appréciation de la densité parasitaire réelle et de la
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REPUBLIQUE DU BENIN
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MINISTERE D’ETAT CHARGE DES ENSEIGNEMENTS SUPERIEURS
ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
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Département : Génie de Biologie Humaine
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Option : Analyses Biomédicales
RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE
LICENCE PROFESSIONNELLE
Réalisé par :
Bayo Didier DJOSSOU
Sous la supervision de :
Tuteur : Superviseur :
Mme Aurelle A. ADJILE, Inspectrice
d’actions Sanitaires au CHU-MEL.
Docteur Pascal S. ATCHADE, PhD
Parasitologie mycologie -physiopathologie-
Médecine tropicale -Maître-Assistant des
Universités (CAMES)
ANNEE ACADEMIQUE 2014-2015
8ème promotion de License Professionnelle
Appréciation de la densité parasitaire réelle et
de la densité parasitaire standard au cours du
paludisme chez les patients consultant le Centre
Hospitalier Universitaire de la Mère et de
l’Enfant Lagune (CHU-MEL).
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
Réalisé et soutenu par Bayo Didier DJOSSOU
ii
REPUBLIQUE DU BENIN
********
MINISTERE D’ETAT CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET
DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
*******
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
*******
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
Composition de Jury :
Présidente :
Pr YEHOUENOU A. PAZOU Elisabeth,
Maître de Conférences des Universités (C.A.M.E.S),
Enseignante chercheure,
EPAC/UAC.
Examinateur :
Dr Casmir AKPOVI,
Maître-Assistant des Universités (C.A.M.E.S),
Enseignant chercheur,
EPAC/UAC.
Superviseur :
Dr Pascal S. ATCHADE,
Maître-Assistant des Universités (C.A.M.E.S),
Enseignant chercheur,
EPAC/UAC.
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iii
REPUBLIQUE DU BENIN
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MINISTERE D’ETAT CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET
DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
*******
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
*******
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
DIRECTEUR :
Prof. Mohamed M. SOUMANOU
CHEF DE DEPARTEMENT :
Dr. Casmir AKPOVI
DIRECTEUR ADJOINT :
Prof. Clément BONOU
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iv
DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH)
Années Académiques : 2012-2015
Enseignants permanents
N° Prénoms et Noms Matières
01 Cyrille ADISSODA Anglais
02 Angèle Théodora AHOYO Microbiologie Générale et Microbiologie Médicale
03 Casimir D. AKPOVI Physiologie Humaine, Biologie Cellulaire, Biochimie
métabolique
04 Eugénie ANAGO Biochimie Structurale, Biochimie Métabolique,
Biologie Moléculaire
05 Sylvère ANAGONOU Education Physique et Sportive
06 Guy Alain ALITONOU Chimie Générale et Chimie Organique
07 Pascal ATCHADE Parasitologie
08 Honoré BANKOLE Microbiologie Générale, Bactériologie Appliquée
09 Noël DESSOUASSI Biophysiques des solutions
10 Cyriaque DOSSOU Technique d’Expression et Méthodes de
Communication
11 Hubert HOUNSOSSOU Anatomie, Biométrie, Biostatistique
12 Frédéric LOKO Biochimie Générale et Biochimie Clinique
13 Evelyne LOZES Immunologie Générale et Equipements Biomédicaux
14 Hospice SECLONDE Esprit de Leadership, Immuno-Hématologie et
Transfusion Sanguine
15 Julien A. G. SEGBO Biochimie Métabolique et Biologie Moléculaire et
Biochimie Clinique
16 Adolphe TOPANOU Hématologie et Hémostase
17 Gabriel YANDJOU Techniques d’Expression et Méthodes de
Communication I et II
18 Kokou Paulin YOVO Pharmacologie et Toxicologie
Liste des enseignants permanents et vacataires
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v
Enseignants vacataires
N° Noms et prénoms Matières
01 Sylvestre ABLEY Déontologie Médicale
02 Christian AKOWANOU Physique
03 Clément AGBANGLA Génétique Moléculaire et Génie Génétique
04 Jean AGOUA Informatique
05 Gilles AGOSSOU Législation et Droit de Travail
06 Martin AKOGBETO Entomologie Médicale
07 Claude César
BINAZON
Soins Infirmiers
08 Aristide KOFFI Anglais
09 Raphael DARBOUX Histologie Appliquée
10 Lordson DOSSEVI Techniques Instrumentales
11 Léonard FOURN Santé Publique
12 Vincent
MASSOULOKONON
Histologie Générale
13 Maximin SENOU Histologie Appliquée
14 Victorien T. DOUGNON Méthodologie de recherche
15 Hyppolite HOUNNOU Mathématiques
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vi
Dédicace
DEDICACE
*
*
*
A DIEU Tout Puissant,
Qui m’a inspiré, qui m’a guidé dans le bon chemin.
Louanges et remerciements pour votre clémence et miséricorde.
*
*
*
*
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vii
Remerciements
La réalisation du présent travail a été rendue possible grâce à la volonté,
l’initiative et l’appui constant des personnes physiques et morales, auxquelles je
voudrais adresser mes sincères remerciements. Plus particulièrement :
Θ A mon père Pascal K. DJOSSOU, de qui j’ai hérité ce que je suis.
La graine que vous avez semée et arrosée, a germé, a fleuri, fructifiera et
ombragera.
Θ A ma mère Marie M. MIDOGNI, de qui j’ai hérité qui je suis.
Vous m’avez soutenu depuis toujours dans mes engagements.
Θ A mon frère Sourou Barnabé, Je veux être ton modèle préféré
Les mots seuls ne sauraient exprimer tout l’attachement, l’amour et l’affection
que je porte pour toi.
Θ A mon oncle MIDOGNI A. Daniel,
Une personne à qui je raconterais notre réalité trouverait surement que vous avez
sacrifié pleine de choses pour que je sois à cette étape de la vie. Que le Seigneur
Tout Puissant vous comble de sa grâce et puisse vous accorder une longue vie
pour que vous jouissiez des fruits de vos efforts.
Θ A mon tuteur METONOU A. Albert et AHISSOU Victoire son épouse
infiniment merci ; vous avez été pour moi durant mes trois années de formation
une boussole.
Θ A ma famille,
Aucun mot ne saurait décrire mon immense amour, ma gratitude et ma profonde
reconnaissance pour tous les sacrifices que vous avez consentis à mon égard. Pour
tous vos encouragements tout au long de mes années d’étude, merci infiniment.
Θ A tous mes amis dont je tais le nom, soyez assurés de ma grande sympathie.
Remerciements
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viii
Nous remercions très sincèrement :
Mme Prudencia HOUKPONOU HOUNSOU, Directrice du CHU-
MEL.
Mon séjour au CHU-MEL a été possible grâce à vous. Recevez Madame la
Directrice l’expression de toute ma reconnaissance.
Professeur Aurore HOUNTO, Médecin chef du laboratoire et
Madame Bibiane BANKOLE BIOKOU, surveillante au laboratoire
du CHU-MEL.
Pour votre sympathie et vos conseils.
Ma tutrice Aurelle A. ADJILE, chef section Hématologie-
parasitologie- hémostase et à tous les chefs secteurs du laboratoire
du CHU-MEL.
Votre dévouement et vos sages conseils m’ont émerveillé.
Mme Monique N’DAH, technicienne au laboratoire du CHU-MEL.
Pour votre implication dans ce travail, vos conseils et votre amabilité.
M. SANNI Ramanou, M. CAKPO Jérôme, AGBO-DOFFON
Rogatien, et M. ASSOGBA Maxime, techniciens au laboratoire du
CHU-MEL.
Pour l’aide que vous m’avez apportée dans ce travail.
Tout le personnel du laboratoire du CHU-MEL
Pour votre implication active à ma formation.
Professeur Pascal ATCHADE
Vous avez toujours été disponible pour répondre à mes préoccupations.
Merci pour votre contribution dans la réalisation de ce travail.
Toutes les autorités de l’EPAC en particulier les professeurs du
département de Génie de Biologie Humaine
Pour la qualité de la formation.
Tous ceux et à toutes celles qui de près ou de loin ont contribué à la
réalisation de ce travail. Soyez-en remerciés.
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Réalisé et soutenu par Bayo Didier DJOSSOU
ix
Hommages
A SON EXCELLENCE LE PRESIDENT DU JURY
Vous nous faites un grand honneur en acceptant de présider notre jury malgré vos
multiples occupations. Veuillez agréer monsieur le président, l’expression de
notre profonde gratitude.
AUX HONORABLES MEMBRES DU JURY
Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger
ce travail. Recevez nos vives considérations.
Hommages
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x
Liste des abréviations et sigles
ANOFEL : Association Française des Enseignants de Parasitologie et
Mycologie.
CHU-MEL : Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de
l’Enfant Lagune.
DP : Densité Parasitaire.
DPS : Densité Parasitaire Standard.
DPR : Densité Parasitaire Réelle.
EIQ : Étendu Interquartile.
EPAC : Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi.
FS : Frottis Sanguin.
GE : Goutte Epaisse.
GE/DP : Goutte Epaisse/ Densité Parasitaire.
