA adquiere nuevo vigor y despliega profusamente en el medio sus
hifas exploradoras primarias. Mismas que dan origen a las hifas exploradoras de
órdenes superiores (secundarias, terciarias, etc.) que se bifurcan dicotómicamente
para dar lugar a las estructuras ramificadas de absorción (branched absorbing
structures, BAS) e incrementan aún más el volumen de suelo explorado (Bago et al.,
1998 b).
De esta manera favorecen la concretización de dos de las funciones más relevantes
del micelio externo: i) La búsqueda y captación de nutrimentos minerales, y ii) La
relación de las hifas extrarradicales con su entorno (Bago et al. 2000 c).
Ahora bien, y si estas últimas son responsables de los procesos de absorción y
transporte de P (Harrison y van Buursen, 1995), es factible que los resultados
obtenidos en la interacción simbiótica de las plantas huésped asociadas con la
morfoespecie de Yucatán pudieren estar relacionados con algunas propiedades
químicas, físicas y/o bióticas del suelo que afectaron el adecuado funcionamiento de
su micelio externo (Rabatin y Stinner, 1988; Morton y Bentivenga, 1994; Smith et al.,
1994) cuya producción es una capacidad innata en cada HMA (Abbott y Robson, 1985
a) y determinante en su eficiencia para promover la nutrición y el crecimiento de su
hospedante (Smith et al., 2000).
Por esta razón la inhabilidad de las hifas de la morfoespecie de hongo MA de Yucatán
para crecer, diseminarse y absorber los fosfatos bajo las condiciones específicas del
sustrato utilizado en la evaluación es una de las posibles causas que,
independientemente de la paulatina y creciente formación de arbúsculos registrada a
150
partir de los 15 ddi (Fig. 40), propiciaron un beneficio poco significativo para las
plantas de este tratamiento en cuanto a la producción de biomasa aérea (Fig. 35) y
radical seca (datos no presentados) se refiere.
De igual manera las plantas del tratamiento 5 (50 eGie Y) tuvieron el más bajo
contenido de P en sus hojas y tallo a los 30 ddi y 120 ddi (Fig. 44), y solo en esta
última lograron superar, por 200 ppm, a la actividad llevada a cabo por las plantas no
inoculadas del testigo 1 (Fig. 44).
Si bien Sylvia (1992) apunta la apremiante necesidad de clarificar la relación existente
entre la colonización radical, la producción de hifa externa y la respuesta de las
plantas huésped, resulta categórico reiterar que la captación de los nutrimentos y su
transporte son propiedades atribuibles a la hifa extrarradical (Morton y Bentivenga,
1994), misma que en un hongo MA efectivo puede llegar a mejorar el desarrollo del
hospedante en forma directa o indirecta (Bago et al., 2000 c).
Así es posible que el genotipo del hospedante fuese un factor decisivo en la
inmediata respuesta a la micorrización en términos del costo-beneficio total de C (o
P) usado(s) en la simbiosis (Smith et al., 1994), ya que las plantas inoculadas con
esta morfoespecie fueron las menos eficientes para absorber P de entre todos los
tratamientos evaluados, inclusive por debajo del efectuado por las plantas no
inoculadas (Fig. 45) y, en consecuencia y basándose en las premisas de Marschner y
Dell (1994), ambas características (las del suelo y la planta) influyeron en el flujo
difusivo de los fosfatos hacia las superficies radiculares de estas plantas huésped.
Por ello hubiese sido interesante discurrir que la principal respuesta de la planta
hospedera a la colonización MA no se limita solo a una mejora en la nutrición por P
(Bethlenfalvay et al., 1989; Marschner y Dell, 1994) y que los demás efectos son
simplemente beneficios laterales o adicionales (Guerrero, 1996). Sobre todo porque la
simbiosis micorrízica puede ser efectiva al protegerla contra patógenos del suelo y
151
condiciones de estrés, así como incrementar la agregación de las partículas del suelo
y su estabilidad, cualidades en las que el desarrollo hifal es fundamental (Bago et al.,
2000 c).
