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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA
UNIDAD XOCHIMILCO
DIVISIÓN DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y DE LA SALUD
DEPARTAMENTO DE PRODUCCIÓN AGRÍCOLA Y ANIMAL
MAESTRÍA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
DETERMINACIÓN DEL PAPEL DE LOS ÁCAROS ORIBÁTIDOS EN EL CICLO DE VIDA DE Thysanosoma actinioides, DIESING 1835 (Cestoda:
Anoplocephalidae) EN ZONAS SEMIÁRIDAS DEL ESTADO DE HIDALGO.
TESIS QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
PRESENTA:
CONSTANZA ABIGAIL ALMEIDA ALCÁNTARA
COMITÉ TUTORAL
Director
Dra. Silvia Rodríguez Navarro
Asesor
Dr. Javier L. Olivares Orozco
Asesor
Dra. Margarita Ojeda Carrasco
Ciudad de México, enero 2020.
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA
UNIDAD XOCHIMILCO
DETERMINACIÓN DEL PAPEL DE LOS ÁCAROS ORIBÁTIDOS EN EL CICLO DE VIDA DE Thysanosoma actinioides, DIESING 1835 (Cestoda:
Anoplocephalidae) EN ZONAS SEMIÁRIDAS DEL ESTADO DE HIDALGO.
La presente tesis fue realizada bajo la supervisión del comité tutoral indicado a continuación y aprobada como requisito en el plan de estudios para obtener el
grado de: MAESTRA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
COMITÉ TUTORAL
Directora
Dra. Silvia Rodríguez Navarro
Asesor
Dr. Javier L. Olivares Orozco
Asesor
Dra. Margarita Ojeda Carrasco
La presente tesis titulada “DETERMINACIÓN DEL PAPEL DE LOS ÁCAROS ORIBÁTIDOS EN EL CICLO DE VIDA DE Thysanosoma actinioides, DIESING
1835 (Cestoda: Anoplocephalidae) EN ZONAS SEMIÁRIDAS DEL ESTADO DE HIDALGO.” realizada por la MVZ Constanza Abigail Almeida Alcántara ha sido
aceptada como requisito parcial para obtener el grado de:
Maestra en Ciencias Agropecuarias
Sinodales
Director
Dr. Alejandro Ávalos Rodríguez
Secretario
Dr. Jesús G. Rodríguez Diego
Vocal
Dra. Margarita Ojeda Carrasco
AGRADECIMIENTOS
A mis padres por nunca dejar de creer en mí y por siempre hacerme notar su apoyo
y amor durante este proceso, sé bien que no todos los estudiantes tienen unos
padres tan cálidos y pacientes, por esto y todo, gracias.
Académicamente hablando, quiero agradecer principalmente a mis tres tutores,
quiénes con la misma comprensión y cariño me guiaron y recibieron con los brazos
abiertos, a pesar de la larga ausencia que mostré.
Dra. Silvia Rodríguez, de usted aprendí tanto, usted siempre con sus palabras me
levantó cuando rompía en llanto, usted nunca dándose vencida conmigo, usted tan
ejemplar y formal. Gracias, por tanto.
Dr. Javier Olivares, gracias por su carisma y paciencia porque gracias a usted
siempre me sentí segura en las presentaciones de avances de este proyecto. Pero
sobre todo por aceptarme dentro de esta línea de investigación, que resultó ser mi
pasión.
Dra. Margarita, por su disciplina y enseñanzas sobre los oribátidos, por sus
observaciones y correcciones siempre tan acertadas, pero sobre todo ,porque aún
sin conocerme accedió a ser parte de este camino, le agradezco infinitamente.
Al Laboratorio del Insectario, especialmente al Maestro Roberto, por darme
completo acceso a las instalaciones y equipo. Por esas convivencias en fechas
especiales, qué hicieron amena y alegre mi estancia.
A mis amigos, quiénes me brindaron su amistad y apoyo desde el primer día, y a
quiénes admiro profundamente.
Por último, a la Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad Xochimilco y a mis profesores por sus enseñanzas.
Este trabajo fue realizado en el Laboratorio del Insectario, del Departamento de Producción Agrícola y Animal de la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco.
Laboratorio de Análisis Clínicos de la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco.
Colección Nacional de Ácaros de la Universidad Nacional Autónoma de México.
Esta tesis fue realizada dentro del programa de la Maestría en Ciencias Agropecuarias de la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco.
El financiamiento de este proyecto fue otorgado por el Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) con la beca número 763363 durante el período 2016-2018.
Contenido
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1
I. OBJETIVOS ......................................................................................................................... 2
A. General ............................................................................................................................. 2
B. Particulares ...................................................................................................................... 2
II. MARCO TEÓRICO .............................................................................................................. 3
A. Ovinocultura y sistemas de producción en México. ........................................................ 3
B. Enfermedades que afectan a la ovinocultura. .................................................................. 4
1. Enfermedades parasitarias. ........................................................................................ 4
C. Clase Cestoidea ........................................................................................................... 5
1. Generalidades. ............................................................................................................. 5
2. Familia Anoplocephalidae ........................................................................................... 7
D. Thysanosoma actinioides (Diesing, 1835) ................................................................. 9
1. Generalidades. ............................................................................................................. 9
2. Patogenia .................................................................................................................... 11
3. Ciclo de vida. .............................................................................................................. 12
E. Ácaros oribátidos ........................................................................................................... 14
1. Generalidades. ........................................................................................................... 14
2. Clasificación ............................................................................................................... 15
3. Diversidad ................................................................................................................... 16
III. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................................ 19
A. Trabajo de campo .......................................................................................................... 19
Zona de colecta. ................................................................................................................ 19
2. Determinación de la prevalencia de Thysanosoma actinioides y Colecta de proglótidos .... 19
3. Colecta de material acarológico................................................................................... 21
B. Trabajo de laboratorio ................................................................................................... 22
1. Colecta de material acarólogico ................................................................................... 22
2.Cría de oribátidos bajo condiciones de laboratorio ..................................................... 23
3. Montaje y Procesamiento de proglótidos .................................................................... 25
4. Aislamiento e infección de ácaros. .............................................................................. 26
5. Determinación taxonómica del material acarológico.................................................. 27
6. Diseño Experimental y Análisis Estadístico ................................................................ 27
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... 29
V. CONCLUSIONES .............................................................................................................. 43
VI. PERSPECTIVAS ........................................................................................................... 43
VII. REFERENCIAS GENERALES ..................................................................................... 44
VIII. ÍNDICE DE FIGURAS Y CUADROS ........................................................................... 51
IX. PRODUCTOS ................................................................................................................ 52
1 Presentaciones en congresos. ................................................................................. 52
2 Conferencia ................................................................................................................ 53
3 Artículo publicado ...................................................................................................... 53
RESUMEN
Las parasitosis más comunes por céstodos en ovinos y caprinos en la República
Mexicana son causadas por Taenia ovis, Moniezia expansa, Moniezia benedeni y
Thysanosoma actinioides, parásitos que, para completar su ciclo de vida necesitan
de hospederos intermediarios (Quiroz, 1989). En especial Thysanosoma actinioides
y Moniezia spp., céstodos de la familia Anoplocephalidae, su ciclo de vida se define
indirecto, ya que, en éste, los ácaros oribátidos participan como hospederos
intermediarios. Particularmente, en el caso de T. actinioides, se conoce de manera
parcial, y autores han observado la participación de oribátidos de las familias
Oribatulidae (Oribatula sp. y Zygoribatula sp.), Galumnidae (Galumna sp.), y
Scheloribatidae (Scheloribates sp.), en regiones áridas y templadas (Akrami et al.,
2007; Irie et al., 2013). Es por esto que el objetivo principal de este proyecto fue
conocer el papel de los oribátidos en el ciclo de vida de T.actinioides. Este se llevó
acabo en dos comunidades (La Mesilla y Maguey Verde) del municipio de
Tecozautla, Hidalgo. Para lograr el objetivo se realizaron dos bioensayos necesarios
para determinar la prevalencia de Thysanosoma actinioides en estas comunidades,
la cría de oribátidos también colectados en estos agostaderos y posteriormente la
infección experimental de ácaros con huevecillos del céstodo. Al final de los
bioensayos se logró la cría de ácaros oribátidos, y se observaron estructuras en
desarrollo a cisticercos en 13 organismos, principalmente de la familia Oribatulidae.
Estos resultados, son un avance en el conocimiento del ciclo de vida de
Thysanosoma actinioides y el papel de los ácaros dentro de este.
Palabras clave: Thysanosoma actinioides, ácaros, oribátidos, céstodo,
Oribatulidae.
1
I. INTRODUCCIÓN
Las parasitosis más comunes por céstodos en ovinos y caprinos en la República
Mexicana son causadas por Taenia ovis, Moniezia expansa, Moniezia benedeni y
Thysanosoma actinioides, parásitos que, para completar su ciclo de vida necesitan
de hospederos intermediarios (Quiroz, 1989). En especial Thysanosoma actinioides
y Moniezia spp., céstodos de la familia Anoplocephalidae, su ciclo de vida se define
indirecto, ya que, en éste, los ácaros oribátidos participan como hospederos
intermediarios. Particularmente, en el caso de T. actinioides, se conoce de manera
parcial, y autores han observado la participación de oribátidos de las familias
Oribatulidae (Oribatula sp. y Zygoribatula sp.), Galumnidae (Galumna sp.), y
Scheloribatidae (Scheloribates sp.), en regiones áridas y templadas (Akrami et al.,
2007; Irie et al., 2013). Los oribátidos son uno de los grupos de microartrópodos
más abundantes del suelo, tienen un papel ecológico muy importante, ya que,
participan como facilitadores en el proceso de descomposición de la materia
orgánica, ayudando a la absorción de nutrientes en el suelo (Roczen´- Karczmarz y
Tomczuk, 2016).
México, es un país en el que la carne de ovino se consume en forma de barbacoa,
principalmente en la zona centro. Los estados de Hidalgo, Querétaro y Edo. de
México son los proveedores de esta demanda. Sin embargo, en la actualidad, los
sistemas de producción presentan problemas, principalmente relacionados con
aspectos de higiene y control de medicina preventiva, como consecuencia de esto
el ganado ovino se encuentra propenso a adquirir enfermedades, principalmente
parasitosis por céstodos (Hernández et al., 2013; Mondragón et al., 2012). Éstas
representan pérdidas económicas significativas, ocasionadas por el déficit en el
crecimiento y engorda de los ovinos, y por el decomiso de hígados y vísceras
infectadas en los rastros (Omer y Al-Sagair, 2005).
Por lo anterior, se requiere realizar investigaciones que permitan conocer el papel
de los ácaros oribátidos en el ciclo de vida de Thysanosoma actinioides
(Anoplocephalidae) en dos agostaderos de zonas semiáridas del estado de Hidalgo.