GE/DP + : Goutte Epaisse/ Densité Parasitaire positive.
GE/DP - : Goutte Epaisse/ Densité Parasitaire négative.
IP : Indice Plasmodique.
N° : Numéro.
OMS : Organisation Mondiale de la Santé.
p/mm3 de sang: Parasites par millimètre cube de sang.
P.falciparum : Plasmodium falciparum.
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xi
Liste des tableaux
Tableau I : Les activités réalisées dans les différents services du laboratoire.....20
Tableau II : Répartition des patients suivant la tranche d’âge et le sexe……….32
Tableau III : Prévalence globale du portage parasitaire………………………..32
Tableau IV : Prévalence du portage plasmodial suivant le sexe..................…...32
Tableau V : Prévalence du portage plasmodial suivant la tranche d’âge………33
Tableau VI : Caractéristique du taux réel de leucocytes……………………….34
Tableau VII : Caractéristique comparatives des parasitémie obtenues par les
deux méthodes de calcul (DPS et DPR)………………………………………..35
Tableau VIII : Caractéristique des différentes espèces plasmodiales…………49
Liste des tableaux
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Liste des figures
Figure 1: Anophèle (vecteur du paludisme) [8]……………………………….6
Figure 2 : l’hématopoïèse des globules blancs [15]………………………….. 13
Figure 3: Confection de la goutte épaisse et du frottis sanguin mince sur une
lame (Didier DJOSSOU).............................................................................…...25
Figure 4 : Prévalence du portage plasmodial selon la provenance ................... 33
Figure 5 : Répartition du taux réel de leucocyte par rapport à la valeur standard
(6000) fixé par l’OMS. ...................................................................................... 34
Figure 6 : Répartition du taux réel des leucocytes suivant les tranches
d’âges........................ ………………………………………………………….35
Figure 7 : Proportion de concordance et de discordance des DP calculées par la
méthode standard et celle du compte des blancs. .............................................. 36
Figure 8 : Proportion des DP sous-estimées et surestimées au sein des
discordants…………………………………………………………………….. 36
Figure 9: Plasmodium falciparum à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa [4] ............................................................................36
Figure 10 : Plasmodium malariae à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa [4] ............................................................................36
Figure 11 : Plasmodium ovale à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa [4] ............................................................................47
Figure 12 : Plasmodium vivax à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa [4] ............................................................................48
Figure 13 : Cycle de vie du parasite du paludisme [4] …...................................50
Liste des figures
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xiii
Résume/Abstract
RESUME
Le comptage des globules blancs est un socle dans l'estimation de la densité parasitaire pour la
prise en charge des cas de paludisme. L’objectif général de cette étude est d’apprécier
l’utilisation de la valeur standard et de la valeur réelle de leucocytes pour l’établissement de la
densité parasitaire au cours du paludisme à Plasmodium falciparum chez les patients consultant
le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’Enfant Lagune (CHU-MEL). Cette étude
a été réalisée sur une population de 482 patients, dans la période de Mai à Août 2015. Au terme
de notre étude, 40,66% des patients sont porteurs de plasmodium. La médiane du taux réel de
leucocytes est de 10920 et la médiane géométrique des densités parasitaires étaient de 7775.5
pour la densité parasitaire standard et de 12510,5 pour la densité parasitaire réelle. 81 ,54% des
densités parasitaires étaient surestimées contre 18,46% sous-estimées. La différence entre les
deux densités parasitaires a été considérée comme statistiquement significative (p<0 ,005).
L’utilisation du coefficient 6000 dans l’estimation de la parasitémie pourrait entraîner une sous-
estimation significative de la charge parasitaire et n’est pas adapté à la réalité du CHUMEL.
Mots clés : Densité parasitaire réelle, Densité parasitaire standard, hématozoaire, frottis
sanguin, goutte épaisse.
ABSTRACT
White blood cell count depend on malaria management with density parasite estimation. The
main objective is to assess real value using leukocytes standard value to establish parasite
density of Plasmodium falciparum malaria in patients consulting at Hospital University of
Mother and Child Lagoon (CHU-MEL). This study was conducted on a population of 482
patients from May to August 2015. Results shown At the end that, 40.66% of patients are
carriers of Plasmodium. The median real rate of leukocytes is 10920 and the geometric median
parasite densities were 7775.5 standard for parasite density and 12510.5 for real. 81.54%
parasite densities were overestimated against 18.46% underestimated. The difference between
the two parasite densities was considered statistically significant (p <0 .005). The parasitaemia
estimation with a coefficient of 6000 could lead to a significant underestimation of parasitic
load and were not adapted to the reality of CHUMEL.
Keywords: real parasite density, standard density parasite, parasite, blood smear, thick drop
Résumé/Abstract
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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xiv
Sommaire
Introduction ......................................................................................................... 1
1ère partie : Synthèse bibliographique ................................................................ 3
1 Paludisme ......................................................................................................... 4
2 Globules blancs .............................................................................................. 12
2ème partie : Matériel et méthodes d’étude ...................................................... 15
1 Cadre ............................................................................................................... 16
2 Matériel et Méthodes ...................................................................................... 22
3ème Partie : Résultats et discussion ................................................................. 31
1 Résultats ......................................................................................................... 32
2 Discussion ....................................................................................................... 37
Conclusion ......................................................................................................... 39
Suggestions ........................................................................................................ 40
Références bibliographiques ............................................................................. 41
Annexe .............................................................................................................. 44
Table des matières ..............................................................................................53
Sommaire
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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1
Introduction
Le paludisme est un véritable problème de santé publique dans le monde et en
Afrique subsaharienne en particulier [1]. Dans les zones d’endémie palustre, cette
affection reste l’une des principales causes de morbidité et de mortalité chez
l’enfant [2]. On estime que, sur les 1,7 à 2,7 millions de décès annuels liés au
paludisme, environ 70 à 80 % surviennent chez les enfants de moins de 5 ans
vivant en Afrique subsaharienne [3].
Au Bénin, selon l’annuaire des statistiques sanitaires généré par le SNIDGS
(Système National d’Information et de Gestion Sanitaire) du Ministère de la santé
du Bénin en 2011, le paludisme constitue la première cause de consultation et
représente 41,7% de tous les cas enregistrés dans les formations sanitaires et
47,6% des cas chez les enfants âgés de moins de 5 ans [4]. Il constitue de ce fait,
un défi majeur pour le système de santé et pour le développement [4].
La confirmation biologique systématique des cas suspects de paludisme avant
tout traitement constitue la base essentielle de la politique nationale de prise en
charge du paludisme [4 ; 5]. Les moyens diagnostiques de certitude
habituellement utilisés sont le frottis sanguin (FS) et la goutte épaisse (GE) avec
le calcul de la densité parasitaire (DP) établie à partir du nombre standard de
leucocytes par microlitre de sang, habituellement fixé à 6 000 leucocytes/μL de
sang ou avec le nombre de globules blancs réel du patient lorsqu’il est connu [4 ;
5 ; 6].
Au cours de notre stage au CHU-MEL, dans le secteur hémato- parasitologie,
nous avons remarqué que la densité parasitaire de certains patients se calcule
exclusivement par le nombre de globules blancs standard (6 000leucocytes/μL)
qui parfois est différent du nombre de globules blancs réel du patient lorsque la
Introduction
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
Réalisé et soutenu par Bayo Didier DJOSSOU
2
numération leucocytaire est faite. Nous nous sommes donc demandés, si la valeur
6000 n’impactait pas sur le résultat de densité parasitaire des patients ?
Ainsi, notre travail a pour but de s’assurer que l’estimation de la parasitémie par
le calcul de la densité parasitaire avec la méthode de calcul utilisant le coefficient
6000 leucocytes/μL n’introduit pas de biais (surestimation ou sous-estimation)
chez les patients consultants le CHU-MEL. En effet, un tel biais pourrait avoir
des répercussions importantes, pour les études qui font un lien entre symptômes
et densité parasitaire, d’une part et densité parasitaire et efficacité du traitement
d’autre part.
Le présent travail a eu alors pour objectif général d’apprécier l’utilisation de la
valeur standard et de la valeur réelle de leucocytes pour l’établissement de la
densité parasitaire au cours du paludisme à Plasmodium falciparum chez les
patients consultant le CHU-MEL.
Spécifiquement il s’est agi de :
1. réaliser la numération des globules blancs pour les patients suspects de
paludisme ;
2. calculer la Densité Parasitaire de deux manières ;
3. Apprécier les résultats des deux types de calcul de la DP.
Le présent document comporte dans une première partie la synthèse
bibliographique sur le paludisme. La deuxième partie prend en compte la
méthodologie. Enfin, la dernière partie présente les résultats obtenus et le
commentaire suscité.
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
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3
1ère partie : Synthèse bibliographique
1ère partie : Synthèse bibliographique
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
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4
1 Paludisme
Historique du paludisme
Le paludisme est connu par ses manifestations cliniques depuis l’ère antique. Les
termes italiens Mal’aria « mauvais air » ou encore latin paludis, « marais » furent
décrits, entre autres, par Hippocrate (460-377 av JC), qui établit d’ailleurs une
relation pertinente entre la date et le lieu où les malades vivent lorsqu’ils
succombent.