Lo denotado hasta cierto punto constata que las afirmaciones de Guerrero (1996) y
Miller et al., (1999) (apartado 5.1) también son aplicables a las interacciones que se
suscitan en un ambiente controlado, tal y como sucedió en este caso. Y en cierta
medida conlleva a retomar la proposición de Cooper (1984) donde manifiesta que
aún no está claro si los efectos observados en la absorción de otros nutrimentos
distintos al P, relaciones hídricas y alteración en los niveles hormonales son
propiciados directamente por el hongo MA, o indirectamente por alguna alteración
fisiológica en el hospedero derivada de la mejora en la nutrición de P.
5.4.2.4. Asimilación neta de CO2 y transpiración en plantas de bonete Aunque las proporciones de asimilación neta de CO2 (fotosíntesis y respiración) y de
transpiración (apertura estomática y evaporación) de las hojas medidas in situ no
mostraron diferencias estadísticamente significativas (exceptuando la conductancia
estomática y evaporación a los 75 ddi) (Cuadro 27), las tendencias observadas
claramente revelan que a partir de los 15 ddi la asimilación neta de CO2 en las
plantas del testigo 1 y 2 en todo momento fue menor a la registrada en las plantas
inoculadas. Los cuales con seguridad pueden relacionarse con el incremento en su
tasa fotosintética, tal y como en sus respectivos estudios lo refieren Allen et al.,
(1981), Druge y Schonbeck (1992), y Davies et al., (1996) para las plantas
micorrizadas.
Al respecto Ruiz-Lozano et al., (1995) y Louche-Tessandier et al., (1999) indican que
de entre los beneficios ocurridos en una asociación micorrízica destaca la
estimulación fotosintética para la captura de carbono que podría compensar la
transferencia continua que el micosimbionte demanda de su hospedera.
152
Por esto las apreciaciones de Martins et al., (1997) adquieren relevancia al considerar
que el cociente respiratorio (cantidad de CO2 empleado en la respiración como un
porcentaje de la cantidad de CO2 ganado en la fotosíntesis) muestra que incluso con
la mengua del carbono destinado para el hongo MA, las plantas micorrizadas logran
una ganancia y balance favorables que les posibilita “equilibrar la pérdida”.
De este modo si la productividad tiende a ser inmejorable cuando las plantas
micorrizadas exhiben una alta tasa fotosintética y las proporciones respiratorias más
bajas (Martins et al., 1997), es posible entender el porqué a partir de la exitosa
colonización de sus raíces las plantas de los tratamientos 50 eGie V, 50 eGie C y
50 eGie Y (tratamientos inoculados) comenzaron a asimilar mayor cantidad de CO2 y
a manifestar gradualmente su superioridad en altura (Figs. 33 y 34) en comparación
con las plantas de los testigos (Fig. 41).
En este caso tal comportamiento preponderó con una mayor cantidad de biomasa
aérea seca acumulada en las plantas de los tratamientos inoculados y en las del
testigo 2 respecto a la producida en las plantas del testigo 1 (Fig. 35).
En las Figs. 42 y 43 se puede apreciar que la conductancia estomatal y evaporación
de agua en las hojas mostradas por las plantas del testigo 1 fue poco eficiente y, por
lo tanto, su actividad y equilibrio energético quedaron muy por debajo del
funcionamiento registrado tanto en las plantas de los tratamientos inoculados como
en las del tratamiento 2. Mismas que, pese a la mayor inversión de recursos
destinados para su crecimiento y desarrollo, finalmente mostraron un mejor balance
costo-beneficio derivado de la superioridad fotosintética que redundó en su porte y
sanidad. 5.4.2.5. Acumulación de P en la biomasa aérea de plantas de bonete Respecto a la acumulación de P en la biomasa aérea de J. mexicana vale la pena
enfatizar los dos aspectos siguientes: 1) Que la morfoespecie de Campeche fue la
153
más hábil de todas para incrementar la absorción de dicho nutrimento bajo las
condiciones ambientales en las que se condujo este experimento, y 2) Que a los
30 ddi la morfoespecie de Yucatán resultó ser menos eficiente para capturar P
(3,000 ppm) en comparación a la consumada en las plantas de los tratamientos
50 eGie V (3,300 ppm), testigo 2 (3,300 ppm) y testigo 1 (3,500 ppm), si bien a
estas últimas lograron superarlas en apenas 9.52% a los 120 ddi (Fig. 44).
