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Manual de Prácticas de Laboratorio de OCEANOGRAFÍA BIOLÓGICA I

Elizabeth del Carmen Orellana Cepeda

Mariana Elvira Callejas Jiménez

Responsables de la elaboración del manual de Oceanografía Biológica I

Universidad Autónoma de Baja California

Facultad de Ciencias Marinas

Revisado el 16 de Octubre de 2013 por la Academia de la Facultad de Ciencias Marinas

Directorio

Dr. Felipe Cuamea VelázquezRector UABC

Dr. Oscar Roberto López BonillaVicerrector, UABC Campus Ensenada

Dr. Juan Guillermo Vaca RodríguezDirector FCM

Víctor Zabala HamsSubdirector, FCM

Universidad Autónoma de Baja California

Facultad de Ciencias Marinas

ÍndiceIntroducción..........................................................................................................................................................................1

Encuadre del Sistema de Prácticas........................................................................................................................................2

Introducción......................................................................................................................................................................2

Competencias a las que contribuye...................................................................................................................................2

Niveles de Desempeño...................................................................................................................................................2

Ubicación dentro del mapa curricular...............................................................................................................................3

Programa del Sistema de Prácticas...................................................................................................................................4

Muestreo para estudio de la migración nictimeral del zooplancton.................................................................................4

Plancton y producción primaria........................................................................................................................................4

.............................................................................................................................................................................................. 5

Contenido de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica I.....................................................................................5

1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................................................................................6

1.1. Introducción..........................................................................................................................................................6

2. MUESTREO Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS Y DATOS............................................................................................10

2.1. Muestreo con red para el estudio del fitoplancton marino..................................................................................10

2.2. Muestreo para estudio de la migración nictimeral del zooplancton....................................................................13

3. PLANCTON Y PRODUCCIÓN PRIMARIA........................................................................................................................16

3.1. Estudio de la biodiversidad del fitoplancton marino...........................................................................................16

3.2. Migración nictimeral del zooplancton.................................................................................................................20

3.2. Migración nictimeral del zooplancton......................................................................................................................20

3.3. Crucero Oceanográfico........................................................................................................................................23

3.4. Distribución y abundancia del zooplancton epipelágico en la bahía de Todos Santos, B.C.................................27

4. NECTON E INTRODUCCIÓN A LA CIENCIA PESQUERA..................................................................................................31

4.1. Adaptaciones de los peces la vida pelágica.........................................................................................................31

4.2. Estudio biométrico de la sardina..............................................................................................................................34

4.3. Estudios del contenido estomacal............................................................................................................................38

Guía general para la elaboración de un Reporte científico..............................................................................................43

Rúbrica de Reporte científico...........................................................................................................................................46

Técnica de iluminación según Köhler...............................................................................................................................48

Ejemplo de hoja de datos para Oceanográfico:................................................................................................................49

Hoja de datos de campo……………………… Nombre y tipo de embarcación____________________________________. . . .49

¿Cómo organizar un reporte de laboratorio?...................................................................................................................51

Anexos................................................................................................................................................................................54

Normas Generales de Seguridad e Higiene.....................................................................................................................54

Medidas Generales en Caso de Accidente......................................................................................................................55

Plan general de emergencia........................................................................................................................................55

Fuego en el laboratorio...............................................................................................................................................55

Fuego en el cuerpo......................................................................................................................................................56

Quemaduras................................................................................................................................................................56

Cortes..........................................................................................................................................................................56

Derrame de productos químicos sobre la piel.............................................................................................................56

Corrosiones en la piel por ácidos y álcalis.................................................................................................................57

Corrosiones en los ojos...............................................................................................................................................57

Ingestión de productos químicos.................................................................................................................................57

Manual de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica IIntroducción Página 1

Introducción

Este manual está diseñado para estudiantes de Biología. Está destinado a servir de complemento a la materia de Oceanografía biológica I de la carrera de Licenciatura en Oceanología de la Facultad de Ciencias Marinas de la Universidad Autónoma de Baja California, pero podrá, mediante adaptaciones y modificaciones leves, ser usado en cualquier carrera afín.

Elizabeth del Carmen Orellana CepedaMariana Elvira Callejas Jiménez Facultad de Ciencias Marinas de la UABC

Manual de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica IEncuadre del Sistema de Prácticas Página 2

Encuadre del Sistema de Prácticas

Introducción

En esta parte del curso se practica tanto en laboratorio como en el campo tanto en lancha como en barco, los aspectos técnicos de la oceanografía pelágica, sobre la que se centra el temario del curso.

El manual inicia con una revisión básica del comportamiento y buen uso de materiales e instrumentos que se estudian durante el curso.

Durante este curso en su parte práctica se desarrollan nuevas habilidades de manejo de material microscópico, habilidades de dibujo e interpretación de las observaciones al microscopio compuesto de fitoplancton y al microscopio estereoscópico de zooplancton. En el estudio de necton se trabaja con biometría y disección de un pez pelágico menor planctófago de la bahía de Todos Santos, cada alumno analiza cinco contenidos estomacales donde se encontrarán los organismos planctónicos de la misma manera que se encontraron en la naturaleza cuando se hicieron arrastres en el mar para integrar en un ejemplo real el piélagos. La práctica finaliza con la reconstrucción de la red trófica pelágica, a partir de la compilación de todos los datos.

Competencias a las que contribuye

Niveles de DesempeñoIntegrar los procesos físicos, químicos, geológicos y biológicos que influyen sobre el

piélagos en el medio marino, a partir de los datos y muestras que analiza el estudiante comparando y contrastando las categorías de tamaño a través del semestre para formar las bases de la modelización de redes tróficas y de producción pesquera que le permitirán visualizar con disciplina y compromiso el manejo de los recursos pelágicos, proponiendo soluciones que aseguren el manejo sustentable y sostenible de los recursos con respeto y cuidado del medio ambiente, con creatividad y de manera eficaz.


Manual de Prácticas de Laboratorio de [MATERIA]Encuadre del Sistema de Prácticas Página 3

Ubicación dentro del mapa curricular


Manual de Prácticas de Laboratorio de OCEANOGRAFÍA BIOLÓGICA IEncuadre del Sistema de Prácticas Página 4

Programa del Sistema de Prácticas

Tema Práctica o prácticas programadas Ámbito de desarrollo Duración*

1. Introducción al medio pelágico

Adaptaciones a la vida planctónica. Laboratorio deOceanografíaBiológica

3 horas

2. Muestreo y procesamient

o de muestras y

datos.

Muestreo con red para el estudio defitoplancton marino

Bahía de Todos Santos

3 horas

Muestreo para estudio de la migración nictimeral del zooplancton

Bahía de Todos Santos

3 horas

3. Plancton y producción primaria.

Diversidad del fitoplancton marino Laboratorio deOceanografíaBiológica

6 horas

Migración nictimeral del zooplancton Laboratorio deOceanografíaBiológica

6 horas

Crucero oceanográfico Laboratorio deOceanografíaBiológica

3 horas

Distribución y abundancia delZooplancton en la bahía de TodosSantos

Laboratorio deOceanografíaBiológica

12 horas

7. Necton e introducción a la ciencia pesquera

Adaptaciones de los peces alpiélagos y biometría

Laboratorio deOceanografíaBiológica

6 horas

Análisis de contenido estomacal Laboratorio deOceanografíaBiológica

3 horas

* Duración en horas para cada práctica, y semana del semestre en la que se realizará.


Contenido de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica I

Responsables de la elaboración del manual de Oceanografía Biológica I

Elizabeth del Carmen Orellana Cepeda


Manual de Prácticas de Laboratorio de de Oceanografía biológica IINTRODUCCIÓN Página 6

1. INTRODUCCIÓN AL MEDIO PELÁGICO

Facultad de Ciencias Marinas de la Universidad Autónoma de Baja California

Responsables: Elizabeth del Carmen Orellana Cepeda


Número de alumnos por práctica: 12

Propósito General de las Prácticas de INTRODUCCIÓN AL MEDIO PELÁGICO

Estas prácticas tienen como propósito conducir al alumno en el conocimiento de los procesos que interactúan en la comunidad pelágica, tratando de resolver preguntas, aplicando el método científico y razonando con criterios de sustentabilidad, valorando la biodiversidad, con respeto al medio ambiente.

Durante las prácticas se relacionará a los principales taxa con las imágenes de los organismos vivos, observar su movimiento y categorizar las adaptaciones morfológicas que han desarrollado para sobrevivir en el agua con curiosidad, disciplina y organización.

1.1. ADAPTACIONES A LA VIDA PLANCTÓNICA

1.1.1 IntroducciónLos organismos pequeños del dominio pelágico se estudian y cuentan en un

microscopio. Los organismos más pequeños del plancton que miden menos de 10 μm de diámetro, se pueden observar con ayuda del microscopio compuesto de epifluorescencia. La gran mayoría de los organismos fitoplanctónicos (20 a 200 µm de diámetro) se identifican bajo el microscopio compuesto y la gran mayoría de organismos del zooplancton (>200 µm de diámetro), incluyendo huevos y larvas de peces, se pueden contar bajo un microscopio estereoscópico (Sournia, 1975).

En esta práctica observaremos diferentes organismos planctónicos fijados y/o en vivo con la ayuda del microscopio estereoscópico y el microscopio compuesto, por analogía



deduciremos los componentes del invertoscopio para reunir la metodología básica del estudio del piélago en laboratorio.

1.1.2. ObjetivoRecordando a los organismos que aprendió en los cursos de Recurso Botánicos

Marinos y Zoología Marina, categorizará los organismos que habitan en una gota de agua de mar aplicando el microscopio adecuado a la categoría de tamaño.

1.1.2.1 Categorizar los organismos que habitan en una gota de agua de mar, aplicando lo que aprendió en el curso de Recursos Botánicos Marinos, mediante el uso adecuado del microscopio compuesto y compromiso de utilizarlo con disciplina de por vida.

1.1.2.2 Inferir los componentes de un invertoscopio a partir del conocimiento del microscopio compuesto con el compromiso de utilizarlo con disciplina de por vida.