En 1880 Alphonse Laveran [7], médecin militaire français, observe en Algérie des
éléments cellulaires intra-érythrocytaires n’appartenant à aucune lignée
hématologique ; l’hématozoaire du paludisme est découvert. En 1897, le
britannique Sir Ronald Ross, médecin de l’armée des Indes prouve le rôle des
moustiques dans la transmission du paludisme aviaire, et Giovanni-Battista
Grassi, en 1898 en Italie, démontre que l’anophèle est le vecteur du paludisme
humain. La phase de division dans le foie ne sera identifiée que bien plus tard en
1948 par Short et Garnham. Ils permettent ainsi de compléter la connaissance du
cycle du parasite et d’expliquer les rechutes de la maladie observées dans certains
cas. La seconde guerre mondiale empêchant l’accès aux plantations indonésiennes
de quinquina ouvrait la voie du développement et de l’utilisation des premiers
antimalariques de synthèse (amino-4- quinoléines). La lutte contre le vecteur
devenait possible grâce à la découverte des insecticides à action rémanente qui
permirent l’éradication de l’affection dans des régions d’Europe encore atteintes,
et dans certaines îles. Les résistances devaient apparaître rapidement, ruinant les
espérances d’éradication du paludisme [7].
Définition
Endémie parasitaire majeure, le paludisme ou malaria (mauvais air) est une
affection parasitaire fébrile, grave due à la multiplication dans les hématies d'un
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
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5
hématozoaire du genre Plasmodium, transmis à l'homme par la piqûre d'un
moustique, l'Anophèle femelle infestée. [8, 9]
Epidémiologie
En 2009, le paludisme reste la première endémie parasitaire mondiale. On estime
que près de la moitié de la population mondiale vit en zone d’endémie. De nos
jours, le nombre d’accès palustres survenant chaque année à travers le monde
semble diminuer [8], il est estimé entre 250 à 500 millions, entraînant la mort
d'environ 750.000 à 1 million de personnes, parmi lesquelles une majorité de
jeunes enfants vivant en Afrique sub-saharienne [8].
Agents pathogènes
Le paludisme est transmis par un protozoaire appartenant au genre Plasmodium.
Il existe de très nombreuses espèces de Plasmodium (plus de 140), qui infectent
diverses espèces animales ; mais seulement cinq de ces espèces sont retrouvées
en pathologie humaine [8,10]. Il s’agit de :
Plasmodium falciparum ;
Plasmodium vivax ;
Plasmodium ovale ;
Plasmodium malariae et
Plasmodium knowlesi, parasite habituel des singes (macaques)
d'Asie qui vient de passer récemment chez l'homme.
Les cinq espèces diffèrent par des critères biologiques, cliniques, par leur
répartition géographique et par leur capacité à développer des résistances aux
antipaludiques. D’emblée, il faut différencier P. falciparum des autres espèces. En
effet P.falciparum est celui qui est le plus largement répandu à travers le monde,
qui développe des résistances aux antipaludiques et qui est responsable des formes
cliniques potentiellement mortelles.
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6
Vecteur
Le paludisme est transmis à l’homme par la piqûre d’un moustique culicidé du
genre Anophèles au moment de son repas sanguin. Seule la femelle, hématophage,
transmet la maladie. Elle ne pique qu’à partir du coucher du soleil avec un
maximum d’activité entre 23 heures et 6 heures [8].
Figure 1: Anophèle (vecteur du paludisme) [8]
Mode de transmission
Les modes de transmission sont variés [9]
La contamination par piqûre de l'anophèle femelle: c'est le mode habituel
de transmission de paludisme. La chaîne épidémiologique est constituée du
plasmodium, de l'anophèle et des êtres humains récepteurs ;
La contamination par voie transplacentaire ou materno-fœtale ou
congénitale ;
Le paludisme post-transfusionnel.
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7
Cycle biologique des Plasmodies
Le cycle se déroule successivement chez l’homme (phase asexuée et début
de la gamétogenèse) et chez l’anophèle (phase sexuée chez l’hôte définitif). Chez
l’homme on distingue 2 phases [9]:
la phase hépatique ou pré-érythrocytaire : elle correspond à la phase
d’incubation cliniquement asymptomatique ;
la phase sanguine ou érythrocytaire : elle correspond à la phase clinique de
la maladie.
1.3.4.1 Schizogonie pré-érythrocytaire
Beaucoup de sporozoïtes inoculés par l’anophèle femelle lors de son repas
sanguin sont détruits par les macrophages mais certains parviennent à gagner les
hépatocytes. Ils se transforment en schizontes pré-érythrocytaires ou «corps bleus
» (formes multinucléées) qui, après quelques jours (sept jours pour P.falciparum
; dix jours pour P.vivax) de maturation, éclatent et libèrent des milliers de
mérozoïtes dans le sang (10 000 à 30 000 mérozoïtes en fonction des espèces).
La schizogonie hépatique est unique dans le cycle, la cellule hépatique ne peut
être infectée que par des sporozoïtes. Dans les infections à P. vivax et P. ovale,
une schizogonie hépatique retardée peut entraîner la libération dans le sang, de
mérozoïtes (hypnozoïtes) plusieurs mois après la piqûre du moustique, expliquant
ainsi les reviviscences tardives observées avec ces 2 espèces. Les hypnozoïtes
n’existent pas dans l’infection à P. falciparum (évolution d’un seul tenant) et ils
n’ont pas été mis en évidence non plus dans l’infection à P. malariae ou à P.
knowlesi.
1.3.4.2 Schizogonie érythrocytaire
Très rapidement les mérozoïtes, issus de l’éclatement des corps bleu,
pénètrent dans les globules rouges. La pénétration du mérozoïte dans l’érythrocyte
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8
et sa maturation en trophozoïte puis en schizonte prend 48 ou 72 heures (en
fonction de l’espèce) et conduit à la destruction du globule rouge hôte et à la
libération de 8 (P. malariae) à 32 (P.falciparum ) nouveaux mérozoïtes. Ces
mérozoïtes pénètrent dans de nouveaux globules rouges et débutent un nouveau
cycle de réplication. Cette partie du cycle correspond à la phase clinique : la
parasitémie s’élève, le sujet devient fébrile, c’est l’accès palustre.
En l’absence de traitement, tous les parasites évoluent progressivement au
même rythme : (on dit qu’ils deviennent synchrones). Tous les schizontes
érythrocytaires arrivent à maturation au même moment, entraînant la destruction
d’un grand nombre de globules rouges de manière périodique, toutes les 24 heures
(pour P. knowlesi), 48 heures (fièvre tierce de P. falciparum, P. vivax ou P. ovale)
ou toutes les 72heures (fièvre quarte de P. malariae). En pratique on observe que
la fièvre tierce due à P. falciparum est rarement synchrone [8]. Après un certain
nombre de cycles érythrocytaires, certains mérozoïtes subissent une maturation
d’une dizaine de jours, accompagnée d’une différenciation sexuée. Ils se
transforment en gamétocytes mâles et femelles.
1.3.4.3 Sporogonie chez l'anophèle femelle
Les gamétocytes, ingérés par le moustique lors d’un repas sanguin sur un
sujet infecté, se transforment en gamètes mâles et femelles qui fusionnent en un
œuf libre, mobile appelé ookinète. Cet ookinète quitte la lumière du tube digestif,
se fixe ensuite à la paroi externe de l’estomac et se transforme en oocyste. Les
cellules parasitaires se multiplient à l’intérieur de cet oocyste, produisant des
centaines de sporozoïtes qui migrent ensuite vers les glandes salivaires du
moustique. Ces sporozoïtes sont les formes infestantes prêtes à être inoculées avec
la salive du moustique, lors d’un nouveau repas sanguin sur un hôte vertébré. La
durée du développement sporogonique des Plasmodies varie en fonction des
conditions climatiques : entre 9 et 20 jours pour P. falciparum (entre,
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9
respectivement, 30°C et 20°C), un peu plus rapide pour P. vivax à températures
équivalentes, plus long pour P. malariae. (annexe 3)
Diagnostic biologique du paludisme
Le paludisme est une urgence parasitologique dont la prise en charge
nécessite un diagnostic rapide, précis et sûr afin de mettre en place un traitement
adapté [11].
Le type de diagnostic précis et plus utilisé s'effectue sur deux préparations :
le frottis sanguin et la goutte épaisse. Cet examen consiste à recueillir quelques
gouttes de sang sur une lame porte objet dégraissée, par piqûre avec un
vaccinostyle au niveau de la pulpe du doigt, du lobule de l'oreille ou au talon chez
l'enfant après désinfection [9].
Le frottis sanguin est la méthode de référence pour l’étude morphologique
des hématozoaires et pour le diagnostic différentiel entre les espèces
plasmodiales. C'est un étalement mince de sang et est coloré selon la méthode de
May-Grünwald-Giemsa (MGG) après fixation à l’alcool.
L’examen du frottis sanguin doit permettre de reconnaître l’hématozoaire,
d’en préciser l’espèce et le stade de développement.