Aunque en diversos estudios se ha demostrado que la incorporación de fósforo
mejora la fisiología de las hospedadoras y, por ende, su crecimiento y desarrollo se
ve comúnmente favorecido (Kling, 1997; Valencia et al., 2000), Johnson et al.,
(1997) y Smith et al., (2000) aseguran que tales acontecimientos en realidad no son
un hecho consumado, tal y como sucedió en este bioensayo.
La multiplicidad de factores bióticos y abióticos conjugados alrededor de sus hojas y
raíces juegan un papel fundamental en las relaciones fisiológicas hongo MA-plantas
huésped, de tal suerte que su metabolismo carbonado estará recíprocamente
controlado durante la simbiosis (Shachar-Hill et al., 1995) y de ello dependerá el éxito
o el fracaso de la interacción. En este sentido Augé (2001) ha enfatizado que a
menudo la hidratación de los tejidos y el intercambio de CO2 y O2 en las hojas, la
absorción de fósforo y el crecimiento de los hospederos derivados de una asociación
micorrízica puede ser una circunstancia sutil, transitoria y probablemente muy
específica de cada simbionte que, a final de cuentas, repercuten de manera
sustancial en su habilidad competitiva y en su sanidad.
5.4.2.6. Eficiencia de la simbiosis micorrízica En este caso la eficiencia de la micorrización estimada (véanse apartados 3.8.2.1.3. y
4.6.1.6) demostró que la morfoespecie proveniente de Campeche promovió la
absorción de P en las plantas huésped durante los 120 días en que ambos
154
organismos mantuvieron su relación simbiótica (Cuadro 30), lo cual sugiere que esta
fue la más eficaz de todas.
Sin embargo, y de acuerdo con los resultados obtenidos en este bioensayo, es obvio
que los efectos derivados de la absorción de fósforo en una asociación micorrízica no
en todas las ocasiones redunda en el crecimiento y acumulación de biomasa de los
hospederos, consideraciones que coinciden totalmente con lo señalado por Augé
(2001).
155
6. CONCLUSIONES Basándose en los resultados obtenidos en el presente estudio se llegaron a las
siguientes conclusiones:
• Jacaratia mexicana es una especie arbórea que durante las fases iniciales de
su desarrollo y bajo circunstancias favorables fue capaz de asociarse con los
HMA del consorcio MTZ-1 formado por Glomus mosseae, G. macrocarpum, G.
geosporum, Glomus sp., Gigaspora sp. y Acaulospora sp.
• De acuerdo con las variables morfológicas y fisiológicas registradas, y bajo las
condiciones en las que se llevaron a cabo estos bioensayos, el análisis
estadístico de los datos provee una clara evidencia para aseverar que las
distintas morfoespecies de HMA evaluadas no mostraron diferencia
significativa en su eficiencia para promover la absorción de fósforo.
156
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200
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201
8. ANEXOS
ANEXO 1
Características macroscópicas y microscópicas de la madera de Jacaratia mexicana
Características macroscópicas de la madera de Jacaratia mexicana.
Color de la albura
Color del duramen
Lustre Textura Grano Dureza Otros Gravedad específica
Tejido blanquecino
--- --- --- --- Muy blanda
y acuosa
Prácticamente no hay madera
---
Fuente: Barajas-Morales y León (1989)
Características microscópicasŦ de la madera de Jacaratia mexicana
Vasos Parénquima axial Porosidad Diámetro(µm) Agrupación Tipo Distribución
Difusa 230 1, 2 y 3 Paratraqueal, apotraqueal
Vasicéntrico, bandas uniseriadas
Características microscópicas... (continuación)
Radios Tipo Series
Otros
Homocelulares 10 a + Sin fibras, parénquima axial Fuente: Barajas-Morales y León (1989).