1.1.3. Material

1.1.3.1. Materiales1 muestra de zooplancton

1 muestra de fitoplancton

1 caja de Petri por alumno

1 portaobjetos por alumno

1 cubreobjetos por alumno

1 par de guantes de látex por alumno

1 mascarilla por alumno

1 estuche de disección con pinzas por alumno y regla con cm y pulgadas

1 piceta para agua de mar

1.1.3.2. Instrumental 1 microscopio estereoscópico por alumno

1 microscopio compuesto por alumno

1 microscopio invertido o invertoscopio para demostración



1.1.3.3. Reactivos3 lt de agua de mar filtrada

1.1.4. Desarrollo

1. Anote nombre, marca y modelo de cada microscopio y sus partes.2. Explique para que sirve cada uno y responda al final el cuestionario.3. En una muestra de plancton vivo y/o fijo, observar y dibujar un copépodo, una larva, con

diferentes aumentos en el microscopio estereoscópico.4. Después de hacer la iluminación de Köeler en un microscopio compuesto (Anexo), en

una muestra de plancton fijo y/o vivo observe una diatomea céntrica, una diatomea pennada, un dinoflagelado, dibuje tres tipos de organismos fitoplanctónicos como: diatomeas céntricas y pennadas (solitarias o formando cadenas) y un dinoflagelado (solitario o en cadena), anotando el aumento utilizado para cada dibujo y describa si observa movimiento.

5. Trabajando en equipo, complete con nombres, las figuras de los microscopios y por analogía infiera las componentes del invertoscopio o microscopio invertido y comente las razones por las cuales el microscopio compuesto es adecuado para análisis cualitativos y el invertoscopio para análisis cuantitativos del fitoplancton marino.

6. Lea acerca del uso del microscopio invertido (Hasle, 1987 en pp. 191-196 en Sournia, A. 1997) y discuta acerca de la aplicación de cada uno de los microscopios que utilizó durante su práctica, al estudio cualitativo y cuantitativo de las diferentes fracciones de tamaño del plancton.



Microscopio estereoscópico Microscopio compuesto

Microscopio invertido visto de ambos costados.

Cuestionario para discusión en grupo:

1. Llenar la tabla:Microscopios

Objetivos Estereoscópico Compuesto InvertidoAumento menorAumento mayorInmersión



2. Complete con nombres las figuras de los tres tipos de microscopio: estereoscópico, compuesto e invertido.

3. ¿Para qué sirve el condensador?4. Usando el microscopio compuesto, dibuje una diatomea.5. Usando el microscopio estereoscópico, dibuje un copépodo.6. Trate de observar y representar si observa movimiento en una célula viva.

1.1.5. Método de EvaluaciónAutoevaluación. Mediante el uso de manuales propios de los instrumentos, los

alumnos se autoevaluarán con respecto a los conceptos básicos que manejan con respecto al buen uso y aplicación de los diferentes microscopios (estereoscópico, compuesto e invertido).

1.1.6. BibliografíaBoltovskoy, D. (Ed.) 1981. “Atlas del Zooplancton del Atlántico Indooccidental y métodos de

trabajo con el Zooplancton Marino”. Publ. especial del INIDEP. Mar del Plata. 937 págs.

Hasle, G. 1978. Using the inverted microscope. En: Phytoplankton Manual. Sournia, A. (Ed.), UNESCO, París, págs. 191-196.

2. PROCESAMIENTO DE MUESTRAS Y DATOS





Propósito General de las Prácticas de PROCESAMIENTO DE MUESTRAS Y DATOS

El curso tiene el propósito de proporcionar las herramientas para llegar a ser competente en resolver problemas de los organismos marinos que habitan en la columna de agua. En la primera parte del curso se tratarán las metodologías que permiten diseñar un muestreo de acuerdo a las hipótesis como parte del método científico que practicará durante el semestre.

2.1. MUESTREO CON RED PARA EL ESTUDIO DEL FITOPLANCTON MARINO.



2.1.1. IntroducciónEn un crucero siempre se hacen arrastres oblicuos para recolectar mayor cantidad de

material. Para fines docentes del estudio del fitoplancton y del zooplancton se realizarán arrastres verticales y horizontales. En la primera salida en lancha se realizará un arrastre horizontal de fitoplancton con una red # 20 y con una red número 6 u 8 a una velocidad de 5 nudos para evitar que los organismos la evadan. Se realizarán los arrastres después de tomar nota de la lectura del flujómetro para calibrarlo y se harán tres lances verticales para lograr una estimación cuantitativa de los diferentes componenetes del zooplancton en tres estratos al amanecer, medio día y atardecer.

2.1.1.1. FITOPLANCTONLa hipótesis que se trabajará es que la diversidad específica del fitoplancton dentro de la

bahía es menor que fuera de ella.

2.1.1.2. MIGRACIÓN NICTIMERAL DEL ZOOPLANCTONLa hipótesis de trabajo es que el 40% del zooplancton migra.

2.1.2. Objetivo

Construir una gráfica de enrarecimiento con datos originales a partir de las observaciones de fitoplancton marino al microscopio compuesto en el laboratorio de Oceanografía Biológica para determinar la diversidad, con honestidad y organización.

2.1.2.1. Organizar el trabajo de campo de manera que todos los alumnos dentro de la lancha se coordinen y trabajen con respeto de los unos por los otros.

2.1.2.2. Detectar que grupos del zooplancton migran verticalmente y validar la hipótesis que dice que el 40% del zooplancton migra con curiosidad científica y propositivo.

2.1.3. Material

2.1.3.1. Materiales

1 Lancha 1 Red # 6, u 8 ó 0 de 30 cm de diámetro de boca



1 Red # 20 de 30 cm de diámetro de boca

3 Cuerdas de 20 m

1 Disco de Secchi

1 Reloj con cronómetro

1 tabla

1 estuche de disección con tijeras

1 embudo de plástico.

1 bolígrafo

10 etiquetas impresas por equipo (salida)

1 piceta para formaldehído al 5%


8 frascos de 500 ml de capacidad

2 viales para guardar las alícuotas de plancton vivo

6 Hoja de datos por día

21 Frascos de boca ancha limpios con boca de medio litro por día.


3 pares de guantes de trabajo

1 tamiz de plancton


1 charola

2.1.3.2. Instrumental 1 Geoposicionador

1 cronómetro

1 flujómetro

2.1.3.3. Reactivos1 lt de formaldehído al 4% neutralizado con borato de sodio

2 lt de formaldehído al 10% neutralizado con borato de sodio por día

3 lt de agua de mar filtrada esterilizada con UV

2.1.4. Desarrollo1) Se formarán equipos de 4 a 6 personas para salir al mar en lancha con motor fuera de

borda. 2) Los estudiantes arriba de la lancha, se relevarán en las diferentes acciones para que

todos practiquen cada acción prevista en la práctica.



3) Anotarán los datos meteorológicos y físicos en la hoja de datos que se diseñó previamente, durante la preparación de la salida.

4) Después de asegurar la red a la lancha, para recolectar fitoplancton para poder evaluar posteriormente la diversidad específica, se realizarán lances horizontales con la red # 20 entre dos estaciones (A y B) a una velocidad de 2.5 nudos.

5) Una vez terminado el arrastre observe las características de los organismos en vivo, separe una alícuota y consérvela in vivo.

6) Vacíe el contenido del colector en un frasco y fíjelo con formaldehido al 4% neutralizado con borato de sodio en proporción 1:1.

2.1.5. Método de EvaluaciónLa metodología de campo deberá incluirse en el Reporte de laboratorio que será de tipo

reporte científico, correspondiente a las muestras trabajadas, donde deberá referenciarse, acompañado de un mapa de localización de la estación debidamente referenciado.

2.1.6. BibliografíaBoltovskoy, D. (Ed.) 1981. “Atlas del Zooplancton del Atlántico Indooccidental y métodos de trabajo con el Zooplancton Marino”. Publ. Esp. del INIDEP. Mar del Plata. 937 págs.

2.2. MUESTREO PARA ESTUDIO DE LA MIGRACIÓN NICTIMERAL DEL ZOOPLANCTON

2.2.1. IntroducciónEl problema es que aparentemente parte del zooplancton en el amanecer y atardecer

migra verticalmente. En estos momentos del ciclo diurno, el plancton que migra se concentra en la superficie del océano, en tanto que durante el día se encuentra principalmente en la llamada profundidad diurna, de allí la importancia de que los lances de zooplancton permitan diferenciar los primeros niveles de profundidad para resolver el problema. ¿Qué grupos migran? ¿Hay diferencias significativas entre el día y el atardecer? ¿Hay diferencias significativas entre el día y el amanecer?

2.2.2. ObjetivoPracticar muestreos de plancton mediante el uso adecuado de redes en una lancha

con disciplina, organización, cooperación en el llenado de formas y cuidado de unos con otros.



2.2.3. Material

2.2.3.1. Materiales1 Lancha

1 Red # 6, u 8 ó 0 de 30 cm de diámetro de boca

3 Cuerdas de 20 m

1 Disco de Secchi


1 tabla

1 estuche de disección con tijeras

1 tamiz de plancton


1 bolígrafo

10 etiquetas impresas por equipo (salida)



8 frascos de 500 ml de capacidad

2 viales para guardar las alícuotas de plancton vivo

6 Hoja de datos por día

21 Frascos de boca ancha limpios con boca de medio litro por día.1 par de guantes de látex por alumno

3 pares de guantes de trabajo1 piceta para agua de mar

1 charola

2.2.3.2. Instrumental1 Geoposicionador

1 cronómetro

1 flujómetro

2.2.3.3. Reactivos1 lt de formaldehído al 4% neutralizado con borato de sodio





2.2.4. Desarrollo

1) Antes de proceder, asegúrese que la red está bien amarrada a la lancha.2) Al llegar al punto estimado, mida la profundidad del fondo con una cuerda fija a la

lancha y con un peso en el extremo que va a bajar.3) Una vez encontrado el punto, usted estará en la estación A, anote los datos en su hoja.4) Lea la profundidad del disco de Secchi y anote el ángulo de inclinación.5) Lea el flujómetro y anote la lectura inicial en su hoja de datos y anote la hora.6) Con la red 6 u 8, de 3 cm de diámetro, bájela hasta 9 m de profundidad.7) Mida el ángulo de inclinación y anótelo en la hoja de datos.8) Espere 3 minutos antes de proceder a izar la red.9) Suba la red de 9 a 6 m, estrangule la red a los 6 m y tráigala a superficie.10) Tome nota del tiempo de arrastre real para que calcule la velocidad durante el arrastre.11) Anote la lectura del flujómetro al final del arrastre. Esto permitirá corregir el dato.12) Una vez que tiene la muestra, vacíe el contenido del colector en un frasco y después de

observar los ejemplares recolectados, fije la muestra con formaldehido al 10% neutralizado con borato de sodio en proporción 1:1 y etiquete correctamente.