Les critères d’identification de l’espèce en cause sont regroupés en
annexe2.
Les avantages de cette technique sont sa rapidité et la mise en évidence de
l’espèce plasmodiale en cause. Cependant, le frottis mince ne permet pas de
détecter les faibles parasitémies.
La goutte épaisse: c'est une technique de concentration des plasmodies 10
à 20 fois plus sensible que le frottis. La goutte est étalée sur un centimètre carré
environ, pour sa défibrination puis, elle est séchée, ensuite déshémoglobinisée par
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10
de l'eau neutre. Cette goutte est enfin colorée par le May-Grunwald-Giemsa, de
même que le frottis.
Elles a pour avantages de détecter des parasitémies plus faibles que le frottis
sanguin et permet de mieux quantifier les parasites en causes au cours d’une
infection à plasmodium. Cependant, elle ne permet pas le diagnostic de certitude
des espèces plasmodiales en raison de la lyse des hématies qui réduit les critères
morphologiques d’identification.
Les différentes formes de paludisme.
Formes simples
La fièvre qui est le principal symptôme de l’accès palustre simple est due à
l’éclatement des rosaces qui libèrent dans le torrent circulatoire du pigment
malarique (hémozoïne). Celui-ci se comporte comme une véritable substance
pyrogène. A la suite de l’éclatement des rosaces, il y a lyse des hématies ce qui
donne l’anémie. Le foie intervient par l’activité phagocytaire des cellules de
Kuppfer, et par la transformation de l’hémoglobine libérée en bilirubine libre,
d’où le subictère [12].
Accès pernicieux
L'accès pernicieux, dû exclusivement à Plasmodium falciparum, est
essentiellement le résultat de la séquestration des hématies parasitées dans les
vaisseaux au niveau des différents organes, en particulier du cerveau. II y a une
formation de rosettes, par adhérence des hématies parasitées entre elles et avec
des hématies saines. En effet, la présence de tubérosités (ou knobs), à la surface
des hématies ralentit la circulation par des phénomènes d'autoagglutination et de
cytoadhérence par des ligands réagissant avec des récepteurs des endothéliums
vasculaires. Ceci provoque une anoxie, entraînant une obnubilation puis un coma
fébrile. Mais d'autres phénomènes interviennent comme la production de
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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11
cytokines, le TNF (tumor necrosis factor) étant un marqueur de gravité du
paludisme [12].
Immunité antipalustre
Immunité innée contre le paludisme
Elle s’observe dans certaines hémoglobinopathies telles que la
drépanocytose, la thalassémie et le déficit en G6PD. Dans ces cas il y a une
inhibition du développement plasmodial. Les sujets ne présentant pas d’antigènes
Duffy sur leurs hématies (fréquent dans la race noire) sont naturellement résistants
à l’infection par P.vivax [13].
Immunité acquise
Chez les populations des régions où le paludisme est endémique, l’infection
palustre induit de fortes réponses immunes humorales, impliquant une production
à prédominance d’IgM et d’IgG mais aussi d’autres isotypes d’immunoglobuline,
notamment les sous classes d’IgG : IgG1, IgG2, IgG3 et IgG4. Bien qu’une grande
proportion de ces immunoglobulines soit non spécifique au paludisme, reflétant
une activation polyclonale de la lignée lymphocytaire B, plus de 5% d’entre elles
sont des anticorps spécifiques qui réagissent avec une grande variété d’antigènes
des parasites.
Après plusieurs années d'infections répétées, l’homme peut acquérir une
immunité, appelée prémunition. Souvent, cette immunité n'est pas stérilisante car
il n'a jamais été démontré de façon formelle de disparition totale des parasites de
P. falciparum en l'absence de traitement, aussi elle est labile car la prémunition
disparait en l'absence de contacts fréquents entre l'être humain et le parasite (elle
disparait après 12 à 24 mois si le sujet quitte la zone d'endémie)[13].
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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12
2 Globules blancs
Définition
Les globules blancs, encore appelés leucocytes, sont des cellules sanguines
à l’instar des globules rouges et des plaquettes. Ce sont les seules cellules
sanguines à posséder un noyau et les organites habituels et jouent un rôle essentiel
dans la lutte de l’organisme contre les maladies. Contrairement aux globules
rouges, les globules blancs peuvent quitter la circulation sanguine par un
mécanisme appelé diapédèse. Ainsi, ils se rendent aux régions où ils instaurent la
réaction inflammatoire et immunitaire. Leur durée de vie est de quelques heures
à quelques jours [14 ;15].
Il existe 3 types de globules blancs : les polynucléaires, les lymphocytes et les
monocytes.
Hématopoïèse des globules blancs.
L’hématopoïèse des globules blancs se fait dans la moelle rouge des os plus
spécifiquement dans les os plats du tronc (omoplates) et de la ceinture (os iliaques)
ainsi que dans les épiphyses des humérus et des fémurs. Dans cette moelle rouge
se trouvent entre autres des cellules souches qui sont à l’origine des trois types de
cellules sanguines : les globules rouges, les globules blancs et les plaquettes.
Ces cellules souches appelées hémocytoblastes réagissent à certaines
hormones (messagers chimiques) et se différencient par la suite pour former les
globules blancs et les autres types de cellules sanguines [15].
La figure ci-après résume l’hématopoïèse des globules blancs.
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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13
Figure 2 : l’hématopoïèse des globules blancs [15].
Caractéristiques et rôles des globules blancs.
Les globules blancs constituent le système immunitaire et interviennent dans
la lutte contre les infections en défendant l'organisme contre les agressions
extérieures. Certains globules blancs interviennent également au cours de la
réaction allergique. Ils sont principalement présents dans le sang, les ganglions,
la rate, les amygdales, les végétations et la lymphe. Leurs rôles sont multiples et
sont définis suivant le type de globules blancs. Les rôles de ces derniers sont les
suivants :
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14
la Production d'anticorps ;
la Production de protéine ;
l’attaque des parasites de l'organisme et leurs destructions ;
l’augmentation de la perméabilité des capillaires sanguins ;
l’empêchement de la coagulation dans les vaisseaux sanguins ;
l’activation de la réaction inflammatoire ;
le déclenchement de réaction allergique ;
la destruction des cellules infectées ou mortes [15].
Numération des globules blancs.
Pour faire la numération des globules blancs on dilue une quantité précise de
sang dans une quantité précise d’un liquide de dilution qui lyse les hématies et
conserve parfaitement les cellules nucléées du sang. Il existe plusieurs types de
liquide de dilution le plus utilisé est le lazarus.
Après la dilution du sang, une goutte de cette dilution est déposée sur une
cellule ou dans une chambre en numération divisée en rectangle ou en carrée de
tel manière que le volume total de la chambre soit bien connu. Puis l’on recouvre
le liquide d’une lamelle. On compte les globules blancs au microscope à l’objectif
10 ou 40 dans 5 bandes horizontales consécutives de préférence du 3ème à la
7ème bande, puis l’on calcule le nombre de globules blancs par mm3.
Valeurs normales :
Homme : 5 à 10 mille ;
Enfant de moins d’un an : 6 à 13 mille ;
Nouveau-né : 10 à 30mille [16].
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15
2ème partie : Matériel et méthodes d’étude
2ème partie : Matériel et méthodes d’étude
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16
1 Cadre
Cadre institutionnel
Notre formation a été effectuée à l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi
(EPAC) plus précisément dans le département de génie de biologie humaine
(GBH) de Novembre 2012 à Mars 2015.
Fruit de la coopération bénino-canadienne, le CPU entendez Collège
Polytechnique Universitaire avait ouvert ses portes aux premiers étudiants (tous
sexes confondus) en février 1977. Situé dans l’enceinte de l’Université
d’Abomey-Calavi, le CPU était un établissement public de formation scientifique
et technique supérieure orientée vers la professionnalisation. En tant que tel, il
était un maillon capital de notre système universitaire, mieux du système éducatif
béninois. Le CPU formait aussi bien des étudiants nationaux qu’étrangers.
Le 25 février 2005, le Président de la République signe un Décret (N° 2005-
078) portant création, attribution, organisation et fonctionnement de l’Ecole
Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC), « une Ecole Supérieure à caractère de
Grande Ecole » en lieu et place du CPU et dépendant directement de l’Université
d’Abomey-Calavi. Elle est actuellement dirigée par le Professeur Félicien
AVLESSI.
Elle a pour missions d’assurer :
Des formations conduisant essentiellement au diplôme de Licence
Professionnelle;
Des formations conduisant essentiellement au diplôme d’Ingénieur
de Conception et à la Maîtrise Professionnelle dans les secteurs
industriel et biologique ;
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17
La formation aux Diplômes d’Etudes de Troisième Cycle,
conformément aux textes en vigueur à l’Université d’Abomey-
Calavi ;
La recherche scientifique et technique ;
Le perfectionnement et la formation continue des personnels des
entreprises privées et de toutes structures étatiques qui en expriment
le besoin.