Ŧ Terminología recomendada por el Comité de Nomenclatura de la Asociación Internacional de Anatomistas de la Madera (IAWA, 1957). IAWA, 1957. Committee on the Nomenclature; Multilingual glossary of terms used in wood anatomy. Tropical Woods,107, 1-36.
202
ANEXO 2
¿Qué es la Biblioteca Virtual (Consorcio de Bibliotecas del Sureste)? La Biblioteca Virtual es un conjunto de fuentes electrónicas de información que diariamente se actualiza y a través de ella es posible recuperar textos completos y citas referenciales de todas las áreas del conocimiento que provienen de miles de publicaciones académicas, arbitradas y de divulgación, las cuales se convierten en una herramienta capaz de hacernos entrever el estado actual del conocimiento generado hasta el momento en torno a un tema de investigación. Así, cualquier base de datos, centro de recursos o publicación electrónica disponible en las instalaciones del Instituto de Ecología A.C. (I. de E.) y/o en la Unidad de Servicios Bibliotecarios y de Información (USBI) de la Universidad Veracruzana (ambas ubicadas en la ciudad de Xalapa, Veracruz, México) puede ser consultada las 24 horas de los 365 días del año, entre ellas: Expanded Academic ASAP. Contiene 2,300 revistas académicas publicadas desde 1980 a la fecha, de las cuales 1,300 se encuentran en texto completo y con imágenes. Se actualiza diariamente y a la fecha tiene más de 8 millones de documentos (Se encontraba disponible en el I. de E.). CSA Complete Collection. Editor de bases de datos bibliográficas en ciencia y tecnología más prestigiado del mundo donde se pueden consultar datos con una amplia cobertura sobre ciencias biológicas, ingeniería y tecnología, medio ambiente y conferencias científicas, entre otras. Adicionalmente se tiene accesibilidad a dos bases de datos especializados: MEDLINE y TOXLINEŦ (Se encontraba disponible en el I. de E.). American Chemical SocietyŦŦ. Sociedad científica más grande del mundo y editor más importante de información en el área de la química. Su División de Publicaciones edita más de 30 títulos de revistas, las más citadas y las de mayor factor de impacto en sus respectivas categorías, de las cuales 14 ocupan el primer lugar en 24 áreas temáticas disponibles en texto completo y ligas a sitios importantes a nivel mundial, entre los que destaca el ChemPort (División de Publicaciones de American Chemical Society) (Se encontraba disponible en el I. de E. y en la USBI). Academic Search Elite. Contiene índices y resúmenes desde 1984 para más de 2 750 títulos de publicaciones en diversas disciplinas académicas, entre ellas Ciencia y Tecnología. Con texto completo son 1 600 (en su mayoría [1 162] arbitrados desde 1990 ), y su actualización es diaria (Se encontraba disponible en la USBI).
Ŧ, ŦŦ En este caso importantes de consultar debido a los reportes de uso potencial de J. mexicana en la industria farmacéutica y alimentaria.
203
ANEXO 2 (Continuación...)