2
I. OBJETIVOS
A. General
Conocer el papel de los ácaros oribátidos en el ciclo de vida de Thysanosoma
actinioides (Anoplocephalidae) en dos agostaderos de zonas semiáridas del
estado de Hidalgo.
B. Particulares
1.-Determinar la prevalencia de parasitosis por Thysanosoma actinioides (Cestoda:
Anoplocephalidae) en ovinos de dos agostaderos ubicados en el municipio de
Tecozautla, Hidalgo.
2. Establecer la cría de ácaros oribátidos bajo condiciones de laboratorio, de los
géneros más abundantes presentes en la zona de estudio.
3. Realizar la infección experimental con las oncósferas de T. actinioides en
oribátidos, bajo condiciones de laboratorio
4. Determinar la presencia de cisticercoides en los ácaros oribátidos.
5. Identificar los géneros de ácaros oribátidos que actúan como hospederos
intermediarios en el ciclo de vida de T. actinioides, particularmente en estos
agostaderos.
6. Incrementar el acervo de las colecciones del Insectario y de la Colección Nacional
de Ácaros con ejemplares obtenidos del área de estudio.
3
II. MARCO TEÓRICO
A. Ovinocultura y sistemas de producción en México.
Los ovinos son animales de producción múltiple, capaces de adaptarse a diferentes
condiciones climáticas y orográficas; su importancia radica en que transforman
forrajes de calidad baja en productos como: lana, leche, carne y piel (Herrera et al.,
2013; Knapik et al., 2016).
En México, la ovinocultura se desarrolla principalmente bajo tres sistemas de
producción: 1) sistema extensivo, 2) intensivo y 3) mixto. Existen algunos aspectos
de importancia nacional que se ven involucrados por estos tipos de producción,
principalmente se pueden mencionar factores económicos y sociales. Dentro de los
económicos; la capacidad de producción, disponibilidad y estado de la
infraestructura, disponibilidad de materia prima y al final el acceso al mercado. Otros
factores que se toman en cuenta son los sociales; factores personales de los
productores, demanda interna de la comunidad, tipo de organización y espacio
disponible (Escobedo,2010); existen registradas alrededor de 53,000 unidades de
producción ovina, distribuidas de la siguiente forma: 53% en el centro, 24% en el
sureste y 23% en el norte, con un total de 8.9 millones de cabezas (Partida de la
Peña et al., 2013; SIAP, 2017).
A nivel nacional, del 95 al 98% del consumo de la carne de ovino es en forma de
barbacoa. Se consume en: Ciudad de México, Estado de México, Hidalgo, Puebla,
Tlaxcala, Querétaro y Morelos, donde se concentra aproximadamente el 85% del
total de carne consumida y el resto es destinado a otras zonas del país (Hernández
et al.,2013; Mondragón et al., 2012).
Desde el punto de vista veterinario, el estado de Hidalgo es de relevancia ya que,
es el segundo principal productor de carne ovina del país (1,215,342 cabezas); éste
cuenta con 6 distritos conformados por 84 municipios, entre ellos Tecozautla (SIAP,
2017), un municipio considerado como zona semiárida e importante para esta
investigación, ya que existen estudios previos de prevalencia de Thysanosoma
actinioides (Rodríguez et al., 2005).
4
B. Enfermedades que afectan a la ovinocultura.
Como consecuencia del déficit y problemas que existen en los sistemas de
producción en el país, los ovinos se encuentran propensos a adquirir enfermedades
que obstaculizan el nivel y calidad de producción. Existen diferentes tipos de
enfermedades que pueden afectar a los ovinos: 1) infecciosas, causadas por
agentes patógenos específicos (virus, bacterias y hongos); 2) parasitarias,
causadas por parásitos externos (piojos, dípteros, ácaros) o internos (helmintos y
protozoarios); 3) no infecciosas (causadas por anomalías genéticas, deficiencias
alimentarias, desórdenes metabólicos o tóxicos) (Mariezcurrena et al., 2013; Partida
de la Peña et al., 2013;).
1. Enfermedades parasitarias.
Los sistemas de producción extensiva cuentan con condiciones favorables para la
transmisión de enfermedades, siendo los ovinos más susceptibles a ser parasitados
por helmintos (nemátodos y céstodos) (Szczepaniak et al., 2016).
Estas endoparasitosis, son de distribución cosmopolita, ocasionando en rumiantes
jóvenes severos daños, tales como: anorexia, reducción en la ingestión de
alimentos, pérdidas de sangre y proteínas plasmáticas en el tracto gastrointestinal,
alteraciones en el metabolismo protéico, reducción de minerales, depresión en la
actividad de algunas enzimas intestinales y diarrea. Otros efectos nocivos en
sistemas donde dependen total o parcialmente del pastoreo (extensivo y mixto), los
animales presentan retraso en el rendimiento, incremento en los requerimientos
alimenticios, la calidad de la canal se reduce y la predisposición a otras
enfermedades es mayor; todos estos factores conducen a pérdidas económicas
importantes para los productores (Cedillo et al., 2015; Herrera et al., 2013).
La transmisión de estos helmintos intestinales ocurre en forma directa, a través de
diferentes vías como: ingestión, vía percutánea y lactogénica; sin embargo, los
forrajes o aguas contaminadas se convierten en las principales fuentes de contagio
(Iturrondobeitia et al., 2004; Olivares et al., 2010; Rodríguez et al., 2005).
5
Algunos nemátodos que afectan la producción de pequeños rumiantes son
Ostertagia ostertagi y Trichostrongylus colubriformis, parásitos del abomaso;
Cooperia curticei y Strongyloides papillosus que parasitan el intestino delgado
(Ahmed et al., 2015; González et al., 2011).
En ovinos y caprinos las parasitosis por cestodos, más comunes son causadas por
Taenia ovis, Echinococcus granulosus, Moniezia expansa, Moniezia benedeni y
Thysanosoma actinioides, céstodos con ciclos indirectos con uno o dos hospederos
intermediarios. Los ovinos son, en algunos casos, hospederos definitivos del
parásito, y en otros actúan como intermediarios, como en el caso de las diferentes
especies de Echinococcus (Quiroz, 1989, Rodríguez et al., 2005).
Los céstodos de la familia Anoplocephalidae (Thysanosoma sp. y Moniezia spp.)
son parásitos de importancia veterinaria ya que son cosmopolitas y causan
inflamación severa en el aparato gastrointestinal y daños organolépticos en otros
órganos como el hígado, siendo causa de decomiso en los rastros, ocasionando la
pérdida del 21% del valor del animal (Mc Aloon, 2004).
C. Clase Cestoidea
1. Generalidades.
Los céstodos, pertenecen a la clase Cestoidea del phylum de los Platelmintos y se
clasifican en dos grandes órdenes; Pseudophyllidea y Cyclophyllidea. Los miembros
de este phylum varían en tamaño y comportamiento, sin embargo, comparten la
forma plana (Bowman, 2006, Saari et al., 2019).
La morfología de los céstodos (subclase Cestoda) (Fig 1) consiste en tres partes: 1)
Cabeza o Escólex, es un órgano con el qué se fijan a la pared del intestino de los
hospederos definitivos, pueden poseer estructuras como ventosas, ganchos o
botrios. En el caso de parásitos del orden Cyclophyllidea, la cabeza posee cuatro
ventosas. Taenia solium, posee una protuberancia en el escólex llamada rostelo,
este puede o no tener ganchos. En cambio en los gusanos del orden
Pseudophyllidea, la cabeza no cuenta con ventosas, pero sí estructuras llamadas
botrios , con las que se une al intestino del hospedero., 2) Cuello, es la parte
6
inmediata de la cabeza y es la región en donde se inicia el crecimiento de nuevos
proglótidos; 3) Proglótidos, en conjunto forman el estróbilo o cuerpo, parte más larga
del gusano, cuentan con ambos aparatos reproductivos, sistema nervioso y
osmoregulatorio rudimentarios y músculos longitudinales y transversales que les da
movimiento, el número de proglótidos dependerá de la especie. Los proglótidos
maduros se encontrarán más alejados de la cabeza y los úteros contendrán huevos.
Los céstodos son hermafroditas y son capaces de fertilizarse por sí mismos, de igual
manera pueden tener una reproducción sexual (Bowman, 2006, Mahmud et al.,
2016; Saari et al., 2019).
Algunos céstodos de importancia veterinaria pertenecen a estos órdenes, quiénes
tienen diferentes ciclos biológicos y morfología, la mayor diferencia es la manera en
que los huevos son liberados, en el caso de la orden Cyclophyllidea, estos carecen
de una abertura en el útero, los huevos se distribuyen dentro de los proglótidos. Por
lo que los huevos no se observan a simple vista en las heces, para su diagnóstico
es necesario un análisis por medio de métodos de flotación (Saari et al., 2019).
Figura 1. Morfología general de céstodos (Modificada de Saari et al., 2019)
7
2. Familia Anoplocephalidae
Los céstodos de la familia Anoplocephalidae son clasificados en cuatro distintos
grupos morfológicos y bionómicos (subfamilias): 1) Anoplocephalinae Blanchard,
1891, caracterizada por la presencia de un útero tubular, lobulado o reticular, y
trasmitidos por ácaros oribátidos; 2) Catenotaeniinae Spasski, 1949, transmitidos
por ácaros tiroglífidos; 3) Linstowiinae Fuhrmann, 1907, con un huevo por cubierta
ovígera, siendo coleópteros y lepidópteros los hospederos intermediaros; 4)
Thysanosomatinae Furhrmann, 1907, con uno o más aparatos parauterinos,
transmitidos por insectos psocópteros y probablemente oribátidos (Allen, 1973;
Borchert, 1981). En esta familia, el útero persiste como un tubo transversal o una
red de tubos. Los hospedadores intermediarios son generalmente ácaros de la
familia Oribatidae (Soulsby, 1988). El escólex de los céstodos está desarmado y los
segmentos son mucho más anchos que largos, aun los segmentos grávidos, que se
encuentran en el extremo terminal del parásito (Beveridge, 1994).
Referente a la morfología de esta familia; el escólex carece de rostelo y ganchos y
la anchura de los segmentos grávidos es siempre superior a su longitud, el útero
persiste como un tubo transversal o una red de tubos (Fig 2.). La fase larvaria
infectante es un cisticercoide, los adultos generalmente se localizan en el intestino
delgado y grueso, y en la mayoría de estos céstodos la forma infectante se
desarrolla dentro de un hospedero intermedio (ácaros oribátidos) (Soulsby, 1988).
En el caso de los anoplocefálidos, los huevos fertilizados se encuentran en
segmentos terminales de un céstodo maduro (proglótidos) (Bowman, 2006). En
muchos géneros de la familia, el embrióforo es de forma irregular y en la cubierta
quitinosa interna puede haber un par de estructuras como púas que reciben el
nombre de aparato piriforme (Fig 3.). Se dice que la pared del embrióforo está
compuesta por tres capas: 1) vitelina, 2) albúmina y 3) quitinosa (Dunn, 1983) La
mayoría se encuentran presentes en mamíferos y son de importancia económica en
sistemas de producción de rumiantes. Son parásitos heterogéneos y requieren de
dos hospederos (intermedio y final) para completar su ciclo (Denegri et al., 1998).