Elle regroupe deux (02) grands secteurs englobant des départements
d’étude ; ainsi nous avons :
Le secteur industriel composé des départements de :
Génie Civil (GC) ;
Génie Electrique (GE) ;
Génie Mécanique et Energétique (GME) ;
Génie Informatique et Télécommunication (GIT) ;
Génie Bio Médical (GBM).
le secteur biologique, composé des départements de :
Génie d’Imagerie Médicale et de Radiobiologie (GIMR) ;
Génie de l'Environnement (GEn) ;
Production et Santé Animales (PSA) ;
Génie de Technologie Alimentaire (GTA),
Génie de Biologie Humaine (GBH) où nous avons suivi notre
formation.
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18
1.2 Cadre technique
L’étude s’est déroulée au laboratoire du Centre Hospitalier Universitaire de
la Mère et de l’Enfant Lagune sur une période de 12 semaines, à Cotonou capitale
économique de la République du Bénin, plus précisément dans le 5ème
arrondissement au quartier Missèbo (TOKPA HOHO).
1.3 Description du Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de
l’enfant
Le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’enfant (CHU-MEL)
est un établissement de référence de soins préventifs, curatifs, promotionnels et
réadaptatifs dans le domaine de la gynécologie, de l’obstétrique et de la pédiatrie.
C’est un centre public à caractère social, doté de la personnalité morale et d’une
semi-autonomie financière.
1.3.1 Situation géographique
Le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’Enfant Lagune
(CHU-MEL) est situé au bord de la lagune de Cotonou, voie d’eau reliant le lac
Nokoué à l’Océan Atlantique.
1.3.2 Historique
Le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’enfant (CHU-MEL)
est créé le 17 Mars 1958. Il est resté la seule maternité de référence jusqu’en 1978,
année de création de la Clinique Universitaire de Gynécologie et d’Obstétrique
(CUGO).
Il fait partie de l’espace hospitalier universitaire depuis le 03 août 1998. A
ce titre, il constitue un cadre de formation du personnel de la santé et de la
protection sociale et de recherche en matière de santé.
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19
Anciennement appelé Maternité Lagune de Cotonou, par décret n° 2002 -
423 du 07 octobre 2002, le centre est devenu Hôpital de la Mère et de l’Enfant-
Lagune à la suite de sa fusion au Centre de Santé Maternelle et Infantile de
Cotonou, une formation sanitaire située de façon contiguë sur un même espace
géographique.
Il est actuellement la 2ème maternité de référence après la CUGO au plan
national. Son importance est incontestable.
En effet, Le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’enfant
(CHU-MEL) enregistre 30 % de l’activité obstétricale de la ville de Cotonou.
Elle reçoit également des patientes d’autres départements du pays et même
d’autres pays de la sous-région.
Pour faire face aux besoins d’une demande sans cesse croissante, de
nombreux efforts sont fournis depuis 1988 afin d’agrandir la capacité hospitalière
qui atteint actuellement 260 lits et berceaux, et de fournir un personnel de plus en
plus compétent et suffisant.
1.3.3 Présentation du laboratoire
Le laboratoire du Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’Enfant
Lagune est un laboratoire pluridisciplinaire et de grande renommée. Il est dirigé
par Pr. Aurore OGOUYEMI HOUNTO qui, en sa qualité de responsable
coordonne la bonne marche des différentes activités du laboratoire. Il comprend
une salle de prélèvement, des salles de garde et 04 grandes sections à savoir : la
section Sérologie, la section Biochimie, la section Parasitologie-Hématologie-
Hémostase et la section de Bactériologie.
Les différentes activités réalisées dans ce laboratoire sont regroupées dans
le tableau ci-après :
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20
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21
2 Matériel et Méthodes
2.1 Matériel
2.1.1 Matériel de prélèvement
Le matériel de prélèvement comprend :
un plateau de prélèvement ;
du coton hydrophile ;
une pissette d’alcool ;
des aiguilles ;
des vaccinostyles ;
des lames porte-objet ;
des lamelles couvre-objet ;
un marqueur ;
un stylo ;
des gants ;
des tubes EDTA.
2.1.2 Matériel pour la réalisation des examens :
2.1.2.1 Réalisation de la goutte épaisse et du frottis mince
Nous avons le matériel ci- après :
un bac de coloration ;
un râtelier à lame ;
une minuterie ;
du méthanol ;
une solution de Giemsa ;
un microscope électrique binoculaire ;
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22
un compteur manuel ;
un flacon d’huile à immersion ;
des Compresses ;
du Sang veineux ou capillaire.
2.1.2.2 Matériel pour la numération des globules blancs
Il est composé de :
sang veineux sur EDTA ;
liquide de dilution ;
cellule de Malassez ;
tubes à hémolyse ;
micropipettes ;
gants ;
lamelles couvre objet ;
compteur mécanique ;
microscope biloculaire.
Méthode d’étude
2.2.1 Type d’étude et période
Il s’est agi d’une étude prospective qui s’est déroulée de mai 2015 à Août
2015.
2.2.2 Population d’étude
Notre enquête a porté sur 482 patients admis au laboratoire du CHU-MEL
et répondant aux critères d’inclusion ci-après.
2.2.3 Critères d’inclusion
Sont inclus dans notre étude :
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23
tous les patients suspectés du paludisme et ayant sur leur bulletin
d’examen GE/DP ou FS-DP sans distinction d’âge de sexe ni de
nationalité.
2.2.4 Critères de non inclusion
Les patients suspects de paludisme sous traitement.
2.3 Échantillonnage
2.3.1 Variables étudiées
Pour déterminer l’impact du taux réel de leucocyte dans le calcul de la
densité parasitaire, plusieurs variables ont été étudiés à savoir:
le sexe ;
l’âge ;
la provenance ;
le résultat de la densité parasitaire.
2.3.2 Collecte des données
Une fiche d’enquête a été réalisée pour la collecte chez les patients, des
informations entrant dans le cadre de l’étude. (Annexe 1).
2.4 Réalisation des analyses
Phase pré-analytique
Cette étape regroupe toutes les conditions à remplir avant les manipulations
au laboratoire. Elle consiste à :
porter une blouse blanche et propre ;
se laver les mains ;
porter les Gants ;
regrouper le matériel de travail.
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Phase analytique
Cette phase concerne les différents examens de l’étude tels que la goutte
épaisse, le frottis sanguin et la numération leucocytaire.
2.4.1 Le frottis sanguin et la goutte épaisse
2.4.1.1 Technique de confection
Des frottis sanguin et goutte épaisse ont été confectionnés et colorés selon
la technique suivante préconisée par la procédure de standardisation du diagnostic
biologique du paludisme :
homogénéiser en retournant délicatement le tube de prélèvement (si
prélèvement veineux) ;
prélever les gouttes à l’aide d’une pipette Pasteur, d’une micropipette
ou de l’une des extrémités de la lame rodée ou de la lamelle ;
déposer la goutte (environ 2 à 5µl) de sang qui doit servir à la
réalisation du FS au milieu de la lame ;
déposer celle de la GE (environ 4 à 10µl) a environ 1 cm du bord de
la lame et à 1 cm de la goutte du frottis ;
poser la lame portant les gouttes sur une surface plane.
utiliser une lame à bord rodé propre ou une lamelle pour étaler ;
incliner la lame à bord rodé ou la lamelle à 45° au contact de la
première goutte de sang déposé au milieu de la lame (ne pas attendre
que le sang se répartisse entièrement sur toute la largeur de la lame
rodée ou de la lamelle servant à l’étalement) ;
tirer d’un geste uniforme et continu le frottis jusqu’à épuisement de
la goutte de sang.
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25
Pour la Goutte Epaisse :
utiliser le coin de la lame ou de la lamelle qui a servi à confectionner
le FS ;
étaler en partant du milieu de la deuxième goutte de sang par au plus
six (06) mouvements circulaires continus en spirale pour obtenir une
couche épaisse et uniforme ayant à peu près 1 cm de diamètre.
laisser la lame confectionnée à plat, horizontalement sur la paillasse
ou sur un plateau à lames ou sur un râtelier pour permettre un séchage
uniforme ;
identifier la lame en inscrivant sur la base du FS séché les initiales
ou le code du malade ainsi que la date.
Figure 3 : Confection de la goutte épaisse et du frottis sanguin
mince sur une lame (Didier DJOSSOU)
2.4.1.2 Technique de coloration
Plonger deux à trois fois le frottis mince dans un bocal contenant le
méthanol en évitant son contact avec la GE ;
retirer le frottis ;
disposer la lame sur un râtelier avec le frottis orienté vers le bas ;
laisser sécher a la température du laboratoire.
déshémoglobiniser la GE en trempant la partir de la lame portant la
GE dans l’eau distillée pendant 2 à 3 minutes ;
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26
retirer la lame ;
égoutter la lame ;
laisser sécher la lame à la température du laboratoire.
mettre les lames dos à dos sur le portoir à lame en veillant à ce que
toutes les GE soient du même côté ;
remplir le bac de coloration avec la quantité nécessaire de colorant
de Giemsa dilué à 10% ;
plonger le portoir à lames dans le bac jusqu’à immersion totale des
lames ;
mettre la minuterie en marche ;
laisser agir pendant 10 à 15 minutes ;
retirer le portoir à lames ;
rincer les lames en immergeant délicatement le portoir à lames dans
un bac rempli d’eau propre ;
rincer une seconde fois de la même façon ;
enlever les lames une à une du portoir avec une pince ;
placer les lames sur l’égouttoir, la GE orientée vers le haut ;
laisser sécher à la température du laboratoire.