13) Luego realice un arrastre similar de 6 a 3 m de profundidad, con la diferencia que la bajará a 6 m y la estrangulará a 3 m.

14) Una vez etiquetada correctamente su muestra, baje a 3 m y después de 3 minutos, súbala a superficie, pero sin estrangular.

15) Al final. Lave todo con agua dulce, complete las etiquetas que han quedado incompletas, guarde responsable y ordenadamente todas las muestras.

2.2.5. Método de EvaluaciónRúbrica de evaluación de Reporte científico en la sección de materiales y métodos.

2.2.6. Bibliografía

Same to, D., P. Wiebe, J. Runge, L. Postel, J. Dunn, C. Miller y S. Coombs. 2000. 3. Collecting zooplankton. En: Harris, R., P. Wieba, J. Lenz, H.R. Skjoldal, M. Huntley (Eds.) 2000. ICES Zooplankton Methodology Manual. Academic Press, San Diego, págs. 55-81.

Ejemplo de etiqueta de frasco:


Universidad Autónoma de Baja CaliforniaFacultad de Ciencias Marinas

Oceanografía biológica I 2010-1Migración Zooplancton

Fecha de muestreo__________________ Hora_______a__________Estación__________________________ No. de muestra__________Tipo de muestra __________________________________________Profundidad________________________ No. de red_____________

Latitud_______________________ Longitud___________________ Tipo de arrastre________________ Colector ___________________



Manual de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica I PLANCTON Y PRODUCCIÓN PRIMARIA Página 17

3. PLANCTON Y PRODUCCIÓN PRIMARIA.





Propósito General de las Prácticas de PLANCTON Y PRODUCCIÓN PRIMARIA

El curso tiene el propósito de proporcionar las herramientas para llegar a ser competente en resolver problemas de los organismos marinos que habitan en la columna de agua. En la primera parte del curso se tratarán las metodologías que permiten diseñar muestreo de acuerdo a hipótesis como parte del método científico que practicará durante el semestre.

3.1. Estudio de la biodiversidad del fitoplancton marino

3.1.1. IntroducciónSe dice que la Bahía de Todos Santos está contaminada y cuando la contaminación

ocurre, las especies más delicadas del fitoplancton desaperecen de manera que la diversidad disminuye, de esta forma la pregunta que se quiere responder es ¿cómo es la diversidad en esta taxocenosis?

3.1.1.1. Determinación del tamaño mínimo de muestra

3.1.1.2. Determinación de la biodiversidad

3.1.2. Objetivo Combinar los conocimientos básicos de Recursos Botánicos Marinos con Zoología Marina y

Ecología Marina en el estudio de una muestra de fitoplancton y a partir del índice de diversidad



de Shannon y Wiener (Margalef, 1978), contrastarlo con la teoría con respeto por el medio para explicarlo propositivamente.

3.1.2.1. Construir una gráfica con datos originales a partir de las observaciones de fitoplancton marino estudiado con microscopio compuesto en laboratorio de Oceanografía Biológica de manera organizada con disciplina y compromiso.

3.1.2.2. Contrastar con la literatura los resultados obtenidos en laboratorio de Oceanografía Biológica de manera organizada con disciplina y compromiso.

3.1.3. Material

3.1.3.1. Materiales1 muestra por alumno

1 piceta con agua de mar filtrada





1 lápiz

1 borrador

3.1.3.2. Instrumental 1 microscopio compuesto

1 computadora por cada 2 alumnos

3.1.3.3. Reactivo1 lt de agua de mar

3.1.4. DesarrolloSe trabajará con las muestras recolectadas por los mismos estudiantes en la primera

salida y/o en el crucero oceanográfico del semestre precedente para probar hipótesis.

El trabajo se iniciará de manera individual, luego se compartirá con los compañeros y una vez terminada la etapa de obtención de resultados, cada alumno hará un reporte individual



con interpretaciones personales con respecto a la hipótesis planteada: ‘La diversidad es baja en las zonas contaminadas”.

En el laboratorio:

1) Llevar cada muestra a un volumen constante. 2) Preparar muestras para identificar y contar el fitoplancton separando los subtotales

de conteo para poder saber cuántas células de cada especie apareció en cada alícuota ordenadamente.

3) Dibujar cada especie de fitoplancton que se encuentren asignándole un nombre de común acuerdo con sus compañeros.

4) Construir una tabla como la que se presenta de ejemplo para construir la gráfica y calcular el índice de diversidad de Shannon y Wiever H´= Σ- pi log2 pi que se aprendió en Ecología.

5) Construir una gráfica de enrarecimiento con el número de unidades de muestreo en la abscisa y el número acumulativo de especies en la ordenada, a partir de la Tabla II elaborada con datos propios generados al microscopio.

Tabla II. Ejemplo de tabla de datos para determinar el tamaño mínimo de muestra

Taxa Muestra

1

Muestra

2

Muestra

3

Muestra

4

Muestra

5 ni pi =ni /N - pi log2 pi

Skeletonema costatum

Chaetoceros debilis

Chaetoceros socialis

Coscinodiscus centralis

Lingulodinium polyedrum

Ceratium furca

Ceratium fusus

Prorocentrum micans

Protoperidinium conicum

Número acumulativo de spp.

Σ- pi log2 pi



Discutir acerca de la relación de la ubicación de las estaciones estudiadas con los resultados obtenidos, concluyendo acerca de la salud del medio ambiente de acuerdo al Índice de diversidad obtenido.

3.1.5. Método de EvaluaciónReporte de laboratorio tipo científico con las figuras de las especies organizadas

separadamente diatomeas de dinoflageladas de clorofitas, de silicoflageladas. No olvidar que la introducción, materiales y método, mapa y discusiones van referidos en el texto.

3.1.6. BibliografíaMargalef, R. 1978. Diversity. En: Phytoplankton Manual. Sournia, A. (Ed.), UNESCO, París, págs. 251-260.

Tomas, C. R. (Ed.) 1997. Identifying Marine Phytoplankton. Academic Press. San Diego, 858 págs.


Manual de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica IPLANCTON Y PRODUCCIÓN PRIMARIA Página 21

3.2. Migración nictimeral del zooplancton

3.2.1. IntroducciónLas migraciones en el zooplancton presentan una variedad de extensiones desde metros

hasta miles de metros y ocurren en diferentes profundidades especialmente en niveles epipelágicos. Muchos grupos de organismos realizan migraciones verticales, subiendo justo antes del amanecer, permanecen concentrados en la “profundidad diurna” durante las horas del día, ascienden al atardecer y homogenizan su distribución durante la noche, salvo cuando hay luna llena. En general siguen un isolúmen y tienen gran importancia ecológica en redes tróficas alternas y modifican las redes de transferencia de energía.

3.2.1.1. Submuestreo con pipeta Stempel

3.2.1.2. Cálculo de volumen filtrado por la red

3.2.1.3. Gráficas de corbata

3.2.2. Objetivo

Integrar la interacción de las variables abióticas y bióticas oceanográficas con el zooplancton tanto en el dominio nerítico como en el dominio oceánico para establecer las bases de los modelos de productividad y transferencia de energía en la columna de agua que quedarán plasmadas en el reporte de la práctica con honestidad y compromiso.

3.2.2.1. Estructurar la tabla de datos general a partir de las observaciones individuales con disposición y compromiso.

3.2.2.2. Relacionar los diferentes estadios larvarios que se encuentran en el piélago y se reconocen en laboratorio con los adultos para visualizar los modelos de producción de biomasa y energía en el piélago con curiosidad y organización.



3.2.3. Material

3.2.3.1. Materiales1 pipeta Stempel por alumno

1 estuche de disección con agujas


1 bolígrafo

1 pipeta Stempel



1 caja Petri cuadriculada por alumno

1 rollo de papel secante1 lápiz1 par de guantes de látex por alumno


Pipeta Stempel (Schieper, 1972).

3.2.3.2. Instrumental1 Microscopio estereoscópico por alumno

1 computadora conectada a la red por cada alumno

3.2.3.3. Reactivos12 lt de agua de mar filtrada

3.2.4. Desarrollo

1) Una vez que los datos de campo estén en orden, elaborar una tabla general de datos de campo en hoja electrónica que será reproducida y repartida entre todos los estudiantes.

2) Las muestras se repartirán entre los estudiantes. Elizabeth del Carmen Orellana CepedaMariana Elvira Callejas Jiménez Facultad de Ciencias Marinas de la UABC


3) Constatar que las etiquetas contienen la información complete y correcta.4) Cada estudiante se hará cargo de una muestra de manera que en cada sección de

laboratorio se complete un conjunto de 9 muestras de diferentes horas y de los tres niveles de profundad, que analizará en dos semanas.

5) Medir el volumen de la muestra que se trabajará, pues la pipeta Stempel es un submuetreador volumétrico.

6) En una caja de Petri, vaciar una pipeta Stempel de un volumen determinado.7) Tomar nota del volumen de cada alícuota.8) Anotar los resultados cuali-y cuantitativos que se obtiene de cada alícuota hasta que se

repitan las taxa.9) Calcular el volumen analizado sumando los volúmenes de las alícuotas.10) Calcular cuántos organismos de cada taxón hay en la muestra total de volumen

conocido, filtrado por la red mediante la aplicación de reglas de tres consecutivas.11) Completar y llevar los resultados a número de organismos por 1000 m3 para construir

una tabla general de datos. 12) Cada alumno elige un grupo taxonómico para centrar su discusión. 13) Dibujar 3 gráficas de corbata verticales al mismo nivel y misma escala, una para el

amanecer, otra para el medio día y la tercera para el atardecer. 14) Observar si hubo movimiento.15) Trabajar la hipótesis y confeccionar un reporte científico, haciendo énfasis en la

contrastación estadística.

