1

METODE PEMATAHAN DORMANSI UNTUK MENINGKATKAN

VIABILITAS BENIH KECIPIR (Psophocarpus tetragonolobus L.) AKSESI

CILACAP

NUR MELASARI

A24120063

DEPARTEMEN AGRONOMI DAN HORTIKULTURA

FAKULTAS PERTANIAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2016

2

‘

1

PERNYATAAN MENGENAI SKRIPSI DAN SUMBER INFORMASI

SERTA PELIMPAHAN HAK CIPTA*

Dengan ini saya menyatakan bahwa skripsi berjudul Metode Pematahan

Dormansi untuk Meningkatkan Viabilitas Benih Kecipir (Psophocarpus

tetragonolobus L.) Aksesi Cilacap adalah benar karya saya dengan arahan dari

komisi pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apapun kepada perguruan

tinggi manapun. Sumber informasi yang berasal atau dikutip dari karya yang

diterbitkan maupun tidak diterbitkan dari penulis lain telah disebutkan dalam teks

dan dicantumkan dalam Daftar Pustaka dibagian akhir skripsi ini.

Dengan ini saya melimpahkan hak cipta dari karya tulis saya kepada

Institut Pertanian Bogor.

Bogor, Oktober 2016

Nur Melasari

A24120063

2

‘

1

ABSTRAK

NUR MELASARI Metode Pematahan Dormansi untuk Meningkatkan Viabilitas

Benih Kecipir (Psophocarpus tetragonolobus L.) Aksesi Cilacap. Dibimbing oleh

TATIEK KARTIKA SUHARSI dan ABDUL QADIR.

Kecipir merupakan tanaman yang mempunyai banyak manfaat dan

berpotensi untuk dilestarikan. Karakteristik benih kecipir yang kedap terhadap air

dan gas merupakan faktor yang diduga menyebabkan kecipir sulit untuk

berkecambah. Penelitian ini bertujuan untuk mempelajari efektivitas metode

pematahan dormansi dan pengaruhnya terhadap struktur benih kecipir. Penelitian

dilaksanakan di Laboratorium Ilmu dan Teknologi Benih IPB dan Laboratorium

Silvikultur SEAMEO BIOTROP selama 6 bulan. Metode pematahan dormansi

dengan perlakuan HNO3 5% selama 10 menit dan suhu 50 0C selama 10 menit

merupakan metode yang efektif untuk meningkatkan viabilitas maupun vigor

benih kecipir. Perlakuan asam HNO3 5% selama 10 menit memberikannilai

terbaik pada tolok ukur daya berkecambah dan keserempakan tumbuh, sedangkan

perlakuan suhu 50 0C selama 10 menit memberikan nilai tertinggi pada tolok ukur

kecepatan tumbuh.

Kata kunci : kedap, perlakuan asam, perlakuan suhu, viabilitas, vigor

ABSTRACT

NUR MELASARI Dormancy Breaking Method to Improve Viability of Winged

Bean Seed (Psophocarpus tetragonolobus L.) Cilacap Accession. Supervised by

TATIEK KARTIKA SUHARSI dan ABDUL QADIR.

Winged bean is a plant that has many benefits and potential to preserved.

The characteristics of winged bean seed that impermeable to water and gas are

factors thought to cause winged difficult to germinate. This research aims to

studied the effectiveness of dormancy breaking methods and their effects on the

structure of winged bean seed. This research was conducted at IPB Seed Storage

and Seed Quality Testing Laboratory and SEAMEO BIOTROP Silviculture

Laboratory for 6 months. Dormancy breaking methods by HNO35% for 10

minutes and temperature 50 0C for 10 minutes are an effective method to increase

the viability and vigor of winged bean. Treatment by HNO35% for 10 minutes

gives the highest score in viability and vigor benchmark, while treatment by

HNO35% for 10 minutes give the highest score in vigor benchmark.

Keyword :acid treatment, impermeable, temperature treatment, viability, vigor

1

METODE PEMATAHAN DORMANSI UNTUK MENINGKATKAN

VIABILITAS BENIH KECIPIR (Psophocarpus tetragonolobus L.) AKSESI

CILACAP

NUR MELASARI

A24120063

Skripsi

Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Sarjana Pertanian

pada

Departemen Agronomi dan Hortikultura

DEPARTEMEN AGRONOMI DAN HORTIKULTURA

FAKULTAS PERTANIAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2016

2

‘

2

‘

1

PRAKATA

Puji syukur penulis panjatkan kepada Allah SWT karena atas rahmat dan

karunia-Nya penulis dapat menyelesaikan karya ilmiah ini. Kegiatan penelitian

berjudul Metode Pematahan Dormansi untuk Meningkatkan Viabilitas Benih

Kecipir (Psophocarpus tetragonolobus L.) Aksesi Cilacap yang dilaksanakan

sejak Desember 2015 hingga Juni 2016.

Penulis menyampaikan ucapan terima kasih kepada :

1. Dr. Dra. Tatiek Kartika Suharsi, MS dan Dr. Ir. Abdul Qadir, M.Si selaku

dosen pembimbing skripsi yang telah memberikan arahan, bimbingan, dan

motivasi selama pelaksanaan penelitian hingga penulisan karya ilmiah.

2. Dr. Ir. Faiza Chairani Suwarno, MS selaku dosen penguji yang telah

memberikan koreksi dan saran terhadap karya ilmiah ini.

3. Maryati, SP. M.Si selaku dosen pembimbing akademik yang telah

memberikan bimbingan dan dukungan selama masa perkuliahan.

4. Kedua orang tua yang selalu memberikan nasehat, dukungan, doa, dan

kasih sayang bagi penulis.

5. Sahabat-sahabat Agronomi dan Hortikultura 49 yang telah membantu dan

memberikan dukungan dalam menyelesaikan rangkaian kegiatan

penelitian.

6. Seluruh pihak yang terlibat dalam kegiatan penelitian dan penulisan karya

ilmiah.

Semoga karya ilmiah ini bermanfaat.

Bogor, Oktober 2016

Nur Melasari

vi

‘

vii

DAFTAR ISI

DAFTAR ISI vii

DAFTAR TABEL viii

DAFTAR GAMBAR viii

DAFTAR LAMPIRAN viii

PENDAHULUAN 1

Latar Belakang 1

Tujuan 2

Hipotesis 2

TINJAUAN PUSTAKA 2

Kecipir 2

Dormansi Benih 3

Perlakuan Pematahan Dormansi 4

Viabilitas dan Vigor Benih 4

METODE PENELITIAN 5

Tempat dan Waktu Penelitian 5

Bahan 5

Alat 6

Pengamatan 7

Analisis Data 8

HASIL DAN PEMBAHASAN 10

Kondisi Umum 10

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Viabilitas

Benih Kecipir 14

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap

Viabilitas Benih Kecipir 15

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Vigor

Benih Kecipir 16

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap Vigor

Benih Kecipir 17

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Skarifikasi Mekanik terhadap

Viabilitas dan Vigor Benih Kecipir 19

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Struktur

Testa Benih Kecipir 20

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap Struktur

Testa Benih Kecipir 22

Pengaruh Perlakuan Pematahan Dormansi terhadap Struktur Kecambah

Benih Kecipir 23

KESIMPULAN DAN SARAN 25

Kesimpulan 25

Saran 25

DAFTAR PUSTAKA 26

LAMPIRAN 29

RIWAYAT HIDUP 33

viii

‘

1

DAFTAR TABEL

1 Perlakuan skarifikasi bahan kimia dan suhu tinggi yang digunakan

dalam penelitian 9

2 Rekapitulasi sidik ragam pengaruh perlakuan pematahan dormansi

terhadap parameter viabilitas dan vigor benih 11

3 Nilai tengah masing-masing perlakuan pematahan dormansi terhadap

viabilitas benih kecipir 12

4 Nilai tengah masing-masing perlakuan pematahan dormansi terhadap

vigor benih benih kecipir 13

DAFTAR GAMBAR

1 Keragaan benih kecipir 10

2 Struktur mikroskopis pada perbesaran 40x permukaan benih kecipir

dengan perlakuan skarifikasi amplas 19

3 (a) kecambah abnormal dan (b) kecambah mati yang disebabkan

oleh serangan cendawan 20

4 Struktur mikroskopis kulit benih kecipir (a) benih tanpa perlakuan

(b) benih dengan perlakuan asam HNO3 `21

5 Struktur mikroskopis kulit benih kecipir (a) benih tanpa perlakuan

(b) benih dengan perlakuan suhu 50 0C 22

6 Struktur kecambah benih kecipir 23

7 Morfologi kecambah benih kecipir pada beberapa perlakuan

pematahan dormansi 24

8 Morfologi kecambah benih kecipir pada perlakuan pematahan

dormansi (a) kontrol (b) amplas (c) suhu 50 0C 10 menit dan (d)

HNO3 10% 5 menit 24

DAFTAR LAMPIRAN

1 Pembuatan preparat dengan metode parafin 29

16

‘

1

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Kecipir (Psophocarpus tetragonolobus L.) merupakan tanaman dari famili

Leguminosae (kacang-kacangan). Keistimewaan kecipir dibanding tanaman

sayuran lainnya adalah seluruh bagian tanaman kecuali batang dapat dikonsumsi

dan kaya akan protein sehingga mendapat julukan sebagai tanaman multifungsi.

Polong muda, umbi, daun muda, dan bunga dapat dimanfaatkan sebagai sayuran.

Biji yang kering dapat diekstrak minyaknya, diolah menjadi susu, tempe, tahu,

miso, ataupun pakan ternak. Tepung biji kecipir dapat digunakan sebagai sumber

protein dalam pembuatan roti (Krisnawati, 2010). Tanaman kecipir mempunyai

kemampuan mengikat nitrogen bebas di udara, sehingga dapat digunakan sebagai

tanaman penutup tanah pada lahan perkebunan (Handayani, 2013).

Kecipir mempunyai potensi yang baik untuk dikembangkan dan

dilestarikan, akan tetapi pengembangan tanaman kecipir mempunyai kendala

karena benihnya yang sulit untuk dikecambahkan. Karakteristik benih yang kedap

terhadap air dan gas merupakan faktor yang diduga menyebabkan benih sulit

untuk berkecambah. Kartasapoetra (2003) menyebutkan bahwa kulit benih yang

kedap terhadap air dan gas menyebabkan resistensi mekanis, menyebabkan

embrio tidak dapat menembus kulit yang berarti pula menghambat proses

imbibisi, mengakibatkan radikel tidak dapat keluar untuk tumbuh sebagaimana

mestinya, sehingga muncul sifat dormansi. Widhityarini et al. (2011)

mendefinisikan dormansi benih sebagai keadaan dimana benih tetap tidak akan

berkecambah meskipun syarat-syarat perkecambahan benih telah dipenuhi.

Adanya sifat dormansi pada benih kecipir juga menyebabkan masih rendahnya

viabilitas dan vigor benih kecipir akibat adanya benih yang tidak tumbuh.

Sifat dormansi benih dapat dipatahkan memalui perlakuan pematahan

dormansi. Perlakuan pematahan dormansi adalah istilah yang digunakan untuk

proses atau kondisi yang diberikan guna mempercepat perkecambahan benih

(Widhityarini et al., 2011). Perlakuan pematahan dormansi juga bertujuan untuk

meningkatkan viabilitas dan vigor suatu benih. Perlakuan pematahan dormansi

dapat dilakukan melalui skarifikasi secara mekanik dan kimia maupun stratifikasi

dengan suhu berpindah (Yuniarti dan Dharmawati, 2015). Skarifikasi mekanik

dilakukan dengan cara melukai benih sehingga terdapat celah tempat keluar

masuknya air dan gas. Skarifikasi mekanis merupakan metode yang sesuai

sebagai perlakuan pematahan dormansi pada benih yang kedap terhadap air dan

gas, namun masih dianggap kurang efektif karena membutuhkan tenaga kerja

yang banyak untuk skala besar dan pekerjaannya kurang sederhana dibandingkan

dengan perlakuan kimia (Astari et al., 2014). Bahan kimia yang sering digunakan

dalam perlakuan pematahan dormansi diantaranya adalah asam H2SO4, HCL,

HNO3, serta garam KNO3. Menurut Sadjad et al. (1975) perlakuan benih dengan

bahan kimia sebagai perlakuan pematahan dormansi pada prinsipnya adalah

membuang lapisan lignin pada kulit benih yang keras dan tebal sehingga benih

kehilangan lapisan yang permeabel terhadap air dan gas sehingga metabolisme

dapat berjalan dengan baik.