2.4.1.3 Technique de lecture des lames
Mettre la lame sur la platine ;
faire la mise au point à l’objectif ×10 ;
rechercher toujours à l’objectif×10, une partie bien colorée de la lame
de GE et FS, sans dépôt de colorant et riche en cellule séparées les
unes à côté des autres ;
déposer une goutte d’huile à immersion sur l’étalement ;
faire la mise au point ;
parcourir la lame suivant la méthode de Rampart ;
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27
procéder à l’identification correcte de l’espèce plasmodiale sur le FS
si la GE est positive ;
rechercher une hématie parasitée ;
comparer le trophozoïtes observé aux espèces plasmodiale.
2.4.1.4 Détermination de la densité parasitaire
Compter dans chaque champ microscopique, les parasites en même temps
que les leucocytes. Le nombre de leucocytes à compter varie entre 200 et 500
selon les cas suivants :
après avoir compté 200 leucocytes, si le nombre de parasite compté
est supérieur ou égal à 100, la lecture s’arrête et on calcule la densité
parasitaire ;
après avoir compté 200 leucocytes, si le nombre de parasite compté
est inférieur à 100, il faut continuer jusqu’à 500 leucocytes avant de
calculer la densité parasitaire ;
si aucun trophozoïte n’est trouvé, il faut parcourir 100 champs
microscopiques sur la lame de GE avant de la déclarer négative ;
lorsque le nombre de parasites est très élevé, compter les parasites
dans un quart (¼) de chaque champ microscopique en même temps
que tous les leucocytes du champ jusqu’à atteindre 100 leucocytes ;
Le nombre total de parasites est obtenu en multipliant la somme de parasites
comptés par quatre (4) ;
inscrire le résultat obtenu dans le cahier de paillasse ;
appliquer ensuite la formule de calcul de la densité parasitaire.
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28
Numération des globules blancs
Elle consiste à diluer une quantité précise de sang avec une quantité précise
d’un liquide de dilution puis à monter cette dilution sur une cellule ou une
chambre en numération et à compter les globules blancs afin de calculer le nombre
de globules blancs par mm 3.
Technique de numération
Il a été procéder de la manière suivante, pour faire la numération des
globules blancs.
Dilution
La dilution se fait au 1/20. Pour cela :
disposer les tubes et les identifier ;
pipeter dans chaque tube 475µl du liquide de dilution à l’aide d’une
micropipette ;
pipeter à l’aide d’une micropipette 25ul de sang ;
essuyer le bout du cône et refouler le sang dans le liquide de dilution ;
homogénéiser et laisser reposer pendant 5min.
Montage de la cellule
Rincer correctement la cellule à numération et l’essuyer avec un
linge propre non pelucheux ;
adapter la lamelle à la cellule ;
homogénéiser à nouveau le mélange ;
remplir la cellule à numération en faisant montée la dilution par
capillarité sous la lamelle jusqu’à ce que se forme un petit bourrelet
sur les bords ;
laisser sédimenter les éléments pendant trois à cinq minutes.
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Comptage
faire après sédimentation la mise au point à l’objectif 10 puis la
parfaire à l’objectif 40 ;
le compte des globules blancs se fait sur cinq bandes horizontales
consécutives de préférence de la 3ème à la 7ème bande puis l’on
calcule le nombre de globules blancs par mm3.
Méthodes de calcul
Calcul du nombre de globules blancs sur la cellule de malassez.
Nombre de GB /mm3 de sang = n ×1
𝑑𝑖𝑙𝑢𝑡𝑖𝑜𝑛×
1
𝑣𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒 𝑑𝑒𝑠 5𝑏𝑎𝑛𝑑𝑒𝑠
Nombre de GB /mm3 de sang = n ×40
Calcul de la densité parasitaire (DP) sur GE
Le calcul a été fait de deux manières. La première est celle de l’OMS établie
à partir du nombre de leucocytes par microlitre de sang, fixé à 6 000/μL (DPS) et
la seconde est celle utilisant le nombre de leucocytes réel du patient (DPR).
On a donc :
Selon la méthode de l’OMS :
DPS= 𝒏𝒐𝒎𝒃𝒓𝒆 𝒅𝒆 𝒑𝒂𝒓𝒂𝒔𝒊𝒕𝒆𝒔 𝒄𝒐𝒎𝒑𝒕é𝒔
𝒏𝒐𝒎𝒃𝒓𝒆 𝒅𝒆 𝒈𝒍𝒐𝒃𝒖𝒍𝒆𝒔 𝒃𝒍𝒂𝒏𝒄𝒔 𝒄𝒐𝒎𝒑𝒕é𝒔𝒙 𝟔𝑶𝑶𝑶
Selon la méthode utilisant le nombre de leucocytes réel du patient
DPR = 𝒏𝒐𝒎𝒃𝒓𝒆 𝒅𝒆 𝒑𝒂𝒓𝒂𝒔𝒊𝒕𝒆𝒔 𝒄𝒐𝒎𝒑𝒕é𝒔
𝒏𝒐𝒎𝒃𝒓𝒆 𝒅𝒆 𝒈𝒍𝒐𝒃𝒖𝒍𝒆𝒔 𝒃𝒍𝒂𝒏𝒄𝒔 𝒄𝒐𝒎𝒑𝒕é𝒔𝒙 𝑵𝑹𝑩
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30
Avec :
6000 le nombre moyen de leucocytes chez un sujet béninois normal
(PNPL).
NRB : le nombre réel de leucocytes du patient énuméré.
Traitement des données
Les informations recueillies à propos de la numération des globules blancs
et de la goutte épaisse ainsi que les résultats sont réunis dans un tableau (fiche
d’enquête en annexe1).
Les informations ont été saisies et analysées avec le tableur Excel 2010 et
les logiciels suivants :
EpiData 3.1 ;
Stata dans sa version SE/11.
Une étude analytique a permis d’établir une comparaison entre les deux
types de calcul de D.P. Les différents pourcentages ont été comparés à l’aide du
test de Student. Pour l’ensemble des tests p < 0,05 a été considéré comme
statistiquement significatif avec un intervalle de confiance égale à 95%.
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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3ème partie : Résultats et Discution
3ème partie : Résultats et Discussion
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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1 Résultats
Tableau I : Répartition des patients suivant la tranche d’âge et le sexe
L’analyse de ce tableau montre une répartition inégale de la population
d’étude en fonction de l’âge et du sexe. Les patients de sexe féminin représentent
62,24% (300/482) contre 37,76% (182/482) pour les patients de sexe masculin.
Soit un sexe ratio de 1.65 (300/182) en faveur du sexe féminin. Les enfants de
moins de cinq ans sont les plus représentés soit 52,90% (255/482).
Tableau II : Prévalence globale du portage parasitaire
Nombre de cas I.P (%)
Négatif 286 59,34%
Positif 196 40,66%
Total 482 100%
Sur les 482 GE/DP faites, 196 sont positives. L’I.P est donc de 40.66%.
Tableau III : Prévalence du portage plasmodial suivant le sexe
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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33
Sur les 196 cas de GE/DP+, nous avons trouvé 92 cas chez les patients de
sexe masculin et 104 cas chez Les patients de sexe féminin soit des pourcentages
respectifs de 50,55% et 34,67%.
Tableau IV: Prévalence du portage plasmodial suivant la tranche d’âge
Le Tableau V présentant la prévalence du portage plasmodial suivant la tranche
d’âge nous révèle qu'il y a une forte positivité dans la tranche d’âge des moins de
cinq ans (60,20%).
Figure 4 : Prévalence du portage plasmodial selon la provenance
L’analyse de cette figure montre une répartition inégale de la population
d’étude en fonction de la provenance. Les patients hospitalisés représentent
79,46% (383/482) contre 20,54% (99/482) pour les patients externes.
L’analyse de cette même figure révèle que sur les 196 patients impaludés,
167 étaient hospitalisés ; soit un pourcentage de 85,20 contre un pourcentage de
14,80 (29/196) externes.
Négatif Positif
Interne 216 167
Externe 70 29
216
167
7029
0255075
100125150175200225250
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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Tableau V : Caractéristique du taux réel de leucocytes
L’analyse de ce tableau montre que la médiane du taux réel de leucocytes
est de 10920 avec un écart interquartile de 10380, le taux minimal est de 2400 et
le plus élevé est de 74000.
Figure 5 : Répartition du taux réel de leucocyte par rapport à la valeur
standard (6000) fixé par l’OMS.
Légende :
Série 1 La répartition des effectifs du taux des leucocytes
Série 2 La répartition des fréquences du taux des leucocytes
L’analyse de cette figure nous permet de dire que sur les 196 taux de
leucocyte réalisé, seul un patient a un nombre de leucocyte égal à 6000 soit un
pourcentage de 0,51%.