8
Figura 2. Morfología general de céstodos anoplocefálidos (Modificadas de Dunn, 1983).
En general, el ciclo de vida entre los miembros de esta familia es similar entre ellos;
los céstodos producen huevos en los proglótidos, que al estar completamente
desarrollados se eliminan con las heces y son ingeridos por ácaros oribátidos, estos
huevos contienen una oncósfera, que es infectante para el hospedador
intermediario. Está formada por un embrión hexacanto rodeado por dos membranas
embrionarias. Los embriones migran a la cavidad del ácaro donde se desarrollan
hasta cisticercoides de uno a cuatro meses, y el hospedador definitivo se infecta
durante el pastoreo al ingerir ácaros parasitados. El periodo de prepatencia es de
aproximadamente seis semanas, pero los céstodos adultos parecen tener una vida
corta y las infecciones son patentes durante tan solo tres meses (Bowman, 2006).
Figura 3. Embrióforos de Anoplocephala spp , Moniezia expansa y Thysanosoma actinioides . (Almeida, 2017; Dunn, 1983). P= Aparato priforme.
9
Cuando una larva infectante de céstodo llega por primera vez al intestino del
huésped definitivo, la mayor parte del cuerpo de la larva es digerido, dejando
solamente el escólex y un poco de tejido indiferenciado llamado cuello. El escólex
se adhiere a la pared intestinal, y del cuello empiezan a brotar los segmentos que
se mantienen unidos entre sí. Al principio los segmentos son indiferenciados, pero
a medida que se van distanciando del cuello se van formando ovarios, testículos,
glándulas vitelógenas y otros órganos reproductivos. Estos órganos reproductivos
maduran gradualmente formando huevos y espermas, hasta ser fértiles (Bowman,
2006).
D. Thysanosoma actinioides (Diesing, 1835)
1. Generalidades.
T. actinioides pertenece a la subfamilia Thysanosomatine, la cual se caracteriza por
desarrollar órganos parauterinos ligados al útero y por el desplazamiento de huevos
del útero a estos órganos. Varios huevos pasan a cada órgano parauterino y éste
se mantiene unido a uno de los extremos del útero. El útero desaparece una vez
que los huevos se hayan desplazado a los órganos parauterinos presentes en cada
proglótidos (Beveridge, 1994).
Los céstodos del género Thysanosoma pueden ser fácilmente identificados porque
poseen una fila larga de papilas en el borde inferior de cada segmento y porque dan
la apariencia de fleco, miden de 15 a 30 cm, el escólex mide hasta 1.5mm de
anchura. Los segmentos son cortos y conspicuamente festonados, cada segmento
contiene un par de órganos genitales, y los testículos se hallan en la zona media
(Fig 4). Los embrióforos miden 27 µm, los segmentos de estos céstodos poseen
varios cientos de órganos parauterinos Estos órganos parauterinos (Fig 5), son
evaginaciones de la pared uterina en donde se forman los huevos. Durante la
maduración, estas estructuras se desprenden del útero, formando una cubierta
gruesa que agrupa alrededor de 6 a 30 oncósferas (cubierta ovígera) (Fig 6); la
cubierta está constituida principalmente por esclerotina, proteína de alta resistencia,
10
las ventajas de esta pared son: 1) protege los huevos, 2) al contener múltiples
huevos, facilita el esparcimiento de estos, y 3) su gran tamaño y probablemente el
contenido protéico lo hace más llamativo para el hospedero intermediario (Denegri
et al., 1998; Dunn, 1983, Omer y Al-Sagair, 2005, Soulsby, 1988).
Figura 4. Proglótidos festonados característicos de Thysanosoma actinioides (Almeida, 2017; Dunn, 1983).
Figura 5. Órganos parauterinos de T.actinioides y Moniezia spp. (Omer y Al-Sagair, 2005)
Constanza Almeida, UAM-X (2017)
11
Figura 6. Cubiertas ovígeras con huevos de Thysanosoma actinioides (Almeida, 2017)
2. Patogenia
La enfermedad causada por este parásito recibe el nombre de “tisanosomiasis
hepato-intestinal”; Thysanosoma actinioides, junto con Stilesia hepatica son los
únicos céstodos que invaden los ductos biliares, de estos dos céstodos T.actinioides
es el más patógeno, ocasionando una disminución de peso en los ovinos que puede
llevar a una infestación grave (Omer y Al-Sagair, 2005). Estos parásitos ocasionan
pérdidas económicas muy significativas por el decomiso de hígados y vísceras
intestinales infectados en los rastros, y en las áreas en donde la infección es común
(Omer y Al-Sagair, 2005). El diagnóstico se realiza por observación de proglótidos
festonados en heces y la observación microscópica de huevos. El diagnóstico
postmortem consta en la observación de céstodos en canales biliares, páncreas o
duodeno (Quiroz, 1989).
La acción patógena ejercida, principalmente es mecánico-obstructiva, por el
desarrollo de céstodos que ocupan la luz de los ductos, lo cual entorpece la salida
de bilis y su acumulación causando una ictericia hepática obstructiva, fibrosis y
ectasia de los ductos biliares (Fig 7), ya que, suele concentrarse en las dilataciones
en forma de sacos segmentados en el ducto. Además de la irritación de la mucosa
de la vesícula por acción mecánica, inflamación y ligera fibroplasia. Su hallazgo es
frecuente en los rastros y no se asocia a manifestaciones clínicas. Normalmente no
12
mata al hospedero definitivo (pequeños rumiantes) pero si merma el estado general
de salud, afectando la absorción de nutrientes en especial los lípidos (Alvarado et
al., 2011).
Figura 7. Thysanosoma actinioides en hígado y conductos biliares (Allen, 1973)
3. Ciclo de vida.
El ciclo de vida de Thysanosoma actinioides se conoce de manera parcial, pero
también como en el caso de Moniezia sp. se ha observado la participación de ácaros
oribátidos de la familia Oribatulidae (Oribatula sp. y Zygoribatula sp.), Galumnidae
(Galumna sp.), Scheloribatidae (Scheloribates sp.) (Akrami et al., 2007; Irie et al.,
2013).
No existe evidencia de que los ácaros oribátidos causen alguna patogenia de
importancia veterinaria de manera directa al humano o a vertebrados, sin embargo,
ya se ha demostrado que estos ácaros participan como hospederos intermediarios
en el ciclo biológico de céstodos anoplocefálidos, señalando que algunas especies
de oribátidos poseen hábitos alimenticios no especializados, adaptándose a las
condiciones del medio y la disponibilidad de alimento en éste. Haciendo a estas
especies competentes hospederos intermediarios de céstodos de la familia
Anoplocephalidae (Mc Aloon, 2004).
Los céstodos como Moniezia expansa y Thysanosoma actinioides llegan al interior
del ganado cuando se alimentan de pasto en donde hay presencia de ácaros
13
infectados con cisticercoides. Los proglótidos y los huevos son expulsados hacia el
exterior con las heces de los animales infestados, sobreviviendo no más de tres
meses en los pastos. La infección de los oribátidos puede llevarse a cabo por la
perforación de la pared externa de los huevos con los quelíceros, o bien cuando
ácaros de talla mayor son capaces de aspirar el huevo entero (Fig 8). En el primer
caso, una vez que la oncósfera se encuentra en el interior del idiosoma, penetra la
pared del tracto digestivo para entrar al sistema circulatorio, en donde se
desarrollará por cuatro semanas hasta la fase infecciosa o cisticercoide. dentro del
ácaro. En el último caso, la oncósfera no es capaz de eclosionar y el huevo pasa a
través del tracto digestivo del ácaro, instalándose dentro del idiosoma de los ácaros,
desarrollándose en un periodo de dos a cuatro meses en un cisticercoide infectante
(Fig 9). El período de prepatencia es de 37 a 40 días (Denegri, 1993, Mullen y O
Connor, 2019).
Y de nuevo los cisticercoides son liberados al momento en que los ácaros son
ingeridos y se anclan a los intestinos o a los ductos biliares, en donde crecerán
hasta ser adultos en aproximadamente cinco o seis semanas. Los céstodos
maduros viven en promedio de dos a seis meses dentro del hospedero definitivo
hasta ser expulsados, durante este tiempo estos liberan proglótidos con huevos
(Mullen y O Connor, 2019).
Figura 8.Ciclo de vida de céstodos anoplocefálidos (Almeida, 2015)
14
Figura 9. Scheloribates sp. infectado con cisticercos de Moniezia expansa y Oribatella spp. infectados con T. actinioides (Omer y Al-Sagair, 2005).
E. Ácaros oribátidos
1. Generalidades.
Los ácaros, clase Arachnida, subclase Acari, representan una amplia diversidad de
diminutos organismos con ocho patas; poseen características comunes de los
artrópodos, tales como; 1) una cutícula esclerosada de quitina, 2) patas articuladas,
3) cuerpo dividido en regiones, 4)sistema circulatorio, 5) una línea de nervios
ventral,6) un canal alimenticio, 7) músculos estriados, y 8) un sistema excretor por
medio de túbulos de Malpighi (Erickson, 2013 y Krantz y Walter, 2009).
Representan uno de los grupos más diversos de arácnidos. Su tamaño es
generalmente microscópico, en promedio menores a 1mm, con distribución
cosmopolita, ocupan ambientes terrestres y acuáticos. Los ácaros han fusionado su
cuerpo en un solo tagma (región): el idiosoma, en el que se presentan cuatro pares
de patas en adultos y ninfas, y tres pares en larvas; dichos apéndices cuentan con
seis artejos (coxa, trocánter, fémur, genua, tibia y tarso) en la mayoría de las
especies. Las coxas de los pedipalpos se encuentran fusionadas para conformar la
base del gnatosoma (un falso tagma), que contiene también a los quelíceros cuya
forma es muy variable y que está correlacionada con las funciones de cortar, triturar,
aserrar, succionar o picar. La excreción es por glándulas coxales y en algunos por
túbulos de Malpigio; el intercambio gaseoso es a través de la cutícula o a partir de
15
tráqueas que desembocan al exterior a través de los estigmas (Krantz y Walter,
2009; Krantz, 2009; Pérez et al., 2014).
Las sedas son estructuras sensoriales que cubren toda la superficie del cuerpo y de
los apéndices, y cuyas funciones son mecanoreceptoras y quimioreceptoras (Walter
y Krantz, 2009). Son diocos, el macho con dos testículos y las hembras usualmente
con un solo ovario; la fecundación es interna a través de órganos copuladores o
espermatóforos. El desarrollo postembrionario incluye una larva hexápoda y
comúnmente de uno a tres estadios ninfales octópodos (protoninfa, deutoninfa y
tritoninfa) y adulto. La mayoría son ovíparos, aunque también hay especies
ovovivíparas y vivíparas (Rivas y Hoffmann, 2007; Perez et al., 2014).