3.2.5. Método de EvaluaciónRúbrica de evaluación de Reporte científico.

3.2.6. BibliografíaBoltovskoi, D. 1981. Submuestreo. En: Atlas de zooplancton del Atlántico Sudoccidental y métodos de trabajo con el zooplancton marino. Publ. Especial del INDEP, Mar del Plata, págs.. 143-151.

Omori, M. y T. Ikeda (Eds.) 1976. Methods of Zooplankton Ecology. John Wiley & Sons, N.Y, 331 págs.

Postel, L., H. Fock y W. Hagen. 2000. Biomass and abundance. En: Harris, R., P. Wieba, J. Lenz, H.R. Skjoldal, M. Huntley (Eds.) 2000. ICES Zooplankton Methodology Manual. Academic Press, San Diego, págs. 83-192.

Schieper, C. 1972. Research Methods in Marine Biology. Sidgwick & Jackson biology Series. 356 págs.



3.3. Crucero Oceanográfico

3.3.1. IntroducciónEl plancton se puede recolectar de acuerdo a su tamaño: a mano, mediante buceo o con

agentes de muestreo como redes, botellas hidrológicas o muestreadores especiales (Boltovskoy, 1981). En esta ocasión se practicará especialmente con redes de malla muy fina denominadas “redes para plancton”. Las más finas sirven para retener los organismos más pequeños (redes #25 o 20 que principalmente la fracción menor del microplancton donde se encuentra la mayor parte del fitoplancton), las de mayor diámetro de luz de malla, que retienen a organismos de mayor tamaño (redes #0 o 00 principalmente se utilizan para recolectar huevos y larvas de peces o ictioplancton) y entre ellas, las redes #6 y 8 usadas para retener principalmente la fracción mayor del microplancton como crustáceos holoplanctónicos (copépodos y eufáusidos) y meroplanctónicos (larvas de crustáceos y de otros invertebrados).

En el concierto armónico de todas estas actividades, un oceanólogo sabrá cuanto tiempo ocupa cada maniobra según se practique. De allí, la gran importancia de participar en todas las actividades que implica el quehacer oceanográfico con ocurre en un crucero. El practicar desde el diseño hasta llevar a cabo el muestreo, le permitirá conocer las etapas que implica la preparación y realización de un crucero oceanográfico.

3.3.1.1. Muestreo horizontal de red para ictioplancton (o zooplancton)

3.3.1.2. Muestreo vertical de red para fitoplancton

3.3.2. ObjetivoCompilar en las hojas de datos de campo las mediciones realizadas a bordo en meteorología, oceanografía biológica, física, química y geológica, que servirán para la interpretación de la distribución y abundancia del zooplancton en la bahía.

3.3.2.1. Combinar el uso de redes con el tamaño de los organismos que se recolectan y los fijadores más usuales que se aplican a las diferentes fracciones del plancton en el campo con disciplina y valorando su propia vida y la de sus compañeros.



3.3.3. Material

3.3.3.1. Materiales

1 Red # 6, u 8 ó 0 de 50 cm de diámetro de boca

1 Red # 20 de 50 cm de diámetro de boca

3 Cuerdas de 50-60 m


50 etiquetas

1 tabla

1 Disco de Secchi

1 bolígrafo

1 charola

21 hojas de datos

1 piceta para formadehído al 5%

2 viales para guardar las alícuotas de plancton vivo por día

42 Frascos de boca ancha de 500 ml



1 tamiz

3 pares de guantes de trabajo

50 etiquetas impresas

10 lt formaldehído al 5 % neutralizado con borato de sodio

10 lt formaldehído al 10% neutralizado con borato de sodio

1 piceta para formadehído al 10%


3.3.3.3. Reactivos

1 lt de formaldehído al 4% neutralizado con borato de sodio





3.3.4. Desarrollo

En el Crucero se realizan siete estaciones diarias en coordenadas preestablecidas sobre tres transectos, uno diario y se comenzará por la estación más lejana A-1, B-1 o C-1 y se irá acercando hacia la costa.

Los alumnos se rotarán en el desempeño de las actividades en cada una de las estaciones para practicar todas las tareas, una en cada una o dos estaciones.

El orden de muestreo y/o práctica en cada estación es el siguiente:1. Cinco minutos antes de llegar a la estación con la red #6, 8 o 0, realizar un arrastre

subsuperficial horizontal, durante 5 minutos.2. Preparar el frasco limpio para almacenar la muestra.3. Llenar la hoja de datos (Anexo).4. Llenar la etiqueta, pegarla al frasco y ponerlo sobre la charola para recibir la muestra.5. Al llegar a la estación, alzar la red anotando separadamente el tiempo de recuperación.6. Enjuagar la red de afuera hacia adentro.7. Con mascarilla y guantes de látex, preparar una piceta con formaldehído al 10%

neutralizado.8. Recibir el copo colector con la muestra, trabajando sobre una charola y vaciarlo al frasco

debidamente etiquetado.9. Agregar formaldehído al 10% a la muestra, en proporción de volumen 1:1.10. Enjuagar con agua dulce la red sin copo colector.11. Enjuagar el copo colector con agua dulce y poner a escurrir para que se seque.

En el punto correspondiente a la estación:1. Anotar todos los datos abióticos que se mencionan en la hoja de datos de campo.2. Tomar tiempos con un cronómetro.3. Hacer un arrastre vertical con red # 20.4. Esperar 3 minutos para que se estabilice la red antes de subirla. 5. Recuperar la red a mano. 6. El arrastre rápido disminuirá la evasión de los organismos. 7. Enjuagar la red de afuera hacia adentro.8. Con mascarilla y guantes de látex, preparar una piceta con formaldehído al 5%

neutralizado. 9. Recibir el copo colector con la muestra, en la charola y vaciarlo al frasco debidamente

etiquetado.10. Anotar la hora de abandono de la estación.

- Al final del crucero, lavar todo con agua dulce y completar las etiquetas que han quedado incompletas y guardar de manera responsable y ordenadamente todas las muestras.

*Nota: se llenará una hoja de campo en duplicado para evitar la pérdida de datos necesarios para el resto de la gente.


Universidad Autónoma de Baja CaliforniaFacultad de Ciencias Marinas

Crucero COBTS-ZV-0409

Fecha de muestreo__________________ Hora_______a__________Estación__________________________ No. de muestra__________Red # ____ Tipo de arrastre _________________ Prof _______m

Latitud_______________________ Longitud___________________ Colector ___________________ Prof. fondo ______________ m


Ejemplo de una etiqueta:

3.3.5. Método de EvaluaciónRúbrica de reporte científico.

3.3.6. BibliografíaBoltovskoi, D. 1981. Submuestreo. En: Atlas de zooplancton del Atlántico Sudoccidental y métodos de trabajo con el zooplancton marino. Publ. Especial del INDEP, Mar del Plata, págs. 143-151.

Omori, M. y T. Ikeda (Eds.) 1976. Methods of Zooplankton Ecology. John Wiley & Sons, N.Y., 331 pp.




3.4. Distribución y abundancia del zooplancton epipelágico en la bahía de Todos Santos, B.C.

3.4.1. IntroducciónA pesar que el zooplancton presenta variaciones diurnas, con la red se puede concentrar

grandes volúmenes de agua que permiten estimar la distribución y abundancia del zooplancton epipelágico.

3.4.1.1. Submuestreo con separador Folsom

3.4.1.2. Determinación de taxa y análisis cuantitativo

3.4.1.3. Validación de datos

3.4.2. ObjetivoSe trabajarán las hipótesis que afirman que: a) el plancton se distribuye en

parches y b) el holoplancton es más abundante en el dominio oceánico y el meroplancton en el nerítico y se comparará si hay asociación de especies utilizando chi cuadrada con un grado de libertad en cuadro de presencia ausencia entre estaciones neríticas contra estaciones oceánicas.

3.4.2.1. Graficar de manera georeferenciada, la distribución y abundancia de cada componente del zooplancton en la bahía de Todos Santos con datos originales obtenidos de muestras del crucero en el laboratorio, con honestidad, organización y compromiso.

3.4.3. Material

3.4.3.1. Materiales

1 muestra de zooplancton de crucero

1 estuche de disección con agujas


1 bolígrafo


1 piceta para formaldehído al 10%Elizabeth del Carmen Orellana CepedaMariana Elvira Callejas Jiménez Facultad de Ciencias Marinas de la UABC




1 rollo de papel secante

1 lápiz

1 caja Petri cuadriculada por alumno

3.4.3.2. Instrumental1 microscopio estereoscópico

1 computadora conectada a la red por cada

2 alumnos

1 separador FOLSOM por cada 4 alumnos

3.4.3.3. Reactivos 5 lt de agua de mar filtrada pasada por UV

3.4.4. DesarrolloDejando que cada equipo plantee sus propias hipótesis, para lo cual es conveniente leer los artículos de Jiménez Pérez, L.C. en la Revista de Ciencias Marinas, de la UABC sobre zooplancton de la Bahía d Todos los Santos, la metodología propuesta para solucionar los problemas iniciales es la siguiente:

Con los extractores del laboratorio de Oceanografía Biológica funcionando:1. Una vez que estén puestos en orden los datos de campo, se multiplican y reparten las copias.2. Una vez que todos están de acuerdo y antes de la repartición de las muestras, se procede a

constatar que las etiquetas contienen la información correcta.3. Se reparten las muestras entre los estudiantes.4. Etiquetar correctamente los frascos para las submuestras subdivida de la muestra original con

el separador Folsom.5. Cada estudiante se hará cargo de una muestra y la analizará en tres o cuatro semanas. 6. Prepare 7 frascos pequeños de boca ancha (de Gerber), bien limpios y etiquete repitiendo la

información inicial y la fracción que contendrá, además de su nombre, curso y fecha.7. Nivelar el separador de Folsom8. Después de homogenizar la muestra con una varilla de vidrio se dividen a la mitad. 9. La primera mitad se vacía en el frasco original y se marca con 1/2.