Hasil-hasil penelitian perlakuan pematahan dormansi yang telah dilakukan

untuk jenis-jenis benih yang sulit berkecambah antara lain perlakuan pematahan

dormansi dengan H2SO4 1% selama 10 menit dapat meningkatkan daya

2

‘

berkecambah pada benih angsana (Lensari, 2009). Perlakuan pematahan dormansi

dengan perendaman dalam larutan asam sulfat juga dapat digunakan untuk

memecahkan dormansi pada benih koubaril (Yuniarti dan Dharmawati, 2015).

Penelitian mengenai metode pematahan dormansi merupakan informasi yang

penting untuk menentukan metode yang tepat sebagai metode pematahan

dormansi benih kecipir agar dapat memperbaiki viabilitas dan vigor benih.

Tujuan

Tujuan dari penelitian ini adalah mempelajari efektivitas metode

pematahan dormansi untuk meningkatkan viabilitas benih kecipir dan

pengaruhnya terhadap struktur kulit serta kecambah benih kecipir.

Hipotesis

Hipotesis dari penelitian ini adalah

1. Terdapat salah satu metode pematahan dormansi yang paling efektif untuk

meningkatkan viabilitas benih kecipir.

2. Metode pematahan dormansi yang paling efektif mempengaruhi struktur kulit

dan kecambah benih kecipir.

TINJAUAN PUSTAKA

Kecipir

Kecipir (Psophocarpus tetragonolobus (L.)) merupakan tanaman dari

famili Leguminosae (kacang-kacangan), salah satu kekayaan hayati yang dimiliki

Indonesia. Krisnawati (2010) menyatakan bahwa keragaman kecipir di Indonesia

cukup banyak, diperkirakan tidak kurang dari 100 aksesi, namun belum dilakukan

koleksi. Daerah asal tanaman kecipir sendiri belum begitu jelas diketahui, namun

terdapat empat tempat yang diduga sebagai daerah asal kecipir, yaitu Papua New

Guinea, Mauritus, Madagaskar, dan India. Pusat keragaman tanaman kecipir

diketahui berada di daerah dataran tinggi Papua New Guinea dan Indonesia.

Handayani (2013) menyebutkan bahwa keberadaan kecipir di Indonesia tersebar

dibeberapa daerah yaitu Sumedang, Garut, Kuningan, Bandung, Sukabumi,

Cianjur, Majalengka, Cilacap, dan Lampung. Jenis-jenis yang dijumpai pada

daerah-daerah tersebut bervariasi, mulai dari pertumbuhan tanaman, bentuk dan

helai daun, warna bunga, warna sayap polong, bentuk polong, dan warna biji.

Semua bagian tanaman kecipir kecuali batangnya, dapat dikonsumsi

sehingga sering disebut sebagai tanaman supermarket on the stalk. Masyarakat

juga memanfaatkan bagian-bagian tanaman kecipir sebagai bahan obat tradisional,

selain itu tanaman kecipir mampu mengikat nitrogen bebas di udara sehingga

dapat digunakan untuk meningkatkan kesuburan tanah. Keunggulan lain dari

kecipir adalah kandungan proteinnya yang tinggi, bahkan biji kecipir memiliki

kandungan protein, lemak, dan asam amino yang sangat mirip dengan kedelai

sehingga sering digunakan untuk pengganti kedelai dalam bahan baku pembuatan

tempe (Handayani, 2013).

Kecipir merupakan tanaman setahun yang berbentuk perdu dan bersifat

membelit ke kiri. Tanaman kecipir tumbuh merambat mencapai panjang 2–4 m,

berakar tunggang dengan akar lateral yang panjang dan menebal serta mampu

membentuk umbi. Karakter perakaran tersebut menyebabkan tanaman kecipir

3

dapat beradaptasi dengan baik pada berbagai kondisi lingkungan. Daun berupa

daun trifoliat dengan anak daun umumnya berbentuk deltoid dengan ujung lancip.

Bunga kecipir bertipe kupu-kupu, dengan warna korola bervariasi biru muda, biru,

ungu muda, atau ungu. Buah bertipe polong bersayap empat memanjang kurang

lebih 20 cm, umumnya warna hijau dan kadang mempunyai bercak ungu. Biji

bertipe bulat dan berkulit keras, biji tua berwarna krem, coklat, atau hitam dengan

rasa yang getir. Biji kecipir merupakan sumber dari protein dan banyak

mengandung vitamin A, vitamin B, dan vitamin C, oleh karenanya tanaman

kecipir dianjurkan untuk ditanam dipekarangan rumah atau disepanjang pagar

(Handayani, 2013).

Tanaman kecipir merupakan tanaman tropika yang beradaptasi baik pada

wilayah subtropika, kecipir cocok untuk kondisi lingkungan lembab dengan suhu

siang 30 0C dan suhu malam 22

0C yang paling sesuai untuk perbesaran umbi.

Tanaman ini memiliki banyak sekali bintil akar, dan cukup produktif jika ditanam

di tanah yang kurang subur, tetapi hasilnya akan meningkat jika dipasok pupuk

tambahan. Produksi utama tanaman kecipir adalah polongnya, polong segar muda

mengandung sekitar 1–3% protein. Hasil penelitian menunjukkan bahwa tanaman

kecipir mempunyai keunggulan dalam kandungan nutrisi gizi, sehingga amat baik

untuk program perbaikan gizi masyarakat (Hidayat et al., 2006).

Dormansi Benih

Dormansi benih merupakan suatu kondisi dimana benih hidup tidak

berkecambah sampai batas waktu akhir pengamatan perkecambahan walaupun

faktor lingkungan optimum untuk perkecambahnnya. Intensitas dormansi

dipengaruhi oleh lingkungan selama perkembangan benih. Lamanya dormansi dan

mekanisme dormansi berbeda antar spesies dan antar genotip (Ilyas, 2012). Secara

umum benih kacang-kacangan memiliki sifat dormansi fisik yang ditunjukkan

oleh benih-benih yang impermeabel terhadap air dan gas. Keuntungan dari adanya

dormansi benih ini yaitu mekanisme untuk mempertahan hidup benih, mencegah

terjadinya perkecambahan di lapangan, dan pada beberapa spesies menjadi lebih

tahan simpan, sedangkan kerugian yang ditimbulkan yaitu memperpanjang waktu

perkecambahan, mengacaukan saat tanam, serta menimbulkan masalah dalam

interpretasi terhadap pengujian benih (Widajati et al., 2013).

Widajati et al. (2013) menyampaikan bahwa berdasarkan faktor penyebab,

dormansi dapat digolongkan ke dalam dormansi primer dan dormansi sekunder.

Dormansi primer merupakan dormansi yang disebabkan oleh keadaan atau

kondisi di dalam organ-organ benih itu sendiri, sedangkan dormansi sekunder

merupakan dormansi yang terjadi akibat terhalangnya pertumbuhan aktif karena

keadaan lingkungan yang tidak menguntungkan. Berdasarkan mekanisme di

dalam benih, dormansi terbagi lagi dalam dormansi fisiologis dan dormansi fisik.

Dormansi fisiologis merupakan dormansi yang disebabkan oleh terjadinya

hambatan dalam proses fisiologi seperti embrio rudimenter, keseimbangan

hormonal dalam benih, dan metabolik blok pada kotiledon benih. Dormansi fisik

merupakan dormansi yang disebabkan oleh adanya pembatas struktural terhadap

perkecambahan benih, seperti kulit benih yang keras dan kedap sehingga menjadi

penghalang mekanis terhadap masuknya air atau gas ke dalam benih.

4

‘

Perlakuan Pematahan Dormansi

Perlakuan pematahan dormasi adalah istilah yang digunakan untuk proses

atau kondisi yang diberikan guna mempercepat perkecambahan benih sehingga

persentase berkecambahnya tetap tinggi. Perlakuan pematahan dormasi diberikan

pada benih-benih yang memiliki tingkat kesulitan yang tinggi untuk

dikecambahkan (Widhityarini et al., 2011). Perlakuan pendahuluan tersebut dapat

ditujukan pada kulit benih, embrio, maupun endosperm benih dengan maksud

untuk menghilangkan faktor penghambat perkecambahan dan mengaktifkan

kembali sel-sel benih yang dorman (Yuniarti dan Djaman, 2015). Penelitian

Rahayu (2015) menunjukkan bahwa pematahan dormansi yang dilakukan

terhadap benih kecipir memberikan pengaruh yang sangat nyata pada tolok ukur

indeks vigor dan keserempakan tumbuh, serta berpengaruh nyata pada tolok ukur

daya berkecambah, kecepatan tumbuh, dan potensi tumbuh maksimum.

Perlakuan pematahan dormasi dapat dilakukan melalui beberapa metode,

yaitu pengurangan ketebalan kulit atau skarifikasi, perendaman dalam air,

perlakuan dengan zat kimia, penyimpanan benih dalam kondisi lembab dengan

suhu dingin dan hangat atau disebut stratifikasi (Widajati et al., 2013). Pemilihan

metode perlakuan pematahan dormansi pada suatu benih tergantung pada jenis

dormansi pada benih tersebut, dengan perlakuan pematahan dormansi yang tepat,

maka benih dorman akan lebih cepat berkecambah dan menghasilkan

pertumbuhan yang seragam.

Skarifikasi merupakan salah satu metode yang dapat mematahkan

dormansi pada benih yang kedap terhadap air dan gas karena dapat meningkatkan

imbibisi benih. Skarifikasi dilakukan dengan cara melukai benih sehingga terdapat

celah tempat keluar masuknya air dan gas. Penelitian Fitriyani et al. (2013)

menjelaskan bahwa dengan skarifikasi kulit benih maka ketebalan dan kerasnya

kulit benih dapat dikurangi. Peresapan larutan zat perangsang pertumbuhan

embrio pada benih yang diskarifikasi menjadi lebih mudah, sehingga daya

pertumbuhan benih meningkat. Penelitian Rahayu (2015) menunjukkan bahwa

perlakuan skarifikasi benih dengan kertas amplas mampu mematahkan dormansi

benih keras pada setiap ulangan. Metode lain yang sering digunakan yaitu

perendaman dalam zat kimia untuk melunakkan kulit benih atau untuk melarutkan

zat penghambat pertumbuhan. Sadjad (1975) menyatakan bahwa perlakuan

pematahan dormansi dengan asam kuat berpengaruh terhadap penguraian lignin

yang menyusun komponen dinding sel.

Viabilitas dan Vigor Benih

Viabilitas benih merupakan daya hidup suatu benih yang dapat diketahui

dari fenomena pertumbuhannya atau gejala metabolismenya (Sadjadet al., 1975).

Viabilitas benih menggambarkan kemampuan benih untuk berkecambah pada

kondisi yang memungkinkan tanpa perlakuan pematahan dormansi apapun. Benih

yang telah kehilangan viabilitasnya bersifat irreversibel, tidak dapat kembali

menjadi benih viabel.(Widajati et al., 2013).

Viabilitas benih dipengaruhi oleh faktor genetik, kerusakan mekanis

selama pengolahan, kerusakan oleh mikroorganisme selama penyimpanan, serta

kondisi lingkungan saat imbibisi pada proses perkecambahan. Perkecambahan

merupakan peristiwa muncul dan berkembangnya struktur penting embrio dan

5

menunjukkan kemampuan embrio untuk berkembang menjadi tanaman normal

(Copeland and Mc Donald, 1985).

Berbagai metode pengujian benih tidak dapat mengetahui secara pasti

viabilitas benih yang sesungguhnya. Metode pengujian benih hanya mampu

menduga viabilitas benih pada kondisi tertentu yaitu kondisi optimum atau

suboptimum. Kondisi optimum bagi benih apabila air, oksigen, dan cahaya

tersedia, serta suhu disekitar benih optimum (Widajati et al., 2013).