Son uno de los grupos más diversos de arácnidos. Se han registrado a nivel mundial
alrededor de 55 214 especies (Zhang, 2013) y aproximadamente 2 625 especies
para México (Pérez et al., 2014). Algunos ácaros tienen una función fundamental en
el ecosistema al ser depredadores de otros invertebrados que son plagas en cultivos
agrícolas; pueden ser saprófagos, ya que se alimentan de los tejidos de plantas o
animales muertos; otros son microbívoros y se alimentan de hifas de hongos, algas,
protozoos o bacterias, participando en el reciclado de nutrientes en los suelos
forestales (Krantz, 2009; Walter y Proctor, 2013).
2. Clasificación
La subclase Acari, incluye dos grandes superódenes: el de los Parasitiformes (=
Anactinotrichida) que incluye a los órdenes: Opilioacarida, Holothyrida, Ixodida y
Mesostigmata y el de los Acariformes (= Actinotrichida) en el cual se incluyen los
órdenes: Trombidiformes (con dos subórdenes: Sphaerolichida y Prostigmata) y
Sarcoptiformes (con dos subórdenes: Endeostigmata y Oribatida y dentro de este
último la Cohorte Astigmatina). Las principales diferencias morfológicas entre los
dos grupos incluyen subdivisiones básicas del cuerpo, la ubicación y la estructura
de los estigmas, la forma del gnatosoma, la presencia o ausencia de sedas que son
birrefringentes a la luz polarizada (Lindquist et al., 2009).
16
Las dos regiones principales, prosoma o parte anterior del cuerpo donde
encontramos los quelíceros y palpos, y opistosoma o parte posterior del cuerpo
donde desembocan las aberturas genital y anal están protegidas por sus
correspondientes placas y pueden verse fuertemente modificadas en los diferentes
grupos de ácaros. La base de las patas suele fusionarse en una placa podosomal
apreciable ventralmente, que puede articularse en la zona media para dar cierta
flexibilidad al cuerpo del animal. La visión corporal en regiones puede ser diferente
si observamos al animal en vista dorsal o en vista ventral (Saloña-Bordas y Perotti,
2015).
3. Diversidad
Se han descrito aproximadamente 55 214 especies de ácaros, distribuidos en 5 500
géneros, 1 200 subgéneros, 540 familias en 124 superfamilias (Krantz, 2009; Zhang,
2013). Dentro del Superorden Acariformes existen cerca de 42 000 especies
nombrada y en el Superorden Parasitiformes cerca de 13 000 especies (Walter y
Proctor, 2013)
En México los ácaros constituyen un grupo muy diverso de arácnidos representados
por 2 625 especies, las cuales representan tan solo el 4.8% de la riqueza mundial,
clasificadas en cinco de los seis ordenes (excepto Holothyrida): Opilioacarida,
Mesostigmata, Ixodida, Trombidiformes y Sarcoptiformes (Pérez et al., 2014).
Los ácaros son considerados como un grupo muy diverso y con una riqueza que
supera al resto de taxones de Arachnida. Uno de los argumentos más recurrentes
para explicar la gran radiación adaptativa y por ende la alta riqueza de especies del
taxón Acari y de otros grupos de microartrópodos, es el tamaño pequeño (García-
Rojo, 2004). También se consideran otros aspectos como es la división de funciones
en las fases de ciclo de vida o el grado de esclerosamiento que llegan a presentar
los mesostigmados y los oribátidos (Moraza, 2004), así como la diversidad de
interacciones ecológicas (foresia, comensalimso, parasitismo) que establecen con
prácticamente todos los demás seres vivos (Pérez et al., 2014).
17
Los oribátidos (Fig 10) presentes en el suelo, son uno de los grupos más antiguos,
cosmopolitas y numerosos, utilizan diferentes estilos tróficos y hasta la actualidad
se han descrito 10,923 especies asignadas a 163 familias y 1,269 géneros y
subgéneros (Subías, 2018). Estos dominan los suelos de bosques templados,
subtropicales y tropicales, de igual manera se les puede encontrar en suelos
agrícolas en menor cantidad (Erickson, 2013, Fredes y Martínez, 2008 y Murvanidze
y Arabuli, 2017).
Para México, se conocen 250 géneros, y un total de 440 especies (Palacios-Vargas
e Iglesias, 2004), de las cuales 32 fueron originalmente descritas con material
procedente del país. Los oribátidos se encuentran en gran cantidad en musgos,
humus, vegetación superficial, en hendiduras de cortezas y hojarasca (Palacios,
2007).
Figura 10. Ácaros oribátidos (Almeida, 2017).
Se definen como artrópodos saprófagos, micófagos e incluso se alimentan de
bacterias, pero son principalmente detritívoros, y en ocasiones pueden ser
depredadores oportunistas principalmente de nemátodos del suelo. Se ha
demostrado que los hábitos alimenticios de estos organismos son más diversos de
lo que se pudiera creer, mostrando diferentes combinaciones o cantidades de
enzimas digestivas, por lo tanto, presentan diferentes preferencias hacia alimentos
correlacionados con la forma y el tamaño de sus quelíceros. Tienen una
participación muy importante en la red trófica del suelo, en la absorción de nutrientes
en el suelo, al incrementar la tasa de descomposición de la hojarasca y mezclar los
productos desintegrados con la materia orgánica en el suelo, siendo importantes
18
reguladores de la actividad microbiana en la descomposición de la materia orgánica
que se encuentran en el suelo. Pueden ser utilizados como bioindicadores para
monitorear el nivel de contaminación en el ambiente (Badejo, 1990; Krantz y Walter,
2009; Chen, et al.,2010; Gergócs y Hufnagel, 2011: Khalil et al., 2011).
Morfológicamente su cuerpo está dividido en dos regiones, la parte anterior o
gnatosoma (en la que se encuentran los pedipalpos y quelíceros) y el idiosoma. Los
pedipalpos son uno de los principales apéndices sensoriales que guían a los ácaros
para hallar alimento y son de gran ayuda para cumplir su papel dentro de la función
alimenticia. Los quelíceros (parte del aparato bucal), están modificados de acuerdo
con el hábitat y tipo de alimentación dde las distintas especies. El idiosoma puede
estar dividido en varios regiones: 1) podosoma, parte anterior en donde
encontramos los cuatro pares de patas, 2) opistosoma, sección posterior a las
patas,3) propodosoma, región en donde se observan el primer y segundo par de
patas y, 4) histerosoma, segmento que contempla del segundo par de patas hasta
el final del cuerpo (Fig. 11) (Mullen y O´Connor, 2019).
Figura 11. Morfología externa de los ácaros (Almeida, 2018)
19
III. MATERIALES Y MÉTODOS
A. Trabajo de campo
Zona de colecta.
La región en la que se realizó la colecta (Fig. 12), se encuentra al poniente del
estado de Hidalgo, en los paralelos 20° 32´ N, 99° 38´ O, a una altitud de 1,700 m
snm. El clima es templado seco, con una temperatura media anual de 19.2°C y una
precipitación pluvial media de 495.4 mm. Las comunidades, La Mesilla y Maguey
Verde cuentan con poblaciones ovinas de 1,000 y 300 respectivamente (INEGI,
2015).
Figura 12 Ubicación de zona de colecta, comunidades La Mesilla y Maguey Verde,Tecozautla Hidalgo.
2. Determinación de la prevalencia de Thysanosoma actinioides y Colecta de
proglótidos
Se llevó a cabo el muestreo del 10% (100 animales de La Mesilla y 30 de Maguey
Verde) de los ovinos de ambas comunidades con el fin de determinar la prevalencia
del parásito. El criterio que se siguió para decidir el tamaño de la muestra fue que
los hatos salieran a pastoreo en los agostaderos y dentro de estos hatos se
muestreó el total de los animales, identificando los que presentaban proglótidos en
heces: La obtención de las heces fue de forma directa de los ovinos, por medio de
estimulación rectal (Olivares et al., 2010).
20
Los proglótidos se obtuvieron de heces de borregos previamente identificados como
parasitados con Thysanosoma actinioides, la confirmación de la presencia del
céstodo fue por medio de observación inmediata de los proglótidos (Fig 13) (en
forma de arroz) sobre las heces. Durante el muestreo en los meses de julio y
octubre, se realizó un análisis observacional sobre la cantidad de proglótidos en
heces y la hora del día (8 am, 2 pm y 7 pm), sin embargo, los datos no son
suficientes para llegar a una conclusión. Posteriormente las muestras tomadas
fueron sometidas a un análisis coproparasitoscópico mediante la prueba de flotación
(Fig 14) (Olivares et al., 2010, Serrano, 2010). Esta prueba se basa en lograr la
concentración de los elementos de diseminación (huevos, larvas y quistes) por
flotación en un líquido de mayor densidad, en este estudio se utilizó solución
glucosada (densidad 1:2) (Serrano, 2010). La densidad no debe ser excesivamente
alta para no dañar los parásitos y para que no floten otras partículas sólidas
presentes en heces; se mezclaron dos gramos de heces con la solución glucosada
en un vial, con un abatelenguas o pinzas se disgrega a la perfección la muestra. A
continuación, se agregó suficiente solución de tal forma que se forme una capa
convexa en la superficie del vial, sobre este se colocó un cubreobjetos, teniendo
precaución de que no se formaran burbujas de aire en la superficie del líquido de
flotación. Después de 15 min, se tomó el cubreobjetos, manteniéndolo en forma
horizontal para que no se desprendiera la gota de solución, en seguida se colocó
sobre un portaobjetos y se examinó a 10x y 40 x (Serrano, 2010).
Figura 13.Proglótidos de Thysanosoma actinioides sobre heces de ovino (La Mesilla-febrero, octubre 2017)
21
Figura 14. Análisis coprológico microscópico (Laboratorio de Análisis clínicos, UAM- Xochimilco)
3. Colecta de material acarológico.
La recolección de los ácaros se hizo en los meses de febrero y mayo de 2016, que
corresponde a la época de sequía; en los meses de julio y octubre (lluvia). El
muestreo fue dirigido; con una pala se tomaron muestras representativas (400 g
aproximadamente) de suelo de las localidades, de aproximadamente 10 x 10 x 5 cm
de distintas áreas de los agostaderos en donde se observaba materia fecal del
ganado (Fig 15), estas muestras de suelo se transportaron en medias de nylon al
Insectario de la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco.
Figura 15. Colecta de suelo durante las diferentes estaciones del año (2016 a 2017.) en las localidades de La Mesilla y Maguey Verde, Tecozautla, Hidalgo.