10. La otra se subdivide a 2/4 y una mitad se vacía en un Segundo frasquito debidamente etiquetado y así sucesivamente con el mismo procedimiento, en dos mitades mediante el separador Folsom (Bolovskoy, 1981, págs. 133-162) a ¼, 1/8, 1/16, 1/32, 1/64, 1/128 y 1/256, cuidando cada vez de etiquetar el nuevo frasco a la que corresponderá el contenido.

Separador de Folsom (Schlieper, 1972).

11. La subdivisión continuará hasta que cada submuestra sólo contenga entre 400 y menos de 1000 organismos (Bolovskoy, 1981, pág. 163-169).

12. En una caja Petri, coloque gotitas de la fracción menor, identifique los grupos y cuente todo. En un frasco limpio, cada vez que termine de contar, vacíe arrastrando el material con una piceta con agua. Con este ejercicio, cuando termine de contar la fracción menor de submuestra, usted obtendrá los resultados cuantitativos de los grupos más abundantes.

13. El frasco con el material contado se vacía en el bidón de desechos peligrosos orgánicos para su destino final.

14. Aquellos grupos no abundantes, se contarán en fracciones mayores con el mismo procedimiento.

15. En la primera fracción (1/2 para las muestras de profundidad y ¼ para las muestras de superficie), trabaje los grupos “raros” solamente.

16. Compilar los datos de todos en una tabla de resultados en una hoja electrónica que será utilizada para gráficas de cada grupo que trabajará cada alumno.

17. Estime el volumen total filtrado por la red en su estación, grafique y de solución al segundo problema.



18. Con los valores totales de presencia-ausencia de las estaciones de su transecto, construya una tabla de contingencia, calcule Chi-cuadrada para comparar las taxocenosis y solucione el tercer problema.

19. Sobre un mapa anote las concentraciones de zooplancton expresadas en nº de organismos por 1000 metros cúbitos y construya isolíneas de abundancia del zooplancton total, de holoplancton y separadamente de meroplancton.

20. Con un programa tipo ODV, obtenga la distribución y abundancia de un grupo zoológico debidamente georeferenciado y compárelo con el holoplancton o con el meroplancon, dependiendo a que grupo pertenece.

3.4.5. Método de EvaluaciónRúbrica de reporte científico.El reporte científico debe contener:Las observaciones de campo.Volumen filtrado por la red.Inventario de los principales grupos taxonómicos identificados por usted con los respectivos dibujos originales.

En un cuadro de abundancia de los diferentes grupos taxonómicos identificados.

3.4.6. BibliografíaBoltovskoi, D. 1981. Submuestreo. En: Atlas de zooplancton del Atlántico Sudoccidental y métodos de trabajo con el zooplanton marino. Publ. Especial del INDEP, Mar del Plata, págs. 143-151.

Omori, M. y T. Ikeda (Eds.) 1976. Methods of Zooplankton Ecology. John Wiley & Sons, N.Y, 331 págs.


Claves de zooplancton.



4. NECTON E INTRODUCCIÓN A LA CIENCIA PESQUERA





Propósito General de las Prácticas de NECTON E INTRODUCCIÓN A LA CIENCIA PESQUERA

El curso tiene el propósito de proporcionar las herramientas para llegar a ser competente en resolver problemas de los organismos marinos que habitan en la columna de agua. En la primera parte del curso se tratarán las metodologías que permiten diseñar el muestreo de acuerdo a hipótesis como parte del método científico que practicará durante el semestre.

4.1. Adaptaciones de los peces la vida pelágica

4.1.1. IntroducciónEn la bahía de Todos Santos continuamente hay pescadores motivados por conseguir

nuevos permisos para pescar. De allí que es importante investigar acerca de la red trófica de pelágicos menores.

4.1.1.1. Comparación de una sardina con el caballito de mar.

4.1.1.2. Estudio biométrico de la sardina

4.1.1.3. Análisis de contenido estomacal de la sardina



4.1.2. ObjetivoCombinar los conocimientos básicos de Zoología Marina y Ecología

Marina, en el laboratorio de Oceanografía Biológica explicando de manera organizada con disciplina y compromiso.

4.1.2.1. Comparar las características morfológicas de un pez bien adaptado a la vida pelágica con uno mal adaptado en el laboratorio de Oceanografía biológica con buena disposición y voluntad de aprender.

4.1.2.2. Reconstruir la red trófica de la sardina con el análisis de contenido estomacal en el laboratorio de Oceanografía biológica integrando todo lo aprendido en el semestre con optimismo y creatividad.

4.1.2.3. Contrastar con la literatura los resultados obtenidos en laboratorio de Oceanografía Biológica de manera organizada con disciplina y compromiso.

4.1.3. Material

4.1.3.1. Materiales5 peces por alumno



1 equipo de disección completo por alumno




1 borrador

1 lápiz

1 bolígrafo



4.1.3.2. Instrumental1 computadora por cada 2 alumnos

1 balanza

1 microscopio compuesto por alumno

1 microscopio estereoscópico por alumno

4.1.3.3. Reactivos1 lt de agua de mar

4.1.4. Desarrollo4.1.4.1. Adaptaciones de los peces la vida pelágica.

Para interpretar las adaptaciones a la vida pelágica que presenta el ejemplar, dibuje y compare un pez pelágico con uno típicamente bentónico observando y llenando los siguientes aspectos morfológicos:

Identificación

Características morfológicas Pez pelágico Pez bentónico

Forma del cuerpo

Contorno del cuerpo

Color

Forma de la cabeza

Ojos

Aletas

Tipo



Aleta caudal Proporción

Pedúnculo

*Discuta y concluya acerca de las adaptaciones a la vida pelágica que pudo observar.

4.1.5. Métodos de evaluaciónRúbrica de reporte científico (Anexo)

4.1.6. BibliografíaCaillet, C.M. 1976. Fish habitat studies. Workshop proceedings Astoria. Oregon, 13-

15, WSG – WO 77 – 2.

4.2. Estudio biométrico de la sardina

4.2.1. IntroducciónPara evaluar el estado de un recurso pesquero, es fundamental realizar estudios de

biometría que permiten estimar la edad de la primera madurez, evaluaciones de crecimiento y poder determinar el tamaño y edad de la primera captura permisible.

4.2.2. ObjetivoGenerar las bases de datos necesarios para la toma de decisiones sobre la regulación de

los recursos pesqueros.

4.2.3. Material

4.2.3.1. Materiales5 peces por alumno



1 estuche de disección completo por alumno


1 borrador

1 lápiz



4.2.3.2. Instrumental1 microscopio estereoscópico por alumno

1 computadora por cada 2 alumnos 1 balanza

1 ictiómetro

4.2.3.3. Reactivos1 lt de agua de mar

4.2.4. Desarrollo

Determinar la edad de los peces a partir del estudio de otolitos sagita (Fig. 1) considerando cada anillo anual compuesto generalmente por una zona transparente más una zona opaca. La ventaja de determinar la edad sobre otolitos en comparación con el estudio en escamas, es que los otolitos se forman desde el estadío de larva, en tanto que las escamas aparecen después que el pez alcanza cierto tamaño y algunos las pueden regenerar cuando se pierden. Así, para conocer el crecimiento de la especie, se puede analizar un cierto número de escamas, pero si quiere determinar la edad del pez a partir de la lectura sobre escamas, deberá distinguir y retirar de su estudio las escamas regeneradas y contar los años sobre las escamas antiguas.

La información que se obtiene sobre la composición de edad de una captura en términos de grupos de edad o años, provee datos importantes sobre el stock en el sitio de dicha captura.

Tradicionalmente se considera como “grupo 0” a los animales que están en el primer año de vida, “grupo 1”, a los que están en el segundo año y así sucesivamente, de manera que se hace muy importante, anotar la fecha de obtención de las muestras en las etiquetas que quedarán para la Colección de referencia en el laboratorio de vertebrados. Del análisis de la morfología interna, debe identificarse el sexo, ya que el crecimiento puede ser diferente en ambos sexos.

Para ilustrar tanto la distribución de longitudes, como la distribución de edades, ambas pueden tabularse en términos de porcentaje o en forma de diagramas, el más usado es un histograma. La combinación de las determinaciones de las longitudes con las edades hace posible construir tablas de distribución de longitudes en cada grupo de edad y calcular así la longitud promedio por edad.

La curva de crecimiento se dibuja usando los grupos de edad en la abscisa y el promedio de la longitud o del peso, en su caso, en la ordenada. Un crecimiento balanceado genera una curva que comienza en el punto cero y luego gradualmente se estabiliza alcanzando un valor



máximo asintótico. Sin embargo, en una captura es difícil obtener una curva “ideal” y los valores se dispersan. Después de alcanzar el máximo, pueden decrecer en los individuos más viejos y en algunas especies pueden regularizarse, separando los sexos en dos curvas diferentes.

La edad puede también estar relacionada al peso y se calcula el peso promedio por grupo de edad generando una curva que resulta sigmoidal. Para especies que presentan escamas grandes, si se corrige el primer año, a partir de los anillos anuales en la lectura de escamas, se puede hacer un cálculo retrospectivo de la longitud alcanzada al final de un año, en base a las medidas de los anillos anuales, lo que permitirá aclarar dudas sobre irregularidades metabólicas que pudieran aparecer a partir de las lecturas en otolitos.

HOJA DE DATOS DE BIOMETRÍA

Especie PesoLongitu

dtotal

Clave SexoPeso

gonadal

Edad

otolito escama



4.2.5. Métodos de evaluación

Rúbrica de reporte científico.

4.2.6. BibliografíaCaillet, C.M. 1976. Fish habitat studies. Workshop proceedings Astoria. Oregon, 13-15, WSG – WO 77 – 2.