Viabilitas potensial merupakan kemampuan benih untuk tumbuh normal

dan berproduksi normal pada kondisi optimum, sedangkan kemampuan benih

untuk tumbuh normal dan berproduksi normal pada kondisi suboptimum disebut

vigor. Vigor juga dapat didefinisikan sebagai sifat-sifat benih yang dapat

menentukan potensi pemunculan kecambah yang cepat, seragam, dan

perkembangan kecambah normal pada kondisi lapang yang bervariasi (Ilyas,

2012).Viabilitas potensial dan vigor benih merupakan parameter viabilitas

benih(Widajati et al., 2013).

Tinggi rendahnya viabilitas potensial dapat diukur dengan tolok ukur daya

berkecambah benih dan berat kering kecambah normal(Sadjadet al., 1975). Daya

berkecambah dihitung berdasarkan jumlah kecambah normal yang dapat

dihasilkan oleh benih murni pada kondisi lingkungan tertentu dalam jangka waktu

yang telah ditetapkan. Pengamatan daya berkecambah pada benih kecipir

dilakukan selama 8 hari, pengamatan dilakukan pada hari ke-6 sebagai hitungan

pertama dan hari ke-8 sebagai hitungan kedua.

Parameter vigor benih dibagi menjadi dua yaitu vigor kekuatan tumbuh

benih yang mencerminkan vigor benih apabila ditanam di kondisi lapang, dan

vigor daya simpan benih yang mencerminkan kemampuan benih untuk berapa

lama benih dapat disimpan. Tolok ukur vigor kekuatan tumbuh benih yaitu

kecepatan tumbuh dan keserempakan tumbuh. Kecepatan tumbuh mencerminkan

vigor individual benih dikaitkan dengan waktu, sedangkan keserempakan tumbuh

benih menggambarkan vigor suatu lot benih. Benih dengan vigor tinggi lebih

cepat tumbuh dibandingkan dengan benih yang bervigor rendah. Benih dengan

kekuatan tumbuh yang tinggi akan dapat menghasilkan tanaman yang tegar

dilapangan meski kondisi lapang atau lingkungan tumbuh tidak optimum. Suatu

lot benih yang kurang vigor akan tumbuh bervariasi, sehingga kecambah yang

tumbuh dapat dikelompokkan menjadi normal kuat dan normal kurang kuat

(Sadjad et al., 1999).

METODE PENELITIAN

Tempat dan Waktu Penelitian

Penelitian dilaksanakan pada bulan Desember 2015 sampai dengan bulan

Juni 2016. Penelitian dilaksanakan di Laboratorium Ilmu dan Teknologi Benih

dan Kebun Percobaan Leuwikopo, Departemen Agronomi dan Hortikultura,

Fakultas Pertanian, Institut Pertanian Bogor, serta Laboratorium Silvikultur,

SEAMEO BIOTROP, Bogor.

Bahan

Bahan yang digunakan dalam penelitian ini adalah benih kecipir aksesi

Cilacap yang telah ditanam di Bogor dan dipanen pada bulan September 2015.

6

‘

Bahan lain yang digunakan adalah larutan H2SO4, larutan HCl, larutan HNO3, air

panas, akuades, pasir, natrium hipoklorit. Bahan yang digunakan untuk

pembuatan preparat awetan kulit benih kecipir adalah larutan FAA, alkohol,

larutan xylol, parafin, pewarna safranin dan metilen blue, serta gliserin.

Alat

Alat yang digunakan dalam penelitian ini meliputi autoklaf, bak tanam,

timbangan, palu, desikator, oven, termometer, cawan oven, gelas ukur, amplas,

sendok pengaduk, label, pinset, scapel, cawan petri, silet, mikrotom, gelas objek,

mikroskop, dan kamera.

Prosedur Penelitian

Persiapan Pendahuluan

Pelaksanaan penelitian diawali dengan sortasi benih kecipir secara manual,

benih yang digunakan adalah benih dengan warna testa hitam dan coklat tua

dengan ukuran yang seragam. Benih yang telah disortasi kemudian diukur kadar

airnya menggunakan metode oven suhu rendah setiap akan dilakukan perlakuan.

Perlakuan dilakukan sesuai dengan waktu pengulangan.

Benih yang akan dikecambahkan sebelumnya mendapat perlakuan

sterilisasi permukaan dengan cara merendam benih di dalam larutan natrium

hipoklorit 5,25% selama 5 menit sebelum perlakuan dan 10 detik setelah

perlakuan. Benih ditanam dalam bak kecambah dengan media pasir yang telah

disterilkan, dimana satu bak kecambah ditanam 20 benih kecipir. Bak kecambah

diletakkan di dalam rumah kaca dengan kondisi lingkungan yang sesuai untuk

perkecambahan benih pada umumnya.

Perlakuan Skarifikasi Mekanik

Perlakuan skarifikasi mekanis pada penelitian ini dilakukan dengan cara

melukai kulit benih menggunakan amplas. Pengamplasan dilakukan sampai testa

berwarna keputihan pada tiga titik yaitu bagian samping kanan, samping kiri, dan

bawah benih. Pengamplasan tidak dilakukan pada daerah hilum karena akan

merusak embrio benih.

Perlakuan Suhu Tinggi

Perlakuan suhu tinggi pada penelitian ini dilakukan dengan cara

merendam benih di dalam air suhu tinggi. Suhu tinggi yang digunakan adalah

suhu 40 0C, 50

0C, dan 60

0C dengan waktu perendaman 5 menit, 10 menit, dan 15

menit. Langkah yang digunakan untuk menjaga suhu tetap konstan selama waktu

perendaman yaitu dengan memasukkan benih yang direndam ke dalam oven

dengan suhu yang sesuai dengan perlakuan.

Perlakuan Skarifikasi Kimia

Perlakuan skarifikasi kimia pada penelitian ini dilakukan dengan cara

merendam benih kecipir ke dalam larutan asam kuat H2SO4, HNO3, dan HCl

dengan konsentrasi 5%, 10%, dan 15% selama 5 menit, 10 menit, dan 15 menit.

Rumus pengenceran digunakan untuk mendapatkan larutan asam dengan

konsentrasi yang diinginkan :

7

V1 x N1 = V2 x N2

Keterangan :

V1 = volume asam kuat pekat yang dubutuhkan

N1 = konsentrasi asam kuat pekat

V2 = volume larutan yang diinginkan

N2 = konsentasi larutan yang diinginkan

Pencucian benih menggunakan aquades setelah perlakuan dilakukan untuk

menetralisir benih dari asam.

Pengamatan

Pengamatan dilakukan terhadap kadar air, viabilitas potensial dengan tolok

ukur daya berkecambah (DB), viabilitas total dengan tolok ukur potensi tumbuh

maksimum (PTM), dan vigor benih dengan tolok ukur indeks vigor (IV),

kecepatan tumbuh (KCT), serta keserempakan tumbuh (KST).

Kadar air

Pengukuran kadar air dilakukan untuk mengetahui keadaan awal benih.

Sampel yang digunakan sebanyak 4–5 gram benih yang sebelumnya telah

dihancurkan menjadi 4–5 bagian dengan menggunakan palu. Pengukuran kadar

air menggunakan metode oven suhu rendah yaitu 103±2 0C selama 17±1 jam.

KA (%) =

x 100 %

Keterangan :

Bobot basah : bobot benih sebelum dioven

Bobot kering : bobot benih setelah dioven

Viabilitas Potensial Benih

Pengujian viabilitas potensial benih dilakukan pada tolok ukur daya

berkecambah benih (DB). Daya berkecanbah dihitung berdasarkan persentase

kecambah normal hitungan pertama (∑ KNI) dan persentase kecambah normal

hitungan kedua (∑ KNII) terhadap total benih yang ditanam. Hitungan pertama

dilakukan di 6 HST dan hitungan kedua dilakukan di 8 HST. Rumus yang

dugunakan dalam menghitung DB sebagai berikut :

DB (%) = ∑ kecambah normal I dan II

∑ benih yang ditanam x 100 %

Viabilitas Total Benih Pengujian viabilitas total benih dilakukan pada tolok ukur potensi tumbuh

maksimal (PTM). Potensi tumbuh maksimal dihitung berdasarkan jumlah

kecambah normal hitungan pertama, jumlah kecambah normal hitungan kedua,

serta kecambah abnormal hitungan kedua.

PTM (%) = ∑

∑ x 100 %

8

‘

Vigor Benih

Pengujian pada peubah vigor benih dilakukan dengan tolok ukur indeks

vigor (IV), kecepatan tumbuh (KCT), dan keserempakan tumbuh (KST). Indeks

vigor diamati dengan cara menghuting persentase jumlah kecambah normal yang

tumbuh pada hitungan pertama (∑ KNI) terhadap total benih yang ditanam,

dengan rumus :

IV (%) = ∑

∑ x 100 %

Kecepatan tumbuh dihitung berdasarkan jumlah kecambah normal yang

dapat tumbuh setiap etmal (24 jam), dengan rumus :

KCT (% KN etmal-1

) = ∑

Keserempakan tumbuh dihitung berdasarkan jumlah kecambah normal

kuat yang tumbuh diantara hitungan pertama dan hitungan kedua (∑ KNantara),

dengan rumus :

KST (%) = ∑

∑ x 100 %

Pengamatan Histologi Testa Benih

Pengamatan dilakukan secara mikroskopis pada struktur testa benih yang

bertujuan untuk mempelajari pengaruh perlakuan terhadap struktur kulit benih.

Pengamatan struktur testabenih dilakukan dengan membuat preparat awetan

penampang melintang benih pada perlakuan yang memberikan pengaruh terbaik.

Preparat diamati menggunakan mikroskop kemudian dibandingkan dengan

kontrol.

Pengamatan Morfologi Kecambah

Pengamatan morfologikecambah dilakukan terhadap struktur kecambah

benih kecipir pada setiap perlakuan. Pengamatan ini bertujuan untuk mempelajari

pengaruh perlakuan pematahan dormansi terhadap morfologi pertumbuhan

kecambah benih kecipir.

Analisis Data

Rancangan percobaan yang digunakan dalam penelitian adalah Rancangan

Kelompok Lengkap Teracak (RKLT) satu faktor yaitu perlakuan pematahan

dormansi dengan 38 taraf yang terdiri dari satu perlakuan kontrol (tanpa

perlakuan), satu perlakuan skarifikasi mekanik menggunakan amplas, 27

perlakuan skarifikasi menggunakan bahan kimia, dan 9 perlakuan skarifikasi

menggunakan suhu tinggi. Perlakuan skarifikasi bahan kimia dan suhu tinggi yang

digunakan dalam penelitian terdapat pada Tabel 1.

9

Tabel 1. Perlakuan skarifikasi bahan kimia dan suhu tinggi yang digunakan dalam

penelitian

Skarifikasi bahan kimia Skarifikasi suhu tinggi

Bahan kimia Konsentrasi Waktu Suhu Waktu

H2SO4 5% 5 menit 40 0C 5 menit

H2SO4 5% 10 menit 40 0C 10 menit

H2SO4 5% 15 menit 40 0C 15 menit

H2SO4 10% 5 menit 50 0C 5 menit

H2SO4 10% 10 menit 50 0C 10 menit

H2SO4 10% 15 menit 50 0C 15 menit

H2SO4 15% 5 menit 60 0C 5 menit

H2SO4 15% 10 menit 60 0C 10 menit

H2SO4 15% 15 menit 60 0C 15 menit

HNO3 5% 5 menit

HNO3 5% 10 menit

HNO3 5% 15 menit

HNO3 10% 5 menit

HNO3 10% 10 menit

HNO3 10% 15 menit

HNO3 15% 5 menit

HNO3 15% 10 menit

HNO3 15% 15 menit

HCl 5% 5 menit

HCl 5% 10 menit

HCl 5% 15 menit

HCl 10% 5 menit

HCl 10% 10 menit

HCl 10% 15 menit

HCl 15% 5 menit

HCl 15% 10 menit

HCl 15% 15 menit

Masing-masing taraf diulang sebanyak tiga kali sehingga secara keseluruhan

terdapat 114 satuan percobaan. Model rancangan percobaan yang digunakan

adalah sebagai berikut :

Yij = µ + τi +βj + εij Keterangan :

Yij = nilai pengamatan pada perlakuan ke-i (1,2, ... ,38) dan kelompok ke-j

(A,B,C)

µ = nilai rataan umum

τi = pengaruh perlakuan ke-i (1,2, ... ,38)

βj = pengaruh kelompok ke-j (A,B,C)

εijkl = pengaruh acak pada perlakuan ke-i (1,2, ... ,38) dan kelompok ke-j

(A,B,C)

10

‘

Data hasil pengamatan dianalisis menggunakan uji F, jika terdapat hasil

yang berbeda nyata maka analisis dilanjutkan dengan uji lanjut Duncan Multiple

Range Test (DMRT) dengan taraf 5%.