22
B. Trabajo de laboratorio
1. Colecta de material acarólogico
Separación de ácaros del sustrato: Dado que ninguna de las técnicas que se
emplean para la separación de ácaros del suelo, y debido a su pequeño tamaño,
sobre todo de las fases más juveniles, es completamente efectiva, es conveniente
combinar varias técnicas que nos permitan asegurar la recolección del mayor
número de ácaros, ya que con ellos serán establecidos los tratamientos
experimentales, objeto de esta investigación. El criterio para elegir el método más
adecuado se desarrolló con la experiencia y se detallan los métodos empleados.
emplean para la separación de ácaros habitantes del suelo, y debido a su pequeño
tamaño, sobre todo de las fases más juveniles, es completamente efectiva; es
conveniente combinar varias técnicas que nos permitan asegurar la recolección del
mayor número de ácaros, ya que con ellos serán establecidos los tratamientos
experimentales, objeto de este trabajo. El criterio para elegir el método más
adecuado se desarrolló con la experiencia y se detallan los métodos empleados:
Colecta Indirecta. El 80% de las muestras colectadas en campo fueron procesadas
mediante el método de Tullgren, ahora también catalogada dentro de los “Embudos
de Berlese”, que consiste en un sistema de extracción en la que se utiliza la
incandescencia de un foco para obligar a los pequeños artrópodos a descender por
un embudo para caer a un vaso o caja colectora (Krantz y Walter, 2009). Se
utilizaron cinco embudos en los que se colocaron 300 g de cada muestra , también
focos de 40 W y debajo de cada embudo se colocó un vaso de plástico transparente
con 2 ml de agua, cada 48h se tomaban los ejemplares de los vasos con ayuda de
agujas de disección (Fig 16).
Colecta directa. El resto de las muestras (100g), se revisaron manualmente con
ayuda de un microscopio esteroscopico y agujas de disección para extraer
organismos vivos. Los ácaros colectados fueron posteriormente utilizados para
establecer la cría bajo condiciones de laboratorio y para la fase de infección
experimental.
23
El total de individuos colectados en el 2016 fue de 91 , y en los meses de julio,
agosto y octubre de 2017 de 172 (Gráfica 1).
Figura 16. Colecta de ácaros vivos por embudo de Berlese. (Laboratorio del Insectarios, UAM-X)
Gráfica 1 Oribátidos colectados para el bioensayo II, durante los meses de julio, agosto y octubre (2017).
2.Cría de oribátidos bajo condiciones de laboratorio
Woodring (1963) señala la distinción entre cultivo y crianza particularmente usando
como objeto de estudio a los ácaros, definiendo por, a) cultivo, a la técnica para
obtener generaciones continuas y b) crianza a la técnica en que a partir de huevos
o etapas inmaduras se obtienen adultos. Para generar un cultivo o crianza, se
requiere en primera instancia conocer la identidad del ácaro, así como aspectos de
62
37
73
0
20
40
60
80
JUL AGO OCTNú
mer
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e ác
aro
s
Mes de colecta
COLECTA DE ÁCAROS VIVOS
Ácaros oribátidos colectados
24
su biología, en especial de las condiciones de temperatura y humedad y sus
requerimientos nutricionales.
Bioensayo I
Se diseñaron 9 criaderos con cajas de Petri de 60 x 15 mm (noviembre de 2016),
se colocaron en cada uno 20 g de suelo sin esterilizar del agostadero y 10 ácaros
en cada criadero, cada tercer día se les añadió 5 ml de agua con un atomizador
(cinco disparos). Estos criaderos se conservaron en una estufa incubadora bajo
condiciones de temperatura interna promedio de 27°C y 30% de humedad relativa
(HR) durante 12 semanas (Comunicación personal: Rodríguez,2017).
Bioensayo II
Se diseñaron 12 criaderos con cajas de Petri de 60 x 15mm, en donde se utilizó una
mezcla de yeso y carbón activado en una relación 9:1, y cinco ácaros en cada una
de estas, cada tercer día se les suministró 0.7 ml de agua con una pipeta. Estos
criaderos se conservaron en una estufa incubadora bajo condiciones de
temperatura interna promedio de 23°C y 60% de humedad relativa (HR) durante 16
semanas, más 72h de período de adaptación y ayuno previo al experimento
(Comunicación personal: Rodríguez,2017).
Dieta Alimenticia. Se utilizaron tres fuentes de alimento para evaluar el crecimiento
de la población, siendo estos: papa cruda, elegido cómo el control (0.2 g por
criadero), forraje nativo y papa cruda con forraje (Cuadro 1). Cada tratamiento contó
con tres repeticiones, y se evaluó la cantidad de ninfas por criadero cada 30 días a
lo largo de cuatro meses, con la finalidad de establecer una metodología para la cría
de oribátidos.
25
Cuadro 1. Tratamientos del Bioensayo II, para la evaluación del crecimiento de la población de oribátidos bajo condiciones de laboratorio
Fuente de Alimento
Control Papa cruda
F Forraje nativo
PF Papa cruda + Forraje nativo
*Forraje nativo de las zonas de trabajo de campo.
3. Montaje y Procesamiento de proglótidos
Una vez obtenidos los proglótidos se preparó una solución para conocer el número
de huevos de Thysanosoma actinioides en segmentos grávidos del céstodo.
El método que se utilizó para preparar la solución es una adaptación de la utilizada
por Akrami (2014). De las muestras obtenidas en las comunidades, se tomaron los
segmentos obtenidos del céstodo, se enjuagaron utilizando agua destilada y por
centrifugación (2500 revoluciones por tres minutos) se liberaron los huevos del tejido
de los proglótidos, manteniendo estos viables. Después de esto, se transfirieron a
un vaso de precipitado de 50 ml agregando 20 ml de agua destilada para aumentar
el volumen de la solución (Fig 17).
Se revisó 1 ml en una cámara Mc Master y se observó bajo el microscopio para
realizar el conteo de huevos.
Figura 17. Elaboración de solución de huevos de Thysanosoma actinioides (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
26
4. Aislamiento e infección de ácaros.
Para esta fase experimental se utilizaron 112 organismos de los 172 que fueron
colectados por medio del embudo de Berlese, estos fueron expuestos a un periodo
de aclimatación de una semana en la que se utilizó papa como fuente de alimento
y suelo de la localidad. Sin embargo, a lo largo de la semana de adaptación,
únicamente sobrevivieron 71 ácaros. al final se encontraron muertos cuatro
organismos, dejando 67 oribátidos, los cuales se colocaron en 12 unidades
experimentales con cinco ácaros en cada una, para ser infectados con huevos de
T. actinioides.
Las 12 unidades experimentales fueron creadas con cajas de Petri de plástico de
60x15 mm, con yeso y carbón activado como sustrato y un papel filtro como base
para que la solución de huevos de Thysanosoma actinioides no se filtre, esto se
hizo utilizando la metodología de Akrami modificada por Almeida et al (2015), en
cada una de las cajas se colocaron cinco ácaros. Se aplicaron tres tratamientos,
que se explican en el cuadro 2.
Cuadro 2. Tratamientos para la fase de infección experimental de ácaros.
Previo a la aplicación de los tratamientos, los ácaros se sometieron a un ayuno de
72 h (Schuster, Coetzee y Putterill, 2000), transcurrido este periodo, se les asignó
un tratamiento completamente al azar. Para los tratamientos S y PS, cada tres días
se agregó la solución con una pipeta dejando caer tres gotas: una en el centro y el
resto alrededor con el fin de que la solución quede distribuida uniformemente en
toda la caja de Petri.
Las unidades se conservaron por 16 semanas, en una estufa incubadora bajo
condiciones de temperatura interna promedio de 23°C, externa promedio de 19°C y
Fuente de Alimento
Control Papa cruda
S Solución de huevos
PS Papa cruda + Solución de huevos
27
60 % de humedad relativa (HR) (Fig 18). Cada tercer día se revisaron las cajas de
Petri para retirar a los ácaros muertos y aplicar de nuevo el tratamiento.
Figura 18. Estufa incubadora en donde se conservó el bioensayo (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco).
5. Determinación taxonómica del material acarológico
Para la determinación taxonómica, los ácaros fueron aclarados en ácido láctico y/o
lactofenol para su posterior montaje en preparaciones semipermanentes en líquido
de Hoyer (Krantz & Walter, 2009), estas fueron identificadas en el Insectario de la
Universidad Autónoma Metropolitana y en la Colección Nacional de Ácaros del
Instituto de Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México, utilizando
claves taxonómicas especializadas (Balogh, 1972)
6. Diseño Experimental y Análisis Estadístico
Bioensayo I
Se realizó un estudio completamente observacional sin variables que modificar.
Bioensayo II
A) Cría de oribátidos
28
El diseño experimental utilizado fue completamente al azar con mediciones
repetidas en el que la variable a modificar fue la fuente de alimento, con este se
registró el crecimiento poblacional (ninfas presentes) de los criaderos durante 120
días y se evaluó por medio de una prueba ANDEVA y Tukey para comparar las
medias de los tratamientos.
B) Infección experimental
Se evaluó la presencia o ausencia de cisticercoides con “1” siendo positivo y “0”
negativo, se cuantificó la cantidad de estos dentro del idiosoma del oribátido. Una
vez teniendo los datos, se realizó con el programa estadístico SAS la prueba de
Kruskal-Wallis y se compararon las medias con Steel-Dwass.
29
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
1. Determinar la prevalencia de parasitosis por Thysanosoma actinioides
(Cestoda: Anoplocephalidae) en ovinos de dos agostaderos ubicados en el
municipio de Tecozautla, Hidalgo.
Las zonas de estudio; La Mesilla y Maguey Verde, cuentan con una población de
ovinos de 1,000 y 300 respectivamente. Se logró muestrear el 10% de cada
comunidad desde el mes de noviembre de 2016 hasta octubre de 2017 se encontró
una prevalencia de 13% en ovinos de La Mesilla y 6% en Maguey Verde,
Tecozautla, Hidalgo. En una región árida de Turquía (Provincia de Kirikkale), se
observó una prevalencia de 0.15 – 3.98 % de 3133 ovinos infectados con
anoplocefálidos. En Brasil, Radavelli y colaboradores observaron una prevalencia
de 10.6% de una población de 217 animales, esto nos refiere que el porcentaje en
las comunidades estudiadas en el estado de Hidalgo es alto, pues únicamente se
muestrearon 130 ovinos. (Aydenizoz y Yildiz, 2003; Radavelli et al., 2014).
El análisis cualitativo de muestras fecales, en el que se observó la presencia de
huevos en las heces proporciona una evidencia tangible de que el animal se
encuentra parasitado, y el análisis cuantitativo o recuento de huevos no determina
con certeza la abundancia de parásitos presentes en los órganos blancos. Sin
embargo, constituye una herramienta importante para el control y prevención de
enfermedades emergentes causadas por parásitos (Fiel et al., 2011).
En este caso, se realizó un estudio coprológico microscópico, un examen simple y
específico que permitió observar huevos de Thysanosoma actinioides (Fig 19).