Academic Search Premier. Es la base de datos Académica más grande del mundo. Contiene índices y resúmenes desde 1984, y en algunos casos se remonta al año 1965, de más de 4 300 títulos de revistas en diversas disciplinas, entre ellas Ciencia y Tecnología. Con texto completo más de 3 350, de los cuales 2 560 son títulos arbitrados. Su actualización es diaria (Se encontraba disponible en la USBI). Asimismo, destaca la búsqueda hecha en los siguientes bancos de datos: ISI Web of Science (Science Citation Index Expanded [SCI-Expanded 1992-2002]), Cambdridge Scientific Abstract Internet Database Service (Áreas temáticas: Agrícola, Biological Sciences, Plant Science y Microbiology Abstracts), Annual Review of Microbiology, Annual Review of Plant Biology, Mycorrhizal Information Exchange (Sitio de búsqueda especializada del INVAM [International Culture Collection of Arbuscular & Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Fungi]), Gale Group- InfoTeac one file (1980-2002), Journal of Agricultural and Food Chemistry, Journal of Natural Products, Biochemistry, Chemical Reviews y Kluwer Academic on line, entre otras. Finalmente destaca la minuciosa exploración hecha en las publicaciones periódicas (Current Contents sobre Agricultura, Biología y Ciencias Ambientales [1992-2002] impresos y/o electrónicos) del Instituto para la Información Científica (ISI, por sus siglas en inglés) en las que se incluyen citas sobre tópicos relacionados con diversas áreas del conocimiento tales como Microbiología Aplicada, Micología, Biotecnología, Agronomía, Ecología, Biodiversidad y Conservación de Recursos Naturales, Silvicultura y Ciencia Vegetal, entre otras.
204
ANEXO 3
Prueba para determinar la inmunidad intrínseca de las especies vegetales a la colonización micorrizógena
(Método de Tester et al., 1987Ŧ)
1. La prueba de inmunidad micorrizógena de Tester et al. (1987) básicamente consiste en promover el contacto entre los simbiontes bajo condiciones favorables que coadyuven para con la colonización de las raíces de una planta hospedera y la formación de micorrizas.
Ŧ Tester, M., Smith, S.E., y Smith, F.A. (1987). The phenomenon of "nonmycorrhizal" plants. Canadian Journal of Botany, 65, 419-431.
Recolección de frutos y obtención de las semillas de J. mexicana (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)
Germinación, trasplante e inoculación con propágulos 100% infectivos (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)
1
2
3
Estructuras de hongos formadores de micorriza arbuscular en J. mexicana (Fotografías: Ramón Zulueta Rodríguez)
205
ANEXO 4
Técnica de tinción de raíces (Método de Phillips y Hayman, 1970)
1. Lavar las raíces con agua de la llave para separar las partículas de suelo adheridas 2. Cortar las raíces en fragmentos de aproximadamente 1 cm y colocarlas en un tubo
de ensaye 3. Añadir KOH al 10% hasta cubrir las raíces 4. Colocar a baño María el tiempo necesario hasta que al tomar las raíces con una
aguja de disección éstas se doblen 5. Decantar el KOH y lavar abundantemente con agua de la llave hasta eliminar todo
el KOH y el agua salga clara 6. Añadir HCl 0.1N y dejar actuar de 5 a 10 min 7. Decantar el HCl y agregar azul de tripano al 0.05% diluido en ácido láctico 8. Calentar en autoclave 10 min a 121°C 9. Retirar el exceso de colorante y conservarlas inmersas en ácido láctico hasta el
momento de su observación al microscopio.
206
ANEXO 5
Técnica para la cuantificación de una raíz endófita (Método de McGonigle et al., 1990Ŧ)
1. Poner la preparación en la lámina portaobjetos de un microscopio compuesto equipado con una retícula ocular en cruz 2. Examinar metódicamente un eje de la retícula alineada con el eje largo de cada raíz localizada 3. Para hacer un conteo porcentual simple de una raíz colonizada por el endofito micorrízico (% RLC), cada vez que una porción longitudinal de la raíz es hallada se considera su presencia o ausencia si alguna de sus estructuras es tocada por el eje de la retícula que cruza a la raíz 4. Uno puede anotar el número de hifas y los punto de contacto (o de entrada), los arbúsculos y las vesículas que se encuentren y observen por el eje de la retícula 5. Es posible lograr una estimación razonable del % RLC en 25 intersecciones por cada preparación, aunque la exactitud será mayor si en cada una de ellas se logran hacer 100 observaciones 6. Los conteos realizados se expresan como porcentajes, de la manera siguiente: % RLC = 100 x Número de intersecciones con endofito Número total de intersecciones contadas
Ŧ McGonigle, T.P., Miller, M.H., Evans, D.G., Fairchild, G.L., y Swan, J.A. (1990). A method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 115, 495-501.