HASIL DAN PEMBAHASAN

Hasil

Kondisi Umum

Kecipir merupakan tanaman dari famili Leguminosae (kacang-kacangan),

dimana sebagian besar benih tanaman dari famili ini mempunyai kulit benih keras

yang kedapterhadap air dan gas, sehingga menimbulkan sifat dormansi

(Krisnawati, 2010). Dormansi tersebut menyebabkan viabilitas dan vigor benih

kecipir terlihat rendah ketika benih dipanen, sehingga dibutuhkan perlakuan untuk

meningkatkan viabilitas dan vigor benih. Sifat dormansi benih dapat dipatahkan

dengan perlakuan pematahan dormansi. Perlakuan pematahan dormansi pada

benih kecipir bertujuan supaya benih kecipir dapat dengan mudah menyerap air

dan gas sehingga laju perkecambahan semakin cepat.

Benih kecipir yang digunakan dalam penelitian adalah benih yang dipanen

pada bulan September 2015. Benih yang digunakan merupakan benih dengan

warna testa hitam dan coklat tua. Keragaan benih kecipir yang digunakan dalam

penelitian dapat dilihat pada Gambar 1.

Gambar 1. Keragaan benih kecipir

Pengamatan kadar air benih dilakukan segera setelah benih dopanen dan

dikeringkan untuk mengetahui kondisi awal benih kecipir. Hasil pengamatan

menunjukkan bahwa benih kecipir memiliki kadar air rata-rata sebesar 10,93%.

Kondisi ini tergolong dalam kadar air yang aman untuk dilakukan penyimpanan

mengingat benih kecipir yang tergolong dalam benih ortodoks. Benih ortodoks

memerlukan kadar air optimum selama periode penyimpanan yang berkisar antara

6–11%. Widajati et al. (2013) menyampaikan bahwa kadar air selama periode

penyimpanan merupakan faktor yang sangat penting untuk mempengaruhi masa

hidup benih. Benih disimpan dalam ruangan dengan suhu yang berkisar antara

17–22 0C dengan kelembaban berkisar antara 54–62%. Penyimpanan benih seperti

ini bertujuan untuk memperlambat kemunduran benih sampai benih ditanam.

Widajati et al. (2013) menyatakan bahwa kemunduran benih yang terjadi selama

periode penyimpanan dapat diperlambat dengan teknologi penyimpanan yang

baik. Wadah yang digunakan untuk menyimpan benih adalah toples plastik

dengan bahan polietilen. Plastik polietilen merupakan salah satu kemasan yang

11

bersifat semi permeabel terhadap udara sehingga dapat mempertahankan kadar air

benih selama periode penyimpanan.

Hasil pengukuran kadar air yang dilakukan sebelum penelitian dimulai

yaitu13,38%. Nilai tersebut mengindikasi bahwa terjadi peningkatan kadar air

benih selama proses penyimpanan. Hal ini diduga karena adanya fluktuasi suhu

dan kelembaban ruang simpan selama periode penyimpanan benih. Meningkatnya

kadar air benih diduga menyebabkan patahnya dormansi benih sebelum benih

mendapat perlakuan pematahan dormansi. Justice dan Louis (2002) menyatakan

bahwa dormansi pada beberapa spesies tanaman akan menghilang bila disimpan

selama beberapa bulan pada kondisi suhu dan kelembaban nisbi lingkungan

terkendali di atas suhu titik beku.

Metode perkecambahan yang digunakan merupakan metode in sand.

Rahayu (2015) menyatakan bahwa substrat pasir dengan metode in sand

merupakan substrat terbaik untuk media perkecambahan benih kecipir. Benih

yang dikecambahkan dengan metode in sand dapat tumbuh lebih baik karena

mendapatkan kelembaban dari dua bagian, yaitu pasir lapisan bagian atas dan

pasir lapisan bagian bawah. Pasir juga merupakan media yang porous sehingga

mudah ditembus oleh akar kecambah. Purbojati dan Faiza (2006) mengungkapkan

bahwa media perkecambahan merupakan salah satu faktor eksternal yang

memperngaruhi perkecambahan. Media perkecambahan yang baik harus

mempunyai sifat fisik yang baik, mempunyai kemampuan menyerap air, oksigen,

dan bebas dari organisme penyebab penyakit.

Proses pengecambahan dilakukan di dalam rumah kaca dengan suhu,

kelembaban, dan intensitas cahaya yang cukup. Widajati et al. (2013) menyatakan

bahwa cahaya, suhu, kelembaban, gas, dan medium merupakan faktor-faktor

eksternal yang mempengaruhi perkecambahan. Lima (2012) menambahkan bahwa

suhu mempunyai peranan penting dalam proses perkecambahan karena suhu

mempengaruhi reaksi kimia yang terjadi selama proses perkecambahan benih.

Tabel 2 menyajikan hasil rekapitulasi sidik ragam pengaruh perlakuan pematahan

dormansi terhadap viabilitas dan vigor benih kecipir.

Tabel 2. Rekapitulasi sidik ragam pengaruh perlakuan pematahan dormansi

terhadap parameter viabilitas dan vigor benih

Tolok Ukur F value

Daya berkecambah (%) 7,65**

Indeks Vigor (%) 7,40**

Kecepatan tumbuh (% etmal-1

) 8,93**

Keserempakan tumbuh (%) 8,98**

Potensi tumbuh maksimal (%) 1,74**

Keterangan : **= berpengaruh sangat nyata; *= berpengaruh nyata pada taraf

nyata 5%

Tabel 2 menunjukkan bahwa pemberian perlakuan pematahan dormansi

pada benih kecipir berpengaruh sangat nyata terhadap tolok ukur daya

berkecambah (%), indeks vigor (%), kecepatan tumbuh (% KN etmal-1

), dan

keserempakan tumbuh (%), serta berpengaruh nyata terhadap tolok ukur potensi

tumbuh maksimal (%). Hal ini menunjukkan bahwa pemberian perlakuan

pematahan dormansi pada benih kecipir mampu memperbaiki vigor dan viabilitas

benih. Azad et al (2012) menyatakan bahwa perlakuan sebelum tanam akan

12

‘

mempengaruhi tingkat perkecambahan dari suatu benih. Salah satu perlakuan

sebelum tanam yang umum dilakukan adalah perlakuan pematahan dormansi.

Pengaruh Perlakuan terhadapViabilitas dan Vigor Benih Kecipir

Pemberian perlakuan pematahan dormansi memberikan hasil yang berbeda

nyata terhadap viabilitas dan vigor benih, oleh karena itu dilakukan analisis uji

lanjut DMRT untuk melihat pengaruh perlakuan pematahan dormansi pada

masing-masing perlakuan yang tersaji dalam Tabel 3 dan Tabel 4.

Tabel 3. Nilai tengah masing-masing perlakuan pematahan dormansi terhadap

viabilitas benih kecipir

Perlakuan DB (%) PTM (%) Kontrol 83,33

b-e 96,67

a

Amplas 70,00fg

80,00c

H2SO4 5% 5 menit 71,67fg

85,00bc

H2SO4 5% 10 menit 90,00ab

91,67ab

H2SO4 5% 15 menit 71,67fg

90,00abc

H2SO4 10% 5 menit 83,33b-e

96,67a

H2SO4 10% 10 menit 83,33b-e

91,67ab

H2SO4 10% 15 menit 75,00efg

91,67ab

H2SO4 15% 5 menit 78,33c-f

88,33abc

H2SO4 15% 10 menit 76,67def

90,00abc

H2SO4 15% 15 menit 83,33b-e

90,00abc

HNO3 5% 5 menit 71,67fg

90,00abc

HNO3 5% 10 menit 93,33a

95,00ab

HNO3 5% 15 menit 78,33c-f

86,67abc

HNO3 10% 5 menit 88,33ab

93,33ab

HNO3 10% 10 menit 78,33c-f

88,33abc

HNO3 10% 15 menit 76,67def

86,67abc

HNO3 15% 5 menit 76,67def

95,00ab

HNO3 15% 10 menit 73,33fg

90,00abc

HNO3 15% 15 menit 68,33g

86,67abc

HCl 5% 5 menit 83,33b-e

90,00abc

HCl 5% 10 menit 86,67abc

91,67ab

HCl 5% 15 menit 78,33c-f

80,00c

HCl 10% 5 menit 88,33ab

91,67ab

HCl 10% 10 menit 78,33c-f

91,67ab

HCl 10% 15 menit 86,67abc

93,33ab

HCl 15% 5 menit 90,00ab

91,67ab

HCl 15% 10 menit 76,67def

85,00bc

HCl 15% 15 menit 73,33fg

88,33abc

suhu 400C 5 menit 90,00

ab 91,67

ab

suhu 400C 10 menit 88,33

ab 91,67

ab

suhu 400C 15 menit 78,33

c-f 90,00

abc

suhu 500C 5 menit 85,00

bcd 90,00

abc

suhu 500C 10 menit 90,00

ab 95,00

ab

suhu 500C 15 menit 70,00

fg 90,00

abc

suhu 600C 5 menit 88,33

ab 95,00

ab

suhu 600C 10 menit 83,33

b-e 95,00

ab

suhu 600C 15 menit 83,33

b-e 90,00

abc

Keterangan : angka-angka yang diikuti oleh huruf yang sama pada kolom yang sama

menunjukkan hasil yang tidak berbeda nyata pada taraf nyata 5%

13

Hasil uji lanjut yang disajikan pada Tabel 3 menunjukkan bahwa

perlakuan asam HNO3 5% 10 menit merupakan perlakuan dengan nilai daya

berkecambah tertinggi yaitu 93,33% sedangkan perlakuan HNO3 15% 15 menit

merupakan perlakuan dengan nilai daya berkecambah terendah yaitu 68,33%.

Tolok ukur potensi tumbuh maksimal menunjukkan bahwa kontrol memiliki nilai

tertinggi yaitu 96,67% sama dengan perlakuan H2SO4 10% 5 menit, sedangkan

perlakuan lain menunjukkan hasil yang tidak berbeda nyata bahkan lebih rendah.