Referente al análisis coprológico microscópico, en las muestras analizadas de los
meses de febrero, julio, agosto y octubre de 2017, se registró un promedio mayor
de huevos en el mes de octubre (Gráfica 2). Comparando los resultados con
estudios de otros países y regiones con condiciones climáticas similares, coinciden
en que otoño es la época del año en la que hay mayor prevalencia de
30
anoplocefálidos. Aydenizoz y Yildiz, (2003), reportan que la mayor infección en
ovinos de diferentes regiones de Turquía es en los meses de octubre, noviembre y
diciembre.
Gráfica 2. Promedio de huevos de Thysanosoma actinioides presentes en proglótidos colectados para la infección experimental de oribátidos.
La mayor presencia de huevecillos en octubre puede deberse al inicio de las lluvias
en los meses de junio y julio, lo que permitiría una mayor ingestión de forraje y por
lo tanto de ácaros con cisticercoides, los que al desarrollarse e iniciar su etapa
reproductiva, coincidirían con la aparición de un mayor número de huevecillos en
las heces de ovinos, dos a tres meses después de su ingestión. De acuerdo con
Ojeda (1989), los ácaros del género Zygoribatula sp. probablemente presentan un
amplio rango de requerimientos ambientales, explicando porque en época de
lluvias, incluso en zonas templadas, se observa mayor número de estos ácaros, los
cuáles son señalados como hospederos intermediarios. También cabe señalar que
9 28 50
815
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
FEB JUL AGO OCT
NÚ
MER
O D
E H
UEV
OS
MES DE COLECTA (2017)
Promedio de huevos de
Thysanosoma actinioides
presentes en proglótidos.
31
se observaron 37 cubiertas ovígeras, las cuáles contenían de 2 a 9 huevos (Fig 20)
cada una.
Figura 19. Huevos de Thysanosoma actinioides colectados en La Mesilla y Maguey Verde. A= 10x B= 40x
Figura 20. Cubiertas ovígeras observadas a 40x (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
A B
32
2. Establecimiento de la cría de ácaros oribátidos bajo condiciones de
laboratorio, de los géneros más abundantes presentes en la zona de estudio.
Bioensayo I (noviembre de 2016 a febrero 2017).
Colecta directa. Se recolectaron un total de 91 ácaros oribátidos con los cuáles se
se establecieron nueve criaderos con 10 individuos en cada uno. A partir de la
semana 13 se comenzaron a observar seis ninfas de oribátidos. Los ácaros
sobrevivieron durante 17 semanas; manteniendo el 24% de la población inicial. Ji-
Liang y colaboradores (2017) mencionan que una causa probable de la ausencia de
ácaros y colémbolos en zonas áridas y semiáridas es que estos organismos entran
en una fase de “hibernación” en la que sobreviven hasta que lleguen las lluvias,
entonces con esto podemos afirmar que, gracias al suministro de agua en los
criaderos con el suelo nativo, los ácaros que probablemente se encontraban en esta
fase, hallaron las condiciones idóneas para reproducirse y sobrevivir. En la semana
12, se detectó la presencia de ácaros del Orden Astigmata, los cuáles
probablemente se localizaban en los pastos, procedentes de los agostaderos (Fig
21), éste dato se relacionó con la posibilidad de una contaminación en el pasto
colectado.
Figura 21. Presencia de Ácaros Astigmata, asociados a los pastos.
33
Bioensayo II (octubre 2017).
Se encontraron ocho ninfas en el tratamiento con papa como fuente de alimento,
tres individuos en el tratamiento con forraje y papa, y solamente una ninfa en el
tratamiento con forraje nativo (Fig 22) a los 60 días de establecimiento. Al paso de
30 días, sobrevivieron seis ácaros en el tratamiento A y uno en el B. La
sobrevivencia y crecimiento de la población alimentada con Papa cruda se puede
explicar por la cantidad de agua que esta proporciona; adicional al agua que se les
administraba.
Figura 22. Ninfas de oribátidos. A = tratamiento con Papa cruda B= Papa cruda y forraje nativo C= Forraje nativo, (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
El número de individuos fue mayor con el tratamiento A (Gráfica 3), de acuerdo con
el análisis estadístico (Cuadro 4) realizado es significativamente diferente al resto
de los tratamientos. De igual manera se pudo notar que la mayor incidencia de
crecimiento se realizó en los 60 días en todos los tratamientos.
34
Gráfica 3. Crecimiento poblacional en relación al tiempo con los tratamientos A, B y C. *A= Papa cruda B= Forraje nativo y papa cruda C= Forraje nativo
Cuadro 4. Análisis estadístico para la cría de oribátidos.
Organismo: ácaros Variable: número de ninfas
Prueba Significancia Conclusión Diferencia entre medias:
ANOVA-Bloques (no es una serie de datos, matriz/ porque se toma como bloque el tiempo) – respecto al tiempo
Tratamientos: F(2,23)=10.2053, p=0.0007*
Al menos uno de los tratamientos es significativamente diferente
Tiempos: F(4,23)=6.9685, p=0.0008*
Al menos uno de los tiempos es significativamente diferente
Comparación de medias:
Tukey Tratamientos: A: a B: b C: b
Tiempos: T60: a T90: ab T120: b T30: b T0: b
35
3. Infección experimental de oribátidos con las oncósferas de T.
actinioides.
Cómo resultado de la colecta de proglótidos y la preparación de estos para la
solución infecciosa, se logró separar sin dañar huevos de este anoplocefálido con
su característica morfología (Fig 23).
Figura 23. Gota de solución de huevos con Thysanosoma actinioides.
En la gráfica 4 que la sobrevivencia en el transcurso de las primeras cinco semanas
de la fase experimental, mostrando una mortalidad de 0.26%, la población se
mantuvo constante en las semanas tres y cuatro, con 50 ejemplares en los tres
tratamientos. En el estudio realizado por Akrami y colaboradores (2007) obtuvieron
4.0% de mortalidad, esto se puede explicar por la temperatura que se utilizó (23°C
y no 28°C) para ofrecer un clima artificial templado en esta investigación.
36
Gráfica 4. Número de individuos sobrevivientes durante las primeras cinco semanas de la infección experimental con los tres tratamientos.
4. Determinar la presencia de cisticercoides en los ácaros oribátidos.
Bioensayo I
Se montaron en preparaciones semipermanentes 17 oribátidos, y 6 prostigmados-
Caeculidae colectados durante el primer bioensayo. Estos fueron observados bajo
el microscopio óptico con aumento de 10x y 40x, de los 17 organismos que son de
interés, en dos ejemplares de Oribatulidae se observaron estructuras semejantes a
cisticercoides.
Bioensayo II
Se montaron en preparaciones semipermanentes a 20 oribátidos, que no
sobrevivieron a la semana de aclimatación. Estos fueron observados bajo el
microscopio óptico con aumento de 10x y 40x, de los 20 organismos, en seis
ejemplares se observaron estructuras semejantes a cisticercoides.
En base al análisis estadístico (Cuadro 5) aplicado para la evaluación del porcentaje
de ácaros infectados, en el tratamiento A o control no se encontraron (Fig 24 )
oribátidos infectados, en el tratamiento B se logró la infección del 25 % (5 individuos)
(Fig 25) de la población bajo ese tratamiento y el 40% (8 ácaros) (Fig 26) con el
60
58
50
50
44
1 2 3 4 5
S E M A N A S
NU
M D
E Á
CA
RO
SSOBREVIVENCIA DURANTE
INFECCIÓN EXPERIMENTAL
37
tratamiento C. Teniendo el total de 21.6 % (13 ejemplares) de la población infectada
con huevos de Thysanosoma actinioides.
Figura 24. Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento control, sin estructuras similares a cisticercoides (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco).
38
Figura 25.Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento B (Solución de huevos de Thysanosoma), con presencia de cisticercoides (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
39
Figura 26.Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento C (Solución de huevos de Thysanosoma y Papa cruda), con presencia de cisticercoides.
40
En Irán, se examinaron 42 especies de oribátidos, de los cuáles solamente tres se
identificaron como hospederos intermediarios naturales de céstodos
anoplocefálidos, siendo estos: Galumna iranensis,Galumna karajica y Scheloribates
fimbriatus. En este mismo estudio, en el que se infectaron experimentalmente los
ácaros con Moniezia expansa, los porcentajes de infección fueron mayores que en
los de esta investigación, pues lograron infectar 60 (70.8%) de los 90 organismos
utilizados (Akrami et al., 2007). Son múltiples los factores que pueden influenciar en
que algunos de estos óribatidos sean capaces de ingerir los proglótidos o huevos
directamente, estos son; el tamaño del ácaro, la estructura de las partes bucales, el
hábitat y, el comportamiento (Schuster, et al., 2000).
En un estudio realizado en Sudáfrica se encontró que las especies más observadas
como huéspedes intermediarios son: Scheloribates fusifer, Muliercula ngoyensis, y
Zygoribatula undulata, si bien, se menciona que no son de las especies más
abundantes en los suelos. (Schuster, et al., 2000).
Schuster y colaboradores (2000), realizaron una infección experimental con huevos
de Moniezia expansa a individuos de ocho especies de oribátidos; Galumna racilis
(7.55%), Galumnoidea sp.(0%), Kilimabates pilosus (6.25%), Kilimabates sp.
(16.36%), Ceratozetoidea sp. (46.66%), Scheloribates fusifer (66.66%), Muliercula
ngoyensis (57.14%) y Zygoribatula undulata (60%).
Cuadro 5. Análisis estadístico de la infección experimental de oribátidos con huevos de Thysanosoma actinioides.
Organismo: ácaros Variable: ácaros infectados (binomial)
Prueba Significancia Conclusión Diferencia entre medias:
Kruskal-Wallis Χ22=9.4632, p=0.0088 Al menos uno de los
tratamientos es significativamente diferente
Comparación de medias:
Steel-Dwass (tukey no parametricas)
A: b B: ab C: a
41
Organismo: ácaros Variable: % Infectados
Tratamientos Medias Desviación Estándar A: 0 0 b B: 25 10 a C: 40 16.32 a Prueba Significancia Conclusión Normalidad: Shapiro-Wilk W=0.8770, p=0.0803
Mayor a 0.005 es normal
Los datos presentan una distribución Normal
Homocedasticidad: Levene (valor de F, + de 0.005 …tiene homo)
F(2,9)=2.0526, p=0.1843
Los datos presentan Homogeneidad de Varianzas
Diferencia entre medias:
ANOVA F(2,9)=13.3636, p=0.002
Al menos uno de los tratamientos es significativamente diferente
Comparación de medias:
Tukey C: a B: a A: b
5. Determinación Taxonómica de ácaros oribátidos como posibles
hospederos intermediarios en el ciclo de vida de T. actinioides en agostaderos
de Tecozaulta, Hidalgo.