207
ANEXO 6
Técnica de tamizado húmedo y decantación para la separación de esporas del suelo (Gerdemann y Nicolson, 1963Ŧ)
1. Pesar 50 g de suelo húmedo, y colocarlo en un vaso de precipitados de 1000 mL. Si se pretende determinar el número de esporas, se aconseja que el peso de suelo tamizado se correlacione con el peso seco de la muestra.
2. Agregar agua de la llave hasta las ¾ partes, y agitar vigorosamente con una varilla de vidrio
3. Dejar reposar de 10 a 20 segundos y decantar el sobrenadante a través de una serie de 3-5 tamices con abertura de malla de 40 a 500 µm. La operación se deberá repetir un mínimo de 5 veces. Sin embargo, y solo en caso de que el suelo llegase a tener partículas de materia orgánica muy grandes, se considera factible utilizar un tamiz con malla de 800 µm.
4. Recoger el suelo de cada uno de los tamices con un poco de agua, y colocarlo en cajas de Petri
5. Sacar las esporas con ayuda de una pipeta Pasteur Si el suelo con el que se trabaja tiene gran cantidad de materia orgánica, ésta se puede reducir mediante la utilización de un gradiente de sacarosa, para lo cual a la muestra obtenida se le deberá procesar de la manera siguiente (Daniels y Skipper, 1982ŦŦ):
1. Adicionar 15 mL de una solución de sacarosa al 20% a tubos de centrífuga de 50 mL
2. Agregar con mucha precaución e introducir la pipeta hasta el fondo 12 mL de una solución de sacarosa al 60%, cuidando que ésta quede en el fondo
3. Adicional de 10 a 15 mL del suelo tamizado en el punto 3 de la técnica anterior 4. Centrifugar durante 3 min a 1000 rpm 5. Decantar el sobrenadante a través de un tamiz pequeño y con número de
malla de 22 µm 6. Lavar con agua de la llave hasta eliminar la sacarosa 7. Vaciar el tamizado a cajas de Petri, utilizando un poco de agua 8. Sacar las esporas con ayuda de una pipeta Pasteur
Ŧ Gerdemann, J.W., y Nicolson, T.H. (1963). Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society, 46, 235-244. ŦŦ Daniels, B.A., y Skipper, H.D. (1982). Methods for the recovery and quantitative estimation of propagules from soil. En N.C. Shenck (Ed.). Methods and principles of mycorrhizal research (pp. 29-35). St. Paul (USA): American Phytopathological Society.
208
Lavado con agua estéril
ANEXO 7
Técnica para la esterilización de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Bago et al., 2000 bŦ)
1. Esterilizar el material ha utilizar en autoclave, o bien en olla de presión (18
libras x 18 min): Cajas de Petri, pinzas de disección, pinzas para atrapar esporas, etc.
2. En la campana de flujo laminar: a) Colocar las cajas de Petri estériles, y b) Con las sustancias indicadas y en los tiempos señalados realizar el lavado de las esporasŦŦ que previamente se han vertido en un pequeño tamiz con membrana millipore type HA de 0.40 ó 0.44 µm, y desinfectado con hipoclorito de sodio (50% x 30 min) de la manera siguiente:
Ŧ Bago, B., Azcón, C., Varela F., L., Amora L., E., y Alarcón, A. (2000 b, septiembre). Integrando morfología y función de hongos micorrízicos arbusculares. Curso teórico-práctico impartido en la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional, México, D.F. 34 p. Adaptado en el Área de Microbiología del Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas, Montecillo, Estado de México, México, 2001. ŦŦ En este caso las cajas de Petri y su contenido se fueron cambiando y preparando de nuevo para el respectivo tratamiento de cada una de las procedencias que se pretendían evaluar.