4.3. Estudios del contenido estomacal.

4.3.1. IntroducciónPara evaluar el estado de un recurso pesquero, es fundamental realizar estudios de

biometría que permiten estimar la edad de la primera madurez, evaluaciones de crecimiento y poder determinar el tamaño y edad de la primera captura permisible.

Para establecer redes tróficas en un cuerpo de agua y poder estimar la función que cumple una especie considerando su tamaño y edad, se realizará el examen del estómago fácilmente identificable después de abrir al ejemplar y seguir ordenadamente su aparato digestivo a partir de la boca.

El estudio del contenido estomacal, siempre que el animal lo conserve después de ser capturado (y no se vacíe por el trauma de la captura), además de indicar su posición en la red trófica, puede indicar los cambios de hábitos alimentarios que presenta a lo largo de su vida si se consideran los estudios anteriores. El examen interno de los peces puede incluir el análisis de contenido estomacal. A primera vista usted puede observar si es un pez planctívoro, si consume bentos, si es herbívoro o depredador. Retire el estómago anote su grado de llenado y péselo. En una solución salina 1:5 de formaldehido conserve el estómago para su posterior análisis en el laboratorio.

4.3.2. ObjetivoReconstruir la red trófica de plancton marino a parir del análisis de contenido estomacal

de un pez filtrador con voluntad y compromiso.

4.3.3. Material



4.3.3.1. Materiales

5 peces por alumno 1 piceta con agua de mar filtrada

1 par de guantes de látex por alumno 1 cubreobjetos por alumno

1 estuche de disección completo por alumno 1 mascarilla por alumno

1 portaobjetos por alumno 1 lápiz con borrador

4.3.3.2. Instrumental

1 microscopio compuesto por alumno 1 computadora por cada 2 alumnos

4.3.3.3. Reactivo

1 lt de agua de mar

4.3.4. Desarrollo

Para el procedimiento se los datos de contenido estomacal del necton, después de la identificación de los componentes de la dieta, se calcula la frecuencia de ocurrencia, el porcentaje numérico de los componentes y el porcentaje volumétrico.

El porcentaje de frecuencia de ocurrencia (% FO) se calcula con el cociente que resulta del número de estómagos en que se presenta multiplicado por el grupo de presa, dividido entre el nº de estómagos analizados de dicha especie.

% FO=número deestómagos enquese presentanúmero totalde estómagos

x 100

El porcentaje numérico (% N) se calcula con el cociente que resulta dividiendo la cantidad de organismos por grupo presa entre la cantidad de organismos presas contadas en el contenido estomacal.



% N= cantidad de organismos en el grupo presanúmero total de organismos presa

contados en el contenido estomacal

x 100

El índice de importancia relativa (IIR) se calcula a partir del producto que se obtiene multiplicando el porcentaje numérico (% N) por el porcentaje en volumen (% V) por la frecuencia de la presa (% P)

Especie estudiada:

EspeciePresa

Número(% N)

Volumen(% V)

Frecuencia(% F)

Índice deImportanciaRelativa (IIR)

1. Cada alumno estudiará los cuatro puntos y en una semana se reunirá con su equipo para compartir sus datos.

2. Reporte sobre los cuatro temas indicando como siempre su aportación personal (por ejemplo: adaptaciones, edad a partir de escamas y otolitos, posición en la curva, análisis de contenido estomacal, etc.), la aportación de equipo (por ejemplo: curvas completas por especie por sexo, variabilidad de contenido estomacal entre individuos de la misma población, etc.), de la



sección y del curso (en este caso último corresponde a la totalidad de datos biométricos de una especie).

3. Se sugiere que en la última semana de laboratorio, se realice un simposio para que se expongan los temas de: adaptaciones, edad, crecimiento y hábitos alimentarios.

4. En este caso las conclusiones de simposio corresponden a un reporte del estado biométrico de la taxocenosis íctica, en un ecosistema definido y en una fecha determinada.

4.3.5. Método de EvaluaciónReporte de laboratorio tipo científico con las figuras de las especies reconocidas al

microscopio deben organizarse separadamente diatomeas, de dinoflageladas, de clorofitas, de silicoflageladas. No olvidar que la introducción, materiales y método, mapa y discusiones van con referencias incluidas en el texto.

4.3.6. Bibliografía

Caillet, C.M. 1976. Fish habitat studies. Workshop proceedings Astoria. Oregon, págs. 13-15, WSG – WO 77 – 2.


Manual de Prácticas de Laboratorio de Oceanografía biológica IAnexos Página 44

Guía general para la elaboración de un Reporte científico.Introducción

Una de las formas de comunicación escrita más común en el área de las ciencias naturales, son los reportes de laboratorio, estos medios nos permiten transmitir las experiencias y avances en el conocimiento de una manera cara y ordenada. Además representan una competencia profesional y académica indispensable en la formación de os egresados en las carreras en ciencias.

Las partes esenciales de un reporte de laboratorio son: Portada Resumen Introducción, marco teórico Materiales y métodos

o Esquema de trabajoo Metodología referidao Localización del área de estudios (cuando aplica) debidamente presentada y

referida como en la Revista de Ciencias Marinas Resultados y discusiones

o Presentación de resultados indicando que se observa en la figura o tabla que se presenten

o Análisis de resultados y discusión de ellos debidamente referida Conclusiones y/o recomendaciones Referencias bibliográficas

1. Guía para la elaboración de la Portada: a) Priorizar por tamaños de letras los identificadores en orden jerárquico (UABC, Facultad

de Ciencias Marinas)b) Se podrán utilizar escudos o logotipos como identificadores y siempre en orden

jerárquico.c) Inmediatamente a los identificadores generales le sigue el nombre o título de la

práctica y su respectivo código numérico.d) Se identifica a que curso pertenece la práctica y quien o quienes la elaboraron.e) Por último, en la portada se establece la fecha de entrega del documento.



2. Guía para la elaboración del Resumen: *Esta sección se escribe de corrido, con puntos seguidos y no se utilizan referencias.

a) Señalar el problema que se va a resolver, objetivo(s), métodos y técnicas a emplear o usados para alcanzar el o los mismo (s).

b) Indicar de forma resumida y ordenada la secuencia del o los procedimientos y técnicas o métodos a aplicar y el objeto de cada etapa o etapas.

c) Reseñar los resultados esperados/obtenidos y los alcances de los mismos.d) Reseñar las limitantes y errores que afectan notablemente al o los resultados.

3. Guía para la elaboración de la Introducción y Marco Teórico: *Todo lo que se afirme necesita ser referido a la manera de la revista de ciencias Marinas.

a) Situar el problema en los antecedentes del tema.b) Explicar el problema que se va a resolver y hasta donde se va a llegar en la resolución

del problema, o sea que se concretan el o los objetivos.

4. Guía para la elaboración del Esquema de Trabajo: *Todo lo que se afirme necesita ser referido a la manera de la revista de ciencias Marinas.

4.1. Área de estudiosa) Describir brevemente el área de estudios.b) Especificar la localización de la estación o las estaciones estudiadas.c) Ilustrar el área con un mapa referido.

4.2. Procedimiento en campo y/o laboratorioa) Identificar las etapas más importantes del procedimiento. Identificar cada una de las

técnicas a emplear en la ejecución del método, señalando las variables dependientes e independientes a tomar en cuenta y la forma de medir la magnitud de cada una de ellas (en su caso).

b) Desarrollar os fundamentos (conceptos/definiciones) que sustentan a cada técnica y su integración dentro del método (método: uso secuencial de técnicas con un fin determinado).

c) Identificar los pasos que se deben realizar para cumplir cada etapa.d) Elaborar un esquema diagramático colocando cronológicamente las etapas como línea

central y complementar el esquema con los pasos necesarios para cumplir cada etapa.e) Enlistar los materiales a utilizar en cada una de las etapas (normalmente aparecen en

la guía de la práctica o manual).

4.3. Estadísticasa) Declarar las estadísticas que serán aplicadas a sus datos.



5. Resultados: a) Presentar los resultados de la misma manera que en la Revista de Ciencias marinas o

de Limnology and Oceanography.b) Ilustrar los resultados que se describieron en Figuras o Tablas de la misma manera que

se hace en ambas revistas periódicas.

6. Guía para la elaboración del Análisis de Resultados y Discusión: a) Discutir el procedimiento y los resultados a la luz de lo esperado (teoría):

1. ¿Se ajusta el procedimiento o los pasos del mismo a los objetivos? ¿Por qué?2. ¿Son los resultados los esperados? ¿Por qué?3. Identificar las dificultades encontradas para la obtención de los datos.4. Identificar las fuentes de error para cada resultado obtenido.5. Discutir las limitaciones, fuentes de error y como afectan al resultado obtenido.

b) En función de las limitaciones y errores observados, proponer alternativas para optimizar el método.

c) Situar sus resultados entre los resultados de otros autores para compararlos y, con honestidad, llegar a alguna consideración concluyente.

d) Conducir al lector hacia las recomendaciones y conclusiones.

7. Guía para la elaboración del listado de Citas o Literatura consultada:*Se recomienda seguir como ejemplo a la Revista de Ciencias Marinas

a) Libros: Nombres y Apellidos de los autores, “Título de la obra”, Capítulo, Nombre y Apellidos del Editor(es), Casa Editorial, Edición, Lugar de Edición (Ciudad, País). Año de edición, páginas consultadas

b) Publicaciones Periódicas: Nombres y Apellidos de los autores, (Año), Nombre de la publicación, Volumen, Número, páginas inicial-final del artículo.

c) Páginas de internet: Autor del artículo, “Título de la obra”, Dirección de la página (www.etc.etc/estaes/aquiesta), Lugar de Edición (Organización, Ciudad, País), Fecha de consulta

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS- M. Espinosa, E. Minero, N. Hilije y R. Barrientos. 2001 “Química para el desarrollo”,

Editorial Limusa S.A. México.- R. Hernández S., C. Fernández C., P. Baptista L., 2003 “Metodología de la Investigación”,

3ra edición, McGraw-Hill, México.


http://www.etc.etc/estaes/aquiesta


Rúbrica de Reporte científico

Criterios de Evaluación

Excelente (100) Bien (80) Regular (60)

Portada y Referencias

(5%)

Incluye el nombre completo de la universidad y facultad, título de la práctica, autor(es) y fecha de etrega.