0255075
100125150175
de 6000 6000 de 6000
moins égal a plus
Série1 36 1 159
Série2 18,38 0,5 81,12
361
159
18,380,5
81,12
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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La probabilité pour qu’un patient ait un nombre de leucocyte égal à 6000
pour notre étude est donc de 0,51.
Figure 6 : Répartition du taux réel des leucocytes suivant les tranches d’âges.
L’analyse de cette figure révèle que la tranche d’âge de moins de 5 ans est
celle contenant le plus grand nombre de patient ayant un taux de leucocyte
supérieur à 6000 (108 /196) soit un pourcentage de 67,92.
Tableau VI : Caractéristiques comparatives des parasitémies obtenues par les
deux méthodes de calcul (DPS et DPR)
L’analyse de ce tableau montre qu’il existe une différence entre les
médianes de la DPS et DPR avec des médianes respectivement égale à 7775,5 et
12510,5.
La comparaison des médianes des DPS et DPR a été réalisée avec le test de
Student. La valeur de p < 0,05 permet de dire que la différence entre les deux
densités parasitaires est considérée comme statistiquement significative.
DP standard DP réelle P value
Médiane (Leucocyte/µL) 7775.5 12510,5
EIQ [1294 - 24676,5] [2180,5 - 41573,5] 0,0029
valeurs extrêmes 34 - 591340 35 - 711010
Total 196
020406080
100120
[0 ; 5[ [5 ; 15[ [15 ; 80[
≤6000 10 10 17
> 6000 108 38 13
10 10 17
108
38
13
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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Figure 7: Proportion de concordance et de discordance des DP calculées par la
méthode standard et celle du compte des blancs.
L’analyse de la figure révèle que sur les 196 densités parasitaires calculées,
99,5% des résultats étaient discordants contre 0,5% concordant.
Figure 8 Proportion des DP sous-estimées et surestimées au sein des discordants
L’analyse de cette figure révèle que sur les 195 densités parasitaires
Discordantes, 81,54% des résultats étaient surestimés contre 18,46% sous-
estimés.
18,46%
81,54%
DP discordant sous-estimation
DP discordantsurestimation
0
20
40
60
80
100
DP discordant DP concordant
Pourcentage 99,5 0,5
99,5
0,5
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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2 Discussion
Cette étude réalisée au Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de
L’Enfant-Lagune a eu pour objectif principal, l’appréciation de la densité
parasitaire standard et de la densité parasitaire réelle pour l’établissement de la
densité parasitaire au cours du paludisme à Plasmodium falciparum chez les
patients consultants le laboratoire du CHU-MEL.
Au terme de notre étude, il ressort que parmi les 482 GE / DP réalisées,
196 patients hébergeaient le parasite du paludisme, soit 40,66%. Parmi ces 196
cas de paludisme diagnostiqués, la tranche d’âge des moins de 5 a été la plus
touchée avec une prévalence de 60,20%. Nos résultats sont comparables à ceux
de Jain M et al. en 2005[17].
Les densités parasitaires étaient calculées d’une part avec le facteur 6000
leucocytes/μL et d’autre part avec le taux réel de leucocytes. La différence globale
observée entre les deux types de densités parasitaires était statistiquement
significative (p< 0,05). Les très fortes parasitémies trouvées dans notre étude
pourraient s’expliquer par l’âge relativement jeune (< 5 ans) des enfants inclus
dans notre étude.
La valeur médiane de 10920 leucocytes /μL de sang trouvée dans notre
étude est nettement supérieure au coefficient standard 6000 leucocytes/μL utilisé
par l’OMS. Cela s’explique d’une part par le fait que notre étude a pris en compte
en majorité les enfants et surtout les nouveaux nés et d’autre part par le fait que
le Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’Enfant Lagune reçoit en
particulier les enfants et les femmes enceintes.
L’utilisation du coefficient 6 000 leucocytes/μL dans le calcul de la densité
parasitaire serait donc inadaptée à la réalité au CHU-MEL. Nos résultats
corroborent avec ceux de McKenzie et al. [18] qui avaient noté des médianes de
leucocytes plus basses que les nôtres en Thaïlande en 1998 [18] et au Pérou en
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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1999, et sont semblables à ceux de Adu-Gyasi et al. au Ghana [19], qui ont trouvé
une médiane de 10 000 leucocytes/μL. Ces auteurs ont aussi démontré que la
densité parasitaire calculée avec un coefficient de 10 000 se rapprochait plus de
celle obtenue avec le nombre réel de leucocytes du patient que l’estimation avec
la valeur de 8 000 recommandée par l’OMS. Ils contrastaient cependant avec ceux
de A.M.Dorkenoo et al. [3] en 2013 qui ont trouvé que L’utilisation du coefficient
8 000 (leucocytes/μL) dans le calcul de la densité parasitaire au cours de
l’infestation à P. falciparum était adaptée chez les enfants âgés de 6 mois à 5 ans
au Togo.
La très forte proportion de discordance des DP calculées par la méthode
standard et celle du compte des blancs obtenue et le pourcentage très élevé des
patients ayant une densité parasitaire surestimées montre que l’utilisation du
coefficient 6000 leucocytes/µl ne rend pas compte de la réalité dans notre étude,
d’autant plus que, la valeur de la densité parasitaire est un des critères de gravité
du paludisme selon l’OMS. Aussi le traitement de l’accès palustre simple n’est
pas identique à celui du paludisme grave, d’où la nécessité de précision dans la
détermination de la densité parasitaire. Nos résultats sont contraires à ceux de
Jeremiah et al. [20] au Nigéria, qui ont noté une surestimation de la densité
parasitaire obtenue avec le coefficient 8 000.
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
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Conclusion
Cette étude prospective a été menée dans la période de Mai à Août 2015 sur
482 patients, venus en consultation au laboratoire du CHU-MEL pour suspicion
de paludisme. Nous y avons apprécié l’utilisation de la densité parasitaire réelle
et de la densité parasitaire standard pour l’établissement de la densité parasitaire
au cours du paludisme à Plasmodium falciparum.
Au terme de notre étude, nous avons retenu qu’il existe un écart
statistiquement significatif entre la densité parasitaire réelle et la densité
parasitaire standard p < 0,05. Le calcul de la densité parasitaire avec le coefficient
6000 introduit un biais vraiment grand dans le calcul de la densité parasitaire des
patients du CHU-MEL et n’est donc pas adapté à notre population d’étude.
Conclusion
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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40
Suggestions
Au vu de ces résultats,
Nous suggérons :
Aux cliniciens, d’associer systématiquement la numération des globules
blancs à la Goutte Epaisse demandée pour les patients admis en consultation pour
des cas de paludisme.
Aux autorités du CHU-MEL, de fournir au laboratoire les réactifs
nécessaires pour la réalisation des deux types d’examens GE- DP/NB.
Puisqu'il est établi l’existence d’un impact non négligeable du taux réel de
leucocytes sur le calcul de la densité parasitaire au sein de notre population, nous
suggérons des études plus approfondies, afin de mettre en évidence le lien existant
entre le paludisme et les globules blancs et le rôle des globules blancs dans la
physiopathologie du paludisme.
A l’OMS et aux autorités du Ministère de la santé, de subventionner la
réalisation de la numération des globules blancs pour la réalisation de la GE-DP
afin d’assurer aux patients une meilleure prise en charge du paludisme.
A tous les laboratoires informatisés, en particulier celui du CHU-MEL,
l’utilisation d’un logiciel appelé « Densité réelle, rapide et fiable » réalisé à cet
effet afin de faciliter au technicien le calcul de la densité parasitaire.
Suggestions
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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41
Références bibliographiques
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l’obtention du diplôme de master professionnel en démographie, 2012, 94.
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l’âge, la parasitémie et le taux d’hémoglobine Journal of Applied Biosciences
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AGBÈRÈ D, Numération leucocytaire et densité parasitaire dans le
paludisme simple chez les enfants âgés de 6 mois à 5 ans en milieu urbain au
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du BENIN : Manuel de procédures opérationnelles standardisées du
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contre le paludisme : prise en charge du paludisme, guide du participant,
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charge du paludisme grave, 2013 3ème édition Genève 27, 83; 11-14.
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au centre médical Saint Camille de Ouagadougou. Diplôme d’Etudes
Références bibliographiques
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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42
Approfondies en Biochimie/Biologie Moléculaire, Université de Ouagadougou,
51; 3.
[8] Association Française des Enseignants de Parasitologie et Mycologie
(ANOFEL), Parasitologie médicale. Généralités et définitions, 2014,27; 4-8.
[9] FALL D., Prévalence du paludisme et des parasitoses intestinales au
niveau du centre de sante Nabil Choucair de la patte d'oie Builders – Dakar.
Thèse pour obtenir le grade de Docteur en Pharmacie (Diplome D'etat), Présentée
et soutenue publiquement le 20 Mai 2006, 140; 31- 51 et 65-66.
[10] SIALA E., BEN ABDALLAH R., BOURATBINE A., AOUN K..,
Actualités du diagnostic biologique du Paludisme. Revue Tunisienne
d’Infectiologie 2010,4: 5-9.