Tabel 4. Nilai tengah masing-masing perlakuan pematahan dormansi terhadap

vigor benih benih kecipir

Perlakuan IV (%) Kct (% KN etmal -1

) Kst (%) Kontrol 43,33

b-e 12,49

e-k 70,00

bcd

Amplas 50,00abc

9,94n

53,33h-k

H2SO4 5% 5 menit 36,67d-h

10,93lmn

60,00d-i

H2SO4 5% 10 menit 45,00b-e

13,72a-e

70,00bcd

H2SO4 5% 15 menit 21,67j

11,47klm

51,67ijk

H2SO4 10% 5 menit 35,00e-h

12,76d-k

61,67c-h

H2SO4 10% 10 menit 36,67d-h

12,91d-i

65,00b-f

H2SO4 10% 15 menit 28,33hij

11,13lmn

55,00g-j

H2SO4 15% 5 menit 40,00c-g

11,93g-l

53,33h-k

H2SO4 15% 10 menit 45,00b-e

12,51e-k

70,00bcd

H2SO4 15% 15 menit 46,67a-d

13,32c-f

66,67b-f

HNO3 5% 5 menit 45,00b-e

11,57i-m

63,33c-g

HNO3 5% 10 menit 50,00abc

14,67ab

86,67a

HNO3 5% 15 menit 51,67ab

12,84d-j

56,67f-j

HNO3 10% 5 menit 46,67a-d

13,86a-d

75,00b

HNO3 10% 10 menit 30,00g-j

12,19f-k

48,33jk

HNO3 10% 15 menit 56,67a

11,92g-l

66,67b-f

HNO3 15% 5 menit 31,67f-i

11,60i-m

65,00b-f

HNO3 15% 10 menit 43,33b-e

11,09lmn

60,00d-i

HNO3 15% 15 menit 46,67a-d

10,57mn 51,67

ijk

HCl 5% 5 menit 45,00b-e

12,72d-k 65,00

b-f

HCl 5% 10 menit 46,67a-d

13,44b-f 65,00

b-f

HCl 5% 15 menit 45,00b-e

12,61d-k

65,00b-f

HCl 10% 5 menit 41,67c-f

13,66a-e 68,33

b-e

HCl 10% 10 menit 40,00c-g

12,54d-k 61,67

c-h

HCl 10% 15 menit 41,67c-f

13,02d-h 68,33

b-e

HCl 15% 5 menit 46,67a-d

11,53j-m

58,33e-i

HCl 15% 10 menit 36,67d-h

11,70i-m

68,33b-e

HCl 15% 15 menit 40,00c-g

11,75h-m 56,67

f-j

suhu 400C 5 menit 40,00

c-g 14,50

abc 75,00b

suhu 400C 10 menit 43,33

b-e 12,67

d-k 75,00b

suhu 400C 15 menit 28,33

hij 12,59

d-k 63,33c-g

suhu 500C 5 menit 43,33

b-e 13,11

d-g 70,00bcd

suhu 500C 10 menit 50,00

abc 14,79

a 71,67bc

suhu 500C 15 menit 25,00

ij 10,22

n 46,67k

suhu 600C 5 menit 25,00

ij 13,45

b-f 75,00b

suhu 600C 10 menit 46,67

a-d 13,41

b-f 75,00b

suhu 600C 15 menit 36,67

d-h 11,77

g-m 53,33h-k

Keterangan : angka-angka yang diikuti oleh huruf-huruf yang sama pada kolom yang

sama menunjukkan hasil yang tidak berbeda nyata pada taraf nyata 5%

14

‘

Hasil uji lanjut nilai tengah yang tersaji dalam Tabel 4 menunjukkan

bahwa perlakuanHNO3 10% 15 menit merupakan perlakuan dengan indeks vigor

tertinggi yaitu 56,67%, sedangkan perlakuan H2SO4 5% 15 menit merupakan

perlakuaan dengan indeks vigor terendah yaitu 21,67%. Perlakuan suhu 50 0C 10

menit merupakan perlakuan dengan kecepatan tumbuh tertinggi yaitu 14,79% KN

etmal-1

, sedangkan perlakuan suhu 50 0C 15 menit memberikan nilai kecepatan

tumbuh terendah yaitu 10,22% KN etmal-1

. Perlakuan HNO3 5% 10 menit

merupakan perlakuan dengan nilai keserempakan tumbuh 86,67% yang lebih

tinggi dibanding kontrol maupun perlakuan lain, sedangkan perlakuan suhu 50 0C

15 menit merupakan perlakuan dengan nilai keserempakan tumbuh terendah yaitu

46,67%.

Pembahasan

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Viabilitas

Benih Kecipir

Hasil uji lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan asam

kuat terhadap viabilitas benih kecipir tersaji dalam Tabel 3. Hasil uji lanjut pada

tolok ukur daya berkecambah menunjukkan adanya perbedaan yang signifikan

antara benih kontrol dengan benih yang mendapatkan perlakuan, dimana kontrol

menghasilkan daya berkecambah yang lebih rendah dibandingkan beberapa

perlakuan. Hal ini mengindikasi bahwa metode pematahan dormansi dengan

perlakuan asam kuat mampu meningkatkan viabilitas benih kecipir pada tolok

ukur daya berkecambah. Daya berkecambah yang dihasilkan pada perlakuan asam

kuat HNO3 5% selama 10 menit merupakan daya berkecambah yang lebih tinggi

dibandingkan dengan kontrol maupun perlakuan lain. Perlakuan asam kuat H2SO4

5% selama 10 menit, HNO3 10% selama 5 menit, HCl 5% selama 10 menit, HCl

10% selama 5 menit, HCL 10% selama 15 menit, dan HCl 15% selama 5 menit

merupakan perlakuan yang tidak berbeda nyata baik terhadap perlakuan HNO3

5% selama 10 menit sebagai perlakuan terbaik maupun kontrol. Nilai daya

berkecambah pada benih kontrol yang tinggi mengindikasi bahwa benih yang

digunakan merupakan benih dengan mutu fisiologi yang masih baik, dimana

kriteria benih legum bermutu baik salah satunya adalah nilai daya berkecambah

yang tidak kurang dari 80%.

Perlakuan asam kuat HNO3 5% selama 10 menit mampu meningkatkan

nilai daya berkecambah benih kecipir. Hal ini disebabkan oleh adanya aktivitas

asam (HNO3) yang menyebabkan kulit benih menjadi lunak karena benih

kehilangan lapisan yang kedap terhadap air dan gas, sehingga metabolisme dapat

berjalan dengan baik dan benih dapat berkecambah lebih cepat. Hilangnya lapisan

impermeabel pada permukaan kulit benih disebabkan oleh larutnya sebagian

komponen lignin kulit benih, sehingga air lebih mudah masuk ke dalam benih

untuk merangsang pertumbuhan embrio pada proses perkecambahan. Sadjad

(1975) menyatakan bahwa perlakuan pematahan dormansi dengan asam kuat

berpengaruh terhadap penguraian lignin yang menyusun komponen dinding sel

sehingga dengan adanya penguraian lignin maka kulit benih akan menjadi

permeabel terhadap air dan gas.

Asam pada umumnya adalah senyawa molekuler dan tergolong elektrolit

kovalen. Kekuatan asam ditentukan oleh besarnya jumlah ion H+ yang dihasilkan

15

asam dalam larutan (Delvin, 1975). Larutan asam kuat sering digunakan dengan

konsentrasi yang bervariasi sampai pekat, sehingga kulit benih menjadi lunak.

Selain itu, asam kuat yang digunakan dapat pula membunuh cendawan atau

bakteri yang dapat menyebabkan benih dorman (Rozi, 2003).

Tabel 3 juga menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 15% 15 menit

merupakan perlakuan dengan nilai daya berkecambah yang lebih rendah dari

kontrol dan standar mutu fisiologi benih. Hal ini terjadi karena adanya perlakuan

yang terlalu berlebihan dalam hal konsentrasi dan durasi perendaman dapat

menyebabkan kematian pada benih. Peristiwa over treatment akan menyebabkan

rusaknya embrio sehingga benih tidak dapat berkecambah atau mati. Peristiwa

over treatment menyebabkan zat asam masuk ke dalam benih dan merusak embrio

sehingga menyebabkan benih tidak berkecambah atau mati. Menurut Yuniarti dan

Dharmawati (2015) daya berkecambah akan menurun apabila waktu perendaman

semakin lama. Keadaan ini disebabkan karena konsentrasi asam yang pekat dan

keras dapat membakar kulit benih sehingga menimbulkan kerusakan pada benih.

Kerusakan pada kulit benih menyebabkan zat asam dapat masuk ke dalam benih

dan merusak jaringan embrio.

Potensi tumbuh maksimum adalah tolok ukur dari viabilitas total yang

memperlihatkan kemampuan benih untuk sekedar hidup, baik secara langsung

fenomena pertumbuhan maupun oleh gejala metabolisme (Sadjad, 1999). Hasil uji

lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan asam kuat terhadap

viabilitas benih kecipir tersaji dalam Tabel 3. Metode pematahan dormansi

dengan perlakuan asam kuat tidak menunjukkan perbedaan yang signifikan

terhadap viabilitas total benih kecipir pada tolok ukur potensi tumbuh maksimal

(PTM). Hal ini terlihat dari nilai PTM terbaik hanya pada perlakuan H2SO4 10%

selama 5 menit dan kontrol sedangkan perlakuan lain menunjukkan nilai yang

tidak berbeda nyata ataupun lebih rendah. Hal ini karena potensi tumbuh

maksimum merupakan tolok ukur yang lemah dalam pengujian viabilitas benih.

Benih memenuhi kriteria ini walaupun tidak tumbuh kecambah normal dan hanya

menunjukkan sedikit gejala pertumbuhannya. Persentase PTM yang tinggi pada

benih kontrol mengindikasi bahwa lot benih yang digunakan merupakan lot benih

yang masih baik karena memiliki viabilitas yang cukup tinggi. Ilyas (2012)

menyatakan bahwa viabilitas merupakan sifat benih yang menunjukkan daya

hidup benih untuk berkecambah.

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap Viabilitas

Benih Kecipir

Hasil uji lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan suhu

tinggi terhadap viabilitas benih kecipir tersaji dalam Tabel 3. Hasil uji lanjut

tersebut menunjukkan bahwa perlakuan suhu tinggi yang dilakukan pada

percobaan belum dapat memperbaiki viabilitas benih kecipir. Baik pada tolok

ukur daya berkecambah maupum potensi tumbuh maksimal menunjukkan hasil

yang tidak berbeda secara signifikan antara kontrol dengan benih yang mendapat

perlakuan.

Perlakuan perendaman suhu berfungsi untuk melunakkan kulit benih dan

memudahkan proses penyerapan air oleh benih sehingga proses-proses fisiologi

dalam benih dapat berlangsung untuk proses perkecambahan. Suhu yang tepat dan

kondisi lingkungan yang memadai akan memudahkan benih memecahkan

16

‘

dormansinya dan mulai tumbuh. Hasil uji lanjut nilai tengah tolok ukur daya

berkecambah dan potensi tumbuh maksimal pada perlakuan suhu 40–60 0C

dengan waktu 5–15 menit menunjukkan hasil yang tidak signifikan bahkan

menurun dibandingkan dengan kontrol. Hal ini diduga karena perbedaan suhu

yang ditimbukan perlakuan suhu 40 0C sampai 60

0C dengan waktu 5–15 menit

belum mampu menciptakan celah pada lapisan epidermis kulit benih, sehingga

proses penyerapan air melalui imbibisi masih terhalang menyebabkan mekanisme

perkecambahan terhambat. Suhu yang tidak sesuai juga dapat menyebabkan

aktivitas enzim dalam benih tidak optimal bahkan menyebabkan enzim-enzim

dalam benih rusak dan embrionya akan mati (Isnaeni dan Habibah, 2014).

Kemampuan benih untuk berkecambah tergantung dari tersedianya energi dan

enzim untuk sintesis sel-sel penyusun organ kecambah yang meliputi akar dan

pucuk. Semakin rendah ketersediaan senyawa tersebut, maka semakin rendah pula

kemampuan benih untuk berkecambah (Widajati et al., 2013). Sadjad et al. (1975)

menambahkan bahwa hilangnya kemampuan benih untuk berkecambah

berhubungan langsung dengan kegiatan enzim. Mundurnya daya berkecambah

benih terjadi karena kekurangan enzim amilase dalam benih. Enzim ini berfungsi

sebagai katalisator dalam hidrolisa amilum yang tersimpan, sehingga kekurangan

enzim ini mempengaruhi pengiriman glukosa ke embrio. Pernyataan tersebut

dibuktikan dengan perlakuan suhu 500C 15 menit dan suhu 40

0C 15 menit,

dimana nilai daya berkecambah dan potensi tumbuh maksimalnya lebih rendah

dibandingkan dengan kontrol.

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Vigor Benih

Kecipir

Hasil uji lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan asam

kuat terhadap vigor benih kecipir disajikan dalam Tabel 4. Tolok ukur indeks

vigor menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 10% 15 menit merupakan perlakuan

dengan nilai indeks vigor yang lebih tinggi dan berbeda nyata terhahap kontrol.

Indeks vigor merupakan salah satu tolok ukur yang sangat kuat. Nilai indeks vigor

diperoleh dari benih–benih yang telah tumbuh menjadi kecambah normal pada

hitungan pertama, sehingga hanya benih-benih yang memiliki vigor tinggi yang

mampu memenuhi kriteria ini. Hal ini yang menyebabkan perlakuan pematahan

dormansi memberikan pengaruh yang lebih beragam terhadap hasil pengujian.

Sadjad et al., (1999) menyatakan bahwa benih dengan indeks vigor yang tinggi

akan menghasilkan tanaman yang lebih tahan terhadap lingkungan yang kurang

menguntungkan.