Cita de acuerdo a la revista de Ciencias Marinas, citas en orden alfabético e incluir solamente las referencias incluidas en el texto.

Uno de los elementos que conforman la portada está en desorden, falta que se incluya algún elemento en la portada y/o alguna información está incorrecta.

No cita todas las referencias incluidas en el texto.

Gran parte de la información se encuentra en desorden, está incompleta y /o está incorrecta.

No sigue como modelo, la revista de Ciencias Marinas, las citas no se encuentran en orden alfabético y están incompletas o incorrectas.

Resumen

(10%)

Presenta el objetivo, métodos y técnicas en secuencia utilizada, principales resultados, los explica y dos o tres puntos de discusión y/o conclusión.

Falta incluir información o no es clara y/o está en desorden.

La mayor parte de la información se encuentra en desorden, está incompleta y/o redundante.

Introducción y Marco teórico

(15%)

Sitúa el problema en los antecedentes o en el marco teórico, explica el problema que va a resolver, formula el o los objetivo(s), incluye referencias en el texto de manera honesta y a la manera de la revista de Ciencias Marinas.

No problematiza a partir de antecedentes o marco teórico, carece de objetivo explícito o es incorrecto. Cita de manera incorrecta.

Faltan antecedentes y/o marco teórico y/o el objetivo. No problematiza. Faltan referencias en el texto.

Materiales y métodos (15%)

Describe brevemente el área de estudios, especifica la localización de estación (es) estudiada(s), ilustra con mapa referido, enlista materiales, presenta metodologías y técnicas correctamente referidas. Presenta las pruebas estadísticas referidas y aplicadas para contrastar hipótesis.

La localidad, materiales y metodologías están incompletos o no correctamente referidos o no claros.

Confunde localidades, estaciones, métodos, fórmulas o presenta información incompleta o incorrecta.

Resultados y discusión (25%)

Presenta explícitamente resultados antes de anotar tablas y/o figuras y guía al lector acerca de lo que se debe observar en las tablas y/o figuras.

Discute los resultados encontrados con referencias explícitas o propone soluciones

Faltan algunos resultados, las discusiones están incompletas.

Falta gran parte de los resultados, las gráficas están incorrectas o faltan, faltan tablas o no se discuten los resultados o si se discuten, faltan referencias para avalar



documentadas con referencias. la discusión.

Ortografía y redacción (5%)

Menos de 6 errores y el escrito es organizado respetando la gramática.

Presenta de 6 a 10 errores. La presentación no es clara.

Presenta de 11 a 20 errores. La presentación adolece de claridad y organización.

Participación (5%)

Participa con compromiso en todas las sesiones que dura la práctica (laboratorio y campo). Cumple en tiempo y de manera propositiva.

Participa de vez en cuando y entrega los datos atrasado.

No participa o no entrega datos.

Actitudes y valores (5%)

Es organizado, positivo, muestra iniciativa y trabaja limpiamente. Actitud de respeto, compañerismo, justicia responsabilidad, puntualidad, honestidad, tolerancia y humildad.

Algunas veces ejecuta las actitudes y valores establecidos para esta clase.

No ejecuta las actitudes y valores establecidos para esta clase.



Técnica de iluminación según Köhler

Para lograr un campo visual uniformemente iluminado y el poder de la resolución óptica deseada, es necesario regular el camino de los rayos de luz. El profesor August Köhler creó esta regulación por lo que se conserva su nombre, iluminación de Köhler.

Actividades:

1. Encienda la luz amarilla con bajo voltaje. 2. Abra los diafragmas de campo y de iris.3. Suba el condensador hasta el tope.4. Seleccione el objetivo 10x.5. Enfoque con el tornillo macrométrico y luego con el micrométrico una célula de

fitoplancton, usando únicamente el ojo derecho.a. Para enfocar con el ojo izquierdo, proceda a girar el porta-ocular o el ocular

enfocable hasta lograr ver nítida la imagen, no utilice el tornillo micrométrico ni macrométrico para esta función.

b. Ajustar la distancia interpupilar, esto es la distancia entre sus dos ojos.6. Cierre el diafragma de campo.7. Baje ligeramente el condensador hasta ver nítido el borde del diafragma de campo

(prisma).8. De ser necesario, centre el condensador con la ayuda de sus dos tornillos laterales

(uno después de otro, no los dos al mismo tiempo), una vez centrado el condensador abra el diafragma de campo hasta que el borde del diafragma a penas desaparezca del campo visual. Agregar el filtro azul y de ser necesario, intensificar un poco más de luz.

9. Contraste la imagen con el diafragma de iris del condensador. Un buen ajuste normalmente se logra teniendo un 66 y un 80% de la apertura de diafragma en campo visible.

10. A cada cambio de objetivo:

a. Enfoque con el tornillo micrométrico.

b. Contraste con el diafragma del iris.



Ejemplo de hoja de datos para Oceanográfico:

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIAFACULTAD DE CIENCIAS MARINAS

OC.B. CRUCERO OCEANOGRÁFICO 2013-

Hoja de datos de campo……………………… Nombre y tipo de

embarcación____________________________________

Profundidad del fondo

De carta:

De Ecosonda:

Fecha: Estación Hora de llegada Hora de partida

Latitud Longitud

Responsable de la estación Nombre del Apuntador

No. de personas

por equipo

Participantes del equipo: Voluntarios:

OBSERVACIONES METEOROLÓGICAS

Color del

cielo

Psicrómetro (preguntar a física)

b. seco…... b. h…...

Anemómetro

(preguntar a física)

Viento (preguntar al puente)

Velocidad y dirección

Nubosidad %

OBSERVACIONES DEL MAR

Color del agua Tipo de Mar e intensidad del oleaje Contaminación

Disco de Secchi

Lectura de disco de Secchi (m) Angulo de inclinación hora Nombre del lector

DATOS DEL LANCE DE REDES

Arrastre de plancton Zooplancton/Ictioplancton Fitoplancton

Número de muestra 20

Tipo de arrastre Horizontal profundidad superficial Vertical , profundidad:

Número de red



Hora de lance

Hora de inicio de arrastre

Inclinación del cable xxxxxxxxxxxxxxx

Velocidad de arrastre xxxxxxxxxxxxxxx

Tiempo de arrastre

Tiempo de recuperación xxxxxxxxxxxxxxx

Observaciones

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Observaciones:



¿Cómo organizar un reporte de laboratorio?

1. INTRODUCCIÓNNormalmente todo trabajo de investigación se reporta con un formato más o menos

establecido y siguiendo instrucciones dictadas por los comités editoriales del lugar donde se pretende presentar y/o publicar. Al final o en la contratapa de cada revista periódica (Limnology and Oceanography, Marine Biology, Ciencias Marinas, Marine Ecology Progress, etc.), se puede encontrar una serie de recomendaciones y condiciones para recibir un trabajo y en esta Guía se propone una serie de normas para ensayar este tipo de prácticas que ayudará al estudiante en la presentación de sus reportes de laboratorio y generar la estructura de su formato. Las revistas periódicas científicas se encuentran en las hemerotecas de las bibliotecas.

2. OBJETIVOComunicar a la comunidad universitaria, en este caso, acerca de los datos obtenidos a

partir del análisis de muestras estudiadas en las prácticas de laboratorio y campo del curso de Oceanografía Biológica I.

3. CONTENIDO DEL REPORTE

1. TítuloEs el inicio de una comunicación, en esta sección se responde a la pregunta: ¿Qué contiene

la comunicación? Esto se hará de forma muy precisa y completa en una frase breve.

2. Autor(es)Aquí corresponde anotar quien o quienes contribuyeron a la elaboración del trabajo.

Normalmente si se va a enviar el escrito, se anota el lugar de origen de las personas, en este caso de reportes de prácticas se anotará curso y sección de laboratorio a la que pertenece.

3. ResumenEl resumen es una síntesis del trabajo que describe el contenido de la contribución. En esta

sección es conveniente señalar: una frase introductora, el área de estudio, los métodos y técnicas aplicadas, los resultados obtenidos y las aportaciones principales del trabajo. Se escribe en un solo párrafo cuyos componentes son frases cortas y concretas. Se recomienda reemplazar expresiones como: “se discute acerca de…” tal o cual tema por definir claramente que es lo discutible de tal o cual tema.



En esta sección se responden preguntas tales como: ¿para qué, cuándo, dónde y cómo se trabajó?; ¿qué resultados se obtuvieron, cuál o cuáles son los puntos de mayor relevancia del trabajo y a qué conclusiones se llegó?

En el resumen no se anotan referencias.

4. IntroducciónEn esta sección se intenta motivar al lector a interesarse por el texto completo y no

abandonar hasta el final de ella. La introducción habla acerca de los por qué y para qué se hacen los trabajos. Las afirmaciones deben referenciarse, en este caso siguiendo como modelo la Revista de Ciencias Marinas. ¿Para qué servirá dicho reporte? Es conveniente que incluya una sección de antecedentes sobre el tema, sobre el área y sobre la metodología. Aquí se responderá a preguntas tales como: ¿En qué contexto se trabajó? ¿Cuál es el marco teórico? ¿Qué se sabía al respecto?.

Al final de esta sección se presentan los objetivos, donde se especifican los fines que se pretendieron con el trabajo y se exponen las hipótesis que se tienen y que se contrastarán en los resultados.

5. Área de estudioCada vez que se trabaje con muestras de campo se anotará el nombre y ubicación

geográfica de donde provienen. Además se indica el nombre de la ciudad, estado, localidad, afluente, río, bahía, ensenada, playa o puerto de que se trate. Los mapas y datos concretos se referencían con autor y año con honestidad.

Cuando se trata de un experimento de laboratorio se omite esta parte del reporte.