De acuerdo con los resultados, los géneros de la familia Oribatulidae son los más
numerosos en los agostaderos, con el 73% del total de individuos colectados. En
años anteriores (2014-2016), se realizó un estudio similar en las mismas
comunidades, en el que se observó que el 53% de la población colectada fueron de
esta misma familia (Almeida et al., 2017). Ojeda en 1989, realizó una investigación
en zonas templadas (pastizales y un bosque) en la que observó una baja presencia
de Zygoribatula sp. en el área boscosa,y mayor en los pastizales. Esto nos da una
clara relación entre los pastos de agostaderos y ácaros oribátidos de la familia
Oribatulidae, en específico géneros Oribatula y Zygoribatula , quiénes fungen como
hospederos intermediarios de anoplocefálidos.
42
6. Acervo Acarológico Regional en la Colección del Insectario y Colección
Nacional de Ácaros con ejemplares obtenidos del área de estudio.
Se colectaron cinco ejemplares de ácaros oribátidos de la familia Galumnidae, de la
familia Oribatulidae, género Zygoribatula sp. se identificaron 67 organismos, del
género Oribatula sp. 72 ácaros y de la familia Passalozetidae, género Passalozetes
sp.28 ácaros (no reportados anteriormente en estas zonas semiáridas) que ya han
sido reportados como hospederos intermediarios de diferentes céstodos
anoplocefálidos (Denegri, 1993). Y 18 ejemplares de ácaros de la familia
Caeculidae, orden de los Trombiformes, estos organismos son depredadores de
colémbolos y otros ácaros que se encuentren en suelos áridos y semi áridos (Rivas
et al., 2016).
43
V. CONCLUSIONES
El objetivo general de este proyecto se cumplió en su totalidad, ya que 13 oribátidos
de zonas semiáridas alojaron huevos de Thysanosoma actinioides en su interior,
fungiendo como hospederos intermediarios de este céstodo.
De acuerdo con los resultados obtenidos podemos señalar que:
1. Se determinó la prevalencia de parasitosis por Thysanosoma actinioides
(Cestoda: Anoplocephalidae) en ovinos de La Mesilla con 5 % y 2% en
Maguey Verde, agostaderos ubicados en el municipio de Tecozautla,
Hidalgo.
2. Se estableció la cría de ácaros oribátidos bajo condiciones de laboratorio, de
los géneros más abundantes presentes en la zona de estudio. Logrando
mantener el número inicial de las poblaciones, durante 12 semanas.
3. Se realizó de manera satisfactoria la infección experimental de oribátidos con
oncósferas de T. actinioides bajo condiciones de laboratorio. Cumpliendo así
el cuarto objetivo, observando la presencia de las primeras etapas de los
cisticercoides en ocho de los 60 ácaros oribátidos.
4. Se identificaron dos géneros de ácaros oribátidos que es muy probable estén
actuando como hospederos intermediarios en el ciclo de vida de T.
actinioides, particularmente en estos agostaderos.
5. Se incrementó el acervo de las colecciones del Laboratorio del Insectario de
la UAM-Xochimilco y de la Colección Nacional de Ácaros con ejemplares
obtenidos del área de estudio.
VI. PERSPECTIVAS
- Continuar con la investigación a nivel molecular, para conocer la razón de
porque los cisticercoides pueden desarrollarse dentro del idiosoma de los
oribátidos.
- Perfeccionar la metodología para la cría de ácaros oribátidos bajo
condiciones de laboratorio.
44
VII. REFERENCIAS GENERALES
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51
VIII. ÍNDICE DE FIGURAS Y CUADROS
Figura 1. Morfología general de céstodos (Modificada de Saari et al., 2019) .................................. 6
Figura 2. Morfología general de céstodos anoplocefálidos (Modificadas de Dunn, 1983). ............... 8
Figura 3. Embrióforos de Anoplocephala spp , Moniezia expansa y Thysanosoma actinioides .
(Almeida, 2017; Dunn, 1983). P= Aparato priforme. ....................................................................... 8
Figura 4. Proglótidos festonados característicos de Thysanosoma actinioides (Almeida, 2017; Dunn,
1983). .......................................................................................................................................... 10
Figura 5. Órganos parauterinos de T.actinioides y Moniezia spp. (Omer y Al-Sagair, 2005) ........... 10
Figura 6. Cubiertas ovígeras con huevos de Thysanosoma actinioides (Almeida, 2017) ................. 11
Figura 7. Thysanosoma actinioides en hígado y conductos biliares (Allen, 1973)........................... 12
Figura 8.Ciclo de vida de céstodos anoplocefálidos (Almeida, 2015; UNAM, 2013) ....................... 13
Figura 9. Scheloribates sp. infectado con cisticercos de Moniezia expansa y Oribatella spp.
infectados con T. actinioides (Omer y Al-Sagair, 2005). ................................................................ 14
Figura 10. Ácaros oribátidos (Almeida, 2017). .............................................................................. 17
Figura 11. Morfología externa de los ácaros (Almeida, 2018) ....................................................... 18
Figura 12 Ubicación de zona de colecta, comunidades La Mesilla y Maguey Verde,Tecozautla
Hidalgo. ....................................................................................................................................... 19
Figura 13.Proglótidos de Thysanosoma actinioides sobre heces de ovino (La Mesilla- octubre 2017)
.................................................................................................................................................... 20
Figura 14. Análisis coprológico microscópico (Laboratorio de Análisis clínicos, UAM- Xochimilco) 21
Figura 15. Colecta de suelo durante las diferentes estaciones del año (2016 a 2017.) en las
localidades de La Mesilla y Maguey Verde, Tecozautla, Hidalgo. .................................................. 21
Figura 16. Colecta de ácaros vivos por embudo de Berlese. (Laboratorio del Insectarios, UAM-X) 23
Figura 17. Elaboración de solución de huevos de Thysanosoma actinioides (Laboratorio del
Insectario de la UAM-Xochimilco) ................................................................................................ 25
Figura 18. Estufa incubadora en donde se conservó el bioensayo (Laboratorio del Insectario de la
UAM-Xochimilco). ........................................................................................................................ 27
Figura 19. Huevos de Thysanosoma actinioides colectados en La Mesilla y Maguey Verde. A= 10x
B= 40x .......................................................................................................................................... 31
Figura 20. Cubiertas ovígeras observadas a 40x (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
.................................................................................................................................................... 31
Figura 21. Presencia de Ácaros Astigmata, asociados a los pastos. ............................................... 32
Figura 22. Ninfas de oribátidos. A = tratamiento con Papa cruda B= Papa cruda y forraje nativo C=
Forraje nativo, (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco) ............................................... 33
Figura 23. Gota de solución de huevos con Thysanosoma actinioides. .......................................... 35
Figura 24. Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento control, sin estructuras similares
a cisticercoides (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco). ............................................. 37
Figura 25.Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento B (Solución de huevos de
Thysanosoma), con presencia de cisticercoides (Laboratorio del Insectario de la UAM-Xochimilco)
.................................................................................................................................................... 38
Figura 26.Ácaros (Oribatula sp y Zygoribatula sp) del tratamiento C (Solución de huevos de
Thysanosoma y Papa cruda), con presencia de cisticercoides. ...................................................... 39
52
IX. PRODUCTOS
1 Presentaciones en congresos.
Almeida-Alcántara, C.A., Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L. (2016). Estudio preliminar para la cría de ácaros oribátidos bajo condiciones de laboratorio. En LI Congreso Nacional de Entomología. Modalidad: Cartel.
Almeida-Alcántara, C.A., Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L. (2016).Cultivo de ácaros oribátidos bajo condiciones de laboratorio: Estudio preliminar. En 5to Congreso y 1ra Feria Técnico Científico del Departamento de Producción Agrícola y Animal. Modalidad: Cartel.
Almeida-Alcántara, C.A., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L. , Rodríguez -Navarro S., Barranco-Florido J. E. y Terrón-Sierra R. (2017). Metodología para la cría de ácaros oribátidos bajo condiciones de laboratorio: estudio preliminar. En XIV Encuentro Participación de la mujer en la ciencia. Modalidad: Cartel
Olivares-Orozco, J.L, Rodríguez-Navarro, S., Ramírez-Sánchez, S.E., Almeida-Alcántara, C.A. (2017).Acanthoderes funeraria Bates (Coleoptera: Cerambycidae) asociado a agaves pulqueros , zona de Tecozautla, Hidalgo. En LII Congreso Nacional de Entomología. Modalidad: Cartel.
Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L., Almeida-Alcántara, C.A. (2017). Tetranychus merganser Boudreaux (Acari: Tetranychidae) asociada a Moringa Oleífera Lam. (Moringaceae) bajo condiciones de invernadero en San Luis Tlaxialtemalco, Xochimilco, Cd. De México. En LII Congreso Nacional de Entomología. Modalidad: Cartel.
Almeida-Alcántara, C.A., Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L. (2017). Ácaros presentes en pastizales en la zona semiárida de Tecozautla, Hidalgo y su relación con Thysanosoma actinioides. En LII Congreso Nacional de Entomología. Modalidad: Cartel.
Almeida-Alcántara, C.A., Olivares-Orozco, J.L., Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., (2018). Relación de la acarofauna con Thysanosoma actinioides
(Cestoda: Anoplocephalidae) y pastizales de una zona semiárida en Hidalgo. En Tercera reunión científica interinstitucional sobre diversidad biológica. Modalidad: Cartel.
Almeida-Alcántara, C.A., Olivares-Orozco, J.L., Rodríguez-Navarro, S. (2018).Metodología por centrifugación, para el diagnóstico de parasitosis por Thysanosoma actinioides en ovinos: estudio preliminar. En Tercera reunión científica interinstitucional sobre diversidad biológica. Modalidad: Cartel.
53
2 Conferencia
Almeida-Alcántara, C.A. 2016. Ácaros de importancia agrícola. Impartida a alumnos de la Ingeniería en Agronomía. Módulo : Estrategias para la protección vegetal de los sistemas agrícolas
3 Artículo publicado
Almeida-Alcántara, C.A., Rodríguez-Navarro, S., Ojeda-Carrasco, M., Olivares-Orozco, J.L. (2017). Notificación de ácaros presentes en pastizales en la zona semiárida de Tecozautla, Hidalgo, México y su relación con Thysanosoma actinioides. Rev Salud Anim 39(2): 1-7
54
Notificación de ácaros presentes en pastizales en la zona semiárida de
Tecozautla, Hidalgo, México y su relación con Thysanosoma actinioides
Notification of mites present in the pastures of the semi-arid zones of
Tecozautla, Hidalgo, Mexico, and their relationship with Thysanosoma
actinioides
RESUMEN: Con el objetivo de actualizar el conocimiento sobre la ácarofauna de
pastizales presentes en una zona semiárida en el estado Hidalgo, México, y su
posible relación como hospederos intermediarios de Thysanosoma actinioides, se
colectaron ácaros entre los años 2014- 2016, dos veces al año (marzo y
septiembre), en una zona de pastizales ubicada en la comunidad La Mesilla,
municipio Tecozautla. Las muestras se trasladaron, debidamente etiquetadas y
envasadas, al insectario de la Unidad Xochimilco, donde se procedió a procesarlas
para su identificación. Se obtuvieron 130 individuos del grupo de Acariformes,
agrupados en 12 familias; Oribatulidae y Tetranychidae fueron las más numerosas,
con 57 % del total de individuos presentes. Las especies vegetales que se destacan
en estos pastizales son Bouteloua, con el 37,12 %, y Munroa squarrosa con el 26,52
%. En algunos ácaros oribátidos de la familia Oribatulidae se observó la presencia
de estructuras en las que se podían diferenciar algunas características de etapas
tempranas de un cisticercoide, muy probablemente de T. actinioides, aunque se
necesitan estudios más detallados y prolongados para confirmar esta información.