Kecepatan tumbuh merupakan salah satu parameter untuk menghitung

kekuatan tumbuh (vigor) benih yang tujuannya untuk mengetahui jumlah hari

yang diperlakuan untuk munculnya radikel atau plumula. Tolok ukur kecepatan

tumbuh menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 5% 10 menit memberikan nilai

kecepatan tumbuh yang lebih baik dibandingkan dengan kontrol. Hal ini

menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 5% 10 menit mampu memperbaiki vigor

benih melalui kecepatan tumbuhnya. Benih yang mempunyai kecepatan

perkecambahan yang tinggi menunjukkan bahwa benih tersebut memiliki vigor

yang tinggi dan akan menghasilkan tanaman yang tahan terhadap keadaan

lingkungan (Kartasapoetra, 2003). Cepat atau lambatnya proses perkecambahan

penting sekali untuk menentukan kualitas bibit yang akan dihasilkan. Benih yang

17

berkecambah lebih cepat akan menghasilkan bibit yang lebih baik dari pada yang

berkecambah lambat.

Keserempakan tumbuh berkaitan dengan kemampuan benih sebagai

kelompok individu dalam suatu lot benih memanfaatkan cadangan energi dalam

masing-masing benih untuk tumbuh serempak pada unsur waktu dan kinerja

fisiologi. Umumnya benih yang bervigor rendah kurang bisa memanfaatkan

energi yang tersedia dibandingkan dengan benih yang bervigor relatif tinggi.

Kecambah normal yang tumbuh dikelompokkan dalam kecambah normal kuat

dan normal kurang kuat (Sadjad et al., 1999). Tolok ukur keseremapakn tumbuh

pada Tabel 4 menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 5% 10 menit merupakan

perlakuan dengan nilai keserepakan tumbuh yang lebih tinggi secara signifikan

dibandingkan dengan kontrol. Hal ini menunjukkan bahwa perlakuan HNO3 5%

10 menit mampu memperbaiki vigor benih baik melalui kecepatan tumbuh

maupun keserempakan tumbuh. Sadjad et al. (1999) menyatakan bahwa

disamping memiliki vigor yang tinggi, benih dituntut untuk dapat cepat tumbuh.

Homogenitas perkecambahan diawali oleh keserempakan perkecambahan benih

sehingga selain cepat tumbuh, benih dengan vigor tinggi juga harus tumbuh

serempak.

Mekanisme yang terjadi pada perlakuan perendaman benih dalam asam

kuat yaitu asam kuat memfasilitasi larutnya kandungan lignin pada benih sehingga

benih bercelah. Celah yang terbentuk menyebabkan air mudah masuk sehingga

benih mudah berkecambah. Pernyataan ini sesuai dengan hasil perlakuan HNO3

5% 10 menit untuk tolok ukur kecepatan tumbuh dan keserempakan tumbuh serta

perlakuan HNO3 10% 15 menit untuk tolok ukur indeks vigor, dimana ketiga

tolok ukur tersebut merupakan tolok ukur yang mewakili vigor benih. Hal tersebut

menunjukkan bahwa asam kuat khususnya HNO3 pada konsentrasi dan lama

perendaman yang optimal dapat meningkatkan vigor benih sebagai metode

pematahan dormansi benih kecipir.

Pematahan dormansi dengan larutan asam HNO3 dapat meningkatkan

vigor benih, namun apabila dilakukan dengan konsentrasi dan waktu perendaman

yang tidak sesuai akan menyebabkan rusaknya embrio dan menyebabkan benih

tersebut tidak dapat tumbuh. Hal ini seperti yang terjadi pada perlakuan H2SO4

5% 15 menit pada tolok ukur indeks vigor, perlakuan HNO3 15% 15 menit pada

tolok ukur kecepatan tumbuh, dan perlakuan HNO3 10% 10 menit pada tolok ukur

keserempakan tumbuh. Perlakuan–perlakuan tersebut menunjukkan hasil yang

lebih rendah dibandingkan dengan kontrol. Kerusakan pada kulit benih yang

disebabkan oleh asam kuat menyebabkan zat asam tersebut masuk ke dalam benih

dan merusak embrio. Muharni (2002) menyatakan bahwa pematahan dormansi

dengan asam kuat menghasilkan persentase kematian benih yang tinggi. Hal ini

terjadi karena banyaknya benih yang pecah. Asam kuat dapat merusak kulit benih

atau jaringan embrio sehingga terjadi kemunduran metabolisme, menyebabkan

kematian benih. Pengaruh lamanya perendaman benih dalam larutan asam kuat

juga dapat menyebabkan kerusakan kulit benih dan jaringan embrio.

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap Vigor Benih

Kecipir

Hasil uji lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan suhu

tinggi terhadap vigor benih kecipir tersaji dalam Tabel 4. Hasil uji lanjut nilai

18

‘

tengah menunjukkan bahwa perlakuan suhu tinggi tidak berpengaruh secara

signifikan terhadap tolok ukur indeks vigor. Perlakuan suhu terbaik pada tolok

ukur indeks vigor adalah perlakuan suhu 500C 10 menit, namun hasilnya tidak

berbeda secara nyata terhadap kontrol. Tolok ukur keserempakan tumbuh juga

menunjukkan hal yang serupa dimana perlakuan suhu dengan nilai tertinggi yaitu

suhu 400C 5 menit, suhu 40

0C 10 menit, suhu 60

0C 5 menit, dan suhu 60

0C 10

menit memberikan hasil yang tidak berbeda nyata terhadap kontrol maupun

perlakuan lain. Berbeda dengan dua tolok ukur sebelumnya, pada tolok ukur

kecepatan tumbuh perlakuan suhu 500C 10 menit memberikan hasil yang berbeda

secara signifikan terhadap kontrol. Kecepatan tumbuh benih merupakan tolok

ukur yang menggambarkan kekuatan tumbuh benih tersebut. Semakin tinggi nilai

kecepatan tumbuh maka semakin cepat pula benih berkecambah dan semakin kuat

pertumbuhan kecambahnya.

Perlakuan pematahan dormansi dengan cara merendam benih pada suhu

yang tinggi bertujuan untuk melunakkan kulit benih melalui perbedaan tegangan

sehingga menimbulkan celah pada kulit benih, dengan adanya celah tersebut

memudahkan air masuk ke dalam benih maka proses-proses fisiologi untuk

berkecambah dapat berlangsung. Fitri (2015) menyatakan bahwa air dalam benih

dapat merangsang pembelahan dan pemanjangan sel pada batang dan

mempercepat pertumbuhan sel-sel akar karena proses masuknya air dan oksigen

dalam benih membasahi protein dan koloid dalam benih sehingga pembentukan

dan pengaktifan enzim menyebabkan meningkatnya aktifitas metabolik,

pemanjangan sel radikal, dan pertumbuhan selanjutnya. Biji yang direndam dalam

air dengan suhu tinggi memungkinkan timbulnya celah yang disebabkan oleh

adanya perbedaan tegangan antara permukaan kulit benih dengan lingkungan

sekitar benih. Pernyataan ini mendukung hasil dari perlakuan suhu 500C 10 menit

dengan nilai kecepatan tumbuh yang lebih baik dibanding kontrol maupun

perlakuan lain, sehingga dapat dikatakan bahwa perlakuan suhu 500C 10 menit

dapat meningkatkan vigor benih pada tolok ukur kecepatan tumbuh.

Penentuan suhu dan waktu perendaman yang optimum sebagai perlakuan

pematahan dormansi benih kecipir sangat penting. Penggunaan suhu yang terlalu

tinggi dan waktu perendaman yang terlalu lama dapat menyebabkan enzim-enzim

dalam benih akan rusak dan embrionya akan mati. Hal ini seperti yang terjadi

pada perlakuan suhu 50 0C selama 15 menit, perlakuan tersebut memberikan hasil

terendah pada ketiga tolok ukur vigor benih. Penelitian Isnaeni dan Habibah

(2014) pada benih kepel menunjukkan bahwa suhu lebih dari 60 0C menyebabkan

biji tidak berkecambah dan mati. Waktu perendaman juga merupakan faktor yang

perlu diperhatikan dalam menentukan perlakuan pematahan dormansi pada benih

kecipir. Perendaman benih yang terlalu lama menyebabkan panas dapat diteruskan

ke dalam embrio sehingga dapat menyebabkan kerusakan benih. Penelitian Lima

(2012) menghasilkan bahwa perendaman dalam air panas 60 0C selama 10 menit

memberikan hasil persentase perkecambahan tertinggi pada benih centro dan

siratro. Hal ini membuktikan bahwa suhu dapat membantu perkecambahan benih

yang berkulit keras dalam waktu yang relatif singkat.

19

endosperm

kutikula

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Skarifikasi Mekanik terhadap

Viabilitas dan Vigor Benih Kecipir

Skarifikasi mekanik merupakan suatu perlakuan atau tindakan melukai

kulit biji yang bertujuan agar biji permeabel terhadap air dan gas sehingga

mempercepat proses perkecambahan. Metode skarifikasi mekanik yang digunakan

dalam penelitian yaitu dengan cara mengamplas permukaan kulit benih. Benih

yang diberi perlakuan skarifikasi mekanis dengan diamplas memungkinkan

masuknya air ke dalam benih lebih mudah sehingga imbibisi sebagai proses awal

perkecambahan dapat terjadi.

Hasil uji lanjut nilai tengah pengaruh pematahan dormansi dengan

skarifikasi mekanis terhadap viabilitas tersaji dalam Tabel 3 sedangkan

pengaruhnya terhadap vigor benih disajikan dalam Tabel 4. Hasil uji lanjut nilai

tengah menunjukkan bahwa perlakuan skarifikasi mekanis menggunakan amplas

memberikan hasil yang lebih rendah dibandingan kontrol pada tolok ukur daya

berkecambah dan potensi tumbuh maksimum sebagai variabel viabilitas serta

kecepatan tumbuh dan keserempakan tumbuh pada variabel vigor benih,

sedangkan pada tolok ukur indeks vigor perlakuan amplas memberikan hasil yang

lebih baik tetapi tidak berbeda secara signifikan terhadap kontrol. Hasil tersebut

menunjukkan bahwa perlakuan amplas belum mampu menaikkan baik viabilitas

maupun vigor benih kecipir. Pengaruh perlakuan skarifikasi mekanik terhadap

struktur kulit benih kecipir dapat dilihat pada Gambar 2.

Gambar 2. Struktur mikroskopis pada perbesaran 40x permukaan benih kecipir

dengan perlakuan skarifikasi amplas

Gambar 2 menunjukkan bahwa benih kecipir yang diamplas sebagian

besar bagian bijinya yang keras akan hilang. Hal ini menyebabkan endosperma

benih semakin terbuka lebar sehingga semakin luas kontak dengan lingkungan

sekitar. Endosperm merupakan bagian benih yang banyak mengandung zat–zat

penting untuk kelangsungan hidup embrio dalam biji agar dapat berkecambah.

Endosperma yang terbuka akan memiliki resiko yang lebih tinggi terhadap

patogen-patogen yang dapat masuk ke dalam benih, terutama cendawan yang

mudah tumbuh dan mengambil zat–zat yang dibutuhkan embrio untuk hidup.

Cendawan-cendawan tersebut tumbuh pada bagian benih yang terbuka.

Pertumbuhan jamur yang lebih cepat akan menghambat perkecambahan,

menyebabkan benih menjadi kering, busuk, dan mati. Gambar 3 menunjukkan

gejala kerusakan benih yang disebabkan oleh pertumbuhan cendawan pada

perlakuan skarifikasi mekanik.

20

‘

Serangan cendawan yang ditemukan pada penelitian adalah berupa

adanya benih mati dan kecambah abnormal. Benih mati akibat cendawan dicirikan

dengan adanya miselium yang terdiri atas untaian benang hifa berwarna putih

yang menutupi seluruh permukaan benih, dan apabila benih ditekan akan terasa

lunak karena benih telah membusuk. Sedangkan kecambah abnormal disebabkan

oleh pertumbuhan cendawan pada titik tumbuh yang menyebabkan luka nekrosis

sehingga menyebabkan pertumbuhan kecambah tidak sempurna. Penelitian

Widyawati et al. (2008) menunjukkan bahwa biji yang diamplas lebih dari

setengah bagian mengalami perkecambahan lebih cepat, akan tetapi persentase

perkecambahan menurun karena mudah terserang cendawan.