6. Materiales y métodosEn un reporte de laboratorio es muy útil citar los materiales que se utilizaron pues

permitirá a futuro agilizar la tarea de confeccionar listas nuevas. En esta sección se responde a las preguntas: ¿Con qué y cómo se trabajó? Normalmente para esta parte se recurre al proyecto inicial y se representa en forma de diagrama de flujo las acciones seguidas para explicar a continuación el procedimiento seguido. Al igual que en la introducción, se cita a los autores de los métodos o al menos se menciona a los autores de los manuales que permitieron hacer la práctica y se presenta el diseño de muestreo si se trata del campo o el diseño experimental si se refiere a un trabajo de laboratorio.

En esta sección también se escriben las fórmulas y fuente de donde se extrajo la metodología y fórmulas que se aplicaron.

7. Resultados¿Qué se encontró? Es importante seguir la secuencia presentada en la sección anterior

para el orden de los resultados y acompañar cada una de las unidades. De otra manera los resultados quedarán incompletos. Es importante presentar los resultados más relevantes y no sólo



proporcionar figuras y tablas que incluyan estos resultados. De esta manera se remarcará que es lo importante que se debe apreciar en la gráfica o en la tabla.

8. Discusión¿Qué significa lo encontrado, es relevante, concuerda con la hipótesis planteada desde el

principio, o si no hay suficientes pruebas para aceptar dicha hipótesis? En esta sección se comparan los resultados obtenidos con aquellos de otros autores, que deben mencionarse y referenciarse honestamente y se explica el significado de los resultados obtenidos con su interpretación y trascendencia.

9. ConclusiónEs una generalización final que proporciona una respuesta definitiva al logro de un

objetivo. Normalmente se llega a ella después de repetir varias veces el experimento o en el caso de algunas prácticas, cuando todos los equipos o personas encontraron resultados congruentes.

10. Referencias bibliográficasLas citas referidas en el texto, se anotan en orden alfabético de la primera letra del apellido

del autor principal o primer autor y luego se considera el segundo y los demás. Luego se anota el año y dependiendo si es una cita de un artículo, libro o capítulo de un libro se ordena de manera convencional. Se recomienda imitar el estilo de referencia de la Revista de Ciencias Marinas que es una revista científica aceptada mundialmente.

4. LECTURA RECOMENDADABUNGE, M. (Ed.) 1976. La investigación científica. Ariel. Barcelona, 955 págs.



Anexos

Normas Generales de Seguridad e Higiene1. El uso de bata es obligatorio.2. Antes de empezar el trabajo en el laboratorio tienes que familiarizarte con los elementos de

seguridad disponibles.3. Es necesario localizar las salidas principales y de emergencia por si se diese el caso de una

evacuación por fuego o por cualquier otro incidente, así como conocer la localización exacta de extintores, duchas de seguridad y duchas de ojos.

4. Es obligatorio usar gafas de seguridad siempre que se esté en el laboratorio.5. No usar lentes de contacto en el laboratorio, ya que en caso de accidente las salpicaduras de

productos químicos o sus vapores pueden pasar detrás de las lentes y provocar lesiones en los ojos antes de poder retirar las lentes. En estos casos es recomendable el uso de gafas graduadas o de gafas de seguridad cerradas.

6. Sí un producto químico te salpica los ojos, utiliza inmediatamente una ducha de ojos y lava completamente el ojo afectado durante 15 minutos sin interrupción. Actúa siempre con urgencia, en menos de 10 segundos. No dirijas una corriente de alta presión de agua de un grifo directamente al ojo porque podrías lesionarlo. Informa al encargado del laboratorio de lo que ha sucedido y si es necesario pide asistencia médica.

7. 7. El uso de bata (preferentemente de algodón) es obligatorio, ya que por mucho cuidado que se tenga al trabajar, las salpicaduras de productos químicos son inevitables.

8. 8. Así mismo se recomienda llevar zapatos cerrados y no sandalias.9. 9. No comer ni beber en el laboratorio, ya que hay la posibilidad de que los alimentos o bebidas se

hayan contaminado con productos químicos.10. Los recipientes del laboratorio nunca deben utilizarse para el consumo y conservación de alimentos

y bebidas; tampoco las neveras u otras instalaciones destinadas al empleo en los laboratorios.11. Lavarse siempre las manos después de hacer cualquier análisis y antes de salir del laboratorio.12. Procure quitarse la bata hasta que salga del laboratorio.13. Está prohibido fumar en el laboratorio por razones higiénicas y de seguridad.14. No inhales, pruebes o huelas productos químicos si no estás debidamente informado.15. Cerrar herméticamente los frascos de productos químicos después de utilizarlos.



16. Para pipetear los líquidos utilice siempre una bombilla pipeteadora, no absorber directamente con la boca.

17. Cuando caliente tubos de ensaye hágalo siempre en la parte superior del líquido y con agitación suave, nunca por el fondo del tubo, y debe estar inclinado y no apuntar hacia ninguna persona.

18. No deben transportarse innecesariamente los reactivos de un sitio para otro del laboratorio. Sí tuviese que hacerlo, tenga cuidado con las botellas, las cuales deben ser siempre transportadas cogiéndolas por el fondo, nunca por la boca de la botella.

19. El área de trabajo tiene que mantenerse siempre limpia y ordenada, sin libros, abrigos, bolsas, productos químicos vertidos.

20. La conducta en el laboratorio debe ser seria, sin bromas, sin correr, jugar, empujar, gritar, etc.21. No se puede hacer ningún experimento no autorizado.22. No utilices nunca un equipo o aparato sin conocer perfectamente su funcionamiento.23. No utilices material de cristal en mal estado ya que aumenta el riesgo de accidentes.24. El material y los aparatos utilizados tienen que dejarse siempre limpios y en perfecto estado de uso.25. Todos los productos químicos tienen que ser manejados con mucho cuidado de acuerdo con las

Hojas de Seguridad de cada una de las sustancias.26. No inhales los vapores de productos químicos y trabaja siempre en vitrinas extractoras,

especialmente cuando manipules productos tóxicos, irritantes, corrosivos o lacrimógenos.

Medidas Generales en Caso de Accidente

Plan general de emergencia Dar la alarma. Ponerse a salvo. Ayudar a las personas. Luchar contra el fuego. Avisar al responsable del departamento. Evacuación del edificio en caso necesario. Avisar a ambulancias, bomberos.

Fuego en el laboratorio Evacuar el laboratorio, por pequeño que sea el fuego, por la salida principal o por la salida de

emergencia, sí la principal está bloqueada. Avisar a todos los compañeros de trabajo sin que se extienda el pánico y conservando siempre la

calma. Sí el fuego es pequeño y localizado, apagarlo utilizando un extintor adecuado, arena cubriendo el

fuego con un recipiente de tamaño adecuado que lo ahogue. Retirar los productos químicos inflamables que estén cerca del fuego. No utilices nunca agua para

extinguir un fuego provocado por la inflamación de un disolvente.



Para fuegos grandes aislar el fuego, utilizar los extintores adecuados, sí el fuego no se puede controlar rápidamente accionar la alarma de fuego, avisar al servicio de extinción de incendios y evacuar el edificio.

Fuego en el cuerpo Sí se te incendia la ropa, pide inmediatamente ayuda. Estírate en el suelo y rueda sobre ti mismo para apagar las llamas. No corras ni intentes llegar a la ducha de seguridad si no es que está muy cerca de ti. Es tu responsabilidad ayudar a alguien que se está quemando, cúbrele con una manta antifuego,

condúcele hasta la ducha de seguridad, si está cerca, hazle rodar por el suelo, no utilices nunca un extintor sobre una persona.

Una vez apagado el fuego, mantén a la persona tendida, procurando que no coja frío y proporciónale asistencia médica.

Quemaduras Las pequeñas quemaduras producidas por material caliente, baños, placas, etc., se tratarán lavando

la zona afectada con agua fría durante 10-15 minutos. Las quemaduras más graves requieren atención médica inmediata. No utilices cremas y pomadas grasas en las quemaduras graves.

Cortes Los cortes producidos por la rotura de material de cristal son un riesgo común en el laboratorio. Las cortadas se tienen que lavar bien, con abundante agua corriente, durante 10 minutos como

mínimo. Sí la cortada es pequeña y deja de sangrar en poco tiempo, lávala con agua y jabón y tápala con una

venda. Sí la cortada es grande y no deja de sangrar, requiere de asistencia médica inmediata.

Derrame de productos químicos sobre la piel Los productos químicos que se hayan vertido sobre la piel han de ser lavados inmediatamente con

agua corriente abundantemente, como mínimo durante 15 minutos. Las duchas de seguridad instaladas en los laboratorios serán utilizadas en aquellos casos en que la

zona afectada del cuerpo sea grande y no sea suficiente el lavado en una pila. Es necesario sacar toda la ropa contaminada de la persona afectada lo antes posible mientras esté

bajo la ducha. Recuerda que la rapidez en el lavado es muy importante para reducir la gravedad y la extensión de

la herida. Proporcionar asistencia médica a la persona afectada.



Corrosiones en la piel por ácidos y álcalis Cuando ocurre una corrosión por ácidos, corta lo más rápidamente posible la ropa, lave con agua

abundantemente la zona afectada, neutralice la acidez con bicarbonato de sodio durante 15-20 minutos, sacar el exceso de pasta formada, seca y cubra la parte afectada con linimento óleo-calcáreo o parecido.

Cuando se produce una corrosión por álcalis, lave la zona afectada abundantemente con agua corriente y aclárala con una disolución de ácido acético al 1%, seca y cubre la zona afectada con una pomada de ácido tánico.

Corrosiones en los ojos En este caso el tiempo es esencial (menos de 10 segundos), cuanto antes se lave el ojo, menos grave

será el daño producido. Lava los dos ojos con agua corriente abundantemente durante 15 minutos como mínimo en una

ducha de ojos, y, si no hay, con un frasco de lavar los ojos. Es necesario mantener los ojos abiertos con la ayuda de los dedos para facilitar el lavado debajo de

los párpados. Es necesario recibir asistencia médica, por pequeña que parezca la lesión.

Ingestión de productos químicos Antes de cualquier actuación pide asistencia médica. Sí el paciente está inconsciente, ponerlo en posición lateral de seguridad, con la cabeza de lado, y

estirarle la lengua hacia fuera.


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