Solución con antibióticos Estreptomicina 200µg mL-1 Gentamicina 100 µg mL-1
20 min
1 min
1 min
1 min
1 min
1 min
Listas para la inoculación
Agua estéril +
1 gota Tween 80 1 min
Cloro 2.5% 2 a 5 min
Tamiz con las esporas elegidas para la esterilización de su superficie
209
ANEXO 8
Técnica para el establecimiento de cultivos-trampa a partir de esporas de hongos formadores de micorriza arbuscular (Método de Brundrett et al., 1994, 1996Ŧ)
Ŧ Brundrett, M., Melville, L., y Peterson, L. (Eds.). (1994). Practical methods in mycorrhiza research. Mycologue Publications, Canadá. 161 p.; Brundrett, M., Bougher, N., Dell, B., Grove, T., y Malajczuk, N. (1996). Working with mycorrhizas in forestry and agriculture (Monograph Series 32). Canberra: CIAR. 374 p.
Las esporas son depositadas en macetas que contienen sustrato esterilizado con vapor (3), donde se ponen a crecer las plantas hospederas (4)
(Dibujos tomados de Brundrett et al., 1996)
(4)
(3)
Después de haber separado a las esporas del suelo (1), se les selecciona y aparta en grupos discretos (2) de acuerdo con su morfotipo (tamaño, color, etcétera) bajo un
microscopio de disección (o estereoscópico)
Morfotipos definidos (1) (2)
Pinzas o tenacillas metálicas Clavija de madera Pincel para pintar
[1]
[3] [2]
[3[1 [2
210
ANEXO 9
Solución nutritiva de Hoagland Solución nutritiva de Hoagland, menos fósforo, modificada en su fórmula original por
Fernández y Johnson (1986) al contener Fe en forma de quelato. Compuesto Concentración Cantidad de soluciones
madre, en mL, para 1 L de solución nutritiva
Ca(NO3)2 4H2O 1 M (236 g/1) 5 KNO3 1 M (101 g/1) 5 MgSO4 7H2O 1 M (246.50 g/1) 2 Quelato de FeŦ 5 000 ppm de Fe 1 MicronutrimentosŦ Ŧ --- 1 KCl 1 M (74.55 g/1) 1 Ŧ Solución que contiene 25 g de FeSO4; 7H2O, 26 g de etilenodiaminetracetato de sodio (Na2 EDTA);
14 g NaOH, en 1 L de agua destilada. ŦŦ Solución de microelementos (Mn, B, Zn, Cu, Mo) con la composición siguiente: MnCl2: 1.81 g;
H3BO3: 2.86 g; ZnSO4 7H2O: 0.22 g; CuSO4 5H2O: 0.88 g; H2MoO4: 0.09 g; 1 L de agua destilada.
211
ANEXO 10
Especies de plantas asociadas con Glomus constrictum en Polonia. Familia botánicaŦ Especie Aceraceae Acer palmatum Buxaceae Buxus sempervirens Asteraceae (Compositae) Petasites officinalis Cupressaceae Juniperus communis Cupressaceae Thuja occidentalis Poaceae (Gramineae) Avena sativa Poaceae (Gramineae) Corynephorus canescens Poaceae (Gramineae) Festuca ovina Poaceae (Gramineae) Festuca rubra Poaceae (Gramineae) Glyceria aquatica Poaceae (Gramineae) Helictotrichon pubescens Poaceae (Gramineae) Hordeum vulgare Poaceae (Gramineae) Sorghum sudanense Poaceae (Gramineae) Triticum aestivum Poaceae (Gramineae) Triticum secalum Poaceae (Gramineae) Triticum vulgare Fabaceae (Leguminosae) Medicago sativa Alliaceae (Liliaceae) Allium schoenoprasum Rosaceae Cratagus momogyna Rosaceae Malus domestica Rosaceae Rosa canina Rosaceae Rubus idaeus Salicaceae Salíx caprea Apiaceae (Umbelliferae) Apium graveolens Apiaceae (Umbelliferae) Heracleum sphondylium Fuente: Blaszkowski, J. (1990). Polish Endogonaceae (V). Glomus constrictum. Cryptogamic
Botany, 1, 360-364.ŦLa organización de las familias botánicas se ha redefinido en base a la clasificación de Takhtajan (1997).