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Asam Kuat terhadap Struktur Testa

Benih Kecipir

Dormansi pada benih kecipir terjadi karena adanya kandungan lignin yang

mendominasi permukaan kulit benih sehingga menyebabkan benih kecipir

menjadi keras. Hal ini sesuai dengan fungsi lignin pada awal pembentukan sel

yaitu menambah kekuatan struktur sel dan berperan sebagai pelindung

polisakarida dari hidrolisis enzim selulase (Puspitarini, 2003). Kulit biji (testa)

merupakan karakter morfologi penting benih karena menentukan proses fisiologis

embrio, sekaligus menjadi penutup dan pelindung embrio. Kulit biji juga berperan

dalam menentukan derajat dan kecepatan imbibisi air. Menurut Krisnawati dan

Adie (2008) kulit benih legum terdiri atas tiga lapisan, yakni epidermis,

hipodermis, dan parenkim.

Larutan asam kuat yang digunakan dalam penelitian ini adalah H2SO4,

HNO3, dan HCl dengan konsentrasi 5–15% dengan kurun waktu 5–15 menit

perendaman. Asam kuat merupakan salah satu zat kimia yang mampu membuat

kulit benih menjadi lunak dan benih kehilangan lapisan yang kedap terhapat air

dan gas. Peningkatan permeabilitas pada permukaan kulit benih disebabkan oleh

larutnya sebagian komponen lignin kulit benih. Hal ini selaras dengan pernyataan

Sadjad (1975) yang menyatakan bahwa perlakuan pematahan dormansi dengan

asam kuat berpengaruh terhadap penguraian lignin yang menyusun komponen

dinding sel sehingga dengan adanya penguraian lignin maka kulit benih akan

menjadi permeabel terhadap air dan gas.

Gambar 4 menjelaskan bahwa perlakuan perendaman benih dalam larutan

asam kuat dapat mempengaruhi struktur permukaan kulit benih kecipir. Terlihat

bahwa terjadi perubahan struktur pada bagian epidermis, hipodermis, dan

parenkim. Epidermis merupakan lapisan terpenting karena merupakan lapisan

Gambar 3. (a) kecambah abnormal dan (b) kecambah mati yang disebabkan oleh

serangan cendawan

21

kulit terluar benih, sehingga menjadi penentu berhasil tidaknya air masuk ke

dalam benih dan dilapisi oleh lignin dan kitin membentuk kutikula. Lapisan

epidermis tersusun atas jaringan palisade (jaringan tiang) yang di dalamnya

terdapat sebuah lapisan light line yang berfungsi sebagai pengatur proses imbibisi

ke dalam benih (Krisnawati dan Adie, 2008).

Gambar 4. Struktur mikroskopis kulit benih kecipir (a) benih tanpa perlakuan (b) benih

dengan perlakuan asam HNO3

Gambar 4b menjelaskan bahwa larutan asam kuat (HNO3) dapat

melarutkan komponen lignin pada bagian epidermis benih kecipir yang tersusun

atas jaringan palisade. Jaringan palisade merupakan jaringan yang berbentuk

tongkat/batang dengan sel-sel yang mengalami penebalan sekunder oleh lignin,

tersusun membentuk lapisan kontinyu pada testa benih. Larutnya lignin

menciptakan celah pada lapisan light line sehingga meningkatkan permeabiltas

benih. Gambar 4b juga menjelaskan bahwa asam kuat yang telah menembus

lapisan epidermis dapat menyusutkan lapisan hipodermis dan jaringan parenkim.

Lapisan hipodermis merupakan lapisan dibawah sel-sel epidermis yang berbeda

baik morfologi maupun fisiologinya dengan lapisan di atasnya. Mali’ah (2014)

menjelaskan bahwa asam kuat bekerja pada bagian kutikula yang melarutkan

lignin sehingga kulit menjadi lunak dan air maupun gas dapat masuk ke dalam

benih sehingga terjadi perkecambahan. Delvin (1975) memaparkan bahwa

larutnya lignin pada lapisan kulit benih disebabkan oleh adanya ion H+ pada

larutan asam yang digunakan sebagai perlakuan pematahan dormansi, sehingga

kekuatan asam sebagai pelarut lignin ditentukan oleh besarnya jumlah ion H+

yang dihasilkan asam dalam larutan tersebut.

Asam kuat seperti asam sulfat dan natrium hidroksida dengan konsentrasi

pekat juga terbukti dapat menyebabkan kulit benih menjadi lunak sehingga dapat

dilalui oleh air dengan mudah (Rozi, 2003).Penelitian Puspitarini (2003)

mengungkapkan bahwa sel-sel kulit benih Pangkal Buaya yang sebelumnya pada

dan kompak dengan dinding sel yang tebal kemudian menjadi longgar karena

adanya lubang antar sel akibat lamela tengah yang terlarut dalam asam kuat dan

dinding sel yang menipis. Kondisi ini memungkinkan bagi radikula untuk

menembus kulit benih karena kulit benih relatif menjadi lunak.

b a

palisade

lightline

hipodermis

parenki

m

endodermis

endosperma

epidermis

22

‘

Pengaruh Pematahan Dormansi dengan Suhu Tinggi terhadap Struktur

Testa Benih Kecipir

Perlakuan pematahan dormansi benih dengan merendam benih dalam air

suhu tinggi berfungsi untuk melunakkan kulit benih sehingga memudahkan proses

penyerapan air oleh benih. Suhu air yang digunakan dalam penelitian yaitu 40 0C,

50 0C, dan 60

0C dengan lama perendaman 5 menit, 10 menit, dan 15 menit. Air

dengan suhu tinggi dapat mematahkan dormansi fisik seperti yang terdapat pada

benih kecipir melalui mekanisme perbedaan tegangan yang disebabkan oleh

perubahan suhu yang terjadi secara cepat di lingkungan sekitar benih. Perbedaan

tegangan tersebut menyebabkan jaringan palisade yang terdapat pada lapisan

epidermis benih merenggang sehingga menimbulkan celah di antara jaringan

tersebut, hal ini menyebabkan air dan gas dapat masuk ke dalam benih.

Lensari(2009) melaporkan bahwa suhu, konsentrasi larutan, dan kadar air awal

benih berkorelasi kuat dengan laju penyerapan air maksimal pada benih.

Gambar 5 merupakan gambar penampakan kulit benih kecipir secara

mikroskopis. Gambar 5b menjelaskan bahwa jaringan palisade yang tersusun

rapat atas komponen lignin pada lapisan epidermis benih merenggang sehingga

menimbulkan celah akibat adanya perlakuan suhu tinggi. Namun jika

dibandingkan dengan Gambar 4b, celah yang ditimbulkan akibat suhu tinggi tidak

selebar celah yang ditimbulkan oleh perlakuan asam HNO3. Hal ini yang

menyebabkan perlakuan suhu tinggi kurang efektif dalam menigkatkan nilai daya

berkecambah, potensi tumbuh maksimal, indeks vigor, dan keserempakan tumbuh

benih kecipir. Lapisan hipodermis dan jaringan parenkim yang terdapat di bawah

epidermis juga menyusut sehingga memudahkan air dan gas masuk ke dalam

benih menuju embrio. Menurut Schmidht (2002), air panas mematahkan dormansi

fisik pada Leguminoseae melalui tegangan yang menyebabkan lapisan light line

yang bersifat impermeabel menjadi permeabel. Metode ini paling efektif apabila

benih direndam dalam air panas bukan dimasak dengan air panas. Pecelupan

sesaat juga lebih baik dilakukan untuk mencegah kerusakan embrio.

Gambar 5. Struktur mikroskopis kulit benih kecipir (a) benih tanpa perlakuan (b)

benih dengan perlakuan suhu 50 0C

Lensari (2009) berpendapat bahwa metabolisme pada interaksi suhu dan

lama perendaman mampu menyerap air lebih cepat, melunakkan kulit benih dan

b a

palisade

lightlin

e hipodermis

parenkim

endodermis

endosperm

a

epidermis

23

meningkatkan respirasi benih sehingga membantu kegiatan sel dan enzim.

Widajati et al.(2013) menambahkan bahwa salah satu proses penting yang terjadi

pada benda hidup adalah proses respirasi. Proses respirasi akan menghasilkan

energi bebas dalam bentuk ATP dan NADH yang sangat berguna dalam proses

sintesis sel seperti asam amino, protein, lemak, dan lain-lain. Kemampuan benih

untuk berkecambah tergantung dari tersedianya energi dan senyawa-senyawa

tersebut untuk sintesis sel-sel penyusun organ kecambah yang meliputi akar dan

pucuk. Semakin tinggi ketersediaan senyawa tersebut, maka semakin tinggi pula

kemampuan benih untuk berkecambah.

Pengaruh Perlakuan Pematahan Dormansi terhadap Struktur Kecambah

Benih Kecipir

Perkecambahan adalah proses embrio tumbuh kembali menjadi kecambah

yang ditandai dengan keluarnya bakal akar dan bakal tanaman dari kulit benih.

Proses perkecambahan melewati fase imbibisi, fase perkecambahan, dan fase

pertumbuhan yang diawali dengan munculnya radikula. Fase imbibisi ditandai

dengan air yang mulai diserap oleh benih, baik benih dorman maupun benih non

dorman, proses ini berlangsung karena adanya perbedaan potensial air dalam

benih dengan lingkungan. Fase perkecambahan merupakan periode mulai aktifnya

metabolisme sebagai persiapan untuk perkecambahan pada benih non dorman,

sedangkan pada fase pertumbuhan hanya terjadi pada benih non dorman yang

ditandai dengan munculnya akar dan diikuti dengan pembelahan sel ekstensif,

peningkatan laju penyerapan air, dan perombakan cadangan makanan (Widajati et

al., 2013). Tipe perkecambahan benih kecipir termasuk dalam tipe

perkecambahan hipogeal yang ditandai dengan terjadinya pembentangan ruas

batang teratas (epikotil) sehingga daun lembaga ikut tertarik ke atas tanah, tetapi

kotiledon tetap dibawah tanah. Gambar 6 menunjukkan struktur kecambah benih

kecipir yang terdiri atas radikula, kotiledon, epikotil, dan plumula.

Gambar 6. Struktur kecambah benih kecipir

Perlakuan asam kuat HNO3 5% selama 10 menit merupakan perlakuan

yang dapat meningkatkan viabilitas maupun vigor benih melalui tolok ukur daya

berkecambah dan keserempakan tumbuh, sedangkan perlakuan suhu 50 0C selama

10 menit merupakan perlakuan yang mampu memperbaiki vigor benih pada tolok

ukur kecepatan tumbuh. Viabilitas merupakan kemampuan benih untuk tumbuh

normal dan berproduksi normal pada kondisi optimum, semakin baik viabilitas

suatu benih maka akan semakin tinggi kemampuan benih untuk tumbuh normal,

sedangkan benih yang memiliki vigor baik akan menghasilkan semaian normal

jika ditumbuhkan pada kondisi yang sub optimum dan dikatakan memiliki

kekuatan tumbuh.

radikula kotiledon

epikotil

plumula

24

‘

Gambar 7 menjelaskan bahwa perkecambahan benih kecipir dengan

perlakuan asam kuat HNO3 5% selama 10 menit terlihat lebih baik dibandingan

kontrol maupun perlakuan lain, sedangkan pada perlakuan amplas perkecambahan

terlihat lebih buruk dibandingkan dengan kontrol. Hal ini terjadi karena

banyaknya benih yang terserang cendawan pada perlakuan amplas. Gambar 7 juga

menjelaskan bahwa dengan viabilitas dan vigor yang baik maka akan dapat

menghasilkan perkecambahan yang baik pula.

Gambar 7. Morfologi kecambah benih kecipir pada beberapa perlakuanpematahan

dormansi

Pemberian perlakuan suhu yang tepat menyebabkan proses

perkecambahan akan berlangsung lebih cepat dan menghasilkan akar yang lebih

panjang. Hal ini dikarenakan panjang akar dipengaruhi oleh kecepatan

perkecambahan benih. Isnaeni dan Habibah (2014) juga mengungkapkan bahwa

perlakuan perendaman suhu yang optimal mempengaruhi waktu munculnya

kecambah, persentase perkecambahan, panjang radikula, dan jumlah akar cabang.

Gambar 8. Morfologi kecambah benih kecipir pada perlakuan pematahan dormansi (a)

kontrol (b) amplas (c) suhu 50 0C 10 menit dan (d) HNO3 10% 5 menit

a

c

b

d

25

Gambar 8 menunjukkan bahwa kecambah dengan perlakuan perendaman

air suhu 50 0C selama 10 menit menghasilkan akar yang lebih panjang

dibandingkan dengan kontrol maupun perlakuan lain, dimana perlakuan 50 0C

selama 10 menit merupakan perlakuan dengan nilai kecepatan tumbuh terbaik.