[11] Société de Pathologie Infectieuse de Langue Française (SPILF).Prise
en charge et prévention du paludisme d’importation à Plasmodium
falciparum : recommandation pour la pratique clinique, 2007,4.
[12] CHURCH L.W, LE T.P, BRYAN J.P., Clinical manifestations of
Plasmodium falciparum malaria experimentally induced by mosquito
challenge. J Infect Dis. 1997;175: 915–20.
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de médecine tropicale des pays de l’océan indien de Mise à jour le 11/01/2015.
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Montréal et Maloine éditeur, Paris. 335.
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réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
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43
[16] TOPANOU A. et KLOTOE J. R., Guide des travaux pratiques
d’hématologie, ABM/GBH/EPAC/UAC. 2010 ,53; 16-17.
[17] JAIN M, KAUR M. Comparative study of microscopic detection
methods and haematological changes in malaria. Indian J Pathol microbiol
2005 ; 48: 464-467.
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PERMPANICH B., LUCAS C., ROBERT A., GASSER J
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2005; 192: 323-330.
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count of 10,000/μl of blood is appropriate measure Central Ghana. Malar J
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parasite density using actual and assumed white blood cell counts. Ann Trop
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Annexe 1
Annexe 1
FICHE D’ENQUETE 2014-2015 (CHU-MEL)
Annexes
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45
Annexe 2 : Caractères d’identification de chaque espèce plasmodiale
Caractéristiques de P. falciparum
Globules rouges parasités gardent leur taille normale (ne sont pas
agrandis) ;
Les taches de Maurer peuvent être présentes ;
Les trophozoïtes sont couramment de forme annulaire en virgule
avec une chromatine parfois dédoublée (deux points de chromatine
= forme d’écouteur ou de casque), un cytoplasme régulier et fin ;
Possibilité de polyparasitisme ;
Présence parfois des formes marginales (trophozoites aplatis, accolés
à la paroi du GR ;
Schizonte mature : 12-32 mérozoïtes, de forme ovale ou irrégulière ;
le pigment malarien est rassemblé au centre. Mais, il est inhabituel
de voir les formes en développement sur des étalements de sang
périphérique (les trophozoites âgés et les schizontes) ;
Les gamétocytes sont caractérisés par leur forme en banane, en
croissant ou faux. Le pigment malarien est rassemblé autour du
noyau central. Cependant, ils n’apparaissent pas habituellement dans
le sang pendant les quatre premières semaines de l’infection.
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46
Figure 9: Plasmodium falciparum à différents stade en frottis mince et en
goutte épaisse colorés au Giemsa
Caractéristiques de P. malariae
Globules rouges parasités ronds, de petite taille.- Trophozoïte
annulaire à arrondi et compacte uninucléé (un seul point de
chromatine), parfois allongé et traversant diamétralement le GR
(forme en bande ou en drapeau) ;
Une grosse tache de chromatine ;
Pigment malarien brun foncé, rassemblé en motte dans le cytoplasme
à côté du noyau ;
Les granulations de Zieman sont rarement observées (les colorations
habituelles ne les mettent pas en évidence) ;
Schizonte mature avec 6-12 mérozoïtes disposés en périphérie du
parasite tandis que les grains de pigment malarien sont disposés au
centre (forme en marguerite)
Figure 10 : Plasmodium malariae à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa
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47
Caractéristiques de P. ovale
GR parasités augmentent de taille, sont déformés en ovale avec un
contour souvent crénelé ou effiloché aux pôles ;
Granulations de Schüffner : petites, rouges, abondantes ;
Trophozoïte charnu et compacte, un seul point de chromatine ;
Pigmentation épaisse noire, ou granulée, marron ;
Schizonte mature de taille moyenne avec 4-12 mérozoïtes,
compactes. Les grains de pigment malarien sont gros et concentrés
au centre du cytoplasme ;
Gamétocyte sphérique avec grains de pigment malarien disséminés
dans tout le cytoplasme.
Figure 11 : Plasmodium ovale à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa
Caractéristiques de P. vivax
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48
Globules rouges parasités augmentent de taille (sont agrandis),
ronds
Cytoplasme décoloré ;
Présence de nombreuses granulations de Schüffner : petites, rouges ;
Trophozoïtes âgés amiboïdes (forme tourmentée avec un cytoplasme
plus abondant et vacuole fragmentée ;
Schizonte de forme arrondie ou irrégulière avec 16-24 mérozoïtes ;
Grains de pigment malarien brun rassemblés au centre ;
Gamétocyte sphérique, compacte
Figure 12 : Plasmodium vivax à différents stade en frottis mince et en goutte
épaisse colorés au Giemsa
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49
Le tableau ci-après regroupe les caractéristiques des différentes espèces
plasmodiales.
Tableau VII : Caractéristiques des différentes espèces plasmodiales.
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Annexe 3: Cycle biologique des Plasmodies
Figure 13 : Diagramme du Cycle de vie du parasite du paludisme
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Annexe 4: Schéma d’identification des espèces plasmodiales
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Annexe 5: Composition du liquide de dilution
Liquide de Lazarus
- Bleu de méthylène…………………0,25g
- Acide acétique……………………..30ml
- Eau distillée q.s.p…………………100ml
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53
Table des matières
Enseignants permanents ....................................................................................... iv
Enseignants vacataires ........................................................................................... v
Dédicace ............................................................................................................... vi
Remerciements .................................................................................................... vii
Hommages ............................................................................................................ ix
Liste des abréviations et sigles .............................................................................. x
Liste des tableaux ................................................................................................. xi
Liste des figures ................................................................................................... xii
Résume/Abstract ................................................................................................ xiii
Sommaire ............................................................................................................ xiv
Introduction ........................................................................................................... 1
1ère partie : Synthèse bibliographique .................................................................... 3
1 Paludisme ........................................................................................................ 4
Historique du paludisme ........................................................................... 4
Définition .................................................................................................. 4
Epidémiologie ........................................................................................... 5
Agents pathogènes .............................................................................. 5
Vecteur ............................................................................................... 6
Mode de transmission ......................................................................... 6
Cycle biologique des Plasmodies ....................................................... 7
Diagnostic biologique du paludisme .................................................. 9
Les différentes formes de paludisme. ..................................................... 10
Formes simples ................................................................................. 10
Accès pernicieux .............................................................................. 10
Immunité antipalustre ............................................................................. 11
Immunité innée contre le paludisme ................................................ 11
Table des matières
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54
Immunité acquise ............................................................................. 11
2 Globules blancs ............................................................................................. 12
Définition ................................................................................................ 12
Hématopoïèse des globules blancs. ........................................................ 12
Caractéristiques et rôles des globules blancs. ........................................ 13
Numération des globules blancs. ............................................................ 14
2ème partie : Matériel et méthodes d’étude........................................................... 15
1 Cadre ............................................................................................................. 16
Cadre institutionnel ................................................................................. 16
1.2 Cadre technique .......................................................................................... 18
1.3 Description du Centre Hospitalier Universitaire de la Mère et de l’enfant 18
1.3.1 Situation géographique ..................................................................... 18
1.3.2 Historique ......................................................................................... 18
1.3.3 Présentation du laboratoire .................................................................. 19
2 Matériel et Méthodes ................................................................................. 21
2.1 Matériel ................................................................................................... 21
2.1.1 Matériel de prélèvement ...................................................................... 21
2.1.2 Matériel pour la réalisation des examens : ....................................... 21
Méthode d’étude ..................................................................................... 22
2.2.1 Type d’étude et période ....................................................................... 22
2.2.2 Population d’étude ............................................................................... 22
2.2.3 Critères d’inclusion .............................................................................. 22
2.2.4 Critères de non inclusion ..................................................................... 23
2.3 Échantillonnage .......................................................................................... 23
2.3.1 Variables étudiées ................................................................................ 23
2.3.2 Collecte des données ............................................................................ 23
2.4 Réalisation des analyses ............................................................................. 23
2.4.1 Le frottis sanguin et la goutte épaisse .................................................. 24
2.4.1.1 Technique de confection ................................................................... 24
Numération des globules blancs ....................................................... 28
Appréciation de la densité parasitaire standard et de la densité parasitaire
réelle au cours du paludisme chez les patients consultant le CHU-MEL.
Réalisé et soutenu par Bayo Didier DJOSSOU
55
Méthodes de calcul ................................................................................. 29
Calcul du nombre de globules blancs sur la cellule de malassez. .... 29
Calcul de la densité parasitaire (DP) sur GE .................................... 29
Traitement des données .......................................................................... 30
3ème partie : Résultats et Discution ...................................................................... 31
1 Résultats ........................................................................................................ 32
2 Discussion ..................................................................................................... 37
Conclusion ........................................................................................................... 39
Suggestions .......................................................................................................... 40
Références bibliographiques ............................................................................... 41
Annexe 1 .............................................................................................................. 44
Annexe 2 : Caractères d’identification de chaque espèce plasmodiale .............. 45
Annexe 3: Cycle biologique des Plasmodies ...................................................... 50
Annexe 4: Schéma d’identification des espèces plasmodiales ........................... 51
Annexe 5: Composition du liquide de dilution ................................................... 52
Table des matières ............................................................................................... 53