Los resultados ofrecen información de las especies de ácaros asociados a este
ecosistema y sientan la base para el estudio del papel de estos ácaros en el ciclo
de vida del cestodo. Palabras clave: Thysanosoma actinioides, Oribatulidae,
Tetranychidae, hospedero intermediario.
ABSTRACT: In order to update the knowledge about the distribution of mites
present in the pastures of a semi-arid zone in the state of Hidalgo and their possible
relationship as intermediate hosts of Thysanosoma actinioides mites were collected
between 2014-2016 in a pasture zone located in the community La Mesilla,
Tecozautla municipality. Sampling was performed twice a year (March and
September) and the samples were moved properly labeled and packaged to the
55
laboratory to be processed and identified. One hundred thirty individuals, grouped in
12 families, were obtained with the Oribatulidae and Tetranychidae families, being
the most numerous in the pasture, with 57 % of the individuals present. The plant
species highlighting in these pastures are: Bouteloua, with 37.12 % and Munroa
squarrosa with 26.52 %. The most frequent mites were the oribatid mites from the
Oribatulidae family. In some specimens, structures compatible with T. actinioides
(cysticercoid) were observed. The results provide information on the mite species
associated to this ecosystem and set the basis for the study of the role of these mites
in the life cycle of the cestode. Key words: Thysanosoma actinioides, Oribatulidae,
Tetranychidae, intermediate host.
INTRODUCCIÓN
Los ácaros son el grupo más diverso de arácnidos en el mundo; no sobrepasan el
milímetro de tamaño, tienen una distribución cosmopolita y ocupan ambientes
terrestres y acuáticos. En la actualidad se conocen cerca de 55 000 especies (1).
Particularmente, los oribátidos (Sarcoptiformes: Oribatida) conforman el grupo más
abundante y diverso de microartrópodos en el suelo, y se estiman densidades que
van desde 20 000 hasta 400 000 individuos por metro cuadrado; esto en suelos
forestales en algunas regiones templadas con una alta diversidad alpha, pero con
baja diversidad beta (2). Los oribátidos promueven la fertilidad del suelo al
desintegrar y digerir la materia orgánica. Debido a que son un componente
importante de la edafofauna contribuyen de manera indirecta dentro del ecosistema,
al fragmentar la hojarasca, la inoculación con esporas y a la estimulación de la
microflora (3). Algunas especies se han señalado como hospederos intermediarios
de cestodos anoplocefálidos que parasitan el ganado y los elefantes (4). En México,
la población ganadera ovina es aproximadamente de 8 600 000 individuos. El 13 %
se concentra en los estados Puebla e Hidalgo (5); la producción y la
comercialización de este ganado se destinan, principalmente, para el consumo en
forma de un platillo característico del país, llamado “barbacoa”, y cuya demanda
cubre, básicamente, los estados señalados, pero con tendencia a la compra de otras
regiones más distantes. Uno de los factores que influyen de forma negativa en la
producción eficiente de carne ovina es la presencia de parasitosis por helmintos, los
56
cuales representan un problema para la sustentabilidad en los sistemas de
producción ovina y ocasionan pérdidas considerables en la economía. Hasta la
fecha, el recurso más utilizado por los productores para su eliminación ha sido el
uso de fármacos, pero a corto plazo disminuye su eficiencia, debido a la resistencia
que los parásitos desarrollan hacia los antihelmínticos (6,7). En este contexto, el
control biológico ha empezado a ocupar un papel importante en muchas de las
parasitosis que afectan la ganadería y, para ello, ha sido importante el conocimiento
generado respecto a sus ciclos biológicos. Dada la importancia del parasitismo en
los ovinos de México y a la falta de información que actualmente existe sobre el
papel que desempeñan los ácaros como posibles hospederos intermediarios de
Thysanosoma actinioides, el objetivo de esta investigación es actualizar el
conocimiento sobre la distribución de dichos ácaros en pastizales en una zona
semiárida en el estado de Hidalgo y su posible relación como hospederos
intermediarios de este cestodo.
MATERIALES Y MÉTODOS
Zona de estudio: el sitio de muestreo correspondió a una zona de pastizales ubicada
en La Mesilla, municipio Tecozautla, Hidalgo (20°32´N, 99°38´O; 1, 900 msnm). El
clima es templado seco, con una temperatura media anual de 19.2°C y una
precipitación pluvial media de 495.4 mm (8). Los suelos de los pastizales son franco
arenosos, con escasa materia orgánica, pH ligeramente ácido (6.0) y con
profundidades promedio de 20 cm; el subsuelo de toba volcánica se conoce como
cantera. Los pastos presentes en la zona son de origen endémico; los géneros son:
Bouteloua, Aristida, Lycurus y Munroa. La vegetación se clasifica como pastizal
abierto, con nula o escasa presencia de matorral, donde destaca el mezquite
(Prosopis juliflora). Colecta de material acarológico: la recolección de ácaros se llevó
a cabo en el periodo de 2014-2016; en los meses de marzo y septiembre, según lo
descrito por Rodríguez et al. (9). Para la obtención de los ácaros, se tomaron
muestras del suelo en una superficie de 10 x 10 cm y 5 cm de profundidad de
distintas áreas del agostadero, siguiendo un transecto lineal con 10 estaciones.
Trabajo de laboratorio: las muestras se trasladaron debidamente etiquetadas y
envasadas al Insectario del Departamento de Producción Agrícola y Animal, en la
57
Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad Xochimilco, donde se llevó a cabo la
extracción por técnica directa con ayuda de pinzas, agujas, y microscopio de
disección. Los ejemplares colectados se colocaron en preparaciones
semipermanentes en líquido de Hoyer (10), y para la identificación se usaron las
claves taxonómicas de Balogh (10,11).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se obtuvieron 130 individuos, agrupados en 12 familias (Tabla 1). De acuerdo con
los resultados, las familias Oribatulidae y Tetranychidae son las más numerosas en
el pastizal, con el 57 % del total de individuos presentes. En el caso de Oribatulidae,
existen reportes en bosques y hortalizas de Sudamérica (12) y en pastizales en la
Pampa Argentina (13), mientras que en Tetranychidae los reportes en pastizales
son escasos (14). En Cuba se notificó su presencia sobre la leguminosa
Centrosema spp. (15). Respecto a las demás familias, el número de organismos es
menor con relación a las dos primeras; para Tenuipalpidae se registró 11,6 %. Con
respecto a la presencia y abundancia de los ácaros en los pastizales, se destaca el
género Bouteloua con el 37,12 %, donde se presentaron ocho de las 12 familias.
Por su parte, en Munroa squarrosa se observó el 26,52 % de los ácaros. Los dos
géneros de pastos son endémicos de la región; Bouteloua se encuentra incluido en
las gramíneas de zonas áridas y semiáridas, con mayor digestibilidad y, por lo tanto,
la más consumida por el ganado frente a las otras especies presentes en el área de
estudio.
58
En Bouteloua también se presentó el mayor número de familias y géneros de
ácaros, probablemente debido a que contiene un alto nivel de material nutritivo. En
el caso del género Munroa, aun cuando no se encuentra clasificado en el mismo
nivel que el anterior y se considera poco digestible (16), es la única gramínea
endémica en la zona que presenta tallos horizontales, llamados estolones,
estructuras de reproducción asexual, que permiten cubrir superficies más amplias
en menor tiempo que las especies llamadas amacolladas (17); con respecto a los
ácaros, los estolones en Munroa podrían favorecer su dispersión. Con relación al
número de ejemplares, en los géneros Tetranychus y Brevipalpus se colectó un
número elevado de ejemplares 23 y 15, respectivamente; lo anterior se debe a que
son ácaros de hábitos fitófagos reportados en diferentes especies vegetales y en
varias localidades de México (18); es importante mencionar que en la zona de
estudio, en la familia Oribatulidae (Zygoribatula), se contabilizó el número más
elevado (52 ejemplares); se ha reportado que estos son posibles hospederos
intermediarios del cestodo T. actinioides, y en conjunto fueron los de mayor
porcentaje. Autores como Denegri (13) en Argentina, Bayartogtokh y Ryabinin en
Mongolia (14) han realizado estudios sobre su papel en el ciclo biológico de
cestodos de la familia Anoplocephalidae, en la cual se incluye el cestodo
mencionado. Finalmente, en algunos de los ejemplares de la familia Oribatulidae se
observó la presencia de estructuras que corresponden con la morfología de la fase
de cisticercoide, totalmente diferentes a la forma y el tamaño de huevos en hembras,
presentes de manera reiterativa en estos ácaros oribátidos en el 10 % del total
(Figura 1), lo que nos permite plantear la posible evidencia de su papel como
intermediarios en el ciclo de T. actinioides; sin embargo, se necesitan estudios
extensivos en cuanto al ciclo de vida, tanto de los ácaros como del cestodo.
59
CONCLUSIONES
En el presente estudio se describe la presencia, la abundancia y la distribución de
ácaros en pastizales de una zona semiárida y su posible vinculación en el ciclo
biológico de T. actinioides. Las familias de ácaros más abundantes en estas áreas
de pastizal fueron la familia Tetranychidae, que incluye organismos de hábitos
fitófagos que se alimentan directamente de las plantas, y la familia Oribatulidae, que
son ácaros que viven todo su ciclo de vida en el suelo y debido a ello tienen una alta
probabilidad de ser ingeridos junto con los pastos de los que se alimentan las
ovejas; estos ácaros son los que pudieran estar relacionados con el ciclo biológico
del cestodo Thysanosoma actinioides.
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9. Rodríguez NS, Cruz LF, Olivares JL, Rodríguez Diego JG. Thysanosoma
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como hospederos intermediarios en una zona de cría de ovinos en la comunidad de
la Mesilla Municipio de Tecozautla, Hidalgo, México. Rev Salud Anim.
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Consultiva de Coeficientes de Agostadero. 1995. Las gramíneas de México (Tomo
IV). pp.222-223.
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https://books.google.com.mx/books?PuccinelliaairoidesMuhlenbergiaasperifoliaBo
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importancia agrícola y económica en México. Serie Académicos No. 27. CBS, UAM-
X. México, D. F. 1998;103 pp