Benih yang berkecambah lebih cepat akan menghasilkan bibit yang lebih baik dari

pada yang berkecambah lambat.

KESIMPULAN DAN SARAN

Kesimpulan

Metode pematahan dormansi dengan perlakuan HNO3 5% selama 10

menit dan suhu 50 0C selama 10 menit merupakan metode yang efektif untuk

meningkatkan viabilitas maupun vigor benih kecipir. Perlakuan HNO3 5% selama

10 menitmemberikan nilai daya berkecambah dan keserempakan tumbuh tertinggi

serta nilai potensi tumbuh maksimal, indeks vigor, dan kecepatan tumbuh yang

tidak berbedanyata dengan perlakuan terbaik. Perlakuan suhu 50 0C selama 10

menit memberikan nilai kecepatan tumbuh tertinggi serta nilai daya berkecambah,

potensi tumbuh maksimal, indeks vigor dan keserempakan tumbuh yang tidak

berbeda nyata dengan perlakuan terbaik.

Saran

Metode pematahan dormansi benih dengan perendaman dalam larutan

HNO3 5% selama 10 menitdan air suhu 50 0C selama 10 menit efektif untuk

meningkatkan viabilitas dan vigor pada benih kecipir. Namun masih perlu

diadakannya penelitian mengenai sifat dormansi benih kecipir terhadap suhu,

cahaya, dan periode penyimpanan benih.

26

‘

DAFTAR PUSTAKA

Astari R.P., Rosmayati, dan Bayu E.S. 2014. Pengaruh pematahan dormansi

secara fisik dan kimia terhadap kemampuan berkecambah mucuna

(Mucuna barcteata D.C). Jurnal Online Agroekoteknologi. 2(2): 803-

812.

Azad M.S., Biswas R.K.,dan Matin M.A. 2012. Seed germination of Albizia

procera (Roxb.) benth in Bangladesh: a basis for seed source variation

and pre-sowing treatment effect. For.Stud.China. 14(2): 124-130.

Copeland L.O. and Mc Donald. 1985. Principles of Seed Science and Technology

2. Minneapolis. Bugress Publishing Company.

Delvin R.M. 1975. Plant physiology. Edition III.D. Van Nostrad Company. New

York.

Fitri N. 2015. Pengaruh skarifikasi dengan perendaman dalam aquades, air panas,

dan asam sulfat terhadap perkecambahan biji dan pertumbuhan awal

lamtoro (Leucaena leucocephala). Skripsi. Fakultas Peternakan.

Universitas Hasanuddin. Makasar.

Fitriyani S.A., Enni S.R., dan Noor A.H. 2013. Pengaruh skarifikasi dan suhu

terhadap pemecahan dormansi benih aren (Arenga pinnata (Wurmb)

Merr.). Unnes Journal of Life Scirnce. 2(2): 85-91.

Handayani T. 2013. Kecipir (Psophocarpus tetragonolobus L.) potensi lokal yang

terpinggirkan. Iptek Tanaman Sayuran. Balai Penelitian Tanaman

Sayuran. Bandung.

Hidayat I.M., Kirana R., Guswanto R.,dan Kusmana. 2006. Petunjuk tektis

budidaya dan produksi benih beberapa sayuran indigenus. Balai

Penelitian Tanaman Sayuran, Puslitbanghorti, Badan Litbang Pertanian.

Ilyas S. 2012. Ilmu dan Teknologi Benih, Teori dan Hasil-hasil Penelitian.

Bogor(ID): PT Penerbit IPB Press.

Isnaeni E. dan Habibah N.A. 2014. Efektifitas skarifikasi dan suhu perendaman

terhadap perkecambahan biji kepel [Stelechocarpus burahol (Blume)

Hook.F & Thompson] secara in vitro dan ex vitro. Jurnal MIPA. 37(2):

105-114.

Justice O.L. dan Louis N.B. 2002. Prinsip dan Praktek Penyimpanan Benih.

Jakarta(ID): Raja Grafindo Persada.

Kartasapoetra A.G. 2003. Teknologi benih pengolahan benih dan tuntunan

praktikum. Jakarta(ID): Rineka Cipta.

Krisnawati A. 2010. Keragaman genetik dan potensi pengembangan kecipir

(Psophocarpus tetragonolobus L.) di Indonesia. Jurnal Litbang

Pertanian. 29(3): 113-119.

Lensari D. 2009. Pengaruh Perlakuan Pematahan Dormansi terhadap Kemampuan

Perkecambahan Benih Angsana (Pterocarpus indicus Will). Skripsi.

Fakultas Kehutanan. Institut Pertanian Bogor.

Lima D. 2012. Pengaruh waktu perendaman dalam air panas terhadap daya

kecambah leguminosa centro (Cetrosema pubescens) dan siratro

(Macroptilium atropurpureum). Jurnal Ilmu Ternak dan Tanaman. 2(1):

26-29.

27

Mali’ah S. 2014. Pengaruh konsentrasi dan lama perendaman dalam asam sulfat

(H2SO4) terhadap perkecambahan benih saga pohon. Skripsi. Jurusan

Biologi. Fakultas Saintek. UIN Maulana Malik Ibrahim Malang.

Muharni S. 2002. Pengaruh metode pengeringan dan perlakuan pematahan

dormansi terhadap viablitas benih kayu afrika (Maesopsis emenii Engl.).

Skripsi. Fakultas Pertanian. Institut Pertanian Bogor. Bogor.

Purba H.W.S., Sitepu F.E.,dan Haryati. 2013. Viabilitas benih rosella (Hibiscus

sabdarifa L.) pada berbagai kadar air awal dan kemasan benih. Jurnal

Online Agroteknologi. 1(2): 318-362.

Purbojati L. dan Faiza C.S. 2006. Studi alternatif substrat kertas untuk pengujian

viabilitas benih dengan metode uji diatas kertas. Bul. Agron. 34(1): 55-61

Puspitarini D.P., 2003. Struktur benih dan dormansi pada benih panggal buaya

(Zanthoxylum rhetsa (Roxb) D.C.). Tesis. Program Pascasarjana. Institut

Pertanian Bogor.

Rahayu A.D. 2015. Pengamatan uji daya berkecambah, optimalisasi substrat

perkecambahan dan pematahan dormansi benih kecipir (Psophocarpus

tetragonolobus (L.) DC). Skripsi. Departemen Agronomi dan

Hortikultura. Fakultas Pertanian. Institut Pertanian Bogor. Bogor.

Rozi F. 2003. Pengaruh perlakuan pendahuluan dengan peretakan, perendaman air

(H2O2), asam sulfat (H2SO4), dan hormon giberelin (GA3) terhadap

viabilitas benih Kayu Afrika (Maesopsis eminii Engl). Skripsi. Fakultas

Kehutanan. Institut Pertanian Bogor. Bogor.

Sadjad S.,Endang M.,danSatriyas I. 1999. Parameter Pengujian Vigor Benih dari

Komperatif ke Simulatif. Jakarta(ID): PT Grasindo dan PT Sang Hyang

Seri.

Sadjad S., Hari S.,Sri S.H., Jusup S., Sugihharsono,dan Sudarsono. 1975. Dasar-

Dasar Teknologi Benih. Biro Penataran. Institut Pertanian Bogor. Bogor.

Schmit L. 2002. Pedoman penanganan benih kehutanan. Terjemahan Fransiskus

Harum. Direktorat Jendral Rehabilitasi Lahan dan Perhutanan Sosial.

Departemen Kehutanan. Jakarta.

Widajati E., Endang M., Endah R.P., Tatiek K.,M.R. Suhartanto,dan Abdul Q.

2013. Dasar Ilmu dan Teknologi Benih. IPB Press. Bogor.

Widhityarini D., Suyadi M.W.,dan Aziz P. 2011. Pematahn dormansi benih

tanjung (Mimusops elengi L.) dengan skarifikasi dan perendaman kalium

nitrat. Fakultas Pertanian. Universitas Gajah Mada. Yogyakarta.

Widyawati N., Tohari, Prapto Y.,danIssirep S. 2008. Permeabilitas dan

perkecambahan biji aren (Arenga pinnata (Wurmb.) Merr.). J Agron

Indonesia. 32(2): 152-158.

Yuniarti N. dan Dharmawati F.D. 2015. Teknik pematahan dormansi untuk

mempercepat perkecambahan benih kourbaril (Hymenaea courbaril).

Pros Sem Nas Masy Biodiv Indon. 6(1): 1422-1437.

28

‘

29

LAMPIRAN

30

‘

31

Lampiran 1. Pembuatan preparat dengan metode parafin

1. Memotong organ tumbuhan kemudian mencucinya

2. Merendamnya ke dalam larutan FAA selama 24 jam

3. Merendamnya ke dalam larutan alkohol 60%, 70%, 80%, 90%, dan 100%

masing-masing selama 3 x 5 menit

4. Merendamnya ke dalam larutan

Alkohol : xylol = 4 : 0

Alkohol : xylol = 3 : 1

Alkohol : xylol = 2 : 2

Alkohol : xylol = 1 : 3

Alkohol : xylol = 0 : 4

Masing-masing selama 3 x 5 menit kemudian mendiamkan rendaman

terakhir selama 24 jam

5. Merendamnya ke dalam larutan

Xylol : parafin = 4 : 0

Xylol : parafin = 3 : 1

Xylol : parafin = 2 : 2

Xylol : parafin = 1 : 3

Xylol : parafin = 0 : 4

Masing-masing selama 3 x 5 kemudian mendiamkan rendaman terakhir

selama 24 jam

6. Memasukkannya ke dalam parafin murni kemudian memblock dan

mendinginkannya selama 24 jam

7. Melakukan pemotongan menggunakan mikrotom dengan ukuran 12 – 15

µm

8. Melekatkannya pada gelas objek menggunakan gliserin

9. Melakukan pewarnaan dengan mencelupkan gelas objek yang berisi

preparat ke dalam xylol 1 dan 2 selama 45 menit dan 3 menit

10. Merendamnya ke dalam alkohol 70%, 80%, 95%, 100% (1), dan 100% (2)

masing-masing selama 3 menit

11. Mewarnai dengan safranin (merah) dan metilen blue (biru) selama 40

menit

12. Merendamnya ke dalam alkohol 100% (1), 100% (2), 95%, 80%, dan 70%

masing-masing selama 3 menit

13. Merendamnya kembali pada larutan xylol 1 dan 2 selama 3 menit

14. merekatkannya menggunakan entelan dan ditutup dengan cover glass

32

‘

33

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Purworejo pada tanggal 04 Mei 1995 dari ayah

Sugito dan ibu Sukarti. Penulis adalah anak tunggal dari pasangan tersebut. Pada

tahun 2012 penulis lulus dari SMA Negeri 7 Purworejo dan pada tahun yang sama

penulis lulus seleksi masuk Institut Pertanian Bogor (IPB) melalui jalur Undangan

Seleksi Masuk dan diterima di Departemen Agronomi dan Hortikultura, Fakultas

Pertanian.

Selama menjalani perkuliahan, penulis mendapat beberapa beasiswa yaitu

beasiswa PPA pada tahun 2014/2015 dan beasiswa Woman International Club

pada tahun 2015/2016. Selama masa perkuliahan penulis aktif menjadi asisten

praktikum Pengendalian Gulma tahun ajaran 2015/2016. Penulis pernah menjabat

sebagai sekretaris departemen Pengenbangan Sumber Daya Manusia (PSDM) di

himpunan profesi Himpunan Mahasiswa Agronomi dan Hortikultura

(HIMAGRON) pada periode 2014/2015. Penulis juga aktif dalam kegiatan

mahasiswa seperti sekretaris umum di kegiatan Agriphoria dan Narasi pada tahun

2014 dan divisi International Horticulture Invesment Bussines Festival (IHIBF)

dalam kegiatan Festival Bunga dan Buah Nusantara pada tahun 2015. Selain itu

penulis juga pernah berpartisipasi dalam kegiatan Program Kreativitas Mahasiswa

Kewirausahaan (PKM-K) dan lolos sebagai kelompok yang dibiayai pada tahun

2013.